4. Analyse yon biologisehem Material 457

bindungen besser als an Polyiithyleniminpapier. Ffir das zweidimensionale Ver- fahren bew~hren sich die beiden Systeme: 1. 1,0 n Essigs~ure l~il~t man 2 cm hoch steigen und ansch]ieI3end ohne Trocknung 1,0 n Essigs~ure-3,0 m Lithiumchlorid (9:1) 15 cm hoch; 2. eine LSsung von 6 g Natriumboratdeeahydrat, 3 g Borsi~ure und 25 ml _~thylenglykol in 70 ml Wasser, die man 12--16 cm steigen l ~ t . Vor Beginn der 2. Dimension muI~ man LiC1 entfernen: Man troeknet die Platte einige Minuten in k~ltem Luftstrom, dann 3 rain in warmem (60~ behandelt mit einer LSsung yon 600 mg Trishydroxymethy]aminomethan (freie Base) in 500 ml wasser- freiem Methanol, trocknet nach 5 min in kaltem Luftstrom und extrahiert nochmal 10 rain mit 500 ml reinem wasserfreiem Methanol.

[1] Anal. Bioehem. 13, 575--579 (1965). Bioehem. Res. Lab., Huntington Memorial Hosp. of Harvard Univ., Boston, )/[ass. (USA). E. Mi?LL]~, Marburg

Elektrophorese yon Ribotiden und Ribosiden. Ihre A~wendung liar Balcterien- zellen beschreiben L. M. W]~I~]~, I. MACKO und B. ZAK [1] an Escherichia eoli W. Durch Abwandlung des Puffersystems bei der Gel-Elektrophorese [2] erzielten die Autoren eine gute Trennung der RNS-Nucleoside und der RNS-Nucleotide sowohl ffir sich allein als auch f'fir beide Gruppen zusammen; die Nueleotide wandern zur Anode, die Nucleoside zur Kathode. -- Darstellung des gepufferten Agars: 500 mg Oxoid Ion Agar Nr.215st man unter Erhitzen in 90 ml dest. Wasser und setzt ansehlie- ~end 10 ml Pufferl5sung der 10fachen Konzentration zu [75 g Ammoniumacetat 15st man in 1 150% iger Essigs~ure], so dal~ schlieBlich die Gelschiclit wie die Puffer- 15sung 0,75~ an Ammoniumaeetat und 5~ an Essigs~ure ist. Die Puffer- 15sung soll genauso hoeh stehen wie die Oberfl~ehe der Agarplatte. Die Elektro- phorese wird bei 400 Volt durchgefiihrt.

[1] Anal. Bioehem. 15, 296--299 (1966). Dept. Microbioh Pathol., Wayne State Univ. School Med., Detroit, Mich. (USA). -- [2] Z~K, B., and L. M. WV, INER: Anal. Bioehem. S, 349 (1964). -- BAG~S~, E., L. M. W v . I ~ , and B. ZAK: Clim Chim. Acta 10, 378 (1964). F. E ~ z ~ A ~

Chromatographie yon Bakteriophagen und Desoxyribonucleins~uren anDEAE- Sephadex. Nach M. CzAK6 [1] lassen sich ffir Vergleichsstudien zwisehen Rhizo- bium meliloti Rh. 41 und seiner lysogenen Form Rh. 41 (16--3) die benStigten Bakteriophagen bzw. die nativen oder denaturierten D~NS dutch Chromatographie an DEAE-Sephadex A-50 reinigen und isolieren. DEAE-Cellulose erwies sieh als ungfinstiger, da Adsorptionseffekte die Tremmngen verscMechtern, die Ergebnisse weniger reproduzierbar und die Ausbeuten geringer sind. - - Arbeltsweise. Der ~J-ber- stand, z.B. einer Kultnr der lysogenen Bakterien, wird bei 25~ und 20 Torr in zwei Sehritten (mit zwisehengeschalteter Dialyse) auf 1/1 o konzentriert und gegen 0,01 M Tris-Puffer pH 7,2 dialysiert. Das Konzentrat yon 325 ml mit 4,7 �9 10 s plaque-bilden- den Einheiten pro Milliliter wird auf eine 2,5 • 40 cm-Si~ule gebracht, die mit Start- puffer (0,05 M NaC1 in 0,01 M Tris pH 7,2) ~quilibriert worden ist. Eluiert wird mit einem im Tris-Puffer bis auf 1 M NaCI ansteigenden Gradienten. Die Salzkonzentra- tion des Eluats wird aus dem Brechungsindex berechnet, die Phagenkonzentration mit dem Plaque-Test auf doppelten Agar-Schiehten bestimmt. Als Elutionsbereiche wurden gefunden: Phagen 0,30--0,33; native DNS aus Rh. 41 0,6--0,62; native DNS der lysogenen Form Rh. 41 (16--3) 0,6--0,65; hitzedenaturierte DNS beider Formen 0,7--0,72 (in Molaritiit NaC1). Auch die Hauptmenge der n~tiven DNS l ~ t sieh leieht yon Begleitproteinen, RNS, denaturierter DNS und DNS-Abbau- produkten trennen (ein Test mi~ Hefe-RNS ergibt 0,48--0,52; mit Albumin-Frak- tion V 0,25--0,30). Die Trennergebnisse sind ira Bereieh zwisehen 4 und 25~

