i METELO M.Emery. Détermination des paramètres

SESSION DE JUIN 2014

UNIVERSITE DE KINSHASA

FACULTE DE MEDECINE

DEPARTEMENT DE MEDECINE TROPICALE, MALADIES

INFECTIEUSES & PARASITAIRES

DETERMINATION DES PARAMETRES BIOECOLOGIQUES

ET ENTOMOLOGIQUES D’Anopheles gambiae sl

DANS LA TRANSMISSION DU PALUDISME

A BANDUNDU-VILLE EN RDC

Emery METELO MATUBI Msc. PhD Student

Docteur en Médecine

Mémoire présenté et défendu en vue de l’obtention du Diplôme de

Spécialiste en Médecine Tropicale, Maladies Infectieuses et Parasitaires

Option : Parasitologie médicale

Directeur : Prof. Dr. Dieudonné MUMBA NGOYI

Citation : METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et

entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la transmission du paludisme à

Bandundu-ville, RD Congo. Mémoire Sp. Fac.Méd.UNIKIN.Juin 2014 : 59 pp.

www.uniband.org

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i METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la

transmission du paludisme à Bandundu-ville, RD Congo. Mémoire Sp. Fac.Méd.UNIKIN.Juin 2014 : 59 pp. Contact :

[email protected] Tél. : +243 81 26 950 30 /www.uniband.org

DEDICACE

A DIEU TOUT PUISSANT CREATEUR pour le soufle de vie et la grace

abondante.

A notre très cher et regretté père Godefroid METELO MATUBI, votre départ

prématuré nous a laissé des souvenirs inoubliables ;

Aux Dames de notre vie :

Laurentine SONA NGWEME et Solange NGAMUKIE SONA ;

Respectivement mère et épouse pour tant de sacrifices, d’amour et de patience ;

A Odon-Emerson METELO MUSIMBI, David METELO MFUMU, Léon-Samuel

METELO NGANSIE, Syntiche METELO SONA et Carmen METELO SONA nos

enfants ;

A mes beaux-parents Willy NGAMUKIE et Clémentine NGANKIE pour le

soutien indéfectible;

A nos filleuls Nicolas MANGA, Diane LANDU, Jeampy MUKIMBA, Sergine

ILUNGA, Junior MUKADI, Anké UMBA, Anael MUBAY, Dominique MULENDA, Nicole

KWANGA, Bienvenu FIANDA et Martine ZOLA, pour la confiance et le soutien ;

A tous ceux qui nous sont chers par le sang et par la chair :

Jean Claude MAMBULU, Béros BWANGANGA, Céline BINSUMU, Jean Claude

BWANGANGA, Clément METELO, Phanie METELE, Romain METELE, Innocent

MUBAY, Père Grégoire TSHIMANIKA, Rodin MUKELE, Marthe LEBUGHE, Lucky

OKENGE et Odon MUSIMBI ;

A tous les miens;

Je dédie ce travail.

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ii METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la



REMERCIEMENTS

Avant toute chose, qu’il nous soit permis de remercier les Professeurs et les

membres du corps scientifique de l’Université de Kinshasa qui ont donné le meilleur

d’eux-mêmes pour notre formation.

Nous exprimons notre immense gratitude au Professeur Jean-Jacques

MUYEMBE qui, malgré ses nombreuses occupations, a accepté de nous encadrer au

laboratoire et nous soutenir financièrement. Nous saluons avec gratitude, sa rigueur

scientifique qu’il a démontré tout au long de ce travail à travers ses conseils, critiques et

encouragements.

Nous remercions vivement le Professeur Dieudonné MUMBA qui a accepté de

diriger ce travail. Il a fait montre d’une rigueur scientifique remarquable tout au long de

ce travail à travers ses conseils, critiques et encouragements.

Nous adressons nos remerciements au Professeur Abbé Chrysostome

TAMPWO, pour nous avoir accepté comme Assistant à l’Université de Bandundu et

nous avoir recommandé en Spécialisation à l’Université de Kinshasa.

Nous exprimons notre gratitude au Professeur Jonas NAGAHUEDI, pour nous

avoir intégré dans son équipe d’entomologie médicale.

Notre gratitude au Professeur Roger WUMBA Chef de Département de

Médecine Tropicale pour sa contribution inestimable dans la finalisation de ce travail.

Nous sommes très reconnaissant aux Professeurs Hippolyte SITUAKIBANZA et

Thaddée ODIO WOBIN, Chefs de Département honoraires de Médecine Tropicale,

pour nous avoir accepté au département et aidé matériellement afin de réaliser les

descentes sur terrain.

Nous remercions les Professeurs Pascal LUTUMBA, Gauthier MESIA, Célestin

NSIBU, Stève AHUKA, Didier BOMPANGUE, Antoine MBONGO, Valentin KASELA

pour leurs conseils et encouragements au cours de notre formation.

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iii METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la



Notre gratitude aux Docteurs Rock DABIRE, Ibrahim SANGARE et Jean

MANIANIA, Chefs d’équipes d’entomologie de l’Institut de Recherche en Sciences de

la Santé (IRSS), Direction Régionale de l’Ouest (DRO), Bobo-Dioulasso, Burkina Faso

et International Centre of Insect Physiology and Ecology (ICIPE) Nairobi Kenya, pour

m’avoir accepté dans leurs unités et pour tout le temps disposé pour la rédaction de

l’article scientifique issu de ce travail. Merci également pour la détermination de

poursuivre mon encadrement.

Nous sommes très reconnaissant envers le personnel du Service d’Entomologie

de l’I.N.R.B., en l’occurrence Francis WAT’SENGA, Emile MANZAMBI, Guillaume

BINENE, Sylvie FASINE, qui nous ont tenu compagnie au cours de la pratique et

surtout lors des manipulations d’ELISA.

Nous remercions de tout cœur les CT. Dr Thierry BOBANGA et CT. Dr Patrick

MITASHI, les spécialistes, les collègues Assistants et Techniciens de Parasitologie pour

leurs conseils et soutien pendant notre formation.

Aux habitants de Bandundu-ville, illustres inconnus, et captureurs des

moustiques ; nous sommes très reconnaissant de votre participation.

Que tous les autres dont les noms ne sont pas cités ici et qui ont contribué de

près ou de loin à notre formation trouvent également l’expression de nos sincères

remerciements.

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iv METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la



TABLE DES MATIERES

DEDICACE ................................................................................................................................................... i

REMERCIEMENTS ................................................................................................................................... ii

TABLE DES MATIERES .......................................................................................................................... iv

LISTE DES FIGURES .............................................................................................................................. vi

LISTE DES TABLEAUX ......................................................................................................................... viii

ABREVIATIONS, SIGLES ET SYMBOLES .......................................................................................... ix

INTRODUCTION ........................................................................................................................................ 1

1. Problématique….…………………………………………………………………………………1

2. But ................................................................................................................................... 3

3. Objectifs .......................................................................................................................... 3

3.1 Objectif général ........................................................................................................................... 3

3.2 Objectifs spécifiques .............................................................................................................. 3

CHAPITRE I. REVUE DE LA LITTERATURE ....................................................................................... 5

I.1. PARASITE ........................................................................................................................ 5

I.1.1. Position taxonomique .............................................................................................................. 5

I.1.2 Le cycle parasitaire ................................................................................................................... 5

I.2. VECTEURS ...................................................................................................................... 8

I.2.1. Position taxonomique .............................................................................................................. 8

I.2.2. La Biologie des Anophèles ..................................................................................................... 8

I.3. MESURE DE LA TRANSMISSION DU PALUDISME .......................................................14

I.3.1. Déterminants écologiques de la transmission du paludisme .......................................... 14

I.3.2. Faciès et strates épidémiologiques ..................................................................................... 14

I.3.3 Paramètres entomologiques de transmission .................................................................... 17

I.4. METHODES DE LUTTE CONTRE LE PALUDISME........................................................19

I.4.1. Lutte antiparasitaire ............................................................................................................... 19

I.4.2. Lutte antivectorielle ............................................................................................................... 19

CHAPITRE II. MATERIEL ET METHODES ........................................................................................ 22

II. 1. MILIEU D’ETUDE ..........................................................................................................22

II.1.1. Situation géographique ........................................................................................................ 22

II.1.2. Hydrographie ......................................................................................................................... 23

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II.1.3. Climat ...................................................................................................................................... 24

II.1.4. Végétation .............................................................................................................................. 24

II.1.5. Sol ............................................................................................................................................ 25

II.1.6. Situation socio-économique ................................................................................................ 25

II.2.1. Matériel Biologique................................................................................................................ 26

II.3. METHODES .............................................................................................................................. 28

II.4. ANALYSE DE DONNEES………………………………………………………………………………………………….29

CHAPITRE III. RESULTATS .................................................................................................................. 35

III.1. LES GITES LARVAIRES ...............................................................................................35

III.2. CAPTURE ....................................................................................................................37

III.3. PARAMETRES ENTOMOLOGIQUES……………………………………………………………………………….35

III.4. TENDANCE SAISONNIERE DES PARAMETRES ENTOMOLOGIQUES………………………………………..36

III.5. DETERMINATION DES PARAMETRES BIOECOLOGIQUES INFLUANCANT LA DENSITE LARVAIRE……38

CHAPITRE IV. DISCUSSION ................................................................................................................. 44

FORCES ET LIMITES DU TRAVAIL....................................................................................…...43

CONCLUSION ET PERSPECTIVES .................................................................................................... 50

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES…………………………………………………………………………………………….46

Annexes ..................................................................................................................................................... 56

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LISTE DES FIGURES

Figure 1 : cycle de vie du parasite de la malaria chez l’hôte humain et chez l’anophèle.

Figure 2 : Répartition des anophèles au monde

Figure 3 : Cycle interactif de la transmission du paludisme

Figure 4 : Faciès épidémiologique de la RDC

Figure 5 : les options de lutte antivectorielle

Figure 6 : Carte de la Zone de Santé Urbano-rurale de Bandundu.

Figure 7 : courbe ombrothermique.

Figure 8 : collections d’eau de maraîchage, marais REGIDESO et prélèvement des

paramètres physiques et physico-chimiques.

Figure 9: Drap blanc étalé sur le pavement.

Figure 10 : Carte géographique des sites de capture (Bandundu-ville).

Figure 11 : Identification et dissection d’espèces.

Figure 12 : Manipulation technique ELISA.

Figure 13: Faune culicidiènne à Bandundu-ville.

Figure 1 4: Tendance saisonnière de la densité anophélienne selon les communes.

Figure 15: Tendance saisonnière du taux d’agressivité selon les communes.

Figure 16: Tendance saisonnière d’indice sporozoïtique selon les communes.

Figure 17: Tendance saisonnière du taux d’inoculation entomologique selon les

communes.

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LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Type de gîtes par commune.

Tableau 2 : Caractéristiques physiques et physico-chimiques des gites d’anophèle par

types.

Tableau 3 : Paramètres physiques et physico-chimiques des gîtes par commune.

Tableau 4 : Couverture végétale et nature des gîtes.

Tableau 5 : Moustiques capturés par commune.

Tableau 6 : Capture en saison sèche par commune.

Tableau 7: Capture en saison des pluies par commune.

Tableau 8 : Paramètres entomologiques par commune.

Tableau 9 : Facteurs bioécologiques déterminant la densité larvaire.

