DER LABLOEFFLER - NEWS für das LABOR, Ausgabe 19/2019...Seite 27 Schmallenberg – die nächste Welle Bat Influenza Paper Seiten 28-30 Nationale Referenzlaboratorien Seite 31 Zulassungsstelle

DER LABLOEFFLERNEWS für das LABORDER LABLOEFFLERNEWS für das LABOR

Heft 2 2019, Nr. 19

LABLoeffLer 19.2019, Heft 2 Seite 2

Prof. Dr. Dr. h. c. Thomas C. Mettenleiter Prof. Dr. Martin Beer

Liebe Kolleginnen und Kollegen,

in diesem Sommer meldete sich das West-Nil-Virus vor allem in den östlichen Bundesländern eindrucksvoll zurück. Leider kam es erstmals in Deutschland auch zu - glücklicherweise wenigen - Infektionsfällen beim Menschen. Dieses seit Jahren erwartete Arbovirus ist nach seinem ersten Auftritt 2018 wohl erfolgreich in heimischen Stechmücken über den Winter gekommen. Ob es sich langfristig bei uns etablieren und weiter ausbreiten kann, bleibt abzuwarten – und umso genauer im Auge zu behalten. Entsprechende Analysen in den Untersuchungseinrichtungen der Länder sind hierfür besonders wichtig, nur so bleibt die Situation bundesweit im Überblick.

Bisher verschont hat uns ein anderes Virus, das 2019 vor allem in China zu verheerenden Ausbrüchen geführt und die dortigen Schweinebestände nahezu halbiert hat: das Virus der Afrikanischen Schweinepest. Sollte es nach Deutschland eingeschleppt werden, wird es besonders die betroffenen Bundesländer vor große Herausforderungen stellen. Wie geht man z.B. mit einem plötzlichen massenhaften Probenvolumen um, welche Maßnahmen sind zur Kontrolle zu ergreifen? Diese Fragestellung beleuchten Beiträge im aktuellen LAB-Loeffler und auf den 9. Riemser Diagnostiktagen.

Sowohl die Riemser Diagnostiktage als auch der LAB-Loeffler haben sich als Forum und Informationsmedium vor allem für die Veterinärlabore der Bundesländer etabliert. Dies wollen wir zukünftig so weiterführen und bieten im LAB-Loeffler Nr. 19 einmal mehr einen hoffentlich für alle Leserinnen und Leser interessanten Querschnitt aus unserer gemeinsamen Arbeit.

Mit kollegialen Grüßen,


I n h a l t

Seite 2Vorwort

Seite 3Inhaltsverzeichnis

Seite 4Grußwort 9. Riemser Diagnostiktage

Seiten 5-8Programm 9. Riemser Diagnostiktage

Seiten 9-13Ausgewählte Abstracts 9. Riemser Diagnostiktage

Seiten 14-15West-Nil-Virus und Usutu-Virus - Auswertung des PCR-Ringversuchs 2019

Seiten 16-17Ringversuch Serologie EIA und EVA 2019

Seiten 18-19Ringversuch Virusnachweis RHDV 2019

Seiten 19-21Zuverlässige Detektierung und Sequenzierung von MKS-Virus aus Probenmaterial schlechter Qualität

Seiten 22-23TSN-Online Status quo

VORGESTELLTSeiten 24-25NRL-Leiterin Q-Fieber, Dr. Katja Mertens-Scholz

KURZNACHRICHTENSeite 26LaborvergleichsuntersuchungenAktueller Stand Blauzungenkrankheit

Seite 27Schmallenberg – die nächste WelleBat Influenza Paper

Seiten 28-30Nationale Referenzlaboratorien

Seite 31Zulassungsstelle - Impressum


9. Riemser Diagnostiktage, „3. Riemser Fischtag“ und Satelliten-Workshop Oxford Nanopore MinION

Die 9. Riemser Diagnostiktage am 28. und 29. November 2019 im Greifswalder Alfried Krupp Wissenschaftskolleg erwarten Sie als Praktiker des Laboralltags in staatlichen und privaten Untersuchungseinrichtungen mit einem umfangreichen und spannenden Programm. Wie gewohnt richten das Institut für Virusdiagnostik des FLIs und die Fachgruppe AVID der DVG die Tagung gemeinsam aus. Am Vortag der eigentlichen Diagnostiktage findet ein praxisorientierter Satelliten-Workshop zur „Schnellen vor Ort-Sequenzierung mit Nanoporen - Oxford Nanopore MinION" im Schulungslabor des FLIs statt. Die Erfahrungen und Ergebnisse werden bei den Diagnostiktagen präsentiert - wir sind gespannt auf die Resonanz der Teilnehmer! Ebenfalls am 27. November steht der „3. Riemser Fischtag“ auf dem Programm, der seine Teilnehmer auf den aktuellsten Stand der Diagnostik und Analyse von Fischseuchen bringt.

Zur Einstimmung auf die Diagnostiktage sind alle Teilnehmerinnen und Teilnehmer der Diagnostiktage sowie der Workshops herzlichst zu einem „Get together“ am FLI eingeladen. Neben einem Key-Note-Vortrag von Prof. Jonas Schmidt-Chanasit (Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin) zu Vektor-übertragenen Infektionskrankheiten wird ein Rundgang über das Institutsgelände mit anschließendem gemütlichen Erfahrungsaustausch angeboten.

Wir wünschen allen Teilnehmerinnen und Teilnehmern gelungene Workshops und inspirierende Tage und freuen uns auf anregende Gespräche.

Mit kollegialen Grüßen,

Prof. Dr. Martin Beer Dr. Kerstin Wernike Institutsleiter, Institut für Virusdiagnostik Vorstand AVID

9. Riemser Diagnostiktage 28. - 29. November 2019

Institut für VirusdiagnostikInstitute of Diagnostic Virology


9. Riemser Diagnostiktage

28. – 29. November 2019Alfried-Krupp-Wissenschaftskolleg Greifswald

Tagungsprogramm

Donnerstag, 28. November

08:00 Registrierung

08:45 Begrüßung (Prof. Dr. Dr. T. C. Mettenleiter, Präsident Friedrich-Loeffler-Institut; Prof. Dr. M. Beer, Leiter Institut für Virusdiagnostik)

09:00–09:30 Themenkomplex „Tierseuchengesetzgebung“ (Moderation: Prof. Dr. Dr. T. C. Mettenleiter)

Neue EU-Rechtssetzung im Bereich Tiergesundheit und Anpassung des nationalen Tiergesundheitsrechts (Dr. A. Stockmann, Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft, Bonn)

09:30-10:30 Themenkomplex „Influenza“ (Moderation: Prof. Dr. T. Harder) 09:30 Riems Influenza Typing Assay, Version 2: Effizientere Subtypisierung von aviären Influenzaviren (K. Eid, FLI, Insel Riems)

09:40 Connect to Protect: Ein Einblick in die Rolle des Wirtschaftsgeflügels bei der Entstehung und Verbreitung von HPAIV Reassortanten, Deutschland 2016-2018 (J. King, FLI, Insel Riems)

09:50 Von der Surveillance zu neuen Impfstoffen: Herausforderungen der Schweineinfluenza in Deutschland und Europa (Dr. A. Graaf, FLI, Insel Riems)

10:00 Pathogenität aviärer Influenzaviren: Neue virale Herausforderungen, neue Bewertungsmodelle? (Dr. R. Parvin, FLI, Insel Riems)

10:10 Blockdiskussion 10:30–11:00 Tee-/Kaffeepause

11:00-12:00 Themenkomplex „Moderne Methoden in der Diagnostik I“ (Moderation: Prof. Dr. M. Beer) 11:00 Metagenomdiagnostik in der Humanmedizin (Prof. Dr. N. Fischer, Institut für Medizinische Mikrobiologie, Virologie und Hygiene, Hamburg)

11:15 Universelle Metagenomanalyse: Probenbearbeitung „Schema FLI“ (Dr. D. Höper, FLI, Insel Riems)



11:30 Vor Ort – Analyse: MinION-Sequenzierung unter Feldbedingungen (PD Dr. M. Antwerpen, Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München)

11:45 Einer für alles: Bait-basierte NGS-Diagnostik (Dr. C. Wylezich, FLI, Insel Riems)

12:00–13:30 Mittagsimbiss

13:30-14:30 Themenkomplex „Afrikanische Schweinepest“ (Moderation: Dr. A. Hlinak)

13:30 Aktuelle ASP-Situation (Prof. Dr. F. Conraths, FLI, Insel Riems)

13:40 Bericht aus dem NRL: von der Diagnostik bis zur Impfstoffentwicklung (PD Dr. S. Blome, FLI, Insel Riems)

13:50 Infektiosität des ASP-Virus in verschiedenen Matrizes eines verwesenden Tierkörpers (Dr. M. Fischer, FLI, Insel Riems)

14:00 Virulent oder nicht: ASPV in-vivo Charakterisierung (Dr. J. Pikalo, FLI, Insel Riems)

14:10 Blockdiskussion

14:30-15:40 Themenkomplex „Blauzungenkrankheit“ (Moderation: Dr. W. Gaede)

14:30 BTV8 – was gibt es Neues? (Dr. B. Hoffmann, FLI, Insel Riems)

14:40 BTV-8 in der Schweiz 2003 – 2019 (Dr. A. Vögtlin, Institut für Virologie und Immunologie, Mittelhäusern)

14:50 BT in BW – ein Jahr mit blauer Zunge (Dr. I. Blaha, Staatliches Tierärztliches Untersuchungsamt Aulendorf, Aulendorf)

15:00 Plötzlich Masse: Was haben wir aus den BTV-Verbringungsuntersuchungen in der Vorbereitung auf die ASP gelernt (PD Dr. A. Neubauer-Juric, Bayerisches Landesamt für Gesundheit und Lebensmittelsicherheit, Oberschleißheim)

15:10 Atypische BTV – was macht auch die Diagnostik besonders? (C. Ries, FLI, Insel Riems)

15:20 Blockdiskussion

15:40–16:15 Tee-/Kaffeepause

16:15-18:00 Themenkomplex „Berichte aus den Referenzlaboratorien“ (Moderation: Dr. B. Hoffmann) 16:15 Aktuelles aus den Referenz- und Konsiliarlaboren: von CAE bis RHD (Dr. P. König, FLI, Insel Riems)

16:35 BHV-1 - A never ending story? (Prof. Dr. M. Beer, FLI, Insel Riems)



16:55 Führt eine IPV zu BHV1-Pseudoimpflingen? (Dr. J. Böttcher, Zentralinstitut Tiergesundheitsdienst Bayern e.V., Poing)

17:10 Aktuelle Situation und Perspektiven der BVD-Bekämpfung in Deutschland (Dr. K. Wernike, FLI, Insel Riems)

17:25 Capripocken - Vergleichende Analyse molekularer und serologischer Nachweisverfahren (J. Möller, FLI, Insel Riems)

17:40 Zuverlässige Detektierung und Sequenzierung von MKSV aus Probenmaterial schlechter Qualität (Dr. M. Eschbaumer, FLI, Insel Riems)

19:30 Gemeinsames Abendessen im „Mercure Hotel Greifswald“

Freitag, 29. November

08:30-9:45 Themenkomplex „Moderne Methoden in der Diagnostik II“ (Moderation: Dr. B. Thoms)

08:30 Auswertung des Workshops "Sequenzieren der 3. Generation - Schnelle vor Ort-Sequenzierung mit Nanoporen" (Dr. A. Pohlmann, FLI, Insel Riems)

08:40 Diagnostisches Screening von Virusreservoiren (Prof. Dr. F. Drexler, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin)

09:00 ASFV PCR on a new Point of Care device (Dr. C. Schröder, INDICAL BIOSCIENCE GmbH, Leipzig)

09:15 Kreuzkontaminationen in der automatisierten Nukleinsäure-Aufreinigung – über die Gefahr falsch- positiver Ergebnisse bei Magnetbead-basierten Systemen (F. Werner, AniCon Labor GmbH, Hoeltinghausen)

09:30 Validierung verschiedener Pen-Side Tests für das Small Ruminant Morbillivirus (PPRV) - Möglichkeiten und Grenzen der Diagnostik (S. Halecker, FLI, Insel Riems)

09:45-10:30 Themenkomplex „Diagnostik endemischer Erkrankungen“ (Moderation: Prof. Dr. F. Conraths)

09:45 Neuartige porzine Pestiviren und ihre Seroprävalenz in deutschen Hausschweinebeständen (A. Michelitsch, FLI, Insel Riems)

