PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA

PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA

ACADÊMICO(a):_______________________________

PROF. POTY RIBEIRO TUBINOCRF/PR 5484

AULA 01Assunto: SOLUBILIDADEObjetivos: Identificar a solubilidade e a polaridade de algumassubstâncias com a água.

MATERIAL E REAGENTES: Tubos de ensaio Óleo Água destilada Ácido clorídrico Hidróxido de sódio etanol Éter etílico Clorofórmio Sabão comercial Detergente comercial CaCl2/H2SO4

PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

1-Enumerar 6 tubos de ensaio e montar as seguintes baterias e verificara solubilidade em cada caso.

TUBOS MISTURAS SOLUBILIDADE 1 3 gotas de óleo + 3

ml de H2O destilada 2 3 gotas de óleo + 3

ml de ácidoclorídrico

3 3 gotas de óleo + 3ml de hidróxido desódio

4 3 gotas de óleo + 3ml de etanol

5 3 gotas de óleo + 3

ml de éter etílico 6 3 gotas de óleo + 3

ml de clorofórmio

2- Coloque três líquidos num tubo de ensaio na seguinte ordem:

1º)Tolueno, que é uma substância apolar; (5ml)

2º) solução aquosa de sulfato de cobre (5ml)

3º) benzeno (C6H6), substância apolar. (3ml)

AULA 02Assunto: H2O E CARÁTER EMULSIFICANTE DE SABÕES E DETERGENTESObjetivos: Verificar o comportamento da água quando passa da fase líquidapara a fase sólida.

MATERIAL E REAGENTES

Cubos de gelo Copo Sal de cozinha Água destilada Tubos de ensaio Óleo detergente sabão


EXPERIMENTO Ia) Triture os cubos de gelo, e coloque o gelo triturado no copo.

b) Acrescente 2 colheres de sopa de sal de cozinha e misture bem.

c) Ponha um copo de água no tubo de ensaio e marque o nível da água.

d) Coloque o tubo de ensaio dentro do copo, no meio da mistura de gelotriturado + sal de cozinha.

e) Movimente o tubo de ensaio, girando-o de um lado e de outro, até quetoda a água fique congelada. Observe o nível de água congelada.

EXPERIMENTO II

Parte 1 – Estudo do caráter emulsificante dos detergentes e sabões

a) Coloque 2 ml de água e 2 ml de óleo no frasco. Tampe-o, agite-o edeixe-o em repouso.

b) Repita esse procedimento para o frasco 2, porém adicione também 2gotas de detergente.

c) Em qual dos frascos houve formação de uma emulsão? Por quê?

AULA 03Assunto: INDICADORES E DETERMINAÇÃO POTENCIOMÉTRICA DO pH.

Objetivos: Conhecer o comportamento dos ácidos e bases na presença doscatalisadores.

INTRODUÇÃO TEÓRICA1- IndicadoresOs indicadores são substâncias que mudam de cor dependendo da acidez domeio.

ALGUNS INDICADORES

Tornassol: Azul Purpúreo vermelho aumento da acidez

Fenolftaleína: vermelho rosa incoloraumento da acidez

Alaranjado de metila: amarelo alaranjado vermelho aumento da acidez

Azul de bromotimol: azul verde amarelo aumento da acidez

Suco de repolho roxo: verde amarelo vermelho aumento da acidez

Suco de Uva: azul verde vermelho aumento da acidez

2- DETERMINAÇÃO POTENCIOMÉTRICA DO pH

Este é o método mais preciso para a determinação do pH. Usa-se,geralmente, o aparelho chamado potenciômetro que consiste de um eletrodode vidro, um eletrodo de calomelano e um sistema para medida de voltagem.O potencial é dado pelo eletrodo de calomelano (cloreto mercuroso emcontado com solução saturada de KCl). O eletrodo de vidro em contato comum eletrodo metálico. Quando o eletrodo de vidro é imerso em uma soluçãode concentração hidrogeniônica desconhecida, cria-se um potencial entreas soluções interna e externa. Como a voltagem do eletrodo de calomelanoé constante, a diferença de potencial entre os dois eletrodos édiretamente relacionado com a concentração de íons hidrogênio da soluçãodesconhecida.

MATERIAIS E REAGENTES Solução de ácido clorídrico Solução de hidróxido de sódio Solução de hidróxido de cálcio Tubos de ensaio Solução alcoólica de fenoftaleína Papel tornassol azul e vermelho Solução de azul de bromotimol Solução de alaranjado de metila Solução de indicador universal Indicador universal

laranja

Vermelho congo Vermelho de fenol Papel de indicador universal Leite de magnésia Café Chá Sabão e água Detergente Veja Leite pH-metro Água da torneira Água destilda Vinagre Potenciômetro


1) Numerar tubos de ensaio e coloque 5 ml de solução de ácidoclorídrico e adicione duas gotas dos indicadores e anote a corobservada.

2) Em uma tira de tornassol azul, coloque uma gota de ácido clorídricodiluído. Observe a coloração.

3) Em uma tira de tornassol vermelho, coloque uma gota de ácidoclorídrico diluído. Observe a coloração e anote.

4) Numerar tubos de ensaio e coloque 5 ml de solução de hidróxido desódio e adicione duas gotas dos indicadores e anote a cor observada.

5) Em uma tira de papel tornassol vermelho, coloque uma gota dehidróxido de sódio. Anote a coloração observada.

6) Colocar em um copo de 250 mL as soluções abaixo e determinar o pHutilizando o pH metro .1- Cândida _________________________________________________________2- Água com Sal _____________________________________________________3- Sabão em pedra__________________________________________________

4- Leite ____________________________________________________________5- Detergente _______________________________________________________6- Coca-cola ________________________________________________________7- Cafezinho ________________________________________________________8- Urina ____________________________________________________________9- Água da torneira___________________________________________________10- Água

destilda_____________________________________________________11- Vinagre_______________________________________________________

___ ACADÊMICO:TURMA: CURSO:PERÍODO: ASSUNTO:DATA:

RELATÓRIO

1. Utilizando-se papel de tornassol vermelho e azul, como é possíveldistinguir um ácido de uma base?

2. Ao gotejarmos a fenolftaleína sobre um ácido ela se apresenta:_______________.

3. Caracterizar o comportamento dos ácidos e das bases na presença dosindicadores

utilizados na experiência.

4 . Utilizando-se papel de tornassol vermelho e azul, como épossível distinguir um ácido de uma base?

5- Classifique as soluções do experimento 5

AULA 04Assunto: SOLUÇÃO TAMPÃO.Objetivos: Conhecer a utilidade dos indicadores de pH, observar o efeitotampão de uma solução e determinar o pH.

INTRODUÇÃO TEÓRICAA dissociação de um indicador ácido em forma simplificada é a seguinte: HIn In- + H+

(ácido) (base)

A adição de ácido à solução de indicador aumenta a concentração de H+,reprime a dissociação do indicador e há predominância da cor ácida. Aadição da base diminui a concentração de H+, a equação se desloca para adireita, produzindo mais indicador In e predominância da cor básica. Acor do indicador é, portanto, uma função do pH da solução.

MATERIAL E REAGENTES Tubos de ensaio Soluções tampão (pH 3,0 a pH 10,0) H2O destilada Indicador universal

H2O de torneira Conta-gotas NaOH 0,5N HCl 0,5N Pipetas graduadas


EXPERIMENTO I

1. Preparar uma bateria de 8 tubos de ensaio. Adicionar ao 1º tubo, 0,5ml de solução-tampão pH 3,0; no 2º tubo tampão de pH 4,0, e assimsucessivamente até o tampão de pH 10,0.

