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ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LAS BIOPELÍCULAS IMPLICADAS EN EL BIODETERIORO DE MONUMENTOS DE PIEDRA EN VILLA DE LEYVA, BOYACÁ
Y EVALUACIÓN DE SUSTANCIAS BIOCIDAS PARA SU CONTROL
ANDREA MARÍA OTÁLORA FORERO
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Santafé de Bogotá, D.C.
2001
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ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LAS BIOPELÍCULAS IMPLICADAS EN EL BIODETERIORO DE MONUMENTOS DE PIEDRA EN VILLA DE LEYVA, BOYACÁ
Y EVALUACIÓN DE SUSTANCIAS BIOCIDAS PARA SU CONTROL
ANDREA MARÍA OTÁLORA FORERO
TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial para optar por el título de
MICROBIOLOGO INDUSTRIAL
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Santafé de Bogotá, D.C.
2001
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ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LAS BIOPELÍCULAS IMPLICADAS EN EL BIODETERIORO DE MONUMENTOS DE PIEDRA EN VILLA DE LEYVA, BOYACÁ
Y EVALUACIÓN DE SUSTANCIAS BIOCIDAS PARA SU CONTROL
ANDREA MARIA OTALORA FORERO
______________________________ Dra. MARIA MERCEDES MARTÍNEZ
Directora
_______________________________ Dra. CHRISTINE CLAIRE GAYLARDE
Codirectora
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Santafé de Bogotá, D.C.
2001
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ANÁLISIS MICROBIOLOGICO DE LAS BIOPELICULAS IMPLICADAS EN EL BIODETERIORO DE MONUMENTOS DE PIEDRA EN VILLA DE LEYVA, BOYACA
Y EVALUACIÓN DE SUSTANCIAS BIOCIDAS PARA SU CONTROL
ANDREA MARIA OTALORA FORERO
____________________ ________________________ HELBERT GUERRERO MARIO OMAR FERNÁNDEZ Biólogo Ingeniero Químico
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Santafé de Bogotá, D.C.
2001
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ANÁLISIS MICROBIOLOGICO DE LAS BIOPELICULAS IMPLICADAS EN EL BIODETERIORO DE MONUMENTOS DE PIEDRA EN VILLA DE LEYVA, BOYACA
Y EVALUACIÓN DE SUSTANCIAS BIOCIDAS PARA SU CONTROL
ANDREA MARIA OTALORA FORERO
__________________________ ____________________________ Dr. CARLOS CORREDOR Ph.D Dra. AURA ROSA MANASCERO G. Decano Académico Directora Carrera Facultad de Ciencias Microbiología Industrial
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Santafé de Bogotá, D.C.
2001
6
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución No. 13 de Julio de 1946 “La Universidad no se hace
responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus tesis de grado”.
7
A Dios, mi amigo que nunca falla, A mis padres, hermano por su comprensión y amor
A mi directora por su confianza y apoyo incondicional
Gracias!
8
AGRADECIMIENTOS
A la Doctora María Mercedes Martínez por su dirección, confianza, dedicación y
apoyo incondicional a lo largo de todo el proyecto.
A la Doctora Christine Claire Gaylarde de La Universidad Federal de Rio Grande do
Sul, Porto Alegre (Brazil), por sus conocimientos, apoyo, colaboración y dedicación
durante la realización de esta investigación.
Al Biológo Enrique Castillo del Centro Nacional de Restauración del Ministerio de
Cultura por su asesoría y por facilitar la información requerida para la presente
investigación.
Al Centro Nacional de Restauración por facilitar las sustancias biocidas para llevar a
cabo el proyecto.
A la Facultad de Restauración de Bienes Muebles de la Universidad Externado de
Colombia, por la realización de los análisis correspondientes al material de los
monumentos.
A la Pontificia Universidad Javeriana, en especial al Laboratorio de Microbiología
Ambiental y a todas aquellas personas que trabajan allí y con las que compartí
durante la realización de este proyecto.
A David Gómez porque siguió paso a paso el desarrollo de esta investigación.
A Juan Carlos Giraldo por su colaboración y ayuda para la finalización del trabajo.
9
TABLA DE CONTENIDO
Pág.
1. INTRODUCCIÓN.................................................................................................1
2. MARCO TEORICO..............................................................................................3
2.1 BIODETERIORO..............................................................................................3
2.1.1 Tipos de Biodeterioro..............................................................................4
2.2 ROCAS SUSCEPTIBLES A BIODETERIORO.................................................4
2.3 CAUSAS DE DETERIORO DE LA PIEDRA.....................................................4
2.3.1 Factores Fisicoquímicos..........................................................................5
2.3.1.1 Acción del Agua.............................................................................5
2.3.1.2 Acción de gases de la atmósfera y polución del aire.....................9
2.3.1.3 Acción de sales solubles.............................................................10
2.3.1.4 Deterioro por cambios de temperatura........................................11
2.4 FACTORES MECÁNICOS..............................................................................13
2.5 FACTORES BIOLÓGICOS.............................................................................13
2.5.1 Acción de las bacterias.........................................................................17
2.5.1.1 Bacterias sulfúricas......................................................................18
2.5.1.2 Nitrobacterias...............................................................................18
2.5.1.3 Bacterias oxidantes de los silicatos.............................................19
2.5.1.4 Acción de los hongos...................................................................19
2.5.1.5 Algas y cianobacterias.................................................................20
2.6 PREVENCIÓN DEL DETERIORO DE LA PIEDRA........................................23
2.7 IMPORTANCIA DEL CONTROL AMBIENTAL ..............................................24
EN EL DETERIORO DE MONUMENTOS.....................................................24
2.8 CONTROL DE LOS BIOFILMS......................................................................26
2.8.1 Limpieza................................................................................................27
2.8.1.1 Limpieza mecánica......................................................................28
2.8.1.2 Limpieza química.........................................................................29
2.9 BIOCIDAS.......................................................................................................30
10
2.9.1 Biocidas oxidantes................................................................................31
2.9.2 Biocidas no oxidantes...........................................................................36
Pág.
2.9.3 Propiedades de un biocida desde el punto de vista ambiental.............40
3. OBJETIVOS......................................................................................................43
4. METODOLOGÍA................................................................................................44
4.1 Localización....................................................................................................44
4.2 Determinación del sitio de estudio..................................................................44
4.3 Muestreo.........................................................................................................44
4.4 Aislamiento de microorganismos....................................................................45
4.4.1 Recuento de bacterias aérobicas totales..............................................45
4.4.2 Recuento de hongos.............................................................................45
4.4.3 Ausencia / Presencia de algas y cianobacterias...................................45
4.4.4 Ausencia / Presencia de bacterias sulfato reductoras (BSR)................45
4.5 Microorganismos de ambiente........................................................................46
4.6 Identificación de microorganismos..................................................................46
4.6.1 Identificación taxonómica......................................................................46
4.7 Evaluación de sustancias biocidas.................................................................46
4.7.1 Determinación de la concentración mínima inhibitoria (CMI)..............47
4.7.2 Determinación de la concentración....................................................
mínima inhibitoria por dilución en tubo..................................................48
4.8 Análisis del material de monumentos..........................................................48
4.9 Análisis estadístico.......................................................................................48
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN..........................................................................50
5.1 Caracterización de monumentos....................................................................50
5.1.1 Monumentos “Primera y Segunda piedra” ...............................................
de la Casa del Congreso.....................................................................50
5.1.2 Monumento de la “Virgen del Carmen”.................................................52
5.1.3 Monumento “Casa del Molino”..............................................................52
5.1.4 Monumento “Molino de la Mesopotamia”..............................................53
5.1.5 Monumento “Museo Paleontológico”.....................................................54
11
Pág.
5.2 Aislamiento de microorganismos...................................................................54
5.2.1 Aislamiento de bacterias.......................................................................54
5.2.2 Aislamiento de levaduras......................................................................57
5.2.3 Aislamiento de hongos..........................................................................59
5.2.4 Ausencia / Presencia de algas y cianobacterias...................................61
5.2.5 Bacterias sulfato reductoras (BSR)
......................................................66
5.3 Microorganismos con incidencia durante...........................................................
los muestreos y comunes en los monumentos.............................................67 5.4 Recuento de bacterias, levaduras y hongos por monumento........................69
5.5 Microorganismos de ambiente........................................................................77
5.6 Efecto de biocidas...........................................................................................79
5.6.1 Efecto de P3-oxonia.............................................................................79
5.6.2 Efecto de Dimanin................................................................................82
5.6.3 Efecto del glutaraldehido.......................................................................85
5.6.4 Efecto del hipoclorito de sodio...............................................................88
6. CONCLUSIONES..............................................................................................92
7. RECOMENDACIONES.....................................................................................93
8. BIBLIOGRAFÍA.................................................................................................94
ANEXOS...............................................................................................................101
12
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Acción destructiva de la lluvia sobre la piedra...........................................7
Figura 2. Efecto de sales en la piedra....................................................................11
Figura 3. Presencia de líquenes sobre ruinas ...........................................................
en Villa de Leyva, Boyacá........................................................................14
Figura 4. Micrografía electrónica de biofilm............................................................14
Figura 5. Dibujo esquemático de la concepción sobre...............................................
la estructura de los biofilms en base a clusters microbianos...................15
Figura 6. Algas y cianobacterias aisladas de monumentos históricos....................21
Figura 7. Crecimiento de microalgas......................................................................22
Figura 8. Estación de control ambiental..................................................................25
Figura 9. Ubicación de monumentos en el plano de Villa de Leyva.......................50
Figura 10. Monumento “Primera piedra” ubicada en el patio......................................
interior de la Casa del Congreso..............................................................
en Villa de Leyva, Boyacá.....................................................................51
Figura 11. Monumento “Segunda piedra” ubicada en el patio....................................
interior de la Casa del congreso en Villa de Leyva, Boyacá................51
Figura 12. Monumento de la “Virgen del Carmen” en Villa de Leyva, Boyacá.......52
Figura 13. Monumento “Casa del Molino” en Villa de Leyva, Boyacá....................53
Figura 14. Monumento “Molino de la Mesopotamia” en Villa de Leyva, Boyacá....53
Figura 15. Monumento “Museo Paleontológico” en Villa de Leyva, Boyacá...........54
Figura 16 a. Coloración de Gram de Bacillus cereus.............................................55
Figura 16 b. Aislamiento de Bacillus cereus ..........................................................55
Figura 16 c. Aislamiento de Bacillus sphaericus.....................................................55
Figura 16 d. Aislamiento de Bacillus lentus............................................................55
Figura 16 e. Aislamiento de Bacillus brevis............................................................55
Figura 17 a. Microscopia de Cryptococcus albidus................................................58
.
13
Pág.
Figura 17 b. Aislamiento de Cryptococcus albidus............................................ .58
Figura 17 c. Microscopia de Rhodotorula rubra..................................................... 58
Figura 17 d. Aislamiento de Rhodotorula rubra......................................................58
Figura 18 a. Microscopia de Aspergillus Níger.......................................................58
Figura 18 b. Aislamiento de Aspergillus Níger........................................................60
Figura 18 c. Microspocpia de Aspergillus flavus.....................................................60
Figura 18 d. Aislamiento de Aspergillus flavus.......................................................60
Figura 18 e. Microscopia de Cladosporium sp. ......................................................60
Figura 18 f. Aislamiento de Cladosporium sp. .......................................................60
Figura 19. Microscopia de Cholorella sp................................................................63
Figura 20 a. Microscopia de Lyngbia sp.................................................................64
Figura 20 b. Microscopia de Nostoc sp..................................................................64
Figura 21 a. Medio API negativo para bacterias sulfato reductoras.......................67
Figura 21 b. Postgate’s medium negativo para bacterias sulfato reductoras.........67
Figura 22. Microorganismos de ambiente en Agar OGY........................................77
Figura 23. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con P3-oxonia............80
Figura 24. Halos de inhibición para hongos con P3-oxonia..................................80
Figura 25. Evaluación cualitativa de la CMI de P3-oxonia ......................................
para algas y cianobacterias..................................................................81
Figura 26. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con Dimanin ..............83
Figura 27. Halos de inhibición para hongos con Dimanin ....................................83
Figura 28. Evaluación cualitativa de la CMI de Dimanin ..........................................
para algas y cianobacterias. ................................................................84
Figura 29. Halos de inhibición para bacterias y levaduras ........................................
con glutraldehido....................................................................................86
Figura 30. Halos de inhibición para hongos con glutaraldehido.............................86
Figura 31. Evaluación cualitativa de CMI de glutaraldehido.......................................
para algas y cianobacterias .................................................................87
Figura 32. Halos de inhibición para bacterias y levaduras.........................................
14
con hipoclorito de sodio........................................................................89
Pág.
Figura 33. Halos de inhibición para hongos con hipoclorito de sodio.....................89
Figura 34. Evaluación cualitativa de al CMI de hipoclorito de sodio .......................... para algas y cianobacterias..................................................................90
Figura 35. Identificación de Bacillus cereus mediante api 50 CH.........................104
Figura 36. Identificación de Rhodotorua rubra mediante api 20 C AUX...............105
15
LISTA DE TABLAS Pág.
Tabla 1. Tipos de rocas que hacen parte de monumentos históricos......................5
Tabla 2. Bacterias encontradas en monumentos u on¡bjetos de piedra.................17
Tabla 3. Papel de las cianobacterias en el decaimiento de .......................................
los monumentos en piedra.......................................................................23
Tabla 4. Selección de agentes químicos para la limpieza química........................29
Tabla 5. Principales requisitos de un biocida para sistemas industriales...............31
Tabla 6. Biocidas comúnmente utilizados...............................................................40
Tabla 7. Concentraciones probadas de sustancias biocidas en ppm.....................47
Tabla 8. Concentraciones probadas de sustancias biocidas en %.........................47
Tabla 9. Características de bacterias aisladas de monumentos ...............................
en Villa de Leyva......................................................................................55
Tabla 10. Características de levaduras aisladas de monumentos ............................
en Villa de Leyva....................................................................................58
Tabla 11. Características de hongos aislados de monumentos ................................
en Villa de Leyva....................................................................................60
Tabla 12. Algas y cianobacterias aisladas de monumentos de piedra.......................
en Villa de Leyva....................................................................................62
Tabla 13. Características de algas aisladas de monumentos ...................................
en Villa de Leyva....................................................................................63
Tabla 14 Características de cianobacterias aisladas de monumentos.......................
en villa de Leyva.....................................................................................64
Tabla 15. Microorganismos que se repiten durante los cinco muestreos ..................
y comunes en los monumentos............................................................68
Tabla 16. Identificación de microorganismos de ambiente.....................................78
Tabla 17. Promedio de halos de inhibición para P3-oxonia ................................79
Tabla 18. Concentración ideal de P3-oxonia medida por .......................................
el nivel de significancia para los microorganismos aislados .....................
de monumentos en Villa de Leyva..........................................................81
Pág.
16
Tabla 19. Promedio de halos de inhibición para Dimanin.....................................82
Tabla 20. Concentración ideal de Dimanin medida por ..........................................
el nivel de significancia para los microorganismos.....................................
aislados de monumentos en Villa de Leyva............................................84
Tabla 21. Promedio de los halos de inhibición para glutaraldehido........................85
Tabla 22. Concentración ideal de glutaraldehido medida por.....................................
el nivel de significancia para los microorganismos ....................................
aislados de monumentos en Villa de Leyva............................................87
Tabla 23. Prome dio de halos de inhibición para hipoclorito de sodio.....................88
Tabla 24. Concentración ideal de hipoclorito de sodio medida por............................
el nivel de significancia para los microorganismos.....................................
aislados de monumentos en Villa de Leyva............................................90
17
LISTA DE GRAFICAS Pág.
Gráfica 1. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Primera piedra”.
en Villa de Leyva, Boyacá.......................................................................70
Gráfica 2. Recuento de hongos y levaduras (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Primera piedra”
en Villa de Leyva, Boyacá. ....................................................................70
Gráfica 3. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo
y septiembre de 2000 en el monumento “Segunda piedra”
en Villa de Leyva, Boyacá. ....................................................................70
Gráfica 4. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Segunda piedra”
en Villa de Leyva, Boyacá. ....................................................................71
Gráfica 5. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento
“Virgen de l Carmen” en Villa de Leyva, Boyacá......................................71
Gráfica 6. Recuento de hongos (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Virgen del Carmen”
en Villa de Leyva, Boyacá......................................................................71
Gráfica 7. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Casa del molino”
en Villa de Leyva, Boyacá......................................................................72
Gráfica 8. Recuento de hongos y levaduras (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Casa del Molino”
en Villa de Leyva, Boyacá. ....................................................................72
Gráfica 9. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Molino de la Mesopotamia”
en Villa de Leyva, Boyacá. ....................................................................72
Pág.
18
Gráfica 10. Recuento de hongos y levaduras (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Molino de la
Mesopotamia” en Villa de Leyva, Boyacá...........................................73
Gráfica 11. Recuento de bacterias (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Museo Paleontológico”
en Villa de Leyva, Boyacá. ..................................................................73
Gráfica 12. Recuento de hongos (Ulog) entre marzo y
septiembre de 2000 en el monumento “Museo Paleontológico”
en Villa de Leyva, Boyacá. ..................................................................73
Gráfica 13. Recuento de bacterias (Ulog) en seis monumentos
entre Marzo y Septiembre de 2000 en Villa de Leyva..........................76
Gráfica 14. Recuento de hongos y levaduras (Ulog) en seis monumentos
entre Marzo y Septiembre de 2000 en Villa de Leyva..........................77
19
1. INTRODUCCIÓN
Villa de Leyva, está situada a 2.125 m de altura sobre el nivel del mar, al pie de un
cerro de la cordillera oriental de los Andes, en el departamento de Boyacá (Mejia,
1994). Es uno de los lugares de América más rico en historia y tradiciones; posee un
patrimonio arqueológico, arquitectónico, artístico, religioso y ecológico de
excepcional importancia. Villa de Leyva, mediante el Decreto N° 3641 del 17 de
diciembre de 1954 fue declarada Monumento Nacional, debido a que es el
testimonio cultural y arquitectónico de la época colonial de la Nueva Granada. La
mayoría de los monumentos históricos están construidos principalmente por piedra
con cuarzo y silicatos.
La formación de biopelículas microbianas (biofilms) en los monumentos históricos
de piedra causa biodeterioro, lo cual hace evidente un daño estético, físico y
químico de los mismos. Este biodeterioro a través de la acción biológica de
microorganismos como bacterias, hongos, cianobacterias y algas causa alteraciones
físicas en el tamaño de los poros de las piedras, fisuras y rompimiento, cambios en
la circulación de la humedad, decoloración química de las superficies y finalmente
un deterioro acidolítico y oxido reductivo con el consecuente debilitamiento de las
estructuras minerales (Griffin et al. 1991; Warscheid & Krumbein, 1993). El
biodeterioro esta asociado a las condiciones climáticas y atmosféricas.
El tratamiento químico usado para prevenir o controlar el deterioro microbiológico es
el tratamiento con sustancias biocidas que posean propiedades óptimas tales como
un amplio espectro de inhibición microbiano, baja o nula toxicidad, presentar una
adecuada biodegradabilidad y compatibilidad con el material tratado (Videla, 1995).
