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Kurstag 10 Aminosäuren und Kohlenhydrate Stichworte zur Vorbereitung Biogene Aminosäuren, Peptidbindung, Säure/Base-Eigenschaften von Aminosäuren, Stereochemie der Aminosäuren. Sesselform der Zucker, Halbacetale, Vollacetale, reduzierende Eigenschaften von Zuckern. Ziel des Versuchstags Einführung in die grundsätzlichen Reaktionsmöglichkeiten der Kohlenhydrate und Amiosäuren, zweier wichtiger biologischer Stoffklassen.

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Kurstag 10

Aminosäuren und Kohlenhydrate

Stichworte zur Vorbereitung

Biogene Aminosäuren, Peptidbindung, Säure/Base-Eigenschaften von Aminosäuren,

Stereochemie der Aminosäuren.

Sesselform der Zucker, Halbacetale, Vollacetale, reduzierende Eigenschaften von

Zuckern.

Ziel des Versuchstags

Einführung in die grundsätzlichen Reaktionsmöglichkeiten der Kohlenhydrate und

Amiosäuren, zweier wichtiger biologischer Stoffklassen.

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Kurstag 10: Aminosäuren und Kohlenhydrate

Chemisches Praktikum für Mediziner Interfakultäres Institut für Biochemie, Universität Tübingen

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Theorie

Aminosäuren

Aminosäuren sind als Bausteine der Proteine von grundlegender biochemischer

Bedeutung.

Struktur der Aminosäuren

Aminosäuren enthalten, wie der Name schon sagt, eine saure Carboxylgruppe und

eine Aminogruppe. Die Aminogruppe kann im Prinzip beliebig weit entfernt von der

Carboxylgruppe sitzen:

α–Aminobuttersäure β-Aminobuttersäure γ-Aminobuttersäure Unter allen denkbaren Aminocarbonsäuren haben jedoch die α-Aminocarbonsäuren

die weitaus größte Bedeutung, weil in der Natur nahezu ausschließlich α-

Aminocarbonsäuren vorkommen:

Der eingerahmte Teil des Moleküls ist allen Aminosäuren gemeinsam, die insgesamt

20 in der Natur vorkommenden biogenen Aminosäuren unterscheiden sich lediglich

im Rest R.

Stereochemie der Aminosäuren

Mit Ausnahme von Glycin (R =H) ist das α-C-Atom aller biogenen Aminosäuren

chiral, es trägt vier verschiedene Substituenten. Es existieren daher für jede

Aminosäure 2 zueinander spiegelbildliche Formen, die man mit D- bzw. L-Form

bezeichnet. In der Natur findet man jedoch praktisch ausschließlich die L-Form:

D-Form L-Form

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D- bzw. L-Form haben völlig gleiche chemische Eigenschaften, unterscheiden sich

jedoch in einigen physikalischen Eigenschaften:

Sie drehen z.B. die Ebene von polarisiertem Licht in verschiedene Richtungen. Ein

Gemisch der D- und L- Form im Verhältnis 1:1 bezeichnet man als Racemat.

Zwitterion

Aminosäuren enthalten im gleichen Molekül eine saure Gruppierung, die

Carboxylgruppe und eine basische Aminogruppe. In wässriger neutraler Lösung gibt

die saure Carboxylgruppe ein H+-Ion ab. Dieses wird von der basischen

Aminogruppe übernommen:

ungeladene Form Zwitterion Das Gleichgewicht liegt in neutraler wässriger Lösung praktisch ausschließlich auf

der Seite des so genannten Zwitterions. Gibt man zu dieser Zwitterionenform H+-

Ionen (starke Säure), so nimmt das Zwitterion ein H+-Ion auf:

In saurer Lösung liegt die Aminosäure als am Stickstoff einfach positiv geladenes Ion

vor. Versetzt man das Zwitterion jedoch mit NaOH, dann gibt das Zwitterion ein H+-

Ion ab:

In alkalischer Lösung liegt die Aminosäure in der an der Carboxylgruppe einfach

negativ geladenen Form vor. Versetzt man die saure Form der Aminosäure mit

NaOH, gibt sie schrittweise 2 H+-Ionen ab:

sauer neutral alkalisch

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Eine Aminosäure in saurer Form verhält sich also wie eine schwache zweiprotonige

Säure. Versetzt man die saure Form der Aminosäure schrittweise mit NaOH, erhält

man ein Titrationsdiagramm, das dem Titrationsdiagramm einer schwachen

zweiprotonigen Säure entspricht:

2 Äquivalenzpunkte, 2 pK-Werte, 2 Pufferbereiche

A = pKCOOH = 2,4

B = pKNH2 = 9,8

Das obige Titrationsdiagramm ist etwas idealisiert gezeichnet. Tatsächlich erhält man

nur den ersten Teil der Kurve der Theorie entsprechend, während der 2. Teil der

Kurve gegen Ende etwas abflacht.

