KOREAN BIOPHYSICAL SOCIETY NEWSLETTER 한국생물물리학회 뉴스레터 · 한국생물물리학회뉴스레터 Page 1 2014년도 한국생물물리학회 정기총회 및 학술대회

한국생물물리학회뉴스레터

KOREAN BIOPHYSICAL SOCIETY NEWSLETTER

제 17권 제 1호 2014년 7월

총설 초고해상도 현미경 단분자 자기집게

단분자생물물리특집

회장단 및 운영위원 소개

1. 회장단

회 장 장익수 (DGIST)

총무 이사 이영민 (POSTECH)

학술 이사 김경규 (성균관대), 손우성 (차의과대학)

회원/홍보 이사 최선 (이화여대), 박성하 (성균관대)

편집 이사 윤태영 (KAIST), 조현수 (연세대)

재무 이사 함시현 (숙명여대)

2. 운영위원

강사욱 (서울대)

강영기 (충북대)

김경태 (POSTECH)

김도한 (GIST)

김양미 (건국대)

김혜원 (울산대)

박철승 (GIST)

신동해 (이화여대)

엄융의 (서울대)

유명희 (KIST)

유연규 (국민대)

이은희 (가톨릭대)

이철주 (KIST)

조은성 (고려대)

최한석 (울산의대)

채수완 (전북대)

3. 감 사

이원태 (연세대)

CONTENTS

표지는 자기집게를 이용한 단백질 복합체에 대한

역학실험의 모식도이다.

(출처 Nature Communications (2013) 4, 1705)

학회소식

1 2014년도 한국생물물리학회 정기총회 및

학술대회

2 8th Asian Biophysics Association (ABA)

Symposium

총설

4 초고해상도현미경

심상희 (UNIST 생명과학부)

14 단분자 자기집게

김기범 (KAIST 물리학과)

새로운 생물물리 연구실 소개

25 단일 분자 생물학 및 세포 다이나믹스

연구실

이광록 (GIST 생명과학부)

28 첨단 연성물질 연구단 생물물리 연구실

김하진 (UNIST 생명과학부)

학회참석기

32 BPS 2014 방문기 (The 58th Annual

Meeting of Biophysical Society)

이주련 (숭실대학교 의생명시스템학부)

한국생물물리학회뉴스레터 Page 1

2014년도 한국생물물리학회 정기총회 및

학술대회

2014년도 한국생물물리학회 정기총회 및 학술대회가 8월

5일부터 6일까지 성균관대학교에서 개최된다. 정기총회에

서는 학회의 2013년도 결산 및 2014년도 예산에 대한 보

고가 있을 예정이다. 또한 학술대회에서는 physiology부터

단분자 생물물리에 이르는 다양한 주제의 강연이 있을 예

정이다. 2014년 한국생물물리학회 학술대회의 구체적인 일

정은 다음과 같다.

Aug 5, 2014 (Tue)

장소 : 성균관대학교 의과대학 강의실

13:00 – 13:50 등록 및 포스터 게시

13:50 – 14:00 개회사 및 축사

Session I : Physiology

Chair : 이원태 (연세대)

14:00 – 14:25 박명규 (성균관대 의과대학)

14:25 – 14:50 김성준 (서울대 의과대학)

14:50 – 15:05 Coffee Break

Chair : 정성권 (성균관대)

15:05 – 15:30 김경남 (연세대 치과대학)

15:30 – 15:55 강동묵 (성균관대 의과대학)

15:55 – 16:20 서병창 (대구경북과학기술원 뇌과학과)


Session II : Protein Structure

Chair : 손우성 (차의과대)

16:35 – 17:00 김경현 (고려대 생명정보공학과)

17:00 – 17:25 함시현 (숙명여대 화학과)

Chair : 조은성 (고려대)

17:25 – 17:50 이주련 (숭실대 의생명시스템학부)

17:50 – 18:15 김용애 (한국외대 화학과)

18:15 – 18:45 정기총회

18:45 – 20:30 전체 사진 촬영 및 Banquet

Aug 6, 2014 (Wed)

장소 : 성균관대학교 의과대학 강의실

Session III: Cell Biophysics & Nucsleic Acid

Nanotechnology

Chair : 박성하 (성균관대)

09:00 – 09:25 곽민석(부경대 화학과)

09:25 – 09:50 심상희 (UNIST 생명과학부)

09:50 – 10:05 Coffee break

Chair : 조현수 (연세대)

10:05 – 10:30 김도년 (서울대 기계항공공학부)

10:30 – 10:55 서민아 (성균관대 생명과학과)


[학회소식]


Session IV: Single Molecule Spectroscopy &

Plasma Biophysics

Chair : 윤태영 (KAIST)

11:10 – 11:35 김하진 (UNIST 생명과학부)

11:35 – 12:00 이광록 (GIST 생명과학부)

12:00 – 12:25 최은하 (광운대 전자바이오물리학과)

12:25 – 12:35 우수 포스터 시상식 및 폐회사

8th Asian Biophysics Association (ABA)

Symposium

8th Asian Biophysics Association Symposium (ABA Jeju

2013)이 2013년 5월 26일부터 29일까지 4일간 제주도 라

마다 플라자 호텔에서 개최되었다. ABA symposium은 아

시아-태평양 지역의 가장 큰 생물물리학회 중 하나로서, 특

히 이번 여덟번째 심포지움은 한국생물물리학회가 중심이

되어 제주에서 개최를 하였다.

이번 ABA Jeju 2013 학회에서는 한국생물물리학회의 많은

회원들이 조직위원회에 참여하여 많은 수고를 하였다. 서

울대 강사욱 교수, 충북대 강영기 교수와 연세대 이원태 교

수가 전체 심포지움의 chair와 co-chair 직을 각각 수행하

였다. Vice-chair와 총무로는 DGIST의 장익수 교수와 고려

대의 조은성 교수가 각각 수고하였다.

노벨상 수상자인 Kurt Wüthrich (ETH Zürich/Scripps

Research Institute) 교수의 Nobel lecture를 필두로 하여

Douglas Tobias (University of California at Irvine)와 Jose

Rizo-Rey (University of Texas Southwestern Medical

Center) 교수의 Keynote lecture, 그리고 7개의 Plenary

lecture가 진행되었다. 이와 더불어 생물물리 전반의 주제

를 포괄하는 12개의 심포지움이 4일 동안 진행되었으며

그 주제는 다음과 같다.

Symposia-1. Protein folding, assembly & stability,

Symposia-2. Cell biophysics & signaling,

Symposia-3. Ion channel & transporters,

Symposia-4. Imaging & biospectroscopy,

Symposia-5. G-protein coupled receptor,

Symposia-6. Single molecule biophysics,

Symposia-7. Structure & motion in proteins,

Symposia-8. Biological electron & proton transfer,

Symposia-9. Neurosciences,

Symposia-10. Bioinformatics,

Symposia-11. Molecular recognition & nanobiophysics,

Symposia-12 Nucleic acid biophysics.

200명이 넘는 아시아-태평양 국가들의 생물물리학자들이

참가하여 최신의 연구결과에 대하여 열띤 토론이 진행되었

다. 특히 134편의 포스터가 발표되어 젊은 생물물리학자들

이 적극적으로 심포지움에 참여하였던 것은 특히 고무적이

었다.

다음 아홉번째 ABA symposium은 2015년 중국에서 개최

된다.

[학회소식]


ABA Jeju 2013 Local Organizing Committee Chair: Sa-Ouk Kang (Seoul National University) Co-chair: Young Kee Kang (Chungbuk National University)

Co-chair: Weontae Lee (Yonsei University)

Vice-chair: Iksoo Chang (DGIST - Daegu Gyeongbuk Institue of

Science & Technology)

Secretary General : Art Cho (Korea University)

Scientific Program Committee Chair : Sun Choi (Ewha Womans University)

Vice Chair : Young Ho Jeon (Korea University)

Members : Cheolju Lee (KIST)

Seong Joon Kim (Seoul National University)

Han Bin Oh (Seogang University)

Kyeong Kyu Kim (Sungkyunkwan University)

Seok-Cheol Hong (Korea University)

Hyun-Soo Cho (Yonsei University)

Jun Soo Kim (Ewha Womans University)

Hee-Jung Choi (Seoul National University)

Joy Kim (Seoul National University)

Julian Lee (Soongsil University)

Daesoo Kim (KAIST)

Joon-Hwa Lee (Gyeongsang National University)

Financial Committee Chair : Jinwon Lee (Hanyang University)

Members : Sunshin Cha (KIOST)

Jungshin Lee (Kangwon National University)

Youngpil Kim (Hanyang University)

Publication Committee Chair : Tae-Young Yoon (KAIST)

Members : Ji-Joon Song (KAIST)

Changbong Hyeon (KIAS)

Gwangrog Lee (GIST)

Joy Kim (Seoul National University)

Public Relations Committee

Chair : Sihyun Ham (Sookmyung Women’s University)

Vice-chair : Young Min Rhee (Postech)

Members : Chaok Seok (Seoul National University)

Nam Kee Lee (Postech)

Nam Gyu Hyun (Jeju National University)

Hae Sook Park (Cheju-Halla University)


1. 서론

광학현미경은 세포의 미시 세계를 직접 관찰하여 생체 구성

요소와 근본 원리를 구체적으로 알 수 있게 해주어 현대

생물학을 발전시키는 원동력이 되어왔다. 현미경의 등장과

발전은 생물학의 발전과 밀접하게 관련되어 있다. 안토니

반 레벤후크 (Antonie van Leeuwenhoek)는 200배 이상의

배율을 지닌 현미경을 만들어, 인류에게 알려지지 않았던

미생물의 세계를 열었다. 산티아고 라몬 카잘(Santiago

Ramon y Cajal)은 광학 현미경으로 골지염색법으로 표지된

뇌조직을 관찰하여 신경세포의 모식도를 그려내어

현대적인 신경생물학의 포문을 열었다.

현미경의 발전과 더불어 특정 분자을 표지할 수 있는

다양한 염료 및 표지법의 개발로 분자 단위로 생물체를

시각화 할 수 있게 되었다. 특히 형광물질은 입사되는 빛과

분리되는 파장의 빛을 내기 때문에 높은 감도로 특정

분자만을 볼 수 있게 해 준다. 형광핵산혼성화

(fluorescence in situ hybridization; FISH)는 세포 내

특정염기서열의 DNA나 RNA를, 형광항체법

(immunefluorescence)은 세포 내생의 특정 단백질을 볼 수

있게 해준다. 특히, 형광단백질 (fluorescent protein)은

살아 있는 세포나 생물체에서 특정 분자의 분포 및 역학을

볼 수 있게 해 줌으로써 2008년 노벨 화학상의 주역이

되기도 하였다. 뿐만 아니라, 형광물질 및및 광학 기술,

검출기와 카메라 기기의 개발에 힘입어 손쉽게 단일 분자를

감지할 수 있게 되었다. 형광탐지법은 이미징 분야

뿐아니라 첨단기기의 기초가 되고있다. 최근에는 단분자

이미징을 이용한 DNA 시퀀싱 방법이 개발, 상용되어

차세대 시퀀싱법 (next-generation sequencing

methods)의 주축이 되어있다. 이제는 한 사람의 유전체

(genome)를 1000달러 이하의 가격으로 하루만에 분석할

수 있는 시대가 도래하였다. DNA 염기서열 결정법의

비약적 발전으로 말미암아 개인의 유전체 분석을 통한

맞춤형 의료 서비스가 가까운 시일 내에 현실화될될 것으로

예상된다.

그러나, 광학 현미경의 분해능 한계로 인해

형광현미경으로 시각화할 수 있는 대상이 제한되어 왔다.

형광분자에서 사방으로 방출된 광자들은 광학현미경에

장착된 렌즈로 모아 이미징하는데, 렌즈의 초점면에서

광자들은 무한히 작은 점으로 모이지 않고 빛의 회절 현상

때문에 유한한 크기의 원형의 회절무늬를 형성한다. 이러한

현상을 ‘아베의 회절 한계’ (Abbe’s diffraction limit)라

부른다. 회절무늬의 크기는 빛의 파장에 비례하고

[총설]

초고해상도현미경

UNIST 생명과학부

심 상 희


대물렌즈의 조리개수에 반비례한다. 가시광선의 파장은

400-700 nm이므로 높은 조리개수의 대물렌즈를 사용할 때

회절무늬의 폭은 ~200 nm에 달한다. 이러한 회절무늬의

유한한 크기로 말미암아 광학현미경의 분해능은

근본적으로 수백 나노미터으로 제한된다.

