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UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTIN

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS

Escuela Profesional de Ingeniería Pesquera

Comparación de la incubación artificial de huevos y la supervivencia de larvas de tilapia roja (Oreochromis sp) y

tilapia gris (Oreochromis niloticus) en condiciones de laboratorio.

Lupinta Quicaña Emily

Mamani Cutipa Myghumi

Vega Calderón Verónica

AREQUIPA

2014

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1. INTRODUCCION

En el presente trabajo se pretende determinar las diferencias existentes en la incubación

artificial de tilapias rojas (Oreochromis sp) y tilapias grises (Orechromis niloticus), con

fines de mejorar la productividad de los centros de cultivo de nuestro país.

La presente investigación se realizará en el laboratorio de Acuicultura de la Escuela

Profesional de Ingeniería Pesquería de la Universidad Nacional de San Agustín. Las

tilapias rojas y grises serán traídas del Centro de cultivo Tambo de Mora del Fondo

Nacional de Desarrollo Pesquero (Fondepes), que se encuentra ubicado en el

distrito de Tambo de Mora, Provincia Chincha, Dpto. de Ica.

El presente estudio de investigación se desarrollara durante 6 meses. Durante el primer

mes se realizara la instalación de toda la infraestructura y equipos necesarios, durante

los dos meses siguientes se llevara acabo el acondicionamiento de reproductores y

durante los otros dos meses se desarrollará la incubación de huevos embrionados y la

obtención de larvas. Los dos últimos meses se analizarán los datos.

2.PLANTEMIENTO DEL PROBLEMA

Existe la necesidad, en todo centro de cultivo de nuestro país de controlar y dar solución

a la reproducción incontrolada, baja producción de huevosen cada desove, alta

frecuencia de desove, puestas asincrónicas y canibalismo de larvas, temprana madurez

sexual, obtención de larvas y alevines de diferentes tallas, baja fecundidad, tiempo

invertido y desgaste energético durante el cuidado parental; en la producción de tilapias

(Macintosh y Little, 1995)

Existe más de 600 piscigranjas de subsistencia, seis de escala menor y una aescala

mayor, que se encuentran distribuidas en la costa norte, costa central yselva oriental

del Perú. Estas empresas requieren de un abastecimiento de aproximadamente

10 millones anuales de alevines de calidad la cual no esabastecida en su momento

teniendo que importarse alevines para desarrollar laetapa de engorde (Baltasar, 2009).

El sistema de incubación artificial de huevos de Tilapia es muy efectivo para producir

una alta calidad de alevinos con un mínimo grado de manipulación, control sobre las

condiciones físico-químicas del agua de incubación, mejor monitoreo de los

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reproductores en términos de producción de huevos y alevinos, así como el

aprovechamiento del 100% de las larvas sexualmente indiferenciadas para someter a

tratamientos hormonales dereversión sexual, con resultados por encima del 99 %.Al

poder incubar embriones de la misma edad, o con diferencia de edades muy cercanas, se

obtienen poblaciones con diferencias de tamaño mínimas lo que evita problemas

decanibalismo, además la técnica de incubación artificial permite un programa de

selección eficiente por familias, y así se evita la disminución de la introgresión genética

(Prieto et al, 2002).

2.1 FORMULACION DEL PROBLEMA

Porlo expuesto nos planteamos las siguientes interrogantes:

PROBLEMA GENERAL:

¿Cuáles son las diferencias en la Incubación artificial de huevos y la

supervivencia de larvas entre tilapias rojas (Oreochromis sp) y tilapias grises

(Oreochromis niloticus), en condiciones de laboratorio?

PROBLEMAS ESPECÍFICOS:

¿Cómo es la incubación artificial de huevos de tilapia roja (Oreochromis sp) en

condiciones de laboratorio?

¿Cómo es la incubación artificial de huevos de tilapia gris (Oreochromis

niloticus) en condiciones de laboratorio?

¿Cuál es la supervivencia de larvas de tilapia roja (Oreochromis sp), después de

la incubación artificial?

¿Cuál es la supervivencia de larvas de tilapia gris (Oreochromis niloticus),

después de la incubación artificial?

2.2 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACION

OBJETIVO GENERAL:

Determinar las diferencias en la incubación artificial de huevos y la

supervivencia delarvas entre tilapias rojas (Orechromis sp) y tilapias grises

(Orechromis niloticus), en condiciones de laboratorio.

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OBJETIVOS ESPECIFICOS:

Evaluar la incubación artificial de huevos de tilapia roja (Oreochromis sp) en

condiciones de laboratorio.

Evaluar la incubación artificial de huevos de tilapia gris (Oreochromis niloticus)

en condiciones de laboratorio.

Evaluar la supervivencia de larvas de tilapia roja (Oreochromis sp), después de

la incubación artificial.

Evaluar la supervivencia de larvas de tilapia gris (Oreochromis niloticus),

después de la incubación artificial.

2.3. JUSTIFICACION:

Se justifica realizar el presente trabajo debido a la falta de información y técnicaspara

controlar los difíciles problemas que se tienen al cultivar tilapia,es así que se tiene la

necesidad de implementar una estrategia que aumente la producción de los centros de

cultivo.

También se logrará disminuir la demanda de larvas en el mercado, y así los

compradores tendrían una producción satisfactoria.

