65133643-petunjuk-biokimia-2010-2011

Laboratorium Biokimia, Fakultas Teknobiologi, UBAYA

PETUNJUK PRAKTIKUM BIOKIMIA

DAFTAR ISI

SERBA SERBI PELAKSANAAN PRAKTIKUM BIOKIMIA................. 2

MODUL I : UJI LEMAK dan MINYAK I.................................. 4

MODUL II : UJI LEMAK dan MINYAK II................................. 8

MODUL III : UJI KUALITATIF KARBOHIDRAT...................... 13

MODUL IV : UJI KUANTITATIF KARBOHIDRAT................... 19

MODUL V : UJI KUANTITATIF KARBOHIDRAT................... 24

MODUL VI : BUFFER (LARUTAN PENYANGGA)…………… 28

MODUL VII : AKTIVITAS ENZIM I…………………………….. 32

MODUL VIII : AKTIVITAS ENZIM II…………………………… 37

MODUL IX : UJI KUALITATIF PROTEIN……………………. 42

MODUL X : UJI KUANTITATIF PROTEIN I………………… 47

MODUL XI : UJI KUANTITATIF PROTEIN II……………….. 52

1/55


SERBA-SERBI PELAKSANAAN PRAKTIKUM BIOKIMIA

Untuk dibawa Praktikan atau dikoordinir oleh Assisten:

Tissue gulung Kertas label/spidol Serbet Pipet pasteur Korek api Sarung tangan Sampel segar: karbohidrat, protein, kecambah (enzim), biscuit, susu dll.

Komposisi Penilaian:

A. Praktikum (50%) 1. Journal (5%), penilaian oleh Dosen, dikumpulkan sebelum praktikum

dimulai.Format (penekanan penilaian pada point yang digarisbawahi):

Judul Tujuan Dasar Teori Alat Bahan Sifat-sifat Bahan Cara Kerja

2. Cara Kerja (20%), penilaian oleh Assisten3. Laporan (15%), penilaian oleh Assisten, dikumpulkan setelah praktikum

selesai pada hari itu juga.Format (penekanan penilaian pada point yang digarisbawahi):

Judul Tujuan Dasar Teori Alat Bahan Sifat-sifat Bahan Cara Kerja Data Hasil Pengamatan dan Perhitungan Pembahasan Kesimpulan Daftar Pustaka

4. Post Tes (10%) Penilaian oleh Dosen + Asisten, dilakukan selmbat-lambatnya pada 15 menit terakhir ( blocking time ) waktu pkraktikum, sifat tertulis

B. Ujian (50%), penilaian oleh Dosen

Peraturan praktikum:

2/55


Mahasiswa yang terlambat datang ditoleransi maksimal 10 menit (diperhatikan dalam penilaian cara kerja). Terlambat lebih dari 10 menit, mahasiswa dilarang mengikuti praktikum dan pasangan kelompok akan memulai praktikum sendiri.

Praktikum susulan ditentukan oleh dosen+assisten, dilakukan sendiri (tidak diperkenankan untuk bergabung dalam kelompok lain).

Selama praktikum berlangsung mahasiswa harus mengenakan labjas dan sepatu tertutup.

Tidak diperkenankan makan dan minum di dalam laboratorium, kecuali laboratorium khusus makanan.

Mahasiswa yang tidak sedang melakukan kegiatan praktikum atau sudah selesai dan tidak berkepentingan tidak diperkenankan berada dalam laboratorium.

Jika membutuhkan alat gelas dan sejenisnya yang tidak tersedia di meja praktikum, mahasiswa dipersilahkan untuk melakukan Bon Alat dengan menghubungi laboran atau asisten dosen.

Pemakaian Spektrofotometer dan pH-meter harus disertai pengisian logbook.

Untuk informasi sifat-sifat fisika dan kimiawi dari suatu senyawa, disediakan Merck Index yang dapat dibaca sewaktu-waktu di dalam laboratorium.

Di awal praktikum, mahasiswa memeriksa kelengkapan alat yang diperoleh (mencocokkannya dengan daftar peralatan yang tersedia). Jika dalam 10 menit pertama sejak masuk laboratorium tidak ada pelaporan dari mahasiswa, peralatan yang diberikan dianggap lengkap dan dalam keadaan baik. Di akhir praktikum, peralatan harus kembali dalam keadaan lengkap dan baik termasuk yang dipinjam melalui Bon Alat. Kehilangan atau kerusakan menjadi tanggungan kelompok yang bersangkutan.

3/55


MODUL IUJI LEMAK DAN MINYAK-I

TUJUAN :

1. Menentukan tingkat kelarutan lemak dalam beberapa macam pelarut

2. Menentukan angka penyabunan dari minyak/lemak

DASAR TEORI

Kualitas dan sifat dari suatu sampel lemak atau minyak dapat ditentukan melalui serangkaian

uji laboratorium. Tiap uji yang dilakukan menunjukkan sifat tertentu dari sampel.

Di sini, silahkan anda lanjutkan hingga diperoleh dasar teori yang memadai bagi bekal anda

untuk melakukan dan memahami eksperimen.

ALAT : BAHAN :1. Tabung Reaksi 2. Lampu spiritus + korek api3. Penjepit kayu4. Gelas Ukur 10 ml5. Labu alas datar 250 ml dengan leher asah6. Kondensor dengan asah + selang air.7. Hotplate stirrer8. Penangas air9. Magnetic bar 10. Buret

1. Aqua deinonisasi2. Larutan HCl 2N3. Larutan Na2CO3 1%4. Etanol 96%5. Natrium karbonat6. Chloroform7. Aseton8. Lar. HCl standard9. Lar. KOH dalam etanol (40g/L)10. Larutan pp 1%

1. Uji Kelarutan Minyak dan Lemak

a. Tambahkan 2 tetes minyak goreng curah pada :

Tabung 1 : 2 ml airTabung 2 : 2 ml HCl 2NTabung 3 : 2 ml Na2CO3

Tabung 4 : 2 ml alcohol dinginTabung 5 : 2 ml alcohol panasTabung 6 : 2 ml chloroformTabung 7 : 2 ml aseton dinginTabung 8 : 2 ml aseton panasTabung 9 : 2 ml etherTabung 10 : 2 ml premium

b. Digojok sampai terdispersi.

c. ambil 2 tetes dan teteskas diatas kertas.

d. keringkan kertas dan amati bekas minyak pada kertas.