Isoelektrischer Punkt

Als isoelektrischer Punkt IP einer Aminosäure oder eines Proteins wird derjenige pH-

Wert bezeichnet, bei dem die Aminosäure bzw. das Protein nach außen hin

ungeladen erscheint, also zu 100% als Zwitterion vorliegt. An diesem Punkt ist die

Löslichkeit einer Aminosäure bzw. des Proteins in Wasser am geringsten (Warum?).

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alkalisch IP sauer Der IP ist eine für jede Aminosäure charakteristische Konstante, die von den pK-

Werten der funktionellen Gruppen abhängt. Er liegt für die neutralen Aminosäuren

zwischen pH 6 und 7, für saure Aminosäuren (Glu, Asp) im schwach Sauren, für

basische Aminosäuren (Arg, Lys) im Alkalischen. Der IP lässt sich für neutrale

Aminosäuren aus dem arithmetischen Mittel der beiden pK-Werte ermitteln:

Glycin: pK1= 2,4 pK2 = 9,8 IP = 6,1

Dünnschichtchromatographische Trennung von Aminosäuren

Auf das Prinzip der Trennung wurde bereits an Kurstag 7 ausführlich eingegangen.

In diesem Fall wird Butanol als mobile Phase verwendet und nimmt die Aminosäuren

entsprechend ihrer Löslichkeit mit. Gut butanollösliche (hydrophobe) Aminosäuren

werden weiter wandern als gut wasserlösliche (hydrophile) Aminosäuren. Die

Wasserlöslichkeit nimmt in der Reihenfolge Lysin-HCl, Glycin, Valin, Leucin ab, die

Butanollöslichkeit zu. Leucin wandert daher am weitesten, gefolgt von Valin, Glycin

und Lysin-HCl. Lysin-HCl ist infolge seiner doppelten Salzstruktur am besten

wasserlöslich:

Lysin·HCl Glycin Valin Leucin Ninhydrinreaktion

Ninhydrin (2,2-Dihydroxy-indan-1,3-dion) reagiert in einer sehr komplizierten und

sehr empfindlichen Reaktion mit Aminogruppen zu einem rotvioletten Farbstoff:

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Im ersten Reaktionsschritt kondensiert Nihydrin mit der Aminosäure unter Abspaltung

von 2 Mol Wasser zur so genannten Schiff’schen Base:

Die Schiff‘sche Base spaltet CO2 ab, anschließend bildet sich ein

Tautomeriegleichgewicht aus:

Letztere Verbindung stellt eine Schiff‘sche Base eines Aldehyds dar, der daraus

durch Hydrolyse neben 2-Amino-indan-1‚3-dion entsteht:

2-Amino-indan-1,3-dion Aldehyd

Anschließend reagiert das 2-Amino-indan-1,3-dion mit einem weiteren Molekül

Ninhydrin zum Farbstoff:

Peptidbindung

Zwei Aminosäuren lassen sich zu einem Dipeptid verknüpfen, indem die

Carboxylgruppe der einen Aminosäure mit der Aminogruppe der zweiten Aminosäure

unter Wasserabspaltung reagiert. Die dabei entstehende Säureamidgruppierung

-CO-NH- bezeichnet man als Peptidbindung.

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Dipeptid Wie bei anderen Säureamiden ist durch die elektronenanziehende Wirkung der

benachbarten Carbonylgruppe die Basizität des Amid-N sehr stark vermindert. Dies

lässt sich durch folgende mesomere Grenzstruktur leicht erklären:

Durch weitere Kondensation von Aminosäuren entstehen zunächst Peptide, dann

Polypeptide und schließlich Proteine.

