Parasitologie sanguineParasitologie sanguine - OPTMQ · participé au contrôle externe de la qualité en parasitologie sanguine lors de l’envoi du 23 janvier 2017. ObjectifsObjectifs

Contrôle externe de la qualitéContrôle externe de la qualitéContrôle externe de la qualitéContrôle externe de la qualité

Parasitologie sanguineParasitologie sanguineParasitologie sanguineParasitologie sanguine

Comité d’assurance qualité en microbiologieComité d’assurance qualité en microbiologieComité d’assurance qualité en microbiologieComité d’assurance qualité en microbiologie Laboratoire de santé publique du QuébecLaboratoire de santé publique du QuébecLaboratoire de santé publique du QuébecLaboratoire de santé publique du Québec

Janvier 2017

AUTEURES

Karine Thivierge, Ph. D. Responsable du secteur Parasitologie Laboratoire de santé publique du Québec

Maud Vallée, Ph. D. Responsable du secteur Contrôle externe de la qualité Laboratoire de santé publique du Québec

Maryse Cayouette M.D., FRCPC, Microbiologiste-Infectiologue DSP Lanaudière

Andréanne Jean M.D., FRCPC, Microbiologiste-Infectiologue Hôpital Saint-Eustache

COMITÉ DE RÉVISION

Les membres du comité d’assurance qualité en microbiologie (CAQM)

COMPILATION DES DONNÉES

Marie-Claude Chalifour, T.M. Alexandra Cecan, T.M. Josée Pilotte, T.M. Contrôle externe de la qualité Laboratoire de santé publique du Québec

MISE EN PAGE

Nathalie Goyer, agente administrative Contrôle externe de la qualité Laboratoire de santé publique du Québec

Contrôle externe de la qualité – Parasitologie sanguine

Laboratoire de santé publique du Québec 1

Informations généralesInformations généralesInformations généralesInformations générales

Date du contrôleDate du contrôleDate du contrôleDate du contrôle

� Envoi : 23 janvier 2017

� Fermeture : 6 février 2017

Bilan de la participationBilan de la participationBilan de la participationBilan de la participation

Laboratoires de biologie médicale du Québec inscrits au programme de contrôle externe de la qualité en parasitologie sanguine

59

Laboratoires ayant cessé leurs activités en 2017 2

Laboratoires de biologie médicale du Québec ayant participé à ce contrôle 49

Laboratoires de biologie médicale du Québec n’ayant pas participé à ce contrôle1 8

Laboratoires externes ayant participé à ce contrôle2 9

1. Une erreur majeure est attribuée aux laboratoires qui ne participent pas au contrôle externe de la qualité.

2. Les résultats fournis par ces laboratoires ne sont pas comptabilisés dans l’évaluation de la performance des laboratoires du réseau de la santé québécois.

Taux de participationTaux de participationTaux de participationTaux de participation

� Le taux de participation des laboratoires de biologie médicale du Québec est de 86 % (49/57).

Informations Informations Informations Informations déposées sur le portail wdéposées sur le portail wdéposées sur le portail wdéposées sur le portail web du programme CEQ du LSPQeb du programme CEQ du LSPQeb du programme CEQ du LSPQeb du programme CEQ du LSPQ

� Résultats attendus accessibles en ligne : 13 février 2017

� Rapport final disponible en ligne : 2 mai 2017

Il est obligatoire de participer au contrôle externe de la qualité depuis le 10 septembre 2010 selon

la circulaire ministérielle 2010-20. Une erreur majeure peut être attribuée aux laboratoires qui ne fournissent pas une raison valable à leur non-participation.


2 Laboratoire de santé publique du Québec

RapportRapportRapportRapport

AvantAvantAvantAvant----propospropospropospropos

Ce rapport présente l’analyse des résultats fournis par l’ensemble des laboratoires qui ont participé au contrôle externe de la qualité en parasitologie sanguine lors de l’envoi du 23 janvier 2017.

ObjectifsObjectifsObjectifsObjectifs

Le Comité d’assurance qualité en microbiologie avait fixé les objectifs suivants pour cet envoi :

� Évaluer la capacité des laboratoires à détecter la présence de Plasmodium sp. par examen microscopique sur des frottis colorés par les participants selon leur technique de coloration;

� Déterminer la capacité des laboratoires de catégorie 2 à distinguer P. falciparum des autres espèces et des laboratoires de catégorie 3 à identifier les Plasmodium à l’espèce;

� Vérifier la capacité de tous les laboratoires, peu importe la catégorie, à rapporter correctement le taux de parasitémie sur tout frottis mince contenant Plasmodium sp.

ÉchantillonsÉchantillonsÉchantillonsÉchantillons

Trois spécimens, répartis sur six frottis non colorés, ont été soumis pour la recherche de parasites sanguins par examen microscopique. Nous vous demandions de colorer ces frottis selon la technique de coloration en vigueur dans votre laboratoire pour la recherche de Plasmodium sp.

Renseignements cliniques

Spécimens Renseignements cliniques

31170101 et 31170111 Homme de 20 ans, historique de voyage : Afghanistan.

