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UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques (ESSA)
MEMOIRE DE FIN D‟ETUDES
DIPLOME D‟INGENIEUR AGRONOME
Option : Elevage
Auteur : RAZAFIMAHEFA Ntsoa Rakoto
Titre : Probiotique chez le P. monodon en phase de grossissement (méthode de randomisation) . Cas de la ferme
d‟AQUALMA Mahajamba.
Date de réalisation : Novembre 2013 – Mai 2014
Tuteur : RAFOMANANA Georges, Directeur de
Recherche
Associé en Sciences Halieutiques, Mention : Economie
Rurale Aquacole.
Organisme d‟accueil : Société Aqualma de Mahajamba du
groupe UNIMA
Famintinana
Ireo tondro marik‟ireo dobon‟ny AQUALMA dia nanaovana fampitahana ka dobo efatra misy « probiotique »
ary efatra hafa kosa tsy misy an‟io « probiotique » io . Izany dia mba hahafahana mampiseho fa ny fampiasana
ny « probiotique » amin‟ny fanatavezana ny P.monodon dia mety hahatsara kokoa ny vokatra. Nahitana
fahasamihafana ny mari-pana sy ny habetsahan‟ny siran‟ny rano noho ny toetr‟andro. Torak‟izay koa ny pH, ny
lokon‟ny rano sy ny COD izay vokatry ny habetsahana sy ny asan‟ny lomotra. Marihina fa vitsy kokoa ny
lomotra sy ny Cyanobactéries tao anatin‟ireo dobo nasiana « probiotique ». Mitovy ny hatevin‟ny fotaka mainty
amin‟ireo karazan-dobo ireo saingy tsikaritra fa ratsy kokoa ny an‟ireo dobo tsy nasiana an‟ilay singa. Tsara ny
taha-pahavelomana sy ny taham-pihinana (IC) ary ny taham-pamokarana azo avy amin‟ireo dobo nasiana «
probiotique ». Kanefa dia tsy nahitana fahasamihafana teo amin‟ny fitomboan‟ny makamban‟ireo karazan-dobo
roa ireo. Na dia izany anefa dia tsy mba nahitana firy ny aretina « branchies sales » sy ny « muscle blanc » ireo
makamba tamin‟ireo dobo nanaovana ny andrana. Ny paik‟ady vaovao amin‟ny fiompiana ny makamba dia
mety mahomby tsara amin‟ny toe-draharaha misy amin‟izao . Arak‟izany dia hita fa ny fampiasana ny
“probiotique” dia mahatsara ny fiompiana makamba ao amin‟ny toeram-piompian‟ny AQUALMA.
Teny fototra: probiotique, fanatavezana P. monodon, taham-pahafatesana, fitombo, toeram-piompiana antitra, kalitaon‟ny
rano, Aqualma.
Résumé
Les paramètres des quatre bassins à probiotique ont été comparés avec ceux des quatre bassins de contrôle (sans
probiotique) au sein de la ferme de l‟AQUALMA. Ceci afin de démontrer si l‟administration de la probiotique
permet d‟avoir une meilleures performance durant le grossissement du P. monodon. Ainsi, des différences
significatives (p≤0,05) dues à la saison ont été constatées pour la température et la salinité. Il en est de même
pour le pH, la transparence et le COD qui sont favorisées par les activités et concentrations algales. Dans les
bassins à probiotique, il y a moins de phytoplancton et de Cyanobactéries que dans les bassins de contrôle.
Quant à l‟épaisseur de la couche de sédiments, aucune différence n‟est constatée pour les deux conduites ; mais
ils se sont montrés défavorables dans les bassins de contrôle. Des meilleurs survie et indices de consommation
(IC) et de production sont constatés dans les bassins expérimentaux. Les croissances ne présentent aucune
différence pour les deux stratégies. Toutefois, les crevettes des bassins traités ont été moins touchées par la
maladie des branchies sales et du muscle blanc. L‟appréciation de cette nouvelle stratégie semble être adaptée à
la situation actuelle. Ainsi, l‟administration de probiotique a donc permis d‟avoir une meilleure performance en
grossissement dans la ferme en résolvant les problèmes spécifiques.
Mots clés: probiotique, grossissement Penaeus monodon, croissance, survie, ferme âgée, qualité de l‟eau, Aqualma.
Abstract
Parameters of the four probiotic ponds were compared with those of four ponds control (without probiotic) in
AQUALMA. This is to prove whether the administration of the probiotic provides a better performance during
the grow out of P. monodon. Thus, significant differences due to season were observed for temperature and
salinity. It is the same for pH, transparency and COD which are favored by the activities and algal
concentrations. In probiotic ponds, less phytoplankton and Cyanobacteria are observed. As for the thickness of
the sediment layer, no difference was observed for the two strategies; but they are unfavorable in the control
ponds. Better survival and indices (FCR) and production are recognized in the experimental basins. The growth
is no difference for the two strategies. However, shrimp ponds treated were less affected by black gill disease
and cotton muscle. The assessment of this new strategy seems to be adapted to the current situation. In short,
administration of probiotics has allowed a better grow out performance in Aqualma by solving specific
problems.
Key words: probiotic, Penaeus monodon grow out, growth, survival, aged farm, water quality, Aqualma.
i
REMERCIEMENTS
Nous tenons à remercier dans un premier temps, toute l‟équipe pédagogique de l‟Ecole
Supérieure des Sciences Agronomiques, notamment les responsables de la formation au
sein du Département Elevage de nous avoir offert toutes les connaissances requises pour
l‟obtention du diplôme d‟Ingénieur Agronome.
Nous remercions particulièrement les personnes suivantes :
Monsieur RABEARIMISA Rivo Nirina, Chef du Département ELEVAGE, de nous
faire l‟honneur d‟accepter de présider la soutenance de ce mémoire ;
Monsieur RAKOTOZANDRINY Jean de Neupomuscène, Enseignant Chercheur à
l‟ESSA, pour avoir accepté de juger ce travail ;
Madame HANTANIRINA Herisoa Isabelle, Enseignant Chercheur à l‟ESSA,
d‟avoir consacré de votre temps à examiner ce travail et à apporter les remarques
constructives pour l‟améliorer ;
Monsieur RANDRIAMIARISOA, Docteur en Sciences Agronomiques, pour votre
aide, vos conseils et d‟avoir accepté de juger ce travail.
Monsieur RAFOMANANA Georges, notre tuteur, pour le temps qu‟il nous a
consacré tout au long de ce mémoire, en sachant répondre à toutes nos questions et
en oubliant pas sa participation à l‟accomplissement de ce travail;
Monsieur HILLION Benoit respectivement Directeur d‟exploitation et
KERSUZAN Pierre-Yvon, Directeur d‟élevage et responsable du service
probiotique d‟AQUALMA de Mahajamba d‟avoir accepté la réalisation de ce
travail au sein de la ferme, pour leurs assistances et leurs conseils tout au long du
stage.
ii
TABLE DES MATIERES
Remerciements .........................................................................................................................i
Table des matieres ................................................................................................................. ii
Liste des figures ...................................................................................................................... v
Liste des tableaux ...................................................................................................................vi
Liste des annexes ................................................................................................................. vii
Liste des abréviations et acronymes ................................................................................... viii
Glossaire ................................................................................................................................ix
Introduction ............................................................................................................................. 1
PARTIE I. Contexte actuel de la crevetticulture et problématiques ................................... 3
I.1 Pénéiculture .............................................................................................................. 3
I.1.1 Evolution et situation actuelle de la production mondiale ................................ 3
I.1.2 Problèmes actuels de la pénéiculture ................................................................ 4
I.1.3 Gestion des maladies et des problèmes d‟élevage liés au milieu d‟élevage ..... 5
I.1.3.1 Antibiotiques ................................................................................................. 5
I.1.3.2 Trilogie : Animaux-Vecteurs-Environnement .............................................. 6
I.1.3.3 Probiotique .................................................................................................... 6
I.2 Contexte à l‟AQUALMA ......................................................................................... 8
I.2.1 Problèmes de la ferme à Mahajamba ................................................................ 8
I.2.2 Vieillissement de la ferme ................................................................................. 9
I.2.2.1 Phytoplancton et Cyanobactéries .................................................................. 9
I.2.2.2 Maladies de la Branchie sale ou de la branchie noire ................................. 10
I.2.2.3 Maladie de la porcelaine ou muscle blanc .................................................. 10
I.3 Problématiques, objectifs et hypothèses ................................................................. 10
I.3.1 Problématiques ................................................................................................ 11
I.3.2 Objectifs .......................................................................................................... 12
I.3.3 Hypothèses de travail ...................................................................................... 12
PARTIE II. Matériels et méthodes .................................................................................. 13
II.1 Matériels ................................................................................................................. 13
II.1.1 Aqualma du groupe UNIMA .......................................................................... 13
II.1.1.1 Ferme de grossissement à Mahajamba ...................................................... 13
II.1.2 Matériel biologique ......................................................................................... 15
II.1.3 Matériels techniques ........................................................................................ 15
II.1.3.1 Oxymètres .................................................................................................. 16
II.1.3.2 PH-mètre .................................................................................................... 16
II.1.3.3 Réfractomètre ............................................................................................ 16
II.1.3.4 Disque de Secchi ....................................................................................... 16
iii
II.1.3.5 Tringle graduée .......................................................................................... 16
II.1.3.6 Matériel d‟expertise : filet épervier et seau. .............................................. 17
II.2 Méthodes ................................................................................................................ 17
II.2.1 Déroulement de l‟investigation ....................................................................... 17
II.2.2 Paramètres étudiés ........................................................................................... 18
II.2.3 Bassins considérés ........................................................................................... 18
II.2.4 Méthodes de récolte des paramètres ............................................................... 22
II.2.4.1 Paramètres physiques ................................................................................ 22
II.2.4.2 Etat du milieu ............................................................................................ 23
II.2.4.3 Etat des animaux ........................................................................................ 25
II.2.4.4 Paramètres zootechniques ......................................................................... 26
II.2.4.5 Paramètres de production .......................................................................... 28
II.3 Traitement des données .......................................................................................... 28
PARTIE III. Résultats ...................................................................................................... 31
III.1 Performances d‟élevage et des états des animaux .............................................. 31
III.1.1 Performances zootechniques ....................................................................... 31
III.1.1.1 Survie ....................................................................................................... 31
III.1.1.2 Gain moyen quotidien (GMQ) ................................................................. 32
III.1.1.3 Indice de consommation .......................................................................... 32
III.1.1.4 Densité initiale et finale ........................................................................... 33
III.1.1.5 Biomasse pêchée ou production totale ..................................................... 33
III.1.2 Comparaisons des états des animaux en cours d‟élevage ........................... 35
III.1.2.1 Branchies sales ......................................................................................... 35
III.1.2.2 Muscle blanc ............................................................................................ 36
III.2 Caractéristiques des deux milieux d‟élevage ...................................................... 38
III.2.1 Paramètres physiques .................................................................................. 38
III.2.1.1 Température ............................................................................................. 38
III.2.1.2 Potentiel d‟hydrogène (pH) ...................................................................... 39
III.2.1.3 Valeur du Secchi ...................................................................................... 41
III.2.1.4 Salinité...................................................................................................... 43
III.2.1.5 Concentration en oxygène dissous (COD) ............................................... 43
III.2.2 Etats du milieu ............................................................................................. 46
III.2.2.1 Paramètres biologiques ............................................................................ 46
III.2.2.2 Epaisseur de la couche de sédiments ....................................................... 49
III.3 Nouvelle stratégie adoptée .................................................................................. 52
III.3.1 Renouvellement d‟eau ................................................................................. 52
III.3.2 Heures de marche des aérateurs .................................................................. 54
iv
III.3.3 Intrants ......................................................................................................... 55
III.3.3.1 Quantité d‟aliments .................................................................................. 55
III.3.3.2 Fertilisants et chaux .................................................................................. 56
III.3.3.3 Probiotique ............................................................................................... 57
PARTIE IV. Discussions et suggestions .......................................................................... 59
IV.1 Qualité du milieu pour l‟élevage ........................................................................ 59
IV.1.1 Paramètres physiques .................................................................................. 59
IV.1.1.1 Température ............................................................................................. 59
IV.1.1.2 Potentiel d‟Hydrogène ............................................................................. 60
IV.1.1.3 Transparence ............................................................................................ 60
IV.1.1.4 Salinité ..................................................................................................... 61
IV.1.1.5 Concentration en oxygène dissous ........................................................... 62
IV.1.2 Etat du milieu .............................................................................................. 62
IV.1.2.1 Paramètres biologique : Phytoplancton et Cyanophycées ....................... 62
IV.2 Impact sur la performance .................................................................................. 63
IV.2.1 Meilleures survies ........................................................................................ 63
IV.2.2 Gain moyen pondéral quotidien non négligeable ........................................ 63
IV.2.3 Diminution du taux de Branchies Sales ....................................................... 64
IV.2.4 Moins de capture de crevettes à Muscle blanc ............................................ 65
IV.2.5 Une meilleure Indice de Consommation ..................................................... 66
IV.2.6 Limites de travail ......................................................................................... 67
IV.3 Suggestions ......................................................................................................... 67
IV.3.1 Conduite ...................................................................................................... 67
IV.3.1.1 Utilisation de la probiotique et fixation de la dose .................................. 67
IV.3.1.2 Aération et renouvellement d‟eau ............................................................ 67
IV.3.1.3 Nourrissage .............................................................................................. 68
IV.3.1.4 Assec ........................................................................................................ 68
IV.3.2 Quelques initiatives pour le maintien de la performance dans le futur ....... 70
IV.3.2.1 Mesures en routines de certains paramètres ............................................. 70
IV.3.2.2 Contrôles de taux de phosphore et de Cyanophycées .............................. 71
Conclusion ............................................................................................................................ 72
Références bibliographiques ................................................................................................. 73
Annexes ................................................................................................................................ 81
v
LISTE DES FIGURES
Figure n° 1: Localisation du site de Mahajamba ................................................................ 14
Figure n° 2: Plan de la ferme à Mahajamba ........................................................................ 14
Figure n° 3 Répartition des bassins étudiés au sein de la ferme à Mahajamba .................. 19
Figure n° 4: Répartition des mesures de l'épaisseur de la couche de sédiments .................. 25
Figure n° 5: Courbes d‟évolution de crevettes à branchies sales ......................................... 35
Figure n° 6: Courbes d'évolution moyenne des captures de crevettes à muscle blanc ........ 36
Figure n° 7: Courbes d‟évolution de la température de l‟eau .............................................. 38
Figure n° 8: Courbes d‟évolution du pH .............................................................................. 40
Figure n° 9: Courbes d'évolution moyenne de la transparence de l‟eau .............................. 42
Figure n° 10: Courbes d‟évolution moyenne des COD ....................................................... 44
Figure n° 11: Courbes de tendance de phytoplancton total. ................................................ 47
Figure n° 12: Courbes de tendance de Cyanophycées ......................................................... 48
Figure n° 13: Courbes d‟évolution de l'épaisseur de la couche de sédiments ..................... 49
Figure n° 14: Plateforme et caniveau bassin (gauche) et caniveau au moine de sortie
(droite) après pêche finale du G55 ....................................................................................... 51
Figure n° 15: Fond du bassin G01 après pêche finale ........................................................ 51
Figure n° 16: Surface sèche quelques jours après la récolte (droite), boue cassée (gauche)
du bassin G01 ....................................................................................................................... 51
Figure n° 17: Courbes d‟évolution du renouvellement d'eau .............................................. 52
Figure n° 18: Courbes d'évolution des heures de marche des aérateurs .............................. 54
Figure n° 19: Courbes d'évolution des aliments distribués par hectare ............................... 55
Figure n° 20: Courbes montrant l‟utilisation des fertilisants. .............................................. 56
Figure n° 21: Courbes montrant l'utilisation des chaux des bassins de contrôle ................. 57
Figure n° 22: Courbe montrant l'utilisation moyenne de la probiotique des bassins à
probiotique ........................................................................................................................... 58
vi
LISTE DES TABLEAUX
Tableau n° 1: Chronogramme des activités ......................................................................... 17
Tableau n° 2: Paramètres étudiés ......................................................................................... 18
Tableau n° 3: Bassins considérés ......................................................................................... 19
Tableau n° 4: Les différents types d‟aliment ....................................................................... 20
Tableau n° 5: Plan journalier de prélèvements des paramètres physiques .......................... 22
Tableau n° 6 : Echantillons à analyser et heures de mesures des états du milieu ................ 24
Tableau n° 7: Méthode de calcul de la concentration de phytoplancton suivant la densité 24
Tableau n° 8: Fréquences et heures pour l‟état des animaux ............................................... 25
Tableau n° 9: Survies pour chaque bassin et chaque conduite (%) ..................................... 32
Tableau n° 10: GMQ pour chaque bassin et chaque conduite (g/semaine) ......................... 32
Tableau n° 11: C pour chaque bassin et chaque conduite.................................................... 33
Tableau n° 12: Densités (crevettes/m2) au début et fin d‟élevage ....................................... 33
Tableau n° 13: Biomasse finale récoltée et rendement pour chaque bassin et chaque
conduite ................................................................................................................................ 34
Tableau n° 14: Pourcentages de crevettes à branchies sales par cycle ................................ 36
Tableau n° 15: Capture de crevettes à muscle blanc par cycle ............................................ 37
Tableau n° 16: Température (°C) pour chaque conduite ..................................................... 39
Tableau n° 17: pH de l‟eau pour chaque conduite ............................................................... 41
Tableau n° 18 : Ecart nycthéméral du pH pour chaque conduite ........................................ 41
Tableau n° 19: Transparence de l'eau pour chaque conduite ............................................... 43
Tableau n° 20: Salinité de l‟eau de chaque conduite ........................................................... 43
Tableau n° 21: COD de l‟eau pour chaque conduite ........................................................... 45
Tableau n° 22: Ecart nycthéméral de COD ......................................................................... 45
Tableau n° 23: Densités de Cyanophycées (cellules/ml) pour chaque conduite .................. 46
Tableau n° 24: Densités de phytoplancton total (cellules/ml) pour chaque conduite .......... 46
Tableau n° 25: Proportion en Cyanobactéries dans les bassins probiotiques...................... 49
Tableau n° 26: Epaisseur de la couche de sédiments pour chaque conduite ....................... 50
Tableau n° 27 : Pourcentages de renouvellement d‟eau pour chaque conduite ................... 53
Tableau n° 28: Quantités d'aliments distribués pour chaque conduite ................................ 56
vii
LISTE DES ANNEXES
Annexe n° 1: La représentation de ses espèces marines en aquaculture .............................. A
Annexe n° 2: Performance d‟Aqualma Mahajamba de 2008 à 2012 ................................... A
Annexe n° 3: Changement de composition d‟algues par l'excès en phosphate .................... B
Annexe n° 4: Maladies de la branchie sale et du muscle blanc ............................................ C
Annexe n° 5 : Les matériels utilisés et localisation du site ................................................... D
Annexe n° 6 : Matériels biologiques...................................................................................... F
Annexe n° 7: Activités durant l'assec ................................................................................... G
Annexe n° 8 : Le principe d‟activation et de multiplication du produit « epicin » .............. H
Annexe n° 9: Courbes utiles ................................................................................................... I
Annexe n° 10: FQ ou fiche quotidien .................................................................................... J
Annexe n° 11: Cyanobactéries .............................................................................................. K
Annexe n° 12: Importance des paramètres en aquaculture ................................................... L
Annexe n° 13 : Données sur la fin de cycle (élevage) et les paramètres de production ....... O
viii
LISTE DES ABREVIATIONS ET ACRONYMES
% Pourcentage
‰ Pour mille
°C Degré Celsius
AQUALMA Aquaculture de Mahajamba
CV Coefficient de Variation
cm Centimètre
BS Branchie Sale
COD Concentration en Oxygène Dissous
CHC Chaux Calcique
CHM Chaux Magnésienne
FAO Food and Agriculture Organization
FQ Fiche quotidienne
GMQ Gain moyen quotidien
IC Indice de Consommation
j Jour(s)
LR Label Rouge
kg Kilogramme
m2 mètre carré
mm Millimètre
Max. Maximum
Min. Minimum
MES Matière en Suspension
MB Muscle Blanc
OMS Organisation Mondiale de la Santé
pH Potentiel d‟Hydrogène
P. monodon Penaeus monodon
RE Renouvellement d‟Eau
Sem. Semaine(s)
TSP Triple Superphosphate
WSSV White Spot Syndrome Virus
YHV Yellow Head Virus
ix
GLOSSAIRE
Bioaugmentation : Ensemencement de microorganismes ou d‟agents dégradants afin
d‟augmenter la capacité de biodégradation des populations microbiennes indigènes.
Biocontrôle : Eradication des organismes indésirables soit par compétition/exclusion ; soit
par activité antibiotique par des traitements bactériens ou probiotiques.
Bioremédiation : En aquaculture, traitement de polluants (ex : nitrites, ammoniac) ou de
déchets au moyen de microorganismes ou probiotiques (ex : bactéries nitrifiantes) qui décomposent
les substances indésirables.
Bloom crash : Se définit par une mortalité massive d‟algues.
Ecart nycthéméral : Variation entre l‟activité du jour et de la nuit.
Epicin : Produits de l‟Epicore BioNetworks Inc., utilisés en aquaculture pour créer un
environnement propre et sain en écloseries et dans les bassins de grossissement.
Espèce euryhaline : Organisme aquatique capable de supporter de grandes variations de
salinité de l'eau environnante.
Etude randomisée ou « Randomisation » : En statistiques, c‟est l'étude d'un nouveau
traitement en fonction d'un échantillon choisi au hasard. La randomisation crée deux (2)
groupes (expérimental et témoin ou de contrôle) comparables en moyenne.
Exuviation : Rejet périodique de l'ancien squelette ou carapace ou cuticule que l'on
nomme l'exuvie afin de grandir en taille (mue de croissance) ou d'acquérir de nouveaux
organes, voire de changer de forme.
Juvénile : Stade de jeunes individus se présentant comme de « petits adultes », mais
encore incapables de se reproduire.
Maladies de la branchie sale : maladie nutritionnelle et/ou environnementale de la crevette
Penaeus monodon qui se distingue par la coloration noire, rouge ou marron au niveau des
branchies.
Muscle blanc : Infection parasitaire due à la microsporidie Thelohania contejani qui
affecte les juvéniles et les adultes de la crevette Penaeus monodon. La crevette atteinte
prend un aspect blanchâtre opaque.
x
Inocula : Pluriel du mot inoculum, en biologie, ce sont des échantillons contenant des
germes vivants, destinés à être introduit au sein d'un milieu favorable à sa multiplication,
afin de l‟identifier, de l‟étudier ou d‟en produire une quantité supérieure.
Probiotique : Concept qui se réfère à une substance sécrétée par un microorganisme et qui
stimule la croissance d‟un autre (FAO/OMS, 2001).
Postlarve : Qualifie le stade de développement situé après le stade larvaire, ressemblant au
stade juvénile mais n'en ayant pas encore certains caractères.
Pénéiculture : Elevage des crevettes du genre Penaeus ou des crevettes tropicales d‟eaux
marines ou eaux saumâtres.
Transfert : Transport des juvéniles prégrossis vers un bassin de grossissement.
1
INTRODUCTION
L‟aquaculture est une activité qui a connu un essor très important depuis ces dix
dernières années ; et actuellement, elle est reconnue comme l‟une des activités de
production animale à fort potentiel de développement. Parmi les nombreuses espèces en
aquaculture, l‟élevage des Pénéidés tient une place très importante. Il se situe aux premiers
rangs des échanges internationaux des produits aquacoles. La croissance rapide de cette
activité, associée à des systèmes mal maitrisés (les systèmes intensifs), a cependant conduit
à l‟apparition de maladies virales et bactériennes. Elles sont devenues aujourd‟hui un
véritable frein au développement de ce secteur. Dans ce contexte, une des priorités de la
recherche sur les activités de la production aquacole est la lutte contre ces pathologies afin
d‟assurer sa durabilité.
A MADAGASCAR, l‟élevage de crevettes est une pratique récente avec l‟espèce
Penaeus monodon ou « la crevette géante tigrée » ou « Camaron » ou « the black tiger
prawn». Le développement de l‟élevage de crevettes a été amorcé dans les années 80. Bien
que modeste à l‟échelle internationale, ce développement commence à prendre de
l‟envergure. L‟Aquaculture de Mahajamba (AQUALMA) du groupe UNIMA est l‟une des
4 sociétés qui exerce l‟élevage de P. monodon à but commercial dans ce pays depuis 1992.
L‟élevage, de l‟écloserie au grossissement, suit le cahier de charge Label Rouge (LR).