Es necesario que las personas encargadas de manejar los centros de cultivo tengan

conocimiento tecnológico y teóricos para que actúen frente a los problemas antes

descritos y así se evite la disminución en la producción.

Al realizar esta comparación se obtendría las probabilidades de supervivencia de

ambas especies estudiadas, el resultado nos daría a conocer la especie de fácil manejo

en incubación artificial.

A continuación se muestra la matriz de consistencia en la cual se presenta las preguntas,

los objetivos, las hipótesis y sus respectivas variables.

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PROBLEMA OBJETIVO HIPOTESIS VARIABLES UNIDADES

Problema general

¿Cuál es la diferencia en la

incubación artificial de

huevos y la supervivencia

de larvas de tilapia roja y

grises en condiciones de

laboratorio?

Objetivo general

Determinar las diferencias

en la incubación artificial

de huevos y la

supervivencia de larvas de

tilapia roja y grises en

condiciones de laboratorio

b

Existen diferencias en

la incubación artificial

De huevos y la

supervivencia de

larvas de tilapia roja y

grises.

Variable

independiente

Tipo de tilapia

Variable

dependiente

Cantidad de

huevos y larvas

que sobreviven

Método de

conteo de

BonBayer

Interrogantes especificas

¿Cómo es la incubación

artificial de huevos de

tilapia roja (Oreochromis

sp) en condiciones de

laboratorio?

¿Cómo es la incubación

artificial de huevos de

tilapia gris (Oreochromis

niloticus) en condiciones

de laboratorio?

¿Cuál es la supervivencia

de larvas de tilapia roja

(Oreochromis sp),

después de la incubación

artificial?

¿Cuál es la supervivencia

de larvas de tilapia gris

(Oreochromis niloticus),

después de la incubación

artificial?

Objetivos específicos

Evaluar la incubación

artificial de huevos de

tilapia roja (Oreochromis

sp) en condiciones de

laboratorio.

Evaluar la incubación

artificial de huevos de

tilapia gris (Oreochromis

niloticus) en condiciones

de laboratorio.

Evaluar la supervivencia

de larvas de tilapia roja

(Oreochromis sp),

después de la incubación

artificial.

Evaluar la supervivencia de

larvas de tilapia gris

(Oreochromis niloticus),

después de la incubación

artificial

Existen diferencias

entra la incubación

artificial de huevos de

De tilapia roja

(Oreochromis sp) y

Tilapia gris

(Oreochromis

niloticus) en

condiciones de

laboratorio.

Existe diferencias

entre la supervivencia

De larvas de tilapia

roja (Oreochromis sp)

y tilapia gris

(Oreochromis

Niloticus)

3. ANTECEDENTES

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Rana, (1988), obtuvo resultados de hasta un 59% de sobrevivencia de larvas,usando

tablas vibradoras o recipientes cónicos con flujo de agua descendente.

Prieto et al. (2002) reportaron la supervivencia de larvas por bandeja cercana al 90% con

densidades entre 5000 a 12000 larvas, con flujos de 3 a 4 l min-1, mientras que las

mejores tasas de crecimiento específico se encontraron a bajos flujos de agua (2 l min/1).

Las larvas producidas en este sistema presentaron mejor crecimiento (11%/día vs

8,3%/día) y sobrevivencia que las larvas producidas naturalmente (73% vs

98,4%).También evaluaron el tiempo que toman las larvas en reabsorber su saco vitelino,

dicho tiempo varía de 4 a 5,5 días, si se mantienen las mismas condiciones ambientales

en el proceso de incubación.

Aguilera et al. (2014), reportaron la sobrevivencia de alevines obtenidos respecto al

número inicial de huevos incubados entre el 35% y el 46%, también experimentaron en

botellas, en este caso sin renovación de agua, donde la eficiencia se redujo al 20%.

Lenis et al, (2009) reportaron un 74% de huevos fecundados y 40% de sobrevivencia

larval de los cuales se obtuvieron 101 alevinos de talla comercial, en su trabajo de

incubación artificial de sabaleta (Brycon henni), además utilizo diversos compuestos

químicos para ver su reacción y su efecto.

3.1. MARCO TEORICO

3.1.1 Taxonomía

TILAPIA ROJA (Oreochromis sp.)

Según PRODUCE (2004). La clasificación de esta especie es la siguiente:

Phyllum :Vertebrata

Sub Phylum :Craneata

Superclase :Gnostomata

Serie : Piscis

Clase :Teleostomi

Sub clase :Actinopterigii

Orden : Perciformes

Sub orden :Percoidei

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Familia :Cichlidae

Género :Oreochromis

Especie :Oreochromissp.

TILAPIA GRIS (Oreochromisniloticus)

Según Ingenieros Consultores (2004), la clasificación taxonómica de la tilapia

nilotica es:

Phyllum :Vertebrata

Sub Phylum :Craneata

Superclase :Gnostomata

Serie : Piscis

Clase :Teleostomi

Sub clase :Actinopterigii

Orden : Perciformes

Sub orden :Percoidei

Familia :Cichlidae

Género :Oreochromis

Especie : O. niloticus

3.1.2 Características

MORFOLOGÍA EXTERNA

La familia Cichlidae se caracteriza por presentar especies de coloración muy

atractiva, principalmente las nativas de África, América Central y la parte

Tropical de Sudamérica, (Boceck, 1996) Los miembros de la familia Cichlidae se

diferencian de los Mojarras (Centrarchidae) y de las Percas por presentar un solo

orificio a cada lado de la cabeza, y que sirve simultáneamente como entrada y

salida de la cavidad nasal.