Hoy día todo el patrimonio arquitectónico de Villa de Leyva conformado por
numerosos monumentos se conserva; y se hace necesario mantener un buen
estado de los inmuebles. Por ello es indispensable identificar los agentes
microbianos que pueden causar deterioro para proponer medidas de control que
20
contribuyan al estudio y salvaguardia de la integridad del patrimonio cultural,
asegurando su saneamiento, acondicionamiento y valorización.
21
2. MARCO TEÓRICO 2.1 BIODETERIORO
El biodeterioro se puede definir como un cambio indeseable en las propiedades de
un material y es causado por la actividad vital de los organismos (Hueck, 1998).
Referido a las propiedades culturales es el daño físico, químico y estético causado
biológicamente por agentes tales como los insectos, algas, líquenes, hongos y
bacterias sobre objetos, monumentos o construcciones de valor cultural (Beech,
1998).
El término biodeterioro ha sido usado por algunos autores como sinónimo de
biocorrosión pero, este es preferiblemente usado para denotar procesos
electroquímicos de disolución de metales, sin embargo, ambos son iniciados o
acelerados por microorganismos (Videla, 1996). El biodeterioro afecta un amplio
rango de materiales naturales tales como la madera, la piedra, materiales de
refinería y procesamiento de combustible, lubricantes o pinturas y también
estructuras tales como edificios, sistemas de transporte y vehículos (Allsopp & Seal,
1986). En muchos de estos casos el decaimiento natural del material no es
electroquímico, sino ocasionado por microorganismos, evento denominado
biodegradación y se refiere a las habilidades que poseen los microorganismos para
causar decaimiento en un material, a través de la formación de biopelículas
microbianas (Morton & Surman, 1996).
2.1.1 Tipos de biodeterioro
El deterioro de la piedra y de las esculturas y edificios hechos con este material
incluye el deterioro que con un examen superficial no se puede diagnosticar, y aquel
que es visible. El primero comprende la formación de fisuras capilares y de
microfisuras dentro de la piedra, un primer estado de descomposición, reacciones
químicas y todo lo que tiene que ver con el debilitamiento de la cohesión de los
componentes de la piedra; puede observarse por la formación de depósitos negros
o grises sobre la superficie de la piedra, la deformación causada por grietas y la
22
formación de biopelículas. Con el tiempo este deterioro se hace de tipo visible y
depende del tipo de piedra y de la naturaleza de los factores de deterioro, los cuales
se observan como grietas, fisuras, escamas, ruptura de la superficie, pulverización
de la piedra, despego de los depósitos y desmoronamiento de las partes internas de
la piedra en descomposición, causando deformación (Unesco, 1982).
2.2 ROCAS SUSCEPTIBLES A DETERIORO
Las piedras naturales y más precisamente las rocas, son el producto de procesos
geológicos que ocurren en la corteza terrestre. Sus propiedades químicas y físicas
dependen del género de roca y de la cantidad de minerales que posee (Tabla 1).
2.3 CAUSAS DE DETERIORO DE LA PIEDRA
Los síntomas de deterioro son causados por factores químicos, físicos, mecánicos y
biológicos y pueden considerase como naturales y frecuentes dentro de las piedras
debido a procesos normales de su envejecimiento. Su acción es permanente,
progresiva con el tiempo y se debe al deterioro natural de la piedra.
La supervivencia de estructuras antiguas revela los cambios que estas han tenido
desde su construcción ya que todas las construcciones tienen su ciclo de vida y
envejecen con la edad de sus materiales (Unesco, 1991).
Tabla 1. Tipos de rocas que hacen parte de los monumentos históricos
TIPOS DE ROCAS CARACTERÍSTICAS
ROCAS ERUPTIVAS - utilizadas dentro de monumentos históricos y esculturas - susceptibles al deterioro por alteración de
aluminosilicatos, cambios de temperatura - permeables - su resistencia esta dada por el feldespasto y cuarzo que
contiene ROCAS SEDIMIENTARIAS ARENISCAS - se encuentran en monumentos históricos
- permeabilidad
23
- areniscas con sílice son resistentes a factores químicos - deterioro por disolución, descomposición química,
cambios de temperatura y factores biológicos - los procesos de deterioro actúan en la superficie y
dentro de partes profundas y adyacentes a la superficie - presenta síntomas de deterioro por formación de
depósitos negros superficiales y un posterior descascaramiento
CALCÁREAS - constituyen el material de monumentos históricos - las calcáreas compactas de variedad cristalina son muy
resistentes y poco porosas - las calcáreas ligeras son muy porosas y permeables al
agua - calcáreas con carbonatos de magnesio poseen mayor
durabilidad Adaptado de UNESCO, 1982
2.3.1 Factores fisico-químicos
2.3.1.1 Acción del agua
El agua facilita los procesos de deterioro de las rocas ya sea de tipo químico,
biológico y en ciertos casos físico; además, puede actuar independientemente sobre
la piedra en aquellos sitios expuestos directamente a la intemperie.
El agua se infiltra dentro de ciertas piedras debido a sus propiedades de absorción
(higroscopicidad) y la condensación del vapor de agua se debe a variaciones de
temperatura y de humedad provocando la disolución, dilatación y pérdida de
algunos componentes de las rocas.
Sobre las rocas eruptivas y las areniscas que contienen sílice, la acción solvente del
agua es débil por la resistencia de los minerales de estas rocas, de manera que su
acción sobre las rocas eruptivas se enfoca únicamente a la superficie.
El agua disuelve una gran cantidad de carbonatos. El agua subterránea y el agua
de lluvia (Figura 1) se convierten en una solución de ácido carbónico al combinarse
con el dióxido de carbono de la atmósfera, esta solución ácida transforma el
24
carbonato de calcio y el carbonato de magnesio en bicarbonato ácido de calcio y
magnesio muy solubles.
CaCO3 + H2CO3 ↔ Ca (HCO3)2 (1)
Las sales ácidas formadas son muy solubles. La solución de carbonato de calcio no
se considera de carácter físico, sino que representa un proceso de solubilidad
química.
Los carbonatos ácidos, disueltos por el agua migran hacia la superficie, en tanto que
el agua se evapora, estos se depositan nuevamente como carbonatos neutros que
precipitan dentro de los poros superficiales de la piedra.
a b
Figura 1. (a y b) Acción destructiva de la lluvia sobre la piedra
(Birot, 1998)
Así mismo, la acción solvente del agua puede ser mecánica, pues ciertas arcillas
son muy absorbentes y el agua causa saturación disminuyendo la cohesión de la
roca. Su acción es más sensible sobre las areniscas que contienen cuarzo y sílice
que sobre aquellas que contienen minerales resistentes. Además, el agua puede
provocar la formación de ranuras típicas, que generalmente se observan sobre las
piedras calcáreas pues si la fuerza de adhesión entre las películas de agua y las
25
partículas constituyentes de la piedra son mayores que la adhesión interna, la piedra
se desintegra (Kozanecka, 1991).
§ Precipitación
La precipitación se refiere a los milímetros de lluvia que caen en un lugar dado
durante un año. Las condiciones mesofílicas existen cuando la precipitación es de
750 a 1250 mm3, y las condiciones de humedad prevalecen por encima de 1250
mm3 (Caneva et al. 1991).
Cuando las paredes de los monumentos reciben agua solo a través de
precipitaciones, el biodeterioro varía y hay colonización de microorganismos (Walter,
2000).
La humedad absoluta (HA) representa los gramos de agua contenidos en un metro
cúbico de aire. La humedad relativa (HR) es la relación entre el contenido de agua
de cierto volumen de aire y la cantidad máxima que puede contener ese volumen en
condensación. La HR influye en los procesos de evaporación, transpiración y en el
contenido de agua de los materiales. Por ejemplo, los materiales higroscópicos
como el papel pueden absorber altas cantidades de agua como función de un
incremento del HR (Caneva et al. 1991).
La temperatura también afecta la HR, cuando la temperatura aumenta, la energía
cinética de las moléculas de agua aumenta, y altas cantidades de agua pueden ser
contenidas en el mismo volumen, la absorción del agua por un sustrato depende de
muchos factores tales como la porosidad e higroscopicidad de materiales. Para
evaluar la susceptibilidad de un material al biodeterioro, no es suficiente conocer su
composición química, es necesario tomar en cuenta su capacidad de retención de
agua. El mortero es mucho más fácil de colonizar por los microorganismos que el
mármol, especialmente con relación a su alta porosidad. La porosidad de un
material no solo es una propiedad inherente sino también depende de la edad y
otros factores adversos que lo incrementan (Walter, 2000).
26
Los valores óptimos de RH para el crecimiento biológico son aquellos mayores de
60-70%. Las condiciones combinadas de altas temperaturas y alta humedad, como
en los países tropicales, son las más favorables para el ataque biológico sobre los
materiales (Contacuzino & King, 1999).
2.3.1.2 Acción de gases de la atmósfera y polución del aire
La acción de gases de la atmósfera sobre la piedra es un factor importante en su
deterioro. Además del CO2, los componentes del aire, como óxidos de azufre y de
nitrógeno, el sulfuro de hidrógeno, el cloruro de hidrógeno, el vapor de agua, las
partículas sólidas provenientes de carburantes y las partículas de polvo arrastradas
por el viento, provocan modificaciones dentro de los minerales de las rocas. Está
influencia de los gases o de sus soluciones produce reacciones de oxidación,
reducción y deshidratación que causan la descomposición de la roca (Unesco,
1982).
El oxígeno provoca la oxidación de ciertos compuestos como por ejemplo la
conversión de pirita en sulfato ferroso (2) que luego se oxida a sulfato férrico (3):
FeS2 +H20 + 3.5 O2 → FeSO4 + H2SO4 (2)
6 FeSO4 + 1.5 O2 + 3H2O → Fe2(SO4)3 + 2 Fe (OH) 3 (3)
Así, el ácido sulfúrico producido provoca nuevas transformaciones en la
descomposición del carbonato de calcio produciendo yeso, con efectos visibles
evidenciando un color blanco.
En la parte exterior de la piedra se forman depósitos de polvo de material mineral y
orgánico proveniente de los microorganismos que se adhieren fácilmente por la
humedad de la superficie y que ocasionan fracturas en la estructura de la roca.
Estos depósitos favorecen reacciones químicas y deterioro de naturaleza física
(Price, 1995).
27
2.3.1.3 Acción de sales solubles
Las sales transportadas por el agua son nocivas pues pueden provenir de procesos
químicos producidos dentro de la piedra y también de la polución proveniente de la
atmósfera. Las sales que se encuentran dentro de la solución saturante de la piedra,
que es porosa, se cristalizan fijándose por absorción o depositándose dentro de los
poros superficiales del material.
Las concentraciones grandes de sales se forman en aquellas partes donde existe
evaporación y dependiendo del género y de la cantidad de sales cristalizadas sobre
la superficie de la piedra, pueden formarse manchas. Las sales adoptan formas
grandes o pequeñas de cristales bien estructurados, creando depósitos compactos
en el interior de los poros (Birot, 1998).
La acción de deterioro de las sales sobre la piedra produce su desmoronamiento
debido a la cristalización y al aumento de volumen de los cristales dentro de los
poros. Las sales cristalizables causan daño dentro de los poros y las microfisuras de
la piedra, presión que provoca la deformación superficial, la desintegración granular,
descascaramiento o fisuras. Cuando la humedad aumenta la piedra se satura de
agua, las sales se disuelven y penetran dentro de las partes más profundas
ocasionando un nuevo cristalizamiento.
Si la concentración de sales aumenta, estas ocuparán los poros uniéndose
herméticamente y ejerciendo una fuerte presión que depende también de la
temperatura (Figura 2).
28
Figura 2. Efecto de sales en la piedra (Birot, 1998)
2.3.1.4 Deterioro por los cambios de temperatura
El factor físico principal en el deterioro de monumentos históricos es la temperatura,
interactuando los altos y bajos niveles con la porosidad y la conductividdad térmica
de los materiales. Los daños debidos a la congelación o a un excesivo calor causan
debilitamiento y desmoronamiento (Unesco, 1991).
Las causas directas del deterioro ocasionado por la temperatura son las diferencias
de la dilatación de los componentes de las piedras (minerales), la heterogenicidad
de su estructura y su conductividad térmica. En primera instancia se produce una
alteración en la cohesión de los minerales y después la disgregación granular de la
piedra, estas modificaciones se deben a diferentes coeficientes de dilatación térmica
de los minerales, que varía según el tipo de estos.
La desintegración granular recibe el nombre de sacarificación debido a que los
cristales blancos de calcita que se desmoronan parecen azúcar. El deterioro de este
29
tipo puede ocurrir en un clima desértico, donde la superficie de las piedras puede
alcanzar de 70 a 80 °C en el día y en la noche los 0°C (Unesco, 1982).
La temperatura afecta los organismos vivos por la influencia en la estructura de los
componentes moleculares de la célula (carbohidratos, proteínas, lípidos, etc.) y en la
cinética de las reacciones. Teóricamente, la vida existe en amplios rangos de
temperatura, pero la actividad metabólica se desarrolla en un rango más limitado.
Los organismos se adaptan a bajas temperaturas (especies de psicrófilos) tienen un
metabolismo entre 0 y 10°C y aquellos que se adaptan a muy altas temperaturas
(especies termófilas) de 40 a 70°C. La mayoría de los organismos, sin embargo,
tienen un rango óptimo entre los 15 y 35°C (especies mesófilas).
Usualmente, bajas temperaturas no favorecen el crecimiento biológico, solo
microorganismos que pueden deshidratar su estructura biológica son capaces de
resistir condiciones muy frías (Caneva et al. 1991). Cuando la temperatura aumenta,
el crecimiento biológico generalmente se incrementa a cierto nivel porque las
reacciones químicas son aceleradas, redoblando la velocidad con cada 10°C de
incremento. Las enzimas, sin embargo, tienen un valor óptimo de actividad a
temperaturas específicas las cuales determinan su preferencia con respecto a este
factor. A temperaturas muy altas (por encima de los 50-60°C) es peligroso porque
ocurren fenómenos negativos como disolución de lípidos o modificación de los sitios
activos de las enzimas (Walter, 2000).
2.4 FACTORES MECÁNICOS
Se consideran como factores mecánicos los agentes que provocan la alteración de
la piedra por medio de corrosión, fisuras o grietas (Unesco, 1992). El viento levanta
polvo de la superficie de la tierra y golpea con fuerza la superficie de las piedras
produciendo partículas abrasivas que causan deterioro y graves daños, en especial
en piedras calcáreas.
30
Otros tipos de deterioro mecánico son aquellos que provocan fisuras por una
tensión estática, degradación causada por vehículos (carros, volquetas, bicicletas),
o fisuras provocadas por la corrosión de metales que también hacen parte del
monumento. Estas alteraciones son observadas en los objetos de piedra porosa
(Hempel, 1988).
2.5 FACTORES BIOLÓGICOS
Se ha demostrado que el papel que juegan los microorganismos en el decaimiento
de los monumentos históricos tiene relación con condiciones climáticas y
atmosféricas y la microflora es básicamente determinada por las propiedades físicas
y químicas de los materiales de construcción. Los climas tropicales favorecen la
actividad deteriorativa de ciertos microorganismos, mientras que en zonas con clima
templado el biodeterioro se relaciona con la polución del aire (Gaylarde et al. 1996).
Además, la vegetación que recubre la superficie de las esculturas y de los
monumentos en piedra, como hiedras y líquenes (Figura 3) pueden producir
acciones devastadoras sobre los monumentos (Unesco, 1991).
Figura 3. Presencia de líquenes sobre ruinas en Villa de Leyva, Boyacá
La Autora
31
Los microorganismos forman consorcios microbianos o comunidades dentro de
biopelículas (biofilms) (Figura 4) que producen efectos sinérgicos incapaces de ser
originados por las especies en forma aislada (Videla, 1995).
Figura 4. Micrografia (10 µµm) de biofilm
(Gaylarde, 1999)
Los biofilms pueden ser considerados como una matriz gelatinosa de material
polimérico extracelular (MPE), ácumulos microbianos llamados “clusters” (Figura 5)
y canales intercomunicantes en donde el flujo sería esencialmente controlado por
convección más que por difusión (Videla, 1995).
Figura 5. Dibujo esquemático de la concepción actual sobre la estructura de
los biofilms en base a clusters microbianos
(Videla, 1995)
32
Varios estudios realizados por Gaylarde (1998), indican que el daño causado por
biodeterioro se debe en su gran mayoría a los productos de la actividad metabólica
de los microorganismos, productos de carácter ácido y material polimérico
extracelular (MPE). Además, la actividad metabólica genera consumo de oxígeno,
producción de compuestos inorgánicos químicamente agresivos (ej. sulfuros) y
enzimas que promueven gradientes químicos en la superficie del material,
conllevando a su deterioro (Beech, 1998).
El MPE está constituido por polisácaridos producidos por la célula, proteínas,
lípidos, ácidos nucleicos (Gaylarde, 1999), un elevado contenido de agua,
aproximadamente el 95 % de la masa, células microbianas y detritos inorgánicos
variados (Videla, 1995); los polisácaridos actúan como adhesivos que atrapan polvo
y otras partículas, incrementando los efectos de desfiguración del biofilm y haciendo
a la estructura más difícil de limpiar. Las reacciones que se producen entre los
metabolitos microbianos y la superfricie involucrada tienen lugar por debajo del
biofilm o dentro de su estructura (Gaylarde, 1999).
El biodeterioro causa alteraciones físicas en el tamaño de los poros en las piedras,
fisuras y rompimiento, cambios en la circulación de la humedad, decoloración
química de las superficies de las piedras y finalmente un deterioro acidolítico y oxido
reductivo y consecuentemente debilitamiento de las estructuras minerales (Griffin et
al. 1991; Warscheid & Krumbein, 1993).
El concreto es uno de los materiales que es colonizado por algas, líquenes,
bacterias y hongos. Los microorganismos son capaces de obtener calcio, aluminio,
silicatos, hierro y potasio del concreto por biosolubilización.
Este es un proceso que envuelve la producción por algas, líquenes y hongos, de
ácidos como: glucónico, itacónico, 2- cetoglucónico y cítrico (Warscheid, 1990), que
atacan y degradan el concreto por la disolución de una porción binaria de calcio y
conllevan a la degradación de productos como yeso, calcita, glauconita, dolomita,
33
etringita y cuarzo. La liberación de ácidos hace que el pH del lugar donde se
producen los ácidos sea bajo.
Petersen et al. (1988) reportaron hongos aislados de monumentos de piedra
arenisca y comprobaron que la formación de ácidos orgánicos e inorgánicos
favorece la degradación de las rocas y materiales de silicatos y así mismo de los
monumentos de piedra. Los mayores productores de ácidos son Acremonium sp.,
Aspergillus puniceus, Fusarium oxysporum, Mucor hiemalis, Penicillium expansum y
Penicillium nigricans .
Además, las bacterias y los líquenes causan la pérdida de los materiales de
construcción por la producción de ácidos que reaccionan químicamente con la
estructura del material. Ejemplo de esto son las bacterias sulfato reductoras (BSR)
que crecen sobre la piedra y los líquenes y hongos que producen ácidos que atacan
la piedra haciendo que esta se vuelva “vidriosa”.