Depuis 2009, une baisse de la performance a été constatée. Les indicateurs de performance
tels que le taux de survie et la croissance pondérale des crevettes durant le grossissement,
sont considérablement en baisse. L‟élévation de l‟indice de consommation durant l‟élevage
ainsi que la diminution de la biomasse totale pêchée, affectent la rentabilité de l‟élevage.
Depuis le mois de février 2013, suite aux rôles attribués aux bactéries probiotiques dans le
monde de l‟aquaculture, cette biotechnologie bactérienne a été intégrée dans la conduite
d‟élevage afin de remédier cette baisse de la performance.
L‟étude intitulée « Probiotique chez le P. monodon en phase de grossissement
(méthode de randomisation) », cas de la ferme d‟AQUALMA Mahajamba, débute en
premier lieu par une partie bibliographique pour se familiariser avec le contexte mondial et
national de l‟aquaculture et de la crevetticulture, et cadrer l‟étude en se basant sur le
contexte actuel de la ferme sise à Mahajamba. En second lieu, la présentation des matériels
et méthodes utilisés s‟impose. Elle est suivie de la description des paramètres choisis et des
divers calculs utilisés dans cette étude. Ensuite, en troisième lieu, l‟illustration à travers des
2
résultats et les interprétations des résultats terminent le chapitre. Et enfin dans la quatrième
partie, les discussions sur les résultats analysés avant d‟énoncer les mesures
d‟accompagnement à prendre.
Ce présent mémoire se veut d‟être une opportunité d‟ouverture à d‟autres études
ultérieures en vue de l‟amélioration et de la promotion de l‟élevage de crevettes à
Madagascar. Il va donc constituer une base de débats et de recherche dans ce système
d‟élevage.
3
PARTIE I. CONTEXTE ACTUEL DE LA
CREVETTICULTURE ET PROBLEMATIQUES
La première partie du mémoire va d‟abord être axée sur par la situation mondiale de
la crevetticulture en eaux marines ou en eaux saumâtres. Ensuite, elle va traiter la situation
actuelle de la société Aqualma notamment le site sis à Mahajamba sera évoquée. Enfin, la
problématique qui en résulte sera exposée et suivie par les objectifs et hypothèses adoptés.
I.1 Pénéiculture
I.1.1 Evolution et situation actuelle de la production mondiale
Les origines de la crevetticulture marine industrielle ont été retracées au Japon dans
les années 1930 où Penaeus japonicus a été élevée et reproduite par Dr. MOTOSAKU
HUDINAGA (TIDWELL, 2012). Selon la FAO (2006), la pénéiculture a connu une forte
croissance à partir des années 1970. Et entre 1970 et 2004, le taux de croissance annuel du
secteur a été de 18,9 %.
Un pic dépassant les 20 % dans les années 1970-1990 a été distingué. L'élevage des
crevettes a connu, depuis le début des années 1980, un développement considérable lié à
une demande en augmentation constante des trois grands marchés importateurs qui sont les
ETATS-UNIS d'Amérique, le JAPON et l'EUROPE (MICHEL, 1996). Puis, l‟amélioration
des technologies, à savoir la modernisation des écloseries et l‟introduction de formules
alimentaires pour les crevettes, a accéléré la production (RÖNNBÄCK, 2001). Les années
1990-2000 ont été marquées par un ralentissement de ce développement (9,1 %),
essentiellement lié à l‟apparition des maladies virales dans les principaux pays producteurs,
illustré l'effondrement de la production à TAÏWAN en 1987-88, puis en CHINE, en
EQUATEUR, au MEXIQUE et en INDE dans les années 1993 à 1996, sous l'effet
conjugué des virus WSSV (White Spot Syndrom Virus) et YHV (Yellow Head Virus). Ces
maladies virales, à travers de leur dissémination et leur impact considérables sur la
production, font aujourd‟hui l‟objet d‟une attention toute particulière. Des mortalités
significatives ont également été associées à des bactéries pathogènes aussi bien en phase
larvaire qu‟en phase de grossissement. La plupart de ces maladies sont causées par des
bactéries du genre Vibrios.
En 2010, la production mondiale des espèces tropicales, d'eaux de mer ou d'eaux
saumâtres, a atteint 3,8 millions de tonnes, soit le double de celle de l‟année 2000 (1,8
4
millions de tonnes). Elle représente 66% (5,7 millions de tonnes) de la production
mondiale de Crustacés et 9,6% (5,7 millions de tonnes) de la production aquacole sur une
surface exploitée de plus d‟un millions d‟hectares. Les espèces élevées actuellement sont
les L. vannamei, P. monodon, Penaeus spp, P. japonicus, P. chinensis, P. indicus,
Metapenaeus spp. , et P. merguiensis (Cf. Annexe n°1).
I.1.2 Problèmes actuels de la pénéiculture
Malgré une tendance à l‟intensification au cours des dix dernières décennies, les
systèmes de production extensifs et semi-intensifs restent largement représentés. Très
souvent, la construction de bassins a entraîné la destruction partielle de forêts de
mangroves. 38 % de la perte globale de ces forêts est due au développement de l‟élevage de la
crevette (PAQUOTTE, 1996 ; FRANCOEUR, 2009). Ces forêts sont considérées comme
ayant une valeur économique. Elles fournissent localement différents produits alimentaires
et destinés à la construction. Et, elles jouent un rôle non négligeable dans l‟écosystème
marin et côtier en offrant un habitat naturel, un abri pour la reproduction pour certaines
espèces marines.
La crevetticulture pollue directement les eaux côtières en relâchant des effluents qui
contiennent des déchets organiques et chimiques. Ceci provoque l‟eutrophisation du milieu
et une prolifération d‟algues toxiques qui affectent les mangroves et les écosystèmes
marins adjacents. Par ailleurs, l'intensification des techniques d'élevage de crevettes s‟est
accompagnée d‟insuffisance de recyclage de leurs rejets et, les crevetticulteurs subissent
les effets négatifs sur leurs propres fermes (PAQUOTTE, 1996 ; FRANCOEUR, 2009).
L‟une des principales préoccupations des crevetticulteurs est la dévastation de leurs
productions par les virus, les bactéries, les parasites, les champignons et les autres maladies
issues de diverses sources comme un déséquilibre nutritionnel et des mauvaises conditions
environnementales. Dans les faits, de 1989 à 2000, le nombre de virus associé à l‟élevage
de crevettes Penaeus spp. a augmenté de six à plus d‟une vingtaine de virus. Toutes les
maladies répertoriées ont affecté à différents degrés la population de crevettes naturelles.
Mais, les risques d‟épidémies sont plus importants à proximité des bassins de
crevetticulture (FRANCOEUR, 2009).
En outre, les bassins abandonnés par les fermes qui ont été obligées d‟arrêter leurs
activités se révèlent impropres à tout usage. La restauration de cet habitat par l‟homme est
très difficile et coûteuse. Et, les résultats sont rarement encourageants. Cela est dû à la
5
salinisation des terres ou encore à la pollution par les produits chimiques enfouis dans les
sédiments (PAQUOTTE, 1996 ; FRANCOEUR, 2009).
I.1.3 Gestion des maladies et des problèmes d’élevage liés au
milieu d’élevage
I.1.3.1 Antibiotiques
Ces derniers temps, l‟aquaculture des crevettes dans le monde entier a été
fréquemment touchée par les maladies virales, et bactériennes. Elles sont liées à de
mauvaises conditions du milieu d‟élevage qui infligent des pertes énormes (KARUNA
SAGAR et al., 1994). Les microorganismes pathogènes impliqués dans ces foyers sont les
virus ; les bactéries comme les rickettsies et les mycoplasmes ; les algues ; les
champignons et les parasites protozoaires. Pour la prévention et le contrôle des maladies,
les antibiotiques, les pesticides, et autres produits chimiques ont été utilisés. Cela a créé
éventuellement des bactéries résistantes aux antibiotiques ; la persistance des pesticides et
autres produits chimiques toxiques dans l'environnement aquatique entraine la création de
risque pour la santé humaine.
Traditionnellement, l‟utilisation de traitements désinfectants et de traitements
antibiotiques (principalement de l‟oxytetracycline, du chloramphénicol, de sarafloxacin, et
de l‟enrofloxacin) a permis de limiter, voire d‟enrayer la plupart des infections
bactériennes chez les espèces aquacoles. Mais actuellement, l‟utilisation de ces traitements
a fortement été remise en cause en aquaculture comme également en santé humaine et en
agriculture. En effet, l‟utilisation massive des antibiotiques pour contrôler les maladies a
entraîné une augmentation de la pression de sélection au sein des communautés
bactériennes. Et cela a favorisé l‟éruption de souches résistantes chez les espèces aquacoles
en général et particulièrement les crevettes.
Outre le fait de rendre ce type de traitement inefficace, leur utilisation excessive en
aquaculture constitue aussi une menace directe pour la santé humaine et pour
l‟environnement. Le transfert de cette résistance du milieu aquatique à la terre, de souches
insensibles aux antibiotiques, peut causer des maladies chez les humains. C‟est pourquoi
dans un souci d‟inscrire la crevetticulture dans la durabilité et à des fins de santé publique,
des efforts sont plus que jamais nécessaires pour promouvoir une utilisation raisonnable
des antibiotiques, des pesticides et des produits chimiques en aquaculture et de proposer de
6
nouvelles stratégies de lutte contre les pathologies d‟origine bactérienne (BERMUDEZ-
ALMADA et al., 2012).
I.1.3.2 Trilogie : Animaux-Vecteurs-Environnement
Ainsi, une approche globale, incluant les trois compartiments : l‟environnement,
l‟animal et les agents pathogènes, et en s‟inscrivant dans la notion de durabilité, a été
proposée en aquaculture (HERBLAND et HARACHE, 2008). Cette approche présente les
différentes stratégies possibles, et des alternatives à l‟usage des désinfectants et des
antibiotiques. Dans ce cadre, les bactéries probiotiques se sont révélées de bons moyens de
substitution des antibiotiques en tant que moyen de prévention de la maladie et de la
dégradation du milieu environnemental.
Sur la base des résultats de recherches antérieures sur les probiotiques, l'utilisation
de bactéries probiotiques dans l'aquaculture a une énorme portée. Et l'étude de l'application
des probiotiques en aquaculture a un avenir glorieux (MORIARTY, 1997). L‟utilisation de
microorganismes probiotiques destinés à agir sur les différents compartiments : animal
hôte, agents pathogènes et environnement, constitue une des stratégies possibles. Mais en
aquaculture, il n‟existe pas de solution unique mais plutôt un ensemble de mesures à mettre
en œuvre conjointement. D‟où, l‟utilisation de la probiotique doit tenir compte de nouvelle
conduite d‟élevage en concordance avec les objectifs de l‟exploitant.
I.1.3.3 Probiotique
I.1.3.3.1 Définitions
Le mot probiotique est tiré du mot grec « pro-bios » qui signifie littéralement « en
faveur de la vie ». La première définition est celle de METCHNIKOFF (1907) (dans
FAO/OMS, 2001) qui définit la probiotique comme un concept qui se réfère à une
substance sécrétée par un microorganisme et qui stimule la croissance d‟un autre. La
définition de référence est basée sur celle de FULLER en 1989 (FAO/OMS, 2001) qui la
définit comme «un complément nutritionnel microbien vivant qui a un effet positif sur
l‟animal hôte en améliorant son équilibre intestinal ». Donc, il peut être dit comme additif
alimentaire (FAO/OMS, 2001).
En aquaculture, ces définitions ont été élargies. MORIARTY (1997) étend le concept «
additif de l‟eau» car en aquaculture l‟environnement ambiant immédiat a une large
influence à la santé et à la communauté microbienne durant l‟élevage. Cette interaction
7
implique que la plupart des probiotiques est issue de l‟environnement d‟élevage et a été
ensemencée par la suite (bioaugmentation).
La définition la plus complète du concept probiotique en sens large en aquaculture
est celle de VERSCHUERE et al. (2000) : « un complément microbien vivant qui a un
effet bénéfique sur l'hôte en modifiant la communauté microbienne hôte associé à une
température ambiante, en assurant une meilleure utilisation de l'aliment ou l'amélioration
de leur valeur nutritionnelle, par l'amélioration de la réponse de l'hôte vers la maladie, ou
par l'augmentation de la qualité de son environnement ambiant ».
I.1.3.3.2 Principe de base de l’utilisation de la probiotique en
aquaculture
Les probiotiques sont utilisées en aquaculture par ce qu‟on appelle la
bioaugmentation. La bioaugmentation est l‟ensemencement de microorganismes ou
d‟agents dégradants afin d‟augmenter la capacité de biodégradation des populations
microbiennes indigènes. Les microorganismes sont prélevés d‟un environnement, cultivés
séparément, et sont retournés dans un site en tant que moyen d'augmentation rapide de la
population de micro-organismes au niveau du site (ANUSHREE, 2006). Les véritables
espèces probiotiques pour l‟aquaculture de crevettes sont donc des espèces qui se
produisent naturellement dans les écosystèmes d'eaux douces et de mer. Et, elles se
trouvent naturellement dans l'intestin des crevettes.
Ces produits se présentent sous différentes formes commerciales et consistent
principalement (DELLA PATRONA et al., 2007) en:
Inocula de bactéries contenant des bactéries ou des spores (aérobies ou anaérobies)
dans un milieu empêchant leur croissance ou leur germination jusqu‟à leur
utilisation ;
Inocula contenant des enzymes extracellulaires et des extraits de fruits ou de
plantes;
Et, suspensions combinant des préparations enzymatiques et des inocula de
bactéries.
Avant l‟ensemencement dans les bassins, ces formes commerciales en tant
qu‟inoculum doivent subir des activations ou des hydratations (pour les formes de bactéries
sporulées) et multipliées dans des tanks ou bacs appropriés. Ceci se fait par ajout d‟eau
8
selon la quantité et de nutriment pour la multiplication (mélange de granulés et de sucre).
Les souches de bactéries les plus utilisées en aquaculture sont les Bacillus, Nitrosomonas,
Nitrobacter, Pseudomonas, Streptomyces, Saccharomyces et Lactobacillus (CASTEX,
2009). Pour les enzymes extracellulaires, des essais ont montré l‟efficacité des cellulases et
des oxydases. Pour les extraits de fruits ou de plantes, les extraits de la plante de Yucca
sp. ; les extraits des graines de citron et des acides tanniques ont montré des résultats
satisfaisants (BOYD et GROSS, 1998). Il a été souvent noté que l‟utilisation seule de ces
enzymes ne peut pas accélérer la dégradation de la matière organique ou des substances
toxiques sauf si les bactéries sont présentes.
Actuellement, on peut administrer 3 rôles de la probiotique en grossissement sur des
bassins en terre :
Probiotique sensu stricto : administrée de telle manière que les probiotiques sont
ingérées dans le conduit gastro-intestinal de l‟animal et s‟y maintiennent vivantes
dans le but d‟améliorer la résistance et la santé de l‟animal ; et l‟assimilation des
aliments (GATESOUPE 1999 ; MORIARTY et al., 2005),
Biocontrôle : éradication des organismes indésirables (bactéries, virus,
champignons, ..) soit par compétition/exclusion soit par activité antibiotique
(MORIARTY 1998 ; CASTEX, 2009.), et
Bioremédiation : décomposition des substances indésirables (ex : nitrites,
ammoniaque par des bactéries nitrifiantes) des eaux et des sédiments (MORIARTY
1997 ; CASTEX, 2009).
I.2 Contexte à l’AQUALMA
I.2.1 Problèmes de la ferme à Mahajamba
La ferme de grossissement de l‟AQUALMA à Mahajamba exploite depuis 1994
l‟espèce P. monodon. Le système d‟élevage adopté est le semi-intensif Les bassins de
grossissement utilisés ont une surface qui varie de 6 à 15 ha et ceux de prégrossissement
aux environs de 1ha. La production totale atteint les 50 000 tonnes en 2012. Depuis 2009,
on constate une baisse de la performance durant le grossissement. Des diminutions
progressives de la survie, de la croissance et de l‟accroissement de la biomasse annuelle
sont enregistrées. L‟écart atteint les 15% de 2008 à 2012 pour la survie. La croissance a
diminué de 1,66 à 1,28 g/sem. durant les cinq dernières années, et l‟accroissement de la
9
biomasse a régressé de 3,20 à 2,84 kt. Ensuite, une augmentation du l‟indice de
consommation (IC) supérieure à deux (2) a été constatée depuis l‟année 2010. Et, une
diminution considérable de la production totale annuelle soit le tonnage total pêché, a été
aussi notée (Cf. Annexe n°2).
Parmi les grandes contraintes du développement de la pénéiculture citées, à
l‟AQUALMA Mahajamba notamment, la baisse de performance est liée à l‟apparition de
maladie et à la forte dégradation dans les bassins d‟élevage.
I.2.2 Vieillissement de la ferme
La ferme sise à Mahajamba a actuellement plus de 18 ans. Elle est définie comme
une ferme âgée. MOHD ROZHAN (2009) classe les bassins à plus de 10 ans de production
comme étant un bassin âgé. ABU HENA et al. (2008) tranche l‟âge à plus de 7 ans
d‟existence.
L‟âge de la ferme est jugé comme la cause principale de la diminution de la
performance d‟élevage. PRIMAVERA (1997) déduit que la durée de vie d‟une entreprise
d‟élevage de crevettes se situe généralement entre 5 et 10 ans. D‟autres auteurs, plus
optimistes, suggèrent qu‟une production peut être rentable jusqu‟à 15 ans (FLAHERTY et
KARNJANAKESORN, 1995 cités par FRANCOEUR, 2009).
En effet, les fermes âgées souffrent d‟une détérioration rapide des milieux d‟élevage.
Elle est observée dans la ferme de l‟AQUALMA à Mahajamba, à savoir :
le piégeage de certains nutriments comme le phosphate qui engendre des problèmes
d‟algues surtout des Cyanophycées ou des Cyanobactéries,
et, la détérioration rapide du milieu en cours d‟élevage qui engendre l‟apparition
des maladies : la branchie sale et le muscle blanc.
I.2.2.1 Phytoplancton et Cyanobactéries
Les vieux bassins ont souvent des problèmes d‟algues à savoir la production
excessive d‟algues, mais surtout de l‟abondance des algues indésirables comme les algues
bleu-vertes ou les Cyanobactéries ou Cyanophycées. Ce problème provient le plus souvent
du piégeage du phosphate dans le fond du bassin ou dans le sédiment par la succession des
cycles d‟élevage. Car, les 50 à 65% du phosphore par apport d‟aliment durant l‟élevage
sont piégés dans le sol (BOYD, 2001b). Ces problèmes d‟algues ont un impact négatif
important sur la production. La présence excessive de phosphate entraîne aussi le
10
changement de composition des algues vers une abondance en Cyanophycées (Cf. Annexe
n°3). Ces algues bleu-vertes sont indésirables car elles sont non consommées et parfois
toxiques pour l‟espèce.
I.2.2.2 Maladies de la Branchie sale ou de la branchie noire
La maladie de la branchie sale (BS) ou « black gill disease » est due à une
accumulation au niveau des branchies de substances chimiques toxiques telles que
l‟ammonium et les nitrites ou encore le fer ou le zooplancton tels que le Zoothamnium sp.
ou les algues comme les algues bleu-vertes. Elle peut être liée à une carence en acide
ascorbique et à de charges organiques élevées dans les bassins. Elle peut être associée à
d'autres syndromes tels que les infections bactériennes, fongiques, virales et parasitaires de
type protozoaire. Les branchies de la crevette atteintes prennent la couleur rougeâtre et
brunâtre à noires (Cf. Annexe n°4). Cela entraine un manque d‟énergie ou de matériaux
nécessaires aux crevettes pour les différentes étapes du processus du grossissement. La
maladie cause ainsi une mortalité importante aux environs du stade de mue.
I.2.2.3 Maladie de la porcelaine ou muscle blanc
La maladie du muscle blanc (MB) ou « Cotton shrimp disease » est due à la
microsporidie Thelohania contejani chez le P. monodon. Il s‟agit d‟un parasite
intracellulaire qui vit dans le tissu musculaire des animaux infectés (Cf. Annexe n°4). La
crevette prend un aspect blanchâtre opaque, et rencontre des difficultés pour se déplacer à
la recherche de nourriture et la mort intervient quelques jours plus tard, mais parfois cela
prend plus de temps. Cette maladie est surtout liée à une baisse d‟immunité et à une
fragilité des animaux. La contamination se fait par cannibalisme.
I.3 Problématiques, objectifs et hypothèses
L‟administration des bactéries probiotiques durant le cycle d‟élevage est la solution
adoptée au niveau de la ferme pour remédier à cette baisse de la performance. Mais
l‟utilisation de cette nouvelle technologie bactérienne exige l‟adoption de nouvelle
conduite d‟élevage. Ainsi, en plus des différents rôles attribués aux bactéries en
aquaculture, de nouvelles stratégies d‟élevage ont été décidées à savoir :
Zéro chaulage : la suppression du chaulage en tant que moyen de régulation
du pH et de compactage du fond attribuée aux probiotiques et afin de
favoriser un milieu bactérien ;
11
Zéro fertilisation : la suppression de la fertilisation en début et au cours de
l‟élevage afin d‟éviter la prolifération massive d‟algues ;
Minimisation du renouvellement d‟eau (RE) pour éviter l‟évacuation de
bactéries probiotiques ensemencées ;
Diminution de l‟apport en aliments par hectare pour prévenir la dégradation
rapide du milieu ;
Et, utilisation d‟aérateurs pour compenser certains bienfaits du
renouvellement d‟eau et favoriser la suspension de particules d‟argile dans
la colonne d‟eau qui servent de support des bactéries pour favoriser la
décomposition à ce niveau.
I.3.1 Problématiques
L‟utilisation de la probiotique à la ferme de grossissement de P. monodon de
l‟Aquaculture de Mahajamba a pour objectifs d‟améliorer la production en favorisant un
milieu adéquat en cours d‟élevage, de prévenir les maladies et de rechercher la durabilité.
Cela en tenant compte de la baisse des performances après 18 ans d‟exploitation. Or, les
effets de l‟administration de la probiotique, durant le cycle d‟élevage à la ferme située dans
la baie de Mahajamba, constituent une nouvelle expérience.
En effet, l‟utilisation de cette biotechnologie bactérienne présente des avantages. Des
études faites par d‟autres auteurs doutent de leur efficacité. BOYD (1995) argumente que
les bactéries sont ubiquistes, leurs corps végétatifs et leurs spores apparaissent dans
pratiquement tous les types d‟environnement. De sorte qu‟il est peu probable que l‟ajout
d‟amendements bactériens ou d‟enzymes extracellulaires puisse avoir une action efficace.
C'est pourquoi la question se pose sur la possibilité pour ce type de production
innovante d'affronter une forte concurrence internationale comme dans le cas des crevettes
tropicales. En particulier, les conditions sont analysées dans lesquelles les entreprises
peuvent développer une stratégie de compétitivité basée sur la qualité de leurs produits et
sur le respect de l'environnement. Par conséquent, l'effet bénéfique des bactéries
probiotiques sur la culture commerciale de la crevette géante tigrée, P. monodon s‟avère
nécessaire et primordial.
La question de recherche est la suivante : Quels sont les effets de la conduite
d‟administration de la probiotique sur la production de la crevette P. monodon et de la
stratégie adoptée à la ferme de grossissement d‟AQUALMA de Mahajamba ?
12
Pour ce faire, l‟étude va se baser sur l‟analyse randomisée des performances des
bassins de l‟année 2012 considérés comme les bassins de contrôle par rapport aux bassins
de l‟année 2013 qui sont les bassins expérimentaux avec traitement de probiotique.
I.3.2 Objectifs
Cette étude va essayer d‟évaluer les effets de la probiotique sur les facteurs du milieu
qui agissent sur les performances en cours d‟élevage, et la faisabilité de la nouvelle
stratégie lors du grossissement du P. monodon. De cette manière, les objectifs spécifiques
de l‟étude sont :
Objectif 1: Evaluer les effets de la probiotique sur la performance et l‟état des
animaux en cours d‟élevage pour la conduite avec probiotique et sans probiotique.
Objectif 2: Caractériser les deux milieux d‟élevage : bassins traités avec la
probiotique et bassins de contrôle sans probiotique.
Objectif 3: Illustrer et apprécier les paramètres liés à la production pour les deux
conduites.
I.3.3 Hypothèses de travail
Les hypothèses de travail sont :
Hypothèse 1 : L‟administration de la probiotique permet de maintenir la qualité du
milieu pour l‟élevage en grossissement du P monodon.
