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DINÁMICA DEL NITRÓGENO DEL SUELO EN SISTEMAS DE MAÍZ Zea mays
L. y SOYA Glycine max L. BAJO EL EFECTO DE ABONOS VERDES
BRENO AUGUSTO SOSA RODRIGUES
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
COORDINACIÓN GENERAL DE POSGRADOS
PALMIRA
2013
DINÁMICA DEL NITRÓGENO DEL SUELO EN SISTEMAS DE MAÍZ Zea mays
L. y SOYA Glycine max L. BAJO EL EFECTO DE ABONOS VERDES
BRENO AUGUSTO SOSA RODRIGUES
Trabajo de grado para optar al título de DOCTOR EN CIENCIAS
AGROPECUARIAS, LÍNEA DE INVESTIGACIÓN MANEJO DE SUELOS Y
AGUAS
Directora
MARINA SÁNCHEZ DE PRAGER Ph.D.
Codirector
MARTÍN PRAGER MÓSQUERA Ph.D.
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
COORDINACIÓN GENERAL DE POSGRADOS
PALMIRA
2013
La Facultad y Los Jurados de Tesis no serán responsables de las ideas
emitidas por el autor de la misma.
(Artículo 24, Resolución 04 de 1974 del Consejo Directivo Universidad
Nacional de Colombia)
Nota de aceptación
DEDICATORIA
Ao meus pais
Miguel y Nilza
Ao mues irmãos
Glauco, Roberta y Ariana
Ao meus sobrinhos
Glauco, Laura, Suri y Nilza
Ao Meu AMOR
Samanta y Luan Marcelo
AGRADECIMIENTOS
A Dios por darme la oportunidad de vivir a su voluntad
A mis amores Yuly Samanta García Vivas y Luan Marcelo Sosa García, todo lo hago
y haré por ustedes
A mi familia brasileña, hondureña y colombiana, les quiero con el alma
Al ICETEX, por ser el soporte financiero de mi vida en Colombia
A mi casa de estudio, la Universidad Nacional de Colombia sede Palmira
A mis profesores, en especial a Marina Sánchez de Prager por los mensajes que
trasmite en sus consejos, aseveraciones y cuestionamientos. Le agradezco de todo
corazón
A mis compañeros de academia: Elida, Marcela, Luis, Pilar, Andrés, Pino, Paula,
Cristian, Francisco, etc., en especial a Oscar Eduardo Sanclemente, gracias por tu
amistad y camaradería
A mi familia adoptiva colombiana: Doña Amalia, Don Gerson, Francia, Yerson,
Jojoy, Natalia y Cristian
A mis compañeros de futbol: Pinino, Goleo, Labios, Alexandra, Limitado, Silva,
Pedrote, Wilson, Nando, Poli, Don Carlos, Balines, Boyan, Joaco, Messi, Cristian,
Tello, Dago F.C., Maderita, Empresario, Araña, Luifer, Brasil, Dameveinte, Totono,
Magneto, etc., en especial a Dago y el Profesor Ochoa
ii
TABLA DE CONTENIDO
TABLA DE CONTENIDO ....................................................................................................................ii LISTA DE FIGURAS .......................................................................................................................... iv LISTA DE TABLAS ........................................................................................................................... vi LISTA DE ANEXOS ......................................................................................................................... viii RESUMEN ......................................................................................................................................... ix ABSTRACT..........................................................................................................................................x 1. INTRODUCCIÓN .........................................................................................................................1 2. OBJETIVOS .................................................................................................................................5
2.1 Objetivo General ..................................................................................... 5
2.2 Objetivos Específicos .............................................................................. 5
3. MARCO TEORICO ......................................................................................................................6 3.1 La influencia del N en la productividad de agroecosistemas de maíz y
soya ........................................................................................................ 6
3.1.1 Dinámica del N en el suelo y planta ..................................................... 9
3.1.1.1 Entradas de N al agroecosistema ..................................................... 9
3.1.1.2 Pérdidas de N los agroecosistemas ................................................ 17
3.1.1.4 La biología molecular como herramienta para comprender la dinámica del N ..................................................................................................... 23
3.1.1.4 Algunas estrategias para influir en el balance del N en los agroecosistemas .................................................................................. 26
3.2 Los abonos verdes como práctica agroecológica multipropósito en los agroecosistemas .................................................................................. 29
3.2.1 El uso de Mucuna pruriens L. y otras especies como abono verde en el mundo y en Colombia ....................................................................... 32
4. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................................... 37 4.1 Localización del área experimental ....................................................... 37
4.2 Tratamientos y diseño experimental ...................................................... 39
4.3 Descripción del ensayo experimental .................................................... 39
4.3.1 Manejo agronómico de las parcelas ................................................... 42
4.4 Variables de respuesta .......................................................................... 44
4.5 Análisis estadístico de la información .................................................... 50
5. RESULTADOS.......................................................................................................................... 51 5.1 Dinámica del N y C en el suelo y acumulación en plantas de soya y maíz
............................................................................................................. 51
5.1.1 Nitrógeno en el suelo.......................................................................... 51
5.1.2 Carbono orgánico del suelo ................................................................ 56
iii
5.1.3 C y N en tejido vegetal ....................................................................... 57
5.1.4 Comparaciones específicas entre N y C en el suelo y en la planta .... 60
5.2 Variables asociadas a la actividad de bacterias nitrificantes en el suelo ..................................................................................................... 64
5.2.1 Dinámica poblacional de las BOA y su influencia en la disponibilidad de NO3
- bajo cambios en la temperatura y humedad del suelo ................. 65
5.2.2 Comparaciones específicas entre variables relacionadas a la actividad de las bacterias nitrificantes ................................................................. 68
5.3 Variables asociadas al flujo y PCG de GEI en el suelo ......................... 69
5.3.1 Cambios en los flujos de CO2, CH4 y N2O y PCG .............................. 69
5.3.2 Porosidad total llena de agua ............................................................. 74
5.3.3 Comparaciones específicas entre variables relacionadas al flujo de GEI ............................................................................................................. 75
5.4 Productividad de los cultivos en el agroecosistema .............................. 76
5.4.1 Rendimiento en grano de soya ........................................................... 76
5.4.2 Rendimiento en grano de maíz .......................................................... 77
5.4.3 Comparaciones específicas para el rendimiento de los cultivos ........ 77
6. DISCUSIÓN .............................................................................................................................. 81 6.1 Dinámica del N en el suelo y en tejido vegetal ...................................... 81
6.2 Actividad de las bacterias nitrificantes BOA .......................................... 83
6.3 Variables asociadas al flujo y PCG de GEI en el suelo ......................... 84
6.4 Productividad de los cultivos en el agroecosistema .............................. 87
6.5 Consideraciones finales ........................................................................ 88
7. CONCLUSIONES ..................................................................................................................... 92 8. RECOMENDACIONES ............................................................................................................. 94 9. BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................ 95 10. ANEXOS ................................................................................................................................. 130
iv
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Representación esquemática del ciclo de nitrógeno en los agroecosistemas...12
Figura 2. Asimilación de N en plantas con y sin raíces noduladas……………..…………..17
Figura 3. Esquema simplificado del efecto invernadero natural en la superficie terrestre..20
Figura 4. Dinámica del N2O generado en el suelo a partir del manejo agrícola…………22
Figura 5. Ciclo del CH4 y CO2 en la agricultura……………..………………….…………….22
Figura 6. Distribución espacial de los tratamientos en campo bajo el diseño de bloques completos al azar con arreglo factorial 32 +2 (Parcelas Divididas)………….…42
Figura 7. Distribución mensual de la temperatura ambiental y lámina de agua en el suelo (precipitación pluvial + riego) durante el experimento………………..………….42
Figura 8. Arreglo espacial en la siembra de la leguminosa y gramínea como AV y cultivos principales en cada unidad experimental………………………………………..…43
Figura 9. Componentes de la cámara cerrada estática y frascos utilizados en la toma de muestras de gases…………………………………………………..………………...48
Figura 10. Concentración de N total (mg kg-1) en el suelo en las etapas y tratamientos evaluados en el ensayo………..………………………………...…………………53
Figura 11. Concentración de NH4+ y NO3
- (mg kg-1) en el suelo en los tratamientos durante la etapa productiva de floración.………………………………...…………………54
Figura 12. Concentración de NH4+ y NO3
- (mg kg-1) en el suelo en los tratamientos durante la etapa productiva de llenado de grano.…………...…………………………….55
Figura 13. Concentración de Nit (mg kg-1) en el suelo y precipitación pluvial (mm) en las etapas y tratamientos evaluados ………………………………………………….56
Figura 14. Concentración de carbono orgánico en el suelo en cada tratamiento durante las etapas productivas de los cultivos…………………….……………………………57
Figura 15. Concentración de C (g kg-1) en las hojas del cultivo de soya en las etapas y tratamientos evaluados ………………………………………..…………………….58
Figura 16. Concentración de N (g kg-1) en las hojas del cultivo de soya en las etapas y tratamientos evaluados …………………………..………………………………..59
v
Figura 17. Concentración de C (g kg-1) en las hojas del cultivo de maíz en las etapas y tratamientos evaluados ……………………………..……………………………….60
Figura 18. Concentración de N (g kg-1) en las hojas del cultivo de maíz en las etapas y tratamientos evaluados ……………………………………………...……………...61
Figura 19. Evaluación de las variables asociadas a la actividad de las bacterias nitrificantes del suelo: BOA (numero copias gen amoA/g suelo seco), NO3
- (mg kg-1), temperatura (°C) y humedad volumétrica (%) en cada tratamiento durante la etapa de floración de los cultivos……………………………………..………...66
Figura 20. Evaluación de las variables asociadas a la actividad de las bacterias nitrificantes del suelo: BOA (numero copias gen amoA/g suelo seco), NO3
- (mg kg-1), temperatura (°C) y humedad volumétrica (%) en cada tratamiento durante la etapa de floración de los cultivos……………………………………………...68
Figura 21. Flujo acumulado de CO2 en los tratamientos y etapas evaluadas……..…….71
Figura 22. Flujo acumulado de CH4 en los tratamientos y etapas evaluadas……..…….72
Figura 23. Flujo acumulado de N2O en los tratamientos y etapas evaluadas…………….73
Figura 24. PCG de GEI en los tratamientos y etapas evaluadas …………………………74
Figura 25. Aporte porcentual de cada GEI emitido del suelo en el agroecosistema….…75
Figura 26. PPA en los tratamientos y etapas evaluadas …………………………………..75
Figura 27. Rendimiento en grano de los cultivos de maíz y soya en los tratamientos evaluados.……………………………………………………………………………77
Figura 28. Conglomerado calculado a partir del efecto de los tratamientos sobre las variables estudiadas…………………………………………………….…………..80
vi
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Estimación de fuentes y sumideros del Nitrógeno Global Reactivo debido a las actividades humanas………….………………………………………………………27
Tabla 2. Especies de más amplio uso como AV y sus efectos benéficos para los cultivos. Adaptado de Bunch (1994). (†) Efecto medio, (††) efecto alto, y (†††) efecto muy alto…………………………………………………….………………….……………..33
Tabla 3. Caracterización química inicial del Typic Haplustert donde se implementó el experimento (profundidad de 0-20 cm)……………………………………………..39
Tabla 4. Caracterización física inicial del Typic Haplustert donde se implementó el experimento (profundidad de 0-20 cm)………………………………………………39
Tabla 5. Descripción de tratamientos del experimento………………...…………………..41
Tabla 6. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas con C y N a nivel del suelo y en tejidos foliares de soya y maíz……………………………..……….45
Tabla 7. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas a la actividad de bacterias asociadas a procesos de nitrificación en el suelo sembrado con soya y maíz ……………………………………………………………………………………..46
Tabla 8. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas con el flujo y PCG de GEI en un Typic Haplustert sembrado con soya y maíz……………….……………………………………………….………………….…47
Tabla 9. Variables relacionadas a la productividad de los cultivos…………………………51 Tabla 10. Correlaciones de las fracciones de C y N en el suelo y planta en las etapas de
desarrollo evaluadas……………………………………….………………………...62
Tabla 11. Relación C:N en tejido vegetal del cultivo de soya y maíz ……………….……63
Tabla 12. Contrastes ortogonales para la concentración de fracciones del C y N en el suelo y hojas del cultivo de soya y maíz en las etapas de producción……....64
Tabla 13. Resumen de diferencias significativas para las variables evaluadas………..…67
Tabla 14. Contrastes ortogonales para BOA, NO3- y variables físicas del suelo relacionadas
a la nitrificación en las etapas fenológicas evaluadas……………70
Tabla 15. Contrastes ortogonales para las emisiones de GEI y la porosidad del suelo llena de agua durante las etapas de producción de los cultivos.....………………..…76
vii
Tabla 16. Contrastes ortogonales para el rendimiento de los cultivos del agroecosistema ………………………………………………………………………………………….78
Tabla 17. Matriz de correlaciones y valores propios de las variables originales evaluadas en el agroecosistema…………………………….…………………………………..80
viii
LISTA DE ANEXOS
Pág.
Anexo 1. Determinaciones, métodos y referencias utilizadas de caracterización previa al ensayo………………………………………………………………………………..131
Anexo 2. Análisis de varianza (P<0.05) para las fracciones de C y N del suelo y planta.132 Anexo 3. Análisis de varianza (P<0.05) para las variables asociadas a la actividad de las
bacterias nitrificantes en el suelo………………………………………………….136 Anexo 4. Correlación de Pearson entre las variables asociadas a la actividad de bacterias
nitrificantes en el suelo……………….…………………………………………….138
Anexo 5. Análisis de varianza (P<0.05) para las variables asociadas al flujo de GEI en el suelo……………………….………………………………………………………..139
Anexo 6. Correlación de Pearson entre las variables asociadas al flujo de GEI………140
Anexo 7. Análisis de varianza (P<0.05) para el rendimiento de los cultivos……………140
ix
RESUMEN
Los abonos verdes (AV) se implementan en agroecosistemas para mejorar y/o restaurar la
fertilidad del suelo, mediante el aporte que hacen de nutrientes, materia orgánica y agua.
