Bangalore Microscopy Course: A Training Course with a Focus on Asia.  

National Centre for Biological Sciences, Tata Institute for Fundamental Research,  

Bangalore, Feb. 21 – 28, 2010  

Course Organizers Ron Vale, Nico Stuurman: University of California, San Francisco Satyajit Mayor, H. Krishnamurthy: National Centre for Biological Sciences – TIFR Kaustubh Rau: 100X Imaging Inc. 

 Microscopy Course Schedule 

Sunday Night, February 21:   1‐2 pm         Lunch for course faculty, teaching assistants and vendors (NCBS Canteen) 

3‐4 pm Student  Registration (NCBS entrance lobby) 

4‐5 pm:   Research Lecture: Opening remarks and lecture ‐ Ron Vale, UCSF Manipulating Motor Proteins and Measuring Conformational Changes 

   Location:  LH1 5‐7 pm:    Poster session by the students attending the course  7:30‐9 pm   Drinks, dinner  

Monday, February 22:  Basics of microscopy:  microscope light path, diffraction/resolution, phase and polarization 

  

9‐10:15   Didactic Lecture: Microscopy light path, Koehler, Diffraction/Resolution‐  Ron Vale, UCSF 

  Location: LH2  10:30‐12:30  Laboratory: Introduction to transmitted light microscopy, Koehler 

illumination and resolution.    Identify parts of a microscope and light paths   Koehler illumination on stained histology slides 

Exercise to look at resolution/diffraction with diatoms 

Lab leader: Ron Vale 

Lab instructors:  

• Ron Vale (Mukund’s zeiss) 

• Kaustubh Rau (olympus upright setup) 

• Jamie Butler (nikon WF) 

• Steve Ross (nikon WF) 

• Nico Stuurman (leica WF) 

• Tim Mitchison (leica WF)  

• Ganesh (Olympus TIRF) 

• Satyajit Mayor/Prasanth (Olympus ix81 live cell set up) 

Lab observers:  Colin Shepard, Kazu Kinosita 

Samples required: 

• Diatom slides for Koehler illumination (kaustubh) 

• Pollen grain slides (Nico) 

• Carolina muscle slides (Nico) 

• Rabbit muscle preps 

• Filter paper 

• Microscope (from Krishna’s office to LH2) 

• Tonic water 

• FITC solution 

• Rhodamine solution 

• UV source 

 

12:30‐1:30 pm   Lunch  1:30‐ 2:00 pm    Didactic Lecture:  Contrast enhancement‐ Phase Contrast‐ Steve 

Ross, Nikon Inc.                          Location: LH2 2:00‐2:30   Didactic Lecture:  Polarized Light‐ Colin Sheppard, Singapore                         Location: LH2 2:30‐2:45   Break 2:45‐3:45  Didactic Lecture:  Polarization microscopy and DIC‐ Colin Sheppard, 

Singapore Location: LH2 

4:00‐6:00 pm  Laboratory:   Phase, DIC, and Dark Field  Lab leader: Colin Sheppard Lab instructors:  

• Colin Sheppard (Mukund’s zeiss) 

• Steve Ross (Nikon WF) 

• Nico Stuurman (leica WF) 

• Jamie Butler (nikon WF) 

• Kaustubh Rao (olympus  upright setup) 

• Jan Ellenberg (leica WF) 

• Jitu Mayor (Olympus TIRF) 

•  Prasanth  (Olympus ix81 live cell set up) 

 

 

Lab observers: Bo Huang  

Samples required: 

• Diatom slides for Koehler illumination (kaustubh) 

• Pollen grain slides (Nico) 

• Carolina muscle slides (Nico) 

• Rabbit muscle preps 

• Gold beads (15nm provided by Dhiraj) 

 

                                

6:00‐7:30 pm  Social and dinner  

7:45‐8:30 pm  Research Talk  Jan Ellenberg, EMBL, Heidelberg Phenotypic profiling of the human genome by time‐lapse microscopy reveals genes with functions in cell division, survival or migration 