Hypothèse 2 : La bioaugmentation conduit à avoir de meilleure performance
zootechnique (survie et croissance) en résolvant les problèmes spécifiques.
Hypothèse 3 : L‟administration de probiotique est une stratégie innovante.
L‟aquaculture de crevettes connait aujourd‟hui des contraintes à son développement.
Actuellement, les différentes pratiques adoptées, l‟emploi des produits chimiques,
l‟intensification et la gestion des maladies, doivent être maitrisés afin de promouvoir la
durabilité de la filière. La bioaugmentation offre une opportunité de résoudre ce défi.
L‟ensemencement des bactéries probiotiques est connu comme un moyen d‟accroître la
productivité. La société Aqualma a largement compris les avantages de cette technologie.
Mais, les effets de l‟administration des bactéries au cours du grossissement sont encore
inconnus pour la ferme. L‟obtention de ces résultats est alors importante en fonction du
contexte de la ferme.
13
PARTIE II. MATERIELS ET METHODES
Cette partie du document présente les divers matériels et méthodes durant
l‟investigation. La présentation du site sise à Mahajamba, les matériels utilisés à savoir les
matériels biologiques et techniques sont présentés. Puis, les méthodes utilisées sont décrites et
suivies par la récolte et l‟analyse des données.
II.1 Matériels
II.1.1 Aqualma du groupe UNIMA
La société Aqualma (Aquaculture de Mahajamba) est une société anonyme ayant un
capital de 15,2 milliards de MGA (RAKOTONDRAMANANA, 2013). Certifiée Label
Rouge (LR), la société a comme principale activité l‟élevage jusqu‟à l‟exportation des
crevettes Penaeus monodon. Elle appartient au groupe UNIMA et présente 4 sites d‟Ouest
au Nord-Ouest de MADAGASCAR (Cf. Annexe n°5). Les différents sites sont les
suivants :
deux fermes de grossissement sis à Mahajamba (Aqualma Mahajamba) et à
Besalampy (MARINA) ;
un centre d‟écloserie situé à Moramba ;
un centre d‟élevage larvaire situé à Ambatomifoko d‟où sont produites les
postlarves destinées aux deux fermes de grossissement et;
une usine de conditionnement implantée à Besakoa.
II.1.1.1 Ferme de grossissement à Mahajamba
L‟investigation s‟est déroulée dans la ferme de grossissement à Mahajamba au
Nord-Ouest de Madagascar. Elle se trouve dans le Faritany de Mahajanga, Région Boeny
et District de Mahajanga II, plus précisément dans le Delta de la Baie de Mahajamba à 120
km au Nord-Ouest de la ville de Mahajanga. Elle se situe entre 47° 02‟ Sud et 15° 35‟ Est.
La ferme s‟étend sur 780 ha de tannes sur la côte Nord-Ouest Madagascar (ferme
de grossissement Mahajamba). Le type d‟élevage est le semi-intensif amélioré. La densité
d‟élevage appliquée varie de 5 à 15 individus par m². Et, la charge d‟élevage est limitée
aux environs de 350 g/m².
14
Figure n° 1: Localisation du site de Mahajamba (Aqualma, 2013)
La figure n°2 suivante illustre le plan de la ferme.
Figure n° 2: Plan de la ferme à Mahajamba (Aqualma, 2013)
15
Le site est implanté entre deux rivières, celles de Marovoiaikely et de Masokoenjy.
Il compte 137 bassins dont 83 bassins de grossissement de 6 à 15 ha et 34 bassins de
prégrossissement aux environs de 1 ha. La station de pompage est située à l‟extrême Nord
de la ferme. Un canal d‟alimentation d‟eau qui est long de 15 km et s‟étend sur 200 ha
alimente toute la ferme.
II.1.2 Matériel biologique
Il est important de savoir les animaux sur lesquels va se porter l‟investigation.
L‟espèce étudiée est le Penaeus monodon (Cf. Annexe n°6). Cette espèce est la plus
intéressante dans le contexte de MADAGASCAR. Pour un élevage semi-intensif de 150
jours, le poids moyen du Penaeus monodon peut atteindre les 25 à 35 g. ce qui est très
performant car par exemple le Penaeus indicus à cette durée d‟élevage n‟atteint que 12 à
15 g. En outre, elle est considérée comme une espèce performante (avec un bon aliment)
tout en montrant une bonne résistance aux manipulations par rapport aux autres espèces
(AVALLE et ROTHIUS, 1991). Le choix est aussi sa rentabilité au niveau de la production
et du marché. En effet, elle garantit le meilleur compromis entre sécurité de production,
productivité acceptable, taille marchande élevée et coût de production réduit. C‟est pour
tous ces avantages que le choix de l‟espèce est fait.
Durant cette investigation, les juvéniles transférées dans les bassins de grossissement
sont issues des bassins de prégrossissement différents. Le poids moyen des juvéniles au
moment du transfert est alors variable pour chaque bassin.
II.1.3 Matériels techniques
Les bassins de grossissement utilisés sont des bassins en terre. Ils ont les différentes
caractéristiques suivantes :
bassins d‟environ 5 à 10 hectares (Cf. Annexe n°5);
munis d‟un (1) ou deux (2) moine(s) d‟entrée et de sortie selon la taille du bassin
(Cf. annexe n°5) et;
profondeur d‟eau moyenne aux environs de 1,2 m.
Plusieurs accessoires peuvent être rencontrés au niveau de chaque bassin à savoir :
les aérateurs Paddle Wheel utilisés à deux par hectare,
un canoë ou une barge qui serve aux différentes activités effectuées lors de
l‟élevage,
16
et, les mangeoires périphériques qui servent de mangeoires témoins et/ou refuges
des animaux malades pour faciliter les captures d‟échantillons.
Le grossissement nécessite des suivis journaliers et hebdomadaires de l‟évolution
du milieu d‟élevage. Pour cela, nombreux sont les matériels utilisés pour prélever les
paramètres, durant l‟investigation entre autres :
II.1.3.1 Oxymètres
L‟YSI Model 52 a été utilisé (Cf. Annexe n°5). Cet appareil est un instrument
portatif. Il mesure simultanément la concentration en oxygène dissous (COD) en mg/l et la
température de l'eau en degré Celsius (°C). Sa précision est de ±0,2.
II.1.3.2 PH-mètre
Un pH-mètre ISE HACH sensION 2 portatif a été utilisé (Cf. Annexe n°5).
L‟appareil a une plage de mesure de 1 à 14. Une marge d‟erreur de ±0,1 % est estimé pour
cet appareil, c‟est donc un appareil avec une bonne précision.
II.1.3.3 Réfractomètre
Un réfractomètre est un instrument de laboratoire ou de terrain pour la mesure de la
teneur en sel d‟une solution. La teneur en sel ou la salinité est exprimé en partie par million
« ppm » soit « ‰ ». Pendant cette investigation, un refractomètre de type ISE (HACH,
sensION2) a été utilisé pour mesurer la salinité de l‟eau (Cf. Annexe n°5). Cet appareil a
une plage de mesure de 0‰ à 100‰.
II.1.3.4 Disque de Secchi
Le disque de Secchi est un matériel de mesure de la transparence de l‟eau au cours
d‟élevage (Cf. Annexe n°5). Il s‟agit d‟un disque de 30 cm de diamètre, coloré en noir et
blanc muni d‟une barre graduée. L‟unité de la graduation est en centimètre (cm). Le
centimètre est une unité adéquate pour illustrer ce paramètre.
II.1.3.5 Tringle graduée
La tringle graduée a été utilisée pour mesurer l‟épaisseur de la couche de sédiments
au cours du grossissement. C‟est un simple matériel en barre de bois graduée dont l‟unité
est le centimètre (cm) avec 0,1 cm de précision (Cf. Annexe n°5). Elle est bien adaptée aux
mesures sur terrain vu sa légèreté et sa graduation. Et, elle permet d‟avoir de précision sur
la couche réduite.
17
II.1.3.6 Matériel d’expertise : filet épervier et seau.
L‟expertise est le suivi de l‟état biologique des crevettes en cours d‟élevage. Un
filet épervier et un seau en plastique sont les matériels utilisés pour ce suivi (Cf. Annexe
n°5). Le filet épervier est utilisé pour capturer les crevettes. Il comporte des mailles de 9
mm et peut supporter un poids aux environs de 3 kg. Il permet donc de capturer
convenablement les crevettes en bassin de grossissement. Quant au seau en plastique, il
permet de bien contenir et de manipuler les crevettes durant tout le suivi.
Un sac permet le transport sur le terrain des matériels utilisés et seul le technicien
de prélèvement des paramètres est autorisé à les manipuler. On peut dire que, les matériels
utilisés sont bien entretenus au niveau de la ferme. Ils sont encore en bon état et permet de
faire les mesures adéquates. En plus, les matériels de mesure sont étalonnés chaque
semaine. Cela garantit la fiabilité des mesures. Puis, le technicien de prélèvement des
paramètres est bien formé à utiliser les matériels faciles à utiliser et à manipuler.
II.2 Méthodes
Ce paragraphe sous-partie va essayer de décrire les points suivants, à savoir :
le déroulement de l‟investigation qui illustre le chronogramme de l‟étude et ;
les paramètres étudiés qui présente les diverses catégories de paramètres, les
bassins choisis pour l‟étude et les méthodes de prélèvement des paramètres.
II.2.1 Déroulement de l’investigation
De nombreuses étapes ont fixé l‟aboutissement des objectifs de l‟étude. Ces étapes
sont regroupées en 5 activités. Le tableau n°1 montre bien la succession de ces cinq (5)
activités en dépit du temps et de la durée (en mois).
Tableau n° 1: Chronogramme des activités
Activités Nov. Déc. Jan. Fév. Mars Avr. Mai
1. Recherche bibliographique
2. Elaboration du protocole de
recherche
3. Ajustement du protocole
4. Récolte des données
5. Analyse des données et rédaction
Auteur, 2014
18
II.2.2 Paramètres étudiés
Les deux conduites d‟élevage, à savoir le grossissement avec administration de
probiotique et sans probiotique, vont être comparées. Et, pour aboutir aux objectifs fixés, 5
catégories de paramètres sont à considérer pour les bassins de contrôle et les bassins
expérimentaux. Cela inclut des indicateurs environnementaux, des suivis de l‟élevage et
des activités durant le grossissement. Le tableau n°2 ci-après note bien ces 5 paramètres.
Tableau n° 2: Paramètres étudiés
Paramètres Composants
1. Paramètres physiques
Température (°C)
Salinité (‰)
Potentiel d'hydrogène ou pH
Concentration en oxygène dissous ou
COD (mg/l)
Valeur Secchi ou transparence de l‟eau
(cm)
2. Etats du milieu
Paramètres biologiques : densité de
cyanophycée et de phytoplancton total
(cellules/ml)
Epaisseur de la couche réduite (cm)
3. Etats des animaux Pourcentage de branchies sales
Crevettes à Muscle Blanc capturées
4. Paramètres de production
Heure de marche des aérateurs
Quantité d‟aliment distribué (kg)
Quantité d‟intrants (kg)
Biomasse pêchée (kg)
5. Paramètres zootechniques
Indice de Consommation ou IC
Gain moyen pondéral (g/j)
Survie fin élevage (%)
Densité initiale et finale (crevettes/m²)
Auteur, 2014
II.2.3 Bassins considérés
Après le choix des paramètres, le choix des bassins pour l‟étude est nécessaire.
Pour chaque type de conduite, quatre (4) bassins ont été pris en compte. Les 8 bassins sont
répartis sur toute la ferme. Le tableau n°3 et la figure n°3 présentent les différents bassins
considérés et leur répartition.
19
Tableau n° 3: Bassins considérés
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37
Surface (ha) 10,08 9,82 10,31 10,14
Début cycle 13-juin-12 19-juin-12 02-août-12 27–sept-12
Fin de cycle 13-août-12 28-oct-12 23-nov-12 17-dec-12
Bassins expérimentaux
G13 G16 G55 G66
Surface (ha) 9,95 10,97 6,36 5,84
Début cycle 17-juil-13 22-juin-13 25-août-13 13-août-13
Fin de cycle 06-nov.-13 02-nov.-13 14-nov.-13 04-nov.-13
Auteur, 2014
Figure n° 3 Répartition des bassins étudiés au sein de la ferme à Mahajamba (Auteur,
2014)
Il est à noter que les bassins pour chaque conduite ne sont pas bien répartis le long
de la ferme même si le choix peut être jugé représentatif. Seuls ces bassins ont des données
les plus complètes durant le grossissement. L‟utilisation de bassin de contrôle durant
l‟année 2013 a été inconcevable, où l‟utilisation des données historiques s‟avère nécessaire
et indispensable sans tenir compte du facteur temps. Mais d‟un autre côté, le
grossissement, que ce soit pour les bassins traités avec la probiotique ou les bassins de
Nord
Sud
20
contrôle, s‟est passé en une même saison (saison froide et début saison chaude) entre Juin
et Décembre. La saison est un paramètre important pour l‟élevage car la température
détermine la croissance des crevettes en grossissement. Donc, elle influe sur la
performance d‟élevage.
Avant le transfert de postlarves, chaque bassin a subi une préparation inter-élevage
marquée par l‟assec total de 14 à 21 jours (Cf. Annexe n°7). Les différents bassins
reçoivent la même conduite d‟alimentation c‟est-à-dire le nombre et l‟heure de
distributions d‟aliments. Et, les mêmes types d‟aliments sont utilisés durant le
grossissement. Mais, les deux stratégies d‟élevage se différencient par la suppression du
chaulage et de la fertilisation dans les bassins traités avec probiotique.
Les types d‟aliments utilisés dans le nourrissage dans les bassins durant le
grossissement sont illustrés dans le tableau n°4 avec leur plage d‟utilisation. Il est
important pour une ferme d‟élevage d‟avoir ces divers types d‟aliments car les besoins
alimentaires varient suivant l‟âge ou le poids et la granulométrie de l‟aliment doit être
adaptée à la taille des crevettes afin que celles-ci puissent ingérer facilement les granulés.
Tableau n° 4: Les différents types d‟aliment
Nom du produit Sigle Type Plage d‟utilisation
MONODON S2 RED LABEL S2RL Starter Crevettes <3g
MONODON S3 RED LABEL S3RL Starter Crevettes [2-8g]
MONODON G4 RED LABEL G4RL Grower Crevettes [3-30g]
MONODON G6RED LABEL G6RL Grower Crevettes >28g
MONODON F4 RED LABEL F4RL Finition Crevettes en Finition
Aqualma, 2013
Les fertilisants utilisés dans les bassins de contrôle sont l‟Urée et le Triple
Superphosphate ou le TSP. La fertilisation est utile pour le développement de la
productivité primaire (le phytoplancton). Les fertilisants utilisés sont des fertilisants
inorganiques. Deux (2) types de fertilisation sont rencontrés, à savoir :
Fertilisation de démarrage : elle est appliquée lors de la mise en eau avec une dose
de 15kg/ha d‟Urée et 1,5kg/ha de TSP (rapport N/P : 22/1) et ;
Fertilisation d‟entretien : la première application est opérée dès que le niveau
opérationnel du bassin est atteint et lorsque la valeur du Secchi cible (30 à 40 ± 5
cm) n‟est pas encore obtenue. On l‟applique alors jusqu‟à l‟obtention de la valeur
idéale. La dose d‟entretiens est de 5kg/ha d‟Urée et 0,25kg/ha de TSP (rapport N/P
: 44/1).
21
Et quant au chaulage, deux (2) types de chaux sont utilisés durant le grossissement en
l‟occurrence la chaux calcaire (CHC) et la chaux magnésienne (CHM). Le chaulage,
favorable à la vie aquacole, est important pour l‟aquaculture notamment l‟aquaculture de
crevette mais doit être pratiqué avec cohérence et précaution selon le rôle. Il permet de
maintenir un milieu favorable par la temporisation du pH pour la dégradation microbienne,
l‟accélération de la minéralisation de la matière organique et en profiter pour
l‟amélioration de la texture du sol. Il est appliqué une (1) fois par semaine avec une dose
de 25kg/ha par application. Son application doit être espacée de 48 heures avec la
fertilisation.
Ces fréquences et doses d‟applications pour la fertilisation et le chaulage peuvent être
théoriques. Les applications réelles dépendent de l‟évolution de l‟état de chaque bassin. Le
respect des doses à appliquer est très important. Une fertilisation fréquente ou mal dosée
peut favoriser un « bloom crash » menant à l‟eutrophisation. Un chaulage excessif peut
devenir toxique pour les crevettes mais aussi le piégeage des formes insolubles des
molécules indispensables au cycle des nutriments. Et, la chaux peut avoir un effet
inhibiteur à la fertilisation en piégeant les molécules dans le sol. C‟est pour cette raison que
l‟utilisation est espacée de 48 heures à l‟Aqualma.
Le produit probiotique utilisé est l‟ « epicin-ponds » produit par Epicore BioNetworks
Inc. distribué par MEGASUPPLY (Cf. Annexe n°5). On enregistre 4 genres de bactéries
aérobies dans le produit epicin, à l‟instar :
Genres Bacillus:
o B. subtilis,
o B. lychenniformis, et
o B. megatorium.
Genres Lactobacillus:
o L. bulgaricus.
Nitrosomonas sp.
Genres Saccharomyces
o S. cereviceae
o S. boulardii
Avant l‟ensemencement dans les bassins, l‟inoculum doit être activé et multiplié
(Cf. Annexe n°8). La probiotique est administrée soit à partir de la deuxième semaine soit
de la troisième semaine d‟élevage jusqu‟à la fin du grossissement avec une (1) application
tous les deux (2) jours à une dose de 12,5 litres par hectare. Mais, la dose appliquée va
22
dépendre de l‟état du bassin et des animaux en cours d‟élevage. Une dose d‟application
faible ne permet pas d‟avoir les effets cherchés de la bioaugmentation, et une dose trop
élevée va augmenter la charge de production vu que la probiotique est un produit coûteux.
II.2.4 Méthodes de récolte des paramètres
II.2.4.1 Paramètres physiques
Les paramètres physiques du milieu d‟élevage tiennent une place importante dans
l‟élevage de crevettes. Non seulement, ces paramètres sont en relation mais ont des
influences sur la performance des crevettes durant le grossissement. Les données sur les
paramètres physiques de chaque bassin sont prélevées quotidiennement. Le tableau n°5
note le plan journalier de prélèvements de chaque paramètre physique.
Tableau n° 5: Plan journalier de prélèvements des paramètres physiques
Heures Paramètres Echantillon
6h Température - pH - COD Eau au niveau de bassin
[9h-11h] Salinité - Transparence Eau au niveau de bassin
16h Température - pH - COD Eau au niveau de bassin
Auteur, 2014
Les différentes méthodes de mesures sont les suivantes :
Température et Concentration en oxygène dissous (COD): la mesure est faite
devant le moine de sortie avec la sonde descendue à une profondeur de 20 à 40 cm
de la surface de l‟eau.
Potentiel d‟Hydrogène (pH) : devant le moine de sortie, à l‟aide d‟un récipient
d‟environ 150 ml, l‟échantillon d‟eau est pris à 40 cm de la surface, puis la lecture
sur l‟appareil est effectuée. Pendant la prise d‟échantillon, l‟eau ne doit jamais être
perturbée.
Salinité : devant le moine de sortie, l‟eau est prélevée entre 20 et 40 cm de la
surface de l‟eau et la mesure est effectuée à partir du réfractomètre.
Transparence (valeur Secchi) : à l‟aide du disque de Secchi placé devant le moine
de sortie, en enfonçant la règle, une valeur V1 (disparition des couleurs du disque)
et en remontant la règle par la suite, une valeur V2 (apparitions des 2 couleurs) sont
notées. La valeur de la transparence est alors obtenue par la formule suivant :
23
La couleur de l‟eau est aussi suivie. Elle est écrite en remarque pour chaque bassin en
fin de cycle. La couleur enregistrée est la couleur qui a duré le plus durant le
grossissement.
Les heures de prélèvements 6h et 16h déduisent bien respectivement les valeurs
matinale et de l‟après-midi (Cf. Annexe n°9). Elles sont à l‟optimum pour définir la
différence sur les activités du jour et de la nuit pour la température, le pH et la
concentration en oxygène dissous. L‟heure entre 9h et 11h pour la mesure de la
transparence permet aussi de bien déterminer sa valeur. Car, dans ce temps imparti, la
répartition algale dans la colonne d‟eau est équitable contrairement au lever du soleil (6h)
où elle est au fond et à midi ou elle est en surface due à la pénétration de la lumière dans la
colonne. En outre, la valeur prélevée, pour un paramètre, aux moines de sortie définit la
valeur minimale dans tout le bassin mais elle ne permet pas un aperçu de la situation en sa
totalité. Il s‟avère toujours nécessaire de faire la mesure sur différents points et niveau du
bassin. Au moins, les trois principaux points doivent être mesurés à savoir au niveau des
moines d‟entrée et sortie, et au milieu du bassin.
II.2.4.2 Etat du milieu
Dans cette étude menée, les états du milieu considérés sont les paramètres
biologiques à savoir la densité de Cyanophycées et des algues totales, et l‟épaisseur de la
couche de sédiments. Le suivi des paramètres biologiques est important durant le
grossissement du fait, d‟une part, les algues participent à la nourriture des crevettes en tant
que productivité primaire et d‟autre part à l‟évaluation du milieu d‟élevage par sa
composition et sa concentration ou sa densité dans la colonne d‟eau. L‟épaisseur de la
couche de sédiments renseigne sur l‟état du fond de bassins en tant que milieu de vie de
ces animaux benthiques à savoir l‟accumulation des détritus organiques sur le fond des
bassins qui ont des impacts négatifs sur la performance d‟élevage.
Les échantillons de comptage en phytoplancton total et de Cyanophycées pour
chaque bassin considéré ont été prélevés chaque semaine et la mesure a été faite
quotidiennement pour l‟épaisseur moyenne de la couche de sédiment. Le tableau n°6 ci-
dessous montre le type d‟échantillon à analyser, les fréquences et les heures de
prélèvement ou de mesure.
24
Tableau n° 6 : Echantillons à analyser et heures de mesures des états du milieu
Paramètres Echantillon Heures
Comptage d‟algues
Echantillon d‟eau
prise du bassin
(150ml)
[9h-11h]
Epaisseur de la
couche de sédiment Fond du bassin [9h-11h]
Aqualma, 2013.
Le comptage d‟algues est fait au sein du laboratoire du site. Donc, un prélèvement
d‟échantillon s‟avère nécessaire. Il consiste à compter la concentration en phytoplancton de
l‟eau du bassin. L‟unité est nombre de cellules par millilitre (cellules/ml). Le comptage est
fait à partir d‟échantillon d‟eau prélevée devant le moine de sortie à environ 40 cm de
profondeur. Pour l‟observation, 10 ml d‟eau est mise dans un tube à essai. Puis, du Lugol
qui joue le rôle de fixateur est ajouté. Le dénombrement se fait sous microscope (objectif
x10) en utilisant une lame de cellule de Palmer-Maloney.
Tableau n° 7: Méthode de calcul de la concentration de phytoplancton suivant la densité
Densité Basse Haute Très haute
Lecture Comptage de toutes
les cases de la lame
Comptage par transect
(ligne centrale
verticale et
horizontale
Comptage par
champs
Méthode de calcul Aucun changement Moyenne comptée
des deux lignes (N)
Moyenne des
champs (N)
Cellules/ml Aucun changement N x 69.44 N x 786
Aqualma, 2013
Les organismes végétaux dénombrés sont les suivants :
les Cyanophycées,
les Dinoflagellés, et
les Flagellés, les Diatomées.
Ce qui intéresse l‟étude menée est la densité de Cyanophycées et du phytoplancton total.
La densité du phytoplancton total est calculée par la somme des espèces d‟algues
dénombrées.
Pour la mesure de l‟épaisseur de la couche de sédiments, cinq (5) points bien
répartis dans le bassin ont été pris. Ils sont montrés par la figure n°4. Pour mesurer, la
tringle graduée est enfoncée jusqu‟au fond du bassin puis retirée. L‟épaisseur à enregistrer
correspond à la couche noire supérieure sur la partie enfouie de la règle. La valeur du profil
de la couche réduite est obtenue en faisant la moyenne des épaisseurs des 5 points.
25
Légende :
1 : Plateforme ; 2 : caniveau ; 3 : Berge ;
4 : Berge sortie, 5 : Sortie
Figure n° 4: Répartition des mesures de l'épaisseur de la couche de sédiments (Auteur,
2014)
II.2.4.3 Etat des animaux
Dans cette étude menée, des états spécifiques des animaux sont suivis, à savoir le
pourcentage de crevettes à branchies sales et nombre de crevettes à muscle blanc capturées.