Este estudio se realizó con el objetivo de evaluar la dinámica del nitrógeno (N) del suelo en
sistemas de maíz y soya bajo el efecto de AV. En un Typic Haplustert ubicado en el Valle
del Cauca-Colombia (980 msnm, 3° 25’ 34’’ N y 76° 25’ 53’’ O) durante 2011-II se estableció
como AV la asociación Mucuna pruriens var. utilis – maíz y, 90 días después de la siembra,
los residuos se incorporaron como AV o se dispusieron sobre la superficie del suelo como
acolchado orgánico (AO). En 2012-I, se sembraron los cultivos de maíz-soya en forma
intercalada y se formularon 11 tratamientos bajo el diseño de bloques completos al azar
con arreglo factorial 32 +2 (Parcelas Divididas) con tres repeticiones. Las parcelas
principales las constituyó AV, AO y barbecho (B), por la arvense nativa Rottboellia
cochinchinensis L. Las subparcelas correspondieron al uso de tres diferentes programas de
fertilización, compost (FO), fertilizante de síntesis química industrial (FQ) y ninguna adición
(SF). Paralelamente, se sembraron como referentes de la investigación los monocultivos
de maíz y soya manejados de forma convencional (FQ). En la etapa de floración y llenado
de grano de los cultivos se analizaron algunas variables, relacionadas con el suelo: N total,
amonio, nitrato, N inorgánico total (Nit), carbono orgánico (CO), población de bacterias
oxidantes de amonio (BOA), humedad volumétrica, temperatura, porosidad total llena de
agua (PPA), dióxido de carbono (CO2), metano (CH4) y óxido nitroso (N2O); en tejido vegetal
de maíz y soya: carbono (C) y N. Los resultados analizados mediante SAS versión 9.1.3
indicaron que la adición de materiales orgánicos de alta calidad (M. pruriens var. utilis - maíz
como AV/AO), estimularon la mineralización del C y dinámica de las diferentes fracciones
de N en el suelo, sin cambios significativos en el contenido de estos elementos en el tejido
vegetal del cultivo de maíz y soya. Las poblaciones de BOA y la producción de NO3- variaron
significativamente entre etapas fenológicas evaluadas, sin diferir entre tratamientos. El flujo
CO2 se incrementó en los cultivos intercalados adicionados con AV/AO en comparación con
los monocultivos. En las parcelas principales AV, AO y B el uso de fertilizantes de síntesis
química industrial estimuló significativamente los flujos de N2O y CH4. En el cultivo
intercalado maíz-soya el uso de materiales orgánicos de alta calidad AV/AO promovió en
maíz rendimientos similares a los obtenidos con FQ, mientras que en soya, cuando se
adicionó AO los rendimientos superaron al promedio del sistema convencional (B).
Palabras Claves: Abonos verdes, Nitrógeno inorgánico, Bacterias nitrificantes, Gases de
efecto invernadero, maíz, soya.
x
ABSTRACT
Green manure (GM) are implemented in agroecosystems to improve and/or restore the
fertility of the soil, through the input of nutrients, organic matter and water. This study was
conducted with the objective of evaluating the dynamics of nitrogen (N) of the soil in systems
of corn and soybeans under the effect of AV. In a Typic Haplustert located in the Valle del
Cauca-Colombia (980 msnm, 3° 25' 34" N and 76° 25' 53" O) during 2011-II was established
as the association GM Mucuna pruriens var. utilis - corn and, 90 days after planting, residues
were incorporated as GM or were arranged on the surface of the soil as organic mulch (OM).
In 2012-I, the crops were planted corn-soy in interleaved fashion and made 11 treatments
under the design of randomized complete block with a factorial arrangement 32 +2 (Split
Plots) with three replications. The main plots the formed GM, OM and fallow (F), by the
arvensis native Rottboellia cochinchinensis L. The subplots corresponded to the use of three
different fertilization programs, compost (FO), fertilizer industrial chemical synthesis (FQ)
and any addendum (SF). In parallel, were planted as relating to the investigation of the
monoculture of corn and soybean handled in the conventional way (FQ). In the flowering
stage and grain filling of the crops were analyzed some variables relating to the ground: N
total, ammonium, nitrate, total inorganic N (Nit), organic carbon (CO), population of
ammonium oxidizing bacteria (AOB), volumetric moisture, temperature, total porosity filled
with water (PPA), carbon dioxide (CO2), methane (CH4) and nitrous oxide (N2O); in plant
tissue of maize and soybean: carbon (C) and N. Results analyzed using SAS
version 9.1.3 indicated that the addition of organic materials of high quality (M. pruriens var.
utilis-corn as GM/OM) stimulated the mineralization of the C and dynamics of the different
fractions of N in the soil, without significant changes in the content of these elements in the
plant tissue of the cultivation of corn and soybeans. The populations of AOB and the
production of NO3- varied significantly between phenological stages evaluated, without differ
between treatments. The CO2 flow is increased in the intercropping added with GM/OM in
comparison with the monoculture. In the main plots GM, OM and F the use of fertilizers of
industrial chemical synthesis flows significantly stimulus of N2O and CH4. In the intercropping
corn-soybean the use of organic materials of high quality GM/OM promoted in corn yields
similar to those obtained with FQ, while in soybean, when added OM yields exceeded the
average of the conventional system (F).
Key Words: Green manure, inorganic nitrogen, nitrifying bacteria, greenhouse gases, corn,
soy.
1
1. INTRODUCCIÓN
La producción de alimentos en los agroecosistemas está sujeta a las condiciones
del suelo y ambiente como a la disponibilidad y aporte de nutrientes en forma natural
y/o externa mediante insumos de síntesis química industrial. Colombia se
caracteriza por el alto consumo de maíz y soya en productos de alimentación
humana y animal, sin embargo, su producción es insuficiente ante la demanda de
la población, por ello importa más del 70% de éstos granos (FENALCE, 2010;
Leibovich et al., 2010).
Durante el manejo agronómico de los cultivos, la fertilización es fundamental para
brindar alta productividad, el nitrógeno (N) es el nutriente mineral más limitante y
costoso de suplir vía insumos de síntesis química industrial para la producción
primaria de ecosistemas terrestres en regiones tropicales (Sánchez y Logan, 1992).
Este nutrimento es requerido en muchas reacciones bioquímicas de la planta, ya
que fluye por el sistema como componente de organelos y catalizador de procesos
metabólicos, promoviendo el crecimiento, desarrollo y producción de cultivos
(Fassbender, 1982; Benton Jones, 1998; Mengel y Kirkby, 2000; Rao, 2009).
En las regiones tropicales y subtropicales de países en desarrollo, alrededor de 45%
de los suelos presentan baja fertilidad natural (Nair, 1993; Brown et al., 1994; Giller,
2001), la producción de biomasa es limitada por las altas tasas de descomposición
(Lavelle et al., 1993; Woomer et al., 1994), estas limitantes naturales son
acentuadas por el uso de prácticas de producción económica y ambientalmente
insostenibles, que contribuyen a la degradación del suelo (Brown et al., 1994;
Amézquita et al., 1998).
2
Actualmente la mayoría de los países basan la máxima capacidad productiva de los
agroecosistemas en el uso de agroquímicos y de otras prácticas que afectan el
entorno con graves daños al sistema. Diferentes investigaciones ha demostrado que
la aplicación de fertilizantes nitrogenados conlleva pérdidas de 60% o más de la
cantidad aplicada, por vías como lixiviación, volatilización y escorrentía, que
contaminan el ambiente con óxido nitroso (N2O) y dióxido de N (NO2) (Parker, 1972;
Jarvis, 1996; Glass, 2003; Jordan et al., 2008; Sepúlveda et al., 2012). A la vez,
Rockstrom et al., (2009) alertan que el desbalance creado en el ciclo biogeoquímico
del N es ocasionado por el uso inadecuado de fertilizantes de síntesis industrial,
lamina de riego y mecanización agrícola, impactando sobre la sanidad del ambiente
en general por el incremento de la emisión de gases de efecto invernadero (GEI).
Si bien estas actividades agrícolas contribuyen a generar la mayoría del alimento
mundial, también ocasionan el incremento de la concentración de metano (CH4),
N2O y dióxido de carbono (CO2) en la atmósfera (UNFCCC, 2002; IPCC, 2007). A
nivel mundial, se estima que la agricultura contribuye con 20% de las emisiones
antropogénicas de GEI; aproximadamente 22% de las emisiones totales de CO2,
55% de CH4 y 80% de N2O (Mosier et al., 1998; Houghton, 2001; IPCC, 2007).
Siendo el impacto más relevante por el potencial de calentamiento global (PCG),
encontrando al N2O con 296 veces mayor poder calorífico que el CO2 después de
100 años (Hensen et al., 2006).
La degradación de suelos y contaminación de aguas son otros impactos negativos
de las actividades antropogénicas. Se estima que entre el 50% (Bossio et al., 2004;
MEA, 2005) y 65 % (WRI, 2001) de todas las tierras sufren algún tipo de degradación
en las propiedades físicas, químicas y biológicas. Bergstrom y Jansson (2006)
aseguran que la acidificación de las aguas en regiones de Norte América y Europa
es causada por el incremento de los depósitos de N inorgánico en lagos. También
Galloway et al., (2008) informan que las transformaciones de N en ecosistemas
3
acuáticos a escala local y global incrementa por el aumento en el uso de
agroquímicos, en especial los fertilizantes.
Ante esta insostenibilidad, que pone bajo amenaza no sólo la sanidad del ambiente
sino la seguridad alimentaria de las sociedades, se hace necesario el abordaje más
intensivo de tecnologías agroecológicas limpias y sostenibles. El uso de especies
leguminosas y gramíneas como abonos verdes (AV) o manejado en forma de
acolchado orgánico (AO) en los agroecosistemas puede ser una alternativa al
sistema convencional que utiliza el barbecho (B) como escasa fuente de materia
orgánica (MO) y nutrimentos en la agricultura de pequeña escala. Estos materiales,
en especial el frijol terciopelo Mucuna pruriens var. utilis, son considerados como
mejoradores de la fertilidad de suelos en todo el mundo (Bunch, 1994; Anthofer y
Kroschel, 2005; Blanchart et al., 2006), el potencial de brindar cantidades
considerables de MO, nutrientes y agua (Baijukya et al., 2004; Gallego et al., 2012)
a través de mecanismos basados en la fijación biológica de N2 (FBN), ciclaje de
nutrientes por la biota del suelo (Prager et al., 2001) y hongos formadores de
micorriza arbuscular (HMA) (Sánchez de P. et al., 2010) impactan de forma positiva
las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo, tornando un sistema más
sostenible y sano para el agricultor y ambiente.
La praxis continua de esta tecnología a nivel internacional ha permitido vislumbrar
como manejarlos en condiciones específicas y fines particulares, aumentando el
aporte nutricional (MO, nutrientes y agua) y la eficiencia de las especies en la fijación
de N y reciclaje de nutrientes, repercutiendo de forma positiva propiedades del suelo
y consecuente productividad de cultivos (Bunch, 1994; Sullivan, 2003; Tscherning
et al., 2006; Clark, 2007; Douxchamps et al., 2011).
En Colombia también se han realizado experimentos desde el enfoque agronómico
(Prager et al., 2002; FHJC, 2004; Carder, 2007), algunos enfatizan en sus aportes
nutricionales por la biomasa depositada al suelo (Salamanca 2003; Sanclemente,
4
2009) y otros en la actividad biológica del suelo, disponibilidad de nutrientes y
productividad de cultivos (Gallego, 2012; Vélez, 2012; Marín, 2013).
Este trabajo parte de la hipótesis: el uso y manejo de materiales orgánicos de alta
calidad en forma de AV, AO y compost incrementan la dinámica y disponibilidad del
N en el suelo y la productividad de los cultivos de maíz y soya en forma similar al
uso de fertilizantes de síntesis química industrial.
5
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo General
Avanzar en la comprensión de cómo el uso y manejo de AV, B y compost afectan
a) la dinámica del N del suelo y microorganismos involucrados en su disponibilidad,
b) la productividad en los cultivos de maíz Zea mays L. y soya Glycine max L., en
forma similar a como lo hacen los fertilizantes de síntesis química industrial (FQ).
2.2 Objetivos Específicos
1. Caracterizar la disponibilidad del amonio (NH4+), nitrato (NO3
-), N total y carbono
orgánico (CO) en el suelo y acumulación de N y carbono (C) en la planta, con el uso
y manejo de AV, B, compost y FQ en los cultivos de maíz y soya.
2. Evaluar cambios poblacionales de bacterias nitrificantes en diferentes etapas
fenológicas de los cultivos de maíz y soya por el uso y manejo de AV, B, compost y
FQ en los cultivos de maíz y soya.
3. Evaluar el flujo de CO2, CH4 y N2O en el Typic Haplustert cultivado con maíz y
soya, bajo el uso y manejo de AV, B, compost y FQ.
4. Evaluar la producción de los cultivos de maíz y soya y, relacionarla con la
dinámica del N y C en el suelo y planta.
6
3. MARCO TEORICO
3.1 La influencia del N en la productividad de agroecosistemas de maíz y
soya
La alta producción de maíz y soya en Colombia y el mundo está relacionada con el
adecuado aporte y disponibilidad del N en el suelo y su absorción por la planta. Para
cubrir esta necesidad, a nivel mundial se adiciona en fertilización nitrogenada
aproximadamente 100 a 162.2 millones t N año-1 (IFA, 2005; FAO, 2011). Pero la
eficiencia de utilización de este nutriente por las plantas es muy baja, Raun et al.,
(2002) en cultivos de cereales registraron un uso eficiente del N de 33%, lo cual
representa una pérdida económica de $20 billones año-1, invertidos ineficientemente
en la aplicación de N (Raun y Johnson, 1999, Landeros et al., 2007; Lerner et al.,
2013).
El manejo nutricional de los cultivos y, en especial, el suplir la demanda de N es un
factor preponderante en la alta rentabilidad. Este nutrimento es muy dinámico en el
suelo por la influencia biológica al que está sujeto, además, por prácticas agrícolas
como la mecanización, lamina de riego, fertilización, uso de pesticidas, momentos
en el uso de agroquímicos, naturaleza y origen del suelo, que definen la textura,
estructura, MO, entre otros (Navarro y Navarro, 2003; Estrada et al., 2007; Menjivar,
2012).
Todos estos componentes y su manejo van a influir en la eficiencia de uso del
nutriente por los cultivos. Rockstrom et al., (2009) alertan acerca de la influencia del
manejo, pues si es inadecuado se crea un desbalance en los procesos
biogeoquímicos del N, impactando en la degradación de suelos, eutrofización y
emisión de GEI del suelo. Con ello se pone en riesgo la sostenibilidad del sistema y
del productor, por el incremento en los costos de producción, la pérdida de fertilidad
del suelo y la contaminación ambiental generada.
7
En la llamada ‘‘Revolución Verde’’ caracterizada por adopción de tecnologías con
miras a obtener la máxima capacidad productiva en los agroecosistemas, el uso de
fertilizantes nitrogenados de síntesis química industrial se convirtió en la alternativa
más utilizada. Sin embargo, a través del tiempo fueron apareciendo los múltiples
problemas asociados a su uso intensivo e indiscriminado (Palm et al., 2001; Wardle,
2003; Dobermann, 2004; Pérez y Landeros, 2009; López, 2013).
En el continente americano, cada país posee sus propias condiciones culturales,
edafoclimáticas y emplean modalidades y criterios diferentes en cuanto a esta
idiosincrasia de productividad alrededor del N. Por ejemplo, en Colombia,
caracterizada por alto consumo de maíz, destinado a la alimentación humana y
animal para consumo directo e indirecto (materia prima), el 85% de los cultivos de
maíz son de pequeños productores (extensiones de tierra menores a las 5
hectáreas) bajo sistemas de siembra tradicional con promedios de producción bajos
de 1.3 a 1.8 t ha-1) (Comfecampo, 2008; FENALCE, 2011).
En 2008, el país requirió 4.5 millones de toneladas de maíz, de las cuales, 1.2
millones fueron abastecidas por la producción nacional y 3.3 importadas (FENALCE,
2009). Para el 2009, un productor nacional de maíz en zona de ladera invertía
$1.362.912 ha-1 (19% correspondía al costo de fertilizantes) con un margen de
utilidad negativo de $127.752. En zona plana, se invertía $3.201.441 ha-1, (29.9%
correspondía al costo de fertilizantes) obteniendo $69.759 ha-1 de utilidad
(MINAGRICULTURA, 2009). Los sistemas tecnificados incrementaron su
productividad de 2.93 t ha-1 en 1995 a 4.21 t ha-1 en 2008 y 4.83 t ha-1 para el 2011,
sin embargo, se sigue importando el 70% (más de 2.5 millones toneladas) de la
demanda nacional y el margen de ganancia continúa siendo bajo (FENALCE, 2011).