31170102 et 31170112 Homme de 37 ans, historique de voyage : République de Malawi.

31170103 et 31170113 Femme de 31 ans, historique de voyage : Népal.

Résultats attendusRésultats attendusRésultats attendusRésultats attendus

Résultats attendus

Numéro de spécimens Identification Pourcentage de parasitémie

31170101 et 31170111 Plasmodium vivax 0,02-0,9 %

31170102 et 31170112 Plasmodium falciparum 0,2-0,9 %

31170103 et 31170113 Aucun parasite observé Non applicable



Classification des laboratoires de parasitologie sanguineClassification des laboratoires de parasitologie sanguineClassification des laboratoires de parasitologie sanguineClassification des laboratoires de parasitologie sanguine

La malaria est considérée comme une urgence médicale et le diagnostic doit être confirmé par un examen hématologique traité de façon prioritaire. Tout laboratoire susceptible de rencontrer de tels cas doit avoir l’expertise nécessaire pour en faire le diagnostic.

L’identification à l’espèce est d’une grande importance pour la prise en charge des patients pour les raisons suivantes :

� Les espèces P. falciparum et P. knowlesi peuvent causer une infection sévère avec progression rapide pouvant mener au décès du patient; elle nécessite donc une prise en charge immédiate;

� Les espèces P. vivax et P. ovale requièrent le traitement des formes hypnozoïtes qui sont dormantes au niveau du foie;

� P. falciparum et P. vivax présentent une distribution différente de résistance aux anti-malariens selon la zone géographique où fut acquise l’infection.

Étant donné le faible nombre de cas annuels au Québec, les laboratoires n’ont pas tous l’occasion d’observer fréquemment des frottis positifs et de développer le même niveau d’expertise pour l’identification complète, à l’espèce. Pour tenir compte des réalités de chaque laboratoire et du niveau d’expertise à développer, nous proposons aux participants une classification en trois catégories :

� Les laboratoires de catégorie 1 reçoivent très peu de demandes pour le diagnostic de la malaria. Cependant, ils doivent être en mesure de détecter les cas positifs (Plasmodium sp.) et d’évaluer la parasitémie, le cas échéant. Ils doivent envoyer les frottis positifs ou douteux, de même que les spécimens négatifs pour lesquels il y a une forte suspicion clinique de malaria, à un laboratoire de référence pour confirmation.

� Les laboratoires de catégorie 2 reçoivent un nombre suffisant de demandes pour détecter efficacement les cas positifs (Plasmodium sp.), différencier Plasmodium

falciparum des autres espèces et évaluer la parasitémie, le cas échéant. Ils doivent envoyer les frottis positifs ou douteux, de même que les spécimens négatifs pour lesquels il y a une forte suspicion clinique de malaria, à un laboratoire de référence pour confirmation.

� Les laboratoires de catégorie 3 reçoivent suffisamment de demandes pour leur permettre de développer une expertise plus complète. Ils sont en mesure de détecter les cas positifs et d’identifier toutes les espèces observées (P. falciparum, P. malariae/knowlesi, P. ovale et P. vivax), sans faire appel à un laboratoire de référence, sauf pour des cas plus complexes. Ils sont également en mesure d’évaluer la parasitémie, le cas échéant.

Les laboratoires arbitres sont des centres de référence reconnus en parasitologie sanguine, situés dans d’autres provinces canadiennes ou pays.

Les laboratoires externes sont des laboratoires situés dans d’autres provinces canadiennes ou pays.



Sommaire des rSommaire des rSommaire des rSommaire des résultats ésultats ésultats ésultats

Identification du spécimen 31170101 et 31170111

Résultat attenduRésultat attenduRésultat attenduRésultat attendu : : : : Plasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivax –––– Pourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémie : 0,02 : 0,02 : 0,02 : 0,02 ---- 0,0,0,0,9999 %%%%

Laboratoires de biologie médicale du Québec (49)

Identification Arbitres Catégorie 3 Catégorie 2 Catégorie 1 Externes

P. vivax 5 107 1210 32 4

Plasmodium sp. 22 1313

Plasmodium sp. autre que P. falciparum

11 33

P. vivax + Plasmodium sp. autre que P. falciparum

22

P. vivax + Plasmodium sp.

11

P. vivax + Babesia sp. 11

P. falciparum 1

Total 5 10 18 21 4

Le chiffre en exposant correspond au nombre de laboratoires qui enverraient le spécimen à l’extérieur pour identification et/ou confirmation, parmi ce groupe.

Tous les laboratoires arbitres (100 %) ont correctement rapporté la présence de Plasmodium vivax. La performance globale des laboratoires participants pour P. vivax, Plasmodium sp. et Plasmodium sp. autre que P. falciparum, est, quant à elle, de 85,7 % (Tableau 3).