Ces états sont des maladies liées à l‟environnement et à la fragilité des crevettes. Il est
alors important de suivre l‟évolution de ces maladies afin d‟évaluer non seulement l‟état
sanitaire des crevettes mais aussi l‟impact du milieu et de chaque conduite sur les animaux.
Le suivi des états des crevettes est effectué chaque jour. Le tableau n°8 montre les
fréquences et les heures de mesure pour l‟état des animaux.
Tableau n° 8: Fréquences et heures pour l‟état des animaux
Paramètres Fréquences de mesure Heures
Pourcentage de crevettes
à Branchies Sales (BS) 1 fois par jour 6h
Captures de crevettes
à Muscle Blanc (MB) Journée entière Toutes les heures
Auteur, 2014.
Les méthodes de suivi sont les suivants. Pour l‟évolution des crevettes à branchies
sales. Le suivi se fait lors de l‟expertise. Il est réalisé en prélevant du bassin concerné au
moins 100 crevettes à l‟aide de lancers d‟épervier. On évalue alors l‟état de la branchie des
crevettes en donnant une notation A, B, C et D selon la gravité croissante. Les crevettes à
branchies sales sont celles notées C et D. La formule suivante permet de calculer le
pourcentage de branchie sale quotidien.
∑
Quant aux captures journalières de crevettes à Muscle blanc, les captures sont
réalisées au niveau des mangeoires périphériques où les crevettes malades s‟y réfugient.
26
Des ouvriers spécialisés font le tour du bassin toutes les heures. Le nombre de capture
journalière est la somme des crevettes à muscle blanc capturées durant cette journée.
Ces méthodes d‟estimation des états des animaux sont les seuls moyens d‟évaluer
l‟évolution de la maladie de la branchie sale et du muscle blanc au cours d‟un élevage.
L‟état de 100 crevettes est suffisant pour représenter celui dans tout le bassin, et la capture
toutes les heures permet d‟enlever et estimer le taux d‟évolution des crevettes à muscle
blanc dont la maladie se propage par le cannibalisme. Ces méthodes résident sur la
connaissance des techniciens qui font l‟expertise et des ouvriers qui font les captures. A
Aqualma, la connaissance requise est plus ou moins maitrisée par les intervenants au fil du
temps.
II.2.4.4 Paramètres zootechniques
Les paramètres zootechniques considérés, à savoir le gain moyen pondéral
quotidien, la survie, la quantité d‟aliments distribués, les densités initiale et finale et
l‟indice de consommation (IC), sont ceux de la fin du cycle d‟élevage. Ces paramètres
permettent de juger la performance d‟élevage c‟est-à-dire de la conduite d‟élevage adoptée.
Ce sont des indicateurs d‟efficacité de la stratégie d‟élevage et permet donc d‟entreprendre
des décisions dans le futur selon l‟évaluation.
II.2.4.4.1 Gain moyen pondéral quotidien
Le gain moyen quotidien ou GMQ est obtenu par la formule suivante :
o Accroissement de la biomasse
L‟accroissement de la biomasse se calcule par la différence entre le poids moyen
final à la pêche et le poids moyen initial à l‟ensemencement dans les bassins.
o Durée d’élevage
Les deux (2) formules qui suivent servent à estimer la durée d‟élevage.
27
o Poids moyen final
Le poids moyen final (Pm fin.) est déterminé à l‟aide de l‟échantillonnage à la
pêche.
Méthode : Prendre un échantillon de 500 g tous les 500 kg de biomasse pêchée. Puis,
compter le nombre de crevettes correspondant. La formule suivante est alors utilisée pour
obtenir le poids moyen final des crevettes.
∑
o Poids moyen initial
Le poids moyen initial (Pm ini.) est déterminé à l‟aide de l‟échantillonnage durant
le transfert.
Méthode : Prendre un échantillon de juvéniles qui va être pesé et compté. Si le poids
moyen est :
entre 0,5 et 1 g : on prend des échantillons de 200 g,
entre 1 et 2 g : on prend des échantillons de 400 g,
supérieur à 2 g : on prend des échantillons de 500 g.
L‟opération est à répéter tous les 500 kg de biomasse transférée. La formule suivante est
par la suite utilisée pour obtenir le Pm. ini. (g).
∑(
)
II.2.4.4.2 Survie
La survie en fin d‟élevage est calculée par la formule suivante.
o Nombre juvéniles transférés
o Nombre de crevettes pêchées
28
II.2.4.4.3 Densité initiale et densité finale (crevette/m2)
II.2.4.4.4 Indice de Consommation (IC)
L‟IC est le rapport entre l‟accroissement de la biomasse de l‟ensemencement à la
pêche (en kg) et la quantité totale d‟aliment distribué.
II.2.4.5 Paramètres de production
Cette catégorie de paramètres regroupe ceux liés à la production. Elles permettent
d‟évaluer le fonctionnement et la faisabilité de la conduite avec l‟administration de
l‟epicin. Les paramètres à considérer pour cette investigation sont :
le pourcentage de renouvellement d‟eau (%RE) : le pourcentage de renouvellement
d‟eau est une façon d‟estimer le changement d‟eau durant le cycle de
grossissement. Il est exprimé en pourcentage quotidiennement;
les heures de marche journalière des aérateurs : elles sont pour un bassin la somme
des heures de marche des aérateurs durant 24h;
les quantités des différents intrants à savoir les intrants chimiques (TSP, Urée, CHC
et CHM), la probiotique et l‟aliment et ;
la biomasse pêchée à la fin de l‟élevage : c‟est la production totale du bassin ou la
quantité en masse de crevettes récoltées. La quantité de crevettes totales pêchées en
kilogramme (kg) et le rendement en kilogramme par hectare (kg/ha) vont permettre
d‟évaluer la production pour chaque bassin.
II.3 Traitement des données
Les données récoltées sur terrain sont transcrites dans les fiches quotidiennes (Cf.
Annexe n°10) avant d‟être numérisées et enregistrées sur le réseau des données. Celles
observées en laboratoire sont directement numérisées et enregistrées sur le réseau. Les
données en fin de cycle sont obtenues à partir de formule liée sur les chiffres en réseaux.
29
Puis, les données sont prises sur le réseau et le logiciel Excel de Microsoft office est utilisé
pour la construction de la base de données.
Un prétraitement des données s‟avère nécessaire afin de rendre possible l‟analyse
des informations obtenues. Les données manquantes ont été complètement éliminées. Cela
conduit à une perte d‟information mais elle est jugée utile en étant la plus simple et la plus
fiable (DAGNELIE, 1975). Microsoft Excel a été utilisé pour le triage des données. A la
fin de l‟apurement, une base de données est constituée pour effectuer les différentes sortes
d‟analyses.
Les méthodes d‟analyses utilisées sont les suivantes :
Les Courbes et les nuages de points sont utilisés pour établir la tendance au cours
du temps. Elles sont faites à partir du logiciel Excel lui-même ;
L‟analyse descriptive et la comparaison des moyennes (Test t pour deux
échantillons) sur XLSTAT 2014 sont utilisées pour caractériser et comparer les
paramètres du milieu, et les paramètres de production pour les bassins
expérimentaux (bassins avec traitement de probiotique) et bassins de contrôle, et ;
Les comparaisons entre les survies et les croissances, des IC et des densités des
deux types de bassins ont été faites par la comparaison de moyenne de deux
échantillons indépendants pour les variances inconnues utilisant la table de Student.
Au total, trois (3) principales étapes ont été adoptées pour atteindre les objectifs, à
savoir : la collecte des données, le pré traitement des données collectées et les différentes
analyses des données pré traitées.
En résumé, cette partie II du mémoire a montré les conduites d‟élevage adoptées
pour les bassins administrés de probiotique et les bassins de contrôle. La conduite
d‟alimentation, de fertilisation et d‟application des probiotiques a été détaillée selon leurs
utilités et leurs importances. Les paramètres fondamentaux pour un suivi quotidien,
hebdomadaire d‟un élevage de grossissement du P. monodon ont été exposés. Les
différentes méthodes de mesure et les appareils ont offert les avantages de prélever ces
paramètres du fait de leurs précisions, leurs états et la facilité des manipulations. Toutefois,
certaines limites ont été rencontrées au cours de l‟élaboration de l‟étude. Certaines données
essentielles n‟ont pas pu être récoltées ou suivies, et les problèmes liés à la ferme n‟ont pas
été considéré.
30
Une croissance, une survie et une assimilation alimentaire favorables sont primordiales
pour le grossissement du P. monodon à but commercial. L‟administration de la probiotique
dans la conduite d‟élevage semble favoriser ces objectifs d‟élevage vu les rôles attribués
récemment dans différentes études. Elle peut être introduite dans la stratégie d‟élevage si
les futurs résultats révèlent de bonnes conditions d‟élevage et offrent de meilleurs atouts
pour avoir des performances.
31
PARTIE III. RESULTATS
Les résultats obtenus dans cette partie découlent de l‟examen de la partie II intitulée
« Matériels et méthodes ». Pour ce faire, sa présentation suit ces 3 points :
évaluation des performances zootechniques, comparaison des états des crevettes
et de la caractérisation des paramètres de production et ;
caractérisation des deux milieux d‟élevage (bassins traités avec probiotique et
bassins de contrôle) ;
et, illustration et appréciation de la nouvelle stratégie adoptée.
III.1 Performances d’élevage et des états des animaux
Cette sous partie va essayer d‟évaluer les performances zootechniques obtenues pour
les deux stratégies et les états des animaux qui les ont suscitées. L‟évaluation de la
performance va être fondée sur la comparaison des moyennes de deux échantillons
indépendants. Et, l‟appréciation de l‟état des animaux est basée sur des courbes de
tendance suivies de la comparaison de deux moyennes par le test t.
III.1.1 Performances zootechniques
D‟une façon globale, l‟évaluation de la performance zootechnique est caractérisée la
comparaison des paramètres zootechniques considérés à savoir : la survie, le gain moyen
pondéral quotidien, l‟indice de consommation (IC), les densités initiale et finale et la
biomasse récoltée. Ces performances sont obtenues à partir des paramètres en fin d‟élevage
(Cf. Annexe n°13).
III.1.1.1 Survie
Pour la conduite avec probiotique, la survie maximale obtenue est de 89% et la
survie minimale de 75%. Pour la conduite de contrôle, les survies maximale et minimale
sont respectivement de 72% et de 60%. La survie moyenne est de 81% pour la première et
67% pour le second. La comparaison des moyennes pour chaque année marque bien que la
survie obtenue dans les bassins à probiotique est supérieure par rapport à celle des bassins
de contrôles, avec un écart de 14%. Dans les bassins à probiotique, les facteurs agissant sur
la survie sont alors meilleurs par rapport à ceux rencontrés dans les bassins de contrôle.
Des conditions environnementales peuvent être déjà cité telles que la COD au-dessus de la
concentration requise, la concentration moindre en Cyanobactéries et l‟écart en pH de
l‟après-midi et du matin qui favorisent moins de stress.
32
Tableau n° 9: Survies pour chaque bassin et chaque conduite (%)
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
80% 89% 75% 82% 82% a
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
69% 72% 60% 65% 67% b
Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.1.1.2 Gain moyen quotidien (GMQ)
Dans les bassins à probiotique, les GMQ obtenus sont par ordre croissant 0,130,
0,131, 0,170 et 0,206 g/jour. Pour les bassins de contrôle, les GMQ ont été par ordre
croissant 0,141, 0,157, 0,161 et 0,199 g/ jour. Les moyennes des gains moyens pondérales
pour les bassins à probiotique et les bassins de contrôle sont respectivement 0,159 et 0,165
g/jour. La comparaison des moyennes ne montre aucune différence significative à 5%.
Autrement dit, les croissances pondérales ont été les mêmes pour les deux conduites.
Tableau n° 10: GMQ pour chaque bassin et chaque conduite (g/semaine)
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
0,13 0,131 0,206 0,17 0,159 a
Bassins sans probiotique
G01 G09 G30 G37 Moyenne
0,161 0,141 0,157 0,199 0,165 a
Les moyennes dans la même colonne en même exposant ne sont pas différentes (p≤0,05) (Auteur, 2014)
III.1.1.3 Indice de consommation
L‟indice de consommation ou IC est la quantité d‟aliments (kg) apporté pour
produire un (1) kilogramme (kg) de biomasse de crevettes. Elle permet de juger l‟efficacité
du nourrissage durant le grossissement. Dans les bassins à probiotique, les IC obtenus sont
1,82, 2,03, 1,51 et 1,75 ; avec une moyenne de 1,77. Pour les bassins de contrôle, les IC
sont 1,82, 2,60, 2,80 et 3,11 ; avec une moyenne de 2,58. La comparaison des moyennes
des IC a permis de déduire que l‟IC dans les bassins à probiotique est meilleure par rapport
à celle des bassins de contrôle. Autrement dit, l‟assimilation alimentaire, les prises
d‟aliments et l‟estimation du taux de nutrition ont été plus favorables pour la conduite à
probiotique.
33
Tableau n° 11: C pour chaque bassin et chaque conduite
Bassins à probiotique
Bassins G13 G16 G55 G66 Moyenne
IC correspondant 1,82 2,03 1,51 1,75 1,77 a
Bassins sans probiotique
Bassins G01 G09 G30 G37 Moyenne
IC correspondant 1,82 2,60 2,80 3,11 2,58 b
Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.1.1.4 Densité initiale et finale
Les densités initiales des bassins à probiotique sont de 10,12 ; 12,36 ; 12,76 et
13,27 crevettes/m2. Les densités en fin d‟élevage sont 10,61 ; 11,35 ; 7,59 et 10,13
crevette/m². Pour les bassins sans probiotique, elles ont été 12,88, 10,82, 9,57 et 10,51
crevettes/m2 pour la densité initiale, et 8,93 ; 7,78 ; 5,12 et 6,31 crevette/m² pour la densité
initiale. La comparaison de la moyenne des densités initiales et finales laisse observer une
différence significative (p≤0,05) pour les bassins expérimentaux et les bassins de contrôle.
La densité à l‟ensemencement dans les bassins à probiotique a été plus élevée par rapport
aux bassins de contrôle (Cf. Annexe n°13). L‟écart est de 1,19 juvéniles/m². Cet écart
s‟élève à la fin de l‟élevage vue que la mortalité est élevée dans la conduite de contrôle. Il
est de 2,88 crevettes/m². Ces écarts sur la densité initiale et finale peuvent favoriser des
différences au niveau de la croissance, de l‟apport en aliments et de la biomasse pêchée les
deux conduites en cours et en fin d‟élevage.
Tableau n° 12: Densités (crevettes/m2) au début et fin d‟élevage
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyennes
Densité initiale 1 13,27 12,76 10,12 12,36 12,13
a
Densité finale 2 10,61 11,35 7,59 10,13 9,92
a
Bassins sans probiotique
G01 G09 G01 G09 Moyennes
Densité initiale 1 12,88 10,82 9,57 10,51 10,94
b
Densité finale 2 8,93 7,78 5,12 6,31 7,04
b
1, 2 les moyennes dans cette ligne ayant des exposants différents sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.1.1.5 Biomasse pêchée ou production totale
La biomasse pêchée dans les quatre (4) bassins de contrôle est de 59 279 kg avec un
rendement moyen de 1 469 kg/ha. Celle récoltée dans les bassins à probiotique est de 63
033 kg avec un rendement moyen de 1 903,17 kg/ha. Les rendements maximal et minimal
sont respectivement 2 041 kg et 1 780 kg/ha pour les bassins à probiotique ; et 1 819 kg/ha
34
et respectivement 1 177 kg/ha pour les bassins de contrôle. Les bassins traités ont permis
d‟avoir de meilleure production et de rendement. Le tableau n°23 récapitule cette
production et les rendements pour les deux conduites.
Tableau n° 13: Biomasse finale récoltée et rendement pour chaque bassin et chaque
conduite
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Totale
Surface (Ha) 10,08 9,82 10,31 10,14 40,35
Bio. Fin. (kg) 15 365,73 17 864,86 12 136,67 13 911,82 59 279,08
Rendement (Kg/ha) 1 525,13 1 819,23 1 177,75 1 372,11 1 469,12
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Totale
Surface (Ha) 9,95 10,97 6,36 5,84 33,12
Bio. Fin. (kg) 17 712 22 395 11 462 11 464 63 033
Rendement (Kg/ha) 1 780,13 2 041,46 1 801,92 1 963,64 1 903,17
Auteur, 2014
Malgré, les survies élevées aux G13 et G55 (bassins à probiotique), des rendements
moins importants sont notés par rapport au G09 (bassin de contrôle). Le poids au transfert
et la décision de pêche sont jugé comme les facteurs explicatifs. En effet, les juvéniles
transférés dans G09 ont eu un poids moyen élevé (3,65 g contre 2,26 et 0,59 g). Et, la
durée d‟élevage pour G09 est de 19,30 semaines contre 15,90 et 16 semaines pour G13
etG55 (Cf. Annexe n°13). A l‟Aqualma, le poids moyen au transfert est aux environs de
1g, et la durée du grossissement est aux environs de 139 jours (20 semaines). Par contre,
plusieurs autres facteurs peuvent les influencer. Dans le cas de l‟étude menée, la durée et
une mauvaise estimation de la biomasse en prégrossissement et la durée de l‟assec ont
avancé ou retardé le transfert dans les bassins de grossissement. Et, le rattrapage du
tonnage mensuel entame la pêche de bassin jeune.
Les résultats sur la performance d‟élevage ont révélé de meilleure survie, d‟indice
de consommation et de production pour la conduite à probiotique. Quant au gain moyen
pondéral quotidien (GMQ), la randomisation sur les deux (2) conduites ont montré que les
croissances observées sont les mêmes. Les causes les plus remarquables au travers des
facteurs physiques et de l‟état des milieux ont déjà justifié ces résultats.
35
III.1.2 Comparaisons des états des animaux en cours d’élevage
Ce passage est obtenu des deux suivis quotidiens pour apprécier et estimer les états
des animaux en cours d‟élevage. Ils permettent d‟obtenir des explications plus directe sur
ces performances à travers de l‟espèce étudiée.
III.1.2.1 Branchies sales
La figure n°15 dénote les évolutions des pourcentages de crevettes à branchies sales
pour les deux conduites.
Figure n° 5: Courbes d‟évolution de crevettes à branchies sales (Auteur, 2014)
Des crevettes à branchies sales ont été identifiées dans les bassins de contrôle dès
les premières semaines d‟élevage. Le taux de branchie sale a une évolution plus ou moins
constante jusqu‟à la fin du cycle pour la conduite. Les taux élevés sont rencontrés vers la
fin du cycle. Ceci se définit comme l‟évolution mal contrôlée de la maladie de la branchie
sale. Pour les bassins à probiotique, aucune crevette à branchies sales n‟est rencontrée
avant la sixième semaine d‟élevage et durant les trois (3) dernière semaines d‟élevage.
L‟apparition de la maladie est observée au milieu du cycle d‟élevage mais très peu
importante. Le pourcentage élevé de contamination est noté au milieu de l‟élevage. Deux
(2) bassins à probiotique n‟ont pas présenté des signes de la maladie durant le
grossissement. La maladie a été donc plus ou moins contrôlée pour cette conduite. Durant
le cycle de grossissement, pour la conduite à probiotique, les polluants chimiques et les
charges organiques ont été donc maintenus pour le confort des animaux durant l‟élevage.
Et, ils ont été contrôlés à la fin de l‟élevage.
Le tableau n°24 suivant récapitule les pourcentages minimale, maximale et
moyenne de branchies sales des bassins.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
13
3
Po
urc
enta
ge (
%)
Jours
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
36
Tableau n° 14: Pourcentages de crevettes à branchies sales par cycle
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyennes 0,03 ± 0.07 0 0,01 ± 0.02 0 0,01 ±0.02 a
CV 2,09 0 4,24 0 2,04
Min. – Max. 0,00 - 0,39 0,00 - 0,10
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyennes 0,03 ± 0.04 0,11 ± 0.16 0,17 ± 0.24 0,21 ± 0.16 0,17 ± 0.15 b
CV 1,406 1,477 1,445
Min. – Max. 0,00 - 0,77 0,00 - 0,77 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
La comparaison des moyennes explique que moins de crevette à branchie sale sont
rencontrées dans les bassins à probiotique. Le pourcentage moyen journalier est élevé chez
les bassins de contrôle (17% ± 15%). Il est très faible dans les bassins à probiotique (1% ±
2%). Ce qui déduit l‟observation de plusieurs crevettes mortes aux environs des stades de
mue dans les bassins de contrôle. Dans les bassins traités avec probiotique, ces mortalités
n‟ont pas été arbitrairement constatées.
Donc, la bioaugmentation a permis de maintenir une évolution acceptable de la
maladie. Un écart moyen de contamination de 16% est observé par rapport à la conduite
sans probiotique. Et, elle cherche à avoir sûrement moins de mortalité due à la difficulté de
mue.
III.1.2.2 Muscle blanc
La figure n°16 laisse observer l‟évolution des captures de crevettes à muscle blanc.
Figure n° 6: Courbes d'évolution moyenne des captures de crevettes à muscle blanc
(Auteur, 2014)
0
2000
4000
6000
8000
10000
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Cre
vett
es
Semaines
Moyenne bassin de contrôle Moyenne bassins EPICIN
37
Pour les bassins sans probiotique, les premières captures de crevettes à muscle
blanc s‟observent à partir de la deuxième semaine. Pour les bassins à probiotique, les
premières captures ont été faites à partir de la cinquième semaine. La contamination des
crevettes pour la conduite de contrôle est alors plus prématurée par rapport à la conduite à
probiotique. C‟est au milieu du cycle que les captures sont élevées pour les deux conduites.
Les captures maximales sont de 2 818 et 20 853 respectivement pour les bassins à
probiotique et les bassins de contrôle. A la fin du cycle, les captures diminuent pour les
bassins de contrôle. Tandis qu‟elles sont absentes pour les bassins à probiotique. Les
contaminations sont donc contrôlées pour la conduite à probiotique en fin de cycle. La
comparaison des moyennes justifie le nombre de capture élevée dans les bassins de
contrôle. Le tableau n°25 récapitule ces moyennes pour chaque conduite.
Tableau n° 15: Capture de crevettes à muscle blanc par cycle
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyennes 957,34
± 945,68
388,52
± 692,51
849,18
± 902,48
204,79
± 218,12
523,35
± 585,23 a
CV 1,78 1,06 1,12
Min. – Max. 0,00 - 2 818,00 0,00 - 1 958,20
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyennes 4 910,64
± 4 596,84
2 365,00
± 2 028,31
5 503,11
± 6 598,18
2 307,23
± 2 946,01
3 628,12
± 2 979,70 b
CV 1,19 1,28
Min. – Max. 0,00 - 20 853,00 0,00 - 9 440,75 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05) (Auteur, 2014)
La contamination par les protozoaires coïncide avec la dégradation du milieu
d‟élevage mais surtout à la fragilité des animaux. Donc, pour la conduite sans probiotique,
ces conditions ont été réunies plutôt par rapport à la conduite à probiotique. Au cours de
l‟élevage, plusieurs facteurs peuvent être les causes de la fragilité chez la crevette. Les
causes les plus observées lors du grossissement sont l‟alimentation inadaptée, le stress dû
aux conditions environnementales et la phase post- mue où les crevettes ont dépensé aux
environs 90% de son énergie. Les crevettes des bassins à probiotique sont alors moins
vulnérables et moins sensibles à la maladie durant le grossissement. Elles ont donc acquis
une certaine immunité. La diminution et l‟absence des captures en fin d‟élevage peuvent
s‟expliquer par la diminution de nombre de mue à cet âge, car plus les crevettes prennent
de l‟âge, moins l‟exuviation est rencontrée.
38
La comparaison des performances d‟élevage et des états des animaux entre les deux
conduites ont montré que la bioaugmentation cherche à avoir une certaine amélioration de
la performance et des états des animaux. Les crevettes dans les bassins à probiotique ont
présenté moins de signe de pollutions chimiques et organiques, et ont montré une
résistance face aux risques du milieu. Ceci fait principalement partie des causes
favorisantes de la performance améliorée observée pour la conduite. Cela amène dans la
sous partie III.3 suivante à voir si la stratégie d‟élevage appliquée pour la conduite avec
probiotique a été suivi et est satisfaisant.
III.2 Caractéristiques des deux milieux d’élevage
La caractérisation des deux milieux d‟élevage va exposer les différentes évolutions et
tendances des paramètres physiques et des états du milieu. Les résultats seront commentés
avec la comparaison des deux milieux d‟élevage. Le but est de suivre les évolutions de
chaque paramètre en exposant les conséquences qui peuvent en découler sur l‟élevage.