수백 나노미터 단위의 분해능은 대부분의 진핵생물의

세포보다 작지만 미토콘드리아와 같은 세포 소기관들이나

박테리아와 같은 미생물들의 크기와 비슷하다 (그림1).

따라서 나노미터 단위의 크기를 갖는 구조를 보기 위해서는

전자현미경이 주로 사용되어 왔다. 전자현미경 원자나 분자

수준의 높은 분해능을 가지고 있지만, 특정 분자를

구별하여 보거나 살아 있는 세포를 직접 관찰하는데는

한계가 있다. 따라서, 현광현미경의 분해능을 분자

수준으로 향상시킬 수 있다면, 생체현상을 시각화하는 거의

완벽한 도구를 얻을 수 있을 것이다.

그림 1. 현미경의 분해능. 광학현미경은 밀리미터 단위부터 수백

나노미터 단위의 물체를 이미징할 수 있는 분해능을 가지고 있다.

그러나 그 분해능은 가시광선의 회절에 의하여 수백 나노미터로

제한되어 있기 때문에, 이 보다 작은 물체의 이미지를 얻으려면

전자 현미경을 사용해왔다. 초고해상도 광학 현미경은 이러한

해상도 한계를 극복하여 광학현미경의 해상도를 수 나노미터

단위까지 끌어올린다.

그러나, 현미경 분해능은 근본적인 빛의 파동성에 의해

결정되기 때문에 현광현미경의 분해능을 나노미터

수준으로 끌어올리는 것은 물리적으로 불가능한 것으로

여겨져왔다. 이러한 한계는 최근에 이르러 형광 분자

고유의 물리적 화학적 성질을 활용함으로써 다양하게

극복하게 되었으며, 이러한 여러 방법들을 통털어

초고해상도 형광현미경법 (super-resolution fluorescence

microscopy)이라 부른다.1, 2

초고해상도 현광현미경은 대략 두 가지로 나눌 수

있다. 첫번째는 도넛이나 줄무늬처럼 균일하지 않은

모양으로 성형한 입사광을 사용하는 광학적 방식식으로

형광 이미지의 분해능을 높이는 방법이다. STED

(Stimulated Emission Depletion)3, RESOLFT (Reversible

Saturable OpticaL Fluorescence Transitions)4, SIM

(Structured Illumination)5 등이 이에 속한다. 두번째 방법은

형광 분자들을 임의로 끄고 켜는 방법을 활용하여 단일

분자를 분리함으로써 분해능 한계를 극복한다. 이러한

방법은 2006년에 STORM (Stochastic Reconstructon

Microscopy)6 또는 (F)PALM (fluorescence)

Photoactivation Light Microscopy)7, 8 의 이름으로 동시에

소개되었다. 이와 같은 여러 초고해상도 형광현미경법들의

역사는 비록 수년에 불과하지만, 높은 응용성과 비교적

단순한 기술 때문에 이미 상용화되어 2-3년전 부터

판매되고 있으며, 새로운 생물학적 발견들을 나날이

쏟아내고 있다.


2. 성형된 입사광을 이용한 초고해상도 현미경법.

이 방법은 입사되는 빛의 모양을 균일하지 않은 모양으로

변형함으로써, 형광물질에서 방출되는 형광의 모양을

변형하여 해상도를 높인다. 이러한 방법에는 입사광 자체를

성형하거나, 형광과 경쟁하는 다른 분광현상을 일으키는

별도의 광선을 성형하는 두 가지 방법이 있다.

2-1. STED (Stimulated Emission Depletion)

Microscopy

STED는 형광과 경쟁하는 유도방출 (stimulated emission)

을 일으키는 빛을 성형하여 해상도를 높인다. 입사광에

의하여 들뜬 상태에 이르른 분자들은 저절로 바닥상태로

떨어지면서 형광을 방출하거나, 입사광 이외의 다른 빛이

존재할 때 이에 의하여 유도되어 빛을 방출하지 않고

바닥상태로 떨어질 수 있다. STED에서는 유도방출을 위한

빛을 도넛 모양으로 만들어 형광입사광과 겹쳐서 입사한다.

이 때, 도넛의 한가운데 유도방출광이 없는 곳에 위치한

형광분자에서는 형광이 배출되고, 도넛모양 유도방출광이

강한 곳에 위치한 형광분자는 형광 대신 유도방출이

일어나기 때문에 형광이 꺼지게 된다. 결국 도넛

가운데에서만 형광이 배출되므로 해상도가 높아지게 된다.

입사광과 도넛모양 유도방출광을 포커스하여 샘플의 여러

위치를 스캐닝하여 이미지를 얻는다. 이러한 방법은 이미징

후 따로 데이터처리 없이도 초고해상도 이미지가 얻어진다.

STED의 해상도를 높이기 위해서는 유도방출광의

세기가 중요하다. 입사광 뿐아니라 유도방출광의 모양도

빛의 회절에 의해 결정되기 때문에, 유도방출현상이

유도방출광의 세기에 선형적으로 비례한다면 얻어지는

해상도 역시 회절한계에 의해 제한된다. 그러나

유도방출광의 세기가 포화 세기(saturation intensity)

이상을 넘어서게 되면 들뜬 분자들은 모두 유도방출에 의해

바닥상태로 떨어지게 된다. 따라서 도넛 모양의

유도방출광이 포화세기보다 월등하게 강하게 되면, 실제로

유도방출되는 분자의 분포가 포화됨에 따라 도넛 가운데

형광을 방출하는 분자들의 범위가 줄어들게 된다. 따라서

STED의 해상도는 Δ √1 + 𝐼𝑑𝑒𝑝 𝐼𝑠𝑎𝑡⁄⁄ (Δ: 회절한계로

결정되는 초점의 크기, 𝐼𝑑𝑒𝑝 : 유도방출광의 세기, 𝐼𝑠𝑎𝑡 :

유도방출의 포화 세기)로 결정된다.1

STED의 해상도는 유도방출광의 세기를 높일수록

줄어든다. 광표백 현상 (photobleaching)이 거의 일어나지

않는 나노 다이아몬드에서는 수 nm까지 해상도를 얻을 수

있다.9 대부분의 형광물질들은 유도방출광에 의하여

광표백이 일어날 수 있기 때문에 사용할 수 있는

유도방출광의 세기가 제한되며, 유기형광물질은 20nm,

형광단백질은 50-70nm의 해상도를 얻을 수 있다.

그림2. STED 이미징의 원리. 균일한 형광 입사광(excitation

light)과 더불어 유도방출광 (STED pulse)을 도넛모양으로

성형하여 포커스하여 시료에 입사한다. 포커스된 빛의 모양을 PSF

(point spread function)라 할 때, 유도방출광의 PSF에서 세기가

강한 부위에는 형광이 꺼지기 때문에, STED beam PSF의

한가운데에서만 형광이 방출된 것으로 볼 수 있으므로 실질적인

해상도 (effective PSF)가 높아진다.


2-2. RESOLFT (Reversible Saturable OpticaL

Fluorescence Transitions) Microscopy

유도방출 이외에도 분자들의 형광을 끌 수 있고 포화가 될

수 있는 광전이 현상이 있다면 STED와 유사한 초고해상도

이미징을 할 수 있다. 이러한 방법을 RESOLFT라 통칭한다.4

광스위칭을 통해 화학구조의 변화로 형광을 끌 수 있는

형광물질의 경우, 광스위칭현상을 유도방출 대신 사용할 수

있다. 광스위칭은 유도방출보다 낮은 세기의 광원으로도

형광을 끌 수 있기 때문에, 살아있는 세포나 조직 등의

샘플을 이미징할 수 있는 장점이 있다.

2-3. SIM (Structured Illumination) Microscopy

SIM은 형광입사광을 2차원의 줄무늬로 성형하여 해상도를

높인다. 줄무늬의 빛은 보통 두 광선을 겹쳐 간섭

(interference)를 일으켜 만든다. 이러한 줄무늬 입사광에

의하여 형광 이미지를 얻으면, 샘플의 구조와 입사광의

무늬가 더해져 맥놀이 (beating)를 일으킴으로써 최종

이미지의 공간진동수가 증가된다. 줄무늬 입사광의 위치와

각도를 스캐닝하여 얻은 다수의 이미지를 이용하여 한 개의

초고해상도 이미지를 재구성한다. 이러한 과정을 통하여

이미지의 진동수 공간 (frequency space)를 두 배로 늘이게

되며, 이에 따라 공간 해상도가 두 배 높아지게 된다.10

SIM에서 사용되는 줄무늬의 크기 역시 빛의 회절에

의하여 제한된다. 따라서 형광의 세기가 입사광의 세기에

선형 비례할 때, 그 해상도는 두 배만큼만 증가하여 약 100

nm가 된다. STED와 마찬가지로 형광 시그널이 포화되게

되면 그 해상도를 더 증가시킬 수 있게 된다. 매우 강한

세기의 입사광을 사용하면 형광 방출이 포화되어, SIM

이미지의 해상도를 회절한계 절반 이하로 높일 수가 있다.

Saturated SIM (SSIM)을 이용하면 50 nm의 해상도를 얻을

수 있다.5 또한, RESOLFT와 마찬가지로 광스위칭을

이용하면 형광 시그널이 입사광의 세기에 비선형적으로

비례하여 해상도를 높일 수 있다. Nonlinear SIM (NSIM)

역시 약 50nm의 해상도를 얻을 수 있다.11

그림3. SIM 이미징의 원리. 줄무늬로 성형된 형광 입사광을

사용하면 얻어진 이미지와 간섭을 일으킨다. 줄무늬 입사광의

위치와 각도를 바꾸면서 얻은 다수의 이미지를 재구성하여

초고해상도 이미지를 얻는다.

3. 단일 분자 형광법을 이용한 초고해상도 현미경법.

3-1. STORM (Stochastic Optical Reconstruction

Microscopy), PALM (Photoactivated localization

Microscopy)

모든 생물학적 구조는 이를 이루는 각각의 분자들의 위치로

결정된다. 따라서 형광물질로 표지된 구조는 각 형광분자의

위치로 결정될 수 있다. 형광분자들의 위치를 모두

정확하게 알 수 있다면 높은 해상도의 이미지를 얻을 수

있을 것이다. 단분자의 이미지의 크기는 형광의 주파수와

현미경의 대물렌즈에 의해 결정되므로, 한 현미경에서 얻은

모든 형광분자의 이미지는 모두 같은 모양, 같은 폭을

가지게 된다. 따라서 단일 분자의 이미지에 알려진

회절무늬의 모양을 맞추어 보면 분자의 중심 위치를


정확하게 측정할 수 있다. 위치측정의 부정확도는 한 개의

광자로 측정할 때마다 회절무늬 폭(Δ)만큼 존재한다고 할

때, N개의 광자로 분자의 중심 위치를 N번 측정한 이후의

정확도는 Δ/√N가 된다.12 따라서 많은 수의 광자를

방출하는 입자의 중심 위치는 회절 한계보다 훨씬 작은

값의 정확도로 알아 낼 수 있다. 이러한 원리는 다양한

생물리 실험에 적용되어 밝은 형광 입자의 경우 ~1Å까지

정확도를 얻을 수 있다.13 또한, 상온의 수용액 상에서 단일

형광 분자의 위치를 나노미터의 정확도로 측정할 수 있다.14

대부분의 생물학적 시료에는 수천 수만 개의

형광분자들이 높은 밀도로 모여있기 때문에 단분자 위치

측정법을 바로 사용할 수 없다. 수백 수천개의 분자가 수

나노미터의 거리로 밀집되어 있다면, 다수의 수백 나노미터

크기의 이미지들이 겹치기 때문에 정확한 위치측정이

불가능해진다. 그러나, 만일 이 수많은 분자들의 형광을

대부분 끈 후, 이미지들이 겹치지 않을 정도의 갯수의

분자들만 그 형광을 켤 수 있다면, 이들의 위치를 정확하게

알 수 있을 것이다. 위치를 측정한 분자들을 끈 다음

새로운 분자들을 비슷한 양만큼 켜서 위치를 측정하면

새로운 위치값들을 얻을 수 있다. 분자를 끄고 켜면서

정확하게 그 위치를 측정하는 과정을 계속 반복하여 모든

분자들의 위치를 알아내면 구조 전체를 높은 정확도로

재현할 수 있다(그림4A).

이처럼 많은 수의 형광분자들을 공간이 아니라

시간으로 분리한 후 그 위치를 정확하게 측정하여 구조를

재현하는 방법은 동시에 3개의 연구실에서 소개되어

STORM6, PALM8 또는 FPALM7이라 명명되었다. 이들은

빛에 의하여 끄고 켤 수 있는 유기 염료나 형광 단백질을

사용하여 초고해상도 형광 현미경법을 구현하였다. 이러한

광스위칭이 가능한 형광물질들은 형광을 일으키는 빛의

세기가 강하면 이에 의하여 꺼지며, 이 빛과 다른 파장의

빛에 의하여 꺼진 상태로부터 형광상태로 활성화 된다.