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ABREVIATIONS, SIGLES ET SYMBOLES

A : Anopheles

ACT : Combinaison thérapeutique sur base de dérivés d’artémisine

BC : Bureau Central

°C : Degré Celsius

CDC : Centers for Disease Control and prevention

CSP: Circumsporozoite protein

DDT : Dichlorodiphényl trichloroéthane

ELISA: Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay

IC : Intervalle de confiance

I.N.R.B. : Institut National des Recherches Biomédicales

IS ou S : Indice Sporozoïtique

INS : Institut National de la statistique

GPS : Système de positionnement géographique

m : Mètre

M : Mopti

ma : taux d’agressivité

mab : monoclonal antibodies

m2 : Mètre carré OMS : Organisation Mondiale de la Santé

P.f : Plasmodium falciparum

P.o: Plasmodium ovale

P.m: Plasmodium malariae

P.v: Plasmodium vivax

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pH: Pontentiel d’hydrogène

ppm: Partie pour million

PNLP: Programme National de Lutte contre le Paludisme

REGIDESO: Régie de Distribution d’Eau Ouest

RDC : République Démocratique du Congo

S : Savane

Sl : senso lato

T° : Température

TIE ou h : Taux d’inoculation entomologique

TPI : traitement présomptif intermittent

µm : Micromètre

Us : United States

µs/cm : micro siémens par centimètre

µl : Microlitre

WHO : World Health Organization

’: Minute

”: Seconde

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RESUME

Une étude sur l’écologie de l’anophèle vecteur du paludisme a été menée à

Bandundu-ville de juin à décembre 2011 avec comme objectif de contribuer à la

connaissance des paramètres écologiques et entomologiques modulant la transmission

du paludisme.

Les gîtes larvaires ont été identifiés et prospectés à travers la ville. Les

paramètres physiques, physico-chimiques et environnementaux des gîtes ont été

relevés. La densité larvaire a été estimée par unité de surface pour chaque type de

gîtes. La capture par pulvérisation matinale aux pyrèthres a été pratiquée et les

moustiques capturés ont été identifiés sur base des critères morphologiques. Les

complexes tête-thorax des anophèles femelles ont été testés par la technique d’ELISA

CSP de P.f au laboratoire d’entomologie de l’I.N.R.B. selon le protocole de Robert

Wirtz.

107 gîtes larvaires ont été identifiés et répartis en 5 types (digues et puits d’eau ;

collections d’eau maraîchère et concasseurs moellons ; marais REGIDESO ; marais le

long des rivières et ruisseaux et flaques d’eau des pluies). Les paramètres physiques,

physico-chimiques : température, pH, conductivité et turbidité ont été de 27,53 °C ;

7,72; 230,23 µs/cm et 414,19 ppm. La densité larvaire moyenne a été de 117,4±64,1.

Après analyse de déterminants des paramètres bioécologiques influençant la densité

larvaire, aucun paramètre a influencé significativement la densité larvaire (p>0,005).

4.588 moustiques ont été capturés et identifiés. L’A. gambiae sl a été l’unique

espèce vectrice du paludisme avec la densité de 8,86 A/maison, ma de 1,55

piqûre/homme/nuit, l’Is de 5,6 %, le TIE de 0,085 piqûre infectante/homme/nuit et

l’indice de stabilité de 6,512.

Ceci place Bandundu-ville dans une zone endémique stable. La participation de

membres de la Communauté dans des programmes de gestion serait salutaire, une fois

qu'ils comprennent le rôle qu'ils jouent dans la transmission du paludisme.

Mots clés : Paramètres entomologiques, bioécologiques, A.gambiae sl, transmission, paludisme, Bandundu,

RDC

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xii METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la



ABSTRACT

A study on the ecology of the anopheles vectors of malaria was brought out in

Bandundu-city from June to December 2011 with an objective contributing to the

knowledge of the ecological and entomological parameters modulating the transmission

of malaria.

The larval lodgings were identified and prospected through the city. The

physical, physicochemical and environmental parameters of the lodgings were

recorded. The larval density was estimated per unit of area for each type of lodgings.

The capture by morning pulverization with the pyrethrums was practised and the

captured mosquitos were identified on the basis of morphological criterion.The head-

thorax complexes of the female anopheles were tested by the technique of ELISA CSP

of P.f at the laboratory of entomology of the I.N.R.B. according to the protocol of Robert

A.Wirtz.

In tota 107 larval lodgings were identified and divided into 5 types (dykes and

wells; gardening water collections and rubble stone breakers; marsh REGIDESO;

marsh along the river and brooks and puddle pool of rainwater). Physical, physico-

chemical parameters: temperature, pH, conductivity and turbidity were of 27,53 °C;

7,72; 230,23 µs/cm and 414,19 ppm. The average larval density was of 117,4±64,1.

After analysis of determinants of the parameters bioecologic influencing the larval

density, no parameter influenced the larval density significantly (p>0,005).

4.588 mosquitos were captured and identified. A. gambiae (sl) was the single

species vectrice of malaria with the density of 8,8 A/house, ma of 1,55 bite/man/night, Is

of 5,6 %, the TIE of 0,085 infecting bite/man/night and index of stability of 6,512.

This places Bandundu-city in a stable endemic area. The participation of

members of the Community in control programs would be salutary, once that they

understand the role which they play in the transmission of malaria.

Key words: Parameters entomological, bioecologic, anopheles, transmission, malaria,

Bandundu, RDC

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1 METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles gambiae sl dans la



INTRODUCTION

1. PROBLEMATIQUE

Le paludisme continue d’être la principale cause de morbidité et de mortalité

dans les pays d’Afrique subsaharienne (1). Chaque année 207 millions de personnes

en souffrent dans le monde. Près de 627.000 d’enfants et d’adultes meurent de cette

maladie dans le monde chaque année malgré l’existence de mesures préventives et

curatives efficaces (1 ; 2).

Environ 80 % de ces décès surviennent en Afrique subsaharienne (1). Cette

grande prévalence du paludisme traduit une situation de pauvreté et d’inadéquation des

services de santé (2). Par ailleurs, le paludisme en lui-même, par conséquence,

contribue à maintenir les populations dans un état de pauvreté, parce qu’il fait perdre à

l’ensemble des pays africains subsahariens plus de 12 milliards de dollars US chaque

année à travers les pertes de revenus, d’investissements étrangers et de ressources

liées au tourisme (3).

La découverte des antipaludiques de synthèse (chloroquine, amodiaquine) et

l’utilisation massive des insecticides à effet rémanent (DDT) après la seconde guerre

mondiale ont permis un certain répit et même la disparition du paludisme dans certaines

régions du globe (Europe méridionale). Malheureusement, l’apparition rapide des

résistances aux insecticides et le développement des résistances aux antipaludiques

sont venus assombrir l’espoir d’éradication de la maladie (2 ; 4).

Cependant, si la composante thérapeutique de la maladie est fondamentale, le

contrôle des vecteurs est un volet incontournable de la stratégie globale de lutte contre

le paludisme (1 ; 5).

La République Démocratique du Congo (RDC), comme l’ensemble des pays

d’Afrique noire, paie un lourd tribut au paludisme. Sa situation géographique particulière

et la diversité de ses climats en font toute son originalité.

2




Etiré sur une superficie d’environ 2.345.000 km2, ce pays présente en effet la

quasi-totalité des strates bioclimatiques rencontrées en Afrique, des savanes

sahéliennes aux forêts équatoriales (6).

Cependant, cette hétérogénéité ne permet pas d’appréhender le paludisme en

RDC dans sa globalité.

La connaissance des différents espaces Congolais (territoires, district, etc.) et la

description de l’épidémiologie locale du paludisme dans ces différents milieux sont des

conditions initiales à la bonne compréhension de l’endémie palustre dans ce pays.

En RDC, 97 % de la population vivent dans les zones à paludisme stable

caractérisées par le faciès équatorial et tropical. Trois espèces plasmodiales y sont

rencontrées (Plasmodium falciparum (P.f) 95 %, Plasmodium ovale (P.o) et

Plasmadium malariae (P.m)).

Les vecteurs les plus rencontrés sont les Anopheles gambiae (A. gambiae,

92 %), Anopheles funestus (A.funestus), Anopheles nili (A.nili), Anopheles moucheti

(A.moucheti) (7).

Dans ces régions d’Afrique (région afro- tropicale), la transmission du

paludisme est très hétérogène du fait des variations éco-climatiques. D’après Mouchet

et al. 2004, plusieurs espèces d’anophèles y transmettent généralement le paludisme

de façon simultanée ou alternée au cours de l’année (8).

Les études sur la faune culicidiènne se sont focalisées essentiellement sur la

ville province de Kinshasa. Pour le reste du pays, très peu de données sont

disponibles. Du fait de sa proximité de Kinshasa, nous avons jugé utile de nous

appesantir sur Bandundu-ville pour la meilleure compréhension et connaissance de

différents espaces Congolais.

3




A Bandundu-ville, le manque de données sur les études entomologiques,

constitue un handicap dans la maîtrise, l’élaboration des stratégies de contrôle et la

prévention efficace.

Cette enquête préliminaire sur l’identification des espèces vectrices,

détermination des paramètres entomologiques passant notamment par la description

des biotopes favorables à ces espèces et les tendances saisonnières apparaissent

donc primordiales et surtout préalables à la mise en œuvre de moyens efficaces de

lutte antivectorielle.

Le présent travail va contribuer à la connaissance de l’épidémiologie de la

transmission du paludisme et constituera une base de données pour Bandundu-ville

afin d’améliorer la surveillance de la maladie.

2. But

Le but de la présente étude est d’identifier les conditions écologiques et les

paramètres entomologiques qui prévalent à la transmission du paludisme pour

l’élaboration des stratégies efficaces de contrôle du paludisme à Bandundu-ville.

3. Objectifs

3.1 Objectif général

L’objectif général de ce travail est de contribuer à la connaissance des

paramètres entomologiques et écologiques modulant la transmission du paludisme à

Bandundu-ville.

3.2 Objectifs spécifiques

De façon plus spécifique, il s’agira de :

- Analyser les paramètres physiques, physico-chimiques et environnementaux des

gîtes ;

4




- Identifier les espèces vectrices du paludisme à Bandundu-ville ;

- Déterminer les paramètres entomologiques (la densité, le taux d’inoculation

entomologique, l’indice sporozoïtique et l’indice de stabilité) de transmission du

paludisme ;

- Déterminer les tendances saisonnières des paramètres entomologiques ;

- Déterminer les facteurs bioécologiques influençant la densité larvaire.

5




CHAPITRE I

REVUE DE LA LITTERATURE

I.1. PARASITE

I.1.1. Position taxonomique

Le paludisme est provoqué par des protozoaires intracellulaires de la Classe

des Sporozoa de l’Ordre des Coccidiomorpha, Sous ordre des Haemosporidae, de la

Famille des Plasmodiae, appartenant au genre Plasmodium. Le genre Plasmodium

comprend soixante-dix à quatre-vingts espèces transmises aux animaux à sang chaud,

essentiellement par des Anophelinae et Culicinae. Parmi ces espèces, cinq affectent

l’homme par la piqûre d’un anophèle femelle.

Il s’agit de :

Plasmodium falciparum (Welsh, 1897) ;

Plasmodium vivax (Grassi & Feletti 1890) ;

Plasmodium malariae (Laveran, 1881) ;

Plasmodium ovale (stephens 1892) et

Plasmodium knowlesi (Singh, 2004).

I.1.2 Le cycle parasitaire

Le cycle parasitaire est identique pour les cinq espèces ci-dessus et se déroule

successivement chez l’homme, hôte intermédiaire et chez l’anophèle femelle, hôte

définitif (Fig.1).

Les plasmodiums sont des sporozoaires au cycle complexe. Ce cycle se

décompose schématiquement en deux phases : La phase asexuée chez l’homme et la

phase sexuée qui débute chez l’homme et se complète chez l’anophèle. Le cycle du

plasmodium débute chez l’homme par l’inoculation du sporozoïte lors de la piqûre de

l’anophèle, qui en une heure passe dans le foie. Après une phase de division dans les

hépatocytes, il produit des schizontes hépatiques. C’est la phase pré-érythrocytaire.

6




Arrivé à maturité après huit à dix jours, le schizonte éclate et libère environ 40.000

mérozoïtes pour P.f, 15.000 pour P.o, et de l’ordre de 2.000 pour P.m (9)

Ces mérozoïtes pénètrent dans les hématies où ils se transforment en trophozoïtes puis

en schizontes érythrocytaires dont chacun comporte seize ou trente- deux noyau-fils.