4/55


e. Ulangi langkah a. s/d d. untuk 2 tetes minyak filma, 2 mg lemak, 2 tetes minyak ikan

TUGAS :

1. Bagaimanakah hasil-hasil pengamatan kelarutan di atas ?

2. Zat apa saja pelarut lemak dan miyak ?

3. Apakah yang disebut emulgator ?

4. Zat-zat apa saja yang disebut emulgator ?

5. Apakah emulsi minyak dalam air stabil ?

2. Penentuan Angka Penyabunan

1. Timbang minyak atau lemak dengan teliti antara 1,5 – 5,0 g dalam Erlenmeyer 200 ml.

2. Tambah 50 ml larutan KOH yang dibuat dari 40 g KOH dalam 1 liter alkohol.

3. Tutup dengan pendingin balik, didihkan dengan hati-hati selama 30 menit.

4. Dinginkan dan tambahkan beberapa tetes indicator phenolphthalein 1% (PP).

5. Titrasi kelebihan larutan KOH dengan larutan standart 0,5 N HCl.

6. Standart KOH alkoholis dititer dengan HCL.

7. Angka penyabunan dinyatakan sebagai banyaknya mg KOH yang dibutuhkan untuk

menyabunkan lemak secara sempurna dari 1 g lemak atau minyak.

TUGAS :

1. Apakah yag dimaksud dengan angka penyabunan ?

5/55


DATA HASIL PENGAMATAN dan PERHITUNGAN

PEMBAHASAN

6/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

7/55


MODUL II

UJI LEMAK ATAU MINYAK-II

TUJUAN1. Menentukan tingkat ketengikan dari minyak/lemak

2. Menentukan angka asam dari minyak/lemak

3. Menentukan angka Iodium dari minyak/lemak

DASAR TEORI

Kualitas dan sifat dari suatu sampel lemak atau minyak dapat ditentukan melalui serangkaian uji

laboratorium. Tiap uji yang dilakukan menunjukkan sifat tertentu dari sampel.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Gelas Ukur 10 ml2. Labu alas datar 250 ml dengan leher asah3. Kondensor dengan asah + selang air.4. Hotplate stirrer5. Penangas air6. Magnetic bar 7. Buret 50 ml8. Beker gelas 100 ml 9. Erlenmeyer 250 ml 10. Lampu spiritus+ korek api11. Penjepit kayu12. Labu ukur 50 ml

1. Minyak/lemak2. Aquadest3. Asam asetat 4. Chloroform5. Na2S2O3

6. Larutan Pati 1 %7. Bromin8. Larutan pp 1%9. HCl10. NaOH11. Alkohol 96 %

CARA KERJA

1. Penentuan tingkat ketengikan (Penentuan angka peroksida)

1. Timbang 5,00 g contoh dalam 250 ml Erlenmeyer bertutup dan tambahkan 30 ml larutan

asam asetat-khloroform (3:2). Goyangkan larutan sampai bahan terlarut semua. Tambahkan

0.5 ml larutan jenuh KI.

2. Diamkan selama 1 menit dengan kadangkala digoyang kemudian tambahkan 30 ml aquades.

3. Titrasilah dengan 0.1 N Na2S2O3 (terlampir) sampai warna kuning hampir hilang.

8/55


Tambahkan 0.5 ml larutan pati 1 % , lanjutkan titrasi sampai warna biru mulai hilang.

4. Angka peroksida dinyatakan dalam mili-equivalen dari peroksida dalam setiap 1000 gram

contoh.

Angka peroksida = ml Na2S2O3 x N thio x 1000

Berat contoh (g)

2. Penentuan angka asam

1. Timbang lebih kurang 20 gram lemak atau minyak, masukkan ke dalam Erlenmeyer, dan

tambahkan 50 ml alkohol 95 % netral. Setelah ditutup dengan pendingin balik, panaskan

sampai mendidih dan digojog kuat-kuat untuk melarutkan asam lemak bebasnya.

2. Setelah dingin, larutan lemak dititrasi dengan 0.1 N larutan KOH standar (terlampir)

memakai indicator phenolphthalein (pp). Akhir titrasi tercapai apabila terbentuk warna

merah muda yang tidak hilang selama setengah menit.

Perhitungan :

Angka asam = ml KOH x N KOH X 56,1

Berat bahan (g)

Apabila contoh banyak mengandung asam lemak bebas dapat ditimbang sampel kurang dari 5

gram.

3. Penentuan angka Iodium

1. Timbang bahan lemak atau minyak sebanyak 0,1-0,5 g dalam Erlenmeyer bertutup. Tambah

10 ml khloroform atau karbon tetra khlorida dan 25 ml reagen Iodium-bromida dan biarkan

di tempat gelap selama 30 menir dan kadangkala digojog.

2. Kemudian tambahkan 10 ml larutan KI 15 % dan tambah 50-100 ml aquades yang telah di

didihkan, dan segera dititrasi dengan larutan natrium thiosulfat (Na2S2O3 0,1 N) sampai

larutan berwarna kuning pucat, kemudian tambahkan 2 ml larutan pati. Titrasi dilanjutkan

sampai warna biru hilang.

3. Larutan blanko yang dibuat dari 25 ml reagen Iodium bromida dan ditambah 10 ml larutan

KI 15 % diencerkan dengan 100 ml aquades yang telah didihkan dan dititrasi dengan larutan

natrium thiosulfat.

9/55


4. Banyaknya natrium thiosulfat untuk titrasi blanko dikurangi titrasi sesungguhnya adalah

ekuivalen dengan banyaknya Iodium yang diikat oleh lemak atau minyak.