10:00 Diagnostik porziner Circoviren (Dr. R. Fux, Ludwig-Maximilians-Universität, München)

10:15 Kontinuierliche Überwachung des Infektionsgeschehens im Schweinebestand unter der Verwendung von Kaustricken zur Probennahme und anschließender Multiplex PCR vor Ort (A. Adam, Boehringer Ingelheim Veterinary Research Center GmbH & Co. KG, Hannover)

10:30–11:00 Tee-/Kaffeepause



11:00-12:30 Themenkomplex „Exotische Tierseuchen - vektorübertragene Krankheiten - Zoonosen“ (Moderation: Dr. K. Wernike)

11:00 Aktuelle Situation zum West-Nil Virus und Usutu-Virus in Deutschland (Dr. U. Ziegler, FLI, Insel Riems)

11:15 Diagnostik von West Nile Virus Infektionen mittels serologischer Methoden (K. Klewer-Fromentin, IDvet, Grabels)

11:30 Rifttalfieber-Virus - Internationale Situation und Aktuelles aus dem NRL (Dr. M. Eiden, FLI, Insel Riems)

11:45 Metagenomanalyse an Enzephalitiserregern (A. Ebinger, FLI, Insel Riems) 12:00 „Hinter dem Horizont geht’s weiter (hin hoch her)“ – Unterstützung der Tierseuchenbekämpfung jenseits unserer Grenzen (Dr. K. Depner, FLI, Insel Riems)

12:15 Der Hochsicherheitsbereich des Friedrich-Loeffler-Instituts – Arbeiten unter BSL4-Bedingungen (Dr. S. Diederich, FLI, Insel Riems)

12:30–12:55 Abschlussdiskussion

12:55–13:00 Schlusswort (Prof. Dr. M. Beer, Leiter Institut für Virusdiagnostik; Dr. K. Wernike, Mitglied AVID-Vorstand)

13:00 Mittagsimbiss



Abb.: BTV- Probenverteilung in einer Woche


Plötzlich Masse: Was haben wir aus den Blauzungenvirus-Verbringungsuntersuchungen in der Vorbereitung auf die Afrikanische Schweinepest gelernt?

Antonie Neubauer-Juric, Franz Kronthaler, Jürgen Christian, Stephanie Haberl, Isabel Sahm, Anika Schülein, Eva-Maria Schürmann, Nelly Scuda

Bayerisches Landesamt für Gesundheit und Lebensmittelsicherheit (LGL) in Er-langen und Oberschleißheim

Seit Inkrafttreten der ersten in den betroffenen baye-rischen Landkreisen geltenden Allgemeinverfügungen am 24.01.2019 wurden am LGL Proben von über 94.000 Tieren (bis 24.10.2019) mittels PCR auf Blauzungenvirus (BTV)- Genom untersucht. Diese zusätzlich zu bearbeitenden Proben stellten die virologischen Labore des Landesinstitutes TGII des LGL vor eine Reihe von Problemen:

1. Zeit: Ein nur geringer Anteil der durchgeführten Unter-suchungen basiert auf einem akuten, klinischen Verdacht – allerdings haben auch die Verbringungsuntersuchungen sehr enge Zeitvorgaben, so dass die Probenbearbeitung nicht sinnvoll eingeteilt werden kann, sondern bis zu 2.000 Proben pro Tag und Standort bearbeitet werden müssen (Abb.).

2. Probendaten: Als Flaschenhals stellte sich die Systemer-fassung und Vorbereitung der Proben heraus. Infolge der Betriebsstrukturen in den betroffenen Regionen stammen häufig lediglich eine bis zwei Proben aus einem Betrieb – 2.000 Proben entsprechen demzufolge ca. 1.000 individu-ellen Untersuchungsanträgen. Die konsequente Forderung, ausschließlich aus dem Herkunftssicherungs- und Informa-tionssystem für Tiere (HIT) generierte Anträge zu verwenden, sollte die Arbeit erleichtern und Fehlerquellen reduzieren. Unerwartet viele Praktiker und Landwirte kannten sich jedoch nicht mit der Antragserstellung im HIT aus. 3. Befunderstellung: Ergebnisse werden durch schriftlichen Befund kombiniert mit einer individuellen HIT-Meldung

übermittelt. In den ersten Monaten war die HIT-Meldung zudem an die Kontrolle einer Bestätigung über die Repel-lentbehandlung gekoppelt. Auch im zehnten Monat müssen noch viele Fehler bei der Beantragung im Nachhinein aufwändig korrigiert werden.4. Rechnungsstellung: Auch die Zuordnung der Kosten zu Proben, die einzeln oder in Pools untersucht werden, muss in den Laboren organisiert werden.5. Informationsbereitstellung: In den ersten Monaten mussten die bereitgestellten Informationen ständig aktuali-siert werden. Es gab nahezu keine Vorlaufzeiten, Beschlüsse mussten unmittelbar umgesetzt werden. Der hohe Aufwand in der telefonischen Beratung und Auskunft über die Mög-lichkeiten und Prozesse, den Probeneingang und den Bear-beitungsstand erfordert die Bereitstellung von zusätzlichem Personal.

Die Entscheidung, unter den aktuellen epidemiologischen Voraussetzungen Proben möglichst in Zehnerpools abzuar-beiten, erlaubt dagegen eine effiziente Laborarbeit. Lediglich die Kontamination von Proben mit Impfvirus-Genom führte in Einzelfällen zu Wiederholungsuntersuchungen und Mehr-aufwand.

Parallel bereitet sich das Labor auf einen möglichen Ausbruch der Afrikanischen Schweinepest (ASP) in Bayern vor. Aufgrund der dargestellten Erfahrungen mit den BTV-Verbringungsuntersuchungen werden die bisherigen Kapazitätseinschätzungen überdacht. Berechnungen anhand fiktiver Ausbruchszenarien zeigen, dass klare Aussagen über tatsächlich zu erwartende Probenzahlen (aktuelle Annahme: zwischen 2.000 bis 10.000 Proben/Woche) schwierig sind und von diversen noch offenen Variablen (z. B. den Modi der Statusuntersuchungen) abhängen.

Unabhängig davon ist die Informationsbereitstellung zu den Abläufen vorzubereiten. Im Vorfeld muss über Aspekte wie Möglichkeiten der Probenanlieferung, zu berücksichtigende Postlaufzeiten, die Antragserstellung und Zugang zu barco-dierten (EDTA)-Probenröhrchen informiert werden. Das Labor sollte die Voraussetzungen für eine effiziente Probenerfas-sung (Einzeltier -, Chargen - oder Bestandszuordnung) sowie Ergebnisübermittlung (automatisierte Ergebnisübertragung und Befundung) erfüllen. Möglichkeiten der Nutzung des HIT auch im Schweinebereich müssen im Vorfeld abgeklärt werden. Eine räumliche Trennung der gesamten Abläufe zwischen Proben von Wildschweinen aus den kritischen Zonen und Proben von gesunden, zu verbringenden Haus-schweinen ist vorzubereiten. Dass viele Proben nur einzeln oder maximal in Pools von bis zu fünf Proben untersucht werden können und nur in Ausnahmefällen eine Poolung von bis zu 20 Proben sinnvoll ist, wird zudem eine deutlich höhere Kapazität in der tatsächlichen Probenbearbeitung als alle bisherigen Szenarien erfordern.


Vermehrtes Auftreten von West-Nil-Virus-Infektionen bei Vögeln und Pferden in Deutschland


Ute Ziegler, Martin Eiden, Markus Keller und Martin H. Groschup

FLI, Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, NRL für West-Nil-Virus

Nachdem Ende August 2018 erstmals in Deutschland ein mit WNV infizierter Vogel gefunden wurde, kamen bis Ende des letzten Jahres insgesamt 12 Fälle bei einheimischen Wild- und Volierenvögeln sowie zwei Nachweise bei erkrankten Pferden in Ost- und Südostdeutschland zusammen. Spannend blieb die Frage, ob das Virus eine Überwinterung in einheimischen Stechmücken schaffen würde.

In 2019 stellte das Nationale Referenzlabor (NRL) für WNV-Infektionen des FLI bereits Anfang Juli den ersten

Vogelspezies lat. Name HaltungNachweise in Bundesland

Amsel Turdus merula Wildvogel STAndenflamingo Phoenicoparrus andinus Zoo BEBartkauz Strix nebulosa Zoo SN, STBussard Buteo sp. Wildvogel STBlaumeise Parus caeruleus Wildvogel SN, STChileflamingo Phoenicopterus chilensis Zoo BE, SNEichelhäher Garrulus glandarius Wildvogel BBGebirgslori Trichoglossus haematodus Zoo STGlanzsittich Neophema splendida Zoo SN Goldregenpfeifer Pluvialis apricaria Wildvogel SNHabicht Accipiter gentilis Wildvogel BB, BE, SN, STHaussperling Passer domesticus Wildvogel SN, STHeckenbraunelle Prunella modularis Wildvogel HHHumboldt-Pinguin Spheniscus humboldti Zoo BBInkaseeschwalbe Larosterna inca Zoo BEJapanmöwe Larus crassirostris Zoo BEKagu Rhynochetos jubatus Zoo BEKanarienvogel Serinus canaria forma domestica Privat-Voliere SNKohlmeise Parus major Wildvogel SNKubaflamingo Phoenicopterus ruber Zoo BENebelkrähe Corvus corone cornix Wildvogel BEPelikan Pelecanus sp. Zoo STPrachtreiher Ardeola speciosa Zoo BESchneeeule Bubo scandiacus Zoo BE, STSchuppensäger Mergus squamatus Zoo BESchwalbensittich Lathamus discolor Privat-Voliere SNSteinkauz Athene noctua Wildvogel BBStieglitz Carduelis carduelis Privat-Voliere SNUhu Bubo bubo Wildvogel SNWeißer Ohrfasan Crossoptilon crossoptilon Zoo BE

amtlichen Fall bei einer Schneeeule aus dem Tierpark Lutherstadt Wittenberg in Zusammenarbeit mit dem Landesamt für Verbraucherschutz in Stendal (Sachsen-Anhalt) fest. Diesem ersten Ausbruch folgte eine Erkran-kungswelle von Anfang Juli bis Ende Oktober 2019, die eine Vielzahl von Wild- und Zoovogelarten (derzeit 73 verendete Vögel und 2 überlebende Habichte) und Pferde betraf (derzeit 27 klinische Fälle, davon 4 Todesfälle und weitere 8 Pferde symptomlos, Stand: 30.10.19). Die verschiedenen betroffenen Vogelspezies sind in der Tabelle dargestellt, die räumliche Verteilung aller WNV-Fälle bei Vogel und Pferd ist aus der Karte ersichtlich.

Phylogenetische Daten deuten auf eine Überwinterung des Isolats 2018 sowie auf neue Viruseinträge in Deutschland hin, detailliertere phylogenetische Untersuchungen sind noch in Arbeit. WNV-Hotspots befinden sich derzeit in Sachsen, Sachsen-Anhalt, Berlin, in einigen Regionen in Brandenburg sowie erstmals in Hamburg und einer Region in Thüringen. Mit weiteren Erkrankungsfällen – bei Mensch und Tier – ist noch zu rechnen.

Tab.1: Nachweise von WNV-Infektionen in den betroffenen Vogelspezies



Das sehr engverwandte Arbo-Virus (Abkürzung für „arthropod borne“) zum WNV, das Usutu-Virus (USUV), welches ebenfalls einen fast identischen Vermehrungszy-klus zwischen Stechmücken und Vögeln nutzt, wird auch in diesem Jahr wieder vermehrt nachgewiesen. Das USUV hat sich in Deutschland mittlerweile seit 10 Jahren etabliert, wobei erstmals im Jahr 2018 eine bundesweite Ausbreitung von USUV festgestellt wurde, mit z.T. massiven Todesfällen unter den Sing- und Eulenvögeln in einigen Regionen. Die USUV-Häufigkeit in 2019 scheint etwas rückläufig zu sein, aber hierzu liegen noch keine aktuellen Zahlen vor. Zusammenfassend lässt sich derzeit resümieren, dass von Anfang Juli bis Ende Oktober 2019 eine Welle von Infektionen mit West-Nil-Virus bei verschiedenen Vogelarten und 35 Pferden in Deutschland festgestellt wurde. Angesichts dieses Geschehens kam es nicht überraschend, dass das Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin (BNITM) in Hamburg Ende September die erste autochthone Infektion bei einem Menschen im Raum Leipzig festgestellt hat. Mittlerweile wurden drei weitere humane Erkrankungsfälle im Oktober bestätigt. Die diesjährige WNV-Ausbreitung ist noch nicht absehbar. Bleiben aber die Bedingungen

für das Virus weiterhin günstig – d.h. empfängliche Vögel als Reservoirwirte, einheimische Stechmücken als kompetente Vektoren und für den Vermehrungszyklus in der Mückensaison und die spätere Überwinterung günstige Temperaturen - sind eine Etablierung in den betroffenen Regionen und eine weitere Ausbreitung von WNV innerhalb Deutschlands in den nächsten Jahren nicht auszuschließen. Die Ständige Impfkommission Veterinärmedizin (StIKO Vet) am FLI bekräftigt daher ihre Empfehlung, Pferde in bereits betroffenen Gebieten zu impfen.