La tilapia nilótica presenta un color en general cenizo azulado(Gris), siendo el

macho de un color más claro al de la hembra, diferenciándose de estas la tilapia

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roja, la cual presenta un tono rosado a rojo, pudiendo variar en partes del cuerpo

en ciertos casos.

En O. niloticus, tilapia plateada, presenta en la aleta caudal franjas negras

delgadas y verticales. El margen superior de la aleta dorsal es negra o gris

(oscura). En machos, durante la reproducción, la superficie del cuerpo y las aletas

anal, dorsal y pélvicas son negras, y la cabeza y el cuerpo tiene manchas negras,

(Ingenieros consultores, 2004).

El cuerpo generalmente es comprimido, corto, a menudo discoidal, y en ciertos

casos alargada. Las tilapias según sea la especie tienen un número variable de

branquiespinas. La cabeza y la cola en si son pequeñas pero el macho posee la

cabeza más grande que el de la hembra, algunas veces según la edad y crecimiento

el macho presenta tejidos grasos en la región anterior y dorsal de la cabeza

(dimorfismo sexual), (Velarde, 1986). La boca es ancha y protráctil, a menudo

bordeado por labios gruesos. La mandíbula presenta pequeñísimos dientes cónicos

y en algunas ocasiones incisivos, que le sirven para alimentarse de plantas.

Pueden o no presentar un puente carnoso (conocido como freno), que se encuentra

en el maxilar inferior, en la parte media debajo del labio. Pueden o no presentar

membranas unidas por 5 a 6 branquiestegos y un número de branquiespinas,

(Velarde, 1986). La parte anterior de las aletas dorsal y anal es siempre corta y

consta de una espina y de radios suaves en su parte terminal, que en los machos

suelen estar fuertemente pigmentados y las aletas ventrales presentan de 1 a 2

espinas y 5 radios, (Velarde, 1986). La aleta caudal es pequeña, redondeada y

trunca, además se observa la línea lateral en estos cíclicos interrumpida y

presentándose generalmente dividido en dos partes: la superior que se extiende

desde el opérculo hasta los últimos radios de la aleta dorsal y la inferior se inicia

por debajo de donde termina la línea lateral superior hasta el final de la aleta

caudal.

MORFOLOGÍA INTERNA

El sistema digestivo de la tilapia se inicia en la boca, que presenta en su interior

dientes mandibulares (pueden ser un cúspides, bicúspides y tricúspides según las

diferentes especies) y continúa con el esófago y el estómago. El intestino es en

forma de tubo que se adelgaza después del píloro diferenciándose en dos partes:

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una anterior corta, que corresponde al duodeno, y una posterior más larga aunque

de menor diámetro. El intestino es siete veces más largo que la longitud total del

cuerpo, característica que predomina en las especies herbívoras. Presenta dos

glándulas importantes asociadas con el tracto digestivo: el hígado, que es un

órgano grande y de estructura alargada y el páncreas, en forma de pequeños

fragmentos redondos y difíciles de observar por estar incluidos en la grasa que

rodea a los ciegos pilóricos. El sistema circulatorio está impulsado por un corazón

generalmente bilobular y de forma redonda, compuesto por tejido muscular y

localizado casi en la base de la garganta. La respiración es branquial, estando estas

estructuras constituidas por laminillas delgadas alojadas en la cavidad opercular.

Posee una vejiga natatoria que se localiza inmediatamente bajo la columna dorsal

y que tiene forma de bolsa alargada, la cual funciona como un órgano hidrostático

que ayuda al pez para flotar a diferentes profundidades. El sistema excretor está

constituido por un riñón en forma ovoide que presenta un solo glomérulo; unos

uréteres secretan en la vejiga y ésta descarga a su vez en la cloaca. El aparato

reproductor está constituido por un par de gónadas que en las hembras son ovarios

de forma tubular alargada de diámetro variable. En los machos los testículos

también son pares y tienen el aspecto de pequeños sacos de forma alargada,

(ingenieros consultores, 2004)

MADUREZ SEXUAL

La tilapia posee un tipo de reproducción dioica; es decir, los óvulos y

espermatozoides se desarrollan en individuos separados, existiendo por lo tanto

machos y hembras. Las tilapias alcanzan su madurez sexual a partir de los 3 a 4

meses en machos. La frecuencia de desoves varía considerablemente dependiendo

de los factores ambientales, pudiendo ser desde 5 a 8 al año. Estos desoves tienen

por rango de temperatura ideal la de 24°C a 34°C. Se reproducen en todo tipo de

agua disminuyendo su capacidad reproductiva en aguas con salinidad. El número

de huevos varía de 200 a 2 500, siendo el máximo alcanzado a los dos años de

edad. Estos huevos son de tipo bentónico, asociado inicialmente al fondo, son de

coloración amarilla si están fertilizados mientras que los no viables presentan un

color blanco. La construcción de los nidos es opcional; en un estanque de tierra el

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macho puede construir un nido en forma de batea mientras que en un estanque de

concreto limpia el área del nido, (Castillo, 1994).