Lorsque le globule rouge éclate, chaque noyau donne un mérozoïte qui va

infecter une hématie saine et le cycle recommence. C’est la phase érythrocytaire du

cycle. Une partie des mérozoïtes se différencient en gamétocytes mâles et femelles.

Lors de son repas de sang, l’anophèle femelle absorbe des gamétocytes mâles et

femelles qui se transforment en gamètes dans l’estomac et qui se conjuguent pour

former un zygote, un œuf mobile appelé ookinète. L’ookinète traverse la membrane péri

trophique et la paroi stomacale et forme un oocyste dont les cellules se transforment

en sporoblastes puis en sporozoïtes. Les sporozoïtes migrent principalement dans les

glandes salivaires et seront transmis à l’homme lors de la piqûre suivante de l’anophèle

femelle.

Fig.1 : cycle de vie du parasite de la malaria chez l’hôte humain et chez le moustique

(10).

A 25 °C, le cycle de P.f est de 13 jours et à 20 °C la durée du cycle est de 30

jours. Les cycles de P.m et P.o sont plus longs, de 18 à 25 jours à 25 °C. Cette durée

7




du cycle serait un élément capital dans la répartition géographique des espèces

plasmodiales car les espèces à cycle long (P.m et P.o) ne peuvent être transmises

que par des vecteurs ayant une grande longévité (8 ; 9).

8




I.2. VECTEURS

I.2.1. Position taxonomique

L’anophèle femelle qui est le vecteur du paludisme est un insecte diptère de la

Famille des Culicidae, de la Sous famille des Anophelinae et du Genre Anopheles. Le

Genre Anopheles comprend environ 400 espèces dont une soixantaine sont vectrices

du paludisme (11 ; 12).

I.2.2. La Biologie des anophèles

Les anophèles sont des diptères (à deux ailes), holométaboles (à

métamorphoses complètes), qui présentent quatre stades au cours de leur vie. Les trois

premiers stades, sont dits pré-imaginaux, comprennent les œufs, larves et nymphes et

sont aquatiques. Le dernier stade dit adulte ou imago, est aérien. La femelle pond

séparément à la surface de l’eau, de quarante à cent œufs de 0,5 mm de long, munis

de flotteurs, qui éclosent au bout de 24 à 48 heures selon la température.

La durée de vie d’un anophèle adulte se situe autour d’une semaine à dix jours

pour les mâles et deux à quatre semaines pour les femelles en région tropicale.

L’espérance de vie moyenne des anophèles femelles est estimée à 9 - 12,8 jours et leur

longévité maximale à 28 jours. Si leur premier repas contenait des sporozoïtes, ils

pourraient survivre un temps suffisant pour transmettre le plasmodium durant

l’espérance de vie infectant qui est de 3,0 à 5,9 jours (13).

Les anophèles mâles se nourrissent des jus sucrés, fournisseurs d’éléments

énergétiques.

Les femelles, outre l’absorption des jus sucrés, se mettent en quête d’un repas

de sang qu’elles prélèvent tous les 2 à 3 jours sur un hôte vertébré pour la maturation

des œufs (14).

Les moustiques femelles, pour piquer l’hôte vertébré, s’orientent principalement

par des signaux olfactifs, c'est-à-dire la capacité de sentir les odeurs qui sont émis par

la respiration humaine, la peau et la sueur. Par conséquent la perturbation des signaux

9




olfactifs pourrait faire échapper l’homme aux piqûres et réduire la transmission des

maladies (15).

I.2.2.1 Ecologie des anophèles Gîtes larvaires

L'écologie des larves d’anophèles peut être complexe, il est nécessaire de

développer un cadre rationnel pour entreprendre des études écologiques larvaires

locales afin de déterminer les paramètres environnementaux, tels que l'altitude, le

climat et le sol. Ces paramètres peuvent influer considérablement sur la dynamique

de la population des larves de moustiques et indirectement sur la dynamique des

maladies transmises par les moustiques (16 ; 17 ; 18).

Les différentes espèces d’anophèles exploitent une grande variété de gîtes,

allant des mares résiduelles aux Collections d’eaux à l’aisselle des Broméliacées (A.

sundaicus en Asie du Sud Est, A. merus en Afrique et A. aquasalis en Amérique du

Sud) (19)

Les différents gîtes peuvent être catégorisés selon qu’ils sont permanents ou

temporaires. Les gîtes temporaires sont essentiellement influencés par l’homme ou

son activité.

La majorité d’anophèles se multiplient dans les gîtes créés par l’homme ou de

son activité. Les gîtes provisoires et permanents conviennent à la multiplication d’A.

gambiae (17).

L’évolution saisonnière de la végétation permet à certaines espèces de se

succéder dans le temps. Dans les rizières, par exemple, les espèces du complexe

gambiae, héliophiles, pullulent lors de la mise en eau et du repiquage du riz. Elles sont

remplacées par des espèces qui recherchent l’ombre et l’abri d’une végétation

dressée, comme A. pharoensis en Afrique de l’Ouest, A. funestus à Madagascar (20).

10




Le choix du site de ponte est un élément du comportement de chaque espèce.

Il y a plus d’un demi-siècle en Sierra Leone, on avait démontré que si l’on couvrait d’un

écran végétal les surfaces ensoleillées, elles n’étaient pas utilisées pour les pontes d’A.

gambiae (21).

Chaque espèce occupe certains types des gîtes larvaires, soit spécialisés, soit

couvrant un large éventail de situations écologiques, en particulier du fait de

l’anthropisation de l’environnement (17 ; 22).

La modification des couverts végétaux par la déforestation massive des forêts

tropicales a permis la pénétration d’espèces héliophiles jusqu’alors inconnues, en

particulier A. gambiae. La désertification observée ces dernières années favorise

quant à elle le développement de gîtes de piétinement permettant l’émergence d’A.

arabiensis (14).

Le couvert végétal est défini comme la quantité de la végétation terrestre et

émergente et autres objets au-dessus de l'habitat. Les plantes émergentes

comprennent à la fois des plantes aquatiques et la végétation terrestre immergée. Ce

couvert végétal permet de catégoriser les gîtes ensoleillés et ombragés (9).

La présence des gîtes favorables détermine la distribution spatiale des

différentes espèces et dans une certaine mesure, leur comportement. Dans le Sud-Est

Asiatique par exemple, le paludisme sévit surtout dans les collines boisées ou dans les

régions forestières où les vecteurs colonisent les ruisseaux souvent ombragés pour A.

minimus et les collections d’eau dans le sous-bois pour A. dirus. Il y a peu ou pas de

paludisme dans les plaines rizicoles où ces vecteurs n’existent pas parce qu’ils n’y

trouvent pas de gîtes larvaires convenant à leur préférence. En Afrique au contraire, A.

gambiae ou A. arabiensis héliophiles sont présents partout, à l’exception du couvert

forestier et des zones de haute altitude (plus de 2.000 m), car leurs gîtes larvaires

ensoleillés sont peu spécialisés et ont une grande amplitude écologique, allant de

l’empreinte de pas à la rizière ; le paludisme y est ubiquiste.

11




I.2.2.2 Répartition des anophèles

Fig.2 : Répartition des anophèles au monde (19)

En RDC, les espèces d’anophèles les plus rencontrées sont les

suivantes:

le complexe A. gambiae sl occupe toute la région forestière, les mosaïques

forêts, savanes et galeries forestières. A Kinshasa, il est le vecteur quasi unique

avec un indice sporozoïtique de 1,8 % au centre-ville et 7,8 % en périphérie (23).

A. melas est présent à l’embouchure du fleuve Congo. A. arabiensis vecteur

dans le Katanga.

L’A. funestus présente une écologie différente dans les zones déboisées de

l’Ouest et des régions de montagne de l’Est, à Kinshasa, bien que minoritaire.

A. moucheti est présent le long du fleuve Congo et de la rivière Kwango. On le

découvre aussi le long des cours d’eau lents de toute la zone forestière et dans

les galeries qui s’en détachent. La densité des adultes dans les maisons avec

écologie larvaire sont corrélés avec le niveau du fleuve. Son pic suit la

stabilisation du niveau des cours d’eau (24).

A. nili est localisé le long des cours d’eau rapides sur tout le territoire congolais.

Son indice sporozoïtique est de 6,6 % dans les environs de Kinshasa.

12




A. paludis est une espèce des régions forestières au nord du fleuve Congo et

dans la région de Kinshasa. Il est généralement anthropophile mais exophile

avec un indice sporozoïtique de 6 % (25).

Sept espèces d’Anopheles recensées et identifiées à Kinshasa, il s’agit de:

A. gambiaesl, A. funestus, A. paludis, A. hancocki, A. coustani, A. Brunnipes et A. nili.

Une seule espèce vectrice A. gambiae sl est responsable de la transmission du

paludisme; elle représente 93,27 % de la faune anophélienne (25).

I.2.2.3 Interaction hôtes-parasites

L’homme, le plasmodium et l’anophèle sont les trois éléments d’un cycle

interactif. La transmission du paludisme suppose une double adaptation du parasite à

son hôte vertébré (homme) et à son vecteur (phénomènes biologiques), et une

adaptation du vecteur au milieu dans lequel vit l’hôte (phénomène écologique). Très

peu d’études ont été consacrées à la compréhension des détails des interactions entre

les moustiques et les parasites qu’ils transmettent. Ces études portent sur les

interactions écologiques, vectrices et parasites qui influencent la transmission du

paludisme à Bandundu-ville.

Partant de l’hypothèse selon laquelle les conditions d’environnement naturel ou

anthropique, le climat, les opérations antipaludiques, les migrations des populations, les

altérations de la faune anophélienne et d’autres déterminants secondaires

influenceraient l’évolution dans le sens de l’augmentation du paludisme dans un lieu où

une situation donnée, ou vers une diminution de la maladie (16).

13




Fig. 3 : Cycle interactif de la transmission du paludisme (16)

Actuellement les outils de biologie moléculaire et de génétique sont utilisés pour

explorer de nouveaux axes de recherche dans la biologie des vecteurs.

Le complexe A.gambiae (sl.) comprend :

A. gambiae, avec ses formes moléculaires M & S

A. arabiensis

A. melas

A. merus

A. quadriannulatus A&B

A. bwambae

Pour être un vecteur potentiel des plasmodies humaines, l’anophèle doit :

Etre génétiquement compatible au développement du parasite ;

Avoir un comportement anthropophile, c’est-à-dire préférer prendre ses repas

sanguins sur les hôtes humains et ;

Avoir une durée de vie suffisante pour permettre la réalisation du cycle

sporogonique.

14




I.3. MESURE DE LA TRANSMISSION DU PALUDISME

I.3.1. Déterminants écologiques de la transmission du paludisme

Le paludisme ne peut se transmettre d’homme à homme, sauf dans des cas

particuliers (transfusion sanguine, transmission congénitale), sans impact

épidémiologique. L’accomplissement du cycle de plasmodiums exige une évolution du

parasite à travers un hôte invertébré l’anophèle, avant qu’il ne soit inoculé par ce

moustique à un hôte humain réceptif. L’homme, le parasite, l’anophèle sont trois

éléments d’un cycle interactif et leurs actions réciproques ne se déroulent que dans des

conditions climatiques et écologiques spécifiques des diverses espèces de parasites et

d’anophèles.

Cette interaction homme/parasite/vecteur se déroule que dans un milieu

favorable à la transmission de la maladie, constitue le complexe pathogène du

paludisme (16).

Ce complexe évolue suivant les conditions d’environnement, naturelle ou

anthropique (déforestation, irrigation, urbanisation, etc.), le climat (température,

pluviométrie), les opérations antipaludiques, les migrations de population, les altérations

de la faune anophélienne et d’autres déterminants secondaires. Cette évolution peut se

faire dans le sens de l’augmentation du paludisme dans un lieu ou une situation

donnée, ou vers une diminution de la maladie (16 ; 18).