Kohlenhydrate

Kohlenhydrate sind Polyhydroxycarbonylverbindungen. Sie werden in Pflanzen durch

Photosynthese aus CO2 und H2O unter Freisetzung von O2 aufgebaut. Für diese

enzymatische Synthese wird Lichtenergie benötigt, die durch das Chlorophyll

(Strukturformel siehe Kurstag 7) absorbiert wird. Kohlenhydrate werden in Form von

Polysacchariden wie z.B. Stärke (Pflanze) und Glykogen (Tier) gespeichert. Durch

den Abbau der Glucose bei der Atmung wird Energie, CO2 und H2O frei. Photosynthese

6 CO2 + 6 H2O + Energie 6 (CH2O)6 + 6 O2 Atmung

Einteilung der Kohlenhydrate

Kohlenhydrate enthalten neben mehreren Hydroxylgruppen eine Aldehyd- oder

Ketofunktion und werden entsprechend als Aldosen oder Ketosen bezeichnet. Die

Aldehydgruppe sitzt am C1, die Ketogruppe häufig am C2 (Fructose).

Je nach Zahl der C-Atome in der Kette werden Aldosen und Ketosen als Triosen,

Tetrosen, Pentosen und Hexosen bezeichnet. Die Aldose Glucose C6O6H12 ist also

eine Hexose (genauer eine Aldohexose), die Ketose Fructose C6O6H12 ist ebenfalls

eine Hexose, speziell eine Ketohexose. Die kleinste Aldose ist der D-Glycerinaldehyd

und die kleinste Ketose 1,3-Dihydroxyaceton.

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Memotechnische Hilfe für Glucose: die Stellung der OH-Gruppen in Fischer-

Projektion ist von oben nach unten durch tatütata einprägbar, wobei ta = rechts, tü =

links.

Die Zugehörigkeit zur D- bzw. L-Reihe gibt die OH-Gruppe (an einem chiralen C) an,

die am weitesten von der Carbonylgruppe entfernt ist (OH rechts = D-Zucker, OH

links = L-Zucker).

Aldo-Triose Aldo-Hexose Keto-Hexose Keto-Triose D-(+)-Glycerinaldehyd D-(+)-Glucose D-Fructose 1,3-Dihydroxyaceton D-Zucker Weitere wichtige Hexosen sind die D-Mannose und die D-Galactose. Sie

unterscheiden sich von D-Glucose in der Konfiguration an einem C-Atom. Zucker, die

sich nur durch die Konfiguration an einem C-Atom unterscheiden, bezeichnet man

als epimere Zucker.

D-Mannose D-Galactose

Einteilung der Kohlenhydrate nach Zahl der Bausteine

Monosaccharide: freie Aldosen und Ketosen, z.B. Glucose und Fructose

Oligosaccharide: 2-10 Zuckerbausteine, z.B. Saccharose, Maltose

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Polysacchride: Kohlenhydratkette mit 10 bis zu mehreren Tausend

Zuckerbausteinen; z.B. Cellulose, Stärke, Inulin

Reaktionen von Kohlenhydraten

Monosaccharide sind durch die vielen Hydroxylgruppen im Molekül gut

wasserlöslich. Aldosen sind an der Aldehydgruppe oxidierbar. Diese Reaktion führt

bei Glucose zu Gluconsäure. Die wichtigsten Nachweisreaktionen für Aldosen sind

die Fehling-Reaktion und das Tollens-Reagens (Silberspiegelreaktion).

Fehling-Reaktion

Glucose kann nur in alkalischer Lösung oxidiert werden. Unter diesen Bedingungen

fällt aber das Oxidationsmittel Cu2+ als Cu(OH)2 aus, was man durch Zugabe des

Komplexbildners K-Na-Tartrat verhindert. Das Reagens wird aus den zwei Lösungen

Fehling I (7g CuSO4 in 100ml Wasser) und Fehling II (34,5g K-Na-Tartrat und 12g

NaOH in 100ml Wasser) vor Gebrauch gemischt.

Reaktionsgleichung:

2 Cu2+ + R – CHO + 4 OH- � Cu2O↓ + R – COOH + 2 H2O Dabei fällt Cu2O als roter Niederschlag aus der Lösung aus.

Tollens-Reaktion

Analog verläuft die Reaktion mit Ag+-Ionen.

2 Ag+ + R – CHO + H2O � Ag↓ + R – COOH + 2 H+

Die reduzierende Wirkung von Glucose auf Silberionen wird zur Verspiegelung von

Glasoberflächen eingesetzt.