Los líquenes de color naranja grisáceo y verde azul son los principales agentes
causales del alteración de las piedras o de la roca debido a la producción de ácidos
oxálicos (Unesco, 1991).
La biopelícula puede tomar una variedad de colores; por ejemplo, algunas de las
algas que crecen sobre las superficies de las piedras o del concreto usualmente son
de color verde, rojo o café y derivan su energía de la luz del sol, además, necesitan
una cantidad moderada de agua para sobrevivir. Los mohos normalmente crecen
sobre la roca como parches que pueden extenderse como capas grisáceo-verdosas,
negras o café (Feilden, 1982).
2.5.1 Acción de las bacterias
Existen varios microorganismos autotrofos como las bacterias sulfúricas, las
nitrobacterias y las bacterias oxidantes de silicatos, que causan daños serios en los
bienes culturales de piedra, beneficiándose de condiciones de temperatura (25-
30°C) y de humedad del 90% (Unesco, 1982).
34
La actividad de estos microorganismos es constante sobre las rocas calcáreas y
areniscas (Tabla 2).
Tabla 2. Bacterias encontradas en monumentos u objetos de piedra
TIPO DE BACTERIA
CARACTERÍSTICA
Bacterias anaerobias
reductoras del azufre
Reducen en sulfuros los sulfatos que son introducidos
en la piedra por medio de las aguas subterráneas, así
las bacterias aerobias oxidantes del azufre, que oxidan
en sulfatos los sulfuros se encuentran en el interior de
los poros de la piedra
Nitrobacterias Descomponen los carbonatos de calcio con la ayuda de
ácidos nítricos y nitrosos que ellas mismas producen.
Bacterias oxidantes de
silicatos
Producen ácido 2-cetoneglucónico que destruye las
sustancias de la piedra.
Tomado de Kozanecka, 1991.
2.5.1.1 Bacterias sulfúricas
El mecanismo fundamental de las bacterias sulfúricas está estrechamente ligado a
la presencia de azufre dentro de la piedra en forma de compuestos reducidos u
oxidados. Los compuestos de azufre reducido se infiltran desde el suelo y penetran
hacia la parte alta de la piedra en donde se encuentran superficies húmedas y
bacterias aerobias del tipo Thiobacillus thioxidans y Thiobacillus thioparus, las
cuales oxidan los compuestos del azufre, previamente reducidos en ácido sulfúrico
(en presencia de sulfuro de hidrógeno) y en sulfatos (en presencia de sulfitos).
Thiobacillus thioxidans puede producir hasta 5% de ácido sulfúrico y 1 x 106
células/gramo de piedra (Unesco, 1991), encontrándose en mayor cantidad en las
piedras que contienen compuestos de azufre y que presentan síntomas de
destrucción avanzado, que dentro de las piedras sanas.
35
Las destrucciones causadas por las bacterias nombradas anteriormente también se
encuentran tanto en los monumentos en piedra de los grandes centros urbanos
(principalmente dentro de las zonas industriales), como dentro de las regiones
rurales.
2.5.1.2 Nitrobacterias
Las nitrobacterias también poseen un papel importante dentro de los procesos de
deterioro de los bienes culturales en piedra. Estas bacterias aerobias encuentran
condiciones favorables para su desarrollo dentro de las partes próximas a la
superficie y oxidan el amoniaco contenido dentro del agua de lluvia, polvo, hollín,
excrementos de pájaros conviertiéndolo en ácido nitroso y nítrico (Koestler et al.
1985), los cuales descomponen el carbonato de calcio siendo aprovechado el CO2
en la producción de biomasa. Los iones de calcio se ligan a los radicales ácidos
para formar los nitratos y los nitritos solubles en agua y fácilmente arrastrados por el
agua de lluvia.
El síntoma característico de la acción destructiva de las nitrobacterias es la
degradación de la superficie de la piedra, que en principio es porosa y finalmente
termina convertida en polvo (de color amarillo muy claro). Este tipo de deterioro se
manifiesta en ambientes descubiertos (generalmente encima de la zona de
infiltración del agua subterránea), también en ambientes expuestos a la acción de la
intemperie y otros factores atmosféricos, o en ambientes donde hay estancamiento
del agua, dentro de los huecos horizontales de la construcción (Laurie & Ranken,
1998).
2.5.1.3 Bacterias oxidantes de los silicatos
Además de las bacterias autotróficas, los investigadores británicos han revelado la
presencia de ciertas bacterias heterótrofas del suelo dentro de las rocas calcáreas y
silico-calcáreas. Estas bacterias producen, entre otros, el ácido 2-cetoglucónico
36
nocivo para la piedra y activan la disolución de fosfatos de calcio, de silicatos y de
aluminosilicatos que no se disuelven fácilmente (May et al. 1993).
2.5.1.4 Acción de los hongos
Además de los compuestos inorgánicos, en la piedra también se encuentran
sustancias orgánicas provenientes de pinturas, de productos hidrófobos, como por
ejemplo la albúmina, la caseína, aceite de lino, las resinas naturales, la cera, etc.
Con el transcurso de los años ciertas sustancias son depositadas sobre las
superficies como finas partículas de polvo compuestas por diversos materiales
orgánicos y forman una fuente de carbono suficiente para numerosos
microorganismos (Resende et al. 1996).
El desarrollo de los hongos y las bacterias exige un cierto grado de humedad,
siendo ideal entre 50 y 98 % de humedad relativa, de modo que hay presencia de
hongos en las superficies de las piedras situadas al nivel del suelo y sobre algunas
partes donde hay infiltración del agua subterránea. Además, las condiciones
térmicas son importantes: de 0 a 5°C de temperatura mínima, de 20 a 30°C de
temperatura óptima y de 40 a 50 °C de temperatura máxima (Griffin et al. 1991).
Así mismo, la proliferación de los hongos depende del pH por lo que es frecuente
encontrarlos en el interior de las piedras donde se produce ácido sulfúrico,
carbónico, etc (Warscheid & Krumben, 1993). Las calcáreas o las piedras que en su
composición minerealógica contienen CaCO3, que se descompone por la acción de
ácidos y libera CO2 y H2O, son las más sujetas a este tipo de destrucción.
Los pigmentos producidos por el micelio filamentoso producen un cambio de
coloración en las partes expuestas de la piedra, los ácidos orgánicos liberados por
los hongos (oxálico, cítrico, succínico, acético y otros) forman junto con los
compuestos de calcio, de hierro, de potasio y otros, las sales como acetatos, citratos
y otros compuestos semejantes.
37
Hongos como Tricothecium sp. son conocidos como productores de ácidos
orgánicos, y han sido reportados como los principales microorganismos
involucrados en el deterioro de piedras de calcita y dolomita (Koestler et al. 1985);
así mismo hongos productores de ácidos han sido aislados de monumentos de
piedra calcárea en Brazil (Resende et al. 1996).
2.5.1.5 Algas y Cianobacterias
Gaylarde & Gaylarde (1998) muestran la abundancia de algas y cianobacterias en
las construcciones mayas en la Península de Yucatán (Figura 6).
Figura 6. Algas y Cianobacterias aisladas de monumentos históricos
(Gaylarde & Gaylarde, 1998)
Se encontraron géneros de cianobacterias como Xenococcus sp., Gloeocapsa sp.,
Synechocystis sp., muchos de los cuales eran encapsulados. Las cápsulas son
estructuras importantes para la retención de humedad y para la prevención del daño
celular por deshidratación (Bewley, 1999) y también como protección contra
depredadores (Goarant et al. 1994). Los pigmentos presentes en las células o
cápsulas actúan como absorbentes de luz solar y confieren resistencia al UV (Roy,
1997).
Las cianobacterias están involucradas en el deterioro (Tabla 3) y pueden depositar
CaCO3 en presencia de luz y solubilizarlo en la noche por el cambio en las
concentraciones de bicarbonato (Figura 7). Sin embargo, pueden disolver la piedra
38
por la producción de ácidos como lo demostró Van der Oost et al. (1989) en
investigaciones desarrolladas con Cyanothece que lleva a cabo una fermentación
ácido mixta y demostrando la capacidad de digestión de carbonato por parte de las
células apicales de un grupo de Pleurocapsales.
Los fotótrofos también pueden participar en el proceso de deterioro de forma
indirecta pues la muerte de cianobacterias induce el crecimiento de algunos hongos
que producen una variedad de ácidos orgánicos e inorgánicos, los cuales pueden
desmineralizar varios sustratos de la piedra (Griffin et al. 1991).
Figura 7. Crecimiento de microalgas
(Van Der Oost et al. 1989)
39
Tabla 3. Papel de las cianobacterias en el deterioro de los monumentos de
piedra.
FUNCIÓN DE LAS CIANOBACTERIAS
1 Adhesión de las cianobacterias a pequeñas fisuras.
2 Crecimiento dentro de las fisuras
3 Toma de agua y expansión de la masa celular, aumentando la presión dentro
de la estructura
4 Precipitación de carbonatos y oxalatos alrededor de las células
5 Abertura de las fisuras debido a la presión interna
6 Entrada de polvo, granos de polen, etc.
7 Muerte parcial de cianobacterias y establecimiento de bacterias, hongos y
animales pequeños como ácaros dentro de las fisuras
8 Incremento de la presión interna que actúa sobre las capas superficiales de
la estructura conllevando a un desprendimiento.
Tomado de Danin & Caneva (1990)
2.6 PREVENCIÓN DEL DETERIORO DE LA PIEDRA
El estado de deterioro de la mayoría de los monumentos en piedra, puede ser
considerado como alarmante. Los métodos de conservación profilácticos son
negligentes y raramente aplicados. Los objetos en piedra se desmoronan y se
desintegran.
En general, estos no son sometidos a una restauración total, lo cual puede causar
alteraciones irreversibles. Por ello, es conveniente llevar a cabo una restauración
40
adecuada que garantice la preservación permanente de los bienes culturales, de
modo que el patrimonio artístico, histórico y cultural mantengan su autenticidad.
La escogencia de métodos y técnicas para la conservación se basa en las causas
de alteración y en la naturaleza de las piedras.
La actividad profiláctica, puede ser entendida como la prevención del deterioro a
través de la limitación de factores causantes del inicio de este, en otras palabras el
objetivo es prevenir los cambio nocivos dentro del objeto de estudio (Price, 1995).
Trabaja sobre dos aspectos; el primero comprende los cambios de la piedra
causados por factores que aceleran el proceso de deterioro y se busca una limpieza
sistemática de la superficie de la piedra a fin de prevenir en los poros superficiales la
formación de depósitos y la infiltración de sustancias solubles en el agua, la
formación de sales, el establecimiento de factores biológicos, el efecto de cambios
bruscos de temperatura y el deterioro mecánico, además de la acción preventiva
contra la acción de los agentes químicos. Esta práctica profiláctica permite mantener
en buen estado los edificios, las esculturas y todos los monumentos de piedra a fin
de prevenir su deterioro.
El segundo aspecto de la conservación profiláctica es la protección de las piedras
mediante la aplicación de sustancias adecuadas. Este tipo de operación debe ser
evaluado para prevenir una modificación en las propiedades de la piedra. Las
sustancias pueden actuar de manera temporal o durable, ello depende de la
composición y la aplicación adecuada de estas (Price, 1995).
2.7 IMPORTANCIA DEL CONTROL AMBIENTAL EN EL DETERIORO DE
MONUMENTOS
Al comenzar un proyecto de campo en un sitio histórico, es esencial determinar las
condiciones ambientales circundantes para tener un entendimiento de las fuerzas de
deterioro que estén actuando sobre el mismo (Contacuzino & King, 1999).
41
Para los conservadores y administradores de sitios, esta información les ayuda a
desarrollar un plan efectivo para la conservación del sitio. Lamentablemente, en la
mayoría de los sitios históricos, pocas veces están disponibles los datos
ambientales. Generalmente, ni siquiera existe en el área una estación de control
climático.
En 1990, adaptando tecnologías existentes en el campo de la ciencia ambiental, la
agricultura y la ingeniería industrial, se desarrolló un sistema de control ambiental en
el Instituto GCI (Getty Conservation Institute) para recoger datos pertinentes a la
conservación de importantes sitios históricos (Figura 8). Este sirve para la
preparación de un análisis integral de las posibles causas de deterioro de un sitio
reuniendo datos sobre el clima, el microclima y las condiciones del subsuelo, así
como sobre las condiciones ambientales creadas por la actividad humana. El
sistema utiliza sensores electrónicos de avanzada, un registrador de datos y
comunicaciones de datos para el control autónomo, remoto y de gran capacidad del
sitio. Como tal, representa un importante adelanto sobre los dispositivos de control
manuales que usaban antes los conservadores (Throsby, 1999).
Figura 8. Estación de Control Ambiental (Contacuzino & King, 1999)
42
Esta estación de control de mínimo mantenimiento está alimentada por un panel
solar conectado a una batería recargable y puede configurarse según los requisitos
de un proyecto de conservación particular. Sensores para medir la velocidad y
dirección del viento, la intensidad de la radiación solar, la temperatura del aire, la
humedad relativa y las precipitaciones son parte común del sistema. Además, el
sistema puede proporcionar información sobre la presencia de anhídrido carbónico,
oxígeno y la humedad del suelo, así como registrar otras condiciones, tales como la
temperatura del suelo y el subsuelo, condensación del rocío y fatiga estructural.
Todos o algunos de los sensores se activan a intervalos prefijados y los datos que
se procesan son registrados en el sistema durante un período programado. El
sistema opera automáticamente las 24 horas del día por un período prolongado. Los
datos registrados se transfieren de la estación de control a una computadora
personal que produce discos de datos para análisis posterior (Throsby, 1999).
Las estaciones de control ambiental se han instalado en muchos sitios históricos
donde el GCI ha realizado proyectos de conservación de campo. Entre estos sitios
se incluyen Belice, Bolivia, China, la República Checa, Ecuador, Egipto y Estados
Unidos. Así mismo, las estaciones pueden proporcionar perspectivas útiles sobre las
condiciones ambientales, llevando la cuenta de los visitantes para identificar su
efecto sobre el microambiente dentro de edificios y estructuras subterráneas tales
como cuevas y tumbas. Esta información permite a los administradores de sitios
desarrollar planes apropiados para el manejo de visitantes.
2.8 CONTROL DE LOS BIOFILMS
El biofouling puede ser genéricamente considerado como la acumulación indeseable
de depósitos de naturaleza biológica en una superficie. Estos depósitos pueden
contener microorganismos (microfouling) o macroorganismos (macrofouling). El
microfouling puede definirse como la resultante de la acumulación de biofilms
microbianos compuestos por microorganismos, incluidos en una estructura de
material polimérico segregado por los mismos microorganismos, material particulado
de origen diverso y principalmente por agua, que representa más de un 90 % del
biofilm (Geesey, 1982).
43
2.8.1 Limpieza
Los métodos empleados para prevenir el biodeterioro deben considerar la inhibición
del crecimiento o actividad metabólica de los microorganismos y la modificación de
características del ambiente donde se desarrolla el proceso de deterioro.
Es importante señalar que en la selección del método de tratamiento se deben
considerar también las características del sistema, condiciones ambientales,
materiales y estructurales del monumento.
Considerando que la limpieza en general está orientada a la remoción de depósitos,
se reconocen dos tipos principales de depósitos:
a. Incrustaciones (scaling)
b. Sedimentos o limo (slime)
Las incrustaciones son depósitos cristalinos, duros, formados por la precipitación de
material disuelto de los cuales los más comunes son: carbonato, sulfato y silicato de
calcio. La formación de incrustaciones es función de diversas variables tales como
temperatura, concentración de especies químicas incrustantes, pH, calidad del agua
y condiciones hidrodinámicas.
En el tratamiento de las incrustaciones se usa un grupo de compuestos de buena
relación entre costo y efectividad, como polímeros de fosfatos inorgánicos (sales de
pirofosfato, tripolifosfato y hexametafosfato), fosfanamatos (AMP y HEDP) de mayor
estabilidad a la hidrólisis que los polifosfatos y los polímeros orgánicos del tipo de
los policarboxilatos (poliacrilatos, polimetacrilatos, polimaleatos y sus copolímeros)
(Videla, 1995). El agregado de estas sustancias para control de las incrustaciones
debe ser valorado en función de su compatibilidad con los biocidas para el control
del biofouling y los inhibidores de corrosión para preservar el material.
44
Los sedimentos o limos son depósitos formados por material en suspensión que
sedimenta o se adhiere a las superficies. Se pueden citar barros, óxidos metálicos,
limo bacteriano, aceite, depósitos relacionados con el tratamiento químico (fosfato
de hierro) y contaminantes del proceso. Los sedimentos son causados por un
fenómeno físico y en algunos casos puede ser necesaria su remoción a través de
filtración o el uso de agentes dispersantes para mantener las partículas
suspendidas.
2.8.1.1 Limpieza mecánica
La limpieza mecánica comprende cualquier método, capaz de remover por un medio
físico el material depositado sobre la superficie. Incluye cepillado, esferas limpiantes
o con lanzas de agua, etc., y se aplican para remover lodos, escamas,
incrustaciones y las bacterias asociadas a diferentes materiales (Videla, 1995).
La limpieza mecánica puede ser usada para remover los depósitos asociados con la
biocorrosión y biodeterioro, aplicada correctamente es efectiva para remover la
mayoría de los depósitos biológicos así como también los óxidos de la superficie
metálica.
La limpieza mecánica se debe acompañar de enjuagues con agua más un agente
biocida a fin que esta combinación elimine de la superficie los microorganismos
responsables de la corrosión y biodeterioro microbiológico (Videla, 1995).
2.8.1.2 Limpieza química
La limpieza química generalmente se aplica después de la limpieza mecánica y es
más efectiva para limpiar espacios confinados y zonas de ataque localizado. Los
productos usados incluyen ácidos minerales y orgánicos o quelantes (Tabla 4).
45
Tabla 4. Selección de agentes para limpieza química
AGENTE TIPO DE DEPÓSITO INORGÁNICO
QUIMICO
Carbonatos Fosfatos Sulfuros Oxidos de
Hierro
Oxidos de
cobre
Acido sulfúrico - - - x -
Acido cítrico - - - x -
Acido
clorhídrico
x x x x x
Acido
sulfámico
x - - - -
Acido fosfórico x - - x -
Acido fórmico x x - x -
EDTA x x - - -
Tomado de Videla, 1995.
- Ácidos minerales, tales como el clorhídrico, sulfúrico y sulfámico usados con
inhibidores para disminuir el ataque de los mismos sobre el metal. Los ácidos
fosfórico, crómico y nítrico también son usados bajo ciertas especificaciones.
- Ácidos orgánicos como el fórmico, acético, cítrico son ácidos débiles y son
menos corrosivos que los ácidos minerales, pudiendo ser utilizados en sistemas
incompatibles con los inihibidores o que necesitan sucesivas limpiezas. Estos
ácidos se unen a los iones metálicos disueltos y ayudan a eliminarlos cuando la
superficie es limpiada.
