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Untersuchungen zur Verbesserung vonWiederaufforstungsmaßnahmen in Südkorea
unter besonderer Berücksichtigung des Beitragesverschiedener Mykorrhiza-bildender Mykobionten und
unterschiedlicher Bodensubstrate
Dissertation zur Erlangung des akademischen GradesDoktor der Naturwissenschaften
- Dr. rer. nat. -
vorgelegt dem Fachbereich 2Biologie/Chemie der Universität Bremen
von
Seak-Jin Kim
Bremen2002
Gutachter: Prof. Dr. W. Heyser Prof. Dr. A. Nehrkorn
Prüfer: Prof. Dr. J . FilserDr. H. Bücking
Im Text verwendete Abkürzungen
AAS AtomabsorptionsspektrometerAm Apikalmeristembidest. bidestilliertBs BauschuttCAL Calciumacetat-LactatCanorg anorganischer KohlenstoffgehaltCcarb CarbonatkohlenstoffgehaltCorg organischer KohlenstoffgehaltCt KohlenstoffgesamtgehaltEDTA EthylendiaminotetraessigsäureEn Endodermisg GrammGm GemischHM-M Hyphenmantel MatrixHM-C Hyphenmantel CytoplasmaHM-V Hyphenmantel VakuoleMMN-Medium Modifiziertes Melin Norkans MediumHm HyphenmantelHN Hartigsches Netzh StundeITS Interne transkribierte Spacermyk. mykorrhizierte Wurzeln bzw. Pflanzenmg Milligrammml MilliliterM MolMax MaximumMin Minimummin Minutenµg Mikrogrammµm Mikrometern Anzahl der Parallelprobennb nicht bestimmtNt StickstoffgesamtgehaltPCR PolymerasekettenreaktionPax. Paxillus involutusPis. Pisolithus tinctoriusRi RhizodermisR. Rhizophogon roseolusrDNA ribosomale DesoxyribonukleinsäureS. Suillus bovinuss. siehe
sEn suberinisierte EndodermisSd SandsubstratSD Standardabweichung der StichprobeTEM TransmissionselektronenmikroskopieTG Trockengewichtunmyko. unmykorrhizierte Wurzeln bzw. PflanzenW WattWd WaldbodenWh WurzelhaarWR-ZW Wurzelrinde ZellwandWR-C Wurzelrinde CytoplasmaWR-V Wurzelrinde VakuoleZz Zentralzylinder
Danksagung
Mein herzlicher Dank gilt in erster Linie Prof. Dr. Wolfgang Heyser für das interessante The-
ma, die Diskussionsbereitschaft bei der Bearbeitung und für seine tatkräftige Unterstützung.
Durch sein Interesse und seine unerschöpflichen Bemühungen hat er entscheidend zum Gelingen
der Arbeit beigetragen. Mein Dank gilt ferner Prof. Dr. Alexander Nehrkorn für seine Bereit-
schaft, sich als Gutachter für diese Arbeit zur Verfügung zu stellen und den beiden Prüfungsmit-
gliedern Prof. Dr. Juliane Filser und Dr. Heike Bücking, für ihren Einsatz sich mit meiner Arbeit
intensiv auseinanderzusetzen. Für die Durchführung der Identifikation der isolierten Mykorrhiza-
pilze möchte ich Dr. Carsten Harms danken. Ein besonderer Dank gilt Dr. Heike Bücking, die
stets ansprechbereit war und durch ihre Anregungen und durch ihre Erfahrung erheblich zum Ge-
lingen der Arbeit beigetragen hat.
Ferner danke ich der Arbeitsgruppe für die vorbildliche Zusammenarbeit im Labor und für die
selbstlose Unterstützung meiner Arbeiten. Den Technikerinnen der Arbeitsgruppe, Helga Wehr-
kamp und Anke Toltz, möchte ich für Ihre Hilfe bei der praktischen Durchführung der Arbeit
danken. Ebenso möchte ich Iren Collet und Marlies Rückmann für ihre Hilfe bei zahlreichen
Untersuchungen danken. Allen anderen Mitgliedern der Arbeitsgruppe Heyser möchte ich herz-
lich danken für das angenehme Arbeitsklima und die ausgezeichnete Zusammenarbeit.Eine große Hilfe beim Schreiben und bei der Formulierung waren meine Freunde, Rainer
Hans, Martin Grunwald und Antje Seebeck, die die ganze Arbeit Korrektur gelesen haben. Herrn
Gerlach vom Stadtforstamt Uelzen danke ich für seine freundlichen Hinweise auf bestimmte
Standorte und für die Unterstützung bei der Sammlung der Mykorrhizapilze, die ich für diese
Arbeit verwendet habe. Herrn Ellmers von der Recycling-Anlage Bremen danke ich für die Be-
reitstellung des Bodenmaterials. Mein Dank gilt auch Werner Vogel und Angelika Trambacz im
Biogarten der Universität Bremen für die große Hilfe bei den Versuchen zur Pflanzenanzucht.
Ebenso geht mein Dank an Won-Yeal Lee vom National Arboretum, Korea Forest Service, der
mir für meine Arbeiten Saatgut zur Verfügung gestellt hat.
Zum Schluß möchte ich mich ganz herzlich bei meinen Eltern, Geschwistern und Schwieger-
eltern, die mich während des Studiums und der Promotion immer unterstützt haben, bedanken.
Besonders herzlich danke ich meiner Frau und meiner Tochter Sun-Mi für das Verständnis und
für die Geduld mir die ganze Zeit zur Seite zu stehen. Die vorliegende Arbeit wurde durch ein
Stipendium der Universität Bremen (Fachbereich 2) unterstützt.
Inhaltsverzeichnis
Seite
1. Einleitung .................................................................................................................1
1.1. Allgemeine Einführung.................................................................................................11.2. Das technogene Substrat “Bauschuttgemenge“ als Bodensubstrat ..............................41.3. Die Bedeutung der Ektomykorrhiza für das Baumwachstum.......................................41.4. Elementaufnahme über die Wurzel und Transport .......................................................61.5. Die praktische Bedeutung der Ektomykorrhiza ............................................................71.6. Zielsetzung und Fragestellung dieser Arbeit ................................................................9
2. Material und Methoden ....................................................................................10
2.1. Pflanzen und Mykorrhizapilze....................................................................................10
2.1.1. Herkunft der Pflanzen.................................................................................................102.1.2. Auswahl der Mykorrhizapilze ....................................................................................112.1.3. Bodensubstrate............................................................................................................122.1.4. Anzucht der Pflanzen..................................................................................................122.1.5. Kultivierung der Mykobionten ...................................................................................132.1.6. Herstellung von Flüssigkulturen.................................................................................13
2.2. Experimentelles Design ..............................................................................................14
2.2.1. Gewinnung von Reinkulturen aus dem Freiland ........................................................142.2.1.1. Isolierungsversuche aus Fruchtkörpern ......................................................................142.2.1.2. Isolierungsversuche aus mykorrhizierten Wurzeln.....................................................15
2.2.2. Methodenentwicklung der in-vitro-Mykorrhizierung.................................................152.2.2.1. Petrischalen-Methode .................................................................................................152.2.2.2. Inokulierung mit Flüssigkulturen (Vegetative Inokulation) .......................................172.2.2.3. Optimierung der “Nylon-Mesh“ Methode zur Inokulation .........................................182.2.2.4. Biokompost als Zusatzstoff für die Bodensubstrate ...................................................19
2.2.3. In-vitro Untersuchungen zum Einfluß des pH-Wertes auf das Myzelwachstum........192.2.4. Bestimmung der Mykorrhizierungsrate ......................................................................202.2.5. Identifizierung der isolierten Mykorrhizen aus dem Freiland ....................................20
2.3. Morphologische und anatomische Untersuchungen ...................................................22
2.3.1. Dokumentation des Mykorrhizierungsverlaufes.........................................................222.3.2. Fixierung und Einbettung (LM)..................................................................................222.3.3. Gefriertrocknung und Einbettung ...............................................................................23
2.3.4. Mikrotomie und Bedampfung.....................................................................................242.3.5. Rasterelektronenmikroskopie (REM).........................................................................242.3.6. Röntgenmikroanalyse (EDXS) ...................................................................................252.3.7. Fotographische Dokumentation..................................................................................25
2.4. Chemische Charakterisierung der Böden und Pflanzen..............................................26
2.4.1. Bestimmung des pH-Wertes im Boden ......................................................................262.4.2. Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit des Bodens.............................................262.4.3. Bestimmung des pflanzenverfügbaren Phosphat- und Kalium-Gehalts nach dem
CAL-Auszug (nach SCHÜLLER, 1969) ........................................................................262.4.4. Bestimmung des Ct- und Nt-Gehaltes im Elementaranalysator ..................................272.4.5. Bestimmung des Carbonatgehaltes .............................................................................272.4.6. Bestimmung der pflanzenverfügbaren Kationen im Boden........................................282.4.7. Ermittlung des Gesamt-Kationengehaltes von Sproß und Wurzel .............................282.4.8. Bestimmung der Anionen im Boden ..........................................................................292.4.9. Mikrowellenaufschluß ................................................................................................292.4.10. Aufschlußverfahren ....................................................................................................302.4.11. Bestimmung der Schwermetalle .................................................................................31
2.4.11.1. Reproduzierbarkeit .....................................................................................................312.4.11.2. Pflanzenverfügbare Schwermetalle im Boden............................................................312.4.11.3. Schwermetall-Gesamtgehalte in Pflanzen und Böden................................................32
2.4.12. Datenverarbeitung.......................................................................................................32
3. Ergebnisse ..............................................................................................................33
3.1. Pflanzen und Pilze ......................................................................................................33
3.1.1. Methodenentwicklung ................................................................................................333.1.1.1. Isolierung von Mykorrhizapilzen aus Fruchtkörpern und mykorrhizierten
Wurzeln aus dem Freiland ..........................................................................................333.1.1.2. Identifizierung der isolierten Freilandmykorrhizen ....................................................343.1.1.3. Inokulationsversuch mit Flüssigkulturen....................................................................373.1.1.4. Optimierung der Inokulationsmethode .......................................................................403.1.1.5. Wachstum der Pflanzen auf den eingesetzten Bodensubstraten mit Biokompost
als Zusatzstoff ...........................................................................................................413.1.1.6. Einfluß des pH-Wertes auf das Myzelwachstum........................................................44
3.2 Untersuchungen zu den unterschiedlichen Bodensubstraten......................................46
3.2.1 Weitere Bodendaten....................................................................................................463.2.1.1. pH-Wert des Bodens...................................................................................................46
3.2.1.2. Elektrische Leitfähigkeit.............................................................................................463.2.1.3. CAL-lösliche Gehalte von P und K im Boden ...........................................................483.2.1.4. Corg- und Canorg-Gehalt im Boden ...............................................................................493.2.1.5. Nt-Gehalt und C/N-Verhältnis im Boden ...................................................................503.2.1.6. Pflanzenverfügbaren Kationen im Boden...................................................................513.2.1.7. Anionengehalte im Boden ..........................................................................................533.2.1.8. Schwermetallgesamtgehalte im Boden.......................................................................553.2.1.9. CaCl2-extrahierbare Schwermetallgehalte im Boden .................................................57
3.3. Untersuchungen der Pflanzen .....................................................................................60
3.3.1. In-vitro Mykorrhizierungsverlauf ...............................................................................603.3.2 Morphologische und anatomische Charakterisierung der Mykorrhizen.....................633.3.3. Sproß- und Wurzelentwicklung..................................................................................703.3.4. Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und Sproß/Wurzel-Verhältnis ..........................743.3.5. Makroskopische Bewertung des Mykorrhizierungsrate .............................................773.3.6. Chemische Untersuchungen der Pflanzen ..................................................................78
3.3.6.1. Kationengesamtgehalte in Sproß und Wurzeln mykorrhizierter Pflanzen .................783.3.6.2. EDXS-Messungen zur Lokalisation verschiedener Elemente in der Wurzel .............813.3.6.3. Schwermetallgesamtgehalte in Sproß und Wurzeln mykorrhizierter und
unmykorrhizierter Pflanzen ........................................................................................83
4. Diskussion...............................................................................................................88
4.1. Selektion der Mykorrhizapilze und die Isolierung aus Fruchtkörpern und mykorrhi-zierten Wurzeln aus dem Freiland .............................................................................88
4.2. Identifizierung der Mykorrhizapilze an Hand von mykorrhizierten Wurzeln bzw.Fruchtkörpern .............................................................................................................90
4.3. In-vitro Inokulation ....................................................................................................91
4.3.1. Entwicklung der in-vitro Inokulationsmethode (Petrischalen- und Nylon-Mesh-Methode).....................................................................................................................91
4.3.2 Inokulationsversuche mit Flüssigkulturen und entsprechende Vorbehandlungder verwendeten Bodensubstrate (Vermiculit und Biokompost)................................93
4.3.3. Mykorrhizierungsfähigkeit ........................................................................................954.3.4. Einfluß des pH-Wertes auf das Wachstumsverhalten der Pilzkultur .........................964.3.5. In-vitro Mykorrhizierungsverlauf ...............................................................................97
4.4. Chemische Charakterisierung der Bodensubstrate und Pflanzen ...............................99
4.4.1. Bodenchemische Kennwerte.......................................................................................994.4.2. Pflanzenverfügbare Nährstoffmengen im Boden......................................................1044.4.3. Kationengesamtgehalte in Sproß und Wurzel mykorrhizierter Pflanzen .................1054.4.4. EDXS-Messungen zur Lokalisation verschiedener Elemente in der Wurzeln .........1094.4.5. Schwermetallgehalte im Boden (Gesamt- und pflanzenverfügbare Gehalte)...........1124.4.6. Schwermetallaufnahme und –verteilung in der Pflanzen .........................................113
4.5. Pflanzenwachstum auf den Bodensubstraten mit Biokompost als Zusatzstoff ........117
4.6. Anatomische Charakterisierung der Mykorrhiza......................................................119
4.7. Sproß- und Wurzelentwicklung auf den verschiedenen Böden................................121
4.8. Schlußfolgerungen ....................................................................................................124
5. Zusammenfassung und Summary ...............................................................127
5.1. Zusammenfassung ....................................................................................................127
5.2. Summary...................................................................................................................130
6. Literatur................................................................................................................133
7. Anhang ..................................................................................................................146
7.1. Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen .............................................................146
7.1.1. Abbildungsverzeichnis .............................................................................................1467.1.2. Tabellenverzeichnis ..................................................................................................148
7.2. Werteanhang .............................................................................................................149
Einleitung 1
1. Einleitung
1. 1 Allgemeine Einführung
FRANK (1885) hat erstmalig beschrieben, dass bestimmte Pilze mit den Wurzeln höherer
Pflanzen eine Symbiose eingehen, die als Mykorrhiza (“Pilzwurzel“) bezeichnet wird. Die
Mykorrhizen können sehr unterschiedlich ausgeprägt sein. Es werden dabei drei Formen
unterschieden: die ekto-, ektendo- und endotrophe Mykorrhiza. Bei Waldbäumen der
gemäßigten Zone wozu auch unsere Waldbäume, wie Kiefer, Fichte und Buche gehören,
ist die ektotrophe Mykorrhiza von besonderer Bedeutung. Sie wird überwiegend von
Basidiomyceten und z. T. auch Ascomyceten gebildet.
Die ektotrope Mykorrhiza wird nach HARLEY & SMITH (1983) charakterisiert durch:
� die Bildung eines dichten Hyphenmantels aus Pilzhyphen, der die Wurzel vollständigumschließt und unterschiedliche Farben und Formen zeigt (s. Abb. 3).Dieser Hyphenmantel erreicht eine Dicke von 20-100 µm und macht ca. 25-40% des Trocken-gewichtes einer mykorrhizierten Wurzel aus.
� die Ausbildung eines Hartigschen Netzes, das durch das interzelluläre Eindringen von Pilz-hyphen in die Rhizodermis und die primäre Rinde einen intensiven Kontakt zwischen denSymbiosepartnern herstellt.
Mykorrhizierte Wurzeln besitzen in der Regel keine Wurzelhaare, aber Pilzhyphen oder
Rhizomorphen, die weiter in das Substrat abziehen (HOCK et al., 1984). Eine wichtige
Funktion der Mykorrhiza ist ein bidirektionaler Stoffaustausch zwischen beiden
Symbiosepartnern. Die Mykorrhizapilze sorgen bei den Wirtspflanzen für eine bessere
Nährstoffversorgung und bilden einen Zwischenspeicher für Makronährstoffe im
Hyphenmantel (HARLEY & SMITH, 1983). Dieser fördernde Einfluß der Mykorrhizapilze
ist besonders auf nährstoffarmen Standorten - wie z.B. Halden- und Schuttflächen- von
großer Bedeutung, wie bereits von MEYER (1987) festgestellt wurde. Die mykorrhizierten
Pflanzen wachsen auf nährstoffarmen Böden mit niedriger Basensättigung besser als
unmykorrhizierte Pflanzen.
Einleitung 2
Sie erhöhen des Weiteren die Toleranz z. B. gegenüber Schadstoffen (Schwermetallen)
und pathogenen Pilzen (MARX & DAVEY, 1969). Durch das Bodenmyzel und die
resorbierende Oberfläche wird die Nährstoff- und Wasseraufnahme verbessert (LYR et al.,
1992). Diese Nährstoffe kann der Pilz über größere Entfernung zu den Wirtspflanzen
transportieren, und vermag durch die feinen Hyphen kleinste Kapillarräume zu erschließen
(MEYER, 1986). Viele Autoren haben verschiedene Versuche durchgeführt mit dem Ziel,
das Wachstum von Waldbäumen auf (ärmeren) Standorten zu fördern. Mit geeigneten
Mykorrhizapilzen (TRAPPE, 1962) und einer gezielten künstlichen Beimpfung (MARX,
1980; HASELWANDTER, 1984) wurden bei der Wiederaufforstung extremer Standorte
Erfolge erzielt (MEYER, 1987; ROLDAN et al., 1996; QUEREJETA et al., 1998).
Die gezielte Mykorrhiza-Synthese erfordert zwei Schritte:
1. Isolierung und Reinkultur geeigneter Pilzpartner aus Fruchtkörpern oder aus Sporen(PARLADÉ, et al., 1996b) oder direkt aus mykorrhizierten Wurzeln (MOLINA & PALMER,1982; MARX & KENNEY, 1982).
2. Inokulation und Ausbringung geeigneter Wirtspflanzen bei Wiederaufforstungs-maßnahmen (MOSER, 1963; LEE & KOO, 1983, 1992; LEE, K.J., 1984; MARX & CORDEL,1988; MARX et al., 1991).
Korea:
Korea liegt am Ostrand des asiatischen Kontinents und erstreckt sich rund 1100 km
in nord-südlicher Richtung (in 43°01’ N bis in 33°06’ N ). In Korea sind die Berge
bestimmend für das geographische Gesamtbild des Landes. Sie wirken auf das Klima
ein, und bestimmen den Lauf sowie die Wasserführung der Flüsse. Das Klima Koreas
hat eine besondere Vegetation hervorgebracht. Die Artenvielfalt und die Fülle der
subtropischen bis alpinen Formationen (z.B. sommergrüner Laubwald und immergrüne
Mischwälder) sind bemerkenswert. Die Waldfläche in Südkorea beträgt 13,188 km2.
Das sind ca. 13,3 % des gesamten Staatsraumes. Der Waldbestand in Südkorea ist noch
relativ jung; die meisten Bäume sind nicht älter als 30 Jahre (JAHRESBERICHT des
UMWELT MINISTERUMS KOREAS, 1994).
Einleitung 3
In den letzten 40 Jahren erreichte Südkorea einen großen Aufstieg im wirtschaft-
lichen Wachstum (DEGE, 1986). Jedoch sind die Folgen der starken Industrialisierung
Südkoreas fast überall spürbar. Die unmittelbare Folge der intensiven, schnellen
Industrialisierung und das zunehmende Bevölkerungswachstum sind eine große
Belastung für die Umwelt. Die Umweltbelastung und die Zerstörung von Natur-
landschaften haben zugenommen. Durch die intensiven Industrialisierungsprozesse und
durch die Erweiterung des Siedlungsgebietes wurden die Grünflächen und die Wälder
immer weiter zurückgedrängt, wobei die ökologischen Gleichgewichte direkt und
indirekt sehr beeinflusst wurden. Im Laufe der Zeit wurde der größte Teil des
industrienahen Gebietes immer wieder mit Bauschutt und anderen Haushaltsabfällen
aufgeschüttet, um Industrie- bzw. Siedlungsflächen zu erweitern. Auf diesen neu
entstandenen Schuttflächen, die als Pionierstandorte oder als extreme Standorte zu
bezeichnen sind, ist eine Wiederbegrünung notwendig.
Trotz großer Bemühungen gab es bei den Bepflanzungsversuchen dieser extremen
Standorte, insbesondere in den Ballungsgebieten, immer wieder Probleme. Es wurde
beobachtet, dass die Pflanzen nach dem Einpflanzen kein gutes Wachstum zeigten und
schließlich abstarben. Bei Koniferen und anderen Mykorrhiza-abhängigen Pflanzen ist
zu vermuten, dass keine passenden Symbiose-Partner im Boden vorhanden waren oder
keine Symbiose mit den Wurzeln eingegangen wurde. Es stehen zur Zeit nur einige
wenige Forschungsberichte über die Nutzung der Mykorrhiza (LEE & KOO, 1983,
1992), aber keine ausreichenden Untersuchungen über mykorrhizabasierte Auf-
forstungsmaßnahmen an derartig extremen Standorten in Südkorea zur Verfügung.
Die rasche Industrialisierung hat weiterhin zur Folge, dass gesamte Ökosysteme
(z.B. Böden, Flüsse, und Grundwasser) durch Einleitung ungeklärter Industrieabwässer
und durch anthropogene Luftverunreinigungen (z.B. Autos und Industrie) in großem
Maße belastet werden. Dies äußert sich u.a. in der Beeinträchtigung des Baum-
wachstums, insbesondere von Tanne und Kiefer. Die nur wachstumsorientierte
Umweltpolitik mildert nicht die gravierenden ökologischen Probleme im Lande. Trotz
der strengen Kontrollen, Strafmaßnahmen und des neuen Umweltschutzgesetzes konnte
Südkorea bis jetzt keine Verringerung der Umweltzerstörung erreichen.
Einleitung 4
1.2. Das technogene Substrat “Bauschuttgemenge“ als Bodensubstrat
Das technogene Substrat Bauschutt ist sehr heterogen zusammengesetzt. Die
Hauptkomponenten sind Ziegel, Mörtelschutt und Beton aus dem Siedlungsbau.
Weitere häufig vorkommende Komponenten des Bauschutts sind Kunststoffe (mit
Styroporbeimengungen), Glas, Keramik, Holz (z.B. Spanholz), Problemabfälle, Gipse
und Aschen (MEUSER, 1993). Die chemischen Eigenschaften von Bauschutt zeichnen
sich insbesondere durch sehr hohe CaCO3-Gehalte und pH-Werte im neutralen bis
schwach alkalischen Bereich aus (s. Tab. 15 im Anhang). Über die physiko-chemischen
Eigenschaften des Bauschutts ist bis heute noch relativ wenig bekannt (MEUSER, 1996).
Die technogenen Substrate wie Bauschuttgemenge (Ziegel, Mörtelschutt und Beton)
sind allgemein höher mit potenziell toxischen Substanzen wie z.B. Cd, Pb und Zn
belastet (BLUME, 1992; MEUSER, 1996). Bauschutt der natürlich auch Erdbeimengungen
enthält, kann trotz der hohen Belastung als Bodensubstrat für Pflanzen dienen,
insbesondere wenn am Standort bodenverbessernde Maßnahmen (z.B. Mutterboden und
Kompostbeimischungen) vorgenommen werden und so Vorkehrungen für eine
Mykorrhizaausbildung getroffen werden (ggf. durch eine vorherige Animpfung mit
geeigneten Mykobionten).
1.3. Die Bedeutung der Ektomykorrhiza für das Baumwachstum
Die Ektomykorrhiza als eine Symbiose zwischen Pilzen und Pflanzenwurzeln wird
von vielen angiospermen und gymnospermen Gehölzen der gemäßigten Zone gebildet
und spielt eine große Rolle bei der Nährstoffversorgung der Pflanzen (s. Abb. 1). Die
Mykorrhiza bietet dabei beiden Symbionten einen Vorteil, der durch ein verbessertes
Wasser- und Nährstoffangebot für die Pflanze sowie die Verfügbarkeit von Photo-
assimilaten (Kohlenhydrate) für den Pilz charakterisiert ist (HARLEY & SMITH, 1983).
Der Mykorrhizapilz kann nicht nur im Boden gelöste Nährstoffe aufnehmen, sondern ist
in der Lage, an Bodenkolloide gebundene Nährstoffe zu mobilisieren. Hierzu schließt er
die organisch gebundenen Nährstoffe mittels enzymatischer Reaktionen auf. Hierfür
produzieren die Mykorrhizapilze Enzyme wie Proteasen und Phosphatasen (SMITH &
READ, 1997).
Einleitung 5
Abb. 1: Vereinfachtes Schema der Transportprozesse in einem mykorrhizierten Wurzelsystem.Die vom Mykorrhizapilz aus dem Boden aufgenommenen Nährelemente werden zur Pflanzetransportiert oder im Hyphenmantel gespeichert. Die organischen Assimilate (Kohlenhydrate)werden an den Pilz abgegeben, wobei der Hyphenmantel jeweils als Speicher dient (verändertnach NENNINGER, 1999).
Viele Untersuchungen zeigten, dass die Mykorrhiza z.B. mit dem Pilz Pisolithus
tinctorius das Wachstum von autotrophen Pflanzen insbesondere auf ärmeren
Standorten fördert (ROLDAN et al., 1996; QUEREJETA et al., 1998). Die Pilzmyzelien
durchziehen den Bodenraum dichter als Pflanzenwurzeln. Darüber hinaus erfolgt die
Nährstoffaufnahme durch das gesamte Pilzmyzel im Gegensatz zu einer lokalisierten
und begrenzten Aufnahme durch die Wurzelhaare an den Wurzelspitzen von Pflanzen.
Über den Pilz erhält die Pflanze nicht nur Makronährelemente wie z. B. Phosphor
(HARLEY & SMITH, 1983) und Stickstoff (LITTKE et al., 1984), sondern auch
Schwermetalle, die zum Teil essentielle Spurenelemente sind, aber in höheren
Konzentrationen toxisch wirken. Für die Ernährung der Bäume ist die Aufnahme von
Spurenelementen und die Wirkung von toxischen Stoffen ein wichtiger Aspekt (BOWEN
et al., 1974). Zum Beispiel kann es im Vergleich zu unmykorrhizierten Pflanzen zu
einer Akkumulation dieser Stoffe in den Pilzhyphen kommen und damit zu einer
Reduzierung der Schwermetall-Konzentration im Sproß der Pflanze. So konnten
COLPAERT und VAN ASSCHE (1992) eine Reduzierung des Zn-Gehaltes im Sproß
mykorrhizierter Kiefern gegenüber unmykorrhizierten Pflanzen nachweisen. Darüber
hinaus wird dem die Wurzel umschließenden Hyphenmantel auch eine gewisse
Schutzfunktion gegenüber pathogenen Organismen zugesprochen.
Hyphen desMykorrhiza-
pilzes
Boden
Aufnahme
Kohlenhydrate
Hyphenmantel HartischesNetz
Wurzel-cortex
Nährstoffe (P, N, Ca, Zn , Cu etc.)
TransferSpeicher
Einleitung 6
MARX und DAVEY (1969) konnten z. B. zeigen, dass manche Mykorrhizapilze in der
Lage sind, wurzelpathogene Pilze wie Hallimasch (Armillariella mellea) und andere
Wurzelschädlinge zu inhibieren. Zudem erfüllt die Mykorrhiza auch eine mechanisch-
physikalische Schutzfunktion. Der Hyphenmantel schützt die Wurzel während
Trockenperioden vor Austrocknung. Die Funktion des Hyphenmantels liegt
hauptsächlich in der Absorption, Zwischenspeicherung und Weiterleitung von
Nährstoffen. Die Bedeutung des Pilzmantels als separierendes Element zwischen der
Pflanzenwurzel und der Bodenlösung wird kontrovers diskutiert. Die Aktivität der
Mykorrhizapilze und damit die Intensität der Mykorrhizabildung wird beeinflußt durch
verschiedene chemische und physikalische Bodeneigenschaften wie z.B. pH-Wert, N-
und P-Gehalt, Wasser- und Nährstoffgehalt, Struktur und Durchlüftung des Bodens. Ein
besonders wichtiger Faktor für das Wachstum und das Vorkommen von Mykorrhizen
ist in erster Linie der pH-Wert des Bodens. So stellten HUNG und TRAPPE (1983) fest,
dass das Vorkommen bestimmter Mykorrhiza-Arten direkt mit dem Boden-pH-Wert
korreliert ist. Auch die Keimungsrate der Pilzsporen ist vom pH-Wert abhängig, wobei
die pH-Optima für die verschiedenen Pilzarten in unterschied-lichen Bereichen liegen
können (MARX & ZAK, 1965).
1.4. Elementaufnahme über die Wurzel und Transport
Die wichtigste Funktion der Wurzel ist sowohl die Aufnahme von Wasser und
Elementen als auch die Speicherung dieser Elemente. Die Nähr- und Spurenelemente
sowie Schwermetalle werden nur dann von den Wurzeln in Form von Kationen und
Anionen aus der Bodenlösung aufgenommen, wenn sie pflanzenverfügbar sind. Die
Nährstoffe können durch Diffusion, Ionenaustausch und Membrandurchtritte (aktive
Prozesse) von den Pflanzenwurzeln aufgenommen werden. Das Wachstum der
Pflanzenwurzeln orientiert sich zu den nährstoffreichen Bodenzonen hin. Die Wurzeln
nehmen einen Teil der Nährstoffe (z.B. Stickstoff) mit Hilfe von Bakterien (Rhizobium)
und den Hyphen von Mykorrhizapilzen auf (LYR et al., 1992). Dabei werden Bakterien
und Pilze für die Nährstoffmobilisierung und für die Nährstoffaufnahme genutzt. Die
Konzentrationsgradienten bestimmter Ionen entstehen in der Rhizosphäre und im
Apoplasten durch die Aufnahmeaktivität der Wurzel.
Einleitung 7
Durch Diffusion und mit dem durch den Transpirationsstrom bewegtem Wasser
gelangen die Stoffe in den Apoplasten („free space“) und den Symplasten der
Wurzelrinde (s. Abb. 2). Die Aufnahme in den Apoplasten erfolgt ohne Zuhilfenahme
von Stoffwechselenergie und wird somit als passive Aufnahme bezeichnet. Der
Apoplast der Wurzel ist sowohl für Mineralstoffe als auch für Schwermetalle bis zum
Caspary´schen Streifen frei zugänglich. Am wasserundurchlässigen Caspary´schen
Streifen der intakten Endodermiszellen wird der Stoffstrom gestoppt und die Nährstoffe
müssen für den Weitertransport ins Innere, in den Symplasten, übertreten. Hierdurch
wird die Aufnahme von Nährstoffen kontrolliert und selektiert. Um vom Apoplasten in
das Innere der lebenden Zellen zu gelangen, müssen die Nähr- und Schadstoffe die
äußere Plasmagrenzschicht, das Plasmalemma, passieren. In dieser Membran sind die
verschiedenen Transporter und ionenspezifischen Kanäle lokalisiert. Der symplastische
Transport der Stoffe erfolgt in der Wurzel über Plasmodesmen. In der Abb. 2 sind die
Transportwege in der Wurzel dargestellt.
Abb. 2: Vereinfachte schematischeDarstellung der Stofftransport-
1.
Au
prozesse. Stoffe, die über dieBodenlösung die Wurzel erreichthaben, können auf apoplastischemund symplastischem Transportwegtransportiert werden (aus BARGAGLI,1998).
5. Die praktische Bedeutung der Ektomykorrhiza
Das Wissen über die Mykorrhizabildung und –funktion lässt sich vorteilhaft für
fforstungsmaßnahmen von Problemstandorten verwenden, insbesondere bei Böden,
Einleitung 8
die nicht über eine geeignete Mykorrhizapilz-Population verfügen. Die praktische
Anwendung ist dann besonderes effektiv, wenn Bäume in Gebieten angepflanzt werden
sollen, in denen die geeigneten Mykorrhizapilze fehlen (WERNER, 1987). Die große
Bedeutung der Mykorrhiza für das Baumwachstum wurde insbesondere nach
Beimpfungsversuchen auf extremen Standorten offensichtlich. Für extreme Standorte
ist es notwendig eine gezielte Auswahl an Symbiosepartnern zu treffen, damit das
Baumwachstum gefördert wird. Extreme Standorte sind durch den Mangel eines für das
Baumwachstum wichtigen Standortfaktors wie z.B. Wasser und einzelne Nährstoffe
oder durch den Überschuss eines solchen (wie z.B. Schwermetalle) gekennzeichnet
(MEYER, 1987). Um suboptimale Bedingungen auszugleichen, müssen die ausgewählten
Bäume mit geeigneten Mykorrhizapilzen inokuliert werden, da die einzelnen Pilzarten
das Baumwachstum unterschiedlich beeinflussen können, so dass eine standort-
abhängige optimale Partnerkombination etabliert wird (TRAPPE, 1962; MOLINA et al.,
1992). Es gibt sowohl zwischen verschiedenen Pilzarten als auch innerhalb einer Art,
Unterschiede in der Effizienz das Baumwachstum günstig zu beeinflussen (SCHMITZ &
WILLENBORG, 1992).
Eine Reihe von Autoren haben die Ausbildung der Mykorrhiza mit verschiedenen
Pflanzen und Mykobionten untersucht: eine Zahl geeigneter Symbiosepartner (Wirts-
pflanze und Mykorrhizapilz) hat sich sowohl bei der Inokulation im Labor (in-vitro) als
auch im Freiland bewährt. Die am häufigsten verwendeten pflanzlichen Partner sind
Pinus-Arten, Picea abies und Eucalyptus sp., als häufigster Mykobiont wird Pisolithus
tinctorius eingesetzt. Dieser Pilz hat sich als universeller Symbiosepartner etabliert, da
er nachweislich mit 48 Baumarten Mykorrhizen bilden kann und tolerant gegenüber
hohen Bodentemperaturen, Feuchte-Streß und Bodentoxizität ist (MARX, 1977).
Obwohl sich viele Arbeitsgruppen mit diesen Techniken beschäftigt haben, sind weitere
Forschungsaktivitäten nötig, da sich bei unterschiedlichen Aufforstungsbedingungen
verschiedene Ansprüche ergeben (HOCK et al., 1984).
Um eine gezielte Auswahl von Symbiosepartnern zu treffen, müssen die
Mykorrhizapilze der Aufforstungs- bzw. Untersuchungsstandorte zunächst identifiziert
werden. Die genaue Identifikation anhand mykorrhizierter Wurzeln ist im Gegensatz zu
Fruchtkörpern besonders schwierig. Mit Hilfe von morphologischen und anatomischen
Merkmalen (AGERER, 1987; AGERER & RAMBOLD, 1996) ist es nur im begrenzten
Einleitung 9
Umfang möglich Mykorrhizapilze zu identifizieren. Bisher konnten Mykorrhizapilze
durch morphologisch anatomische Merkmale wie z. B. die Form, die Farbe der Hyphen,
die Oberflächenstruktur und die Struktur des Hartigschen Netzes (Dicke) oft nicht
eindeutig bestimmt werden. Hier bieten neue molekularbiologische Verfahren die
Möglichkeit die Gattung bzw. sogar die Art eindeutig zu identifizieren. In den letzten
Jahren haben viele Autoren Mykorrhizapilze mittels molekularbiologischer Methoden
über PCR (Polymerase chain reaction) mit anschließender DNA-Sequenzbestimmung
identifiziert (REDECKER, 2000; PRITSCH et al., 1997, 2000; LEE & HONG, 1998).
1.6. Zielsetzung und Fragestellung dieser Arbeit
Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, ein Modellsystem zu entwickeln, mit dem
mykorrhizabasierte Aufforstungsmaßnahmen von Halden, Schuttflächen und anderen
extremen Standorten in Südkorea optimiert werden können. In einem ausgewählten
Modellsystem wird das Pflanzenwachstum mit verschiedenen Mykorrhizapilzen -
darunter auch Freilandisolate - unter Optimierung der Inokulationsmethode betrachtet.
Es soll herausgefunden werden, welche Baumarten mit welchen Mykorrhizapilzen in
Abhängigkeit der unterschiedlichen Bodensubstrate ein optimales Wachstum zeigen.
Weiterhin ist zu klären, unter welchen Kulturbedingungen eine gute Mykorrhizierungs-
rate erreicht werden kann. Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit folgenden
Fragestellungen:
� Welche Inokulationsverfahren führen bei ausgewählten Baumarten zu gutenMykorrhizierungsraten?
� Wie wirken sich Bodenunterschiede auf die Entwicklung des Wurzelsystems und dieMykorrhizierung aus?
� Verbessert eine Mykorrhizierung unter diesen Bedingungen die Nährstoffversorgungder Pflanzen?
� Welchen Einfluß haben Schwermetalle (z.B. Cd, Pb, Cu, Mn und Zn) auf diePflanzenentwicklung und führt eine Mykorrhizierung zu einer Veränderung derAufnahme und Verteilung von Schwermetallen in der Pflanze?
Material und Methoden 10
2. Material und Methoden
2.1. Pflanzen und Mykorrhizapilze
2.1.1. Herkunft der Pflanzen
Als Versuchspflanzen wurden zwei der in Korea einheimischen Baumarten Pinus
thunbergii Parl. (Japanische Schwarz-Kiefer) und Pinus densiflora Sieb. & Zucc.
(Japanische Rot-Kiefer) ausgewählt. Die Auswahl der beiden Baumarten richtete sich
vor allem nach der Nutzung bei Aufforstungsmaßnahmen in Südkorea. Beispielsweise
wurden im Jahr 1983 über 800.000 Exemplare Pinus densiflora auf Wald- und Kahl-
flächen kultiviert. Pinus thunbergii (nachfolgend P. thunbergii) und Pinus densiflora
(nachfolgend P. densiflora) gehören zur Familie der Pinaceae innerhalb der Klasse der
Nadelgehölze (Coniferae). Die beiden in Südkorea heimischen Kiefernarten P.
thunbergii und P. densiflora kommen auf unterschiedlichen Standorten vor und haben
unterschiedliche Ansprüche im Hinblick auf die ökologischen Bedingungen.
Die japanische Schwarz- oder Thunbergskiefer (P. thunbergii) ist der europäischen
Schwarz-Kiefer (Pinus nigra) ähnlich und kommt besonders an der Küste auf Sand-
böden vor (als Windschutzbaum bewährt), während die japanische Rot-Kiefer (P.
densiflora), Ähnlichkeiten mit der in Europa beheimateten Gemeinen Kiefer Pinus
sylvestris L. (nachfolgend P. sylvestris) aufweist, und in Korea und in Japan bis zu
1600 m hohen Lagen vorkommt (s. Tab. 22 im Anhang). P. thunbergii läßt sich anhand
der weißlichen Knospen von anderen 2-nadeligen Kiefern wie P. densiflora
unterscheiden (KINDEL, 1995).
Das Saatgut wurde im Herbst 1995 geerntet und anschließend bei -4 °C gelagert und
einmal im Monat belüftet, so dass es nicht zur Keimung kommen konnte. Das Saatgut
für die Untersuchungen wurde freundlicherweise vom Koreanischen Forstministerium
für Baumzüchtung zur Verfügung gestellt. Für das Kiefern-Saatgut brauchte keine
Stratifikationsbehandlung durchgeführt werden. Die Kultivierung der Pflanzen wird in
den folgenden Abschnitten dargestellt.
Material und Methoden 11
2.1.2. Auswahl der Mykorrhizapilze
Als Mykobionten wurden Pisolithus tinctorius (Pers.) Coker et Couch, Suillus
bovinus (L. ex. Fr.) Kuntze und Rhizopogon roseolus (Fr.: Fr.) Th. Fr. ausgewählt.
Pisolithus tinctorius (nachfolgend Pis. tinctorius) gehört zur Gruppe der
Basidiomyceten (Ständerpilze) und zur Familie der Sclerodermataceae. Diese Kultur
wurde von I. KOTTKE (Universität Tübingen) zur Verfügung gestellt. Er kommt in
sandigen Nadelwäldern, bevorzugt unter Kiefern vor und bildet einen gelbbraunen
Hyphenmantel (s. Abb. 5a) (GERHARDT, 1997). Suillus bovinus (nachfolgend S.
bovinus) gehört zur Gruppe der Basidiomyceten und zur Familie der Boletaceae. Diese
Kultur wurde freundlicherweise von R.D. FINLAY (Universität Lund) zur Verfügung
gestellt. Dieser Pilz kommt häufig in Kiefernwäldern vorwiegend auf sauren Böden vor
und bildet einen weißen Hyphenmantel (s. Abb. 5b). Rhizopogon roseolus (nachfolgend
R. roseolus) gehört zur Familie der Rhizopogonaceae und kommt in Nadelwäldern
unter Kiefern oder Fichten vor allem auf Kalkböden vor. Er bildet ebenfalls einen
weißen Hyphenmantel (s. Abb. 5c). Die Reinkultur von R. roseolus wurde aus Freiland-
Mykorrhizen der Kiefer (P. sylvestris) isoliert.
Der aus dem Freiland isolierte Mykobiont konnte mit Hilfe der PCR (Polymerase-
kettenreaktion, NEWTON & GRAHAM, 1997) und der DNA-Sequenzierung identifiziert
werden. Einen wichtigen Bestandteil der vorliegenden Arbeit bildete die Isolierung von
Freilandkulturen einiger Mykorrhizapilze, deren pH-Optimum im neutralen bis schwach
alkalischen Bereich liegen sollte. Ein geeigneter Waldstandort wurde mit Hilfe von
Herrn GERLACH vom Stadtforstamt Uelzen (150 km östlich von Bremen) gefunden, wo
der pH-Wert des Bodens über 7,0 liegt und überwiegend Kiefern (P. sylvestris) und
zum Teil auch Fichten (Picea abies [L.] Karst.) vorkommen. Die Eigenschaften und
Merkmale dieses Bodentyps werden nachfolgend beschrieben.
Dieser Sondertyp ist durch frühere anthropogene Einwirkung entstanden. Die alten
Deckschichten sind hier bis auf den Mergel abgetragen. Durch Einhänge zu einer Mulde
von der Umgebung auch orographisch deutlich abgegrenzt, liegt hier direkt an der
Oberfläche ein schwerer, toniger Lehm. Er enthält viel freies CaCO3. Ausgangsgestein ist
Geschiebemergel und die bodentypologische Bezeichnung ist Braunerde. Neben der
basischen Natur und dem hohen Kalkgehalt zeigt der Boden eine nicht sehr hohe Nähr-
Material und Methoden 12
stoff-Konzentration. Die entsprechenden Nährstoffverhältnisse sind der Tabelle 14 im
Anhang zu entnehmen. Die Isolierung und Kultivierung der Mykorrhizapilze wird in den
folgenden Abschnitten dargestellt.
2.1.3. Bodensubstrate
Der in den Experimenten eingesetzte Boden wurde zum Teil aus Gemengen von
Sand, Bauschutt und Biokompost hergestellt. Es werden 4 unterschiedliche Substrate
für diese Untersuchungen eingesetzt:
1 Waldboden: Aus einem Mischwald in Harpstedt (ca. 35 km südwestlich von Bremen)mit großem Anteil an Kiefern und Fichten. Die Bodendecke des schwach lehmigen,podsolierten Sandbodens besteht aus Streu (ZOLONDEK, 1989).
2 Sand: Flußsand, Herkunft aus der Weser nahe Bremen.3 Bauschutt: Der Bauschutt wurde von der Recycling-Anlage in Bremen bezogen. Er
besteht vorwiegend aus Beton, Mörtel, Ziegel, Staub und Straßenaufbruch (Ø 10 mm)(s. Tab. 15 im Anhang).
4 Biokompost: Der Biokompost wurde von der Kompostierungsanlage in Bremenbezogen. Hauptsächlich aus Grünabfällen mit Ton und Kokosfasern zur Boden-verbesserung, aber ohne Torfbeimengungen (s. Tab. 16 im Anhang).
2.1.4. Anzucht der Pflanzen
Zuerst wurde das Saatgut von P. thunbergii und P. densiflora 30 min. unter
fließendem Leitungswasser gespült und für 20 min. mit 30-%igem H2O2 oberflächen-
sterilisiert und anschließend in sterilem Leitungswasser (autoklaviert) gespült. Das so
behandelte Saatgut wurde über Nacht vorgequollen. Für die Aussaat wurde zunächst
Sand solange mit Leitungswasser gewaschen, bis das Wasser keine Trübung mehr
zeigte und dann mit Perlite im Verhältnis 4:1 (v/v) gemischt. Anschließend wurde das
Substrat (Gemisch aus Sand und Perlite) 30 min. bei 121 °C autoklaviert. Das vorge-
quollene Saatgut wurde in mit Sand und Perlite gefüllte Pflanzenschalen überführt,
wobei die einzelnen Samen mit einem Abstand von 3 bis 4 cm in das Substrat einge-
bracht wurden.
Material und Methoden 13
Bei der Einbringung des Saatgutes war darauf zu achten, dass die Samen nicht tiefer
als 1 cm in den Sand eingedrückt wurden. Durch Vorversuche konnten die wichtigsten
Faktoren für die Anzucht- und Wachstumsbedingungen wie z.B. Lichtintensität und
Luftfeuchtigkeit im Gewächshaus optimiert werden. Die Keimung erfolgte unter kon-
trollierten, semisterilen Bedingungen im Biologischen Garten der Universität Bremen.
Die Lichtstärke betrug ca. 7.000-11.000 Lux mit einem Tages- und Nachtrhythmus von
14 bzw. 10 Stunden und einer Temperatur von 21°C bzw. 15°C. Die relative
Luftfeuchtigkeit betrug 70%-75%. Die Pflanzen wurden im Sommer (April bis Oktober)
nicht zusätzlich beleuchtet und nach Bedarf 2-3 mal in der Woche gewässert. Nach 10
bis 12 Wochen bildeten die Kiefernsämlinge ein gut verzweigtes Wurzelsystem und
konnten für die Inokulation in vorbereitete Rhizotrone (s. Abb. 3) umgesetzt werden.
Auf eine Düngung der Pflanzen wurde verzichtet.
2.1.5. Kultivierung der Mykobionten
Für die verschiedenen Untersuchungen wurden Kulturen von Pis. tinctorius und S.
bovinus sowie ein R. roseolus-Isolat aus dem Freiland verwendet. Dazu wurden die
Mykobionten auf dem von MARX modifizierten Melin-Norkrans-Medium (MMN) (s.
Tab. 17 im Anhang) mit einem Zusatz von 2 % Agar Agar (high gel strength) bei
Raumtemperatur im Dunklen kultiviert. Alle 4 bis 5 Wochen wurde der Pilz durch
Ausstechen von Myzelstückchen aus dem Randbereich der Kultur mit Hilfe eines
Korkbohrers auf frisches Medium übertragen.
2.1.6. Herstellung von Flüssigkulturen
Zusätzlich wurden die ausgewählten Mykobionten in flüssigem Nährmedium
angesetzt (MMN-Nährmedium ohne Agar-Agar), um große Pflanzenmengen inokulieren
zu können. Dazu wurden 1000 ml MMN-Nährlösung erstellt und jeweils 250 ml
Nährmedium auf Erlenmeyerkolben verteilt und 20 min. bei 121°C autoklaviert. Zur
Optimierung der Flüssigkultur wurde das Glukoseangebot halbiert (5 g/l). Nach
Abkühlung des MMN-Nährmediums wurden von auf MMN-Agar-Platten vorgezogenen
Pilzkulturen mit einem Korbohrer (Ø 8 mm) Myzelstückchen ausgestanzt und mit einer
Impföse 2 bis 3 Myzelstückchen in einen vorbereiteten Erlenmeyerkolben überführt.
Material und Methoden 14
Die Flüssigkulturen wurden auf einem Schüttler (125 Upm) bei Raumtemperatur
inkubiert. Die Inkubationszeit betrug je nach Pilzart 20-30 Tage.