El mayor productor del maíz tecnificado es el Departamento Valle del Cauca con
una participación del 25.8% de la producción nacional y el Departamento de Bolívar
con maíz tradicional con una participación del 16.4% de la producción nacional. A
8
partir del 2000 el rendimiento del maíz tecnificado fue tres veces mayor al tradicional
(Leibovich et al., 2010). Los costos de producción pasaron de $ 2.6 a 2.8 millones
en el 2008, en gran parte debido a los altos precios de los fertilizantes (Domínguez,
2008) y aunque en el 2010 los costos descendieron a $ 2.5 millones ha-1, la relación
beneficio/costo desestimula la siembra de este cultivo. Zuñiga (2013) registró que
la renta neta es menos de un millón de pesos por ciclo productivo y casi dos millones
al año.
Con respecto a la soya, esta leguminosa posee un importante valor nutritivo para la
dieta humana y fuente principal de proteína en la elaboración de alimentos
balanceados para animales (ABA). Los principales países productores de soya son
Estados Unidos (34.9%), Brasil (25.9%), Argentina (20%), China (6.7%) e India
(3.9%) (Leibovich et al., 2010).
Durante el período 1990-2010, el consumo promedio anual se incrementó en 1.9%,
causando el aumento en las importaciones a una tasa promedio de 8.3%, pasando
de 69 mil toneladas en 1990 (Leibovich et al., 2010) a 352 mil toneladas para 2010
(FENALCE, 2010). Estas cifras representan aproximadamente 84% de la soya
consumida, el 16% restante se produce en el país. Los costos de producción al 2009
fueron de $ 2.1 millones ha-1, donde los fertilizantes representaron el 26% de la
inversión, estos costos son un 33% más altos si se comparan con Brasil y 108% con
Estados Unidos (Leibovich et al., 2010). FENALCE (2013) confirma esta tendencia,
Colombia posee uno de los precios más altos en los fertlizantes como la urea, DAP
y KCL, que oscila entre 25 a 45% por encima del precio internacional, los cuales
representan el 30% de la inversión.
Colombia como otros países afronta esta problemática en el sector alimenticio de
cereales y leguminosas, caracterizados por altos costos de producción y baja
relación beneficio/costo por tonelada producida. Ante esta insostenibilidad
productiva, financiera, aunado a lo ambiental en los agroecosistemas de maíz y
9
soya, se le suman limitantes edáficas naturales y normas competitivas con otros
países, originando una influencia negativa sobre la soberanía y seguridad
alimentaria de la población. El entender mejor la dinámica del N del suelo podría
mejorar la eficiencia en su uso durante las fertilizaciones y permitir atenuar los bajos
rendimientos de los cultivos.
Uno de los mayores costos de producción en ambos cultivos lo constituye el uso de
FQ, cuya baja eficiencia de uso puede alcanzar porcentajes entre el 40 y 60%,
(FENALCE, 2013) factor que incrementa costos para el país, para el agricultor.
Además, la dinámica del N en el suelo, altamente gobernada por la actividad de los
microorganismos (organismos nitrificantes y fijadores de N2) y las condiciones
ambientales (aerobiosis que favorece los dos procesos nombrados, y, la
anaerobiosis en el suelo que incide sobre la pérdida de N - desnitrificación) llevan
a reflexionar acerca de cómo manejar este elemento mediante prácticas alternativas
como el uso de AV y AO. De allí la necesidad de profundizar en la dinámica del N
del suelo como forma de mejorar su eficiencia en su uso (Johansson et al., 2001;
López-Bellido et al., 2004; Fuertes-Mendizábal et al., 2010), y plantear la posibilidad
de empleo de prácticas de manejo alternativo como AV y AO, con su incidencia,
además de lo económico, en lo social y ambiental.
3.1.1 Dinámica del N en el suelo y planta
3.1.1.1 Entradas de N al agroecosistema
Mineralización del N
Esta ampliamente establecido que el N es el nutriente mineral requerido en mayor
cantidad por las plantas superiores, por su participación en la mayoría de las
reacciones bioquímicas, se necesita de un flujo continuo por todo el sistema vegetal
10
como el mayor componente en proteínas, ácidos nucléicos, clorofila, vitaminas,
enzimas y hormonas esenciales para la vida de las plantas. En consecuencia,
promueve el desarrollo de la planta en general, limitando y/o controlando la
productividad en los agroecosistemas (Benton Jones, 1998; Rao, 2009; Llonín,
2013; Martín, 2013).
Los aportes del N al suelo ocurren a partir de diferentes procesos metabólicos: 1) la
mineralización de los materiales orgánicos depositados en el agroecosistema, que
hace que éstos se descompongan y transformen a sus formas minerales, que
quedan disponibles en el suelo como nutrientes y C en forma orgánica simple como
aminoácidos y ácidos orgánicos, CO2, N2O y CH4, 2) la fijación atmosférica de N2
por medio de deposiciones húmedas (lluvia y lluvia ácida) y seca (aerosoles),
química por fertilizantes de síntesis industrial y, biológica, a través de organismos
libres o/y en asociaciones con las plantas conocidas como fijación biológica de N2
(FBN) y, 3) el suministro externo de fertilizantes orgánicos y/o de síntesis química
industrial (Sanclemente, 2009; García, 2012; Labrador, 2012).
La mineralización de MOS constituye la fuente natural más importante de aporte de
N al suelo, por esta vía se asegura la disponibilidad del 95% del N total presente
(Stevenson, 1982; Schulten y Schnitzer, 1998; Orozco, 1999; Philippot y Germon,
2005; Pegoraro et al., 2010) y con las posteriores transformaciones a fracciones
minerales, afecta la biota presente, así como la producción del cultivo,
particularmente en la agricultura de bajos insumos común en las regiones tropicales
(Palm et al., 2001). Su manejo adecuado es clave de la sanidad y fertilidad del suelo
y, en consecuencia, en la sostenibilidad de los sistemas productivos (FAO, 2008).
La mayoría del N orgánico se encuentra disponible en las capas superiores del
suelo, Broadbent (1984) asegura que cuando se agregan volúmenes importantes
de materiales orgánicos, este proceso provee cantidades significativas de N en los
agroecosistemas (20-80% de lo requerido por las plantas). Se considera que la
11
reserva mundial de N en la MOS es de aproximadamente 2.2x106 Tg y 2.0x104 Tg
fijado como NH4+ en las arcillas (Tg= 106 t) (García, 2012).
Orozco (1999) expone que en todo suelo el N se encuentran en formas orgánicas e
inorgánicas. Las formas orgánicas representan del 90 al 92% de este elemento,
mientras que las inorgánicas sólo llegan a representar del 8 al 10%. Como parte
integra de la MOS, durante la permanencia del N en el agroecosistema, este sufre
transformaciones en el suelo dando lugar a un ciclo biológico muy complejo, el cual
consta de varios procesos caracterizados como la mineralización (catabolismo):
amonificación, nitrificación y desnitrificación y, la inmovilización, en las cual las
formas minerales del N se acomplejan nuevamente en moléculas orgánicas (Figura
1). La inmovilización del N puede ocurrir por dos vías, incorporado temporalmente
por los microorganismos y absorbido por las plantas en formas inorgánicas o en
compuestos orgánicos simples para integrarse a la biomasa vegetal (McNeill y
Unkovich, 2007; Azcón Bieto y Talón, 2008).
La mineralización del N es un proceso donde los organismos en condiciones
aeróbicas y/o anaeróbicas del suelo juegan un papel importante para la
transformación de los componentes orgánicos a formas inorgánicos como el NH4+,
nitrito (NO2-) y NO3
-. (Azcón Bieto y Talón, 2008; Hentschel et al., 2009; Martín,
2013). La inmovilización el proceso complementario, mediante la cual el N se
acompleja y permanece temporalmente al interior del agroecosistema (1).
En la mineralización, el N sufre dos procesos bien diferenciados, mediados por
actividad microbiana: la amonificación y la nitrificación, fases complementarias que
ocurren de manera paralela en los suelos (Coyne, 2000). De acuerdo con Sylvia et
al., (2005), durante la amonificación la MO nitrogenada es transformada a NH4+ por
1 Sánchez de P. M. 2013.Comunicación personal. Profesora Titular UNAL-Palmira.
12
acción enzimática de bacterias y hongos del suelo, luego bacterias nitrificantes
oxidan el NH4+ a NO2
- y luego a NO3-, proceso conocido como nitrificación.
Figura 1. Representación esquemática del ciclo de nitrógeno en los agroecosistemas
Fuente: Modificado de Zsoldos y Haunold, 1982; Azcón Bieto y Talón, 2008. Rojo: salidas, Azul: entradas, Verde: transformaciones
La velocidad de nitrificación es mediada por la temperatura, humedad y pH del
suelo. En zonas cálidas con suelos húmedos y pH casi neutro las bacterias
nitrificantes oxidan el NH4+ a NO3
- en pocos días, en zonas frías con suelos ácidos
las bacterias nitrificantes son menos eficientes y abundantes, por lo que el NH4+ es
la fuente de N más importante (Zsoldos y Haunold, 1982; Navarro y Navarro, 2003;
Madigan et al., 2003; Sylvia et al., 2005; Gubry-Rangin et al., 2010).
13
En la nitrificación, el N es transformado por dos grupos de microorganismos, las
bacterias oxidantes del amoniaco (BOA) y, por las bacterias oxidantes del nitrito
(BON) (Larrea, 2002; Sylvia et al., 2005). El género Nitrosomonas es el de mayor
importancia en la nitritación y posteriormente las Nitrobacter en la nitratación. Estas
transformaciones están limitadas a bacterias autótrofas y aerobias estrictas (Tisdale
y Nelson, 1970; Focht y Verstraete, 1977; Hooper, 1989), arqueobacterias (Prosser,
2007; Spang et al., 2010) y a hongos como Aspergillus (Atlas y Bartha, 2001;
Schinko et al., 2010).
Durante la desnitrificación biológica el suelo suele emitir gases en presencia de
proteobacterias Gram-negativas como Pseudomonas y Alcaligenes, algunas
bacterias Gram-positivas como Bacillus e, incluso arqueobacterias halófilas. Todos
los desnitrificantes son microorganismos quimiótrofos o heterótrofos, anaerobios
facultativos, lo que significa que utilizan NO3- ó NO2
- como aceptores de electrones
(Rittmann y McCarty, 2001), produciendo NOx, principalmente N2 (Knowles, 1982;
Atlas y Bartha, 2001; Rösch y Bothe, 2009).
Coyne (2000) expresa que la desnitrificación se afecta por las condiciones del suelo
(humedad, textura, pH, temperatura, etc.) y los organismos involucrados. Este
proceso ocurre en los poros del suelo donde la concentración de O2 es inferior al
10%. La temperatura óptima oscila entre 25-35°C, pero puede ocurrir entre los 2 y
50°C. Suelos muy ácidos con pH menores a 5 inhiben rápidamente la producción
de N2 y favorecen la formación de N2O. Si bien en los ecosistemas la emisión de
GEI como N2O ocurre en forma natural, su incremento es reflejo del manejo y tipo
de agroecosistema establecido.
Fijación del N2: Biológica e Industrial
La fijación biológica e industrial del N2 es otra fuente importante de nutrición para
las plantas y microorganismos presentes en el suelo. La cantidad de N fijado en la
14
naturaleza oscila de 176 a 230 x106 Tm año-1, de las cuales 13% es por descargas
eléctricas y 87% por microorganismos, esta cantidad es cuatro veces mayor a la
fijada por la industria química (Azcón Bieto y Talón, 2008).
La fijación industrial es un proceso altamente demandante de energía vía suministro
de combustibles fósiles, basado en el postulado de Haber-Bosch que consiste en la
reacción química siguiente:
CH4 + H2O CO2 + 3H2 luego N2 + 3H2 2NH3
En esta reacción, el metano combinado con agua genera H2 y, luego éste H2 se
combina con N2 en presencia de un catalizador produce el amoniaco a una
temperatura de 600°C y una presión de ≤106 kPa. Estas necesidades energéticas
son suplidas en la industria con el uso del petróleo (McNeill y Unkovich, 2007).
Desde 1962 la producción anual de fertilizantes nitrogenados ha incrementado de
13.5 a 86.4 Tg (1 Tg=1012 g) en todo el mundo (FAO, 2004). La demanda global
está directamente relacionado con la producción de granos (Cassman et al., 2002),
la cual, sólo de 1995 a 1997, cerca del 65% del consumo fue para la producción de
granos de cereales (IFA/FAO, 2001). El IFA (2005) expone que a nivel mundial se
usa en fertilización sintética nitrogenada aproximadamente 100 millones t N año-1
en los agroecosistemas. Ya para el 2011, la producción mundial de fertilizantes
nitrogenados alcanzó los 163.2 millones de toneladas y se calcula que la demanda
para el 2015 sea alrededor de 190 millones (FAO, 2011) El proceso de producción
estos fertilizantes y posteriormente su uso, generan problemas económicos,
políticos, sociales y ambientales que trascienden los estados y generan crisis global
(Reca, 2006; Oya, 2009; Sumpsi, 2011).
Por el contrario, Baca et al., (2000) expone que el proceso de fijación biológica del
N2 es de bajo costo energético (25 oC y 79 kPa de presión), es mediado por
15
organismos en forma libre o en asociaciones (Philippot y Germon, 2005). En este
sentido, las leguminosas juegan un papel fundamental a través de la simbiosis
planta-rizobios para fijar más de 100-250 kg ha-1 año-1 y de 6-10 por
microorganismos de vida libre en el suelo (Navarro y Navarro, 2003; Azcón Bieto y
Talón, 2008). Este proceso es influenciado fuertemente por el clima, pH y fertilidad
del suelo, actividad fotosintética y especie de la leguminosa (Tisdale et al., 2005).
Acumulación de N en biomasa vegetal (inmovilización)
Es de amplio conocimiento que el N, después de H, C y O es el mineral más
abundante en la materia seca de las plantas (Salisbury y Ross, 1994; Mohr y
Schopher, 1995; Marschner, 1995; Kochian, 2000; Rao, 2009). La absorción y
asimilación de este elemento en formas inorgánicas (NH4+ y NO3
-) por las plantas
está asociado a condiciones específicas, como la cantidad y equilibrio de N
inorgánico, pH, temperatura, aireación, humedad y relación C:N en el suelo,
microorgranismos presentes (principalmente bacterias amonificantes y nitrificantes),
edad y especie de la planta (Malavolta et al., 1976; Marschner, 1995; Crawford et
al., 2000; Sylvia et al., 2005; Azcón Bieto y Talón, 2008; Menjivar, 2012).
Las plantas por medio de las raíces captan formas inorgánicas de N por flujo de
masa, difusión e interceptación (Mengel y Kirkby, 2000; Marschner, 1995; Hinsinger
et al., 2011), la planta absorbe este nutrimento en función de la concentración de
estos en la solución de suelo, el patrón de distribución radical, el contenido de agua
del suelo y la tasa de crecimiento de la planta (McNeill y Unkovich, 2007). Otras
vías utilizadas son realizadas por la FBN y por las hojas, donde el NH3 es absorbido
a través de sus estomas (Fassbender, 1982; Salisbury y Ross, 1994; Azcón Bieto y
Talón, 2008).