Anmerkung

Aldosen, die am C1 oxidiert sind, heißen Onsäuren (aus Glucose entsteht

Gluconsäure); Aldosen, welche unter Erhalt der Carbonylgruppe an C1, an C6

oxidiert sind heißen Uronsäuren (z.B. Glucuronsäure, wichtig im Zellstoffwechsel zur

Entgiftung). Liegen sowohl C1 als auch C6 oxidiert vor, so entstehen Aldarsäuren

(Glucarsäure).

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Reduzierende Wirkung von Fructose

Fructose wirkt im Alkalischen ebenfalls reduzierend, obwohl sie keine Aldehydgruppe

enthält. Die Erklärung liegt darin, dass Fructose im Alkalischen mit Glucose über ein

Endiol im Gleichgewicht steht (Keto-Enol-Tautomerie):

D-Fructose Endiol D-Glucose

Fructosebestimmung nach Seliwanow

Die meisten Farbreaktionen der Kohlenhydrate haben nur noch historische

Bedeutung. Die Reaktion nach Seliwanow eignet sich jedoch zu einem sehr

spezifischen Nachweis für Fructose. Die Reaktion beruht auf der Tatsache, dass

Pentosen und Hexosen beim Erhitzen mit konz. HCl Wasser abspalten und

substituierte Furane bilden. Das aus Fructose entstehende Furanderivat reagiert mit

Phenolen (Resorcin = 1,3-Dihydroxybenzol) sehr spezifisch zu einem nicht genau

definierten roten Farbstoff:

Bildung cyclischer Halbacetale

Aldehyde und Ketone bilden bekanntlich mit Alkoholen Halbacetale bzw. Halbketale

(siehe Kurstag 9). Bei Glucose kann nun die OH-Gruppe am C5 intramolekular mit

der Carbonylgruppe am C1 reagieren. Es bildet sich ein cyclisches Halbacetal. Der

entstandene 6-Ring besitzt das Grundgerüst des Tetrahydropyrans. Solche

Saccharide werden daher als Pyranosen bezeichnet. Die Bildung eines cyclischen

Halbacetals bedeutet ein Gewinn an freier Energie gegenüber der offenkettigen

Form. Daher liegt Glucose in wässriger Lösung nur zu ca. 0,003% in der freien

Aldehydform vor. Durch die Halbacetal- bzw. Halbketalbildung entsteht ein neues

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Chiralitätszentrum. Liegt in der Haworth-Formel eine neue OH-Gruppe oberhalb der

Ringebene und zeigt in die gleiche Richtung wie das CH2OH-Gruppe am C5, so liegt

die β-Form vor, zeigt die OH-Gruppe nach unten, liegt die α-Form vor.

Aus der offenkettigen D-Glucose bildet sich in wässriger Lösung α-D- und β-D-

Glucopyranose. Die beiden Formen stehen dabei miteinander im Gleichgewicht (α:β

36% liegen in α-Form vor, 64%liegen in β-Form vor). Man bezeichnet die beiden

Formen als anomere Zucker.

α-D-Glucopyranose D-Glucose β-D-Glucopyranose

Haworth-Schreibweise

α-D-Glucopyranose offenkettig β-D-Glucopyranose

Auch die Ketohexose Fructose liegt in Lösung als Furanose (Ringschluss an C2 und

C5) und zum Teil auch als Pyranose (Ringschluss an C2 und C6) vor.

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Fischer-Projektion

α-D-Fructopyranose D-Fructose β-D-Fructopyranose

Haworth-Schreibweise

Sesselform der Pyranose

Besser als die Haworth-Formeln, welche die Pyranosen nur unvollständig

beschreiben, da sie nur Konstitution und Konfiguration zeigen, kann die

Sesselformschreibweise die räumliche Anordnung (Konformation) der Substituenten

angeben:

α-D-Glucopyranose β-D-Glucopyranose

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Bei β-D-Glucopyranose stehen allen Substituenten äquatorial (e), im α-Anomeren

steht die OH-Gruppe am C1 axial (a). Bei β-D-Glucopyranosen stehen jeweils

benachbarte Substituenten trans zueinander (beachte: e,e-Anordnung = trans).