2.2. Experimentelles Design
Zur Unterstützung von Wiederaufforstungsmaßnahmen extremer Standorte durch
mykorrizierte Pflanzen wurden verschiedene Experimente durchgeführt. Hierfür ist es
von Bedeutung, für verschiedene Bodensubstrate die geeigneten Pflanzen/Pilz-
Assoziationen zu ermitteln. Dies beinhaltete die Suche nach passenden Mykobionten,
die Isolierung und Identifizierung (morphologisch und z.T. molekularbiologisch) von
Freilandproben sowie die Entwicklung geeigneter Inokulationsmethoden. Um nähere
Aussagen über das Wachstum der ausgewählten Organismen auf verschiedenen
Substraten machen zu können, wurden sowohl bodenchemische Parameter (z.B. pH-
Wert, C/N-Verhältnis, Kationen- und Schwermetallgehalt) als auch die optimalen
Wachstumsbedingungen verschiedener Mykobionten (z.B. pH-Optimum, Optimierung
des Bodens) untersucht. Zur Klärung der Frage, ob die Mykorrhizierung einen positiven
Effekt auf das Pflanzenwachstum auf belasteten Bodensubstraten zeigt, wurde das
Wachstumsverhalten steriler und mykorrhizierter Pflanzen auf verschiedenen belasteten
Böden beobachtet (morphologische Untersuchungen, Mykorrhizierungsrate und
Sproß/Wurzel-Verhältnis). Die Durchführung dieser Versuche soll nachfolgend
beschrieben werden.
2.2.1. Gewinnung von Reinkulturen aus dem Freiland
2.2.1.1. Isolierungsversuche aus Fruchtkörpern
Die Isolierung von Mykorrhizapilzen aus dem Freiland war bei dieser Arbeit ein
wichtiger Bestandteil, um Reinkulturen von entsprechenden Pilzarten für die
Inokulation zu erhalten. Mit Hilfe des Forstamtes der Stadt Uelzen wurde ein
geeigneter Standort gefunden. Dort wurden im Mai 1998, September und Oktober 1999
geeignete Mykorrhizapilze in Form von (bestimmbaren) Fruchtkörpern unter Kiefern
(P. sylvestris) und mykorrhizierten Wurzeln gesammelt und im Labor weiterverarbeitet.
Zuerst wurden die Pilze unter fließendem Leitungswasser gründlich gereinigt, ohne sie
Material und Methoden 15
zu verletzen. Mittels eines sterilen Skalpells wurde die Haut des Pilzhutes entfernt und
so das Fruchtfleisch freigelegt. Dieses konnte in kleinen Stückchen (Kantenlänge ca. 2-
4mm) aus der Mitte des Pilzhutes herausgeschnitten und mit einer Pinzette unter
sterilen Bedingungen direkt auf MMN-Nährböden (6-10 Stück) überimpft werden
(MOLINA & PALMER, 1982). Nach dem Auswachsen des Myzels konnten Reinkulturen
durch wiederholtes Überimpfen hergestellt werden.
2.2.1.2. Isolierungsversuche aus mykorrhizierten Wurzeln
Durch vorsichtiges Ausschütteln wurden die mykorrhizierten Kiefernwurzeln von
anhaftenden Bodenpartikeln befreit und anschließend unter fließendem Leitungswasser
abgespült. Dann wurden die Wurzeln in mit sterilem Leitungswasser gefüllten
Glasschälchen gesammelt. Unter einem Binokular wurden Kurzwurzeln mit Hilfe eines
scharfen Skalpells und einer feinen Pinzette abpräpariert und von den restlichen
Verunreinigungen befreit. Zur Oberflächensterilisation wurden die mykorrhizierten
Wurzeln 10 bis 20 sec. einer 30%igen H2O2-Lösung ausgesetzt (MOLINA & PALMER,
1982). Die Dauer der Sterilisation richtete sich einerseits nach dem Durchmesser der
Mykorrhizen und andererseits nach ihrem ursprünglichen Verschmutzungsgrad. Nach
der Oberflächensterilisation wurden die mykorrhizierten Wurzeln sofort mit
autoklaviertem Leitungswasser 2- bis 3mal gespült und dann mit sterilem Papier
abgetrocknet und auf Agarplatten (MMN) übertragen (ZAK & BRYAN, 1963; ZAK &
MARX, 1964). Der pH-Wert im MMN-Nährmedium wurde gemäß des Bodenstandortes
der Fundstelle des Mykorrhizapilzes auf pH 7 eingestellt (s. Tab. 14 im Anhang). Die
beimpften Platten wurden unter Lichtabschluß bei Raumtemperatur (19-22 °C)
aufbewahrt. Bereits nach 2 bis 4 Tagen konnte die Ausbildung von neuem Myzel
beobachtet werden. Mit dieser Methode konnten durch mehrfaches Überimpfen
Reinkulturen angelegt werden.
2.2.2. Methodenentwicklung der in-vitro-Mykorrhizierung
2.2.2.1. Petrischalen-Methode
Nach 10-12 Wochen wurden die Kiefernsämlinge der Sandkultur entnommen.
Hierfür wurde das Substrat angefeuchtet, um die Wurzeln möglichst ohne Verletzung
Material und Methoden 16
vom Sand zu befreien. Anschließend
wurden die Wurzeln unter
Leitungswasser von anhaftenden
Substratresten gesäubert. Danach
wurden die Wurzeln mit Hilfe fussel-
und kontaminationsfreier Tücher
vorgetrocknet. Nach der Bestimmung
des Frischgewichtes folgte die
Überführung der jungen Pflanzen in
vorbereitete Kunststoffpetrischalen (�
9 cm), welche im weiteren auch als
Rhizotrone (s. Abb. 3) bezeichnet
werden. Die Rhizotrone wurden mit
sterilem Perlite (als Feuchtigkeits-
speicher) gefüllt und mit einem
ebenfalls sterilen Stück Aktiv-
Kohlepapier (Nr. 508, Fa. Schleicher
und Schüll, Dassel) bedeckt (KOTTKE
et al., 1987). Auf das Aktivkohlepapier
wurde anschließend die Wurzel der
jungen Pflanze gelegt und mit dem Deckel des Rhizotrons bedeckt, so dass die Wurzel
direkt unterhalb der Petrischalenoberseite lag. Zum Schluß wurde die Petrischale mit 2
Klebestreifen verschlossen. Nach ca. 2 Wochen wurden zur Mykorrhizierung je
Rhizotron 3 bis 4 vorinokulierte Myzelstücke (aus der Plattenkultur) mit dem Myzel
nach unten neben neu ausgetriebene Kurzwurzeln platziert, wobei direkter Kontakt
zwischen Myzel und Wurzel vermieden wurde (s. Abb. 3). Für die Plattenkulturen
wurden aus den gut ausgebildeten Pilzkulturen mit einem Korkbohrer Inokulate
ausgestochen und auf MMN-Agar-Platten überimpft (ca. 15 bis 20 Inokulate/Platte).
Dies ist eine Maßnahme zur Regeneration des Pilzmyzels und schafft somit opti-
male Voraussetzungen für eine Mykorrhizierung. Die Mykorrhizierung erfolgte im
“Biologischen Garten“ unter den in Punkt 2.1.4 beschriebenen Bedingungen, wobei alle
3-4 Tage die Feuchtigkeit der einzelnen Rhizotrone kontrolliert wurde. Die Rhizotrone
wurden bei Bedarf vorsichtig mit Hilfe einer Spritze mit Leitungswasser befeuchtet.
Abb. 3: Darstellung der Rhizotrontechnik;Semisteriles System zur Beimpfung vonP. thunbergii mit dem Mykorrhizapilz R.roseolus. Die Petrischale ist mit sterilemPerlite befüllt (nur am Rande erkennbar)und mit einer Lage Kohlepapierabgedeckt.
Inokulat
Kohlepapier
MykorrhizierteKurzwurzel
Perlite
Myzel
Material und Methoden 17
Etwa 10 bis 15 Tage nach der Inokulation waren die Wurzeln weitestgehend
mykorrhiziert und konnten aus den Rhizotronen entnommen werden. Anschließend
wurden die Pflanzen in die mit verschiedenen Bodensubstraten gefüllten Rhizotrone
übertragen und unter kontrollierten Bedingungen in Gewächshauskabinen des
Biologischen Gartens der Universität weiter kultiviert. Auf eine zusätzliche Düngung
wurde bei allen Versuchsansätzen verzichtet.
2.2.2.2. Inokulierung mit Flüssigkulturen (vegetative Inokulation)
Um eine Inokulationsmethode für große Pflanzenmengen zu entwickeln, wurden
Flüssigkulturen von Pis. tinctorius und R. roseolus hergestellt (s. Punkt 2.1.6). Diese
Flüssigkulturen wurden anschließend zur Inokulation verwendet. Für diese Unter-
suchung wurde ein Gemisch aus Vermiculit und Biokompost (4:1 v/v) als Boden-
substrat verwendet und als Versuchspflanzen P. thunbergii und P. densiflora
ausgewählt. Die Pilzkulturen in flüssigem MMN-Medium (5 g Glukose/l) zeigten ein
kugelförmiges Wachstum (Ø 2-4 mm), so dass sie ohne mechanische Zerkleinerung
verwendet werden konnten. Zuerst wurden die Flüssigkulturen durch ein Sieb (Ø 0,8
mm) filtriert und mit sterilem Leitungswasser 2 bis 3 mal gewaschen. Danach wurden
sie mit steriler Ingestad-Nährlösung 2 mal gespült und bis zur Inokulierung in der
Ingestad-Nährlösung (s. Tab. 18 im Anhang) kurzfristig aufbewahrt.
Nachdem die Pflanzen ausreichend Kurzwurzeln gebildet hatten, wurden sie aus der
Sandkultur entnommen und unter Leitungswasser gründlich von anhaftendem Sand
gereinigt und schließlich mit sterilem Leitungswasser gespült. Die so behandelten
Sämlinge wurden in Pflanzenschalen (32 x 24 x 5 cm) übertragen und im Gewächshaus
kultiviert. Die Pflanzenschalen wurden vorher mit einem Vermiculit und Biokompost-
Gemisch gefüllt und mit Leitungswasser angefeuchtet. Zuvor wurde Vermiculit und
Biokompost im Verhältnis von 4:1 (v/v) gemischt und an der Luft 5 Tage getrocknet.
Nach ausreichender Kurzwurzelbildung (ca. 15 Tage) wurden die Flüssigkulturen
(pro Pflanzen ca. 2 ml) mit Hilfe einer Spritze vorsichtig in den Wurzelbereich der
Sämlinge direkt eingespritzt. Etwa 2-3 Wochen nach der Inokulation wurden die
Wurzeln auf eine ausreichende Mykorrhizierung mit Hilfe eines Binokulars hin
überprüft. Um eine sichere Mykorrhizierung zu gewährleisten, wurden die Pflanzen mit
dem gleichen Verfahren noch einmal inokuliert.
Material und Methoden 18
Abb. 4: Schematische Darstellung eines sterilenRhizotronsystems zur Verbesserung derMykorrhizierungsrate. Die Pflanzen wurdensteril angezogen.
2.2.2.3. Optimierung der “Nylon-Mesh“ Methode zur Inokulation
Um eine höhere Mykorrhizierungsrate zu erreichen, wurden die semisteril angezogenen
Pflanzen (P. thunbergii) ebenfalls nach der “nylon-mesh Methode“ von WONG und FORTIN
(1989) inokuliert. Als Mykobionten wurden P. tinctorius und R. roseolus ausgewählt. Die Ino-
kulate wurden aus den gut ausgebildeten Pilzkulturen mit einem Korkbohrer entnommen und
auf MMN-Agar-Platten überimpft (3 bis 4 Inokulate je Agar-Platte). Die Kultivierung der
Pilzkulturen erfolgte wie unter Punkt 2.1.5. beschrieben. Bei der Übertragung der Wurzeln auf
Agar-Platten könnte bei direktem Kontakt
zwischen Wurzel und Agar-Nährboden eine
Kontamination durch Bakterien oder
Fremdpilze erfolgen. Deshalb sollten die
Agar-Platten vor der Aufbringung der
Pflanzen vollständig mit Pilzmyzel
bewachsen sein. Die Pflanzen wurden aus
den Pflanzschalen (Sand/Perlite) ent-
nommen und die Wurzeln entsprechend den
bereits unter Punkt 2.1.4. erwähnten Bedin-
gungen behandelt. Etwa 13 bis 16 Tage
nach der Kurzwurzelbildung wurden die
Pflanzen unter sterilen Bedingungen direkt
auf die mit Myzel überzogenen Agar-Plat-
ten übertragen und mit sterilem Cellophan
(Ø 8,0 cm) bedeckt, so dass die Wurzel in
direkten Kontakt zum Myzel treten kann (s.
Abb. 4). 10-12 Tage (je nach Pilzart) nach
der Inokulation wurden die Pflanzen von
den Agar-Platten entnommen und in die
unterschiedlichen Bodensubstrate wie
Waldboden, Sand, Bauschutt und Bau-
schutt/Sand-Gemischen eingebracht.
Agar-NährmediumSterile Watte
MyzelCellophan
Material und Methoden 19
2.2.2.4. Biokompost als Zusatzstoff für die Bodensubstrate
Um optimale Bodensubstrate für das Pflanzenwachstum und eine Erhöhung der
Mykorrhizierungsrate der Pflanzen zu erreichen, wurde das Sand/Bauschutt-Misch-
substrat zusätzlich mit Biokompost (aus Grünabfällen nach DIN 18915, Hilfsstoffe zur
Bodenverbesserung) im Verhältnis 4:2:1 (v/v) gemischt. Hierzu wurden die Boden-
substrate nicht autoklaviert, sondern einfach luftgetrocknet und anschließend gesiebt (Ø
2,0 mm). Bei der Herstellung der Mischprobe wurde diese mit sterilem Leitungswasser
befeuchtet und gut vermischt. Als Mykobionten wurden verschiedene Mykorrhizapilze
Pis. tinctorius, S. bovinus und R. roseolus ausgewählt. Die R. roseolus-Kultur wurde
aus mykorrhizierten Wurzeln von Freiland-Kiefern (P. sylvestris) isoliert. Die Anzucht
der Pflanzen (P. thunbergii) erfolgte unter den in Punkt 2.1.4. beschriebenen
Bedingungen über 14 Monate im Biologischen Garten. Die Nährstoffzusammensetzung
des Biokompostes ist dem Anhang (s. Tab. 16) zu entnehmen.
2.2.3. In-vitro Untersuchungen zum Einfluß des pH-Wertes auf das Myzelwachstum
Die Pilzkulturen von Pis. tinctorius und R. roseolus wurden hinsichtlich des
Einflusses des pH-Wertes auf ein optimales Myzelwachstum untersucht. Es hatte sich
in einem Vorversuch gezeigt, dass die Freiland-Isolate von R. roseolus auf schwach
alkalischem Boden (pH 7,5-8,0) ein stärkeres Wachstum zeigten als auf saurem Boden.
Aus diesem Grund wurde das Wachstumsverhalten von Pis. tinctorius ebenfalls bei
unterschiedlichen pH-Werten untersucht. Diese Versuche wurden in 100 ml Erlen-
meyerkolben mit 50 ml MMN-Flüssigmedium ohne Zusatz von Agar durchgeführt. Bei
allen Versuchsansätzen wurden die pH-Werte des Flüssigmediums mit Salzsäure bzw.
Natronlauge eingestellt. Nach Abkühlen des Flüssigmediums wurde dieses unter
sterilen Bedingungen mit Agar-Myzel beimpft und in Dunkelheit kultiviert. Vorher
wurde das Trockengewicht des Pilzmyzels bestimmt. Für jeden pH-Wert wurden
jeweils vier Ansätze mit Pis. tinctorius und R. roseolus angelegt. Nach einer Inku-
bationszeit von ca. 21 Tagen erfolgte die Ernte des Myzels und die anschließende
Messung des pH-Wertes des Flüssigmediums. Zur Bestimmung des Trockengewichtes
wurden die Pilzkulturen filtriert und das zurückbleibende Myzel nach 5-stündiger
Trocknung bei 75 °C mit einer Feinwaage gewogen.
Material und Methode 20
2.2.4. Bestimmung der Mykorrhizierungsrate
Die in dieser Untersuchung ermittelte Mykorrhizierungsrate erfolgte durch eine
Abschätzung (in Prozent) des Anteils mykorrhizierter Kurzwurzeln im Verhältnis zur
Gesamtkurzwurzelmenge. Hierfür wurden mykorrhizierte und unmykorrhizierte
Kurzwurzeln von etwa einem Viertel der Rhizotronfläche ausgezählt. Der verbleibende
Rest des Wurzelsystems wurde abgeschätzt (s. Abb. 5a-c). Aufgrund der verschiedenen
Bodensubstrate und unterschiedlicher Entwicklungsstufen der Mykorrhizierung bei den
verwendeten Mykobionten ist die makroskopische Abschätzung allerdings nur
begrenzt zuverlässig.
2.2.5. Identifizierung
Das Identifikationssys
Diskriminierung der ver
Hilfe der PCR-Analytik
transkribierten Spacer 1“
haben ihre Bindungsstell
und ermöglichen die Amp
Abb. 5a-c : Mykorrhiziebovinus und c. R. roseolus
a
der isolierten Mykorrhizen a
tem basiert auf den Sequen
schiedenen Mykorrhizen au
durchgeführt. Hierzu wur
(ITS1) verwendet. Die ein
e in den konservierten Bere
lifikation des variablen Spac
rung des Wurzelsystems von P (24 x).
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us dem Freiland
zen der ribosomalen DNA.
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gesetzten Primer ITS1 und IT
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ers ITS1.
. thunbergii, a. P. tinctorius, b
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NA
. S.
Material und Methode 21
Die Abbildung 6 zeigt die Anordnung der ribosomalen Sequenzen und die Position
der PCR-Primer. Die Reinkulturen wurden mit einem sterilen Spatel von einer MMN-
Agarplatte in Lysis-Puffer (SDS-Puffer; Bio101) aufgenommen und die DNA gemäß
dem modifizierten Protokoll von Bio 101 isoliert. Anschließend wurden 10-50 ng der
extrahierten DNA in eine PCR-Reaktion (Stratagene Robocycler) eingesetzt und die
Reaktionsprodukte gelelektrophoretisch aufgetrennt. Alle PCR-Lösungen wurden von
der Firma Pharmacia bezogen. Die Amplikons (PCR-Fragmente) wurden nach
Beendigung der PCR-Reaktion aus dem Gel eluiert (Gibco) und zur weiteren Charak-
terisierung sequenziert. Anschließend wurden die ermittelten Sequenzdaten via
Internet mit dem Basic Local Alignment Search Tool (Search-Blast) gegen bereits in
der Gen-Bank publizierte Sequenzen abgeglichen (Alignement). Die gewonnenen
Daten wurden zur Identifizierung der isolierten Mykorrhizen herangezogen. Die
gesamte PCR-Analytik wurde von Herrn Dr. Harms (Labor für Bioanalytik) der
Arbeitsgruppe Prof. Hildebrandt, Universität Bremen, Zentrum für Umweltforschung
und Umwelttechnologie (UFT) durchgeführt.
Abb. 6: Schematische Darstellung der ribosomalen Transkriptionseinheit und der ITS-Region. DieSchemazeichnung zeigt die codierenden Regionen für die 18S-, 5,8S- und 28-rRNA sowie drei Artenvon Spacern: äußere transkribierte (ETS), interne transkribierte (ITS) und intergene (IGS) Spacer. Dieuntere Vergrößerung zeigt die Bindungsstellen der wichtigsten ITS-Primer. Zusammengestellt nachLewin & Singer (LEWIN & SINGER, 1992) und Egger (EGGER, 1994).
Material und Methoden 22
2.3. Morphologische und anatomische Untersuchungen
2.3.1. Dokumentation des Mykorrhizierungsverlaufes
Die verwendeten Rhizotronkulturen ermöglichten eine direkte Beobachtung des
Mykorrhizierungsverlaufes nach der Inokulierung. Zur Erfassung des Mykorrhi-
zierungsverlaufes wurden die Kurzwurzeln auf dem Petrischalendeckel markiert und
das Datum notiert. Die Entwicklung der verschiedenen Mykorrhizierungsstadien
wurden mittels eines Binokulares beobachtet und fotografisch dokumentiert.
2.3.2. Fixierung und Einbettung (LM)
Für die lichtmikroskopischen Untersuchungen wurden mykorrhizierte und unmy-
korrhizierte Kurzwurzeln unter dem Binokular mit Hilfe einer “single edge“-Klinge
abpräpariert und anschließend in mit Aqua bidest gefüllten Schalen bis zur Fixierung
zwischengelagert. Die Fixierung erfolgte in 3 %iger Glutaraldehydlösung in 0,05 M Na-
Cacodylatpuffer (pH 7.0) unter Zusatz von 1 % Coffein zur Fixierung der wasser-
löslichen Polyphenole (MUELLER & GREENWOOD, 1978) über 12 h bei Raum-temperatur
(Rotator). Teilweise war das Anlegen eines schwachen Vakuums zur Entfernung kleiner
Lufteinschlüsse im Hyphenmantel notwendig. Möglichst kleine Objekte (Länge ca. 2-3
mm) ermöglichen ein gutes Eindringen der Fixanzien und des Kunststoffes, welches
durch die Tanninschicht unterhalb des Pilzmantels und durch die Endodermis behindert
werden kann. Die Fixierung soll den jeweiligen Strukturzustand der Zellen erhalten und
stabilisieren. Nach der Fixierung erfolgte ein 5-maliges Waschen der Wurzelsegmente
in Cacodylatpuffer (pH 7.0). Danach wurden die Pro-ben in einer aufsteigenden
Ethanolreihe entwässert (15%, 30%, 50% - jeweils 10 min., 70%, 90% - jeweils 20
min., 3 x 100% - jeweils 15 min.). Nach der Entwässerung wurden die Proben in einem
Kunststoff (Spurr)-Ethanolgemisch im Verhältnis 1:4, 1:1 und 4:1 für jeweils 12 h
inkubiert. Danach wurden die Proben mit 100 % Kunststoff (SPURR, 1969) infiltriert
(mehrmaliges Wechseln des Kunststoffes). Die Proben wurden für die Längs- bzw.
Querschnitte in Gelatinekapseln bzw. Flacheinbettformen ausgerichtet. Die
Polymerisation erfolgte bei 70°C im Wärmeschrank über 15 Stunden.
Material und Methoden 23
2.3.3. Gefriertrocknung und Einbettung
Die mykorrhizierten Kurzwurzeln wurden aus dem Wurzelsystem mit Hilfe einer
Stereolupe herauspräpariert. Durch Eintauchen in schmelzendem Stickstoff wurden die
Proben bei einer Temperatur von ca. - 205 °C schockgefroren. Durch die Unter-kühlung
des Stickstoffes wird das sogenannte Leidenfrost‘sche-Phänomen vermindert (ROBARDS
& SLEYTR, 1985). Die gefrorenen Proben wurden auf den gekühlten Probenteller und in
die Probenkammer der Gefriertrocknungsanlage (Leica, EM CFD) überführt. Mit einer
Pumpe wurde in der Proben-Kammer ein Vorvakuum von 16 mbar erzeugt und nach
Öffnung des Ventils zur Zeolithkammer ein Vakuum um 4 x 10-4 mbar erreicht. Die
Trocknung der Proben erfolgte nach folgendem Schema:
Tab. 1 : Trocknungsverlauf der Gefriertrocknung.
Trocknungsverlauf Temperatur Dauer1 - 100 °C 169 h
Temperaturanstieg 1°C / h 10 h2 - 90 °C 48 h
Temperaturanstieg 1°C / h 10 h3 - 80 °C 48 h
Temperaturanstieg 2°C / h 10 h4 - 60 °C 24 h
Temperaturanstieg 3°C / h 29 h5 27 °C bis zur Probenentnahme
Nach erfolgreicher Gefriertrocknung wurden die Kurzwurzeln nach der von FRITZ
(1980) beschriebenen Methode druckeingebettet, um eine Feinstruktur des Gewebes zu
erhalten. Zur Probenvorbereitung für die Röntgenmikroanalyse (EDXS) wurden die
Kurzwurzeln unter der Lupe fein präpariert. Für die Evakuierung wurden die Proben in
Druckgefäße überführt und über 15 min. mit einer Rotationspumpe (Vakuubrand RD 4)
evakuiert. Die Druckinfiltration erfolgte mit reinem Epoxidharz (SPURR, 1969).
Anschließend wurden die Proben durch mehrfachen Druckaufbau und Druckentlastung
bis zum Absinken infiltriert. Nach ca. 2 Tagen wurden die Proben in mit Kunstharz
gefüllte Flacheinbettformen überführt (zur Orientierung) und bei 70°C für 12-14 Stun-
den polymerisiert.
Material und Methoden 24
2.3.4. Mikrotomie und Bedampfung
Die eingebetteten Proben wurden zuerst zugetrimmt und anschließend wurden mit
einem Ultracut E Mikrotom (Fa. Reichert-Jung) mit Glasmessern (LKB, Gräfelfing)
990 nm starke Semidünnschnitte (Längs- und Querschnitte) hergestellt. Die Dünn-
schnitte wurden mit Aqua bidest auf Glasobjektträger überführt, getrocknet und mit
Toluidinblau (0,05 % Toluidinblau in 0,2 M Phosphatpuffer pH 7,5) angefärbt. Die
getrockneten Schnitte wurden mit Merckoglas (Merck, Darmstadt) eingedeckelt. Die
lichtmikroskopische Auswertung wurde an einem Zeiss Universalmikroskop (Zeiss,
Oberkochen) mit einer angeschlossenen Photoeinrichtung (MC 63) vorgenommen.
Mit Hilfe von teflonbeschichteten (hochreines Teflonspray der Fa. Reichelt) Glas-
messern wurden am Mikrotom 500 nm starke Trockenschnitte angefertigt. Für die
Röntgenmikroanalyse ist zur Vermeidung von Elementverlagerungen das Trocken-
schneiden notwendig. Die Schnitte wurden mit einer Pinzette auf befilmte (Pioloform)
Cu- bzw. Ni-Faltgrids (Maschenweite 100) der Fa. Plano übertragen. Anschließend
wurden die Schnitte mit Kohlefilm (ca. 20 nm Dicke) bedampft (CED 20 der Fa.
Balzers) zur Vermeidung einer übermäßigen Aufladung der Proben im TEM. Die
Schnitte wurden bis zur Analyse in Gridboxen im Exsikkator mit Trockenmittel
gelagert.
2.3.5. Rasterelektronenmikroskopie (REM)
Abpräparierte mykorrhizierte und unmykorrhizierte Wurzeln wurden wie unter Punkt
2.3.2 beschrieben in Glutaraldehyd fixiert, in Ethanol entwässert und anschließend über
eine “Kritisch-Punkt-Trocknung“ (CPD 010; Balzers Union, Liechtenstein) entwässert.
Die getrockneten Proben wurden unter Verwendung von Leit-Tabs (Plano, Marburg)
auf Aluminiumplättchen geklebt, 20 nm dick mit Gold besputtert (SCD 040 mit Quarz-
Schichtdickenmesseinrichtung; Balzers Union, Liechtenstein) und in einem Raster-
elektronenmikroskop (ISI 100B, Leitz, Wetzlar) ausgewertet.
Material und Methoden 25
2.3.6. Röntgenmikroanalyse (EDXS)
Für diese Methode ist eine spezielle Präparation der Pflanzenwurzeln notwendig (s.
Punkt 2.3.3. und 2.3.4.). Die energiedispersive Röntgenmikroanalyse (energy-
dispersive-X-ray microanalysis, EDXS) erfolgte anhand von Querschnitten (Dicke 500
nm) mykorrhizierter Kurzwurzeln bei 6400-facher Vergrößerung. Beim hier
verwendeten Punktanalyse-Modus wird der Elektronenstrahl auf distinkte Punkte
fokussiert, was eine Unterscheidung einzelner subzellulärer Bereiche wie Zellwand,
Cytoplasma und Vakuole ermöglicht. Die Resultate der EDXS-Punktanalyse werden als
Peak/Background-Verhältnis (P/B-Verhältnis) für alle nachweisbaren Elemente an
einem bestimmten Punkt der Probe angegeben. Das P/B-Verhältnis eines Elementes ist
hierbei proportional zu seiner Konzentration im untersuchten Bereich, wobei die Fläche
des Peaks eines Elementes in Relation zur unspezifischen Hintergrundstrahlung (auch
Bremsstrahlung) gesetzt wird. Die röntgenmikroanalytische Untersuchung erfolgte an
einem Philips EM 420 mit einem EDAX DX4 System im STEM-Modus (Scanning
transmission electron microscopy). Die Messungen wurden unter standar-disierten
Bedingungen durchgeführt (s. Tab. 2).
Tab. 2 : Geräteparameter der röntgenmikroanalytischen Untersuchungen.
Parameter EinstellungBeschleunigungsspannung: 120 kVKondensorblende 70 µmSpot size (Geräteeinstellung) 3D eff (effective spot size) < 21 nmObjektivblende keineProbenkippung 20 °Analysendauer 120 live sec
2.3.7. Fotographische Dokumentation
Die Fotographische Dokumentation der Semidünnschnitte und REM-Proben erfolgte
auf dem S/W-Kleinbildfilm Ilford Pan F 50 ASA oder Ektachrome 160 ASA (Kunst-
lichtfilm). Die Schwarz/Weiß-Vergrößerungen konnten auf Ilford Multigrade III-Papier
im eigenen Fotolabor hergestellt werden. Die Entwicklung und Vergrößerung von
Farbnegativen erfolgte durch den Handel. Die Diapositive wurden teilweise mit einem
Material und Methoden 26
Personal Computer mit der Software Fotolook eingescannt und mit dem Programm
Photoshop weiterbearbeitet.
2.4. Chemische Charakterisierung der Böden und Pflanzen
2.4.1. Bestimmung des pH-Wertes im Boden
Die Bodenproben wurden auf 2 mm gesiebt und anschließend an der Luft getrocknet.
Von jeder Probe wurde der pH mit H2O und mit CaCl2 bestimmt. Hierzu wurden 4 g
Feinboden in einer 25 ml-PE-Flasche eingewogen und mit jeweils 10 ml bidest. Wasser
bzw. 10 ml 0,01M CaCl2-Lösung versetzt und 60 min. maschinell geschüttelt
(SCHEFFER und SCHACHTSCHABEL, 1992). Nach der Eichung des pH-Meters (WTW
525) erfolgte die Messung des pH-Wertes in der Bodensuspension.
2.4.2. Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit des Bodens
Die elektrische Leitfähigkeit wird mit einem temperaturkompensierenden Leit-
fähigkeitsmeßgerät (WTW, LF 196, Fa. Jürgens) ermittelt. Nach der VDLUFA-Methode
A10.1.1 (modifiziert) wurde eine Einwaage von je 10 g luftgetrockneten Feinboden in
100 ml-PE-Flaschen mit 100 ml deionisiertem Wasser versetzt und 1 h geschüttelt (30
U/min). Der Extrakt wurde auf aschefreie Faltenfilter (Schleicher & Schuell, 602 H ½)
gegeben, wobei der erste Anteil des Filtrates auf den Filter zurück-gegossen wurde.
Nach zeitgleicher Messung von Leitfähigkeit und Temperatur wurden die Salzgehalte
berechnet.
2.4.3. Bestimmung des pflanzenverfügbaren Phosphat- und Kalium-Gehalts
nach dem CAL-Auszug (nach SCHÜLLER, 1969)
Die Bestimmung des pflanzenverfügbaren Phosphat- und Kaliumgehaltes der Böden
erfolgte nach der Calciumacetat-Lactat-Extraktionsmethode (CAL) von SCHÜLLER
(1969). Je 1 g luftgetrockneter Feinboden wurde in einem Polypropylengefäß einge-
wogen, mit 20 ml CAL-Extraktionslösung (besteht aus 0,1 N Ca-Acetat, 0,1 N Ca-
Lactat, und 0,3 N Essigsäure) versetzt und anschließend 90 min. geschüttelt. Die
Material und Methoden 27
Suspension wurde über einen P-freien Faltenfilter (Schleicher & Schüll, 512 ½)
filtriert, wobei die erste Fraktion des Filtrates wieder zurückgegossen wurde. Jeweils
eine Blindprobe wurde in gleicher Weise angesetzt. Die Bestimmung von Phosphat
erfolgte nach der Reaktion mit Ammoniummolybdat mit einem Spektralphotometer bei
880 nm (CADAS 100 der Fr. Dr. Lange). Dazu wurde 10 ml des Filtrates in ein Poly-
propylengefäß gegeben und mit 2 ml Reaktionslösung gemischt. Nach ca. 10 min.
konnte am Photometer gemessen werden. Die Kaliumbestimmung erfolgte am Atomab-
sorptionsspektrometer (Flammen-AAS).
2.4.4. Bestimmung des Ct- und Nt-Gehaltes im Elementaranalysator
Die Bestimmung des Ct- und Nt-Gehaltes erfolgte bei allen Bodenproben mit dem
Gerät CNS-2000 der Fa. LECO Instrumente GMBH. Etwa 1-2 g luftgetrockneter Fein-
boden wurde in ein ausgeglühtes Schiffchen gefüllt und mit einer Analysenwaage
(Sartorius) auf 0,1 mg genau eingewogen. Vor jedem Messzyklus wurden die Schiff-
chen als Nullwert gemessen und mit einem Standard (EDTA) die Steigung der Kali-
briergerade bestimmt. Zur Bestimmung des Ct- und Nt-Gehaltes wurden die Proben im
geschlossenen System im O2-Strom bei 1200°C verbrannt. Das entstandene CO2 wurde
mittels Infrarotdetektor (IR) und das entstandene N2 mittels Wärme-
leitfähigkeitsdetektor (WLD) detektiert. Um die Gehalte an organischem Kohlenstoff
(Corg) zu errechnen, muß der gesondert ermittelte Carbonatkohlenstoffgehalt (Ccarb)
vom Ct-Gehalt abgezogen werden.
2.4.5. Bestimmung des Carbonatgehaltes
Das gasvolumetrische Bestimmungsprinzip der SCHEIBLER-Apparatur beruht darauf,
dass das Volumen des freigesetzten CO2 aus Calciumcarbonat ermittelt wird und daraus
der Gesamtcarbonatgehalt errechnet wird. 2–5 g luftgetrockneter Feinboden wurden in
einem Erlenmeyerkolben eingewogen und mit 2–4 ml Aqua dest. befeuchtet.
Anschließend wird das Glasgefäß der Apparatur mit ca. 10 ml HCl (10%) versetzt.
Unter Neigung des Kolbens wird die HCl auf den Boden gegossen und geschüttelt.
Nach 5 bis 10 min. Reaktionszeit war die CO2-Entwicklung abgeschlossen und das
Volumen des freigesetzten Gases konnte abgelesen werden.
Material und Methoden 28
2.4.6. Bestimmung der pflanzenverfügbaren Kationen im Boden
Die Bestimmung der pflanzenverfügbaren Kationen (K, Ca, Na und Mg) im Boden
erfolgte nach der Extraktionsmethode im Gleichgewichtsverfahren (SCHLICHTING et al.,
1989). Als Extraktionslösung wurde eine Ammonium-Lactat-Essigsäure (9,01g
hydrolysierte Milchsäure+18,75ml Essigsäure+7,70g NH4-Acetat/l ) bei pH 3,8
hergestellt. Dazu wurde 5g luftgetrocknete Feinerde in einer Schüttelflasche mit 100 ml
Ammoniumlactatessigsäure-Lösung (AL) versetzt und 4 h maschinell geschüttelt. Die
Bodensuspension wurde durch einen Faltenfilter in eine Plastikflasche filtriert. Die
Bestimmung der Kationen erfolgte mit dem Flammen-AAS (Meßbedingungen s. Tab.
23 im Anhang).
Außerdem wurde die Bestimmung der austauschbaren Kationen mit Hilfe einer
ungepufferten 0,5 M NH4Cl-Lösung durchgeführt (MEIWES et al., 1984). Die im Boden
reversibel gebundenen Kationen werden durch ein Überangebot an NH4-Ionen ausge-
tauscht. Der Austausch erfolgt in einem Perkolationsverfahren. 10 g luftgetrockneter
und gesiebter Feinboden (Ø 2 mm) wurde in eine Spritze eingewogen, mit 25 ml 0,5 M
NH4Cl-Lösung versetzt und 10 bis 12 Stunden inkubiert. Als Filtrationsmaterial wurden
ca. 10 g Quarzsand und ein Rundfilter verwendet. Nach der Perkolation wurden weitere
75 ml Extraktionslösung (0,5 M NH4Cl) durch den Boden perkoliert. Das Perkolat
wurde in einem 100 ml Polypropylenkolben aufgefangen und mit NH4Cl-Lösung auf
100 ml aufgefüllt. Die Blindwerte wurden entsprechend der Bodenproben behandelt.
Die optimierten Meßbedingungen sind in Tabelle 23 im Anhang aufgeführt. Im Perkolat
wurden die Elemente K, Ca, Na und Mg mit dem Flammen-AAS bestimmt. Zur
Bestimmung der wasserlöslichen Kationen mit destilliertem Wasser wurde nach
demselben Verfahren wie beim NH4Cl-Auszug perkoliert.
2.4.7. Ermittlung des Gesamt-Kationengehaltes von Sproß und Wurzel
Zur Bestimmung der K-, Ca-, Na-, und Mg-Gesamtgehalte von Sproß und Wurzeln
wurden diese mit 65% HNO3 durch eine Mikrowelle aufgeschlossen (s. Punkt 2.4.10)
und für die Flammen-AAS-Messung entsprechend verdünnt. Die Bestimmung der
Gesamt-Kationen von Sproß und Wurzel erfolgte ebenfalls mittels Flammen-AAS
(Meßbedingungen s. Tab. 23 im Anhang).
Material und Methoden 29
2.4.8. Bestimmung der Anionen im Boden
Die Bestimmung der Anionen Nitrat, Chlorid und Sulfat erfolgte mittels einer
Ionenchromatographie (2000 ISP der Fa. Dionex mit Leitfähigkeitsdetektion). Mit dem
Wasserauszug (methodisch wie der zuvor beschriebene NH4Cl-Auszug) konnten die
Anionen bestimmt werden. Ein Aliquot des Bodenextraktes jeder Probe wurde zur
Bestimmung am Ionenchromatographen abgefüllt. Durch eine Vorsäule wurden
zunächst die groben Partikel und organischen Stoffe aus der Probe entfernt. In der
Trennsäule wurden die verschiedenen Anionen nach Ladung und Größe aufgetrennt. Als
Eluent wurde 2 mmol Na2CO3-Lösung verwendet. Im Anschluß an die Auftrennung
erfolgte die quantitative Messung durch eine Leitfähigkeitsmeßzelle.
2.4.9. Mikrowellenaufschluß
Vorbereitung der Probe und Reinigung der Gefäße:
Nach dem Versuchsende wurden die Sämlinge den Rhizotronen entnommen und
anschließend die Bodensubstrate an der Luft getrocknet. Etwa 5 g der Bodenproben
wurden mit einem Mörser fein gemahlen und in PE-Flaschen überführt. Die
Bodenproben wurden bei 70°C 48 Stunden getrocknet und in einem Exsikkator
aufbewahrt. Die aus den Rhizotronen entnommenen Sämlinge wurden zunächst im
Wurzelbereich vom anhaftenden Sand gründlich befreit. Die gereinigten Sämlinge
wurden in Sproß- und Wurzel-Fraktion getrennt. Zur Einwaage wurden die Sämlinge
mit Papiertüchern vorsichtig trocken getupft.
Nachdem das Frischgewicht der Sämlinge bestimmt worden war (Waage: Sartorius
1207 MP2), wurden sie in Papiertüten bei 70°C 48 Stunden bis zur Gewichtskonstanz
getrocknet. Bei der Schwermetallanalytik ist es notwendig, verlustfrei und vor allem
kontaminationsfrei zu arbeiten. Aus diesem Grunde wurden alle Gefäße mit 0,2 %igem
Mucasol–Schnellreiniger (Fa. Merz+Co.) sorgfältig gereinigt, mit Leitungswasser bzw.
entionisiertem Wasser abgespült und anschließend in 3 M 65%ige HNO3 aufgenommen.
Danach wurden die Gefäße 2 bis 3 mal mit Aqua bidest nachgespült und im
Wärmeschrank getrocknet. Bei jedem Aufschluß wurde 1 Blindwert, der jeweils nur 5
ml 65%ige HNO3 (suprapur) enthielt, dem Aufschlußvorgang unterzogen und
Material und Methoden 30
analysiert. Der Blindwert wurde immer in verschiedenen Teflongefäßen durchgeführt.
Durch diese Blindwerte konnten Memory-Effekte durch Kontaminationen bei den
Aufschlüssen bzw. durch die Waschprozeduren ausgeschlossen werden. In den
folgenden Abschnitten werden die Aufschluß- und AAS-Verfahren dargestellt.
2.4.10. Aufschlußverfahren
Die unter Punkt 2.4.9. vorbereiteten Pflanzenproben wurden in die Teflongefäße
eingewogen, mit 5 ml 65 %ige HNO3 (suprapur, der Fa. Merck) versetzt. Bei Boden-
proben wurden zusätzlich noch 1,5 ml 30%ige HCl (suprapur, der Fa. Merck)
zugegeben. Die Optimierung des Mikrowellen-Programmes (s. Tab. 3) erfolgte unter
Verwendung eines Obstbaumblatt-Standards (Orchard Leaves, Standard Reference
Material 1571). Durch den Nassaufschluß mit Salpetersäure wurden die schwer-
löslichen Stoffe durch Druck und Temperatur in säurelösliche Verbindungen überführt.
Die Säure der gelösten Proben wurden im Mikrowellen-Vakuum-Rotor MCR6 mit Hilfe
des Absorptionsmoduls FAM 40/Am3 (beides der Fa. MLS) abgedampft. Nach der
Abdampfung wurden die Proben in 5 ml 0,5 M 65 %ige HNO3 aufgenommen und in
Szintillationsgefäße (20 ml) aus Polyethylen überführt. Die Proben wurden bis zur
Messung im Gefrierschrank aufbewahrt.
Tab. 3 : Aufschluß- und Abdampfprogramme für die Pflanzen- und Bodenproben.
Aufschlußprogramm für Pflanzen Aufschlußprogramm für BodenStufe Zeitdauer [min] Leistung[W] Zeitdauer [min] Leistung[W]
1 3 250 5 2502 1 0 1 03 3 250 5 2504 3 400 4 4005 2 500 3 5006 1 600 3 6007 10 300 12 350
Ventilation 50 59Abdampfprogramm für Pflanzen Abdampfprogramm für Boden
Stufe Zeitdauer [min] Leistung[W] Zeitdauer [min] Leistung[W]1 27 250 30 250
Ventilation 10 10
Material und Methoden 31
2.4.11. Bestimmung der Schwermetalle
Das Prinzip der Atomabsorptionsspektroskopie (AAS) basiert auf der Messung einer
Absorption von optischer Strahlung durch Atome im Gaszustand (WELZ, 1983). Durch
stufenweise Anhebung der Temperatur werden die Prozesse Trocknung, thermische
Zersetzung der Matrix und thermische Dissoziation in freie Atome voneinander
getrennt. Während der Trocknung und der thermischen Zersetzung strömt inertes Gas
(Argon) durch das Graphitrohr, um Matrixbestandteile vor der Atomisierung abzu-
trennen (PERKIN-ELMER). Aus einer Stammlösung (Titrisol; Fa. Merck) wurden durch
Verdünnen geeignete Bezugslösungen in 0,5 M 65 %ige HNO3 hergestellt, die als
Eichreihe dienten. Zum Einstellen des Nullpunktes am Spektrometer wurde eine 0,5 M
65 %ige HNO3, in die auch die aufgeschlossenen Proben aufgenommen wurden,
verwendet.
2.4.11.1. Reproduzierbarkeit
Zur Überprüfung der Reproduzierbarkeit des Mikrowellenverfahrens wurde mit Hilfe
des zertifizierten Referenz-Materials, dem Obstbaumblatt-Standard, (Orchard Leaves,
Standard Reference Material 1571) für alle Schwermetalle getestet. Die Wieder-
findungsrate der aufgeschlossenen Proben wird in Tabelle 4 zusammengestellt.
Tab. 4 : Wiederfindungsrate der Analyse (TG=Trockengewicht).
ElementZertifizierter Gehalt
in µg/g TGBerücksichtigte
ProbenFestgestellter Gehalt
in µg/g TGWiederfindungsrate
In %
Cu 12 ± 1 12 10,69 89,1Pb 45 ± 3 12 42,29 94,0Mn 91 ± 4 12 97,61 107,3Zn 25 ± 3 12 21,80 87,2Cd 0,11 ± 0,05 12 0,10 87,9
2.4.11.2. Pflanzenverfügbare Schwermetalle im Boden
Für eine Charakterisierung der ökologischen Wirksamkeit von Schwermetallen in
Böden ist eine Erfassung der pflanzenverfügbaren Fraktionen erforderlich (HORNBURG
& BRÜMMER, 1993). Die Pflanzen-Verfügbarkeit von Schwermetallen, insbesondere
Material und Methoden 32
von Cd, Cu, Pb, Mn und Zn, läßt sich mit einer CaCl2-Extraktionslösung gut darstellen
(KUNTZE et al., 1988; KÖSTER & MERKEL, 1983). Zur Bestimmung der Schwermetalle
wurde 10 g luftgetrockneter Boden in säuregespülte 100 ml PE-Flaschen eingewogen
und mit 50 ml einer 0,1 M CaCl2-Lösung versetzt. Auf dem Schüttler wurde die
Suspension 2 Stunden durchmischt und über Faltenfilter (Schleicher & Schuell, 602 H
½) abfiltriert (der Vorlauf wurde verworfen). Dem Filtrat wurde 0,2 ml konz. HNO3
(65%) zugegeben und die Lösung kühl aufbewahrt. Die Bestimmung der Schwermetalle
erfolgte mittels Graphitrohr-AAS (PE Zeeman 3030, HGA 600, AS 60).
2.4.11.3. Schwermetall-Gesamtgehalte in Pflanzen und Böden
Neben der durch CaCl2-Lösung extrahierbaren Schwermetalle wurden die Schwer-
metallgesamtgehalte in den Pflanzen (Sproß und Wurzel) und den Böden untersucht.
Für die aufgeschlossenen Bodenproben wurde das gleiche Atomabsorptions-
spektroskopie-Programm verwendet wie für die Pflanzenproben. Ein Blindwert wurde
analog vorbereitet, der parallel zu jeder Analyse gemessen wurde. Die optimierten
Meßbedingungen von Cd, Pb, Mn, Cu und Zn für Sproß- und Wurzelproben sowie
Bodenproben sind in Tab. 23 und 24 im Anhang aufgeführt. Die Bestimmung der
Schwermetalle erfolgte mittels AAS.
2.4.12. Datenverarbeitung
Die Datenverarbeitung und Darstellung von Graphiken wurde mit dem Excel 5,0
Programm (Microsoft) angefertigt. Eine statistische Verarbeitung der gewonnenen
Daten von Sproß- und Wurzeltrockengewicht bei allen Untersuchungen erfolgte mit
dem Statistikprogramm UNISTAT (Version 5,0; 2000). Verteilungsunabhängige Tests
wurden zur Signifikanzbestimmung und Korrelationsanalyse herangezogen, da bei
biologischem Material nicht von einer Normalverteilung ausgegangen werden kann.
Zwei unabhängige Stichproben wurden mit dem “U-Test“ auf signifikante Unterschiede
überprüft. Als Signifikanzgrenze wurde die Irrtumswahrscheinlichkeit von p � 0,05 (�-
Wert) gewählt. Bei den meisten Grafiken wurde der Meßwertbereich (Range) mit
Median, Minimal- und Maximalwert dargestellt.
Ergebnisse 33
3. Ergebnisse
3.1. Pflanzen und Pilze
3.1.1. Methodenentwicklung
3.1.1.1. Isolierung von Mykorrhizapilzen aus Fruchtkörpern und mykorrhiziertenWurzeln aus dem Freiland
Um Reinkulturen entsprechender Pilzarten für die Inokulierung zu gewinnen, wurden
Fruchtkörper und mykorrhizierte Wurzeln aus dem Freiland isoliert (s. Punkt 2.2.1.1.).