Perhitungan :

Angka Iodium = ml titrasi (blanko-contoh) x Nthiosulfat x 12,691

Gram lemak

TUGAS

1. Jelaskan apa arti atau makna Angka Iodium dan Angka Asam.

2. Dari mana asalnya angka 12,691 pada rumus perhitungan?

10/55



PEMBAHASAN

11/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

12/55


MODUL III

UJI KUALITATIF KARBOHIDRAT

TUJUAN

1. Menentukan adanya karbohidrat melalui uji kualitatif.

2. Menentukan jenis karbohidrat dalam suatu bahan.

DASAR TEORI

Berbagai jenis karbohidrat dapat diidentifikasi keberadaannya melalui reaksi spesifik antara

karbohidrat tersebut dengan senyawa atau reagen yang ditambahkan.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Tabung reaksi2. Rak tabung reaksi3. Beaker glass 50 ml4. Mortar5. Waterbath6. Reflux set7. Erlenmeyer8. Gelas Ukur 10 ml, 50 ml9. Corong10. Pisau11. Botol putih 100 ml12. Batang pengaduk13. Plat tetes

1. Lar. Fehling A2. Lar. Fehling B3. Lar. Karbohidrat 1% masing- masing:

Glukosa, Galaktosa, Fruktosa, Maltosa, Sukrosa, Amilum

4. Lar. Benedict’s5. Reagen Barfoed6. NaOH 2%7. Reagen Seliwanoff8. L-Naphtol 1%9. HCl pekat10. Reagen Bial 11. Reagen Molisch12. Iod13. NaOH 2N14. HCl 2N15. Na2CO3

16. Buah17. Etanol 96%

CARA KERJA

a. Uji kualitatif Karbohidrat standart

13/55


Ujilah masing-masing larutan karbohidrat yang telah disediakan dengan berbagai

jenis analisa berikut ini. Kemudian tulislah hasil pada tabel (untuk cara uji dan ekstraksi buah,

perhatikan prosedur di bawah tabel)*.

Jenis Analisa

Fehling Benedict Barfoed MoorSelliwa

noffRapid

furfuralBial Molisch Iod

KARBOHIDRAT

Glukosa 1%

Fruktosa 1%

Galaktosa 1%

Maltosa 1%

Sukrosa 1%

Amilum 1%

Ekstrak Buah*

Prosedur Analisa Kualitatif1. Test Fehling : Campurkan secara merata larutan Fehling A dan Fehling B dalam tabung

reaksi (masing-masing 1 ml). Tambahkan 5 tetes larutan sampel dan didihkan selama

beberapa menit. Larutan positif jika berwarna kuning atau terbentuk endapan merah pekat.

2. Test Benedict : tambahkan 5 tetes larutan sampel dalam 2 ml larutan benedict dan didihkan

selama 5 menit, kemudian dinginkan larutan. Larutan positif jika berwarna kuning, orange

atau terbentuk endapan merah pekat.

3. Test Barfoed : tambahkan 2 ml reagent barfoed dalam 1 ml larutan sampel. Didihkan

selama satu menit dan diamkan. Larutan positif jika terbentuk warna orange dan lama

kelamaan akan terbentuk endapan warna merah.

4. Test Moor : tambahkan 1 ml 2% NaOH pada 1 ml larutan sampel dan didihkan. Larutan

positif jika berwarna kuning dan lama kelamaan akan menjadi merah kecoklatan.

5. Test Selliwanoff : tambahkan 2 tetes larutan sampel pada 2 ml reagent selliwanoff.

Didihkan larutan selama ± 2 menit. Larutan positif jika pada saat mendidihkan akan

terbentuk warna orange dan akan menjadi orange tua jika didihkan sampai 7 menit.

6. Test Rapid furfural : tambahkan 6 tetes 1% L-naphthol dan 5 ml HCl pekat dalam 2 ml

sampel. Didihkan larutan. Larutan akan menjadi ungu pada saat mulai dididihkan selama

14/55


beberapa menit.

7. Test Bial : tambahkan 2-3 ml larutan sampel dalam 5 ml reagen Bial’s. Didihkan larutan.

Larutan akan berwana biru kehijauan, orange atau ungu.

8. Test Molisch : tambahkan 2 tetes reagen Molisch ke dalam 2 ml larutan sampel, campurkan

larutan dan tambahkan 0,5 ml asam sulfat pekat perlahan-lahan melewati dinding tabung

sampai terbentuk cincin ungu.

9. Test Iod : 1 tetes larutan sampel + 1 tetes iod, terjadi warna biru. Teteskan NaOH 2N, warna

biru hilang. Teteskan HCl 2N, biru tetap hilang.

*Prosedur Isolasi Karbohidrat (Ekstraksi dari Buah)

1. Timbang buah yang akan dianalisa sebanyak ± 10 gr, potong tipis dan kecil.

2. Tambahkan etanol 96% sebanyak 50 ml dan lanjutkan dengan refluks dalam waterbath

dengan suhu 80oC selama 1 jam.

3. Saring dengan kertas saring, panaskan filtrat hingga alkohol menguap.

4. Tambahkan aquadest hingga volume akhir filtrate menjadi 50 ml setelah alkohol menguap.

5. Analisa secara kualitatif karbohidrat yang diperoleh dan simpan sisa larutan dalam lemari es

untuk modul berikutnya (minggu depan).

6. Untuk mendapatkan sampel amilum, endapan sisa filtrat gula dilarutkan dengan air 10 ml.

7. Didihkan larutan selama 20 menit sampai mengalami gelatinisasi, simpanlah sampel

amilum ini dalam lemari es untuk dianalisa pada modul berikutnya (Modul iv dan v).

b. Hidrolisis Selulosa

1. Basahi secarik (kira-kira 3x3cm) kertas saring secara perlahan dengan asam sulfat pekat

dingin di dalam mortar hingga larut semuanya, pindahkan dalam becker glass 50 ml.

2. Tambahkan air kira-kira 10 ml pada larutan tersebut.

3. Didihkan cairan tersebut dalam waterbath selama 1 jam.

4. Dinginkan cairan tersebut dan netralkan dengan Na2CO3 padat.

5. Larutkan secarik kertas saring yang lain dengan aquadest menggunakan tabung reaksi-2.

6. Uji kedua larutan tersebut dengan test Benedict.

c. Hidrolisis Amilum

1. Buat 10 ml amilum 1%.

15/55


2. Ambil 5 ml amilum 1% dan tambahkan 3 ml HCl pekat.

3. Panaskan pada penangas air.

4. Setiap 3 menit periksa dengan test Iodium (ambil satu dua tetes sampel dan uji

menggunakan plat tetes).

5. Setelah larutan menjadi negatif dengan test iodium, dinginkan dan netralkan sisa larutan

dengan Na2CO3 padat.