3.1.3 Ecología

Las condiciones ecológicas más importantes que se toman en consideración en el

proceso del crecimiento y reproducción de éstos peces son los siguientes:

Temperatura

La influencia de la temperatura sobre los procesos biológicos suele ser muy

decisiva, para la respiración, crecimiento, descomposición bacterial de la materia

orgánica y otros. El híbrido rojo se desarrolla muy bien entre los 24°C y 29°C,

siendo muy susceptible a infecciones por encima o por debajo de estas

temperaturas. El rango óptimo para la reproducción es entre los 24°C y 34°C. Se

deben evitar las variaciones diarias de temperatura mayores a 5°C. La tasa

metabólica tiene una relación directa con la temperatura, a mayor temperatura más

alto es el metabolismo, mientras que a menor temperatura menor será el

metabolismo. Las temperaturas tanto de eclosión como de incubación óptimas se

encuentran también entre los 24°C y 30°C

Temperaturas menores a los 20°C inhiben la reproducción mientras que las

menores a 15°C alteran el metabolismo (ingenieros consultores,2004).

Oxígeno

Balarin (1979) manifiesta que la tilapia puede vivir anaeróbicamente con bajos

niveles de oxígeno y menciona a Coche (1976) quien encontró que las tilapias

mayores de 20 g parecen ser más tolerantes que los peces más pequeños a bajas

concentraciones de oxígeno, pudiendo soportar durante periodos cortos

concentraciones de 0,7mg/l.

La concentración ideal para un buen crecimiento se encuentra entre 2 a 5 mg/l de

oxígeno disuelto, lo cual es difícil de conseguir en sistemas extensivos o semi -

intensivos. El oxígeno es uno de los parámetros más importante dentro de los

procesos de la reproducción, los niveles deseados están sobre los 6 ppm, pero se

desarrollan normalmente en concentraciones de 5 mg/l (Flores y Medrano, 1997).

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pH

El rango óptimo de pH se encuentra entre 6.5 – 8.5, siendo el óptimo 7.5, en aguas

cálidas la fotosíntesis normalmente lo eleva hasta 9-10, disminuyendo hacia la

noche al incrementarse el Dióxido de Carbono (CO2). Valores por encima o por

debajo de los óptimos, ocasionan aletargamiento, sucediendo lo mismo en caso de

presentarse grandes oscilaciones, la reproducción se detiene, el crecimiento se

reduce. Valores de pH por debajo de 4 y por encima de 11 son mortales, pero la

muerte puede presentarse entre 2 y 6 horas al sobrepasar estos rangos. Los valores

letales son: ácido con un pH de 2 a 3, alcalino con un pH de 11 o mayor.

En condiciones de manejo normal, el pH solo debe ser medido cuando hay

amonio presente, ya que el pH alto afecta la toxicidad de muchos productos

químicos.

Dureza y Alcalinidad

El agua utilizada para el cultivo de peces como la tilapia no debe exceder de 280

ppm de Carbonato de Calcio para un buen crecimiento y desarrollo de los

animales en el estanque. Afectan directamente al metabolismo de los organismos

reduciendo la producción total de tilapia. Una alcalinidad de aproximadamente 75

mg. Ca CO3 / l se considera adecuada y propicia para promover la productividad

de los estanques (Fondepesca, 1988). Lo recomendable seria mantener una

concentración de 100 a 110 ppm. de Carbonato de Calcio en el agua para un

óptimo rendimiento.

Salinidad

La mayoría de las tilapias en general son eurihalinas y pueden vivir en aguas

salobres, y alguna en agua de mar.

La mayor cantidad de tilapias cultivadas son las dulceacuícolas, pero todas

resisten salinidades. El rango óptimo de salinidad para el híbrido rojo resulta ser

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cualquiera menor a los 35 partes por mil (eurihalinas). A pesar de esto, las tilapias

crecen mejor en rangos más cercanos a la isotonía, ya que reducen el gasto de

energía para el control osmótico de sus fluidos corporales.

Sólidos Totales

El primer efecto que tienen las partículas en suspensión es sobre las branquias de

los peces, causando lesiones que son puertas de entrada a infecciones por

patógenos. Por otro lado impide la libre difusión de la luz en la columna de agua

lo que reduce la productividad natural (fitoplancton) y por lo tanto, el alimento

disponible para las tilapias. Por esto es recomendable que los niveles de sólidos

totales no excedan de los 100 mg/l.

Nitrógeno

El nitrógeno disuelto puede ser ignorado si permanece en el 100% de saturación o

por debajo de él, pero la sobresaturación (por encima del 100%) ocasiona la

formación de burbujas del gas, que enferman y ocasionan la muerte de los peces.

En muchos casos adicionar falsos sustratos que facilitan la adhesión de algas y

una importante fauna bacteriológica (Nitrosomonas, nitrobacter), es suficiente

para mantener los niveles (Castillo, 1994).

Cloruros

Protege a los peces de la toxicidad de los nitritos. La proporción mínima de

cloruro a nitrito requerida para proteger a los peces es de 3:1, pero 5:1 ó 6:1 es

mejor, especialmente en peces con infección u otro problema o estrés (Castillo,

1994).

Dióxido de Carbono (CO2)

Es altamente soluble en el agua y actúa como un ácido en ella. Se presenta como

producto de la actividad biológica, su incremento lo da un mayor proceso de

respiración y un menor proceso de fotosíntesis, por lo que en la madrugada se van

saturando con dióxido de carbono. Se considera que niveles por encima de 20

ppm es peligroso para los peces.