Unser Dank geht an alle veterinärmedizinischen Landesun-tersuchungsämter und Veterinärämter, an die Vogelkliniken, den ornithologisch ausgerichteten Tierarztpraxen, das IZW Berlin und das BNITM für die gute Zusammenarbeit.

Weiterhin Dank an Pauline Santos, Claudia Wylezich und Dirk Höper vom IVD für konstruktive Zusammenarbeit bei der Sequenzierung, sowie an Patrick Wysocki vom IfE für die Erstellung der Karte.

Abb.: Geografische Verbreitung der WNV-Fälle bei Vögeln und Pferden (Stand: 30.10.2019)



Bait-basierte NGS-Diagnostik für virale Tierseuchenerreger

Claudia Wylezich, Dirk Höper, Anne Pohlmann, Martin Beer

FLI, Institut für Virusdiagnostik

Metagenomsequenzierungen mittels Next-Generation Se-quencing (NGS) erlauben eine schnelle Analyse komplexer Proben und eine simultane Detektion der genetischen Infor-mation aller Taxa einschließlich Pathogene (Viren, Bakterien, Parasiten, Pilze) die in der Probe enthalten sein können. Mittels dieses ungezielten Ansatzes konnten am Institut für Virusdiagnostik des FLI in den letzten Jahren zahlreiche neue Viren detektiert und in Folgeanalysen deren Pathogenität im jeweiligen Fall bestätigt werden. Eine diagnostische Lücke entsteht allerdings regelmäßig, wenn das Verhältnis von Virusgenom zu Probenhintergrund (große Wirtsgenome, ggf. Genome zahlreicher Hintergrundbakterien, mangelhafte Pro-benqualität) unvorteilhaft ist und nur wenige Sequenzreads im Datensatz auf ein Pathogen hinweisen. Solche Datensätze können schwer interpretierbar sein und erfordern unter Umständen weitere umfangreiche NGS-Sequenzierungen, um genügend aussagekräftige Genominformation zu er-fassen. Von Vorteil wäre hier, wenn die Sequenzinformation des Pathogens bereits vor der Sequenzierung angereichert wird. Das kann zum Beispiel mit Oligonukleotidsonden (RNA-Baits) erreicht werden, die komplementär zur genetischen Information ausgewählter Pathogene sind, und diese damit gezielt separieren. Dabei handelt es sich um sogenannte „Capture Enrichment“ Methoden.

„Veterinary-Virus-Capture“ Bait-SetIn einer Pilotstudie dazu wurde eine Genom-Datenbank für eine Auswahl viraler Pathogene der anzeige- und melde-pflichtigen Tierseuchen sowie zusätzlich einiger Zoonoseer-reger (siehe Infobox) erstellt und spezifische Oligonukleotide für die etwa 30 Virusgruppen abgeleitet. Anschließend wurden wirtsähnliche oder redundante Oligonukleotide aus dem Set entfernt.

Das resultierende „Veterinary-Virus-Capture“ Bait-Set wurde in Kombination mit NGS zunächst für verschiedene ausge-wählte Viren getestet, deren Genome sehr nah verwandt

Abb.1: Schematische Darstellung des NGS-Workflows einschließ-lich der „Capture Enrichment“ Methode mittels RNA-Baits (Oligo-nukleotiden), die für bestimmte Viren spezifisch sind

mit den zugrundeliegenden Virusgenomen sind. Zu diesem Zweck wurden bereits sequenzierte DNA-Bibliotheken der betreffenden Proben mit dem Bait-Set über Nacht hybridi-siert und anschließend die gebundenen Fragmente magne-tisch über eine Biotin-Streptavidin-Bindung aus der Probe extrahiert (Abb. 1). Die hybridisierte Bibliothek wurde nach Aufreinigung und Amplifikation erneut sequenziert und die Virusanteile des resultierenden Datensatzes mit dem Ergebnis der unspezifischen NGS (ohne Bait-Behandlung) verglichen.

Überprüfung der AnreicherungFür alle getesteten anzeige- und meldepflichtigen Viren die im Bait-Set vertreten sind, wurde eine deutliche Anrei-cherung der Virus-Reads erreicht (Abb. 2). Die geringste (16-fache) Anreicherung zeigte dabei eine niedriglastige Probe mit West-Nil-Virus, während die stärkste (9.200-fache) Anreicherung für eine Tollwut-Probe detektiert wurde. Auch Viren mit einem großen DNA-Genom (ASFV, BHV-1, siehe Abb. 2) zeigten eine deutliche Anreicherung.

Neben den oben erwähnten Proben wurden auch Proben mit entfernt verwandten Viren mit dem Bait-Set getestet, um einen ersten Eindruck zum Detektionslimit zu bekommen. Einerseits konnten die Virusreads für KBLV und USUV (wie in Abb. 2 gezeigt) deutlich angereichert werden. Andererseits konnte für sehr weit entfernte Viren (z. B. ovines Picorna-virus, Pinguin-Herpesvirus, nicht gezeigt) keine Anreicherung unter den Standard-Hybridisierungsbedingungen erreicht werden. Die Viren im letzten Beispiel waren zwar nicht ange-reichert, aber immerhin „detektierbar“. Das deutet darauf hin, dass auch Sequenzreads von Viren, die nur eine sehr geringe Ähnlichkeit zu den zugrundeliegenden Viren auf-weisen, bei Anwendung der Bait-Behandlung nicht verloren gehen würden und diagnostisch anhand von konservierten Sequenzfragmenten detektiert werden könnten.

Anschließend wurde die Leistungsfähigkeit der Bait-Anrei-cherung mit fünf Blindproben unbekannter Zusammenset-zung in einem internen „Ringtest“ überprüft. Dabei wurden in vier Proben alle enthaltenen Viren (Afrikanische Pferde-pest, Maul- und Klauenseuche-Virus, Rifttal-Fieber-Virus, Nipah-henipavirus, Ebola-Virus und Marburgvirus) richtig detektiert sowie die Kontrollprobe (Zellkultur ohne Virus) korrekt klassifiziert und damit der „Veterinary-Virus-Cap-ture“ erfolgreich validiert.



Abb. 2: Anreicherung von Virusreads. Gezeigt ist die n-fache Zunahme von Virus-Reads im Sequenzdatensatz nach Bait-Behandlung im Vergleich zu NGS ohne Bait-Behandlung. Abkürzungen: WNV, West-Nil-Virus; BoDV, Borna Disease Virus; VSBV, Variegated Squirrel Bornavirus; RABV, Rabies Virus; FMDV, Foot and mouth disease Virus; BVDV, Bovines Virus Diarrhoe Virus; BDV, Border Disease Virus; BHV, Bovine Herpes Virus Typ 1; ASFV, African Swine Fever Virus; KBLV, Kotalathi bat lyssavirus; USUV, Usutu Virus.

Eckdaten des „Veterinary-Virus-Capture“ Bait-Set

Basis besteht aus über 86.000 Virus Vollgenom-Sequenzen einer Auswahl von anzeige- und meldepflichtigen Tierseuchen: Affenpocken, Afrikanische Pferdepest, Afrikanische Schweinepest, Ansteckende Blutarmut der Einhufer, Aujeszkysche Krankheit bei Hausrindern und Hausschweinen, Blauzungenkrankheit, Bovine Herpesvirus Typ 1 Infektion, Bovine Virusdiarrhoe, Ebola-Virus-Infektion, Epizootische Hämorrhagie der Hirsche, Enzootische Leukose der Rinder, Geflügelpest, Infektion mit dem West-Nil-Virus bei Vogel / Pferd, Lumpy-Skin-Krankheit (Dermatitis nodularis), Maul- und Klauenseuche, Newcastle-Krankheit, Niedrigpathogene aviäre Influenza, Pest der kleinen Wiederkäuer, Pferdeenzephalomyelitis, Pockenseuche der Schafe und Ziegen, Rifttal-Fieber, Rinderpest, Klassische Schweinepest, Schmallenberg Virus, Stomatitis vesicularis, Tollwut, Vesikuläre Schweinekrankheit; und weiterer Zoonoseerreger: Hendra Henipavirus, Nipah Henipavirus, Krim-Kongo Hämorrhagisches Fieber Virus, Virus der Bornaschen Krankheit.

Ausschluss von Oligonukleotidsonden, die eine Ähnlichkeit zu 19 repräsentativen Genomen möglicher Wirts- oder Reservoir-Tiere (Säugetiere und Vögel) aufweisen und von redundanten Oligonukleotiden mit einer Sequenzidentität von >95% zueinander.

Finales Set umfasst 178.000 Virus-spezifische Biotin-gebundene Oligonukleotidsonden (sog. RNA-Baits) mit einer Länge von jeweils 80 Basenpaaren.

FazitZusammenfassend lässt sich festhalten, dass das „Veteri-nary-Virus-Capture“ eine deutlich verbesserte NGS-basierte Detektion von Viren der anzeige- und meldepflichtigen Tierseuchen im Sequenzdatensatz erlaubt. Dabei wird eine Kombination aus Sensitivität und diagnostischer Breite ermöglicht, die nur durch eine sehr große Zahl von panre-aktiven PCR-Systemen oder den Einsatz einer aufwän-digen Metagenomdiagnostik erreicht werden könnte. In Fällen mit unklarer Symptomatik kann die Anwendung des „Veterinary-Virus-Capture“ die zeitintensive Suche mittels umfangreicher PCR-Diagnostik für viele verschiedene Erreger umgehen und die Detektion erleichtern. Die dadurch angereicherte Sequenzinformation ermöglicht zudem oft die Erstellung des Virus-Vollgenoms ohne die Generierung unnötig großer Sequenzdatensatzmengen. Obwohl durch die Verkleinerung der Sequenzdatensätze eine gewisse Kosten-reduktion erreicht wird, lässt die momentane Kostenstruktur der Baits eine Analyse nicht für die Routine, sondern nur für ausgewählte Proben sinnvoll erscheinen. Durch weitere Optimierungen (Verringerung des Reaktionsansatzes, ange-passtes Bait-Design) und zukünftige potentielle Kosten-senkungen der Sondenherstellung kann ein zunehmender Anwendungsrahmen anvisiert werden. Außerdem ist die Gefahr von Verschleppung und damit eine erhöhte Konta-minationsempfindlichkeit bei der Arbeit mit (durch PCR oder Bait-Behandlung) angereichertem Material kritisch anzu-merken. Durch automatisierte anstatt manuelle Bearbeitung sowie durch geschlossene Systeme könnte aber auch dieser Faktor reduziert werden.