En las plantas el N puede ser absorbido y asimilado por dos vías en las raíces,
ocurre por la presencia de formas inorgánicas cuando no existen nódulos o N2 en
16
las leguminosas (Figura 2), dependiendo a condiciones específicas se opta por una
mayor actividad en una de las vías. En el cultivo soya y alfalfa el sistema simbiótico
es afectado y/o inhibido por diferentes condiciones en el suelo como por la
moderada o alta concentración de N inorgánico, baja relación C:N, carencias de P,
K, Ca, S y micronutrientes, anegación por 2 a 3 días, alta compactación, pH bajo,
estrés hídrico y temperaturas bajas (Lett et al., 1998; Perticari, 2001; Merrick, 2005;
Freixas et al., 2010; Vileta et al., 2010). En suelos bien aireados y pH cercanos al
neutro hay mayores concentraciones de NO3- y en condiciones ácidas o alcalinas
prevalecen la formas NH4+, NH3 y NO2
-(Orozco, 1999; Sylvia et al., 2005; Gubry-
Rangin et al., 2010), la preferencia por el uno o por el otro depende del tipo y edad
de planta entre otros factores antes mencionados, en donde la mayor parte del NH4+
absorbido se incorpora a los compuestos orgánicos en las raíces, mientras que el
NO3- es móvil en el xilema y se puede almacenar en la vacuola de las raíces y demás
órganos aéreos de la planta.
La acumulación de nitratos en la planta no es dañino en ningún momento y es de
importancia para el balance iónico (anión - catión) como en la osmoregulación, sin
embargo, se debe reducir a NH4+ para luego ser incorporado rápidamente a los
esqueletos carbonados en la síntesis de aminoácidos y así evitar la toxicidad por la
disminución del pH, este proceso que se denomina asimilación del NH4+, este
proceso es tan importante para la vida de las plantas como la misma reducción y
asimilación del CO2 en la fotosíntesis (Marschner, 1995; Crawford, et al., 2000;
McNeill y Unkovich, 2007; Azcón Bieto y Talón, 2008; Nӓsholm et al., 2009; Cedeño,
2012).
Figura 2. Asimilación de N en plantas con y sin raíces noduladas.
17
Fuente: Modificado de Mejía de Tafur, 2010.
3.1.1.2 Pérdidas de N los agroecosistemas
Rutas de salida del N en el suelo
Durante el manejo de los cultivos, la nutrición de las plantas es imprescindible para
la productividad del sistema, práctica que el agricultor convencional asume,
principalmente fertilizantes. Varios autores sostienen que la aplicación de
fertilizantes nitrogenados al suelo conlleva pérdidas de aproximadamente 70-80%,
las cuales ocurren por vías de lixiviación, erosión, volatilización contaminando el
aire, agua y el mismo suelo. Dejando sólo entre el 20-30% a disposición por los
cultivos, lo cual torna esta práctica insostenible en términos económicos y
ambientales (Bunch, 1994; Jarvis, 1996; Raun y Johnson, 1999; Glass, 2003;
Padilla, 2005; Jordan et al., 2008; Van Den Heuvel, 2010; Sepúlveda et al., 2012).
18
La lixiviación ocurre por las cargas negativas que posee los coloides del suelo
(arcillas, materia orgánica y complejos órgano-minerales), el NH4+ puede adherirse
y es relativamente inmóvil, pero el NO3- se repele siendo fácilmente lixiviado por las
aguas de drenaje y desplazarse lejos de la rizosfera de las plantas (Philippot y
Germon, 2005; Sylvia et al., 2005). Estas pérdidas se intensifican cuando existe de
forma paralela excesiva fertilización e irrigación de tierras, en algunos casos se ha
registrado pérdidas alrededor de 912 kg de nitratos ha-1 año-1 (Adriano et al., 1972;
Pratt y Adriano, 1973; Goulding, 2000; Cavero et al., 2003). Ramos et al., (2002) en
los cultivos de cebolla y patata temprana registran pérdidas que varían entre 240 y
340 kg N ha-1 dependiendo del tratamiento de fertilización y, representan entre el
66-70% del nitrógeno total aplicado en el cultivo de cebolla y entre el 38-65% en el
cultivo de patata, respectivamente. Castellanos y Celaya (2011) y Marcano y
Elizalde (2012) encontraron que cuando existe alta irrigación y temperaturas
elevadas aceleran los procesos de nitrificación y, acompañada de altos niveles de
MOS, actúan como promotores en pérdidas considerables de NO3- por lixiviación.
La erosión hídrica y eólica son vías poco estudiadas como pérdidas del N, en los
agroecosistemas las diferentes formas de N adheridos tanto a las partículas del
suelo como a la MO pueden sufrir algún tipo de transporte, especialmente en
regiones áridas y semiáridas con altas velocidades de viento (McNeill y Unkovich,
2007). La influencia del agua es un factor importante por el potencial en la
degradación del suelo, caracterizado por la disminución de los contenidos de la MO
y especialmente fracciones lábiles (Mariscal, 2008). Durante las lluvias cuando las
gotas golpean los suelos desprotegidos o los flujos sobrepasan la capacidad de
infiltración del suelo ocurren los desprendimientos, transporte y deposición de
partículas en otras zonas (Philippot y Germon, 2005; Camas, 2011; Camas et al.,
2012).
19
La volatilización del amoniaco (NH3) en el suelo es un proceso natural que ocurre
en el sistema suelo-planta a partir de la degradación del material vegetal y cuando
se suministran abonos orgánicos o fertilizantes de síntesis química indutrial,
normalmente es gas se encuentra en equilibrio con el NH4+ (Brady y Weil, 2004), de
acuerdo a la reacción reversible: NH4+ + OH- H2O + NH3. Sin embargo, cuando
aumenta el pH y temperatura del suelo, se acelera la producción de NH3 (McNeill y
Unkovich, 2007), también la emisión de este gas ocurre cuando son aplicados
fertilizantes nitrogenados (urea y sulfato de amonio) al suelo, pérdidas que pueden
alcanzar el 50% de lo aplicado en suelos bajo riego y hasta el 80% en suelos
anegados, como el arroz.
Una técnica recomendable para reducir las pérdidas de los fertilizantes aplicados
en la superficie del suelo, es la incorporación de unos pocos centímetros,
aminorando entre un 25 a 75% la salidas del sistema (Philippot y Germon, 2005;
Sylvia et al., 2005).
La desnitrificación biológica es otra vía que sigue el N en condiciones de baja
concentración de oxígeno, permitiendo la acción de bacterias heterotróficas
anaeróbicas del suelo que utilizan en sus procesos de respiración, los nitratos como
aceptores de electrones, en lugar del O2 y, el carbono orgánico como donador de
electrones, con productos finales de NO2, NO, N2O y N2 (Coyne, 2000; McNeill y
Unkovich, 2007), los cuales hacen parte de los GEI. Este proceso genera las
mayores pérdidas de N desde el suelo por la emisión de N2 y N2O (40 a 350 Tg año-
1) (Haynes, 1986; Simon, 2002; Rösch y Bothe, 2009).
El N hace parte de los GEI
El aumento en las emisiones de GEI por sistemas agrícolas convencionales tiene
repercusiones directas por el calentamiento global e indirectas como inundaciones,
sequías, tormentas, entre otras, problemas que involucran a las sociedades en todo
20
el globo terráqueo (Stern, 2006; Pandey et al., 2010). Este fenómeno es causado
por la absorción en la atmósfera de radiaciones infrarrojas de baja frecuencia
reflejadas en la superficie terrestre, impidiendo que escapen al espacio exterior. Los
GEI (CO2, CH4 y N2O) más importantes tienen la habilidad de estas frecuencias
(Figura 3) y aunque representan menos del 1% de la concentración en la atmósfera
han provocado el calentamiento global. El CO2 puede aumentar en la actualidad la
temperatura a 2°C (400 ppmv) por encima de las registradas en la época
preindustrial (270 ppmv) y, se espera un incremento adicional de 1 a 3.5°C (450
ppmv) para el 2100 (UNFCCC, 2004; IPCC, 2011; Espíndola y Valderrama, 2012;
NCYT, 2013).
Figura 3. Esquema simplificado del efecto invernadero natural en la superficie terrestre.
Fuente: Modificado de BBC, 2008
A nivel mundial la agricultura contribuye con el incremento de las concentraciones
de los GEI en la atmósfera, esta actividad aporta el 20% de las emisiones
antropogénicas; aproximadamente 22% de las emisiones totales de CO2, 55% de
CH4 y 80% de N2O (Mosier et al., 1998; Houghton, 2001; IPCC, 2007; García, 2013).
Se atribuye que el cambio en el uso de la tierra, deforestación y quema de biomasa
21
son las principales causas de las emisiones de CO2, mientras que el depósito de
rastrojos de plantas leguminosas y uso indiscriminado de fertilizantes nitrogenados
de síntesis química industrial son para las de N2O y las de CH4, en sistemas
inundados de arroz o explotación ganadera, que suelen ocurrir en condiciones con
poca o nula aireación (Kessavalou et al., 1998; Costa, 2005; IPCC, 2007; MTC,
2009; Zanatta et al., 2010).
En algunas investigaciones (Prather et al., 1995; Glass, 2003; Smith et al., 2007)
relacionan a las actividades agrícolas a nivel global con la generación del 60% de
las emisiones de N2O del suelo por la vía de la nitrificación y desnitrificación, con un
incremento cercano al 17% entre 1990 y 2005, llegándose a acumular este gas en
la atmósfera a una concentración de 319 ppbv (partes por billón de volumen). Este
gas destruiye la capa de ozono estratosférico, con sus graves efectos sobre la salud
humana y planetaria (IPCC, 2007).
Las grandes demandas alimenticias de la sociedad se han utilizaso como
justificación para intensificar las prácticas de la revolución verde, entre ellas, el uso
de fertilizantes de síntesis química industrial, sin ningún control sobre los impactos
ambientales, de salubridad y bienestar del agroecosistema. En la Figuras 4 y 5 se
observa que al utilizar altas dosis de fertilizantes nitrogenados, el ciclo del C y N en
el suelo es afectado, estimulando la emisión de N2O y reducción en el
almacenamiento (oxidación) de CH4 (Bronson y Mosier, 1994; Powlson et al., 1997;
Freney, 1997).
Figura 4. Dinámica del N2O generado en el suelo a partir del manejo agrícola
22
Fuente: Modificado de Mosquera et al., 2007.
Figura 5. Ciclo del CH4 y CO2 en la agricultura
Fuente: Modificado de Mosquera et al., 2007.
23
3.1.1.4 La biología molecular como herramienta para comprender la dinámica
del N
El papel de la microbiología ha sido caracterizar el comportamiento y entender las
relaciones de la biota con su entorno, ya que ocurren procesos de relevancia
mundial, el identificar y cuantificar la actividad de las bacterianas involucradas en
las transformaciones del N en el suelo es un hecho relevante para la microbiología.
Se conoce que la biomasa microbiana sobre y subsuelo posee una reserva de C
similar al material vegetal (Whitman et al., 1998). En este contexto los
microorganismos del suelo contribuyen a la sostenibilidad del ecosistema, como
factores claves en el ciclaje de nutrientes (N, P, S) y degradación de pesticidas del
sistema suelo, sin embargo, pueden afectar el ambiente por la producción de GEI y
contaminación de aguas cuando se disponen y pierden altas cantidades de
fertilizantes minerales al sistema (Tebbe, 2005).
Los microorganismos en los agroecosistemas acuáticos promueven continuas
interconversiones de compuestos nitrogenados orgánicos e inorgánicos,
conformados en biomasa y gases (Stephenson et al., 2000). En los ríos y lagos, el
NH4+ es muy tóxico para los organismos presentes, pues es rápidamente oxidado
hasta NO3- provocando una disminución de la concentración de O2, con ello se
favorece la proliferación de algas y obstrucción de la penetración de luz solar a
mayores profundidades, este proceso se denomina eutrofización. El P proveniente
de las aguas servidas contribuye a éste proceso en las aguas superficiales,
provocando la muerte de muchos organismos acuáticos (EPA, 2002).
Si bien la microbiología ha avanzado, casos como el anterior se conocen y se
entienden las implicaciones económicas y ambientales que provoca hacia el
sistema, pero los agentes causales no se logran vislumbrar en tales procesos, se
ha asociado que problemas técnicos limitan la habilidad de responder a preguntas
24
fundamentales. La `caja negra´ es la metáfora que se utiliza para describir estas
situaciones (Tiedje et al., 1999).
La naturaleza y clasificación de la microfauna del suelo es extremadamente
compleja, la microbiología del suelo ha llegado a un punto que a la técnica del cultivo
puro se le suma la identificación a través de la biología molecular, el estudio de la
diversidad procariota desde un punto de vista diferente: el nivel genético (Tunlid,
1999; Manefield y Turner, 2002; Torsvik y Ovreas, 2002; Paerl y Steppe, 2003).
Muyzer (1999) comenta que la clasificación en función de propiedades fisiologías y
bioquímicas es imposible, puesto que se estima que un 99% de la totalidad de los
microorganismos existentes en la naturaleza no ha sido jamás aislado ni cultivado
en condiciones de laboratorio. A su vez Muyzer y Smalla (1998) apuntan que esto
se debe en gran parte a la falta de conocimientos sobre los requerimientos reales
de los mismos en condiciones naturales que impide emularlas a nivel de laboratorio,
así como el desconocimiento de posibles interdependencias entre organismos en
sus hábitats naturales.
Una de las aproximaciones más extendidas para estudiar la diversidad microbiana
a nivel genético es el uso de genes marcadores, capaz de identificar organismos
por la expresión genética individual (Jansson et al., 2000) y por la inserción de genes
en un organismo mediante ingeniería genética (Jansson, 2003). Los marcadores
más importantes son los genes que codifican para el ARN de la subunidad de
ribosomas (SSU ARNr) (Head et al., 1998). Para realizar estudios ecológicos se ha
utilizado la clonación y secuenciación del gen SSU ARNr (16s para bacterias y
arqueas) que al poseer una sonda evolutiva lenta permite detectar relaciones
filogenéticas y, con un tamaño relativamente pequeño (1540 nucleótidos) ha
facilitado su secuenciación (Tourasse y Gouy, 1997; Otsuka et al., 1999).
La secuencia del 16s se realiza por tres pasos enzimáticos diferentes: transcritasa
inversa, ADN polimerasa I y un termina de desoxynucleotido1-transferasa (Weller
25
y Ward, 1989). En este mismo tiempo, Giovannoni ha trabajado con una técnica
más rápida y aplicable a estudios de ecología molecular y microbiología del suelo:
la cadena de reacción polimerasa (PCR) (Giovannoni et al., 1990). Esta estructura
ha permitido el diseño de cebadores universales para la aplicación de estrategias
de PCR (Weisburg et al., 1991), que posibilitan la clonación de fragmentos de los
ARNr 16s de microorganismos a partir del ADN total extraído de muestras naturales,
de este modo se profundiza en el conocimiento de la diversidad de las comunidades
microbianas en los ecosistemas (Muyzer y Smalla, 1998).
Diversos autores han cuantificado las poblaciones de bacterias nitrificantes del
suelo (Papen y Berg, 1998; Bengtsson y Bergwall, 2000; Rodríguez et al., 2007).