- Quelantes son aquellos compuestos orgánicos e inorgánicos, que tienen la
propiedad de formar complejos con iones metálicos, como ejemplos de
quelantes se pueden citar el ácido etilen-diamino tetracético (EDTA) o su forma
n-hidroxietilada (HEDTA) los cuales son efectivos para remover óxidos de hierro
y de cobre pero inefectivos para depósitos de carbonatos, fosfatos e
incrustaciones. Tienen una fuerte dependencia con el pH (Gónzalez & Videla,
1995).
46
Los lavados con sustancias tóxicas son utilizados para eliminar algas, líquenes y
mohos. Los líquenes y las algas pueden ser removidos con lavados de amonio
diluido, mientras que crecimientos más fuertes pueden ser eliminados por aspersión
con formalina. En zonas extensas se puede rociar con una solución de 25 g/L de
agua con silicofluoruro de zinc o pentaclorofenato de sodio (Feilden, 1982).
2.9 BIOCIDAS
El tratamiento químico por excelencia usado para prevenir o controlar el deterioro
microbiológico es el tratamiento con biocidas. Estos compuestos o combinación de
estos son capaces de inhibir y/o eliminar el crecimiento microbiológico; pueden ser
inorgánicos como el cloro, ozono, bromo, etc., u orgánicos como la isotiazolina,
compuestos de amonio cuaternario, aldehídos como glutaraldehído y acroleína etc.
La desinfección de cualquier sistema utilizando biocidas debe cumplir con tres
funciones, bactericida, fungicida y alguicida (Ferrari et al. 1995). Esto hace que
aparezca el concepto de polivalencia de los biocidas relacionada con el grupo o la
especie microbiana. La efectividad del biocida depende de la naturaleza de los
microorganismos a eliminar y la selección del material sobre el cual se va a tratar,
por lo que se recomienda que se haga su ensayo preferiblemente en las
condiciones de operación o en su defecto a nivel de laboratorio, para determinar la
dosis óptima así como el componente activo más apropiado para el sistema que se
va a tratar (Videla, 1995) teniendo en cuenta los requisitos exigidos (Tabla 5).
Tabla 5. Principales requisitos de un biocida para sistemas industriales
ü Selectividad para los microorganismos a eliminar ü Capacidad de mantener su efecto inhibidor frente a la acción de otras
sustancias presentes en el medio bajo condiciones similares de operación ü No ser corrosivo para los sistemas donde se aplique ü Presentar una adecuada biodegradabilidad
ü Bajo costo Tomado de Videla, 1995
47
2.9.1 Biocidas oxidantes
Los efectos de los agentes oxidantes que se tratan a continuación son la
inactivación de proteínas enzimáticas (convirtiendo los radicales -SH en disulfuros -
S-S-). Además, los más potentes también atacan radicales amino, el grupo indol
(presente en el triptófano), y la tirosina (González & Videla, 1995). Los más
comunes son el cloro, bromo, ozono y peróxido de hidrógeno.
§ Cloro
El cloro es utilizado frecuentemente bajo la forma gaseosa e hidroliza para formar
ácidos hipocloroso (HCLO) y clorhídrico:
Cl2 + H2O → HOCl + HCl (4)
El ácido hipocloroso es la especie activa y se disocia en función del pH:
HOCl → H + OCl- (5)
A un valor de pH de 7.5 existen concentraciones iguales de ácido hipocloroso y su
ion, mientras a pH más alcalinos el equilibrio se desplaza a favor del ion y para un
valor de pH de 9, todo el cloro se encuentra como ion hipocloroso de baja acción
biocida. Debido a este equilibrio sensible a las variaciones de pH, el intervalo de 6.5
a 7.5 es considerado como ideal para la acción biocida ya que valores de pH
menores podrían acelerar la corrosión. Tratamientos continuos a concentraciones
de 0.1 a 0.2 mg/l son frecuentes aunque tratamientos intermitentes requieren
concentraciones entre 0.5 – 1.0 mg/l el cloro es un excelente bactericida y alguicida
a pesar que recientemente se ha encontrado que la concentración efectiva de cloro
se ve reducida considerablemente cuando debe penetrar los biofilms bacterianos
(De Beer, 1994).
Propiedades biológicas: el cloro es un poderoso agente oxidante que se combina
fácilmente con el protoplasma formando uniones N-Cl estables con las proteínas. Es
48
tóxico para todos los organismos vivos y en alta concentración produce una
verdadera acción devastadora sobre las células (Videla & Salvarezza, 1984).
El ácido hipocloroso producto de la combinación del cloro gaseoso con el agua es
un poderoso agente oxidante, que difunde fácilmente a través de la pared celular de
los microorganismos y reacciona con compuestos citoplasmáticos para producir
enlaces cloro-nitrógeno estables con las proteínas celulares.
El cloro oxida los sitios activos de ciertos grupos sulfhidrilos (SH-) de algunas
coenzimas que constituyen etapas intermedias en la producción de ATP
(adenosintrifosfato), que es esencial en el proceso de respiración celular.
Está determinado que el ácido hipocloroso es 20 veces más efectivo (reactivo) como
microbicida que el ion hipoclorito (ClO-).
Generalmente, las algas son más fáciles de erradicar que las bacterias. Si hay gran
cantidad de algas, solo mueren las de la superficie, porque son más fácilmente
alcanzadas por el cloro disuelto. El cloro también es buen bactericida. Por ejemplo,
destruye bacterias del género Aerobacter sp. y Pseudomonas sp. en menos de 5
minutos en soluciones neutras a concentraciones menores de 0.1 ppm de cloro a
20-25 ºC (Videla & Salvarezza, 1984).
Un hecho importante lo constituye la capacidad del cloro de destruir esporas a bajas
concentraciones. No obstante, bacterias sulfatoreductoras del género Desulfovirio
sp. son resistentes al cloro.
§ Hipocloritos
Otras fuentes de cloro son las sales del ácido hipocloroso como el hipoclorito de
sodio (NaOCl) o de calcio (Ca(OCl)2) que funcionan de igual manera que el cloro
gaseoso. El dióxido de cloro (ClO2) es también usado como sustituto del cloro
gaseoso, especialmente por su condición de no formar ácido hipocloroso y
proporcionar una relación costo/beneficio más ventajosa que el cloro en
determinadas condiciones operacionales (Videla, 1995).
49
§ P3 – Oxonia
P3- oxonia es un rápido desinfectante de acción directa, no espumante, a base de
una estabilizada combinación de peróxido de hidrógeno y ácido peracético
(CH3COOH + H2O2) Es un líquido de color claro, especialmente notable por su gran
eficacia, a bajas temperaturas, contra todo tipo de microorganismos, incluyendo
esporulantes y virus. Permite ahorrar costos energéticos, si se aplica a mayores
temperaturas se acelerará su rapidez de acción reduciéndose el tiempo de trabajo.
Por su composición permite, además de su acción inmediata, una acción
prolongada. Esta propiedad lo hace adecuado para la desinfección por reposo
durante las pausas largas de trabajo.
A las concentraciones de empleo indicadas (entre 0.05% y 3%) es prácticamente
inodoro, tiene un pH = 1. El producto puro tiene un olor picante (Henkel, 1997); es
miscible en agua a cualquier proporción y puede utilizarse como aditivo
desinfectante en soluciones limpiadoras ácidas (P3- HOROLITH 283, P3-PE 4
ESPECIAL, P3- HOROLITH V). La concentración del limpiador ácido puede ser
hasta del 3 %. Estas mezclas pueden ser controladas mediante medidores de
conductibilidad.
Las disoluciones de P3-oxonia no hacen espuma y el producto puro es estable
durante un año entre las temperaturas de 20°C – 35°C, siempre que se evite la
exposición a los rayos solares y los envases se mantengan tapados (Henkel, 1997).
Propiedades biológicas: P3-oxonia es oxidante y un agente modificador de
grupos funcionales en los microorganismos; se ha descrito que el ácido peracético
actúa primero sobre las lipoproteínas en la membrana celular (Leaper, 1984) y que
además, tiene una acción destructiva sobre todos los componentes proteínicos de
la célula y los sistemas enzimáticos. El efecto microbicida del peróxido de
hidrógeno se relaciona con la oxidación de sistemas biológicos activos sobre las
50
células microbianas las cuales son destruidas. P3-oxonia activo es un producto
bactericida, fungicida, virucida y esporicida (Henkel, 1997).
§ Ozono
Debido a las mayores restricciones impuestas en los últimos años al uso de
biocidas, con motivo de la creciente concientización respecto a la preservación del
medio ambiente, el ozono (O3) puede ser considerado como el biocida ideal por su
alto poder oxidante, su concentración residual mínima; su baja agresividad hacia la
mayoría de los metales estructurales (incluso el acero al carbono) lo hace seguro
desde el punto de vista de la corrosión y el deterioro y su capacidad anti-incrustante
que si bien aún no está todavía documentada, sería una ventaja adicional.
Concentraciones de 0.2 mg/l son efectivas para controlar un sistema con baja
contaminación orgánica; en general bajas concentraciones estables entre 0.01-0.05
mg/l son suficientes para evitar la formación de biofilms, si bien sobre superficies
conteniendo depósitos biológicos, concentraciones entre 0.2 y 1.0 mg/l son
necesarias para poder desprender el biofouling (Ferrari et al. 1995). En sistemas
industriales de refrigeración el pH se mantiene entre 8 y 9 (Banks, 1991). Un
adecuado balance entre las ventajas y desventajas del ozono como biocida de
elección debe considerar su efectividad en reemplazo del cloro, su efecto sobre los
materiales estructurales del sistema y su relación costo/beneficio en reemplazo de
un tratamiento biocida convencional.
Propiedades biológicas: en comparación con los derivados de cloro y bromo, el
ozono elimina las células bacterianas más efectiva y rápidamente, con una completa
destrucción del material orgánico (Viera et al. 1993); es de amplio espectro biocida
contra bacterias aeróbicas.
Se ha demostrado que a niveles bajos de disolución de ozono en sistemas de
refrigeración de agua, se asegura la ausencia de coliformes y, presumiblemente, de
muchos otros grupos de bacterias (Gaylarde & Videla, 1999)
51
§ Peróxido de hidrógeno
El peróxido de hidrógeno (H2O2) es económico y relativamente estable; es también
muy seguro, se utiliza como ingrediente básico en productos farmacéuticos
(desinfectante cutáneo), en concentraciones tan elevadas como 30000 ppm. En
aplicaciones donde el agua va a estar en contacto con metales por un largo periodo
de tiempo, se pude dosificar a niveles entre 50-100 ppm como un buen agente para
inhibir el crecimiento bacteriano del sistema (Videla, 1995).
Propiedades biológicas: el efecto microbicida del peróxido de hidrógeno se
relaciona con la oxidación de sistemas biológicos activos sobre las células
microbianas las cuales son destruidas. Estudios realizados por Henkel en 1997
demuestran su acción efectiva sobre virus, bacterias Gram positivas y Gram
negativas, esporas bacterianas, levaduras y hongos.
2.9.2 Biocidas no oxidantes
Se han utilizado numerosos productos químicos, entre los que principalmente se
encuentran el glutaraldehído, acroleína, compuestos cuaternarios de amonio,
isotiazolinas, etc. (Videla, 1995). La diversidad de estos compuestos es notable y en
general deben cumplir con las regulaciones ambientales, ya que la mayoría de ellos
son tóxicos y pueden impactar los ecosistemas donde se vayan a descartar. Las
características de los sistemas a tratar, los materiales de construcción, las
condiciones operacionales y el régimen de flujo determinara el producto a ser usado
y la mejor forma de aplicación.
§ Glutaraldehído
El glutaraldehido (C5H8O2) actúa en amplios intervalos de pH y temperatura.
La máxima concentración permitida actualmente por la EPA (Enviromental
Protection Agency) es de 50 ppm; es soluble en agua e insoluble en aceites. Las
formulaciones pueden contener agua, metanol, isopropanol o combinaciones de
ambos, estos alcoholes son adicionados con el propósito de mejorar su capacidad
52
de penetración y para evitar su congelamiento durante el almacenamiento. El
glutaraldehido es incompatible con sustancias alcalinas o con ácidos fuertes; es
reactivo con amoniaco y sustancias que contengan aminas (Ferrari et al. 1995).
Propiedades biológicas: El glutaraldehido es un ingrediente activo en una gran
variedad de biocidas comerciales usados para el control de hongos, algas y
bacterias (bacterias sulfato-reductoras entre otras y biofilms bacterianos). El grupo
funcional aldehído es un agente alquilante que reacciona con los constituyentes
básicos de las proteínas (como por ejemplo los grupos: -OH, -NH2, COOH, y SH) en
las membranas de las células, pared celular y el citoplasma (Gónzalez & Videla,
1995).
El glutaraldehido muestra una buena actividad contra los microorganismos y se ha
demostrado el control de biofilms sobre metales utilizados en sistemas de fluidos
(Kramer, 1991), acelera la remoción de células de biofilms (Eager, 1990). Sin
embargo, no muestra una acción efectiva completa contra las bacterias dentro de
los biofilms (Videla, 1991).
§ Compuestos de amonio cuaternario
Los cuaternarios de amonio (QUATS) constituyen una clase de compuestos
catiónicos (cargados positivamente) que son usados como biocidas e inhibidores de
corrosión. Los biocidas conteniendo cuaternarios de amonio pueden ser formulados
con una gran variedad de aditivos, incluyendo hidróxido de potasio, alcoholes, agua,
etc.
Los QUATS son incompatibles con agentes oxidantes fuertes como el cloro,
peróxidos, cromatos, percloratos y permanganato la mayoría de ellos son
biodegradables y no requieren de una desactivación química luego de su aplicación
(Videla, 1995).
Propiedades biológicas: Como biocidas los QUATS actúan sobre las células de
los microorganismos como detergentes y disuelven los lípidos y causan pérdida de
53
material celular vital (Gónzalez & Videla, 1995). Las propiedades detergentes de
estos compuestos proveen una protección adicional contra la formación de material
polisácarido que se forma durante la colonización bacteriana.
§ Dimanin :
Dimanin está basado en sales de amonio cuaternario. Posee excelente estabilidad química y
es compatible con detergentes no iónicos, carbamatos, bicarbonatos, boratos, gliceroles,
glicol, etc. Las soluciones son incompatibles con detergentes aniónicos (jabones, alcoholes
grasos sulfatados, alquil aril sulfonatos y productos de fuerte acción oxidante y/o sales de
metal). De amplia acción contra las bacterias, algas, hongos y focos de infección
especialmente indicado para diversos sectores como industrias conserveras, cárnicas,
mataderos, cámaras frigoríficas, almacenes agrarios, industrias vinícolas, así como
cerveceras, bebidas no alcohólicas o piscinas (Maurer, 1999).
Algunas de las muchas ventajas de este desinfectante líquido descansan en que no ataca a los
materiales, no mancha, es inodoro e insípido, es soluble al agua y posee un efecto
desodorante al destruir las bacterias causantes del mal olor.
El uso de este producto de Bayer con propiedad detergente impide el desarrollo de
bacterias, mohos, levaduras y algas allá donde su aplicación se requiera. Así mismo
no es irritante, ni altera la propiedad de los productos conservados en el interior de
la zona aplicada.
En el caso por ejemplo de las industrias conserveras y cárnicas, el uso de este
producto no irrita la piel ni es corrosivo para los metales, después de aplicarse tras
una perfecta limpieza de las superficies para eliminar todo resto de materia orgánica
que se convertiría en foco permanente de contaminación (Maurer, 1999).
54
Las características del Dimanin permiten un prolongado efecto residual sin alterar
su biodegradabilidad, convirtiéndolo en un producto rentable desde el punto de vista
económico.
Propiedades biológicas: El Dimanin esta basado en sales de amonio cuaternario
con propiedades detergentes que actúan contra algas, hongos, bacterias y algunos
virus.
La investigación microbiológica demostró que inhibe el desarrollo microbiano, pues
actúa sobre los mecanismos respiratorios y metabólicos de las células. Además, se
ha comprobado su efecto esporicida, por lo que ejerce su acción sobre
microorganismos esporulados que son más resistentes a agentes externos (Maurer,
1999).
En la Tabla 6 se resumen las características de los biocidas comúnmente utilizados
y sus concentraciones usuales.
Tabla 6. Biocidas comúnmente utilizados
BIOCIDA EFECTO
MICROORGANISMO
CONDICIONES DE ACCIÓN
CONCENTRACIONES USUALES
CLORO Bacterias y algas Oxidante, pH dependiente
0.1-0.2 mg/l
DIÓXIDO DE CLORO
Bacterias, menos sobre algas y hongos
Oxidante, no depende del pH
0.1-1.0 mg/l
BROMO Bacterias y algas Oxidante, amplio intervalo de pH
0.05-0.1 mg/l
OZONO Bacterias y biofilms Oxidante, pH dependiente
0.2-0.5 mg/l
METILENBISTIO-CIANATO
Bacterias No oxidante, no depende del pH
1.5-8.0 mg/l
ISOTIAZOLINAS Bacterias, algas y biofilms
No oxidante, no depende del pH
0.9-10 mg/l
QUATS
Bacterias y algas No oxidante, de acción tensioactiva
8-35 mg/l
GLUTARALDEHIDO
Bacterias, algas, hongos y biofilms
No oxidante, amplio intervalo de pH
10-70 mg/l
55
Tomado de FERRARI et al, 1995.
2.9.3 Propiedades de un biocida desde el punto de vista ambiental
Un biocida ideal desde el punto de vista ambiental, es aquel que es efectivo
eliminando especies que conducen al biofouling, a la corrosión y al biodeterioro sin
alterar el desarrollo de otras especies. Además, debe ser fácil y seguro de manipular
a fin de no comprometer la seguridad de las personas que trabajan con el mismo.
Debe ser también biodegradable, siendo los intermediarios de la biodegradación
menos tóxicos que los productos de donde provienen (Hernández & Mele, 1995).
Antes de establecer la dosis del biocida para controlar la concentración de
microorganismos es necesario eliminar todas las posibles causas que favorezcan su
reproducción como por ejemplo aquellos productos que puedan servirles de
nutrientes. De esta forma se determinará la cantidad mínima necesaria de biocida
reduciéndose los costos y beneficiando al medio ambiente.
Cuando se evalúa la toxicidad de un residuo deben considerarse dos tipos de
toxicidad: a) toxicidad humana (oral, por inhalación, por penetración dérmica, por
irritación dérmica); b) ecotoxicidad (ambiente acuático, aéreo, terrestre) (Hernández
& Mele, 1995).
Muchas organizaciones Internacionales (U.S. Enviromental Defense Found, British
National Rivers Authority, Standard Committee for the Montreal Protocol, UNESCO,
etc.) tienen una serie de objetivos con respecto al mejoramiento del medio
ambiente. Algunos de estos están relacionados directamente con el uso de biocidas:
- Hábitat/preservación de especies: hay un impacto negativo de los biocidas
industriales sobre el hábitat y la preservación de especies si las concentraciones
exceden los límites normales en ambientes locales.
56
- Efecto invernadero: biocidas, en el mejoramiento de intercambiadores de calor
en sistemas industriales y en relación un incremento en la eficiencia de energía,
puede haber una disminución de la emisión de gases.
- Aire y Agua: los biocidas pueden tener un efecto directo sobre la calidad del
agua superficial y subterránea. Con respecto a esto, la información concerniente
a la tasa de descomposición de un biocida bajo condiciones aeróbicas y
anaeróbicas es parte esencial del impacto ambiental.