형광이 꺼지는 확률은 형광을 일으키는 들뜸 (excitation)

빛의 세기에 비례하고, 형광이 활성화되는 확률은

활성화(activation) 빛의 세기에 비례하며, 스위칭의 모든

과정은 확률에 비례하여 임의로 일어난다. 임의적 확률적

과정에 의하여 시간상으로 분리된 분자들의 위치를

종합하여 구조를 재현하기 때문에 이 글에서는 이러한

방법들을 통틀어 STORM (Stochastic Reconstruction

Microscopy)이라고 부르겠다.

그림4. 단분자 측정을 이용한 초고해상도 현미경법. (A) 기본

원리를 나타낸 도식. (B-C) 유기 형광분자인AlexaFlur 647를

이용한 STORM 이미지. (B) 세포 내 microtubule의 이미지. (C)

세포 표면에 존재하는 100-200 nm 반경의 구형 구조를 가

clathrin-coated pit의 이미지. 좌측: 기존 현광이미징법을 이용한

이미지. 우측: 해당STORM이미지.

STORM이미지의 해상도는 광스위칭을 일으키는

형광물질의 밝기에 의하여 결정된다. 형광물질이 켜진 후

꺼질 때까지 탐지한 광자의 숫자가 위치 측정의 정확도를

결정하기 때문이다. 여러 광스위칭을 일으키는 형광물질 중


Cy5나 Alexa647과 같은 밝은 유기 염료는 수천개의 광자를

방출하며, 형광단백질들은 대개 수백개의 광자를 방출한다.

이러한 광자수는 이론적으로 회절 한계보다 해상도를 수십

수백 배 향상시킬 수 있으며, 실험적으로는 Alexa647를

통해 ~20 nm의 해상도가 실되었다 (그림4B).6

4. 다양한 초고해상도 현미경법의 비교 및 응용

여러 초고해상도 현미경법들은 서로 다른 장단점을 가지고

있다. 따라서, 이미지를 얻고자 하는 시료의 성격과 연구의

목표에 따라 여러 초고해상도 현미경법 중 더욱 적절한

현미경법의 선택이 필요하다.

STED는 기본적으로 공초점현미경 (confocal

microscope) 에 도넛형 유도광출광이 더해진 형태로써,

공초점현미경이 응용될 수 있는 다양한 시료에 적용될 수

있다. 따라서, 세포 뿐 아니라 조직과 더불어 살아있는

동물의 이미징에도 응용될 수 있다 (그림5).15 순수하게

광학적인 원리로 초고해상도 이미지를 얻을 수 있기

때문에, 별도의 데이터 분석 없이 바로 초고해상도

이미지를 얻을 수 있다. 뿐만아니라, 데이터 분석에 의하여

이미지에 인공적인 결함이 포함되는 일 거의 없다. 그러나,

일반적인 형광물질로 40-50 nm의 해상도를 얻을 수 있어,

STORM으로 얻을 수 있는 해상도보다 약 2배 정도 낮다.

또한, 효과적인 유도방출을 위하여 STORM보다 약 천배

정도 강한 빛을 사용하므로, 빛에 의한 생체 독성을 일으킬

확률이 가장 높다.

이에 반해, SIM은 일반적인 형광 이미징에 사용되는

광량만 가지고도 고해상도를 구현한다. 이 때문에,

살아있는 세포에 빛에 의한 독성의 염려없이 고해상도

이미지를 장기간 얻을 수 있다(그림6).16 또한, SIM 역시

광학적 방식이고 낮은 세기의 광원을 사용하여 어떠한

형광물질도 사용할 수 있으므로, 기존에 만들어진

형광단백질로 표지된 세포, 동물 등 다양한 생체 시료에

적용될 수 있다. 그러나, 얻을 수 있는 해상도가 약 100

nm이므로 여타 초고해상도 현미경법 중 가장 낮은

해상도를 제공한다.

STORM은 최상의 해상도를 구현한다. 상용화된 현미경

장비와 수천개의 광자를 방출하는 광스위칭

유기형광물질을 이용하면 20 nm 해상도를 구현할 수 있다.

뿐만 아니라, 두 개의 대물렌즈를 이용하여 광자 수집

수율을 두 배로 늘리면 10 nm의 해상도를 얻을 수 있다.17

이러한 높은 해상도를 이용하여 기존에 전자현미경만으로

볼 수 있던 6nm의 두께의 actin 섬유망 구조를

광학현미경으로 볼 수 있게 되었다 (그림7).17, 18 그러나,

반드시 광스위칭이 가능한 형광물질 또는 형광단백질을

사용해야 하기 때문에 복잡한 표지과정을 거쳐야 한다.

또한, 방대한 데이터 분석이 필요하기 때문에, 분석

과정에서 야기되는 인공적 결함이 야기될 가능성이 있다.

또, 단분자를 검출해야 하기 때문에 대물렌즈에 가깝게

위치한 시료들의 이미지에 특성화되어 있고, 조직이나

동물의 이미징이 어렵다.


그림5. 살아있는 동물에서의 STED 이미징.15 (A) In vivo 공초점 현미경 모식도 (B) EYFP로 표지된 신경세포의 STED 이미지. (C) 시간이

경과됨에 따라 모양이 변하는 신경돌기. (D) 67nm의 두께를 지니는 신경세포 돌기. 축적: 1마이크론.

그림6. 살아있는 세포에서의 SIM 이미징. (A) Bessel beam과 selective plain illumination microscopy (SPIM)을 접속하여 초고속 3차원

SIM 이미징 구현.16 (B) mEmerald 형광단백질로 표지된 COS-7 세포의 이미지. 좌측: 세포 표면. 중앙: 세포 내부를 포함한 투영도. 우측:

여러 절편.


그림 7. Actin의 STORM 이미징. (A) Dual-objective STORM을 이용하여 얻은 COS-7 세포의 cortical actin meshwork의 3차원 이미지.17

아래: 위 패널의 점선 박스의 줌인. (B-F) 신경세포의 축색돌기에서의 세포 골격 이미지.18 Actin과 spectrin C-말단 (B), actin과 adducin

(C), spectrin C-말단과 adducin (D), voltage-sensitive sodium channel과 spectrin N-말단 (E)의 2색 STORM 이미지. (F) 여러 2색 STORM

이미지 (B-E)로부터 얻은 신경세포 축색돌기의 세포골격의 구조.18


5. 향후전망

최근 2-3년간 Zeiss, Nikon, Leica 등의 주요 광학현미경

회사뿐 아니라 여러 벤처기업에서도 여러 가지 초고해상도

광학현미경을 상용화하여 판매하고 있다. 현재 판매

초기임에도 불구하고 국내외의 여러 연구기관 및 대학에

설치되고 있다. 이들 상용화된 기기를 통해 다양한 세포

생물학, 신경 생물학, 미생물학의 연구가 진행될 것으로

예상된다. 진핵생물세포는 그 크기가 10마이크론 정도로

그 전체구조는 기존의 현미경법으로 관찰이 가능하지만,

다양한 세포내 소기관의 크기는 회절한계와 비슷하거나

작다. 예를 들어 미토콘드리아의 두께는 회절한계와

비슷하며, 세포의 골격을 다양한 구조들은 수 내지 수십

나노미터로 초고해상도를 요한다. 따라서 세포내 구조 및

그 변화를 살아있는 세포 내에서 보는 다양한 세포 생물학

연구에 적합하다. 또한, 신경세포는 신체 내의 다양한

신호를 전달하고 처리하기 위하여 다수의 신경세포 사이를

연결시키는 시냅스를 발달시킨다. 이 신경시냅스의 크기는

광학 회절한계와 비슷하거나 더 작기 때문에, 이를

연구하기 위해서는 초고해상도가 필요하다. 미생물의 경우

대부분 그 폭이 1마이크론 이하로써 미생물 내의 구조를

보기 위하여서 전자현미경이 이용되어 왔다. 이제

초고해상도 광학현미경을 이용하면 미생물을 살아있는

상태에서 그 내부의 구조 및 구성 원리를 이해할 수 있게

되었다.

생물학 연구 이외에도 초고해상도 광학현미경법은

새로운 분석법의 개발을 예고하고 있다. 기존의

형광현미경법은 해상도의 한계로 인해 각각의 타겟은

수백나노미터 이상 떨어져 분포되어야만 구분이 가능했다.

그런데, 초고해상도 현미경은 기존의 10배 이상 가까운

거리에 위치한 분석타겟들을 구분할 수 있으므로,

고속대량스크리닝 (high throughput screening)의

처리량을 100배 이상 향상시킬 수 있다. 이를 DNA 시퀀싱

등 기존의 형광 분석법에 적용하면 분석 속도와 가격을

현저히 향상시킬 수 있을 것이다. 뿐만 아니라, 넓은 형광

방출스펙트럼으로 인해 형광을 이용하면 보통 4가지의

타겟정도만 구분되어 형광분석의 타겟수가 제한되어 왔다.

그런데, 여러 다른 형광물질을 조합한 바코드를 만들어

초고해상도 현미경으로 바코드를 해독함으로써 분석

타겟의 개수를 수 개에서 수십개로 늘릴 수 있다. 따라서

초고해상도 현미경법의 장점이 기존의 형광분석법과

결합되면 고속대량스크리닝과 이미징이 결합된 새로운

분석법이 출현할 것으로 기대된다.

E-mail : [email protected]

6. 참고 문헌

1. Hell, S.W. Far-field optical nanoscopy. Science 316,

1153-1158 (2007).

2. Huang, B., Babcock, H. & Zhuang, X.W. Breaking the

Diffraction Barrier: Super-Resolution Imaging of Cells.

Cell 143, 1047-1058 (2010).

3. Klar, T.A. & Hell, S.W. Subdiffraction resolution in

far-field fluorescence microscopy. Optics letters 24, 954-

956 (1999).

4. Hofmann, M., Eggeling, C., Jakobs, S. & Hell, S.W.

Breaking the diffraction barrier in fluorescence

microscopy at low light intensities by using reversibly

photoswitchable proteins. P Natl Acad Sci USA 102,

17565-17569 (2005).


5. Gustafsson, M.G.L. Nonlinear structured-illumination

microscopy: Wide-field fluorescence imaging with

theoretically unlimited resolution. P Natl Acad Sci USA

102, 13081-13086 (2005).

6. Rust, M.J., Bates, M. & Zhuang, X.W. Sub-diffraction-

limit imaging by stochastic optical reconstruction

microscopy (STORM). Nat. Methods 3, 793-795 (2006).

7. Hess, S.T., Girirajan, T.P.K. & Mason, M.D. Ultra-high

resolution imaging by fluorescence photoactivation

localization microscopy. Biophys. J. 91, 4258-4272 (2006).

8. Betzig, E. et al. Imaging intracellular fluorescent

proteins at nanometer resolution. Science 313, 1642-

1645 (2006).

9. Rittweger, E., Han, K.Y., Irvine, S.E., Eggeling, C. &

Hell, S.W. STED microscopy reveals crystal colour centres

with nanometric resolution. Nature Photonics 3, 144-147

(2009).

10. Gustafsson, M.G.L. Surpassing the lateral resolution

limit by a factor of two using structured illumination

microscopy. J Microsc-Oxford 198, 82-87 (2000).

11. Rego, E.H. et al. Nonlinear structured-illumination

microscopy with a photoswitchable protein reveals

cellular structures at 50-nm resolution. P Natl Acad Sci

USA 109, E135-E143 (2012).

12. Thompson, R.E., Larson, D.R. & Webb, W.W. Precise

nanometer localization analysis for individual fluorescent

probes. Biophys. J. 82, 2775-2783 (2002).

13. Yildiz, A. & Selvin, P.R. Fluorescence imaging with

one manometer accuracy: Application to molecular

motors. Accounts Chem Res 38, 574-582 (2005).

14. Pertsinidis, A., Zhang, Y.X. & Chu, S. Subnanometre

single-molecule localization, registration and distance

measurements. Nature 466, 647-651 (2010).

15. Berning, S., Willig, K.I., Steffens, H., Dibaj, P. & Hell,

S.W. Nanoscopy in a living mouse brain. Science 335,

551 (2012).

16. Gao, L. et al. Noninvasive imaging beyond the

diffraction limit of 3D dynamics in thickly fluorescent

specimens. Cell 151, 1370-1385 (2012).