III.2.1 Paramètres physiques
III.2.1.1 Température
L‟évolution moyenne de la température a, du début jusqu‟à la huitième semaine
d‟élevage, une tendance croissante et varie de 25°C à 27°C pour les deux conduites. Mais à
partir de cette période, la température est maintenue entre 28°C et 30°C pour les bassins à
probiotique et entre 26 et 28°C pour les bassins de contrôle (Figure n°5).
Figure n° 7: Courbes d‟évolution de la température de l‟eau (Auteur, 2014)
Cela décrit bien la variation de la température dans les bassins d‟élevage. Le suivi
de ce paramètre est primordial, du fait que les variations ont une influence directe sur les
24,00
26,00
28,00
30,00
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
13
3
Deg
ré C
elsi
us
(°C
)
Jours
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
39
crevettes durant le grossissement et sur les réactions chimiques et biologiques. En effets,
l'espèce Penaeus monodon mange et grossit deux fois plus à 28 qu'à 24°C. Une élévation
de la température réduit la solubilité de l‟oxygène, alors que la demande en oxygène des
organismes aquatiques devient plus forte.
Pour les bassins à probiotique, les températures maximale et minimale des bassins
sont respectivement 32,60 et 23,15°C. Pour les bassins de contrôle, les températures
maximale et minimale enregistrées sont respectivement de 33.30°C et 22.20°C. La
température moyenne des bassins de l‟année 2013 est de 27,71 ± 1,38 °C. Celle de l‟année
2012 est de 27,01 ± 0,86°C. La comparaison des moyennes marque la différence entre la
température moyenne des bassins (Tableau n°9). La température est alors élevée durant
l‟élevage de l‟année 2013. Cela peut s‟expliquer par la température plus élevée de cette
année ou durant les mois d‟élevage.
Tableau n° 16: Température (°C) pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 MOYENNE
Moyenne 27,34 ± 2.01 26,77 ± 2.05 28,69 ± 1.97 28,06 ± 1.79 27,71 ± 1.38 a
Min. – Max. 23,15 - 32,60 24,69 - 29,70
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 MOYENNE
Moyenne 24,48 ± 1.03 26,67 ± 1.73 27,50 ± 1.86 29,38 ± 0.99 27,01 ± 0.86 b
Min. – Max. 22,20 - 33,30 24,99 - 28,72 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
Compte tenu de la variation de la température durant le cycle de développement
pour chaque bassin et ses effets cités précédemment, il s‟avère toujours important d‟ajuster
les quantités d‟aliments distribués journalière ou hebdomadaire. De façon à minimiser le
gaspillage en aliment et ses effets durant l‟élevage, et gérer le milieu pour éviter les
déplétions de la concentration en oxygène dissous.
III.2.1.2 Potentiel d’hydrogène (pH)
La figure n°6 montre les variations du pH durant l‟investigation.
40
Figure n° 8: Courbes d‟évolution du pH (Auteur, 2014)
La tendance moyenne du pH de l‟eau subit une légère diminution du début jusqu‟à
la fin de l‟élevage pour les bassins de contrôle et les bassins à probiotique. Cela est
rencontré quand la biomasse devient de plus en plus importante et les déchets organiques
s‟accumulent avec l‟élevage. Ce qui contribue à une acidification de l‟eau et entraîne une
diminution du pH. Il est alors nécessaire de limiter les accumulations organiques afin de
garder le pH dans l‟optimum jusqu‟à la fin de l‟élevage.
Les valeurs maximales et minimales du pH pour les bassins de contrôle sont
respectivement 9,30 et 7,80. Celles des bassins à probiotique sont 8,90 et 8,00 (Tableau
n°10). La suppression du chaulage dans les bassins à probiotique n‟a pas permis donc
d‟obtenir un pH acide. Pour la moyenne journalière, les pH des bassins de contrôle sont
significativement supérieurs (p≤0,05) par rapport aux bassins à probiotique (tableau n°10).
Cela est surement dû à l‟utilisation de chaux qui relève le pH..
Mais également, l‟observation de l‟écart nycthéméral du pH (tableau n°11) laisse
observer une différence entre les deux (2) conduites. L‟écart entre le pH de l‟après-midi et
du matin est plus prononcé pour les bassins sans probiotique (0,45 ± 0,06 contre 0,25 ±
0,05). Cette différence s‟observe dans les bassins où les activités algales face à la
photopériode est différente. Car, la production durant la nuit et la consommation pendant le
jour du dioxyde de carbone (CO2) sont différentes.
8,00
8,20
8,40
8,60
8,80
9,00
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
13
3
Jours
Moyenne bassin à probiotique Moyenne bassin de contrôle
41
Tableau n° 17: pH de l‟eau pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne
1 Am. 8,31 ± 0,13 8,25 ± 0,14 8,29 ± 0,08 8,27 ± 0,12 8,27 ± 0,07
a
2 Pm 8,54 ± 0.14 8,47 ± 0.18 8,58 ± 0.11 8,54 ± 0.14 8,51 ± 0.09
a
3Journalière 8,42 ± 0.11 8,36 ± 0.15 8,44 ± 0.09 8,38 ± 0.10 8,40 ± 0.06
a
Min. – Max. 8,00 – 8,90 8,00 - 8,73
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyenne
1 Am. 8,38 ± 0,18 8,41 ± 0,23 8,49 ± 0,14 8,45 ± 0,21 8,41 ± 0,13
b
2 Pm 8,81 ± 0.19 8,84 ± 0.23 8,94 ± 0.13 8,94 ± 0.19 8,85 ± 0.13
b
3 Journalière 8,50 ± 0.16 8,52 ± 0.22 8,61 ± 0.10 8,59 ± 0.14 8,56 ± 0.09
b
Min. – Max. 7,80 - 9,30 8,33 - 8,83 1, 2, 3
les moyennes dans cette ligne en exposants différents sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014.)
Tableau n° 18 : Ecart nycthéméral du pH pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 MOYENNE
Moyenne 0,22 ± 0.10 0,22 ± 0.14 0,29 ±0.05 0,26 ± 0.09 0,25 ± 0.05 a
Min. – Max. 0,10 - 1,30 0,13 - 0,53
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 MOYENNE
Moyenne 0,43 ± 0.12 0,42 ± 0.12 0,45 ± 0.13 0,49 ± 0.11 0,45 ± 0.06 b
Min. – Max. 0,10 – 1,40 0.13 - 0,70 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.2.1.3 Valeur du Secchi
La valeur du Secchi déduit la transparence de l‟eau. Elle est en forte corrélation
avec l‟abondance en phytoplancton. Si la densité planctonique croît, la transparence
diminue. Néanmoins, si l‟eau est turbide, elle est due à la suspension de particules d‟argile
ou de détritus. Dans ce cas la transparence ne sera pas suggestive de l‟abondance en
plancton. La figure n°7 note l‟évolution moyenne de la transparence dans les bassins
expérimentaux et les bassins de contrôle.
42
Figure n° 9: Courbes d'évolution moyenne de la transparence de l‟eau (Auteur, 2014)
Pour les deux conduites, la valeur maximale de la transparence est observée en
début d‟élevage. Pour les bassins à probiotique, la transparence diminue après la mise en
eau. Elle oscille entre 35 et 60 cm. Vers la fin de l‟élevage, elle est plus ou moins constante
(entre 40 et 45cm). Pour les bassins de contrôle, la transparence diminue après la mise en
eau. Puis, elle varie de 20 à 50 cm, et entre 30 et 40 cm vers la fin du cycle. Cette
diminution après remplissage déduit que la densité planctonique dans le canal est minime.
Dans les bassins, elle est plus élevée car l‟eau circule moins. De plus, pour les bassins de
contrôle, cette diminution est aussi due aux fertilisations de démarrage opérées dès les
premières semaines. Et, pour les bassins à probiotiques, la présence des matières en
suspension par l‟emploi des aérateurs et des bactéries dans la colonne d‟eau en est la
raison. La transparence varie moins en fin d‟élevage car les activités (renouvellement
d‟eau, utilisation d‟aérateurs et administration des intrants) varient plus en milieu
d‟élevage qu‟en fin d‟élevage.
Les valeurs du Secchi varient entre 15 et 100 cm pour les bassins à probiotique et
entre 10 et 60 cm pour les bassins de contrôle. Les moyennes observées sont de 45,48±6,06
cm pour les bassins à probiotique et 37,07±4,58 cm pour les bassins de contrôle. La
comparaison des moyennes illustre bien que la différence est significative à 5%. Cela
déduit qu‟il y a plus d‟algue et/ou de matières en suspension sont observées dans les
bassins de contrôle par rapport aux bassins traités.
202530354045505560657075
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
13
3
Cen
tim
ètre
(cm
)
Jours
Moyenne des bassin à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
43
Tableau n° 19: Transparence de l'eau pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 MOYENNE
Moyenne 41,68 ± 7.91 37,10 ± 11.54 47,80 ± 17.79 55,34 ± 9.61 45,48 ± 6.06 a
Min. – Max. 15 - 100 33,75 - 76,25
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 MOYENNE
Moyenne 36,07 ± 6.07 36,42 ± 6.38 39,27 ± 9.55 38,22 ± 7.06 37,07 ± 4.58 b
Min. – Max. 10 - 60 23 - 51 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.2.1.4 Salinité
Le taux de salinité dans les bassins à probiotique a été maintenue entre 27 et 45‰.
Celui des bassins de contrôle a varié entre 20 à 42‰. Les moyennes obtenues dans les
bassins ont été 36,81 ± 0,97 ‰ et 32,32 ± 1,52 ‰ respectivement pour les bassins à
probiotique et les bassins de contrôle (tableau n°13). La comparaison des moyennes dénote
une différence entre ces moyennes. Les salinités moyennes au pompage ont été alors
différentes. En effet, la teneur en sel de l‟eau d‟une baie est très variable. Cette salinité est
fonction de la marée et de la pluviométrie. D‟où, elle peut être faible et élevée. Cette
différence de salinité peut avoir des conséquences sur la performance d‟élevage. Elle peut
engendrer des écarts sur la croissance des animaux dans les bassins étudiés et aussi sur le
nourrissage.
Tableau n° 20: Salinité de l‟eau de chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 MOYENNE
Moyenne 37,53 ± 3.09 36,55 ± 7.22 36,13 ± 5.38 37,01 ± 3.10 36,81 ± 0.97 a
Min. – Max. 27 - 45 33,25 - 38,75
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 MOYENNE
Moyenne 29,55 ± 2.80 31,94 ± 2.92 33,14 ± 1.7 34,68 ± 3.61 32,32 ± 1.52 b
Min. – Max. 20 - 42 28,25 - 35,70 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
III.2.1.5 Concentration en oxygène dissous (COD)
La figure n°8 note bien la variation journalière de la teneur moyenne en oxygène
dans les bassins.
44
Figure n° 10: Courbes d‟évolution moyenne des COD (Auteur, 2014)
Pour les deux conduites, les concentrations moyennes effleurent les 7 mg/l durant
les dix-neuf (19) premiers jours d‟élevage. Puis jusqu‟au soixante-neuvième jour, elles
oscillent entre 6 et 7 mg/l. Et en fin d‟élevage, elles frôlent les 6 mg/l, voire 5 mg/l pour les
bassins de contrôle. L‟évolution est décroissante, car la demande en oxygène augmente au
cours de l‟élevage. En effet, les crevettes, les phytoplanctons et l‟accumulation des
sédiments consomment plus d‟oxygène quand l‟élevage prend de l‟âge.
Les bassins à probiotique ont une teneur maximale en COD de 12,90 mg/l et une
teneur minimale de 3,00 mg/l. Pour les bassins de contrôle, les COD minimale et maximale
sont de 13,20 et 2,80 mg/l (Tableau n°14). Des déplétions de COD (valeurs inférieures à
3mg/l) sont alors rencontrées dans le bassin de contrôle. Dans les bassins à probiotique,
elles ont été maintenues au-dessus de 3mg/l avec l‟utilisation des aérateurs. Les déplétions
sont dangereuses en crevetticulture car elles affectent directement la survie, l‟indice de
consommation et la production finale.
Les COD moyennes du matin et de l‟après-midi des bassins à probiotiques et des
bassins âgées sont significativement différentes à 5%. Les bassins de contrôle ont une
teneur moyenne matinale faible (4,69±0.53mg/l) par rapport aux bassins à probiotique
(4,85±0.44). La teneur moyenne de l‟après-midi est élevée pour la conduite sans
probiotique par rapport à la conduite avec probiotique. Les moyennes sont 8,31 ± 0,71mg/l
et 7,79 ± 0,65 mg/l respectivement pour les bassins de contrôles et les bassins à
probiotique (Tableau n°14). Cela signifie que la consommation d‟oxygène durant la nuit et
la production d‟oxygène durant la journée sont plus accentuées pour les bassins de
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
Mill
igra
mm
e p
ar li
tre
(mg/
l)
Jours
Moyenne bassin probiotique Moyenne bassins de contrôle
45
contrôle. Ceci est mis en évidence par l‟écart nycthéméral moyen entre ces bassins, où
l‟écart est plus grand dans les bassins de contrôle (tableau n°15). La moyenne journalière
des COD est plus faible pour les bassins expérimentaux (6,32 ± 0.47 mg/l) par rapport à la
moyenne des bassins de contrôle (6,50 ± 0.51 mg/l), puisque les concentrations moyennes
de l‟après-midi des bassins de contrôle sont plus élevées.
Tableau n° 21: COD de l‟eau pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne
1 Am. 4,97 ± 0,56 4,62 ± 0,71 4,96 ± 0,39 5,49 ± 0,61 4,85 ± 0,44
a
2 Pm 8,03 ± 0,86 6,97 ± 1,36 7,75 ± 0,71 9,36 ± 1,16 7,79 ± 0,65
a
3 Journalière 8,42 ± 0.11 8,36 ± 0.15 8,44 ± 0.09 8,38 ± 0.10 8,40 ± 0.06
a
Min. – Max. 3,00 - 12,90 3,50
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 moyenne
Moyenne
1 Am. 4,64 ± 0,71 4,89 ± 0,75 4,56 ± 0,56 5,3 ± 0,70 4,69 ± 0,53
b
2 Pm 7,79 ± 1,23 8,05 ± 0,90 8,66 ± 1,38 9,34 ± 1,51 8,31 ± 0,71
b
3 Journalière 8,50 ± 0.16 8,52 ± 0.22 8,61 ± 0.10 8,59 ± 0.14 8,56 ± 0.09
b
Min. – Max. 2,80 - 13,20 3,00 - 8,83 1, 2, 3
les moyennes dans cette ligne ayant des exposants différents sont significativement différentes (p≤0,05)
Auteur, 2014
Tableau n° 22: Ecart nycthéméral de COD
G13 G16 G55 G66 MOYENNE
Moyenne 3,06 ± 0.83 2,36 ± 1.13 2,79 ± 0.68 3,87 ± 0.95 3,02 ± 0.46 a
Min. – Max. 0,24 - 7,60 1,80 - 4,45
G01 G09 G30 G37 MOYENNE
Moyenne 3,16 ± 1.11 3,16 ± 0.87 4,10 ± 1.40 4,03 ± 1.44 3,61 ± 0.74 b
Min. – Max. 0,20 – 8,20 1,95 – 5,85 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
Tels sont les résultats obtenus sur les paramètres physiques. La section suivante va
essayer de détailler la suite de la caractérisation des milieux à savoir les paramètres
biologiques et l‟épaisseur de la couche de sédiments. Par rapport aux paramètres physiques
qui sont des paramètres liés principalement à l‟environnement et au milieu d‟élevage, ces
paramètres sont essentiellement sous l‟effet de diverses activités durant le grossissement et
affectent aussi la production.
46
III.2.2 Etats du milieu
III.2.2.1 Paramètres biologiques
III.2.2.1.1 Nombre de Cyanophycées et phytoplancton total
Les encadrés suivants, tableau n°16 et n°17, illustrent le nombre de Cyanophycées
et de phytoplancton total rencontrés dans les différents bassins.
Tableau n° 23: Densités de Cyanophycées (cellules/ml) pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne 50 632,02
± 42 552,42
75 455,13
± 113 570,95
31 398,45
± 41 057,33
16 544,51
± 27 719,35
38 527,96
± 37 136,79 a
CV 1,51 1,31 1,68
Min. – Max. 138 - 366 757 1 687 - 111 286
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyenne 112 627,05
± 93 949,28
131 052,67
± 93 835,04
86 241,47
± 91 685,32
131 394,67
± 114 111,66
88 859,85
± 51 782,73 b
CV 1,06
Min. – Max. 249 - 374 985 13 797 - 202 485 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
Tableau n° 24: Densités de phytoplancton total (cellules/ml) pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne 52 877,83
± 44 963,33
76 739,52
± 113 319,31
35 701,23
± 40 229,07
20 284,31
± 27 139,10
40 768,99
± 38 002,51 a
CV 1,48 1,13 1,34
Min. – Max. 693 - 367 589 2 057 - 115 304
Bassins de contrôle
G01 G09 g30 G37 Moyenne
Moyenne 113 144,34
± 93 619,88
137 014,17
± 93 402,56
88 708,31
± 91 685,32
133 589,74
± 112 654,14
91 617,97
± 46 439,17 b
CV 1,03
Min. – Max. 1 043 - 376 025 15 426,93 - 188 866,77
Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
Le nombre moyen de Cyanophycées est significativement inférieur (p≤0,05) dans
les bassins à probiotique par rapport aux bassins de contrôle. Il en est de même pour la
concentration moyenne en phytoplancton. La croissance et la prolifération ont été
contrôlées dans les bassins à probiotique par rapport aux bassins de contrôle. Cela est
47
surement due à l‟absence de fertilisation dans les bassins à probiotique. La diminution des
charges organiques dans les bassins à probiotique peut en être aussi une raison. Etant
donné que, l‟accumulation de la matière organique est à l‟origine d‟une productivité
primaire plus prononcé dans les milieux aquatiques.
Les courbes des tendances suivantes expliquent bien davantage les causes probables
de la différence de croissance, de la prolifération et du changement de composition
d‟algues pour les deux conduites.
III.2.2.1.2 Tendance de Cyanophycées et phytoplancton total
Les courbes de tendances obtenues sont les suivantes. La figure n°9 met en
évidence la tendance en phytoplancton total. Et, la figure n°10 marque les tendances de la
concentration de Cyanophycées pour les deux conduites.
Figure n° 11: Courbes de tendance de phytoplancton total (Auteur, 2014).
Pour le phytoplancton total, les tendances sont croissantes pour les bassins à
probiotique et les bassins de contrôle. Par contre, elles présentent des allures différentes.
L‟allure est plus remarquée dans les bassins de contrôle.
0
50000
100000
150000
200000
250000
0 5 10 15 20
Cel
lule
s/m
l
Semaines
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
48
Figure n° 12: Courbes de tendance de Cyanophycées (Auteur, 2014)
Pour les Cyanophycées, la tendance moyenne est décroissante avec une allure faible
pour la conduite avec probiotique. En revanche, elle est décroissante avec une allure élevée
pour le conduite sans probiotique.
Ainsi, on peut dire que les croissances et la prolifération du phytoplancton et de
Cyanobactéries dans les bassins de contrôle ont été favorisé par rapport aux bassins à
probiotique. Cela déduit bien la réduction des formes assimilables par les algues dans les
bassins à probiotique.
La comparaison, pour chaque conduite des courbes de Cyanophycées et de
phytoplancton total, montre que :
pour les bassins de contrôle, les densités croient durant l‟élevage, mais un
accroissement est plus remarqué pour les Cyanophycées par rapport au
phytoplancton total (de 2 500 à 250 00 cellules/ml contre 6 000 à 200 000
cellules/ml). La concentration algale dans les bassins de contrôle vire alors
vers proportion à majorité Cyanophycées.
pour les bassins à probiotique, la tendance est décroissante pour les
Cyanophycées. Elle est croissante pour le phytoplancton total. On observe
alors un bloom algale où la concentration en Cyanophycées diminue en
proportion.
Cela démontre l‟obtention d‟un rapport N/P propice aux changements de composition
d‟algues dans les bassins de contrôle.
0
50000
100000
150000
200000
250000
300000
350000
0 5 10 15 20
Cel
lule
s /m
l
Semaines
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
49
En conclusion, moins d‟algues et de Cyanophycées est obtenu pour la conduite à
probiotique par rapport à la conduite sans probiotique. Et, la concentration en
Cyanophycées dans les bassins à probiotique tend à diminuer au cours de l‟élevage.
III.2.2.1.3 Proportion Cyanophycées dans les bassins à probiotique
Le tableau n°31 illustre le pourcentage de Cyanophycées dans les bassins à
probiotique. Il montre que ces algues bleu-vertes sont encore en proportion élevées. Ces
algues étant connues comme non consommé par les zooplanctons et les crevettes. Le
problème de phosphate reste encore non résolu malgré la tendance décroissante des
Cyanobactéries obtenus dans les résultats.
Tableau n° 25: Proportion en Cyanobactéries dans les bassins probiotiques
G13 G16 G55 G66
Moyenne de phytoplancton (cellules/ml) 52 877,83 76 739,52 35 701,23 20 284,31
Moyenne Cyanobactéries (cellules/ml) 50 632,02 75 455,13 31 398,45 16 544,51
Pourcentage Cyanobactéries (%) 95,75 98,33 87,95 81,56
Auteur, 2014
III.2.2.2 Epaisseur de la couche de sédiments
La couche du sédiment est considérée comme le dépôt durant l‟élevage qui provient
de l‟érosion des digues et la décantation des matières en suspension transportées par l‟eau.
Elle est composée par les restes d‟aliments apportés au cheptel, les algues mortes, les
carapaces et les matières fécales des animaux. Elle est souvent considérée comme un
facteur limitant à la production (Cf. Annexe n°12). La figure n°11 suivant illustre
l‟évolution moyenne de la couche réduite pour les bassins des deux conduites.
Figure n° 13: Courbes d‟évolution de l'épaisseur de la couche de sédiments (Auteur, 2014)
-
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19
Epai
sseu
r en
cen
tim
ètre
(cm
)
Semaines
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
50
Pour les bassins de contrôle, un dépôt plus rapide des sédiments est mesuré en
début de cycle. Cela peut se traduire par un assec mal opéré pour ces bassins. Car, un
mauvais traitement des boues durant l‟assec favorise une érosion éolienne et/ou hydrique
facile des couches mal tassées. A partir de la deuxième semaine d‟élevage, la vitesse
d‟accumulation est plus lente pour la conduite de contrôle par rapport à celle de la conduite
expérimentale. A partir de la dixième semaine, plus d‟accumulation est enregistrée dans les
bassins à probiotique. La vitesse de déposition des accumulations est donc différente en
cours d‟élevage pour les deux conduites. La différence sur la déposition des accumulations
réside sur la quantité d‟aliments distribués durant ces périodes (Cf. Figure n°19), puisque
l‟apport en aliments explique les 40% des dépôts d‟élevage durant le grossissement
(RAKOTOARIVONY, 2007).
Les épaisseurs maximales rapportés dans les bassins à probiotique et les bassins de
contrôle sont respectivement de 4,25 cm et 2 cm. La moyenne des épaisseurs est de
0,81±0,62 cm pour les bassins expérimentaux et de 0,80 ± 0,46 cm pour les bassins de
contrôle. La comparaison des moyennes marque qu‟aucune différence significative
(p≤0,05) n‟est montrée (Tableau n°18). De ce fait, la différence sur l‟évolution de
l‟accumulation des sédiments n‟a aucun effet sur l‟accumulation des sédiments.
Tableau n° 26: Epaisseur de la couche de sédiments pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne 0,57 ± 0,59 0,46 ± 0,31 1,22 ± 1,43 0,68 ± 0,47 0,81 ± 0,62 a
CV 1,05 1,18
Min. – Max. 0,00 - 4,25 0 ,00 - 2,08
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyenne 0,19 ± 0,22 0,88 ± 0,54 0,72 ± 0,55 0,78 ± 0,44 0,80 ± 0,46 a
CV 1,16
Min. – Max. 0,00 - 2,00 0,00 - 1,75
Les moyennes dans la même colonne en même exposant ne sont pas différentes (p≤0,05) (Auteur, 2014)
Les figures peuvent affirmer sur le dépôt des deux conduites. La figure n°12 montre
le fond d‟un bassin à probiotique après la récolte. Les accumulations sont observées en
fraction faible sur les berges et les plateformes, et en grande partie dans les caniveaux
surtout du côté des moines de sortie. Et, la figure n°13 illustre que les plus gros dépôts se
localise sur les plateformes pour le bassin de contrôle après la pêche du bassin.