2. Adicionar a cada tubo de ensaio, 4,5 ml de água destilada e 3 gotas deindicador universal. Esta bateria irá constituir a escala padrão depH, para comparação.

3. Adicionar cerca de 2 ml de cada substância a ser analisada (água detorneira, suco de limão, refrigerante, vinagre, etc) em tubosdiferentes e identificados.

4. Adicionar 5 gotas de indicador universal e agitar.5. Anotar a cor e verificar o pH.

EXPERIMENTO II

1. Utilizar a mesma bateria de escala padrão de pH utilizado noexperimento I.

2. Preparar outra bateria de 4 tubos de ensaio e numerá-los de 1 a 4.Adicionar 3 gotas de indicador universal a cada tubo.

3. Aos tubos 1 e 3 adicionar 5 ml de água destilada.4. Aos tubos 2 e 4 adicionar 0,5 ml de solução tampão pH 7,0 e mais 4,5

ml de água destilada.5. Adicionar 1 gota de NaOH 0,5 N aos tubos 1 e 2. Observar.6. Por meio de uma pipeta, soprar o ar expirado dentro da solução do tubo

1 durante 15 segundos. Notar a mudança de cor da solução e determinaro pH.

7. Soprar no tubo 2 durante 1 minuto. Observar.8. Adicionar aos tubos 3 e 4 duas gotas de HCl 0,5 N. Observar a mudança

de coloração e determinar o pH.9. Continuar a adição de HCl ao tubo 4, gota a gota. Determinar quantas

gotas de HCl devem ser adicionadas até que se obtenha a mesmacoloração do tubo 3. Explicar.

RELATÓRIO

RELATÓRIO

ACADÊMICO:TURMA:CURSO:

1. Verificação do efeito-tampão Pela adição da base: TUBO 1: Água destilada pH________________ 1 gota de NaOH 0,1 N pH________________ Ar expirado 15 seg. pH________________

TUBO 2: Tampão pH________________ 1 gota de NaOH 0,1 N pH________________ Ar expirado 1min pH________________

Interpretar resultados ______________________________________________________________________________ __________________________________________________________________________________________________________________________________________________________ Pela adição do ácido:: TUBO 3: Água destilada pH________________ 2 gotas de HCl 0,1 N pH________________ TUBO 2: Tampão pH________________ 2 gotas de HCl 0,1 N pH________________

Interpretar resultados ________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

2. Quantas gotas de ácido foram necessárias para obter o mesmo pH dotubo 3.

3. Discuta o possível efeito da solução tampão depois da adição de cadasubstância, com base nos resultados obtidos.

4.Qual a função das soluções-tampão na prática?

5.Qual é a coloração obtida das soluções no experimento I.

AULA 05

Assunto: DEMONSTRAÇÃO DA CAPACIDADE TAMPONANTE DA SALIVA.Objetivos: Verificar a capacidade tamponante da saliva.

INTRODUÇÃO TEÓRICAA saliva é um fluido viscoso e contém cerca de 99% de água de 1% desólidos orgânicos e inorgânicos. Embora seja o NaCl o maior componenteinorgânico da saliva, é o bicarbonato (HCO3

-) que possui propriedadetamponante. Outro tampão inorgânico é o fosfato. O principal sólidoorgânico da saliva é a uréia, porém outras biomoléculas é que funcionamcomo tampões: amilase, lisozima e imunoglobulinas.

MATERIAL E REAGENTES Erlenmeyer 125ml Peagâmetro Saliva Acido láctico Pipetas graduadas


1. Preparar 50 ml de saliva diluída 1:10 e transferir para um erlenmeyerde 125 ml e medir o pH (0 ml). Anotar na tabela abaixo. Adicionarácido láctico e a cada 0,1 ml medir o pH correspondente.

Ácido Láctico (ml) pH0

0,10,20,30,40,50,6

2. Com os dados da tabela, traçar o gráfico relacionando o pH (ordenada)e o volume de ácido láctico (abscissa).

AULA 06Assunto: TITULAÇÃO POTENCIOMÉTRICA DOS AMINOÁCIDOS.Objetivos: Estudar o fenômeno de dissociação por técnica potenciométrica.

INTRODUÇÃO TEÓRICAUm aminoácido neutro apresenta dois grupos ionizáveis, o –NH2 e -COOH. Emsolução eles se apresentam dissociados, formando o íon dipolar. A formadipolar de um aminoácido neutro tem carga total nula. O pH no qual existeesta forma é conhecido como pH isoelétrico (pHi) ou ponto isoelétrico(pI). O pI é a média aritmética dos 2 pks, um anterior e outra posteriora forma isoelétrica.

MATERIAL E REAGENTES Glicina 0,1 M Ácido aspártico ou glutâmico Lisina ou Arginina HCl 0,1 M Becker H2O destilada Papel absorvente Solução tampão pH 7,0 e pH 4,0 Peagâmetro

PROCEDIMENTO EXPERIMENTALEXPERIMENTO I

Titulação potenciométrica de um aminoácido neutro.

1. Pipetar 10 ml da solução de glicina 0,1 M (c/ HCl 0,1 M) em um copo deBecker.

2. Mergulhar o eletrodo de vidro na solução de glicina com cuidado,adicionar água destilada até cobrir totalmente o bulbo do eletrodo (emtorno de 10 ml).

3. Misturar e proceder a primeira leitura do pH e anotar.

4. Titular com NaOH 0,1 M, anotando os valores de pH para cada ml de sodaadicionados.

EXPERIMENTO II- Titulação potenciométrica de um aminoácido neutro.

1. Pipetar 10 ml da solução de glicina 0,1 M (c/ HCl 0,1 M) em um copode Becker.

2. Mergulhar o eletrodo de vidro na solução de glicina com cuidado,adicionar água destilada até cobrir totalmente o bulbo do eletrodo (em torno de 10 ml).

3. Misturar e proceder a primeira leitura do pH e anotar.

4.Titular com HCl 0,1 M, anotando os valores de pH para cada ml de ácidoadicionados.

ACADÊMICO:TURMA: CURSO:PERÍODO: ASSUNTO:DATA:

RELATÓRIO

1. Construir o gráfico da curva de titulação do aminoácido, tendo nasordenadas pH e nas abscissas ml de NaOH adicionados.

2. Escrever a fórmulas iônicas dos aminoácidos titulados.

3. Escrever a equação de dissociação dos aminoácidos.

4.Escreva a ligação peptídica entre a lisina e glicina.

UNIÃO DINÂMICA DE FACULDADES CATARATAS

Curso: Engenharia Ambiental Disciplina: Bioquímica Fundamental

5º Período – Noturno – PROF. POTY RIBEIRO TUBINO

PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO Nº05Título:REAÇÕES QUALITATIVAS PARA AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS.

ELABORAÇÃO

Nome: PROF. POTY RIBEIRO TUBINO

Área: Bioquímica Aplicada Data:25/09/2008 E 02/10/2008

MATERIAL E REAGENTES Tubos de ensaio Pipetas graduadas Suporte para tubos Solução de proteínas á 10% (clara de ovo, leite ou albumina) Aminoácidos (glicina, leucina, metionina, prolina,tirosina,

triptofano etc.) Conta-gotas Na OH 2,5 N CuSO4 1% ou reativo de biureto Solução de proteínas ou aminoácido Solução de ninhidrina 1% ou ninhidrina 0,2% HNO3 concentrado Na OH 20% Reativo de Millon Acetato de chumbo Fios de cabelo

1. REAÇÃO DE BIURETO

INTRODUÇÃO TEÓRICA: O sulfato de cobre em meio alcalino reage com assubstâncias que contêm duas ou mais ligações peptídicas dando um complexode coloração característica (púrpura). A intensidade da cor obtida éproporcional ao número de ligações peptídicas.


1. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml da solução de proteína

2. Adicionar 5 gotas de NaOH 2,5 N e 5 gotas de CuSO4 1% ou 10 gotas doreativo de biureto, tendo o cuidado de misturar bem a solução apo aadição dr cada gota.

2. REAÇÃO DE NINHIDRINA

A ninhidrina é um agente oxidante que rege com os grupos amino livres deaminoácidos, peptídeos e proteínas desde que o pH da solução esteja entre4 e 8, dando origem á púrpura de Ruhermann, de cor arroxeada(violeta). Areação também ocorre com aminas primárias e amônia, porém sem liberaçãode CO2. Os aminoácidos (prolina e hidroxiprolina) também reagem com a ninhidrina,porém neste caso, obtém-se um produto de cor amarela.


1. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml da solução de ninhidrina

2. Adicionar 1 ml de proteínas ou aminoácidos e ferver alguns minutos atéo aparecimento de cor. Comparar os tubos

3. REAÇÃO XANTOPROTÉICA

As proteínas que possuem agrupamentos fenil reagem com HNO3, formandocompostos fortemente coloridos em meio alcalino. Os aminoácidos como atirosina e triptofano dão teste positivo com aparecimento de cor amarelo-alaranjado.


1. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml da solução de proteína ouaminoácidos.

2. Adicionar 10 gotas de HNO3 concentrado e ferver.

3. Acrescentar 4 ml de Na OH 20%.

4. REAÇÃO DE MILLON

Reação devido a presença de grupamento hidroxifenil (C6 H5 OH) namolécula de proteína. Reação positiva para tirosina com o aparecimento decor avermelhada com ou sem precipitado.


1. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml de solução de proteínas ouaminoácidos.

2. Adicionar 5 gotas de reativo de Millon. As proteínas freqüentementeprecipitam pela adição de ácido forte e pelo mercúrio.

3. Leve o tubo diretamente á chama.

5. REAÇÃO PARA AMINOÁCIDOS SULFURADOS

O enxofre que nas proteínas se apresenta na forma de grupos sulfidrilosou dissulfeto (cisteína e cistina) pode ser pesquisado pela formação desulfeto de chumbo (PbS), após as proteínas serem aquecidas com acetatode chumbo em solução alcalina. O enxofre da metionina não é lábil em meioalcalinos. Um precipitado fino castanho ou negro, de sulfeto de chumbo,indicará a presença de cisteína ou cistina.


1. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml da solução de proteína ouaminoácidos.

2. Adicionar 2 ml da solução de Na OH 2,5 N e aquecer até a fervura.

3. Adicionar á solução 5 gotas de acetato de chumbo e ferver novamente.


RELATÓRIO

1. Interpretar os resultados dos experimentos realizados

I-Reação de biureto Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido Conclusão

II- Reação de ninhidrina

Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido

Conclusão

III- Reação xantoprotéica

Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido Conclusão

IV- Reação de Millon

Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido Conclusão

IV- Reação de Millon Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido Conclusão VI- Reação para aminoácidos sulfurados Objetivo: Resultados (+ ou -) Solução da proteína Solução de aminoácido Conclusão

AULA 08Assunto: REAÇÕES DE PRECIPITAÇÃO DE PROTEÍNAS.Objetivos: Realizar as reações de precipitação das proteínas comdesnaturação e reação de precipitação das proteínas sem desnaturação.

INTRODUÇÃO TEÓRICA

1. REAÇÕES DE PRECIPITAÇÃO COM DESNATURAÇÃO

A exposição das moléculas protéicas a agentes como calor, extremos de pH,metais pesados, alcalóides, detergentes, soluções concentradas de uréia,solventes orgânicos, radiações ultravioleta, etc., faz com que a maioria

delas presente modificações físicas conhecidas como desnaturação. O calorpode desnaturar a maiorias das proteínas. Em pH situado no lado alcalinodo seu ponto isoelétrico, algumas proteínas combinam-se com cátions demetais pesados, como acetato de chumbo e nitrato de prata formandoderivados protéicos insolúveis.

2. REAÇÃO DE PRECIPITAÇÃO SEM DESNATURAÇÃO

As proteínas podem ser precipitadas sem sofrer desnaturação em função do pH, força iônica, temperatura e propriedades dielétricas. A capacidade dos sais neutros de influenciar a solubilidade das proteínas, é uma função de sua força iônica, que tanto depende de sua concentração como a valência de cátions que formam o sal. Em concentração reduzida, os sais aumentam a solubilidade de muitas proteínas, um fenômeno denominado de “salting in”. Por outro lado, a medida que a força iônica é aumentada, a solubilidade da proteína passa a ser reduzida. Em forças iônicas suficientemente elevada, a proteína pode ser quase completamente precipitada de sua solução, com efeito denominado “salting out.”.

MATERIAIS E REAGENTES Cara de ovo não diluída Clara de ovo 10% Leite não diluído Leite 50% Albumina bovina Ácido tricloroacético 10% Acetato de chumbo 5% ou nitrato de prata 0,1 N Álcool etílico absoluto Ácido picrico Tubos de ensaio Suporte para tubo Bico de bunsen Pipetas graduadas Cloreto de sódio 1 N Solução saturada de sulfato de amônio Água destilada Pipetas graduadas Bastão de vidro Tubos de ensaio Béquer


EXPERIMENTO I - PRECIPITAÇÃO COM DESNATURAÇÃO

1. Colocar em um tubo de ensaio 2 ml de proteína não diluída (uma em cadatubo) e aquecer diretamente na chama. Observar e concluir.

2. Em um tubo de ensaio, pipetar 1 ml das soluções de proteína diluída eadicionar 1 ml de ácido tricloroacético. Observar e concluir.

3. Em um tubo de ensaio, colocar 1 ml de solução de proteína e adicionar1 ml de acetato de chumbo. Observar e concluir.

4. Em um tubo de ensaio, colocar 1 ml de solução de proteína e adicionar3 ml ou mais de álcool etílico (etanol). Observar a formação doprecipitado e concluir.

5. Em um tubo de ensaio colocar 1 ml da solução de proteínas e adicionar1 ml de ácido picrico. Observar e concluir.

EXPERIMENTO II- PRECIPITAÇÃO SEM DESNATURAÇÃO

1. Pipetar 3 ml de clara de ovo em um pequeno béquer. Diluir com águadestilada, mexendo com um bastão de vidro, até notar o aparecimento doprecipitado de globulinas.

2. Juntar em seguida, uma solução de cloreto de sódio 1 N, gota a gota,até a redissolução do precipitado anterior de proteína não desnaturada.Esta redissolução se deve á restauração da força iônica original ecorresponde ao fenômeno da “salting in”

3. Da solução da clara de ovo na experiência anterior de “salting in’,pipetar 2 ml em um tubo de ensaio, juntar a seguir 2 ml de soluçãosaturada de sulfato de amônio e observar a formação de precipitadoprotéico, o que corresponde ao fenômeno de “salting out.”

4. Pipetar a seguir 4 a 6 ml de água destilada a fim de recompor a forçaiônica anterior e como conseqüência, redissolver o precipitado.