Une erreur mineure a été attribuée aux deux laboratoires de catégorie 2 ayant rapporté Plasmodium sp. Selon leur classification, ils auraient dû être en mesure d’éliminer la présence de P. falciparum en rapportant Plasmodium sp. autre que P. falciparum. Une erreur mineure a aussi été attribuée à deux laboratoires de catégorie 2 ayant rapporté une infection mixte à P.vivax et une espèce autre que P. falciparum. Une erreur mineure a également été attribuée au laboratoire de catégorie 1 ayant rapporté une infection mixte à P. vivax et Plasmodium sp, compte tenu du niveau d’expertise attendu des laboratoires de cette catégorie et du fait que le frottis aurait été acheminé à un laboratoire de référence.

Par contre, le laboratoire ayant rapporté une infection mixte avec Babesia sp. s’est vu attribuer une erreur majeure. La co-infection avec Babesia sp. implique une prise en charge et un traitement différents d’une infection simple à P. vivax. Une erreur majeure a également été attribuée au laboratoire qui a rapporté un P. falciparum. Un laboratoire de catégorie 2 doit être en mesure de différencier un P. falciparum des autres espèces et doit envoyer les frottis positifs pour confirmation (ce que ce laboratoire n’a pas indiqué qu’il ferait).

4,1%

10,2%

85,7%

Performance des laboratoires de biologie médicale du Québec

Résultat attendu et accepté Erreur mineure Erreur majeure



À la question posée sur le formulaire-réponse, 42 laboratoires (85,7 %) ont indiqué que, dans la routine, le spécimen serait envoyé dans un autre laboratoire pour confirmation.

Parasitémie des spécimens 31170101 et 31170111

Résultat attenduRésultat attenduRésultat attenduRésultat attendu : : : : Plasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivax –––– Pourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémie : 0,02 : 0,02 : 0,02 : 0,02 ---- 0,0,0,0,9999 %%%%

Le tableau 4 présente les pourcentages de parasitémie rapportés par 49 laboratoires. En raison d’une erreur dans le formulaire-réponse qui empêchait les participants d’entrer adéquatement le taux de parasitémie attendu, les valeurs acceptées pour ce contrôle se situent entre 0,02-0,9 %. Il est à noter que cet intervalle est trop grand pour être acceptable en routine et qu’en pratique, il est préférable de rapporter le taux exact de parasitémie. Une correction au formulaire sera apportée lors des prochains contrôles. La moyenne des valeurs obtenues par le LSPQ était de 0,21 % (n=7 lames).

Quarante-cinq laboratoires (91,8 %) excluant les arbitres ont rapporté un pourcentage de parasitémie inclus dans l’intervalle attendu, deux laboratoires (4,1 %) ont rapporté un pourcentage < 0,01 %. Deux laboratoires (4,1 %) ont rapporté ne pas effectuer le calcul de la parasitémie pour l’espèce P. vivax (non applicable). Cette pratique est acceptable, mais il reste pertinent en routine d’effectuer le calcul pour les espèces autres que P. falciparum puisqu’un pourcentage de parasitémie > 2 % pour ces espèces pourrait remettre l’identification rapportée en doute et permettre ainsi de rattraper une erreur d’identification potentielle. En effet, une parasitémie élevée est peu probable pour les autres espèces communes de Plasmodium

(P. vivax, P. ovale et P. malariae). Un autre exemple soulignant la pertinence d’effectuer le calcul de la parasitémie non seulement pour P. falciparum s’applique lorsque le complexe P. malariae/knowlesi est identifié. Ces deux espèces sont morphologiquement très difficiles à différentier et la PCR est requise pour faire la différentiation. Par contre, la parasitémie de P. malariae dépasse rarement le 1 % tandis que celle de P. knowlesi, une espèce pouvant donner un paludisme sévère, peut être très élevée. En conséquence, il faut penser à P. knowlesi devant toute suspicion de P. malariae associée à une forte parasitémie. Le pourcentage de parasitémie est donc un critère additionnel qui peut aider à la différentiation des espèces.


Arbitres Catégorie 3 Catégorie 2 Catégorie 1) Externes

≤ 0,01 % 2

0,02 - 0,1 % 2 6 7 8 3

0,2 – 0,9 % 2 4 7 13 1

1,0 - 2,0 %

2,1 - 5,0 %

Non applicable 1 2

Total 5 10 18 21 4



SpécimenSpécimenSpécimenSpécimen 31131131131177770110110110111111 –––– Plasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivax ---- Frottis à «Frottis à «Frottis à «Frottis à « goutte épaissegoutte épaissegoutte épaissegoutte épaisse »»»»

Les parasites étaient nombreux, environ 6 à 12 par champ en moyenne, à l’objectif 100X. Des anneaux, des trophozoïtes, des schizontes matures et immatures et des gamétocytes étaient présents. Les granulations de Schüffner étaient visibles sous forme de halo rosé autour des parasites (Figure 1).

Jeunes anneaux (A1 et A2) et trophozoïte (T) de P. vivax sur goutte épaisse.

SpécimenSpécimenSpécimenSpécimen 31131131131177770101010101010101 –––– Plasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivaxPlasmodium vivax ---- Frottis minceFrottis minceFrottis minceFrottis mince

Des trophozoïtes amiboïdes étaient présents (Figure 2A : T). Des gamétocytes étaient également présents (Figure 2B), de même que des schizontes immatures (Figure 3A) et matures (Figures 3B). De rares globules rouges contenaient deux parasites (Figure 2A : A).