6. Lakukan test Benedict.

7. Lakukan pula test Benedict terhadap larutan amilum 1% (Non Hidrolisis).

TUGAS :

1. Tentukan jenis karbohidrat apa yang terdapat pada sampel.

2. Bandingkan perlakuan Hidrolisis dan Non Hidrolisis di atas, jelaskan apa yang terjadi?

16/55



PEMBAHASAN

17/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

18/55


MODUL IVUJI KUANTITATIF KARBOHIDRAT I

TUJUAN :

Menentukan komposisi gula reduksi dan amilum dari suatu bahan yang mengandung karbohidrat.

DASAR TEORI

Karbohidrat merupakan polihidroksi aldehida atau keton, atau senyawa yang menghasilkan

senyawa ini bila dihidrolisa. Secara umum terdapat tiga macam karbohidrat berdasarkan hasil

hidrolisisnya, yaitu monosakarida, oligosakarida, dan polisakarida. Berbagai uji telah

dikembangkan untuk analisis kualitatif maupun kuantitatif terhadap keberadaan karbohidrat, mulai

dari yang membedakan jenis-jenis karbohidrat dari yang lain sampai pada yang mampu

membedakan jenis-jenis karbohidrat secara spesifik.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Labu ukur 25 ml2. Waterbath3. Beaker glass 4. Pipet ukur 1 ml, 5 ml5. Tabung reaksi + Rak6. Bola hisap7. Batang pengaduk8. Spektrofotometer9. Kuvet

1. Aquades2. Iodine3. Glukosa4. Reagen Nelson5. Reagen Arsenomolybdat6. HCl 2N7. NaOH 2N

CARA KERJA

1. Penentuan Kadar Gula Reduksi (Nelson-Somogyi)

Penyiapan Kurva Standart1. Buat 25 ml larutan induk glukosa standart (10 mg glukosa anhidrat/100 ml).

2. Dari larutan glukosa standart tersebut dilakukan pengenceran sehingga diperoleh larutan

glukosa dengan konsentrasi : 2, 4, 6, 8 dan 10 mg/100 ml.

19/55


3. Siapkan 6 tabung reaksi yang bersih, enam tabung masing-masing diisi dengan 1 ml larutan

glukosa standart tersebut diatas dan satu tabung diisi aquadest sebagai blanko.

4. Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 1 ml reagen Nelson dan panaskan semua

tabung dalam air mendidih selama 20 menit.

5. Ambil segera tabung dan segera dinginkan ke dalam air dingin sehingga suhu tabung

mencapai 25 oC.

6. Setelah dingin tambahkan 1 ml reagen Arsenomolybdat kocok sampai semua endapan Cu2O

yang ada larut kembali.

7. Tambahkan 7 ml aquadest, kocok sampai homogen.

8. Bacalah absorbansi masing-masing larutan tersebut pada panjang gelombang 540 nm.

9. Buatlah kurva standart yang menunjukkan hubungan antara konsentrasi glukosa dan

absorbansi.

Pengukuran Sampel

1. Ambil 1 ml sampel gula (hasil isolasi sampel minggu lalu yang jernih) ke dalam tabung

reaksi yang bersih.

2. Tambahkan 1 ml reagen nelson dan selanjutnya diperlakukan seperti pada penyiapan kurva

standart di atas.

3. Jumlah gula reduksi dapat ditentukan berdasarkan absorbansi larutan contoh dan kurva

standart larutan glukosa.

2. Penentuan Kadar Gula Non Reduksi

1. Ambil 1 ml sampel gula hasil isolasi sampel yang jernih ke dalam tabung reaksi yang bersih.

2. Tambahkan 0,5 ml HCl 2N, masukkan dalam penangas air mendidih selama 5 menit.

3. Dinginkan sampai benar-benar dingin kemudian netralkan dengan NaOH 2N.

4. Ambil 1 ml dan tambahkan 1 ml reagen nelson dan selanjutnya diperlakukan seperti pada

penyiapan kurva standart di atas.

5. Penentuan kadar gula non reduksi = kadar hasil hidrolisis – kadar sebelum hidrolisis.

2. Penentuan Kadar Amilum

1. Sampel amilum dari modul yang lalu dikeluarkan dari lemari es dan dibiarkan hingga

mencapai suhu ruang.

2. Suspensikan ke dalam labu ukur 25 ml, tambahkan iodine 1 ml dan encerkan sampai 25 ml.

20/55


3. Larutan amilum iodine dituangkan sebagian ke dalam kuvet.

4. Baca serapan cahaya pada panjang gelombang 580 nm.

5. Encerkan jika masih terlalu pekat.

Catatan:

Untuk setiap pengukuran absorbansi, buatlah dan gunakan larutan blanko yang sesuai.

TUGAS :

Hitung kadar gula reduksi, gula non reduksi dan amilum dari sampel yang anda uji (% b/b).

21/55



PEMBAHASAN

22/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

23/55


MODUL VUJI KUANTITATIF KARBOHIDRAT II

TUJUAN :

Menentukan komposisi gula reduksi dari suatu bahan yang mengandung karbohidrat dengan

metode DNS.

DASAR TEORI

Karbohidrat merupakan polihidroksi aldehida atau keton, atau senyawa yang menghasilkan

senyawa ini bila dihidrolisa. Secara umum terdapat tiga macam karbohidrat berdasarkan hasil

hidrolisisnya, yaitu monosakarida, oligosakarida, dan polisakarida. Berbagai uji telah

dikembangkan untuk analisis kualitatif maupun kuantitatif terhadap keberadaan karbohidrat, mulai

dari yang membedakan jenis-jenis karbohidrat dari yang lain sampai pada yang mampu

membedakan jenis-jenis karbohidrat secara spesifik.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Waterbath2. Beaker glass 3. Pipet ukur 1 ml, 5 ml4. Tabung reaksi + Rak5. Bola hisap6. Batang pengaduk7. Spektrofotometer8. Kuvet

1. Aquades2. Iodine3. Glukosa4. Reagen DNS5. Larutan Kalium Natrium Tartrat 40 %

CARA KERJA

1. Penyiapan reagen DNS

1. 1 gram 3,5-dinitrosaliyclic acid dilarutkan dalam 60 ml air hingga larut sempurna.

2. Sebanyak 1,6 gram NaOH ditambahkan ke dalamnya perlahan-lahan hingga larut sempurna.

3. Selanjutnya ditambahkan 30 gram Kalium natrium tartrat (Rochelle Salt) perlahan-

lahan selama 20-30 menit dan diaduk hingga larut dan jernih (jika perlu

24/55


dapat dilakukan pemanasan hingga 45oCelcius untuk menjernihkan larutan,

lalu disaring).