    Location: LH1 

9:00‐11 pm  Free time on microscopes with faculty/vendors Faculty: Ron Vale, Tim Mitchison, Jamie Butler, Colin Sheppard and 

vendors 

 

Tuesday, February 23:    Fluorescence Microscopy  

9‐10 am   Didactic Lecture:  Principles of Fluorescence, fluorescent dyes and the fluorescence light path  Nico Stuurman, UCSF Location:  LH2  

10:00‐10:15 am  Break  10:15‐11:00 am Didactic Lecture: Fluorescence Proteins; Properties and Use as Sensors   Bo Huang 

Location:  LH2   11:00‐12:30 pm  Laboratory: Fluorescence Lab A:    

Lab leader: Steve Ross Lab instructors: Steve Ross, Nico Stuurman, Jamie Butler, Kazu Kinosita, 

Bo Huang Lab observers: Jan Ellenberg   Examine the fluorescence light path and dichroics/filters.   Take images of fluorescence fixed specimens. Fluorescence beads 

for psf and determining pixel shift.   

Samples required: 

• Histology slides from Carmen/ Shefali/ Tejas 

• 5 histology slides from Kaustubh (cells stained with phalloidin/ DAPI/mitotracker) 

• Multicolor beads 

• 6 dishes (ConA coated) for 4 stable S2 cell lines from Nico (drosophila color plus dapi/ tmr) 

 12:30‐ 2 pm    Lunch  2‐3:00 pm  Didactic Lecture: Optical Detectors and Digital Image Acquisition‐ 

 Nico Stuurman, UCSF 

Location:  LH2 3:00‐3:15pm  Break 

3:15‐5:15 pm  Laboratory: Flourescence Lab B Fluorescence Time Lapse and Cameras and z projections of psfs) Lab leader:  Nico Stuurman    Multi‐wavelength Time Lapse Imaging of living cells   Measure read‐out noise and photon conversion factor of the 

camera.    Lab instructors:  Nico Stuurman, Tim Mitchison, Bo Huang, Kaustubh Rao, Steve Ross, Jan Ellenberg 

 Samples required: 

• Histology slides from Carmen/ Shefali/ Tejas 

• 5 histology slides from Kaustubh (cells stained with phalloidin/ DAPI/mitotracker) 

• Multicolor beads 

• 6 dishes (ConA coated) for 4 stable S2 cell lines from Nico  

• Fish Keratocytes 

• S2 cell staining with Mitotracker 

• S2 cells expressing Rab5‐GFP • IA2.2  (for mitotracker experiments) 

 5:30‐6:15 pm: Research Lecture: Tim Mitchison, Harvard University 

“How does a large cell find its center?” Location: LH1  

 6.15‐7:30pm  Dinner   7:30‐9:30 pm Optional organized Activity: 7:30‐8:00 pm Ultra‐sensitive sCMOS Cameras: Marcin Barszczewski, 

Andor 8:00‐8:30 pm Optical Aberrations: Steve Ross (30 min) 

Or 

 Free time on microscopes  

or  

8:00‐9:30 pm: Sudipto’s didactic lecture from last year projected in teaching lab Location: Teaching Lab 

 Faculty: Jitu Mayor, Ron Vale, Nico Stuurman, Bo Huang and vendors  9:30‐11:30 pm: Camera labs 

Wednesday, February 24:  Optical Sectioning and enhancing resolution  

9‐10 am  Didactic Lecture:   Optical sectioning techniques‐ confocal, 2 photon, other.    Steve Ross 

  Location: LH2  10‐11 am  Didactic Lecture: Kazu Kinosita Waseda University 

Playing with microscopes: Some technical hints   Location: LH2  11‐11:15 am         Break  11:15‐12:15 am Didactic  Lecture: Superresolution Microscopies‐  Bo Huang     Location: LH2    12:30‐ 1:30 pm   Lunch  1:30‐5:30 pm  Laboratory:  confocal microscopy (point scanning, spinning disk, 

photobleaching and FCS)       4 x 1 hr modules 

Lab leader:  Krishna  Lab instructors:   1.  Zeiss confocal (LSM 780 brought from Zeiss) :Jan Ellenberg 2.  Olympus FV1000 (Jamie Butler / Prasanth) 3.  Leica Confocal: STED (brought by Leica engineer) 4. Olympus confocal (brought by Olympus: Ganesh) 5.  Andor revolution spinning disk (NCBS facility): Alberto Zorlini, Andor 6.  Zeiss LSM510 meta : Suvrajit ‐FCS 7.   Nikon TIRF (NCBS) : Jitu and Gayatri 