Les granulations de Schüffner étaient bien évidentes dans les globules rouges infectés et la taille du globule rouge infecté était supérieure à la normale, ce qui permettait d’exclure P. falciparum et P. malariae. L’allure amiboïde de certains trophozoïtes orientait vers un diagnostic de P. vivax. Quelques globules rouges infectés avaient une forme irrégulière ou étaient plutôt ovales, mais ils étaient peu nombreux. Les globules rouges infectés ovales peuvent se retrouver en faible nombre pour P. vivax. Ils doivent toutefois être plus fréquents pour bien caractériser P. ovale. De plus, la présence de schizontes matures contenant 16 mérozoïtes permettait d’exclure P. ovale. En effet, les schizontes de P. ovale contiennent entre 8 et 12 mérozoïtes à maturité tandis que ceux de P. vivax en contiennent généralement 16 (entre 12 et 24). Nous référons le lecteur aux tableaux en annexe pour plus de détails sur les caractéristiques des différentes espèces de Plasmodium.

Les parasites étaient relativement faciles à repérer : on pouvait en observer en moyenne de 5 à 10 par 10 champs, à l’objectif 100X.



Anneaux (Panel A : A), trophozoïtes (Panel A : T) et gamétocytes (Panel B) de P. vivax sur frottis mince.

Schizontes immatures (Panel A) et matures (Panel B) de P. vivax sur frottis mince.



Identification des spécimens 31170102 et 31170112

Résultat attenduRésultat attenduRésultat attenduRésultat attendu : : : : Plasmodium Plasmodium Plasmodium Plasmodium falciparumfalciparumfalciparumfalciparum –––– Pourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémie : : : : 0,20,20,20,2----0,90,90,90,9 %%%%



P. falciparum 5 52 108 54 4

Plasmodium sp. 22 33 1414

P. falciparum + Plasmodium sp.

11

P. falciparum +


11 22

P. falciparum +

P. malariae 11

P. ovale 11


1

P. malariae 1

Babesia sp. + Plasmodium sp. autre que P. falciparum

11

Babesia sp. 11

Total 5 10 18 21 4

Le chiffre en exposant correspond au nombre de laboratoires qui enverraient le spécimen à l’extérieur pour identification et/ou confirmation, parmi ce groupe.

Les cinq laboratoires arbitres (100 %) ont correctement rapporté la présence de Plasmodium

falciparum.

La performance globale des laboratoires participants du réseau pour P. falciparum et Plasmodium sp. est de 69,4 % (Tableau 5). Cette performance est nettement inférieure à celles observées au cours des 10 dernières années (87,3 % - 100 %) ce qui s’explique en partie par le fait que les frottis envoyés pour le contrôle en 2017 étaient non colorés et devaient être colorés par les laboratoires participants. L’évaluation de la technique de coloration des parasites sanguins effectuée en 2014 avait permis de constater que 50 % des laboratoires du réseau n’utilisaient pas une coloration optimale pour le diagnostic du Plasmodium. L’utilisation d’une coloration inadéquate ou sous-optimale augmente le niveau de difficulté pour l’identification des parasites (Rapport complémentaire – Évaluation de la technique de coloration, CEQ parasitologie sanguine 2015).

12,2%

18,4%

69,4%





Deux laboratoires de catégorie 3 et trois laboratoires de catégorie 2 ont eu une erreur mineure pour avoir rapporté la présence de Plasmodium sp. sans en préciser l’espèce. Selon leur classification, ces laboratoires auraient dû être en mesure de différencier P. falciparum des autres espèces. Les quatre laboratoires ayant rapporté la présence concomitante de P. falciparum et Plasmodium sp. ou Plasmodium autre que falciparum se sont également vu attribuer une erreur mineure. Notons que ces quatre laboratoires auraient acheminé le frottis mince pour confirmation.

Les six laboratoires qui ont rapporté la présence de P. falciparum et P. malariae, P. ovale, Plasmodium sp. autre que P. falciparum, P. malariae, Babesia sp. + Plasmodium sp. autre que P. falciparum ou Babesia sp. se sont vu attribuer une erreur majeure.

Un seul laboratoire n’a pas repéré la présence du Plasmodium et a plutôt faussement détecté du Babesia sp. La confusion entre le Babesia et le P. falciparum est effectivement facile, puisque les anneaux des deux parasites peuvent parfois être semblables lorsque pris individuellement. C’est souvent l’image de l’ensemble qui nous permet de les distinguer. Les anneaux du Babesia sp. sont pléomorphes : ils peuvent prendre des formes irrégulières et même être plus petits et plus fins que les jeunes anneaux de P. falciparum. On peut occasionnellement retrouver les parasites regroupés en tétrade, une forme caractéristique de Babesia. Des formes extracellulaires sont également généralement présentes sur les frottis positifs à Babesia, ce qui n’est pas le cas avec P. falciparum. Le contexte épidémiologique est également très important étant donné que ces parasites ne se retrouvent habituellement pas dans les mêmes régions géographiques.