Glucose ist daher das energieärmste Modell der Aldohexosen (Verbreitung in der

Natur!). Der Pyranosering wird so gezeichnet, dass der Ringsauerstoff rechts hinten

steht und C4 oben und C1 unten steht. Die Konformation wird auch als 4C1-

Konformation bezeichnet.

Glycoside

Werden die Halbacetal- bzw. Halbketal-Funktionen von Pyranosen und Furanosen

mit Alkoholen umgesetzt, so erhält man die entsprechenden Vollacetale bzw.

Vollketale. Acetale und Ketale von Monosacchariden werden als Glycoside (exakt O-

Glykoside) bezeichnet. Eine glykosidische Bindung ist also eine Bindung, die durch

Reaktion einer halbacetalischen OH-Gruppe am anomeren C-Atom mit einem

Alkohol unter Wasserabspaltung entstanden ist.

Anmerkung: Die Glykoside haben große biochemische Bedeutung und kommen in

verschiedenen Naturstoffen (z.B. Amygdalin) vor. Den zuckerfremden Anteil des

Glycosids bezeichnet man als Aglycon.

bzw. Methyl-α-D-Glucopyranosid (SmT 166°C, [ αD] = +158°)

bzw. Methyl-β-D-Glucopyranosid (SmT 107°C, [ αD] = -33°)

Eine glykosidische Bindung liegt auch bei Di- bzw. Polypeptiden vor. Glykosidische

Bindungen zeigen formal Ähnlichkeit mit einer Etherbindung, chemisch sind sie

jedoch stark verschieden. Glykosidische Bindungen werden im Gegensatz zur

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Etherbindung in wässrig saurem Medium leicht gespalten. Glycoside zeigen keine

reduzierenden Eigenschaften.

Disaccharide

Monosaccharide können mit einem weiteren Monosaccharidmolekül unter

Abspaltung von Wasser ein Disaccharid bilden. Dabei ergeben sich zwei

Möglichkeiten:

1. Die glykosidische Bindung entsteht durch Reaktion der halbacetalischen OH-

Gruppe an C1 (anomeres C-Atom) des ersten Monosaccharids mit einer

alkoholischen OH-Gruppe (z.B. C4) des zweiten Monosaccharids. Es entsteht z.B.

eine 1,4-Verknüpfung. Die reduzierenden Eigenschaften bleiben durch die

Halbacetalform des zweiten Zuckermoleküls erhalten.

Typ I (reduzierend): Maltose, Cellobiose, Lactose

2. Beide Monosaccharide reagieren mit den halbacetalischen OH-Gruppen an C1

miteinander. Beide Moleküle werden zu Acetalen. Das Disaccharid zeigt keine

reduzierenden Eigenschaften mehr. Die Bindung kann jedoch wieder

säuerkatalytisch gespalten werden, eine nachfolgende Reduktionsprobe verläuft

dann positiv.

Typ II (nicht reduzierend): Maltose, Cellobiose, Lactose

Reduzierende Disaccharide:

Maltose 2 D-Glucose

Malzzucker: Baustein in Stärke und Glykogen, reduzierend, 1,4-α-glykosidische

Bindung.

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Die Pyranosesessel bilden einen Winkel, den die α-glykosidische Bindung

verursacht.

Cellobiose 2 D-Glucose

Aus Cellulose, reduzierend, 1,4-β-glykosidische Bindung.

Die Pyranosesessel liegen in einer Ebene. Das Molekül ist gestreckt gebaut.

Lactose D-Galactose + D-Glucose

Milchzucker: reduzierend, 1,4-β-glykosidische Bindung.

Nichtreduzierende Disaccharide:

Trehalose 2 D-Glucose

Insektenzucker, auch aus Mikroorganismen, nicht reduzierend, 1,1-α-glykosidische

Bindung.

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Saccharose D-Fructose + D-Glucose

Rohrzucker, Rübenzucker, nicht reduzierend, 1,2-β-glykosidische Bindung.

Saccharose in Fischer-Projektion

Aus den Formeln ist ersichtlich, dass bei der Saccharose die beiden reduzierenden

Gruppen (in D-Glucose am C1 und in der D-Fructose am C2) glykosidisch verknüpft

sind. Daher fehlen bei der Saccharose die reduzierenden Eigenschaften.