Nach mehreren Vorversuchen war es gelungen, entsprechende Methoden für die Gewin-
nung von Reinkulturen zu entwickeln. Während die Isolation von Pilzkulturen aus
Fruchtkörpern unproblematisch war (s. Abb. 7a), bedurfte die Isolation aus mykorrhi-
zierten Wurzeln eines sehr hohen methodischen Aufwandes. Problematisch war, dass die
Mykorrhizapilze in der Regel durch die hohen Konzentrationen des Sterilisationsmittels
(H2O2, 30%) abgetötet wurden. Bei einer zu niedrigen H2O2 Konzentration traten Probleme
mit Bakterien und Schimmelpilz-Verunreinigungen (z.B. Aspergillus und Penicillium) auf.
Aus diesem Grund wurden unterschiedliche Konzentrationen und unterschiedliche
Sterilisationszeiten für die Oberflächensterilisation der Mykorrhizapilze getestet, um ein
optimales Verhältnis zwischen beiden Faktoren zu erreichen. Das Ergebnis zeigt, dass die
optimale Konzentration von H2O2 zwischen 10% und 20% betrug und die Sterilisationszeit
zwischen 5-10 sec. lag. Da die Ausbeute an Reinkulturen (ca. 5-10%) sehr gering war,
wurden ca. 50-80 mykorrhizierte Wurzelabschnitte für eine erfolgreiche Isolierung
benötigt. Nach wenigen Tagen (ca. 3-5 Tage) konnte an der Wurzelspitze das erste
neugebildete Myzel beobachtet werden (s. Abb. 7b). Nach dem Auswachsen der Hyphen
(ca. 4 Wochen) konnten durch das Überimpfen auf neue MMN-Agarplatten Reinkulturen
angelegt werden. Durch die optimierte Isolierungsmethode der Oberflächensterilisation
konnten folgende Pilze aus Fruchtkörpern und mykorrhizierten Wurzeln isoliert werden.
Die Artbestimmung der Mykorrhizapilze erfolgte mit PCR und DNA-Sequenzierung, was
eine gesicherte Artzugehörigkeit ergab.
Ergebnisse 34
a. Aus Fruchtkörpern: - Paxillus involutus (Batsch: Fr.) Fr.- Suillus luteus (L.: Fr.) Gray
b. Aus mykorrhizierten Wurzeln: - Rhizopogon roseolus (Fr.:Fr.) Th. Fr. (Syn.: Rhizopogon rubescens)
3.1.1.2. Identifizierung der isolierten Freilandmykorrhizen
Die Identifizierung der Mykorrhizapilze aus Wurzeln aus dem Freiland mit Hilfe
morphologischer Merkmale, wie z.B. Farbe, Form, Oberflächenstruktur und Struktur des
Hartigschen Netzes, ergab keine eindeutige Zuordnung der Gattung, bzw. Art. Ferner
konnten auch die Fruchtkörper nach der Bestimmungsliteratur zum Teil nicht eindeutig
bestimmt werden. Aus diesem Grund wurde eine Identifizierungsmethode mit Hilfe der
ITS-PCR (Primer ITS1 und ITS7) mit anschließender DNA-Sequenzbestimmung gewählt.
Die Abbildung 8 zeigt eine gelelektrophoretische Auftrennung von ITS-PCR-Fragmenten
von drei isolierten Freilandmykorrhizen. DNA aus Freilandmykorrhizapilzen wurde mittels
einer spezifischen ITS-PCR amplifiziert und anschließend mit bereits in der Genbank
(NCBI) publizierten Mykorrhiza-Sequenzen via Internet verglichen.
Abb. 7a-b: Makroskopische Aufnahme zur Gewinnung von Reinkulturen; a. aus Fruchtkörpern,15-20 Tage nach der Isolierung, ausgewachsenes Myzel (roter Pfeil), b. aus mykorrhiziertenFreilandwurzeln (roter Pfeil), 3-5 Tage nach der Isolation (96 x).
a
Ausgewachsenes Myzel
Aus FruchtkörperAus mykorrhizierter Wurzel
Ausgewachsenes Myzel
bAus mykorrhizierter Wurzel
Ergebnisse 35
Dabei zeigte sich, dass die ITS-Region
(s. Abb. 6) der Organismen eine hohe
Variabilität aufweist, die zur Identifizierung
der Arten bzw. Gattungen herangezogen
werden konnte. Die Ergebnisse der
Sequenzanalyse sind in der Abbildung 9
dargestellt. In Tabelle 5 wurden die
wichtigsten Merkmale der identifizierten
Mykorrhizapilze aus dem Freiland zusam-
mengestellt.
Tab. 5 : Zusammenstellung der Merkmale isolierter Mykorrhizen aus dem Freiland.
Pax. involutus (Batsch exFr.) (Kahler Krempling)
R. roseolus (Fr.:Fr.) Th.Fr.(Rötlicher Wurzeltrüffel)Synonym: R. rubescens
S. luteus (L.: Fr.) Gray(Butter-Röhrling)
Gattung Paxillus Rhizopogon SuillusFamilie Paxillaceae Rhizopogonaceae, BoletaceaeKlasse Basidiomycetes Basidiomycetes BasidiomycetesIsolat aus Fruchtkörpern aus mykorrhizierten Wurzeln aus FruchtkörpernStandort Uelzen Uelzen BremenSymbiosepartner Kiefern und Fichten Kiefern und Fichten KiefernVorkommen im Nadel- und Laubwald,
Parkanlagenim Nadelwald unter Kiefernoder Fichten, auf Kalkböden
im Nadelwald unter Kiefernauf Sand- und Kalkböden
Abb. 8: Gelelektrophoretische Auftrennung vonITS-PCR-Fragmenten von drei isoliertenFreilandmykorrhizapilzen. HE-Marker (HindIIIund EcoRI), Paxillus involutus; Rhizopogonroseolus; Suillus luteus; K=Kontrolle.
HE-
Mar
ker
Pax.
invo
lutu
s
R. r
oseo
lus
S. lu
teus
Kon
trolle
Ergebnisse 36
5.8S rDNAPax. involutus AGGATCATTATCGAAAAGCAATCCGGGGGG--GAGGC-GACC----GAGCR. roseolus AGGATCATTAACGAATATAATTCGGAGGGGTTGTAGCTGGCCGAGGAAACS. luteus ATX-TATCCGGCGAGGGGAAAGGCGGAGAGTTGTAGCTGGCCTCCA---- * * *** * * * * * ** * **
ITS1Pax. involutus GAAGTTTG-GTAGATCGTAGGGATTGTCG---CTGGCCTTTGGA---AACR. roseolus GAGGCATGTGCACGCTCTTCTGTTTTTCATAACTCACCTGTGCACCTAATS. luteus GGGGCATGTGCACGCTCTC-----TTCCGG-----ACCT-TTCGCC--GT * * ** * * * * * *** *
Pax. involutus GAAGGCATGTGCACGTTCCGAGT----TCTCCTTAGTCCTCCTTTGCCTTR. roseolus GTAGG-ATGCTCCTCTTTCGGGAGGGGGGACCTATGTCTTTGTATAACTCS. luteus AT-GG-GCGC-------------GGGGCGACCCGCGTCTTCATATACCTC ** * ** *** * * * **
Pax. involutus TCCTT-TGGAAAACCCT----TTCTTCACACCCGTGCACCCA----TTGTR. roseolus TTCGTGTAGAAAGTCTTAGAATGTTT-ACTATCAGAGAGTCGCGACTTCTS. luteus TTCGTGTAGAAAGXCTTTGAATGTTTTACCATCATCGAGTCGCGACTTCT * * * * **** * * * ** ** * * * ** *
Pax. involutus AGG---------TCTCCGCGAGGGGATCTAT----GTCTTCAC--ATAAAR. roseolus AGGAGACGCGAATCTTTGAGATAAAAGTTATTACAACTTTCAGCAATGGAS. luteus AGGAGACGCGATTCTTTGAGAAAAAAGTTATTACAACTTTCAGCAACGGA *** *** * ** * *** **** * *
Pax. involutus C------ACTA-CGTAT-GTCTAGGAATGTATCTAAAAGCGTCGGACGGCR. roseolus TCTCTTGGCTCTCGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAAAGCGATATGTAATS. luteus TCTCTTGGCTCTCGCATCGATGAAGAACGCAGCGAATCGCGATATGTAAT ** ** ** * * *** * * * ** ***
Pax. involutus TTGGCTT-CGTGCC--CGGTCGGCGACGGTAAA---GAAC-CATAATACAR. roseolus GTGAATTGCAGATCTACAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACCTTGCGS. luteus GXGAATTGCAGATCTACAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACCTTGCG * ** * * * ** * * * **** ** * *
Pax. involutus ACTTTCAG-----CAACGGATCTCTTGGCTCTCGCATCGATGAAG----AR. roseolus CTCCTCGGTGTTCCGAGGAGCATGCCTGTTTGAGTGTCAGTAAATTCTCAS. luteus CTCCTCGGTGTTCCGAGGAGCATGCCTGT--------------------- ** * * * * * *
Pax. involutus ACGCAGC--GAATTG---CGATAAGTAATGTGAATTGCAGA--TTTTCAGR. roseolus ACCCCTCTTGATTTGTTTCGAGGGGGAGCTTGGATTGTGGGGGCTGCCGGS. luteus --------------------------------------------------
Pax. involutus TGA---------ATCATCGAATC--------TTTGAACGCACC---TTGCR. roseolus AGACTAGGACTCGTCCTTGACTCGGGCTCTCCTTAAATGCATCGGCTTGCS. luteus --------------------------------------------------
Pax. involutus GCTC--CTTGGTATTCCGAGGAGCATGCCTGTTTGAGTGTCATTTA--ATR. roseolus GGTCGACTTTCGACTTTGCGCGACAAGGCTTTCGGCGTGATAATGATCGCS. luteus --------------------------------------------------
18S rDNAPax. involutus TCTCAACC--ATCCCTCGATTC---GTTTCGAGGGTTTGGCTTG--GATTR. roseolus CGTTCGCTGAAGCGCATGAATGAAGGTTCCGTGCCTCTAATTCGTCGACTS. luteus --------------------------------------------------
Pax. involutus TTGGGGG-CTGCCGGGCGACCCTAGGGTCTTC---GGCTCTC--CTTAAAR. roseolus TAGTATCTCTTCCGAGAGAAAACGTCTTCTTCATTGACTTTTGACCTCAAS. luteus --------------------------------------------------
Pax. involutus AGCAT-TAGCGATGGCGGCGCGATCTAACCCCC------R. roseolus ATCAGGTAGGACTACCCGCTGAACTTAAGCATATCAATAS. luteus --------------------------------------A
Abb. 9 : DNA-Sequenz von Pax. involutus (572 bp, DNA-Sequenz 100%), R. roseolus (687 bp,DNA-Sequenz 99%) und S. luteus (347 bp, DNA-Sequenz 98%). ITS-Regionen zwischen der 5,8S-und 18S-rDNA der isolierten Freilandmykorrhizen. Sternchen (*) markieren die Überein-stimmungen in allen Sequenzen; bp=Basenpaare.
Ergebnisse 37
3.1.1.3. Inokulationsversuch mit Flüssigkulturen
Es sollte eine Methode ausgearbeitet und erprobt werden, mit der eine Vielzahl von
Pflanzen inokuliert werden können. Das Ergebnis der Inokulierung mit Flüssigkulturen der
beiden Pflanzen P. thunbergii und P. densiflora zeigte eine unterschiedliche Wach-
stumsdynamik. Bereits 2-3 Wochen nach der Inokulation konnte bei den beiden Pflanzen-
gruppen eine erste Ausbildung von Mykorrhizen beobachtet werden. Nach einer Kulti-
vierungszeit von 17 Monaten (Anzuchtphase ca. 4 Monate), zeigten die beiden Pflanzen-
gruppen ein unterschiedliches Sproß- und Wurzelwachstum. In der Abbildung 10a und 10b
ist zu erkennen, dass die mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen von P.
thunbergii ein deutlich erhöhtes Sproß- und Wurzeltrockengewicht aufwiesen als P.
densiflora.
i P
0
1
2
3
4
5
unmyko.Kontrolle
Pis. tinctorius R. roseolus0,0
0,5
1,0
1,5
2,0Sproß-TGWurzel-TGS/W-Verhältnis
S/W
-Ver
hältn
is
Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und S/W-Verhältnis von P. thunbergii
Spro
ß- u
nd W
urze
l-Tro
cken
gew
icht
in g
Abb 11 S/W T k i h d S/W V häl
0
1
2
3
4
5
unmyko.Kontrolle
Pis. tinctorius R. roseolus0,0
0,5
1,0
1,5
2,0Sproß-TGWurzel-TGS/W-Verhältnis
Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und S/W-Verhältnis von P. densiflora
S/W
-Ver
hältn
is
Spro
ß- u
nd W
urze
l-Tro
cken
gew
icht
in g
Abb. 10a-b: Vergleich der Sproß- und Wurzeltrockengewichte und des S/W-Verhältnisses von P.thunbergii (Abb. 10a) und P. densiflora (Abb. 10b) nach 17 Monaten Kultivierung; inokuliert wurdemit Flüssigkulturen von Pis. tinctorius und R. roseolus. Bodensubstrat aus Vermiculite undBiokompost (4:1, v/v). Die vertikalen Balken geben den Minimal- und Maximalwert(Meßwertbereich) an (Mittelwert aus n=16); (S/W=Sproß/Wurzel).
(a) (b)
Ergebnisse 38
Aus der Abbildung 10a wird ersichtlich, dass die mykorrhizierten P. thunbergii Pflan-
zen ein höheres Sproß- und Wurzeltrockengewicht aufwiesen als die unmykorrhizierten
Kontrollpflanzen. Es zeigt sich auch, dass es zwischen beiden mykorrhizierten Pflanzen
einen Unterschied hinsichtlich des Sproßwachstums gab. Aus Abbildung 10a geht hervor,
dass das Sproß-Trockengewicht der mit R. roseolus inokulierten P. thunbergii fast zweimal
höher (0,3819 g) als bei den mit Pis. tinctorius inokulierten Pflanzen und dreimal höher
(0,1978 g) als bei den unmykorrhizierten Kontrollpflanzen (0,1117 g) war. Auffallend ist
hierbei, dass das Wurzeltrockengewicht der verschiedenen inokulierten Pflanzen gleich
hoch war. Das S/W-Verhältnis bei R. roseolus-Mykorrhizen war höher als 1 (1,40) und im
Vergleich zu Pis. tinctorius-Mykorrhizen (0,74) sowie den unmykorrhizierten
Kontrollpflanzen (0,70) deutlich höher. Die Mykorrhizierungsrate (hier nicht graphisch
dargestellt) der Mykobionten von R. roseolus betrug ca. 90 % und lag Pis. tinctorius
zwischen 5% und 50%.
Das Wurzelsystem von P. thunbergii war stark ineinander verflochten. Deshalb soll an
dieser Stelle auf das Verfahren der Wurzeltrockengewichtsbestimmung kurz hingewiesen
werden. Die ineinander verflochtenen Wurzeln in der Pflanzenschale konnten von den
einzelnen Pflanzen nicht getrennt werden. Daher wurde der Mittelwert des gesamten
Wurzeltrockengewichtes bestimmt (n=16) und in der Graphik wurden keine Minimal- und
Maximalwerte wiedergegeben.
Aus der Abbildung 10b ist zu erkennen, dass das Sproß- und Wurzeltrockengewicht von
P. densiflora im Vergleich zu P. thunbergii wesentlich niedriger war. Das Sproß- und
Wurzeltrockengewicht der inokulierten Pflanzen P. densiflora sowie P. thunbergii war
signifikant höher als das der unmykorrhizierten Kontrollpflanzen (p=0,001). Die Abbil-
dung 10b zeigt, dass das Sproß-Trockengewicht der beiden Mykobionten Pis. tinctorius
und R. roseolus fast identisch war. Auffallend ist dabei, dass das Wurzeltrockengewicht
der mit Pis. tinctorius inokulierten Pflanzen höher ausfiel als dass der mit R. roseolus
inokulierten Pflanzen. Das S/W-Verhältnis war sowohl bei den inokulierten Pflanzen als
auch bei den nicht inokulierten Kontrollpflanzen nahezu identisch.
Die Mykorrhizierungsrate (nicht graphisch dargestellt) der inokulierten Mykobionten
von Pis. tinctorius lag zwischen 5% und 20% und bei R. roseolus bei ca. 80 %. Das
Ergebnisse 39
Wurzelsystem der Pflanzen P. densiflora war nicht wie bei P. thunbergii ineinander
verflochten und deshalb konnten für die einzelnen Pflanzen das Sproß- und Wurzel-
trockengewicht problemlos bestimmt werden (Abb. 11a-b). Durch die graphische
Darstellung vom Sproß- und Wurzeltrockengewicht und S/W-Verhältnis werden deutliche
Unterschiede sichtbar. Insbesondere zwischen P. thunbergii und P. densiflora mit unter-
schiedlichen Mykorrhizapilzen (Pis. tinctorius und R. roseolus) war ein deutlicher Unter-
schied hinsichtlich des Sproßwachstums erkennbar.
b-1b
a-1aPis. tinctorius
Abb. 11a-b: Makroskopische Aufnahme mykorrhizierter Wurzeln von P. densiflora inokuliert mitFlüssigkulturen von Pis. tinctorius (a. 96 x) und R. roseolus (b. 96 x).a-1. Vergrößerung (150 x) von a., dichotome Verzweigung der hellbraunen Mykorrhiza,Myzelstränge (roter Pfeil) wachsen auf die Wurzeln zu; b-1. Vergrößerung (150 x) von b.,dichotome Verzweigung der hellgelben Mykorrhiza, die Manteloberfläche ist mit dünnen undlangen Hyphen bedeckt.
R. roseolus
Ergebnisse 40
3.1.1.4. Optimierung der Inokulationsmethode
Mit der “Petrischalen-Methode“ von WONG und FORTIN (1989) konnte keine aus-
reichende Mykorrhizierung bei den verwendeten Kiefernsämlingen erreicht werden.
Nach der Inokulierung von 2-3 Wochen bildeten die Pilze in den verwendeten
Rhizotronen kein ausreichendes Hyphenmyzel aus und es zeigte sich ferner kein
kontinuierliches Wachstum von Pilzhyphen. Nach der Inokulation mit Agarstückchen
auf Aktivkohlepapier wuchs das Pilzmyzel weitestgehend kreisförmig um die neu
gebildeten Kurzwurzeln, wobei das Pilzmyzel auch radial über das Aktivkohlepapier
verlief.
In der Abbildung 12 sind neu gebildete
und mykorrhizierte Kurzwurzeln deutlich zu
erkennen. Bereits nach 6-12 Tagen konnte
eine fast vollständige Mykorrhizierung (> 90
%) der Kurzwurzeln beobachtet werden.
Durch das Auflegen des Cellophans konnten
die Wurzeln mit dem Myzel in engen
Kontakt treten und eine vorzeitige
Austrocknung des Agarnährmediums wurde
verhindert. Die Wurzeln selbst konnten nicht
ins Agarnährmedium hinein wachsen, da
durch die Vernetzung des Myzels das
Eindringen der Wurzeln verhindert wurde.
Der zweite Schritt dieser Methode war eine
direkte Übertragung nach der fast
vollständigen Mykorrhizierung auf ver-
schiedene Bodensubstrate wie z.B. Wald-
boden, Sand und Bauschutt. Die mykorrhi-
zierten Pflanzen konnten in Waldboden und
Sandsubstraten problemlos weiter kultiviert werden, wohingegen bei den Pflanzen im
Bauschutt keine ausreichende Ausbildung von Kurzwurzeln und kein Zuwachs von
MykorrhizierteKurzwurzel
AgarNährmedium
Cellophan
Inokulum
Myzel
Abb. 12: Makroskopische Aufnahmeeines sterilen Rhizotronsystems: P.thunbergii inokuliert mit Pis. tinctorius.
Ergebnisse 41
Pilzhyphen festzustellen war. Nach ca. 8 Monaten Kultivierungszeit konnte
insbesondere im Waldboden und in dem Sandsubstrat beobachtet werden, dass die
beiden Mykorrhizapilze ein starkes Wachstum aufwiesen, während die mykorrhizierten
Pflanzen auf Bauschutt und Bauschutt/Sand-Mischungen ein deutlich geringeres
Wachstum von Sproß und Wurzeln zeigten. Trotz der hohen Mykorrhizierungsrate, die
die Pflanzen nach der Reinkultur- inokulation aufwiesen, wiesen die auf Bauschutt
kultivierten Pflanzen bei Versuchsende eine geringe Biomasse auf.
Das Auswachsen der Pilzhyphen von den beiden Mykorrhizapilzen Pis. tinctorius
und R. roseolus wurde nach der Übertragung auf Bauschutt und Bauschutt/Sand-
Mischungen verlangsamt und eine neue Bildung der abziehenden Hyphen (Myzel-
stränge) war kaum zu beobachten. Die betroffenen Pflanzen zeigten eine äußere
Veränderung an den Nadelspitzen (braune Färbung) und verfärbten sich schließlich
dunkelbraun. Es läßt sich nur schwer beurteilen, ob es sich um einen mineralstoff-
bedingten Mangel, um Überschußsymptome oder um zu hohe Schwermetallgehalte wie
z.B. Cd, Cu und Zn handelt. Aus technischen und zeitlichen Gründen wurde diese
Methode nicht weiter verfolgt.
3.1.1.5. Wachstum der Pflanzen auf den eingesetzten Bodensubstraten mit Bio-
kompost als Zusatzstoff
Aus der Erkenntnis eigener bodenchemischer Untersuchungen heraus, konnte fest-
gestellt werden, dass Bauschutt (als technogenes Substrat) ein ungeeignetes Boden-
substrat für das Pflanzenwachstum und insbesondere für die Ausbildung der
Mykorrhiza ist. Zu den typischen Eigenschaften von Bauschutt gehört der hohe Nähr-
und Schadstoffgehalt MEUSER (1993, 1996), während das Sandsubstrat nur geringe
Nähr- und Schadstoffmengen enthält. Als Trägersubstanz für den Mykorrhizapilz und
als organische Nährstoffquelle wurde Biokompost den Bodensubstraten zugesetzt, um
bei Aufforstungsmaßnahmen - insbesondere an extremen Standorten wie z.B. Halden,
Schuttflächen und Erosionsstandorten - ein entsprechend vorteilhaftes Bodenverhältnis
für die Pflanzen und für die Mykorrhizapilze zu schaffen. In Voruntersuchungen wurde
festgestellt, dass sowohl die Pflanzen als auch die Mykorrhizapilze in einer
Ergebnisse 42
Bodenmischung aus Sand, Bauschutt und Biokompost im Verhältnis von 4:2:1 (v/v) ein
gutes Wachstum aufwiesen. Wie in der Abbildung 13 zu erkennen ist, variiert die
Mykorrhizierungsrate bei verschiedenen Mykorrhizapilzen. Die makroskopisch
geschätzte Mykorrhizierungsrate von P. tinctorius lag in der Regel zwischen 20% und
70%, die von S. bovinus zwischen 30% und 60% und jene von R. roseolus zwischen
50% bis 80%.
Das Sproß- und Wurzeltrockengewicht und S/W-Verhältnis der Pflanzen ist in der
Abbildung 14 dargestellt. Daraus geht hervor, dass alle mykorrhizierten Pflanzen
gegenüber den unmykorrhizierten Pflanzen ein höheres Sproß- und Wurzel-Trocken-
gewicht aufwiesen. Sowohl Sproß- als auch Wurzeltrockengewicht der 4 Versuchs-
gruppen zeigen starke Schwankungen innerhalb der Einzelwerte. Trotzdem waren die
Unterschiede der Sproß- und Wurzeltrockengewichte von mykorrhizierten und
unmykorrhizierten Pflanzen signifikant (p= 0,0357). Die verschiedenen mykorrhizierten
Pflanzen zeigten keine signifikanten Unterschiede, nur das Sproß-Trockengewicht
nahm bei R. roseolus mykorrhizierten Pflanzen zu. Einen Einfluß der Mykorrhizierung
auf die Zunahme des Sproß- und Wurzeltrockengewichtes konnte bei allen
mykorrhizierten Pflanzen festgestellt werden.
Das S/W-Verhältnis des Trockengewichtes wird auf der Basis der Dividierung von
Sproß- durch Wurzeltrockenmasse gebildet. Das S/W-Verhältnis liegt bei allen
mykorrhizierten Pflanzen etwas niedriger als bei unmykorrhizierten Kontrollen (s. Abb.
14). Ein erniedrigtes S/W-Verhältnis bei mykorrhizierten Pflanzen kann durch eine
Reduktion des Wurzelwachstums oder durch ein gesteigertes Sproßwachstum
verursacht werden.
In den Abbildungen 15a-d ist eine makroskopische Aufnahme des Rhizotronsystems
der Pflanze P. thunbergii dargestellt. Dabei ist zu erkennen, dass die mykorrhizierten
Pflanzen ein deutlich erhöhtes Sproßwachstum gegenüber der Kontrollpflanze
aufweisen. In der Aufnahme des Rhizotrons (s. Abb. 15d) der mit R. roseolus
mykorrhizierten Pflanze sind die Mykorrhizen bzw. Pilzhyphen nicht deutlich zu
erkennen. Die Wurzeln hatten das Bodeninnere durchwachsen und auf der anderen Seite
des Rhizotrons konnten mykorrhizierte Wurzeln beobachtet werden.
Ergebnisse 43
Abb. 15a-d: Makroskopischeb. Pis. tinctorius; c. S. bovinu(4:2:1, v/v), 14 Monate Kultiv
Abb. 13: Mykorrhizierungsrate der Pflanzen P.thunbergii mit verschiedenen MykorrhizapilzenPis. tinctorius, S. bovinus und R. roseolus aufausgewählten Bodensubstraten aus Sand,Bauschutt und Biokompost (4:2:1, v/v). 14Monate Kultivierungszeit (Mittelwert aus n=5).Die vertikalen Balken geben den Minimal- undMaximalwert (Meßwertbereich) an.
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
unmyko.Kontrolle
Pis.tinctorius
S. bovinus R. roseolus0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Sproß-TGWurzel-TGS/W-Verhältnis
Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und S/W-Verhältnis
Spro
ß- u
nd W
urze
l tro
cken
gew
icht
in g
S/W
-Ver
hältn
is
Abb. 14: Sproß- und Wurzel-Trockengewichtund S/W-Verhältnis von P. thunbergii,inokuliert mit Pis. tinctorius, S. bovinus und R.roseolus auf ausgewählten Bodensubstraten ausSand, Bauschutt und Biokompost (4:2:1, v/v).14 Monate Kultivierungszeit (Mittelwert ausn=5, unmyko. Kontrolle aus n=3).
34
46
68
0
20
40
60
80
100
Pis. tinctorius S. bovinus R. roseolus
Mykorrhizierungsrate
Myk
orrh
izie
rung
srat
e in
%
Mykorrhizapilz
a
bAufnahmen des Rhizotros; d. R. roseolus auf einemierungszeit.
c
nsystems von P. thunberg Gemisch aus Sand, Baus
d
ii: a. Kontrollpflanze;chutt und Biokompost
Ergebnisse 44
3.1.1.6. Einfluß des pH-Wertes auf das Myzelwachstum
In diesem Experiment sollte das Wachstumsverhalten von den beiden Ekto-
mykorrhizapilzen Pis. tinctorius und R. roseolus in verschiedenen pH-Werten im
Flüssignährmedium untersucht werden. Durch Vorversuche wurde festgestellt, dass die
isolierten R. roseolus-Pilze aus Freilandwurzeln von Kiefern (P. sylvestris) auf
neutralem bis schwach alkalischem pH-Bereich ein gutes Myzelwachstum aufweisen.
Der Ektomykorrhizapilz Pis. tinctorius wurde für dieses vergleichende Experiment
deshalb ausgewählt, da er vorzugsweise im schwach sauren pH-Bereich vorkommt
(MARX, 1977).
In der Abbildung 16 ist zu erkennen, dass die beiden Pilze ein unterschiedliches
Myzelwachstum zeigten und unterschiedlich auf die verschiedenen pH-Werte
reagierten. Ferner zeigten beide Pilze sowohl bei sehr niedrigem pH-Wert (pH 2,0) als
auch bei sehr hohem pH-Wert (pH 9,0) ein geringes Wachstum. Die größte Myzel-
bildung (Trockengewicht) war jedoch bei einem pH von 6,0 bei R. roseolus erkennbar.
Im pH-Bereich von 6,0-7,0 zeigten beide Pilze ein optimales Myzelwachstum, wobei
keine eindeutig signifikanten Unterschiede zu den alkalischen pH-Werten auftraten.
Die Messung des pH-Wertes der Nährlösung nach Versuchsende zeigte eine starke
Absenkung des eingestellten pH-Wertes. Die Absenkung im neutralen und basischen
Bereich betrug bis zu 2,5 pH-Einheiten. Die Nährlösungen im sauren Bereich von pH
2,0-3,0 blieben dagegen relativ unverändert oder stiegen nur geringfügig an. Aus der
Abbildung 16 ist ersichtlich, dass hohe pH-Werte das Wachstum des Myzels negativ
beeinflussen. Der pH-Wert der Kontrolle zeigte eine ähnliche pH-Wert-Absenkung wie
die mit Pilz-Inokulum angesetzten Proben, aber die pH-Werte sind etwas höher als bei
den beiden Pilzproben.
Ergebnisse 45
Abb. 16: Darstellung des Myzelwachstums (Trockengewicht in g) in Abhängigkeit vom pH-Wert(Versuchsbeginn) sowie der pH-Wert-Veränderung der Nährlösung (Versuchsende). Dieeingesetzten pH-Wert-Stufen beziehen sich auf den Versuchsbeginn, in der eingesetztenKurvengraphik sind die pH-Werte am Ende des Versuches wiedergegeben. Die vertikalen Balkengeben den Minimal- und Maximalwert (Meßwertbereich) an.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
pH-2 pH-3 pH-4 pH-6 pH-7 pH-8 pH-90,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
9,0
TG von R. roseolus TG von P. tinctorius
pH-Wert von R. roseolus pH-Wert von P. tinctorius Kontrolle ohne Inokulum
pH-Wert bei Versuchsbeginn
Myzelwachstum in Abhängigkeit vom pH-Wert
pH-W
ert a
m V
ersu
chse
nde
Mittelwert aus n=3
Troc
keng
ewic
ht in
g
Ergebnisse 46
3.2. Untersuchungen zu unterschiedlichen Bodensubstraten
3.2.1. Weitere Bodendaten
Anmerkungen:
Die wichtigsten Ergebnisse, mit deren Hilfe die bodenchemischen Zustände in verschie-denen Böden charakterisiert werden, erlauben einen Einblick in den Mineralstoffhaushalt deruntersuchten Pflanzen im Zusammenhang mit den eingesetzten Mykobionten und derchemischen Zusammensetzungen (Nähr- und Schadstoffkonzentrationen) der verwendetenBodensubstrate. In diesen Böden wurden die Pflanzen 12 Monate (4 Monate Anzucht und 8Monate Kultivierung) in Rhizotronen unter kontrollierten semisterilen Bedingungen kulti-viert. Der Stichprobenumfang ist der jeweiligen Grafik zu entnehmen.
3.2.1.1. pH-Wert des Bodens
Der pH-Wert von Ausgangsmaterial gibt Auskunft über den Zustand des Bodens
vor Beginn des Versuches. Am Versuchsende (nach 8 Monaten) wurden zudem die
pH-Werte der Böden bestimmt, um etwaige pH-Verschiebungen festzustellen. Aus den
Ergebnissen ist ersichtlich, dass die pH-Werte zwischen Waldboden und Bauschutt
recht unterschiedlich sind (s. Abb. 17). Der pH-Wert im Waldboden liegt zwischen
5,6 und 5,9 (CaCl2), im Sand bei 7,4 und im Bauschutt und in Bauschutt-Sand-
Gemischen von 8,3 bis 8,5. Mit Ausnahme des Waldbodens, konnte bei allen Böden
keine relevante pH-Wert-Verschiebung zwischen Versuchsbeginn und Versuchsende
festgestellt werden. Im Gegensatz dazu, war der pH-Wert des Waldbodens nach
Versuchsende um ca. 0,4 pH-Einheiten (bei CaCl2) angestiegen.
3.2.1.2. Elektrische Leitfähigkeit
Die elektrische Leitfähigkeit dient zur Abschätzung der chemischen Beschaffenheit
eines Bodens. Hohe Leitfähigkeiten über 700 µS/cm weisen auf eine vorhandene
Belastung hin. Wie in der Abbildung 18 zu erkennen ist, gibt es deutliche Unter-
schiede der elektrischen Leitfähigkeit in den verschiedenen Substraten Waldboden,
Sand und Bauschutt. Die hohe elektrische Leitfähigkeit im Bauschutt ist auf die hohe
Konzentration verschiedener Metallkationen zurückzuführen.
Ergebnisse 47
Abb. 17 : pH-Werte der eingesetzten Bodensubstrate. Die vertikalen Balken geben den Minimal-und Maximalwert (Meßwertbereich) an (Wd= Waldboden; Sd= Sand; Bs= Bauschutt; Gm=Gemisch aus Bauschutt und Sand).
Abb. 18 : Elektrische Leitfähigkeit derBodensubstrate. Die vertikalen Balkengeben den Minimal- und Maximalwert(Meßwertbereich) an (Wd= Waldboden;Sd= Sand; Bs= Bauschutt; Gm= Gemischaus Bauschutt und Sand).
Elektrische Leitfähigkeit
0
300
600
900
1200
1500
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µS/ c
m
Mittelwert aus n=7 Bodensubstrate
pH-W
erte
5,0
6,0
7,0
8,0
9,0
10,0
H2O CaCl2 H2O CaCl2 H2O CaCl2 H2O CaCl2 H2O CaCl2
VersuchsbeginnVersuchsende
Sd Gm-80/20% Gm-60/40%BodensubstrateMittelwert aus n=3
pH-W
erte
pH-Werte der Böden
BsWd
Ergebnisse 48
3.2.1.3. CAL-lösliche Gehalte von P und K im Boden
Phosphat gehört neben Stickstoff und Kalium zu den Hauptnährstoffen für Pflanzen
und ist außerordentlich stabil und schwer pflanzenverfügbar. Zunächst wurde überprüft,
ob die Konzentration des CAL-löslichen Phosphat- und Kalium-Gehalts des Bodens durch
Autoklavieren (steril bzw. unsteril) verändert werden kann. In den Abbildungen 19 und 20
ist zu erkennen, dass die Konzentrationen der beiden Nährelemente durch die hohe Tem-
peratur (120°C) und den hohen Druck (1,2 bar) etwas gestiegen sind. Der Gehalt an
pflanzenverfügbarem Phosphat der hier untersuchten Böden ist je nach Bodentyp sehr
unterschiedlich. Der stark carbonathaltige technogene Bauschutt enthält die dreifache
Menge Phosphat (30,2 bzw. 26,7 mg/100g Boden) im Vergleich zum Waldboden (10,1
bzw. 7,9 mg/100g Boden) und eine dreißigfach höhere Menge Phosphat als der Sand (1,1
bzw. 0,9 mg/100g Boden). Die Abbildung 19 gibt die pflanzenverfügbaren Phosphat-
gehalte in den verschiedenen Bodensubstraten wieder. Kalium ist für die Pflanzen ein
essentielles Nährelement und ist als Co-Faktor an Enzymreaktionen beteiligt. Aus der
Abbildung 20 ist ersichtlich, dass der CAL-lösliche Kaliumgehalt im Bauschutt (23,3
mg/100g) im Vergleich zum Waldboden (4,2 mg/100g) und zum Sandsubstrat (0,4
mg/100g Boden) sehr hoch ist.
Abb. 19: Pflanzenverfügbare P-Gehalteim Boden. [mg P2O5/100g Boden].
Abb. 20: Pflanzenverfügbare K-Gehalteim Boden. [mg K2O/100g Boden].
0,7
7,6
0,8
22,5
5,9
19,9
0
10
20
30
40
Waldboden Sand Bauschutt
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
sterilunsteril
Mittelwert aus n=2
Phosphatgehalt Kaliumgehalt
0,7 0,4
23,3
4,4 4,2
22,4
0
10
20
30
40
Waldboden Sand Bauschutt
sterilunsteril
BodensubstrateMittelwert aus n=2
mg/
100g
Bod
en
Ergebnisse 49
3.2.1.4. Corg- und Canorg-Gehalt im Boden
Der Gesamt-Kohlenstoffgehalt des Bodensubstrates wurde mit Hilfe des Leco-Gerätes
CNS-2000 quantitativ bestimmt. Der Anteil des anorganisch gebundenen Kohlenstoffs
(Canorg) wird vom Gesamtkohlenstoffgehalt (Ct) subtrahiert und erlaubt Aussagen über den
Corg-Gehalt. Der prozentuale Anteil des Canorg-Gehalts errechnet sich aus dem Anteil des
Kohlenstoffes von CaCO3 (s. Tab. 6). Dies entspricht dem Gewichtsanteil von Kohlenstoff
(8,33 Gew. %) im Molekül CaCO3 (Molgewicht von CaCO3=100,09g; CO2=44,01 g/mol;
C=12,01 g/mol). Aus der Abb. 21 ist zu ersehen, dass der Corg-Gehalt (=Gehalt an
organischem Kohlenstoff in %) des Waldbodens (10,38 Gew. %) fast 5-fach höher ausfällt
als der des Bauschutts (2,36 Gew. %). Der Bauschutt ist sehr heterogen zusammengesetzt,
hier finden sich verschiedene Baumaterialien wie Beton, Ziegel, Zement, Gips und
Aschen. Der Sand hingegen, weist nur einen sehr geringen Anteil an organischer Substanz
auf. Dagegen ist der Waldboden im Hinblick auf den relativ hohen organischen Gehalt
(8%-15%) als humusreich zu bezeichnen, während Bauschutt nur als schwach humos (1-
2%) einzustufen ist. Die Abbildung 22 zeigt einen geringen anorganischen Kohlenstoff-
gehalt (Canorg) im Waldboden (0,08%) und im Sandsubstrat (0,05%). Dagegen wurden im
Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen hohe Gehalte an anorganisch
gebundenem Kohlenstoff gemessen.
Abb. 21: Corg-Gehalt der Bodensubstrate. Dievertikalen Balken geben den Minimal- undMaximalwert (Meßwertbereich) an.(Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand).
Abb. 22: Canorg-Gehalt der Bodensubstrate(Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand).
Corg.-Gehalt im Boden
0,0
3,0
6,0
9,0
12,0
15,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
Cor
g. -G
ehal
t in
%
Mittelwert aus n=5
Canorg.-Gehalt im Boden
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Wd Sd Bs Gm80/20%
Gm60/40%
Bodensubstrate
Can
org.
-Geh
alt i
n %
Mittelwert aus n=2
Ergebnisse 50
3.2.1.5. Nt-Gehalt und C/N-Verhältnis im Boden
Bäume können Stickstoff in Form von NH4+ und NO3
- unter Abhängigkeit von
Temperatur, Feuchte und dem pH-Wert des Bodens aufnehmen, wobei zum Teil
symbiontische Assoziationen diese Ionen aus elementarem Stickstoff (Luftstickstoff)
direkt im Wurzelbereich fixieren können. Die organische Substanz (abgestorbene
pflanzliche und tierische Stoffe sowie organische Abbauprodukte) des Bodens besteht
im Mittel zu ca. 50% aus Kohlenstoff. Mit Hilfe des C-Gehaltes läßt sich das C/N-
Verhältnis errechnen. Das C/N-Verhältnis gibt u.a. Auskunft über die Intensität des
mikrobiellen Abbaus.
Aus der Abb. 23 ist zu erkennen, dass der Nt-Gehalt (Gesamt-Stickstoff-Gehalt) des
Waldbodens 7- bis 10-fach höher ausfällt als der im Bauschutt und in den
Bauschutt/Sand-Gemischen. Hingegen war im Sand kein Stickstoff festzustellen.
Die Relation zwischen dem C- und N-Gehalt erlaubt einen Rückschluss auf die
Eignung eines Bodens als Pflanzenwuchsort. Hohe C/N-Verhältnisse weit über 20:1
gelten als für das Pflanzenwachstum ungünstig. Wie aus der Abb. 24 zu ersehen ist,
fällt im Waldboden das C/N-Verhältnis mit 20:1 noch günstig aus. Hingegen fallen die
C/N-Verhältnisse von Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen recht hoch aus
(Verhältnis > 30:1).
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%
Median 0,62 0,34 6,28 4,24 3,24Mittelwert 0,54 0,36 6,34 4,35 3,09Min 0,34 0,28 6,09 4,10 2,77Max 0,70 0,51 6,82 4,70 3,48SD 0,15 0,07 0,23 0,24 0,24
Tab. 6: Prozentuale Anteile der Calciumcarbonatgehalte (CaCO3) in verschiedenen Böden.SD=Standardabweichung [n=6]
Ergebnisse 51
3.2.1.6. Pflanzenverfügbare Kationen im Boden
Die Kationengehalte, die mit Ammoniumlactatessigsäure (AL, bei pH 3,8)
extrahierbar sind, sind in der Abb. 25a bis 25d wiedergegeben. Wie aus der Abb. 25a
hervorgeht, sind deutlich variierende Kaliumgehalte in den verschiedenen Böden zu
erkennen. Der Anteil an pflanzenverfügbarem Kalium (K) im Waldboden ist im
Vergleich zu Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen sehr niedrig. Der
Kaliumgehalt im Waldboden ist nach Versuchsende von 11,26 mg/100g Boden auf
6,40 mg/100g Boden fast um die Hälfte gesunken. Im Sand finden sich K-Gehalte zu
Versuchsbeginn von 0,85 mg/100g Boden und nach Versuchsende von 0,77 mg/100g
Boden. Der Bauschutt weist im Vergleich zu Sand und Waldboden einen sehr hohen
Kaliumgehalt von 41,76 mg/100g Boden zu Versuchsbeginn und nach Versuchsende
von 42,33 mg/100g Boden auf. Der Gehalt an Calcium (Ca) variiert stark in den
verschiedenen Bodensubstraten (Abb. 25b). Auffällig ist, dass Bauschutt im
Gegensatz zu Waldboden und Sand einen sehr hohen Calciumgehalt besitzt.
Abb. 24 : C/N-Verhältnisse der Bodensubstrate.Die vertikalen Balken geben den Minimal- undMaximalwert (Meßwertbereich) an.(Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand).
Abb. 23 : Nt-Gehalt der Bodensubstrate. ImSand wurde kein Stickstoff nachgewiesen. Dievertikalen Balken geben den Minimal- undMaximalwert (Meßwertbereich) an.(Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand).
Nt-Gehalt im Boden
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
Nt-G
ehal
t in
‰
Mittelwert aus n=5
C/N-Verhältnis
0
10
20
30
40
50
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
BodensubstrateV
erhä
ltnis
Mittelwert aus n=5
0,00
Ergebnisse 52
Der pflanzenverfügbare Natriumgehalt (Na) im Waldboden ist nach Versuchsende
um mehr als das Dreifache von 3,42 mg auf 12,29 mg/100g Boden gestiegen (Abb.
25c). Geringe Natriumgehalte weist der Sand mit 0,4 mg (Versuchsbeginn) und 1,50
mg (Versuchsende) auf. Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen besitzen einen
relativ hohen Na-Gehalt. Wie in der Abbildung 25d zu erkennen ist, finden sich im
Waldboden deutlich höhere Magnesiumgehalte (Mg) als im Sand, im Bauschutt und
den Bauschutt/Sand-Gemischen. Nach Versuchsende ist der Magnesiumgehalt im
Waldboden leicht gestiegen.
Aufgrund des zuvor verwendeten sauren Extraktionsmittels Ammonium-
lactatessigsäure (AL, pH 3,8) wurden auch die Bodensubstrate durch das Perkola-
tionsverfahren (ULRICH, 1966; MEIWES et al., 1984) mit 0,5 M NH4Cl und Wasser
extrahiert. Die wasserextrahierbaren sowie die im NH4Cl- und in AL-Extrakt
gemessenen Kationenmengen gehen aus Tabelle 7 hervor. Dabei zeigt sich, dass der
durch AL-Lösung extrahierbare Calciumanteil von Bauschutt fast fünffach und von
Sand sechsfach höher liegt als der durch NH4Cl extrahierbare Gehalt. Bei stark kalk-
haltigen Proben wie z.B. in technogenen Substraten wie Bauschutt bewirkt das saure
Extraktionsmittel eine starke Lösung von Ca- und Mg-Carbonaten (SCHLICHTING,
1993). Im Gegensatz zum Ca sind die Na-Gehalte bei Sand und Bauschutt des NH4Cl-
Extraktes und der AL-Lösung nicht sehr unterschiedlich. Der Mg-Gehalt fällt
insbesondere im Bauschutt mit AL-Lösung vierfach höher aus als nach Extraktion mit
0,5 M NH4Cl. Insgesamt sind die wasserextrahierbaren Mengen an Kationen K, Ca
und Mg in allen Bodenproben im Vergleich zum NH4Cl- und Al-Extrakt deutlich
geringer.
Tab. 7: Vergleich zwischen den H2O und 0,5 M NH4Cl perkolierten Extrakten mit Ammonium-lactatessig-säure (AL)-Extrakt der pflanzenverfügbaren Kationen in Böden [mg/100gBoden]
Waldboden Sand Bauschutt
H2O NH4Cl AL H2O NH4Cl AL H2O NH4Cl ALKalium (K) 5,00 10,60 11,26 0,20 1,50 0,85 22,90 53,00 41,76
Calcium (Ca) 19,30 370,00 374,45 2,60 22,00 121,38 56,80 660,00 3490,00
Natrium (Na) 1,30 1,30 3,42 0,40 1,50 1,31 33,80 33,70 35,78
Magnesium (Mg) 5,20 61,00 72,16 0,10 2,00 2,96 3,90 16,00 66,43
Summe 30,80 442,90 461,29 3,30 27,00 126,50 117,40 762,70 3633,97
Ergebnisse 53
3
N
N
N
K
0
10
20
30
40
50
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
VersuchsbeginnVersuchsende
Mittelwert aus n=2
Ca
0
1000
2000
3000
4000
5000
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstratem
g/10
0g B
oden
VersuchsbeginnVersuchsende
Mittelwert aus n=2
Na
0
10
20
30
40
50
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
VersuchsbeginnVersuchsende
Mittelwert aus n=2
Mg
0
20
40
60
80
100
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
VersuchsbeginnVersuchsende
Mittelwert aus n=2
(a) (b)
(c) (d)
Abb. 25a-d: Pflanzenverfügbare Kationen im Boden, gemessen wurde vor Versuchsbeginn undnach Versuchsende (Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt; Gm= Gemisch aus Bauschuttund Sand).
.2.1.7. Anionengehalte im Boden
Die im Zuge der einzelnen Wasser-Extraktionen gewonnenen Mengen der Anionen
O3, Cl und SO4 gehen aus Abb. 26a-c hervor. Der Gehalt an pflanzenverfügbarem
itrat fällt in den verschiedenen Bodensubstraten unterschiedlich aus. Die Werte für
itrat im Waldboden und im Bauschutt liegen im Bereich von 5mg/100g Boden.
Ergebnisse 54
Eine Ausnahme bildet Sand, dessen Nitratgehalt etwas höher liegt (7mg/100g
Boden). Die höchste Chloridkonzentration weist der Bauschutt mit 28,8 mg/100g
Boden auf. Die geringere Chloridkonzentration von Waldboden und Sandsubstrat
deutet auf einen unbelasteten Bodenzustand hin. Ferner zeigt die wasserextrahierbare
Sulfatmenge im Bauschutt die höchste Konzentration (604,99 mg/100g Boden). Diese
Konzentration liegt deutlich über den Werten des Waldbodens und Sand, deren
Sulfatgehalte 10,48 mg bzw. 33,78 mg/100g Boden betragen. Sulfat ist damit das
dominierende wasserlösliche Anion im Bauschutt.
NO3
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
Waldboden Sand Bauschutt
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
SO4
0
20
40
60
80
100
Waldboden Sand Bauschutt
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
Cl
0
10
20
30
40
50
Waldboden Sand Bauschutt
Bodensubstrate
mg/
100g
Bod
en
605
(a)
Abb. 26a-c: Anionengehalte in denBodensubstraten (Mittelwert aus n=2).(c)
(b)
Ergebnisse 55
3.2.1.8. Schwermetallgesamtgehalte im Boden
Um die Bewertung des Bodens auf eine möglichst breite Basis stellen zu können,
wurden neben den pflanzenverfügbaren Schwermetallen (CaCl2-extrahierbare
Schwermetalle) die Schwermetallgesamtgehalte mittels Säureaufschluss (HNO3 und
HCl) verschiedener Böden untersucht. Die analytische Bestimmung der Elemente
Cadmium (Cd), Blei (Pb), Kupfer (Cu), Zink (Zn) und Mangan (Mn) erfolgte mit der
AAS (Messbedingungen siehe Tab. 24 im Anhang). Die Schwermetallgesamtgehalte
in den verschiedenen Böden gehen aus Abb. 27a-e hervor.