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Requerimiento de Agua

Debido a la tolerancia de la tilapia, esta puede sobrevivir tranquilamente en agua

estancadas, pero en ambientes extensivos, se debe reponer el agua que se pierde

por evaporación y filtración; siendo necesario un flujo permanente en las etapas

de reproducción y alevinaje. En ambientes intensivos, se debe contar con un flujo

constante de agua para realizar el recambio del agua, así se recomienda 17 l/s Para

estanques de 1000 m2. En las etapas de obtención de alevines se debe contar con

abundante agua y de buena calidad para obtener una óptima producción de semilla

de calidad.

Hábitos Alimenticios

Las tilapias son capaces de ingerir una amplia variedad de alimentos de origen

natural, entre los cuales figuran el plancton, hojas verdes, organismos bentónicos,

desperdicios domésticos (no todas las especies), torta de soya, semillas, frutas

fraccionadas, invertebrados acuáticos, bacterias y tejidos no digeridos en el abono

adicionado al estanque, larvas de peces, detritus y materia orgánica en

descomposición. En estanques con una carga considerable de alimento

complementario, la producción natural aporta de un 30% a 50% del crecimiento

de la tilapia. El término filtrador para éstos peces está mal empleado ya que lo que

en realidad sucede es que éstos peces extraen del medio acuático el fitoplancton y

zooplancton adhiriéndolo en la mucosa que rodea las agallas, formando un bolo de

alimento el cual cuando posee un determinado tamaño, es ingerido por el pez,

(ingenieros consultores,2004).

3.2. INCUBACIÓN ARTIFICIAL

La incubación artificial, es la incubación de huevos mediante

máquinasincubadoras que brindan un medio ambiente adecuado y controlado para

que se desarrollen las crías de aves y reptiles. A nivel comercial esta ampliamente

difundido el uso de incubación artificial para criar gallinas, patos y codornices

(Wiki pedía, 2014)

Al comienzo de la incubación, los embriones no están preparados funcionalmente

(niorgánicamente) para emitir calor. Por esto reaccionan como los organismos de

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sangre fría, es decir, cuando la temperatura del aire se eleva, aumenta el

metabolismo de los embriones. Si la temperatura disminuye,el metabolismo decrece

igualmente. Por tanto, el aumento de la temperatura favorece la multiplicación

celular, la formación de las capas y las membranas embrionarias (alantoides,

corion, amnios y sacovitelino), así como la nutrición. En resumen, se incrementa el

ritmo de crecimiento y desarrollo de los embriones. Al final de la incubación,

cuando ya la emisión de calor es alta, la disminución dela temperatura (dentro de

los límites normales) actúa, por su parte, de forma completamente inversa; estimula

el consumo de los nutrientes y lo que es lo mismo, acelera el metabolismo y el

desarrolloen los embriones.Además, esta técnica le permite producir híbridos que

combinen las cualidades mejores de diferentes cepas de peces de una misma

especie o de especies diferentes.

Apenas fertilizado, el huevo empieza a desarrollarse. El proceso de desarrollo es

una secuencia de acontecimientos bastante complicada. Para asegurar un desarrollo

adecuado y una mejor supervivencia, los huevos pasan por un período de

incubación, durante el cual se mantienen en condiciones favorables para su normal

desarrollo. Durante la incubación, los huevos completan su desarrollo embrional

dentro de la cubierta protectora del huevo y luego nacen las larvas, rompiendo esa

cubierta. El tiempo que los huevos tardan en desarrollarse varía en general según

las especies y depende además de la temperatura durante la incubación y del

oxígeno de que el huevo puede disponer al principio. La escasez de oxígeno durante

la segunda parte del desarrollo embrional no reducirá el ritmo de desarrollo, pero

puede ser fatal para el embrión, (Woynarovichy Horváth, 1981)

Requisitos necesarios para el desarrollo de los huevos de peces:

Para desarrollarse bien, los huevos necesitan disponer continuamente de oxígeno en

concentraciones elevadas. El consumo de oxígeno de los huevos es insignificante en

los estadios iníciales, pero aumenta considerablemente a medida que se desarrollan.

Para desarrollarse normalmente, los huevos necesitan estar a la temperatura a la que

la especie de que se trate esté adaptada en la naturaleza. Si las temperaturas son

superiores o inferiores, el desarrollo de los huevos resultará afectado negativamente y

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todos los esfuerzos hechos resultarán vanos. Por ello, hay que tener gran cuidado de

mantener el agua a la temperatura óptima durante el período de incubación.

Durante su desarrollo, los huevos producen algunas sustancias perjudiciales, como

CO2 y NH3 que, si se acumulan, pueden envenenar los huevos. Es preciso, pues,

eliminarlas continuamente a medida que se producen, manteniendo el agua en flujo

constante.

Los huevos de la mayoría de las especies son muy sensibles a las molestias causadas

por sacudidas u otras causas mecánicas y la sensibilidad se acentúa especialmente

durante los estadios de segmentación inicial y de mórula. La entrada repentina en la

incubadora de una fuerte corriente de agua puede acabar en breve tiempo con todos los

huevos.

Los huevos de algunas especies son muy sensibles a la luz ultravioleta y a los rayos

del espectro visible. Por ello, en la mayoría de los casos es esencial incubar los huevos

en lugar bien sombreado, (Woynarovich y Horváth, 1981).