17. Xu, K., Babcock, H.P. & Zhuang, X. Dual-objective

STORM reveals three-dimensional filament organization

in the actin cytoskeleton. Nat Methods 9, 185-188 (2012).

18. Xu, K., Zhong, G. & Zhuang, X. Actin, spectrin, and

associated proteins form a periodic cytoskeletal structure

in axons. Science 339, 452-456 (2013).


1. 서론

단분자 생물물리는 물리 이론과 방법을 활용해서

생명현상을 생체분자 수준에서 연구하는 분야로 최근들어

각각의 생체분자들의 물리적 특성을 정교하게 측정하는

실험장치들이 개발되면서 다양한 생명현상에 대한

혁신적인 연구들이 왕성하게 발표되고 있다.

특히 생체 단분자에 역학적 조작을 가하면서 물리적

특성을 연구할 수 있는 단분자 역학분석 (single molecule

force spectroscopy) 기법을 이용하여 기존 생물학

연구에서 다룰 수 없었던 새로운 연구영역에서 다양한

연구들이 수행되고 있다. 단분자의 역학적 조작과 분석을

위해 자기집게, 광학집게, 원자력 현미경 등이 활용되고

있다1,2.

자기집게는 자기장 내에서 작은 자성입자가 받는 힘을

이용하여 단분자를 조작하는 기술이다. 1950 년

영국의 Crick 과 Hughes 는 자성입자를 이용하여 세포내

cytoplasm 의 물리적 특성에 대한 연구를 발표하였다 3. 이

연구는 자기집게 기술을 이용한 최초의 생물물리 연구로

알려져 있다. 이후 1990 년대에 들어와 Bustamante 그룹

(USA)과 Croquette 그룹 (France)은 각각 자성입자를

이용하여 하나의 DNA 분자의 물리적 특성에 대한 연구를

발표하였 4,5. 이 연구들은 자기집게를 이용한 단분자 조작

기술의 초석이 되고, 현재까지 단분자 자기집게 기술의

표준적인 방법으로 알려져 있다 6.

본 총설에서는 표준 단분자 자기집게의 원리와 방법에

대해 설명하고, 단분자 생물물리 연구에 활용한 사례들과

최근 자기집게의 기술적 향상을 소개하고자 한다.

2. 단분자 자기집게

그림 1에 1990년 대부터 표준으로 이용되는 단분자

자기집게의 개략도를 나타내었다. 단분자 자기집게는 크게

자성입자에 작용하는 힘을 조절하기 위한 자기장 제어

장치와 자성입자를 관찰하기 위한 현미경으로 구성된다6,7.

2-1. 자기장 제어를 통한 힘제어

자기장 제어장치로 영구자석과 전자석을 이용할 수 있다.

그림1과 같이 flowcell 위에 두개의 영구자석은 서로

반대방향으로 나란히 놓으면, flowcell 내에 수평방향의

자기장이 형성되고, 세기는 자석에서 멀어질 수록

감소한다. 이때 flowcell 내의 자성입자들에 자기모멘트m

이 유도되어 다음과 같은 힘을 받는다8,9.

[총설]

단분자 자기집게

KAIST 물리학과

김 기 범


�� =𝑉𝜒

𝜇0�� , 𝑈 = −

1

2�� ∙ ��

𝐹 = −∇𝑈 =1

2∇(�� ∙ �� ) ≈ 𝐹⊥

정상 상태에서 자성입자의 자기모멘트의 방향이

자기장의 방향과 나란해지면서 flowcell 에 수직한 방향의

힘이 지배적이 된다.

그림 1. 표준 단분자 자기집게의 개략도

자성입자가 DNA 같은 단분자에 의해 flowcell 바닥에

고정되었을 때 자성입자를 통해 단분자에 힘이 전달된다.

이 때 영구자석쌍을 flowcell 에서 가까이 하면 단분자에

걸리는 힘이 크지고, 멀리하면 힘의 작아진다.

이렇게 자석쌍의 위치를 제어해서 단분자에 가해지는

힘을 조절할 수 있다. Kruithof와 Noort (Netherlands)는

sub-piconewton 이하의 힘 영역에서 자기집게를 이용할

수 있음을 보였다10. 또한 자석쌍의 돌리면서 자기장의

방향을 바꾸면 자석입자가 자기장의 방향을 따라 돌면서

단분자에 가해지는 회전력을 조절할 수 있다5.

2-2. 단분자 물성 측정

자석쌍을 이용해서 자성입자를 통해 단분자에 힘이 가해질

때, 단분자의 물리적 변화는 일반적인 도립현미경

(Inverted bright-field microscope) 상에서 자성입자의

3차원 실시간위치 추적을 통해 관찰한다. 자석쌍 사이의

좁은 틈을 지나 자성입자에 조사되는 광원은 현미경의

이미지면에 동심원을 가지는 회절무늬를 형성한다.

그림2는 현미경의 대물렌즈 초점위치를 조정하면서 1µm

자성입자가 형성하는 회절무늬의 변화를 나타낸다.

그림 2. 1 µm 크기의 자성입자가 형성하는 회절무늬와

초점변화에 따른 회절무늬의 변화 [from Ref. 2]

이 회절무늬를 이용해 자성입자의 3 차원 위치를

실시간 추적하여 이 측정정보들로부터 단분자의 특성을

분석한다 11-14.

입자의 수평방향 위치는 회절무늬의 중심위치 (x, y)을

계산하여 결정하고, 수직방향 위치(z)는 회절무늬의

동심원들의 위상변화를 분석하여 결정한다. 또한 Flowcell

표면에 고정된 자성을 띄지 않는 입자의 위치 (xr,yr,zr)를

자성입자의 위치와 동시에 측정하여 자성입자의 위치를

보정하는 측정방법으로 실제 단분자의 물리적 변화에 의한

신호를 제외한 외적인 신호들을 제거할 수 있다 11.


실시간으로 저장된 자성입자의 보정된 3 차원

위치정보 (t, X, Y, Z)로 부터 단분자에 가해지는 힘의

크기와 이 때 물리적인 길이의 변화를 분석한다. 힘에 따른

단분자의 물리적인 길이변화는 자석을 제거한 경우에 대한

자성입자의 상대적인 수직위치로 결정하고, 이 때

단분자에 가해지는 힘은 입자의 수평방향 움직임과 변화한

길이로부터 결정한다 (그림 3 참조)13.

𝐿(𝑑) = ⟨𝑍(𝑑) − 𝑍(∞)⟩

𝐹(𝑑) =𝑘𝐵𝑇𝐿(𝑑)

⟨𝑋(𝑑)2⟩

자석의 위치를 조절하면서 자성입자의 운동을

나노미터 정확도로 측정하여 단분자에 가해지는 0.1 ~ 100

pN 영역의 힘 (Force)과 단분자의 길이변화 (Extension)를

동시에 분석할 수 있다. 자세한 분석방법에 대한

기술정보는 참고문헌(6-14)에 자세히 기술되어 있다.

그림 3. 힘에 의한 단분자의 길이변화는 자기장이 없을 때 (A)와

있을 때 (B)의 길이의 차이로 결정한다. (C) 가해지는 힘에 따른

단분자 길이의 실시간 Trace들. [from Ref.12]

3. 활 용 사 례

3-1. DNA 물성연구

단분자 자기집게를 이용한 대표적인 연구는 DNA의

물성연구이다. 여기서 하나의 DNA 양끝을 각각

자석입자와 flowcell 바닥에 고정하고, 자석쌍을 flowcell에

가까이하면서 자성입자의 3차원 위치를 측정하여 DNA에

가해지는 힘의 변화에 따른 DNA의 물리적인 길이변화를

분석한다. 그림4A는 이중나선구조를 가지는 B form DNA

(B-DNA)의 전형적인 Force-Extension 관계를 보여준다. 이

결과는 DNA가 Worm-Like Chain (WLC) 모형을 잘 따름을

보여주고, WLC 모형으로부터B-DNA 의 탄성을 특성화

하는 persistence 길이를 결정할 수 있다15.

그림 4. (A) 자성입자를 당길 때 DNA의 길이변화. (B) 자성입자를

회전할 때 DNA의 길이변화. [from Ref. 15 and 16]

자석쌍의 위치를 고정하여 DNA 에 힘을 가한

상태에서 자석을 회전하면 자성입자가 회전하면서

DNA 분자에 회전력 (torque)이 가해져 DNA 의 구조에

변화가 일어날 수 있다 5. 물리적 길이의 변화로부터

DNA 의 구조변화를 관찰할 수 있다. 그림 4B 는 자성입자

회전에 의해 DNA 분자에 supercoil 구조가 형성되면서

길이가 짧아지는 결과를 보여준다 16.


그림 5. 자기입자의 회전수에 따른 DNA의 길이변화와 DNA의

상태. 아래 그림은 B-DNA가 P-DNA로 전이하는 상태의

시뮬레이션 결과이다. [from Ref.18]

Bustamante 그룹과 Croquette 그룹의 연구 이후,

단분자 자기집게를 이용한 DNA 물성에 대한 다양한

연구들이 발표되었다. 특히 B-DNA 의 이중나선구조가

당기는 힘과 회전에 의해 물리적 상태가 어떻게

변하는지에 대한 연구가 활발히 진행되었다.

Croquette 그룹은 B-DNA 가 유지되는 정도의 힘을 가한

후, 회전력을 가했을때 회전력의 작용방향 (자석쌍의

회전방향) 에 따라 B-DNA 의 이중 나선구조가 P-DNA 같은

다른 상태로 전이함을 보였다 17,18.

이후 Mantegazza 그룹(Italy)은 단분자 자기집게를

이용하여 네가티브 supercoiling 영역에서 힘과 회전력에

따른 DNA Denaturation 전이를 정세하게 연구하였다 19.

그림 5 에 회전력에 따른 DNA 의 길이 변화와 대표적인

DNA 의 상태를 나타내었다. Croquette 그룹은 자석의

회전에 따른 DNA 의 길이변화를 분석하여 DNA 에

가해지는 회전력을 계산하는 방법을 개발하였다 20.

Saleh그룹(USA)은 sub-pN 영역에서 single strand

DNA (S-DNA)의 물성에 대한 연구들을 발표하였고21,22,

DNA 구조의 안정성에 용액의 salt 농도나 pH들이 미치는

영향에 대한 연구들을 발표하였다23-25. 홍석철

그룹(고려대학교), Mantegazza그룹 (Italy), Wang그룹

(China)은 Cisplatin, Netropsin, Trasplatin 같은 DNA에

결합하는 약물들이 DNA분자의 구조와 물성에 미치는

영향에 대한 연구들을 발표하였다 26-30.

3-2. DNA-Protein 상호작용

2000년이후로 단분자 자기집게는DNA polymerase31, RNA

polymerase32, Helicase33-37, Topoisomerase38,39 같은

DNA복제 과정에서 중요한 역할을 하는 생체 단백질들과

DNA 사이의 상호작용 연구에 성공적으로 활용되고 있다

(그림6 참조). 또한 Chromosome 형성에 중요한 역할을

하는 Histon에 의한 Nucleosome 형성에 대한 연구40,41와,

DNA migration 기능을 가지는 생체 구동단백질들의

연구42-44에도 유용하게 활용되고 있다.


그림 6. DNA에 결합하여 작동하는 생체단백질에 대한 연구방법.

자성입자의 위치변화로 단백질의 작동을 관찰.

3-3. 단분자 구조연구

2013년 윤태영 그룹 (KAIST)은 단분자 자기집게를

이용하여 세포막 사이의 신경물질 전달 중요한 역할을

하는 단백질들의 복합체인 SNARE에 DNA분자를 연결하여

DNA분자를 통해 SNARE 에 힘을 가하는 방법으로 SNARE

복합체의 구조와 기능에 대한 연구를 발표하였다 (그림 7

참조). 이 연구에서 단분자 자기집게로 두 세포막 사이의

척력에 의해 SNARE에 작용하는 힘을 정교하게 모사하여,

SNARE의 구조변화와 형성과정을 정교하게 보여준다45.

그림7. 단분자 구조연구의 예. (A) DNA의 이차구조(hairpin)의

구조에 대한 연구. (B) 단백질의 구조에 대한 연구.

3-4. 기술적 향상

단분자에 힘을 가하는 연구에서 자기집게는 레이저를

집광하여 콜로이드입자에 힘을 가하는 광학집게 기술과

비교된다. 자기집게는 광학집게에 비해 상대적으로 많은

제한사항들을 가졌다. 최근 많은 연구자들에 의해

제한사항들 극복하고 자기집게의 장점을 극대화 하는

기술적 향상이 있었다.