West-Nil-Virus und Usutu-Virus - Auswertung des PCR-Ringversuchs 2019

Ute Ziegler und Martin Eiden

FLI, Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger,

Nationales Referenzlabor für Infektionen mit West-Nil-Virus bei einem Vogel oder Pferd

Das in Deutschland erstmals im Sommer / Herbst 2018 bei infizierten Vögeln und Pferden aus Süd- und Ostdeutschland nachgewiesene West-Nil-Virus (WNV) ist ein „arth-ropod-borne“ (Arbo-) Virus, das durch blutsaugende Stechmücken übertragen wird und ein hohes zoonotisches Potential besitzt. Wildvögel stellen das Virusreservoir dar, jedoch sind eine Vielzahl von verschiedenen Vogelspezies sehr empfänglich für WNV und versterben schnell an dieser Infektion. Das Virus kann nach einer Übertragung durch einheimische Stechmücken neben Vögeln auch Pferde und Menschen infizieren, wobei in einigen Fällen neben fieber-haften Allgemeinerkrankungen auch schwere neurologische Verlaufsformen bis hin zu Todesfällen auftreten. Da für die Infektion mit dem West-Nil-Virus bei einem Vogel oder Pferd in Deutschland seit dem 18.12.2009 die Anzeigepflicht besteht, ist eine regelmäßige Überprüfung der Landesuntersuchungseinrichtungen durch das Nationale Referenzlabor (NRL) hinsichtlich der PCR-Diagnostik-methoden wichtig.Weiterhin galt es auch, das nahverwandte Usutu-Virus (USUV), welches seit 2010 in Deutschland vorkommt, sicher von an WNV-erkrankten Vögeln abzugrenzen. USUV hat sich seit 2018 erstmals bundesweit ausgebreitet und induziert in der Regel nur ein klinisches Krankheitsbild bei Vögeln (gehäuftes Sterben bei einheimischen Wild- und Zoovögeln - vorrangig Amseln und Bartkäuze). Deshalb sollte die bereits etablierte WNV- und USUV-PCR-Diagnostik in den entspre-chenden Untersuchungsämtern mittels eines PCR-Ringtestes zum zweiten Mal überprüft werden. Aufgrund der aktuellen WNV- und USUV-Seuchenlage in 2018 haben sich weitere Untersuchungseinrichtungen kurzfristig entschlossen auch diese genannte Diagnostik zu etablieren und wurden in die Überprüfung mit einbezogen.Vorbereitung und DurchführungZiel des vom NRL für WNV organisierten 2. PCR-Ringversuchs war es, die Fähigkeit der beteiligten Labore zum sicheren Nachweis von spezifischer WNV- bzw. USUV-Nukleinsäure zu überprüfen. Nach einer Umfrage bei den Untersuchungseinrichtungen im Mai 2019 haben insgesamt 22 Labore ihre Teilnahmebereitschaft für den 2. nationalen USUV / WNV-PCR-Ringtest erklärt. Davon haben sich 20 Teilnehmer sowohl für den USUV- und WNV-PCR-Ringtest angemeldet, lediglich ein Labor nur für den USUV-PCR-Nachweis bzw. ein Labor nur für den WNV-PCR-Nachweis. Unter den Teilnehmern befanden sich 19 Landesuntersuchungseinrichtungen, eine universitäre Einrichtung, ein Privat-Labor sowie ein Leibniz-Institut.In Vorbereitung des PCR-Ringversuches war es uns wichtig,

dass die zu untersuchenden RNA-Proben alle relevanten Viruslinien von WNV enthalten, die in Deutschland bzw. den Nachbarländern zirkulieren. Deshalb wurden sowohl RNA-Proben der WNV-Linie 1 (WNV-NY99, WNV-Italy-TOS09) als auch der WNV-Linie 2 (WNV-Austria, WNV-Germany 2018) und deren Verdünnungsstufen in den WNV-Ringtest einbezogen. Für den USUV-Ringtest galt es die wichtigsten drei USUV-Linien (Europa-3, Africa-2 und Africa-3), die derzeit in Deutschland kursieren, und deren Verdünnungsstufen zu detektieren. Entsprechende RNA aus Zellkulturüberstand wurde aus WNV-Linie 1-, WNV-Linie 2- sowie aus USUV-infizierten Zellen gewonnen. Mittels RNA-Stabilisierungspuffer (RSB 50) wurden dann Verdünnungsstufen von den RNA-Proben hergestellt und im Vorversuch mittels qRT-PCR nach Eiden et al. (2010) bzw. Jöst et al. (2011) untersucht. Im USUV-Ringtest sollten 10 RNA-Proben mittels USUV-spezifischer qRT-PCR analysiert werden. Für den WNV-Ringtest galt es 15 RNA-Proben korrekt zu detektieren. Details zu den einzelnen Proben befinden sich in Tabelle 1 und 2. Der Versand der Proben erfolgte Mitte Juni 2019, Zeit für die Rücksendung der Ergebnisse wurde den Teilnehmern bis zum 12. Juli 2019 gewährt, wobei fast pünktlich alle Ergebnisse im NRL eingegangen sind. Die einzelnen Laborergebnisse wurden den Teilnehmern zusammen mit den Teilnahmezertifikaten ab 19. Juli 2019 mitgeteilt.ErgebnisseIm USUV-PCR-Ringtest haben 21 der 21 teilnehmenden Labore

Tab. 1: Probenpanel für den USUV-Ringversuch

Tab. 2: Probenpanel für den WNV-Ringversuch

Nummer Virus Verdünnung erwartete Wertung Probe 1 RSB 50 - negativ

Probe 2 USUV-Europa 3 10-4 USUV positiv


Probe 4 USUV-Europa 3 10-6 USUV positivProbe 5 RNase freies Wasser - negativ

Probe 6 USUV-Africa 2 10-3 USUV positiv

Probe 7 USUV-Africa 2 10-4 USUV positivProbe 8 RNase freies Wasser - negativ



Nummer Virus Verdünnung erwartete Wertung

Probe 1 WNV Austria 10-3 WNV positiv


Probe 3 WNV Austria 10-5 WNV positivProbe 4 RSB 50 - negativ

Probe 5 RNase freies Wasser - negativ

Probe 6 WNV-Italy-TOS09 10-3 WNV positiv


Probe 8 WNV-NY 99 10-6 WNV positiv


Probe 10 WNV-NY 99 10-4 WNV positivProbe 11 RNase freies Wasser - negativ

Probe 12 WNV Germany 2018 10-3 WNV positiv


Probe 14 WNV Germany 2018 10-5 WNV positivProbe 15 RSB 50 - negativ


Abb. 1: Bewertung der positiven USUV-Proben, PCR-Ergebnisse aller Labore

Abb. 2: Bewertung der positiven WNV-Linie 1 -Proben, PCR-Ergebnisse aller Labore

Abb. 3: Bewertung der positiven WNV-Linie 2 -Proben, PCR-Ergebnisse aller Labore

alle drei negativen Proben korrekt detektiert. Für die Untersuchung der sieben USUV-positiven RNA-Proben wurden von 21 der 21 Labore korrekte positive Ergebnisse übermittelt. Lediglich ein Labor teilte zunächst eine mögliche Degradierung des Probenpanels mit, evtl. Folge des zu langen Probenversands, da zunächst nur negative Resultate hier erzielt wurden. Bei einer erneuten Zusendung konnte das Labor alle Proben korrekt detektierten. Es wurde somit eine Sensitivität und Spezifität von jeweils 100 Prozent durch alle Labore erreicht. Die detaillierten Ergebnisse des USUV-Ringtests sind in Abb. 1 dargestellt.Im WNV-PCR-Ringtest detektierten 21 der 21 teilnehmenden Labore alle vier negativen Proben korrekt. Für die Untersuchung der 11 WNV-positiven RNA-Proben sowohl der WNV-Linie 1 als auch der WNV-Linie 2 wurden von 21 der 21 Labore korrekte positive oder fragliche Ergebnisse übermittelt. Lediglich einem Labor gelang es nicht

auf Anhieb, die 10-6 Verdünnung von WNV-NY99 korrekt einheitlich zu detektieren. Bei Nachsendung eines neuen Probenpanels an das Labor konnten alle WNV positiven Proben korrekt detektiert werden. Möglicherweise lag auch hier eine Degradierung der RNA in dieser Probe des Probenpanels aufgrund des zu langen Probenversands in der ersten Zusendung vor. Es wurde somit eine Sensitivität und Spezifität von jeweils 100 Prozent durch alle Labore erreicht. Die detail-lierten Ergebnisse des WNV-Ringtests sind in Abb. 2 und 3 dargestellt.

SchlussfolgerungenAllen Laboren konnte eine erfolgreiche Teilnahme am Ringversuch bescheinigt werden. Es wurden bei allen Untersuchungseinrichtungen die empfohlenen PCR-Protokolle vom NRL umgesetzt, so dass allen 22 Laboren eine gute Durchführbarkeit der PCRs

attestiert werden konnte. Erfreulicherweise gelang allen Teilnehmern eine sichere Detektion von Usutu-Virus bzw. West-Nil-Virus, was die hohe Kompetenz der Untersuchungsämter für diese molekularen Nachweismethoden unterstreicht. Diese Kompetenz konnte dann gleich im dies-jährigen WNV-Ausbruchsgeschehen unter Beweis gestellt werden. Im NRL befinden sich derzeit serologische Ringtests insbesondere fürs Pferd (IgG und IgM) in Vorbereitung, die dann erstmalig im 1. / 2. Quartal 2020 verschickt werden sollen.Ein Probenversand über Feiertage, die nur in einzelnen Bundesländern vorkommen, soll zukünftig vermieden werden. Bei allen Untersuchungseinrichtungen, die an dem Ringversuch teilgenommen haben, bedanken wir uns herzlich für die konst-ruktive Zusammenarbeit

Ein weiterer Dank gilt Cornelia Steffen, Katja Wittig, Katrin Schwabe und Markus Keller sowie Christian Korthase vom FLI für die tatkräftige Hilfe bei der Vorbereitung des Ringversuchs.

Nummer Virus Verdünnung erwartete Wertung Probe 1 RSB 50 - negativ



Probe 4 USUV-Europa 3 10-6 USUV positivProbe 5 RNase freies Wasser - negativ


Probe 7 USUV-Africa 2 10-4 USUV positivProbe 8 RNase freies Wasser - negativ



Nummer Virus Verdünnung erwartete Wertung



Probe 3 WNV Austria 10-5 WNV positivProbe 4 RSB 50 - negativ

Probe 5 RNase freies Wasser - negativ





Probe 10 WNV-NY 99 10-4 WNV positivProbe 11 RNase freies Wasser - negativ



Probe 14 WNV Germany 2018 10-5 WNV positivProbe 15 RSB 50 - negativ


Ringversuch Serologie EIA und EVA 2019

Abb. 1: Seit mehr als 10 Jahren wurden nahezu in jedem Jahr EIA-Ausbrüche gemeldet. Im aktuellen Jahr sind bislang keine Fälle zu verzeichnen (Quelle: TSN, Stand 10/2019).

Abb. 2: AGID Ringtestproben, FLI (Aufnahme nach 3 Tagen) Bei der Analyse wurden Feldproben mitgeführt: 1-16 (blau) negativ, Nr. 15 (rot) reagiert positiv. Die Ringtestproben sind mit RT 1 bis RT 4 be-schriftet. Positives Kontrollserum (schwarzer Punkt) und Proben wur-den alternierend um eine zentrale Vertiefung mit Virusantigen (Ag-grün) aufgetragen.

Patricia König

FLI, Institut für Virusdiagnostik, Nationales Referenzlabor für EIA und EVA

Aktuelle Situation Infektiöse Anämie der Einhufer (EIA)Es nahmen 24 Untersuchungseinrichtungen teil, darunter jeweils ein Teilnehmer aus Österreich und aus Frankreich. Die positiven Seren stammten von EIA-Fällen aus Deutschland; drei positive Proben bzw. Verdünnungen und eine negative Serumprobe wurden verschickt.

Teilnehmer AGIDMit je 10 Anwendern lagen der IDEXX EIAV Antibody Test Kit und der VMRD EIAV AGID gleichauf, drei Labore setzten den ID vet EIA AGID ein.

Teilnehmer ELISASieben Teilnehmer setzten den IDEXX cELISA EIA ein, 13 Teilnehmer ID vet IDScreen EIA Double Antigen. Das FLI arbeitete zusätzlich mit In3diagnostic Eradikit EIAV ELISA und VMRD EIAV Antibody Test Kit, ELISA v2. Der VMRD-ELISA ist in Deutschland nicht zugelassen und wurde aus wissen-schaftlichem Interesse in der neuen Version V2 mitgeführt.

16 Einrichtungen setzten AGID und ELISA ein, sechs Teilnehmer nur den AGID und zwei Teilnehmer nur den ELISA.

Das Probenpanel wurde von sämtlichen Teilnehmern korrekt beurteilt. Unterschiede im Leistungsverhalten der unter-schiedlichen Testsysteme konnten anhand des Probensatzes nicht festgestellt werden.

Spezifität 100%: Die negative Serumprobe wurde immer negativ bewertet.

Sensitivität 100%: Alle positiven Proben wurden von sämtlichen Teilnehmern richtig erkannt, die schwach positive Probe Nr. 4 wurde auch im AGID zu 100 Prozent korrekt beurteilt.

Insgesamt bewegt sich die serologische EIA-Diagnostik auf einem sehr hohen Niveau. Die Leistung der teilnehmenden Labore und die Qualität der zugelassenen Testsysteme ist uneingeschränkt positiv zu bewerten.

Aktuelle Situation Equine Virale Arteritis (EVA)Insgesamt 17 Institutionen aus Deutschland nahmen am Ringvergleich teil, ein Teilnehmer aus Frankreich folgte ebenfalls der Einladung.