I.3.2. Faciès et strates épidémiologiques

Les classifications du paludisme suivant la prévalence splénique ou parasitaire

rendent très mal compte de l’importance de la maladie dans une région endémique. Au

niveau de l’Afrique occidentale et centrale, la notion de faciès épidémiologique destiné

à traduire la dynamique de la transmission en fonction de l’hôte, s’associe à celle des

paramètres qui caractérisent les vecteurs et les parasites (14). Plusieurs auteurs ont

classé le paludisme de la région afro-tropicale suivant des faciès épidémiologiques en

15




reprenant la classification de Boyd (1949), basée sur la dynamique de la transmission

(26).

Le faciès épidémiologique, est un ensemble des lieux dans lesquels les

conditions de transmission, la stabilité de la maladie, la prévalence parasitaire et

l’incidence des cas cliniques sont similaires. Les faciès peuvent être groupés en

strates épidémiologiques, plus au moins concentriques autour des blocs forestiers

d’Afrique centrale et d’Afrique Occidentale.

Ces strates recouvrent les grandes régions naturelles de l’Afrique puisque ce

sont le climat, la végétation et la faune anophélienne qui modulent la transmission. On a

ainsi pu proposer une classification des zones d’endémie en Afrique (26). Mais la

méthode est applicable partout, en particulier en Asie Sud-Est en fonction des données

disponibles.

Après quelques controverses d’arrière-garde, cette diversité du paludisme est

maintenant admise depuis la conférence ministérielle d’Amsterdam en 1992, avec la

prise en compte de l’épidémiologie locorégionale. Elle intègre la dynamique des

relations milieu/vecteur /parasite/maladie.

La stratification, au sens OMS du terme, définit non seulement les caractères

épidémiologiques des diverses régions d’un pays mais aussi des critères socio-

économiques, opérationnels, voire politiques, régissent les stratégies de lutte.

Cette stratification du paludisme est peu détaillée et nécessite une mise à jour pour

permettre une meilleure connaissance des facteurs et des zones à risque (7).

On peut diviser la RDC en 3 faciès épidémiologiques (7):

Les zones de paludisme stable comprennent deux faciès

- Faciès équatorial : forêts et savanes post-forestières d’Afrique centrale.

Transmission intense (taux de piqûres infestantes pouvant atteindre 1.000 par

habitant et par année) et permanente. La morbidité s’étale sur toute l’année. La

prémunition apparaît vers l’âge de 5 ans. Les formes graves se voient surtout

avant 5 ans ;

16




- Faciès tropical : savanes humides d’Afrique de l’Ouest et de l’Est. Transmission

moins intense (taux de piqûres infestantes de 60 à 400 par habitant et par

année) à recrudescence saisonnière longue (6 à 8 mois). La morbidité est plus

importante en saison des pluies. La prémunition apparaît vers l’âge de10 ans.

Les formes graves de paludisme sont décrites jusqu’à un âge plus avancé.

Les zones de paludisme intermédiaire : savanes sèches sahéliennes.

Transmission faible (taux de piqûres infectantes de 2 à 20 par habitant et par

année) à recrudescence saisonnière courte (inférieure à 6 mois).

En saison de transmission, la majorité des fièvres sont d’origine palustre. La

prémunition est beaucoup plus longue à apparaître, avec possible paludisme

grave chez l’adulte.

Zones de paludisme instable : faciès montagnard, zones situées au-dessus de

1.000 m d’altitude. La période de transmission est très courte et il peut y avoir

des années sans transmission. Faute de ne pouvoir acquérir une prémunition, la

quasi-totalité de la population peut être touchée lors d’épidémies.

Tous ces faciès peuvent se modifier au gré de modifications du biotope :

création d’une zone de riziculture, construction d’un barrage, destruction de la forêt «

primaire » créant une zone de savane.

Actuellement intervient la notion du paludisme urbain, avec l’exode rural, de

plus en plus de sujets naîtront et vivront dans les villes où la transmission

anophélienne est encore faible et n’acquerront pas de prémunition. Ils s’infecteront

essentiellement à l’occasion de brefs séjours en zone rurale et pourront développer à

tout âge des formes graves de paludisme (8).

17




Fig.4 : Faciès épidémiologiques de la RDC (7)

I.3.3 Paramètres entomologiques de transmission

Capture au pyrèthre de moustiques endophiles

Cette capture implique la pulvérisation spatiale de pyréthrine à l’intérieur de la

maison pour assommer les moustiques se reposant à l’intérieur et les ramasser sur des

draps blancs étendus par terre ou sur toute autre surface plane de l’habitation (27).

Il faut une équipe de trois ou quatre personnes pour faire ce type d’opération et

pour permettre la collecte dans huit à dix pièces dans chaque localité ou village (27).

Il est improbable de réussir à capturer à la main la totalité des moustiques se

reposant dans la maison. Avec la capture au pyrèthre, tous les moustiques sont

récupérés dans une pièce bien fermée où un fin brouillard de pyréthrine a été pulvérisé.

Cette méthode de collecte permet des mesures quantitatives, y compris :

- les mesures de densités endophiles (le nombre de moustiques se reposant à

l’intérieur pendant la journée)

- la densité de piqûres sur l’homme (indirectement)

18




- les changements saisonniers dans la densité des moustiques se reposant à

l’intérieur.

D’autres méthodes de capture peuvent être utilisées telle que :

- Capture par aspiration : Il est improbable de réussir à capturer à la main la

totalité des moustiques se reposant dans la maison.

- Capture par piège lumineux de CDC : rendement faible.

- Capture sur appât humain : problème d’éthique.

Le principal indice utilisé pour mesurer la transmission du paludisme est le taux

d’inoculation entomologique qui est déterminé de la manière suivante :

TIE =ma.Is

TIE : taux entomologique d’inoculation par unité de temps. Ce taux désigne,

pendant une période précise, le produit du taux de piqûre (ma) par l’indice

sporozoïte (Is).

ma : nombre quotidien des piqûres (taux de piqûre) désigne le nombre

d’anophèles femelles capturées sur un homme pendant une période précise

(heure, jour, mois ou année). Il dépend de trois paramètres :

1. le nombre des gîtes larvaires potentiels ;

2. la productivité des gîtes en anophèles ;

3. l’exposition de l’homme aux anophèles.

Is : est la proportion d’anophèles présentant des sporozoïtes dans les glandes

salivaires. Il est mieux apprécié par le test ELISA-CSP qui estime le rapport

du nombre de femelles avec présence de la protéine circumsporozoïte dans le

broyat tête-thorax sur le nombre de femelles testées (28).

Pour la transmission du paludisme, deux conclusions fondamentales sont à

retenir :

- plus la durée du cycle sporogonique est courte, plus l’anophèle infecté sera

rapidement infectant (avec des sporozoïtes dans les glandes salivaires).

19




- Plus la longévité de l’anophèle est élevée (dépassant l’âge physio-

logiquement dangereux), plus la probabilité de transmettre le parasite à un

plus grand nombre de personnes sera importante.

La mesure du nombre de piqûres infectées dans un site donné est la seule

façon d’évaluer réellement la transmission.

Indice de stabilité

L’indice de stabilité se base notamment sur les formules de Macdonald. a/-Ln p

est un indice essentiellement entomologique où (a) est le nombre de repas par

moustique et par homme, soit le produit de l’inverse de la durée du cycle gonotrophique

par l’indice d’anthropophilie. La probabilité quotidienne de survie peut être estimée par

la formule de Davidson : p = √ où nl est l'intervalle de temps entre deux repas

sanguins (durée du cycle gonotrophique) et p=Parturité. Cette durée est comprise entre

2 et 3 jours (29)

I.4. METHODES DE LUTTE CONTRE LE PALUDISME

En l’absence de vaccin, la stratégie mondiale de lutte contre le paludisme

privilégie le contrôle de la maladie qui fait intervenir deux composantes : les actions

contre le parasite et celles contre les vecteurs.

I.4.1. Lutte antiparasitaire

Elle est basée sur la prévention et le traitement des cas. La lutte préventive peut

se baser sur le traitement présomptif intermittent (TPI) et traitement de cas du

paludisme simple par les ACT.

I.4.2. Lutte antivectorielle

Le contrôle des vecteurs est une composante essentielle de la stratégie globale

de lutte contre le paludisme établie par l’OMS en 1992.

La stratégie de lutte antivectorielle se fonde sur l’utilisation de techniques

efficaces contre les souches locales. Les efforts doivent donc être ciblés d’abord sur la

bioécologie des vecteurs pour mieux orienter les opérations de lutte.

20




En effet, les modifications du biotope (accroissement des populations,

réalisation de projets de développement, déforestation, pollution…) entraînent le plus

souvent une adaptation du vecteur à son nouvel environnement, engendrant

progressivement des comportements et des capacités vectorielles parfois très différents

de la situation d’origine (18).

Les méthodes de lutte et de protection contre les vecteurs sont très diverses,

individuelles, familiales ou collectives. Le but est de diminuer et si possible de

supprimer la transmission du parasite dans une population afin de prévenir l’infection.

L’établissement d’une stratégie de lutte contre les anophèles vecteurs de

Plasmodium sp est basé sur les données épidémiologiques, bioécologiques du

vecteur et sur les conditions de transmission à l’homme.

Les moyens de lutte antivectorielle peuvent être mécaniques, environnementaux,

chimiques, biologiques et génétiques (30).

21




Fig.5 : les options de lutte antivectorielle (8)

22




CHAPITRE II

MATERIEL ET METHODES

II. 1. MILIEU D’ETUDE

La présente étude a été réalisée à Bandundu-ville, chef-lieu de la Province de

Bandundu, en RDC, précisément dans les Communes de Disasi, Mayoyo et Basoko.

Cette zone est depuis plusieurs décennies un observatoire provincial de santé

et siège provincial de PNLP.

II.1.1. Situation géographique

La ville de Bandundu a été jadis considérée comme une cité dans le territoire de

Bagata, avant d’être érigé en chef-lieu de province. Elle est une zone de santé urbano-

rurale.

Elle est située entre 17°22’43’’de longitude Est, 3°21’05’’ de latitude Sud et à

324 m d’altitude. Elle est située à l’Ouest de la Province de Bandundu, délimitée au

Nord par la zone de santé de NIOKI, au Sud par la zone de santé de Nkutu, à l’Est par

la Zone de santé de Bagata et à l’Ouest par la zone de santé de Kwamouth. Elle est

aussi située à 432 Km de Kikwit, à 200 Km de Kenge, les autres principales villes de

cette province et à 400 Km de Kinshasa, capitale de la RDC.

23




Fig. 6 : Carte de la zone de santé urbano-rurale de Bandundu (31).

La ville de Bandundu a une superficie de 291 Km2 avec environ 285.411

habitants et une forte densité démographique de 980,79 habitants/Km2 (32).

Administrativement, la ville est divisée en trois communes (Basoko, Disasi, et

Mayoyo) et 16 quartiers.

La commune de Basoko est située entre 17°22’33.4’’ de longitude Est,

3°19’06.8’’de latitude sud et 316 m d’altitude avec cinq quartiers.

La commune de Disasi est située entre 17°18’52.2’’de longitude Est,

3°18’52.2’’ latitude Sud et 299 m d’altitude avec huit quartiers.

La commune de Mayoyo est située entre 17°23’28.7’’de longitude Est,

3°19’11.8’’ de latitude Sud et 304 m d’altitude avec quatre quartiers.

II.1.2. Hydrographie

La ville de Bandundu est en générale marécageuse, baignée et entourée par les

rivières Kwilu et Kwango sur environ 3 Km et le confluent de la rivière Kasaï, avec

plusieurs ruisseaux (33).

24




Ces différents rivières et ruisseaux sont favorables à la constitution des gîtes

potentiels d’anophèles.