RELATÓRIO


I-REAÇÃO DE PRECIPITAÇÃO COM DESNATURAÇÃO Resultados Ação do calor

Ação do tricloroacático

Ação do acetato de chumbo

Ação do ácido

Álcool etílico (etanol)

Ácido picrico

AULA 09Assunto: EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE UMA ENZIMA (UREASE).Objetivos: Observar a atividade da enzima urease e a ação dos agentesdesnaturantes sobre a enzima.

INTRODUÇÃO TEÓRICAA urease é uma enzima que catalisa a hidrólise da uréia em amônia edióxido de carbono.

Reações H2N C=O + H2OCO2 + 2 NH3

H2N

Em meio aquoso

2 NH3 + 2H2O 2 NH4OH

URÉIA DIÓXIDO DE CARBONO +

HIDRÓXIDO DE AMÔNIA

CO2 + H2OH2CO3

H2CO3 + 2 NH4 OH (NH4)2CO3 + 2H2O

A atividade da enzima pode ser verificada pela formação de carbonato deamônio, que é um sal de reação básica e cuja presença pode ser reveladapor meio de um indicador ácido básico como o vermelho de fenol, porexemplo.A urease existe em algumas bactérias e plantas e pode ser extraída comfacilidade da soja.

MATERIAIS E REAGENTES Solução de urease Reativo de biureto Solução de uréia 1% em tampão fosfato 0,01 M Solução de tiouréia em tampão fosfato 0,01 M Solução vermelho de fenol Solução de cloreto de mercúrio 5% Ácido nítrico concentrado Água destilada Balança analítica Béqueres Espátulas ou colheres Agitador Pipetas graduadas Funil Banho-maria Conta gotas Tubos de ensaio Algodão

EXTRAÇÃO 1. Pesar cerca de 15 g de farinha de soja e dissolver em 100 ml de águadestilada2. Deixar agitando durante 30 minutos, após, filtrar com algodão.3. Desprezar o resíduo, o filtrado contém a urease. Conservar em baixatemperatura.PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

1. REAÇÃO DE BIURETO

ÁCIDO CARBÔNICO

CARBONATO DE AMÔNIA

A. Em um tubo marcado A colocar 10 gotas da solução de urease, juntar 2ml de água destilada, agitar e adicionar 2 ml do reativo de Biureto.Misturar.

B. Em um tubo marcado B colocar 2 ml de água destilada e 2 ml de reativode Biureto. Misturar. Comparar a cor nos dois tubos e concluir oresultado.

2. REAÇÃO DE HELLER

Esta reação baseia-se na precipitação de proteínas por ácido forte.

A. Em um tubo de ensaio colocar 5 gotas de solução de urease e 2 ml deágua destilada. Agitar.

B. Manter o tubo inclinado e juntar pela parede 1 ml de ácido nítricoconcentrado, sem agitar e de modo que se formem duas fases. Observar sehouve formação de anel branco na interfase e concluir o resultado

3. TESTE DE ATIVIDADE DA ENZIMA

Neste teste utiliza-se o indicador vermelho de fenol que, passa de coramarela em meio ácido ou neutro, para cor vermelha em meio básico.

A. Tomar 2 tubos de ensaio e marcar A e B.

B. No tubo A colocar 3 ml de solução de uréia 1% e 5 gotas de solução deurease.

C. No tubo B (prova em branco) colocar 3 ml de água destilada. Em ambosos tubos adicionar uma gota de solução vermelho de fenol.

D. Agitar e colocar em banho-maria a 37ºC. Observar se há mudança de cornos próximos 5 minutos. Concluir o resultado.

4. DESNATURAÇÃO DA ENZIMA PELO CALOR

A. Em um tubo de ensaio colocar 2 ml de água destilada, 5 gotas dasolução de urease, agitar e ferver 2 minutos.

B. Em outro tubo colocar 3 ml de solução de uréia 1%, adicionar 1 ml deurease fervida anteriormente e 1 gota da solução de vermelho de fenol.

C. Misturar e aguardar 5 minutos em banho-maria a 37ºC. Observar se houvemodificação de cor em relação ao teste 3.

5. INIBIÇÃO DE ENZIMA POR MEIO DE MERCÚRIO

A. Em um tubo de ensaio colocar 2 ml de água destilada, 5 gotas desolução de urease, agitar e juntar 5 gotas de cloreto de mercúrio 5%.

B. Agitar e adicionar 3 ml de solução de uréia e 2 a 3 gotas da soluçãode vermelho de fenol.

C. Misturar e aguardar 5 minutos em banho-maria a 37ºC. Observar se houvemudança de cor em relação ao teste 3.

6. ESPECIFICIDADE DA ENZIMA

A. Tomar 2 tubos de ensaio e marcar 1 e 2. No tubo 1 colocar 3 ml desolução de uréia e 5 gotas de uréase.

B. No tubo 2 juntar 3 ml de tiouréia e 5 gotas de uréase. A ambos ostubos adicionar 1 gotas de solução vermelho de fenol.

C. Agitar e manter em banho maria á 37ºC. Observar se há mudança de cornos próximos 5 minutos. Concluir o resultado. A tiouréia é um compostocom a seguinte estrutura.

H2N C=S H2N

TIOURÉIA

ACADÊMICO:TURMA:CURSO:PERÍODO:ASSUNTO:DATA:

RELATÓRIO

1. Explique de que modo estes agentes desnaturantes inativam a enzima?

2. Qual a diferença da uréia e tiouréia? Porque a enzima não reagiucom a tiouréia?

3. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I-Reação de biureto Resultados



I-Teste de atividade da enzima

6. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I-Desnaturação da ação pelo calor

7. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I- Inibição de enzima por meio de mercúrio

8. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I- Especificidade da enzima

AULA 10

ASSUNTO: ATIVIDADE DA AMILASE SALIVARObjetivo: Verificar a atividade da amilase na saliva

INTRODUÇÃO TEÓRICAA amilase salivar é uma alfa-amilase (α-amilase 1,4 glucan 4-glucanohidrolase), que catalisa a hidrólise das ligações glicosidicas α-1,4 damolécula de amido ao acaso. Quando a amilase sofre um ataque desordenadodas ligações, conduz a uma mistura de glicose e maltose.

MATERIAIS E REAGENTES Béquer Água destilada Bandeja com gelo Pipetas graduadas Tubos de ensaios Solução 15 de amido Lugol Conta-gotas

NaCl 1% HCl pH 2,0 Tampão acetato pH 5,4 Tampão fosfato pH 6,9 Tampão borato pH 9,0 Amido 1% Reativo de Molish Ácido sulfúrico concentrado Cronômetros


1. INFLUÊNCIA DO ÍON DE Cl- NA ATIVIDADE DA AMILASE SALIVAR

A. Coletar 2-3 ml de saliva em um béquer.B. Fazer uma solução estoque (S) da saliva (1:50) da seguinte forma: 0,1ml de saliva + 4,9 ml de água destilada. Conservar em banho de gelo.

C. Preparar as “Soluções Teste” por diluição sucessiva, partindo dasolução estoque. Para isto, 6 tubos são numerados de 1 a 6.

D. No tubo 1 contém 2 ml de solução”S”, nos tubos 2 e 6 coloque 2 ml deágua destilada. No tubo 2 coloque 2 ml da solução “S”, misture, retire 2ml e coloque no tubo 3; misture e coloque 2 ml no tubo 4; misture ecoloque 2 ml no tubo 5; misture e coloque 2 ml no tubo 6.Descarte 2 ml dotubo 6.