Polysaccharide

Die wichtigsten Polysaccharide sind Stärke, Glykogen und Cellulose, die sich alle

aus D-Glucosemolekülen aufbauen. Es findet stets eine Verknüpfung der

Hydroxylgruppe an C1 der einen mit der alkoholischen Hydroxylgruppe an C4 des

nächstfolgenden Glucosemoleküls unter Wasserabspaltung statt. Dabei kommt es

zur Ausbildung von Makromolekülen. Diese hochpolymeren Zucker zeigen daher

andere physikalische und chemische Eigenschaften als Mono- oder Disaccharide

zumal die glykosidische Bindung in gerader Kette oder verzweigt erfolgen kann.

Polysaccharide sind in Wasser meist schlecht löslich.

Stärke

Stärke ist das Assimilationsprodukt der grünen Pflanzenzellen. Stärkekörner

bestehen meist zu ca. 80% aus Amylopektin (Hüllsubstanz) und zu 20% aus

Amylose (im Korn).

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Amylose besteht aus unverzweigten Ketten von Glucosemolekülen, die α-(1,4)-

glykosidisch miteinander verknüpft sind. Amylose bildet schraubenförmige Ketten mit

etwa 100-1000 Glucoseeinheiten pro Kette.

Amylopektin besteht aus D-Glucoseketten, die nach je 20-25 Glucosemolekülen über

eine α-(1,6)-glykosidische Bindung miteinander vernetzt sind.

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Eigenschaften: Stärke bildet mit Iod-Iodkali-Lösung eine intensiv blaue

Einschlussverbindung. Diese Iod-Stärke-Reaktion ist sehr empfindlich. In der Wärme

verschwindet die Färbung wieder.

Cellulose

Cellulose bildet die Gerüstsubstanz der pflanzlichen Zellwände und ist das am

häufigsten vorkommende Kohlenhydrat. Im Vergleich zu Stärke ist Cellulose aus β-

(1,4)-glykosidisch verknüpften Glucoseeinheiten aufgebaut. Der Polymerisationsgrad

ist wesentlich höher als der der Stärke (ca. 10000 Glucoseeinheiten). Cellulose ist in

Wasser unlöslich.

Glykogen

Glykogen ist im Gegensatz zu Stärke, die ausschließlich von Pflanzen erzeugt wird,

das Reservekohlenhydrat des tierischen Organismus. Es wird nach Umformen eines

Teils der Kohlenhydratnahrung besonders in der Leber sowie in den Muskeln

gespeichert. In seinem chemischen Aufbau ähnelt Glykogen dem Amylopektin, nur

sind die Ketten noch stärker verzweigt. Der Polymerisationsgrad liegt bei 500-50000

Glucoseeinheiten.

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Inulin

Inulin, eine Polyfructose, ist ein in Wasser relativ gut lösliches Reservepolysaccharid

vieler Pflanzen. Es besteht aus Ketten von ca. 30 Fruktofuranoseresten mit β-(1,2)-

Verknüpfung.

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Vorfragen

1. Warum sind Aminosäuren, wenn sie als Zwitterionen vorliegen, nicht oder nur

schwer löslich?

2. Welche Form der Isomerie liegt bei Fructose und Glucose vor?

3. Zeigen Polysaccharide reduzierende Eigenschaften?

4. Warum verschwindet beim Erhitzen von Iod-Stärke-Lösung die blaue

Färbung?

5. Warum reagiert Fructose in alkalischer Lösung reduzierend?

6. Nennen Sie die beiden wichtigsten Sekundärstrukturen von Polypeptidketten.

7. Was sind Anomere?

Übungsaufgaben

1. Formulieren Sie die Reaktion von Valin mit Leucin.

2. Zeichnen Sie α-, β-, γ-Aminobuttersäure. Welche Form der Isomerie liegt vor?

3. Formulieren Sie die Decarboxylierung von Histidin. Welches Produkt entsteht,

in welchem Zusammenhang spielt dieser Stoff eine Rolle?

4. Formulieren Sie die Reaktion von D-Glucose mit Ethanol. Was entsteht?

5. Zeichen Sie ein beliebiges 1,4-verknüpftes und ein beliebiges 1,2-verknüpftes

Disaccharid. Besitzen beide Disaccharide reduzierende Eigenschaften?

Begründen Sie ihre Aussage.