II.1.3. Climat

La région de Bandundu-ville se trouve dans le climat de basse altitude,

caractérisé par un climat tropical humide avec deux saisons bien marquées. La saison

des pluies ou chaude caractérisée par des folles chutes des pluies et une chaleur

constante toute l’année et une saison sèche de 4 mois, ou la pluviométrie chute jusqu’à

s’annuler (33).

La température moyenne annuelle est de 26,9 oC, la pluviométrie annuelle est

de 800 à 1500 mm, l’humidité moyenne annuelle est de 77 % et la durée d’insolation

moyenne annuelle est de 4,35 heures (34).

Jan Fév Mar Avr Mai Juin Juil Aou Sept Oct Nov Déc

0

50

100

150

200

250

300

Pluviométrie (mm)

Température (°C)

Mois

Plu

vio

mé

trie

(m

m)

0

20

40

60

80

100

120

140

Te

mp

éra

ture

(°C)

Fig.7 : Courbe ombrothermique de Bandundu-ville (34)

II.1.4. Végétation

La végétation de Bandundu-ville est comprise dans la région des savanes

entrecoupées des galeries forestières offrant les aspects le plus souvent variés (33).

25




II.1.5. Sol

La région de Bandundu-ville, possède des sols limono-argileux et hydromorphes.

II.1.6. Situation socio-économique

Ces dernières décennies, nous observons un accroissement d’émigration interne

du milieu rural vers le milieu urbain (Exode rural) depuis l’installation des institutions

provinciales et aussi, grâce aux phénomènes de transport urbain par les cyclistes

(toleka).

Les activités de la population s’articulent autour de son port qui présente un

trafic assez intense où se croisent les navires qui descendent vers Kikwit et ceux qui

remontent à Kinshasa ainsi que de son trafic routier (les bus GTT, STUC,..).

Grâce à son activité agro-pastorale, elle ravitaille la capitale Kinshasa en vivres

et matières premières (huile de palme, manioc, arachide, poissons….).

Tout l’espace de Bandundu-ville est anthroponisé dans le but de favoriser les

activités agricoles ou ériger une maison dans la parcelle. Les parcelles constituent

l’unité traditionnelle d’habitation pour une famille avec une ou plusieurs maisons à murs

de terre sèche et toit habituellement en tôle ondulée et/ou en paille, notamment dans

les quartiers périphériques.

De telles habitations sont perméables aux entrées-sorties des moustiques. Le

bétail, bovin, ovin, caprin, porcs et la volaille sont bien représentés. Tous ces animaux

en divagation, passent la nuit dans les parcelles.

La ville, suite à l’évolution et au développement de l’habitat, la distribution d’eau

potable et le réseau des eaux usées sont restreints et médiocres.

Le drainage primaire est assuré par les exutoires naturels dont les parties basses

ont été aménagées. Ce réseau fonctionne, malgré les nombreuses dégradations et le

manque d’entretien.

26




Les réseaux de distribution de l’eau potable (REGIDESO/Bandundu)

fonctionnent à peu près convenablement dans certaines parties de la ville.

Ailleurs, il est dégradé ou inexistant, c’est le cas des majorités des cités où l’eau

provient de puits traditionnels. Dans cette situation et suite à la présence des plusieurs

marais, la répartition géo-écologique des gîtes à vecteurs constitue une mosaïque.

Les gîtes sont nombreux et difficiles à repérer dans les différentes zones. Il faut

noter que la quasi-totalité de la zone est électrifiée (6).

II.2. MATERIEL

II.2.1. Matériel biologique

Le matériel biologique de notre travail est constitué d’anophèles capturés dans

les Communes de Basoko, Disasi et Mayoyo.

II.2.2. Matériel de prélèvement et analyse des gîtes

- Sonde multiparamétrique (Gombo Hanna)

- Mètre ruban

- Louches

- Bottes et gants

II.2.3. Matériel de capture et conservation des moustiques

- Draps blancs

- Insecticides

- Masques, bonnets et gants

- Tube eppendorf

- Silicagel

- GPS (Garmin)

- Ouate

- congelateur

27




II.2.4. Matériel d’indentification et d’ELISA CSP

- Stéreo-microscope - Tube eppendorf

- Pinces à dissection - Contrôle négatif & positif P.f

- Anticorps monoclonal de P.f - Lecteur ELISA

- Conjugué+ enzyme - Solution de broyage

- Substrat de l’enzyme - Micropipettes automatiques

- Microplaques - Pillons

28




II.3. METHODES

II.3.1. Type d’étude

Ce travail est une étude descriptive et analytique menée dans la ville de

Bandundu de juin à décembre 2011.

II.3.2. Critères de sélection

- La présence d’un gîte larvaire ;

- La distance d’environ 60 mètres entre la maison et le gîte sans recoupe entre

les quartiers;

- Etre dans le quartier et Commune concernés de Bandundu-ville;

- Une maison comprenant 3 pièces;

- Avis favorable du responsable de ménage.

II.3.3. Prélèvement des paramètres physiques, physico-chimiques

et environnementaux

Dans chaque quartier, les gîtes larvaires potentiels des anophèles ont été

identifiés et caractérisés en parcourant différents itinéraires. Certains paramètres

physiques et physico-chimiques (température (°C), conductivité (µs/cm), turbidité (ppm)

pH) ont été prélevés dans ces gîtes. Ces paramètres ont été mesurés en plaçant la

sonde multi paramétrique Combo de la marque Hanna à 10 cm de profondeur de

chaque gîte pour déterminer la qualité de l’eau des gîtes.

La densité larvaire d’anophèle a été estimée par le rapport entre le nombre de

larves comptés et l’unité de surface (m²).

Des prospections pendant 12 semaines de ces gîtes ont été menées, en raison

d’une prospection par semaine, en parcourant les différents itinéraires en vue de vérifier

l’assèchement des gîtes et caractériser les gîtes temporaires et permanents.

Le couvert végétal nous a permis de déterminer la nature des gîtes (ensoleillé et

ombragé). Les gîtes sans couvert végétal ont été considérés comme ensoleillés et

avec couvert végétal comme ombragés.

29




Nous avons mesuré les profondeurs des gîtes à l’aide d’un mètre ruban de 3m.

Fig.8 : Collection d’eau maraîchère, marais REGIDESO et prélèvement paramètres

physiques et physico-chimiques.

II.3.4. Capture des moustiques

Nous avons effectué deux périodes de captures dont l’une pendant la saison

sèche et l’autre pendant la saison des pluies, dans des ménages situés près des gîtes

larvaires. Dans chaque quartier, les principaux gîtes larvaires ont été identifiés.

Nous avons sélectionné des maisons comprenant 3 pièces à partir de ces gîtes

en suivant un rayon d’environ 60 mètres, en évitant des recoupes entre quartiers.

Nous avons choisi trois maisons ayant des chambres à coucher dans chaque

quartier, qui nous ont servi de cadre des captures et nous avons identifié des

personnes qui ont passé la nuit dans chaque maison.

Nous avons réalisé la capture par pulvérisation au pyrèthre de 6 heures à 10

heures du matin avant l’ouverture des portes et fenêtres des maisons et les ustensiles

de cuisines, les boissons et la nourriture ont été dégagés.

Nous avons étalé les draps blancs sur le pavement dans toutes les pièces de la

maison. Nous avons commencé d’abord à pulvériser à l’extérieur de la maison, devant

les portes et fenêtres, ensuite à l’intérieur de la maison.

30




Après 15 minutes, nous avons ouvert les portes et les fenêtres, pour récupérer

les moustiques qui sont tombés sur les draps (27).

Fig.9 : Drap blanc étalé sur le pavement pour récupérer les moustiques.

Nous avons déterminé sur le terrain le genre et le sexe des moustiques capturés

sur base des critères morphologiques (35 ; 36). Les échantillons ont été placés dans

des tubes individuels numérotés et contenant le silicagel. Ils ont été acheminés et

conservés à -20 °C à l’I.N.R.B.

Nous avons relevé les coordonnées géographiques de chaque site de capture

(48 maisons pour capture) à l’aide d’un GPS de la marque Garmin G Maps 72, ainsi

que l’adresse de l’habitation et nous avons intégré ces coordonnés à une base de

données SIG pour élaborer la carte ci-dessous.

31




Fig.10 : Carte géographique des sites de capture.

II.3.5. Détermination des espèces et dissection

Nous avons identifié les moustiques à l’aide d’un microscope entomologique de

la marque VWR au laboratoire d’entomologie de l’I.N.R.B pour distinguer les anophèles

des autres moustiques. Nous nous sommes servi des pinces pour séparer le complexe

tête-thorax de l’abdomen.

Nous avons aussi utilisé différents documents et clés d’identification pour

déterminer les espèces d’anophèles capturées à Bandundu-ville (36 ; 37).

Les anophèles femelles identifiés ont été disséqués sous une loupe

entomologique en vue de récupérer le complexe tête-thorax pour le broyat.

32




Fig.11 : Identification et dissection des moustiques.

II.3.6. Détermination des paramètres entomologiques de la transmission du

paludisme.

II.3.6.1. Détermination de l’indice sporozoïtique(Is)

Nous avons déterminé l’indice sporozoïtique par la technique ELISA-CSP sur

broyats du complexe tête-thorax des anophèles femelles pour détecter la présence de

la protéine Circumsporozoïte de P. f.

Ainsi, nous avons procédé de la manière suivante :

- Broyer le complexe tête-thorax de l’anophèle femelle dans un tube eppendorf

contenant une solution de broyage (BB+IGEPAL) à l’aide d’un pilon ;

- Fixer l’anticorps monoclonal de P.f (mAb Pf) sur les microplaques ;

- Mettre en contact le broyat avec le mAb Pf ;

- Ajouter le conjugué couplé à l’enzyme (mAb capture, peroxidase) ;

- Ajouter le substrat de l’enzyme (H2O2) ;

- lecture au lecteur ELISA à 405 nm

33




Fig.12 : Manipulation technique ELISA.

L’indice sporozoïtique est mieux apprécié par le test ELISA-CSP qui estime le

rapport du nombre de femelles avec présence de la protéine circumsporozoïte dans le

broyat tête-thorax sur le nombre de femelles testées.

II.3.6.2 Densité résiduelle

La densité des moustiques au repos à l’intérieur des maisons a été estimée par

le nombre total de femelles récoltées divisé par le nombre de maisons examinées.

II.3.6.3 Taux d’agressivité (ma)

Ce taux désigne le nombre de piqûres par homme par nuit (p/h/n).

Nous avons compté le nombre de femelles gorgées capturées dans un quartier ou dans

une commune, divisé par le nombre total des personnes qui ont passé nuit dans ces

maisons le jour de capture.

II.3.6.4 Taux d’inoculation entomologique(TIE)

Ce taux désigne le nombre de piqûres infectées dans un site donné. Il est la

seule façon d’évaluer réellement la transmission du paludisme (27).

34




Le principal indice que nous avons utilisé pour mesurer la transmission du

paludisme, est le taux d’inoculation entomologique que nous avons déterminé de la

manière suivante : TIE =ma x Is

Où :

TIE = taux entomologique d’inoculation par unité de temps. Ce taux est désigné

pendant une période précise ;

ma : nombre quotidien des piqûres (taux de piqûre) désigné par le nombre

d’anophèles femelles capturées sur un homme pendant une période précise

(heure, jour, mois ou année) ;

Is= Indice sporozoïtique.

II.3.6.5 Indice de stabilité

Nous nous sommes basé sur les formules de Macdonald. a/-Ln p est un indice

essentiellement entomologique où (a) est le nombre de repas par moustique et par

homme, soit le produit de l’inverse de la durée du cycle gonotrophique par l’indice

d’anthropophilie. La probabilité quotidienne de survie peut être estimée par la formule

de Davidson : p = √ où nl est l'intervalle de temps entre deux repas sanguins (durée

du cycle gonotrophique) et p=Parturité. Cette durée est comprise entre 2 et 3 jours.