TIPOS DE INCUBADORAS:

INCUBADORAS EN FORMA DE ARTESA: Las artesas constituyen el tipo

más primitivo de incubadora. Se utilizan para la incubación de huevos de trucha.

El agua entra por un extremo y sale por el otro. La longitud de la artesa puede

variar de 1 a 3 m. Se utilizan principalmente para incubar huevos pesados, como

los de salmónidos, pero pueden utilizarse también para la incubación de huevos

adheridos a nidos.

INCUBADORAS EN FORMA DE EMBUDO: Las incubadoras en forma de

embudo son los aparatos de incubación más comúnmente utilizados. Se utilizan

para huevos no adherentes de diferentes pesos específicos y para huevos

adherentes cuya capa adhesiva se haya eliminado. Puede utilizarse también para

huevos adheridos al material del nido. En una incubadora con 10 L de agua, el

agua debe entrar a razón de 0,2 1/min en las primeras fases de desarrollo del

huevo y de 0,5–1 1/min después del cierre del blastoporo. Si los huevos se

mantienen en movimiento continuo quiere decir que la entrada de agua es

suficiente.

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INCUBADORAS GIRATORIAS EN FORMA DE BARRIL O TAMBOR:

Los barriles o tambores giratorios pueden construirse fácilmente en cualquier

taller. Su ventaja principal es la facilidad con que pueden incubarse gran número

de huevos, pero se encuentran algunas dificultades para manipular los huevos y

extraer las larvas después de la eclosión.

INCUBACIÓN EN TANQUES CON AIREACIÓN. Si no se dispone de agua

corriente, los huevos flotantes pueden incubarse en grandes recipientes en los que

por bombeo de aire, el movimiento del agua y la oxigenación sean continuos. Las

burbujas de aire remueven el agua, mantienen los huevos a flote y aportan

oxígeno. En esos recipientes se colocan 300–400 huevos por litro de agua, lo que

quiere decir que en 1 m3 pueden incubarse 400 000 huevos. Este tipo de

incubadora se utiliza para los huevos de mújol (Mugilcephalus), manteniendo una

salinidad del 32 por ciento, una temperatura de 20°C y un contenido de oxígeno

de 7,0 ppm aproximadamente

INCUBACIÓN EN HAPAS: Los huevos se esparcen sobre el fondo de la

cámara interna cuya abertura de malla es de 2–2, 5 mm. La cámara externa se

hace con mallas aún más fina, para retener las larvas, que después de la eclosión

caen a ella a través de las mallas más anchas de la cámara interna. Las membranas

de los huevos y los huevos muertos, en cambio, permanecen en esta última. Los

hapas se colocan de ordinario en masas abiertas de agua, donde las aguas en

movimiento aportan el oxígeno necesario.

INCUBACIÓN EN BANDEJAS CON MOVIMIENTO DE AGUA

PORGOTEO:Es posible incubar los huevos en una bandeja poco profunda (1–2

cm de agua) si sobre ella gotea agua continuamente desde una altura de 20–30

cm.Con este método pueden incubarse huevos pesados y huevos que tienden a

aglutinarse entre sí, pero resulta útil sólo para la incubación experimental y no

para la propagación masiva.

INCUBACIÓN EN CÁMARA DE ROCIADO (CÁMARA DE

ASPERSIÓN): Los huevos que están adheridos a nidos y tienen un espacio

perivitelino muy estrecho y una membrana suficientemente resistente, pueden

incubarse en cámaras de rociado Con este método, los huevos absorben oxígeno

del aire, cuyo contenido en oxígeno es unas 20 veces mayor que el del agua

saturada de oxígeno. Si sobre la superficie del huevo se mantiene una capa fina de

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agua o se mantienen los huevos apenas húmedos, el oxígeno del aire puede

penetrar en ellos por difusión. Para mantener continuamente húmeda la superficie

de los huevos se hace llegar sobre ellos una lluvia fina de agua a presión,

utilizando un rociador. Con una presión de rociado de 0,5 a 4,5 atmósferas los

huevos se mantienen constantemente húmedos (Woynarovichy Horváth, 1981).

3.3 EFECTO DE UNA INCUBACIÓN ARTIFICIAL

Ventajas que tendría una incubación artificial:

La principal ventaja de la incubación artificial es el control individual que se tiene

sobre los lotes de huevos recolectados de cada hembra. Es decir, cada ovoposición

de una hembra puede ser incubada separadamente del resto de los huevos

(Macintosh 1995).

El sistema de incubación artificial de huevos de Tilapia es muy efectivo para

producir una alta calidad de alevinos con un mínimo grado de manipulación

(Argue, 1996).

Mejor monitoreo de los reproductores en términos de producción de huevos y

alevinos (Rana ,1986) así como el aprovechamiento del 100% de las larvas

sexualmente indiferenciadas para someter a tratamientos hormonales de reversión

sexual, con resultados por encima del 99% (Zimmerman, 1999).

Al poder incubar embriones de la misma edad, o con diferencia de edades muy

cercanas, se obtienen poblaciones con diferencias de tamaño mínimas lo que evita

problemas de canibalismo (Rana, 1988).

Además la técnica de incubación artificial permite un programa de selección

eficiente por familias, y así se evita la disminución de la introgresión genética

(Zimmerman, 1999).