3-5. 분해능 향상

자기집게의 이론적 분해능은 광학집게 기술과 마찬가지로

용액내에서 콜로이드 입자의 열적 요동에 의해 결정된다46.

자기집게의 경우 단분자의 길이변화는 자성입자의

높이변화에 해당하므로 열적요동하에서 측정하고자하는

가장작은 단분자길이변화를 자성입자의 높이변화 thermalz

이라 할때, 신호대잡음비 (signal to noise) SNR은 다음과

같이 정의할 수 있다.

SNR =𝛿𝑧thermal

std(𝑧)

여기서 ( )std z 입자높이의 요동에 표준편차이다. 따라서

측정의 SNR 은 ( )std z 에 의해 결정된다. 입자가 sk 의

탄성상수를 가지는 단분자에 의해 고정되어 있을 때

열적요동의 잡음은 다음과 같은 power spectrum

density 를 따르고 47,

𝑆𝑧(𝑓) =𝑘𝐵𝑇

𝛾𝜋2(𝑓𝑐2 − 𝑓2)

이 경우 열적요동의 표준편차는 다음과 같다.


𝑠𝑡𝑑(𝑧) = [∫ 𝑆𝑧(𝑓)𝑑𝑓𝑊

0

]

12

여기서 2c sf k 는 단분자의 역학적 반응 주파수로

정의되고, W 는 측정 대역폭으로 카메라의 이미징주파수

또는 측정 후 데이타 smoothing 을 위한 필터의 대역폭에

해당한다. SNR > 1 일 경우 열적잡음으로 부터 신호를

구분할 수 있다고 가정할 때, 이론상 최대 분해능은 아래와

같이 주어진다.

𝛿𝑧thermal = [2𝑘𝐵𝑇

𝜋𝑘𝑆arctan (

𝑊

𝑓𝐶)]

12

그림 8 은 길이 1um DNA 와 1um 크기의 입자가

사용하였을 때, SNR = 1 이 되는thermalz 를 나타내었다.

이론상으로 W=100Hz 에서 DNA 에 가하지는 힘이 4

pN 이상일 때 sub-nanometer 분해능이 가능해진다.

여기서sk 는 B-DNA 를기술하는 WLC 모형의 수치결과가

사용되었다 15.

Klaue 와 Seidel (Germany)는 표준 단분자 자기

게에서 단분자와 자성입자가 이상적으로 결합된 10pN

이상의 힘이 가해졌을 경우 sub-nanometer 분해능이

가능함을 실험적으로 보였다 12. 또한 Kim 과 Saleh 는

반사간섭을 이용한 자성입자의 이미징 법을 도입하여 sub-

nanometer 이상의 정밀도를 가지는 단분자 자기집게를

개발하였다 48.

단분자 자기집게는 CCD 카메라를 이용한 이미지

분석방법을 이용하므로 시간 분해능이 10 milli-second

정도로 제한된다. Saleh 그룹은 고속카메라를 이용한

고속이미징 기법을 도입하여 sub-milli-second 이상으로

시간 분해능을 향상시켰다 49,50.

그림 8. 1um DNA와 1um 크기의 자성입자의 힘에 대한

최대분해능 (SNR=1). [from Ref. 46]

3-6. 회전력 측정

표준 단분자 자기집게에서 영구자석의 디자인을 수정하여

자기장의 방향을 이미지면에 수직하게 형성하였을 때

자성입자에 연결된 단분자에 힘은 가해지면서 자성입자는

자유롭게 회전하는 자기집게를 구성할 수 있다 (그림 9

참조). 이 같은 자유회전 자기집게의 경우 자성입자의

회전을 측정하여 자성입자에 연결된 단분자의 회전에 대한

강성 (rotational stiffness) 뿐만 아니라 생체단백질들과의

상호작용에 의해 DNA에 발생하는 회전력을 직접적으로

측정할 수 있다. Harada 그룹 (Japan), Sun그룹 (USA), N.


Dekker그룹 (Netherlands)은 비대칭 자성입자들을

사용하여 회전을 측정하는 방법들이 개발하였고44,51,52, N.

Dekker그룹은 대칭 자성입자의 수평위치의 괘적을

분석하여 회전을 측정하는 방법을 개발하였다53.

그림 9. 자유회전 자기집게의 원리와 회전 측정방법들.

3-7. 병렬 측정

자기집게의 경우 현미경의 이미지영역 전체에 비교적

균일한 자기장이 형성할 수 있으므로 광학집게 기술에

비해 많은 분자들을 동시에 다룰 수 있는 큰 장점을 가진다.

Saleh그룹은 30여개의 자기입자를 동시에 측정하여

각각의 자성입자에 연결된 단분자들을 분석하는 방법을

보였다11. C. Dekker그룹 (Netherland)은 나노공정을

이용하여 400여개의 자기입자를 동시에 측정하는 기술을

개발 하였다54.

3-8. 하이브리드 기술

단분자 자기집게와 형광현미경을 결합하여 자성입자 외에

별도의 형광입자를 단분자 직접 연결하여 단분자의 물리적

변화를 관찰하는 기술이 이용되고 있다55. 또한 Bryant

그룹 (USA) 은 암시야현미경 (dark-field microscope)과

결합하여 금속 나노입자로 단분자의 물리적 변화를

관찰하는 기술을 개발하였다56.

그림 10. 단분자 자기잡게와 단분자 형광현미경의 결합

단분자 자기집게와 단분자 형광측정 기술을 결합하여

단분자에 가해지는 힘을 조절하면서 단분자에 연결된

형광분자들 사이의 거리 변화에 따른 형광공명전이

(FRET)를 함께 측정하는 기술이 이용되고 있다. 두 기술을

결합하여 홍석철 그룹은 단분자 자기집게로 네가티드

supercoiling 조건에서 B-DNA 와 Z-DNA 사이의

구조전이를 연구하였다 57. Stone 그룹 (USA)은 DNA G-

quadruplex 의 구조를 연구하였고 58, Lipman 그룹 (USA)은

DNA 위에서 Helicase 의 운동을 연구하였다 59.

C. Dekker 그룹은 자기집게와 형광현미경을 결합하여

supercoiled DNA에 여러개의 plectoneme들의 형성될 수

있고, 이들이 DNA위를 diffusion 하다가 빠르게 hopping

하기도 함을 보였다60. 또한 C. Dekker 그룹은 단분자

자기집게와 광학집게를 동시에 사용하는 방법을

발표하였다61. 그들은 자기집게에 연결되어 있는 DNA에

광학집게로 또 다른 DNA을 엮어서 두 DNA 사이의

마찰력을 측정할 수 있는 기술을 개발하였다.


Croquette 그룹은 자기집게를 기반으로 형광

nucleotides 사용하지 않고 DNA염기서열을 식별하고

시퀀싱하는 Single-molecule Magnetic sequencing기술을

선보이기도 하였다62.

4. 맺음말

새로운 실험기술과 방법의 개발은 새로운 발견으로 이어져

과학발전에 중요한 역할을 한다. 단분자 자기집게는

자기장과 자성입자 사이의 간단한 물리적 현상을 응용한

기술이지만, 최근 20여년 동안 많은 연구자들의 노력으로

매우 정교한 바이오 측정기술로 발전하여 생물학의 다양한

영역에서 새로운 현상들을 발견하고 이해하는데 큰 기여를

하고 있다. 본 총설을 통해 단분자 자기집게의 원리와

활용사례들을 알려 이 기술이 더욱 다양한 연구분야에

활용되어 생물물리학 발전에 기여할 수 있기를 바란다.


5. 참고 문헌

1 Greenleaf, W. J. et al. High-resolution, single-

molecule measurements of biomolecular motion. Annual

Review of Biophysics and Biomolecular Structure 36,

171-190, (2007).

2 Neuman, K. C. et al. Single-molecule

micromanipulation techniques. Annual Review of

Materials Research 37, 33-67, (2007).

3 Crick, F. H. C. & Hughes, A. F. W. The physical

properties of cytoplasm: A study by means of the

magnetic particle method Part I. Experimental.

Experimental Cell Research 1, 37-80, (1950)

4 Smith, S. et al. Direct mechanical measurements of

the elasticity of single DNA molecules by using magnetic

beads. Science 258, 1122-1126, (1992).

5 Strick, T. R. et al. The Elasticity of a Single Supercoiled

DNA Molecule. Science 271, 1835-1837, (1996).

6 Gosse, C. & Croquette, V. Magnetic Tweezers:

Micromanipulation and Force Measurement at the

Molecular Level. Biophys. J. 82, 3314-3329, (2002).

7 Revyakin, A. et al. Single-molecule DNA

nanomanipulation: Detection of promoter-unwinding

events by RNA polymerase. Methods in Enzymology 370,

577-598, (2003).

8 Lipfert, J. et al. Quantitative Modeling and

Optimization of Magnetic Tweezers. Biophys. J. 96, 5040-

5049, (2009).

9 Lin, J. & Valentine, M. T. High-force NdFeB-based

magnetic tweezers device optimized for microrheology

experiments. Rev. Sci. Instrum. 83, 5, (2012).

10 Kruithof, M. et al. Subpiconewton dynamic force

spectroscopy using magnetic tweezers. Biophys. J. 94,

2343-2348, (2008).

11 Ribeck, N. & Saleh, O. A. Multiplexed single-

molecule measurements with magnetic tweezers. Rev.

Sci. Instrum. 79, 094301-094306, (2008).

12 Klaue, D. & Seidel, R. Torsional Stiffness of Single

Superparamagnetic Microspheres in an External

Magnetic Field. Phys. Rev. Lett. 102, 028302, (2009).

13 Lansdorp, B. M. & Saleh, O. A. Power spectrum and

Allan variance methods for calibrating single-molecule

video-tracking instruments. Rev. Sci. Instrum. 83, 10,

(2012).


14 van Loenhout, M. T. J. et al. Non-Bias-Limited

Tracking of Spherical Particles, Enabling Nanometer

Resolution at Low Magnification. Biophys. J. 102, 2362-

2371, (2012).

15 Bouchiat, C. et al. Estimating the persistence length

of a worm-like chain molecule from force-extension

measurements. Biophys. J. 76, 409-413, (1999).

16 Strick, T. R. et al. Stretching of macromolecules and

proteins. Rep. Prog. Phys. 66, 1-45, (2003).

17 Lionnet, T. et al. Wringing out DNA. Phys. Rev. Lett.

96, 4, (2006).

18 Wereszczynski, J. & Andricioaei, I. On structural

transitions, thermodynamic equilibrium, and the phase

diagram of DNA and RNA duplexes under torque and

tension. Proceedings of the National Academy of

Sciences 103, 16200-16205, (2006).

19 Salerno, D. et al. Single-Molecule Study of the DNA

Denaturation Phase Transition in the Force-Torsion

Space. Phys. Rev. Lett. 109, 5, (2012).

20 Mosconi, F. et al. Measurement of the Torque on a

Single Stretched and Twisted DNA Using Magnetic

Tweezers. Phys. Rev. Lett. 102, 078301, (2009).

21 Saleh, O. A. et al. Nonlinear Low-Force Elasticity of

Single-Stranded DNA Molecules. Phys. Rev. Lett. 102,

068301, (2009).

22 McIntosh, Dustin B. et al. Sequence-Dependent

Elasticity and Electrostatics of Single-Stranded DNA:

Signatures of Base-Stacking. Biophys. J. 106, 659-666,

(2014).

23 Landy, J. et al. Quantifying Screening Ion Excesses

in Single-Molecule Force-Extension Experiments. Phys.

Rev. Lett. 109, 048301, (2012).

24 Tempestini, A. et al. Magnetic tweezers

measurements of the nanomechanical stability of DNA

against denaturation at various conditions of pH and

ionic strength. Nucleic Acids Res. 41, 2009-2019, (2013).

25 Dittmore, A. et al. Single-Molecule Methods for

Ligand Counting: Linking Ion Uptake to DNA Hairpin

Folding. Journal of the American Chemical Society 136,

5974-5980, (2014).

26 Lee, N.-K. et al. Elasticity of Cisplatin-Bound DNA

Reveals the Degree of Cisplatin Binding. Phys. Rev. Lett.

101, 248101, (2008).

27 Lee, N.-K. et al. Investigation of the elasticity of a

cisplatin-DNA adduct via single-molecule measurements

and bimodal modeling. Phys. Rev. E 79, 041921, (2009).

28 Salerno, D. et al. Magnetic tweezers measurements

of the nanomechanical properties of DNA in the

presence of drugs. Nucleic Acids Res. 38, 7089-7099,

(2010).