4. Larutan didinginkan dan digenapkan dengan air hingga 100 ml.

2. Penentuan Kadar Gula Reduksi (DNS)

Penyiapan Kurva Standart

1. Buat 50 ml larutan induk glukosa standart (2000 ug/ml glukosa anhidrat).

2. Dari larutan glukosa standart tersebut dilakukan pengenceran sehingga diperoleh larutan

glukosa dengan konsentrasi : 200, 400, 600, 800, 1000 dan 1200 ug/ ml.

3. Siapkan 6 tabung reaksi yang bersih, enam tabung masing-masing diisi dengan 3 ml

larutan glukosa standart tersebut diatas dan satu tabung diisi aquadest sebagai blanko.

4. Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 3 ml reagen DNS dan panaskan semua

tabung dalam air mendidih selama 15 menit sampai terbentuk warna merah kecoklatan.

5. Dinginkan dengan direndam di air sampai temperatur ruang, amati absorbance

spektrofotometri pada panjang gelombang 575 nm.

6. Buatlah kurva standart yang menunjukkan hubungan antara konsentrasi glukosa dan

absorbansi.

Pengukuran Sampel

1. Ambil 3 ml sampel gula (sisa sampel minggu lalu yang jernih) ke dalam tabung reaksi

yang bersih.

2. Tambahkan 3 ml reagen DNS dan selanjutnya diperlakukan seperti pada penyiapan

kurva standart di atas.

25/55


DATA HASIL PENGAMATAN DAN PERHITUNGAN

PEMBAHASAN

26/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

27/55


MODUL VI

LARUTAN PENYANGGA (BUFFER)

TUJUAN :

a. Menentukan konstanta asam/basa lemah

b. Membuat buffer dengan pH tertentu

DASAR TEORI

Buffer digunakan untuk berbagai keperluan yang membutuhkan kondisi pH yang stabil. Larutan

buffer mampu untuk menekan terjadinya perubahan pH yang terjadi dalam proses tertentu.

Kemampuan tersebut bergantung pada kapasitas buffer yang merupakan fungsi dari jenis dan

konsentrasi ion-ion yang terkandung di dalamnya.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Gelas ukur 100 ml2. Pipet ukur 1 ml, 5 ml dan 10 ml 3. Beaker glass 100 ml dan 250 ml4. Labu ukur 250 ml5. Erlenmeyer 250 ml6. Pengaduk 7. pH-meter8. Bola hisap9. Botol semprot

1. Asam asetat2. Natrium asetat3. Natrium dihidrogen sulfat4. Dinatrium hidrogen sulfat5. Natrium karbonat6. Natrium bikarbonat7. Aqua dem

CARA KERJA

A. Menentukan Konstanta Asam/Basa Lemah

1. Membuat larutan dengan konsentrasi tertentu

Buatlah masing-masing 150 ml larutan asam asetat 0,2M; natrium asetat 0,2M; natrium dihidrogen sulfat 0,2M; dinatrium hidrogen sulfat 0,2M; natrium karbonat 0,2M dan natrium bikarbonat 0,2M.

2. Menentukan konstanta asam lemah (pKa)

a. Penentuan pKa Asam asetat

28/55


Siapkan larutan asam asetat 0,2M dan natrium asetat 0,2M, campurkan kedua larutan

tersebut menurut perbandingan dalam tabel di bawah ini dan encerkan hingga volume

100 ml.

Asam asetat 46 ml 30 ml 5 ml

Natrium asetat 4 ml 20 ml 45 ml

Dari hasil yang diperoleh, ukurlah pH campuran menggunakan pH-meter dan tentukan

nilai pKa asam asetat.

b. Penentuan pKa2 Asam phosphat

Siapkan larutan natrium dihidrogen sulfat 0,2M dan dinatrium hidrogen sulfat 0,2M,

campurkan kedua larutan tersebut menurut perbandingan dalam tabel di bawah ini dan

encerkan hingga volume 100 ml.

Natrium dihidrogen sulfat 44 ml 20 ml 3 ml

Dinatrium hidrogen sulfat 6 ml 30 ml 46 ml


nilai pKa2 asam phosphat.

c. Penentuan pKa2 Asam karbonat

Siapkan larutan natrium karbonat 0,2M dan natrium bikarbonat 0,2M, campurkan kedua

larutan tersebut menurut perbandingan dalam tabel di bawah ini dan encerkan hingga

volume 100 ml.

Natrium karbonat 31 ml 28 ml 25 ml

Natrium bikarbonat 19 ml 22 ml 25 ml


nilai pKa2 asam karbonat.

B. Pembuatan Buffer dengan pH tertentu

Dari hasil percobaan A, buatlah masing-masing 50 ml larutan buffer dengan nilai pH berikut:

1. pH = 3,5

2. pH = 5,0

3. pH = 6,5

4. pH = 7,1

5. pH = 8,0

6. pH = 10,1

Simpan larutan buffer yang anda buat untuk digunakan pada praktikum selanjutnya.

29/55



PEMBAHASAN

30/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

31/55


MODUL VIIAKTIVITAS ENZIM (I)

TUJUAN

Mempelajari isolasi enzim dan faktor-faktor yang mempengaruhi aktivitas enzim.

DASAR TEORI

Kerja enzim dipengaruhi oleh beberapa faktor, terutama adalah substrat, suhu, keasaman, kofaktor

dan inhibitor. Tiap enzim memerlukan suhu dan pH (tingkat keasaman) optimum yang berbeda-

beda karena enzim adalah protein, yang dapat mengalami perubahan bentuk jika suhu dan

keasaman berubah. Di luar suhu atau pH yang sesuai, enzim tidak dapat bekerja secara optimal atau

strukturnya akan mengalami kerusakan. Hal ini akan menyebabkan enzim kehilangan fungsinya

sama sekali. Kerja enzim juga dipengaruhi oleh molekul lain.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN:1. Blender2. Labu Ukur 50 ml3. Gelas ukur 50 ml4. Mikropipet 1 ml atau Pipet ukur 5 dan 1 ml5. Tabung reaksi dan rak6. Beaker ml dan 250 ml 7. Vortex8. Waterbath9. Kain saring10. Pengaduk11. Sentrifuge12. Kuvet13. Spektrofotometer

1. Aquades2. Amilum3. HC1 1M4. Iod5. KI6. Sodium Chloride 2%7. Kecambah

CARA KERJA1. Isolasi Enzim Amilase dari Kecambah

a. Timbang 50 g dan tambahkan 10 ml Sodium Chloride 2%.

b. Blender halus.

c. Diaduk setiap 20 menit selama 2,5 jam.

d. Saring menggunakan kain saring.