4. MATERIAL Y METODOS

4.1. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN

19

CENTRO DE ACUICULTURA TAMBO DE MORA ICA

Reproductores

50 tilapia roja 50 tilapia gris

T° 20 T° 20 T° 20 T° 20

Figura N 1: Diseño De Investigación

Estanques de 8 m2 densidad de reproductores 3 por m2 para la puesta de huevos

Colecta de huevos de la boca de las tilapias

Desinfección de huevos de tilapia con iodo

Aclimatación de huevos en incubadoras en forma de jarrón con agua filtrada con capacidad de 10000 huevos por jarrón de 20 litros

T°= 28 C

pH= 7

LARVAS Las bandejas con dimensiones 40 x 25 x 8 cm de plástico

T°= 28 C

pH= 7

20

El presente estudio es prospectivo de acuerdo al periodo en que se capta la información,

además se utilizará información que ha sido planeada para la investigación.

De acuerdo con la evolución del fenómeno estudiado el presente estudio es

longitudinal ya que la variable de interés se medirá en más de dos ocasiones.

De acuerdo con la comparación de poblaciones el estudio es comparativo porque

existen dos poblaciones de tilapia (tilapia roja y tilapia gris), de modo que, se

desea comparar la tasa de crecimiento y supervivencia de larvas en incubadoras

artificiales.

4.MATERIALES Y METODO

4.2. TOMA DE DATOS

4.2.1. Obtención de huevos de tilapia roja y gris:

La obtención de huevos para incubación artificial requiere de cinco pasos

principales:

1- Acondicionamiento y siembra de reproductores.

2- Adaptación e incubación de los huevos.

3- Absorción del saco vitelino en bandejas.

4- Adaptación de las larvas a las bandejas y acostumbramiento al alimento.

Los reproductores en numero de 100, 50 reproductores por especie serán

traídos del Centro de cultivo Tambo de Mora del Fondo Nacional de

Desarrollo Pesquero (Fondepes) al laboratorio de Acuicultura de la

Escuela Profesional de Ingeniería Pesquera aquí serán colocados en

estanques circulares de almacenamiento con densidades de 3

reproductores por metro cuadradado, cada estanque tendrá un área de

8m², seran 4 estanques, dos para tilapias rojas y dos para tilapias

grises. La cantidad de alimento que se suministrará será según su tamaño con un

35% de proteína.

Los reproductores se aclimatarán por un tiempo de 4 días a una temperatura de

30°C la misma que será medida diariamente por las mañanas y al medio día con

un termómetro marca Hanna, el pH estará dentro de un rango de 6.5 a 9 y será

21

medido diariamente por las mañanas con un peachimetro marca Lutron YK-21,

el oxigeno será mayor de 3 mg/L, y será medido diariamente por las mañanas, al

medio día y por las tardes con un oximetro marca YSI.

En el fondo del estanque se observará la construcción del nido por el macho,

luego cada hembra será atraída hacia el nido en donde será cortejada por el

macho, allí la hembra depositará los huevos, inmediatamente después serán

fertilizados por los machos. Una vez fertilizados los huevos serán retirados de

la boca de la hembra a incubadoras en forma de embudo.

4.2.2. Incubación Artificial

Los huevos serán desinfectados antes de ser puestos en la incubadora con yodo a

razón de 1, 0 ppm por cada 5000 huevos.

El tiempo de incubación será 72 horas. Los parámetros químicos a utilizarse serán

los siguientes, la temperatura de incubación será de 28°C, la misma que será

medida en la mañana y al medio día.

El ph será de 6,8 a 7,0, este parámetro será registrado diariamente, por las

mañanas. El oxigeno disuelto será mayor de 5 mg /L, este indicador será medido

por las mañanas y antes que anochezca.

Las incubadoras a utilizarse serán en forma de embudo de 20 litros de capacidad,

con ellas se podrá incubara 80.000 huevos con gran eficiencia (ver figura n°1).

Durante la incubación el agua será sometida a un proceso de filtración a través de

filtros de gravilla con posterior recirculación del agua para imitar la incubación

que reciben los huevos dentro de la boca de la hembra y para mantener las

condiciones constantes.

El conteo de los huevos se realizará con el método denominado regla de Von

Bayer, que consistirá en colocar en fila tantos huevos como alcancen en una

canaleta en “V” que mide exactamente 12 pulgadas (305mm), y se contará el

número de huevos que entran, se repetirá 5 veces esta operación para sacar

un promedio y recurrir a la Tabla de Von Bayer  así se calculará la cantidad de

22

ovas totales en relación al volumen que ocupan (en litros o en 100 centímetro

cúbicos).

4.2.3. Larvicultura

Después de la eclosión, las larvas serán atrapadas en bandejas de 0,5 m

profundidad con capacidad de, estas bandejas serán utilizadas para mantener las

larvas durante 20 días a densidades de 2 larvas por litro, una vez que naden

horizontalmente y coman activamente se trasladarán a estanques circulares de seis

litros de volumen útil, aquí serán alimentadas con alimento balanceado que

contiene 40 % de proteína bruta (Ver figura nº1).

Las bandejas con dimensiones 40 x 25 x 8 cm de plástico tendrán dos filas de

perforaciones de 2 cm de diámetro y protegidos con malla fina a lo largo de cada

lado de la bandeja, para evitar la fuga de las larvas contenidas en ella.