Obs.: No fim você deverá ter 6 tubos contendo 2 ml de solução. Asdiluições são para o tubo 1 (1:50); tubo 2 (1:100); tubo 3 (1:200) eassim por diante até o tubo 6 (1:1600).

E. Pipetar 1ml de solução 1% de amido em cada tubo, iniciando pelo maisdiluído (tubo 6). Agitar e manter á temperatura ambiente duranteexatamente 15 minutos.

F. Adicionar 2 gotas de lugol. Observar e explicar o resultado.

G. Repetir o teste á partir do item B, utilizando água destilada 1% deNaCl.

2. INFLUENCIA DO PH NA ATIVIDADE DA AMILASE SALIVAR

A. Preparar uma solução estoque de saliva (1:50)

B. Seguir o protocolo abaixo:

TUBOS SOLUÇÃO (1,5 ML) SALIVA (1:50) AMIDO 1%

01 HCl pH 2,0 0,5 ml 1 ml02 Tampão acetato pH

5,40,5 ml 1 ml

03 Tampão fosfato ph6,9

0,5 ml 1 ml

04 Tampão borato ph9,0

0,5 ml 1 ml

C. Incubar á temperatura ambiente durante exatamente 15 minutos.D. Colocar 1 gota de lugol em cada tubo. Anotar e explicar o resultado

3. INFLUÊNCIA DA TEMPERATURA NA ATIVIDADE DA AMILASE SALIVAR

A. Preparar a saliva na diluição de 1:800 da seguinte maneira: 0,02 ml desaliva. 16 ml de tampão fostato pH 6,9 , contendo NaCl 1%.

B. Seguir o protocolo abaixo:

Obs.: Incubar a saliva (1:800) nas temperaturas descritas por 5 minutos antes de adicionar oamido 1%.

TUBOS TEMP. DEINCUBAÇÃO

SALIVA (1:800) AMIDO 1%

01 0ºC 2 ml 1 ml02 Ambiente 2 ml 1 ml03 37ºC 2 ml 1 ml04 80ºC 2 ml 1 ml

C. Em seguida reincubar os tubos nas diferentes temperaturas duranteexatamente 15 minutos.

D. Acrescentar 3 gotas de lugol. Anotar e explicar os resultados.

4. PESQUISA DE AÇUCARES NA SALIVA – REAÇÃO DE MOLISH

Em 1 ml de saliva concentrada adicionar 5 gotas de solução alcoólica dealfa-naftol (Molish) e 1 ml de ácido sulfúrico concentrado lentamentepelas paredes dos tubo. Anotar e discutir os resultados.

5. PESQUISA DE PROTEÍNAS DA SALIVA – REAÇÃO DE BIURETO

Colocar 1 ml de saliva em um tubo de ensaio e adicionar 10 a 15 gotas doreagente do Biureto. Anotar e explicar os resultados. Fazer um controlecom 1 ml de água destilada – 10 a 14 gotas do reagente de Biureto.


RELATÓRIO

1. Explique o teste de identificação do amido.

2. Cite os tubos onde ocorreu a degradação do amido.

3. Qual a substância responsável pela degradação do amido e qual assuas características?

4.Qual a diferença da uréia e tiouréia? Porque a enzima não reagiucom a tiouréia?



7. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I-Teste de atividade da enzima

8. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I- Desnaturação da ação pelo calor

9. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I- Inibição de enzima por meio de mercúrio

10. Interpretar os resultados dos experimentos realizados I- Especificidade da enzima

AULA 11

Assunto: REAÇÕES QUALITATIVAS PARA IDENTIFICAÇÃO DE CARBOIDRATOSObjetivo: Realizar reações químicas para identificação dos carboidratos

REAÇÕES EM MEIO ÁCIDO

MATERIAIS E REAGENTES H2SO4 concentrado Glicose Sacarose Xilose Amido Algodão Frutose Reagente de Seliwanoff HCl Reagente de Molish Reagente de Bial (orcinol) Pipetas graduadas Tubos de ensaio

1. REAÇÃO DE MOLISH

INTRODUÇÃO TEÓRICA:A ação desidratante do H2SO4 concentrado, sobre moléculas de mono, oligoe polissacarídeos, provoca a formação de furfural (pentoses) ehidroximetilfurfural (hexoses). Estes podem condensar com ά naftol,formando um produto violeta.


TUBOS CARBOIDRATOS MOLISH H2 SO4

1 2 ml de glicose 0,1 ml 2 ml2 2 ml de sacarose 0,1 ml 2 ml3 2 ml de amido 0,1 ml 2 ml4 1 pedaço de

algodão0,1 ml 2 ml

2. REAÇÃO DE SELIWANOFF

INTRODUÇÃO TEÓRICAEsta reação é utilizada para diferenciar aldoses de cetoses. As pentosessão desidratadas por HCl concentrado, originando derivados furfurais quese condensam com o resorcinol produzindo um complexo de cor vermelha. Comaldose, somente um aquecimento prolongado, que se transforma parte daglicose em frutose, catalisada pelo HCl, pode simular um teste positivo.

PROCEDIMENTO EXPERMENTAL

Preparar os tubos como a tabela abaixo:

TUBOS CARBOIDRATOS HCl SELIWANOFF1 1 ml de glicose 3 ml 1 ml2 1 ml de frutose 3 ml 1 ml3 1 ml de sacarose 3 ml 1 ml

Agitar e aquecer até o aparecimento da cor vermelha.

3. REAÇÃO DE BIAL

INTRODUÇÃO TEÓRICA: Esta reação é especifica para pentoses, serve paradiferenciar pentoses de hexoses. As pentoses são desidratadas por HClformando furfurais que se condensam com o orcinol, em presença de sal deférrico, adquire uma cor azul ou verde-azulada característica.


Preparar os tubos como a tabela abaixo:

TUBOS CARBOIDRATOS BIAL (orcinol)1 1 ml de glicose 3 ml2 1 ml de xilose 3 ml

Aquecer até o aparecimento da cor característica.


RELATÓRIO


I- REAÇÃO DE MOLISH Objetivo:

Resultados (+ ou -)

Glicose

Sacarose

Amido

Algodão

Conclusão

II- REAÇÃO DE SELIWANOFF Objetivo:

Resultados (+ ou -)

Glicose

Frutose

Sacarose

Conclusão

III. REAÇÃO DE BIAL Objetivo:

Resultados (+ ou -)

Glicose

XiLose

Conclusão

AULA 12

Assunto: REAÇÕES QUALITATIVAS PARA IDENTIFICAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORESObjetivos: Determinar experimentalmente se um açúcar é ou não redutor.Aprender técnicas de laboratório para a confecção de um espelho de prata

1. TESTE DE TOLLENS- ESPELHO DE PRATA

INTRODUÇÃO TEÓRICAO teste de Tollens tem por finalidade, identificar se um açúcar é ou nãoredutor.O reagente de Tollens é obtido, misturando-se soluções de nitrato deprata e de hidróxido de amônio. Nesta reação, ocorre a formação deAg(NH3)2 OH e este, por sua vez, em presença de um açúcar redutor, provocaa formação de um espelhamento, devido a redução da prata. A reaçãoabaixo, mostra a oxidação da glicose pelo reagente de Tollens.

OC H

H C OH

HO C H

H C OH

H C OH

H C OH

H

2. TESTE DE FEHLING

O teste de Fehling tem por finalidade, identificar se um açúcar é ou não redutor.