32/55

http://id.wikipedia.org/wiki/Optimal

http://id.wikipedia.org/wiki/Protein

http://id.wikipedia.org/wiki/PH

http://id.wikipedia.org/wiki/Inhibitor

http://id.wikipedia.org/w/index.php?title=Kofaktor&action=edit&redlink=1

http://id.wikipedia.org/wiki/Keasaman

http://id.wikipedia.org/wiki/Suhu

http://id.wikipedia.org/w/index.php?title=Substrat&action=edit&redlink=1


e. Lanjutkan dengan mensentrifuge filtratnya.

f. Ambil supernatant dan buang endapannya.

g. Suspensi enzim diencerkan 2, 5, 10, 20 dan 40 kali.

2. Pembuatan Kurva Kalibrasi

a. Buat 10 ml larutan standart amilum (jangan lupa memanaskannya hingga larut) dengan

konsentrasi 6,67 mg/ml, standart ini juga digunakan sebagai substrat enzim.

b. Larutan standart diencerkan 2 kali, 4 kali, 8 kali, 16 kali, 32 kali.

c. Pipet 1 ml dari masing-masing hasil pengenceran dan tambah 1 ml larutan iodine

kemudian divortex.

d. Encerkan sampai 50 ml dan ambil kira-kira 10 ml ke dalam tabung reaksi.

e. Amati dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 580 nm.

f. Buat kurva standart antara absorban dan konsentrasi amilum.

Catatan:

Simpan baik-baik sisa larutan amilum anda (larutan induk maupun hasil pengenceran) dalam

lemari es (beri label secukupnya) untuk digunakan dalam modul selanjutnya.

3. Aktifitas Enzim Amilase sebagai fungsi Konsentrasi Enzim

a. Masing-masing suspensi enzim hasil pengenceran dan enzim asli dipipet 1 ml dan

ditempatkan dalam tabung reaksi.

b. Masing-masing tabung ditambah substrat 1 ml (hasil pengenceran 2 kali) dan

inkubasikan selama 30 menit pada suhu 370C.

c. Setelah 30 menit ditambah HC1 1ml 1M + 1 ml iodine.

d. Kemudian encerkan menjadi 50 ml.

e. Setelah pengenceran baca serapannya dengan spektrofotometer pada panjang

gelombang 580 nm.

Pembuatan larutan iodine:

Ambillah 1,5 g iodium/iodine, haluskan dan tambahkan 1,5 g kalium iodida. Larutkan

dalam air dan genapkan volume larutan hingga 500 ml.

Simpan baik-baik sisa larutan iodine ini dalam lemari asam (beri label secukupnya) untuk

digunakan dalam modul selanjutnya.

33/55


Catatan:


34/55



PEMBAHASAN

35/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

36/55


MODUL VIIIAKTIFITAS ENZIM (II)

TUJUAN

Mempelajari faktor-faktor yang mempengaruhi aktivitas enzim.

DASAR TEORI

Enzim adalah suatu katalisator protein (biokatalisator) yang mempercepat reaksi kimia dalam

makhluk hidup. Enzim dapat meningkatkan kecepatan reaksi spontan pada temperatur fisiologik.

Faktor-faktor yang mempengaruhi aktivitas enzim adalah suhu, konsentrasi enzim, konsentrasi

substrat, zat aktivator dan zat inhibitor



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN:1. Labu Ukur 50 ml2. Gelas ukur 50 ml3. Pipet ukur 1 ml4. Tabung reaksi dan rak5. Beaker 250 ml 6. Waterbath7. Pengaduk8. Bola hisap9. Kuvet10. Spektrofotometer

1. Aquades2. Amilum3. HC1 1M4. Iod5. KI6. Saliva7. Lar. buffer pH 3,5; 5,0; 6,5; 8,08. Lar. garam logam tertentu 30 mM

CARA KERJA1. Pengaruh pH terhadap Aktivitas Enzim

a. Ambil 1 ml saliva hasil pengenceran (1 kali salivasi diencerkan dengan aqua deionisasi

hingga 10 ml), masing-masing dalam lima tabung reaksi.

b. Masing-masing hasil pengenceran, tambahkan 1 ml larutan buffer dibawah ini.

-Tabung 1 : larutan buffer pH 3,5-Tabung 2 : larutan buffer pH 5,0-Tabung 3 : larutan buffer pH 6,5-Tabung 4 : larutan buffer pH 8-Tabung 5 : aquadest

37/55


c. Masing-masing tabung ditambahkan substrat 1 ml (larutan induk amilum yang telah

diencerkan 4 kali seperti pada modul terdahulu) dan inkubasikan selama 20 menit pada

suhu 370C pada waterbath.

d. Setelah 20 menit, tambahkan 1 ml HCl 1 M dan 1ml iodine.

e. Kemudian encerkan menjadi 50 ml.

f. Amati dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 580 nm.

2. Pengaruh Suhu Terhadap Aktivitas Enzim

a. Isikan 1 ml saliva hasil pengenceran (1 kali salivasi diencerkan dengan aqua deionisasi

hingga 10 ml), masing-masing dalam lima tabung reaksi.

b. Tambahkan pada masing-masing tabung 1 ml larutan amilum (larutan induk amilum

yang telah diencerkan 2 kali seperti pada modul terdahulu).

c. Masing-masing pengenceran diikubasikan pada:

- Suhu 00C (dalam air es)- Suhu kamar- Suhu 470C- Suhu 750C

d. Inkubasikan selama 20 menit.

e. Setelah 20 menit, tambahkan HC1 1 ml 1 M + 1 ml iodine.

f. Kemudian encerkan menjadi 50 ml.

g. Baca serapannya dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 580 nm.