II.4. ANALYSE DE DONNEES

Les données ont été saisies et analysées à l’aide du logiciel Epi info version 3.5.1, 2008

et SPS version 22. Les paramètres entomologiques étudiés sont la densité

anopheliènne (d), le taux d’agressivité (ma), l’indice sporozoïtique (Is) et le taux

d’inoculation entomologique (TIE).Le test de Chi-carré a permis une comparaison de

ces paramètres entomologiques, à l’exception de la densité anopheliènne, entre les

deux saisons (saison sèche et des pluies) et entre les sites de capture. Tandis que

l’évaluation de l’Analyse de Variance a permis de comparer les paramètres

entomologiques entre les sites de capture. La variation saisonnière de ces variables

quantitatives a été appréciée par le test de Student. Le seuil de signification utilisé est

de 5%. L’influence des facteurs bioécologiques sur la densité larvaire a été appréciée

par la régression linaire après analyse uni variée et multi variée. La variable

dépendante (densité larvaire), ainsi que les variables indépendantes (pH, T°, turbidité,

conductibilité, surface et profondeur) à IC 95% au seuil de signification (0,01<p<0,05).

35




CHAPITRE III

RESULTATS

III.1. LES GITES LARVAIRES

Caractéristiques des gîtes larvaires

Un total de 107 gîtes, caractérisés en 5 types de collection d’eau, a été identifié

(Tableau 1).

Tableau 1: Types de gîtes par commune

Type de gîtes COMMUNE (n=107)

BASOKO DISASI MAYOYO Total

1. Digues et puits d’eau 6(5.6 %) 4(3.7 %) 1(0.9 %) 11(10.3 %)

2. Collections d’eau maraîcher et concasseurs moellons

1(0.9 %) 14(13.1 %) 2(1.9 %) 17(15,9 %)

3. Marais REGIDESO 16(15 %) 22(19.6 %) 5(4.7 %) 43(40,2 %)

4. Marais long des rivières et ruisseaux

8(7.5 %) 7(6.5 %) 7(6.5 %) 22(20,6 %)

5. Flaque d’eau de pluie 0(0 %) 9(8.4 %) 5(4.7 %) 14(13,1 %)

TOTAL 31(29 %) 56(52.3 %) 20(18.7 %) 107(100 %)

Les marais REGIDESO ont constitué un nombre élevé de gîtes, (43 gîtes soit 40,2 %)

et à Disasi, 56 gîtes soit 52,3 % ont été identifiés et caractérisés.

Les paramètres physiques, physico-chimiques et environnementaux par gîtes

d’anophèles et par commune sont présentés dans les tableaux 2 et 3.

36




Tableau 2: Caractéristiques physiques et physico-chimiques des gîtes d’anophèles par

types.

Type de gîtes pH Température (°C)

Conductivité (µs/cm)

Turbidité (ppm)

Profondeur (cm)

Superficie (m2)

Densité larvaire

1. Digues et puits d’eau

7,6 ± 0,4 27,6 ± 1,2 439,5 ± 94,8 252,7 ± 93,6 22± 3,29 1,4 ± 0,5 101,1 ± 41,3

2. Collections d’eau maraîchère et concasseurs moellons

7,5 ± 0,6 26,3 ± 2,7 448, 7 ± 112,9 267,8 ± 80,1 24,35 ± 4,54 1,4 ± 0,5 90,1 ± 61,2

3. Marais REGIDESO 8,1 ± 0,5 28,0 ± 2,3 395,6 ± 124,9 209,1 ± 67,2 10,43 ± 1,24 1,2 ± 0,6 120,6 ± 62,8


7,4 ± 0,6 27,3 ± 2,1 426,9 ± 290,1 229,6 ± 77,3 63,68 ± 14,32 1,6 ± 0,7

165,8 ± 109,7

5. Flaque d’eau des pluies

7,4 ± 0,5 27,8 ± 2,6 389,6 ± 186,7 232,8 ± 101,1 15,43 ± 1,87 1,8 ± 0,6 109,6 ± 45,4

F(4,102) 10,548*** 1,805 (ns) 0,437 (ns) 1,946 (ns) 227,89*** 3,417* 3,245*

p-value (α=0,05) 3,426E-7 0,134 0,782 0,109 6,467E-5 0,012 0,015

Légende : p>0,05, différence non significative (ns) ; 0,01<p<0,05, différence significative (*) ; 0,001<p<0,01, différence hautement significative (**); p<0,001, différence très hautement significative (***).

Les eaux de tous les gîtes prospectés sont basiques. Les valeurs élevées de pH

sont enregistrées dans des marais REGIDESO, qui présentent des différences très

hautement significatives comparativement à d’autres gîtes (p< 0,001). Il a également

été observé une différence très hautement significative entre les profondeurs de

différents types de gîtes (p < 0,001). Les profondeurs les plus importantes ont été

enregistrées dans les Marais le long des rivières et ruisseaux. Ces derniers présentent

également de fortes densités larvaires en comparaison des autres types de gîtes

(p<0,05). Cependant, la température, la conductivité et la turbidité ne présentent pas de

différence significative quant aux différents gîtes (p> 0,05).

Tableau 3 : Paramètres physiques et physico-chimiques des gites par commune

Commune pH Température

(°C)

Conductivité

(µs/cm)

Turbidité

(ppm)

Basoko 7,81 ± 0,54 26,93 ± 1,63 429,03 ± 132,04 230,80 ± 79,09

Disasi 7,66 ± 0,60 27,46 ± 2,61 443,3 ± 194, 0,5 248.35 ±79,02

Mayoyo 7,74 ± 0,59 28,66 ± 2,08 310,40 ± 140,77 179,60 ± 67,17

Moyenne 7,72 ± 0,58 27,53 ± 2,35 414,19 ± 174,39 230,23 ± 80,63

D’après les résultats du tableau 3, les eaux des gîtes des trois communes

présentent des valeurs comparables de pH qui est légèrement basique (F(2,104) = 0,640,

p = 0,530).Quant à la température, elle est plus élevée à Mayoyo et présente en effet,

une différence significative comparativement à deux autres communes (F(2,104) = 3,512,

p = 0,033).

37




En comparaison également avec Basoko et Disasi, Mayoyo se caractérise par de

faibles valeurs de conductivité (F(2,104) = 4,736, p = 0,011) et de turbidité (F(2,104) = 5,816,

p = 0,004).

Le tableau 4 reprend les effectifs de différents types de gîtes selon leur

couverture végétale, leur nature et les saisons.

Tableau 4 : Couverture végétale et nature des gîtes

Types des gîtes Couverture végétale Nature des gîtes Saison (n=107)

Ensoleillé Ombragé Permanent Temporaire Sèche Pluvieuse

1. Digues et puits d’eau 8(7,5 %) 3(2,8 %) 5(4,7 %) 6(5,6 %) 6(5,6 %) 5(4,7 %)

2. Collections d’eau maraîchère et concasseurs moellons

15(14 %) 2(1,9 %) 13(12,1 %) 4(3,7 %) 10(9,3 %) 7(6,5 %)

3. Marais REGIDESO 29(27,1 %) 14(13,1 %) 22(20,6 %) 19(17,8 %) 13(12,1%) 30(28,0 %)


17(15,9%) 5(4,7 %) 15(14 %) 7(6,5 %) 12(11,2 %) 10(9,3 %)

5. Flaque d’eau des pluies 9(8,4 %) 5(4,7 %) 0(0 %) 14(13,1 %) 0(0,0 %) 14(13,1 %)

Total 78(72,9 %) 29(27,1 %) 57(53,3 %) 50(46,7 %) 41(38,3 %) 66(61,7 %)

Le tableau 4 indique que la plupart des gîtes larvaires d’Anopheles gambiae à

Bandundu-ville ont été ensoleillés et permanents. Et la saison des pluies a été la

meilleure pourvoyeuse des gîtes larvaires.

III.2. CAPTURE

Un total de 4.588 moustiques a été capturé par pulvérisation aux pyrèthres dans

les 3 communes de la ville de Bandundu. Il a été répartis en 1.258 anophèles et 3.330

culex ont été identifiés (Tableau 6).

Tableau 5. Moustiques capturés par commune

Commune A.gambiae sl Total

(n=4 588) Mâles Femelles

1. DISASI 197 365 563

2. BASOKO 125 278 403

3. MAYOYO 86 207 293

Total 408 850 1 258

38




Il ressort de ce tableau que dans la Commune de Disasi le nombre de

moustiques capturés a été plus élevé de 565 soit 12,31 % de la faune culicidiènne. Et

le nombre le moins élevé est dans la Commune de Mayoyo avec 293 moustiques soit

6,39 % de la faune culicidiènne.

Fig.13 : Faune culicidiènne à Bandundu-ville

La proportion des femelles a été plus élevée pour le culex à 45,7 % et faible pour

l’anophèle à 18,5 % et de même celle de mâles est élevée pour le culex à 26,9 % et

faible pour l’anophèle à 8,9 %.

Tableau 6. Capture en saison sèche par commune

Commune Maison Personne Anophèle

Femelle Gorgée Non gorgée Mâle

DISASI 24 107 142 118 24 99

BASOKO 15 90 59 46 13 21

MAYOYO 9 38 65 60 5 14

TOTAL 48 235 266 224 42 134

Ce tableau présente un nombre élevé d’anophèles capturés à Disasi, repartis comme

suite :142 anophèles femelles dont 142 gorgées et 99 anophèles mâles.

0%

10%

20%

30%

40%

50%

Culex Anophèle

Mâle

Femelle

n= 4 588

39




Et un nombre élevé des maisons (24) avec 107 personnes qui ont effectivement passé

nuit le jour de capture.

Tableau 7. Capture en saison des pluies par commune

Commune Maison Personne Anopheles gambiae sl

Femelle Gorgée Non gorgée Mâle

DISASI 24 107 223 181 42 98

BASOKO 15 90 219 203 16 125

MAYOYO 9 38 142 127 15 72

TOTAL 48 235 584 505 73 295

Il ressort de ce tableau que la commune de Disasi est celle qui a présente un

nombre élevé d’anophèles, reparti comme suite : 223 anophèles femelles dont 181

gorgées et 98 anophèles mâles. Et elle est la commune ayant enregistré plus de

maisons (24) et plus de personnes (107) qui ont effectivement passé nuit au moment de

capture.

Il existe une différence très significative entre les effectifs d’anophèles capturés

pendant la saison sèche et la saison des pluies (X² ; 16,268 173,429 ; p=0,001).

III.3. PARAMETRES ENTOMOLOGIQUES

Tableau 8. Paramètres entomologiques par commune

Commune Paramètres entomologiques

Densité Ma Is TIE

Disasi 7,61 1,40 7 0,98

Basoko 9,27 1,39 4,5 0,063

Mayoyo 11,5 2,46 9 0,22

Moyenne 8,8 1,55 5,6 0,085

40




Il ressort de ce tableau que la Commune de Mayoyo est celle ayant présenté des

paramètres entomologiques moyens plus élevés. Par contre, ils ont été faibles à

Disasi.

A Bandundu-ville, les paramètres entomologiques moyens liés à la transmission

du paludisme se présentent comme suit :

La densité anopheliènne à 8,8 anophèles/maison ;

Le taux d’agressivité à 1,55 piqûre/homme/nuit et

Le taux d’inoculation entomologique à 0,085 piqûre infectante /homme/nuit soit

31 piqûres infectantes/homme/an.

Indice de stabilité

Le cycle gonotrophique considéré dans notre étude a été égal à 2,5 jours. Quant

à l’anthropophilie, nous avons travaillé sur la faune résiduelle, les moustiques piquent

l’homme à l’intérieur des habitations. Cet indice peut être considéré égal à

99 %. La parturité a été de 0,858, a=0,396, p=0,94 et l’indice de stabilité est de 6,512.