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Durchführung

1. Aufgabe

Amphoteres Verhalten, isoelektrischer Punkt

Bei schwerlöslichen Aminosäuren (Tyrosin) kann das amphotere Verhalten an der

pH-Abhängigkeit der Löslichkeit demonstriert werden: Tyrosin ist in Wasser kaum

löslich, löst sich jedoch im Alkalischen und im Sauren. Beim Neutralpunkt fällt es

wieder aus (isoelektrischer Punkt IP). Das Zwitterion ist demnach schwer löslich.

Eine linsengroße Probe von Tyrosin wird in ca. 2 ml Wasser suspendiert. Unter

Umschütteln gibt man langsam tropfenweise 2 N NaOH zu, bis eine klare Lösung

entstanden ist. Diese wird wieder unter Umschütteln langsam tropfenweise mit 2 N

HC1 versetzt. Zunächst fällt Tyrosin aus (IP), das sich bei weiterer Zugabe wieder

löst. Erklären Sie das Verhalten anhand von Reaktionsgleichungen.

2. Aufgabe

Aufnahme eines Titrationsdiagramms von Glycinhydrochlorid, Bestimmung der pK-

Werte von Glycin (Gruppenversuch)

Aufgrund des amphoteren Verhaltens nimmt die Zwitterion-Form der Aminosäure in

saurer Lösung ein H+-Ion auf und gibt in alkalischer Lösung ein Proton ab (siehe

theoretische Erläuterungen). Die saure Form einer Aminosäure gibt daher beim

Versetzen mit NaOH schrittweise zwei H+-Ionen ab, verhält sich also wie eine

schwache zweiprotonige Säure. Bei Titration der sauren Form der Aminosäure erhält

man analog zur Titration einer schwachen zweiprotonigen Säure ein

Titrationsdiagramm mit zwei Äquivalenzpunkten und zwei Pufferbereichen. Aus dem

Diagramm lassen sich die pK-Werte der Carboxylgruppe und der Aminogruppe

ermitteln.

10 ml der ausstehenden 0,1 N Glycin-hydrochloridlösung werden in einem 100 ml

Becherglas mit soviel Wasser verdünnt, dass das Diaphragma der Glaselektrode

gerade in die Lösung eintaucht. Dann wird unter Rühren mit dem Magnetrührer am

pH-Meter in 1 ml Portionen (zwischen 8 ml und 12 ml Zugabe in 0,5 ml Portionen) mit

0,1 N NaOH titriert bis ungefähr pH 12 erreicht ist. Die jeweils nach Zugabe von 1

bzw. 0,5 ml 0,1 N NaOH gemessenen pH-Werte und der NaOH-Verbrauch werden in

einer Tabelle notiert und anschließend in ein Diagramm eingetragen (pH-Wert gegen

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NaOH-Verbrauch). Aus dem Diagramm werden die pK-Werte, die beiden

Pufferbereiche und der isoelektrische Punkt von Glycin bestimmt.

3. Aufgabe

Bestimmung der Empfindlichkeit der Ninhydrinreaktion

Aminosäuren reagieren mit ihrer Aminogruppe mit Ninhydrin zu einem violetten

Farbstoff. Diese Farbreaktion der Aminosäuren ist sehr empfindlich und lässt sich

unter anderem zur Sichtbarmachung von Aminosäuren auf einem Chromatogramm

ausnutzen (siehe Aufgabe 5).

Auf einem der ausliegenden Streifen (Alufolie beschichtet mit SiO2) werden

nacheinander in möglichst gleichen Volumina mit Hilfe einer Kapillare aufgetragen:

1. ausstehende 0,5%ige Glycinlösung (w/v)

2. diese Lösung 1: 10 mit Wasser verdünnt

3. diese Lösung 1:100 mit Wasser verdünnt

4. diese Lösung 1:1000 mit Wasser verdünnt

Der Streifen wird getrocknet, mit Ninhydrin besprüht (Abzug! Dann im

Trockenschrank 5-10 min bei 100°C trocknen lassen.) und die Konzentration an

Glycin bestimmt, die gerade noch als violetter Fleck sichtbar ist. Aus dem

Auftragsvolumen (ca. 5 µl) und der Konzentration der Glycinlösung wird die Menge

Glycin in mg bzw. µg bestimmt, die eben noch mit der Ninhydrinreaktion nachweisbar

ist.