3. Pengaruh Logam Alkali dan Logam Berat terhadap Aktivitas Enzim

a. Siapkan 6 tabung reaksi, isilah masing-masing dengan 1 ml lar. amilum (larutan induk

amilum yang telah diencerkan 4 kali seperti pada modul terdahulu).

b. Tambahkan pada masing-masing tabung di atas:

-Tabung 1 : tambahkan 2 tetes larutan NaCl.-Tabung 2 : tambahkan 2 tetes larutan CaCl2.-Tabung 3 : tambahkan 2 tetes larutan MgSO4.-Tabung 4 : tambahkan 2 tetes larutan PbNO3.-Tabung 5 : tambahkan 2 tetes larutan AgNO3.-Tabung 6 : tambahkan 2 tetes air deionisasi.

c. Masing-masing tambahkan 1 ml larutan saliva pengenceran (1 kali salivasi diencerkan

dengan aqua deionisasi hingga 10 ml).

d. Inkubasi selama 20 menit pada suhu kamar.

e. Setelah 20 menit ditambah HC1 1 ml 1M + 1 ml Iodine.

38/55


f. Kemudian encerkan menjadi 50 ml.

g. Setelah pengenceran baca serapan dari isi tabung 1 s/d 5 dengan spektrofotometer pada

panjang gelombang 580 nm, masing-masing menggunakan isi tabung 6 digunakan

sebagai reference (blanko).

Catatan:

Kecuali dinyatakan lain, untuk setiap pengukuran absorbansi, buat dan gunakan larutan blanko

yang sesuai.

39/55



PEMBAHASAN

40/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

41/55


MODUL IXUJI KUALITATIF PROTEIN

TUJUAN

1. Menentukan adanya protein melalui uji kualitatif

2. Menentukan jenis protein dalam suatu bahan

DASAR TEORI

Keberadaan protein dalam suatu bahan/sampel dapat dipastikan melalui reaksi-reaksi spesifik

antara protein tersebut dengan senyawa/reagen tertentu yang ditambahkan ke dalam larutan sampel.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Pipet tetes2. Tabung reaksi 3. Penangas air4. Rak tabung reaksi5. Beaker glass 200 ml, 500 ml6. Waterbath7. Corong Buchner8. Pipet ukur 1 ml, 5 ml9. Bola hisap10. Batang pengaduk11. Gelas ukur 10 ml, 100 ml12. Centrifuge13. pH-meter

1. Tirosin, Glisin, Urea, Gelatin2. Putih telur, susu cair3. Ninhidrin4. Asam nitrat pekat5. Lar. 40% NaOH6. Asam asetat glacial7. H2SO4 pekat8. Lar. 1% Sodium nitrat9. Lar. 10% NaOH10. Lar. 1% CuSO4

11. Etanol 96%12. Etil eter13. Lar. Buffer Asetat pH=4,8

CARA KERJA

A. Isolasi Casein dari Susu

1. Tempatkan 100 ml susu cair dalam beaker glass 500 ml, panaskan pada suhu 40oC.

2. Panaskan juga 100 ml buffer asetat (pH 4,8) pada suhu yang sama, dan tambahkan

perlahan-lahan ke dalam susu sambil diaduk. Cek pH dengan pH-meter, campuran harus

42/55


menunjukkan pH=4,8.

3. Dinginkan campuran hingga mencapai suhu kamar, sentrifugasi campuran selama 10 menit

(kira-kira 6000 rpm). dan saring dengan kertas saring.

4. Cuci endapan beberapa kali dengan sedikit air, lalu suspensikan endapan dalam 30 ml

etanol 96%.

5. Saring suspensi dengan corong Buchner dan cuci endapan dengan campuran etanol-eter

(1:1).

6. Cuci lagi endapan dengan eter, keringkan endapan.

7. Kasein yang diperoleh digunakan untuk langkah B.

B. Analisa Kualitatif

5. Buatlah larutan sampel seperti yang tertera pada tabel, masing-masing sejumlah 10 ml.

6. Buatlah juga reagen Ninhidrin, serta larutan-larutan lain yang diperlukan, masing-masing

sejumlah yang diperlukan.

7. Ujilah masing-masing larutan sampel yang telah dibuat dengan berbagai jenis analisa

berikut ini. Kemudian tulislah hasil pada tabel yang disediakan. (untuk cara uji perhatikan

prosedur di bawah tabel).

Prosedur analisa kualitatif protein

1. Uji Ninhidrin : ambil 1 ml dari masing-masing sampel yang disediakan ke dalam tabung

reaksi dan tambahkan 1 ml reagen Ninhidrin. Amati perubahan warna.

2. Uji Xanthoproteic : tambahkan 1 ml asam nitrat pekat ke dalam 1 ml larutan asam amino,

dinginkan dan amati perubahan warna. Tambahkan 40% NaOH untuk membuat larutan

alkaline kuat.

43/55

Jenis Analisa

Ninhidrin Xantoproteic Biuret Hopkin’s-cole

Protein atau Asam

Amino

Tirosin 1%

Glisin 1%

Urea 1%

Gelatin 1%

Kasein 1%

Putih telur


3. Uji Biuret : tambahkan 3 ml dari larutan protein dalam tabung reaksi dan tambahkan 3 ml

10% NaOH. Homogenkan dan tambahkan tetes demi tetes 1% CuSO4 (kocok sebelum di

teteskan). Amati perubahan warna.

4. Uji Hopekin’s-cole : campurkan 2 ml larutan protein dengan reagent Glyoxylic. Miringkan

tabung dan tambahkan secara hati-hati 2-4 ml H2SO4 pekat lewat dinding tabung. Amati

perubahan.