La temperatura será de 20 y 30 °C y el pH de 7 a 8, ambos parámetros serán

medidos por las mañanas antes que salga el sol y al medio día. El oxigeno

disuelto será no menor de 4 mg /L y será medido en las mañanas y antes de que

anochezca.

La renovación de agua en los estanques una vez trasladadas las larvas, será al

inicio de 50 % y posteriormente 80 % del volumen total de cada estanque

diariamente. El agua renovada tendrá la misma temperatura y pH del inicio.

Inicialmente las larvas se alimentarán del vitelo, pero se complementará con una

dieta a base de fitoplancton de pequeña longitud y diámetro, para luego

alimentarlos con zooplancton, el suministro de alimento será diez veces al día.

La supervivencia de larvas será evaluada con el metodo de ponderacion o

gravimétrico, consistirá en contar el numero de larvas en una muestra de 10 gr.

de larvas, se repetirá el procedimiento para sacar el promedio, despues de sacar

el numero promedio de larvas se llevará el numero promedio de larvas a numero

de larvas por kilogramo, luego se determinará el numero total de larvas

multiplicando el promedio de larvas por el peso total de las larvas, este método

será aplicado al inicio y final de la larvicultura.

23

4.3 ANÁLISIS ESTADISTICO

TODO SOBRELA PRUEBA T DE STUDENT CON UN ALFA=0,05

5. CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

La presente investigación con una duración de seis meses, tendrá las siguientes

actividades:

ACTIVIDADESMESES

1 2 3 4 5 6

Toma de datos *** *** ***

Análisis de datos *** ***

Análisis Estadísticos ***

Elaboración del informe ***

Avance % 30 40 50 70 80 100

6.- RECURSOS Y PRESUPUESTO

Para lograr los objetivos planteados se necesitara de los siguientes recursos y

presupuesto:

RECURSOS HUMANOS S/ Costo

1 Digitador 500

MATERIALES Y EQUIPO

100 Reproductores 200

4 Estanque circulares 88

1 Peachimetro 120

24

1 Oximetro 200

1 termometro 70

20 L de Yodo 100

50 Kg de Alimento para reproductores 350

200 Kg de Alimento para larvas 480

10 Incubadoras 550

20 Bandejas para larvas 300

TOTAL 2958

Son dos mil novecientos cincuenta y ocho soles.

7. FINANCIAMIENTO

El presente trabajo será financiado por las responsables de la investigación.

8. RESPONSABLES

Emily Lupinta Quicaña Myghumi Mamani Cutipa Veronica Vega Calderon

BIBLIOGRAFIA

Aguilera, A.; Celada, J.D.; Carral, J.M.; Sáez-Royuela, M.; Rodríguez, R.; Melendre,

P. (2014). Eficiencia de la incubación artificial de huevos de tenca (tinca tinca L.) en tres

sistemas diferentes. León-España.

Camilo A.; Prieto, M.; Zoot.; Olivera, M. (2002). Incubación artificial de huevos

embrionados de Tilapia Roja (Oreochromis sp). Rev Col Cienc Pec Vol. 15: 1 Pàg. 115-

120, 2 Universidad de Antioquia, Medellín – Colombia.

Lenis, G.; Restrepo, L.; Rivera, J.; Monsalve, F.; Cruz-Casallas, P. (2009).

Reproducción inducida y reproducción de alevinos de Sabaleta (Brycon henni):

determinación del tiempo de latencia utilizando estracto de hipófisis de carpa.Revista

colombiana de ciencias pecuarias. Universidad de Antioquia. Medellin-Colombia.

25

Rana, K.J. (1988). Reproductive biology and the hatchery rearing of tilapia eggs and

fry. In: Muir, J.F. and Roberts,R.J. (eds), Recent Advances in Aquaculture, Vol. 3 Crook

Helm, London & Sidney. 1988; 343-406 p.

ANEXOS

Tabla de Von Bayer para determinar el número, aplicando la regla de 12 pulgadas

Numero de ovas n 12 ”Diámetro de ova

(mm)

Numero de huevos

Litro 100 cc

34 8.95 1625 162

35 8.71 1772 177

36 8.45 1939 193

37 8.25 2105 210

38 8.02 2268 226

39 7.65 2447 244

40 7.62 2650 265

41 7.44 2845 284

42 7.26 3058 305

43 7.09 3295 329

44 6.94 3518 351

45 6.78 3760 376

46 6.62 4025 402

47 6.47 4320 432

48 6.35 4580 458

49 6.22 4870 487

50 6.10 5175 517

51 5.90 5510 551

52 5.87 5800 580

26

53 5.74 6200 620

54 5.64 6535 653

55 5.54 6905 690

56 5.44 7300 730

57 5.36 7620 762

58 5.26 8070 807

59 5.16 8550 855

60 5.08 8950 895

61 5.00 9360 936

62 4.92 9800 980

63 4.85 10260 1026

64 4.77 10750 1075

65 4.70 11300 1130

66 4.62 11880 1188

67 4.54 12475 1247

68 4.49 12900 1290

69 4.42 13590 1359

70 4.34 14325 1432

71 4.29 14840 1484

72 4.24 15380 1538

73 4.16 16239 1623

74 4.12 16830 1683

75 4.06 17480 1748

76 4.01 18140 1814

27