4. Aufgabe

Trennung eines Aminosäuregemisches, Identifizierung einer unbekannten

Aminosäure mittels Dünnschichtchromatographie (Gruppenversuch)

Auf eine der ausliegenden DC-Platten (Alufolie beschichtet mit SiO2) werden

nebeneinander mit Hilfe einer Kapillare möglichst gleiche Volumina der Lösungen

von Lysin-Hydrochlorid, Glycin, Valin, Leucin, eines Gemisches und der Analyse

aufgetragen (genaues Vorgehen und Theorie siehe Kurstag 7).

Anschließend wird das Chromatogramm in ein 250ml Becherglas gestellt, in das

zuvor 10ml Laufmittel (Butanol : Eisessig : Wasser = 4 : 1 : 1) eingefüllt wurde, und

das Becherglas mit Alufolie bedeckt. Das Laufmittel wandert nun im Laufe von ca. 30

Minuten über das Chromatogramm und nimmt die verschiedenen Aminosäuren

verschieden weit mit. Hat die Laufmittelfront das obere Ende des Chromatogramms

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erreicht, wird es aus dem Becherglas entnommen, getrocknet (Abzug!), mit

Ninhydrinlösung besprüht und wieder getrocknet (Abzug! Dann im Trockenschrank 5-

10 min bei 100°C trocknen lassen.). Die Aminosäuren werden als blauviolette

Flecken sichtbar.

5. Aufgabe

Reduzierende Wirkung von Glucose auf Cu2+-Ionen

Je 2ml Fehling I und Fehling II werden gemischt. Dazu gibt man 1ml verdünnte

Glucoselösung (0,5% in Wasser) und kocht kurz im Wasserbad auf. Was passiert?

6. Aufgabe

Reduzierende Wirkung von Glucose auf Ag+-Ionen (Tollens Reagens)

3ml 10%ige Silbernitratlösung werden in ein sauberes (!) Reagenzglas gegeben.

Anschließend fügt man so viel 2M NH3 hinzu, bis sich der gebildete Niederschlag

gerade auflöst (schütteln). Nun fügt man 5ml 0,5%ige Glucoselösung hinzu und

erwärmt im Wasserbad auf 100°C (nicht schütteln!).

7. Aufgabe

Fructosebestimmung nach Seliwanow

2ml einer 0,5%igen Fructoselösung werden mit 1ml konz. Salzsäure (Vorsicht!)

versetzt. Nun werden wenige Tropfen einer Lösung von Resorcin (0,5g/100ml

20%ige HCl) zugefügt und zum Sieden gebracht.

8. Aufgabe

Säurespaltung von Saccharose

1. Überprüfung auf reduzierende Eigenschaften: Eine Spatelspitze Saccharose

wird in 4ml Wasser gelöst und mit der Fehling Reaktion auf reduzierende

Eigenschaften geprüft.

2. Eine Spatelspitze Saccharose wird in 4ml 2M HCl gelöst und im Wasserbad 1

Minute zum Sieden gebracht (Was passiert dabei?). 1ml des erkalteten

Hydrolysats wird mit 2M NaOH (1ml) annährend neutralisiert und mit der

Fehling Probe auf reduzierende Eigenschaften überprüft.

3. 2ml des Hydrolysats werden mit 1ml konz. HCl versetzt und mit Seliwanow auf

Fructose untersucht.

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9. Aufgabe

Säurespaltung von Inulin

1 Spatelspitze Inulin wird in 4ml 2M HCl suspendiert und 2 Minuten gekocht

(Schutzbrille!). Die erkaltete Lösung wird auf Fructose untersucht.

10. Aufgabe

Iod-Stärke Reaktion

1 Spatelspitze Stärke wird in 3ml Wasser suspendiert und einige Minuten im

Wasserbad gekocht. Die erkaltete Lösung wird filtriert, das Filtrat mit einigen Tropfen

Iod-Iodkali-Lösung versetzt. Was passiert? Erklären Sie die Beobachtung.

11. Aufgabe

Identifizierung eines unbekannten Saccharids (Gruppenanalyse)

Man lasse sich vom Assistenten ein unbekanntes Saccharid geben. Diese Substanz

kann sein: Cellulose, Fructose, Trehalose, Saccharose, Stärke, Inulin, Lactose.

Nachfolgendes Schema soll die Identifizierung erleichtern:

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Entsorgung der Lösungen???