51
Figure n° 14: Plateforme et caniveau bassin (gauche) et caniveau au moine de sortie
(droite) après pêche finale du G55 (Aqualma, 2013)
Figure n° 15: Fond du bassin G01 après pêche finale (Aqualma, 2012)
Les formes d‟accumulation ou de dépôt dans les bassins à probiotique sont celles
recherchées durant l‟élevage. La principale raison de l‟accumulation au niveau de la
plateforme dans le bassin de contrôle est le compactage des boues et la présence des restes
de chaux non dissous sur ces zones qui inhibent le déversement des boues dans les
caniveaux. Les effets des accumulations peuvent alors être plus adaptés à la vie aquacole
pour la conduite à probiotique.
Figure n° 16: Surface sèche quelques jours après la récolte (droite), boue cassée (gauche)
du bassin G01 (Aqualma, 2012)
En somme, les états des milieux ont été plus défavorables pour les bassins de
contrôle par rapport aux bassins à probiotique. Les algues sont excessives dans les
premiers et la composition tend à être abondante en Cyanobactéries. La couche de
52
sédiments dans les bassins à probiotique se présente propice à l‟élevage par rapport à celle
rencontrée dans les bassins de contrôle.
La partie suivante va essayer de montrer d‟une part les impacts de ces différents des
états du milieu sur la performance d‟élevage et d‟autre part les effets des facteurs
environnementaux sur l‟espèce étudiée.
III.3 Nouvelle stratégie adoptée
La finalité de cette partie est de mettre en évidence la faisabilité de la stratégie de la
conduite avec probiotique. Les résultats obtenus seront commentés afin d‟analyser et
donner une appréciation. Pour ce faire, cette partie va analyser les 3 points suivants :
le renouvellement d‟eau ;
l‟heure de marche des aérateurs et ;
les intrants.
III.3.1 Renouvellement d’eau
Le renouvellement journalier d‟eau est une pratique courante en crevetticulture
semi-intensive. Il permet de garder un milieu favorable durant l‟élevage (Cf. annexe n°12).
Il est fonction de la biomasse. Mais, des cas d‟urgence comme dans le cas d‟une déplétion
en COD, une salinité ou un pH élevée ou très basse, ... Le taux de renouvellement suit une
tendance croissante durant l‟élevage. L‟échange d‟eau journalière peut varier de 5 à 30%
avec une moyenne entre 5% et 15% pour l‟élevage semi-intensif (LEMONIER et
BRIZARD, 1998). L‟évolution moyenne des pourcentages de renouvellement d‟eau durant
l‟investigation est montrée dans la figure n°17 suivante.
Figure n° 17: Courbes d‟évolution du renouvellement d'eau (Auteur, 2014)
0
5
10
15
20
25
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Po
urc
enta
ge (
%)
Semaines
moyenne bassins EPICIN moyenne bassins contrôle
53
Pour les bassins de contrôle, les renouvellements d‟eau sont observés dès la
première semaine pour maintenir la qualité de l‟eau. L‟eau a viré au vert lié à un
accroissement de la densité algale à cette période. Le changement d‟eau moyen dépasse les
5% dès la cinquième semaine. Elles restent au-dessus de 10% à partir de la neuvième
semaine. Le pourcentage de renouvellement d‟eau ne cesse pas de croître et reste très élevé
même à la fin du cycle. Cela est fonction de la biomasse et a été fait pour contrôler les taux
élevés de crevettes à branchies sales dans ses bassins. Des changements d‟urgence ont été
opérés. L‟ouverture des batardeaux à partir de 3 heures du matin a été décidée pour
prévenir de la déplétion d‟oxygène au lever du jour. Pour les bassins à probiotique, au
début de l‟élevage, l‟échange d‟eau est nul. La couleur de l‟eau a varié de la couleur
terrigène au vert terrigène marquée par la présence des matières en suspension et d‟algues
non excessive. Durant le cycle de grossissement, une bonne aération est assurée par
l‟utilisation des aérateurs. Ceci a permis d‟éviter le renouvellement d‟eau d‟urgence, de
maintenir le changement d‟eau à un taux inférieur à 5% et nul à la fin de cycle.
La comparaison des moyennes note bien que la différence est significative (p≤0,05)
sur les renouvellements d‟eau des deux conduites. Les moyennes sont respectivement
1,53% ±1,67% et 10,83% ±5,35% pour les bassins traités et les bassins de contrôle (tableau
n°26). Les taux maximaux de renouvellement sont respectivement de 14% et 41% dans les
bassins à probiotique et les bassins de contrôle.
Tableau n° 27 : Pourcentages de renouvellement d‟eau pour chaque conduite
Bassins à probiotique
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne 0,50 ± 0,75 0,32 ± 0,52 2,54 ± 3,24 3,91 ± 4,83 1,53 ± 1,67 a
Min. – Max. 0,00 - 14,30 0,00 - 4,79
Bassins de contrôle
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyenne 10,58 ± 6,68 8,68 ± 4,91 7,42 ± 7,76 14,41 ± 12,88 10,83 ± 5,35 b
Min. – Max. 0,00 - 41,29 0,20 - 19,48
Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05)
(Auteur, 2014)
La conduite d‟administration de la probiotique a donc permis de maintenir la
qualité du milieu d‟élevage et réduire le renouvellement d‟eau. La réduction du taux de
renouvellement d‟eau est envisageable pour cette conduite.
54
III.3.2 Heures de marche des aérateurs
La mise en marche d‟aérateurs est un autre moyen de faire circuler l‟eau.
L‟utilisation des aérateurs peut substituer certains avantages de la pratique du
renouvellement d‟eau (Cf. annexe n°12). La figure n°18 démontre les courbes d‟évolutions
des heures de marches des aérateurs pour les deux conduites.
Figure n° 18: Courbes d'évolution des heures de marche des aérateurs (Auteur, 2014)
L‟évolution des heures de marche d‟aérateurs notent que les bassins à probiotique
ont des aérateurs en marche en permanence du début jusqu‟à la fin de l‟élevage. Tandis
que pour les bassins de contrôle, l‟utilisation est très limitée. Dans les bassins de contrôle,
l‟emploi d‟aérateurs est opéré pour limiter le renouvellement journalier en dessous de 50%
car à la ferme le renouvellement journalier maximal est limité à ce taux. Dans cette
conduite, l‟utilisation d‟aérateur en début d‟élevage est rare. La faiblesse des juvéniles au
transfert dans G01 en est la cause. L‟utilisation des aérateurs dans les bassins à probiotique
a été faite pour substituer les biens faits du renouvellement d‟eau. Son emploi dès le début
d‟élevage a été décidé par l‟administration pour démarrer la productivité primaire. Les
heures d‟utilisation s‟additionnent au cours de l‟élevage du fait que la demande en COD et
l‟accumulation des déchets augmentent en cours d‟élevage.
Dans le cas étudié, l‟utilisation des aérateurs restent très efficaces dans les bassins à
probiotique. Les problèmes qui peuvent limiter à son inefficacité sont absents. Et cela a
permis de retenir un renouvellement d‟eau à moins de 15% (tableau n°30) et éviter les
déplétions d‟oxygène durant l‟élevage.
0
20
40
60
80
100
120
1 7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97
10
3
10
9
11
5
12
1
12
7
Heu
res
Jours
Moyenne bassins à probiotique Moyenne bassins contrôle
55
III.3.3 Intrants
III.3.3.1 Quantité d’aliments
La maitrise du nourrissage est importante non seulement pour la performance de
l‟élevage notamment la croissance en cours d‟élevage mais aussi pour prévoir la
dégradation du milieu car l‟aliment est la principale source de la dégradation (Cf. annexe
n°12). La figure n°19 illustre bien la quantité moyenne d‟aliments distribués par hectare
pour chaque conduite.
Figure n° 19: Courbes d'évolution des aliments distribués par hectare (Auteur, 2014)
Les évolutions marquent que durant les treize premières semaines, il y a plus
d‟apport d‟aliments pour la conduite de contrôle que pour la conduite à probiotique. Dans
la conduite expérimentale, le taux de nutrition a été réduit par rapport à l‟ancienne
conduite. Cela explique bien cette quantité faible en début d‟élevage. Mais de la
quatorzième semaine à la fin du cycle d‟élevage, la quantité d‟aliments administrée pour
les bassins à probiotique s‟élève au-dessus de celle des bassins de contrôle. La quantité
d‟aliments distribués dans les bassins de contrôle a diminué, car la mortalité est élevée
dans ces bassins.
La comparaison des moyennes de la quantité distribuée par hectare pour chaque
conduite démontre bien qu‟il l‟absence d‟une différence pour les deux conduites (Tableau
n°27). Cela signifie que moins d‟apport d‟aliments est noté dans les bassins à probiotique,
puisque la biomasse en cours d‟élevage est élevée par rapport à celle rencontrée pour les
bassins de contrôle. Alors, vu les performances obtenues notamment sur la croissance, le
taux de nutrition réduit s‟avère efficace pour l‟étude menée.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
Kilo
gram
me
(kg)
Semaines
Moyenne des bassins à probiotique Moyenne des bassins de contrôle
56
Tableau n° 28: Quantités d'aliments distribués pour chaque conduite
G13 G16 G55 G66 Moyenne
Moyenne 1 770,59
± 1 498,65
2 235,00
± 1 821,45
979,41
± 470,32
1 353,85
± 152,58
2 050,44
± 1 454,14 a
Min. – Max. 20,00 - 5 007,86 362,37 - 5 007,86
G01 G09 G30 G37 Moyenne
Moyenne 1678,67
± 793.15
1957,50
± 678.31
1890,59
± 978.16
2356,15
± 1191.23
2071,25
± 674.56 a
Min. – Max. 25,00 - 4400,00 280,00 - 3300,00 Les moyennes dans la même colonne en exposant différentes sont significativement différentes (p≤0,05) (Auteur, 2014)
III.3.3.2 Fertilisants et chaux
La figure n°20 montre la quantité totale d‟utilisation des fertilisants en fonction de
la durée de d‟élevage.
Figure n° 20: Courbes montrant l‟utilisation des fertilisants (Auteur, 2014).
Les applications de l‟urée durant les quatre premières semaines d‟élevage
correspondent aux fertilisations de démarrage. L‟arrêt d‟utilisation correspond à
l‟obtention des valeurs de Secchi favorables ou faibles dans les bassins. Elle est reprise aux
douzièmes et treizièmes semaines mais à une faible quantité. Ces fertilisations d‟entretien
sont tardives vu que les taux de renouvellement d‟eau entre les cinquièmes et onzièmes
semaines ont augmenté et ont été très élevés (5-18%) (Cf. Figure n°17). La TSP a été
appliquée en début d‟élevage et en milieu d‟élevage mais à faible quantité. Aux deuxièmes
et quatrièmes semaines d‟élevage, la quantité n‟a pas dépassé pas 50 kg. Et entre la
onzième et la quinzième semaine, la quantité est de 2,5 kg par semaine. Les doses de
fertilisations sont difficilement maintenues. Les algues ont été alors difficiles à maitriser
0
100
200
300
400
500
600
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Kilo
gram
me
(kg)
Semaines
Uree totale TSP total
57
durant l‟élevage. Les faibles quantités utilisées lors des fertilisations et l‟arrêt d‟application
malgré les taux de renouvellement élevés d‟eau justifient cette difficulté.
La figure n°21 montre l‟évolution des fréquences et les quantités des chaulages pour les
bassins de contrôle.
Figure n° 21: Courbes montrant l'utilisation des chaux des bassins de contrôle (Auteur,
2014)
Les chaux sont plus fréquemment utilisées que les fertilisants. Les quantités
utilisées sont très variables. Ces fréquences et quantités d‟utilisation déduisent les besoins
de compacter et temporiser le pH des fonds des bassins. En effet, des taux élevés de
renouvellement d‟eau décompactent et remettent en suspension les dépôts de sédiments.
Durant le grossissement, la variation des quantités appliquées montre la difficulté
d‟assurer l‟équilibre du milieu d‟élevage. Les doses administrées sont plus ou moins
éloignées des doses d‟application théorique. En effet, le milieu est instable. La fertilisation
et le chaulage ne sont plus voués à stabiliser les conditions actuelles. D‟où des résultats
sont souvent inattendus.
III.3.3.3 Probiotique
La figure n°22 illustre l‟évolution de la quantité totale d‟utilisation de la
probiotique en fonction de la durée d‟élevage et les quantités de probiotique.
0
5000
10000
15000
20000
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Kilo
gram
me
(kg)
Semaines
Chaux calcique total Chaux Magnésienne total
0
2000
4000
6000
8000
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
Litr
es (
l)
Semaines
58
Figure n° 22: Courbe montrant l'utilisation moyenne de la probiotique des bassins à
probiotique (Auteur, 2014)
L‟ensemencement des bactéries ont débuté à la deuxième semaine d‟élevage pour
G13 et G66, et à la troisième semaine d‟élevage pour G16 et G55. Les premières
applications ont respecté la dose théorique (12,5 l/ha). Les quantités administrées croissent
jusqu‟aux quatorzièmes semaines d‟élevage étant donné que l‟administration a décidé de
« doubler » et « tripler » la dose selon l‟état de chaque bassins. A partir de la quinzième
semaine, la quantité d‟administration a diminué du fait que les états du milieu d‟élevage et
des animaux se sont améliorées. Malgré l‟abandon de la dose d‟application théorique,
l‟utilisation de la probiotique s‟avère efficace. Cette stratégie est applicable durant le
grossissement.
Cette investigation a donné de résultats intéressants. Les performances d‟élevage
obtenues sont favorables pour la conduite à probiotique par rapport à celle de la conduite
de contrôle. De plus, les résultats obtenus sur l‟état des animaux dans les bassins à
probiotique sont prometteurs. Les crevettes ont été moins touchées par la maladie de la
branchie sale et du muscle blanc. Etant donné qu‟elles sont moins exposées à des
composées toxiques et ont acquis une certaine immunité. Cela résulte aux rôles attribués
aux bactéries probiotiques en aquaculture et permet d‟accepté la première hypothèse de
l‟étude. De plus, la conduite avec probiotique améliore les conditions d‟élevage. La
concentration en algues et l‟épaisseur de la couche de sédiments se sont montrés favorables
par rapport à la conduite sans probiotique. Cela mène a validé l‟hypothèse sur
l‟amélioration du milieu d‟élevage à partir de l‟ensemencement des bactéries. En outre, la
stratégie adoptée a pu être réalisée. Et, elle peut être conservée dans le contexte actuel. En
un mot, l‟administration de la probiotique permet de résoudre aux problématiques actuelles
de la ferme. Elle permet ainsi d‟améliorer la performance d‟élevage.
59
PARTIE IV. DISCUSSIONS ET SUGGESTIONS
Après la présentation des différents résultats obtenus dans la partie III, cette quatrième
et dernière partie est consacrée aux discussions et aux suggestions. Elle a pour objectifs de
situer les résultats obtenus par rapport aux autres recherches similaires ; d‟expliquer les
diverses raisons des différences par rapport aux autres auteurs et les faits concourants à
l‟étude afin d‟en tirer des suggestions et proposer des améliorations adéquates pour le
futur.
Elle est divisée en trois (3) parties à savoir :
Qualité du milieu d‟élevage ;
Impacts sur la performance et ;
Suggestions.
IV.1 Qualité du milieu pour l’élevage
Le maintien d'une bonne qualité de l'eau est essentiel pour une croissance optimale et
une meilleure survie en cours d‟élevage. Les paramètres physiques et biologiques
permettent de contrôler cette qualité des eaux des bassins. A un certain niveau, ces
paramètres peuvent avoir des effets négatifs sur la performance d‟élevage. Ainsi, les
paramètres critiques de la qualité de l'eau doivent être surveillés attentivement
(RAMANATHAN et al., 2005; SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN., 2008).
Ainsi donc, cette partie va essayer de montrer les exigences en paramètres du milieu
pour le grossissement du P. monodon. Puis, de les rapporter sur les bassins avec
probiotiques et les bassins de contrôle. Afin d‟en tirer les différences sur les bassins
expérimentés qui peuvent avoir des répercussions sur la performance d‟élevage aux deux
(2) conduites d‟élevage.
IV.1.1 Paramètres physiques
IV.1.1.1 Température
La température de l'eau est probablement l‟une des plus importantes variables
environnementales pour la culture de crevettes. Elle influe directement sur le métabolisme,
la consommation d'oxygène, la croissance, la mue et la survie. En général, un changement
brusque de température affecte le système immunitaire de la crevette.
60
Les températures dans le présent résultat sont de 23,15 à 32.60°C pour les bassins
administrés de probiotique et de 22,20 à 33,30°C pour les bassins sans probiotique. La
gamme optimale de la température pour les crevettes géantes tigrées est comprise entre 24
et 33°C (AVALLE et ROTHIUS, 1991). Cet intervalle est plus restreint pour BOYD
(1995); SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN (2008) qui ont trouvé une gamme de 26 et
33 ºC. Cependant, les températures entre 28 à 33 º C favorisent la croissance optimale
(RAMANATHAN et al., 2005 ; MPEDA, 2006 ; SOUNDARAPANDIAN et al. 2010).
Au cours de l‟étude menée, les températures minimales obtenues sont basses par
rapport à l‟exigence pour le grossissement du P. monodon. Pour les bassins à probiotique,
la température a été maintenue dans l‟optimum aux environs de 60 jours d‟élevage. Pour
les bassins sans probiotique, la moyenne de température a été maintenue à cette
température durant quelques jours (Cf. Figure n°17). Mais en dépit de ces constats, il n‟y a
pas de différence sur l‟effet de la température dans les processus biologiques et chimiques
des bassins. Les différences sur les réactions biologique et chimique ne sont observées qu‟à
partir d‟un écart de 5°C. Cela est doublé à 10°C pour l‟élevage en bassins de terre (BOYD
et GROSS, 1998).
IV.1.1.2 Potentiel d’Hydrogène
Le pH est l'une des caractéristiques essentielles de l'environnement, qui détermine
la survie et la croissance des crevettes en cours d‟élevage. Cela affecte également le
métabolisme et d'autres processus physiologiques de crevettes. C'est un indicateur de la
présence l'activité photosynthétique et la fertilité du milieu de culture. Elle évolue à
l'accumulation d'aliments résiduelle, les algues mortes et les excréments dans des
conditions d'élevage.
RAMAKRISHNA (2000) et SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN (2008) ont
recommandé un pH de 7,5 à 8,5 pour la culture de P. monodon. RAMANATHAN et al.
(2005) ont trouvé une gamme optimale plus étendue de 6,8 à 8,90. Dans la présente étude,
le maximum des pH des bassins de contrôle sont un peu élevé (7,80 à 9,30) et les bassins
traités avec la probiotique ont des pH inclus dans l‟optimum (8,00 à 8,90).
IV.1.1.3 Transparence
La transparence dépend principalement de la présence du phytoplancton mais aussi
de la matière en suspension (MES). La valeur du disque de Secchi doit être comprise entre
30-40 cm pour l‟élevage des crevettes pénéidés (MPEDA, 2006). En général, une lecture
61
de moins de 30 cm signifie que la densité de phytoplancton est élevée et si elle est
supérieure à 40 cm, cela indique une faible population de phytoplancton. Les bassins
étudiés ont des valeurs minimales et maximales en-dessous et au-dessus de l‟optimal à
savoir entre 15 et 100 cm pour les bassins à probiotique et entre 10 et 60 cm pour les
bassins sans probiotique.
Selon les stades, la plage optimale de la transparence se situe entre 30 et 60 cm au
stade juvénile et entre 25 et 40 cm à l'adulte et aux derniers jours de l‟élevage
(SOUNDARAPANDIAN et al., 2010). Ici, les bassins à probiotique ont des plages de
transparence incluses dans l‟exigence en stade juvénile (40-50 cm) mais au-dessus de
l‟optimum à la fin de cycle (40-50cm). Quant aux bassins de contrôle, la transparence
minimale est descendue en-dessous du minimum requis pour le stade juvénile (20 cm), elle
est maintenue dans le niveau optimal pour la fin du cycle (30-40 cm).
IV.1.1.4 Salinité
La salinité est un important paramètre pour le contrôle de la croissance et de la
survie des crevettes pénéidées. Bien que le P. monodon soit une espèce euryhaline, il est
souvent important de maintenir l‟élevage à un taux de salinité optimal. A un taux élevé, les
crevettes vont avoir une croissance faible mais elles sont résistantes aux maladies. Et si le
taux est faible, la carapace ou la cuticule est faible. Et l‟animal va être sujette à la maladie
(SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN., 2008).
Dans l‟étude menée, les bassins de contrôle ont été maintenus à un taux de salinité
entre 20-42‰ (moyenne 32,32 ± 1.52‰) et les bassins à probiotique entre 27-45‰ (36,81
± 0.97‰). AVALLE et ROTHIUS (1991) rapportent qu‟un taux de salinité entre 20 et
35‰ est idéal pour l‟élevage alors que MUTHU (1980) et KARTHIKEYAN (1994)
rapportent qu‟un taux compris entre 10 et 35‰ est idéal le P. monodon. CHEN (1980) a
estimé la gamme de salinité entre 15 et 20‰.
En conséquence, dans l‟étude menée, en se basant sur la moyenne à chaque traitement, les
bassins à probiotique ont été maintenus à des niveaux de salinité élevés par rapport à ceux
rapporté pour le grossissement du P. monodon. Mais, elle est comprise entre celui trouvé
par RATSIMANARISOA (2001) qui est entre 35-37‰.
62
IV.1.1.5 Concentration en oxygène dissous
L'oxygène dissous dans le milieu de culture est un facteur important non seulement
pour la respiration des organismes aquatiques mais aussi pour maintenir un environnement
favorable du point de vue chimique et du plan d'eau. Il contrôle de nombreuses réactions
d'oxydation et maintien des conditions aérobies dans l'eau. Lorsque le niveau d'oxygène est
très faible (inférieur à 3 mg/l), plusieurs molécules comme le nitrate se transforment à sa
forme réduite et deviennent toxiques. Une faible concentration d'oxygène entrave des
performances métaboliques des crevettes ; réduit la croissance, la mue et entame une
mortalité (GILLES, 2001). Les bassins traités avec l‟epicin ont eu des concentrations en
oxygène dissous variant entre 3 et 12 mg/l. Cela est semblable à celles trouvées par
AVALLE et ROTHIUS (1991).
IV.1.2 Etat du milieu
IV.1.2.1 Paramètres biologique : Phytoplancton et Cyanophycées
Par comptage cellulaire, le phytoplancton rencontré dans les bassins à probiotique
par rapport aux bassins de contrôle montre une différence (40 768,99 ± 38 002,51
cellules/ml contre 91 617,97 ± 46 439,17 cellule/ml). Cela est démontré par la différence
entre les écarts nycthéméraux des COD et des pH entre ces bassins. Ainsi, le pH et la COD
de l‟eau sont des paramètres dépendant principalement de la photosynthèse et de la
respiration du phytoplancton (BOYD, 1998). Par conséquent, dans les bassins sans
traitement de probiotique, plus de variations entre les COD et les pH de l‟après-midi et du
matin ont été calculées du fait de la production élevée d‟oxygène durant la journée et de
dioxyde de carbone pendant la nuit due à la présence de fleur d‟algues plus accentuée. Et
en outre, la densité de cellules de Cyanophycées rencontrées dans les bassins à epicin est
inférieure à celle rencontrée dans les bassins de contrôle (38 527,96 ± 37 136,79
cellules/ml contre 88 859,85 ± 51 782,7 cellules/ml).
La suppression de la fertilisation dans les bassins à probiotique a favorisé une
diminution de la densité algales. LAVOIE et al. (2007) ont rapporté que l‟utilisation des
fertilisants azotés et phosphatés stimule le taux de croissance des algues et explique
qu‟avec l‟avancement de l‟élevage, l‟apport d‟urée favorise particulièrement la
prolifération des Cyanobactéries. Il explique qu‟en plus d‟être un nutriment favorisant la
multiplication des algues, l‟apport en fertilisant surtout de l‟urée augmente le rapport N/P à
une valeur supérieur 29 et favorise ainsi la prolifération vers un bloom à majorité
63
Cyanobactéries. Les bactéries probiotiques en tant que agents bioremédiateurs utilisent les
molécules chimiques assimilables par les algues pour leur croissance. Elles entrent alors en
concurrence avec les algues sur les nutriments et nuisent leur prolifération. Le rapport N/P
est stabilisé à un taux entre 10 et 15 et prévient du changement de la composition algale du
milieu (SARJITO, 2009 ; SOUNDARAPANDIAN et al., 2010 ; SHAILENDER et al.,
2012).