Deux laboratoires ont rapporté P. malariae et un laboratoire a rapporté P. ovale, probablement à cause de la présence d’anneaux plus épais et de trophozoïtes âgés dans le spécimen. Au fur et à mesure que se développe le trophozoïte de P. falciparum, celui-ci devient un grand anneau charnu. À ce stade, la vacuole commence à disparaître et le parasite peut sembler contracté. De fines granules de pigment apparaissent dans le cytoplasme et augmentent en grosseur et en nombre pendant le développement du trophozoïte. À ce stade, un lecteur inexpérimenté peut facilement confondre les trophozoïtes en développement avec ceux de P. malariae ou P. ovale. Par contre, la présence de taches de Maurer dans les globules rouges qui contiennent des anneaux en développement est spécifique à P. falciparum et confirme cette espèce. L’utilisation d’une coloration optimale au bon pH est nécessaire pour faire ressortir les taches de Maurer : il est possible que la coloration des laboratoires ayant rapporté P. malariae était sous-optimale et ne permettait pas de mettre les taches de Maurer spécifique à P. falciparum en évidence. L’identification de P. ovale et P. vivax en contexte de P. falciparum est une erreur fréquente puisqu’il est possible pour les lecteurs inexpérimentés de confondre les taches de Maurer avec la granulation de Schüffner. Celles-ci sont plus fines et beaucoup plus nombreuses que les taches de Maurer. Il est aussi intéressant de noter que la taille des globules rouges infectés varie de normale à plus petite (3/4 x) lors d’une infection à P. malariae et est généralement agrandie lors d’une infection à P. ovale tandis qu’ils sont de taille normale dans le cas d’une infection à P. falciparum.

Nous référons le lecteur aux tableaux en annexe pour plus de détails sur les caractéristiques morphologiques des différentes espèces de Plasmodium.

En raison de l’impact majeur sur le traitement, nous recommandons aux laboratoires qui ont moins d’expertise et ceux qui ont des doutes quant à l’identification correcte de l’espèce de Plasmodium, à référer les frottis dans un autre laboratoire pour confirmation. À la question posée sur le formulaire-réponse, 41 laboratoires (83,6 %) ont indiqué que, dans la routine, le spécimen serait envoyé dans un autre laboratoire pour confirmation.



Parasitémie des spécimens 31170102 et 31170112

Résultat attenduRésultat attenduRésultat attenduRésultat attendu : : : : Plasmodium falciparumPlasmodium falciparumPlasmodium falciparumPlasmodium falciparum –––– Pourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémiePourcentage de parasitémie : 0,2: 0,2: 0,2: 0,2----0,90,90,90,9 %%%%


Pourcentage de parasitémie Arbitres Catégorie 3 Catégorie 2 Catégorie 1 Externes

≤ 0,01 %

0,02 - 0,1 % 4 1

0,2 – 0,9 % 5 8 16 17 3

1,0 - 2,0 % 1 1

2,1 - 5,0 %

Non applicable 1 1

Total 5 10 18 21 4

Le tableau 6 présente les pourcentages de parasitémie rapportés par tous les laboratoires incluant les arbitres. Le pourcentage moyen de parasitémie attendu (0,2 – 0,9 %) a été déterminé en tenant compte des valeurs obtenues par les arbitres et le LSPQ. Les cinq arbitres et quarante et un laboratoires du réseau (83,67 %) ont rapporté un pourcentage de parasitémie inclus dans l’intervalle attendu.

SpécimenSpécimenSpécimenSpécimen 31131131131177770110110110112222 ---- PlasmoPlasmoPlasmoPlasmodium falciparumdium falciparumdium falciparumdium falciparum ----Frottis à «Frottis à «Frottis à «Frottis à « goutte goutte goutte goutte épaisseépaisseépaisseépaisse »»»»

Les anneaux et trophozoïtes étaient faciles à repérer : on pouvait en observer en moyenne de 10 à 15 par champs, à l’objectif 100X.

Jeunes anneaux (A) de P. falciparum sur goutte épaisse



Spécimen Spécimen Spécimen Spécimen 31131131131177770100100100102222---- Plasmodium falciparumPlasmodium falciparumPlasmodium falciparumPlasmodium falciparum ---- Frottis mince Frottis mince Frottis mince Frottis mince

La forme des anneaux présents sur ce frottis était variable : quelques formes accolées et quelques anneaux à double chromatine étaient présents (Figure 5 : B et C). La majorité des anneaux présents étaient plus ou moins épais (Figure 5 : D). De petits anneaux délicats, plus petits et plus fins que chez les autres espèces et occupant souvent le 1/6 de la cellule pouvaient aussi être observés. La présence de taches de Maurer dans les globules rouges contenant de gros anneaux ou des trophozoïtes nous confirmait sans aucun doute la présence de P. falciparum

(Figure 5 : C et D), à condition, bien entendu, de ne pas les confondre avec les granulations de Schüffner qui sont beaucoup plus nombreuses et plus fines. Le globule rouge infecté était de taille normale, ce qui permettait d’exclure P. vivax et P. ovale.