INTRODUÇÃO TEÓRICAO reagente de Fehling contém Cu(OH)2 que, em presença de um açúcar redutor, passa a Cu2O (precipitado avermelhado ou amarelado).

Fehling A: contém CuSO4

OC OH

H C OH

HO C H

H C OH

H C OH

H C OH

H

+2Ag(NH3)2 OHD

+H2O + 4NH3 + 2 Ag

º

glicose ácido glicônico

hidróxido de diamin-prta

O H H O

C C C C

KO H H ONa Sal de Rochelle

Fehling B: contém NaOH e

Misturando-se A e B, temos a formação de Cu(OH)2 e Na2SO4.A presença do sal de Rochelle tem a finalidade de estabilizar o Cu(OH)2.

CuSO4 + 2 NaOH ® Cu(OH)2 + NaSO4

O teste de Fehling consiste na identificação do grupo aldeído, através desua oxidação a ácido.

R C O + Cu(OH)2 ® R C O + Cu2 O

H aldeído OH ácido

O teste não identifica grupos cetônicos, que não podem ser oxidados.

MATERIAL E REAGENTES Tubos de ensaio Pinça de madeira Bico de Bunsen Soluções à 5% de: glicose(C6H12O6),sacarose (C12H22O11), lactose

(C12H22O11.H2O), e outros carboidratos Solução à 1% de nitrato de prata (AgNO3) Solução à 10% de hidróxido de amônio (NH4OH) Reagente de Fehling A (70g de CuSO4 . 5 H2O em 1 litro de

solução). Reagente de Fehling B (346 g de sal de Rochelle a 100 g de

NaOH em 1 litro de solução) Formaldeído

PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL EXPERIMENTO I - TESTE DE TOLLENS- ESPELHO DE PRATA

1. Misturar, em um tubo de ensaio, 1 ml de solução de AgNO3 1% e 1 ml de solução de NH4OH 10% e adicionar 1 ml de solução de carboidrato à 5%.

2. Aquecer brandamente, sem agitar.

3. Repetir o teste para outros carboidratos e preencher a Tabela.

EXPERIMENTO II - TESTE DE FEHLING 1 .Colocar em umtubo de ensaio 2,5ml de Fehling A e 2,5 ml de Fehling B. Aquecer brandamente até a ebulição. Observar e anotar

2. Preparar, em outro tubo de ensaio, uma solução de 2 ml desolução de carboidrato e adicionar 2,5ml de Fehling A e 2,5 ml de Fehling B. Aquecerbrandamente até a ebulição.

3. Observar e anotar e repetir as operações para todos oscarboidratos e preencher a tabela.

EXPERIMENTO III - REAÇÃO DE PRECIPITAÇÃO

1.Colocar 4 ml de reagente de Fehling A e 4 ml de Fehling B em um tubo de ensaio e agitar.

2. Adicionar 2ml de solução de aldeído fórmico (formaldeído) e aquecer até a fervura durante 2 min . Observe o que ocorre.

CARBOIDRATO REDUTOR NÃO-REDUTOR Sacarose

Lactose Frutose Amido Glicose Amido

CARBOIDRATO REDUTOR NÃO-REDUTOR Sacarose

Lactose Frutose Amido Glicose Amido


RELATÓRIO

1- Escrever a equação da reação entre o nitrato de prata e o hidróxido deamônio.

2- Escrever as equações das reações entre os açucares redutores e oreagente de Tollens.

3. Escrever a equação ocorrida quando se misturam os reagentes Fehling A e Fehling B.

4- Escrever as equações das reações ocorridas entre o Cu(OH)2 do reagentede Fehling e os açucares redutores.

5- Qual é a coloração do precipitado do óxido cuproso formado?

6- Por que a sacarose não é um açúcar redutor?

AULA 13Assunto: IDENTIFICAÇÃO DA GLICOSE E SACAROSEObjetivo: Identificar e diferenciar glicose de sacarose.

INTRODUÇÃO TEÓRICAO reagente de Benedict é uma solução constituída por Cu(OH)2 em

equilíbrio com um sal complexo que, sob a ação de calor e presença de umredutor, sofre reação de redução. A glicose apresenta as funções aldeídoe álcool, que sofrem reações de oxidação em presença de um oxidante.

MATERIAIS E REAGENTES Tubos de ensaio Espátula Béquer Proveta Estante para tubo de ensaio Almofariz com pistilo Bico de Bunsen Glicose Reagente de Benedict Sacarose Ácido clorídrico Bicarbonato de sódio Uma fruta


EXPERIMENTO I

IDENTIFICAÇÃO DE GLICOSE

a) Colocar em um tubo de ensaio uma ponta de glicose e acrescentar 1 mLde água. Agitar. Observar a cor da solução.

b) Acrescentar 1 mL de reagente de Benedict. Observar a cor da solução.

c) Em outro tubo de ensaio, colocar 1 mL de água e 1 mL de reagente deBenedict.

d) Preparar o banho-maria colocar água no béquer até ¾ do seu volume eaquecer até a ebulição.

e) Mergulhar os dois tubos de ensaio preparados na água quente por 2 a 3minutos. Guardar os tubos de ensaio na estante. Observar as cores dassoluções.

EXPERIMENTO II

a) IDENTIFICAÇÃO DA SACAROSEa) Colocar em um tubo de ensaio uma ponta de espátula de sacarose, 1 mLde água e 1 mL de reagente de Benedict. Agitar. Observar.

b) Introduzir o tubo de ensaio no banho-maria por 2 a 3 minutos.Observar. Guardar o tubo na estante.

c) Em outro tubo de ensaio, colocar uma ponta de espátula de sacarose, 1mL de água e três gotas de ácido clorídrico. Aquecer durante 3 minutos,em banho-maria.

d) Retirar o tubo do banho-maria e esfriar em água corrente.

e) Acrescentar aos poucos bicarbonato de sódio até cessar aefervescência.

f) Adicionar 1 mL de reagente de Benedict. Observar comparando com ostubos anteriores.

EXPERIMENTO III

IDENTIFICAÇÃO DE GLICOSE E SACAROSE EM ALIMENTOS

a)Triturar um pequeno pedaço de fruta, ou outro alimento, em umalmofariz.

b)Transferir duas pontas de espátula do alimento triturado para um tubode ensaio e acrescentar um 1mL de água.Agitar.

c) Adicionar 3 mL de reagente de Benedict, agitar e aquecer em banho-maria, durante 2 minutos. Observar.


RELATÓRIO

1-Escreva as equações químicas que representam as diversas reaçõesobservadas com o reagente de Benedict:

a) Redução de hidróxido de cobre II (azul) a de hidróxido de cobre I(amarelo). Os outros produtos são água e oxigênio.

b)Transformação de hidróxido de cobre I a óxido de cobre I (Cu2O-vermelho). Há formação de água também.

2-O reagente de Benedict é capaz de detectar monossacarídeos oudissacarídeos?

3-Interprete os resultados obtidos na identificação da sacarose.

4-Qual é função do bicarbonato de sódio no experimento II?

OBS: O açúcar comum (sacarose), às vezes, apresenta traços de glicose, tornando o reagente e Benedict levemente vermelho antes da adição do ácido e do aquecimento. Continuando o procedimento, nota-se o aumento da intensidade da cor.

AULA 14

Assunto: DOSAGEM DO ÁCIDO ASCÓRBICO EM SUCO DE FRUTAS

Objetivo: Extrair e dosar o ácido ascórbico do suco de frutas.