IV.2 Impact sur la performance
Cette sous-partie va essayer d‟évaluer les survies et les croissances obtenues dans les
bassins d‟élevage traité avec l‟epicin et démontrer les causes certaines de ces nouvelles
performances à partir de l‟amélioration des états des crevettes en cours d‟élevage dans ses
bassins.
IV.2.1 Meilleures survies
Les taux de survies rencontrés dans les bassins traités ont varié de 75% à 89%, et
ceux rencontrés dans les bassins âgés entre 60% et 72% (Cf. Tableau n°25). KRANTZ et
NORRIS (1975) ont déclaré qu‟un taux de survie entre 60% et 80% est à prévoir pour P.
monodon dans des conditions d'élevage appropriées. RAMAKRISHNAREDDY (2000) a
trouvé que 70-80% de survie est possible si les conditions d‟assec sont bien respectées
pour la culture de P. monodon.
Le traitement de probiotique dans l‟investigation menée a pu montrer des survies
supérieures à 80% dans trois (3) bassins (80%, 82% et 89%). Des récentes méthodes
d‟élevage du P. monodon ont obtenu à peu près ces mêmes résultats. A savoir
PUSHPARAJAN et SOUNDARAPANDIAN (2010) ont trouvé 87%, SHAILENDER et
al. (2012) 85% de survie, et HASAN et al. (2013) 80,1%. Et, des auteurs qui ont utilisé
des bactéries probiotiques se rapprochent de ces résultats avec 89,2%
(SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN, 2008) et 95.2% (SOUNDARAPANDIAN et al.,
2010).
IV.2.2 Gain moyen pondéral quotidien non négligeable
L‟étude a obtenu une moyenne des gains moyens pondéraux quotidien faible dans
les bassins à probiotique par rapport à celle des bassins de contrôle (0,16 g/ jours contre
0,17 g/jour). La cause peut être attribuée à la quantité d‟aliment faible dépensé dans ces
bassins expérimentaux et à l‟effet de la densité. En effet, la quantité par surface distribuée
64
dans les deux types de bassins a été la même malgré une évolution de la biomasse jugée
plus élevée (densité initiale et finale élevée) chez les bassins expérimentaux.
En aquaculture, l‟évolution de la densité est l‟un des facteurs qui déterminent le
gain pondéral en cours d‟élevage. Une densité d‟élevage élevé va avoir un gain moyens
pondéral quotidien inférieur par rapport à une densité initiale d‟ensemencement faible avec
les mêmes conditions d‟élevage, c‟est ce qu‟on appelle « l‟effet de densité » (SAKI et al.,
2004 ; SURESH BABU et SHAILENDER, 2012 ; HASAN et al., 2013). La densité
moyenne pour les bassins traités avec probiotique et les bassins de contrôle sont ici
respectivement 12,13 crevettes/m2 et 9,23 crevettes/m2. SAKI et al. (2004) ont trouvé,
pour l‟étude de l‟effet de la densité sur la croissance, des valeurs de 0,119 g/j à 0,113
g/jour pour les densités de 9 crevettes/m2 et 12 crevettes/m2. De meilleures performances
ont été rapportées par SOUNDARAPANDIAN et al. en 2010 sur des bassins à probiotique
avec un gain moyen pondéral quotidien de 0,27g/jour pour une densité de 12 crevettes/m2
et PUSHPARAJAN et SOUNDARAPANDIAN (2010), un gain moyen pondéral quotidien
de 0,26 g/jour avec une densité de 9,8 crevettes/m2 sur l‟élevage semi-intensif traditionnel.
Dans des études sur la croissance du P. monodon à haute salinité maintenue à des
bonnes conditions d‟élevage, les résultats obtenus se rapprochent des résultats eut
auparavant. ZOULA ZEIN-ELDEIN (1965) en maintenant la salinité aux environs de 35‰
a trouvé un gain moyen pondéral quotidien de 0,166 g/jour et SHAILENDER et al. (2012)
dans ces mêmes conditions a obtenu 0,21 g/jour.
En conclusion, la croissance moyenne dans les bassins à probiotique peut être jugée
comme une croissance normale. Elle répond plus ou moins à la croissance rapportée en
cette même densité et la croissance requise dans les mêmes conditions de salinité.
IV.2.3 Diminution du taux de Branchies Sales
SOUNDARAPANDIAN et al. (2010) et SHAILENDER et al. (2012) rapportent
une abondance majeure de crevettes à branchies sales dans les bassins sans administration
de probiotique et une présence minime dans les bassins traités avec probiotique. Ce qui est
aussi rencontré dans les résultats de l‟étude menée. Les activités bioremédiatrices
attribuées aux bactéries ensemencées et la diminution de la densité de Cyanobactéries
peuvent être à l‟origine de la diminution des branchies sales dans le cas étudié.
65
L‟activité bioremédiatrice sur les composés azotés et phosphatés tendent à diminuer les
formes réduites de l‟azote à savoir l‟ammonium (NH4+) et le nitrite (NO2
-) et du phosphore
soit le phosphate (PO43-
) qui sont les principales sources d‟un pourcentage élevé des
crevettes à branchies sales (SOUNDARAPANDIAN et al., 2010 ; SHAILENDER et al.,
2012 ; SARJITO, 2009). En effet, les bactéries du genre Nitrosomonas sp. et Bacillus sp,
bactéries contenues dans l‟epicin, sont connues en tant qu‟agents nitrifiants et oxydants de
l‟ammoniaque (ANTONY et PHILIP, 2006 ; SOUNDARAPANDIAN et al., 2010 ;
SHAILENDER et al., 2012a).
L‟activité bioremédiatrice sur les détritus organiques nettoie efficacement les déchets
carbonés de l‟eau. Cela correspond au rôle attribué par ANTONY et PHILIP (2006) sur la
réduction des déchets organiques après l‟ensemencement des bactéries du genre Bacillus,
comme les Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis, et Lactobacillus dans les bassins
d‟élevage. L‟ajout de ces bactéries en quantité suffisante met en concurrence la flore
bactérienne naturellement présente dans la matière organique disponible, comme les
aliments lessivés ou excès et les fèces des crevettes (SHARMA et SCHEENO, 1999) et ces
bactéries nettoient efficacement les déchets carbonés de l'eau (ANTONY et PHILIP,
2006).
IV.2.4 Moins de capture de crevettes à Muscle blanc
La maladie du muscle blanc chez la crevette est liée à la fragilité des animaux
suivie d‟une baisse d‟immunité due aux conditions du milieu. Des études de RENGPIPAT
et al. en 2000 (a) et 2000 (b) ont montré que, lorsque ces souches bactériennes ont été
administrées en tant que probiotiques dans la culture de P. monodon, la croissance et la
survie ont été améliorées et l'immunité a été renforcée. Ces auteurs ont pu montrer que
l‟administration de Bacillus spp. a permis d'augmenter la survie des crevettes et a amélioré
la résistance aux pathogènes en activant les défenses immunitaires à la fois cellulaire et
humorale des crevettes.
Donc, le taux de muscle blanc faible dans les bassins à probiotique de l‟étude a été
obtenues grâce à la présence des bactéries Bacillus sp. En effet, ces bactéries sont capables
de supplanter d'autres bactéries pour les nutriments et l'espace, et peut exclure d'autres
bactéries à travers la production d'antibiotiques (MORIARTY, 1998; VERSCHUERE et
al., 2000) aussi, cela peut fournir l'exclusion compétitive dans l'intestin de la crevette
(MORIARTY et al., 2005).
66
IV.2.5 Une meilleure Indice de Consommation
La prise alimentaire, la recherche en aliments et la conversion d‟aliments ont été
obtenu pour la conduite à probiotique. Il faut rappeler que les conditions régnant au fond
d‟un bassin aquacole sont plus critiques pour une crevette que pour n‟importe quel autre
animal aquatique car les crevettes sont des animaux benthiques, et mangent dans la zone
d‟interface entre eau et sédiment (DELLA PATRONA et al., 2007).
SOUNDARAPANDIAN et GUNALAN en 2008, SOUDARAPANDIAN et al.
(2010) et HOSSAIN et al. (2013) ont rapporté des meilleures IC dans les bassins traités
avec probiotique par rapport à des bassins de contrôle. En effets, dans les bassins
administrés de probiotique, l‟assimilation alimentaire était meilleure. Puis, les prises
d‟aliments sont moins perturbées. Les causes donc peuvent être nombreuses mais dans
l‟étude menée les sources probables peuvent être :
Le faible stress chez les animaux : moins de déplétion de COD, moins de
crevettes à branchies sales et moins de concentrations sublétales en
composés chimiques réduits pour les conduite à probiotique par rapport aux
bassins de contrôle. Dans ces cas, il a été souvent rapporté de meilleur IC
dans les premiers. Car, les crevettes ont plus d‟appétit et gaspille moins
d‟énergie. Les aliments consommés permettent alors directement à la
croissance et non à la lutte contre le stress (DELLA PATRONA et al.,
2007).
La meilleure recherche en aliments des crevettes : dans les bassins
d‟élevage où les fonds sont plus compacts et présentent moins de lentille de
boues sur les plateformes, moins de crevettes à muscle blanc observées, les
IC obtenus se montrent toujours favorables par rapport à d‟autres bassins
(DELLA PATRONA et al., 2007 ; SOUDARAPANDIAN et al. 2010). Car,
les crevettes fréquentent moins ces zones surtout en se nourrissant. Ainsi, la
recherche alimentaire et le confort sont défavorisés.
Les proies naturelles (zooplancton) favorisées : l‟importance des proies
naturelles et sa qualité sont connues en améliorant l‟IC durant l‟élevage. En
effet, il est cohérent de penser que si les boues ont des effets toxiques sur la
crevette de mode de vie benthique, elles en ont également sur la microfaune
(copépodes, cladocères, ostracodes, isopodes, amphipodes etc…) qui vit
67
inféodée au fond et qui appartient à la classe des Crustacés
physiologiquement proches de celle des crevettes (DELLA PATRONA et
al., 2007).
IV.3 Limites de travail
Comme toute étude, un certain nombre de contraintes ont été rencontrées.
Seulement la moitié du schéma expérimental a pu être réalisée. Certaines données
importantes pour l‟étude n‟ont pas pu être récoltées en l‟occurrence l‟évolution des
paramètres chimiques de l‟eau au niveau des bassins et le comptage des bactéries. Ces
paramètres sont importants pour caractériser un milieu dit « bactérien ». Il a fallu aussi
considérer les différents problèmes liés à la ferme. Entre autres les mauvais
enregistrements des données, le non-respect des méthodes de prise d‟échantillons et des
heures de mesures ou de prélèvements sont à noter au cours de l‟étude menée. Et, enfin
dans les résultats obtenus des écart-types supérieurs à la moyenne ont été observés. Cela
ont probablement induit à des erreurs mais ont quand même permis d‟aboutir aux objectifs
fixés.
IV.4 Suggestions
IV.4.1 Conduite
IV.4.1.1 Utilisation de la probiotique et fixation de la dose
Vue la variation de la dose appliquée pour les bassins, des ajustements doivent être
considérés, tels que l‟accord de la dose à appliquer. Des doses d‟administrations en
fonction de la quantité d‟aliments doivent être établies. Mais aussi, l‟établissement d‟un
abaque qui traduit l‟application en fonction du poids moyen doit être proposée.
IV.4.1.2 Aération et renouvellement d’eau
La difficulté d‟oxygéner ou d‟aérer par des moyens à 100 % mécaniques les bassins
semi-intensifs traditionnels a été reconnue. De sorte qu‟à l‟Aqualma, l‟opération est
quasiment impossible dans le contexte où les bassins ont de superficie de plusieurs
hectares (5 à 10 ha) et les aérateurs à simples trains sont placés sur les digues et affectent
peu voire nul les plateformes. Le nombre théorique de 2 à 4 aérateurs/ha est irréalisable vu
que 10 ha de surface aura besoin de 20 à 40 aérateurs. Cependant, la combinaison aérateurs
et renouvellement d‟eau doit être adoptée.
68
Un taux de renouvellement journalier est nécessaire mais il doit être gardé dans le
minimum possible pour ne pas augmenter l‟énergie utilisée durant l‟élevage, vu que des
aérateurs sont vaguement utilisés. Le maintien à un taux moyen inférieur à 5% est proposé.
En outre, deux moyens de gestion très efficace des zones de boues en utilisant les aérateurs
peuvent être recommandés :
positionner à bon escient les aérateurs pour concentrer les accumulations en
un seul point (AVNIMELECH et RITVO, 2003) et ;
disposer de caniveaux avec pièges à sédiments au bord de la digue sous le
vent (PETERSON, 2001).
IV.4.1.3 Nourrissage
Le principe est de limiter quantitativement et spatialement la formation des
accumulations de sédiments au cours de l‟élevage. Les granulés est l‟une des premières
sources de ce dépôt. Il est donc essentiel d‟avoir une stratégie de gestion optimisée du
nourrissage. La méthode de distribution actuelle (distribution à la volée) peut être
substituée en utilisant des mangeoires afin de limiter les quantités des déchets obtenus par
les aliments non consommés. RAKOTOARISOA (2008) a déjà démontré que cette
méthode à l‟Aqualma avec 10 mangeoires/ha a permis une diminution de 10% l‟IC par
rapport à la méthode à la volée et une meilleure croissance. Parallèlement à ces résultats, la
méthode 100% mangeoire a permis d‟obtenir, d‟une part, une meilleure estimation de la
biomasse et, d‟autre part, une diminution de la pollution du bassin.
Les inconvénients de cette méthode sont la difficulté d‟entretenir plusieurs
mangeoires, la nécessité de tripler les ouvriers pour la distribution et le temps perdu lors de
la distribution d‟aliment. La méthode entraine donc des coûts supplémentaires pour
l‟élevage sur le plan matériel et personnel. Une étude comparative s‟avère alors nécessaire.
IV.4.1.4 Assec
Les suggestions suivantes sont des méthodes à rajouter de ce qu‟a été pratiqué déjà afin
de diminuer le piégeage du phosphore, et de favoriser la décomposition bactérienne des
boues durant l‟assec.
IV.4.1.4.1 Soustraction mécanique de la boue et Flush
Au sein de la ferme d‟Aqualma, les sédiments suspects en fin d‟élevage ne sont pas
extraits mais étalés sur les endroits érodés. Gratter, pousser et étaler les accumulations sur
69
les digues permettent une certaine oxydation de celles-ci. Mais à la première pluie, la boue
est lessivée et retombe au pied des digues, endroit du bassin le plus prisé des crevettes et
peut conduire à affaiblir les animaux (CHIEN 1989). Cette méthode ne semble plus
adaptée aux contextes actuels de la ferme où on a des problèmes d‟algues par l‟excès en
phosphore dans le sol et la détérioration rapide du sédiment. Il est donc préférable
d‟éliminer la boue par d‟autres moyens. Le retrait de la matière organique (la boue réduite
de couleur noire au fond des bassins) durant l‟assec semble la meilleur méthode à
appliquer.
En crevetticulture, il existe souvent une controverse sur l‟utilité de « gratter » ou non
les fonds de bassin. L‟enlèvement des boues revêt des aspects positifs ou négatifs suivant
l‟ampleur du phénomène. Mais, il a été démontré par HOPKINS et al. (1994) que le
traitement d‟enlèvement des boues limite toutefois les concentrations de certaines variables
connues pour être défavorables à la crevette ; et YUVANATEMIYA et BOYD (2006)
montrent que l‟extraction des vieilles (12-34 ans) accumulations des bassins aquacoles
améliore les caractéristiques physico chimiques des sédiments.
Dans le contexte de l‟Aqualma, le retrait de la matière organique des sédiments
contribue effectivement à la diminution de la demande en oxygène de ceux-ci, donc à
minimiser les risques que de vastes zones anaérobies ne se développent
(YUVANATEMIYA et BOYD, 2006). Elle conduit à des teneurs plus faibles en
ammoniaque et en phosphore. Elle ralentit l‟eutrophisation (DELLA PATRONA et al.,
2007).
Les travaux d‟extraction et d‟enlèvement mécanique à l‟aide de pelle ou d‟engin
comme le tractopelle et le « flush » peuvent alors être adoptés. Le flush est une « chasse »
d‟eau brutale pour nettoyer les boues encore liquides immédiatement après la vidange
finale car celles-ci ont tendance à se gélifier très rapidement en rendant difficile leur
élimination ultérieure par ce procédé.
Mais certains inconvénients persistants de ces méthodes qui sont :
un coût non négligeable pour l‟extraction mécanique. Le stockage des déblais pose
un véritable problème. Ils prennent de la place sur le site, défigurent le paysage et
relarguent des quantités de sels dans les bassins lorsqu‟il pleut et ;
le flush est très polluant pour l‟environnement immédiat du bassin, une partie du
rejet est susceptible d‟être repompée.
70
IV.4.1.4.2 Accélération de la décomposition bactérienne des boues
Les moyens de décomposer la matière organique utilisés actuels sont l‟assèchement des
bassins (assec proprement dit) et le travail mécanique. Assécher les bassins entre les
élevages est une pratique vivement recommandée car c‟est un moyen efficace d‟accélérer
la décomposition par exposition du sol à l‟oxygène de l‟air. Le travail mécanique agit ainsi
comme acteur augmentant au maximum la surface d‟exposition à l‟oxygène de l‟air. Ces
deux méthodes permettent d‟avoir une vitesse de dégradation généralement élevée durant
les trois premiers jours qui diminuent par la suite. Or, la durée raisonnable pour
décomposer la matière organique labile est de deux à trois semaines. Ce phénomène est lié
d‟une part à la diminution de la matière organique mais également à la teneur en eau du
sédiment qui baisse. L‟assèchement et l‟émiettement accélèrent fortement la
minératilisation du sol par évaporation ce qui ralentit l‟activité bactérienne ou l‟arrête
définitivement.
Le maintien de l‟humidité du sol est alors un moyen efficace pour garder une
décomposition jusqu‟à la fin de l‟assec. L‟humidité est le meilleur moyen d‟éliminer la
matière organique en favorisant sa digestion par les bactéries (Cf. Annexe n°9). Le taux
d‟humidité à maintenir doit se situer entre 10 et 20% (DELLA PATRONA et al., 2007).
Dès que la teneur en eau baisse en dessous de 10% et en absence de pluie, il faut
remouiller les zones concernées, par des arroseurs ou d‟autres moyens, faute de quoi
l‟activité bactérienne cesse et ces journées deviennent contreproductives. Ces procédures
excluent la pratique du remplissage suivi du «revidange» qui conduit au contraire de l‟effet
recherché et notamment à un lessivage des sels nutritifs favorisant l‟activité bactérienne.
On peut déterminer ce taux grossièrement sur le terrain en pesant assez précisément
une quantité de 1 kg de sédiments avant et après séchage au four pendant 48h à 60°C.
IV.4.2 Quelques initiatives pour le maintien de la performance
dans le futur
IV.4.2.1 Mesures en routines de certains paramètres
Plusieurs mesures de paramètres doivent être reprises en routine pour les bassins. A
savoir, les composants azotés en l‟occurrence l‟azote total, le nitrate, le nitrite et
l‟ammoniac ; et le composant phosphaté à l‟instar du phosphate que ce soit celle de l‟eau
ou du sol (fond de bassin). Une fréquence hebdomadaire est le plus favorable pour ces
71
paramètres mais vu le nombre de mesures à faire qui est lié au nombre de bassins de la
ferme, ou il est difficile à réaliser. Les fréquences de mesure peuvent alors se faire tous les
14 jours soit les 21 jours. En outre, la mesure des paramètres biologiques doit être faite de
façon journalière mais pas seulement pour les bassins à problèmes.
Le suivi de ces paramètres est très important pour les fermes crevetticoles. Ces
paramètres ne sont utilisés pour les décisions immédiates. Mais, ils permettent de suivre
l‟évolution du milieu en tant que grandeurs de décision pour la performance future et une
exploitation durable.
IV.4.2.2 Contrôles de taux de phosphore et de Cyanophycées
L‟épandage d‟argile dans les bassins d‟élevage est actuellement un moyen efficace
pour traiter ce genre d‟eutrophisation. En effet, les argiles par leur charge fixent les
phosphates et les rendent non disponibles. Les réductions de phosphate vont augmenter le
rapport N/P et la population planctonique va passer d‟algues bleu-vertes toxiques pour des
algues bénéficiaires.
L‟argile la plus utilisée pour l‟épuration est la bentonite ou les produits comme les
Phoslock qui sont à base de bentonite traitée. Ces produits sont naturels. Ils peuvent
contrôler et gérer les algues bleu-vertes des bassins d'aquaculture d‟une manière
écologique et durable.
72
CONCLUSION
Cette étude s'est proposée de mettre en évidence, à l‟aide d‟une étude randomisée,
les effets du traitement par des bactéries probiotiques durant grossissement du Penaeus
monodon. Les différentes observations ont vérifié l‟hypothèse de BOYD et GROSS (1998)
sur l‟amélioration de la performance d‟élevage par le traitement des bactéries probiotiques
quand des problèmes spécifiques se produisent. Compte tenu de ces résultats,
l‟administration de la probiotique epicin dans la conduite de grossissement à la ferme
d‟AQUALMA Mahajamba peut fonctionner comme étant une manière de redynamiser la
performance zootechnique décroissante depuis 2009. Et cela ouvre de nouvelles
perspectives à d‟autres éleveurs quant à son utilisation.
Cette nouvelle stratégie d‟élevage, à travers l‟ensemencement des bactéries
probiotiques en tant que bioaugmentation, maintient les bonnes conditions d‟élevage (pH,
oxygène, …) et améliore les conditions défavorisées : l‟état du milieu, la contamination
des crevettes à branchies sales et l‟infections par la maladie du muscle blanc malgré la
suppression du chaulage et de la fertilisation. De ce fait, la performance durant le
grossissement est améliorée notamment la survie en fin d‟élevage, et la croissance et
l‟indice de consommation qui répondent bien à la demande de l‟exploitation commerciale
actuelle du Penaeus monodon.
La bioaugmentation peut permettre de répondre les problèmes actuels de la filière
crevettes. Elle peut substituer les antibiotiques. L‟ensemencement permet d‟adopter une
conduite qui minimise non seulement la pollution durant l‟élevage à travers la
bioremédiation, l‟apport en aliments et la suppression des intrants chimiques mais aussi de
réduire les rejets par le moins de renouvellement d‟eau.
La présente étude a permis d‟évaluer les influences de la bioaugmentation sur les
apparences physique et biologique du milieu, l‟état du milieu et des animaux durant
l‟élevage ainsi que la performance qui en découle. La compréhension des mécanismes
d‟activités des bactéries probiotiques en aquaculture conduit à expliquer les différents effets et
aussi de présumer les impacts des différentes activités bactériennes sur les composantes
chimiques et biologiques au niveau des bassins. En ce sens, la différence entre les activités
dans les bassins de couleur terrigène et verte ainsi que le bilan des réactions chimiques et
biologiques des effluents d‟élevage reste à déterminer. L‟obtention des résultats des
impacts de l‟administration de probiotique dans l‟élevage sur le milieu environnant va
ouvrir une des voies intéressantes à la recherche.
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ZOULA ZEIN-ELDEIN. P. 1965. Effect of salinity on growth of post larval Penaeid
shrimp. Contribution N°74, Bureau of Commercial
Fisheries Biological Laboratory, Galveston. PP: 188-
196.
Texas.
81
ANNEXES
A
Annexe n° 1: La représentation de ses espèces marines en aquaculture
Représentation des espèces marines en aquaculture (FAO, 2012)
Annexe n° 2: Performance d’Aqualma Mahajamba de 2008 à 2012
Evolution de la survie, la croissance et l‟IC de 2008 à 2012
2008 2009 2010 2011 2012
Survie 87% 86% 82% 73% 72%
Croissance moyenne hebdomadaire (g) 1,66 1,45 1,29 1,28 1,41
Indice de consommation (IC) 1,99 1,99 2,35 2,64 2,14
Aqualma, 2013
Evolution de la production et de l‟accroissement de la de 2008 à 2012 (Aqualma, 2013)
72
21
2 1 1 1 1 1
L. vannamei P. monodon Penaeus spp. P. japonicus
P. chenesis P. indicus Metapenaeus spp. P. merguiensis
3,21 2,95 3,00 2,98 2,53
3,20 3,05 3,06 2,78 2,84
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
2008 2009 2010 2011 2012
kilo
ton
ne
(kt
)
Année
Tonnage total pêché (kt) Accroissement de biomasse (kt)
B
Annexe n° 3: Changement de composition d’algues par l'excès en phosphate
La biomasse de phytoplancton et de la composante en Cyanobactéries répondent au
phosphore excessif en quatre (4) étapes :
Aucune réduction de la biomasse si le phosphore est en excès des besoins : cette étape
se produit dans les plans d'eau riches en phosphate où il n‟est jamais un facteur
limitant à la croissance. Dans ces cas, il n'y a pas d'effet immédiat sur la biomasse de
phytoplancton ou la composition des espèces.