Sin embargo, Coyne (2000) asevera de la dificultad de cultivar y cuantificar estos
organismos en medios sólidos debido a su lento crecimiento y dificultad de
aislamiento. Por ello, los investigadores en sus metodologías utilizan medios
líquidos y del método número más probable (NMP) para su conteo. Pero Madigan
et al., (2003) afirman que este procedimiento presenta inconvenientes en la
veracidad de los resultados que brinda, ya que se suele encontrar desfases en la
producción de N inorgánico y la actividad de las bacterias nitrificantes.
En la actualidad se disponen de técnicas más precisas a través de biología
molecular facilitando esta labor, como la hibridación por fluorescencia in situ (FISH)
y reacción en cadena de la polimerasa en tiempo real (qPCR) (Moreta et al., 2009;
Qin et al., 2011; Peng et al., 2013). En este sentido, se hace necesario ver el impacto
de las bacterias nitrificantes en la dinámica del N en agroecosistemas y como estos
responden a diferentes manejos del suelo y programas de fertilización orgánica e
inorgánica.
26
3.1.1.4 Algunas estrategias para influir en el balance del N en los
agroecosistemas
Durante el desarrollo de los ecosistemas, a partir de rocas improductivas sin ningún
tipo de vegetación hacia un suelo profundo y con abundante vegetación, existió un
incremento de los niveles N en estos componentes. Este incremento se atribuye a
las diversas deposiciones húmedas y secas del N atmosférico como de la FBN. El
los ecosistemas el nivel de equilibrio en el N encontrado es obtenido debido a la
maduración del sistema (Haynes, 1986). Estos procesos juegan papel fundamental
para el balance de este nutriente y contrarrestar las pérdidas tan grandes que
ocurren de él.
En este sentido, Schnoor (1996) resume en la Tabla 1 que las actividades humanas
orientadas a la producción de fertilizantes, el empleo de combustibles fósiles y
cambios en el uso del suelo (fuentes), rivalizan con las tasas de fijación natural
(sumidero) como la acumulación del N2O en la atmósfera, transporte fluvial al
océano, acumulación como biomasa, entre otros, expresados en nitrógeno global
reactivo (NH3, NOx, N2O).
Estas tendencias globales sobre el manejo del N en los agroecosistemas, confirman
el endeble renglón sostenible aplicado en la agricultura, convirtiéndola en la mayor
fuente de N2O. Se ha cuantificado que las emisiones de las tierras cultivadas
producen 3.5 millones t N2O año-1, del cual, 1.5 es atribuido al uso de fertilizantes
de síntesis química industrial (Kroeze, 1994; Smith et al., 1997; Pavei, 2003; Syakila
y Kroeze, 2011).
27
Tabla 1. Estimación de fuentes y sumideros del Nitrógeno Global Reactivo debido a las actividades humanas.
Fuentes de Nitrógeno Reactivo Tg N/año
Producción de energía (uso combustibles fósil) 20
Producción de fertilizantes 80
Agricultura de cultivo de legumbres (cambio de usos del suelo) 40
Total 140
Sumideros de Nitrógeno Reactivo Tg N/año
N2O en la atmósfera 3
Transporte fluvial a los océanos 41
Deposición atmosférica oceánica 18
Toma de biomasa (fertilización) 20
Sumideros restantes (desnitrificación a N, acumulación en los suelos y aguas subterráneas)
58
Total 140 Fuente: Tomado de Schnoor, 1996.
Las emisiones de GEI son un problema mayor con base en el potencial de
calentamiento global (PCG). El IPCC (2007) registra que el N2O y el CH4 poseen un
PCG de 296 y 23 veces más que CO2 después de 100 años, respectivamente. Por
esto, los sistemas convencionales de producción que favorecen la emanación de
los gases, representan enormes problemas para el ambiente.
Durante las últimas décadas en América Latina se han observado importantes
cambios climáticos, sobre todo en la precipitación y temperatura. Además, los
cambios en el uso del suelo han intensificado la explotación de los recursos
naturales y exacerbado muchos procesos de degradación de suelos como la
erosión, salinización, desertificación y remociones masales (IDEAM, 2004; Magrin
et al., 2007; Torres, 2012; López y Fuster, 2012).
Otros efectos se han evidenciado en los aumentos del nivel del mar y eventos
extremos que afectan las zonas costeras como aumento en la temperatura mínima
y medias como de la humedad atmosférica, desplazamiento de variables climáticas
28
en ciclos cortos y anuales, variación de precipitación e intensificación de extremos
hidrológicos, que repercuten en la reproducción de peces y mariscos como en la
movilización de zonas y épocas de alimentación de la fauna. Se prevé escenarios
con aumentos en la temperatura, estrés hídrico, cambios de los bosques tropicales
por sabanas y, que la vegetación semiárida puede ser remplazada por vegetación
de tierras áridas (Pérez et al., 1998; IPCCWGII, 2007; Espinosa et al., 2012;
Maldonado, 2012).
En este contexto, Colombia produce el 0.37% de las emisiones globales de CO2
(IDEAM y MAVDT, 2010). De acuerdo al último inventario realizado por IDEAM en
los periodos de 1990-1994 y 2000-2004, registraron que la agricultura aporta el 38%
de total de emisiones en el país, correspondiendo el 38.1-42.8% a CO2, 65.92-
77.26% a CH4 en CO2-eq y 95.32-95.56% a N2O en CO2-eq (IDEAM, 2004). Los
rubros implicados en el proceso son la ganadería (19.14%), uso de fertilizantes
nitrogenados (18.11%), transporte (12.09%), conversión de bosques y praderas
(9.24%), industrias de generación de energía (8.24%) y consumo de combustible en
industria y construcción (7.28%) (ANDI, 2010).
Dentro de ésta perspectiva de contaminación, se plantea la reducción de emisiones
de GEI promoviendo los sumideros de C con los bosques y sistemas
agrosilvopastoriles (SEAE, 2007). El secuestro de C practicada por parte de la
agricultura ecológica se basa en la reducir el uso de fertilizantes de síntesis
industrial y promoción de AV. El IPCC (2000) señala que estas prácticas
agroecológicas mejoran la calidad de las tierras y de forma significativa la captación
de C y N.
Más allá de las características edáficas y climáticas, prácticas de manejo también
pueden interferir en la mineralización de MO, influenciando asimismo la
disponibilidad de nutrientes y por tanto la emisión de GEI (Costa et al., 2008;
Bouwman et al., 2010). Las prácticas de manejo pueden aumentar o reducir los
29
bancos de C y N orgánico del suelo; por ejemplo, la preparación del suelo con el
arado promueven pérdidas de MO por varios mecanismos (Sey et al., 2008):
Fraccionamiento de agregados del suelo que protegen la MO de la
descomposición microbiana.
Aumento de aireación que estimula la actividad microbiana, resultando en la
liberación de grandes cantidades de CO2 y N2O a la atmósfera.
En contraparte, los sistemas conservacionistas utilizan la siembra directa con la
rotación de cultivos para incrementar los aportes de residuos vegetales, alternativa
eficiente en el aumento de la MO (Zanatta, et al., 2007; Hernández, 2012; Carvalho
et al., 2012). Además, se han registrado beneficios de las prácticas
conservacionistas cuando se hace uso de leguminosas como plantas de cobertura
por su efecto en la acumulación de MO y reducción de emisiones de GEI del suelo
a la atmósfera (Diekow et al., 2004; Gomes, 2006; Rojas et al., 2013). Las
contribuciones de las leguminosas en la acumulación anual de las reservas de C y
N en el suelo en los agroecosistemas, está relacionada con el depósito continuo de
residuos, reciclaje de nutrientes y con la productividad del cultivo en sucesión
(Lovato et al., 2004; Sivila y Hervé, 2006; Parra, 2012).
3.2 Los abonos verdes como práctica agroecológica multipropósito en los
agroecosistemas
Los AV son plantas que se siembran en rotación y/o asocio con un cultivo comercial
y, que posteriormente son incorporadas al suelo in situ para mantener, mejorar o
restaurar las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo (Calegari et al.,
1992; Dinesh y Dubey, 1998; Tejada et al., 2008; Marín, 2013). Prager et al., (2001)
enfatizan que los AV poseen la capacidad de establecer dos relaciones simbióticas:
1) la leguminosa-rizobios, que permite que el sistema se enriquezca con N a través
30
del tiempo mediante la fijación biológica de N2 (FBN) y 2) micorriza arbuscular (MA),
en la cual los hongos formadores de micorriza arbuscular (HFMA) se convierten en
sifones que se conectan a las raíces de las plantas asociadas y contribuyen a la
absorción de nutrientes, especialmente el P, propiciando a la productividad y
sanidad de los cultivos adjuntos y/o posteriores (Sánchez de P. et al., 2010).
Los acolchados son una práctica agrícola que consiste aplicar todo material de
origen orgánico e inorgánico sobre la superficie del suelo sin ser incorporados
(Robinson, 1988; Burbano, 1989; Turney y Menge, 1994). Los acolchados orgánicos
(AO) son utilizados en la agricultura con el fin de mejorar la productividad del cultivo
de interés, a través del aporte de nutrientes según su naturaleza, barrera para la
emergencia de la flora arvense, reducir la evaporación directa del agua desde la
superficie del suelo, mantener una mayor humedad que en un suelo desnudo,
disminuir las fluctuaciones de temperatura en los primeros 15 cm del suelo,
favorecer a la estabilidad estructural y reducir la erosión y salinización del suelo
(Leal et al., 2007; Zhang et al., 2008; Smets y Poesen, 2009; Zribi et al., 2011).
Cuando se aportan grandes cantidades de residuos orgánicos a través de AV o AO
como alternativa al barbecho en los sistemas de producción convencional
comienzan los procesos de descomposición por acción de la microfauna presente.
Marschner y Rengel (2007) registraron que las bacterias nitrificantes son capaces
de mineralizar el N del suelo y liberarlo en forma de NH4+ y NO3
-, trabajando en
condiciones aeróbicas y anaeróbicas, con mayor actividad en la primera capa suelo
(0–5 cm) por su alto contenido de MO en diferentes estados de descomposición.
Según Clark (2007), los AV juegan un papel fundamental en el ciclo del N en el
suelo. Las bacterias del suelo descomponen sus residuos y los utilizan como fuente
de alimento, llegando a doblar su población inicial en apenas siete días bajo
condiciones de campo. El resultado es una rápida y considerable liberación de
nitratos una semana después de su incorporación. Por otra parte, Cobo et al., (2002)
sostienen que los mayores picos de liberación de N amoniacal en el suelo se
31
presentan a las dos semanas de su incorporación mientras que los de N nítrico se
presentan a las cuatro semanas.
El manejar adecuadamente las relaciones C:N de la especies utilizadas como AV y
conocer los picos de absorción del cultivo principal, permitirá que el cultivo pueda
tomar el N en el momento que los AV lo están aportando y con ello reducir pérdidas
de este elemento hacia acuíferos y la atmósfera. En ese sentido, Martin y Rivera
(2004) también aseguran que el N incorporado se mineraliza muy rápido,
especialmente sí el AV es de baja relación C:N y más aún en período lluvioso y con
altas temperaturas, liberando N inorgánico al entorno, parte de ello como N2O a la
atmósfera. De manera que es preponderante lograr una buena sincronización entre
la mineralización del N y los requerimientos del cultivo, este hecho es la llave para
optimizar el uso del nutrimento, alcanzar la productividad y reducir la contaminación
ambiental (Cassman et al., 2002).
Es por ello que Baligar y Fageria (2007) exponen que es oportuno estudiar y aplicar
la relación C:N de los AV incorporados dentro de un sistema productivo agrícola
como una buena herramienta para predecir la tasa de descomposición de los
residuos. Ellos consideran que las relaciones que van de 25 a 30 han sido sugeridas
como el límite entre la mineralización neta y la inmovilización del N. Tisdale y Nelson
(1970) registraron inmovilización del N a relaciones mayores de 30, entre 20 a 30
no hay ni inmovilización ni liberación y a menos de 20 existe liberación al inicio de
la descomposición.
El implementar prácticas agroecológicas en el agroecosistema es una alternativa
amigable con el ambiente y la económica para el agricultor. Una de ellas es el uso
y manejo de AV que incluye leguminosas como gramíneas con el fin de cubrir las
necesidades de N de los cultivos. Bunch (1994) comentó que la Mucuna sp. utilizada
como AV es importante en la conservación y fertilidad del suelo en áreas de
producción con pendientes ≥ 35%, 2,000 mm de pluviosidad y sin ninguna práctica
32
de esta índole. De acuerdo con Salamanca y Wilson (2003), la incorporación de AV
en el suelo además de elevar el contenido de MO estimula la actividad microbiana,
específicamente de poblaciones bacterianas de vida libre fijadoras de N.
Las gramíneas también ofrecen beneficios hacia el suelo, al poseer un sistema
radicular fasciculado permite el rompimiento del suelo mejorando su estructura y la
capacidad de infiltración (Prager et al., 2002). Estos materiales son capaces de
agregar al suelo hasta 50 t ha-1 de MO (peso fresco) en cada siembra, mejorando
su capacidad de retención de agua, contenido de nutrientes y equilibrio del pH
(Bunch, 1994).
El uso de AV se ha distribuido en continentes como África, Asia y América, utilizando
diversas especies de forma empírica en lotes de producción y en la investigación
científica. En la Tabla 2 se observan las más usadas a nivel mundial.
3.2.1 El uso de Mucuna pruriens L. y otras especies como abono verde en el
mundo y en Colombia
Hasta el momento se han realizado distintas investigaciones sobre el uso de AV en
cultivos de interés. La finalidad se ha dirigido a la recuperación de suelos como
fuente alimenticia en sistemas ganaderos, avícolas y personas, este último
principalmente en África. El fríjol terciopelo (M. pruriens var. utilis) es la más utilizada
como AV en cultivos de maíz, tanto en sistemas tradicionales en Centroamérica
(Honduras, El Salvador, Nicaragua) como en otros programas de desarrollo en el
mundo (Bunch, 1994; Anthofer y Kroschel, 2005; Blanchart et al., 2006; Shoko,
2009). Entre las ventajas obtenidas con su uso se destacan la alta tasa de fijación
de N2 (hasta 150 kg N total ha-1), el control de arvenses por efectos alelopáticos e
interferencia lumínica por su rápida cobertura, el control de nematodos y reducción
de pudriciones causadas por hongos del género Phytophthora y Rhizoctonia en
altitudes que van desde a nivel del mar hasta 1500 m (Bunch, 1994).
33
Tabla 2. Especies de más amplio uso como AV y sus efectos benéficos para los cultivos. Adaptado de Bunch (1994). (†) Efecto medio, (††) efecto alto, y (†††) efecto muy alto.