44/55



PEMBAHASAN

45/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

46/55


MODUL XUJI KUANTITATIF PROTEIN I (Metode Lowry)

TUJUAN :

Menentukan kadar protein dalam sample dengan metode Lowry

DASAR TEORI

Kadar protein dapat ditentukan dengan berbagai metode. Metode Lowry adalah salah satu dari

sekian banyak metode penentuan kadar protein yang digunakan.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Mortar2. Labu ukur 50 ml3. Sentrifuge4. Beaker glass 50 ml, 100 ml5. Waterbath6. Tabung reaksi7. Batang pengaduk8. Mikro pipet 100-1000 ul9. Pipet ukur 10 ml10. Bola hisap11. Kuvet12. Spektrofotometer13. Tabung reaksi + Rak

1. Sampel kacang-kacangan2. NaCl 10%3. Standart protein4. 2% Na2CO3

5. 0.1 N NaOH6. CuSO4 1%7. 1% sodium potassium tartrat8. Reagen Folin-ciocalteau9. Aquades

CARA KERJA

A. Prosedur Isolasi Protein dari Biskuit atau Susu

1. Timbang 10 gr sampel biskuit atau susu.

2. Haluskan dengan mortar jika sampel berupa biskuit.

3. Tambahkan 50 ml NaCl 10%, campurkan secara merata.

4. Sentrifuse dengan kecepatan 2000 – 3000 rpm selama 15 menit.

5. Ambil supernatant dan didihkan dalam waterbath selama 15 menit.

6. Dinginkan dan sentrifuse kembali dengan kecepatan 2000 rpm selama 10 menit.

7. Ambil supernatant dan genapkan volume dengan NaCl 10% sebanyak 50 ml.

2. Extrak protein siap untuk digunakan percobaan(simpan sebagian ekstrak protein untuk

47/55


praktikum modul selanjutnya).

B. Penyiapan kurva standart larutan protein

a) Siapkan larutan induk dari protein, (misalnya albumin, kasein murni dan lain-lain) sekitar

300 g/ml (ukur dengan tepat).

b) Siapkan larutan protein tersebut dalam tabung reaksi sehingga kadarnya bertingkat dari 30 –

300 g/ml. pengenceran tersebut misalnya dapat dilakukan sebagai berikut :

Tabungml larutan induk

proteinml

H2Oµg protein/ml

12345678910

00.10.20.30.40.50.60.70.81.0

1.00.90.80.70.60.50.40.30.20

0306090120150180210240300

c) Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 8 ml reagen Lowry B dan biarkan 10 menit.

d) Kemudian tambahkan 1 ml reagen lowry A, kocok dan biarkan 20 menit.

e) Bacalah OD pada panjang gelombang 600 nm.

f) Buatlah kurva standart pada kertas grafik yang menunjukkan hubungan antara OD dan

konsentrasi.

C. Penyiapan Sampel

a) Protein sampel yang terlarut diendapkan dengan penambahan kristal ammonium sulfat

sebanyak 4-5 g per 10 ml larutan.

b) Pisahkan protein yang mengendap dengan sentrifuse 11000 rpm 10 menit (jika kecepatan

berbeda, setarakan waktunya), pisahkan supernatannya.

c) Endapan protein kemudian dilarutkan kembali dalam 10 ml buffer asetat pH=5(simpan

sebagian ekstrak protein untuk praktikum modul selanjutnya)..

d) Kemudian ambil 1 ml dari larutan protein sampel dan lakukan seperti pada B.c) s/d B.e)

e) Bacalah kadar protein dari OD yang di dapat dari larutan sampel dengan menggunakan

kurva standart diatas. Jangan lupa memperhitungkan pengenceran sampel yang telah

dilakukan.

f) Hitung kadar protein dalam sampel (%b/b).

48/55


Catatan:


Pembuatan reagen :

Reagen lowry B : 50 ml (2% Na2CO3 + 0.1 N NaOH) + 1 ml (CuSO4 1% + 1% sodium

potassium tartrat).

Reagen lowry A : Reagen Folin-ciocalteau : H2O (1:1 v/v).

49/55



PEMBAHASAN

50/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

51/55


MODUL XIUJI KUANTITATIF PROTEIN (Metode Bradford)

TUJUAN :

Menentukan kadar protein dalam sample dengan metode Bradford

DASAR TEORI:

Protein dapat dianalisis dengan dua metode, yaitu secara kualitatif dan kuantitatif. Secara

kuantitatif terdiri dari: metode Kjeldahl, metode kromatografi (cara fraksinasi), metode titrasi

formol, metode Lowry, metode spektrofotometri visible (Biuret), metode spektrofotometri UV, dan

metode Bradford (Anna P 1994). Spektrofotometri dapat menentukan kadar protein dalam sampel.

Protein yang diuji pada percobaan ini berhubungan dengan analisis secara kuantitatif. Metode

pewarnaan yang bisa digunakan adalah metode Bradford dan Biuret/Lowry. Pada praktikum kali ini

kita akan mempelajari penentuan kadar protein dengan metode bradford.



ALAT DAN BAHAN

ALAT : BAHAN :1. Labu ukur 50 ml2. Sentrifuge3. Beaker glass 50 ml, 100 ml4. Waterbath5. Tabung reaksi6. Batang pengaduk7. Mikro pipet 100-1000 ul8. Pipet ukur 10 ml9. Bola hisap10. Kuvet11. Spektrofotometer12. Tabung reaksi + Rak

1. Sampel protein2. Standart protein3. Etanol 95 %4. Comassie brilliant blue5. Asam fosfat6. Aquades

CARA KERJA

1. Pembuatan reagen bradford

Timbang sebanyak 25 mg coomasie brilliant blue G-250 larutkan dalam 12,5 ml etanol 95 %.

Setelah itu tambahkan 25 ml asam fosfat 85% . Genapkan volume larutan dengan aquadest

52/55


dalam labu ukur 250 ml, kemudian saring.

2. Penyiapan kurva standar

a. Siapkan larutan induk dari protein, (Bovine Serum Albumin) sekitar 2 mg/ml (ukur

dengan tepat).

b. Dari larutan protein standart tersebut dilakukan pengenceran sehingga diperoleh larutan

protein standar dengan konsentrasi : 100, 200, 400, 600, 1000 g/ml

c. Siapkan 6 tabung reaksi yang bersih, enam tabung masing-masing diisi dengan 50 µl

larutan protein standart tersebut diatas dan satu tabung diisi aquadest sebagai blanko.

d. Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 2.5 ml reagen bradford, vortex diamkan

selama 10 menit.

e. Bacalah absorbansi masing-masing larutan tersebut pada panjang gelombang 540 nm.

f. Buatlah kurva standart yang menunjukkan hubungan antara konsentrasi protein dan

absorbansi.

g. Ulangi langkah 2.c dan 2.e untuk pembacaan absorbansi sampel dengan mengganti protein

standar dengan sampel.

53/55



PEMBAHASAN

54/55


KESIMPULAN

DAFTAR PUSTAKA

55/55

Documents

65133643-petunjuk-biokimia-2010-2011