Mit Ausnahme der Pb- und Mn-Gehalte im Waldboden, zeigen sich ähnliche
Verhältnisse in Bezug auf den Schwermetallgesamtgehalt von Cd, Cu und Zn bei allen
untersuchten Bodensubstraten. Das heisst, dass die Bauschuttvarianten erhöhte
Schwermetallgesamtgehalte an Cd, Cu und Zn aufwiesen. Die Gesamtgehalte von
Cadmium (0,3 µg/g) im Waldboden liegen unter dem kritischen Gehalt von 1 µg/g
Boden (SCHEFFER & SCHACHTSCHABEL, 1992). Ebenfalls weisen die Cu- (6,6 µg/g
Boden) und Zn-Gesamtgehalte (4,4 µg/g Boden) im Waldboden einen niedrigen Wert
auf. Der Pb-Gesamtgehalt ( 48,9 µg/g Boden) im Waldboden ist als normal anzusehen,
da der Pb-Gehalt in unbelasteten Böden in der BRD meist zwischen 2-60 µg/g Boden
liegt (SCHEFFER & SCHACHTSCHABEL, 1992). Auffallend ist der hohe Anteil an
Mangan (48,9 µg/g Boden) im Waldboden im Vergleich zu den anderen Boden-
substraten. In der Regel ist der Schwermetallgesamtgehalt von Cd, Pb, Cu, Mn und Zn
im Sandsubstrat eher als sehr gering einzustufen.
Die Schwermetallgesamtgehalte an Cd, Pb, Cu und Zn mit Ausnahme Mn im
Bauschutt und in Bauschutt/Sand-Gemischen liegen deutlich höher als im
Sandsubstrat und im Waldboden. Der Gesamtgehalt an Cd, Pb, Cu und Zn in dem
überwiegend aus Ziegel, Mörtel und Beton bestehenden Bauschutt stimmt weitgehend
mit den Werten und Angaben von MEUSER (1996) überein (s. Tab. 15 im Anhang).
Ergebnisse 56
Cd-Gesamtgehalt im Boden
0,0
4,2
2,1
0,90,3
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
BodensubstrateMittelwert aus n=2
Pb-Gesamtgehalt im Boden
1,9
48,9
70,3
67,0
43,5
0
20
40
60
80
100
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
BodensubstrateMittelwert aus n=2
Cu-Gesamtgehalt im Boden
6,60,9
48,8
18,713,7
0
20
40
60
80
100
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
BodensubstrateMittelwert aus n=2
Mn-Gesamtgehalt im Boden
337,6
248,5
83,3
192,6
157,0
0
100
200
300
400
500
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
BodensubstrateMittelwert aus n=2
Zn-Gesamtgehalt im Boden
4,4 2,0
48,1
26,4
18,2
0
20
40
60
80
100
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
BodensubstrateMittelwert aus n=2
Abb. 27a-e: Schwermetallgesamtgehalte vonCadmium (a), Blei (b), Kupfer (c), Mangan(d) und Zink (e) in verschiedenenBodensubstraten.Wd= Waldboden; Sd= Sand; Bs= Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand.
(e)
(c) (d)
(a) (b)
Ergebnisse 57
3.2.1.9. CaCl2-extrahierbare Schwermetallgehalte im Boden.
Um die ökologische Wirksamkeit von Schwermetallen im Boden beurteilen zu
können, wurden diese in 0,1 M CaCl2-extrahierbaren Fraktionen erfaßt. Diese mobilen
Anteile der Schwermetalle können als pflanzenverfügbare Fraktionen bezeichnet
werden (HORNBURG & BRÜMMER, 1993). In den folgenden Abbildungen 28a-e sind die
CaCl2-extrahierbaren Fraktionen der Elemente Cd, Pb, Cu, Mn und Zn wiedergegeben.
Die Cd- und Pb-Gehalte sind in allen Bodensubstraten - außer im Waldboden - sehr
ähnlich. Wie die in der Abbildung 28a und 28b dargestellten Ergebnisse zeigen, liegen die
Cd- und Pb-Gehalte im Waldboden (Median 0,015 µg/g bzw. 0,023µg/g Boden) höher
als im Sand, im Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen. Diese vergleichbar
hohen Cd- und Pb-Gehalte im Waldboden können auf den schwach sauren Charakter
des Bodens (pH-Wert 5,59 in CaCl2) zurückgeführt werden. Im Gegensatz zu Cd und
Pb weist der Kupfergehalt (Cu) im Waldboden (Median 0,026 µg/g Boden) und im
Sandsubstrat (Median 0,007 µg/g Boden) eine geringere Konzentration als im
Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen auf (Abb. 28c). Trotz des
alkalischen Bodencharakters finden sich im Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-
Gemischen (pH 8,28 bis 8,32 in CaCl2) vergleichbar hohe Cu-Gehalte.
Im Waldboden ist der Mangangehalt im Vergleich zu den anderen Bodensubstraten
auffallend höher. Die Abbildung 28d zeigt, dass der Mn-Gehalt im Waldboden
(Median 104,500 µg/g Boden) deutlich höher ist als im Sand (Median 20,650 µg/g
Boden), im Bauschutt (Median 0,298 µg/g Boden) und in den Bauschutt/Sand-
Gemischen (Median 0,395 bzw. 0,461 µg/g Boden) ist. Dieser höhere Mangangehalt
ist durch den schwach sauren pH-Wert und den organischen Kohlenstoffgehalt des
Waldbodens bedingt. Zink (Zn) ist in Böden überwiegend an Silikate und Eisenoxide
gebunden und liegt zum größten Teil in organischer Bindung vor. Wie die Abb. 28e
zeigt, wurde das Zn durch die CaCl2-Extraktion nur in geringen Anteilen erfaßt. Der
CaCl2-extrahierbare Zn-Gehalt im Waldboden liegt etwa 2-fach höher als im Sand, im
Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen. Prozentuale Anteile der
pflanzenverfügbaren (CaCl2-Extraktion) Schwermetallgehalte in den verschiedenen
Böden sind in der Tabelle 8 dargestellt. Außer Pb und Cu, zeigen die Elemente Cd, Mn
Ergebnisse 58
und Zn im Waldboden und im Sand im Vergleich zum Bauschutt und den
Bauschutt/Sand-Gemischen relativ hohe CaCl2-extrahierbare Gehalte. Die Elemente Pb
und Cu waren bei allen Böden nur zu einem sehr geringen Anteil mit CaCl2-
extrahierbar.
Tab. 8: Prozentuale Anteile der pflanzenverfügbaren Schwermetallgehalte (CaCl2-Extraktion)vom Gesamtgehalt (HNO3+HCl-Aufschluß) der Elemente in verschiedenen Böden [in %].
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Cd 4,90 10,00 0,06 0,07 0,19Pb 0,05 0,22 0,01 0,01 0,01Cu 0,39 0,76 0,41 0,45 0,38Mn 30,95 24,80 0,12 0,22 0,21Zn 11,61 10,88 0,47 0,86 1,18
Ergebnisse 59
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
Median aus n=3
(a)Cd-Gehalt
Bodensubstrate
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
Median aus n=3 Bodensubstrate
(b)Pb-Gehalt
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
Median aus n=3 Bodensubstrate
Cu-Gehalt (c)
104,5
0
10
20
30
40
50
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
Median aus n=3
Mn-Gehalt
Bodensubstrate
(d)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
µg/g Boden
Median aus n=3 Bodensubstrate
Zn-Gehalt (e) Abb. 28a-e: CaCl2-extrahierbareSchwermetallgehalte von Cadmium (a), Blei(b), Kupfer (c), Mangan (d) und Zink (e) inden untersuchten Böden. Die vertikalenBalken geben den Minimal- undMaximalwert (Meßwertbereich) an.Wd= Waldboden; Sd= Sand; Bs= Bauschutt;Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand.
Ergebnisse 60
3.3. Untersuchungen der Pflanzen
Anmerkungen:
Die hier untersuchten Pflanzen wurden in autoklaviertem Sand/Perlite-Substraten (4:1) 12bis 14 Wochen vorkultiviert und ca. 3 Wochen nach der Inokulation in Rhizotrone mitunterschiedlichen Bodensubstraten übertragen. In der Regel wurden die Pflanzen über 8Monate in den Rhizotronen unter kontrollierten Bedingungen angezogen. Die Pflanzen wurdenzunächst für die chemische Analyse in zwei Teile getrennt: Sproß (zusammengesetzt ausNadeln und Stamm) und Wurzel. Der Stichprobenumfang ist aus der entsprechendenAbbildung der graphischen Darstellungen zu entnehmen. Die wichtigsten Ergebnisse dermorphometrischen und chemischen Pflanzenuntersuchungen sind im Folgenden dargestellt.
3.3.1. In-vitro Mykorrhizierungsverlauf
Der Verlauf der Mykorrhizierung des Wurzelsystems von P. thunbergii mit Pis.
tinctorius konnte in dem verwendeten Rhizotronsystem kontinuierlich beobachtet und
dokumentiert werden. Anhand der makroskopischen Untersuchung der Mykorrhizierung
sollte die Morphologie einzelner Wurzeln bei verschiedenen Mykorrhizierungsstadien
von der ersten Kontaktphase bis zur ausdifferenzierten Mykorrhiza verdeutlicht werden
(s. Abb. 29a-g).
Etwa 2-3 Tage nach der Inokulation mit Agarstückchen konnte ein erneutes
Auswachsen der Hyphen des Inokulums beobachtet werden. 3-5 Tage nach der Inoku-
lation orientieren sich die Hyphen gezielt in Richtung der Wurzel und traten in direkten
Kontakt zur Pflanze (Abb. 29a-b). Nach 6-9 Tagen zeigen die Hyphen ein verstärktes
Auswachsen und wuchsen zwischen die Wurzelhaare (Abb. 29c). 9-14 Tage nach der
Inokulation beginnen sich feine Hyphenmäntel im Bereich der Wurzelspitzen zu bilden
und leiten damit den Übergang zur etablierten Mykorrhiza ein. Bei der beginnenden
Mantelbildung ist die Ausbildung der für Ektomykorrhizen typischen keuligen
Wurzelspitze erkennbar. Die Hyphen und einzelne Myzelstränge zeigen eine
dunkelbraune Färbung (Abb. 29d). Diese Alterungserscheinung der Mykorrhiza ist im
reifen ausdifferenzierten Zustand an der Färbung des Pilzmantels zu erkennen (Abb.
29e).
Ergebnisse 61
Obwohl die Wurzel durch die Spitze des Hyphenmantels erneut austreibt, wurde sie
als Besonderheit nicht mehr mykorrhiziert (Abb. 29f). 20-25 Tage nach der Inokulation
bilden sich Mykorrhizanester und die mykorrhizierten Kurzwurzeln sind teilweise
dichotom verzweigt (Abb. 29g). Die Mykorrhizierung erfolgte nur bei frisch aus-
getriebenen Kurzwurzeln und hier in jüngeren Bereichen, die als “Mycorrhizal Infection
Zone“ (MIZ) bezeichnet werden (MARKS & FOSTER, 1973). In den älteren Bereichen der
Wurzel war keine Mykorrhizierung erkennbar, da die Wurzel hier Rindenzellen mit
suberinisierten Zellwänden als Abschlußgewebe aufweist. Die jungen Wurzeln, die vom
Pilz infiziert wurden, bilden im Beisein des Pilzes keine Wurzelhaare mehr. Eine
Mykorrhiza konnte sich nur an wachsenden Wurzelspitzen etablieren.
Durch die hier verwendete Inokulationsmethode kommt es zu einer schnellen
Infektion der dem Inokulat benachbarten Feinwurzeln. Dagegen wurden die weiter
entfernt gelegenen Feinwurzeln erst später infiziert, so dass der Inokulationszeitpunkt
keine genauen Rückschlüsse auf das tatsächliche Alter der Mykorrhizen zuläßt.
Innerhalb eines Rhizotrons fanden sich jedoch verschiedene Altersstadien von
Mykorrhizen. Aus diesem Grund wurde der Mykorrhizierungsverlauf in regelmäßigen
zeitlichen Abständen untersucht. Die weitere anatomische Entwicklung und Aus-
differenzierung der etablierten Mykorrhiza, vor allem die Merkmale Myzelstränge,
Hyphenmantel und Hartigsches Netz sollen durch die lichtmikroskopische Beobachtung
genau beschrieben werden.
Ergebnisse 62
Abb. 29a-g: Darstellung des(a) 3 Tage nach der Inokulaweißer Pfeil= Hyphen (50 Pfeil= zusammengelagerte EBeginnende Mantelbildung Ummantelung durch die Hynach der Inokulation, fortge(weißer Pfeil) verbinden dieeiner Kurzwurzelspitze ohnVerzweigungen sind zu erke
a
Mykorrhizierungsverlaufes votion. Auswachsende Hyphen ox); (b) 5 Tage nach Inokulatiinzelhyphen (Hyphenstränge)
der Seitenwurzel (50 x); (d) 9-phen, Kurzwurzel wird von Hschrittene Mykorrhizierung. D Mykorrhiza mit dem Bodense Hyphenmantel (32 x); (g) Bnnen (weißer Pfeil) (12 x), rot
e
b
n P. thunbergii mit Pis. tinctorientieren sich in Richtung deon. Kurzwurzel mit Wurzelh (50 x); (c) 6-9 Tage nach de14 Tage nach der Inokulation.yphen umsponnen (50 x); (eie abziehenden Hyphen und
ubstrat (50 x); (f) Erneuerungsildung von Mykorrhizanesterer Pfeil= Inokulat.
c
d
frius.r Kurzwurzel,aaren; weißerr Inokulation. Zunehmende) 15-19 TageMyzelsträngewachstum an
n. Dichotome
g
Ergebnisse 63
3.3.2. Morphologische und anatomische Charakterisierung der Mykorrhizen
Zur morphologischen und anatomischen Charakterisierung der Kiefernmykorrhizen
sollen durch lichtmikroskopische (LM) und rasterelektronenmikroskopische (REM)
Aufnahmen die verschiedenen Entwicklungsstadien der Mykorrhizierung zwischen den
Symbiosepartnern P. densiflora und P. thunbergii mit S. bovinus beschrieben werden.
Alle ektotrophen Mykorrhizen zeichnen sich durch zwei typische strukturelle Merkmale
aus: der die Wurzel umhüllende Hyphenmantel und das Hartigsche Netz, das im
Bereich der primären Rinde durch das Eindringen des Pilzes zwischen die Zellwände
ausgebildet wird. Durch das dichte Hyphengeflecht entsteht eine optimale
Ummantelung der Rindenzelle, was für den Stoffaustausch von großer Bedeutung ist.
Der Zentralzylinder und die ihn umgebende Endodermis werden nicht von Hyphen
besiedelt.
Die Tangentialschnitte durch den Hyphenmantel einer etablierten Mykorrhiza weisen
im äußeren Bereich ein lockeres plectenchymatisches Hyphengeflecht auf (Abb. 30a).
In der Abbildung 30b sind die puzzleartig strukturierten Hyphen mit Septen und nicht
septierten Verzweigungen im Übergangsbereich zur Tanninschicht erkennbar. Der
Aufbau des Hartigschen Netzes aus verzweigten Hyphenkomplexen zeigt sich im
tangentialen Längsschnitt, in der Aufsicht auf einzelne Rindenzellen (Abb. 30c). In der
Abbildung 30c ist der Übergang von der Tanninschicht zum Hartigschen Netz mit
angeschnittenen Rindenzellen zu erkennen. Etwa 3 Wochen nach der Mantelbildung
liegt die mykorrhizierte Wurzel in ihrer ausdifferenzierten Form vor. Die Abbildung
30c zeigt eine metakutinisierte Wurzel, die durch eine Ruheperiode der Mykorrhiza
zustande kommt.
Durch die lichtmikroskopische Prüfung mit Hilfe von Quer- und Längsschnitten der
Feinwurzeln unterschiedlicher Differenzierung konnten die Entwicklung sowie
morphologische Veränderungen der Mykorrhiza auf den verschiedenen Bodensubstraten
untersucht und miteinander verglichen werden (s. Abb. 31a-c und 32a-c). Es waren
deutliche Unterschiede in der Ausgestaltung der Mykorrhiza zwischen P. thnubergii
und S. bovinus auf den unterschiedlichen Bodensubstraten zu erkennen. Anhand der
Detailaufnahmen der Wurzelquerschnitte (Abb. 31a-1 bis 31c-1) lässt sich der
Ergebnisse 64
Etablierungsvorgang einer Mykorrhiza ableiten. Dabei wird deutlich, dass der
Hyphenmantel der Mykorrhiza von P. thunbergii mit S. bovinus auf Waldboden (Abb.
31a-1) relativ dick ausgebildet wurde im Vergleich zu den mykorrhizierten Wurzeln auf
Sandsubstrat. Die Hyphen der Mykorrhiza auf Waldboden bilden im äußeren Bereich
des Mantels ein lockeres plectenchymatisches Geflecht im Vergleich zu Sand (Abb.
31b-1) und Bauschutt. Auffallend dabei ist, dass die Struktur des Hartigschen Netzes
der Mykorrhiza bei allen untersuchten Böden eine spezifische Ausbildung mit
charakteristischen Unterschieden zeigt. Zum Beispiel reicht das Hartigsche Netz der auf
Bauschutt (Abb. 31c-1) kultivierten Pflanzen deutlich in die primäre Rindenzellen
hinein. Hier sind noch suberinisierte Endodermiszellen (sEn) deutlich sichtbar.
Die Abbildungen 32a-c und die Detailaufnahme (Abb. 32a-1 - 32c-1) zeigen in den
Wurzellängsschnitten ein bereits fortgeschrittenes Übergangsstadium zur Ausgestaltung
einer Mykorrhiza. Anhand solcher Wurzellängsschnitte und der Detailaufnahmen lassen
sich weitergehende strukturelle Unterschiede in der Ausgestaltung der Mykorrhizen, die
besonders den Hyphenmantel und das Hartigsche Netz betreffen, auf den verschiedenen
Böden (Waldboden, Sand und Bauschutt) ausmachen.
Die Abbildungen 33a-b zeigen die Wurzelquerschnitte einer unmykorrhizierten
Kurzwurzel ohne und mit Wurzelhaaren. Bei den Rhizotronkulturen treten dichotome
Verzweigungen der unmykorrhizierten Kurzwurzeln im Gegensatz zu mykorrhizierten
Kurzwurzeln nur sehr selten auf (eigene Beobachtung). Die älteren Kurzwurzeln weisen
eine suberinisierte Wurzelendodermis (Abb. 33b, En) auf. Die unmykorrhizierten
Kurzwurzeln zeigen schnell Seneszenzerscheinungen.
Durch rasterelektronenmikroskopische Untersuchungen konnte die Oberflächen-
struktur der Mykorrhiza dargestellt werden (Abb. 34a-b und 35a-f). In der Abbildung
35a, b und c ist in der Aufsicht der lockere und netzartige Aufbau des äußeren
Hyphenmantels (a), und der Aufbau der Hyphenstränge (b) und die Schnallenbildung
(Abb. 35c und 35d) zu erkennen. Weitere detaillierte Beschreibungen zu den einzelnen
Fotos sind direkt den Bildunterschriften der entsprechenden Abbildungen zu
entnehmen.
Ergebnisse 65
Abb. 30a-d : a. TangentiplectenchymaSepten und VÜbergang zuHyphenmantDetails a-c (4
c
a
Lichtmikroskopische Darstellung deralschnitt durch den Hyphenmantisch (250 x). b. Innerer kompakteerzweigungen (Schwarze Pfeile) (4
r Zone des Hartigschen Netzes (HNel (Hm) mit Hartigschem Netz (HN) 00 x).
Ri
HN
b
P. densiflortel einer r Hyphenm00 x). c. Di) (400 x). deiner Mykor
(a)
da und S. bovinus-Mykorrhiza;etablierten Mykorrhiza. Äußerer Bereich=
antel mit ungeordneter Hyphenorientierung mite angeschnittenen Rindenzellen (Ri) zeigen den. Detail eines Querschnittes von a.; kompakterrhiza, (a), (b) und (c) am Rand= Zuordnung der
(b)
HN
Hm (c)
Ri
Ergebnisse 66
Abb. 31a-c: Lichtmikroskopische Darstellunthunbergii/S. bovinus-Mykorrhiza aus verscPflanzen sind ca. 9 Monate alt.a. Querschnitt durch eine ausdifferenzieaufgebauter Mantel. Der Hyphenmantel (Hm)(Schwarzer Pfeil) (312 x). a-1. Detail aus a. (5b. Querschnitt durch eine ausdifferenziWurzelrinde (Ri). Das Hartigsche Netz is(500 x).c. Querschnitt durch eine ausdifferenziertdem relativ kompakten Hyphenmantel (Hausgebildet. Die Endodermis ist kollabiert
Sand
Bauschutt
Waldboden a a-1
c
b
a
c-1
b-1
HNHm
ZzRi
En
HmHN
Ri
En
g von Querschnitten durch eine primär ausdifferenzierte P.hiedenen Böden (Waldboden, Sand und Bauschutt). Die
rte Mykorrhiza auf Waldboden. Pseudoparenchymatisch ist locker ausgebildet. Die Endodermis ist hier nicht kollabiert00 x).
erte Mykorrhiza auf Sand. Starke Vakuolisierung dert etwas lockerer strukturiert (312 x). b-1. Detail aus b.
e Mykorrhiza auf Bauschutt. Die Feinwurzeln sind vonm) umgeben. Das Hartigsche Netz ist hier sehr intensiv (schwarzer Pfeil) (200 x). c-1. Detail aus c. (500 x).
Zz
sEnHN
Hm
Ri
Ergebnisse 67
Waldboden
Abb.thunsind a. Ldichox). ab. Lädünnausdc. Läerschausg
a
c
b
Z
Bauschutt
Sand
ZzEn
Am
WhWh
sEn
Zz
HN
Hm
Xy
1
b 1
sEn
Hm
HNRi
Ri
zAm
HmZz HN
32a-c: Lichtmikroskopische Darstellung von Längsbergii/S. bovinus Mykorrhiza auf verschiedenen Bödenca. 9 Monate alt.ängsschnitt einer auf Waldboden kultivierten austom verzweigt. Wurzelhaare (Wh) sind vorhanden. D-1. Detail aus a. Die Endodermis (En) mit suberinisiertngsschnitt einer auf Sand kultivierten ausdifferenzieren Hyphenmantel (Hm) umschlossen. Im Zentralzyifferenziert (125x). b-1. Detail aus b. (312 x).ngsschnitt einer auf Bauschutt kultivierten ausdiffereneint kompakter als auf Sandsubstrat und Waldboden. S
ebildet (125 x). c-1. Detail aus c. (312 x).
Zz
En HN
Hm
Am
a-1
c-
-
schnitten durch eine primär ausdifferenzierte P. (Waldboden, Sand und Bauschutt). Die Pflanzen
differenzierten Ektomykorrhiza. Die Wurzel ister Hyphenmantel (Hm) ist hier relativ dünn (125
en Zellwänden (sEn/schwarzer Pfeil) (312 x).ten Ektomykorrhiza. Die Wurzel wird von einemlinder (Zz) sind Leitelemente des Xylems (Xy)
zierten Ektomykorrhiza. Der Hyphenmantel (Hm)ubapikal hat sich eine Metacutis (schwarze Pfeile)
HN
sEn
Zz
Hm
Ri
Ergebnisse 68
Abb. 33a-b: Lichtmikroskopische Aufnahmen von Querschnitten durch die unmykorrhizierteKurzwurzel von P. thunbergii auf Bauschutt. a. Querschnitt einer jungen Kurzwurzel ohneWurzelhaare. Rhizodermis (Rhi) aufgequollen durch Präparation, Endodermis (En) ist als Grenzeder primären Wurzelrinde zum Zentralzylinder (Zz) zu erkennen (200 x). b. Basal ausgeführterQuerschnitt einer alten Kurzwurzel. Die Wurzelhaare (Wh) sind sichtbar. Die Endodermis ist hiernicht kollabiert (En, schwarzer Pfeil). Die Wurzeloberfläche ist rauh und verhärtet. Die äußerenRindenzellen (Ri) sind kollabiert (200 x).
Abb. 3a. Detazwische
Zz
En
Wh
b
Ri
a
En
Zz
Ri
Rhi
a
4a-b: Rasterelektronenmikroskopische Darstelluil Wurzelquerschnitt (130 x). b. Detail aus a. Dn den Zellwänden beobachtet werden (weißer P
b
ng der P. densiflora/S. bovinus Mykorrhiza;ie interzelluläre Ausdehnung des Pilzes kannfeil, 1000 x).
Ergebnisse 69
Abb. 35aDichotomAufsicht (11000 x)
e
a
-f: Rasterelektronenmikroskopische Darstel verzweigte Ektomykorrhiza (89 x). b. Myzeauf den Hyphenmantel der Mykorrhiza (430. e. Wurzeloberfläche mit Wurzelhaaren (1000
b
c
df
lung der P. densiflora/S. bovinus Mykorrhiza; a.lstränge mit parallel verlaufenden Hyphen (890 x). c.0 x). d. Detail aus c. Stärker vergrößerte Schnalle x). f. Beginnende Seitenwurzelbildung (550 x).
Ergebnisse 70
3.3.3. Sproß- und Wurzelentwicklung
In diesem Kapitel soll der Effekt des inokulierten Mykorrhizapilzes Pis. tinctorius
auf die Mykorrhizierung und die Entwicklung der Wirtspflanze (P. thunbergii) in
Verbindung mit den eingesetzten Bodensubstraten zusammenfassend beschrieben
werden. Die hier untersuchten Pflanzen P. thunbergii mit Pis. tinctorius wurden in den
Rhizotronen auf den unterschiedlichen Bodensubstraten wie Waldboden, Sand,
Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen angezogen. Nach 12 Monaten wurde die
Sproß- und Wurzelentwicklung sowie der Vitalitätszustand mykorrhizierter und
unmykorrhizierter Pflanzen makroskopisch untersucht. Neben der Beobachtung des in-
vitro Mykorrhizierungsverlaufes (s. Punkt 3.3.1) stellt die vergleichende Untersuchung
von Sproß- und Wurzelwachstum einen wichtigen Faktor für die Beurteilung der in-
vitro Mykorrhizierung dar (Abb. 36a).
In der Abbildung 36a ist der Einfluß auf das Sproß- und Wurzelwachstum sowie die
unterschiedliche Ausbildung und Entwicklung der Mykorrhizen in den verschiedenen
Bodensubstraten zu erkennen. Bei der Entwicklung der Wurzeln auf der Waldboden-
kontrolle konnte beobachtet werden, dass die im Waldboden wachsenden Pilzmyzelien
mit zunehmender Mykorrhizierung des Wurzelsystems dichter und weiträumiger
verbreitet sind. Die abziehenden Hyphen treten oft miteinander in Kontakt und auf
diese Weise verbinden sie die Seitenwurzeln. Bei der weiteren Entwicklung der
etablierten Mykorrhiza entstehen immer wieder neu abziehende Hyphen. Die
Mykorrhizbildung in der Waldbodenkontrolle verlief ohne Unterbrechung und die
Kurzwurzeln wurden fast vollständig mykorrhiziert (Quote > 85%). In der Abbildung
36a ist zu erkennen, dass das Sproß- und Wurzelwachstum der mit Pis. tinctorius
mykorrhizierten Pflanzen auf Waldboden stark angestiegen ist.
Dagegen läßt sich bei den Pflanzen auf Sand, Bauschutt und Bauschutt/Sand-
Gemischen ein deutlich reduziertes Sproß- und Wurzelwachstum erkennen (Abb. 36a).
Die Entwicklung des Sproß- und Wurzelwachstums auf Sandsubstrat ist vergleichs-
weise stärker reduziert als bei den Pflanzen auf Waldboden, Bauschutt und den
Bauschutt/Sand-Gemischen. Der Mangel an notwendigen Nährstoffen (z.B. K, Ca, P
und N) im Sandsubstrat äußerte sich insbesondere in einem reduzierten Sproß-
wachstum.
Ergebnisse 71
Im Gegensatz dazu wurde das Wurzelwachstum gefördert, um in dem nährstoff-
armen Substrat die aufnehmende Oberfläche zu vergrößern. Beim Vergleich fällt auf,
dass die mykorrhizierten Pflanzen im Gegensatz zu den unmykorrhizierten Pflanzen im
Sand ein erkennbar abweichendes Sproß- und Wurzelwachstum zeigen, welches einen
deutlichen Einfluß des Mykobionten erkennen lässt. Insgesamt weisen die Pflanzen auf
Sandsubstrat trotz der Mykorrhizierung ein stark reduziertes Sproß- und Wurzel-
wachstum auf.
Trotz der ungünstigen Bodenverhältnisse im Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-
Gemischen (s. Abb. 36a), die relativ hohe Nähr- und Schadstoffkonzentrationen
aufweisen, gelang es das Pflanzenwachstum durch die optimierten Mykorrhizierungs-
methoden und die positive Entwicklung der Mykorrhizapilze in den Rhizotronen zu
verbessern. Dies wird dadurch deutlich, dass die mykorrhizierten Pflanzen auf
Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen ein höheres Sproß- und Wurzelwachstum
aufweisen als die unmykorrhizierten Pflanzen auf denselben Bodensubstraten.
Insgesamt gesehen ist das Sproß- und Wurzelwachstum der mykorrhizierten Pflanzen
auf Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen stärker ausgeprägt als bei den
unmykorrhizierten Pflanzen. Eine Mykorrhizierung wirkt sich auf das Sproß- und
Wurzelwachstum der Kiefernsämlinge insbesondere auf den Bauschutt/Sand-
Gemischen sehr positiv aus.
In Abbildung 36b ist erkennbar, dass das Wurzelwachstum der unmykorrhizierten
Pflanzen auf Waldboden sich nicht von dem der mykorrhizierten Pflanzen unter-
scheidet. Abbildung 36b verdeutlicht die Hemmung des Sproß- und Wurzelwachstums
der unmykorrhizierten Pflanzen auf Sand, Bauschutt und den Bauschutt/Sand-
Gemischen im Vergleich zu den mykorrhizierten Pflanzen. Bei den unmykorrhizierten
Pflanzen ist das Wurzelwachstum im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen
deutlich gehemmt. Auffälliges Symptom dieser unmykorrhizierten Pflanzen ist die erst
gelbliche, später braune Verfärbung der Nadelspitzen (s. Abb. 36b, weißer Pfeil).
Ergebnisse 72
Wd Sd Bs Gm-80/20% Gm-60/40%
aM
ykor
rhiz
iert
e Pf
lanz
en
Wd Sd Bs Gm-80/20% Gm-60/40%
Unm
ykor
rhiz
iert
e Pf
lanz
en
b
Abb. 36a-b: Makroskopische Aufnahmen der Sproß- und Wurzelentwicklungmykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen auf verschiedenen Böden.a. 12 Monate alte P. thunbergii mykorrhiziert mit Pis. tinctorius. b.Unmykorrhizierte P. thunbergii. Die Nadelspitzen (Bauschutt und Gm-80/20%) zeigen eine braune Verfärbung (weißer Pfeil); Wd=Waldboden;Sd=Sand; Bs=Bauschutt; Gm= Gemisch aus Bauschutt und Sand (v/v).
Ergebnisse 73
Insbesondere wurde die
unmykorhizierten Pflanzen
dungen 37a-37c weisen ein
Feinwurzelsystems der Kief
Wurzeln im Waldboden ze
während die Feinwurzeln au
und deutliche Einschnürunge
Charakteristisch ist ferne
wachstum) von Kurzwurzeln
(1986) beobachtete ein ähnli
der Fichte im Freiland. Ein
Stillstand gekommenes Wach
In der Abb. 38 wird die
beginn und Versuchsende vo
zierter Pflanzen auf verschi
Frischgewicht wurde zu Be
(nach ca. 9 Monaten) bestimm
Abb. 37a-c: Chunterschiedlichen BIn b. und c. sind ein (schwarzer Pfeil). Wd
Wd
a
charakteristische Entw
der jeweiligen Bodens
e typische Wurzelentw
er (P. thunbergii) auf
igten eine mehr oder
f Sand und Bauschutt
n (schwarzer Pfeil) aufw
r die wiederholte Bild
auf Sand und Bauschutt
ches Erneuerungswachst
Grund hierfür ist, dass
stum ein erneuter begren
Frischgewichtsdifferenz
n Sproß und Wurzel) m
edenen Bodensubstraten
ginn des Versuches und
t.
arakteristische Feinwurodensubstraten kultiviertenreduziertes Längenwachstum
=Waldboden; Sd=Sand; Bs=B
Sd
b
icklung der Feinwu
ubstrate untersucht.
icklung des unmyk
verschiedenen Böde
weniger normale E
ein reduziertes Länge
iesen.
ung (schubweises Er
(Abb. 38 b und 38c).
um bei mykorrhiziert
auf ein verlangsamte
zter Wachstumsschub
(=Differenz zwischen
ykorrhizierter und u
im Vergleich darge
nach Abschluß des
zel-Morphologie der unmykorrhizierten Pfla und Einschnürungen erkeauschutt.
Bs
c
rzeln von
Die Abbil-
orrhizierten
n auf. Die
ntwicklung,
nwachstum
neuerungs-
BLASCHKE
en Wurzeln
s oder zum
erfolgt.
Versuchs-
nmykorrhi-
stellt. Das
Versuches
aufnzen.nnbar
Ergebnisse 74
Es zeigt sich, dass die Frischgewichtszunahme der mykorrhizierten Pflanzen bei
allen Ansätzen stärker ausgeprägt ist als bei unmykorrhizierten Pflanzen. Diese
Frischgewichtszunahme bei mykorrhizierten Pflanzen weist darauf hin, dass der
Mykorrhizapilz Pis. tinctorius einen Beitrag zum Sproß- und Wurzelwachstum leistete.
3.3.4. Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und Sproß/Wurzel-Verhältnis
Das Sproß- und Wurzel-Trockengewicht der Pflanzen, die auf verschiedenen Boden-
substraten kultiviert (12 Monaten) wurden, ist in den Abbildungen 39a-b dargestellt.
Abbildungen 39a verdeutlicht die Differenz des Sproß-Trockengewichtes zwischen den
mit Pis. tinctorius mykorrhizierten und den unmykorrhizierten Pflanzen. Die Zunahme
des Sproß-Trockengewichtes der mykorrhizierten Pflanzen gegenüber den unmykorrhi-
zierten Pflanzen, weist auf ein erhöhtes Wachstum dieser Pflanzen in den verschiedenen
Böden hin. Dies wird insbesondere bei den mykorrhizierten Pflanzen auf Waldboden
(als Kontrollansatz) deutlich. Es war ein signifikanter Unterschied (p � 0,05) (s. Tab. 20
u. 21 im Anhang) im Vergleich zu den unmykorrhizierten Pflanzen auszumachen. Die in
Sand kultivierten Pflanzen zeigen dagegen ein geringeres Sproß-Trockengewicht,
sowohl bei den mykorrhizierten als auch bei den unmykorrhizierten Pflanzen. Diese
Abb. 38: Frischgewichtsdifferenz zwischen Versuchsbeginn und Versuchsende mykorrhizierterund unmykorrhizierter Pflanzen auf verschiedenen Bodensubstraten. Die vertikalen Balkengeben den Minimal- und Maximalwert (Meßwertbereich) an; (Gm= Gemisch aus Bauschutt undSand).
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20 % Gm-60/40 %
myko. Pflanzenunmyko. Pflanzen
Bodensubstrate
Fris
chge
wic
htsd
iffer
enz
[in
g]
Frischgewichtsdifferenz zwischenVersuchsbeginn und Versuchsende
Mittelwert aus n=5
Ergebnisse 75
Tendenz war auch bei den Pflanzen in den Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen
deutlich erkennbar. Hingegen konnten beim Sproß-Trockengewicht zwischen den
verschiedenen Bauschutt-Varianten keine eindeutigen Unterschiede festgestellt werden.
Auch das Wurzel-Trockengewicht zeigt im Vergleich der verschiedenen Boden-
substrate ähnliche Tendenzen (s. Abb. 39b). Unabhängig vom Bodensubstrat ist das
Wurzel-Trockengewicht bei mykorrhizierten Pflanzen höher als bei den unmykorrhi-
zierten Pflanzen. Außer im Waldboden haben die Pflanzen im Sand, im Bauschutt und
den Bauschutt/Sand-Gemischen ein vergleichbar geringes Wurzel-Trockengewicht.
Interessanterweise haben die Pflanzen im Sand ein höheres Wurzel- als Sproß-
Trockengewicht; dies gilt sowohl für die mykorrhizierten als auch für die unmykorrhi-
zierten Pflanzen. Bei allen anderen Substraten ist das Sproß-Trockengewicht höher als
das Wurzel-Trockengewicht sowohl bei den mykorrhizierten als auch bei den
unmykorrhizierten Pflanzen. Ein Einfluß der Mykorrhizierung auf die Zunahme des
Sproß-Trockengewichtes konnte bei allen Bodensubstraten festgestellt werden.
Alle mykorrhizierten Pflanzen weisen gegenüber den unmykorrhizierten Pflanzen
etwas höhere Sproß/Wurzel-Verhältnisse (S/W-Verhältnis) auf (s. Abb. 39c). Das liegt
daran, dass mykorrhizierte Pflanzen eine geringere Wurzelmasse ausbilden als die
unmykorrhizierten Pflanzen. Auffällig ist ein sehr niedriges S/W-Verhältnis (< 1) der
Pflanzen, die im Sand kultiviert wurden. Das heisst, wie oben schon angesprochen,
dass hier das Wurzelwachstum stärker als das Sproß-Wachstum gefördert wird. Dieser
Effekt lässt sich gut durch die niedrige Nährstoffkonzentration im Sand und den
Versuch der Pflanze, dies durch eine vermehrte Wurzelbildung auszugleichen,
erklären. Ein erhöhtes S/W-Verhältnis (> 1) des Trockengewichtes kann durch eine
Reduzierung des Wurzelwachstums oder durch ein gesteigertes Sproß-Wachstum
verursacht werden. Mit Ausnahme des Sandsubstrates zeigen die S/W-Verhältnisse der
Pflanzen im Waldboden und im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen eine
ähnliche Entwicklung.
Ergebnisse 76
0
100
200
300
400
500
myko. PflanzenSproß-TrockengewichtTr
ocke
ngew
icht
in m
g
Mittelwert au
0
100
200
300
400
500
Troc
keng
ewic
ht in
mg
Mittelwe
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
Spro
ß/W
urze
l-Ver
hältn
is
Mittelwert a
(
Abb. 39a-c: V(TrockengewicMinimal- undGm=Gemisch
(a)
Wd Sd Bs Gm-80/20% Gm-60/40%
Bodensubstrate
unmyko. Pflanzen
s n=5
Wd Sd Bs Gm-80/20% Gm-60/40%
Bodensubstrate
myko. Pflanzenunmyko. Pflanzen
Wurzel-Trockengewicht
rt aus n=5
Wd Sd Bs Gm-80/20% Gm-60/40%
myko. Pflanzenunmyko. Pflanzen
Bodensubstrateus n=5
Sproß/Wurzel-Verhältnis(b)bc)
(b)
ergleich der Sproß- und Wurzel-Trockengewichte sowie des Sproß/Wurzel-Verhältnissesht) mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen; die vertikalen Balken geben den Maximalwert (Meßwertbereich) an; (Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt;
aus Bauschutt und Sand).
Ergebnisse 77
3.3.5. Makroskopische Bewertung der Mykorrhizierungsrate
In der Abbildung 40 ist die Mykorrhizierungsrate der mit Pis. tinctorius inokulierten
P. thunbergii Pflanzen, die nach Abschluß des Versuches (nach 12 Monaten) makros-
kopisch ermittelt wurde, dargestellt. Die Mykorrhizierungsrate der einzelnen Ansätze
wurde durch eine prozentuale Abschätzung der mykorrhizierten Wurzelfraktionen (im
Verhältnis zur Gesamtwurzel) ermittelt. Die in Waldboden kultivierten Kiefern zeigten
eine deutlich erhöhte Mykorrhizierungsrate (88 %) gegenüber den anderen Ansätzen
wie Sand, Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen. Im Sand wiesen die
inokulierten Pflanzen die niedrigste Mykorrhizierungsrate (ca. 18 %) auf.
Die Mykorrhizierungsraten der Pflanzen im Bauschutt (24 %) und in den
Bauschutt/Sand-Gemischen (28 % bzw. 34 %) unterschieden sich nicht deutlich.
Trotzdem ist die Mykorrhizierungsrate der Pflanzen in Bauschutt/Sand-Gemischen
(Gm-80/20% und Gm-60/40%) etwas höher (um etwa 4% bzw.10%) als die der
Pflanzen im reinen Bauschutt.
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
12
34
0
20
40
60
80
100
Myk
orrh
izie
rung
sgra
d in
%
Bodensubstrate
Ans
ätze
Abb. 40: Makroskopische Auswertung der Mykorrhizierungsrate von P. thunbergii mit Pis. tinctoriusder einzelnen Ansätze (1-4) in % (Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt; Gm=Gemisch ausBauschutt und Sand).
Ergebnisse 78
3.3.6. Chemische Untersuchungen der Pflanzen
3.3.6.1. Kationengesamtgehalte in Sproß und Wurzel mykorrhizierter Pflanzen
Neben dem pflanzenverfügbaren Kationengehalt in Böden wurden die Kationen-
gesamtgehalte im Sproß und in der Wurzel mykorrhizierter Pflanzen (P. thunbergii/Pis.
tinctorius) nach Mikrowellenaufschluß mit Hilfe der AAS ermittelt. Bei allen Böden
außer dem Waldboden ist eine erhöhte K-Konzentration im Sproß im Vergleich zur
Wurzel auffällig (s. Abb. 41a). Obwohl der pflanzenverfügbare K-Gehalt im Bauschutt
und in den Bauschutt/Sand-Gemischen (42-23 mg/100g Boden) viel höher ist als im
Waldboden (11,3 mg/100g Boden), wurde im Sproß ein ähnlicher Kaliumgehalt
festgestellt. Dies kann vor allem auf die hohe Beweglichkeit der K-Ionen in den
Pflanzen und auf die selektive Aufnahme durch die Wurzel zurückgeführt werden. Im
Gegensatz dazu ist bei den auf Waldboden kultivierten Pflanzen eine erhöhte K-
Anreicherung in der Wurzel - im Vergleich zum K-Gehalt des Sprosses - zu
beobachten. Dies ist vermutlich auf den Effekt einer engeren Assoziation mit einem
Mykorrhizapilz zurückzuführen.
Wie die Abbildung 41b zeigt, weisen die Wurzeln in allen Böden einen erhöhten Ca-
Gesamtgehalt (Ca) auf. Dabei ist auffällig, dass die Wurzeln im Bauschutt und in den
Bauschutt/Sand-Gemischen deutlich erhöhte Ca-Konzentrationen zeigen. Dieser hohe
Ca-Gesamtgehalt in den Wurzeln kann auf die Kalkablagerungen auf der Wurzel-
oberfläche zurückgeführt werden, da der inhomogene Bauschutt aus verschiedenen
einzelnen Komponenten wie z.B. Zementmörtel, Gips, Beton und Bausand usw. besteht.
Dagegen zeigt der Sproß fast gleichmäßige Ca-Gehalte bei allen Böden. Obwohl die
pflanzenverfügbaren Ca-Gehalte (s. Tab. 9 und Abb. 41b) im Bauschutt und in den
Bauschutt/Sand-Gemischen verhältnismäßig hoch sind, wurden von den Pflanzen
Calcium aus dem Boden nicht in verstärktem Maße aufgenommen.
Natrium (Na) ist für die meisten Pflanzenarten kein essentieller Nährstoff und wird
nur in geringen Mengen benötigt. Der Na-Gesamtgehalt der Wurzeln im Bauschutt und
den Bauschutt/Sand-Gemischen liegt wesentlich höher als in den oberirdischen Sproß-
organen. Im Waldboden ist der Na-Gehalt im Sproß höher als in der Wurzel. Dagegen
Ergebnisse 79
zeigen die Wurzeln im Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen höhere Na-
Gehalte. Insgesamt sind die Na-Gehalte sowohl im Sproß als auch in der Wurzeln bei
allen Bodensubstraten als relativ niedrig zu bewerten (Abb. 41c). Normalerweise
werden Mg-Ionen von den Pflanzen in geringeren Mengen aufgenommen als K- oder
Ca-Ionen. In der Abbildung 41d ist ersichtlich, dass die Mg-Ionen durch Sproß und
Wurzeln bei allen Böden in fast gleichen Mengen aufgenommen wurden, obwohl der
pflanzenverfügbare Mg-Gehalt in den Böden sehr unterschiedlich war (s. Tab. 9, Abb.
41d). Trotz der hohen pflanzenverfügbaren Mg-Ionen im Waldboden, im Bauschutt und
den Bauschutt/Sand-Gemischen wurden Mg-Ionen in sehr geringem Umfang von den
Pflanzen aufgenommen.
In der Tabelle 9 sind die Kationengesamtgehalte in Sproß und Wurzel (HNO3-
Aufschluß) und die pflanzenverfügbaren Kationen im Boden (AL-Extraktion) gegen-
übergestellt. Auffallend ist dabei, dass die Gehalte insbesondere an Ca und Mg bei
allen Ansätzen trotz der hohen pflanzenverfügbaren Gehalte im Boden keine erhöhte
Konzentration in Sproß und Wurzel aufweisen.
Tab. 9: Gegenüberstellung der pflanzenverfügbaren Kationen im Boden (AL-Extraktion in mg/100gBoden) mit den Kationengesamtgehalten im Sproß und Wurzel (HNO3-Aufschluß in mg/g TG).Sp=Sproß, Wu=Wurzel
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Boden(AL)
Sp Wu Boden(AL)
Sp Wu Boden(AL)
Sp Wu Boden(AL)
Sp Wu Boden(AL)
Sp Wu
K 11,26 8,67 10,49 0,85 4,81 3,67 41,76 9,51 5,44 33,48 10,28 5,73 23,06 11,01 8,37
Ca 374 5,56 10,28 121 10,07 13,10 3490 10,83 24,41 2724 12,38 29,10 1760 11,81 24,58
Na 3,42 4,26 2,35 1,50 4,02 4,13 35,78 2,61 5,21 27,14 0,88 3,68 19,25 0,77 1,93
Mg 61,00 1,98 1,91 2,00 2,23 1,49 66,43 2,26 2,02 53,24 2,16 2,22 37,66 2,53 1,91
Ergebnisse 80
Abb. 41a-d: Kationengesamtgehalte im Sproß und Wurzel der mit Pis. tinctorius mykorrhiziertenP. thunbergii-Sämlingen. Die vertikalen Balken geben den Minimal- und Maximalwert(Meßwertbereich) an (Wd=Waldboden; Sd=Sand; Bs=Bauschutt; Gm= Gemisch aus Bauschuttund Sand).
Mg
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
Wd Sd Bs Gm80/20%
Gm60/40%
Bodensubstrate
mg/
g T
G
SproßWurzel
K
0
5
10
15
20
Wd Sd Bs Gm80/20%
Gm60/40%
Bodensubstrate
mg/
g T
G
SproßWurzel
Ca
0
10
20
30
40
Wd Sd Bs Gm80/20%
Gm60/40%
Bodensubstratem
g/ g
TG
SproßWurzel
Na
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
Wd Sd Bs Gm80/20%
Gm60/40%
Bodensubstrate
mg/
g T
G
SproßWurzel
Ergebnisse 81
3.3.6.2. EDXS-Messungen zur Lokalisation verschiedener Elemente in der Wurzel
Mit Hilfe der röntgenmikroanalytischen Untersuchungen konnte die Lokalisation
einiger Elemente wie z.B. K, Ca, Na, S und P in einzelnen Geweben des mykorrhi-
zierten Wurzelquerschnittes von P. thunbergii mit Pis. tinctorius auf Bauschutt
dargestellt werden. Dabei wurde die Elementverteilung im Querschnitt der mykorrhi-
zierten Wurzeln im Apoplasten, im Symplasten und in den Vakuolen untersucht. Die
Ergebnisse dieser EDXS-Untersuchungen sind wie folgt dargestellt (s. Abb. 42a bis
42e).