- Cultivos: químicos tóxicos pueden alcanzar los cultivos por agua superficial o
subterránea y trayendo serios problemas de salud y seguridad. Debe haber
adecuada disposición de los biocidas una vez terminado su completo uso
(Gaylarde & Videla, 1999).
57
3. OBJETIVOS
GENERAL
Realizar un análisis microbiológico de las biopelículas asociadas a los monumentos
de piedra en Villa de Leyva, Boyacá y evaluar sustancias biocidas de control
ESPECIFICOS - Describir macroscópicamente el deterioro de los monumentos en piedra,
Primera y Segunda Piedra de la Casa del Congreso, Virgen del Carmen, Molino,
Molino de la Mesopotamia y Museo Paleontológico en Villa de Leyva.
- Aislar e identificar los microorganismos presentes en las biopelículas de los
monumentos en estudio.
- Evaluar y determinar la concentración ideal de los biocidas para el control de los
microorganismos aislados de cada uno de los monumentos.
58
4. METODOLOGIA
4.1 Localización La fase de muestreo se llevó a cabo en el municipio de Villa de
Leyva, en el departamento de Boyacá, y la fase experimental se realizó en el
laboratorio de Microbiología Ambiental del Departamento de Microbiología de la
Pontificia Universidad Javeriana.
4.2 Determinación del sitio estudio Las áreas de interés fueron determinadas de
acuerdo a parámetros que indican el grado de deterioro de la piedra, como son la
formación de depósitos negros o grises sobre la superficie, deformación evidenciada
a través de grietas, descascaramiento, desmoronamiento, ranuras, pulverización y
presencia de películas coloreadas (verde, rojo, café, naranja y grisáceo) sobre la
superficie de la piedra (Unesco, 1992) además, se tuvo en cuenta la clasificación de
formas producidas por intemperismo (Fitzner, 1998). Se seleccionaron seis
monumentos que incluyen, la Primera y Segunda piedra de la Casa del Congreso, la
Virgen del Carmen, La Casa del Molino, El Molino de la Mesopotamia y el Museo
Paleontológico.
4.3 Muestreo Se realizaron cinco muestreos comprendidos entre los meses de
marzo y septiembre de 2000. Las muestras fueron tomadas con espátula y en cajas
de petri estériles utilizando un método físico de raspado de la capa adyacente a la
superficie (Warscheid, 1990; Gaylarde & Gaylarde, 1998) en cinco puntos
diferentes de cada uno de los seis monumentos escogidos.
Posteriormente, fueron transportadas en nevera de icopor a temperatura ambiente
hasta el laboratorio para conservar las condiciones originales de las mismas.
También, se llevo a cabo un muestreo del material de los seis monumentos.
4.4 Aislamiento de microorganismos Se preparó una solución patrón de 45 mL
de agua peptonada al 1% inoculada con 5 gramos de cada muestra. Este
procedimiento se realizó para cada monumento bajo las mismas condiciones de
ensayo.
59
4.4.1 Recuento de bacterias aeróbicas totales A partir de la solución patrón se
realizaron diluciones seriadas por triplicado hasta 10-7, sembradas en Agar Plate
Count (Anexo A) inoculando 0.1 ml en superficie de las diluciones 10-3, 10-5 y 10-7 e
incubadas a 30ºC de temperatura durante 24 – 48, horas al cabo de las cuales se
realizó recuento en placa (Gaviria, 1998).
4.4.2 Recuento de hongos A partir de la solución patrón se realizaron diluciones
seriadas por triplicado hasta 10-7, sembradas en Agar PDA (Anexo A), sembrando
en superficie 0.1 ml de las diluciones 10-3, 10-5 y 10-7 e incubando a 22ºC por 5 días,
al cabo de los que se realizó recuento en placa (Atlas, 1990).
4.4.3 Ausencia / Presencia de algas y cianobacterias 1 mL de la solución patrón
se inoculó en 9 mL de medio líquido Bristol (Anexo A), incubando a temperatura
ambiente y con exposición a luz día, realizando revisiones periódicas (cada 5 días)
hasta observar crecimiento.
4.4.4 Ausencia / Presencia de Bacterias Sulfato reductoras (BSR) 5 mL de la
solución patrón se inocularon en 45 mL de medio Api (Anexo A) y 1 mL en 9 mL de
Postgate’s Medium B (Anexo A), incubando a 28°C durante 2-4 semanas
anaeróbicamente y en condiciones de oscuridad hasta evidenciar ennegrecimiento
del medio (Martínez & Martínez, 1999; Gaylarde, 1999).
4.5 Microorganismos de ambiente Se expusieron cajas de petri con Agar Plate
Count para mesófilos aerobios y Agar OGY (Anexo A) para mohos y levaduras en
el sitio de muestreo durante 15 minutos. Luego se incubaron a 30 ºC durante 48
horas y a 22ºC por 3 días respectivamente y se realizó conteo de las colonias
(Jensen & Wright, 1985).
4.6 Identificación de microorganismos Se seleccionaron mediante morfología
macroscópica y microscópica por tinción de Gram (Atlas, 1990) aquellos
microorganismos que fueron constantes durante los cinco muestreos realizados y
60
comunes en dos o mas monumentos. Las cepas obtenidas se mantuvieron
mediante pases sucesivos en medios enriquecidos.
4.6.1 Identificación Taxonómica Mediante el sistema rápido de identificación
API (Appareils et Procédes d ‘ identification) se determinaron los géneros y especies
de las bacterias y levaduras aisladas tanto de los monumentos como de ambiente.
Los géneros de hongos se identificaron por medio de las claves de identificación
para hongos (Barnett & Barry, 1972; Samson et al. 1981). Las algas fueron
identificadas de acuerdo a Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith
(1950). Las cianobacterias fueron clasificadas principalmente por el Manual de
Determinación Bacteriológica Bergey’s (Hold et al. 1994).
4.7 Evaluación de sustancias biocidas Una vez aislados y purificados los
microorganismos, se evaluaron cuatro sustancias biocidas, las cuales se probaron a
diferentes concentraciones (trabajando en % y en ppm) según las recomendaciones
de la casa comercial para P3-oxonia y Dimanin, y para glutaraldehido, e
hipoclorito de sodio se evaluaron según las concentraciones utilizadas en sistemas
industriales (Gónzalez & Videla, 1995; Rossoni & Gaylarde, 2000) de tal modo que
se pudiera observar su acción frente a cada uno de los microorganismos
seleccionados (Tablas 7 y 8). Las sustancias biocidas se evaluaron por las
indicaciones del Centro Nacional de Restauración del Ministerio de Cultura
(CNRMC, 2000).
Tabla 7. Concentraciones probadas de sustancias biocidas en ppm
PRODUCTO CONCENTRACIÓN en ppm
10 20 30 40 50 60 70 100
GLUTARALDEHI
DO
x x x x x x x
HIPOCLORITO
DE SODIO
x
Fuente: La autora
61
Tabla 8. Concentraciones probadas de sustancias biocidas en %
PRODUCTO CONCENTRACIÓN en %
0.0
5
0.
1
0.
5
1.
0
1.
5
2.
0
2.
5
3.
0
3.
5
4.
0
4.
5
5.
0
6.
0
7.
0
8.
0
10
P3 – OXONIA x x x x x x x x x x x x
DIMANIN x x x x x
GLUTARALDE
HIDO
x x x x x x x x x x x x x x
HIPOCLORITO
DE SODIO
x x x x x x x x x x
Fuente: La autora
4.7.1 Determinación de la Concentración Mínima Inhibitoria (CMI) Para la
evaluación de biocidas aún no existe un parámetro en términos de halos de
inhibición que indique cual es el biocida apropiado, razón por la que en el presente
estudio se homologó la interpretación de resultados del National Committee for
Clinical Laboratory Standards NCCLS (1997). La determinación de la CMI se realizó
siguiendo la técnica de pozos (Ellis & Waller, 1997; NCCLS, 1997), sembrando
masivamente las cepas de bacterias y levaduras seleccionadas sobre cajas con
Agar nutritivo (Anexo A) y Agar PDA (Anexo A) respectivamente, a partir de cultivos
de 24 horas de Agar CSB (Anexo A) utilizando escobillones estériles. Se preparó
una concentración de los hongos de 105 conidios/mL a partir de la cual se inoculó
masivamente en Agar PDA; luego se procedió a colocar anillos de 1 cm estériles
hasta la mitad del agar, dentro de los cuales se inocularon 50 µL de cada una de las
concentraciones de los diferentes biocidas. Este ensayo se realizó con cinco
replicas.
Posteriormente éstas cajas fueron incubadas durante 24 horas a 30º C para
bacterias y a 22 ºC durante 3 días para hongos y levaduras, midiendo los halos de
inhibición (en mm), teniendo en cuenta que halos de 13 mm o superiores indican la
sensibilidad al biocida en la concentración empleada, y menores indican resistencia
(NCCLS, 1997).
62
4.7.2 Determinación de la Concentración Mínima Inhibitoria por dilución en
tubo Esta determinación se hizo siguiendo el método propuesto por Atlas, 1990. A
tubos que contenían diferentes concentraciones de cada biocida (Tablas 6 y 7) se
les añadió 1 mL de una suspensión 106 células de microalgas y cianobacterias,
incubando a 28 ºC, bajo condiciones standard de luz, realizando revisiones
periódicas del desarrollo de los microorganismos registrado por el cambio en la
turbidez. De este modo se identificó el punto divisorio o concentración mínima
inhibitoria del biocida que impide el desarrollo del microorganismo.
4.8 Análisis de material de monumentos El procedimiento se llevó a cabo en la en
la Facultad de Restauración de Bienes Muebles de la Universidad Externado de
Colombia, a través de análisis petrográficos y secciones delgadas (Fernández et al.
2001) para conocer la composición, porosidad y clasificación de las rocas y análisis
de sales de los monumentos de estudio.
4.9 Análisis Estadístico Para el análisis de los resultados se llevó a cabo un
estudio descriptivo de la recuperación de los microorganismos y de su distribución
en cada uno de los monumentos del estudio. Así mismo, se calcularon los
promedios de los recuentos de los mic roorganismos en unidades logarítmicas.
Para determinar la concentración ideal de biocida para cada microorganismo, se
realizó una prueba de significancia estadística con un 95% de confianza y se
formularon las siguientes hipótesis:
- Hipótesis nula (Ho): El promedio de los halos de inhibición en milímetros de las
diferentes concentraciones de sustancias biocidas son iguales a 13
Ho: µ = 13
- Hipótesis alterna (Hi): El promedio de los halos de inhibición de las diferentes
concentraciones de sustancias biocidas es diferente de 13.
Hi: µ ≠ 13
63
5. RESULTADOS Y DISCUSIONES
Los monumentos Primera y Segunda piedra, Virgen del Carmen, Casa del Molino,
Molino de la Mesopotamia y Museo Paleontológico se encuentran a la intemperie
(Figura 9). Las condiciones climáticas de Villa de Leyva según el Instituto de
Hidrología, Metereología y Estudios Medioambientales (IDEAM, 2000), fueron
constantes para el período de muestreo. La precipitación fué de 79.2 mm3, la
temperatura de 17.3 º C, una humedad relativa del 79.3% y la medida de brillo solar
en horas de 140.4.
Figura 9. Ubicación de monumentos en el plano de Villa de Leyva La Autora
5.1 Caracterización de monumentos
5.1.1 Monumentos Primera piedra y Segunda piedra de la casa del congreso
Estos presentan pérdida del material debida a la excoriación por causas no
definibles, relieve por pérdida dependiente de la estructura lítica; depósitos por
64
manchas de agentes atmosféricos polucionantes y por aguas superficiales, costras
evidenciadas por películas oscuras contorneando la superficie, colonización
biológica por microorganismos, además, colonización biológica a costra y un
desprendimiento textural por exfoliación (Figura 10 y 11).
Figura 10. Monumento Primera piedra ubicada en el patio interior de la Casa
del Congreso en Villa de Leyva, Boyacá.
La Autora
Figura 11. Monumento Segunda piedra ubicada en el patio interior de la Casa
del Congreso en Villa de Leyva, Boyacá. La Autora
65
5.1.2 Monumento de la Virgen del Carmen En este, se observó pérdida de
material debida a la excoriación por causas no definibles, al relieve por incremento
de la rugosidad; se evidencia manchado por agentes atmosféricos polucionantes,
por partículas depositadas, por aguas superficiales; costras evidenciadas por
películas oscuras y claras no contorneantes, colonización biológica por
microorganismos y desprendimiento de costras con piedra (Figura 12).
a b Figura 12. (a y b) Monumento de la Virgen del Carmen ubicada en la plaza
central del Carmen en Villa de Leyva, Boyacá. La Autora
5.1.3 Monumento “Casa del molino” Presenta pérdida del material manifestada
en la excoriación por pérdida de costras, depósitos evidenciados en el manchado
por aguas de superficie y superficiales, costras ocasionadas por películas oscuras
que contornean la superficie, colonización microbiológica y por plantas superiores,
finalmente un desprendimiento por escamación simple de costras con piedra.
(Figura 13).
66
a b
Figura 13. (a y b) Monumento “Casa del Molino” en Villa de Leyva, Boyacá. La Autora
5.1.4 Monumento “Molino de la Mesopotamia” Se presenta pérdida del material
debido al relieve por exposición de algunos componentes líticos depósitos
evidenciados por películas oscuras y claras no contorneantes, colonización
microbiológica; hay desprendimiento textural por delaminación (Figura 14).
Figura 14. Monumento “Molino de la Mesopotamia” en Villa de Leyva, Boyacá.
La Autora
5.1.5 Monumento “Museo Paleontológico” Se evidencia decaimiento del material
por pérdida de costras, relieve por incremento de la rugosidad y rotura por causas
67
no definibles; hay depósitos por agentes atmosféricos polucionantes y aguas de
superficie y superficiales, además de costras evidenciadas por películas oscuras y
claras contorneando la superficie, colonización microbiológica y de plantas
superiores, colonización biológica a costra, existe desprendimiento por
desintegración granular, desprendimiento de costras con piedra (Figura 15).
a b
Figura 15. (a y b) Monumento “Museo Paleontológico” en Villa de Leyva, Boyacá.
L a Autora
5.2 Aislamiento de microorganismos A partir de los recuentos realizados de las
diluciones 10-5 y 10-7, los microorganismos escogidos (bacterias, levaduras y
hongos) se seleccionaron por repetición en los cinco muestreos (marzo, abril, mayo,
agosto y septiembre de 2000) y por ser comunes en dos o más monumentos.
5.2.1 Aislamiento de bacterias Se recuperaron cuatro bacterias pertenecientes al
género Bacillus (Tabla 9).
68
Tabla 9. Características de bacterias aisladas de monumentos de piedra en Villa de Leyva MICROORGANISMO CARACTERÍSTICAS
MACROSCÓPICAS CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS
IDENTIFICACIÓN FOTOGRAFIA
Bacillus cereus Forma: irregular Elevación: aplanada Margen: ondulada Color: en Agar Mossel (Anexo A) colonias rosadas
Bacilo Gram positivo
Figura 16 a
api 50 CH Carbohidratos (Anexo B)
Figura 16 b
Bacillus sphaericus Forma: irregular Elevación: umbonada Margen: lobulada Color: en Agar Plate Count colonias amarillas claras
Bacilo Gram positivo api 50 CH Carbohidratos
Figura 16 c
Bacillus lentus Forma: irregular Elevación: elevada Margen: entero Color: en Agar Plate Count colonias rosa pálido
Bacilo Gram positivo api 50 CH Carbohidratos
Figura 16 d
Bacillus brevis Forma: irregular Elevación: elevada Margen: entero Color: en Agar Plate Count colonias amarillas oscuras
Bacilo Gram positivo api 50 CH Carbohidratos
Figura 16 e
Fuente: La autora
57
Las bacterias aisladas en la presente investigación son microorganismos aerobios, que
durante el ciclo de krebs producen ácido cítrico, 2 cetoglucónico, succínico y oxálico y
según Duff et al. (1993) las bacterias heterótrofas como resultado de su metabolismo
producen los mismos ácidos contribuyendo así al deterioro químico de la piedra por
acidólisis.
Los seis monumentos del estudio están expuestos a aguas superficiales que, al
combinarse con el dióxido de carbono formado por la respiración de las bacterias
seleccionadas en esta investigación, se convertiría en ácido carbónico capaz de disolver
los carbonatos de calcio y magnesio de la piedra caliza, los silicatos y nitratos
constituyentes de varias rocas (Caneva et al. 1991), en el caso del monumento “Museo
paleontológico” habría disolución de los carbonatos de la biomicrita piedra constituyente
del monumento (Anexo C); en los monumentos “Primera y Segunda piedra”, “Virgen del
Carmen”, “Casa del molino” y “Molino de la Mesopotamia” habría disolución de los
silicatos y nitratos de las piedras que hacen parte de los monumentos (Anexo C)
causando alteración de la composición natural de la roca y, por consiguiente, pérdida del
material en cada monumento.
El aislamiento de Bacillus cereus en este estudio, es comparable con el dato reportado
por Gaylarde et al. (1999) en donde este microorganismo fue aislado del monumento de
Uxmal en la península de Yucatán. Las condiciones ambientales de Villa de Leyva
(IDEAM, 2000) y de Yucatán son similares puesto que en ambos lugares se presenta un
clima seco a lo largo de todo el año por lo que el desarrollo de Bacillus cereus puede
verse favorecido.
5.2.2 Aislamiento de levaduras Las levaduras seleccionadas correspondieron a dos
géneros diferentes (Tabla 10).
58
Tabla 10. Características de levaduras aisladas de monumentos de piedra en Villa de Leyva MICROORGANISMO CARACTERÍSTICAS
MACROSCÓPICAS CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS
IDENTIFICACIÓN FOTOGRAFIA
Cryptococcus albidus
Forma: circular Elevación: convexa Margen: entero Color: en Agar PDA colonias crema y mucoides
Levadura
Figura 17 a
api 20 C AUX (Anexo B)
Figura 17 b
Rhodotorula rubra Forma: circular Elevación: convexa Margen: entero Color: en Agar PDA colonias rosadas
Levadura
Figura 17 c
api 20 C AUX
Figura 17 d
Fuente: La autora
59
En la literatura nunca antes se habían reportado levaduras involucradas en el biodeterioro
de monumentos de piedra, en este estudio, hubo dos levaduras que presentaron
incidencia por repetirse a lo largo de los muestreos comprendidos entre marzo y
septiembre, Gaylarde et al. (1999) indican que el aislamiento de los microorganismos que
intervienen en los procesos de biodeterioro depende de la técnica y del medio artificial
utilizado para su enumeración.
Cryptococcus albidus y Rhodotorula rubra se encuentran frecuentemente en el suelo y en
al aire (Barnett, 1992), durante el muestreo en cinco puntos diferentes de cada
monumento, uno de los puntos de toma de muestra siempre fue cercano a la base de los
monumentos por lo que posiblemente se pudieron recuperar con frecuencia estas
levaduras. Además, el MPE que hace parte de las biopelículas que se forman en
superficies de piedra está constituido por polisácaridos producidos por la célula, proteínas,
lípidos, ácidos nucleicos (Gaylarde, 1999), un elevado contenido de agua,
aproximadamente el 95 % de la masa, células microbianas y detritos inorgánicos variados
(Videla, 1995), entonces, el MPE contribuiría al desarrollo de las levaduras y habrían
posibles consorcios con células microbinas que ayudarían al establecimiento de estos
microorganismos en la superficie de la piedra.