III.4. TENDANCE SAISONNIERE DES PARAMETRES ENTOMOLOGIQUES

III.4.1. Densité anopheliènne

Disasi Basoko Mayoyo0

3

6

9

12

15

18

p<0,01p<0,05p<0,01

Den

sité

an

op

hél

ien

ne

mo

yen

ne

Communes

Saison sèche

Saison de pluie

Figure 14 : Tendance saisonnière de la densité anophélienne selon les communes

41




La densité anophélienne varie d’une commune à une autre. La différence n’est

pas significative entre les densités anophélienne enregistrées dans les trois communes,

et ce, tant à la saison sèche (F(2,13)=0,491 ; p=0,623) qu’à la saison des pluies

(F(2,13)=0,954 p=0,411).

Cependant, la densité anophélienne de Bandundu-ville (5,69 à la saison sèche et 13,22

à la saison des pluies) aurait connu une influence saisonnière (t = 5,112 p < 0,001)

III.4.2. Taux d’agressivité

Disasi Basoko Mayoyo0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

Tau

x d

'arg

ress

ivit

é m

oyen

Communes

Saison sèche

Saison de pluie

Figure 15 : Tendance saisonnière du taux d’agressivité selon les communes

L’agressivité anophélienne présente, à la saison sèche, des moyennes

comparables entre les communes (X²=4,433, p=0,11). Elle n’a été significativement

différente qu’à la saison des pluies (X² = 9,913 ; p = 0,007). Cependant, le taux

d’agressivité moyen de Bandundu-ville ne subit pas l’influence saisonnière (X² = 0,501,

p=0,78).

III.4.3. Indice sporozoïtique

Disasi Basoko Mayoyo0

2

4

6

8

10

12

14

16

Indi

ce sp

oroz

oïtiq

ue m

oyen

Communes

Saison sèche

Saison de pluie

Figure 16 : Tendance saisonnière de l’indice sporozoïtique selon les communes

42




Il a été observé une différence significative entre les moyennes de l’indice

sporozoïtique des communes tant à la saison sèche qu’à la saison des pluies

(p<0,001). Mais cela n’a pas été le cas entre la saison sèche et la saison des pluies(X²

= 3,852, p=0,15).

III.4.4. Taux d’inoculation entomologique

Disasi Basoko Mayoyo0,00

0,04

0,08

0,12

0,16

0,20

T

aux

d'in

ocu

lati

on

en

tom

olo

giq

ue

mo

yen

Communes

Saison sèche

Saison de pluie

Figure 17 : Tendance saisonnière du taux d’inoculation entomologique selon les

communes

Le taux d’inoculation entomologique a été légèrement important en saison sèche

à Disasi et Mayoyo, tandis qu’une situation inverse est observée à Basoko.

43




III.5 DETERMINATION DES FACTEURS BIOECOLOGIQUES INFLUANCANT LA

DENSITE LARVAIRE ANOPHELIENNE

Le tableau 9 présente la régression logistique de déterminants de la densité

larvaire anophélienne. Le coefficient de détermination R2 compare les valeurs estimées

de la variable dépendante (densité larvaire anophélienne) à ses valeurs observées.

Tableau 9. Les facteurs bioécologiques déterminant la densité larvaire

Caractéristiques Analyse uni variée Analyse multi variée

Coéffient

R.

P valeur Coéfficient R. 95% IC P valeur

Température (°C) 2,26 0,47 3,35 -2,91 à 9,61 0,29

Ph 4,17 0,74 -13,39 -38,92 à 12,15 0,30

Turbidité (ppm) -0,19 0,03* -0,06 -0 ,30 à 9,61 0,62

Conductivité (µs/cm) -0,10 0,02* -0,06 -0,17 à 0,05 0,28

Superficie (m2) -46,03 <0,001* -43,41 -64,85à-21,96 <0,001*

Profondeur (cm) -0,46 0,1 -0,31 -0,94 à 0,32 0,34

Légende : 0,01<p<0,05, différence significative (*)

L’analyse uni variée des paramètres de turbidité, conductivité et superficie ont influencé

significativement la densité larvaire au seuil (0,01<p<0,05). Mais cette influence a été

dans le sens négatif dont la turbidité, la conductivité et la superficie faibles ont un effet

significatif sur l’augmentation de la production larvaire. La température et la profondeur

bien que soient non significatives au seuil (p>0,05), mais influencent la densité larvaire.

La température a une influence positive sur la densité larvaire et la profondeur influence

négativement. Après l’analyse multi variée seule la superficie a effet significatif sur la

densité larvaire au seuil (p<0,001).

44




CHAPITRE IV

DISCUSSION

Le chapitre précédent a été consacré aux différents résultats de l’enquête. Le

présent chapitre et le dernier de ce travail, porte sur la discussion et s’efforce de

comparer les résultats de l’étude. De ce qui précède, la question principale de notre

étude était de connaitre les paramètres écologiques et entomologiques modulant la

transmission du paludisme dans la ville de Bandundu.

IV.1 GITES LARVAIRES

D’après Mouchet et al, les différentes espèces d’anophèles exploitent une

grande variété de collections d’eau comme gîtes, notamment les mares résiduelles des

surfaces stagnantes ensoleillées, mares à végétation dressée, eaux saumâtres, etc. (8;

19 ; 38).

L’A. gambiae sl utilise de façon préférentielle des mares résiduelles des

surfaces stagnantes ensoleillées dans plusieurs régions d’Afrique (8 ; 18).

La majorité des gîtes larvaires (78 gîtes soit 72,9 %) de Bandundu-Ville ont été

des mares résiduelles ensoleillées et ont été exploités par l’A.gambiae sl.

Les gîtes larvaires d’anophèles sont nombreux et éparpillés dans les trois

communes de Bandundu-ville. Et la majorité de ces gîtes sont créés suite aux activités

anthropiques. La distribution des gîtes a été pendant les deux saisons, avec une

productivité larvaire accrue pendant la saison des pluies avec 61,7 % des gîtes (38 ;

39).

La présence de l’A.gambiae sl dans la ville de Bandundu en saison sèche a été

clairement associée à la productivité et à la permanence des gîtes larvaires, qui sont

liées aux activités anthropiques et l’urbanisation. Cette situation illustre les

exceptionnelles capacités de ces A.gambiae sl à exploiter ces ressources, en utilisant

les aménagements hydro-agricoles (25 ; 40).

45




C’est le cas notamment au Sénégal dans la zone urbaine de Dakar où existent

plusieurs milliers de puits (41). Et à l’ouest du Kenya où la majorité des gîtes ont été

créés par les activités de l’homme (17).

En saison des pluies, dans la plupart des zones urbaines les nombreuses

ornières, les petites collections d’eau créées par les dépressions de terrain, et les

ruisseaux constituent d‘excellents gîtes larvaires. D’autre part, un autre phénomène

peut expliquer la réinstallation du vecteur dans la ville qui profite de la dégradation du

réseau d’eau potable, mal entretenu pour venir pondre dans les flaques d’eau

temporaire ou les diverses petites mares créées par les fuites (25 ; 38). Les marais

d’eaux de la REGIDESO ont constitué 40,2 % des gîtes larvaires à Bandundu-ville.

D’après Edillo et al, les paramètres physico-chimiques faibles des gîtes

(conductivité et turbidité) ont des effets significatifs sur la répartition des gîtes et la

production des larves. Dans cette étude, nous avons prouvé qu’il existe une différence

significative entre les paramètres physico-chimiques des communes. La conductivité et

la turbidité faibles influencent la densité larvaire (42).

La conductivité et la turbidité ont été très élevées dans cette étude (310,4 us/cm

et 179,6 ppm) par rapport à celles observées à Banambani au Mali, où la conductivité

et la turbidité ont été faibles (42).

IV.2 CAPTURE

L'importance d’A. gambiae (sl) dans la zone de Bandundu-ville est clairement

établie par notre étude. L’A. gambiae (sl) a été la seule espèce endophile observée et

responsable de la transmission du paludisme dans cette ville.

La même situation a été observée à Kinshasa (23) et dans d’autres villes de

RDC (Kinsangani, Bolenge, Kimpese et Katana) (43). Au Cameroun : à Nditam et à

Ngoumé (44), au Madagascar (45) et dans deux village de l’Ouest de Kenya (Ternan et

Lunyerere) (46). De même selon le rapport de l’OMS (2) et la cartographie mondiale

des anophèles vecteurs du paludisme (19).

46




Elle contraste avec la présence d’A. gambiae (s.l), A.funestus, A.moucheti et

A.nili comme vecteur du paludisme à Kinshasa (25) et dans d’autres villes de la

R.D.Congo (7; 8).

IV.3 PARAMETRES ENTOMOLOGIQUES ET TENDANCE SAISONNIERE

La transmission du paludisme est pérenne à Bandundu à cause de la

permanence des gîtes aussi bien pendant la saison de pluies que pendant la saison

sèche et de la présence de l’A. gambiae sl. La densité anophélienne endophile est

élevée pendant la saison des pluies grâce à la production larvaire et à la multiplication

des collections d’eau qui se transforment en gîtes (61,7 %). Cette situation est décrite

dans la majorité d’études en zone tropicale (8 ; 17 ; 25 ; 44 ; 47 ; 48).

L’indice sporozoïtique a été plus élevé pendant la saison sèche (9 %) que

pendant la saison des pluies (4,1 %), malgré la forte densité anophélienne observée

pendant la saison des pluies. Cela se justifie par le fait que la densité des vecteurs a

tendance à baisser en réponse aux interventions de lutte ou au changement climatique

et la capacité vectorielle individuelle des survivants peut être plus grande (47). L’indice

sporozoïtique moyen (5,6 %) a été plus élevé par rapport à celui trouvé à Kinshasa (3,3

%), sans doute pour des raisons de différence d’écologie. Le taux d’agressivité moyen

1,55 piqûre/homme/nuit a été inférieur à celui trouvé à Kinshasa (16,28 piqûres/

homme/nuit).

Le taux d’inoculation entomologique moyen 0,085 piqûre infectante/homme/nuit,

correspond à celui qui a été trouvé à Kinshasa par Coene (23). Cependant il a été

inférieur à celui qui a été trouvé à Kinshasa 0,54 piqûre infectante/homme/nuit (25).

L’indice de stabilité permet, d’une part, de déterminer le degré de stabilité

de l’endémie palustre et, d’autre part, d’autoriser d’après Macdonald la classification

suivante :< 0,5 instabilité ; de 0,5 à 2,5 stabilité moyenne et > 2,5 stabilité. Cet indice

est calculé à partir de 3 paramètres : longévité, anthropophilie et rythme des repas

sanguins (8).

Dans cette étude, l’indice de stabilité a été de 6,512, il est plus élevés par rapport

à celui trouvé à Brazzaville (5,04) (29 ; 49) et à Kinshasa (3,50) (25). Sans doute pour

47




des raisons de différence d’écologie et ce qui place la ville de Bandundu dans des

zones endémiques stables.

48




Le paludisme est une maladie loco-régionale, qui doit intégrer la dynamique des

relations milieu/vecteur /parasite /maladie. Ces relations sont complexes à Bandundu-

ville. Ces interactions évoluent dans le sens de l’augmentation du paludisme à

Bandundu-ville. L’Anopheles gambiae sl s’est adapté dans cette écologie de Bandundu-

ville (26 ; 50 ; 51).

La durée du cycle sporogonique est un élément capital dans la répartition des

espèces plasmodiales. De ce fait, elle varie pour chaque parasite suivant la

température. A 25°C le cycle de P.v est de 10 jours et P.f de 13 jours (8 ; 9 ; 52).

IV.4 DETERMINATION FACTEURS BIOECOLOGIQUES INFLUANCANT LA

DENSITE LARVAIRE ANOPHELIENNE

L'écologie des larves d’anophèles étant complexe, nécessite de développer un

cadre rationnel pour entreprendre des études écologiques larvaires locales afin de

déterminer les paramètres bioécologiques influant sur la dynamique de la population

des larves de moustiques (16 ; 17 ; 18).