Die Elemente Kalium (K) und Calcium (Ca) zeigen innerhalb der mykorrhizierten
Kurzwurzeln eine charakteristische Lokalisation. Wie in der Abbildung 42a zu
erkennen ist, weist Kalium ein vergleichsweise hohes P/B-Verhältnis im Wurzel-
querschnitt auf. Das Element Kalium zeigt insbesondere in der Zellwand und im Cyto-
plasma der Wurzelrinde ein sehr hohes P/B-Verhältnis (ca. 4-5 P/B). Auffallend hierbei
ist, dass die P/B-Verhältnisse eine von außen nach innen zunehmende Tendenz zeigen.
Aus Abbildung 42b geht hervor, dass das Element Calcium in den Kurzwurzeln ein
relativ hohes P/B-Verhältnis (ca. 4 P/B) aufweist.
Das Element Natrium (Na) war in den verschiedenen Wurzelbereichen, außer in den
Vakuolen der Wurzelrinde, mit relativ hohen P/B-Verhältnissen detektierbar (Abb.
42c). In der Vakuole der Wurzelrindenzellen tritt es dagegen nur in geringen Mengen
auf (0,32 P/B). Der Na-Gehalt im Wurzelquerschnitt ist vergleichsweise hoch. Durch
die Mykorrhizierung mit Pis. tinctorius auf Bauschutt konnte eine relativ hohe
Aufnahme von Natrium in das Cytoplasma und in die Vakuole des Hyphenmantels
nachgewiesen werden (ca. 1,75 P/B). Die Schwefelverteilung (S) ist über die
verschiedenen Kompartimente des Wurzelquerschnittes mit Ausnahme der Wurzel-
rindenzellen relativ gleichmäßig (um 1 P/B, s. Abb. 42d). In der Vakuole der Wurzel-
rindenzellen ist Schwefel fast nicht detektierbar (0,13 P/B).
In der Abbildung 42e ist zu erkennen, dass Phosphor (P) eine sehr differenzierte
Verteilung aufweist. Deutliche Maxima findet man in der Vakuole des Hyphenmantels
(der Wert liegt bei 4,5 P/B), weniger P findet sich in der Vakuole der Wurzelrinden-
zellen (0,5 P/B).
Ergebnisse 82
Kalium
0
1
2
3
4
5
6
7
HM
P/B Calcium7
P/B Natrium7
P/B
0
1
2
3
4
5
6
7
HM
P/B
)
(aLegende:
M- HM-C HM-V WR-ZW
WR-C
WR-V
Wurzelbereich
0
1
2
3
4
5
6
HM-M
HM-C
HM-V WR-ZW
WR-C
WR-V
Wurzelbereich
0
1
2
3
4
5
6
HM-M
HM-C HM-V WR-ZW
WR-C
WR-V
Wurzelbereich
Schwefel
M- HM-C HM-V WR-ZW
WR-C
WR-V
Wurzelbereich
Phosphor
0
1
2
3
4
5
6
7
H
P/B Abb. 42a-e: P/B-Verhältnisse)
HM-M=HyphenmHM-C= HyphenmHM-V=Hyphenm
(e
(d)(b)
M-M
HM-C HM-V WR-ZW
WR-C
WR-V
Wurzelbereich
im versder mykPflavertMin(Meaus
antel Matrix WR-ZW=Wurzelriantel Cytoplasma WR-C=Wurzelrinantel Vakuole WR-V=Wurzelrin
(c)
Hyphenmantel undchiedener Wurzelbereiche
mit Pis. tinctoriusorrhizierten P. thunbergiinze auf Bauschutt. Dieikalen Balken geben denimal- und Maximalwertßwertbereich) an (Mediann=3).
nde Zellwandde Cytoplasmade Vakuole
Ergebnisse 83
3.3.6.3. Schwermetallgesamtgehalte in Sproß und Wurzeln mykorrhizierterund unmykorrhizierter Pflanzen
In den folgenden Abbildungen 43a bis 43e sind die Cadmium- (Cd), Blei- (Pb),
Kupfer- (Cu), Mangan- (Mn) und Zink- (Zn)-Gehalte in Sproß und Wurzel mykorrhi-
zierter und unmykorrhizierter Pflanzen dargestellt, um den Einfluß des Mykorrhi-
zierung auf den möglichen Transfer der Schwermetalle vom Boden in die Pflanze und
die Akkumulation durch die Mykorrhizapilze zu erfassen. Eine Gegenüberstellung mit
dem pflanzenverfügbaren Schwermetallgehalt ist der Tabelle 10 zu entnehmen.
In den Abbildungen 43a und 43a-1 sind die Cadmium-Gehalte (Cd) wiedergegeben.
Bei allen Bodensubstraten weisen die Wurzeln einen viel höheren Cd-Gehalt als der
Sproß auf. Auffällig ist ferner, dass die Wurzeln mykorrhizierter und unmykorrhizierter
Pflanzen auf Waldboden deutlich höhere Cd-Gehalte als die auf Sand, Bauschutt und
auf den Bauschutt/Sand-Gemischen aufweisen. Vergleicht man die Cd-Konzentration
im Sproß und der Wurzel mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen ist zu
erkennen, dass die Mykorrhizierung einen Einfluß auf den Transfer von
Schwermetallen in die Pflanze hat.
Die Blei-Gehalte (Pb) im Sproß und in den Wurzeln verhalten sich bei allen Boden-
substraten außer dem Waldboden ähnlich wie die Cd-Gehalte (Abb. 43b und 43b-1).
Auffallend ist hierbei, dass der Pb-Gehalt in den Wurzeln auf Waldboden viel geringer
ist als bei den Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen. Der Pb-Gehalt in den
Wurzeln mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen liegt viel höher als der Pb-
Gehalt im Sproß (Ausnahme: Sand). Es zeigte sich weiter, dass eine deutlich erhöhte
Pb-Aufnahme in die Wurzeln mykorrhizierter Pflanzen zu beobachten ist. Insbesondere
ist der Pb-Gehalt in den Wurzeln von mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen
auf Bauschutt (100%) und den Bauschutt/Sand-Gemischen (Gm-80/20% und Gm-
60/40%) signifikant unterschiedlich (p=0,0495). Die Pb-Gehalte in den Wurzeln der auf
Sand kultivierten Pflanzen weisen ähnlich hohe Gehalte wie im Sproß auf.
Die Abbildungen 43c und 43c-1 zeigen, dass die aufgenommenen Kupfer-Gehalte
(Cu) im Sproß und in den Wurzeln sehr unterschiedlich ausfallen. Im Vergleich zu
unmykorrhizierten Pflanzen finden sich im Sproß mykorrhizierter Pflanzen bei allen
Bodensubstraten mit Ausnahme des Waldbodens geringere Cu-Konzentrationen.
Ergebnisse 84
Die Wurzeln der mykorrhizierten Pflanzen zeigen bei allen Bodensubstraten deutlich
höhere Cu-Gehalte im Vergleich zu den unmykorrhizierten Pflanzen. Eine denkbare
Erklärung hierfür wäre, dass das Cu in der Pflanze selbst nicht leicht beweglich ist. Im
Vergleich zwischen mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen sind ferner
Unterschiede beim Waldboden und den beiden Bauschutt/Sand-Gemischen zu
beobachten. Der Cu-Gehalt in den Wurzeln von mykorrhizierten und unmykorrhizierten
Pflanzen auf Bauschutt (100%) und den Bauschutt/Sand-Gemischen (Gm-80/20% und
Gm-60/40%) unterscheiden sich signifikant voneinander (p=0,0495). Obwohl der Cu-
Gesamtgehalt im Boden relativ hoch ist (s. Abb. 27c), zeigen die CaCl2-extrahierbaren
Cu-Fraktionen der eingesetzten Bodensubstrate (s. Abb. 28c) eine deutlich niedrigere
Konzentration (Waldboden 0,026; Sand 0,007 und Bauschutt 0,201 µg/g Boden). Dies
gilt für alle Bodensubstrate. Die Löslichkeit von Cu im Boden ist bei neutralen und
hohen pH-Werten (>7,0) sehr gering (HERMS & BRÜMMER, 1980).
Die Mangan-Gehalte (Mn) im Sproß der auf Waldboden kultivierten mykorrhizierten
und unmykorrhizierten Pflanzen sind deutlich niedriger als in den Wurzeln (Abb. 43d
und 43d-1). Auffällig ist dabei, dass die Mn-Gehalte sowohl im Sproß als auch in der
Wurzel unmykorrhizierter Pflanzen deutlich höher sind als in den mykorrhizierten
Pflanzen (mit Ausnahme der auf Sand kultivierten Pflanzen). Auf Sandsubstrat ist der
Mn-Gehalt im Sproß mykorrhizierter Pflanzen im Gegensatz zu Waldboden etwas
höher als im Sproß unmykorrhizierter Pflanzen (signifikanter Unterschied).
Die Wurzeln der im Sand kultivierten mykorrhizierten und unmykorrhizierten
Pflanzen enthalten nur relative geringe Mn-Mengen. Es zeigen sich weitere interessante
Befunde: bezüglich der Schwermetallaufnahme zeigen die Pflanzen im nährstoffreichen
Waldboden gegenüber den Pflanzen im nährstoffarmen Sand ein entgegengesetztes
Aufnahmeverhalten. Die Mn-Gehalte in Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-
Gemischen zeigen keine großen Unterschiede zwischen Sproß und Wurzel
mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen. Die Mn-Aufnahme der Pflanze kann
durch die hohen Mg- und Ca-Konzentrationen in Pflanzen und einen alkalischen pH-
Wert im Boden von Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen behindert sein.
Ergebnisse 85
Der erhöhte Zink-Gehalt (Zn) in den Wurzeln mykorrhizierter und unmykorrhizierter
Pflanzen ist ähnlich den Cu-Gehalten. Das heisst, dass der Zn-Gehalt in den Wurzeln
bei allen Böden höher als im Sproß ist. Der Zn-Gehalt in den Wurzeln mykorrhizierter
Pflanzen ist bei allen Bodensubstraten außer im Sand höher als in den
unmykorrhizierten Pflanzen. Für das Substratgemisch (Gm-80/20%) konnte ein signi-
fikanter Unterschied zwischen mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen
lediglich für die Wurzeln festgestellt werden.
Ergebnisse 86
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myko. Pflanzenunmyko. Pflanzen
Median aus n=3
Cd (Sproß)
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Pb (Wurzel)
Median aus n=3
0
100
200
300
400
500
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Cu (Wurzel)
Median aus n=3
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myko. Pflanzenunmyko. Pflanzen
Median aus n=3
Cd (Wurzel)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Median aus n=3
Pb (Sproß)
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Median aus n=3
Cu (Sproß)
Abb. 43a-c: Cadmium-, Blei- und Kupfergehalte in Sproß und Wurzel (Abb. 43a-1-43c-1) dermykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen. Die vertikalen Balken geben den Minimal-und Maximalwert (Meßwertbereich) an (Wd= Waldboden; Sd= Sand; Bs= Bauschutt; Gm=Gemisch aus Bauschutt und Sand).
(a) (a-1)
(b) (b-1)
(c)(c-1)
Ergebnisse 87
0
500
1000
1500
2000
2500
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Mn (Sproß)
Median aus n=3
0
500
1000
1500
2000
2500
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Mn (Wurzel)
Median aus n=3
0
50
100
150
200
250
300
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Zn (Sproß)
Median aus n=3
0
50
100
150
200
250
300
Wd Sd Bs Gm-80/20%
Gm-60/40%
Bodensubstrate
µg/gTG
myk.-Pflanzenunmyk.-Pflanzen
Zn (Wurzel)
Median aus n=3
(d)
(e)
(d-1)
(e-1)
Abb. 43d-e: Mangan- und Zinkgehalte im Sproß und Wurzel (Abb. 43d-1-43e-1) der mykorrhiziertenund unmykorrhizierten Pflanzen. Die vertikalen Balken geben den Minimal- und Maximalwert(Meßwertbereich) an (Wd= Waldboden; Sd= Sand; Bs= Bauschutt; Gm= Gemisch aus Bauschuttund Sand).
Tab. 10: Gegenüberstellung der pflanzenverfügbaren Schwermetalle in verschiedenen Böden (CaCl2-Extraktion, µg/100g Boden) und dem Schwermetallgesamtgehalt (HNO3-Aufschluß) im Sproß (Sp)und in der Wurzel (Wu) von mykorrhizierten Pflanzen (in µg/g Trockengewicht).
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Boden Pflanzen Boden Pflanzen Boden Pflanzen Boden Pflanzen Boden PflanzenCaCl2 Sp Wu CaCl2 Sp Wu CaCl2 Sp Wu CaCl2 Sp Wu CaCl2 Sp Wu
Cd 0,0258 0,058 0,353 0,0016 0,056 0,167 0,0021 0,026 0,261 0,0019 0,014 0,206 0,0016 0,019 0,160
Pb 0,0253 0,197 12,930 0,0041 0,284 2,377 0,0084 0,438 40,158 0,0067 0,333 32,365 0,0061 0,361 30,202
Cu 0,0255 3,080 46,65 0,0070 6,263 89,18 0,2000 4,995 310,02 0,0830 5,642 262,37 0,0523 5,422 242,01
Mn 104,50 894,05 1332,6 20,650 1045,9 231,995 0,2975 92,931 98,714 0,4300 101,83 125,18 0,3325 123,32 133,59
Zn 0,5100 47,502 63,020 0,2175 25,865 41,603 0,2275 27,583 173,01 0,2350 24,178 100,67 0,2150 26,345 97,643
Diskussion 88
4. Diskussion
Nachfolgend soll auf die Ergebnisse der vorliegenden Untersuchungen zur
Verbesserung von Wiederaufforstungsmaßnahmen von extremen Standorten
eingegangen werden. Bei der mykorrhizabasierten Wiederaufforstung von Problem-
standorten wie Halden, Schuttflächen und Erosionsstandorten kommt unter anderem der
Auswahl der Pflanzen, der Optimierung der Bodenbedingungen und insbesondere dem
Screening geeigneter Mykorrhizapilze für die Inokulation eine besondere Bedeutung zu.
In diesem Zusammenhang wird im nachfolgenden Abschnitt die Entwicklung der
Isolationsmethoden, die Optimierung der in-vitro Mykorrhizierung in unterschiedlichen
Bodensubstraten und die Auswirkungen der Nähr- und Schadstoffe auf das Pflanzen-
wachstum wie auch der Mykobionten diskutiert. Die anatomische Ausbildung der
mykorrhizierten Kiefernwurzeln wird in die Diskussion eingebunden. Anschließend
wird die Entwicklung eines möglichen Modellsystems für Aufforstungsmaßnahmen von
extremen Standorten erörtert.
4.1. Selektion der Mykorrhizapilze und die Isolierung aus Fruchtkörpern undmykorrhizierten Wurzeln aus dem Freiland
Die Selektion geeigneter Mykorrhizapilze und die Entwicklung einer effektiven In-
okulationsmethode war ein wichtiger Faktor bei der vorliegenden Arbeit. Die erste
Voraussetzung war zunächst einen geeigneten Standort auszuwählen, wo der Boden-pH
im neutralen bis schwach alkalischen Bereich angesiedelt ist, um entsprechende
Mykorrhizapilze zu selektieren, da die für die Untersuchung verwendeten Boden-
substrate wie Bauschutt und Sand relativ hohe pH-Werte zwischen 7 und 8 aufwiesen.
Zur Gewinnung von Inokulationsmaterial war es notwendig, eine reproduzierbare und
schonende Methode zur Oberflächensterilisation von mykorrhizierten Wurzeln zu
entwickeln, wobei auf Ergebnisse von MOLINA und PALMER (1982) aufgebaut wurde,
um Reinkulturen entsprechender Pilzarten zu erhalten. Die Gewinnung von Rein-
kulturen aus Fruchtkörpern ist eine weniger arbeitsintensive Methode im Vergleich zur
Isolierung aus mykorrhizierten Wurzeln und es treten seltener Kontaminationen des
Inokulats auf.
Diskussion 89
Die dabei erzielten Ausbeuten sind erfolgsversprechend, da aus dem Fruchtkörper
relativ steriles Gewebematerial entnommen werden kann. Dies ist insbesondere von der
Festigkeit des Fruchtkörpers abhängig, worauf auch MOLINA und PALMER (1982)
hinweisen. Es ist notwendig neu gebildetes Pilzmyzel in kurzer Folge auf frische Agar-
Platten zu überimpfen und in den folgenden Tagen die Agar-Platten zu kontrollieren,
um Kontaminationen durch Schimmelpilze zu vermeiden.
Im Gegensatz zur Isolation aus Fruchtkörpern fallen die Erfolge bei der Isolation von
mykorrhizierten Wurzeln von Pilz zu Pilz sehr unterschiedlich aus und liegen nur
zwischen 5-20%. Die Methode der direkten Myzelisolierung aus mykorrhizierten
Wurzeln findet insofern stärkere Beachtung, da auf diese Weise gewonnenes Myzel mit
Sicherheit von dem Pilz stammt, mit dem die ausgewählte Pflanze eine Mykorrhiza
ausgebildet hat (HOCK et al., 1984; HEINONEN-TANSKI & HOLOPAINEN, 1991).
Bei der Oberflächensterilisation mykorrhizierter Wurzeln spielen zwei wichtige
Faktoren eine entscheidende Rolle:
� die Konzentration des Hydrogenperoxids (MOLINA & PALMER, 1982) und
� die Sterilisationszeit (HEINONEN-TANSKI & HOLOPAINEN, 1991).
Die Hinweise aus der Literatur weisen auf unterschiedliche Konzentrationen des
Sterilisationslösung (z.B. Hydrogenperoxid, H2O2) und verschiedene Sterilisations-
zeiten (ZAK & BRYAN, 1963; ZAK & MARX, 1964; ZAK, 1973; MOLINA & PALMER,
1982) hin. MOLINA und PALMER (1982) sterilisierte die Oberfläche von mykorrhizierten
Wurzeln erfolgreich mit Hydrogenperoxid (30%igem H2O2, 5-20 sec.). Dabei ist die
Sterilisationszeit abhängig von der Dicke und Struktur des Pilzmantels sowie der
Morphologie der einzelnen Mykorrhizatypen. Desweiteren wurde z.B. von CHU-CHOU
(1979) und ZAK (1973) eine Methode zur Oberflächesterilisation von mykorrhizierten
Wurzeln z.B. mit Calciumhypochlorit (0,7 %) beschrieben.
Wie die in Abschnitt 3.1.1.1. dargestellten Ergebnisse zeigen, ist die Gefahr der
Kontamination bei der Gewinnung von Reinkulturen relativ groß, da die Oberflächen-
sterilisation zwar kontaminierende Mikroorganismen abtötet, die symbiotischen Pilze
jedoch nicht schädigen soll. Bei zu langer Sterilisationszeit (über 30 sec.) insbesondere
bei hohen Hydrogenperoxidkonzentrationen (über 25%) sterben die Pilzhyphen
mykorrhizierter Wurzeln schnell ab.
Diskussion 90
Aus den Ergebnissen läßt sich folgern, dass z.B. für den Mykorrhizapilz R. roseolus
die reproduzierbar beste Konzentration für das Hydrogenperoxid zwischen 10%-15%
und die optimale Sterilisationszeit bei 10-20 sec. liegt. Der hier gefundene optimale
Konzentrationsbereich und die geeignete Sterilisationszeit entsprechen den Angaben
von HEINONEN-TANSKI & HOLOPAINEN (1991). Allerdings ist kritisch anzumerken, dass
trotz optimierter Methode der Oberflächensterilisation von mykorrhizierten Wurzeln
immer wieder unerwartete Kontaminationen durch Schimmelpilze und Bakterien
vorkommen können. In diesem Fall sollten die kontaminierten Proben so früh wie
möglich vorsichtig von den Agar-Platten entfernt und das neu gebildete Pilzmyzel
weiter auf frische Agar-Platten überimpft werden. Dies führt meist dann doch noch zu
einer kontaminationsfreien und sicheren Reinkulturgewinnung der Mykorrhizapilze.
4.2. Identifizierung der Mykorrhizapilze anhand von mykorrhiziertenWurzeln bzw. Fruchtkörpern
Viele Autoren versuchten, auf der Basis morphologischer Merkmale der unter-
schiedlichen Mykorrhizatypen ein Klassifikationsschema herzustellen. Bei diesem
Klassifikationsschema handelt es sich um leicht erkennbare morphologische Merkmale
wie Farbe, Struktur des Hyphenmantels, Existenz von Rhizomorphen und Cystidien.
AGERER (1995) versuchte charakteristische Merkmale von bestimmten Mykorrhizen
durch makroskopische und mikroskopische Methoden zu identifizieren. Bei der Analyse
von Pseudotsuga menziesii Ektomykorrhizen zeigte bereits ZAK (1973), dass der
morphologische Charakter wie z.B. die Farbe ein wichtiges Identifikations-merkmal
darstellt.
AGERER (1987) legte eine Sammlung ausführlicher Beschreibungen verschiedener
Ektomykorrhizatypen an. Mit Hilfe des Identifikationskataloges von AGERER &
RAMBOLD (1996) wurde versucht, verschiedene Pilze durch morphologische und
mikroskopische Merkmale zu identifizieren (s. Software Programm DEEMY; A
DELTA-based system of characterization and Determination of Ectomycorrhizae,
RAMBOLD & AGERER, 1997). Trotz der ausführlichen Beschreibungen der Charak-
teristika der verschiedenen Ektomykorrhizen durch AGERER und RAMBOLD (1996),
lassen sich diese anhand morphologischer Merkmale der mykorrhizierten Wurzeln nicht
Diskussion 91
leicht und auch nicht eindeutig identifizieren. Hier bieten molekularbiologische
Bestimmungsverfahren ein Verbesserungspotential, um die Gattung oder die Art der mit
der Wurzel assoziierten Pilze zu identifizieren (REDECKER, 2000, arbuskulare
Mykorrhiza; PRITSCH et al., 1997, 2000, ektotrophe Mykorrhiza).
Die Methode der ITS-PCR ermöglicht die spezifische Vervielfältigung eines
variablen Bereiches der ribosomalen Gene, der jedoch innerhalb einer biologischen Art
konstant bleibt. Die Sequenzierung des ITS-Bereiches und der Vergleich der Sequenz
mit den Einträgen in der Datenbank des NCBI (National Center for Bioinformaties in
Maryland/USA) liefert bereits sehr zuverlässige Ergebnisse, da dort mehrere tausend
ribosomale Gensequenzen von Pilzen hinterlegt sind, was auch im Zusammenhang mit
dieser Arbeit genutzt wurde. Bei zu geringer Übereinstimmung mit den Referenzdaten
ist jedoch weiterhin eine Bestimmung nach morphologischen Kriterien unumgänglich.
4.3. In-vitro Inokulation
4.3.1. Entwicklung der in-vitro Inokulationsmethode (Petrischalen- und Nylon-Mesh-Methode)
Ein weiterer Schwerpunkt dieser Arbeit war es, Mykorrhizapilze auszuwählen, deren
Einsatz das Baumwachstum auf extremen Standorten verbessert oder oft auch erst
ermöglicht. Hierfür war die Entwicklung einer Inokulationsmethode notwendig, um die
gewünschte Mykorrhizierung der Feinwurzeln der eingesetzten Kiefernsämlinge zu
gewährleisten. Dafür mußte ein System ausgewählt werden, das sowohl eine
kontinuierliche Beobachtung der mykorrhizierten Wurzeln als auch eine zuverlässige
Mykorrhizierung gewährleistet. Hierbei spielen ferner die Auswahl der entsprechenden
Ektomykorrhizapilzspezies und die Art des Inokulums eine wichtige Rolle (MARX &
KENNEY, 1982; MOLINA et al., 1999). Die von KOTTKE et al. (1987) und WONG &
FORTIN (1989) vorgeschlagene Petrischalen-Methode wurde für die Inokulierung von
Kiefernsämlingen angewendet. Die Anwendung dieser effektiven Petrischalen-Methode
zeigte mehrere Vorteile aber auch einige Nachteile.
Die Vorteile bestanden darin, dass während der Kultivierung kontinuierlich der
Entwicklungsverlauf, Mykorrhizierungsgrad und die Wachstumsgeschwindigkeit des
Wurzelsystems beobachtet werden konnten. Es war weiterhin gewährleistet, dass trotz
Diskussion 92
der semisterilen Bedingungen keine Fremdinfektionen der Wurzeln auftrat. Dieses
System ist sowohl für Nadelbaumarten als auch für Laubbäume sehr gut geeignet, um
steril bzw. semisteril zu inokulieren (DUDDRIDGE, 1986; WONG & FORTIN 1989)). Diese
Petrischalen-Methode erwies sich auch für diese Arbeit als ein ideales System und
wurde daher für die Vorinokulation eingesetzt.
Ein Nachteil dieser Rhizotronsysteme war, dass die mykorrhizierten Wurzeln nach
der Kultivierungszeit am Rhizotron und am Kohlepapier anhafteten und die
Wurzelspitzen ins Innere des Kohlepapiers hinein gewachsen waren. Hierdurch wurde
eine unversehrte Entfernung der Wurzeln vom Kohlepapier erschwert. Ein Vorschlag
für experimentelle Untersuchungen wäre, die Wurzeln zusammen mit dem Kohlepapier
auf das Bodensubstrat zu übertragen und später (nach einer Woche) das Kohlepapier
mit Hilfe einer Pinzette vorsichtig zu entfernen. Es gibt eine Reihe von verschiedenen
Inokulationsmethoden (Petrischalen-Methode) zur sterilen bzw. semisterilen Inokul-
ation von Pflanzen, mit deren Hilfe eine erfolgreiche Mykorrhizierung erzielt werden
kann (s. Tab. 11).
Tab. 11: Zusammenstellung verschiedener Inokulationsmethoden (Petrischalen basiert) zursterilen bzw. semisterilen Inokulation von Pflanzen.
Methode Autor SubstratePetrischalen Methode
″Duddridge, 1986Kottke et al., 1987
Torf und VermikulitePerlite und Kohlepapier
Divided-Petri-Plate Methode Brownlee et al., 1983 Torf und VermikuliteSandwich Methode Chilvers et al., 1986 Agar NährmediumNylon-Mesh Methode Wong & Fortin, 1989 Agar Nährmedium
In der vorliegenden Arbeit wurde die von WONG und FORTIN (1989) entwickelte
Nylon-Mesh-Methode zur Mykorrhizierung der Kiefernsämlinge intensiv und mit einer
Reihe von Modifizierungen erprobt. Anstelle des Nylon-Netzes wurde steriles
Cellophane verwendet, das durchsichtig ist und leicht auf der Oberfläche des Agar-
Nährmediums anhaftet. Ein Problem, das bei Anwendung dieser Methode besonders
zum Tragen kommt, ist allerdings, dass unter nicht vollständig sterilen Bedingungen
Fremdorganismen stark aufwuchsen und die Mykorrhizierung zurückdrängten.
Diskussion 93
Obwohl durch diese Methode eine relativ hohe Mykorrhizierungsrate (auf Agarnähr-
medium) erreicht wurde, war sie im Vergleich zur Petrischalen Methode arbeitsintensiv
und zeitaufwendig, da der gesamte Arbeitsvorgang unter sterilen Bedingungen durch-
geführt werden mußte. Aus diesem Grunde wurde die Petrischalen-Methode für die
weiteren Untersuchungen eingesetzt.
4.3.2. Inokulationsversuche mit Flüssigkulturen und entsprechende Vorbe-handlung der verwendeten Bodensubstrate (Vermiculit und Biokompost)
In der vorliegenden Arbeit wurde für die erfolgreiche Infektion und Mykorrhizierung
der Versuchspflanzen P. thunbergii und P. densiflora in nicht sterilisierten Boden-
substraten (Gemisch aus Vermiculit und Biokompost, 4:1 v/v) vegetatives Myzel aus
Flüssigkulturen von Pis. tinctorius und R. roseolus verwendet. Diese Methode bietet
bei der praktischen Anwendung den Vorteil, in einem großen System eine Vielzahl von
Pflanzen gleichzeitig inokulieren zu können.
Wie die Ergebnisse deutlich zeigen (s. Abschnitt 3.1.1.3), waren sowohl die
Kultivierung der ausgewählten Mykorrhizapilze Pis. tinctorius und R. roseolus im
Flüssigmedium als auch deren Inokulation mit den Pflanzen P. thunbergii und P.
densiflora erfolgreich. Auffallend ist, dass das Sproß/Wurzel-Verhältnis der mit R.
roseolus mykorrhizierten P. thunbergii Pflanzen höher (zugunsten des Sprosses
verschoben) ist als das der mit Pis. tinctorius mykorrhizierten Pflanzen insbesondere
im Vergleich zu nicht mykorrhizierten Pflanzen. Dieser Effekt auf das Sproß/Wurzel-
Verhältnis wurde mehrfach beschrieben, siehe, HARLEY & SMITH (1983).
Obwohl der Mykorrhizapilz Pis. tinctorius mit vielen Nadelgehölzen (z.B. Kiefer,
Fichte und Lärche) und Laubbäumen (z.B. Eiche, Buche und Eucalyptus) eine
Mykorrhiza ausbilden und eine Vielzahl von Lebensräumen (z.B. Waldgebiete mit
unterschiedlichen Böden, Garten und Ackerböden) besiedeln kann (MARX, 1977;
MALLOCH & KUJA, 1979; MEYER, 1987), zeigten die inokulierten P. thunbergii
Pflanzen mit dem von uns eingesetzten Stamm Pis. tinctorius unter den gegebenen
Kulturbedingungen eine im Vergleich zu R. roseolus geringe Mykorrhizierungsrate. So
war auch verständlicherweise ein niedriges Sproßtrockengewicht zu beobachten.
Diskussion 94
R. roseolus wurde für die Inokulationsversuche aus frisch geernteten mykorrhizierten
Kiefernwurzeln (P. sylvestris) aus dem Freiland isoliert. Neben der möglicherweise
verbesserten Anpassung dieses Pilzes an die Versuchsgegebenheiten deutete das rasche
Wachstum des Pilzes und der gute Mykorrhizierungsverlauf auch auf einen sehr aktiven
physiologischen Zustand bei der beginnenden Mykorrhizierung hin (MOLINA & TRAPPE,
1994). Gute Wachstumsleistungen, die sich aus unterschiedlichen physiologischen
Aktivitäten ergeben, sind eine wichtige Voraussetzung bei der Auswahl von geeigneten
Mykorrhizapilzen für eine Aufforstung extremer Standorte (MEYER, 1987).
PARLADÉ et al., (1996) versuchten bei verschiedenen Pflanzen (Bodensubstrat;
Gemisch aus Vermiculit und Torf) die Mykorrhizierungsrate mit Isolaten aus dem
Freiland zu bestimmen (s. Tab. 12). Dabei konnte festgestellt werden, dass die
Mykorrhizierungsrate eine starke Abhängigkeit sowohl von der Pflanzenart als auch
dem eingesetzten Mykorrhizapilz zeigte.
Tab. 12: Mykorrhizierungsrate von verschiedenen Pflanzen mit unterschiedlichenMykobionten. Der Boden-pH bezieht sich auf die Fundstandorte der jeweiligen Pilze. C. sat=Castanea sativa; Q. sub= Quercus suber; P. syl= Pinus sylvestris; P. men= Pseudotsugamenziesii; P. nig= Pinus nigra; P. pin= Pinus pinaster; P. abi= Picea abies; P. con= Pinuscontorta; P. pon= Pinus ponderosa; P. rad= Pinus radiata.
Ausgangs- MykorrhizierungsrateMykorrhizapilze pflanzen
BodenpH P. men P. nig P. pin P. abi P. con P. pon P. rad
Paxillus involutus C. sat 4,7 3 nb 3 2 2 3 2Pisolithus tinctorius Q. sub 4,7 3 3 4 4 3 1 3Rhizopogon roseolus P. syl 7,2 1 1 3 nm nb nm 1Suillus bovinus C. sat 4,7 2 1 3 nb nb 2 1
* Mykorrhizierungsrate 1=1-25%, 2=26-50%, 3=51-75%, 4=100%, (nm= nicht mykorrhiziert, nb=nicht bestimmt), Quelle: PARLADÉ et al. (1996), anteilig geändert.
Das in der hier vorgelegten Arbeit verwendete Bodensubstrat, ein Gemisch aus
Vermiculit und Biokompost (4:1 v/v) wurde weder autoklaviert noch mit chemischen
Mitteln wie z.B. Methylbromide sterilisiert. Es wurde bei Raumtemperatur mehrere
Tage an der Luft getrocknet. Dieser einfache Trocknungsprozess hatte den Vorteil, dass
das Bodensubstrat keine Infektion durch Schimmelpilze aufwies. Es ist anzunehmen,
dass die Aktivität pathogener Pilze durch die Lufttrocknung gehemmt wurde.
Diskussion 95
Dagegen zeigte die Sterilisation (Autoklavieren) einen negativen Effekt. Dabei
wurden die Molekülstrukturen von organischen Bestandteilen des Substrates zerstört
und vorhandene Nährstoffe in einen instabilen Zustand überführt und damit die
Infektionsgefahr durch Fremdorganismen (z.B. Schimmelpilze) erhöht, wobei die
Verdichtung des Bodens durch Autoklavieren verbessert werden konnte (SKINNER &
BOWEN, 1974). SOULAS et al., (1997) haben in anderem Zusammenhang verschiedene
Bodensterilisationsmethoden miteinander verglichen z.B. Sterilisation mit Sonnenlicht
(Solarization) und Sterilisation durch Dampf wie chemische Behandlung. Dabei
konnten sie feststellen, dass sich die Bodensterilisation mit Sonnenlicht sehr effektive
Ergebnisse lieferte und für eine anschließende gezielte Mykorrhizierung gut einsetzbar
ist. Weiterhin fällt nach Untersuchungen von PARLADÉ et al. (1999) das Wurzel-
wachstum nach einer chemischen Bodensubstrat-Sterilisation und die Mykorrhi-
zierungsrate im Vergleich zur Autoklavierung deutlich niedriger aus, so dass diese, im
Vergleich der unterschiedlichen Sterilisationsmethoden, am schlechtesten abschneidet.
Es ist zu vermuten, dass die Aktivität der in den eingesetzten Bodensubstraten
vorhandenen Mikroorganismen nach der Lufttrocknung nicht so stark gehemmt wurde,
aber diese auch einen guten Schutz vor Fremdinfektionen lieferte, daher wurde sie auch
für die in Verbindung mit dieser Arbeit durchgeführten Experimente eingesetzt.
4.3.3. Mykorrhizierungsfähigkeit
Angelegte Reinkulturen von Mykorrhizapilzen werden in der Regel über längere Zeit
auf Agarnährmedium kultiviert. Es ist zu beobachten, dass nach langen Kulturzeiten die
Fähigkeit zur Bildung von Mykorrhizen nachläßt. Um eine verbesserte Mykorrhi-
zierungsfähigkeit mit ausgewählten Pilzen zu erreichen, muß entweder auf Inokulum
aus frisch isolierten Pilzen zurückgegriffen werden oder, gerade wenn diese
Möglichkeit nicht besteht, muß über Pflanzenpassagen versucht werden, die Mykorrhi-
zierungsfähigkeit der vorhandenen Kulturen zu verbessern. In Verbindung mit den hier
durchgeführten Untersuchungen wie z.B. der Bestimmung der Mykorrhizierungsrate
konnte bei Einsatz der verwendeten Isolate von Pis. tinctorius eine Verminderung der
Mykorrhizierung beobachtet werden.
Diskussion 96
TRAPPE (1977) hat in seinem Bericht über dieses Phänomen geschrieben, dass die
Hälfte der untersuchten Isolate von Pis. tinctorius die Mykorrhizierungsfähigkeit nach
3 Jahren Kultivierung auf Agarnährmedium verloren hatten. Eine Ursache hierfür
könnte eine Veränderung in der Aktivität der Enzymsysteme sein (TRAPPE, 1977). Aus
eigenen Beobachtungen geht hervor, dass P. thunbergii mit dem frisch isolierten
Mykorrhizapilz R. roseolus häufiger und besser eine Symbiose bildet, als mit dem seit
langem in Kultur befindlichen Mykorrhizapilz Pis. tinctorius.
4.3.4. Einfluß des pH-Wertes auf das Wachstumsverhalten der Pilzkultur
In einer ergänzenden Untersuchung wurde der Einfluß des pH-Wertes auf das
Myzelwachstum in MMN-Flüssigkulturen untersucht. Dabei sollte im Besonderen der
optimale pH-Bereich ermittelt werden, bei dem das Pilzmyzel das beste Wachstum
zeigt, um daraus Schlussfolgerungen für die Einsatzmöglichkeiten zu ziehen. Bei den
beiden eingesetzten Pilzen war dies der pH-Bereich von 6. Jedoch zeigten die
Pilzkulturen auch in extremen pH-Bereichen (pH 2 bis 4 und pH 8 bis 9) ein noch
erkennbares Wachstum (s. Abb. 16), wenn auch mit graduellen Unterschieden. MOLINA
et al. (1999) berichtete, dass der von Rhizopogon tolerierte pH-Bereich im Kultur-
medium zwischen 3,5 bis 6,8 lag. R. roseolus wurde in Spanien sogar bei Boden pH-
Werten von 7,2 gefunden (PARLADÉ et al., 1996). Pis. tinctorius wächst ebenfalls im
neutralen bis schwach alkalischen Bodenmilieu (MARX & KENNEY, 1982), so dass die
beiden eingesetzten Pilzarten bezogen auf die Rahmenbedingungen der Versuche als
gut geeignet eingestuft werden können.
HUNG und TRAPPE (1983) berichten, dass einzelne Mykorrhizapilze und von diesen
auch verschiedenen Isolate unterschiedlich auf pH-Werte reagieren. Insbesondere Pis.
tinctorius und R. roseolus wurden von diesen Arbeiten als Pilze ausgewiesen, die in
neutralen bis schwach alkalischen Kulturmedien besser wuchsen als in sauren, was sich
durch die hier durchgeführten Experimente bestätigte. In diesem Zusammenhang ist
jedoch zu berücksichtigen, dass insbesondere ektotrophe Mykorrhizapilze die Fähigkeit
haben, Nährstoffe in besonderem Maße zu mobilisieren (GEORGE & MARSCHNER,
1996), was u. a. mit einer intensiven Protonenabgabe zusammenhängt, die an eine hohe
Diskussion 97
Atmungsintensität gekoppelt ist (HOCK et al., 1984). Dies kann im Umfeld der Hyphen,
in der sogenannten Mykorrhizosphäre, zu deutlich niedrigeren pH-Werten führen als im
gesamt gemessenen Bodensubstrat. Die beobachteten pH-Wert-Verschiebungen führten
zum Aufbau des erforderlichen elektrochemischen Potentials für die Ionenaufnahme in
die Pilzzelle (HOCK et al., 1984). Bei Experimenten in Nährlösung führte die
Protonenabgabe wie auch die Aufnahme pH-beeinflussender Ionen zu deutlich
meßbaren pH-Veränderung in der Nährlösung. Bezogen auf das Geschehen in der
Mykorrhizosphäre verdeutlicht dies, dass der pH-Toleranzbereich der Pilze weiter zu
fassen ist, als aus den Experimenten mit Nährlösungen zu ersehen ist.
4.3.5. In-vitro Mykorrhizierungsverlauf
Im Folgenden soll der zeitliche Verlauf und die Ausbildung der in-vitro Mykorrhi-
zierung auf der Ebene der einzelnen Wurzeln anhand makroskopischer Aufnahmen
diskutiert werden (s. Abb. 29a-29g). In den vorliegenden Untersuchungen konnten die
morphologischen Veränderungen bei der in künstlichen Systemen synthetisierten
Mykorrhizabildung über den gesamten Zeitraum gezeigt werden. Das Rhizotronsystem
von KOTTKE et al. (1987) und WONG & FORTIN (1989) für die in-vitro Mykorrhizierung
(Petrischalen-Methode) war das, für die hier durchgeführten Versuche, geeignetste
Verfahren für die direkte, kontinuierliche Beobachtung des Wurzelwachstums, wobei
auch Entwicklungsabläufe und Wachstumsgeschwindigkeiten der untersuchten P.
thunbergii/ Pis. tinctorius-Mykorrhiza registriert werden konnten.
Es ist kaum möglich, die Entwicklung des Mykorrhizierungsablaufes in allen Ein-
zelheiten zu verfolgen (BEHRMANN, 1995). Deshalb müssen die einzelnen Ent-
wicklungsstadien im in-vitro System exemplarisch durch die Beobachtung und
Dokumentation verschiedener individueller Wurzeln verfolgt werden. Die angegebenen
Zeiträume der verschiedenen Entwicklungsstadien haben keine Allgemeingültigkeit, da
innerhalb eines Rhizotrons nebeneinander verschiedene Entwicklungsstadien der
Kurzwurzelentwicklung und der Mykorrhizierung zu beobachten sind (BLASCHKE,
1986). Die Zeitangaben von der Inokulation bis zur beobachteten Entwicklung der
Mykorrhiza schwanken in der Literatur von wenigen Tagen bis zu mehreren Wochen
(VAARIO et al., 1999; WONG & FORTIN, 1989; TAM, 1994).
Diskussion 98
Die hier vorgelegten Ergebnisse der Entwicklung des Mykorrhizierungsverlaufes von
P. thunbergii mit Pis. tinctorius beziehen sich auf einen Zeitraum von ca. 20-25 Tagen
nach der Inokulation (s. Abb. 29a-29g).
Die erste Voraussetzung für eine erfolgreiche Mykorrhizierung ist das Auswachsen
von Pilzhyphen aus dem Inokulum und die Kontaktaufnahme (Abb. 29a-29b) zwischen
Pilz und Wurzel (PETERSON & FARQUHAR, 1994, BONFANTE et al., 1998). Ein ziel-
gerichtetes Hyphenwachstum dürfte von der Stimulanz durch Wurzelexsudate abhängig
sein, die aus für den Pilz essentiellen Kohlenhydraten, Aminosäuren, organischen
Säuren und anderen Substanzen bestehen und einen chemotaxischen Reiz auf den Pilz
ausüben (KOTTKE & OBERWINKLER, 1986). Es ist noch nicht bestätigt, welche
Substanzen und in welcher Weise die wachstumsstimulierende Wirkung auf die
Pilzhyphen ausüben (PETERSON & FARQUHAR, 1994).
Die hier vorgelegten Ergebnisse zeigen (Abb. 29c), dass zwischen Wurzel und Pilz
normalerweise ein lockeres Hyphenwachstum stattfand, das nur an wachsenden
Wurzelspitzen zu einer Mykorrhiza führte. Die Entwicklung eines oberflächlichen
Hyphenwachstums zu einem vollständigen Hyphenmantel und einer etablierten
Mykorrhiza beginnt im apikalen Bereich der Kurzwurzel (Abb. 29d). Die Bildung von
Myzelsträngen bei Pis. tinctorius wurde besonders deutlich (s. Abb. 29e). Pis.
tinctorius bildet zahlreiche Rhizomorphen aus, die beim Wasser- und Nährstoff-
transport für die Pflanzen eine große Rolle spielen (DUDDRIDGE et al., 1980) und zur
Ausbreitung des Pilzes im Substrat wesentlich beitragen.
Die Wiederaufnahme des Wurzellängenwachstums (s. Abb. 29f) nach einer
Ruhephase führte zu einem Durchwachsen des Mykorrhizamantels einer älteren
Kurzwurzelspitze wie dies auch von BLASCHKE (1986) beobachtet wurde. In der Regel
ist dabei die Wurzelspitze nicht mykorrhiziert und durch ihre abgerundete Form
gekennzeichnet (WILSON & HARLEY, 1983). Beim Erneuerungswachstum und
Regeneration aus einer älteren Kurzwurzelspitze fehlt der Hyphenmantel (BLASCHKE,
1986). Obwohl dichotome Verzweigungen auch vereinzelt in unmykorrhizierten
Wurzelsystemen auftraten, wurden sie besonders häufig an mykorrhizierten
Kurzwurzeln (s. Abb. 29g) beobachtet (speziell bei der Ausbildung von Mykorrhiza-
Clustern) (TAM, 1994). Bei der Ektomykorrhiza variieren die Art der Wurzel-
verzweigung, die Ausbildung des Hartigschen Netzes sowie die Mantelstärke, -struktur
Diskussion 99
und -farbe stark in Abhängigkeit von den Umweltbedingungen, der Pilzart und dem
Entwicklungsstadium (MOLINA & TRAPPE, 1994).
4.4. Chemische Charakterisierung der Bodensubstrate und der Pflanzen
4.4.1. Bodenchemische Kennwerte
Die im Labor gewonnenen chemischen Daten der Bodensubstrate werden hier
besprochen. Vor allem soll diskutiert werden, welche Zusammenhänge und Aus-
wirkungen von Bodenchemismen bezogen auf mykorrhizierte wie unmykorrhizierte
Pflanzen unter Kulturbedingungen bestehen.
Der pH-Wert eines Bodens ist einer der wichtigsten und am häufigsten verfügbaren
Kenngrößen. Er beeinflusst die Gehalte an austauschbaren und damit potenziell
pflanzenverfügbaren Nährstoffen aber insbesondere auch der Schwermetalle (HERMS &
BRÜMMER, 1980). Mit steigendem pH-Wert (Alkalisierung) werden die Mikronährstoffe
wie Mn, Cu, Zn, und B weniger pflanzenverfügbar. Bei niedrigem pH-Wert
(Versauerung) wird die Löslichkeit der Schwermetalle wie z.B. Pb und Zn, aber auch
Al, die an organischen Materialien und Tonmineralien gebunden sind, erhöht
(SCHEFFER & SCHACHT- SCHABEL, 1992).
Aus den in Abb. 17 dargestellten Ergebnissen geht hervor, dass die pH-Werte des
eingesetzten Waldbodens im schwach bis mittel sauren Bereich lagen. Auffallend war,
dass die zu Versuchsende gemessenen pH-Werte der Waldbodenexperimente einen pH-
Wert von 6,0 (CaCl2) aufwiesen und somit um ca. 0,4 pH-Einheiten höher als zu
Versuchsbeginn lagen. Dies kann wohl vor allem auf das Gießen mit Leitungswasser,
das einen schwach bis mäßig alkalischen pH-Wert (7,5-7,8) hat und den damit
verbundenen Ioneneintrag zurückzuführen sein. Im Vergleich zum Waldboden liegen
die pH-Werte von Sand, Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen im schwach bis
mäßig alkalischen Bereich. Die relativ hohen pH-Werte insbesondere von Bauschutt
und Bauschutt/Sand-Gemischen, sind vergleichbar mit den durch MEUSER (1993, 1996)
in Bauschutt (Gemenge aus Ziegel, Mörtel und Beton), sowie BLUME (1992) und
HILLER (1996) in Bauschutt/Sand-Gemischen ermittelten Daten (pH 7-8). Der pH-Wert
des Bodens spielt vor allem auch für Zustandekommen von Ektomykorrhizen eine
Diskussion 100
wichtige Rolle. Eine Bildung von Mykorrhizen ist vor allem in schwach bis mäßig
saurem Milieu häufig zu beobachten (MARX et al., 1991), obwohl einzelne Pilzspecies
sowohl in Kalk- als auch in sauren Böden vorkommen wie z.B. S. bovinus und Pis.
tinctorius (MARX & ZAK, 1965; HUNG & TRAPPE, 1983). Trotz des für die ausge-
wählten Mykorrhizapilze ungünstigen pH-Wert Bereiches in den Versuchsböden konnte
in allen Versuchsansätzen, zwar abhängig von der eingesetzten Pilzspecies, eine
Mykorrhizierung nachgewiesen werden, wobei in den einzelnen Versuchsansätzen
erstaunlicherweise nur geringe Unterschiede im Mykorrhizierungsgrad erkennbar
waren. Die hier vorgelegten Ergebnisse weisen darauf hin, dass durch den Einsatz von
ausgewählten Pflanzen und geeigneten Mykorrhiza-Symbiosepartnern, die an den pH-
Wert Bereich (> 7) der Böden angepasst sind, Wiederaufforstungsmaßnahmen an
extremen Standorten ermöglicht bzw. verbessert werden können. Das beinhaltet, dass
insbesondere Mykorrhizapilze von schwach alkalischen Standorten isoliert und durch
optimierte Inokulationsmethoden zum Einsatz gebracht werden müssen.