29 Li, W. et al. Elastic response and length change of

single DNA molecules induced by a combination of

cisplatin and transplatin. Phys. Rev. E 85, 6, (2012).

30 Park, J.-S. et al. In situ analysis of cisplatin binding

to DNA: the effects of physiological ionic conditions.

Physical Chemistry Chemical Physics 14, 3128-3133,

(2012).

31 Maier, B. et al. Replication by a single DNA

polymerase of a stretched single-stranded DNA. Proc.

Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 12002-12007, (2000).


32 Harada, Y. et al. Direct observation of DNA rotation

during transcription by Escherichia coli RNA polymerase.

Nature 409, 113-115, (2001).

33 Lionnet, T. et al. Real-time observation of

bacteriophage T4 gp41 helicase reveals an unwinding

mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 19790-

19795, (2007).

34 Manosas, M. et al. Active and passive mechanisms

of helicases. Nucleic Acids Res. 38, 5518-5526, (2010).

35 Ribeck, N. et al. DnaB Helicase Activity Is Modulated

by DNA Geometry and Force. Biophys. J. 99, 2170-2179,

(2010).

36 Manosas, M. et al. Direct Observation of Stalled Fork

Restart via Fork Regression in the T4 Replication System.

Science 338, 1217-1220, (2012).

37 Manosas, M. et al. Mechanism of strand

displacement synthesis by DNA replicative polymerases.

Nucleic Acids Res. 40, 6174-6186, (2012).

38 Strick, T. R. et al. Single-molecule analysis of DNA

uncoiling by a type II topoisomerase. Nature 404, 901-

904, (2000).

39 Koster, D. A. et al. Antitumour drugs impede DNA

uncoiling by topoisomerase I. Nature 448, 213-217,

(2007).

40 Kruithof, M. et al. Single-molecule force

spectroscopy reveals a highly compliant helical folding

for the 30-nm chromatin fiber. Nat Struct Mol Biol 16,

534-540, (2009).

41 Kruithof, M. & van Noort, J. Hidden Markov Analysis

of Nucleosome Unwrapping Under Force. Biophys. J. 96,

3708-3715, (2009).

42 Dawid, A. et al. Single-molecule study of RuvAB-

mediated Holliday-junction migration. Proc. Natl. Acad.

Sci. U. S. A. 101, 11611-11616, (2004).

43 Saleh, O. A. et al. Analysis of DNA supercoil

induction by FtsK indicates translocation without groove-

tracking. Nat Struct Mol Biol 12, 436-440, (2005).

44 Han, Y.-W. et al. Direct observation of DNA rotation

during branch migration of Holliday junction DNA by

Escherichia coli RuvA–RuvB protein complex.

Proceedings of the National Academy of Sciences 103,

11544-11548, (2006).

45 Min, D. et al. Mechanical unzipping and rezipping

of a single SNARE complex reveals hysteresis as a force-

generating mechanism. Nat Commun 4, 1705, (2013).

46 De Vlaminck, I. & Dekker, C. Recent Advances in

Magnetic Tweezers. Annual Review of Biophysics 41,

453-472, (2012).

47 Gittes, F. & Schmidt, C. F. Signals and noise in

micromechanical measurements. Methods in Cell Biology,

Vol 55 55, 129-156, (1998).

48 Kim, K. & Saleh, O. A. A high-resolution magnetic

tweezer for single-molecule measurements. Nucleic

Acids Res 37, e136, (2009).

49 Otto, O. et al. High-speed video-based tracking of

optically trapped colloids. J. Opt. 13, 6, (2011).

50 Lansdorp, B. M. et al. A high-speed magnetic

tweezer beyond 10,000 frames per second. Rev. Sci.

Instrum. 84, 5, (2013).

51 Celedon, A. et al. Magnetic Tweezers Measurement

of Single Molecule Torque. Nano Lett. 9, 1720-1725,

(2009).


52 Lipfert, J. et al. Magnetic torque tweezers: measuring

torsional stiffness in DNA and RecA-DNA filaments. Nat.

Methods 7, 977-980, (2010).

53 Lipfert, J. et al. Freely orbiting magnetic tweezers to

directly monitor changes in the twist of nucleic acids.

Nat. Commun. 2, 9, (2011).

54 De Vlaminck, I. et al. Highly Parallel Magnetic

Tweezers by Targeted DNA Tethering. Nano Lett. 11,

5489-5493, (2011).

55 Gore, J. et al. DNA overwinds when stretched.

Nature 442, 836-839, (2006).

56 Lebel, P. et al. Gold rotor bead tracking for high-

speed measurements of DNA twist, torque and extension.

Nat. Methods 11, 456-462, (2014).

57 Lee, M. et al. Minute negative superhelicity is

sufficient to induce the B-Z transition in the presence of

low tension. Proceedings of the National Academy of

Sciences 107, 4985–4990, (2010).

58 Long, X. et al. Mechanical unfolding of human

telomere G-quadruplex DNA probed by integrated

fluorescence and magnetic tweezers spectroscopy.

Nucleic Acids Res. 41, 2746-2755, (2013).

59 Wickersham, C. E. et al. Tracking a Molecular Motor

with a Nanoscale Optical Encoder. Nano Lett. 10, 1022-

1027, (2010).

60 van Loenhout, M. T. J. et al. Dynamics of DNA

Supercoils. Science 338, 94-97, (2012).

61 van Loenhout, M. T. J. et al. Scanning a DNA

Molecule for Bound Proteins Using Hybrid Magnetic and

Optical Tweezers. PLoS One 8, 8, (2013).

62 Ding, F. et al. Single-molecule mechanical

identification and sequencing. Nat Methods 9, 367-372,

(2012).


1. 연구실 개요

암세포가 “조절되지 않는 성장”을 계속하는 질병으로

`세포의 유전자 (DNA)나 암 억제 유전자가 여러 가지 원인

(환경적인 요소, 화학적인 원인, 바이러스 감염)으로

인하여 돌연변이가 생겨서 나타나는 것으로 이해되고

있다. 따라서 유전자의 발현과 조절에 관여하는 많은

효소들과의 상호작용에 대한 이해가 요구되고 있다. 이에

광주과학기술원 단일분자 생물학 및 세포 다이나믹스

연구실 (그림 1)에서는 생명과학의 중요한 조절 원리인

유전자 (DNA/RNA)의 유지보수 (Genomic Maintenance)

과정과 세포신호 전달과정 (Signaling pathways)을

단일분자 프렛 (Single molecule FRET) 및 다양한

형광기술을 이용하여 생명현상의 기본원리를 이해하고자

한다.

본 연구실에서는 생명현상을 이해하기 위하여

효소 하나 하나의 움직임을 형광기법을 이용해 단일분자

수준 (single molecule level)에서 실시간으로 관찰하여 1.

DNA metabolism (DNA replication, DNA recombination,

DNA repair), RNA metabolism (RNA transcription, RNA

splicing, RNA degradation)과 2. Protein signaling

processes (Ubiquitination, GPCR, Protein degradation)을

생물학 (Biology), 생화학 (Biochemistry), 생물물리학

(Biophysics)의 다 학제간 (Interdisciplinary)방법으로

유전자 발현 및 조절과정의 메커니즘을 이해하고자 한다.

이광록 교수는 2006 년 미국 듀크 대학 (Duke University)에서

공학박사를 받았으며, 2006 ~ 2012 년까지 일리노이 대학

(UIUC)과 하워드 휴즈 의학연구센터 (HHMI)에서 박사 후

연구원을 하였다. 2007 ~ 2010 년까지 Jane Coffin Childs

Memorial Fund Fellowship 을 받았으며, 2012 년부터

광주과학기술원 생명과학부 교수로 제직 중이다.

연락처: [email protected]

[새로운 연구실 소개]

단일분자 생물학 및 세포 다이나믹스 연구실

GIST

이 광 록



GIST

이 광 록



GIST

이 광 록

[새로운 생물물리 연구실 소개]


GIST 생명과학부

이 광 록

그림 1. 단일분자 생물학 및 세포 다이나믹스 연구실 구성원

(https://sites.google.com/site/cbidlab/home)

mailto:[email protected]


2. DNA/RNA Metabolism 연구

생명체의 기본 구성요소인 유전자는 생명유지를 위한 모든

정보를 가지고 있다. 이러한 유전자들을 발현시키는데

문제가 생기면 여러 종류의 질병이 유발된다. 많은

분자들이 적절한 시간과 장소에서 발현되어야 하며 이들이

서로 유기적인 상호작용을 하여야 원활한 대사가 이루어

진다. 특히 생명 유지보수의 근본 과정인 DNA replication,

RNA transcription & degradation, Protein

translation 과정들은 유전자 조절의 핵심이며 매우

정교하게 조절되고 있다. 이러한 과정은 DNA-protein,

RNA-protein complexes또는 protein-protein들의

상호작용 네트워크에 의해 조절된다. 따라서 핵산과

단백질의 상호작용에 대한 연구는 유전자 발현과 조절원리

및 그 비밀을 밝히기 위해 매우 중요한 연구이며, 유전자에

의해 발생할 수 있는 질병의 원인을 이해하기 위해

필수적이다. 본 연구실에서는 질병의 근본적인 해결책을

이해하기 위하여 DNA metabolism을 분자 생물학적

수준에서 연구하고자 단일분자 관측기술을 이용하고 있다.

특히 단일분자 프렛은 형광 물질을 관찰하고자 하는

생물분자에 붙여 실시간으로 분자 복합체가 어떻게

형성되는지, 시간의 축에서 어떠한 타임스케일로

다이나믹하게 상호작용하는지 관찰할 수 있어서 최근

10년간 생물 분자 연구의 발전에 선도적인 역할을 한

기술이다 (그림 2).

또한 이 기술은 3~8 나노미터 영역에 있는 생물 분자의

상호작용을 나노미터 수준으로 영상화할 수 있어

DNA/RNA metabolism 과정에 숨겨진 각 단계들과 kinetic

pathways 을 실시간으로 관찰할 수 있다.

특히 정량적 분석을 통해 이러한 생물학적 과정의

조절과 통제 과정에 대한 분자적 기작을 정확히 이해할 수

있다. 이런 장점을 가진 단일분자 프렛 기술은 생명현상의

기본과정인 RNA exosome (Lee G., Nano Letters, 10(12):

5123, 2010)의 기작과 DNA/RNA 사멸과정에 관여하는

exo-nuclease (Lee G., Nature Chemical Biology 7(6):367,

2011) 및 Rrp44 (Lee G., Science 336:1726, 2012)의 연구

이외에도 helicase, polymerase, nuclease 의 연구에

이용되고 있으며, 발표되는 논문도 꾸준히 증가하고 있다

(그림 3). 현재 본 연구실에서는 이 기술을 이용하여 DNA

editing 에 관여하는 효소인 nuclease 를 보다 세밀하게

관찰하고 특히 DNA 수복(repair) 과정과 DNA

replication 과정동안 polymerase, RNA primase, RNase

H 들이 어떻게 상호 작용하여 일치된 (coordinated) 하나의

과정을 이루는지 연구하고 있다.

그림 2. 단일분자 프렛의 효율과 두 분자간(donor와 acceptor)의

거리에 대한 상호관계(출처: Nature Methods 5:507, 2008)


그림 3. 단일분자 프렛을 이용한 연구 논문 발행 동향

(분석출처 : http://www.scopus.com)

3. Protein Signaling Processes 연구

본 연구실에서는 세포 내-외의 신호가 분자 수준에서

어떠한 과정을 통해 처리되고 더 나아가 세포의 반응을

어떻게 유도하는지에 대한 신호 전달을 분자수준에서

연구를 하고자 한다. 세포들은 끊임없이 내부와 주변

변화를 확인하고 그 신호에 대해 반응하여, 세포의 진로 및

세포의 반응속도를 결정한다. 하지만 기존의 연구들은

세포 반응이 어떠한 단백질에 의해 조절되는지 주로

연구하였고, 세포 내에서 상호작용역학 측면에서

다이나믹스-상호작용 연구가 미미한 수준이다. 또한

최근까지 진행된 연구는 단순히 여러 과정을 선형적으로

분석하였기 때문에 복잡한 단계를 정확히 이해하기

어려웠다. 그러나 단일분자 프렛 기법 및 단일분자 추적법,

그리고 다중컬러 라벨링 방법으로 여러 단백질을 동시에

실시간으로 관찰할 수 있어, 보다 정확히 상호작용 지도를

완성할 수 있다. 이 기술의 적용은 순수과학 측면뿐 아니라

의학적으로도 근본적인 질병치료를 위해 매우 중요한

역할을 할 것으로 기대된다. 이러한 기술을 이용해 본

연구실에서는 뇌 인지에 중요한 GPCR (G Protein-Coupled

Receptor) signaling; 단백질 unfolding stress인 ERAD

(Endoplasmic – reticulum - associated protein

degradation); 그리고 Ubiquitination및 RNA

splicing등의 분자기전을 연구하고 있다.