Trophozoïtes de Plasmodium falciparum

A

B

D

C



Identification des spécimens 31170103 et 31170113

Résultat attenduRésultat attenduRésultat attenduRésultat attendu : : : : Aucun parasite observéAucun parasite observéAucun parasite observéAucun parasite observé

Le chiffre en exposant correspond au nombre de laboratoires qui enverraient le spécimen à l’extérieur pour identification et/ou confirmation, parmi ce groupe

Les cinq laboratoires arbitres (100 %) et 46 laboratoires du réseau québécois (93,9 %) ont correctement rapporté l’absence de parasites sur le frottis (Tableau 7). Deux laboratoires de catégorie 1 ont faussement rapporté la présence de Plasmodium sp. ou Babesia sp. ce qui a été considéré comme une erreur majeure. Une erreur majeure a été attribuée au laboratoire qui n’a pas soumis de résultat pour ce spécimen.

Dix laboratoires (20,4 %), sept de catégorie 1, deux de catégorie 2 et un de catégorie 3, ont indiqué que le spécimen serait envoyé dans un autre laboratoire pour confirmation, incluant les laboratoires ayant rapporté la présence d’un parasite. Cela s’explique probablement par le fait que ce frottis négatif ne causait pas vraiment de problème pour la majorité des laboratoires.

Frottis mince (311Frottis mince (311Frottis mince (311Frottis mince (31177770103) et frottis à «0103) et frottis à «0103) et frottis à «0103) et frottis à « goutte épaissegoutte épaissegoutte épaissegoutte épaisse »»»» (31170113)(31170113)(31170113)(31170113)

Aucun parasite n’était présent dans ce spécimen.



Aucun parasite observé 5 101 182 185 41

Babesia sp. 11

Plasmodium sp. 11

Aucun résultat inscrit 1

Total 5 10 18 21 4

6,1%

0,0%

93,9%





Déclaration MADO

Déclaration MADO 31170101 et 31170111

31170102 et 31170112

31170103 et 31170113

Oui 31 29

NA

OUI, si le résultat est confirmé par le laboratoire de référence

13 11

NON, la MADO serait déclarée par le laboratoire de référence

2 2

NON 1 1

Les laboratoires qui ont obtenu une erreur majeure pour l’identification des spécimens ne sont pas inclus dans ce tableau.

Sont présentés au tableau 8 les laboratoires qui ont rapporté une identification adéquate pour chacun des spécimens incluant les laboratoires ayant obtenu une erreur mineure.

Les spécimens 31170101 et 31170102 qui contenaient du Plasmodium vivax et du Plasmodium

falciparum respectivement auraient dû faire l’objet d’une déclaration MADO. Le Ministère de la Santé et des Services sociaux stipule que tous laboratoires ayant procédé à l’analyse est tenu légalement de procéder à la déclaration :

« Est tenu de faire une déclaration, dans les cas prévus au règlement ministériel tout dirigeant d’un laboratoire ou d’un département de biologie médicale, privé ou public, lorsqu’une analyse de laboratoire faite dans le laboratoire ou le département qu’il dirige démontre la présence de l’une de ces intoxications, infections ou maladies. »

Une erreur majeure a été attribuée au laboratoire qui n’aurait pas effectué la déclaration pour ces deux spécimens.



ConclusionConclusionConclusionConclusion

La performance globale des laboratoires s’est avérée acceptable pour P. vivax (85,7 %), très bonne pour le spécimen négatif (93,9 %) et nettement inférieure comparativement à celle des années antérieures pour P. falciparum (69,4 %). Cette baisse de performance par rapport aux années antérieures est probablement reliée au fait que les laboratoires devaient, pour le contrôle 2017, colorer eux-mêmes les frottis. Il est fort probable que certains laboratoires n’ont pas été en mesure de faire ressortir les taches de Maurer dans le spécimen contenant du P. falciparum dû à l’utilisation d’une méthode de coloration sous-optimale.

L’utilisation d’une coloration inadéquate ou sous-optimale pour l’identification des parasites de la malaria augmente le niveau de difficulté dans la détection ou l’identification des espèces de Plasmodium. Les laboratoires ayant obtenu une erreur d’identification sont encouragés à relire le rapport complémentaire du CEQ de parasitologie sanguine 20155 : celui-ci pourrait les guider dans la révision de leur technique de coloration.

Pour ce qui est du pourcentage de parasitémie, la majorité des laboratoires a rapporté un pourcentage inclus dans l’intervalle estimé par les laboratoires arbitres et le LSPQ. Les laboratoires ayant rapporté un pourcentage en dehors de ces intervalles devraient revoir leur méthode de calcul. Certains laboratoires ont rapporté que le calcul de la parasitémie n’était pas applicable pour P. vivax. Cette pratique est acceptable, cependant le pourcentage de parasitémie peut s’avérer un critère additionnel qui peut aider à la différentiation des espèces. De plus, aux fins du contrôle, il est demandé de faire cet exercice pour chacun des spécimens positifs envoyés pour Babesia ou Plasmodium, peu importe l’espèce. Cette exigence permet d’évaluer la capacité des participants à effectuer ce calcul.