Phosphat als wichtiges Makronährelement liegt in vielen Böden in organischer Form
vor und ist so für die Pflanze nicht direkt verfügbar. Extrazellulare Phosphatasen, die
insbesondere von Mykorrhizapilzen (ALVAREZ, 2001) aber auch Wurzeln abgegeben
werden, ermöglichen die Freisetzung von Phosphat, so dass dieses über den Pilz aber
auch über die Wurzeln direkt aufgenommen werden kann (MENGEL, 1991). Es hat sich
gezeigt, dass Mikroorganismen (z.B. Pilze und Bakterien), die sich in unmittelbarer
Wurzelnähe, der Rhizosphäre, befinden, bei der Phosphorversorgung der Pflanze von
entscheidender Bedeutung sind (GISI, 1990). Wie effektiv und langanhaltend
Mykorrhziapilze zur Phosphatversorgung der Wirtzpflanzen beitragen kann, wurde in
jüngster Zeit von ALVAREZ (2001) aufgezeigt. Bezogen auf die in dieser Untersuchung
eingesetzten Bodenvarianten ist bezüglich ihrer Phosphatgehaltes folgendes anzu-
merken.
Die Ergebnisse der CAL-Extraktionen der Bauschuttvarianten zeigen große Mengen
an pflanzenverfügbaren P-Verbindungen (22,5 mg P2O5/100g Boden). Dagegen ist der
Phosphatgehalt des Waldbodens mit 7,6 mg P2O5/100g als durchschnittlich anzusehen
(s. Abb. 19). In Mineralböden für Acker- und Grünlandbewirtschaftung (Richtwerte für
Weser-Ems, Gehaltsklasse B) können Phosphatgehalte von 7-15 mg P2O5/100g Boden
Diskussion 101
für eine Pflanzenversorgung als ausreichend angesehen werden (FINCK, 1989). Der hohe
pflanzenverfügbare Phosphatgehalt im Bauschutt ist vorwiegend auf technogene
Substrate wie z.B. Aschen (pH-Wert > 7) zurückzuführen, die generell einen hohen
Phosphatgehalt aufweisen (HILLER, 1995). Die Löslichkeit des Phosphats im Boden ist
vor allem vom pH-Wert und den austauschbaren Kationen abhängig. Dabei verhält sich
Phosphat in Teilen ähnlich wie Mikronährstoffe, da die Konzentration von Phosphat in
der Bodenlösung bei pH-Werten über 6 abnimmt (JUNGK & CLAASSEN, 1989; SCHEFFER
& SCHACHTSCHABEL, 1992; ZORN & KRAUSE, 1999).
Trotz der hohen pH-Werte in den Bauschuttvarianten, wurden relativ hohe Gehalte
an verfügbarem Phosphat in diesen Substraten nachgewiesen. Da Mykorrhizapilze nur
bei niedrigem Phosphatangebot einen positiven Einfluss auf die Phosphatversorgung
der Pflanzen ausüben, kann in diesem Fall davon ausgegangen werden, dass die
Mykorrhiza keinen Einfluss darauf hat und vielleicht sogar eine Wachstumsreduktion
der Pflanzen nach sich ziehen kann, die dann bei optimaler Nährstoffversorgung der
Pflanzen auf die Kohlenhydrat-Ansprüche der Mykobionten zurückzuführen ist (PENG
et al., 1993). In den Bauschuttvarianten wurden bei ausreichendem P-Angebot
allgemein niedrigere Mykorrhizierungsraten festgestellt. Eine eventuell antagonistische
Wirkung zwischen den beiden Symbionten wäre demzufolge herabgesetzt, so dass die
Pflanzen nicht beeinträchtigt werden.
Kalium (K) als essentielles Nährelement ist für die Pflanzen von wesentlicher
Bedeutung für die Aufrechterhaltung und Regulation des Wasserhaushaltes, für den
Stofftransport und ist weiterhin als Co-Faktor an Enzymreaktionen beteiligt. Aus der
Abbildung 20 ist ersichtlich, dass der CAL-lösliche K-Gehalt im Bauschutt im
Vergleich zum Waldboden (4,4 mg K2O/100g Boden) und Sand (0,7 mg K2O /100g
Boden) sehr hoch ist (23,3 mg K2O/100g Boden). Dies ist ebenfalls auf die hohen
Anteile von technogenen Substraten (z.B. Aschen) zurückzuführen (HILLER, 1995). In
Ackerböden (humusreicher Sand) werden allgemein K-Gehalte von 7-12 mg K2O/100g
(Richtwerte der LUFA Oldenburg, Gehaltsklasse B) als normal angesehen (FINCK,
1989). Der hohe K-Gehalt im Bauschutt kann möglicherweise eine antagonistische
Wechselwirkung in Bezug auf andere Nährstoffe (z.B. Mg) bewirken und die Verfüg-
barkeit für Magnesium und andere Nährelemente herabsetzen (MENGEL, 1991).
Entsprechende Tendenzen bezüglich des Magnesiumgehaltes konnten in den Bauschutt-
Diskussion 102
varianten festgestellt werden. Das aufgrund einer erniedrigten Bioverfügbarkeit für
Nährstoffe das Wachstum der Pflanzen vermindert werden kann, zeigten Vergleiche mit
dem Waldboden. So waren in der Waldbodenvariante im Vergleich zu den Bauschutt-
varianten die Biomassezuwächse an den Pflanzen deutlich höher.
Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen weisen weiterhin hohe Kohlenstoffgehalte
auf, da diese zu einem großen Teil aus carbonathaltigem bzw. alkalisierendem,
technogenem Ausgangssubstrat aufgebaut sind. Anorganischer Kohlenstoff (Canorg-
Gehalt) ist im Waldboden und im Sand nur in sehr geringer Menge nachweisbar (s.
Abb. 22), während Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemische einen relativ hohen
anorganischen Kohlenstoffgehalt aufweisen. Im Waldboden und Sandsubstrat sind nur
niedrigere Calciumcarbonatgehalte (CaCO3) nachgewiesen worden, im Gegensatz zum
Bauschutt, der 6- bis 11-fach höhere Canorg-Gehalte aufweist. Diese sind für den hohen
pH-Wert und die hohe pH-Pufferkapazität im Bauschutt verantwortlich (s. Tab. 6).
Es konnte festgestellt werden, dass die vom Elementaranalysator (CNS-2000, Fa.
LECO) abgeleiteten Ct-Gehalte im Bauschutt durch teilweise miterfasste Holz- und
Kohleanteile besonders hoch ausgefallen sind, was für technogene Substrate typisch ist,
da sie oft fossile organische Substanzen wie Kohle, Koks und Holzkohle enthalten
(HILLER, 1996). Die im Waldboden bestimmten Corg-Gehalte (9,91 %) entsprechen
nahezu den von NEITE (1989) ermittelten Werten für Buchenwald (9,4 %) und geben
zum überwiegenden Anteil auf totes biologisch abbaubares Pflanzenmaterial zurück. In
diesen biologischen Recycling-Prozess sind die Mykorrhizapilze in besonderem Masse
einbezogen und versorgen darüber auch ihre Wirtzpflanzen mit Nährstoffen.
So ist auch bekannt, dass Stickstoff (N) in Böden zu über 95 % nicht pflanzen-
verfügbar in organischen Verbindungen vorliegt. Pflanzen können Stickstoff nur in
Form von anorganischen Verbindungen aufnehmen, d.h. es muss vorher eine N-
Mineralisierung durch mikrobielle Umwandlung stattfinden. Dabei wird N-Minerali-
sierung durch verschiedene Faktoren wie z.B. Wassergehalt, Temperatur, C/N-
Verhältnis und pH-Wert im Boden beeinflußt.
Das Verhältnis des organischen Kohlenstoff-Gehaltes zum Gesamtstickstoff-Gehalt
(C/N-Verhältnis) ist eine wichtige Potenziel-Kenngröße für die mikrobielle Aktivität
im Boden. C/N-Verhältnisse von 10-20 werden in Bezug auf eine ausreichende
Freisetzung von org. gebundenem Stickstoff als durchschnittlich angesehen (SCHEFFER
Diskussion 103
& SCHACHTSCHABEL, 1992). Die hier festgestellten C/N-Verhältnisse von 20 bei
Waldboden entsprechen somit einer ausreichenden Versorgung. Dagegen weisen die
C/N-Verhältnisse im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen aufgrund der
niedrigen Corg-und N-Gehalte ein ökologisch ungünstiges Verhältnis auf, was zu einem
geringen Pflanzenwachstum und niedriger bodenbiologischer Aktivität führt.
Dabei ist in besonderen Masse zu berücksichtigen, dass die fossilen organischen
bzw. pyrolytisierten C-Verbindungen das C/N-Verhältnis bezogen auf die Erfassung der
mikrobiologischen Abbaupotenzials in Abhängigkeit von deren Anteil verschieden und
zudem auch durch deren geringen N-Gehalt schwer werten lassen (s. Abb. 23). Deshalb
kann das C/N-Verhältnis (s. Abb. 24) für die verwendeten Substrate zur Beurteilung der
mikrobiellen Aktivität nur bedingt herangezogen werden. Die ermittelten C/N-
Verhältnisse im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen entsprechen den von
BLUME (1992) dokumentierten Werten von 20 bis 39. Die gefundenen Mykorrhi-
zierungsraten in den Bauschuttvarianten liegen bei 24-34% und sind damit eher im
schwach mykorrhizierten Bereich anzusiedeln.
In der Regel entwickelt sich eine Mykorrhiza optimal bei einem Mangel an
pflanzenverfügbaren Stickstoff- und Phosphatgehalten im Boden. Liegt allerdings ein
zu großer Stickstoffmangel vor, wird auch die Mykorrhizabildung gehemmt. Steht
dagegen Stickstoff in Form von Ammonium- wie organischen Verbindungen in
genügender Menge, auch bei gleichzeitigem Phosphatmangel, zur Verfügung, so kann
die Mykorrhiza gut ausgebildet werden. Jedoch bei ausreichendem Phosphatangebot,
unabhängig vom Stickstoffgehalt, wird die Bildung der Mykorrhiza eingeschränkt
(MEYER, 1962). Bei der Ausbildung der Mykorrhiza stellt das Phosphatangebot den
limitierenden Faktor dar. So kann bezogen auf die Deutung der erhaltenen Ergebnisse
festgestellt werden, dass der niedrige Mykorrhizierungsgrad auf die für die Ernährung
von Pflanzen als ausreichend anzusehenden Phosphatgehalte (22,5 mg/100g Boden)
zurückgeführt werden kann.
Diskussion 104
4.4.2. Pflanzenverfügbare Nährstoffmengen im Boden
In der vorliegenden Arbeit wurde die pflanzenverfügbaren Nährstoffmengen von K+,
Ca2+, Na+ und Mg2+ in verschiedenen Böden untersucht. Gegenüber der Gesamtmenge
ist die Menge der in der Bodenlösung vorkommenden bzw. extrahierbaren Ionen
normalerweise äußerst gering (GISI, 1990). Für die Beurteilung des Nährstoffpotenzials
eines Bodens ist jedoch der pflanzenverfügbare Ionenanteil sehr wichtig (MENGEL,
1991), da die Bestimmung des Gesamtgehaltes nur bedingt den pflanzenphysiologisch
relevanten Elementgehalt wiedergibt. Die Nährstoffaufnahme ist nicht nur vom
Nährstoffstatus im Boden, sondern auch vom artspezifischen Aufnahmevermögen der
einzelnen Pflanzen wie auch der Mykorrhizapilzpartener abhängig (LYR et al., 1992).
Die Pflanze kann das Bodenmilieu aktiv beeinflussen, sie gibt z.B. H+-Ionen und
Chelatoren ab, um Nährstoffe, insbesondere Kalium, Calcium, Magnesium und
Phosphat aufnehmen zu können, oder sie bedient sich der Mykorrhiza, bei der die
Pilzpartner in der Lage sind, für die Pflanze nicht erreichbare Nährstoffe verfügbar zu
machen (GEORGE & MARSCHNER, 1996).
Die Ergebnisse der pflanzenverfügbaren Nährstoffmengen von K+, Ca2+, Na+ und
Mg2+ in den untersuchten Böden und insbesondere in den Bauschutt und in der
Bauschutt/Sand-Gemischen deuten darauf hin, dass diese Substrate im Gegensatz zum
Waldboden für das Pflanzenwachstum nur bedingt geeignete bodenchemische
Eigenschaften besitzen (s. Abb. 25a-25d). Mit Ausnahme von Magnesium (Mg) weisen
Bauschutt und die Bauschutt/Sand-Gemische im Vergleich zum Waldboden die 4-
fachen Kalium-, die 10-fachen Calcium- und die 10-fachen Natrium-Gehalte auf. Diese
sehr hohen Gehalte an austauschbaren Kationen insbesondere Calcium und Natrium
(Wasserextrakt) im Bauschutt können auf die technogenen Ausgangssubstrate wie z.B.
Ziegel, Mörtel und Beton zurückgeführt werden und stehen in Übereinstimmung mit
den Ergebnissen von HILLER (1996).
Während der hohe K- und Ca-Gehalt in sehr heterogenen Bauschuttgemengen wohl
keine schädigende Wirkung auf das Wachstum der Pflanzen und des eingesetzten
Mikroorganismen hat, könnte insbesondere der hohe Na-Gehalt (Salzeffekt) einen
negativen Effekt auf das Wachstum von Pflanzen und auch des Mykorrhizapilzes
Diskussion 105
ausüben. Extrem hohe Salzkonzentrationen im Boden wirken auf Mikroorganismen
insbesondere auf die Mykorrhizapilze schädlich und führen zur Reduktion des
Pilzwachstums (REDDELL, 1986; DIXON et al.,1993), obwohl Mykorrhizapilze wie z.B.
Pis. tinctorius bei hohen Salzkonzentrationen durchaus wachsen können (NAGARAJAN
& NATARAJAN, 1999). Daher ist es wichtig bei Wiederaufforstungs- und insbesondere
Rekultivierungsmaßnahmen mit Bäumen Pilze je nach Bodengegebenheiten (z.B.
bezogen auf Salztoleranz hin) zu selektieren und so Inokula zu entwickeln, die ein
Pflanzen- und insbesondere Baumwachstum auf z.B. auch salzbelasteten Standorten
(z.B. Küstenregionen) ermöglichen und gewährleisten (PERRY et al., 1987).
Wie in der Tabelle 7 zu erkennen ist, sind insbesondere hinsichtlich der Calcium-
Konzentrationen im Bauschutt große Unterschiede zwischen der Extraktion mit H2O
und NH4Cl sowie dem Schüttel-Extrakt mit Ammoniumlaktatessigsäure festzustellen.
Dies zeigt auf, dass die Freisetzung der Kationen im Boden nicht unwesentlich von der
Extraktionsmethode und dem Extraktionsmittel abhängig ist (MEIWES et al., 1984), was
die Beurteilung der Pflanzenverfügbarkeit schwierig macht. Im Gegensatz zu den
vorliegenden Ergebnissen konnte PRENZEL (1982) aus einem Waldboden eine größere
Menge Kationen mit Wasser als mit NH4Cl extrahieren, was eventuell auch auf die Art
der Durchführung (Perkolationsverfahren) zurückzuführen ist. Insbesondere ist zu
berücksichtigen, dass die Wurzeln wie auch die aufnehmenden Pilze durch Abgabe von
Protonen, organischen Säuren sowie Enzymen die Ionenverfügbarkeit in der
Rhizosphäre in erheblichem Maße beeinflussen können. Aus diesem Grund ist die
Aussagekraft der verschiedenen Extraktionsverfahren gerade im Zusammenhang mit
besonderen Gegebenheiten kritisch zu betrachten.
4.4.3. Kationengesamtgehalte in Sproß und Wurzel mykorrhizierter Pflanzen
Zur Untersuchung des Mineralstoffhaushaltes der Pflanzen wurden die
Gesamtgehalte der Nährelemente von Sproß und Wurzeln mykorrhizierter Pflanzen
herangezogen. Die Mineralsalze werden von der Wurzel aus der Bodenlösung in Form
von Kationen oder Anionen aufgenommen. Es wird angenommen, dass die Wurzeln
über die Abscheidung von H+ bzw. OH– (oder HCO3– ) im Überschuss aufgenommenen
Diskussion 106
Kationen bzw. Anionen ausgleichen (MENGEL & STEFFENS, 1982), wobei Überschuß
bedeutet, dass die Summe aller aufgenommenen Kationen die Summe aller
aufgenommenen Anionen übersteigt (Kationenüberschuß) bzw. umgekehrt (Anionen-
überschuß), was ganz wesentlich dann auch wieder den pH-Wert insbesondere im
Rhizosphärenbereich beeinflusst.
Die vorliegenden Ergebnisse zeigen (s. Tab. 9 und Abb. 41a), dass Kalium (K+) im
Sproß bei allen Bodenvarianten - mit Ausnahme des Waldbodens - in höherer
Konzentration als in den Wurzeln angereichert ist. Diese relativ hohen K-Gehalte im
Sproß - insbesondere auf Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen - könnten auf
einen erhöhten Bedarf an diesen Ionen in den photosynthetisch aktiven Teilen der
Pflanze (Förderung der Wasseraufnahme von Wurzeln durch eine aktive Beteiligung an
der Öffnung und dem Schließen der Stomata) zurückgeführt werden (SIEGHARDT, 1987;
MENGEL, 1991). Weiterhin könnte dies eine Folge des hohen Salzgehaltes im Bauschutt
sein. Nach Untersuchungen von CLARKSON und HANSON (1980) wird Kalium von den
Pflanzen im höchsten Ausmaß aufgenommen und dient den Zellen auch zur Einstellung
des osmotischen Werte. Nach Angabe von MENGEL (1991) kann K-Mangel im Boden
(z.B. in Sand) auf verschiedenen Ebenen die Photosynthese und den Wasserhaushalt
von Pflanzen beeinträchtigen. Es ist anzunehmen, dass die hier untersuchten Pflanzen
im Sandsubstrat unzureichend mit Kalium versorgt waren, worauf auch die ermittelten
Gehalte hindeuten (Sproß 4,81 mg/g TG und Wurzel 3,66 mg/g TG). Auf einen K-
Mangel weisen auch das verringerte Sproßwachstum und die Aufhellung der Nadeln hin
(s. Abb. 36b). Bei grünen Pflanzen ist ein K-Gehalt unter 15 mg/g TG als Mangel-
zustand zu werten. Kaliumkonzentrationen von 20-60 mg/g TG sind hinsichtlich der
Nährstoffversorgung als ausreichend zu bezeichnen (BERGMANN, 1993). K-Mangel
steht des weiteren im Zusammenhang mit einem gestörtem Wasserhaushalt (GEORGE &
MARSCHNER, 1996).
Es ist bekannt, dass mykorrhizierte Pflanzen besser wachsen als unmykorrhizierte,
was besonders auf eine bessere Nährstoffversorgung zurückzuführen ist, obwohl dies
noch kontrovers diskutiert wird. ELTROP (1993) untersuchte in diesem Zusammenhang
die Nährstoffgehalte der Nadeln unmykorrhizierter und mykorrhizierter Fichten in
verschiedenen Böden, wie z.B. auf Torfsubstrat und im Sand mit Durchflußnährlösung.
Diskussion 107
So zeigten die Experimente, dass die mit Pax. involutus mykorrhizierten Fichten in
Torfsubstrat besser gewachsen (Trockengewicht) waren und höhere K-Konzentrationen
in den Nadeln aufwiesen als die unmykorrhizierten Pflanzen. Ein weiteres Ergebnis von
ELTROP (1993) war, dass sich die Mykorrhizierungsrate der mit Pax. involutus
mykorrhizierten Pflanzen mit steigendem Nährstoffangebot verringerte.
Im Vergleich zu den anderen Kationen ist der Calciumgehalt (Ca2+) der Böden im
allgemeinen relativ hoch. Calcium ist ein essentieller Nährstoff, der vor allem für die
Zellwandbildung bei der Neubildung und dem Wachstum von Geweben, wie auch den
Wurzelspitzen, wichtig ist (TÜRK et al., 1993). Aus den vorgelegten Analysedaten von
Sproß und Wurzeln geht hervor, dass die Calciumkonzentration in den Wurzeln
insbesondere im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen gegenüber den Pflanzen
in Waldboden deutlich erhöht ist (s. Abb. 41b u. Tab. 9). Trotz der hier gemessenen
hohen pflanzenverfügbaren Ca-Gehalte im Boden (s. Abb. 25b u. Tab. 7) sind in den
Pflanzen verhältnismäßig geringe Calciummengen meßbar. Dieses Ergebnis stimmt mit
den Aussagen von MENGEL (1991) überein, der die geringe Aufnahme von Ca auf die
Schwerlöslichkeit des Calciums im Boden zurückführt. Weiterhin ist die geringe Ca-
Aufnahme in die Pflanzen (z.B. Mais- und Bohnenkeimpflanzen) auch dadurch
begründet, dass Calcium fast nur über die Wurzelspitzen aufgenommen werden kann
(MARSCHNER & RICHTER, 1974; TÜRK et al., 1993), da es nahezu ausschließlich über
den apoplastischen Weg vor der Ausdifferenzierung der Endodermis in den
Zentralzylinder gelangt. Dieser apoplastische Transportweg über die Wurzelspitzen hat
besonders für Ca2+, in geringerem Maße auch für Mg2+ Bedeutung (CLARKSON &
HANSON, 1980; HÄUSSLING et al., 1988).
Natrium (Na+) ist für die meisten Pflanzen kein essentieller Nährstoff, sondern wirkt
in hohen Konzentrationen sogar phytotoxisch, da es das Wasserpotenzial des Bodens
herabsetzt und somit zu einer Verringerung der Aufnahme und des Transportes von
Wasser in den Pflanzen führt (WAISEL, 1991; MENGEL, 1991). Wie die Ergebnisse
zeigen, weisen die Pflanzen trotz der hohen pflanzenverfügbaren Na-Konzentration im
Boden - insbesondere im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen (s. Abb. 41c u.
Tab. 7) - keine erhöhte Na-Aufnahme im Vergleich zum Waldboden und zum Sand auf,
Diskussion 108
was auf einen intakten Ionenaufnahme- bzw. auch –ausschlußmechnismus unter den
besonderen Gegebenheiten des Bauschuttes schließen lässt. Nach WAISEL (1991)
verursacht ein verringerter K-Gehalt im Boden eine Kompensationsreaktion der
Wurzel, die durch eine verstärkte Aufnahme von Natrium gekennzeichnet sein kann,
was in gutem Einklang mit den ermittelten Werten des Sandsubstrates ist (s. Abb. 41a).
Im Gegensatz zum Bauschutt und zu den Bauschutt/Sand-Gemischen wird Natrium im
Waldboden im oberirdischen Teil der Pflanzen (Sproß) stärker konzentriert als in der
Wurzel. Es ist daher zu vermuten, dass durch den Mykorrhizapilz die passive Na-
Aufnahme der Wurzel nicht inhibiert wird, sondern möglicherweise eine Na-Aufnahme
in der Pflanze begünstigt wird.
Magnesium (Mg2+) wird von den Pflanzen in geringeren Mengen als Ca2+ oder K+
aufgenommen (MENGEL, 1991). Die funktionelle Bedeutung des Magnesiums liegt vor
allem im Enzymhaushalt und bei der Proteinsynthese, sowie in der Regulation der
osmotischen Verhältnisse als Gegenion in den Vakuolen (CLARKSON & HANSON, 1980).
Wie die Abb. 41d zeigt, liegt eine gleichmäßige Mg-Konzentration sowohl im Sproß als
auch in den Wurzeln bei allen Böden vor. Dies weist darauf hin, dass genügend
pflanzenverfügbares Magnesium in allen Bodensubstraten (s. Abb. 25d u. Tab. 7) mit
Ausnahme des Sandes vorhanden war. In meiner Arbeit wurden unmykorrhizierte
Pflanzen bezüglich ihrer Nährstoffversorgung nicht untersucht, aber der positive Effekt
der Mykorrhizapilze für das Pflanzenwachstum wurde von anderen Autoren dargestellt
(z.B. ELTROP & MARSCHNER, 1996). Untersuchungen von ELTROP und MARSCHNER
(1996) im Zusammenhang mit der Ionenkonzentration in Nadeln von Fichten (Picea
abies (L.) Karst) und der Effekt einer Mykorrhizierung ergab, dass die mit Pis.
tinctorius mykorrhizierten Fichten (22 Wochen alt, im Sand mit Durchflußnährlösung)
in Nadeln eine höhere Mg-Konzentration als die unmykorrhizierten Fichten aufwiesen.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Ergebnisse bezogen auf die
Nährstoffversorgung mit K, Ca, Na und Mg für die Pflanzen im Bauschutt keine große
Unter- bzw. Überversorgung zeigen. Auffällig sind die extrem niedrigen Gehalte an
Stickstoff und biologisch verwertbaren organischen Stoffen im Bauschutt, so dass bei
der Bepflanzung solcher Substrate eine ergänzende Düngung anzuraten ist. Auf Grund
des hohen Phosphatgehaltes sowie des alkalischen Bodenmilieus wurden nur geringe
Diskussion 109
Mykorrhizierungsraten erzielt, so dass bei den gegebenen ungünstigen Versorgungs-
bedingungen allein die ausgewählten Mykorrhizapilze (Pis. tinctorius) das Pflanzen-
wachstum nur bedingt fördern konnten. Als Hauptursachen für das schwache
Pflanzenwachstum im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen kann u. a. das
Fehlen von Stickstoff und die hohen Na-Gehalte dieser Substrate angesehen werden.
Um diesem Problem zu begegnen, ist es erforderlich entsprechende Zusatzstoffe wie
z.B. Biokompost, aber auch gezielt ausgewählte Düngestoffe dem Boden zuzusetzen.
4.4.4. EDXS-Messungen zur Lokalisation verschiedener Elemente in der Wurzeln
Die Darstellung der Elementverteilung in pflanzlichen Geweben auf subzellulärer
Ebene wird durch die energiedispersive Röntgenmikroanalyse (EDXS) ermöglicht
(PLATTNER & ZINGSHEIM, 1987; BÜCKING, 1995; BÜCKING & HEYSER 1999). Um
detailliertere Aussagen zum Aufnahme- und Einlagerungsverhalten der auf dem
Bauschutt (100%) kultivierten Pflanzen machen zu können, wurden neben den
Gesamtgehalten der Nährelemente in Sproß und Wurzeln auch EDXS-Analysen zur
Darstellung der Verteilung verschiedener Elemente (K, Ca, Na, S und P) in den
verschiedenen Gewebebereichen mykorrhizierter Kurzwurzeln von Kiefern (P.
thunbergii/Pis. tinctorius) herangezogen.
Wegen der vergleichsweise sehr geringen P/B-Verhältnisse einiger Elemente, wie
z.B. bei Magnesium und den Schwermetallen, sind die Ergebnisse jedoch schwierig zu
bewerten. Die gemessenen Werte lagen nur geringfügig über der Nachweisgrenze.
Weiter hin ist die Elementdetektion auf subzellulärer Ebene bei der Röntgen-
mikroanalyse stark abhängig vom Präparationsverfahren. Das heisst, dass das
ausgewählte Einbettungsverfahren eine gute Strukturerhaltung sowie geringe Element-
verluste und -verlagerungen gewährleisten muß. Bei meinen Untersuchungen wurde die
von BÜCKING und HEYSER (1999) optimierte Methode - Cryofixierung, Tiefsttem-
peratur-Gefriertrocknung und Druckeinbettung - angewendet. Wie die Ergebnisse der
Röntgenmikroanalyse der mykorrhizierten Kurzwurzeln (Pis. tinctorius) von Bauschutt
zeigen, weisen die Elemente - K, Ca und Na - im Wurzelquerschnitt hohe P/B-
Diskussion 110
Verhältnisse auf (Abb. 42a-42c). Die hohen P/B-Verhältnisse verdeutlichen, dass diese
diffusiblen Elemente in den Zellkompartimenten angereichert wurden.
Kalium (K) ist, wie bereits erwähnt, ein wichtiges Kation in den Zellen und kann
daher in hohen Konzentrationen nachgewiesen werden. In den Kiefernwurzeln wurde
Kalium hauptsächlich in der Zellwand und im Cytoplasma der Wurzelrinde mit hohen
P/B-Verhältnissen detektiert. Hierbei konnte eine charakteristische Verteilung (Abb.
42a) beobachtet werden, und zwar steigt der K-Gehalt von außen nach innen in der
Wurzelrinde kontinuierlich an. Der gemessene Anstieg der Kalium-Konzentration in
den Zellkompartimenten der Wurzelrinde wurde auch von BÜCKING (1995) bei
mykorrhizierten und unmykorrhizierten Wurzeln der Kiefer (P. sylvestris) beobachtet.
DONNER (1987) konnte bei der Fichte ebenfalls hohe P/B-Verhältnisse im Cytoplasma
und in den Vakuolen der Wurzelrinde nachweisen. KUHN et al. (1992), die die
Verteilung der Elemente K, Ca, Na und Mg in mykorrhizierten Fichtenwurzeln
untersuchten, fanden ebenfalls einen Anstieg der Kaliumgehalte in den Zellwänden von
der Wurzelrinde bis hin zum primären Xylem.
Calcium (Ca) ist insbesondere in den pflanzlichen Zellwänden der mykorrhizierten
Kiefernwurzel zu finden. Das Element Calcium reichert sich hautsächlich im
Matrixmaterial und im Cytoplasma der Zellen des Hyphenmantels an (Abb. 42b) und
zeigte im Gegensatz zu Kalium einen von außen nach innen sinkenden Gradienten.
KUHN et al. (1992) konnten mit Hilfe von Mikrosonden-Analysen (LAMMA-Technik)
bei mykorrhizierten Fichtenkurzwurzeln ebenfalls einen von außen nach innen
abfallenden Gradienten nachweisen. Allerdings war Ca-Konzentration des Cytoplasmas
der Wurzelrinde von Kiefern (P. thunbergii/Pis. tinctorius) derart gering, dass dieses
Element unter der röntgenmikroanalytisch erfassbaren Nachweisgrenze lag.
Die Anreicherung von Natrium (Na) in Kurzwurzeln gilt als ein Maß für eine erhöhte
Bodensalinität. In diesem Zusammenhang wurden sowohl der Boden als auch die
Pflanzen untersucht. Sowohl pflanzenverfügbares Natrium im Boden (s. Abb. 25c) als
auch der Natriumgesamtgehalt in den auf Bauschutt kultivierten Pflanzen weisen (s.
Abb. 41c) - insbesondere in der Wurzel - relativ hohe Konzentrationen auf. Dies deutet
darauf hin, dass die Pflanzen zur Aufrechterhaltung ihrer osmotischen Balance
geradezu gezwungen sind, vermehrt Ionen, so auch Natrium, aufzunehmen und diese in
den Zellen anreichern. In der vorliegenden Untersuchung (s. Abb. 42c) waren erhöhte
Diskussion 111
Einlagerungen von Natrium im Cytoplasma und in der Vakuole der Zellen des
Hyphenmantels zu beobachten. Die Untersuchungen von BÜCKING und HEYSER (2000b)
mit P. sylvestris, in denen zwar die Aufnahme von Phosphat jedoch in Verbindung mit
unterschiedlichen Kationen in der angebotenen Nährlösung untersucht wurden, zeigten
ebenfalls bei hohen Na-Gehalt in der Angebotslösung eine erhöhte Einlagerung von
Natrium im Cytoplasma des Hyphenmantels von Pax. involutus. Es ist daher zu
vermuten, dass der Mykorrhizapilz durchaus durch seine Einlagerungskapazität einen
Einfluss auf die Natriumaufnahme hat, jedoch bei reichlichem Angebot die
Weiterverlagerung von Natrium in das pflanzliche Gewebe nicht wesentlich reduziert.
Die Schwefel (S)-Verteilung im Hyphenmantel und im pflanzlichen Gewebe - außer
in den Vakuolen der Wurzelrinde - ist nahezu gleichmäßig. Die geringe Akkumulation
von Schwefel im Hyphenmantel deutet auf eine uneingeschränkte Weitergabe des
Sulfats zum pflanzlichen Gewebe hin. Übereinstimmend stellte WINN-BÖRNER (1991)
fest, dass die Mykorrhizierung die Schwefelakkumulation wenig beeinflußt. Da
Schwefel im Boden mobil ist, nehmen auch unmykorrhizierte Wurzeln ausreichende
Schwefel-Mengen auf.
Die Akkumulation von Phosphor (P) in den Vakuolen des Hyphenmantels ist relativ
hoch (ca. 4,5 P/B). Im Gegensatz dazu zeigt die Kompartimentierung von Phosphor in
der Wurzelrinde keine Akkumulation in bestimmten Gewebebereichen (s. Abb. 42e).
WINN-BÖRNER (1991) und BÜCKING (1995) fanden in ihren Untersuchungen an
mykorrhizierten Feinwurzeln der Buche bzw. der Kiefer ebenfalls keine deutlichen
Akkumulationen in pflanzlichen Geweben. Die hier in den Vakuolen des Hyphen-
mantels detektierten hohen P/B-Verhältnisse sind auf Polyphosphate in den Vakuolen
zurückzuführen. Das Vorkommen von Polyphosphatgranula im Pilzpartner wurde bei
vielen Mykorrhiza-Typen (z.B. S. bovinus, Pax. involutus und Pis. tinctorius) nach-
gewiesen (ASHFORD et al., 1986; BÜCKING & HEYSER, 1999, 2000a).
Diskussion 112
4.4.5. Schwermetallgehalte im Boden (Gesamt- und pflanzenverfügbareGehalte)
Die Schwermetallgesamtgehalte im Boden allein geben nur einen geringen Hinweis
auf die Mobilität der Schadstoffe, deshalb wurden anschließend die pflanzen-
verfügbaren Schwermetallgehalte im Boden mit einer CaCl2-Extraktionslösung
ermittelt. In diesem Kapitel soll auf den Gesamtgehalt und den pflanzenverfügbaren
Schwermetallgehalt verschiedener Böden vergleichend eingegangen werden.
Wie die in Abbildung 27a-e (Schwermetallgesamtgehalte) dargestellten Ergebnisse
verdeutlichen, treten mit Ausnahme von Mangan (Mn) die Gesamtgehalte von Cd, Pb,
Cu und Zn bei allen Böden in ähnlichen Größenverhältnissen auf. Aus der Literatur ist
bekannt, dass in überwiegend aus Ziegel, Mörtel und Beton bestehenden Bauschutt-
gemengen generell erhöhte Schadstoffkonzentrationen festgestellt werden können
(MEUSER, 1996; HILLER, 1995). Die hier im Bauschutt (100%) gemessenen Gesamt-
gehalte von Cd, Pb, Cu und Zn liegen in vergleichbaren Konzentrationsbereichen. Nach
Angaben von MEUSER (1996) betrugen die Schwermetallgesamtgehalte von Bauschutt
(Gemenge aus Ziegel, Mörtel und Beton) für Cd 0,7-5,9mg/kg, für Pb 37-480mg/kg, für
Cu 24-67mg/kg und für Zn 248-1570mg/kg.
Im Gegensatz zum Schwermetallgesamtgehalt im Boden liegen die mit CaCl2
extrahierten pflanzenverfügbaren Schwermetallionen in den eingesetzten Boden-
substraten - mit Ausnahme des Mangans (Mn) im Waldboden - in sehr niedrigen
Konzentrationen vor (s. Abb. 28a-e). Trotz der hohen Schwermetallgesamtgehalte des
Bauschutts wurden mit CaCl2 nur sehr geringe Mengen Schwermetalle extrahiert (s.
Tab. 8). Obwohl der pH-Wert (s. Abb. 17) der untersuchten Böden unterschiedlich ist,
wurden insbesondere nur geringe pflanzenverfügbare Pb- und Cu-Gehalte festgestellt.
Die Löslichkeit von Schwermetallen wird durch verschiedene Bodeneigenschaften
beeinflußt, wie z.B. dem pH-Wert (HERMS & BRÜMMER, 1980; HORNBURG &
BRÜMMER, 1993; HORNBURG et al., 1995; KÖSTER & MERKEL, 1983). Die Bedeutung
des pH-Wertes ist bei manchen Elementen dominierend (WELP et al., 1999). Aber auch
die Redoxbedingungen (HERMS & BRÜMMER, 1979; WALLNÖFER & ENGELHARDT,
1995) sowie verschiedene stoffliche Komponenten, wie Fe- und Mn-Oxide und
Humussubstanzen in den Böden, beeinflussen die Löslichkeit.
Diskussion 113
Nach den Untersuchungen von HERMS und BRÜMMER (1984) ist die Löslichkeit und
Bindung der Schwermetalle im wesentlichen von Ad- und Desorptionsprozesse sowie
von Komplexierungsvorgängen organischer und anorganischer Komplexbildner
abhängig. Die vergleichsweise hohen Cd-, Pb-, Mn- und Zn-Gehalte im Waldboden
können im Vergleich zu Sand und Bauschutt auf den schwach sauren pH-Wert (5,59 in
CaCl2) des Waldbodens zurückgeführt werden (NEITE, 1989), denn mit steigendem pH-
Wert nimmt die Konzentration der mit CaCl2-extrahierbaren Schwermetalle in der
Bodenlösung ab (HERMS & BRÜMMER, 1980, 1984). Die Zunahme des Cu-Gehaltes im
Bauschutt und in den Bauschutt/Sand-Gemischen kann auf das heterogene Gemenge aus
Ziegel, Mörtel und Kalk im Bauschutt zurückgeführt werden (BLUME & RUNGE, 1978;
NEITE, 1989). Wegen der hohen Gesamtgehalte von Spurenelementen wie z.B. Cu, Mn
und Zn in Böden dürfte trotz hoher pH-Werte kein Mangel an verfügbaren
Spurenelementen bestehen. Andererseits könnte es unter besonderen Gegebenheiten zu
einer toxischen Wirkung hoher Gehalte von Cu und Zn kommen (BLUME & RUNGE,
1978).
4.4.6. Schwermetallaufnahme und –verteilung in der Pflanzen
Die Pflanzen benötigen für ihr Wachstum essentielle Spurenelemente wie z.B. Mn,
Zn, Cu, Br und Mo (ZIEGLER, 1995). Die Spurenelemente werden dann toxisch, wenn
bestimmte Konzentrationen überschritten werden (RENGEL, 1999). Viele Mykorrhiza-
pilze vermögen die Wurzeln vor einer toxischen Einwirkung der Elemente zu schützen,
indem sie die Elemente wie z.B. Schwermetalle in ihren Hyphen zurückhalten bzw.
akkumulieren (HAGEMEYER & BRECKLE 1996; BARGAGLI, 1998; HAGEMEYER, 1999).
Im folgenden Teil werden die Ergebnisse der untersuchten Schwermetalle diskutiert.
Cadmium (Cd) ist ein toxisches Element und über die Wirkungsweise wie auch
Grenzwerte des Cadmiums ist noch wenig bekannt. Nach Angaben von HAGEMEYER
(1999) liegt die Cd-Konzentration in Pflanzen normalerweise zwischen 0,05-0,2 ppm,
kann aber in kontaminierten Böden viel höher liegen. Aus den vorliegenden
Ergebnissen folgt, dass die Cd-Konzentrationen in den Wurzeln mykorrhizierter und
unmykorrhizierter Pflanzen der Waldbodenansätze etwas höher als in den anderen
Diskussion 114
Ansätzen sind (Sand und Bauschutt), da vor allem aufgrund der pH-Bedingungen der
pflanzenverfügbare Anteil in der Bodenlösung des Waldbodens höher ist als im Sand
und im Bauschutt. Dies deutet auf eine leichte Aufnahme des Cadmiums aus dem
Boden hin und auf eine relativ hohe Pflanzenverfügbarkeit. In die gleiche Richtung
weisen die Ergebnisse von WALLNÖFER & ENGELHARDT (1995), die herausfanden, dass
die Cd-Konzentrationen in den Pflanzen bei hohen Cd-Gehalten im Boden stark
ansteigen. KAHLE (1988) stellte in seinen Untersuchungen mit Buchenkeimlingen
(Fagus sylvatica) eine hohe Mobilität des Cadmiums fest.
Die Cd-Gehalte der Wurzeln mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen von
Bauschutt und Bauschutt/Sand-Gemischen weisen einen niedrigeren Cd-Gehalt als die
Wurzeln des Waldbodens auf. Es ist zu berücksichtigen, dass, insbesondere bei hohen
pH-Werten, die Cd-Verbindungen schwer löslich sind oder im Boden in schwer lösliche
Verbindungen überführt werden. Die Aufnahme und Akkumulation von Cd in die
Wurzeln ist von verschiedenen Parametern abhängig, wie z.B. Schwermetallgehalt im
Boden, Boden-pH, von der Mobilität und vom Entwicklungszustand der Pflanzen
(HAGEMEYER & BRECKLE, 1996). BERTELS (1989) fand heraus, dass das Wurzel-
Trockengewicht von Fagus sylvatica-Keimlingen mit steigender Cd-Konzentration in
der Wurzel abnimmt. Von COLPAERT und VAN ASSCHE (1993) konnte festgestellt
werden, dass die Cd-Konzentration im Sproß mykorrhizierter P. sylvestris Sämlinge
nach Cd-Angebot sehr viel niedriger war als in den Wurzeln. Durch eine Mykorrhi-
zierung mit verschiedenen Pilzen (u.a. Thelephora terrestris, Laccaria laccata und S.
bovinus) wurde der Sproß-Gehalt signifikant reduziert gegenüber den unmykorrhi-
zierten Kontrollen.
Wie in dieser Untersuchung gezeigt wurde, besitzen sowohl mykorrhizierte als auch
unmykorrhizierte Kiefernwurzeln eine Kapazität zur Zurückhaltung und Akkumulation
von verschiedenen Schwermetallen, insbesondere Blei (Pb) und Kupfer (Cu). In der
Abb. 43b-1 und 43c-1 ist zu erkennen, dass die Schwermetalle Pb und Cu in den
Wurzeln der mykorrhizierten Pflanzen im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-
Gemischen im Vergleich zu den unmykorrhizierten Wurzeln verstärkt angereichert
wurden. Da jedoch in den oberirdischen Teilen keine erhöhten Werte zu finden waren,
lässt sich daraus ableiten, dass Mykorrhizapilze gewissermaßen eine Filterfunktion
Diskussion 115
ausüben (ZIEGLER, 1995). Die Pflanzen regulieren mit der Wurzel die Spurenelement-
konzentrationen in den oberirdischen Organen (Sproß) und versuchen dort sowohl
Mangel- als auch toxische Konzentrationen zu verhindern (HAGEMEYER, 1999).
Die vorliegenden Ergebnisse (s. Abb. 43b und 43c) zeigen, dass bei niedrigen CaCl2-
extrahierbaren Pb- und Cu-Konzentrationen im Boden (s. Abb. 28b und 28c) nur
geringe Mengen dieser Schwermetalle aus den Wurzeln in den Sproß transportiert
werden. Die Translokation von Pb und Cu in die oberirdischen Pflanzenorgane ist bei
allen Bodenansätzen sowohl bei mykorrhizierten als auch bei den unmykorrhizierten
Pflanzen sehr gering. Insbesondere ist bei den Bauschuttansätzen die Konzentration von
beiden Schwermetallen in den Wurzeln der unmykorrhizierten Pflanzen deutlich
niedriger als bei den mykorrhizierten Pflanzen (s. Abb. 43b und c). Auch dieses
Ergebnis deutet auf die Akkumulation der Schwermetalle durch die ausgewählten
Mykorrhizapilze hin. Selektive Barrieren bestehen in der Pflanze auch für Blei. Zum
Beispiel reichern Fichten in der Wurzel-Trockenmasse bis zu 5800 ppm Pb an, während
die Nadeln nur 15-26 ppm Pb enthalten (KELLER & ZUBER, 1970). Dieser verminderte
Schwermetalltransport bzw. -verlagerung von der Wurzel zum Sproß kann auf die
physiologischen Gegebenheiten bei den Transportprozessen zurückgeführt werden
(HAGEMEYER, 1999).
Die Speicherung bzw. Akkumulation der Elemente in den Wurzeln wird mit der
Synthese von komplexierenden Peptiden (Phytochelatinen) und schwermetall-
bindenden Proteinen (Metallothioneine) in Verbindung gebracht (ZIEGLER, 1995). Bei
den Metallothioneinen handelt es sich um cysteinreiche Proteine, die frei von
aromatischen Aminosäuren sind und deren Synthese in den Pflanzen durch Schwer-
metalle ausgelöst wird. Bei Schwermetallbelastung wird in der Pflanze die Bildung von
Phytochelatinen induziert, die von GEKELER et al. (1989) in vielen Pflanzen nach-
gewiesen werden konnten.
So stellten die in Tabelle 13 genannten Autoren bei hohen Schwermetallgehalten in
den untersuchten Böden übereinstimmend fest, dass die mykorrhizierten Pflanzen ein
höheres Wachstum als die unmykorrhizierten Pflanzen aufwiesen, und dass die
Schwermetallkonzentrationen in den Nadeln bzw. Blättern der mykorrhizierten
Pflanzen niedriger lagen als in den unmykorrhizierten Pflanzen.
Diskussion 116
Tab. 13: Schwermetalltoleranz von verschiedenen Ektomykorrhizen mit unterschiedlichenWirtspflanzen, modifiziert nach HÜTTERMANN et al. (1999).
Metalle Kein Effekt(hohe Empfindlichkeit)
Zunahme derToleranz
Wirtspflanzen Autoren
Cd Scleroderma citrinum Suillus bovinus P2 Pinus sylvestris Colpaert & Van Assche (1993)Laccaria laccata Paxillus involutus 533 Picea abies Jentschke et al. (1998)Suillus bovinus NP1
Pb Pisolithus ticntoriusPaxillus involutus Cou
Paxillus involutus 533Laccaria laccata
Picea abies Marschner (1994, Marschner etal. 1996, 1999)
Amanita muscariaZn Thelephora terrestris Paxillus involutus Pinus sylvestris Colpaert & Van Assche (1992)
Paxillus involutus Betula Brown & Wilkins (1985)Amanita muscaria
Dies ist auch aus Untersuchungen von BROWN und WILKINS (1985) und DENNY &
WILKINS (1987a-1987d) abzuleiten, die Resistenz von Betula spp. gegenüber einer Zn-
Belastung untersucht haben. Die Birkensämlinge (Betula spp.), die mit Amanita
muscaria und Pax. involutus mykorrhiziert wurden, wiesen eine verstärkte Zn-
Resistenz auf. Ferner konnten die Autoren feststellen, dass die Erhöhung des
Pflanzenwachstums durch die Zurückhaltung bzw. Akkumulation von Zink in den
Hyphen stimuliert wurde. All diese Untersuchungen belegen, dass die Mykorrhizapilze
zu einer verminderten Schwermetallaufnahme in die Pflanze und damit der
Schwermetallgehalte im Sproß beitragen.
Dies wird auch aus der hier vorgelegten Untersuchungen deutlich. Wie die
Abbildung 43e-1 zeigt, war der Zn-Gehalt in der Wurzel - insbesondere in den
Bauschuttansätzen - viel höher als im Sproß. Die vergleichsweise höhere Zn-
Konzentration in mykorrhizierten Wurzeln ist vermutlich auf den Effekt der
vorhaltenden Akkumulation im Pilz zurückzuführen. Hinsichtlich des Zinks im Sproß
(Nadel und Stamm) lag der Zn-Gehalt in allen Ansätzen im Bereich von ca. 24-48 µg/g
Trockengewicht (s. Tab. 10). Nach Angaben von BERGMANN (1993) ist die Zn-
Konzentration in ein bis zweijährigen Kiefernadeln mit ca. 20-70 ppm
Zn/Trockengewicht als ausreichend für ein normales Wachstum anzusehen. Eine
Verringerung des schädigenden Schwermetalleinflusses auf das Sproß- und
Wurzelwachstum bei erfolgter Mykorrhizierung wird von mehreren Autoren bestätigt
(BROWN & WILKINS, 1985; JONES & HUTCHINSON 1986; COLPAERT et al., 1992a).
Diskussion 117
Beispielsweise kamen COLPAERT et al. (1999a) zu dem Ergebnis, dass die Zn-Konzen-
trationen in den Nadeln von P. sylvestris, die mit den Mykorrhizapilzen Pax. involutus
und Suillus sp. mykorrhiziert wurden, niedriger waren als in unmykorrhizierten
Pflanzen.