8.  Olympus TIRF (NOMIC): Nico  Andor Revolution and LSM510 are located in the Central Imaging and 

Flow Facility. The Nikon TIRF is in Satyajit Mayor’s laboratory.  

Samples required: 

• Abhishek drosophila embryo (live) • Carmen’s slides • Tejas’s samples (live) • Lakshmi’s samples (live) • 3 dishes each for the stable cell lines (live) • GG8 for FCS + solutions 

    5:30‐6:30 pm   Didactic Lecture:   Jan Ellenberg, EMBL Heidelberg 

“Fluorescence microscopy‐based methods to study protein dynamics in live cells: from FRAP to FCCS” Location: LH1 

6:30‐7:15 pm  Research Lecture:  Bo Huang 

Shining Light on Macromolecular Machinery     Location: LH1  7:30‐8:00 pm        Principles of STED Microscopy: Leica Microsystems 

8‐9 pm                    Dinner 

9:00‐11:30 pm     Free time on microscopes with vendors 

 

Thursday, February 25:  Special Topics; TIRF, Speckle, Laser Manipulation  

9‐10:15  am   Didactic and Research Lecture: Optical Trapping,  Roop Mallik   Location: LH2  10:15‐11:15 am Didactic Lecture: Tim Mitchison, Harvard University 

“Use of microscopy as a tool in pharmacology research and statistical analysis of cell populations” 

  Location: LH2  

11:15‐11:30  Break  11:30‐12:30  Didactic Lecture: FRET microscopy,  Satyajit  Mayor, NCBS     Location: LH2 

12:30‐ 2 pm   Lunch 

2‐6 pm   Laboratory: Specialized techniques‐  

    2 x 2 hr modules, distributed by student signup and selection 

    FRET, polarization (Jitu and Subhashri) Imaging of the Cytoskeleton (Ron and Tim/ Garima) 

    Laser ablation methods (Kaustubh and Sucheta)     Imaging fluorescence in brain slices (Upi and Mehrab)     Integrating microscope systems (Nico and Steve)     High throughput imaging (Jan/ Prashanth/ Joseph/ Joey)                           Confocal microscopy – FRAP/FLIM module (Suvrajit)                            Calcium imaging (Gaiti/ Sumita) 

Lab leader: Each instructor will prepare their own teaching plan, setup and sample. There will be 2 rotations of 2 hour each. Students can choose in advance and we will prepare a rotation plan.    

Lab instructors:  1. Kaustubh Rau and Sucheta (laser ablation/microsurgery) 2. Ron Vale/Tim Mitchison, Garima (Imaging Cytoskeletal Dynamics) 

Andor spinning disk 3. Upi Bhalla and Dhanya (imaging brain slices, Upi's lab), 4. Nico Stuurman/Steve Ross (integrating microscope systems, teaching 

lab),  5. Satyajit Mayor and Subhashri (polarization microscopy/FRET, Satyajit 

Mayor's system) 6. Confocal Microscopy‐  (FRAP/FLIM module, TRA on LSM 510): Suvrajit 7. Jan Ellenberg/Prashanth/Joseph/Joey (high‐throughput imaging and 

image analysis) 8. Calcium Imaging   Gaiti Hasan and Sumita 9. colin reflection interference contrast/ crawling keratocytes?? 