INTRODUÇÃO TEÓRICAO ácido ascórbico, ou vitamina C, é uma substância cristalina existenteem diversas frutas cítricas, pode ser delas extraído pelo ácidometafosfórico. Este precipita as proteínas e impede a oxidaçãoespontânea da vitamina C.O corante 2,6-diclorofenolindofenol, é utilizado nas dosagens de ácidoascórbico, em solução neutra apresenta-se em cor azul (forma oxidada) eem soluções ácidas, te cor avermelhada (forma reduzida). A figura abaixomostra a oxidação do ácido ascórbico.

MATERIAIS E REAGENTES Béqueres Pipetas graduadas Funil Papel filtro Erlenmeyer Ácido sulfúrico 1 N (H2 SO4) Nitrato de prata 2% Solução de ácido ascórbico Solução iodo-iodetada ácida (Iodo 1g, KI 2g, ácido sulfúrico conc.

1mL, H2O 100 mL) Proveta Funil de decantação Argola Suporte universal


1. EXTRAÇÃO DO ÁCIDO ASCÓRBICOEM FRUTAS CÍTRICAS

A. Em um béquer pipetar 2 ml de suco de fruta e adicionar 18 ml de ácidometafosfórico, agitar e filtrar em papel filtro.

B. Recolha o filtrado, o qual contém a vitamina extraída paraposteriormente utilizar no item 2.

2.DOSAGEM DA VITAMINA C ATRAVÉS DE TITULAÇÃO

A. Preparar no erlenmeyer conforme o esquema abaixo e titular com 2,6-DFIF até o aparecimento da cor avermelhada.

B. Anotando o valor gasto na titulação para o cálculo da quantidade devitamina C presente no suco.

1 (padrão) 2 (suco)Padrão de ác. ascórbico 10 ml -

Suco - 10 mlH2SO4 1 N 1 ml 1 ml2,6-DFIF - -

C. Calcular a concentração de vitamina C no suco.

3. REDUÇÃO DE NITRATO DE PRATA

A.Em um tubo de ensaio , pipetar 5 mL de solução de nitrato de prata a

2%. Adicionar 1 mL de solução de ácido ascórbico a 1 %. Observar o

aparecimento de um precipitado escuro de prata metálica.

4.REDUÇÃO DO IODO

A..Pipetar 2 mL de solução de iodo-iodetada ácida, em um tubo de ensaio.

B. Adicionar gota a gota , a solução recente de ácido ascórbico a 1% e

notar o progressivo esmaecimento da cor.


RELATÓRIO

1. REDUÇÃO DE NITRATO DE PRATA

Resultado

Conclusão

2. REDUÇÃO DO IODO

Resultado

Conclusão

3.Qual é a finalidade do ácido metafosfórico na extração do ácido

ascórbico?

4.Titulação

Erlenmeyer 1 ( padrão)

Erlenmeyer 2 (amostra)

AULA 15

Assunto: ISOLAMENTO DO GLICOGÊNIO DO FÍGADOObjetivo: Isolar o glicogênio presente no fígado

INTRODUÇÃO TEÓRICAO glicogênio é um polissacarídeo de reserva animal. Pode ser facilmenteisolado tratando o fragmento de fígado com potassa cáustica quente, quedissolve as proteínas sem destruir o glicogênio. O glicogênio é separadode outros açúcares, por precipitação com o etanol a 96 %.

MATERIAIS E REAGENTES Tubo de ensaio Pipetas graduadas KOH 5 N Banho-maria

Etanol 96% Bastão de vidro Centrifuga


1. Colocar um pequeno fragmento de fígado em um tubo de ensaio contendo 3ml de KOH 5N. Aquecer em banho-maria fervente e agitado o tempo todo, atéa dissolução do tecido (+ ou – 15 a 30 minutos).

2. Adicionar 4 ml de etanol 96%, misturar com um bastão de vidro eaquecer, cuidadosamente, até o aparecimento de pequenas bolhas. Oprecipitado de glicogênio formado pela adição de etanol, se aglomera emflocos sob a ação de calor.

3. Centrifugar 5 min. A 3.000 rpm. Descartar o sobrenadante.

4. Dissolver o precitado com 3 ml de água destilada, aquecendo, senecessário.

5. Adicionar 4 ml de etanol e misturar.

6. Centrifugar 5 minutos á 3.000 rpm e descartar o sobrenadante.

7. Dissolver o precipitado em 3 ml de água destilada.

8. Etiquetar e identificar a equipe e guardar em geladeira para a próximaaula.

AULA 16

Assunto: HIDRÓLISE E CARACTERIZAÇÃO DO GLICOGÊNIO

Objetivo: Realizar a hidrólise e caracterizar o glicogênio presente.

MATERIAIS E REAGENTES Tubo de ensaio HCl NaOH concentrado Banho-maria Papel tornassol Água destilada Molish H2SO4 Regente de Benedict Pipetas graduadas

1. HIDRÓLISE

PROCEDIMENTO EXPERIMENTALA. Transferir para 1 tubo de ensaio 1 ml de glicogênio isolado na aulaanterior e adicionar 1 ml de HCl. Ferver durante 50 minutos em banho-maria fervente.

B. Neutralizar com NaOH concentrado usando papel tornassol comoindicador. Verificar se houve hidrólise pela reação de Benedict.

REAÇÃO DE BENEDICTEm um tubo de ensaio, colocar 2,5 ml de reativo de Benedict e mais 1 mldo hidrolisado. Aquecer em banho-maria fervente até o aparecimento doprecipitado vermelho.

2. REAÇÃO DE MOLISH

Esta reação é utilizada para a pesquisa de carboidratos em geral. Baseia-se na formação de compostos de furfural pela ação desidratante de ácidoforte sobre carboidratos. Os compostos de furfural reagem com alfa-naftolformando um produto colorido.


Preparar 2 tubos como indicado abaixo:

TUBOS H2O GLICOGÊNIO MOLISH H2SO4

1 1 ml - 0,3 ml 2 ml2 - 1 ml 0,3 ml 2 ml

Observar a coloração violeta na interfase.


RELATÓRIO

1. Interpretar os resultados dos experimentos realizados na hidrólise doglicogênio.

I-REAÇÃO DE BENEDICT

Objetivo: Resultados (+ ou -) Glicose Frutose Sacarose Conclusão

I I- REAÇÃO DE MOLISH Objetivo: Resultados (+ ou -) Glicose Sacarose Amido Algodão Conclusão

AULA 17

Assunto: EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE POLISSACARÍDEO VEGETALObjetivo: Extrair e caracterizar o amido presente nos vegetais

INTRODUÇÃO TEÓRICAO amido encontra-se amplamente distribuído no reino vegetal, sendoencontrado em sementes, tubérculos, etc. Dentro das células encontra-sena forma de grânulos, estes diferem na forma de acordo com as diferentesfontes. Os principais constituintes dos grânulos de amido são a amilose ea amilopectina, os quais diferem na estrutura molecular.

MATERIAIS E REAGENTES Água de destilada Liquidificador Funil Gazes Béquer Tubos de ensaios Conta-gotas Reativo Molish H2SO4 concentrado NaOH 2,5 N Pipetas graduadas Etanol Solução saturada de sulfato de amônia Reagente de Benedict

HCl


1. EXTRAÇÃO DO AMIDO DA BATATA

A. Homogeneizar uma batata de tamanho médio com 100 ml de água destiladano liquidificador.

B. Filtrar a suspensão em gaze dobrada, recolhendo o filtrado em umbéquer.

C. Deixar o amido depositar no fundo do béquer durante 15 minutos. Apósdecorrido o tempo, remover cuidadosamente o líquido sobrenadante,evitando a ressuspensão do amido.