Ein wichtiges Ergebnis meiner Untersuchungen war, dass die mit Pis. tinctorius
geimpften Kiefernsämlinge von P. thunbergii insbesondere im Bauschutt und den
Bauschutt/Sand-Gemischen weniger Cd, Pb, Cu im Sproß aufwiesen als die
unmykorrhizierten Pflanzen. Wobei zunächst einmal verblüfft, dass die in
mykorrhizierten Wurzeln gefundenen Pb-, Cu- und Zn-Gehalte deutlich höher lagen als
in unmykorrhizierten. Da jedoch eine Anreicherung in pilzlichen Gewebe und nicht in
den Wurzelrindenzellen selbst bzw. der Pflanze erfolgte, zeigt dieses Ergebnis die
Fähigkeit des ausgewählten Mykorrhizapilzes Pis. tinctorius auf. Dabei ist zu
bedenken, dass einerseits der Mykorrhizapilz Schwermetalle speichern bzw.
akkumulieren kann und andererseits der Schwermetalltransport von der Wurzel zum
Sproß vermindert wird (HAGEMEYER & BRECKLE, 1996).
4.5. Pflanzenwachstum auf den Bodensubstraten mit Biokompost als Zusatzstoff
Für eine Wiederaufforstung belasteter Standorte, auf denen Pflanzenwachstum
lediglich in sehr eingeschränkter Form möglich ist, sind vielfältige Vorbereitungen
notwendig. Insbesondere der Optimierung des Bodensubstrats für das Pflanzen-
wachstum kommt hierbei eine entscheidende Bedeutung zu, wie auch der Pflanzen-
auswahl und Vorbehandlung, hier im speziellen einer angepassten Mykorrhizierung.
Besonders bei Steppen- und Ackeraufforstungen ist die Bodenoptimierung durch
Zugabe von organischem Material (z.B. Biokompost) und weiteren Zuschlagstoffen
(z.B. Nährstoff armen Waldboden) für Wiederaufforstungsmaßnahmen sehr wichtig
(LYR et al., 1992; HELM & CARLING, 1993). Gleiches trifft natürlich auf Halden und
aufgeschüttete Bereiche zu.
Um Bodensubstrate für das Pflanzenwachstum und die Etablierung von
Mykorrhizapilzen optimieren zu können, wurde in dieser Arbeit Biokompost aus
Grünabfällen (nach DIN 18915) als Zusatzstoff und zusätzlicher Nährstofflieferant
eingesetzt. Der für diese Untersuchung verwendete Biokompost hatte einen pH-Wert
Diskussion 118
von ca. 7 und der Gehalt an organischer Substanz lag bei über 20% des
Trockengewichtes (Inhaltstoffe von Biokompost s. Tab. 16 im Anhang).
Ein wichtiges Ergebnis meiner Untersuchungen ist, dass in dem Mischsubstrat aus
Sand, Bauschutt und Biokompost im Verhältnis von 4:2:1 (v/v) die Pflanzen und
Mykorrhizapilze ein deutlich verbessertes Wachstum aufweisen (s. Abb. 15a-15d). Der
optimale Biokompostanteil beträgt ca. 15%, d. h. eine optimale fördernde Wirkung
durch Biokompost ist durch relativ geringe Beigaben zu erreichen; höhere Zugaben
zeigen geringe Wirkungen und können sich sogar negativ auswirken. GARCIA et al.
(2000) versuchten im Freiland durch Zugabe von organischem Material und auch durch
Inokulation mit Mykorrhizapilzen (Pis. tinctorius mit Pinus halepensis) die Auf-
forstungsbedingungen in Spanien zu verbessern. Diese Untersuchungen geben einen
Hinweis auf die Wichtigkeit und praktische Bedeutung für mögliche Aufforstungs-
maßnahmen z.B. in semiariden Gebieten.
In einem Aufforstungsexperiment von QUEREJETA et al. (1998) konnte durch Zugabe
von Waldboden und von organischem Material ein positiver Effekt auf das
Pflanzenwachstum festgestellt werden. Das Experiment wurde mit Inokulaten des
Mykorrhizapilzes Pis. tinctorius und Pinus halepensis als Wirtspflanzen auf Gemischen
mit definierten Mengen Waldboden und organischem Material - z.B. Hausmüll (urban
solid refuse) - durchgeführt. Die Autoren konnten dabei zeigen, dass die Zugabe
organischen Materials keinen negativen Einfluß auf die Mykorrhizierung hatte. Die
Ergebnisse der vorliegenden Arbeit zeigen, dass die Zugabe von Biokompost einen
positiven Einfluß auf das Wachstum von Pflanzen hatte, die mit ausgewählten
Ektomykorrhizapilzen inokuliert waren. Insbesondere weisen die mit R. roseolus
(frisches Freilandisolat) inokulierten Pflanzen ein erhöhtes Sproß-Trockengewicht und
eine höhere Mykorrhizierungsrate als die mit Pis. tinctorius und S. bovinus
mykorrhizierten Pflanzen auf. Dies kann zum einen auf die Zugabe von Biokompost
zum Bodensubstrat sowie zum anderen auf die relativ gute Mykorrhizierungsfähigkeit
des frisch aus dem Freiland isolierten Mykorrhizapilzes zurückgeführt werden und als
Grundlage für weitere Untersuchungen dienen.
Für die Optimierung des Bodensubstrates müssen aber auch die bodenphysikalischen
Faktoren in besonderen Masse berücksichtigt werden, da die Ektomykorrhiza für ihre
Diskussion 119
hohen Stoffwechselaktivitäten mehr Sauerstoff benötigen als unmykorrhizierte
Feinwurzeln. Die Limitierung der Sauerstoffversorgung z.B. durch Bodenverdichtung
und Staunässe kann die Symbiose stark beeinträchtigen, da die Mykorrhizapilze aerob
sind (SLANKIS, 1974). Es wurden daher die bodenphysikalischen Eigenschaften wie
Konsistenz des Bodensubstrates insbesondere von Bauschutt berücksichtigt. Eigene
Voruntersuchungen ergaben, dass Bauschutt viele feinkörnige Bestandteile aus
Baumaterialen wie z.B. Isoliermaterial aus feinen Glasfasern enthält, welche zu einer
leichten Verdichtung des Bodens, ungünstiger Porenverteilung und schlechten
Wasserhaltefähigkeit führen. SKINNER und BOWEN (1974) konnten nachweisen, dass die
Mykorrhiza mit steigender Bodendichte die Fähigkeit verliert, Rhizomorphen zu bilden.
Außerdem weist ein dichter Boden oft Probleme mit der Nährstoffverteilung auf, was
im Besonderem eine schlechte Erreichbarkeit zur Folge hat (AGERER et al., 1986). Auch
in diesem Zusammenhang führt die Zugabe z.B. von Kompost zu deutlichen
Verbesserungen.
4.6. Anatomische Charakterisierung der Mykorrhiza
In diesem Kapitel soll zunächst auf die Ergebnisse zur Anatomie der untersuchten
Ektomykorrhiza eingegangen werden. Nachfolgend sollen mögliche Zusammenhänge
zwischen den anatomischen Gegebenheiten der Mykorrhizapilze und verschiedenen
Bodensubstraten erörtert werden. Die anatomische Charakterisierung der Mykorrhiza-
pilze erfolgte insbesondere durch licht- und rasterelektronenmikroskopische
Untersuchungen. Für ektotrophe Mykorrhizen ist die Ausbildung eines Hyphenmantels
und eines Hartigschen Netzes charakteristisch (AGERER et al., 1986; AGERER, 1987,
1991). Die Ausgestaltung des Hyphenmantels und des Hartigschen Netzes variiert je
nach Pilzart sehr stark. Beispielsweise zeichnet sich der Hyphenmantel von Suillus
bovinus durch eine mehrschichtige plektenchymatische Hyphenanordnung aus.
Während im äußeren Bereich des Hyphenmantels ein relativ lockeres Hyphengeflecht
vorherrscht, ist im inneren Bereich eine eher kompakte, plektenchymatische
Organisation der Hyphen zu erkennen. Bei der ektotrophen Mykorrhiza spielen neben
der Dichte des Hyphenmantels auch die Eindringtiefe des Hartigschen Netzes eine
große Rolle (AGERER et al., 1986). In diesem Zusammenhang soll der Einfluß
Diskussion 120
verschiedener Bodengegebenheiten auf die Morphologie des Hyphenmantels und des
Hartigschen Netzes diskutiert werden. Die lichtmikroskopischen Aufnahmen der
Abbildungen 31a-31c (Querschnitt) und der Abbildungen 32a-32c (Längsschnitt)
zeigen, dass die Entwicklung der mykorrhizierten Kurzwurzeln auf verschiedenen
Böden (Waldboden, Sand und Bauschutt) erkennbare morphologische Unterschiede
aufweist. Dabei ist zu erkennen, dass mit S. bovinus mykorrhizierte Wurzeln im
Waldboden gegenüber entsprechenden Mykorrhizen im Sand einen etwas dickeren
Hyphenmantel und ein dichteres Hartigsches Netz ausbilden.
BERGEMANN (1955) erzielte mit Koniferen auf Waldboden und auf Sand ein
vergleichbares Ergebnis. Die mykorrhizierten Pflanzen bildeten in diesen
Untersuchungen auf nährstoffarmen Sand einen relativ dünnen Hyphenmantel aus, der
oft sogar vollständig fehlt. Das Hartigsche Netz erstreckte sich in solchen Wurzeln
meistens bis zur Endodermis. Dagegen zeichneten sich die Mykorrhizen auf Waldboden
durch einen relativ dicken Hyphenmantel aus und das englumige Hartigsche Netz drang
nur selten weiter als 2-3 Rindenschichten vor. In meinem Versuch zeigten die
mykorrhizierten Wurzeln im Bauschutt einen noch deutlicheren Unterschied bei der
Bildung von Hyphenmantel und Hartigsches Netz zu den Wurzeln im Waldboden und
im Sand. Dabei konnte beobachtet werden, dass die Wurzeln im Bauschutt einen dicken
Hyphenmantel ausbilden und das Hartigsche Netz fast bis zur Endodermis
eingedrungen ist (Abb. 31c).
Auch BERGEMANN (1955) untersuchte den Einfluss verschiedener Bodentypen
(Waldboden, Ackerboden und Sand) auf die Ausbildung von Mykorrhizen bei
verschiedenen Koniferen. Auch er konnte eine ganz unterschiedliche Ausgestaltung der
Mykorrhizen in Abhängigkeit von den Bodensubstraten feststellen, wobei anzumerken
ist, dass weniger das Bodensubstrat an sich als viel mehr unterschiedliche Nährstoff-
konzentrationen, Feuchtigkeitsgehalte und pH-Werte sich in den Boden in diesen
morphologischen Unterschieden manifestieren. Durch die unterschiedlichen
Bodenbedingungen kann wahrscheinlich das Gleichgewicht in der Symbiose besonders
auf Bauschutt gestört worden sein. In wieweit und in welche Weise diese Phänomene
von oben genannten Faktoren verursacht werden, konnten an hand der hier
durchgeführten Experimente nicht abgeleitet werden. Bei unmykorrhizierten und älteren
Wurzeln (s. Abb. 33b) insbesondere aber auch bei schlechten Nährstoffversorgungs-
Diskussion 121
gegebenheiten kommt es zu verstärkten Einlagerung von Gerbstoffen in die
Zellschichten der Wurzelrinde und auch zu einer Imprägnierung der Zellwände des
Rindengewebes mit Tanninen (BEYELER, 1993). Dadurch wird die Bildung der
Mykorrhiza stark eingeschränkt, was auch BERGEMANN (1955) bereits angesprochen
hat.
4.7. Sproß- und Wurzelentwicklung auf den verschiedenen Böden
In diesem Kapitel soll der Einfluß der Mykorrhizierung insbesondere im Hinblick
auf die Auswirkungen von verschiedenen Böden auf das Pflanzenwachstum diskutiert
werden. Hierfür wurden neben makroskopischen Beobachtungen von Sproß und Wurzel
auch die Frischgewichtsdifferenz zwischen Versuchsbeginn und -ende und Sproß- und
Wurzel-Trockengewicht sowie die Mykorrhizierungsrate bestimmt. Dabei wiesen die
mykorrhizierten Pflanzen bei allen Böden ein höheres Sproß- und Wurzelwachstum als
die unmykorrhizierten Pflanzen auf (s. Abb. 36a). Bei unmykorrhizierten Pflanzen
besonders in der Bauschuttvariante sind chlorotische Veränderungen in Form gelbroter
bzw. dunkelbrauner Verfärbungen der Nadelspitzen wie in Folge von Nährstoffmangel
bzw. auch/und Schadstoffüberschuß beschrieben, deutlich zu erkennen (s. Abb. 36b,
weißer Pfeil).
Wie die Ergebnisse dieser Untersuchungen zeigen, haben die Mykorrhizapilze (Pis.
tinctorius) und die Bodeneigenschaften einen erkennbaren Effekt auf das Sproß- und
Wurzelwachstum von P. thunbergii (s. Abb. 36a und 36b). Da die Mykorrhizierung
wesentlich in die Nährstoffversorgung und Streßresistenz der Bäume eingreift (BERRY
& MARX, 1976; HARLEY, 1989), ist die Kenntnis des Mykorrhizazustandes der
Rhizotronkulturen eine wichtige Voraussetzung für die Interpretation der vorliegenden
Ergebnisse, denn durch den Ernährungszustand der Pflanzen wie auch den Grad der
Mykorrhizierung der Wurzeln wird das Sproß- und Wurzelwachstum stark beeinflusst
(SMITH & READ, 1997). Die Verminderung der Wurzelmasse bei unmykorrhizierten
Pflanzen deutet einerseits auf ernährungsbedingte Störungen in Folge des
unterschiedlichen bodenchemischen Zustands und der damit verbundenen Beein-
flussung der Wurzelentwicklung, andererseits auf eine verminderte Assimilat-
produktion hin (HARLEY, 1989).
Diskussion 122
Betrachtet man die auf Waldboden kultivierten Pflanzen, so sind sowohl hinsichtlich
der Frischgewichtsdifferenz als auch des Sproß- und Wurzel-Trockengewichtes sowie
des Sproß/Wurzel-Verhältnisses (Trockengewicht) deutliche Unterschiede zwischen
mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen zu erkennen. Dabei ist kein
Nährstoffmangel- oder Überschuß-Symptom entlang der in diesem Boden gemessenen
Werte zu beobachten. Auffallend ist weiterhin, dass sowohl die mykorrhizierten als
auch die unmykorrhizierten Pflanzen auf Waldboden ein deutlich höheres Sproß- und
Wurzelwachstum aufwiesen als die Pflanzen auf Sand, Bauschutt und dem
Bauschutt/Sand-Gemischen. Dies läßt bereits erkennen, dass der positive Einfluß der
bodenchemischen Zusammensetzung und der Effekt der nahezu vollständigen
Mykorrhizierung (Mykorrhizierungsrate 88%) im Waldboden relativ groß war.
Die Pflanzen auf Sand, die nach den bodenchemischen Untersuchungen keine
ausreichende und ausgeglichene Versorgung mit Nährstoffen aufwiesen, zeigten sowohl
im mykorrhizierten als auch im unmykorrhizierten Zustand ein deutlich inhibiertes
Sproß- und Wurzelwachstum, wobei die mykorrhizierten Pflanzen eindeutig leichte
Vorteile aufwiesen. Die Mykorrhizierung mit Pis. tinctorius führte zu einem, im
Vergleich zu den unmykorrhizierten Pflanzen, erhöhten Sproß- und Wurzel-Frisch-
bzw. Trockengewicht (s. Abb. 38 bzw. 39a und 39b).
Im Bauschutt und den Bauschutt/Sand-Gemischen haben sowohl die mykorrhizierten
als auch die unmykorrhizierten Pflanzen ein erhöhtes Sproß-Trockengewicht gegenüber
den in reinem Sand kultivierten Kiefern. Es ist zu vermuten, dass dieser Effekt
möglicherweise auf die höheren, wenn auch nicht ausgeglichenen Nährstoffgehalte des
Bausschutts bzw. der Bauschutt/Sand-Gemische zurückgeht.
Nach Angabe von HILLER (1995) in Übereinstimmung mit den vorliegenden boden-
chemischen Untersuchungen besitzen Bauschuttgemenge sehr hohe Schadstoffgehalte.
Aufgrund der hohen Schadstoffbelastung des Bauschuttes kann von einer veränderten
Nährstoff- und Wasseraufnahme ausgegangen werden. Die hier festgestellten Zunahmen
des Frischgewichtes und des Sproß-Trockengewichtes der mykorrhizierten Pflanzen in
den Bauschuttvarianten können eindeutig auf einen positiven Einfluß des ausgewählten
Mykorrhizapilzes Pis. tinctorius zurückgeführt werden und bestätigen, welche eine
Bedeutung geeigneten Mykorrhizapilzen bei der Aufforstung von Standorten mit
Diskussion 123
extremen Bodenverhältnissen zukommt. Gerade die Auswahl geeigneter symbiotischer
Pilze spielt eine besondere Rolle.
So beobachteten LEE und KOO (1983) eine höhere Mykorrhizierungsrate (80-95%)
und ein stärkeres Sproß-Wachstum bei den mit Pis. tinctorius inokulierten P. densiflora
und P. thunbergii gegenüber den mit Thelephora terrestris mykorrhizierten Pflanzen
wie auch den Kontrollpflanzen im Kulturboden (Gemisch aus Vermiculit und
Torfmoos). Dieser positive Effekt einer Mykorrhizierung auf das Sproß- und
Wurzelwachstum von Kiefern mit Pis. tinctorius im Kulturboden wurde ebenfalls von
MARX und BRYAN (1975) beobachtet, die das Pflanzenwachstum in Verbindung mit der
Entwicklung der Mykorrhiza untersuchten. Ebenso fanden COLPAERT et al. (1992b) eine
Steigerung des Sproß/Wurzel-Verhältnisses bei mykorrhizierten Pinus sylvestris
Keimlingen. Auch in den hier vorgelegten Untersuchungen zeigten die mykorrhizierten
Pflanzen in den Bauschuttvarianten ein etwas höheres Sproß/Wurzel-Verhältnis als die
unmykorrhizierten Pflanzen..
Die Untersuchungen von TRAPPE (1977) über den Effekt der Inokulation zeigen je
nach Pflanzenart und Mykorrhizapilz unterschiedliche Ergebnisse hinsichtlich des
Sproß- und Wurzel-Trockengewichtes sowie des Sproß/Wurzel-Verhältnisses. Insbe-
sondere wiesen die Hemlocksämlinge (Tsuga heterophylla) in Torf und Vermiculit mit
allen eingesetzten Mykorrhizapilzen eine deutlich erhöhte Zunahme des Sproß- und
Wurzel-Trockengewichts gegenüber den unmykorrhizierten Kontrollpflanzen auf
(TRAPPE, 1977). Auffallend dabei ist, dass die insbesondere mit Pis. tinctorius
inokulierten Pinus ponderosa Pflanzen ein reduziertes Sproß/Wurzel-Verhältnis
gegenüber den, mit den anderen Mykorrhizapilzen (Hebeloma crustuliniforme,
Laccaria laccata und Thelephora terrestris), inokulierten Pflanzen aufwiesen, was
wiederum die Wichtigkeit einer guten Vorauswahl unterstreicht.
Im allgemeinen deutet das verringerte Sproß/Wurzel-Verhältnis auf eine mangelhafte
Wasser- und Nährstoffversorgung der Pflanzen hin, d.h., die Ursachen für ein
verringertes oberirdisches Sproßtrockengewicht liegen ganz wesentlich in der
Funktionstüchtigkeit (Vitalität) des Wurzelsystems, wobei zu berücksichtigen ist, dass
bezogen auf die Mykorrhizierung verschiedene symbiotische Pilze in unterschiedlicher
Diskussion 124
Weise zur Nährstoffversorgung der Wirtspflanze beitragen und sich auch ergänzen.
Auch dies sollte bei Wiederaufforstungsmaßnahme berücksichtigt werden.
Um eine verbesserte Mykorrhizierung und somit ein verbessertes Pflanzenwachstum
auf extremen Standorten (z.B. Halden und Schuttflächen) zu erzielen, könnte einerseits
der Einsatz von Zusatzstoffen wie z.B. Biokompost vorteilhaft sein. Desweiteren
könnte wie angesprochen der gleichzeitige Einsatz von mehreren geeigneten
Mykorrhizapilzen im Rahmen einer Mischinokulation von großem Vorteil sein. So
konnten z.B. PARLADÉ und ALVAREZ (1993), dass gleichzeitige Inokulationsangebot von
Pisolithus arhizus und Rhizopogon subareolatus beziehungsweise Pisoliths arhizus und
Rhizopogon roseolus eine erfolgreiche Wiederaufforstung unterstützte, da in der Regel
ja auch die meisten höheren Pflanzen wie z.B. Kiefern, Fichte und Buche an
unterschiedlichen Standorten mit mehreren Mykorrhizapilzen gleichzeitig eine
Symbiose eingehen. In jüngster Zeit wurden durch Mischinokulationen sowohl durch
vegetative (z.B. mit Hebeloma crustuliniforme, Laccaria laccata und Pis. tinctorius)
als auch durch Sporen-Inokulation (z.B. mit R. roseolus, Rhizopogon luteolus und Pis.
tinctorius) mit Pinus pinea L. bei Wiederaufforstungen in mediterranen Regionen
(Spanien) erfolgversprechende Ergebnisse erzielt (RINCÓN et al., 2001)
4.8. Schlußfolgerungen
Die Wiederaufforstung extremer Standorte wie z.B. von Halden, Schuttflächen und
Erosionsstandorte ist mit großen Problemen verbunden, da in der Regel an diesen
extremen Standorten zum eine Mangel bzw. eine Unausgewogenheit an Nährstoffen
und Wasser herrscht, während zum anderen toxische Metallionen (Schwermetalle) und
andere Giftstoffe in hohen Konzentrationen vorliegen können. Daher sind Pflanzen an
solchen Standorten auf eine Mykorrhizierung in besonderem Masse angewiesen.
Geeignete Pilzpartner sind aber gerade an solchen Standorten kaum zu finden. Insofern
können Wiederaufforstungsmaßnahmen an diesen Standorten nur unterstützt werden,
wenn an die Standortgegebenheiten angepaßte und von den Pflanzen als Symbiose-
partner bevorzugte Mykorrhizapilze eingesetzt werden. Das Pflanzenwachstum wird
jedoch nur dann gefördert, wenn die Pflanzenwurzeln mit inokulierten Mykorrhiza-
pilzen eine Symbiose eingehen. Aus diesem Grund müssen geeignete Inokulate und
Diskussion 125
Inokulationstechniken eingesetzt werden. Da in der Symbiose insbesondere durch das
weitflächige Auswachsen der feinen Hyphen eine bessere Nährstoffaufnahme und
Wasserresorption gegeben ist, hat dieser fördernde Einfluß der Mykorrhiza besonders
auf nährstoffarmen Standorten eine große Bedeutung.
Ziel dieser Arbeit war es, für einen Haldenstandort geeignete Pflanzen auszuwählen
an Bodengegebenheiten wie auch für diese Pflanzen geeignete Mykorrhizapilze zu
isolieren und erfolgreiche Inokulationstechniken zu entwickeln, um dadurch Wege für
erfolgreiche Wiederaufforstungsmaßnahmen an extremen Standorten aufzuzeigen. Dies
beinhaltete als weitere wichtige Faktoren die Optimierung der Inokulationsmethoden
(z.B. Petrischalen-Methode), die Verbesserung der Bodenbedingungen (Zugabe von
Biokompost) und die nach Standortgegebenheiten gezielte Auswahl von Mykorrhiza-
pilzen.
Die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit zeigen:
� Die Isolation (mit optimierter Methode) von Pilzen aus Fruchtkörpern wie auch
mykorrhizierten Wurzeln von entsprechenden Standorten ist notwendig, um
geeignete Mykorrhizapilz zu selektieren und als Reinkultur für die Inokulation zu
gewinnen. In meiner Arbeit erwies sich beispielsweise der Mykorrhizapilz R.
roseolus als ein optimaler Symbiosepartner für die Kiefer (P. thunbergii) bezogen
auf neutrale bis schwachalkalische Bodengegebenheiten.
� Die beschriebene molekularbiologische Identifikationsmethode (ITS-PCR mit
anschließender DNA-Sequenzbestimmung) ermöglicht sowohl die Bestimmung der
isolierten Reinkulturen wie auch der Pilzpartner mykorrhizierter Wurzeln aus dem
Freiland.
� Zur Beobachtung und Optimierung der Inokulation von Sämlingen ist die
Petrischalen-Methode ein ideales System, das eine einfache Inokulation ermöglicht,
wobei der Mykorrhizierungsverlauf zwischen Pilz und Feinwurzeln zu jeder Zeit
beobachtet werden kann.
� Die Verwendung von Zusatzstoffen wie z.B. Biokompost und der Einsatz von
ausgewählten Mykorrhizapilzen kann bei richtiger Auswahl einen positiven Effekt
Diskussion 126
auf das Wachstum mykorrhizierter Pflanzen insbesondere auf extremen Standorten
ausüben bzw. deren Wachstum erst ermöglichen.
� Flüssigkulturen mit Pilzinokulum bieten den Vorteil, dass eine größere Zahl von
Pflanzen gleichzeitig beimpft werden können. Durch diese Methode lassen sich
deutlich erhöhte Mykorrhizerungsraten erzielen.
� Das Bodensubstrat (verschiedenartige Bodenzusammensetzung) hat in Verbindung
mit unterschiedlichen Nähr- und Schadstoffkonzentrationen Auswirkungen auf die
Morphologie der Wurzel, deren Struktur, die Ausgestaltung des Hyphenmantels und
des Hartigschen Netzes.
� Die in dieser Arbeit vorliegenden Nähr- und Schadstoffuntersuchungen von
Pflanzen und Boden lassen auf einen positiven Effekt der Mykorrhiza bezüglich der
Pflanzenetablierung wie auch des Wachstums schließen. Daraus lässt sich ableiten,
dass der eingesetzte Mykorrhizapilz (Pis. tinctorius) die Nährstoffversorgung der
Pflanzen verbessert, was die vorgelegten Analysen aufzeigen. Desweiteren bewirkt
die Akkumulation von toxischen Stoffen (z.B. Schwermetalle) durch die Mykorrhi-
zapilze eine verringerte Belastung der Wirtspflanzen.
Die beschriebenen positiven Effekte der Symbiose zwischen spezifischen
Mykorrhizapilzen (z.B. Pis. tinctorius und R. roseolus) und ausgewählten Pflanzen (P.
thunbergii) bestätigen, dass durch den Einsatz von speziell ausgewählten Symbiose-
partnern Wiederaufforstungsmaßnahmen extremer Standorte insbesondere durch
optimierte Inokulationsmaßnahmen deutlich verbessert werden können. Da sich die im
Rahmen meiner Arbeit gewonnenen Erkenntnisse ausschließlich auf Rhizotronkulturen
beziehen, muss die praxisbezogene Anwendung dieser Resultate bei Wiederauf-
forstungsmaßnahmen von extremen Standorten noch angepaßt werden.
Zusammenfassung 127
5. Zusammenfassung und Summary
5.1. Zusammenfassung
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, ein Modellsystem zur Verbesserung von Wiederauf-
forstungsmaßnahmen für extreme Standorte zu entwickeln. Als extreme Standorte wurden hier
insbesondere Halden, Schuttflächen und Erosionsstandorte Südkoreas berücksichtigt. Als Pflanzen
wurden in Korea heimische Kiefernarten (P. thunbergii und P. densiflora) ausgewählt, und als
Mykobionten die Mykorrhizapilze Pis. tinctorius und S. bovinus sowie ein R. roseolus-Isolat aus
dem Freiland eingesetzt. Als Bodensubstrate dienten hauptsächlich Waldboden, Sand und
Bauschutt. Biokompost wurde als Zusatzstoff für die Bodensubstrate verwendet. In der
vorliegenden Arbeit wurde ein besonderer Schwerpunkt auf die Wahl der geeigneten Symbiose-
partner gelegt.
Die Arbeit beinhaltet:
- Entwicklung und Optimierung einer Isolationsmethode zur Gewinnung von geeignetenReinkulturen aus Fruchtkörpern und mykorrhizierten Wurzeln aus dem Freiland,
- Identifizierung von isolierten Freiland-Mykorrhizen mit Hilfe einer molekularbiologischenIdentifikationsmethode (ITS-PCR),
- Methodenentwicklung zur in-vitro Mykorrhizierung und Optimierung des Inokulations-verfahrens mit der “Nylon-mesh-Methode“ und der “Petrischalen-Methode“,
- Erprobung einer Inokulationsmethode mit Flüssigkulturen mit dem Ziel, eine Vielzahl vonPflanzen zu inokulieren,
- Optimierungsversuche mit verschiedenen Bodensubstraten (Gemisch aus Sand, Bauschuttund Biokompost) und Inokulation mit unterschiedlichen Mykorrhizapilzen (Pis. tinctorius,S. bovinus und R. roseolus),
- Licht- und rasterelektronenmikroskopische Untersuchungen zur Entwicklung der Symbiosesowie zur Anatomie und Morphologie der mykorrhizierten Baumwurzeln undDokumentation des Mykorrhizierungsverlaufes,
- Bestimmung der verschiedenen Bodenparameter und atomabsorptionsspektrometrischeAnalysen (AAS) zum Nähr- und Schadstoffgehalt (Schwermetalle) der unterschiedlichenBodensubstrate und verschiedener Pflanzenorgane (Sproß und Wurzel) der mykorrhiziertenund unmykorrhizierten Kiefernsämlinge.
Zusammenfassung 128
Ein wichtiger Bestandteil der Arbeit war die Optimierung einer Isolationsmethode für
Mykorrhizapilze aus dem Freiland, deren pH-Optimum im neutralen bis schwach alkalischen
Bereich liegt. Im Rahmen dieser Versuche gelang es Reinkulturen aus Fruchtkörpern und aus
mykorrhizierten Wurzeln aus dem Freiland durch eine optimierte Isolationsmethode zu
gewinnen. Für die Mykorrhizierungsversuche in verschiedenen Bodensubstraten wurde
insbesondere der aus Freilandwurzeln (P. sylvestris) isolierte Mykorrhizapilz R. roseolus
herangezogen, da er ein gutes Wachstum auf MMN-Nährmedium und eine rasche Mykorrhi-
zierung der Wirtspflanzen zeigte.
Mit Hilfe einer molekularbiologischen Identifikationsmethode (ITS-PCR) konnten sowohl
aus Fruchtkörpern (Pax. involutus und Suillus luteus) als auch direkt von mykorrhizierten
Wurzeln (R. roseolus) isolierte Reinkulturen in ihrer Identität bestätigt werden.
Um eine gute Mykorrhizierungsrate zu erzielen, wurden die isolierten Freilandkulturen mit
verschiedenen Inokulationsmethoden wie z. B. der “Nylon-mesh-Methode“ und der
“Petrischalen-Methode“ erprobt. Mit der “Nylon-mesh-Methode“ konnte zwar eine schnelle
und hohe Mykorrhizierung erreicht werden, aber diese Methode zeigte im Gegensatz zur
“Petrischalen-Methode“ in den weiteren Versuchen keine großen Unterschiede bezüglich der
gewählten Bodensubstrate und Symbiosepartner.
In einem ausgesuchten Modellsystem wurden die Pflanzen (P. thunbergii und P.
densiflora) mit Flüssigkulturen von Pis. tinctorius und R. roseolus (aus dem Freiland isoliert)
erfolgreich inokuliert, um zu überprüfen, mit welchen Baumarten und welchen Mykorrhiza-
pilzen ein optimales Pflanzenwachstum und eine gute Mykorrhizierung erreicht werden kann.
Ein wichtiges Ergebnis war, dass die mit R. roseolus inokulierten P. thunbergii ein deutlich
erhöhtes Sproß- und Wurzelwachstum und eine verbesserte Mykorrhizierung im Vergleich zu
P. densiflora zeigten.
Der aus dem Freiland isolierte Mykorrhizapilz R. roseolus zeigte auf Sand/Bauschutt/Bio-
kompost Gemischen eine vergleichsweise hohe Mykorrhizierungsrate im Vergleich zu den
Mykorrhizapilzen Pis. tinctorius und S. bovinus. Alle mykorrhizierten Pflanzen wiesen
gegenüber den unmykorrhizierten Ansätzen ein deutlich erhöhtes Sproß- und Wurzel-
wachstum auf. Dies kann auf die verbesserten Bodenbedingungen durch den Einsatz von
Zusatzstoffen wie Biokompost zurückgeführt werden.
Zusammenfassung 129
Die Entwicklung der Symbiose anhand morphologischer und anatomischer Unterschiede
der mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen (P. thunbergii/Pis. tinctorius) wurden
dargestellt und bezüglich ihrer Entwicklung für die Vergleichbarkeit von Waldboden, Sand
und Bauschutt diskutiert. Bezüglich der Entwicklung der Wurzeln und der Etablierung der
Mykorrhizapilze in Waldboden, Sand und Bauschutt wurden vor allem morphologische
Unterschiede hinsichtlich der Bildung des Hyphenmantels und des Hartigschen Netzes in den
Wurzelzellen festgestellt.
Um die Auswirkung von Bodenparametern auf die Entwicklung der Mykorrhiza und auf
das Pflanzenwachstum beurteilen zu können, wurden verschiedene Bodenparameter bestimmt
sowie eine Nähr- und Schadstoffanalyse (z. B. Schwermetalle) im Sproß und Wurzeln
mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen (P. thunbergii/Pis. tinctorius) durchgeführt.
Auf allen Substraten, die unterschiedliche Nähr- und Schadstoffgehalte zeigten, war ein unter-
schiedliches Wachstum der Kiefernsämlinge zu beobachten. Auffällig war dabei ein stark
reduziertes Sproßwachstum der in Sand kultivierten Sämlinge, das auf die geringen
Nährstoffgehalte zurückzuführen ist. Aber auch im Bauschutt bzw. den Bauschutt/Sand-
Gemischen war trotz des hohen Nähr- und Schadstoffgehaltes (Schwermetalle) gegenüber der
Waldbodenkontrolle ein deutlich reduziertes Sproß- und Wurzelwachstum zu verzeichnen.
Eine detailliertere Beurteilung des Sproß- und Wurzelwachstums anhand der Trocken-
gewichte zeigte, dass die mykorrhizierten Pflanzen insbesondere auf Bauschutt und den
Bauschutt/Sand-Gemischen durch ein höheres Sproß- und Wurzeltrockengewicht gegenüber
den unmykorrhizierten Pflanzen auffielen.
Das entwickelte Modellsystem hat sich zur Bearbeitung der aufgeführten Fragestellungen
bewährt. Es ist hierbei auch der Effekt der Mykorrhizierung in den Versuchsansätzen zur
Inokulation sowie die optimale Kombination zwischen den Symbiosepartnern erkennbar. In
der Mehrzahl meiner Untersuchungen spiegelt sich der förderliche Einfluss der geeigneten
Mykorrhizapilze für das Baumwachstum in den Versuchsergebnissen wieder. Eine ziel-
gerichtete und optimierte Auswahl von Mykorrhizapilzen könnte zu einem verbesserten
Wachstum von Gehölzen auf extremen Standorten führen.
Zusammenfassung 130
5.2. Summary
The aim of the present investigation was the development of a model system for an
improvement of a reforestation of extreme sites. As extreme locations here in particular, waste
dumps, rubble and eroded locations in South Korea were considered. Two domestic Pinus
species (P. thunbergii and P. densiflora) of South Korea and as mycobionts Pis. tinctorius and
S. bovinus and a field isolate of R. roseolus were selected. As soil substrates mainly forest
soil, sand, and rubble were tested. Additionally, compost was used as an additive to improve
the used soil substrates. In the present work a special emphasis was placed on the choice of
efficient symbiotic partners.
This work contains:
- development and optimization of an method to isolate and to produce suitable axenic
cultures from fruit bodies and mycorrhizal roots from the field,
- identification of field mycorrhizas by a molecular technique (ITS-PCR),
- development of an in-vitro method to establish mycorrhizas by different inoculation
techniques e. g. the "nylon mesh " and the "petri dish method",
- tests for an efficient inoculation technique with liquid cultures, in order to achieve a high
number of inoculated plants,
- test of the effect of different soil substrates (mixture on sand, rubble and compost) on
growth and mycorrhizal colonization of different mycorrhizal tree seedlings (Pis.
tinctorius, S. bovinus and R. roseolus),
- light and scanning electron microscopical investigations of the development of the
symbiosis, anatomy and morphology of mycorrhizal tree roots and documentation of the
mycorrhizal formation process,
- determination of different soil parameters, e. g. nutrient and toxic element concentrations
(heavy metals) by atomic absorption-spectroscopy (AAS) of the different soil substrates
and the different plant organs (shoot and root) of mycorrhizal and non-mycorrhizal pine
seedlings.
Zusammenfassung 131
An important component of this work was the optimization of methods to isolate
mycorrhizal fungi from the field, whose pH optimum ranges from neutral to slightly alkaline.
The extraction of axenic cultures from fruit bodies and mycorrhizal roots from the field by use
of the optimized isolation technique were successful. For the mycorrhiza inoculation in
different soil substrates, especially a field isolate of the mycorrhizal fungus R. roseolus was
used, since it showed a good growth on MMN medium and a rapid colonization of the plants
studied.
By a molecular biological based identification method (ITS-PCR), the fungal species
isolated from fruit bodies (Pax. involutus and Suillus luteus) and directly from mycorrhizal
roots (R. roseolus) was identified.
In order to obtain a good mycorrhizal colonization, different inoculation methods, e. g. the
"nylon mesh method" and "petri dish method” were tested". With the "nylon mesh method" a
rapid and effective mycorrhiza colonization was achieved, but this method differed not from
the "petri dish method" used in further attempts with respect to the selected soil substrates and
symbiotic partners.
In a model system, the plants (P. thunbergii and P. densiflora) were successfully inoculated
with liquid cultures of Pis. tinctorius and R. roseolus, in order to examine which tree species
can good be colonized and show an optimal plant growth under the experimental conditions.
The results showed that P. thunbergii plants inoculated with R. roseolus showed a higher
shoot and root growth and a better mycorrhizal colonization than P. densiflora.
With the mycorrhizal fungus R. roseolus, a better mycorrhizal colonization rate in the
sand/rubble/compost mixture could be obtained than with the mycorrhizal fungi Pis. tinctorius
and S. bovinus. Mycorrhizal plants showed generally a better shoot and root growth than non-
mycorrhizal control plants.
The development of the symbiosis based on morphological and anatomical differences of
mycorrhizal and non-mycorrhizal roots (P. thunbergii/Pis. tinctorius) were presented and their
development on the different soil substrates, forest soil, sand and rubble, is discussed.
Concerning the development of the roots and the establishment of the mycorrhizal fungi
within roots in forest soil, sand and building debris, morphological differences of the
Zusammenfassung 132
formation of the hyphal sheath and the Hartig net within the mycorrhizal root cortex were
determined.
In order to be able to determine the effect of soil parameters on the development of the
mycorrhiza and on plant growth, different soil parameters as well as nutrient and toxic
element (e.g. heavy metals) concentrations in shoots and roots of mycorrhizal and
nonmycorrhizal plants (P. thunbergii/Pis. tinctorius) were determined. The growth of the pine
seedlings differed dependent on the soil substrate. There was a remarkably reduced shoot
growth of the seedlings cultured in sand, which is obviously due to the low nutrient contents
of this substrate. However, also in rubble and rubble/sand mixtures, which contained high
levels of nutrients and toxic elements (heavy metals), a clearly reduced shoot and root growth
was observed compared to the control grown on forest soil. Especially on rubble and
rubble/sand mixtures mycorrhizal plants showed remarkably higher shoot and root dry
weights than the nonmycorrhizal plants.
The developed model system was useful for the answering of different questions. The
effect of the mycorrhizal formation on the inoculation attempts, and the optimal combination
of various symbiotic partners are also detected here. In the majority of the investigations, the
positive effect of efficient mycorrhizal fungi for the tree growth was obvious. A purposeful
and optimized selection of mycorrhizal fungi could lead to an improved plant growth on
extreme sites.
Literaturverzeichnis 133
6. Literatur
AGERER, R. BRAND, F. & GRONBACH, E. (1986): Die exakte Kenntnis der Ektomykorrhizen alsVoraussetzung für Feinwurzeluntersuchungen im Zusammenhang mit dem Waldsterben.AFZ 20, 497-503.
AGERER, R. (1987): Colour Atlas of Ectomycorrhizae. Einhorn Verlag, Schwäbisch Gmünd.
AGERER, R. (1991): Characterisation of ectomycirrhiza. In: Norris, J.R., Read, D.J. & Varma, A.K.(eds.): Techniques for mycorrhizal research. Methods in Microbiology 23, 25-73.
AGERER, R. (1995): Anatomical characteristics of identified ectomycorrhizas: an attempt towards anatural classification. In: Varma, A., Hock, B.(eds.): Mycorrhiza: function, molecularbiology and biotechnology. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg New York, 685-734.
AGERER, R. & RAMBOLD, G. (1996): DEEMY, a DELTA-based information system forcharacterization and Determination of Ektomycorrhizae. Section Mycology, Institute ofSystematic Botany, University of München. Germany.
ALVAREZ, M. (2001): Die Bedeutung ektotropher Mykorrhiza für die Nährstoffversorgung vonNothofagus obliqua. Untersuchungen unter Berücksichtigung der Boden- undNährstoffbedingungen der Nothofagus-Wälder in Südchile im Hinblick aufWiederaufforstung und nachhaltige Forstwirtschaft. Dissertation im Fachbereich 2 derUniversität Bremen.
ASHFORD, A.E., PETERSON, R.L., DWARTE, D. & CHILVERS, G.A. (1986): Polyphosphate granules ineucalypt mycorrhizas: determination by energy dispersive x-ray microanalysis. Can. J.Bot. 64, 677-687.
BARGAGLI, R. (ed.)(1998): Trace Elements in Terrestrial Plants. An Ecophysiological Approach toBiomonitoring and Biorecovery. Springer-Verlag Berlin, Heidelberg.
BEHRMANN, P. (1995): Entwicklung, Struktur und Funktion der Endodermis in mykorrhizierten undnicht-mykorrhizierten Baumwurzeln unter besonderer Berücksichtigung der Kiefer(Pinus sylvestris L.). Dissertation im Fachbereich 2 der Universität Bremen.
BERGEMANN, J. (1955): Die Mykorrhiza-Ausbildung einiger Koniferen-Arten in verschiedenenBöden. Zeitschr. f. Weltforstwirtsch. 18, 184-202.
BERGMANN, W. (1993): Ernährungsstörungen bei Kulturpflanzen. Gustav Fischer Verlag, Jena,Stuttgart. 835 pp.
Literaturverzeichnis 134
BERRY, C.R. & MARX, D.H. (1976): Sewage sludge and Pisolithus tinctorius ectomycorrhizae: theireffects on growth of pine seedlings. Forest Sci. 22, 351-358.
BERTELS, C. (1989): Untersuchungen zur Wirkung von Cadmium auf die Wurzelentwicklung vonBuchenkeimlingen (Fagus sylvatica L.). Diploma dissertation, University of Bielefeld,Germany.
BEYELER, M. (1993): Gerbstoffe in nicht mykorrhizierten und mykorrhizierten Buchen-Feinwurzeln;Charakterisierung, Vorkommen und Bedeutung. Dissertation in Fachbereich 2 derUniversität Bremen.
BLASCHKE, H. (1986): Vergleichende Untersuchungen über die Entwicklung mykorrhizierterFeinwurzeln von Fichten in Waldschadengebieten. Forstw.Cbl. 105, 477-487.
BLUME, H.-P. & RUNGE, M. (1978): Genese und Ökologie innerstädtischer Böden aus Bauschutt. Z.Pflanzenernähr. Bodenk. 141, 727-740.
BLUME, H.-P. (1992): Handbuch des Bodenschutzes. Bodenökologie und –belastung. Vorbeugendeund abwehrende Schutzmaßnahmen. 2. Auflage. Ecomend. Landsberg.
BONFANTE, P., BALESTRINI, R., MARTINO, E., PEROTTO, S., PLASSARD, C. & MOUSAIN, D. (1998):Morphological analysis of early contacts between pine roots and two ectomycorrhizalSuillus strains. Mycorrhiza. 8 (1), 1-10.
BOWEN G.D., SKINNER, M.F. & BEVEGE, D.L. (1974): Zinc uptake by mycorrhizal and uninfectedroots of Pinus radiata and Araucaria cunninghamii. Soil Biology and Biochemistry 6(3),141-144.
BROWN, M.T. & WILKINS, D.A. (1985): Zinc tolerance of mycorrhizal Betula. New Phytol. 99, 101-106.
BÜCKING, H. (1995): Untersuchungen zur Aufnahme, Speicherung und verteilung von Phosphor inunmykorrhizierten und mykorrhizierten Sämlingen von Pinus sylvertris L.. Dissertationim Fachbereich 2 der Universität Bremen.
BÜCKING, H. & HEYSER, W. (1999): Elemental compostion and function of polyphosphates inectomycorrhizal fungi- an X-ray microanalytical study. Mycol. Res, 103, 31-39.
BÜCKING, H. & HEYSER, W. (2000a): Subcellular compartmentation of elements in non-mycorrhizaland mycorrhizal roots of Pinus sylvestris: an X-ray microanalytical study. I. Thedistribution of phosphate. New Phytol. 145, 311-320.
BÜCKING, H. & HEYSER, W. (2000b): Subcellular compartmentation of elements in non-mycorrhizaland mycorrhizal roots of Pinus sylvestris: an X-ray microanalytical study. II. Thedistribution of calcium, potassium and sodium. New Phytol. 145, 321-331.
Literaturverzeichnis 135
CHU-CHOU, M. (1979): Mycorrhizal fungi of Pinus radiata in New Zealand. Soil Biol. Biochem. 11,557-562.
CLARKSON, D.T. & HANSON, J.B. (1980): The mineral nutrition of higher plants. Ann. Rev. PlantPhysiol. 31, 239-298.
COLPAERT, J.V., JOZEF, A. & VAN ASSCHE, J.A. (1992a): Zinc toxicity in ectomycorrhizal Pinussylvestris. Plant and Soil 143, 201-211.
COLPAERT, J.V., VAN ASSCHE, J.A. & JUIJTENS, K. (1992b): The growth of the extramatericalmycelium of ectomycorrhizal fungi and the growth response of Pinus sylvestris L.. NewPhyto. 120, 127-135.
COLPAERT, J.V. & VAN ASSCHE, J.A. (1993): The effects of cadmium on ectomycorrhizal Pinussylvestris L.. New Phytol. 123, 325-333.
DEGE, E. (1986): Die Industrialisierung Südkoreas. Geographische Rundschau. Heft 10, S. 522-530.
DENNY, H.J. & WILKINS, D.A. (1987a): Zinc tolerance in Betula spp.. I. Effect of externalconcentration of zinc on growth and uptake. New Phytol. 106, 517-524.
DENNY, H.J. & WILKINS, D.A. (1987b): Zinc tolerance in Betula spp.. II. Microanalytical studies ofzinc uptake into root tissues. New Phytol. 106, 525-534.
DENNY, H.J. & WILKINS, D.A. (1987c): Zinc tolerance in Betula spp.. III. Variation in response tozinc among ectomykorrhizal associates. New Phytol. 106, 535-544.
DENNY, H.J. & WILKINS, D.A. (1987b): Zinc tolerance in Betula spp.. IV. The mechanism ofectomycorrhizal amelioration of zinc toxicity. New Phytol. 106, 545-553.
DIXON, R.K.; RAO, M.V. & GARG, V.K. (1993): Salt stress affects in vitro growth and in situsymbioses of ectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza 3, 63-68.
DONNER, B. (1987): Analytische Untersuchungen an Feinwurzeln immissionsbelasteter Wald-undParkbäume. Dissertation im Fachbereich 2 der Universität Bremen.
DUDDRIDGE, J.A., MALBARI, A. & READ, D.J. (1980): Structure and function of ectomycorrhizalrhizomorphs with special reference to their role in water transport. Nature 287, 834-836.
DUDDRIDGE, J.A. (1986): The development and ultrastructure of ectomycorrhizas. III. Compatible andincompatible interactions between Suillus grevillei (klotzsch) sing. and 11 species ofectomycorrhizal hosts in vitro in the absence of exogenous carbohydrates. New Phytol.103, 457-464.