458 Bericht: Spezielle analytisehe Methoden

unabh~ngig yon der Temperatur. Bei nativer DNS liegen die Ausbeuten zwischen 60 und 870/0, bei denatnrierter zwischen 50 und 70~ . [1] Aeta Physiol. Acad. Sci. Hung. 29, 1--8 (1966). Inst. for Genetics, Budapest (Ungarn). H. B~NDE

Naehweis und Bestimmung yon Adenosindiphosphat und verwandten Sub- stanzen im Plasma. D. M. IRELAND und D. C. B. MILnS [1] verfolgen den Abbau yon ADP in Plasma. 0,2--1,0 ~Mol ADP verursachen eine Verklumpung yon Blut- pl~ttchen im blutpl~ttchenreichen Plasma. Bei kontinuier]icher Bewegung des Plasmas 15sen sich die Klumpen wieder auf. Dieser Vorgang ist abh~ngig yon Zeit und ADP-Konzentration. AMP und Adenosin hemmen diesen Effekt, das deutet auf einen Abbau yon ADP w~hrend der KlumpenauflSsung zu bestimmten ~Ietaboliten. Um die beim Abbau entstehenden Stoffe zu erfassen, wurde mit radioaktiven Ma- terial inkubiert. Bei 37~ wird das Plasma, auch eine gewasehene Zellsuspension eignet sieh dazu, mit ADP, 8-14C-ADP, 8-1aC-Adenosin oder 8-14C-Inosin inkubiert (maximal nur 1~ des Gesamtvohmens). 1Wach der Inkubation werden 0,5 oder 1 ml zu 4,5 m] eiskalter 10~ Trichloressigs~ure gegeben, die die oben verwen- deten radioaktiven Stoffe als Tr~ger bis zu maximal 30 m~Mol enthalten. An- scMieBend wird bei 12000 g 10 rain lang zentrifugiert. Um die Nucleotide, t'qucleoside und Purine yon unerwiinschten Nebenprodukten zu trennen, werden die ersteren an Aktivkohle gebunden. Dazu werden jeweils 4,7--5 ml der klaren L5sung bei 2--4~ mit Aktivkohle behandelt. Die adsorbierten Verbindungen werden in fiblicher Weise eluiert, die Eluate konzentriert, durch Elektrophorese und Papier- Chromatographic aufgetrennt und dutch Messung der Radioaktivit~t ausgewertet (sehr ausfiihrliehe Arbeitsvorsehriften im Original). Die Inkubation wird aueh in Gegenwart yon Heparin oder Heparin-CitratlSsung durchgeffihrt. 50~ der zuge- setzten radioaktiven ADP-Menge wurde innerhalb yon 9--12 rain abgebaut. [1] Biochem. J. 99, 283--296 (1966). Glaxo Res. Ltd, Greenford, Middlesex (Grol~- britannien). U. G ] ~ R D T

{Jber die Identifizierung yon Analogen des Nieotinamid-adenindinucleotids berichtet G. P. Wt t~L]~ und B. J. BOWDON [1]. Diese Verbindungen entstehen, wenn Kul turen yon Mammaze l l en in Gegenwart yon 2,6-Diaminopurin wachsen. Die abzentrifugierten und mit 0,9 ~ NatrinmchloridlSsung gewaschenen Zellsuspen- sionen werden in der vierfaehen Menge absol. ~thanol 5 min gekocht und der Riiek- stand naeh Zentrifugieren eingeengt und gefriergetroeknet. Der Rfickstand der Alkoholbehandlung wird je zweimal mit Wasser, kalter 5~ TrichloressigsEure, Wasser, ~_thanol und/~ther gewaschen. Aus dem Riickstand werden die Purine yon Rl~S und Dl~S naeh BENlVETT [2] isoliert. Die ~thanolischen Extrakte werden a) durch zweidimensionale Papier-Chromatographie und Radioautographie naeh ZAW~N [3] und b) durch Papierelektrophorese bei 750 Volt in 0,05 m Ammonium- formiatlSsung pH 3,5 isoliert. Die erhaltenen Verbindungen werden mit Hilfe yon Vergleiehssubstanzen identifiziert. Die R~-Werte sind tabe]larisch aufgeffihrt. [1] J. Biol. Chem. 241, 1114--1121 (1966). Kettering-Meyer Lab., Southern Res. Inst., Birmingham, Alabama (USA). -- [2] B~NETT jr., L. L., H. E. S~xPP~n, C. C. STOCk: u. C. P. RHOADS : Cancer Res. 15, 485 (1955). -- [3] ZATMA~, L. J., N. O. KA]?LA~, S. P. COLOWICK u. M. M. CIOTTI: J. Am. Chem. Soe. 75, 3293 (1953).

A. NIEMA~

~Jber die fluorimetrisehe Bestimmung yon NADH (DPNH) und NADPH (TPNH) berichten R F. C]tEN mud J. E. HAu jr. [1]. Verff. stellen lest, dal3 die Kurve Fluorescenzintensit~t gegen Konzentration oberhalb 10 - s m nicht mehr linear ist.