       

Samples required: 

• Ablation‐ sucheta will get sample (worms/ live cells with actin/microtubules) 

• Cell lines (6 dish each) 

• Dhanya/ Garima / Subhashri/ Suvrajit/ Gaiti/ High throughput screeing people will get their own samples 

 

6‐7:30 pm   Dinner  

7:30‐9:00 pm  A night of Indian dance and music Yakshagana song and dance troupe performance 

 9:00‐11 pm  Organized activity 

Jan Ellenberg (analysis), Kaustubh Rau, Prashanth Ravindran, Nico Stuurman on Image J analysis  

Free time on microscopes with faculty/vendors or image analysis workshop 

Faculty:  Roop Malllik, Kazu Kinosita, Tim Mitchison on microscopes  

 

Friday, Feb 26th Research Lectures, Faculty – Student Group Discussions  

9:00‐9:45 am  Research Lecture: Colin Sheppard, NUS, Singapore Improved confocal gating in focal modulation microscopy 

                                    Location: LH1        9:45‐10:30 am   Research Lecture: Satyajit Mayor 

    “Imaging nanometer‐scale complexes in live cells:        towards a new picture of the cell membrane” 

 Location: LH1 

 

10:30‐10:45 am    Break  10:45‐ 11:30 am      Research Lecture: Kazu Kinosita, Waseda University 

Rotary Motions in Molecular Machines Location: LH1 

 

11:30‐1 pm   Small group discussions of students with faculty over lunch their research/microscopy interests. 

1‐5 pm   Laboratory: Laboratory: Specialized techniques‐  

    2 x 2 hr modules, distributed by student signup and selection 

    FRET, polarization (Jitu and Subhashri) Imaging of the Cytoskeleton (Ron and Tim/ Garima) 

    Laser ablation methods (Kaustubh and Sucheta)     Imaging fluorescence in brain slices (Upi and Dhanya)     Integrating microscope systems (Nico and Steve)     High throughput imaging (Jan/ Prashanth/ Joseph/ Joey)                           Confocal microscopy – FRAP/FLIM module (Suvrajit)                            Calcium imaging (Gaiti/ Sumita)   

Lab leader: Each instructor will prepare their own teaching plan, setup and sample. There will be 2 rotations of 2 hour each. Students can choose in advance and we will prepare a rotation plan.    

Lab instructors:  1. Kaustubh Rau and Sucheta (laser ablation/microsurgery) 2. Ron Vale/Tim Mitchison, Garima (Imaging Cytoskeletal Dynamics) 

Andor spinning disk 3. Upi Bhalla (imaging brain slices, Upi's lab), 4. Nico Stuurman/Steve Ross (integrating microscope systems, teaching 

lab),  5. Satyajit Mayor and Subhashri (polarization microscopy/FRET, Satyajit 

Mayor's system) 6. Confocal Microscopy‐  (FRAP/FLIM module, TRA on LSM 510): Suvrajit 7. Jan Ellenberg/Krishna/Kaustubh (high‐throughput imaging and image 

analysis) 8. Calcium Imaging   Gaiti Hasan and Sumita 9. Colin reflection interference contrast/ crawling keratocytes?? 

       

Samples required: 

• Ablation‐ sucheta will get sample (worms/ live cells with actin/microtubules) 

• Cell lines (6 dish each) 

• Dhanya/ Garima / Subhashri/ Suvrajit/ Gaiti/ High throughput screeing people will get their own samples 

   

5 pm  Depart for Social, souvenir shopping and dinner in downtown Bangalore 

Saturday, February 27  

Student Independent Projects 

12 projects offered from NCBS students or postdocs who will organize the reagents.  Vendors to provide supervision and also offer help. 

 

Sunday, February 28  

Student Independent Projects (as above) 

4‐ 6 pm   Presentation of student projects 

6 pm    Final Dinner 

 

Student’s Project for the weekend 

1. High throughput screening (Balaji/ Joseph/ Joey/ Prashanth) 2. Blebbing cells (Subhashri) 3. Synaptic vesicle transport (Shikha) 4. pH pulse experiment for endocytosis (Gayatri) 5. STED (Garima) 6. Cell surface diffusion (Suvrajit) 7. Brain slice loading and multiphoton imaging (Mehrab) 8. Wingdisc preperation from flies (Anupama) 9. Two color worms (Sucheta) 10. Intracellular metal imaging ??