4. 향후 전망

DNA 혹은 RNA와 상호작용하는 효소들은 현재 주된 drug

target으로 알려져 있다. 따라서 단일분자 프렛 기술을

이용하여 각각 효소들의 상호작용에 대한 메커니즘에 대한

연구는 생물학적 기본 원리를 이해하는 것과 더 나아가

질병치료제와 의학발전에 기여할 수 있을 것으로 기대하고

있다.

1994

1996

1998

2000

2002

2004

2006

2008

2010

2012

2014

0

30

60

90

120

150

180

Nu

mb

er

of

pa

pe

rs

YEAR


1. 연구실 소개

우리 연구실은 단분자 생물물리학 (single molecule

biophysics)을 연구하는 그룹으로서 유니스트의

생명의공학 및 물리학 트랙에 공동으로 속해 있다. 본

연구실은 생명체 내에서 일어나는 분자 수준의 현상을

개개의 분자를 관찰함으로써 밝히는 것을 목표로 하고

있다. 개개의 분자를 직접적으로 조작하고 관찰함으로써

집단 (ensemble)에 대한 평균을 측정하는 전통적인

방법으로는 볼 수 없었던 현상들을 알아내고 이로부터 그

분자들의 기능과 메커니즘을 밝혀낼 수 있다. 이러한

측정으로 분자 수준에서의 요동 (fluctuation)을 관찰하고,

이 요동이 생체 분자들의 작동에 방해가 되는 노이즈가

아니라 오히려 적극적으로 이용되는 것을 보이고, 생명

현상에서 일반화 할 수 있는 물리적인 법칙을 찾아내는

것에 주된 관심을 두고 있다.

유니스트 생명의공학/물리학/IBS 첨단연성물질 연구단

단분자 생물물리학 연구실

연구책임자: 김하진 (물리학 박사)

소재지: 울산시 울주군 언양읍 유니스트길 50 제1공학관

601-2호

연락처: [email protected], 052-217-2557

2. 연구 분야

연구실에서는 크게 다음과 같은 몇 개의 주제에 관심이

있다.

(1) 생체 분자들의 상호인식 및 조합

하나의 도전적인 주제로 리보솜 (ribosome)의 조합

(assembly)을 연구한다. 리보솜은 수십개의 단백질이

수천개의 염기서열로 이루어진 RNA에 붙고 서로를 접음

(folding)으로써 만들어진다. 이 단백질들은 일련의 위계

순서에 따라 붙는데 흥미로운 것은 앞서 붙는 단백질과

뒤에 붙는 단백질이 대부분의 경우 서로 직접 닿지는

않는다는 것이다. 즉, 먼저 붙는 단백질이 RNA의 구조나

움직임을 어떤 방식으로 바꿈으로써 멀리 떨어진 곳에

붙을 단백질에 대한 친화력까지 바꿔주게 된다. 수십개의

단백질들에 대해 여러 단계에 걸쳐 이런 구조적 혹은

동역학적 변화가 정교하게 조절되어 리보솜과 같은 복잡한

복합체가 올바르게 조합되도록 이끌어 주는데, 이 과정을

단분자 수준에서 관찰함으로써 이러한 결합이 레고

블럭들이 끼워지듯 단순하지 않고 복잡한 동역학을

동반하고 있으며 이것이 그 조합을 정교하게 조절하는

숨은 원리임을 밝혀내고 있다.

기본적으로 두 형광 표지 분자 사이의 에너지 이동 (FRET:

fluorescence resonance energy transfer)을 측정함으로써

[새로운 생물물리 연구실 소개]

첨단연성물질 연구단 단분자 생물물리학 연구실

UNIST 생명과학부

김 하 진

mailto:[email protected]


이러한 동영학을 실시간으로 측정할 수 있는데, 단분자

측정을 통하면 동기화시키기 어려운 과정에 대해 각

분자의 데이터를 개별적으로 처리함으로써 인위적으로

동기화시키고 이를 통해 통계적인 정보를 정량화할 수

있다 (그림 1).

그림 1. E. coli의 리보솜 단백질 S4 가 리보솜 RNA 중의 일부에

붙어서 그 움직임을 변화시키는 과정을 두 분자가 결합하는

순간(t = 0)에 동기화시켜 관찰한 결과. 초기의 넓은 FRET

분포에서 시작하여 짧은 시간에 낮은 FRET 값으로 수렴되었다가

다시 높은 FRET 값으로 점프하는 것을 볼 수 있음.

기본적인 FRET 측정은 두 개의 표지 사이의 거리를 재는

것인데, 여기에 하나를 더해 다중 색상에 대한 측정을 하면

보다 복잡한 상황에서의 변화들을 연구할 수 있다 (그림

2).

그림 2. S4에 이어서 붙는 단백질 S16이 S4+RNA 복합체에 붙고

떨어지는 과정 (위). 각 분자의 데이터를 S16이 붙는 순간(t = 0)에

동기화시키면 S16에 의해 발생하는 미묘한 변화를 감지해낼 수

있음 (아래; 낮은 FRET 값의 분포가 t = 0 기준으로 미세하게

변함).

(2) 전사(transcription) 초기단계에서의 동역학

전사는 DNA의 정보를 RNA로 옮기는 과정으로서, 유전자

발현의 초기단계에 해당한다. 본 연구단은 이 전사 과정의

동역학이 결정론적이지 않고 오히려 높은 수준의

불확실성과 요동을 내포하고 있음을 밝혔다 (그림 3).

이러한 분자들 (즉, DNA, RNA, RNA polymerase 등)이

정보 전달에서 정확한 대상 (즉, single nucleotide)을

감별하기 위해 사용하는 에너지의 수준이 단지 열에너지에

비교될만한 수준이며 이러한 분자들은 덜 정형적이고

오히려 움직임에 있어서 많은 자유도를 갖고 있기에, 어찌

보면 당연히 예상되는 결과다. 이렇게 요동을 직접적으로

관측하는 연구로부터 생체 분자들이 어떻게 이를 오히려

역이용하여 필요한 정확성을 끌어내는지를 밝혀낼 수

있다.


그림 3. 전사를 담당하는 RNA polymerase가 이중나선의 DNA를

열고 닫는 과정. 한 번에 열리는 것이 아니라 몇 번의 시도 끝에

열리며 또한 열린 후에도 자주 다시 닫히는 것을 관찰할 수 있음.

(3) 염색체의 구조와 동역학을 결정짓는 요인

또다른 도전적인 주제는 염색체의 구조와 동역학을

결정짓는 데에 있어서 복잡한 단백질들의 기능을 고려하기

이전에 그 기저에 기본적으로 깔려있는 DNA 사이의

물리적 상호작용을 밝히는 일이다. 염색체의 구조는

후성유전학의 관점에서 유전자의 발현과 억제, 더 나아가

줄기세포의 분화까지 통제하는 큰 그림을 제공한다. 최근

연구단의 연구 결과에서 두 개의 이중나선 DNA 사이에도

어떤 조건 하에서는 강한 인력이 작용할 수 있고, 이 인력이

DNA의 염기서열에 따라 크게 달라진다는 것, 그리고 그에

대한 분자 수준에서의 합리적인 설명을 찾아냈다.

분자 사이의 특정 결합이 아닌 무작위적으로 뭉치는

상황에서 단분자 DNA 사이의 인력을 측정하기 위해 두

개의 분자를 주변으로부터 분리하는 방법을 사용했고

(그림 4), 전 원자 (all atom) 분자동역학 시뮬레이션으로

이러한 염기서열에 따라 달라지는 인력의 원인을 찾았다.

이러한 이중나선 DNA 사이의 기본 상호작용이 전체

염색체의 구조를 결정짓고 유전자 발현 조절에 깊이

관여한다는 가설을 세웠고, 앞으로의 연구를 통해 이

가설을 분자 수준부터 세포 수준에 이르기까지 시험하고자

한다.

그림 4. 한 쌍의 DNA를 인지질 소포(lipid vesicle)에 가두어

비교적 약한 둘 사이의 상호작용을 주변의 영향으로부터

분리하여 측정하는 방법.

3. 대표적 연구논문

1. Kim et al., “Protein-Guided RNA Dynamics during

Early Ribosome Assembly”, Nature, 2014.

2. Kim and Ha, “Single Molecule Nanometry for

Biological Physics”, Reports on Progress in Physics, 2013.

Cisse, Kim, and Ha, “A Rule of Seven in Watson-Crick

Base Pairing of Mismatched Sequences”, Nature Struct.

Mol. Biol., 2012.

3. Kim, Tang, Patel, and Ha, “Opening-Closing

Dynamics of the Mitochondrial Transcription Pre-

initiation Complex”, Nucleic Acids Research, 2011.

4. Lamboy, Kim, et al., “Visualization of the Nanospring

Dynamics of the IkBa Ankyrin Repeat Domain in Real

Time”, PNAS, 2011.


5. Hwang, Kim, and Myong, “Protein Induced

Fluorescence Enhancement as a Single Molecule Assay

with Short Distance Sensitivity”, PNAS, 2011.

6. Kim et al., “Direct Observation of Localized Defect

States in Semiconductor Nanotube Junctions”, Phys. Rev.

Lett., 2003.

7. Lee, Kim, et al., “Bandgap Modulation of Carbon

Nanotubes by Encapsulated Metallofullerenes”, Nature,

2002.

4. 연구실 구축 현황

금년 1월에 유니스트로 옮겼고, 현재 수 명의 학부생

연구원들이 합류했으며 박사과정 및 포스닥 연구원들을

적극적으로 영입하고자 합니다. 소속인 생명의공학

트랙에는 이미징에 특화된 젊은 연구그룹이 구축되어

있어서, 단분자로부터 세포 및 조직에서의 초고해상도

이미징까지, 그리고 피코초부터 장시간의 추적에

이르기까지 멀티스케일 이미징을 화두로 공동연구의

시너지를 낼 것으로 기대하고 있습니다. 제2소속인 물리학

트랙에도 역시 국내의 물리학과로서는 드물게 생물 및

연성물리 연구그룹이 만들어졌습니다. 또한 IBS

첨단연성물질 연구단 (단장 Dr. Steve Granick)에 소속되어

연성물질과 생체물질에서의 보다 도전적인 주제를

찾아나서고 있는 중입니다. 생물물리에서의 재미있고

도전적인 연구를 해나갈 멤버들을 찾고 있으니, 본

연구실에 관심있는 분들은 문의주시면 매우 환영입니다.


지난 2월 15일부터 19일까지 샌프란시스코에서

생물물리학회 (Biophysical Society: BPS) 의 58회 연례

학술대회가 열렸다. BPS에 참가하는 것은 2010년에 이어

이번이 두 번째인데, 중간에 San Diego와 Philadelphia에서

열렸다가 이번에 다시 샌프란시스코에서 열리게 되었다.

샌프란시스코는 나와 각별한 인연이 있는 도시이다.

2010년 한 해 동안 샌프란시스코에 있는 University of

California San Francisco(UCSF)의 Ken Dill 연구실에서

연구년을 보냈기 때문이다. Ken Dill 연구실은 단백질 계산

연구는 물론 통계물리의 일반적인 방법론에 대한 연구도

수행하는데, 이 연구실의 연구원으로 있으면서 나와

개인적인 친분을 맺고 수편의 논문도 같이 쓴 Steve

Presse 도 이 학회에 참가하여 학회 내내 같이 다니다시피

해서 심심하지는 않았다. 공교롭게도 Ken Dill은 내가

연구년을 갔다온 직후에 뉴욕의 Stony Brook University로

옮겼고 Steve는 Indiana University-Perdue University at

Indianapolis (IUPUI)에 교수직을 얻게 되어, 이제 UCSF에는

아는 사람이 없다.

작년에 있었던 국제 학회들은 학생을 동행하고

다녔는데, 이번엔 혼자 오게 되었다. 시차 때문에 오는

비행기에서 잠을 충분히 자 두었어야 했는데, 그만 잠을

설치고 말았다. 샌프란시스코에 도착한 것은 15일 토요일

점심 무렵. 주말을 맞은 샌프란시스코 시내는 활기가

넘치건만, 졸음에 고통 받으며 짐을 끌고 좀비처럼

학회장으로 향했다. 학회장은 지난 2010년 때처럼 시내에

있는 Mostone Center였다. Mostone Center는 큰 길을

끼고 남관과 북관으로 나뉘는데, 수많은 강연장이

들어서있는 지하로 서로 연결되어 있다. 마침 점심때이기도

하고, 도저히 안 되겠다 싶어서 학회장을 몇 블럭 앞에 두고

스타벅스에 들러 빵을 곁들여 커피를 마셨다. 스마트

폰으로 메일을 확인하니, Steve가 참가자 명단에 내가 있는

것을 알고 메일을 보냈다. 지금 막 도착했다는 답신을

보내고 커피를 마신 뒤 학회장으로 향했다.