Ein kommerzielles EAV-Ab-positives Poolserum diente als Basis für den Ringtest. Die Herkunft des Pferdeserums war mit der Angabe „Europäische Union“ nicht näher spezifiziert. Vier positive und eine negative Probe wurden verschickt. Eine stark positive Probe wurde im Duplikat mitgeführt. 14 Teilnehmer führten einen komplement-abhängigen SNT durch, drei Labore verzichteten auf den Zusatz einer


Abb. 2: AGID Ringtestproben, FLI (Aufnahme nach 3 Tagen) Bei der Analyse wurden Feldproben mitgeführt: 1-16 (blau) negativ, Nr. 15 (rot) reagiert positiv. Die Ringtestproben sind mit RT 1 bis RT 4 be-schriftet. Positives Kontrollserum (schwarzer Punkt) und Proben wur-den alternierend um eine zentrale Vertiefung mit Virusantigen (Ag-grün) aufgetragen.

Abb. 3: Die Anzahl der gemeldeten EAV-Ausbrüche liegt seit Jahren stabil auf einem nahezu gleichblei-bend niedrigen Niveau (Quelle: TSN, Stand 10/2019).

Komplementquelle. Ein Teilnehmer untersuchte die Proben aus wissenschaftlichem Interesse mit einem biphasischen ELISA (ID screen Equine Viral Arteritis).

Spezifität: Lediglich ein Teilnehmer hat die negative Probe falsch positiv beurteilt. Sensitivität: Drei Labore haben die schwach positive Probe negativ bewertet. Mögliche Ursachen sind fehlendes oder schlechter geeignetes Komplement, zu hohe Virustiter oder Faktorenkombinationen, die nicht vollständig nachvoll-ziehbar sind.

Leichte Schwächen in der Reproduzierbarkeit der Titerbestimmungen traten nur bei wenigen Teilnehmern auf. Die Titerunterschiede sollten < 1 Verdünnungsstufe (1:2) betragen.

Auffällig waren die starken Titerunterschiede zwischen den einzelnen Teilnehmern. Hier scheint wiederum das verwendete Komplement ein wichtiger, wenn auch nicht der einzige Faktor zu sein. Unterschiede in der Berechnung könnten zur Verstärkung der Titerunterschiede beitragen. Nach dem Protokoll des OIE wird der Zusatz des Testvirus als 1:2 Verdünnung eingerechnet. Unverdünnt entspräche also die ND50 bei Neutralisation von einer von zwei Vertiefungen einem Titer von 1:2.

Das Abschneiden des EAV-Ab-ELISAs zeigt am aktuellen Probenpanel Schwächen in der Sensitivität (Se < SNT). Die beiden stärker verdünnten Proben wurden falsch negativ bewertet. Der ELISA scheint damit eher für orientierende Untersuchungen geeignet zu sein.

Standardisierung der Testdurchführung Zellen: Mit Ausnahme von zwei Laboren haben alle Teilnehmer RK13 (109) Zellen aus der Biobank des FLI eingesetzt. Die Empfänglichkeit für die EAV-Replikation sollte mit steigender Passagezahl zunehmen. Hier scheint jedoch ein Zusammenhang zur Höhe der erzielten Titer nicht nachvollziehbar oder nicht überprüfbar zu sein.

Virus: die Angaben der Teilnehmer sind teilweise lückenhaft, aber in der Regel wird der Stamm „Bucyrus“ aus unter-schiedlichen Herkünften verwendet. Die Rolle der Herkunft/Passagezahl erscheint unklar.

Komplement: Für die Testdurchführung erscheint es unerheblich, ob Meerschweinchen- oder Kaninchenserum als Komplementquelle eingesetzt wird. Anhand von Erfahrungsberichten und Problemlösungsansätzen kann aber generell eine wichtige Rolle des Komplements für Reproduzierbarkeit und Titerhöhe abgeleitet werden (Hersteller, Charge).

Als Kontrollen und Validierungshilfen kann das Referenzlabor gerne Lyophilisate der eingesetzten Serumproben zusenden, die durch diesen Laborvergleich gut charakterisiert sind.Aufwändig definierte Standardreferenzseren sind über das EURL für EVA (Dozulé Laboratory for Equine Diseases) zu beziehenb([email protected]; [email protected]).

Gegen Ende dieses Jahres ist der Versand eines EAV-Virologie-Ringtests geplant. Die Einladungen werden voraussichtlich Ende November verschickt.


Ringversuch Virusnachweis RHDV 2019

Patricia König

FLI, Institut für Virusdiagnostik, Konsiliarlabor für RHD-Virus

Die Rabbit Haemorrhagic Disease (RHD) kommt als klassi-sche sowie als RHD-2 bzw. RHDb bezeichnete Variante na-hezu weltweit vor. Die klassische RHD trat in Deutschland erstmalig 1984 auf. Seit 2013 hat sich die sogenannte neue Variante RHDV-2 in Deutschland massiv durchgesetzt. Auf-grund der reduzierten Antigenverwandtschaft zu den klas-sischen Stämmen und der Infizierbarkeit von Jungtieren (kein Nestlingsschutz) und Feldhasen kommt diesem Erreger eine besondere Bedeutung zu. Obwohl wirksame, spezifische Impfstoffe auch gegen RHDV-2 verfügbar sind, scheinen die Fallzahlen deutschlandweit auf einem unvermindert hohen Niveau zu verharren. Hinweise zu den aktuellen Impfstoffen gibt die Impfleitlinie Kleintiere der StIKo Vet vom 01.02.2019: „Zur Reduzierung der Mortalität verursacht durch die neue RHDV-2-Variante sind derzeit zwei inaktivierte Impfstoffe zugelassen. Eravac, ein monovalenter Impfstoff, kann ab einem Alter von 30 Tagen angewendet werden. In welchem Maß dieser Impfstoff gegen die klassischen RHDV-Stämme schützt, ist nicht untersucht. Die Schutzwirkung ist für 9 Monate nachgewiesen. Ein weiterer Impfstoff, Filavac VHD

K C+V, enthält sowohl eine klassische RHDV- als auch eine RHDV 2 Komponente. Dieser Impfstoff ist zur Anwendung ab einem Alter von 10 Wochen zugelassen. Er vermittelt einen über 12 Monate andauernden Schutz. Mit den klassischen, monovalenten Impfstoffen Cunivak RHD und RIKA-VACC RHD lässt sich nach wiederholter Immunisierung lediglich ein Teilschutz gegen RHDV2 erzielen. Diese Impfstoffe soll-ten daher zum Schutz vor RHDV2 keine Anwendung mehr finden.“ Jungtiere sollen im Alter von vier Wochen erstmalig und entsprechend der Gebrauchsinformation nochmals im-munisiert werden.Am RHDV-Ringversuch nahmen insgesamt 18 Untersu-chungseinrichtungen (Untersuchungsämter, Universitäten, Privatlabore) teil. Das Probenset beinhaltete eine negative Leberprobe, eine RHDVa Probe aus einem Infektionsversuch von Dr. Horst Schirrmeier (2004) und drei RHDV-2-positi-ve Feldproben aus dem Jahr 2018 (DE, NL). 15 Teilnehmer führten den Genomnachweis mit Virustypisierung durch, vier Teilnehmer den Antigen-ELISA (kommerzielle Kits) und sechs Einrichtungen den Hämagglutinationstest (HAT).

GenomnachweisSensitivität: Die Viruslasten in sämtlichen Organen infi-zierter Tiere, präferentiell in der Leber, sind im Normalfall so hoch, dass weder der Nachweis von Virusgenom noch die Testung auf virale Proteine (Antigen-ELISA oder HAT), beson-dere Ansprüche an die Sensitivität der Testsysteme stellen. Die Unterschiede in den ermittelten cq-Werten scheinen we-niger systemimmanent als vielmehr laborspezifisch zu sein.

Spezifität: Die zur Erreger-Typisierung eingesetzten PCR-Sys-teme (Gall RHDV, AVID RHDV-2, Duarte RHDV2) zeigen keine Kreuzreaktion. Aufgrund der hohen Viruslasten ist das Risiko der Kreuzkontamination während der Aufarbeitung, Extrak-tion oder der RT-PCR allerdings sehr hoch. Die Wiederholung

Tab. 1: Zusammenfassung der Ergebnisse „RHDV-Nachweis Ringtest 2019“


der PCR-Untersuchungen ergab in einigen Fällen den Nach-weis einer Kreuzkontamination der negativen Proben schon während der Aufarbeitung. Besonderes Augenmerk gilt da-her der Dekontamination von Besteck und Arbeitsflächen (UV-Licht, Chemische Nukleinsäuren-Abreicherung), dem Öffnen und Schließen von Proben- und Reaktionsgefäßen und dem Handschuhwechsel. Cq-Werte von ≥30 sind grundsätzlich zurückhaltend zu be-werten. Kontamination, Notimpfung oder chronische Infek-tion bei möglicherweise geimpften Tieren sind in Betracht zu ziehen. Ein Nachweis von Impfvirusgenom in der Leber ist bei einzelnen Tieren bis zu ca. drei Wochen nach der Immu-nisierung möglich, die Genomlasten sind jedoch niedrig (cq >30) und der Antigen-ELISA fällt negativ aus.

Kontroll-PCREs wurde eine Vielzahl unterschiedlicher Systeme eingesetzt: EGFP, Aktin, FFV sowie kitspezifische Systeme. Bei einigen La-boren erfolgte ein Wechsel vom EGFP-Mix 6 zum EGFP-Mix 4, der eine Stabilisierung der Amplifikation der IC durch eine geringfügig verkleinerte Amplikon-Größe bewirkt [EGFP11-F 5`-TCG AGG GCG ACA CCC TG -3`; EGFP10-R 5`-ctt gta cag ctc gtc cat gc-3`; EGFP-1-HEX 5`-HEX-AGC ACC CAG TCC GCC CTG AGC A-BHQ1-3`]. Mehrere Teilnehmer haben zu-dem ein duplex System mit integriertem b-Aktin-Nachweis etabliert (Leifer I, Blome S, Beer M, Hoffmann B. Develop-ment of a highly sensitive real-time RT-PCR protocol for the detection of Classical swine fever virus independent of the 5‘ untranslated region. J Virol Methods. 2011;171(1):314-317).

In Einzelfällen können Veränderungen der zirkulierenden RHDV-2-Viren zu einem Versagen der Standard-RT-PCR-Tests führen (A. Konrath, „Nimm 2 … wenn die PCR nicht zum Ziel führt“; 37. Arbeits- und Fortbildungstagung der FG AVID „Virologie“ 2018). Bei begründetem Verdacht (Epide-miologie, Patho/-histologie), sollte eine alternative RT-PCR eingesetzt werden. Hier empfiehlt sich die RHDV-2 qRT-PCR nach Duarte, die als OIE-Methode im Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals, 2019 beschrieben

ist [Duarte MD, Carvalho CL, Barros SC, Henriques AM, Ramos F, Fagulha T, Luís T, Duarte EL, Fevereiro M. A real time Taq-man RT-PCR for the detection of rabbit hemorrhagic disease virus 2 (RHDV2). J Virol Methods. 2015; 219:90-95. RHDV2-F: 5’-TGG-AAC-TTG-GCT-TGA-GTG-TTG-A-3’, RHDV2-R: 5’-ACA-AGC-GTG-CTT-GTG-GAC-GG-3’; RHDV2-Sonde: 5’-FAM-TGT-CAG-AACTTG-TTG-ACA-TCC-GCC-C-TAMRA-3’].Am Konsiliarlabor für RHDV konnten bislang ein RHDV-2 Stamm als AVID-PCR-Versager sowie ein Duarte-Versager nachgewiesen werden. Hinweise auf eine Verbreitung die-ser Mutanten im Feld haben sich bislang allerdings nicht ergeben.Im Antigen-ELISA (zwei Hersteller) sowie im Hämaggluti-nationstest wurden sämtliche Proben korrekt beurteilt. Eine Virustypisierung per se wird mit diesen Testsystemen nicht durchgeführt. In einem der teilnehmenden Labore erfolgte eine zusätzliche Spezifitätsprüfung mit definierten Seren im HAT. Es ist bekannt, dass es in Gegenwart von Antikörpern (Impfung, chronische Verläufe) zu einer Blockierung von viralem Protein und damit zu falsch negativen Reaktionen kommen kann. Falsch positive Ergebnisse treten nach unse-ren Erfahrungen nicht auf. Generell wird zum Ausschluss falsch positiver wie auch falsch negativer Reaktionen die Abklärung einer mögli-chen RHDV-Infektion mit Hilfe zweier unterschiedlicher Testsysteme, nämlich RT-PCR und Antigen-ELISA bzw. HAT, empfohlen.Eine aktualisierte Version der AVID-Methode steht zur Ver-fügung. Zur Aktualisierung der Sammlung sind Berichte der Anwender über Erfahrungen und Modifikationen dringend nötig.