Étant donné que l’identification de l’espèce de Plasmodium peut avoir un impact majeur sur le traitement, nous encourageons fortement les laboratoires qui ont moins d’expertise ou qui ont des doutes quant à l’identification de l’espèce, à référer les frottis à un autre laboratoire pour confirmation. La plupart des laboratoires ayant rapporté un résultat moins spécifique ont indiqué qu’ils enverraient le spécimen pour confirmation, comme recommandé en routine.

Les tests de diagnostic rapide (TDR) peuvent aussi être utilisés en parallèle avec la recherche microscopique. Ces tests offrent l’avantage d’être rapides et de méthodologie simple. Les résultats sont en général fiables particulièrement pour les infections causées par P. falciparum. Cependant, ils ne permettent pas d’établir le taux de parasitémie. Les résultats de TDR, qu’ils soient positifs ou négatifs, doivent toujours être vérifiés par microscopie.

La malaria est une infection grave. Les infections sévères sont le plus souvent causées par le P. falciparum, espèce fréquemment retrouvée en routine. Les demandes de recherche de Plasmodium (ou frottis de malaria) doivent être traitées en priorité. Le médecin requérant doit être avisé le plus rapidement possible de tout résultat positif en précisant si le spécimen a été envoyé pour confirmation, le cas échéant. L’identification (présumée ou non) du parasite et le taux de parasitémie (particulièrement pour P. falciparum) doivent figurer sur le rapport. Il est également important d’y préciser que la malaria, quelle que soit l’espèce en cause, est une maladie à déclaration obligatoire. Les cas positifs doivent être déclarés au directeur régional de la santé publique de votre territoire dans les 48 heures.



AnnexeAnnexeAnnexeAnnexe 1111

Tableau des caractères distinctifs des parasites humains de la malaria sur frottis sanguins minces colorés

Caractères P. falciparum P. malariae P. vivax P. ovale

Érythrocyte infecté agrandi - - + ±

Érythrocyte infecté avec granulations de Schüffner - - + +

Érythrocyte infecté effiloché et/ou ovale* rare rare rare fréquent

Parasite, trophozoïtes plus amiboïdes - - + -

Parasite, toutes formes présentes dans sang périphérique - + + +

Parasite, anneaux larges - (+) + + +

Parasites multiples dans un seul érythrocyte* + rare rare rare

Parasite, double chromatine* + rare rare rare

Érythrocyte infecté avec taches de Maurer + - - -

Parasite, formes accolées* + - rare -

Parasite, gamétocytes en forme de saucisses + - - -

Parasite, formes en bande* rare + rare rare

Nombre de mérozoïtes dans un schizonte érythrocytaire 8-24 6-12 12-24 8-12

∗Non spécifiques, mais suggestif si observé

Contrôle externe de la qualité Parasitologie sanguine


Tableau des caractéristiques morphologiques des diverses espèces de Plasmodium

Cellule hôteCellule hôteCellule hôteCellule hôte

P. falciparum P. malariae P. vivax P. ovale

Taille � Normale. � Normale. � Agrandie. � Agrandie, mais pas autant que P. vivax.

Forme � Ronde, parfois crénelée. � Ronde. � Ronde, ovoïde, parfois déformée par le parasite.

� Ronde, ovale.

� Extrémités souvent effilochées [20-30 % des cellules infectées].

Couleur � Normale ou plus foncée. � Normale. � Normale ou plus pâle. � Normale.

Granulations � Taches de Maurer [grains violacés] habituellement peu nombreuses. Pas aussi nombreuses que les grains de Schüffner.

� S’observent plus facilement dans les frottis bien colorés.

� Grains de Ziemann [rares et délicats lorsque présents].

� Le frottis doit être trop coloré [inhabituel].

� Grains de Schüffner [pH important].

� Petits grains rouges dont le nombre augmente au fur et à mesure du développement du parasite.

� Nombreux.

� Grains de Schüffner [pH important].

� Petits grains rouges dont le nombre augmente au fur et à mesure du développement du parasite.

% Cellules infectées

� Toutes les cellules peuvent être infectées.

� Cellules plus âgées infectées.

� Rarement plus de 1 % de cellules infectées.

� Cellules jeunes infectées.


� Cellules jeunes infectées.




ParasiteParasiteParasiteParasite


Jeune

Trophozoïte

� Petits anneaux délicats.

� Petit grain de chromatine relié à la bande de cytoplasme.

� La chromatine peut être double ou triple.

� Formes accolées.

� On peut en retrouver plus d’un dans les globules rouges.

� Petits anneaux compacts présentant ou non une petite vacuole.

� Chromatine plus grosse.

� Formes en bande occasionnelles.

� Petits anneaux avec une vacuole claire et 1 ou 2 grains de chromatine.

� Ont tendance à présenter une forme amiboïde.

� Peuvent contenir de faibles granulations.

� Petits anneaux réguliers avec une vacuole claire.

� Ressemblent à P. malariae.

Trophozoïte en croissance

� Anneaux semblables aux jeunes trophozoïtes, mais plus gros.