2. PREPARO de uma solução de amido

A. Ao depósito de grãos de amido obtido na experiência 01, adicionar 10ml de água destilada fria. A esta suspensão de amido, adicionar 100mL deágua fervente, lentamente e com constante agitação.

B. A solução de amido deverá adquirir um aspecto opalescente, caso nãoforme uma solução opalescente deverá aquecer. Esta solução será utilizadapara as reações de caracterização.

3. REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DO AMIDO

3.1 REAÇÃO DE MOLISH

A. Em um tubo de ensaio pipetar 2 ml da solução de amido, adicionar 3gotas do reativo de Molish e misturar.

B. Inclinar o tubo e deixar escorrer pela parede 2 ml de H2SO4

concentrado. Reação positiva ocorrerá a formação de um anel na interfase.3.2 REAÇÃO COM IODO (LUGOL)

A. Em um tubo de ensaio pipetar 2 ml da solução de amido, adicionar 1gota de lugol. Observar e anotar. Aquecer o tubo, sem ferver, e anotar oefeito. E em seguida, esfriar o tubo em água corrente, observar e anotaro efeito.

B. Pipetar 2 ml da solução de amido e adicionar 2 ml de etanol. Misturar.Observar e anotar o resultado.

C. Pipetar 2 ml da solução de amido e adicionar 1 ml de NaOH 2,5 N.Misturar. Observar e anotar o resultado.

3.3 PRECIPITAÇÃO DO AMIDO

A. Pipetar 5 ml da solução de amido e adicionar 5 ml de solução saturadade sulfato de amônia. Agitar fortemente e deixar em repouso por 10minutos. Filtrar e pesquisar o amido pelo teste de iodo, separadamente nofiltrado e no precipitado.

B. A 2 ml da solução de amido e adicionar 10 ml de álcool etílico.Agitar. Filtrar e pesquisar o amido como a experiência 3.1.

3.4 HIDRÓLISE ÁCIDA DO AMIDO

A. Preparar duas séries de 6 tubos de ensaio, na primeira série pipetarem cada um 2 ml do reagente de Benedict . Na segunda série será utilizadapara o teste de iodo (lugol).

B. Em um béquer pequeno pipetar 20 ml da solução de amido já preparado.Adicionando 0,8 ml de HCl concentrado, misturando e imediatamente,retirar 1 ml da mistura transferir 0,5 ml para o teste de Benedict eoutros 0,5 ml para o teste do lugol. Esse é o tempo zero.

C. Após a retirada da amostra tempo zero, voltar a solução de amido paraferver e repetir a experiência nos tempos 5 min, 10 min, 15 min e 20 mine 30 minutos.

TESTE DO IODO: 0,5 ml da amostra (solução de amido) + 3 gotas de lugol(iodo)

TESTE DE BENEDICT: 0,5 ml da amostra + 3 ml de Benedict. Ferver durante 3minutos.


RELATÓRIO

1-Qual é o princípío da reação de Molish e o que acontece quando na mesma é aplicada um polissacarídeo?

2- Por que predomina a coloração azul na reração amido + iodo, se o amido é uma mistura de dois polissacarídeos?

3-Por que ocorre precipitação com o amido quando é tratado com etanol?

4-Qual é a substância responsável pela degradação do amido?

5-Cite os tubos em que ocorreram a degradação do amido.

6- Cite os tubos em que não ocorreram a degradação do amido.

7-Explique o teste de identificação dos amidos.

AULA 18

Assunto: TESTES PARA CARACTERIZAÇÃO DE LIPÍDIOSObjetivo: Realizar os testes para caracterizar os lipídios presentes.

MATERIAIS E REAGENTES Tubos de ensaio Água destilada Óleo rançoso HCl 0,5 N Etanol em temperatura ambiente e á quente Éter etílico Clorofórmio e Pipetas graduadas Conta-gotas NaOH 0,5 N NaOh 0,1 N Fenolfetaleina Óleo vegetal de soja Potassa alcoólica (2,5 ml de KOK 40% mais 2,5 ml de etanol) Ácido acético concentrado Ca Cl2 a 10% Na Cl saturada


1. SOLUBILIDADE

A- preparar uma série de 7 tubos de ensaio, colocar 2 gotas de óleo desoja em todos, em seguida acrescentar os solventes de acordo com a tabelaabaixo;

TUBOS SOLVENTES (3 ML) RESULTADOS01 Água destilada02 HCl 0,5 N03 NaOH 0,5 N04 Etanol (temp. ambiente)05 Etanol (á quente)06 Éter etílico07 Clorofórmio

Após adicionar os solventes, agitar, observar e anotar os resultados.

RESULTADO: solúvel ou insolúvel.

2. VERIFICAÇÃO DA ACIDEZ EM ÓLEO OU GORDURA RANÇOSA

TUBO 1:a) Pipetar 2 ml de etanol, 2 gotas de NaOH 0,1 N e 1 gota defenolftaleína em um tubo de ensaio. Observar.

b) Adicionar óleo rançoso gota a gota, até descorar. Contar o número degotas adicionadas.

TUBO 2: a) Pipetar 2 ml de etanol, 2 gotas de NaOH 0,1 N e uma defenolftaleína. Observar. b) Adicionar o mesmo número de gotas da experiência anterior de óleofresco. Observar. Comparar e interpretar.

3. SAPONIFICAÇÃO DO TRIACILGLICEROL

Os óleos e gorduras, quando tratados por soluções alcalinas concentradas,se hidrolisam, produzindo glicerol e os sais alcalinos dos ácidos graxosque os constituíam (sabões)


a) Em um tubo de ensaio grande, colocar 15 gotas de óleo vegetal e 5 mlde potassa alcoólica (2,5 ml de KOK 40% mais 2,5 ml de etanol).b) Aquecer em banho-maria fervente durante 30 minutos, nestas condições oóleo é saponificado, obtendo-se uma solução opalescente de sais depotássio de ácidos graxos (sabões) e glicerol. Usar esta solução naexperiência seguinte.

PROPRIEDADES DOS SABÕES

Repartir a solução de sabão em 4 tubos de ensaio e realizar os seguintestestes.

TUBO 1Abaixamento da tensão superficial: agitar a solução de sabão e verificara formação de espuma.

TUBO 2Liberação de ácidos graxos: adicionar gota a gota, ácido acéticoconcentrado, até o aparecimento de turbidez, resultante da liberação dosácidos graxos que sobrenadante.

TUBO 3Precipitação de sabões de cálcio insolúveis: adicionar gota a gota asolução de CaCl2 a 10%, até o aparecimento de um precipitado de sabões decálcio.

TUBO 4 Precipitação por excessivo de eletrólitos :adicionar um volume igual desolução saturada de NaCl. Observar a formação de um precipitado de sabãopor excesso de eletrólitos.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

BEST TAYLOR. As bases fisiológicas da prática médica. Rio de Janeiro,1976. Guanabara Koogan.

Bioquímica Experimental- Porto Alegra- RS. 1979.

CISTERNAS, J. R; VARGAS, J. MONTE. O. Fundamentos de BioquímicaExperimental. Editora Atheneu. RJ. 1997.

DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA-UFPR/. Bioquímica Celular-Apostila, 1980.

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA-CCE/ UEL. Apostila de prática de Bioquímica,1987.

VILELA, E. COLS. Experimentos de Bioquímica. Apostila da UFPR. UEM- Paraná .

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