Especie Nombre común
Control lixiviación de
Nitrógeno Fijación de N2 Efecto
herbicida Efecto
antipatógeno
Aporte de Materia
orgánica
Avena sativa Avena blanca † † ††
Loliummultiflorum Raygrass † † †
Secalecereale Centeno † †† ††
Sesbaniacannabina Sesbania † † † † †
Mucuna pruriens Frijol terciopelo †† †† †† †† †
Crotalariajuncea Crotalaria † † † † † † Trifoliumsubterraneum Trébol subterráneo † † †
Trifolium pratense Trébol blanco † † † †
Vicia villosa Arvejilla † † † †
Vignasinensis Caupí † †† † † † † Vicia faba Haba † † †
Raphanussativus Rábano forrajero † † † ††
Phaceliatanacetifolia Facelia † † † † Dolichoslablab Dólicos † †† †
Canavaliaensiformis Canavalia † †† † † ††
Cajanuscajan Guandúl † †† † † †
Arachispintoi Maní forrajero † † †† † †
Phaseoluscoccineus Chinapopo † †† † †
Lathyrusnigrivalvis Choreque †† † † ††
Lupinusmutabilis Tarhuí †† ††† † † ††
Ojiem et al., (2007) investigaron el aporte de N al suelo por M. pruriens en tres
parcelas para la producción de maíz al oeste de Kenia, las cuáles fueron
catalogadas de baja, media y alta fertilidad. Se obtuvo una FBN que oscilo entre 42
y 132 kg N ha-1 en los suelos de baja fertilidad, entre 67 y 204 kg N ha-1 en los de
mediana y, entre 74 y 234 kg N ha-1 en los de alta.
La Canavalia ensiformis L. sobrevive a condiciones extremas como la sequía,
suelos pobres y ácidos, al sombrío e incidencia de insectos y enfermedades (Prager
et al., 2002). Por lo tanto puede ser usada en lugares muy extremos, típicos de
zonas rurales de producción a pequeña escala. Ángel (1988) expresa que
sembrándola desde el nivel del mar hasta los 1600 m puede fijar hasta 240 kg ha-1
de N y aportar 40-50 t ha-1 de biomasa al cortarlo en prefloración.
34
La crotalaria (Crotalaria juncea) puede producir hasta 70 t ha-1 de biomasa en
rotaciones con sorgo, maíz, arroz, algodón y caña de azúcar, incrementando los
rendimientos en 40% (Gutiérrez, 1988). Estos efectos se deben a los aportes de
entre 300-360 kg N total ha-1, alta tolerancia a sequía, actividad nematicida y
capacidad de albergar insectos benéficos (Ángel 1988, Prager et al., 2001).
El Axonopus scoparius posee un crecimiento frondoso llegando a medir hasta 1.5
m de altura, con un sistema radical abundante que rompe la estructura del suelo
mejora la infiltración del agua y circulación del aire, adaptado a suelos ácidos y a
sequía prolongada, con una alta producción de biomasa verde (35 a 45 t ha-1) es
capaz de reciclar P y N (Prager et al., 2001).
Wildner (1990) encontró altos contenidos de P y K aportados por el uso de la arvejilla
(Vicia villosa) y rábano forrajero (Raphanus sativus) como AV, se registraron valores
cercanos al 0.35% de P y 3% de K en la materia seca. En el frijol terciopelo también
se obtuvieron altos contenidos de Ca y Mg y, en la crotalaria valores cercanos a 1%
de Ca y 0.4% de Mg en la materia seca.
En Tanzania, Baijukya et al., (2004) evaluaron el aporte de N por M. pruriens en
suelos clasificados como Humic acrisol y Alumi humic ferrasol, obteniendo una
mineralización del 25% del N aportado en biomasa equivalente a 58 mg kg-1 de
suelo.
En Colombia también se han hecho esfuerzos durante los últimos 20 años por
entender la temática de AV. En el departamento del Valle del Cauca, Ángel y Prager
(1989) evaluaron durante dos años la influencia de los AV Crotalaria, Canavalia y
Cajanus, sobre los rendimientos de los sistemas de producción maíz-soya, maíz-
frijol, maíz-caupí y, sobre la fertilidad del suelo. Durante el experimento los AV
35
aportaron más de 2 t MS ha-1, aporte valioso de N al suelo por su efecto en variables
de rendimiento y económicas evaluadas para la asociación maíz-caupí.
En otro estudio realizado por Sánchez et al., (1998) en La Mojana (Costa Caribe),
se evaluó el potencial de algunos AV como crotalaria, canavalia, frijol caupí y
vitabosa (Mucuna deeringianum L.) para mejorar la capacidad productiva de suelos
arroceros. La especie crotalaria sobresalió como mejor productora de biomasa (11.6
ton MS ha-1), y M. deeringianum (7.7 ton MS ha-1) más fertilización de síntesis
química industrial (60 kg N ha-1) promovieron los mayores rendimientos en grano
seco de arroz con 4.3 ton ha-1.
Salazar et al., (2004) evaluaron en una zona de ladera del municipio de Piendamó
(Cauca), la relación entre AV y productividad de yuca (Manihot esculenta). El uso
de sorgo (Sorghum vulgare) como AV propició el mayor rendimiento del cultivo
(17.08 t ha-1), seguido de la mezcla de millo (Panicum miliaceum L.) y fríjol
(Phaseolus vulgaris L.) (16.9 t ha-1), rendimientos que se consideran sobresalientes
para las condiciones del suelo y las características agroecológicas de la zona.
También en un Humic Dystrudepts del Valle del Cauca se evaluó el efecto de AV
compuesto por la mezcla de Canavalia ensiformis y Axonopus scoparius sobre
diferentes características del suelo, el cultivo del maíz y la emisión de GEI
(Hernández y Sánchez de P. 2011). Encontrando que el manejo con AV y compost
incorporados promovió la mayor respiración del suelo evaluada a través de CO2,
indicando alta mineralización de nutrientes en estos tratamientos.
El grupo de investigación en Agroecología de la Universidad Nacional de Colombia
sede Palmira, coordinado por la profesora Marina Sánchez de Prager, ha realizado
adelantos valiosos en la comprensión del efecto durante el uso y manejo de los AV
sobre la dinámica del N y P en el suelo, conservación del suelo y la productividad
de cultivos.
36
Sanclemente y Prager (2009) evaluaron el uso de M. pruriens como mulch y AV
sobre algunas propiedades físicas, químicas y biológicas de un suelo de ladera
clasificado como Typic Haplustalfs en Palmira (Valle del Cauca). Se encontró un
incremento en el suelo de 201 kg N ha-1 cuando se usó M. pruriens en comparación
con el testigo. Estos valores tuvieron correlación con los rendimientos de grano seco
de maíz, los cuales fueron de 6.5, 4.8 y 4.1 t ha-1, para el mulch, AV y testigo,
respectivamente.
Correa (2010) estudiaron la capacidad del suelo para retener los GEI en un sistema
de maíz bajo el efecto de AV, obteniendo mayores emisiones cuando se removió el
suelo para la incorporación de los AV y compost en forma individual y/o en mezcla,
en estado fresco o como compost.
Gallego (2012) evaluó el efecto de los AV sobre la mineralización del N y la dinámica
de bacterias amonificantes y nitrificantes en un sistema de producción de maíz.
Encontrando similares aportes de N inorgánico al suelo en tratamientos a base de
fertilizantes orgánicos comparados con fertilizantes de síntesis industrial. Por su
parte Vélez (2012) estudio el efecto de los AV en la agregación y actividad de HMA
en un suelo cultivos con maíz en zona de ladera, la mayor expresión de los
componentes de HMA: longitud y actividad de micelio externo, micelio externo vivo
y porcentaje de colonización por arbúsculos, ocurrió con la adición de los AV.
Si bien se han hecho aportes significativos en la comprensión del uso de AV en
sistemas agrícolas como alternativa más económica para el productor y limpia para
el medio ambiente en Colombia, la presente investigación pretende aportar
conocimientos desde un enfoque sistémico de cómo el uso de los AV manejados
bajo la incorporación como acolchados en el suelo y fertilizaciones nitrogenadas a
través del compost y fertilizante de síntesis química industrial generan un efecto en
la dinámica del N en el sistema suelo-planta-atmosfera y productividad de los
cultivos de maíz y soya.
37
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1 Localización del área experimental
Este estudio se realizó en el Campo Experimental de la Universidad Nacional de
Colombia sede Palmira (CEUNP), corregimiento El Carmelo, municipio de
Candelaria, departamento del Valle del Cauca, Colombia, georeferenciada bajo
coordenadas 3° 25’ 34’’ N y 76° 25’ 53’’ O. Este campo está ubicado a una altitud
de 980 msnm, temperatura promedio de 24ºC, humedad relativa de 69% y
precipitación pluvial media anual de 1406 mm (García, 2012).
El suelo correspondió a un Haplustert típico francoso fino isohipertérmico con
pendiente de 1% (Acosta et al., 1997) que ha estado en B aproximadamente ocho
años, al cual se le efectuó caracterización química y física (Anexo 1) del suelo siete
días antes de instalar el ensayo en los laboratorios de UNAL-Palmira y CIAT. El
muestreo se realizó en Z a una profundidad de 0-10 cm tomando muestras
compuestas de cada tratamiento (Jaramillo, 2002).
Para la interpretación de las propiedades químicas (Tabla 3) se acudió a criterios
manejados a nivel nacional (Castro, 2004; IGAC, 2006). Este suelo tiene pH neutro
(6.84), media concentración de CO (26.6 g kg-1) y N inorgánico (18.26 mg kg-1) y,
alto nivel de fósforo (57.45 mg kg-1). Se encontraron niveles medios de Na+ y K+ y
altos de Mg2+ y Ca2+ y CIC. Para los elementos menores S, B (28.03 y 1.45 mg kg-
1) los niveles fueron altos y muy altos para Mn (61.75 mg kg-1); bajos para Cu y Zn
(0.67 y 1.49 mg kg-1) y muy bajos para Fe (8.83 mg kg-1), los cuales se muestran
como limitantes. En suelos con pH neutro se encuentra la mayor disponibilidad de
bases que en condiciones acidas, por el contrario, desfavorecen el desarrollo del
sistema radicular, reducen la actividad microbiana y por ende la nitrificación,
además, la asimilación del P disminuye por combinaciones insolubles con Fe y los
microelementos, con excepción del Mo son más asimilables, particularmente las
38
plantas prefieren absorber el Cu y Zn por encima de Mn, lo que conlleva a aumentar
su contenido en la solución del suelo (Marschner, 1995; Zapata, 2004; Tisdale et
al., 2005; Piraneque, 2008; Menjivar, 2012).
Tabla 3. Caracterización química inicial del Typic Haplustert donde se implementó el experimento (profundidad de 0-20 cm).
CO pHH2O N
total NH4
+ NO3-
P (Bray II)
S B Fe Mn Cu Zn K Ca Mg Na CIC
g.kg-1 -------------------------------------------mg.kg-1-------------------------------------- --------cmolc.kg-1----------
26.6 6.84 1.174,5 4.42 13.84 57,45 28.03 1.45 8.83 61.75 0.67 1.49 0.44 10.9 5.63 0.10 21.10
Análisis: Laboratorio de servicios analíticos del CIAT. 2011
Los análisis de las propiedades físicas (Tabla 4) indican textura franco arcillosa
(suelo pesado), la cual permite una adecuada laborabilidad siempre y cuando la
humedad gravimétrica no supere un 50% (Madero, 2011), aun así pueden afectar
las propiedades hidrológicas, debido a la susceptibilidad a la compactación y la
tendencia al encostramiento, riegos que aumentan al disminuir la humedad (Pla,
1993). La textura pesada influye en la alta densidad aparente encontrada (1.72 g
cm-3), que se refleja en muy baja porosidad total (35.34%). Según SSS (1999) un
valor superior a 1.3 g cm-3, constituye una condición limitante que puede perturbar
no sólo el crecimiento de raíces (según especie), drenaje y aireación en el suelo
(Amézquita y Londoño, 1997; Jaramillo, 2002), sino que cuando supera 60% del
espacio poroso con agua genera condiciones de reducción favoreciendo la emisión
de GEI (Ferreira, 2008; Escobar, 2011).
Tabla 4. Caracterización física inicial del Typic Haplustert donde se implementó el experimento (profundidad de 0-20 cm).
Densidad aparente y real (g cm3) 1.7 y 2.6
Porosidad total (%) 35.3
Humedad gravimétrica y volumétrica (%) 19.1 y 32.8
Porosidad total llena agua (%) 92.9
Arenas, Arcillas y Limos (%) 43.1, 27.4 y 29.5
Clase Textural Franco Arcillosa
Análisis: Laboratorio de física de suelos de UNAL-Palmira. 2011
39
4.2 Tratamientos y diseño experimental
Para cumplir con los objetivos propuestos se diseñaron los tratamientos descritos
en la Tabla 5. Para la formulación de estos tratamientos se tuvo como base el trabajo
previo realizado por el Grupo de Investigación en Agroecología de UNAL-Palmira
(Sanclemente, 2009; Correa, 2010; Gallego, 2012), en los cuales se encontró que
el uso y forma de aplicación de los AV y compost tienen impacto sobre la dinámica
y disponibilidad de fracciones del N y productividad del agroecosistema.
Se empleó un diseño de bloques completos al azar con arreglo factorial 32 +2
(Parcelas Divididas) con tres repeticiones (Figura 6). Las cuatro parcelas principales
las constituyó el componente vegetal (AV o B) previo al establecimiento de los
cultivos, incluyendo dos con AV incorporados o acolchados, más dos con B, todos
seguidos por sistemas de cultivos asociados (maíz + soya) y de monocultivos (maíz
o soya). Las subparcelas correspondieron a tres diferentes programas de
fertilización (compost, fertilizante de síntesis química industrial y ninguna adición).
4.3 Descripción del ensayo experimental
Preparación del lote experimental
Las unidades fueron parcelas en campo con una dimensión de 20 m2 (6x3.34m)
para los tratamientos del 1 a 9 y de 30 m2 (6x5m) para los tratamientos 10 y 11. Las
parcelas se dividieron por calles de 0.5 m y con 1 m de separación entre las
repeticiones, para una área total del experimento de 900 m2.
Para la preparación del lote en barbecho se realizó labranza convencional con dos
pases en cruz con el arado de discos. Posteriormente se instaló el sistema de riego,
que fue usado en casos necesarios (principalmente periodo seco), además, se
estableció un pluviómetro y termómetro (Figura 7) con el fin de estimar la lámina de
40
riego que cayó sobre el suelo (precipitación pluvial + riego) y temperatura ambiental
de la zona durante el desarrollo del experimento.
Tabla 5. Descripción de tratamientos del experimento.
Parcela principal Subparcela Tratamiento
1. Abono Verde Mucuna pruriens + Zea mays L.
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con abono orgánico: 3.4 t ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
AV-FO
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con fertilizante de síntesis: 50 kg N ha-1; 50 kg P ha-
1; 50 kg K ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
AV-FQ
Cultivo intercalado de maíz y soya, sin fertilización adicional
AV-SF
2. Acolchado Orgánico Mucuna pruriens + Zea mays L.
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con abono orgánico: 3.4 t ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
AO-FO
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con fertilizante de síntesis: 50 kg N ha-1; 50 kg P ha-
1; 50 kg K ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
AO-FQ
Cultivo intercalado de maíz y soya, sin fertilización adicional
AO-SF
3. Barbecho
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con abono orgánico: 3.4 t ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
B-FO
Cultivo intercalado de maíz y soya, tratado con fertilizante de síntesis: 50 kg N ha-1; 50 kg P ha-
1; 50 kg K ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
B-FQ
Cultivo intercalado de maíz y soya, sin fertilización adicional
B-SF
4. Barbecho
Monocultivo comercial de maíz, tratado con fertilizante de síntesis: 50 kg N ha-1; 50 kg P ha-
1; 50 kg K ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
B-FQ
Monocultivo comercial de soya, tratado con fertilizante de síntesis: 50 kg N ha-1; 50 kg P ha-
1; 50 kg K ha-1 y quelatos de cobre, zinc e hierro (dosis comercial)
B-FQ
Nota: la estructura factorial 32 corresponde del tratamiento 1 al 9, sin embargo se adiciono el tratamiento 10 y 11 (+2), convirtiéndose en un factorial aumentado (32 +2).