EGGER, K.N. (1994): Molecular analysis of ectomycorrhizal fungi communities. Canadian Journal ofBotany. 73, 1415-1422.
Literaturverzeichnis 136
ELTROP, L. (1993): Role of Ectomycorrhiza in the Mineral Nutrition of Norway Spruce Seedlings(Picea abies (L.) Karst.) Verlag, Ulrich E. Grauer, Stuttgart, Germany.
ELTROP, L. & MARSCHNER (1996): Growth and mineral nutrition of non-mycorrhizal and mycorrhizalNorway spruce (Picea abices) seedlings grown in semi-hydroponic sand culture. I.Growth and mineral nutrient uptake in plants supplied with different forms of nitrogen.New Phytol. 133, 469-478.
FINCK, A. (1989): Dünger und Düngung, Verlag Chemie, Weinheim, New York.
FRANK, A.B. (1885): Über die auf Wurzelsymbiose beruhende Ernährung gewisser Bäume durchunterirdische Pilze. Ber. deut. Bot. Ges. 3, 139-143.
FRITZ, E. (1980): Microautoradiographic localization of assimiates in phloem: Problems and newmethod. Ber. Dtsch. Bot. Ges. 93, 109-121.
GARCIA, C., HERNANDEZ, T., ROLDAN, A., ALBALADEJO, J. & CASTILLO, V. (2000): Organicamendment and mycorrhizal inoculation as a practice in afforestation of soils with Pinushalepensis Miller: effect on their microbial activity. Soil Biology & Biochemistry 32,1173-1181.
GEKELER, W., GRILL, E. & WINNACKER, E.-L. (1989): Survey of the plant kingdom for the ability tobind heavy metals through phytochelatins, Z. Naturforsch. 44c, 361-369.
GERHARDT, E. (1997): Der grosse BLV-Pilzführer für unterwegs. BLV Verlagsgesellschaft mbH,München, pp 718.
GEORGE, E. & MARSCHNER, H. (1996): Nutrient and water uptake by roots of forest trees. Z.Pflanzenernähr. Bodenk. 159, 11-21.
GISI, U. (1990): Bodenökologie. Georg. Thieme Verlag, Stuttgart, New York.
HAGEMEYER, J. & BRECKLE, S.-W. (1996): Growth under trace element stress, In: Waisel,Y., Eshel,A. & Kafkafi, U. (eds.): Plant roots: Marcel Dekker Inc. New York, Basel, Hong Kong,P. 415-433.
HAGEMEYER, J. (1999): Ecophysiology of plant growth under heavy metal stress, In: Prasad, M.N.V.& Hagemeyer, J. (eds.): Heavy metal stress in plants. Springer-Verlag Berlin Heidelberg,157-181.
HÄUSSLING, M., JORNS, C.A., LEHMBECKER, G., HECHT-BUCHHOLZ, C. & MARSCHNERH. (1988): Ion and water uptake in relation to root development in norwayspruce (Picea abies (L.) Karst.). Journal of Plant Physiology 133, 486-491.
HARLEY, J.L. & SMITH, S.E. (1983): Mykorrhizal symbiosis, Academic Press, London, UK.
Literaturverzeichnis 137
HARLEY, J.L. (1989): The significance of mycorrhiza. Mycol. Res. 92(2), 129-139.
HASELWANDTER, K. (1984): Die Herstellung von Impfgut zur Beimpfung von Forstpflanzen mitEktomykorrhizapilzen. Allgem. Forstzeitschr. 9/10, 229-230.
HEINONEN-TANSKI, H. & HOLOPAINEN, T. (1991): Maintenance of Ectomycorrhizal Fungi. In:Norris, J.R., Read, D.J. & Varma, A.K. (eds.): Techniques for mycorrhizal research.Academic Press, 413-421.
HELM, D.J. & CARLING, D.E. (1993): Use of soil transfer for reforestation on abandoned mined landsin Alaska. II Effect of soil transfers from different successional stages on growth andmycorrhizal formation by Populus balsamifera and Alnus crispa. Mycorrhiza 3, 107-114.
HERMS, U. & BRÜMMER, G. (1979): Einfluß der Redoxbedingungen auf die Löslichkeit vonSchwermetallen in Böden und Sedimenten. Mitteilgn. Dtsch. Bodenkundl. Gesellsch. 29,533-544.
HERMS, U. & BRÜMMER, G. (1980): Einfluß der Bodenreaktion auf Löslichkeit und tolerierbareGesamtgehalte an Nickel, Kupfer, Zink, Cadmium und Blei in Böden undkompostierbaren Siedlungsabfällen. Landwirtsch. Forschung. 33(4), 408-423.
HERMS, U. & BRÜMMER, G. (1984): Einflußgrößen der Schwermetallöslichkeit und –bindung inBöden. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 147, 400-424.
HILLER, D.A. (1995): Allgemeine Merkmale sowie Blei- und Zinkmobilität in urbanindustriellüberformten Böden des Brücktorviertels in Oberhausen (Ruhrgebiet). Z. Pflanzenernähr.Bodenk. 158, 269-277.
HILLER, D.A. (1996): Ökologische Standorteigenschaften urban-industriell überformter Böden desBrücktorviertels in Oberhausen (Ruhrgebiet). Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 159, 241-249.
HOCK, B., BARTUNEK, A. & WEIHENSTEPHAN, F. (1984): Ektomykorrhiza. NaturwissenschaftlicheRundschau 37 (11), 437-444.
HORNBURG, V. & BRÜMMER, G.W. (1993): Verhalten von Schwermetallen in Böden. 1.Untersuchungen zur Schwermetallmobilität. Z. Pflanzenernähr. Bodenkd. 156, 467-477.
HORNBURG, V., WELP, G. & BRÜMMER, G.W. (1995): Verhalten von Schwermetallen in Böden. 2.Extraktion mobiler Schwermetalle mittels CaCl2 und NH4NO3. Z. Pflanzenernähr.Bodenk. 158, 137-145.
HUNG, L.L. & TRAPPE, J.M. (1983): Growth variation between and within species of ectomycorrhizalfungi in response to pH in vitro. Mycologia 75(2), 234-241.
Literaturverzeichnis 138
HÜTTERMANN, A., ARDUINI, I. & GODBOLD, D.L. (1999): Metal pollution and forest decline. In:Prasad, M.N.V. & Hagemeyer, J. (eds.): Heavy metal stress in plants. Springer-VerlagBerlin Heidelberg, 253-272.
INGESTAD, T. (1960): Studies on the nutrition tree seedlings. III Mineral nutrition of pine. PhysiologiaPlantarum 13, 513-533.
JONES, M.D. & HUTCHINSON, T.C. (1986): The effect of mycorrhizal infection on the response ofBetula papyrifera to nickel and copper, New Phytol. 102, 429-442.
JUNGK, A. & CLAASSEN, N. (1989): Availability in Soil and Acquisition by Plants as the Basis forPhosphorus and Potassium supply to Plants. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 152, 151-157.
KAHLE, H. (1988): Wirkungen von Blei und Cadmium auf Wachstum und Mineralstoffhaushalt vonJungbuchen (Fagus sylvatica L.) in Sandkultur. Dissert. Botan. 127.
KELLER, TH. & ZUBER. R. (1970): Über die Bleiaufnahme und die Bleiverteilung in jungen Fichten.Forstw. Cbl. 89, 20-26.
KINDEL, K.H. (1995): Kiefern in Europa. Gustav Fischer Verlag Stuttgart, Jena, New York
KÖSTER, H. & MERKEL, D. (1983): Beziehungen zwischen den Gehalten an Zn, Cd, Pb und Cu inBöden und Pflanzen bei Anwendung unterschiedlicher Bodenuntersuchungs-methoden.Landwirtschafl. Forsch. 39, 245-254.
KOTTKE, I. & OBERWINKLER, F. (1986): Mykorrhiza of forest trees-structure and function. Trees 1, 1-24.
KOTTKE, I., GUTTENBERGER, M., HAMPP, R. & OBERWINKLER, F. (1987): An in vitro method forestablishing mycorrhizae on coniferous tree seedlings. Trees 1, 191-194.
KUHN, A.L., BAUCH, J. & SCHRÖDER, W.H. (1992): Mikrosonden-Analysen zur Ionenaufnahme inFeinstwurzeln von Fichten (Picea abies [L.] Karst.) am Standort und in Modellsystemen.In: In: Michaelis,W. & Bauch, J. (Hrsg.): Luftverunreinigungen und Waldschäden amStandort Posttum, Forstamt Farchau/Ratzeburg, GKSS-Forschungzentrum Geesthacht,GKSS 92/E/100, 365-409.
KUNTZE, H., ROESCHMANN, G. & SCHWERDTFEGER, J. (1988): Bodenkunde (Ökosystem der Böden).Verlag. UTB, 4. Auflage.
LEE, K.J. & KOO, C.D. (1983): Inoculation of pines in a nursery with Pisolithus tinctorius andThelephora terrestris in Korea. Plant and Soil 71, 325-329.
Literaturverzeichnis 139
LEE, K.J. (1984): Growth response of Pinus rigida x P. taeda to mycorrhizal inoculation andefficiency of Pisolithus tinctorius at different soil texture and fertility with organicamendment. Jour. Korean For. Soc. 64, 11-19.
LEE, K.J. & KOO, C.D. (1992): Results of ectomycorrhizal Inoculation of pine species with Pisolithustinctorius and Thelephora terrestris in Korea. In: Read, D.J., Lewis, D.H., Fitter, A.H. &Alexander, I.J. (eds.) Mycorrhizas in ecosystems. Cambridge University Press,Cambridge, 388-389.
LEE, S.S. & HONG, SW. (1998): The 18s rDNA sequences of the basidiocarps of Tricholomamatsutake in Korea. Kor. J. Mycology 26, 256-264.
LEWIN, B. & SINGER, M. (1992): Gene und Genome. Spektrum Akademischer Verlag.
LITTKE, W., BLEDSOE,C.S. & EDMONDS R.L. (1984): Nitrogen uptake and growth in vitro byHebeloma crustuliniforme and other Pacific northwest mycorrhizal fungi. Can. J. Bot.62, 647-652.
LYR, H. (Hrsg.), FIEDLER, H.-J. & TRANQUILLINI, W. (1992): Physiologie und Ökologie der Gehölze.Gustav Fischer Verlag, Jena Stuttgart, 620 pp.
MALLOCH, D. & KUJA, A.L. (1979): Occurrence of the ectomycorrhizal fungus Pisolithus tinctoriusin Ontario. Can. J. Bot. 57, 1848-1849.
MARKS, G.C. & FOSTER, R.S. (1973): Structure, morphogenesis and ultrastructure ofectomycorrhizae. In: Marks, G.C. & Koziowski, T.T. (Eds.): Ectomycorrhizae theirecology and physiology Acad. Press Inc.. New York. 2-41.
MARSCHNER, H & RICHTER, C. (1974): Calciumtransport in Wurzeln von Mais- undBohnenkeimpflanzen. Plant and Soil 40, 193-210.
MARX, D.H. & ZAK, B. (1965): Effect of pH on Mycorrhizal Formation of Slash Pine in AsepticCulture. Forest Science 11, 66-75.
MARX, D.H. & DAVEY, C.B. (1969): The influence of ectotrophic mycorrhizal fungi on the resistanceof pine roots to pathogenic infections. III Resistance of aseptically formed mycorrhizaeto infection by Phytophthora cinnamomi. Phytophatology 59, 549-558.
MARX, D.H. & BRYAN, W.C. (1975): Growth and ectomycorrhizal development of loblolly pineseedlings in fumigated soil infested with the fungal symbiont Pisolithus tinctorius.Forest Science. 21, 245-254.
MARX, D.H. (1977): Tree host range and world distribution of the ectomycorrhizal fungus Pisolithustinctorius. Can. J. Microbiol. 23, 217-223.
Literaturverzeichnis 140
MARX, D.H. (1980): Ectomycorrhizal fungus inoculations: a tool for improving forestation practices.In: Mikola, P. (eds.). Tropical mycorrhiza research. Oxford University Press, Oxford, 13-71.
MARX, D.H. & KENNEY, D.S. (1982): Produktion of ectomykorrhizal fungus inoculum, In: Schenek,N.C. (Hrsg.): Methods and principles of mycorrhizal research. The AmericanPhytopathological Society, St. Paul, 131-146.
MARX, D.H. & CORDEL, C.E. (1988): Specific ectomycorrhizae improve reforestation andreclamation in the eastern United states. In: Lalonde, M. and Piche, Y. (Hrsg.), CanadianWorkshop on Mycorrhizae in Forestry, 1-4- May 1988. CRBF, Université Laval, SainteFoy Quédec, G1K 7P4., 75-86
MARX, D.H., RUEHLE, J.L. & CORDELL, C.E. (1991): Method for studying nursery and field responseof trees to specific ectomycorrhiza. In: Norris, J.R., Read, D.J. & Varma, A.K. (eds.):Techniques for mycorrhizal research. Academic Press, 383-411.
MENGEL, K. & STEFFENS, D. (1982): Beziehung zwischen Kationen/Anionen-Aufnahme von Rotkleeund Protonenabscheidung der Wurzeln. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 145, 229-236.
MENGEL, K. (1991): Ernährung und Stoffwechsel der Pflanze. 7. Aufl. Gustav Fischer Verlag,Stuttgart, 1-431.
MEIWES, K.J., KÖNIG, N., KHANNA, P.K., PRENZEL, J. & ULRICH, B. (1984): ChemischeUntersuchungsverfahren für Mineralboden, Auflagehumus und Wurzeln zurCharakterisierung und Bewertung der Versauerung in Waldböden. Berichte desForschungszentrums Waldökosysteme/Waldsterben, Göttingen, Band 7, 1-67.
MEUSER, H. (1993): Technogene Substrate in Stadtböden des Ruhrgebietes. Z. Pflanzenernähr.Bodenk. 156, 137-142.
MEUSER, H. (1996): Schadstoffpotential technogener Substrate in Böden urban-industriellerVerdichtungsräume. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 159, 621-628.
MEYER, F.H. (1962): Die pflanzlichen Symbiosen. Gustav Fischer Verlag. Stuttgart, 233 pp.
MEYER, F.H. (1986): Wechselwirkungen der Symbiosepartner der Ektomykorrhiza. Mikrokosmos. 75,Heft 6, 161-167.
MEYER, F.H. (1987): Extreme Standorte und Ektomykorrhiza (insbesondere Cenococcumgeophylum). Angew. Bot. 61, 39-46.
MOLINA, R. & PALMER, J.G. (1982): Isolation, maintenance, and pure culture manipulation ofectomycorrhizal fungi. In: Schenek, N.C. (Hrsg.): Methods and principles of mycorrhizalresearch. The American Phytopathological Society, St. Paul, Minesota. P. 115-129.
Literaturverzeichnis 141
MOLINA, R., MASSICOTTE, H. & TRAPPE, J.M. (1992): Specificity phenomena in mycorrhizalsymbioses: Community-Ecological consequences and praktical implications. In: Allen,M. (Hrsg.): Mycorrhizal Functioning, An integrative plant-fungal process. Chapman &Hall, New York London, 357-423.
MOLINA, R. & TRAPPE, J.M. (1994): Biology of the ectomycorrhizal genus, Rhizopogon I. Hostassociations, host-specificity and pure culture syntheses. New Phytol. 126, 653-675.
MOLINA, R., TRAPPE, J.M., GRUBISHA, L.C. & SPATAFORA, J.W. (1999): Rhizopogon. In Cairney,J.W.G. & Chambers, S.M. (Eds.): Ectomycirrhizal Fungi Key Genera in Profile. Berlin,Germany Springer Verlag, 129-161.
MOSER, M. (1963): Die Bedeutung der Mykorrhiza bei Aufforstungen unter besondererBerücksichtigung von Hochlagen. In: Lyr, H. (eds.): Mykorrhiza. Fischer, Jena 407-424.
MUELLER, W.C. & GREENWOOD, A.D. (1978): The ultrastructure and development of phenolic-storing cells fixed with caffeine. J. Exp. Bot. 29, 757-764.
NAGARAJAN, G. & NATARAJAN, K. (1999): The use of Box-Behnken design of experimente to studyin vitro salt tolerance by Pisolithus tinctorius. World Journal of Microbiology &Biotechnology 15, 197-203.
NEITE, H. (1989): Zum Einfluß von pH und organischem Kohlenstoffgehalt auf die Löslichkeit vonEisen, Blei, Mangan und Zink in Waldböden. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 152, 441-445.
NENNINGER, A. (1999): Ermittlung apoplastischer pH-Werte in ektotroph mykorrhizierten Wurzelnder Kiefer mit Hilfe der konfokalen Laser Scan Mikroskopie (CLSM). Dissertation imFachbereich 2 der Universität Bremen.
NEWTON, C.R. & GRAHAM, A. (1997): PCR. 2. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag.
PARLADÉ, J. & ALVAREZ, I. F. (1993): Coinoculation of aseptically grown Douglas fir with pairs ofectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza 3, 93-96.
PARLADÉ, J., ÁLVAREZ, I. F., & PERA, J. (1996): Ability of native ectomycorrhizal fungi fromnorthern Spain to colonize Douglas-fir and other introduced conifers. Mycorrhiza 6 (1),51-55.
PARLADÉ, J., ÁLVAREZ, I.F., PERA, J., BOUCHARD, D., GENERE, B. & LE, T.F. (1999): Effect ofinoculation and substrate disinfection method on rooting and ectomycorrhiza formationof Douglas fir cuttings. Annals of Forest Science 56 (1), 35-40.
PENG S, EISSENSTAT, D.M., GRAHAM, J.H., WILLIAMS, K. & HODGE, N.C. (1993): Growthdepression in mycorrhizal citrus at high-phosphorus supply. Plant Physiol.101:1063-1071.
Literaturverzeichnis 142
PERRY, D. A., MOLINA, R. & AMARANTHUS, M. P. (1987): Mycorrhizae, mycorrhizosphere andreforestation: current knowledge and research needs. Canadian Journal of ForestResearch 17, 929-940.
PERKIN-ELMER: Analytische Methoden der Atomabsorptionsspektroskopie (Handbuch),Bodenseewerk Perkin-Elmer & Co. GmbH, Überlingen.
PETERSON, R.L. & FARQUHAR, M.L. (1994): Mycorrhizas-integratet development between root andfungi. Mycologia 86, 311-326.
PLATTNER, H. & ZINGSHEIM, H.P. (1987): Elektronenmikroskopische Methodik in der Zell- undMolekularbiologie. Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 335 pp.
PRENZEL, J. (1982): Ein bodenchemisches Gleichgewichtsmodell mit Kationenaustausch- undAluminiumhydroxosulfat. Gött. Bodenkundl. Ber. 72. 1-113.
PRITSCH, K., BOYLE, H., MUNCH, J.C. & BUSCOT, F. (1997): Characterization and identification ofblack alder ectomycorrhizas by PCR/RFLP analyses of the rDNA internal transcribedspacer (ITS). New Phytol. 137 (2), 357-369.
PRITSCH, K., H., MUNCH, J.C. & BUSCOT, F. (2000): Identification and differentitation ofmycorrhizal isolates of black alder by sequence analyses of the IST region. Mycorrhiza10, 87-93.
QUEREJETA, J.I., ROLDAN, A., ALBALADEJO, J. & CASTILLO, V. (1998): The role of mycorrhizae, sitepreparation, and organic amendment in the afforestation of a semi-arid Mediterraneansite with Pinus halepensis. Forest Science 44 (2), 203-211.
RAMBOLD, G. & AGERER, R. (1997): DEEMY- the concept of a characterization and determinationsystem for ectomycorrhizae. Mycorrhiza. 7 , 113-116.
REDECKER, D. (2000): Specific PCR primers to identify arbuscular mycorrhizal fungi withincolonized roots. Mycorrhiza 10, 73-80.
REDDELL, P. (1986): The effects of sodium chloride on the growth and nitrogen fixation in Casuarinaobesa Miq. New Phytologist 102, 397-408.
RENGEL, Z. (1999): Heavy metal as essential nutrients. In: Prasad, M.N. and Hagemeyer, J. (eds.),Heavy Metal Stress in Plants. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 231-251.
RINCÓN, A., ALVAREZ, I.F. & PERA, J. (2001): Inoculation of containerized Pinus pinea L.seedlings with seven ectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza 11, 265-271.
ROBARDS, A.W. & SLEYTR, U.B. (1985): Low tenperature methods in biology and electronmicroscopy. Elsevier Publ. Comp., Amsterdam.
Literaturverzeichnis 143
ROLDAN, A., QUEREJETA, I., ALBALADEJO, J. & CASTILLO, V. (1996): Growth response of Pinushalepensis to inoculation with Pisolithus arhizus in a terraced rangeland amended withurban refuse. Plant and Soil 179 (1), 35-43.
SCHEFFER, F. & SCHACHTSCHABEL, P. (1992): Lehrbuch der Bodenkunde. 13. durchgeseheneAuflage, Ferdinand Enke Verlag, Stuttgart, 491 pp.
SCHLICHTING, E., BLUME, H.P. & STAHR, K. (1989): Bodenkundliches Praktikum. Parey StudientexteNr. 81, 2. Aufl., Blackwell Wissenschafts-Verlag, Berlin.
SCHLICHTING, E. (1993): Einführung in die Bodenkunde. Pareys Studientexte Nr. 58, 3. Aufl., P.Parey Verlag, Hamburg, 131 pp.
SCHMITZ, D. & WILLENBORG, A. (1992): Bedeutung der Mykorrhiza bei der Aufforstung. AllgemeineForst Zeitschrift 8, 372-373.
SCHÜLLER, H. (1969): Die CAL-Methode, eine neue Methode zur Bestimmung despflanzenverfügbaren Phosphors in Böden. Z. Pflanzenernähr. Bodenkd. 123, 48-62.
SIEGHARDT, H. (1987): Schwermetall- und Nährelementgehalte von Pflanzen und Bodenprobenschwermetallhaltiger Halden im Raum Bleiberg in Kärnten (Österreich) I. krautigePflanzen. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 150, 129-134.
SKINNER, M,F. & BOWEN, G.D. (1974): The penetration of soil by mycelial strands ofectomycorrhizal fungi. Soil Biology and Biochemistry, 6, 57-81.
SLANKIS, V. (1974): Soil Factors Influencing Formation of Mycorrhizae. Ann. Rev. Phytopathol. 12,437-457.
SMITH, S.E. & READ, D.J. (1997): Mycorrhizal Symbiosis. 2nd. Edition Academic Press, London, 605pp.
SOULAS, M.L., LE-BIHAN, B., CAMPOROTA, P., JAROSZ, C., SALERMO, M.I. & PERRIN, R. (1997):Solarization in a forest nursery: Effect on ectomycorrhizal soil infectivity and soilreceptiveness to inoculation with Laccaria bicolor. Mycorrhiza, 7 (2), 95-100.
SPURR, A.R. (1969): A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J.Ultrastruct. Res. 26, 31-34.
TAM, P.C.F. (1994): Mycorrhizal association in Pinus massoniana Lamb. and Pinus elliottii Engel.inokulated with Pisolithus tinctorius. Mycorrhiza, 4, 255-263.
TRAPPE, J.M. (1962): Fungus associates of ectotrophic mycorrhizas. Bot. Rev. 28, 538-606.
Literaturverzeichnis 144
TRAPPE, J.M. (1977): Selection of fungi for ectomycorrhizal inoculation in nurseries. Ann. Rev.Phytopathol. 15, 203-222.
TÜRK, S., GÜLPEN, M. & FINK, S. (1993): Aufnahme, Transport und Verbleib von Calcium undMagnesium in Fichten (Picea abies [L.] Karst.) und Kiefern (Pinus silvestris L.) beiunterschiedlicher Ernährung und Schadstoffbelastung. Forstw. Cbl. 112, 191-208.
ULRICH, B. (1966): Kationenaustauschgleichgewichte in Böden. Z. Pflanzenernähr. Bodenk. 113,141-159.
VAARIO, L.M., TANAKA, M., IDE, Y., GILL, W.M. & SUZUKI, K. (1999): In vitro ectomycorrhizaformation between Abies firma and Pisolithus tinctorius. Mycorrhiza 9, 177-183.
WAISEL, Y. (1991): Adaptation to salinity. In: Physiology of trees (Hrsg.: A.S. Raghavendra). JohnWiley & Sons, New York, 359-383.
WALLNÖFER, P.R. & ENGELHARDT, G. (1995): Schadstoffe aus dem Boden. In: Hock, B. & Elstner,E.F. (Hrsg.): Schadwirkungen auf Pflanzen. 3. Aufl. Spektrum Akademischer Verlag.Heidelberg, Berlin ,Oxford. 118-140.
WELP, G., LIEBE, F. & BRÜMMER, G.W. (1999): Mobilität von Schwermetallen in Böden und ihreVerfügbarkeit für Pflanzen. In: Schmidt, E.: Pflanzenbelastung auf kontaminiertenStandorten. Erich Schmidt Verlang, Berlin, p. 28-39.
WELZ, B. (1983): Atomabsorptionsspektrometrie. 3. Auflage, Weinheim:VCH.
WERNER, D. (1987): Pflanzliche und mikrobielle Symbiosen. Thieme Verlag. Stuttgart, New York.
WILSON, J.W. & HARLEY, J.L. (1983): The development of mycorrhiza on seedlings of Fagussylvatica L., New Phytol. 95, 637-695.
WINN-BÖRNER, U. (1991): Untersuchungen zur Elementaufnahme mykorrhizierter Wurzeln derBuche und der Kiefer unter Berücksichtigung des Beitrages unterschiedlicher Pilzpartnerund des jahreszeitlichen Verlaufs. Dissertation im Fachbereich 2 der Universität Bremen.
WONG, K.K.Y. & FORTIN, J.A. (1989): A Petri dish technique for the aseptic synthesis ofectomycorrhizae. Can. J. Bot. 67, 1713-1716.
ZAK, B. & BRYAN, W.C. (1963): Isolation of fungal symbionts from pine mycorrhizae. Forest. Sci. 9,270-278.
ZAK, B. & MARX, D.H. (1964): Isolation of mycorrhizal fungi from roots of individual slash pines.Forest. Sci. 10, 214-222.
Literaturverzeichnis 145
ZAK, B. (1973): Classification of mykcrrhizae. In: Marks, G.C. & Kozlowski, T.T. Ectomycorrhizaetheir ecology and physiology. Academic press, New York and London.
ZIEGLER, H. (1995): Weg der Schadstoffe in der Pflanze. In: Hock, B. & Elstner, E.F. (Hrsg.)Schadwirkungen auf Pflanzen. 3. überarb. Aufl. Heidelberg, Berlin, Oxford, SpektrumAkad. Verlag, 53-64.
ZOLONDEK, U. (1989): Untersuchungen zur Struktur und Ultrastruktur mykorrhizierter und nicht-mykorrhizierter Buchenfeinwurzeln. Dissertation im Fachbereich 2 der UniversitätBremen.
ZORN, W. & KRAUSE, O. (1999): Untersuchungen zur Charakterisierung des pflanzenverfügbarenPhosphats in Thüringer Carbonatböden. J. Plant Nutr. Soil Sci. 162, 463-469.
Anhang 146
7. Anhang
7.1. Verzeichnis der Abbildungen und Tabellen
7.1.1. Abbildungsverzeichnis
Abb. Titel Seite
1. Vereinfachtes Schema der Transportprozesse in einem mykorrhizierten Wurzelsystem ....... 5
2. Vereinfachte schematische Darstellung der Stofftransportprozesse .....................................7
3. Darstellung der Rhizotrontechnik..................................................................................................... 16
4. Schematische Darstellung eines sterilen Rhizotronsystems ............................................................. 18
5a-c Mykorrhizierung des Wurzelsystems von P. thunbergii .................................................................. 20
6. Schematische Darstellung der ribosomalen Transkriptionseinheit und der ITS-Region.................. 21
7a-b Makroskopische Aufnahme zur Gewinnung von Reinkulturen ....................................................... 34
8. Gelelektrophoretische Auftrennung von ITS-PCR-Fragmente von drei isolierten
Freilandmykorrhizapilzen................................................................................................................. 36
9. DNA-Sequenz................................................................................................................................... 36
10a-b Vergleich der Sroß- und Wurzeltrockengewichte und des S/W-Verhältnis von P. thunbergii ........ 37
11a-b Makroskopische Aufnahme mykorrhizierter Wurzeln von P. densiflora ........................................ 39
12. Makroskopische Aufnahme eines sterilen Rhizotronsystems .......................................................... 40
13. Mykorrhizierungsrate der Pflanzen P. thunbergii mit verschiedenen Mykorrhizapilzen................. 43
14. Sproß- und Wurzel-Trockengewicht und S/W-Verhältnis von P. thunbergii .................................. 43
15a-d Makroskopische Aufnahmen des Rhizotronsystems von P. thunbergii ........................................... 43
16. Darstellung des Myzelwachstums (Trockengewicht in g) in Abhängigkeit vom pH-Wert.............. 45
17. pH-Werte der eingesetzten Bodensubstrate...................................................................................... 47
18. Elektrische Leitfähigkeit der Bodensubstrate................................................................................... 47
19. Pflanzenverfügbare P-Gehalte im Boden. ........................................................................................ 48
20. Pflanzenverfügbare K-Gehalte im Boden......................................................................................... 48
21. Corg.-Gehalt der Bodensubstrate ....................................................................................................... 49
22. Canorg.-Gehalt der Bodensubstrate .................................................................................................... 49
23. Nt-Gehalt der Bodensubstrate Die vertikalen ................................................................................... 51
24. C/N-Verhältnisse der Bodensubstrate .............................................................................................. 51
25a-d Pflanzenverfügbare Kationen im Boden........................................................................................... 53
26a-c Anionengehalte in den Bodensubstraten .......................................................................................... 54
27a-e Schwermetallgesamtgehalte von Cadmium (a), Blei (b), Kupfer (c), Mangan (d) und Zink (e)
in verschiedenen Bodensubstraten ................................................................................................... 56
Anhang 147
28a-e CaCl2-extrahierbare Schwermetallgehalte von Cadmium (a), Blei (b), Kupfer (c), Mangan (d)
und Zink (e) in den untersuchten Böden .......................................................................................... 59
29a-g Darstellung des Mykorrhizierungsverlaufes von P. thunbergii mit Pis. tinctorius .......................... 62
30a-d Lichtmikroskopische Darstellung der P. densiflora und S. bovinus-Mykorrhiza............................. 65
31a-c Lichtmikroskopische Darstellung von Querschnitten durch eine primär ausdifferenzierte
P. thunbergii/S. bovinus-Mykorrhiza aus verschiedenen Böden...................................................... 66
32a-c Lichtmikroskopische Darstellung von Längsschnitten durch eine primär ausdifferenzierte
P. thunbergii/S. bovinus Mykorrhiza auf verschiedenen Böden ...................................................... 67
33a-b Lichtmikroskopische Aufnahmen von Querschnitten durch die unmykorrhizierte Kurzwurzel
von P. thunbergii auf Bauschutt ....................................................................................................... 68
34a-b Rasterelektronenmikroskopische Darstellung der P. densiflora/S. bovinus Mykorrhiza ................. 68
35a-f Rasterelektronenmikroskopische Darstellung der P. densiflora/S. bovinus Mykorrhiza ................. 69
36a-b Makroskopische Aufnahmen der Sproß- und Wurzelentwicklung mykorrhizierter und
unmykorrhizierter Pflanzen auf verschiedenen Böden..................................................................... 72
37a-c Charakteristische Feinwurzel-Morphologie ..................................................................................... 73
38. Frischgewichtsdifferenz zwischen Versuchsbeginn und Versuchsende mykorrhizierten und
unmykorrhizierten Pflanzen auf verschiedenen Bodensubstraten.................................................... 74
39a-c Vergleich der Sproß- und Wurzel-Trockengewichte sowie des Sproß/Wurzel-Verhältnises
(Trockengewicht) mykorrhizierter und unmykorrhizierter Pflanzen ............................................... 76
40. Makroskopische Auswertung der Mykorrhizierungsrate von P. thunbergii mit Pis. tinctorius...............77
41a-d Kationengesamtgehalte im Sproß und Wurzel mykorrhizierter P. thunbergii .................................. 80
42a-e P/B-Verhältnisse im Hyphenmantel und verschiedener Wurzelbereich der mit Pis. tinctorius
mykorrhizierten P. thunbergii Pflanze auf Bauschutt. ..................................................................... 82
43a-c Cadmium-, Blei- und Kupfergehalte in Sproß und Wurzel (Abb. 43a-1-43c-1) der
mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen............................................................................ 86
43d-e Mangan- und Zinkgehalte in Sproß und Wurzel (Abb. 43d-1-43e-1) der mykorrhizierten und
unmykorrhizierten Pflanzen ............................................................................................................. 87
Anhang 148
7.1.2. Tabellenverzeichnis
Tab. Titel Seite
1. Trocknungsverlauf der Gefriertrocknung .............................................................................. 23
2. Geräteparameter der röntgenmikroanalytischen Untersuchungen ............................................... 25
3. Aufschluß- und Abdampfprogramme für die Pflanzen- und Bodenproben...................................30
4. Wiederfindungsrate der Analyse (TG=Trockengewicht) ............................................................. 31
5. Zusammenstellung der Merkmale isolierter Mykorrhizen aus dem Freiland.............................. 35
6. Prozentuale Anteile der Calciumcarbonatgehalte (CaCO3) in verschiedenen Böden ...................... 50
7. Vergleich zwischen den H2O und 0,5 M NH4Cl perkolierten Extrakten mit
Ammoniumlactatessigsäure ............................................................................................................ 52
8. Prozentuale Anteile der pflanzenverfügbaren Schwermetallgehalte (CaCl2-Extraktion)................58
9. Gegenüberstellung der pflanzenverfügbaren Kationen im Boden.................................................... 79
10. Gegenüberstellung der pflanzenverfügbaren Schwermetalle in verschiedenen Böden.................... 87
11. Zusammenstellung verschiedener Inokulationsmethoden........................................................ 92
12. Mykorrhizierungsrate von verschiedenen Pflanzen mit unterschiedlichen Mykobionten .... 94
13. Schwermetall-Toleranz von verschiedenen Ektomykorrhizen..........................................116
14. Nährstoffzusammensetzung des Bodens von Stadt Uelzen............................................................ 149
15. Schadstoffgehalte technogener Substrate ................................................................................. 149
16. Inhaltsstoffe von Biokompost aus Grünabfällen (nach DIN 18915) .............................................. 150
17. Zusammensetzung des verwendeten MMN-Nährmediums............................................................ 150
18. Zusammensetzung des Nährmediums (modifiziert nach INGESTAD, 1960)............................ 150
19. Grenz- und Richtwerte für Schadstoffe in Klärschlammen und Böden ......................................... 151
20. Sproß-Trockengewicht der mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen .................151
20a Ermittelte Signifikanz von Sproß-Trockengewicht der myk. Pflanzen .....................................151
20b Ermittelte Signifikanz von Sproß-Trockengewicht der unmyk. Pflanzen..................................151
20c Ermittelte Signifikanz der myk.- und unmyk.-Pflanzen .........................................................151
21. Wurzel-Trockengewicht der mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen. .............152
21a Ermittelte Signifikanz von Wurzel-Trockengewicht der myk. Pflanzen ...................................152
21b Ermittelte Signifikanz von Wurzel-Trockengewicht der unmyk. Pflanzen................................152
21c Ermittelte Signifikanz von myk.- und unmyk. Pflanzen ........................................................152
22. Zusammenstellung der Merkmale von beiden ausgewählten Gehölzen Südkoreas ...........152
23. Meßbedingungen für Zink und andere Kationen im Boden und Pflanzen (Flammen-AAS).........153
24. Meßbedingungen für die Elemente Cd, Pb, Mn und Cu (Graphitrohr-AAS) ..............................154
Anhang 149
7.2. Werteanhang
Tab. 14: Nährstoffzusammensetzung des Waldbodens bei Uelzen (BRD)
Bodentiefe [cm] pH-H2O pH-KCl CaO[mg]
K2O[mg]
MgO[mg]
P2O5
[mg]Glüh-verlust
40-50 7,8 7,6 342,9 3,7 2,7 4,7 2,68105-115 7,5 7,5 394,8 3,9 2,3 3,6 3,54
Quelle: Aus Stadtforstamt Uelzen (1986)
Tab. 15: Schadstoffgehalte technogener Substrate. Bereiche (min-max) und arithmetischeMittelwerte (x) der Gehalte von Metallen für die Hauptkomponenten-gruppe, Bauschutt,Kohle, Koks, Sand [mg/kg].
Substrate CaCO3
(Gew.%)pH
CaCl2
Cd Zn Cu Pb
Bauschutt (Gemenge aus min-maxZiegel, Mörtel, Beton ) (n=16) x
-7-8
0,7-5,91,5
248-1570610
24-6740
37-480168
Ziegel (Monosubstrat) (n=5) min-max x
0 6-7 0,5-1,81,0
(127)-
(9)-
40-11364
Mörtel (Monosubstrat) (n=3) min-max x
> 10 7-8 n.n.-0,2 < 0,1
--
--
13-4231
Straßenaufbruch (n=17) min-max x
0-3 1,0-1,21,1
(287)-
(22)-
81-9486
Steinkohle (n=6) min-max x
0 7-8 5-3219
96-303200
11-4327
22-310110
Koks (n=2) min-max X
0 2-3 29-48 22-25 13-33
Sand (geogen) (n=8) min-max X
- n.n.-0,20,1
18-2523
3-105
n.n.-96
n.n = nicht nachweisbar, () = Einzelwerte, - = keine Daten vorhanden.Königwasseraufschluß nach DIN 38414-T7. Bestimmung mit Atomabsorptionsspektrometrie(Flammen-/ Graphitrohrtechnik). Quelle: Meuser (1996)
Anhang 150
Tab. 16: Inhaltsstoffe von Biokompost aus Grünabfällen (nach DIN 18915)
Inhaltsstoffe Konzentration Inhaltsstoffe KonzentrationpH-Wert ca. 7 Gesamtstickstoff(N 0,6 – 0,8 %/ TSSalzgehalt 1,5 – 3,5 g/ l Gesamtphosphor 0,3 – 0,6 %/ TSWassergehalt < 35 % Gesamtkalium 0,6 – 1,9 %/ TSRohdichte 550 – 650 g/l FS Gesamtmagnesium 0,3 – 0,6 %/ TSOrganische Substanz > 20 %/ TS Gesamtkalzium 1,0 – 3,0 %/ TS
Verfügbare Gehalte:Stickstoff (N) 300 – 500 mg/ l Kalium (K2O) 1000 – 2500 mg/Phosphor (P2O5) 600 – 1000 mg/ l Magnesium (Mg) 200 – 300 mg/ l
Diese Angaben stammen aus der Hersteller von Kompostierungsanlage in Bremen.
Tab. 17: Zusammensetzung des verwendeten MMN-Nährmediums
CaCl2 50 mg/l FeCl3 mod. Fe-EDTA 22 mg/lNaCl 25 mg/l Thiamin-HCl 0,1 mg/lKH2 PO4 500 mg/l d-Glucose 10 g/l(NH4)2HPO4 250 mg/l Malzextrakt (mod.) 5 g/lMgSO4, 7H2O 150 mg/l Agar Agar (nur bei Festkulturen) 20 g/l
Tab. 18: Zusammensetzung des Nährmediums (modifiziert nach Ingestad, 1960).
Komponenten mg/l mM/lNH4NO3 143,0 1.785KH2PO4 88,0 0.646KCl 46,0 0.624CaCl2,6H2O 219,0 1.000MgSO4,7H2O 154,0 0.630FeCl3,6H2O mod. Fe-EDTA 5,0 0.017MnCl2,4H2O 0,6 3 x 10-3
H3BO3 1,0 0.015ZnCl2, mod. Zn-EDTA 0,040 0,3 x 10-3
CuCl2, 2H2O 0,050 0,3 x 10-3
Na2MoO4, 2H2O 7 x 10-3 0,03 x 10-3
Anhang 151
Tab. 19: Grenz- und Richtwerte für Schadstoffe in Klärschlämmen und Böden sowie normaleGehalte in Pflanzen und Böden (Tr.S.= Trockensubstanz)
Grenz- und Richtwerte Normale GehalteElement Klärschlamm
(mg/kg Tr.S.)Böden
(mg/kg Tr.S.)Pflanzen
(mg/kg Tr.S.)Böden
(mg/kg Tr.S.)Cd Cadmium 20 3 0,05 - 0,4 < 0,5Zn Zink 3000 300 10 - 100 10- 80Cu Kupfer 1200 100 3 - 30 4 - 40Pb Blei 1200 100 0,1 - 6 2 - 60
Quelle : Lehrbuch der Bodenkunde, Scheffer/ Schachtschabel (1992)
Tab. 20: Sproß-Trockengewichte der mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen.
Tab. 20a: Ermittelte Signifikanz von Sproß-Trockengewichten der myk. Pflanzen
Tab. 20b: Ermittelte Signifikanz von Sproß-Trockengewichten der unmyk. Pflanzen
Tab. 20c: Ermittelte Signifikanz der myk.- und unmyk.-Pflanzen
S*= p= 0,056, ns = keine signifikanten Unterschiede, s= signifikante Unterschiede
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden s s s sSand s s sBauschutt ns nsGm-80/20% nsGm-60/40%
Waldboden sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden s s s sSand s s s *Bauschutt ns nsGm-80/20% nsGm-60/40%
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden s * s s s sSand s s ns ns nsBauschutt s s s ns sGm-80/20% s s s s nsGm-60/40% s s s ns s
Anhang 152
Tab. 21: Wurzel-Trockengewicht der mykorrhizierten und unmykorrhizierten Pflanzen.
Tab. 21a: Ermittelte Signifikanz von Wurzel-Trockengewicht der myk. Pflanzen
Tab. 21b: Ermittelte Signifikanz von Wurzel-Trockengewicht der unmyk. Pflanzen
Tab. 21c: Ermittelte Signifikanz von myk.- und unmyk. Pflanzen
S*= p= 0,056, ns = keine signifikanten Unterschiede, s= signifikante Unterschiede
Tab. 22: Zusammenstellung der Merkmale von beiden ausgewählten Gehölzen Südkoreas
Merkmale Pinus thunbergii Parl.(Japanische Schwarz-Kiefer)
Pinus densiflora Sieb. & Zucc.(Japanische Rot-Kiefer)
Baum 30-40 m hoch 20-30 m hochRinde Grau bis bräunlich, rissig Rötlich, dünn abschuppendKnospe Eiförmig bis länglich, spitz, nichtverharzt,
hell bis fast weißEi-länglich, spitz, rotbraun, harzig
Nadeln Zu 2, 6-12 cm lang, dunkelgrün, scharfzugespitzt, fein gesägt, 3 jahre bleibend
Zu 2, 6-12 cm lang, fein zugespitzt,gesägt, an den Trieben stehend
Zapfen 4-6 cm, ei-kegelförmig 3-5 cm, kurz gestielt, ei-kegelförmigVorkommen Süd-Korea und Japan, in Küstennähe
(Schutz gegen Wind), in nährstoffarmenSandböden, in Europa schwer zu kultivieren
Korea, Japan und China,in sauren Böden,in Europa schwer zu kultivieren
Verwendung Als Bauholz gut geeignet Nutzung der gärtnerrischen Formen
Unterscheidung Durch fast weißen Knospen Durch Zapfen
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden s s s sSand ns ns nsBauschutt ns nsGm-80/20% nsGm-60/40%
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden s s s sSand ns ns nsBauschutt ns nsGm-80/20% nsGm-60/40%
Waldboden Sand Bauschutt Gm-80/20% Gm-60/40%Waldboden ns s s s sSand s s * s * ns nsBauschutt s s * s * ns nsGm-80/20% s ns ns ns nsGm-60/40% s s s ns s
Anhang 153
Tab. 23 : Meßbedingungen für Zink und andere Kationen im Boden und Pflanzen (Flammen-AAS).
Parameter Zn Ca K Mg Na
AAS-Gerätetyp Perkin Elmer 2380 Philips PU 9100 Philips PU 9100 Philips PU 9100 Philips PU 9100Wellenlänge[nm] 213,9 422,7 766,5 285,2 589,0Spaltbreite [nm] 0,7 0,5 0,5 0,5 0,5Lichtquelle (Typ) HKL (PE) max 15 mA HKL 10 mA HKL 10 mA HKL 10 mA HKL 10 mABrennerkopf 1-Schlitz /Mischflügel 10 cm / Mischflügel 10 cm / Mischflügel 10 cm / Mischflügel 10 cm / MischflügelGasströmung [ml/min] 20/50(C2H2/ Luft ) 20/50(C2H2/ Luft ) 20/50(C2H2/ Luft ) 20/50(C2H2/ Luft ) 20/50(C2H2/ Luft )Probeneingabe Automatisch AS 3 (PE) manuell manuell manuell manuellSignalverarbeitung Peak Höhe Peak Höhe Peak Höhe Peak Höhe Peak HöheStörungen - Phasenstörungen - Phasenstörungen -Probenvolumen[ml/min] 7 7 7 7 7Meßzeit [s] 3,0 1,0 1,0 1,0 1,0Parallelmessungen 3 3 3 3 3Probenzusätze : - 0,4 %ige LaCl2-Lösung - 0,4 %ige LaCl2-Lösung -Eichung :Art der Eichung Linear Linear Linear Linear LinearProben: Pflanzen Böden Pflanzen Böden Pflanzen Böden Pflanzen Böden Pflanzen BödenStandards [mg/l] : 0,50 0,10 5,00 5,00 1,00 2,50 1,00 1,00 0,50 5,00
1,00 0,25 10,00 10,00 5,00 5,00 5,00 5,00 1,00 7,50 1,50 0,50 50,00 10,00 7,50 10,00 2,50 10,00 2,00 100,00 10,00 20,00 20,00 2,50 200,00 20,00
Anhang 154
Tab. 24 : Meßbedingungen für die Elemente Cd, Pb, Mn und Cu (Graphitrohr-AAS)
Parameter Cd Pb Mn Cu
AAS-Gerätetyp Perkin Elmer Zeeman 3030 Perkin Elmer Zeeman 3030 Perkin Elmer Zeeman 3030 Perkin Elmer Zeeman 3030Wellenlänge[nm] 228,8 283,3 279,5 324,8Spaltbreite [nm] 0,7 0,7 0,2 0,7Lichtquelle (Typ) HKL (PE) max 6 mA HKL (PE) max 10 mA HKL (PE) max. 20 mA HKL (PE) max. 15 mARohrtyp Phyrorohr Normalrohr Phyrorohr PhyrorohrUntergrundkompensation ja ja ja jaSchutzgas Argon 4,8 Argon 4,8 Argon 4,8 Argon 4,8Probeneingabe Automatisch AS 60 (PE) Automatisch AS 60 (PE) Automatisch AS 60 (PE) Automatisch AS 60 (PE)Matrixmodifikation - 5 µl : * Mg(NO3) 2 + Pd - -Probenvolumen[µl] 20 20 20 20Technik ZAA ZAA ZAA ZAASignalverarbeitung Peak Fläche 0,02 Peak Höhe 0,02 Peak Höhe 0,02 Peak HöheMeßzeit [s] 4,0 4,0 3,0 6,0Parallelmessungen 2 2 2 2Eichung :Art der Eichung Linear Linear Linear LinearStandards [µg/l] : 0,25 5,0 1,25 5,0
0,50 10,0 2,50 10,01,00 20,0 5,00 20,0
Temperaturprogramm des Graphitofens:Programmschritt: 1 2 3 4 5 1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6Temperatur [°C] 240 600 2000 2650 40 90 130 850 1800 2650 40 90 130 1000 1900 2650 40 90 130 900 2000 2650 40
Aufheizzeit [s] 25 15 0 1 1 20 20 10 0 1 1 20 20 10 0 1 1 20 20 10 0 1 2
Haltezeit [s] 15 10 4 2 2 20 15 10 4 3 2 20 15 10 3 2 2 20 15 15 4 2 3
Meßbefehl: ● ● ● ●
Gasstrom [ml/min] 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300 300* Matrixmodifikation : 0,6 g / l Mg(NO3) 2 + 1 g / l Pd (1:1 gemischt)
EErrkklläärruunngg
Hiermit erkläre ich, daß ich die Arbeit ohne unerlaubte fremde Hilfe angefertigt habe,keine anderen als die von mir angegebenen Quellen undHilfsmittel verwendet habe und die den benutzten Werkenwörtlich oder inhaltlich entnommenen Stellen als solche kenntlichgemacht habe.
Bremen 2002