Abschließend möchte ich nochmals die Bitte um die Über-mittlung ihrer Fallzahlen (halbjährlich unter Angabe der Postleitzahlen) erneuern. Wir würden gerne die Möglichkeit nutzen, die es dem FLI nach §23 bzw.§27 TierGesG (Rechts-bezug und Datenschutzmaßgaben) erlaubt, Fallstatistiken zu generieren und verlässliche Übersichten über die aktuelle Seuchenlage auf der FLI Homepage zu veröffentlichen.

Zuverlässige Detektierung und Sequenzierung von MKS-Virus aus Probenmaterial schlechter Qualität

Michael Eschbaumer und Veronika Dill

FLI, Institut für Virusdiagnostik, Nationales Referenzlabor für Maul- und Klauenseuche

Die Maul- und Klauenseuche (MKS), eine hochansteckende Erkrankung der Wiederkäuer, Schweine und Kamele, ist in Afrika und Asien endemisch, kommt aber in Europa derzeit nicht vor. Die frühzeitige Erkennung einer Einschleppung ist

daher entscheidend für die Bekämpfung. In klinisch verdäch-tigen Fällen (insbesondere bei Vorliegen vesikulärer Läsionen) müssen Proben für den MKS-Ausschluss durch Laborunter-suchungen genommen werden. Flüssigkeit und Epithel aus den Vesikeln sind neben Speichel die bevorzugten Proben-materialien. Für den Versand an das Labor empfiehlt die OIE, ein Transportmedium mit neutralem pH-Wert zu verwenden, um die Viruskapside zu stabilisieren und die Isolation des Virus in Zellkultur zu ermöglichen. In Deutschland wird das Transportmedium von den Untersuchungseinrichtungen der Länder hergestellt und in den Veterinärämtern gekühlt gelagert, um im Notfall schnell zur Verfügung zu stehen. Da das Transportmedium jährlich ausgetauscht werden muss, ist dieses Verfahren sehr aufwändig. Gleichzeitig sind die Untersuchungseinrichtungen heute nicht mehr auf die


Virusisolation und Antigen-ELISAs angewiesen, um MKSV in verdächtigen Proben nachzuweisen. Für die Erstdiagnostik entscheidend ist der Nachweis von MKSV-spezifischer viraler RNA durch Real-Time RT-PCR.

TransportmediumUm zu überprüfen, ob Transportmedien für den MKSV-RNA-Nachweis erforderlich sind, wurden kleine Stücke frischen vesikulären Epithels (etwa 1 mm3 groß) in Mikrozentrifu-genröhrchen gegeben und bis zu drei Wochen lang ohne Medium oder andere Konservierungsmittel bei Raumtempe-ratur (22±2°C) gelagert. Das Material stammte von Rindern, die im Tierversuch entweder mit MKSV-Serotyp O (Isolat O/FRA/1/2001) oder Serotyp A (Isolat A/IRN/22/2015) infiziert wurden. Für die nächsten drei Wochen wurden täglich zwei Röhrchen pro Serotyp zufällig ausgewählt und bei 80°C eingefroren, um den Zerfall bis zur Aufarbeitung der Proben zu stoppen. Nach der Entnahme und dem Einfrieren der letzten Probe wurden alle Proben gleichzeitig aufgetaut und sofort einzeln in Zellkulturmedium mit Antibiotika in einem TissueLyser II (Qiagen) homogenisiert. Virale RNA wurde aus dem geklärten Homogenat mit TRIzol LS und dem NucleoMag VET-Kit (Macherey-Nagel) auf einem KingFisher Flex Automaten extrahiert. Um den Gehalt an MKSV-RNA in den Proben zu bestimmen, wurde eine Real-Time RT-PCR durchgeführt, die auf die hochkonservierte 3D-Region des viralen Genoms abzielt. Diese PCR wird auch in den Untersu-chungsämtern durchgeführt. Die Ergebnisse der PCR zeigten keinen Verlust in der nachweisbaren Menge an viraler RNA

über die Zeit. Auch Proben, die drei Wochen bei Raumtem-peratur gelagert wurden, waren hochpositiv (Abb. 1). Die geringe Größe der amplifizierten Region (107 Nukleotide) im Vergleich zur Länge des gesamten Genoms (etwa 8.200 Nukleotide) gibt der Real-Time RT-PCR ein hohes Maß an Widerstandsfähigkeit gegen die Fragmentierung des viralen Genoms durch mikrobiellen Zerfall.

Identifizierung von SubtypenObwohl die 3D-PCR hochspezifisch und hochsensitiv für MKSV ist, erlaubt sie keine Unterscheidung zwischen Serotypen oder die Identifizierung von Subtypen. Die genaue Charakterisierung ist jedoch bei einem Ausbruch von großer Bedeutung, wenn kurzfristig ein geeigneter Impfstoff beschafft werden soll (muss?). Daher wurde die extrahierte RNA auch zur Sequenzierung mit den Primern FMD-3161-F und FMD-4303-R eingesetzt. Das erwartete PCR-Produkt (aus der VP3/VP1-Region) ist etwa 1.200 bp lang. Sowohl aus RNA des frischen Materials, als auch aus der RNA der 19 oder 23 Tage lang bei Raumtemperatur ohne Konservierung gelagerten Proben konnte die Sequenz erfolgreich amplifi-ziert werden (Abb. 2). Die Sequenzen, die aus den frischen und gelagerten Proben gewonnen wurden, stimmten vollständig überein. Die Sero-typ-O-Sequenz war außerdem 100 Prozent identisch mit der in der NCBI-Datenbank hinterlegten Sequenz von O/FRA/1/2001 (AJ633821.1) und die Serotyp-A-Sequenz 100 Prozent identisch mit der von A/IRN/22/2015 (KY982289.1).

A/IRN/22/2015 O/FRA/1/2001

Lagerzeit (Tage) *

CPE CPE in der Passage Antigen-

ELISACPE

CPE in der Passage Antigen-

ELISA24h 48h 24h 24h 48h 24h 48h

0 (A) +++ +++ +++ + +++ +++ ++ +++ +0 (B) +++ +++ +++ + +++ +++ ++ +++ +

1 (A) +++ +++ +++ + +++ +++ ++ +++ +

1 (B) +++ +++ +++ + +++ +++ ++ +++ +

2 (A) +++ +++ +++ + + + - - +/-

2 (B) +++ +++ +++ + ++ ++ + ++ +

3 (A) +++ +++ +++ + - - + +

3 (B) +++ +++ +++ + - - - -

4 (A) ++ ++ ++ + - - - +

4 (B) + +++ +++ + - - + -

5 (A) - +++ +++ +

keine Probe

-

5 (B) - +++ +++ + -

6 (A) - - - -

6 (B) - - - -

7 (A) - +++ +++ + - - -

7 (B) - - - - - -

8 (A) - - +++ + - - -

8 (B) - - - - - -

* Für jeden Tag wurden zwei Proben (A und B) getestet. Proben von allen späteren Zeitpunkten waren negativ und sind aus Gründen der Übersichtlichkeit nicht dargestellt

A/IRN/22/2015 O/FRA/1/2001

Lagerzeit (Tage) *

CPE in Transfektion


ELISA

CPE in Transfektion


ELISA24h 48h 24h 72h 24h 48h 24h 72h

0 (A) - + - - + - + + + +

0 (B) - + + + + - + + + +

10/11 (A) - + - - - - - - - +

10/11 (B) - + + + + - + + + +

15/21 (A) - + - - - - - - - -

15/21 (B) - - + + + - + + + +

16/22 (A) - + + + + - + + + +

16/22 (B) - + + + + - + + + +

19/23 (A) - + + + + - - - - -

19/23 (B) - + + + + - - - - -

* Für jeden Tag wurden zwei Proben (A und B) getestet.

Tab. 1: Zusammenfassung der Ergebnisse der Virusisolierung einschließ-lich Bestätigung durch Passage und MKSV-Antigen-ELISA

Tab. 2: Zusammenfassung der Rückgewinnung von infektiösem Virus durch RNA-Transfektion einschließlich Bestätigung durch Passage und MKSV-Antigen-ELISA.


VirusisolierungSolange in der Probe noch intakte virale Genome enthalten sind, kann für Positivstrang-RNA-Viren, wie MKSV, infektiöses Virus auch durch das Einbringen der viralen RNA in permissive Zellen wiedergewonnen werden. Dies wurde durch Transfektion von BHK-21-Zellen mit Lipofectamine 3000 (Invitrogen) getestet. Ein starker zytopathischer Effekt (CPE), der auf eine Virusvermehrung in den Zellen hinweist, wurde bei Serotyp A für alle getesteten Proben und bei Serotyp O für alle Proben außer der letzten (23 Tage) festgestellt. Die Freisetzung infektiöser Viruspartikel wurde durch eine Passage der Überstände auf frische BHK-Zellen bestätigt. Abschließend wurde auch die Virusisolierung direkt aus dem vesikulären Material versucht. Der Überstand aus der Homogenisierung wurde durch 0,45 µm Spin-X Zentrifugen-filter (Corning) gefiltert und in LFBK-αvβ6-Zellen inokuliert, die hochempfänglich für das MKS-Virus sind. Für MKSV O war die Virusisolierung bei Proben, die bis zu zwei Tage bei Raumtemperatur gelagert wurden, durchweg positiv und geringfügiger CPE wurde auch in mindestens einem der getesteten Duplikate der Tage 3 und 4 beobachtet. In den Proben des Serotyps A war das infektiöse Virus in Proben, die bis zu 5 Tage lang gelagert wurden, durchweg nachweisbar, wobei der Nachweis an den Tagen 7 und 8 ebenfalls noch vereinzelt möglich war. Dies entspricht den bisherigen Erkenntnissen einer höheren Kapsidstabilität für Serotyp A. Um jeweils die Spezifität des CPE zu bestätigen, wurden alle Zellkulturüberstände mit einem MKSV-Antigen ELISA ge-

testet. Alle Proben zeigten mindestens ein positives Ergebnis für jedes getestete Duplikat. Die Ergebnisse der Virusisolie-rung, der RNA-Transfektion und des Antigen-ELISAs sind in den Tabellen 1 und 2 zusammengefasst. Diese Ergebnisse belegen, dass spezielle Transportmedien für eine zuverlässige MKS-Ausschlussdiagnostik nicht unbedingt erforderlich sind. Wenn ein klinisch verdächtiges Tier tatsächlich mit MKS-Virus infiziert ist, enthält das gesammelte vesikuläre Material immer eine ausreichend große Menge an MKSV-RNA, um eine eindeutige Diagnose auch mit einer schlecht konservierten Probe zu ermöglichen. Der Nachweis von MKSV-RNA bei einem Tier mit MKS-typi-scher Klinik ist gemäß § 1 MKS-Verordnung ausreichend, um einen Ausbruch amtlich festzustellen. Die weitere Charak-terisierung des Virus, d.h. die Identifizierung des Serotyps und des Virusstammes, die für die Auswahl eines geeigneten Notimpfstoffs unerlässlich ist, kann durch Sequenzierung und eine Datenbankrecherche schnell durchgeführt werden. Wird ein Virusisolat benötigt, kann es aus dem eingereichten Material entweder direkt oder durch Transfektion extra-hierter RNA gewonnen werden.

Danksagungen Wir danken Anja Schulz und Holger Freese für ihre ausge-zeichnete technische Unterstützung.

A/IRN/22/2015 O/FRA/1/2001

Lagerzeit (Tage) *

CPE in Transfektion


ELISA

CPE in Transfektion


ELISA24h 48h 24h 72h 24h 48h 24h 72h

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19/23 (B) - + + + + - - - - -

* Für jeden Tag wurden zwei Proben (A und B) getestet.

Abb. 1: Nachweis von MKSV-spezifischer RNA mittels real-time RT-PCR in Epithelproben, die bei Raumtemperatur trocken und ohne Konservierungsstoffe gelagert wurden

Abb. 2: Fragmente der VP3- und VP1-codierenden Genomregionen von MKSV. Die Fragmente wurden mittels RT-PCR aus RNA von vesikulärem Material amplifiziert, das bei Raumtemperatur trocken und ohne Konservierungsstoffe gelagert wurde. Größenbestimmung mit GeneRuler 100 bp Plus (Thermo Fisher Scientific).