5.2.3 Aislamiento de hongos Los hongos seleccionados correspondieron a dos géneros
(de uno de ellos se identificaron dos especies) (Tabla 11).
Los hongos son microorganismos heterótrofos, sin embargo, se han aislado de
monumentos expuestos a la intemperie, mientras que la composición inorgánica de la
piedra no es un sustrato favorable para el crecimiento de estos organismos, los residuos
orgánicos de diferentes orígenes casi siempre están presentes en la piedra (Caneva et al.
1991) ejemplo de ello es la muerte de cianobacterias que inducen el crecimiento de
algunos hongos, en el presente estudio se aislaron varias cianobacterias que al morir
serían el sustrato ideal por ser fuente
60
Tabla 11. Características de hongos aislados de monumentos de piedra en Villa de Leyva MICROORGANISMO CARACTERÍSTICAS
MACROSCÓPICAS CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS
IDENTIFICACIÓN FOTOGRAFIA
Aspergillus niger Color: inicialmente blancas, después negras Borde: definido Aspecto: punteado negro Reverso: amarillo pálido
Hifas: hialinas y nítidamente septadas Conidios: globosos y negros Conidióforo: largo Fiálides: de dos series
Barnett & Barry, 1972; Samson et al., 1981.
Figura 18 a
Figura 18 b
Aspergilus flavus Color: verde amarillento Borde: definido Aspecto: pulvurento Reverso: café amarillento
Hifas: hialinas y claramente septadas Conidios: globosos verde amarillentos Conidióforo: pared gruesa generalmente rugosos Fiálides: una o dos series radiadas
Barnett & Barry, 1972; Samson et al., 1981.
Figura 18 c
Figura 18 d
Cladosporium sp. Color: marrón o negro Borde: irregular Aspecto: atercipopelado Reverso: café a negra
Hifas: amarillas castañas claramente septadas Conidios: oscuros, ovales o elípticos Conidióforo: ramificados
Barnett & Barry, 1972; Samson et al., 1981.
Figura 18 e
Figura 18 f
Fuente: La autora
61
de carbono (Petersen et al. 1988) para Aspergillus niger, Aspergillus flavus y
Cladosporium sp.
Una característica común a los seis monumentos del estudio son los depósitos
adherentes a la superficie de la piedra que, aparecen como costras y se evidencian por
películas oscuras. Caneva et al. (1991) describen que hongos frecuentemente detectados
en piedra tales como Cladosporium herbarum, Aspergillus niger, Stachybotrys spp. y
Alternaria spp. causan manchas sobre y al interior de la piedra en forma de depósitos
negros. En la presente investigación se aisló Aspergillus niger durante los cinco
muestreos.
Cladosporium sp. fue aislado de la Iglesia de San Francisco Asis en Brazil por Resende
et. al (1996), los materiales de este monumento son quarcita y esteatita ambas piedras no
muy porosas. En este estudio también se aisló Cladosporuim sp. de los monumentos,
constituidos al igual que en la investigación de referencia por piedras con característica de
porosidad nula o casi nula.
5.2.4 Ausencia / Presencia de algas y cianobacterias La tabla 12 muestra las algas y
cianobacterias aisladas de los seis monumentos en Villa de Leyva durante cuatro
muestreos. En la Tabla 13 aparecen las características de las algas aisladas de
monumentos de piedra en Villa de Leyva y en la Tabla 14 las características de las
cianobacterias aisladas de monumentos de piedra en Villa de Leyva.
Las condiciones más favorables para que haya establecimiento de algas y cianobacterias
son factores como la intensidad de la luz, humedad, temperatura y pH. Atlas (1990)
indica que las algas y cianobacterias son los primeros colonizadores de la piedra porque
solo necesitan luz, agua, unos pocos compuestos inorgánicos y un substrato
preferiblemente alcalino (pH = 7-8) para
62
Tabla 12. Algas y cianobacterias aisladas de monumentos en Villa de Leyva.
MONUMENTO MUESTREO
II III IV V Primera piedra (Casa del Congreso)
Algas: Ulothrix Chlorococcum Hormidium
Cianobacterias: Synetochystis Nostoc
Alga: Planktosphaeria
Alga: Planktosphaeria
Algas: Planktosphaeria Nannochloris miembro de Chlorococales
Cianobacteria: Nostoc
Alga: Chlorococcum
Segunda piedra (Casa del Congreso)
Alga: Planktosphaeria
Alga: Chlorococcum
Cianobacteria: posible Lyngbya
Alga: Chlorococcum
Virgen del Carmen
Algas: Chlorococcum Chlorella Nannochloris Planktosphaeria
Cianobacteria: Synechosistys Gloeocapsa
Alga: Planktosphaeria
Alga: Planktosphaeria
Alga: Planktosphaeria
Casa del Molino Alga: Planktosphaeria
miembro de Chlorococcales
miembro de Chlorococcales
miembro de Chlorococcales
Molino de la Mesopotamia
Algas: Chlorococcum Ulothrix Planktosphaeria
Cianobacteria: Lyngbya Nostoc Synechocystis probable Xenococcus y Dermocarpa
Chlorococcales Chlorococcales Chlorococcales
Museo paleontológico
Alga: Planktosphaeria
Ausencia Ausencia Ausencia
En el I muestreo hecho en marzo no se recuperaron ni algas ni cianobacterias. El II muestreo fue hecho en abril, el III muestreo en mayo, el IV muestreo en agosto, el V muestreo en septiembre.
63
Fuente: Presente investigación
64
Tabla 13. Características de algas aisladas de monumentos de piedra en Villa de Leyva MICROORGANISMO CARACTERÍSTICAS GENERALES IDENTIFICACIÓN FOTOGRAFIA
Ulothrix sp. Alga verde filamentosa perteneciente a la División Chlorop(yta, Orden Ulotrichales. Célula uninucleada que presenta paredes de los filamentos continuas, el cloroplasto ocupa 2/3 de la célula
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Hormidium sp. Alga verde filamentosa perteneciente a la División Chlorophyta, Orden Ulotrichales. Células más o menos esféricas o si son cílindricas no están rodeadas por una envoltura
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Chlorococcales . Orden de la División Chlorophita. Las algas pertenecientes a este orden son verdes, no filamentosas, unicelulares, agrupadas en racimos o unidas por colonias. Los cloroplastos varían. Las células pueden tener un sólo núcleo o ser multinucleadas.
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Chlorella sp. Alga verde perteneciente a la División Chlorophyta, Orden Chlorococcales. Presenta células elipsoidales o esféricas que no se encuentran agrupadas.
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Figura 19
Nannochloris sp. Alga verde perteneciente a la División Chlorophyta, Orden Tetrasporales. Las células son esféricas y forman colonias o se encuentran aisladas, poseen cloroplasto mediano
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Chlorococcum sp. Alga verde no filamentosa pertenenciente a la División Chlorophyta, Orden Chlorococcales. Células unicelulares, agrupadas en racimos o unidas por colonias, pueden ser esféricas o irregulares
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
65
Fuente: La autora
66
Tabla 14. Características de cianobacterias aisladas de monumentos de piedra en Villa de Leyva MICROORGANISMO CARACTERÍSTICAS GENERALES IDENTIFICACIÓN FOTOGRAFIA
Lyngbya sp. Cianobacteria con filamentos largos, curvados, agrupados en haces de color verdeazulado. Los filamentos pueden presentar vainas gruesas, incoloras, que se pegan entre sí, sin formar un mucílago.
Whitford & Schumacher (1998), Prescott (1964) y Smith (1950)
Figura 20 a
Nostoc sp. Cianobacteria que se caracteriza por tener talos filamentosos con capa exterior gelatinosa. Las células son esféricas. Cuando los talos se desarrollan masivamente, dan aspecto de masas gelatinosas de color oscuro
Manual de Determinación Bacteriológica Bergey’s (HOLT et al., 1994)
Figura 20 b
Gloeocapsa sp. Cianobacteria unicelular con envoltura gelatinosa de varios colores desde amarillo hasta café, colonias ovaladas
Manual de Determinación Bacteriológica Bergey’s (HOLT et al., 1994)
Synechosystis sp. Cianobacteria unicelular, las células están individuales o en pares, células esféricas u ovales
Manual de Determinación Bacteriológica Bergey’s (HOLT et al., 1994)
Fuente: La autora
67
desarrollarse. El predominio de una variedad de algas y cianobacterias en los resultados
del presente estudio, demuestran que las condiciones climáticas de Villa de Leyva son
adecuadas para el desarrollo de estos organismos, debido a que, permanecen
constantes durante todo el año tal y como lo indica el Instituto de Hidrología, Metereología
y Estudios Medioambientales (IDEAM, 2000).
García de Miguel et al. (1995) encontraron que las cianobacterias así como los hongos,
son los organismos más abundantes asociados con la Pirámide del Gran Jaguar en Tikal,
Guatemala, la cual está localizada en un bosque de área tropical. Estos autores
encontraron que Lyngbya sp., Plectonema sp., Scytonema sp., y Chlorogloeopsis sp.,
todas cianobacterias filamentosas y Gloeocapsa sp.(cocoide), son los géneros más
representativos de cianobacterias. También encontraron que a excepción de Chlorella sp.,
las algas eucarióticas estaban ausentes en todas las muestras.
El predominio de algas eucarióticas (Tabla 12) sobre cianobacterias filamentosas en las
muestras de este estudio, puede reflejar una diferencia en el ambiente, debido a que Tikal
es mucho más húmedo con un 95% (Lehnhoff, 1995) y, con una temperatura más alta que
Villa de Leyva, que presenta un valor de 79.3% de húmedad relativa y de 17.3 ºC entre los
meses de muestreo (IDEAM, 2000). Además, la diferencia puede ser explicada
alternativamente por los métodos de detección usados, pues en la presente investigación
no se hizo una cuantificación o aislamiento de fotótrofos, sino una evaluación de la
ausencia o presencia en un medio de cultivo que permitió el crecimiento de algas y
cianobacterias. Gaylarde & Gaylarde (1998) indican que la flora normal de cianobacterias
y algas de superficies de construcciones históricas no se puede estimar con exactitud,
porque ello depende de la metodología utilizada por los investigadores para su
recuperación.
Chlorococcum sp. muestra predominio durante los últimos tres muestreos en el
monumento “ Segunda piedra de la Casa del Congreso” (Tabla 12). Caneva et al. (1991)
describe que entre las algas verdes aisladas frecuentemente de monumentos está
Chlorococcum sp., que junto con otras algas forman biopelículas verdes, gelatinosas que
retienen agua retardando el proceso normal de secado de la piedra, incrementando el
decaimiento de la piedra causado por la acción del agua.
68
Según Danin & Caneva (1990), las especies de cianobacterias más encontradas sobre
monumentos de interés histórico en piedra son géneros de: Chroococcus sp., Gloeocapsa
sp., Lyngbya sp., Nostoc sp., Oscillatoria sp., Scytonema sp., Myxosarcina sp. En el
presente estudio Lyngbya sp., es común en los monumentos “Segunda piedra de la Casa
del Congreso” y “Molino de la Mesopotamia” pero en cada uno aparece únicamente en un
muestreo (Tabla 12). Nostoc sp., aparece en dos muestreos en el monumento “Primera
piedra de la Casa del Congreso” y una sola vez en el “Molino de la Mesopotamia” (Tabla
12); Gloeocapsa sp. aparece una sola vez en el monumento “Virgen del Carmen”. La falta
de incidencia de estos microorganismos a lo largo de los otros muestreos puede ocurrir
debido a que en varios de ellos se detectaron variedad de protozoos, que se alimentan
de cianobacterias y algas, lo que puede modificar la concentración de cianobacterias
recuperadas.
En esta investigación hay predominio de miembros de Chlorococcales en los últimos tres
muestreos de los monumentos “Casa del Molino” y “Molino de la Mesopotamia” (Tabla
11) y estudios hechos por Gaylarde & Gaylarde en 1998 indican que el grupo más
frecuente en superficies externas de construcciones históricas de piedra es el de
Chlorococcales.
5.2.5 Bacterias sulfato reductoras (BSR) Al cabo de 5 semanas de haber incubado
anaérobicamente y en condiciones de oscuridad los medios API y Postgate’s medium B
con las respectivas muestras para evaluar crecimiento de BSR, no se presento
ennegrecimiento de los medios (Figura 21), al realizar coloración de Gram no se
evidencian microorganismos Gram positivos ni Gram negativos.
69
a b
Figura 21. (a) Medio API negativo para BSR (b) Posgate´s Médium negativo para BSR
La Autora
Videla et al. (2000) encontraron BSR en sitios Mayas ubicadas en el interior de los poros
de la piedra, evidentes por microscopia electrónica. La ausencia de BSR en la presente
investigación puede ser causa de la técnica de muestreo que no permitió llegar hasta
partes internas de la piedra.
5.3 Microorganismos con incidencia durante los muestreos y comunes en los
monumentos La tabla 15 muestra las bacterias, levaduras, hongos, cianobacterias y
algas que presentan repetición en los cinco muestreos y que, además, son comunes en
dos o más monumentos.
70
Tabla 15. Microorganismos que se repiten durante los cinco muestreos y comunes en los monumentos.
MICROORGANISMO MONUMENTO A B C D E F Bacillus cereus x x x x x x Bacillus sphaericus x x x x Bacillus lentus x x x Bacillus brevis x x x x Cryptococcus albidus x x x Rhodotorula rubra x x x x Aspergillus niger x x x x x Aspergillus flavus x x x Cladosporium sp. x x x x x x Planktosphaeria sp. x x x x x x Synetochystis sp. x x Chlorococcum sp. x x x Nannochloris sp. x x Nostoc sp. x x Chlorococcales sp. x x
A: Primera piedra (Casa del Congreso), B: segunda piedra (casa del congreso), C: Virgen del Carmen, D: Casa del molino, E: Molino Mesopotamia, F: museo Paleontólogico. Fuente: Presente investigación
El aspecto cuantitativo es fundamental para evaluar la importancia de los
microorganismos en los procesos de deterioro (Griffin et al. 1991) por lo que se debe
determinar si la presencia de estos es o no incidental.
Las condiciones climáticas de Villa de Leyva permanecen constantes a lo largo de todo el
año (IDEAM, 2000), de manera que son propicias para el desarrollo de los mismos
microorganismos pues teóricamente a determinados rangos de temperatura el
metabolismo microbiano se mantiene activo; la temperatura de promedio durante los
muestreos en Villa de Leyva fue de 17.3 ºC valor que esta entre el rango óptimo para el
desarrollo de especies de mesófilos (Caneva et al., 1991) lo que indica que los
microorganismos aislados durante la presente investigación pertenecen a este grupo.
Caneva et al. (1991) también señala que para que hayan condiciones mesófilicas los
valores anuales de precipitación deben estar entre 750-1250 mm3, el valor anual de
precipitación en Villa de Leyva para el 2000 fue de 1037.6 mm3 (IDEAM, 2000). Por otro
lado, la luz representa la fuente primaria de energía para el crecimiento de todos los
71
organismos fotosintéticos, que en el estudio corresponderían a algas y cianobacterias; el
brillo solar en Villa de Leyva durante todo el año es constante (133.2 horas de brillo solar
por mes según el IDEAM), lo cual permite el desarrollo incidental de estos organismos.
5.4 Recuento de bacterias, levaduras y hongos por monumento De la Gráfica 1 a la
12 aparecen los recuentos (unidades logarítmicas) entre marzo y septiembre de 2000 de
las bacterias, levaduras y hongos en cada uno de los monumentos.
Los monumentos “Primera y Segunda piedra”, “Virgen del Carmen”, “Casa del Molino” y
“Molino de la Mesopotamia” están compuestos por silicatos (Anexo C). Las bacterias
oxidantes de los silicatos encontradas en piedras de sílice, activan la disolución de
fosfatos de calcio, de silicatos y de aluminosilicatos que no se disuelven fácilmente (May
et al. 1993). Los géneros de Bacillus encontrados en estos monumentos son bacterias,
que pueden ser oxidantes de los silicatos por producir ácido 2-cetoglucónico proveniente
del ciclo de krebs y que es capaz de disolver los silicatos (Kozanecka, 1991), ayudando
así al decaimiento de los monumentos causado por ácidolisis.
De acuerdo con Canveva et al. (1991) la acción química de los hongos sobre la piedra
desempeña un papel importante en el deterioro de los monumentos debido a que
producen ácidos orgánicos como cítrico, oxálico, glucónico, láctico y fumárico que forman
agentes quelantes con los metales catiónicos del substrato, disolviendo la piedra caliza y
silicatos constituyentes de varias piedras.
Gráfica 1. Recuento de Bacterias (Ulog) entre marzo y septiembre de 2000 en el monumento "Primera Piedra" en
Villa de Leyva - Boyacá
4,2
4,3
4,4
4,5
4,6
4,7
4,8
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
aritm
icas
Bacillus cereus Bacillus lentus Bacillus sphaericus
72
Fuente: Presente investigación
Gráfica 2. Recuento de Hongos y Levaduras (Ulog) en el monumento "Primera Piedra" entre marzo y septiembre de
2000 en Villa de Leyva - Boyacá
4
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
4.6
4.7
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Cryptococcus albidus Rhodotorula rubra Apergillus flavus
Apergillus niger Cladosporium sp
Gráfica 3. Recuento de bacterias (Ulog) en el monumento "Segunda Piedra" entre marzo y septiembre
de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
3.9
44.1
4.24.3
4.44.5
4.64.7
4.8
4.95
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
aritm
icas
Bacillus lentus Bacillus sphaericus
Bacillus brevis Bacillus cereus
Gráfica 4. Recuento de Hongos y Levaduras (Ulog) entre marzo y septiembre de 2000 en el monumento "Segunda
Piedra" en Villa de Leyva - Boyacá
4
4,2
4,4
4,6
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Rhodotorula rubra Cryptococcus albidusApergillus flavus Apergillus nigerCladosporium sp
Gráfica 5. Recuento de Bacterias (Ulog) en el monumento "Virgen del Carmen" entre marzo y septiembre de 2000 en villa de Leyva - Boyacá
4
4.2
4.4
4.6
4.8
5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Bacillus cereus Bacillus lentus
Gráfica 6. Recuento de Hongos (Ulog) en el monumento "Virgen del Carmen"entre marzo y septiembre de 2000 en
Villa de Leyva - Boyacá
4
4,1
4,2
4,3
4,4
4,5
4,6
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
73
Fuente: Presente investigación
Gráfica 7. Recuento de Bacterias (Ulog) en el monumento "Casa del Molino" entre marzo y septiembre de 2000 en Villa
de Leyva - Boyacá
4.2
4.4
4.6
4.8
5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U.L
og
arit
mic
as
Bacillus cereus Bacillus brevis
Grafica 8. Recuento de hongos y levaduras (Ulog) en el monumento "Casa del Molino" entre marzo y septiembre de
2000 en Villa de Leyva - Boyacá
3.8
3.9
4
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
4.6
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Rhodotorula rubra Apergillus niger Cladosporium sp
Gráfica 9. Recuento de bacterias (Ulog) en el monumento "Molino Mesopotamia" entre marzo y
septiembre de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
4.24.34.44.54.64.74.84.9
5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Bacillus cereus Bacillus brevis Bacillus sphaericus
74
Fuente: Presente investigación
Gráfica 10. Recuento de Hongos y Levaduras (ULog) en el monumento "Molino Mesopotamia" entre marzo y septiembre
de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
3.8
3.9
4
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
4.6
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Rhodoto ru la rubra Aperg i l lus n igerC l a d o s p o r i u m s p C r y p t o c o c c u s a l b i d u s
Gráfica 11. Recuento de bacterias (Ulog) en el monumento "Museo Paleontológico" entre marzo y
septiembre de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
4
4.2
4.4
4.6
4.8
5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
arit
mic
as
Bacillus cereus Bacillus sphaericus Bacillus brevis
Gráfica 12. Recuento de Hongos (Ulog) en el monumento " Museo paleontológico" entre marzo y septiembre de 2000 en
Villa de Leyva - Boyacá
4
4.05
4.1
4.15
4.2
4.25
4.3
4.35
4.4
4.45
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPT
U. L
og
aritm
icas
Cladosporium sp Aspergillus niger
75
Fuente: Presente investigación Aspergillus niger, Aspergillus flavus y Cladosporium sp. aislados en el presente estudio se
caracterizan por producir grandes cantidades de ácido oxálico (Petersen et al. 1988)
capaz de producir deterioro químico por disolución de los silicatos constituyentes de estos
cinco monumentos del estudio (Anexo C).