La baisse de quantité de phosphore utilisé, petite réduction de la biomasse : cette étape
de récupération dépend du comportement du phytoplancton dans les plans d'eau. En
conséquence de la charge réduite du phosphate, la communauté d‟algues est dominée
par les algues mobiles telles que les Dinoflagellés et les Cyanobactéries flottants. Elles
sont capables d‟aller dans les plus grandes profondeur pour chercher cet élément
nutritif.
La biomasse du phytoplancton tombe, le phosphore utilisé est minimal : la
concentration de phosphore continue de diminuer. Le résultat global est une
diminution significative de la biomasse du phytoplancton que le changement de
composition commence à prendre effet.
La poursuite de la baisse de la biomasse et des changements dans la composition du
phytoplancton : la quatrième étape de la récupération se produit lorsque l'eau atteint
son nouvel état d'équilibre avec un changement de composition dans les espèces. Dans
cette étape, le N/P augmente et la composition algale change en majorité exorbitante
d'algues bleu-vertes parce que les algues vertes requirent un rapport N/P aux environs
de 30.
Remarque : les rapports N/P pour les algues rouges et les Diatomées sont de 10 et les
Dinophycées ou Dinoflagellés de 12.
C
Annexe n° 4: Maladies de la branchie sale et du muscle blanc
Maladie de la branchie sale
Crevettes atteintes de la BS (Auteur, 2014)
- Agent causal : les contaminants chimiques (le
cuivre, le pétrole, le zinc, le permanganate de
potassium, l'ozone, l'ammoniac et nitrite) dans
l'eau d'élevage, la carence en acide ascorbique,
une charge organique élevée sur le fond des
bassins (fond noir) en raison de l'alimentation
résiduelle, les débris et les matières fécales.
- Espèces affectées : P. monodon
- Signes brutes : branchies rougeâtre, brunâtre à la décoloration noir ; dans les cas avancés,
les branchies deviennent totalement noires ; face dorsale du corps recouvert d'une substance
sous forme de brouillard ; crevettes avec perte d‟appétit et forte mortalités.
- Effets sur l'hôte : observation histologiquenoircissement = accumulation de mélanine
(signe d‟une sclérose), accumulation des cellules sanguines dans les filaments
branchiauxfavorisent des troubles respiratoires.
Maladie du muscle blanc
Crevettes atteintes du MB (Auteur, 2014)
- Agent causal : Microsporidie. Ce sont des
protozoaires endoparasites qui peuvent être
diagnostiquée par microscopique par examen des
tissus infectés.
- Espèces touchées : les juvéniles et les adultes
des espèces Pénéides.
- Signes brutes : Les spores et les autres stades du
parasite remplacent les tissus affectés. Taux
d‟infection est relativement faible (<10% en général), mais le parasite est très
pathogène.
- Les moyens de prévention : Désinfecter les installations de culture avec du chlore ou des
composés contenant de l'iode. Isoler et détruire les crevettes infectées par le feu ou ébullition.
La prolifération et la contamination sont limitées en enlevant les cadavres ou les animaux
présentant cet aspect.
D
Annexe n° 5 : Les matériels utilisés et localisation du site
Moine Bassin de grossissement Aérateur Paddle Wheel
Mangeoire Barge Oxymètre YSI Model 52
Réfractomètre pH-mètre ISE HACH
sensION 2
Disque de Secchi
Filet épervier et seau en plastique
Tringle graduée
E
Tanks d'activation (en haut à gauche), sachet et la poudre d'EPCIN (en haut à
droite) et EPCIN activé avec les bulleurs(en bas)
Localisation des sites d‟Aqualma (Aqualma, 2013)
F
Annexe n° 6 : Matériels biologiques
Le matériel biologique utilisé est le Penaeus monodon qui est une espèce de crevettes
Pénéides. Selon AUTRAND en 2010, voici la systématique de l‟espèce :
Embranchement : ARTHROPODES
Sous-Embranchement : MANDIBULATES
Classe : CRUSTACES
Sous-Classe : MALACOSTRACES
Super-Ordre : EUCARIDES
Ordre : DECAPODES
Sous-Ordre : NATANTIA
Famille : PENAEIDAE
Genre : PENAEUS, Fabricius; 1798
Espèce : monodon
La F.A.O l‟appelle « crevette géante tigrée » du fait de sa taille qui peut dépasser les
200 g pour les femelles et de l‟existence des rayures sombre sur sa paroi abdominale. A
Madagascar, celle-ci prend le nom vernaculaire de « makamba ».
Juvénile de P. monodon (Auteur, 2014)
G
Annexe n° 7: Activités durant l'assec
Cette préparation de bassins comprend principalement l‟assec total par la suppression
de toutes les entrées ou fuites d‟eau dans le bassin, le nettoyage et l‟élimination des restes du
précédent cycle par risque de contamination du cycle suivant, et l‟éradication des prédateurs
et compétiteurs. L‟entretien du milieu par la régulation du pH, la libération des surplus des
boues des caniveaux et l‟installation de cadre à mailles sont des paramètres favorables en
début d‟élevage. Elles sont importantes pour créer un milieu favorable assurant le confort des
animaux afin que les meilleures conditions de lancement d‟élevage soient réunies pour le
cycle d‟élevage suivant.
J 0 Vérification état général des moines et fond du bassin
Compactage moines d'entrée
Pompage des flaques d'eau et ratissage
Prétraitement: chloration des flaques d’eau
Compactage des moines sortis
Nettoyage des calcaires des dalles des moines
Curage mécanique des caniveaux si besoin
Chaulage des berges et des caniveaux
J 7 Labour
J 8
Pose des cadres filtres
J +
21
Ratissage des débris et chloration des moines d'entrées et flaques d'eau. FIN DE
L'ASSEC et RECEPTION
Légendes : J : jour de début d‟assec - E : ensemencement - T : transfert
H
Annexe n° 8 : Le principe d’activation et de multiplication du produit « epicin »
L‟activation et la multiplication se font par ajout d‟eau (chloré puis ajouté de vitamine
C) (1200 litres), 48 litres de mélasse, 35 kg de son de riz et 350 g d‟urée. L‟ajout de mélasses
(riches en hydrates de carbone), de son de riz et d‟urée est souvent préconisé dans les
protocoles d‟activation et multiplication des probiotiques. Il vise à augmenter le rapport C/N
(carbone/azote) en limitant le carbone pour l‟activité bactérienne. Une valeur du rapport C/N
à 20 va effectivement conduire à une augmentation de la biomasse bactérienne (des
probiotiques). Une disponibilité accrue en hydrates de carbone permet au pool bactérien
hétérotrophe de consommer un pourcentage plus élevé de protéines de la matière organique.
La contrepartie est que cette biomasse de bactéries accrue va exercer une demande
proportionnelle en oxygène. D‟où, on utilise des bulleurs dans les tanks d‟activation et de
multiplication.
Puisque le produit EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de
dormance (spore), il devrait passer par une phase de préparation avant son utilisation dans les
bassins d‟élevage. C‟est l‟hydratation. L‟hydratation permet d‟activer les bactéries dans
l‟EPICIN afin que ces dernières puissent se multiplier dans le bac d‟hydratation. La procédure
d‟hydratation est le suivant :
préparer un bac de grand volume équipé de bulleurs;
remplir ce bac d‟environ 1 200 litres d‟eau traité et aérer avec le bulleur ;
verser dans le bac les produits de multiplication qui sont la mélasse, le son de riz et
l‟urée ;
ajouter par la suite le produit epicin et agiter fortement afin de mélanger.
L‟activation ou la réactivation et la multiplication dure 24h avant de pourvoir ensemencé les
bactéries probiotiques.
I
Annexe n° 9: Courbes utiles
Valeurs minimale et maximale du pH durant 24h
Variation pH durant 24h (Boyd, 2001a)
Les eaux de bassin augmentent
généralement en pH au cours de la
journée et de diminution du pH au
cours de la nuit. Ceci dépende la
concentration en CO2. Les valeurs
minimales rencontrées durant 24 se
situent à 6 h du matin. Et, les valeurs
maximales sont atteintes vers 16 h.
Valeurs minimale et maximale de la concentration en oxygène dissous durant 24h
Variation de COD durant 24h (DELLA PATRONA, 2007)
Comme pour le pH, la concentration
en oxygène dissous augmente pendant
le jour et diminue pendant la nuit. Elle
dépend de la respiration et de la
photosynthèse effectués par le
phytoplancton. Les valeurs minimales
rencontrées durant 24 se situent à 6 h
du matin. Et, les valeurs maximales
sont atteintes vers 16 h.
Influence de la teneur en eau du sédiment sur la décomposition de la
matière organique à l‟assec et après la pluie (DELLA PATRONA, 2007)
(La flèche rouge indique une pluie)
Au début de l‟assec, la décomposition
de la matière organique croit. Puis,
elle décroit car la teneur en eau
diminue. Après une pluie, celle-ci
s‟accroit vu que la teneur en eau
s‟élève. Donc, un certain apport
d‟humidité à une période de l‟assec
permettra de maximiser le
décomposition de la matière
organique.
J
Annexe n° 10: FQ ou fiche quotidien LR
CLR
DTLR
DT°
O2
pHSe
cchi
sal.
BASS
INAG
EM
atin
Soir
HEUR
ETY
PERA
TIO
NQ
TE M
GVE
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IMKG
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100%
75%
50%
25%
0%LA
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D'EA
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(h)
RE %
30'
C/O
90'
6h
30'
C/O
90'
9h
30'
C/O
90'
mid
i
30'
C/O
90'
15h
30'
C/O
90'
18h
30'
C/O
90'
min
uit
30'
C/O
90'
TN A
ppl.
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OU
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K
Annexe n° 11: Cyanobactéries
Anabaena affinis Aphanizomenon sp Celosphaerium
kuetzingianum
Gomphosphaeria aponina Lyngbya major Oscillatoria tenuis
Merismopedia glauca Gomphosphaeria lacustris Oscillatoria agrdhii
Gloeotricha echinulata Spirulina sp
Aqualma, 2013
L
Annexe n° 12: Importance des paramètres en aquaculture
La température :
La température exerce une influence majeure sur l'activité biologique et la croissance.
Quand la température de l‟eau s‟élève, les activités biologiques s‟accélèrent. Elle régit
également sur la population de divers organismes. En effet, les insectes, le zooplancton et
le phytoplancton ont tous une plage de croissance optimale de température. Alors, lorsque
la température devient trop au-dessus ou en-dessous de cette plage, le nombre d'individus
de l'espèce peut considérablement diminuer.
La température est également importante en raison de son influence sur la chimie de l'eau.
La vitesse des réactions chimiques augmente généralement quand la température croit. Un
exemple important des effets de la température sur la chimie de l'eau est de son impact sur
la solubilité de l'oxygène. Ainsi, l'eau chaude contient moins d'oxygène que l'eau fraîche.
Certains composés sont également plus toxiques pour la vie aquatique à des températures
plus élevées.
La moyenne de température de l‟eau en saison chaude s‟élève par rapport à celle de la
saison froide. Car, l‟air est très sensible aux variations de la saison (principalement sous
l‟action du soleil) tandis que l‟eau est beaucoup plus stable (inertie thermique). Alors, en
saison chaude, la température de l‟eau du bassin peut augmenter jusqu‟à dépasser celle de
l‟air sous l‟action du soleil. Par contre, en saison froide l‟action du soleil, en un moment
donné, peut augmenter la température de l‟air à un niveau supérieur par rapport à celle de
l‟eau.
Transparence
Des valeurs faibles indiquent une eau trouble ou colorée ou moins transparente. L'eau
claire (transparence élevée) permet à la lumière de pénétrer plus profondément dans le
fond des bassins que fait l'eau trouble. Cette lumière permet la photosynthèse de se
produire et d'oxygène à produire. La clarté affectée par les algues, les particules de sol et
d'autres matériaux en suspension dans l'eau. Bien que la transparence ne soit qu'un
indicateur de la productivité naturelle, elle est la plus simple et l'un des outils les plus
efficaces pour l'estimation cette productivité.
M
Couche de sédiments
Les couche de sédiments sont néfastes pour l'aquaculture et devraient être évités. Les sols
avec moins de matière organique sont connus comme les sols minéraux. La matière
organique dans les sols minéraux est considérée comme « labile » si microorganismes peut
la décomposer facilement. Et, elle est « réfractaire » si elle est difficilement décomposée.
Son accumulation est néfaste pour les organismes marins. Car, la matière organique laisse
les organismes marins exposer à des substances potentiellement toxiques et importunes à
leur condition de vie. Et, elle constitue également la première source de dégradation du
milieu en en favorisant la prolifération des algues indésirables menant à l‟eutrophisation.
Renouvellement d’eau
Le principe est d‟évacuer les déchets cumulés en cours d‟élevage et apporter un nouveau
volume d‟eau moins polluée c‟est-à-dire moins de métabolites toxiques et plus oxygénée.
La maîtrise du renouvellement d‟eau est très importante dans la mesure où :
l‟eau apporte les souches planctoniques aux bassins ainsi qu‟une partie des
éléments minéraux nécessaires à leur croissance. Les zooplanctons, ultérieurement
produits, assurent un complément alimentaire de bonne qualité pour les crevettes et
contribue ainsi à réduire l‟apport en aliments artificiels,
le renouvellement permet, par dilution, de maintenir une croissance active du
bloom,
l‟apport d‟eau pendant la nuit compense la consommation en oxygène due à la
respiration des divers organismes.
Utilisation d’aérateurs
L‟agitation des palmes met l‟eau du bassin en mouvement et mélange l‟eau de la surface
et du fond. Et, elle crée une bonne aération (production d‟oxygène) et débusque les
métabolites avant qu‟ils atteignent leur toxicité.
Aliments
Le premier « fauteur de troubles » dans un bassin est l‟aliment ou plutôt sa
mauvaise gestion. Les « fines » des granulés, perdues par le mode d‟alimentation des
N
crevettes qui « grappillent », les granulés donnés en excès qui restent plusieurs jours au
fond et qui « pourrissent lentement ». Les quantités énormes de fèces produites après
chaque repas contribuent fortement à la détérioration de la qualité de l‟eau et du fond et
conduisent à des accumulations. En conditions exacerbées, le bassin devient extrêmement
consommateur d‟oxygène et des zones de plus en plus vastes sont recouvertes de boues
noires qui sentent l‟ « œuf pourri » et qui relarguent des composés réduits toxiques (H2S)
limitant l‟espace vie favorable de la crevette. La maîtrise parfaite de l‟alimentation est celle
qui allie à la fois la recherche de la meilleure croissance du cheptel et le maintien des
conditions environnementales dans une gamme favorable pour la crevette mais aussi pour
les autres compartiments aérobies. Un animal légèrement sur-nourri croît plus vite qu‟un
animal un peu sous nourri, tant que les conditions défavorables induites par l‟excès
d‟aliment ne se sont pas mises en place. Au-delà, le premier allouera une partie de son
énergie à combattre le stress de son milieu devenu insalubre et rétrogradera à la même
vitesse de croissance que le second, mais avec une « amende » économique et
environnementale non négligeable.
O
Annexe n° 13 : Données sur la fin de cycle (élevage) et les paramètres de production
Paramètres en fin d‟élevage des bassins de contrôle
Désignation Bassins
Moyennes G01 G09 G30 G37
Ensemencement 10/05/2012 15/06/2012 02/08/2012 26/09/2012 -
Fin pêche 13/08/2012 28/10/2012 23/11/2012 17/12/2012 -
Surface (Ha) 10,08 9,82 10,31 10,14 10,08
Durée d'élevage (j) 95 135 113 82 106
Durée d'élevage (sem.) 13,60 19,30 16,10 11,70 15,18
Nb. ensemencé (juvéniles) 1 297 693 1 062 446 1 083 126 937 117 1 095 096
Nb. récolté (crevettes) 899 633 763 782 650 760 607 238 730 353
Poids moyen initial (g) 1,66 3,65 1,00 6,67 3,25
Poids moyen final (g) 17,08 23,39 18,65 22,91 20,51
Accroissement (g) 15,42 19,74 17,65 16,24 17,26
Paramètres en fin d‟élevage des bassins à probiotique
Désignation Bassins
Moyennes G13 G16 G55 G66
Ensemencement 17/07/2013 22/06/2013 25/08/2013 13/08/2013 -
Fin pêche 06/11/2013 02/11/2013 14/12/2013 04/11/2013 -
Surface (Ha) 9,95 10,97 6,36 5,84 8,28
Durée d'élevage (j) 112 133 111 83 110
Durée d'élevage (sem.) 16,00 19,00 15,90 11,90 15,70
Nb. Ensemencé (juvéniles) 1 320 238 1 399 523 643 751 721 370 1 021 221
Nb. Récolté (crevettes) 1 056 190 1 245 575 482 813 591 523 844 026
Poids moyen initial (g) 2,26 0,59 0,89 5,27 2,25
Poids moyen final (g) 16,77 17,98 23,74 19,38 19,47
Accroissement (g) 14,51 17,39 22,85 14,11 17,21
Quantité de probiotique et des intrants pour son activation pour chaque bassin
Désignation G13 G16 G55 G66 TOTAL
Epicin (litres) 31 480,00 31 780,84 8 997,00 10 453,48 82 711,32
Son de riz (kg) 688,63 695,21 196,81 228,67 1 809,32
Urée (kg) 1,72 1,74 0,49 0,57 4,52
Mélasse (litres) 236,10 238,36 67,48 78,40 620,34
Les quantités totales d‟urée, de TSP, de CHC et de CHM pour chaque bassin
Désignations G01 G09 G30 G37 TOTAL
Urée (kg) 350 350 300 200 1 200
TSP (kg) 25 30 23 23 101
CHC (kg) 3 250 15 500 6 000 8 750 33 500
CHM (kg) 10 240 16 500 20 900 17 250 64 890
P
Total heures de marche des aérateurs
Bassins à probiotique Bassins de contrôle
G13 G16 G55 G66 TOTAL G01 G09 G30 G37 TOTAL
Durée
d‟élevage
(semaines)
16 19 15,90 11,90 13,60 19,30 16,10 11,70
Marche
d‟aérateur (h) 4 572 6 869 2 715 3 096 17 252 423 428 298 0 1 149
Quantité d'aliments pour les bassins à probiotique
Désignation G13 G16 G55 G66 Total
S2RL 265 2 105 2 510 - 4 880
S3RL 1 192,50 3 080,00 1 465 - 5 737,50
G6RL - - 3 912,50 - 3 912,50
G4RL 28 642,50 39 515 8 762,50 17 600 94 520,00
Total par bassin 30 100 44 700 16 650 17 600 109 050
Quantité d'aliments pour les bassins de contrôle
Désignation G01 G09 G30 G37 TOTAL
S2RL 1 420 257,50 1 885 - 3 563
S3RL 2 020 1 150 2 245 145,50 5 561
G6RL - 1 290 - - 1 290
G4RL 21 740 36 062,50 28 010 29 177,50 114 990
Total par bassin 25 180 38 760 32 140 29 323 125 403
UNIVERSITE D’ANTANANARIVO
Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques (ESSA)
MEMOIRE DE FIN D‟ETUDES
DIPLOME D‟INGENIEUR AGRONOME
Option : Elevage
Auteur : RAZAFIMAHEFA Ntsoa Rakoto
Titre : Probiotique chez le P. monodon en phase de grossissement (méthode de randomisation) . Cas de la ferme
d‟AQUALMA Mahajamba.
Date de réalisation : Novembre 2013 – Mai 2014
Tuteur : RAFOMANANA Georges, Directeur de
Recherche
Associé en Sciences Halieutiques, Mention : Economie
Rurale Aquacole.
Organisme d‟accueil : Société Aqualma de Mahajamba du
groupe UNIMA
Famintinana
Ireo tondro marik‟ireo dobon‟ny AQUALMA dia nanaovana fampitahana ka dobo efatra misy « probiotique »
ary efatra hafa kosa tsy misy an‟io « probiotique » io. Izany dia mba hahafahana mampiseho fa ny fampiasana
ny « probiotique » amin‟ny fanatavezana ny P.monodon dia mety hahatsara kokoa ny vokatra. Nahitana
fahasamihafana ny mari-pana sy ny habetsahan‟ny siran‟ny rano noho ny toetr‟andro. Torak‟izay koa ny pH, ny
lokon‟ny rano sy ny COD izay vokatry ny habetsahana sy ny asan‟ny lomotra. Marihina fa vitsy kokoa ny
lomotra sy ny Cyanobactéries tao anatin‟ireo dobo nasiana « probiotique ». Mitovy ny hatevin‟ny fotaka mainty
amin‟ireo karazan-dobo ireo saingy tsikaritra fa ratsy kokoa ny an‟ireo dobo tsy nasiana an‟ilay singa. Tsara ny
taha-pahavelomana sy ny taham-pihinana (IC) ary ny taham-pamokarana azo avy amin‟ireo dobo nasiana «
probiotique ». Kanefa dia tsy nahitana fahasamihafana teo amin‟ny fitomboan‟ny makamban‟ireo karazan-dobo
roa ireo. Na dia izany anefa dia tsy mba nahitana firy ny aretina « branchies sales » sy ny « muscle blanc » ireo
makamba tamin‟ireo dobo nanaovana ny andrana. Ny paik‟ady vaovao amin‟ny fiompiana ny makamba dia
mety mahomby tsara amin‟ny toe-draharaha misy amin‟izao . Arak‟izany dia hita fa ny fampiasana ny
“probiotique” dia mahatsara ny fiompiana makamba ao amin‟ny toeram-piompian‟ny AQUALMA.
Teny fototra: probiotique, fanatavezana P. monodon, taham-pahafatesana, fitombo, toeram-piompiana antitra, kalitaon‟ny
rano, Aqualma.
Résumé
Les paramètres des quatre bassins à probiotique ont été comparés avec ceux des quatre bassins de contrôle (sans
probiotique) au sein de la ferme de l‟AQUALMA. Ceci afin de démontrer si l‟administration de la probiotique
permet d‟avoir une meilleures performance durant le grossissement du P. monodon. Ainsi, des différences
significatives (p≤0,05) dues à la saison ont été constatées pour la température et la salinité. Il en est de même
pour le pH, la transparence et le COD qui sont favorisées par les activités et concentrations algales. Dans les
bassins à probiotique, il y a moins de phytoplancton et de Cyanobactéries que dans les bassins de contrôle.
Quant à l‟épaisseur de la couche de sédiments, aucune différence n‟est constatée pour les deux conduites ; mais
ils se sont montrés défavorables dans les bassins de contrôle. Des meilleurs survie et indices de consommation
(IC) et de production sont constatés dans les bassins expérimentaux. Les croissances ne présentent aucune
différence pour les deux stratégies. Toutefois, les crevettes des bassins traités ont été moins touchées par la
maladie des branchies sales et du muscle blanc. L‟appréciation de cette nouvelle stratégie semble être adaptée à
la situation actuelle. Ainsi, l‟administration de probiotique a donc permis d‟avoir une meilleure performance en
grossissement dans la ferme en résolvant les problèmes spécifiques.
Mots clés: probiotique, grossissement Penaeus monodon, croissance, survie, ferme âgée, qualité de l‟eau, Aqualma.
Abstract
Parameters of the four probiotic ponds were compared with those of four ponds control (without probiotic) in
AQUALMA. This is to prove whether the administration of the probiotic provides a better performance during
the grow out of P. monodon. Thus, significant differences due to season were observed for temperature and
salinity. It is the same for pH, transparency and COD which are favored by the activities and algal
concentrations. In probiotic ponds, less phytoplankton and Cyanobacteria are observed. As for the thickness of
the sediment layer, no difference was observed for the two strategies; but they are unfavorable in the control
ponds. Better survival and indices (FCR) and production are recognized in the experimental basins. The growth
is no difference for the two strategies. However, shrimp ponds treated were less affected by black gill disease
and cotton muscle. The assessment of this new strategy seems to be adapted to the current situation. In short,
administration of probiotics has allowed a better grow out performance in Aqualma by solving specific
problems.
Key words: probiotic, Penaeus monodon grow out, growth, survival, aged farm, water quality, Aqualma.