Timo Homeier-Bachmann, Stefan Kowalczyk

FLI, Institut für Epidemiologie, Arbeitsgruppe Tierseuchen-Nachrichtensystem (TSN)

Das vollständig neu entwickelte Meldesystem für Tierseu-chen bzw. Tierkrankheiten in Deutschland wurde nach mehr-jähriger Entwicklung durch das Institut für Epidemiologie (IfE) am 20. März dieses Jahres erfolgreich eingeführt. Ein ausführlicher Bericht dazu ist im LOEFFLER (2019, Nr. 25 Heft 1) erschienen. Das Meldesystem bewährte sich in den letzten Monaten und wird vor allem von den zuständigen Behörden in den Kreisen und Ländern sowie vom Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) einschließlich der nachgeordneten Einrichtungen aktiv genutzt. Beispielsweise verwendet das Referat 323 des BMEL das TSN-System, um den Berichtspflichten an die EU-Kommission (ADNS) sowie an die Weltorganisation für Tiergesundheit (O.I.E., WAHIS) nachzukommen.

Tierseuchen-Nachrichtensystem (TSN) - TSN-Online Status quo

Die reibungslose Systemumstellung gelang auch deshalb, weil es in den Bundesländern sehr engagierte Kolleginnen und Kollegen gibt, die mithalfen. Viele von ihnen sind als TSN-Landesmultiplikatoren und -administratoren tätig. In den Ländern sind gute, umfassende Schulungsunterlagen bzw. Handlungsanweisungen entstanden, die vor allem neuen Benutzer den Einstieg in das neue Meldesystem und TSN-Programm (u.a. Krisenverwaltungsprogramm) erleichtern.

Seit der Einführung wurde das Meldesystem in TSN an zahlreichen Stellen verbessert. Inzwischen wurde das dritte größere Update veröffentlicht. Neben der Behebung von Programmfehlern, die bei einem solchen komplexen System immer wieder auftreten, wurden auch diverse Funktionen hinzugefügt.

Unter anderem kamen folgende wichtige Funktionen und Verbesserungen seit der Release-Version hinzu:

Es wurde eine Jahres- bzw. Monatsübersicht implemen-tiert. Diese erlaubt es, ausgehend von einem festgelegten Ausgangspunkt (z.B. Bundesland oder Tierseuche/Tierkrank-heit), Zeitreihen nach Jahren oder Monaten zu erzeugen.

Abb.: Kartenausschnitt der BT-Fälle (Stand 15.10.2019) und der derzeitigen Restriktionszone in BW (Extrakarte, Stand 18.07.2019)

Abb.: Auswahl zum Exportieren der Abfrage als KEZ-Datei.


Erweiterung der Exportmöglichkeiten, um die aktuell selektierten Daten im TSN-Programm oder Karten-Explorer unabhängig von TSN-Online visualisieren und anderweitig bearbeiten zu können. Dazu kann eine sogenannte Online-Projekt-Datei (KEZ) heruntergeladen werden.

Einzelne TSN-Meldungen können als KMZ/KML-Datei heruntergeladen werden. Sofern verfügbar, werden auch vorhandene Restriktionszonen eingefügt. Eine KMZ/KML-Datei kann mit externen GIS-Lösungen (z.B. Google Earth, QGIS, ArcGIS) visualisiert werden. Derzeit wird das TSN-Programm bzw. der Karten-Explorer erweitert, um KML-Dateien zukünftig auch auf diesem Wege einlesen zu können. Der neue Karten-Explorer wird demnächst über das FLI-Softwareportal verfügbar sein.

Die Anwendung zur Visualisierung von TSN-Meldungen („FLI-Maps“) wurde an vielen Stellen optimiert. Außerdem wurde eine Möglichkeit zur Darstellung von Extrakarten hinzugefügt (eine erste Extrakarte bezieht sich auf das aktuelle BTV-8-Geschehen). Die Extrakarten können unter-schiedliche Sachverhalte darstellen und werden bei Bedarf in erster Linie von den GIS-Spezialisten des Instituts für Epidemiologie erstellt.

Das TSN-Benachrichtigungssystem (automatische E-Mail-Be-nachrichtigungen über das Auftreten einer Tierseuche) wurde mehrfach angepasst und verbessert.

Es ist nun möglich, Filtervorlagen für Abfragen direkt über einen generierten Hyperlink mit anderen Benutzern zu teilen.Nach vielen Nachfragen, sowohl FLI-intern als auch von außen, wurde die Oberfläche von TSN-Online mit bekannten Abkürzungen der jeweiligen Tierseuchen und Tierkrank-heiten angereichert. Es ist jetzt möglich, in den jeweiligen Programmbereichen zusätzlich nach dem Kürzel zu suchen (z.B. Aviäre Influenza -> AI oder Afrikanische Schweinepest -> ASP oder Amerikanische Faulbrut -> AFB usw.).

Die Erfassungsmaske (nur für TSN-Benutzer in den jeweiligen Landesämtern bzw. -ministerien zugänglich) wurde in einigen Bereichen verbessert, um den Erfassungsfluss zu erhöhen.

Alle konkreten Änderungsbeschreibungen in den jeweiligen Updateversionen können unter dem Menüpunkt „Hilfe“ und „Versionshistorie“ nachgelesen werden.

Wenn Sie Fragen haben, auf Probleme bei der Bedienung stoßen oder einen Zugang benötigen, können Sie sich jeder-zeit an den TSN-Support ([email protected] oder Telefon 038351-7 1500) wenden.

Abb.: Auswahl zum Exportieren einer TSN-Meldung als KMZ-Datei.

Abb.: Neue Darstellungsweise von Tierseuchen/Tierkrankheiten mit einem möglichen Kürzel.

Abb.: Jahresaggregation für die ausgewählten Tierseuchen. Zahlen nicht aktuell.


VORGESTELLT - VORGESTELLT - VORGESTELLT - VORGESTELLT - VORGESTELLT - VORGESTELLT

Dr. Katja Mertens-ScholzLeiterin des Nationalen Referenzlabors für Q-Fieber

Das Interview führte Kristin Schalkowski

Dr. Katja Mertens-ScholzKristin Schalkowski

Fr. Dr. Mertens-Scholz hat an der Uni Bremen ihren Abschluss als Diplom-Biologin erworben. Ihre Doktorarbeit zu den Kran-kenhauserregern Raoultellen hat sie 2004 am Forschungs-zentrum Borstel im Rahmen eines DFG-Graduiertenkollegs geschrieben. Anschließend forschte Fr. Mertens-Scholz bis 2009 als Postdoc und später als Adjunct Assistant Professor im Texas Health Science Center zu Coxiellen. 2011 ist sie ans FLI gekommen, um zunächst Tenazitätsdaten für spezifische Erregergruppen zu erfassen. 2015 wechselte sie in die Arbeitsgruppe Coxiellen von Herrn Dr. Klaus Henning. Seit seinem Ruhestand leitet sie die Arbeitsgruppe, seit Juli 2019 das Nationale Referenzlabor für Q-Fieber (NRL Q-Fieber) am Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen (IBIZ) in Jena.

Kristin Schalkowski: Wie wird der Erreger auf Tier und Mensch übertragen und welche Symptome kann er auslösen?

Katja Mertens-Scholz: Coxiella ist ja weltweit endemisch, außer in Neuseeland, und das Hauptreservoir sind die kleinen Wiederkäuer. Bei Ziegen kommt es oft zu Spätaborten oder lebensschwachen Lämmern, bei Schafen ist die Abortrate geringer. Bei Rindern sind Aborte selten, der Erreger wird hier hauptsächlich über die Milch ausgeschieden. In ganz Europa ist die Seroprävalenz in den Wiederkäuern sehr hoch. Zu bedenken ist, dass es ebenfalls serologisch negative Ausscheider gibt. Diese Tiere können den Infektionszyklus innerhalb der Herde aufrecht halten. Coxiellen weisen bei den trächtigen Tieren einen Organtropismus auf. D.h. die Erreger vermehren sich in den Trophoblasten, trotzdem können auch solche Geburten asymptomatisch verlaufen. Der Erreger wird allerdings in hoher Anzahl ausgeschieden und dadurch kommt es zu kontaminierten Aerosolen. Hier spielt das Vorkommen sogenannter small cell variants eine wichtige Rolle. Diese sporenähnlichen Bakterien sind gegen Umwelteinflüsse resistent und verbleiben sehr lange, bis zu

10 Monate, in der Umwelt. Sie können durch aufgewirbeltes Geburtsmaterial kilometerweit verbreitet werden. Durch diese Verwirbelung in der Luft und Umweltkontamination kann der Mensch den Erreger einatmen, der höchst infektiös ist. Bei 60 Prozent der Infektionen beim Menschen verläuft diese asyptomatisch, die Erkrankung wird nicht bemerkt und eliminiert. Bei 40 Prozent aller Infektionen kann so eine Art Grippe-ähnliche Erkrankung entstehen. Und das ist auch genau das Problem -der Hausarzt denkt in den meisten Fällen nicht, dass es sich hierbei um Coxiellen handeln könnte. Doch bei allen Infektionen, ob sie Symptome mit sich bringen oder nicht, kann chronisches Q-Fieber entstehen.

KS: Nach Angaben des Robert Koch-Instituts ist die Zahl der humanen Infektionen mit Q-Fieber in den letzten Jahren kontinuierlich gesunken. Wie sieht es mit den Infektionen bei Tieren aus?

KMS: Die Zahlen sind schwankend. Anhand des Tierseu-chen-Nachrichtensystems (TSN) konnte in einem ausführ-lichen Review, der federführend von Herrn Dr. Bauer (TiHo Hannover) initiiert wurde, gezeigt werden, dass im Zeitraum 2000 bis 2018 weitaus mehr Q-Fieber-Erkrankungen bei Rindern als bei Ziegen und Schafen gemeldet wurden. Es wurde vermutet, dass dies im Zusammenhang mit der Anzahl der gehaltenen Tiere pro Art in Deutschland steht. Im euro-päischen Vergleich der ESFA hat die Anzahl der gemeldeten Fälle von 2013 bis 2017 tendenziell abgenommen, mit einem Peak in 2015. In Deutschland könnte mit der Zunahme von intensiven Milchziegenbetrieben eine Zunahme von Infektionen einhergehen. Das zeigt der Ausbruch von 2007 bis 2011 in den Niederlanden ganz gut. Die Zahl der Ziegen, die für die Milchwirtschaft gehalten worden sind, ist aufgrund einer gestiegenen Nachfrage nach Ziegenmilch und -produkten stark angestiegen. Dies waren Betriebe mit bis zu 1000 Ziegen. Im Zusammenhang mit diesem Ausbruch wurden in den Niederlanden ca. 4000 akute Infektionen und ca. 280 chronische humane Erkrankungen gemeldet.

KS: Die Infektiosität von Q-Fieber ist extrem hoch. Ein Keim, durch die Atemluft aufgenommen, reicht aus, um sich anzustecken. Wie hoch ist derzeit die Gefahr für Beschäf-tigte in der Landwirtschaft oder Spaziergänger?

KMS: In der modernen Landwirtschaft gibt es ja Hygi-enemaßnahmen, die das Expositionsrisiko vermindern. Z.B. regelmäßige Reinigung und Desinfektion von Gerät-schaften, des Stalls, das Tragen von betriebseigener Kleidung, Einschränkungen des Publikumsverkehrs und so weiter. Insbe-sondere die Ablammung, die im Stall stattfindet, sollte in dafür vorgesehenen, leicht zu reinigenden Boxen geschehen und die Geburtsmaterialien ordnungsgemäß entsorgt werden. So wird das das Risiko für die Beschäftigten in der Landwirtschaft deutlich verringert. Und falls es zu lokalen Ausbrüchen kommt, werden entsprechende Maßnahmen eingeleitet, um das Infektionsrisiko zu minimieren. Die Herde wird an Öffentlichkeits-ferne Orte verbracht und es können Hygiene- und Impfmaßnahmen eingeleitet werden.


KS: Erkrankte Tiere scheiden den Erreger auch durch die Milch aus, wie steht es um die Lebensmittelsicherheit?

KMS: Die Gefahr durch orale Übertragung würde ich als gering einschätzen. Coxiellen überleben die derzeitigen Pasteurisierungsbedingungen, die im Codex Alimentarius der Vereinten Nationen vorgeschriebenen sind, nicht. In einem vom BMEL geförderten Projekt („Inaktivierung von Coxiella burnetii bei der Kurzzeiterhitzung von Milch“), haben wir zusammen mit Herrn Dr. Hammer vom MRI in Kiel, geprüft, ob die derzeitigen Pasteurisierungsvorschriften für Coxiellen ausreichen. Das MRI betreibt eine Industriepasteurisie-rungsanlage im S3 Labor und es wurde die Inaktivierung von Isolaten aus Rind, Ziege und Schaf in Abhängigkeit der Temperatur und Haltezeit untersucht. Durch den Einsatz moderner Zellkultur-freier Kultivierungstechniken (ACCM) konnten wir zeigen, dass eine Absenkung der Temperatur im Prozessverlauf um mindestens. 1°C und damit eine erhebliche Energieeinsparung möglich ist.