Los ácidos orgánicos e inorgánicos producidos por los hongos también disuelven silicatos
minerales como las micas (Caneva et al. 1991) estas componen el armazón de las
piedras que constituyen los monumentos “Virgen del Carmen”, “Casa del Molino” y
“Molino de la Mesopotamia” (Anexo C) de manera que los hongos aislados alterarían la
composición natural de estos.
Según la descripción petrográfica del monumento “Casa del Molino”, la biotita es un
componente del armazón de la piedra (Anexo C) y de acuerdo con Hempel (1988) los
ácidos producidos por los hongos forman complejos quelantes con el hierro y el magnesio
ambos relacionados con minerales como la biotita.
Aspergillus niger produce grandes cantidades de ácido oxálico capaz de disolver
compuestos férricos (Contacuzino & King, 1999), la matriz de este monumento tiene
óxidos de hierro que se pueden ver afectados por el efecto corrosivo del ácido oxálico,
evidenciando alteración en la composición de la piedra.
Para evaluar si una roca es susceptible al biodeterioro, es necesario conocer su
capacidad para retener agua (Caneva et al. 1991), la porosidad nula o casi nula de los
monumentos “Primera y Segunda piedra”, “Virgen del Carmen”, “Molino de la
Mesopotamia” y “Museo Paleontológico” (Anexo C) indica que no están compuestos por
materiales higroscópicos, de modo que la cantidad de agua que pueden retener es poca,
pero suficiente para permitir el desarrollo de bacterias, levaduras y hongos, ello tiene
relación con la humedad relativa, la cual influye en los procesos de evaporación y
transpiración del material y en el crecimiento de los microorganismos (Caneva et al.
1991), para las condiciones de Villa de Leyva el valor de la humedad relativa es constante
durante los meses de muestreo (IDEAM, 2000).
76
Además, la característica de porosidad de los monumentos “Primera y Segunda piedra”,
“Virgen del Carmen”, “Molino de la Mesopotamia” y “Museo Paleontológico”, podría ser un
indicio de que las hifas de los hongos no serían las causantes del decaimiento del
monumento tal y como señala Koestler et al. (1985) que ocurre en monumentos de
piedras porosas. Por el contrario, en estos monumentos sería difícil penetrar en el
sustrato, lo que indicaría que los procesos de biodeterioro actuarían en la superficie y no
en partes profundas, de manera que habría retención de la poca cantidad de agua que
puede entrar en la piedra, alterando la capilaridad de los monumentos.
El monumento “Museo Paleontólogico” se compone de conchas de bivalvos y lodo
calcáreo, la piedra constituyente se clasifica petrográficamente como biomicrita y tiene
gran cantidad de carbonatos (Anexo C). La composición en el monumento es
característica de las rocas orgánicas (Kozanecka, 1991) susceptibles a biodeterioro
microbiano por la gran cantidad de carbono que poseen.
Después del carbono, el elemento más abundante en la célula es el nitrógeno,
componente principal de las proteínas y los ácidos nucleicos. La mayor parte del
nitrógeno en la naturaleza se encuentra en forma inorgánica, ya sea como amoníaco,
nitrato y nitrito (Atlas, 1990); los nitratos y nitritos contenidos en los monumentos “Primera
y Segunda piedra”, y los nitratos contenidos en “Casa del molino” y “Molino de la
Mesopotamia” (Anexo C) pueden ser utilizados por Rhodotorula rubra y Cryptococcus
albidus como fuente de nitrógeno para llevar a cabo sus funciones metabólicas.
La Gráfica 13 muestra el recuento de bacterias en unidades logarítmicas en los seis
monumentos de estudio, entre marzo y septiembre de 2000 en Villa de Leyva Boyacá.
77
Fuente: Presente Investigación
El monumento que presenta mayor recuento durante los cinco muestreos es el “Molino de
la Mesopotamia”, este monumento esta expuesto a aguas superficiales, razón por la que
tendría una marcada influencia sobre los índices de crecimiento microbiano, puesto que el
agua es esencial para la mayoría de las reacciones bioquímicas de los sistemas vivos, así
mismo, los microorganismos son incapaces de crecer sobre superficies secas excepto
cuando hay una humedad relativa por encima del 85% (Atlas, 1990) y la humedad relativa
de Villa de Leyva durante los muestreos fue de 79.3%. Sin embargo, los otros
monumentos también están expuestos a aguas superficiales, pero el “Molino de la
Mesopotamia” está muy cerca del nacimiento de agua que alimentaba antiguamente al
molino de trigo.
La Gráfica 14 muestra el recuento de hongos y levaduras en los seis monumentos de
estudio, entre marzo y septiembre de 2000 en Villa de Leyva, Boyacá.
El monumento “Museo Paleontológico” presenta los recuentos más bajos en comparación
con los otros monumentos. Este monumento posee una porosidad
Gráfica 13. Recuento de Bacterias (U log) en 6 monumentos entre marzo y septiembre de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
4.6
4.7
4.8
4.9
5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPTIEMBRE
U. L
ogar
itmic
as
Primera Piedra Segunda Piedra Virgen del Carmen
El Molino Mesopotamia M. Paleontológico
78
Fuente: Presente Investigación
nula que afecta directamente la toma de agua por capilaridad, lo cual dificultaría el
crecimiento de los hongos y levaduras sobre la superficie, sin embargo, se presenta un
promedio bajo de estos microorganismos, puesto que los hongos son capaces de crecer a
actividades de agua mucho menores que las bacterias y son capaces de crecer en la
mayor parte de las superficies en las que la disponibilidad de agua no sustentaría el
desarrollo bacteriano (Caneva et al. 1991).
5.5 Microorganismos de ambiente De las muestras tomadas de aire en Agar Plate
Count y Agar OGY (Figura 22) durante cuatro muestreos se identificaron los
microorganismos que prevalecían en el ambiente, la Tabla 16 muestra la identificación de
las bacterias, levaduras y hongos de las muestras de ambiente.
Figura 22. Microorganismos de ambiente en Agar OGY
La Autora
Gráfica 14. Recuento de Hongos y levaduras (U Log) en 6 monumentos entre marzo y septiembre de 2000 en Villa de Leyva - Boyacá
4
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
MARZO ABRIL JULIO AGOSTO SEPTIEMBRE
U. L
ogar
itmic
as
Primera Piedra Segunda Piedra Virgen del Carmen
El Molino M. Paleontológico Mesopotamia
79
Tabla 16. Identificación de microorganismos de ambiente
MICROORGANISMO IDENTIFICACIÓN MONUMENTO Pseudomonas aeruginosa api 20 NE A,B,C,D,E,F Aeromonas hydrophila api 20 NE B,D,E,F Micrococcus spp. api STAPH A,B,C,D,E Bacillus megaterium api 50 CHB A,B,C,E,F Bacillus circulans api 50 CHB A,C,D,E,F Bacillus licheniformis api 50 CHB A,B,C,D,E,F Bacillus subtillis api 50 CHB A,B,C,D,E,F Rhodotorula glutinis api 20 C AUX D,E Candida utilis api 20 C AUX A,B,C,D,E,F Candida ciferrii api 20 C AUX A,B,C,E Rhodotorula minuta api 20 C AUX A,B,C,D,E,F Hansenula polymorpha api 20 C AUX D,E,F Rhodotorula mucilaginosa api 20 C AUX A,B,C,D,E,F Rhizopus sp. Coloración azul de lactofenol A,B,C,D,E,F Mucor sp. Coloración azul de lactofenol A,B,C,D,E,F Penicillium sp. Coloración azul de lactofenol A,B,C,D,E,F Botrytis sp Coloración azul de lactofenol A,B,D,E Fusarium sp. Coloración azul de lactofenol A,B Aspergillus sp. Coloración azul de lactofenol A,B,C,D,E,F Alternaria sp. Coloración azul de lactofenol E,F
A: Primera piedra (casa del congreso), B: segunda piedra (casa del congreso), C: Virgen del Carmen, D: Casa del molino, E: Molino de la Mesopotamia, F: Museo Paleontológico. Fuente: La Autora
Los microorganismos identificados del ambiente (Tabla 16) son comunes a la mayoría de
los monumentos. El aire carece de población microbiana propia por lo que estos
microorganismos se encontrarían accidentalmente y suspendidos sobre partículas sólidas
o pequeñas gotas de agua (Jensen & Wright, 1985) relacionadas directamente con la
humedad relativa, característica climática que permanece constante en Villa de Leyva.
Los microorganismos identificados en ambiente no son los mismos que presentan
incidencia a lo largo del estudio, a pesar de tener en común géneros como Bacillus sp.,
Rhodotorula sp. y Aspergillus sp, además, no han sido reportados en la literatura como
agentes biológicos causantes del biodeterioro en monumentos de piedra, por lo que no
pueden ser asociados al proceso.
80
5.6 Efecto de Biocidas
5.6.1 Efecto de P3-oxonia Inicialmente se evaluaron concentraciones de 0.05, 0.1, 0.5 y
1.0% y no hubo formación de halos de inhibición. La Tabla 17 muestra el promedio de los
halos de inhibición desde la concentración 1.5% hasta 10%. (Figuras 23 – 25). En la Tabla
18 aparecen los datos de las concentraciones ideales de P3-oxonia y su nivel de
significancia para cada una de las cepas recuperadas en los monumentos en Villa de
Leyva.
Tabla 17. Promedio de halos de inhibición para P3-oxonia
MICROORGANISMO CONCENTRACIÓN en % 1.5 2.0 2.5 3 5 6 7 10 Bacillus cereus - 2.2 3.0 3.8 7.2 8.8 10.6 13.4 Bacillus sphaericus - 2.8 3.6 3.8 12.8 13.8 14.6 15.8 Bacillus lentus - 2.8 2.8 4.0 8.0 9.6 13.8 14.6 Bacillus brevis - - 2.6 3.8 6.0 8.4 10.6 13.0 Rhodotorula rubra 2.2 3.0 3.4 4.4 9.4 11.8 13.8 14.8 Cryptococcus albidus 2.4 2.8 3.8 5.0 7.4 8.4 9.8 12.6 Aspergillus niger 3.6 4.6 5.8 6.8 9.8 10.2 10.8 13.2 Aspergillus flavus - 2.8 4.0 4.0 10.2 11.8 12.8 14 Cladosporium sp. 2.8 3.8 4.6 5.8 7.6 8.6 12.8 13.4 Algas y cianobacterias CMI CMI: Concentración mínima inhibitoria Fuente: La autora
P3-oxonia oxida sitios activos de ciertos grupos sulfhidrilos (SH-) de algunas coenzimas
que constituyen etapas intermedias de la producción de ATP (Videla & Salvarezza, 1984).
De manera que a una concentración del 1.5% se afectaría el proceso de respiración
celular de Rhodotorula rubra, Cryptococcus albidus, Aspergillus niger, Cladosporium sp, y
de algunas algas y cianobacterias. Además, este producto actúa de forma oxido-
destructiva sobre las proteínas de la pared celular y sobre componentes proteínicos de la
célula destruyéndolos junto con todos los sistemas enzimáticos hasta que las células
mueren (Henkel, 1997). Los microorganismos aislados en este estudio poseen pared
celular que es la encargada de proteger a la célula contra un choque osmótico (Atlas,
1990), de modo que la acción oxido-destructiva de P3-oxonia haría que la célula de la
mayor parte de los microorganismos estallara debido a la presión osmótica ejercida sobre
las membranas citoplasmáticas.
81
Esta acción se evidencia a partir una concentración de 1.5% (Tabla 17) donde se
empiezan a presentar halos de inhibición para algunos microorganismos y a una
concentración del 3% donde se muestra total control para algas y cianobacterias. Esta
concentración es la máxima aconsejada por la casa comercial para ser utilizada.
Figura 23. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con P3-oxonia
La Autora
Figura 24. Halos de inhibición para hongos con P3-oxonia
La Autora
82
Figura 25. Evaluación cualitativa de la CMI de P3-oxonia para algas y
cianobacterias La Autora
Tabla 18. Concentración ideal de P3-oxonia medida por el nivel de significancia, para los microorganismos aislados de monumentos en Villa de Leyva.
MICROORGANISMO P (valor) CONCENTRACIÓN IDEAL Bacillus cereus 0.172 10% Bacillus sphaericus 0.366 5% Bacillus lentus 0.172 7% Bacillus brevis 1.0 10% Rhodotorula rubra 0.366 7% Cryptococcus albidus 0.172 10% Aspergillus niger 0.366 7% Aspergillus flavus 0.366 7% Cladosporium sp. 0.366 7%
Fuente: Presente investigación
Sin embargo, en la Tabla 18 se muestra que los valores de p son mayores que el nivel de
significancia (α = 0.05) por lo que la Ho no se rechaza, esto indica que se pueden utilizar
concentraciones ideales de 5%, 7% y 10%. De acuerdo con la información de la casa
comercial P3- Oxonia es de amplio espectro a bajas concentraciones, pero los
resultados obtenidos muestran que es necesario utilizar una alta concentración (10%)
para observar una sensibilidad significativa de todos los microorganismos aislados en los
seis monumentos.
5.6.2 Efecto de Dimanin La Tabla 19 corresponde a los promedios de los halos de
inhibición de la concentración 0.1% hasta 3.0% (Figuras 26 y 27). La figura 28 muestra la
83
evaluación cualitativa de la CMI de Dimanin con relación a algas y cianobacterias. La
Tabla 20 muestra los datos de las concentraciones ideales de Dimanin y su nivel de
significancia para cada una de las cepas aisladas de los monumentos en Villa de Leyva.
Tabla 19. Promedio de halos de inhibición para Dimanin
MICROORGANISMO CONCENTRACIÓN en % 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 1.0 2.0 3.0 Bacillus cereus - - 2.4 3.6 4.6 6.8 8.4 12.8 Bacillus sphaericus 3.6 4.6 6.2 7.0 8.8 10.8 11.6 13.2 Bacillus lentus 4.4 5.6 6.8 7.6 9.2 9.6 10.8 12.6 Bacillus brevis 4.2 4.8 5.8 7.8 8.8 11.6 12.6 14.6 Rhodotorula rubra 4.2 4.8 5.8 6.8 6.2 9.2 11.8 12.6 Cryptococcus albidus 3.6 4.8 5.6 7.0 7.6 9.6 11.4 12.8 Aspergillus niger 5.2 6.0 7.4 8.6 10.6 10.4 12.6 13.4 Aspergillus flavus 2.8 2.6 4.2 4.6 6.0 7.6 10.6 12.7 Cladosporium sp. 2.4 2.8 3.8 4.8 5.8 7.8 11.2 12.6 Algas y cianobacterias CMI CMI: Concentración mínima inhibitoria Fuente: La autora A partir de concentraciones bajas de Dimanin que se encuentran dentro de los límites
especificados por la casa comercial) se evidencian halos en el caso de bacterias,
levaduras y hongos; para algas y cianobacterias la CMI se presenta al 1%; lo anterior
indica la acción del producto sobre los microorganismos con un mecanismo de absorción
a las paredes celulares ya que por su carga catiónica, forma una ligadura electrostática
con lugares de la pared cargados negativamente. Este enlace electrostático crea un
disturbio en la pared celular, causando lisis y hasta la muerte (Unilever, 1999).
Dimanin también ocasiona la muerte por desnaturalización de proteínas de la membrana
celular (Maurer, 1999), esto, conllevaría a una alteración de la permeabilidad de la
membrana en los microorganismos de la presente investigación, porque reduciría el flujo
normal de nutrientes vitales hacia el interior de la célula, inhibiendo el desarrollo
microbiano.
84
Figura 26. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con Dimanin
La Autora
Figura 27. Halos de inhibición para hongos con Dimanin
La Autora
85
Figura 28. Evaluación cualitativa de la CMI de Dimanin para algas y cianobacterias La Autora
Tabla 20. Concentración ideal de Dimanin medida por el nivel de significancia para los microorganismos aislados de monumentos en Villa de Leyva
MICROORGANISMO P (valor) CONCENTRACIÓN IDEAL Bacillus cereus 0.366 3% Bacillus sphaericus 0.618 3% Bacillus lentus 0.371 3% Bacillus brevis 0.172 2% Rhodotorula rubra 0.172 3% Cryptococcus albidus 0.366 3% Aspergillus niger 0.172 2% Aspergillus flavus 0.216 3% Cladosporium sp. 0.371 3%
Fuente: Presente investigación
En la Tabla 20 se observa que todas las cepas muestran valores de P mayores que el
nivel de significancia (α = 0.05), de manera que no se rechaza la Ho, pudiendo utilizar
concentraciones de 2% y 3%. En este caso la concentración ideal de Dimanin sería de
3%, puesto que hay una acción total del producto sobre bacterias, levaduras, y hongos,
evidenciando la formación de halos de 13 mm que indican la sensibilidad al producto y
para algas y cianobacterias la CMI es del 1%.
5.6.3 Efecto del Glutaraldehido Se evaluaron concentraciones desde 10 ppm hasta 70
ppm y de 0.05%, 0.1% y 0.5% pero ningún microorganismo presentó halos de inhibición a
excepción de Aspergillus flavus que presentó inhibición a 0.05%, 0.1% y 0.5%. La Tabla
21 corresponde a los promedios de halos de inhibición desde el 1.0% de concentración
hasta 8.0% (Figuras 29 – 31). La Tabla 22 muestra los datos de las concentraciones
ideales de glutaraldehido y su nivel de significancia para cada una de las cepas aisladas
de los monumentos en Villa de Leyva.