41
Figura 6. Distribución espacial de los tratamientos en campo bajo el diseño de bloques
completos al azar con arreglo factorial 32 +2 (Parcelas Divididas).
Figura 7. Distribución mensual de la temperatura ambiental y lámina de agua en el suelo (precipitación pluvial + riego) durante el experimento.
Fuente: Autor
42
4.3.1 Manejo agronómico de las parcelas
Manejo de los lotes previo al establecimiento de los cultivos
comerciales
Después del trazado de las unidades experimentales, se sembró como AV la
leguminosa M. pruriens L. var. utilis (CIAT No. 9349) y Z. maíz (variedad ICA 305)
en las unidades experimentales correspondientes a los tratamientos 1 a 6. Se
dejaron crecer por un período aproximado de 3 a 4 meses hasta la etapa
reproductiva del llenado de grano lechoso (R3) de la gramínea (etapa de choclo).
La siembra de M. pruriens se realizó colocando una semilla por sitio a distancias de
0.5m entre surcos y 0.15m entre plantas para una densidad de 133,333 plantas ha-
1. El Z. mays L. se sembró junto a la leguminosa colocando dos semillas por sitio a
una distancia de 1.0m entre surcos y 0.25m entre plantas para una densidad de
40,000 plantas ha-1. La relación de siembra fue de dos surcos de M. pruriens por
uno de Z. mays L. (Figura 8).
Figura 8. Arreglo espacial en la siembra de la leguminosa y gramínea como AV y cultivos principales en cada unidad experimental.
43
Con el fin brindar soporte alimenticio a las plantas y microorganismos presentes
donde se sembró los AV, se siguió el siguiente programa de fertilización: 20 días
antes del establecimiento se aplicó al voleo 90 kg P ha-1 usando roca fosfórica, a
los 15 días de establecidas las especies se fertilizó en bandas 20 kg de K2O ha-1
usando KCL y a los 30 días, a nivel foliar se suministró 1.2 kg ha-1 de hierro, cobre
y zinc usando quelatos. El manejo de arvenses se realizó de forma manual durante
los primeros 30 días después de sembrados los AV.
La adición o incorporación de biomasa de los AV se realizó en los primeros cinco
centímetros del suelo después de la cosecha del choclo en el cultivo de maíz.
Posteriormente se cortó, troceó y dejó descomponer por 20 a 30 días. Luego se
incorporó sobre las parcelas experimentales que incluye este manejo, utilizando el
rotavator realizando dos pases. Se finalizó con la siembra de los cultivos de maíz y
soya.
Establecimiento de los cultivos de maíz y soya
La siembra del cultivo de maíz (variedad ICA 305) se realizó con la misma densidad
de siembra empleada para establecer los AV, la siembra de soya (variedad ICA
P34) se realizó colocando una semilla por sitio, con distancias de 0.5m entre surcos
y 0.10m entre plantas para una densidad de 200,000 plantas ha-1, con una relación
de un surco de maíz por dos de soya.
Las fertilizaciones con fuentes orgánicas y sintéticas se realizaron en dos
momentos, a los 15 (19 enero de 2012) y 45 días de la resiembra efectiva de los
cultivos. En los tratamientos con fertilización de síntesis química industrial, ésta se
realizó aplicando el fertilizante triple quince (15-15-15) a una dosis de 50 kg N, P y
K ha-1 (335 g y 501 g/aplicación en parcelas de Intercultivo y monocultivo,
respectivamente) de acuerdo con los requerimientos de los cultivos (Moreno et al.,
2008). Para los tratamientos con adición de abono orgánico tipo compost, la dosis
44
se calculó (Autor) para que aportara la misma cantidad de N que el fertilizante
sintético, es ese sentido, este consistió en gallinaza madura aplicada en dosis de
3.4 t ha-1 (3.4 kg/aplicación), lo que equivalente a 50 kg N ha-1 y, el resto de
tratamientos se manejó sin la aplicación de fertilizantes o enmiendas. El manejo de
arvenses se realizó en forma manual durante los primeros 30 días después de
sembrados los cultivos.
4.4 Variables de respuesta
Para evaluar las variables que corresponden a cada objetivo específico en el
ensayo, se tomaron muestras en el estado reproductivo de floración y llenado de
grano de los cultivos de maíz y soya.
Variables asociadas a la dinámica del N y C en suelo y planta
Para caracterizar la disponibilidad del NH4+, NO3
-, N inorgánico total-Nit
(NH4++NO3
-), N total y carbono orgánico (CO) en el suelo y acumulación de N y
carbono (C) en la planta, debido al uso y manejo de AV, B y fertilización
nitrogenada en los cultivos de maíz y soya, se analizaron estas variables en el
suelo y el C y N en las hojas del cultivo de maíz y soya (Tabla 6). En cada etapa
se colectaron nueve submuestras de suelo y tres hojas/planta ubicadas al lado
opuesto a la espiga de las 10 plantas muestreadas para analizar cada
tratamiento (Malavolta et al., 1997).
Tabla 6. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas con C y N a nivel del suelo y en tejidos foliares de soya y maíz.
Determinaciones Métodos Referencia
Carbono orgánico (g kg-1) Volumetría Espectrometría molecular Autoanalizador.
(Walkley-Black)
CIAT, 2006 N total, NH4
+ y NO3- (mg kg-1) Colorimetría Espectrofotómetro en KCL 1M.
Carbono (g kg-1) Volumetría Espectrometría molecular Autoanalizador.
(Walkley-Black)
Nitrógeno (g kg-1) Colorimetría Espectrofotómetro en KCL 1M.
45
Variables relacionadas con la actividad de bacterias nitrificantes
Las bacterias nitrificantes se analizaron a través de los cambios en las poblaciones
de bacterias oxidantes de amonio (BOA), sustrato inicial y producto final de su
actividad (NO3-), humedad y temperatura en el suelo (Tabla 7). Los muestreos para
cada variable se realizaron en forma simultánea, las muestras se mantuvieron
refrigeradas permanentemente y se llevaron a los laboratorios de análisis en el
menor tiempo posible.
Tabla 7. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas a la actividad de bacterias asociadas a procesos de nitrificación en el suelo sembrado con soya y maíz.
Determinaciones Métodos Referencia
NO3- (mg kg-1)
Colorimetría Espectrofotómetro en KCL 1M.
CIAT, 2006
Numero copias gen amoA de BOA/g suelo seco
qPCR Moreta et al., 2009
Humedad Volumétrica Fórmula matemática Jaramillo, 2002
Temperatura del suelo Termómetro Escobar, 2011
Para la cuantificación absoluta de los genes amoA de las BOA del suelo se procedió
conforme al protocolo desarrollado y estandarizado por el CIAT (Moreta, 2009). El
ADN de las muestras del suelo se extrajo usando el kit FastDNA® SPIN
(Biomedicals MP, Cat. No. 116560200), luego se cuantificó por fluorescencia con el
reactivo PicoGrenn® dsDNA (Laboratorio: Molecular Probes) y, posteriormente se
sometió a una electroforesis en un gel de agarosa al 1% para determinar su calidad.
La estimación del número de copias del gen amoA de las BOA se hizo a través de
PCR en tiempo real (qPCR) usando el par de primers (sentido 5’-3’): amoA - 1F
GGGGTTTCTACTGGTGGT y amoA - 2R CCCCTCKGSAAAGCCTTCTTC, cuyo
producto de PCR es de 493 pares de bases (bp) (Rotthauwe et al., 1997).
Los genes en estudio se cuantificaron usando el colorante fluorescente Brilliant II
SYBR® Green QPCR Master Mix (Agilent Technologies, Cat. No. 600828). Las
46
reacciones de qPCR se corrieron por triplicado en un volumen 20 µl/reacción,
conteniendo 20 ng de ADN del suelo, 0.5 µM de cada primer y 10 µl de Brilliant
SYBR Green qPCR Master Mix. El control negativo consistió de agua en lugar de
ADN y, como control positivo se usó ADN de plásmido el cual contenía inserto el
gen amoA. Las reacciones se corrieron en un termociclador OPTICONTM2 (Detector
Continuo de Fluorescencia) (MJ Research) y analizado con el MJ OPTICONTM
Software versión 3 (BIO-RAD). Las condiciones de amplificación del gen de interés
fueron las siguientes: (i) 95 °C, 5 min; (ii) 95 °C, 1.5 min; (iii) 55 °C, 1.5 min; (iv) 72
°C, 1.5 min. Los datos crudos (número de copias de gen / reacción) fueron
corregidos utilizando la humedad gravimétrica del suelo y luego expresados como
número de copias de gen / g suelo seco.
Variables asociadas al flujo y PCG de GEI en el suelo
El flujo de los GEI (CO2, CH4, N2O) y su poder calorífico, se analizó directamente y
se relacionó con variables como compactación y circulación del agua en el suelo,
las cuales, hacen parte de la fórmula del PPA (Tabla 8).
Tabla 8. Métodos de análisis de las variables de respuesta relacionadas con el flujo y PCG de GEI en un Typic Haplustert sembrado con soya y maíz.
Determinaciones Métodos Referencia
CO2 (kg m2) Cámara Cerrada Estática Ferreira, 2008
CH4 y N2O (mg m2)
Humedad gravimétrica (%) Suelo seco al horno
Jaramillo, 2002
Humedad volumétrica (%) Fórmula matemática
Densidad aparente (g cm3) Cilindro biselado
Densidad real (g cm3) Picnómetro
Porosidad total (%) Fórmula matemática
Porosidad total llena de agua-PPA (%) Fórmula matemática Escobar, 2011
PGG (kg CE-CO2) Fórmula matemática Gomes, 2006
Para la toma de los gases se procedió con base al protocolo estandarizado en varias
investigaciones (Ferreira, 2008; Novoa et al., 2011) por el Laboratorio de Servicios
47
Ambientales del CIAT. Se inició con la instalación de una cámara de PVC sobre el
anillo previamente instalado en la parcela de cada tratamiento (Figura 9), las
cámaras se cerraron herméticamente con bandas de caucho. La parte superior de
estás poseen una tapa de goma o séptum de 1 cm de diámetro, por la cual se
tomaron las muestras de aire, utilizando una jeringa de plástico con válvula
adaptada.
Por cada cámara se tomaron muestras de 20 ml de aire en los tiempos 0, 10, 20 y
30 minutos a partir de la instalación de la cámara, luego se eliminaron 5 ml y los
restantes 15 ml se transfieren a frascos con vacío. Es necesario conocer la
temperatura del aire dentro de la cámara al momento del muestreo para poder
calcular adecuadamente los flujos de gases, en ese sentido, la primera cámara en
cada tratamiento estuvo equipada con un termómetro que para registrar los valores
para cada uno de los tiempos.
Figura 9. Componentes de la cámara cerrada estática y frascos utilizados en la toma de muestras de gases.
Las muestras se enviaron al laboratorio de CIAT donde se estimaron las
concentraciones de los GEI, utilizando un cromatógrafo de gases Shimadzu GC-
48
14A, equipado con detectores de inonización de llama (FID) en el análisis de CH4 y
detector de captura de electrones (ECD) para el N2O. Las condiciones del
cromatógrafo fueron: Precolumna Porapak Q (80-100 mesh) con 1 m de longitud y
2 mm de diámetro interno; Columna Porapak Q (80-100 mesh) con 2 m de longitud
y 2 mm de diámetro interno; Fase Móvil Nitrógeno de alta pureza; Flujo de 22 ml/min;
Temperatura del horno, inyector y detector: 70, 80 y 320 ºC, respectivamente;
Estándar Scotty balanceado en nitrógeno con una precisión de aproximadamente
de 5%.
Para el CO2, se utilizó un analizador Modelo S151 con tecnología infrarroja,
calibrado antes de iniciar las mediciones con estándares Scotty balanceados en
nitrógeno. Se usó sílica gel para retener humedad y una trampa de NaOH, para
asegurar que solo el CO2 proveniente de la muestra ingrese al equipo y evitar
sobreestimación en la cuantificación.
Los muestreos en el suelo de las variables relacionadas a la emisión de GEI se
realizaron en forma paralela a la toma de los gases, en cada etapa (floración y
llenado de grano de cultivos) se recolectaron o midieron muestras para evaluar
directamente la humedad y densidad del suelo, otras se calcularon de forma
indirecta (fórmula). A partir de los valores de densidad y humedad gravimétrica se
calcularon el porcentaje de PPA por la ecuación (Escobar, 2011):
Dónde:
Hg= Humedad gravimétrica (%)
Da= Densidad aparente del suelo (g cm3)
PT= Porosidad total del suelo (%)
PPA (%) = (Hg x Da)
𝑃𝑇
49
Para la comparación de sistemas de manejo por el PCG que genera, es común
expresar la emisión de GEI en kg de C equivalente de CO2 (kg CE-CO2), el PCG de
CH4 y N2O expresada en CE-CO2 se calcularon a partir de las ecuaciones:
CH4 (kg CE-CO2 ha-1) = CH4 (kg CH4 ha-1) x 23 x 12
44
N2O (kg CE-CO2 ha-1) = N2O (kg N2O ha-1) x 296 x 12
44
Dónde:
12
44 = razón molar entre C y la molecular de CO2
23 y 296= PCG de CH4 y N2O, respectivamente, en un tiempo de 100 años (Gomes,
2006; Escobar, 2011)
Variables productivas de los cultivos
La estimación del rendimiento en peso de grano seco se realizó cuando ambos
cultivos alcanzaron el estado de madurez de cosecha, en maíz se llevó a cabo
aproximadamente a los 150 días después de la siembra (DDS) y en soya alrededor
de los 115 DDS. En los respectivos cultivares se cosecharon las mazorcas y vainas
de 10 plantas por tratamiento para su posterior desgrane y toma de peso seco. En
ambos cultivos se midió la humedad de grano al momento de pesar las muestras,
para posteriormente ajustar sus rendimientos al 14% de humedad gravimétrica,
valor de referencia para el rendimiento de granos. Las cantidades se extrapolaron
a t ha-1.
Se realizó el análisis de componentes principales (ACP) con 16 variables iniciales
(Tabla 9) relacionadas a los tres objetivos anteriores de la investigación, para
conocer la variabilidad inherente de algunas condiciones agroclimáticas que
normalmente afectan en la productividad de los cultivos, además, se clasifico en un
50
cluster los tratamientos que tuvieron un efecto similar o no en las variables de
respuesta analizadas.
Tabla 9. Variables que se relacionaron con la productividad de los cultivos.
Objetivo 1 Suelo
Carbono orgánico
N total, NH4+, NO3
- y Nit
Tejido-Hojas C y N en soya y maíz
Objetivo 2 Suelo
Bacterias nitrificantes
Humedad Volumétrica
Temperatura del suelo
Objetivo 3 Suelo
CO2
Densidad aparente
Porosidad total
PPA
4.5 Análisis estadístico de la información
La información obtenida se sometió a análisis de varianza (p˂0.05), prueba de
promedios de Duncan (p˂0.05), contrastes ortogonales, correlaciones de Pearson,
análisis de componentes principales y conglomerados mediante el uso del software
SAS versión 9.1.3 (2006). Para ello se contó con la colaboración del estadístico
Norbey Marín Arredondo, profesional con más de 15 años de experiencia en el
diseño y análisis de experimentos agropecuarios.