Cependant, il ressort de nos résultats que les paramètres bioécologiques

étudiés, notamment le pH, la turbidité, la conductivité, ainsi que la profondeur des gîtes,

ne sont pas des facteurs déterminants de la densité larvaire, mais ont effet négatif càd

les valeurs faibles ont un effet significatif.

Ce qui ne corrobore pas les résultats trouvés par Edillo et al. (2006) au Mali,

précisément à Banambani, où il a été constaté que la conductivité et la turbidité faibles

auraient un effet significatif et déterminant sur la répartition des gîtes et la production

larvaire (42). La surface des gîtes larvaires a été l’unique facteur déterminant de la

densité larvaire.

Cet état des choses pourrait s’expliquer par les résultats de Mouchet et al.

(2004), qui ont travaillé sur la biodiversité du paludisme au monde. Selon ces auteurs,

l’influence des différents paramètres bioécologiques sur la densité larvaire dépendrait

étroitement de la dynamique locale (8).

49




Nous pouvons dire ici que face à toutes ces réalités locales complexes de la

transmission du paludisme à Bandundu-ville, l’adaptation de l’A.gambiae (sl) à ce

biotope et la stabilité des paramètres entomologiques de transmission du paludisme

telle que nous l’explorons ici, peut être comprise dans le sens de l’endémicité palustre.

Forces du travail

Ce travail a permis d’identifier et décrire la dynamique locale de la transmission

du paludisme.

Cette démarche qui a pris en compte les réalités locales de la transmission du

paludisme, met à disposition un ensemble de données sur l’histoire naturelle du

paludisme dans une zone tropicale.

C’est ainsi que nous avons estimé, si Bandundu-ville devrait être retenu comme

site sentinelle de PNLP, cette étude devrait servir d’une part lors de l’élaboration du

plan stratégique de lutte, d’autre part de l’analyse finale comme base de comparaison

avant et après l’intervention.

Limites du travail

Il aurait été souhaitable d’intégrer dans cette étude une gamme importante des

paramètres bioécologiques et entomologiques, la biologie moléculaire pour la

caractérisation d’espèces d’anophèle et une analyse en fonction du niveau de

transmission par quartier de Bandundu. Une telle étude demande plus des moyens et

du temps.

50




CONCLUSION ET PERSPECTIVES Le présent travail est une contribution à l’amélioration de la connaissance de l’écologie

de l’anophèle et des paramètres entomologiques de transmission du paludisme dans la ville de

Bandundu. A ce niveau de nos investigations, les paramètres physiques, physico-chimiques et

environnementaux de gîtes ont été repartis à 28,7 °C pour la température, le pH à 7,7, la

turbidité à 179,6 ppm et la conductivité à 310,4 us/cm. Dans la Commune de Mayoyo, ces

paramètres sont faibles par rapport à ceux observés dans d’autres Communes et les

paramètres entomologiques ont été également élevés dans la Commune de Mayoyo. Ces

observations nous permettent de conclure que les paramètres physiques et physico-chimiques

ont été élevés, seule la surface des gîtes a été déterminant pour la densité larvaire. Et les

autres paramètres tels que le pH, conductivité, turbidité, profondeur ont influencé négativement

la densité larvaire. La permanence des gîtes (57 gîtes sur 107 gîtes identifiés) et la surface

des gîtes ont été des facteurs clés responsables de la présence pérenne et production larvaire

des anophèles.

La détermination du couvert végétal des gîtes (ensoleillé et ombragé) à Bandundu-ville a

permis d’identifier 78 gîtes ensoleillés contre 29 gîtes ombragés. Cette situation favorise la

pullulation des espèces héliophiles (complexe A.gambiae).

Et la superficie des gîtes a été l’unique facteur écologique déterminants la densité larvaire à

Bandundu-ville.

Ces observations nous permettent de conclure que l’A.gambiae sl a été identifié

comme vecteur du paludisme avec la densité à 8,86 A/maison, le taux d’agressivité à 1,55

piqûre/homme/nuit, l’indice sporozoïtique à 5,6 % et le taux d’inoculation entomologique à 0,085

piqûres infectantes/homme/nuit soit 31 piqûres infectantes/ homme/nuit /an et l’indice de

stabilité à 6,512.

Les diverses biotopes, la présence pérenne de l’A.gambiae sl et les paramètres

entomologiques de transmission du paludisme placent la ville de Bandundu dans une zone

endémique stable.

La participation de membre de la Communauté dans des programmes de gestion serait

salutaire à long terme une fois qu'ils comprennent le rôle qu'ils jouent dans la transmission du

paludisme. Cette étude préliminaire mérite d’être poursuivie et soutenue pour une bonne

surveillance du paludisme dans la Province de Bandundu en particulier et de la RDC en

général.

51




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56

56 METELO M.Emery. Détermination des paramètres bioécologiques et entomologiques de l’Anopheles

gambiae sl dans la transmission du paludisme à Bandundu-ville, RD Congo. Mémoire Sp.

Fac.Méd.UNIKIN.Juin 2014 : 59 pp.

Annexes

Protocole d’ELISA Circumsporozoïte de Septembre 2009.

ELISA a été développé pour détecter des protéines circumsporozoïtiques de

P.f, P.o, P.m, P.v-247 et P.v-210 chez les moustiques infectés. La sensibilité et la

spécificité des tests ELISA sont basées sur les anticorps monoclonaux (mAb) utilisés.

L’ELISA détecte la protéine CS qui peut être présent sur les oocystes en

développement, dissous dans l'hémolymphe, ainsi que sur les sporozoïtes présents

dans l'hémocèle ou dans les glandes salivaires.

MODE D’EMPLOI D’ELISA Circumsporozoïtes

1. Remplissez la partie supérieure de la feuille de calcul appropriée ELISA sporozoïtes.

Marquez la plaque ELISA afin de maintenir l'orientation correcte de plaque.

2. Préparer une solution de travail de la capture mAb en ajoutant du PBS à la capture

reconstituée mAb sur la base des volumes par espèces énumérées ci-dessous. Vortex

doucement.

Species mAb µg/50 µl/well µg/5ml µl stock/5ml

P.f peroxidase 0.050µg/50µl 5µg 10µl stock+5ml BB

P.v Peroxidase 0.050µg/50µl 5µg 10µl stock+5ml BB

3. Placer 50µl de solution mAb fait à l'étape 2 dans chaque puits de la plaque ELISA.

Utilisez une plaque séparée pour chacune des espèces de sporozoïtes.

4. Couvrir la plaque et à la température ambiante 0,5 heure

5. Aspirer le contenu des puits et la plaque-bang à l'envers sur une serviette en papier

5 fois, en tenant les côtés seulement.

Remarque: si le système d'aspiration n'est pas disponible, la plaque coup sur bord de

l'évier dans l'évier et le nouveau sur du papier absorbant. N'utilisez pas de serviettes en

57




papier brun.

6. Remplir les puits avec 200 µl BB

7. Couvrir la plaque, en laissant un espace entre le puits et le dessus du couvercle.

Incuber pendant 1 heure à température ambiante.

8. Aspirer le contenu des puits et tapoter la partie supérieure de la plaque en bas sur

une serviette en papier 5 fois, en tenant seulement les bords.

9. Charger les échantillons et les contrôles dans la plaque (tests initiaux et quantitatif.)

Utilisez-9a lors de la première analyse des échantillons afin de déterminer s'il y a des

positifs Utilisez-9b pour retester afin de confirmer tout positif issus du test initial.

9a. Test initial voir feuille de calcul 1 (plaque = 1, typiquement Jour 1):

I. Ajouter 50ul de contrôles positifs au puits A1. Voir les remarques des 6 et 7 pour les

dilutions témoins positifs. (Pf Vial = II, PV210 = C Vial, Vial Pv247 = 2)

II. Ajouter 5o µl de contrôle négatif au puits B1-H1.

III. Ajouter 50 µl de triturât des moustiques par puits dans les puits restants.

IV. Couvrir et incuber 2 heures

b) Test de quantification voir la feuille 2 (plaque = 2, typiquement jour 2).

i. Ajouter 5o µl de contrôle négatif au puits B1-H1.

ii. Ajouter 50 µl de contrôle négatif aux puits A2, A3 et A4 et 50 µl de chaque série de

dilution aux puits B2-H2, H3 et B3-B4-H4. Voir les pages 7 et 8 pour les dilutions

contrôle positif (Pf flacon = II, Pv flacon = 2)

iii. Ajouter 50 µl de triturat des moustiques par puits dans les puits restants.

iv. Couvrir et incuber 2 heures

S'il vous plaît noter, les étapes 10-12 peuvent être effectuées juste avant la fin de 2

heures l'incubation

10. Préparer le substrat en mélangeant le substrat A et B substrat dans un rapport de

1:1. Une a plaque de 96 puits nécessites 5 ml de substrat A + 5 ml de substrat B.

11. Préparer une solution de travail de conjugué mAb en ajoutant BB au conjugué

mAb de base reconstituer aux volumes par espèces énumérées ci-dessous. Vortexer

doucement.

58




Species mAb µg/50 µl/well µg/5ml µl stock/5ml

Pf peroxidase 0.050µg/50ul 5µg 10µl stock+5ml BB

Pv Peroxidase 0.050ug/50µl 5µg 10µl stock+5ml BB

12. Vérifier l'activité enzymatique en mélangeant 5µl de l'anticorps monoclonal conjugué

(mAb) préparé à l'étape 11 avec 100µl de substrat préparé à l'étape 10 dans un tube

distinct. Vortexer doucement. Il aura un changement de couleur rapide indiquant que

l'enzyme peroxydase et le substrat sont fonctionnels.

13. Aspirer le contenu des puits et tapoter la partie supérieure de la plaque en bas sur

une serviette en papier 5 fois, en tenant seulement les bords.

14. Laver les puits deux (2) fois avec 200µl de PBS-Tween, l'aspirer et en tapoter la

plaque 5 fois avec chaque lavage.

15. Ajouter 50 µl de solution de conjugué peroxydase fait à l'étape 11 dans chaque

puits.

16. Couvrir et incuber pendant 1 heure

17. Le contenu des puits et tapoter la partie supérieure de la plaque en bas sur une

serviette en papier 5 fois, en tenant seulement les bords.

18. Laver les puits 3 fois avec 200µl de PBS-Tween, aspirer et tapoter la plaque 5 fois

avec chaque lavage.

19. Ajouter la solution de substrat 100µl par puits.

20. Couvrir la plaque et laisser incuber 30 minutes t. Manipuler la plaque avec

précaution pour éviter les éclaboussures.

21. Lire visuellement, ou à 405-414nm

59




FEUILLE DE TRAVAIL 1: MODELE D’ ELISA POUR DE PISTAGE (test initial)

Plaque ELISA N °: DATE:

mAb Capture : Lot - mAb peroxydase Lot

contrôle positif lot

1) Couche PVC plaque avec 50 µl de capture mAb

-0,5 Heure d'incubation

2) Aspirer les puits, remplir avec le tampon de blocage 200µl (BB)

- 1 heure d'incubation

3) Aspirer les puits; ajouter 50 µl de trituration des moustiques et le contrôle positif

- 2 heures d'incubation

4) Aspirer et laver deux fois avec du PBS-200µl 0,05% de Tween 20.

5) Ajouter 50 µl peroxydase-mAb. Substrat Mix (1:1)

- Incubation d'1 heure (dans l'obscurité)

6) Aspirer et laver 3 fois avec du PBS-200µl Tween 20 à 0,05%

7) Ajouter 100 µl de substrat: une enzyme) vérifie b) 100 µl / puits.

- 0,5 heure d'incubation (dans l'obscurité)

8) Lisez l'absorption à 405 nm.

Analyse:

Les échantillons avec des valeurs de DO au-dessus de la coupure (cut-off = 2xmean

OD des échantillons négatifs) sont considérés comme positifs et devrait être suivi avec

des tests quantitatifs.

Documents

i METELO M.Emery. Détermination des paramètres