86
Tabla 21. Promedio de halos de inhibición para glutaraldehido
MICROORGANISMO CONCENTRACIÓN en % 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 3.5 4.0 4.5 5 6 7 8 Bacillus cereus 2.6 4.4 5.4 7.4 9.6 9.6 10.
6 11.0
10.8
12.0
12.6
13.6
Bacillus sphaericus - - 2.6 5.4 6.4 7.4 9.2 10.0
10.2
11.0
12.2
12.6
Bacillus lentus - - 3.6 6.2 7.8 9.2 9.8 10.2
12.6
14.8
14.6
15.0
Bacillus brevis - - 3.0 5.2 6.4 9.6 9.4 10.4
10.6
11.6
13.2
14.4
Rhodotorula rubra - - 2.2 4.4 5.6 7.2 8.2 9.0 9.6 12.0
12.8
13.4
Cryptococcus albidus - - 3.6 4.6 6.6 7.6 8.6 9.0 9.6 10.8
11.8
12.6
Aspergillus niger 2.8 5.4 6.4 8.6 9.6 10.6
11.6
11.4
12.6
13.8
14.6
15.6
Aspergillus flavus 8.4 9.4 12.0
13.4
14.6
15.6
16.8
17.4
17.6
18.6
19.6
20.4
Cladosporium sp. 2.6 4.4 9.0 7.6 9.8 10.0
9.4 9.8 10.6
11.8
11.6
12.8
Algas y cianobacterias CMI
CMI: Concentración mínima inhibitoria Fuente: La autora
Al evaluar el glutaraldehido, los halos de inhibición a partir del 1% de concentración y, la
CMI para algas y cianobacterias al 1.5% (Tabla 21) indican que, a partir de estas
concentraciones, el grupo funcional aldehído (agente alquilante) actúa en la pared celular,
en las membranas de las células reaccionando con los constituyentes básicos de las
proteínas (como por ejemplo los grupos: -OH, -NH2, COOH, y SH) desnaturalizándolas, y
en el citoplasma alterando el ingreso y egreso de sustancias a las células (Gónzalez &
Videla, 1995). Ello alteraría el metabolismo microbiano y así habría inhibición del
crecimiento.
87
Figura 29. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con glutaraldehido La Autora
Figura 30. Halos de inhibición para hongos con glutaraldehido
La Autora
88
Figura 31. Evaluación cualitativa de la CMI de glutaraldehido para algas y
cianobacterias La Autora
Tabla 22. Concentración ideal de glutaraldehido medida por el nivel de significancia para los microorganismos aislados de monumentos en Villa de Leyva
MICROORGANISMO P (valor) CONCENTRACIÓN IDEAL Bacillus cereus 0.172 7% Bacillus sphaericus 0.371 8% Bacillus lentus 0.371 5% Bacillus brevis 0.366 7% Rhodotorula rubra 0.366 7% Cryptococcus albidus 0.172 8% Aspergillus niger 0.148 5% Aspergillus flavus 0.089 2% Cladosporium sp. 0.366 8%
Fuente: Presente investigación La Tabla 22 muestra que los valores de P frente a todas las cepas son mayores que el
nivel de significancia (α = 0.05), por lo que la Ho no se rechaza, de modo que podrían
utilizarse concentraciones ideales de 2%, 5%, 7% y 8%. En la presente investigación se
buscó la concentración ideal de glutaraldehido a la cual todos los microorganismos son
sensibles, en este caso sería una concentración del 8%. Esta no se podría llevar a la
práctica primero por la alta relación costo beneficio y debido a que la máxima
concentración permitida actualmente por la Enviromental Protection Agency (EPA, 2000)
es de 50 ppm, sin embargo, en sistemas industriales se aplica hasta 70 ppm.
5.6.4 Efecto de Hipoclorito de sodio En principio se evaluó el hipoclorito de sodio a una
concentración de 100 ppm y se procedió a aumentarla y evaluarla en porcentaje a partir
89
de 1%. La Tabla 23 que corresponde a los promedios de halos de inhibición desde el
1.0% de concentración hasta 6.0% (Figuras 32 – 34). La Tabla 24 muestra los datos de
las concentraciones ideales de hipoclorito de sodio y su nivel de significancia para cada
una de las cepas aisladas de los monumentos en Villa de Leyva.
Tabla 23. Promedio de halos de inhibición para hipoclorito de sodio
MICROORGANISMO CONCENTRACIÓN en % 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 6.0 Bacillus cereus 2.2 3.4 5.0 5.8 6.6 7.6 9.2 9.6 11.4 12.6 Bacillus sphaericus 3.4 3.6 4.6 5.6 6.8 7.4 8.4 9.6 11.4 12.8 Bacillus lentus 2.6 3.6 4.2 4.8 6.4 7.8 8.4 9.4 11.0 12.8 Bacillus brevis 2.8 3.6 4.0 4.8 6.2 7.0 8.6 9.8 10.8 12.8 Rhodotorula rubra 1.6 2.8 4.2 5.0 6.2 7.6 9.0 9.6 10.8 12.8 Cryptococcus albidus 2.2 3.2 4.8 5.6 6.6 7.8 8.6 11.4 10.6 12.6 Aspergillus niger 3.4 5.2 6.4 7.4 8.4 6.6 10.0 11.0 11.8 12.8 Aspergillus flavus 2.8 4.2 5.0 5.4 6.2 7.2 8.0 8.8 11.6 12.8 Cladosporium sp. 2.2 3.0 4.4 4.8 6.4 7.2 8.0 9.8 11.6 12.8 Algas y cianobacterias CMI CMI: Concentración mínima inhibitoria Fuente: La autora Al evaluar hipoclorito de sodio se forman halos de inhibición en bacterias, levaduras y
hongos a partir del 1% de concentración y la CMI para algas y cianobacterias es de 2.0%
(Tabla 23); lo anterior se debe a que el hipoclorito de sodio es un agente oxidante que
difunde fácilmente a través de la pared celular de los microorganismos y se combina con
el protoplasma celular formando uniones cloro nitrógeno (N-Cl) estables con las proteínas
hasta desnaturalizarlas (Videla & Salvarezza, 1984). Esto ocasiona alteración en los
sistemas enzimáticos de la célula.
Además, el hipoclorito de sodio oxida sitios activos grupos (SH-) de algunas coenzimas en
etapas intermedias de la producción de ATP (González & Videla, 1995), lo que indica que
se afecta la respiración celular, esto puede verse a concentraciones bajas en todos los
microorganismos.
90
Figura 32. Halos de inhibición para bacterias y levaduras con hipoclorito de sodio La Autora
Figura 33. Halos de inhibición para hongos con hipoclorito de sodio
La Autora
91
Figura 34. Evaluación cualitativa de la CMI de hipoclorito de sodio para algas y
cianobacterias La Autora
Tabla 24. Concentración ideal de hipoclorito de sodio medida por el nivel de significancia para las cepas aisladas de monumentos en Villa de Leyva
MICROORGANISMO P (valor) CONCENTRACIÓN IDEAL Bacillus cereus 0.371 6% Bacillus sphaericus 0.366 6% Bacillus lentus 0.366 6% Bacillus brevis 0.366 6% Rhodotorula rubra 0.366 6% Cryptococcus albidus 0.172 6% Aspergillus niger 0.176 6% Aspergillus flavus 0.366 6% Cladosporium sp. 0.366 6%
Fuente: Presente investigación
Los valores de P de la Tabla 24 son mayores que el nivel de significancia (α = 0.05), para
todas las cepas lo que indica que no se rechaza la Ho, así se tiene una concentración
ideal de hipoclorito de sodio del 6%. El hipoclorito comercialmente se encuentra al 5.25%,
de modo que la relación costo beneficio sería baja aunque no a una concentración ideal
mínima, pero sí económicamente viable. Además, habría que estudiar los efectos del
hipoclorito de sodio sobre el material antes de ser llevarlo a la práctica.
El comportamiento de los microorganismos frente a cada una de las sustancias biocidas
depende de la efectividad y de las propiedades biológicas de estas, de ello dependerá
92
que al evaluarlas se presente una mayor o menor sensibilidad, lo que determinará el
efecto en el control de diversas poblaciones presentes en los monumentos.
93
6. CONCLUSIONES
De los resultados de la presente investigación se puede concluir que: v Los seis monumentos del estudio son susceptibles a procesos de deterioro físicos y
químicos, por su exposición a la intemperie, y a procesos de biodeterioro por
proporcionar sustratos favorables para el desarrollo de microorganismos.
v Los monumentos “Primera piedra”, “Segunda piedra”, “Virgen del carmen”, “Casa del
molino” y “Molino de la mesopotamia” contienen silicatos, lo que los hace susceptibles
al biodeterioro ocasionado por la producción de ácidos producidos por bacterias y
hongos.
v La presencia de los microorganismos aislados depende directamente de las
condiciones climáticas de Villa de Leyva, que propician su desarrollo al ser constantes
a lo largo de todo el año.
v De las sustancias evaluadas se determinó la posibilidad de utilizar P3-Oxonia al
10%, Dimanin al 3%, glutaraldehido al 8% e hipoclorito de sodio al 6% debido a que
a estas concentraciones se presenta sensibilidad de todos los microorganismos.
v Las sustancias biocidas Dimanin al 3% e hipoclorito de sodio al 6% presentan una
relación costo beneficio baja.
v Las algas y cianobacterias necesitan de menores concentraciones de cada una de las
cuatro sustancias biocidas evaluadas; 3% para P3-oxonia, 1% para Dimanin, 1.5%
para glutaraldehido y 2% para hipoclorito de sodio.
94
7. RECOMENDACIONES
v Evaluar diferentes relaciones tróficas entre los microorganismos aislados para ver si
existen consorcios microbianos con efectos sinérgicos que ayudan al biodeterioro de
los seis monumentos de piedra estudiados.
v Realizar exámenes de microscopia electrónica (SEM) y de microscopia electrónica
ambiental (ESEM) sobre muestras de piedra para evidenciar la formación de
biopelículas internas y externas involucradas en los procesos de biodeterioro de
monumentos históricos y así identificar microorganismos epilíticos (sobre superficie),
casmolíticos (en los clivajes) y endolíticos (dentro del material).
v Realizar un análisis de la cantidad de material polimérico extracelular (MPE)
involucrado directamente en el biodeterioro de los monumentos.
v Realizar y evaluar la técnica de PCR para la determinación de microorganismos en
monumentos históricos de piedra.
v Evaluar in vitro el efecto de Dimanin al 3% e hipoclorito de sodio al 6% sobre el
material de los seis monumentos, para determinar el efecto.
95
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101
ANEXOS
ANEXO A
AGAR PLATE COUNT PARA EL CULTIVO Y RECUENTO DE BACTERIAS
AERÓBICAS TOTALES Y LEVADURAS A PARTIR DE MUESTRAS DE MONUMENTOS (Merck )
Composición g/L Peptona de caseína 5.0 Extracto de levadura 2.5 D(+) Glucosa 1.0 Agar agar 14.0
AGAR PAPA DEXTROSA (PDA) PARA EL CULTIVO Y DETERMINACIÓN DE HONGOS FILAMENTOSOS Y LEVADURAS (Merck)
Composición g/L Infusión de papa (preparada a partir de 200g de papa) 4.0 D (+) Glucosa 20.0 Agar agar 15.0
MEDIO LIQUIDO BRISTOL PARA LA RECUPERACIÓN DE ALGAS Y CIANOBACTERIAS.
Composición g/L NaNO3 0.25 CaCl2 0.025 K2HPO4 0.075 NaCl 0.018 MgSO4 * 7 H2O 0.025 FeCl3 0.005
MEDIO API PARA ENRIQUECIMIENTO Y AISLAMIENTO PARA BACTERIAS SULFATO REDUCTORAS
Composición g/100 mL
102
Lactato de sodio 4.0 Extracto de levadura 1.0 Acido ascórbico 0.2 MgSO4 0.2 K2HPO4 0.01 Fe (NH4)2 SO4 0.2 NaCl 10.0 Resazurina de sodio 0.001
POSTAGATE’S MEDIUM B PARA LA RECUPERACIÓN DE BACTERIAS SULFATO REDUCTORAS.
Composición g/250 mL K2HPO4 0.5 NH4Cl 1.0 Na2SO4 1.0 CaCl2 * 6 H2O 0.1 MgSO4 * 7 H2O 2.0 Lactato de sodio 60-70% 5.0 Extracto de levadura 1.0 Tioglicolato de sodio 0.1 Ascorbato de sodio 0.1 FeSO4 * 7 H2O 0.5 pH 7.3 +/- 4 Ajustar antes de autoclavar
AGAR OGY PARA LA DEMOSTRACIÓN Y ENUMERACIÓN DE MOHOS Y LEVADURAS (Merck)
Composición g/L Extracto de levadura 5.0 D (+) Glucosa 10.0 Agar agar 15.0 Aditivo: Oxitetraciclina ó 0.1 Gentamicina 0.05 AGAR NUTRITIVO PARA EL CULTIVO DE MICROORGANISMOS POCO EXIGENTES
(Merck)
Composición g/L Peptona de carne 5.0 Extracto de carne 3.0 Agar agar 12.0
103
AGAR CASOY PARA EL CULTIVO DE MICROORGANISMOS POCO EXIGENTES Y EXIGENTES (Merck)
Composición g/L Peptona de caseína 15.0 Peptona de harina de soja 5.0 Cloruro sódico 5.0 Agar agar 15.0
MOSSEL AGAR SELECTIVO PARA Bacillus cereus (Merck)
Composición g/L Peptona de carne 10.0 Extracto de carne 1.0 D(-) Manitol 10.0 NaCl 10.0 Rojo de fenol 0.025 Agar agar 12.0 Aditivos Emulsión yema de huevo 100 ml Polomixina B sulfato 0.01 a 0.1g
ANEXO B
api 50 CH Carbohidratos para la identificación rápida de bacilos Gram-positivos (bioMérieux S.A)
La galería API 50 CH permite realizar el estudio del metabolismo de hidratos de carbono de los microorganismos. Está compuesta por 50 microtubos. Cada uno de ellos tiene una zona de anaerobiosis (el tubo), para los estudios de fermentación y una zona de aerobiosis (la cúpula), para los estudios de oxidación y de asimilación (Figura 35).
104
Figura 35. Identificación de Bacillus cereus mediante api 50 CH
La Autora
El primer tubo, sin principio activo, sirve como control negativo. Los tubos siguientes contienen cada uno una cantidad definida de substrato deshidratado perteneciente a la familia de los hidratos de carbono y derivados (heterosidos, polialcoholes, ácidos urónicos). Estos substratos pueden ser metabolizados por diferentes vías: - Asimilación: se traduce en el crecimiento del microorganismo en la cúpula cuando el
substrato es utilizado como única fuente de carbono presente. - Oxidación: se traduce en un cambio de color en la cúpula, debido a una producción
de ácido en aerobiosis, revelada por el indicador de pH del medio elegido. - Fermentación: se traduce por un cambio de color en el tubo, debido a una producción
de ácido en anaerobiosis, revelado por el indicador de pH del medio elegido.
api 20 C AUX. Sistema de identificación de las levaduras. (bioMérieux S.A)
La galería API 20 C AUX se compone de 20 cúpulas que contienen sustratos deshidratados que permiten realizar 19 tests de asimilación (Figura 36). Las cúpulas son inoculadas con un medio mínimo semisólido y las levaduras se reproducen sólo si son capaces de utilizar el sustrato correspondiente. La lectura de estas reacciones se hace por comparación con un control de crecimiento y la identificación se obtiene mediante el Catálogo Analítico o un programa informático de identificación.
105
Figura 36. Identificación de Rhodotorula rubra mediante api 20 C AUX
La Autora
ANEXO C
ANÁLISIS PETROGRÁFICOS, SECCIONES DELGADAS Y ANÁLISIS DE SALES DE LAS ROCAS DE LOS MONUMENTOS EN VILLA DE LEYVA, BOYACÁ
Monumentos “Primera y segunda piedra” (Casa del congreso) 1. Descripción petrográfica MUESTRA COMPOSICIÓN POROSIDAD CLASIFICACIÓN Armazón Matriz Cemento
106
A,B Cuarzo, opacos y
zircón
Arcillosa Silíceo Nula o casi nula
Cuarzo arenita
Fernández et al. 2001
2. Microfotografía (aumento 40 x)
Fernández et al. 2001
3. Análisis de sales
a. Solubles en agua
MUESTRA Sulfatos Cloruros Nitratos Nitritos A,B - - + +
Fernández et al. 2001
b. Insolubles en agua
MUESTRA Carbonatos Silicatos Sulfatos A,B - + -
Fernández et al. 2001
Monumento “Virgen del Carmen”
1. Descripción petrográfica MUESTRA COMPOSICIÓN POROSIDAD CLASIFICACIÓN Armazón Matriz Cemento
C Cuarzo, micas y opacos
No se observa
Silíceo Nula o casi nula
Arcillolita silícea
Fernández et al. 2001
107
2. Microfotografía (aumento 40 x)
Fernández et al. 2001
3. Análisis de sales
a. Solubles en agua
MUESTRA Sulfatos Cloruros Nitratos Nitritos C - + + -
Fernández et al. 2001
b. Insolubles en agua
MUESTRA Carbonatos Silicatos Sulfatos C - + -
Fernández et al. 2001
Monumento “Casa del Molino”
1. Descripción petrográfica MUESTRA COMPOSICIÓN POROSIDAD CLASIFICACIÓN Armazón Matriz Cemento
D Cuarzo, y micas
(moscovita y biotita)
Arcillosa y óxidos
de hierro
Silíceo Menor al 1% Limolita silícea
Fernández et al. 2001
108
2. Microfotografía (aumento 40 x)
Fernández et al. 2001
3. Análisis de sales
a. Solubles en agua
MUESTRA Sulfatos Cloruros Nitratos Nitritos D + + + -
Fernández et al. 2001
b. Insolubles en agua
MUESTRA Carbonatos Silicatos Sulfatos D - + +
Fernández et al. 2001
Monumento “Molino de la Mesopotamia”
1. Descripción petrográfica MUESTRA COMPOSICIÓN POROSIDAD CLASIFICACIÓN Armazón Matriz Cemento
E Cuarzo, micas
(moscovita)líticos y opacos
Arcillosa Silíceo Nula o casi nula
Cuarzo arenita
Fernández et al. 2001
109
2. Microfotografía (aumento 40 x)
Fernández et al. 2001
3. Análisis de sales
a. Solubles en agua
MUESTRA Sulfatos Cloruros Nitratos Nitritos E - + + -
Fernández et al. 2001
b. Insolubles en agua
MUESTRA Carbonatos Silicatos Sulfatos E - + -
Fernández et al. 2001
Monumento “Museo Paleontológico”
1. Descripción petrográfica MUESTRA COMPOSICIÓN POROSIDAD CLASIFICACIÓN
F Conchas de bivalvos y lodo calcáreo
Nula Biomicrita
Fernández et al. 2001
2. Microfotografía (aumento 40 x)
110
Fernández et al. 2001
3. Análisis de sales
a. Solubles en agua
MUESTRA Sulfatos Cloruros Nitratos Nitritos F - + - -
Fernández et al. 2001
c. Insolubles en agua
MUESTRA Carbonatos Silicatos Sulfatos F + - -
Fernández et al. 2001