BPS는 다양한 형태의 강연이 동시 다발적으로

진행되는 매우 큰 학회이다. 14일 금요일에는 Drug

Discovery Satelite meeting이 있었는데, 나는 토요일에

도착했으므로 참가하지 못했다. 15일 토요일에는 12분야의

subgroup meeting이 있었고, 16일 일요일부터 19일

수요일까지, 24개 주제의 Symposium, 63개 주제의

Platform, 1개의 National Lecture는 물론, 포스터 세션,

실험 기기 홍보를 위한 Exhibitor presentation, 각종 워크샵

및 소그룹 모임 등 수많은 행사가 있었다. 한마디로 다양한

[학회참가소개]

The 58th Annual Meeting of Biophysical Society 참가 후기

숭실대학교 의생명시스템학부

이주련


주제의 강연을 배부르게 들을 수 있었다. 일요일 저녁에는

Single Molecule Dynamics Using FRET/LRET에 관한

웤샾이 있었는데, Steve는 단분자 실험 데이타로부터 가장

바이어스가 적게 모형을 추출하는 방법에 관한 논문을 나와

공저를 한 바가 있기에 이 분야에 관심이 많았고, 나와 같이

듣자고 권했다. 사실 생체 분자들의 앙상블을 관찰하는

전통적인 실험 방법과 달리 분자를 하나하나씩 구별하여

관찰하는 단분자 실험 기법은 생물물리학에 놀라운 발전을

가져온 핫토픽이다. 그런데 그 시간대가 저녁의 한국인

생물물리학자 모임 시간과 겹치기에 다소 난감하던

차였는데, 어쨌든 한국인 과학자 모임에 먼저 참여하고

나서 옮기리라...하는 헛된 계획을 하고 오후 늦게 숙소에

들어가 잠시 눈을 붙인 후 저녁 때 다시 학회장으로

향했는데, 예정 시간인 5시는 이미 훌쩍 넘은 뒤였다. 보통

한국 생물물리학회 모임은 모여서 저녁을 먹으며 친목을

다지는 자리이므로 이 때쯤이면 식당으로 이동했을 터,

모임이 열리기로 되어있는 회의실에 사람들이 남아있을 리

없을 터였다. 아니나 다를까 내가 예상하던 대로였다.

허탈하게 복도로 나오는데, 이 모임을 조직하는 캔사스

대학의 임형필 교수를 마주치게 되었다. 알고 보니

울산과기대의 심상희 교수가 낙오된 바람에 데리러 온

것이었으니, 나 역시 그 덕을 톡톡히 본 것이었다. 기억에

한 10여명? 정도의 학자들이 참여했는데, 암튼 저녁을 먹고

술도 마시면서 즐거운 시간을 보냈고, 새로운 분들도 알게

되었다. 특히 청각 물리를 전공하시는 충남대의 안강헌

교수님으로부터 사람의 청각에 관련된 재미난 얘기를 듣게

되었으며, 이번 학기 우리 학부의 세미나 연사로 초빙하게

되는 계기가 되기도 하였다.

다음날 월요일 오전에는 Stochasticity in cellular

processes라는 주제의 심포지움이 있었다. 세포 내에서

일어나는 동역학적인 과정들을 흔히 결정론적인

방정식으로 분석하곤 하는데, 노이즈와 같은 확률적인

요인들로 인해 결정론적인 방정식으로 설명할 수 없는

새로운 현상이 나타날 수 있다. 이러한 주제로 네 개의

강연이 있었다. 이 날 오후의 다른 심포지움에서도 비슷한

내용의 강연이 있었다. Steve는 내가 전날 웤샾에서 있었던

Irina Gopich의 강연을 놓친 것을 안타까워하며, 그녀가 한

일의 개요를 설명해 주었는데, hidden Markov 모형을 통해

단분자 실험 데이타를 분석하는 것에 관한 것이었다. 이미

언급했든 나 역시 Steve, Ken과 함께 단분자 실험 데이타

분석에 관한 논문을 쓴 적이 있기 때문에 관심이 있는

주제였다. 점심은 Steve가 Irina와 약속을 잡았기에,

정식으로 인사를 하고 같이 점심 식사를 하며 이런 저런

얘기를 나눌 수 있었다.

월요일 저녁에는 Carlo Bustmante의 National

Lecture가 있었다. Bustamante는 단분자 실험 분야의

대가로, 생체 고분자에 Optical tweezer로 힘을 가한 후

힘의 크기에 따른 구조 변화를 관찰하는 실험들을 해 왔다.

특히 비평형 통계물리학이론의 Jarzinski 등식을 단분자

실험을 통해 검증한 일로 유명하다. Bustamante는 그가

그동안 해왔던 연구를 쉽고 개략적으로 비전공자들에게

설명하는 강연을 하였다. 그와는 사실 최근 논문을 하나

같이 썼음에도 불구하고, 아직까지 개인적으로 인사를 한

적이 없다! 그의 RNA 단분자 실험 데이타를 Steve가

받아서 분석을 하고, 분석에 필요한 프로그램을 필자가

짰는데, Steve가 많은 저자들을 연결해서 쓴 논문이라

한국에 머무는 필자는 교신 저자인 Bustamante를 만날

기회가 없었고 아쉽게도 이번에도 인사할 기회는 잡지

못했다.


드디어 운명의 화요일. 내 발표가 있는 날이다. 오전에

발표가 있는데, 그 전에 내가 연구년을 지냈던 연구실의

리더였던 Ken Dill의 발표가 있었다. Ken의 강연이 배정된

심포지움의 제목은 Biophysics in Industry: putting

evolution in practice로 뭔가 응용 쪽의 심포지움같은

냄새가 났지만, 실제 Ken이 발표한 내용은 이론 연구로서,

단백질 구조 데이타베이스에 들어있는 단백질들의

안정성을 간단한 이론 모형으로 분석하여 대부분의

생물체가 왜 49-55도 정도의 온도에서 사망하는지를

설명한, 매우 흥미로운 강연이었다. 발표 후 Ken이 다른

이와 얘기를 하고 있고 내 발표 시간은 다가오기에 아는

척도 못하고 서둘러 내 발표장으로 이동했다.

2010년에도 BPS 학회에 참여했지만, 그 때는 포스터

발표를 했고 구두 발표는 올해 처음 하게 되었다. 자랑

같지만, BPS에서 구두 발표를 할 수 있도록 선정되는 것은

쉽지 않으며, 따라서 발표는 하는 것은 영예로운 일이라

한다. 2012년에도 생물물리학회 구두 발표자로

선정되었는데, 개인 사정으로 인해 공저자인 Steve가 대신

발표를 했다. 그러므로 실제로 구두 발표를 하게 된 것은

이번이 처음이다. Steve는 무척 샘을 내며, 두 번씩이나

구두 발표에 선정된 비결이나 알자고 한다. ^^

필자가 작년에 물리학의 우수한 결과만을 선별해 실을

수 있는 Physical Review Letters에 단독으로 논문을 쓴 게

있어, 본의 아니게 여러 학회에서 우려먹게 되었는데,

BPS에서 구두 발표 신청한 것이 선정이 되어, 이 내용으로

발표하는 것은 이번이 마지막이라고 결심하고 왔던 차였다.

(그러나 올해 생물물리학회에서 또 연사로 초빙되는

바람에 또 발표하게 되었다ㅠㅠ) 그러나 여지껏 발표했던

것들 중 가장 발표 시간이 짧은 15분에 불과했고, 게다가

세계적 학회에서 모국어도 아닌 영어로 발표를 하게 되니

참으로 긴장되었다. 생각해보니, 이렇게 세계적인 무대에서

발표를 하는 것 자체가 난생 처음 있는 일이었다.

사실 발표 주제 자체가 매우 이론 물리에 가깝고, 많은

이들에게 생소한 Partition function zeros라는 주제였기

때문에, 이를 알기 쉽게 짧은 시간에 소개해야 하는 과제를

안게 된 것이다. 간단히 말하자면 Partition function zeros

는 이론 통계물리에서 상전이 현상을 연구하는

방법론으로서, 온도를 복소수 평면으로 확장하면 나타나는

partition fuction이 영이 되는 복소수 온도값들 이른바

영점들(zeros)이 나타나는데, 이 영점들의 분포를

연구함으로써 상전이의 특성을 알 수 있다는 것이다.

단백질의 접힘은 상전이와 비슷하지만 유한계라는

결정적인 차이점이 있는데, partition function zeros 방법을

통해 단백질 접힘의 특성도 연구할 수 있다는 것을 밝힌

것이 필자의 일이었다. 어쨌든 상당히 특이한 연구 주제를

발표할 수 있도록 발표를 선정해 준 세션 좌장들에게

감사를 표한 후, 당황하지 않고 시간 내에 발표를 마칠 수

있었다. 질문들도 나름대로 잘 대답을 한 것 같은데,

Steve가 질문 전에 "Thank you for bringing physics back

to biophysics"라며 유머러스한 코멘트를 하기도 했다.

오후의 포스터 세션에서는 Univ. of North Carolina

물리학과의 Donald Jacobs 교수와 만나서 얘기를 나누게

되었다. 그는 자기가 만든 단백질의 이론적 모형으로 여러

가지 계산을 수행하는 공동 연구를 제안했는데, 이론

물리의 배경이 있는 사람이 주변에 없어서 애로가 많던

차에 마침 내가 이론 물리 분야의 배경이 강한 것 같아서

흥미를 갖게 되었다고 말했다. 특히 단백질의 단단한

부분과 무른 부분을 예측하는 알고리즘을 개발한 것에 대해


얘기했는데 나 역시 최근에 그래프 이론을 활용하여

단백질의 단단한 도메인을 계산하는 알고리즘을 개발한

터라, 흥미 있게 얘기를 나누게 되었다.

학회 중간 중간에 Steve는 자기의 최근 연구 내용을

설명하고 내 연구 내용을 묻기도 했는데, 효소가 촉매를 해

준 화학 반응에서 나온 화학 에너지를 추진력으로 삼아

확산을 할 수 있다는 이론을 만들어 Bustamante와 같이

일을 하고 있다는 것 등에 대해서도 설명해 주었다. Steve

Presse 는 올해 9월18일부터 20일까지 고등과학원에서

열리는 14th KIAS Conference on Protein Structure and

Function의 연사로 내한할 예정이기도 하다.

첫날에 수면 리듬을 제대로 잡지 못한 탓에 다소

괴로운 점도 있었지만, 개인적으로 작년에 참가했던

Protein Society 모임보다 더 유익하고 보람 있는

학회였다고 생각한다. 아무래도 좀 더 다양한 주제의

강연들을 들을 수 있었고, 거의 혼자서 강연을 듣기만 한

Protein Society meeting 때와는 달리 사람들과의 교류도

더 많이 할 수 있었기에 그럴 것이다. 워낙 다양한 주제의

강연이 동시다발적으로 진행되는 학회이기 때문에, 여기서

언급한 강연 주제들은 학회의 전체 주제들 중 극히 일부에

불과하며, 단지 내 개인적인 흥미 혹은 연구와의 관련성에

따라 골라들은 것들만을 적었을 뿐이다. 또한 들었던

강연들을 모두 소개한다는 것 역시 지면이 허락하지 않는다.

어디까지나 학회를 참가하고 강연들을 들으면서 느꼈던

것들 중 일부를 생각나는 대로 적은 극히 주관적인

후기라는 것을 염두에 두었으면 좋겠다.


한국생물물리학회 Newsletter 제17권 제1호 2014년 7월 발행711-873 대구시 달성군 현풍면 테크노중앙대로 333 대구경북과학기술원 뉴바이올로지학과

발행인: 장익수 (Tel: 053-785-1820 Fax: 053-785-1829 e-mail: [email protected]) 편집기획: 윤태영 (Tel: 042-350-2548 Fax: 042-350-2510 e-mail: [email protected])

Documents

KOREAN BIOPHYSICAL SOCIETY NEWSLETTER 한국생물물리학회 뉴스레터 · 한국생물물리학회뉴스레터 Page 1 2014년도 한국생물물리학회 정기총회 및 학술대회