� Le cytoplasme forme un anneau complet et la chromatine se retrouve souvent dans la vacuole.

� Forme régulière sauf pour les formes en bande.

� Vacuoles présentes ou absentes.

� Le pigment peut être retrouvé dans le cytoplasme.

� Nombreuses formes amiboïdes avec une grosse vacuole.

� Cellules infectées agrandies et de forme bizarre.

� Granulations abondantes.

� Forme régulière.

� Cellules infectées sensiblement agrandies.


Trophozoïte âgé � Occupent souvent les 2/3 de la cellule.

� Pigment noir évident.

� Vacuole petite ou absente.

� Taille moyenne et de forme régulière.

� Occupent toute ou presque toute la cellule.

� Petite vacuole présente ou absente.

� Pigment noir évident.

� Granulations rarement visibles.

� Occupent presque toute la cellule.

� Vacuole importante ou presque absente.

� Granulations et pigment noir évidents.

� Légèrement plus gros que P. malariae au même stade.

� Forme régulière.

� N’occupent pas plus des 2/3 de la cellule agrandie.

� Granulations et pigment noir évidents.

Contrôle externe de la qualité Parasitologie sanguine


ParasiteParasiteParasiteParasite [[[[suitesuitesuitesuite]]]]


Schizontes � Rarement observés. Leur présence indique une infection sévère.

� Lorsque présents, petits et immatures, avec 2-4 mérozoïtes et des agrégats de pigment.

� À maturité, les mérozoïtes sont disposés de façon irrégulière : 8 à 40, généralement entre 16 et 24.

� Pigment : masse noire ou brun doré unique.

� Occupent souvent toute la cellule hôte.

� Présence de 8 à 12 mérozoïtes, généralement 8 ou 10.

� Formes en rosette fréquentes.

� Occupent généralement toute la cellule agrandie; des formes plus petites peuvent être observées.

� Les formes à maturité ont 12 à 24 mérozoïtes, généralement 14 ou 20.

� Pigment brun doré présent en amas.

� Plus gros que P. malariae.

� N’occupent pas plus des 2/3 de la cellule agrandie.

� Pigment brun doré présent généralement en amas.

� Mérozoïtes disposés de façon irrégulière : 6 à 12, généralement 10.


Gamétocytes

immaturés

� Rarement observés dans la circulation périphérique, seulement rencontrés dans les infections sévères.

� Ne peuvent se distinguer des trophozoïtes âgés.

� Semblables aux trophozoïtes âgés, mais absence de vacuole et chromatine plus grosse.

� Semblables aux trophozoïtes âgés.

Gamétocytes

femelles [macro]

� Formes en croissant ou en saucisse.

� Coloration plus foncée ou plus bleue, noyau central plus compact, entouré de pigments.

� Cellule hôte étirée en forme de croissant.

� Difficiles à distinguer des trophozoïtes âgés.

� Occupent toute la cellule.

� Noyau en périphérie.

� Coloration plus foncée.

� Gros, occupent toute ou presque toute la cellule.

� Coloration plus foncée que pour le mâle, noyau compact en périphérie.

� Parasites plus petits, n’occupent pas toute la cellule agrandie.

� Souvent difficiles à distinguer de P. vivax.

Gamétocytes

mâles [micro]

� Formes similaires, mais croissant moins accentué que pour la femelle.

� Chromatine diffuse dans le cytoplasme.

� Plus rouge que la femelle, bleu en périphérie.

� Pigment plus diffus.

� Chromatine diffuse retrouvée au centre.

� Couleur rouge brique au centre.

� Semblables aux gamétocytes femelles, mais chromatine diffuse, plus centrale.

� Rouge au centre, bleu en périphérie.

� Chromatine diffuse retrouvée au centre.

� Semblables à P. vivax.

Apparition des

gamétocytes

dans le sang

� 7-12 jours � 7-14 jours � 3-5 jours � 12-24 jours

Source : Kokoskin, E. 2005. Dépistage du paludisme – Manuel pour le laboratoire d’aujourd’hui. Centre des maladies tropicales de l’Université McGill, Montréal.



RéférencesRéférencesRéférencesRéférences

1. Ash, L. R. and T. C. Orihel. 2007. Ash & Orihel's Atlas of Human Parasitology, 5th ed. American Society for Clinical Pathology Press, Singapore.

2. Garcia, L. S. 2016. Diagnostic Medical Parasitology, 6th ed. American Society for Microbiology, Washington, D. C.

3. National Committee for Clinical Laboratory Standards. 2000. Laboratory Diagnosis of Blood-borne Parasitic Diseases; Approved Guideline. NCCLS document M15-A, Pennsylvania.

4. Kokoskin, E. 2005. Dépistage du paludisme – Manuel pour le laboratoire d’aujourd’hui. Université McGill, Centre des maladies tropicales, Hôpital général de Montréal. Montréal, Canada.

5. Thivierge K, Elbakry A, Vallée M. 2015. Rapport Complémentaire – Évaluation de la technique de coloration, CEQ parasitologie sanguine. LSPQ

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