KS: Vor 10 Jahren war das Thema Q-Fieber in den Schlag-zeilen, in den Niederlanden erkrankten über 2000 Menschen daran, 25 verstarben. Was hat man zur Eindämmung der Seuche getan und wie würde man heute vorgehen?

KMS: Wichtig waren auch hier die Hygienemaßnahmen. Also den Verkehr auf dem Hof einzuschränken, keine Zucht/Belegung und Einschränkung des Tiertransports. Impfen war ebenfalls entscheidend. Der in Deutschland zugelassene Impfstoff für Ziegen und Rinder, der die Erregerausscheidung erheblich senkt, ist eine wichtige Maßnahme, um den infek-tionsdruck zu reduzieren. So konnte man den Ausbruch sehr gut eindämmen. Bei einem so massiven Geschehen würde man hier sicherlich genauso vorgehen.

KS: Wie sieht die Impfpraxis derzeit aus?

KMS: Es gibt einen für Ziegen und Rinder zugelassenen inak-tivierten Impfstoff namens Coxevac, der mit behördlicher Erlaubnis auch bei Schafen eingesetzt wird. Dies wird von den Betrieben ganz gut angenommen. Im humanen Bereich gibt es außerhalb von Australien keinen zugelassenen Impfstoff.

KS: Seit 2009 widmet sich die Nationale Forschungsplatt-form für Zoonosen dem Thema Q-Fieber. Was ist seitdem passiert?

KMS: In mehreren BMBF geförderten Projekten wurden Prävealenzuntersuchungen durchgeführt, Stammsamm-lungen angelegt und Untersuchungen zur Sanierung von Wiederkäuerhaltungen vorangetrieben. Im aktuellen Forschungsnetz zoonotischer Infektionskrankheiten sind wir im Q-Fieber-Verbund aktiv. Im Fokus stehen hier die Q-Fieber Überwachung bei kleinen Wiederkäuern, Präventionsmaß-nahmen zur Bekämpfung, molekulare Aspekte sowie die Bewertung humaner Infektionen. Ein wichtiger Aspekt ist die Stärkung der Kommunikation zwischen den Veterinärämtern und dem öffentlichen Gesundheitsdienst. Hier beteiligen wir uns mit einem Projekt zur Frage, welche Rolle Zecken bei der Übertragung von Q-Fieber spielen und untersuchen ausgewählte Isolate auf Proteomebene hinsichtlich ihrer

Virulenz. Die Ergebnisse werden regelmäßig bei den von der Zoonoseplattform organisierten Veranstaltungen vorgestellt.

KS: Menschen können sich nicht nur durch direkten Kontakt mit erkrankten Tieren infizieren, sondern vor allem durch Inhalieren von keimhaltigem Staub - spielt der Klimawandel hier auch eine Rolle?

KMS: Warme und trockene Sommer, so wie wir sie in den letzten drei Jahren hatten, können durchaus eine Rolle in der Verbreitung von Q-Fieber spielen. Bei dem Q-Fieber Ausbruch 2005 in Jena konnte gezeigt werden, dass trockene und leichte Winde zu einer Verbreitung durch die Luft während eines Ausbruchgeschehens beitragen. Ablammungen von infizierten Schafen können austrocknen und den Erreger freisetzen. Durch Staubaufwirbelungen kann der Erreger dann verbreitet werden.

Auch die derzeitige Rolle von Zecken bei der Übertragung von Q-Fieber ist noch ungeklärt. Aber mit Veränderungen des Klimas können sich neue Zeckenarten ansiedeln oder ausbreiten. Z.B. kommt Dermacentor marginatus (Schafzecke) in Baden-Württemberg vor und eine Erreger-ausscheidung über den Kot wurde vielfach als Risiko während der Schafschur diskutiert. Diese Zeckenart ist bisher in Nord-deutschland eher nicht verbreitet.

Die wichtigsten Fakten über Q-Fieber („Query-Fieber“ oder Coxiellose)

• weltweit endemisch (außer Neuseeland) • extrem breites Wirtsspektrum, betrifft insb. Schafe und Ziegen• zumeist asymptomatische Verläufe bei Wiederkäuern• kann zu Aborten, Totgeburten oder schwachen Nachkommen

bei trächtigen Tieren führen • wird v.a. über Geburtsprodukte, aber auch in Milch, Urin und

Faeces ausgeschieden • Übertragung auf den Menschen durch Einatmen kontaminier-

ter Aerosole• Nachweis des Bakteriums Coxiella burnetii bei Tieren ist melde-

pflichtig • zugelassener Impfstoff für Ziegen und Rinder

Aktuelle Forschung am FLI

Projekt: „Inaktivierung von Coxiella burnetii bei der Kurzzeiterhitzung von Milch“Vom BMEL gefördert, in Zusammenarbeit mit MRI, Laufzeit: 2017 – 2019

◊ Temperatursenkung beim Pasteurisierungsvorgang ist ohne Gefahr für den Verbraucher möglich

◊ Damit auch eine sehr hohe Energieeinsparung

Teilprojekt im Q-Fieber Verbund: Q fever - GermAn Interdisciplinary Program for reSearchVom BMBF gefördert, Laufzeit: 2018 – 2020

◊ Welche Rolle spielen Zecken bei der Übertragung des Erregers?


KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN

Nationales Referenzlabor

Methode Prüfgegenstand Quartal Ansprechpartner

Q1 Q2 Q3 Q4

ADV Antigen-, Virus-, Genomnachweis

DNA, Serum x T. Müller

Affenpocken Molekularbiologie: PCR Orthopocken/Parapocken Genom x D. Hoffmann

AI Ringtest AI x T. Harder

Brucellose Serologische Methoden Milch x F. Melzer

Brucellose Mikrobiologie:Kultur

erregerhaltige Probenmaterialien x F. Melzer

BSE/TSE Schnelltest (BSE/TSE) Hirnhomogenate (Rinder, kleine Wiederkäuer)

x C. Fast

Echinokokkose Intestinal Scraping Technique (IST)

Ringtest Parasitennachweis x F. Conraths

EHNISAVHSIHNKHV

Anzucht, Virustitration, Antigen-Nachweis: IFT bzw. NT; ELISA Genomnachweis: RT-(q)PCR, (q)PCR, Sequenzierung

Ringtest für anzeigepflichtige Fischseuchen; Viruspräparation

x U. Fischer

KSP/ASP Routinediagnostik Ringtest Schweinepest x S. Blome

Milzbrand Mikrobiologie:Kultur

erregerhaltige Probenmaterialien x M. Elschner

Rotz Serologie: KBR Serum x M. Elschner

Rotz Mikrobiologie:Kultur

erregerhaltige Probenmaterialien x M. Elschner

Tollwut Antigen-, Virus-, Genomnachweis

Gehirnmaterial x T. Müller

Toxoplasmose DNA Nachweis x G. Schares

Toxoplasmose Serologie x G. Schares

WNV Ringtest WNV-Serologie (IgG + IgM)

x x U. Ziegler

Die kompletten Kontaktdaten sind der Referenzlaborliste am Ende des LAB-LOEFFLERs zu entnehmen.Zusätzliche Informationen werden baldmöglichst im (TSN) zur Verfügung gestellt und gegebenenfalls kurzfristig aktualisiert.

Geplante Laborvergleichsuntersuchungen 2020

Aktuelle Situation Blauzungenkrankheit

Nach zwei Ausbrüchen von BTV-8 in Deutschland (beide in Baden-Württemberg) im Mai wurde Anfang November ein weiterer Fall festgestellt, diesmal in Rheinland-Pfalz.

Abb.: Übersicht der Fälle von Blauzungenkrankheit im Jahr 2019, Stand 07.11.2019


KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN - KURZNACHRICHTEN

Schmallenberg-Virus: Die nächste Welle

Kerstin Wernike, Martin Beer

Eine Infektion adulter Wiederkäuer mit dem durch Gnitzen (= blutsaugende Insekten) übertragenem Schmallenberg-Virus (SBV) verläuft überwiegend asymptomatisch, gelegentlich werden aber auch milde klinische Symptome wie beispiels-weise Fieber, Durchfall oder ein Abfall der Milchleistung während der wenige Tage andauernden Virämiephase beobachtet. Werden allerdings naive Wiederkäuer während einer kritischen Phase der Trächtigkeit mit SBV infiziert, können schwere kongenitale Schäden, die Geburt lebens-schwacher Lämmer oder Kälber, Spätaborte, mumifizierte Föten oder Totgeburten verursacht werden. Infektionen mit SBV sind meldepflichtig.

Das Virus wurde erstmals im Spätsommer und Herbst 2011 in Zentraleuropa nachgewiesen. Danach breitete es sich inner-halb kürzester Zeit deutschlandweit und über weite Teile Eu-ropas aus. In der Vektorsaison 2012, sowie 2014 und 2016 wurde erneut eine verstärkte Viruszirkulation nachgewiesen und in den folgenden Wintermonaten kam es vermehrt zur Geburt missgebildeter Lämmer und Kälber. Damit war davon auszugehen, dass SBV in Mitteleuropa einen endemischen Status etabliert hat und auch zukünftig periodisch mit wei-teren Neuausbrüchen zu rechnen ist. Diese Vermutung hat sich in diesem Jahr bestätigt, denn im Sommer und Herbst 2019 kam es abermals zu einer verstärkten Re-Zirkulation des Virus. SBV-Fälle wurden aus mehreren Bundesländern gemeldet (Quelle: Tierseuchennachrichtensystem (TSN)). Daher ist im Winter 2019/2020 mit dem vermehrten Auf-treten von Neugeborenen mit SBV-induzierten Missbil-dungen zu rechnen.

Neues zu Influenzaviren bei Fledermäusen

In Fledermäusen wurden Influenzaviren entdeckt, die humane und tierische Zellen auf eine bisher unbekannte Weise infizieren: anstatt - wie bekannt - an Sialinsäure, binden sie an das Protein MHC-II. Da dieser Oberflächen-komplex sehr konserviert ist, kann eine Übertragung auf andere Säugetiere nicht ausgeschlossen werden. Für die Forscher des Universitätsklinikums Freiburg, der Universität Zürich sowie des FLI ist das ein großer Baustein, um die Mechanismen und Faktoren der Vermehrung und Übertra-gung von Influenzaviren vergleichend zu analysieren und damit besser zu verstehen. Gleichzeitig stellt sich damit die Frage, wie anpassungsfähig auch andere Influenzavirustypen sind. Veröffentlicht wurden die Forschungsergebnisse in „Nature“ (Karakus, U. et al.: MHC class II proteins mediate cross-species entry of bat influenza viruses. Nature (2019). DOI: 10.1038/s41586-019-0955-3). Eine weitere Studie zeigt die überraschend hohe Anpas-sungsfähigkeit des Influenza A-Virus H18N11 bei Fleder-mäusen. Dies erschwert es, die Wahrscheinlichkeit einer Übertragung auf weitere Tierarten und Menschen einzu-schätzen. Insbesondere wurden Veränderungen festgestellt,

die die Verbreitung des Virus fördern. Hierbei fanden die Forscher Belege für die bislang unbekannte Funktion des viralen, Neuraminidase-ähnlichen Proteins: Indem es die Konzentration des Immunproteins MHC-II an der Zellober-fläche reguliert, ermöglicht es eine effiziente Freisetzung infektiöser Viren aus infizierten Wirtszellen. FLI, Universitäts-klinikum Freiburg, die US-amerikanische Colorado State University und Kansas State University veröffentlichten die Studie in Nature Microbiology (Ciminski, K. et al.: Bat influ-enza viruses transmit among bats but are poorly adapted to non-bat species. Nature Microbiology (2019). DOI: 10.1038/s41564-019-0556-9).

Abb.: TSN-gemeldete SBV-FälleZeitraum 01.06.2019 bis 06.11.2019


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DER LABLOEFFLER - NEWS für das LABOR, Ausgabe 19/2019...Seite 27 Schmallenberg – die nächste Welle Bat Influenza Paper Seiten 28-30 Nationale Referenzlaboratorien Seite 31 Zulassungsstelle