51
5. RESULTADOS
5.1 Dinámica del N y C en el suelo y acumulación en plantas de soya y maíz
El ANDEVA realizado para las variables relacionadas con el suelo: CO, N total,
NH4+, NO3
-, Nit y, relacionadas con el tejido vegetal: C y N en hojas del cultivo de
soya y maíz, solo detectó diferencias significativas para algunas de las fuentes de
variación analizadas: efecto de bloqueo y en épocas fenológicas de los cultivos. En
algunas de ellas se detectaron diferencias entre tratamientos (Anexo 2).
5.1.1 Nitrógeno en el suelo
5.1.1.1 N total
Los valores de la variable fueron estadísticamente similares entre las dos etapas
fenológicas evaluadas. En floración se encontraron diferencias significativas
(p<0.05) entre tratamientos (Anexo 2, Figura 10), aunque la mayoría de ellos
alcanzó valores estadísticamente similares, con excepción de B-FQ, en el cual el N
total tuvo el menor valor en esta etapa. El N total a nivel de parcelas principales (AV,
AO y B) y sub parcelas (FO, FQ y SF) fue estadísticamente similar, con excepción
de B-FQ.
Las concentraciones de N total promedias encontradas en este ensayo (1450 a
1550 mg kg-1) coincidieron con registros de varios autores (Brady y Weil, 2004;
Revelli et al., 2010; Flórez, 2010) e incluso mayores a reportes en la mayoría de
suelos agrícolas (1500 mg kg-1).
52
Figura 10. Concentración de N total (mg kg-1) en el suelo en las etapas y tratamientos evaluados en el ensayo.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
5.1.1.2 N inorgánico: NH4
+, NO3- y Nit (NH4
++NO3-)
Al igual que en la variable anterior, en NH4+ sólo hubo diferencias significativas
(p<0.05) entre tratamientos en la etapa de floración (Anexo 2, Figura 11). La
amonificación fue mayor en las parcelas con AV y AO combinados con FO, en
comparación con FQ, en donde se encontraron las menores cifras, sin diferir
significativamente de SF.
En cuanto a NO3- la mayor nitrificación ocurrió en las tres parcelas principales de
los cultivos intercalados con la combinación de FO y FQ, mientras que en SF hubo
un detrimento acentuado en AV.
53
Figura 11. Concentración de NH4+ y NO3
- (mg kg-1) en el suelo en los tratamientos durante
la etapa productiva de floración.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
En la etapa de floración, la amonificación (Figura 11) predominó sobre la nitrificación
cuando se aplicaron AV y AO combinados con FO y SF, por el contrario, la
nitrificación predominó sobre la amonificación en AV y AO bajo la condición FQ
(uso fertilización industrial), mientras que en B fue mayor en todas las condiciones
evaluadas. Los valores de amonificación y nitrificación encontrados en este ensayo
fueron similares a los registrados en otras investigaciones: Castro (2010) en suelos
de Honduras y Gallego (2012) en el Valle del Cauca encontraron valores en ambas
variables que oscilaron 4.2 y 30 mg kg-1.
Aunque en la etapa de llenado de grano no se encontró diferencias significativas
(p<0.05) entre tratamientos para NH4+ y NO3
-, llamó la atención la tendencia
creciente del NH4+ en esta fase fenológica, que superó ampliamente al proceso de
nitrificación, como se observa en la Figura 12. A través de esta información se pudo
corroborar la importancia que tiene la humedad del suelo en los procesos de
mineralización del N, desde amonificación hasta nitrificación. Mientras que en
54
floración el periodo de lluvia fue de 145 mm (Figura 11), en la etapa de llenado de
grano alcanzó los 250 mm (Figura 12), lo cual tuvo alta influencia sobre el
comportamiento de estas variables, con mayor razón en el Vertisol donde se realizó
este trabajo. Está comprobado científicamente que el proceso de amonificación
ocurre por las vías aeróbicas y anaeróbicas, mientras que la nitrificación es un
proceso netamente aeróbico. En este caso, la humedad, alta compactación del
suelo y el tipo de arcillas 2:1 predominante en el sitio, crearon condiciones
desfavorables para la nitrificación.
Figura 12. Concentración de NH4+ y NO3
- (mg kg-1) en el suelo en los tratamientos durante la etapa productiva de llenado de grano.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
En diferentes investigaciones se ha comprobado que las condiciones del suelo
afectan la amonificación y nitrificación. Autores como Madigan et al. 2003; Navarro
y Navarro, 2003; Brady y Weil, 2004; Sylvia et al., 2005; Rivas et al., 2009 y Gallego,
2012 corroboran que variaciones extremas en el pH, textura, temperatura y
especialmente la humedad, influyen en estos procesos.
55
Para la variable de Nit (NH4++NO3
-) se pudo observar que las mayores diferencias
ocurrieron entre etapas fenológicas (Figura 13), más disponibilidad en llenado de
grano que en floración. Sin embargo, en esta última etapa, como se discutió con
anterioridad, predominó el NH4+ debido a las condiciones de precipitación aunadas
a condiciones edafológicas. Castro (2010) y Gallego (2012) encontraron valores de
Nit que oscilaron entre 9.2 a 40 mg kg-1, coincidentes con este ensayo.
Figura 13. Concentración de Nit (mg kg-1) en el suelo y precipitación pluvial (mm) en las etapas y tratamientos evaluados.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
Las concentraciones de Nit en este experimento representaron del 0.4% (Floración)
a 1.94% (Llenado grano) del N total del suelo, estos resultados concuerdan con
registros de otros autores, quienes han encontrado que el Nit oscila entre el 0.3% y
2% del N total (Orozco, 1999; Brady y Weil, 2004; Philippot y Germon, 2005; Castro,
2010; Gallego, 2012).
56
5.1.2 Carbono orgánico del suelo
Para esta variable se hallaron diferencias significativas (p<0.05) entre etapas y, en
floración entre tratamientos, época donde ocurrió la mayor concentración de CO
(Anexo 2, Figura 14). Al igual que en la dinámica de N, las parcelas principales AV
y AO presentaron valores significativamente similares bajo las condiciones de FO,
FQ y SF. En B-FQ se encontró la menor concentración de CO durante esta etapa.
Figura 14. Concentración de carbono orgánico en el suelo en cada tratamiento durante las etapas productivas de los cultivos.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
Shoko et al., (2007) han registrado que el aporte de biomasa al suelo y
principalmente de M. pruriens proporciona material de descomposición para los
microorganismos, aumentando la MO y por ende el CO.
57
5.1.3 C y N en tejido vegetal
Cultivo de soya:
Hubo diferencias significativas (P<0.05) entre etapas fenológicas, la mayor
acumulación de C en las hojas de soya ocurrió en floración (Anexo 2, Figura 15).
Dentro de las dos épocas los tratamientos presentaron valores significativamente
similares.
Figura 15. Concentración de C (g kg-1) en las hojas del cultivo de soya en las etapas y tratamientos evaluados.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
Para la variable N en las hojas del cultivo de soya se hallaron diferencias
significativas (P<0.05) entre tratamientos y épocas fenológicas (Anexo 2, Figura 16).
En floración los niveles registrados en las parcelas AV y AO combinado con FO, FQ
y SF fueron similares estadísticamente, con excepción de B-FO donde se registró
el valor más bajo.
58
En llenado de grano, los valores encontrados en las parcelas AV, AO y B manejadas
con FO, FQ y SF fueron similares, sin embargo, la aplicación de compost en AV
estimuló la concentración más alta de N y la más baja en ausencia de fertilización
(SF).
Figura 16. Concentración de N (g kg-1) en las hojas del cultivo de soya en las etapas y tratamientos evaluados.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
Cultivo de maíz:
No se hallaron diferencias significativas (P<0.05) entre etapas fenológicas.
Solamente en floración del cultivo se registró un efecto significativo (P<0.05) de los
tratamientos para la acumulación de C en las hojas (Anexo 2, Figura 17). Los
valores en las parcelas AV, AO y B en mezcla con FQ fueron estadísticamente
similares, mientras que en las parcelas con FO y SF los valores fueron disímiles,
encontrando en AV-SF el mayor valor y en AO-FO el menor valor.
59
Figura 17. Concentración de C (g kg-1) en las hojas del cultivo de maíz en las etapas y tratamientos evaluados.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
Para la variable N en las hojas, se encontraron diferencias significativas (P<0.05)
entre épocas y, entre tratamientos, en la etapa de llenado de grano (Anexo 2, Figura
18). En esta época, la acumulación de este nutrimento fue similar entre los
tratamientos, con excepción de AV-FO que difirió significativamente de B-FO y B-
SF, en estos dos últimos se encontró la mayor concentración de N en el cultivo.
Los niveles encontrados en el continente africano por Shoko (2009) oscilaron entre
20 y 30 g kg-1 en la etapa de floración del cultivo de maíz. Valores de N similares a
estos se encontraron en este ensayo en la etapa de floración, sin embargo, en
llenado estos oscilaron entre 15.0 y 19.5 g kg-1. También hay coincidencia con
resultados de Mills y Jones (1996), quienes han encontrado niveles críticos de N
para este cultivo entre 3% a 5% en la etapa de crecimiento y de 1.8% a 2.7% en
floración.
60
Figura 18. Concentración de N (g kg-1) en las hojas del cultivo de maíz en las etapas y tratamientos evaluados.
Para cada etapa promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
5.1.4 Comparaciones específicas entre N y C en el suelo y en la planta
En las correlaciones entre N y C en el suelo y en la planta (Tabla 10), se pudo
observar una relación negativa esperada entre las fracciones inorgánicas del N
(NH4+ vrs NO3
-), puesto que el NH4+ es sustrato para la producción de NO3
-. La
relación positiva entre NO3- y Nit (NH4
++NO3-) también es de esperar (Gallego,
2012).
La mayor concentración de NH4+ en el suelo correlacionó directamente con la
concentración C e inversamente con el N presente en las hojas de maíz. La primera
relación puede explicarse por efecto de masas, pues el C es el nutrimento base para
la acumulación de todas las moléculas de la vida, biomasa vegetal. Sin embargo,
su producción debe estar acompañada por el suministro de nutrientes a partir del
61
suelo, y el N, después del C, es el nutrimento de mayor demanda para la producción
de biomasa. La menor concentración de N en el tejido vegetal tal vez podría
explicarse por el efecto de dilución, al incrementarse los contenidos de C
(Malavolta., 1997; Taíz y Zeiger, 2006; Azcón Bieto y Talón, 2008)
Tabla 10. Correlaciones de las fracciones de C y N en el suelo y planta en las etapas de desarrollo evaluadas
N-total NO3- NH4+ NO3-+NH4+ CO C-soy N-soy C-maíz N-maíz
Ntotal 1.00000 -0.14784 -0.13468 -0.25068 0.08808 -0.36929 0.14922 -0.24901 -0.07509 0.4116 0.4549 0.1594 0.6260 0.0446 0.4313 0.1845 0.6933 NO3 1.00000 -0.42197 0.73696 0.07677 0.00498 0.12862 -0.15750 0.18237 0.0144 <.0001 0.6711 0.9792 0.4982 0.4059 0.3348 NH4 1.00000 0.28213 0.26952 -0.18201 -0.28700 0.55724 -0.58945 0.1117 0.1293 0.3357 0.1241 0.0014 0.0006 NO3NH4 1.00000 0.29417 -0.17660 -0.04818 0.23515 -0.19194 0.0966 0.3505 0.8004 0.2110 0.3096 CO 1.00000 -0.51289 -0.05542 0.04007 -0.30519 0.0038 0.7711 0.8335 0.1010 Csoy 1.00000 -0.00930 0.11331 0.27205 0.9611 0.5736 0.1698 Nsoy 1.00000 -0.17401 0.40893 0.3854 0.0342 Cmaiz 1.00000 -0.38909 0.0336 Nmaiz 1.00000
*: La correlación es significativa al nivel 0.05
La relación inversa entre CO en el suelo y la concentración de C en hojas de soya
podría relacionarse con la habilidad de las leguminosas para fijar N2 y almacenarlo
en proteínas, cualidad que se ve favorecida por el CO en el suelo. Si se hacen
comparaciones en las relaciones C:N máximas y mínimas obtenidas en el tejido de
maíz y soya en este ensayo (Tabla 11). Se puede observar que mientras en soya
esta relación oscila entre 11.4 y 15.6, en maíz, llega a 18.7 y 21.2. Es decir, que en
este último se acumula mucho más C en el tejido y por el contrario en soya mucho
más N (Gomes, 2006; Ciampitti y García, 2007; Cruzate y Casas, 2012), lo cual es
62
de esperarse dado el tipo de plantas por un lado (C4 y C3, respectivamente) y la
habilidad fijadora de N2 en leguminosas que se traduce en mayor contenido proteico.
Tabla 11. Relación C:N en tejido vegetal del cultivo de soya y maíz.
Arreglo P. Principal Sub parcela Maíz Soya
Cultivo intercalado de maíz + soya
AV
FO 21,2 13,3
FQ 21,0 13,6
SF 20,9 13,8
AO
FO 19,0 13,7
FQ 20,5 11,5
SF 19,7 11,4
B
FO 20,5 15,6
FQ 20,0 15,0
SF 18,9 14,7
Monocultivo maíz B FQ 18,7 12,1
Las comparaciones entre las fuentes de variación con respecto a algunas variables
(Tabla 12) mostró en la etapa de floración de los cultivos, un incremento significativo
de las concentraciones de CO, N total y NH4+ cuando se agregó al suelo material
orgánico de alta calidad (AV y AO) versus B y, en AO, en la fracción NH4+, en
presencia de FO y SF en comparación a FQ. Se ha analizado anteriormente, que la
amonificación es un proceso dependiente de la mineralización de la MO, al depositar
volúmenes de residuos orgánicos nitrogenados estos procesos se intensifican,
acumulando C y N en el suelo en sus diferentes formas.
Los contrastes indicaron que la acumulación de C y N en el tejido foliar de soya fue
similar (P<0.05) durante las dos etapas fenológicas, con excepción del N en AV en
combinación con FO y SF que fue mayor a cuando se aplicó FQ.
63
Tabla 12. Contrastes ortogonales para la concentración de fracciones del C y N en el suelo y hojas del cultivo de soya y maíz en las etapas de producción.
Suelo Tejido de soya Tejido de maíz
Floración Floración Floración
Fuente de variación1 CO N total NH4
+ NO3- Nit C N C N
g kg-1 -----------------------mg kg-1------------------ ----------g kg-1--------- ---------g kg-1----------
AV vrs AO ns ns ns ns ns ns ns * ns
AV vrs B * ns ns ns ns ns ns ns ns
AO vrs B ns * * ns ns ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en AV ns ns ns ns ns ns ns * ns
FO-SF vrs FQ en AO ns ns * ns ns ns ns * ns
FO-SF vrs FQ en B ns ns ns ns ns ns ns ns ns
Llenado de grano Llenado de grano Llenado de grano
CO N total NH4+ NO3
- Nit C N C N
g kg-1 -------------------mg kg-1---------------------- ----------g kg-1--------- ----------g kg-1---------
AV vrs AO ns ns ns ns ns ns ns ns ns
AV vrs B ns ns ns ns ns ns ns ns *
AO vrs B ns ns ns ns ns ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en AV ns ns ns ns ns ns * ns ns
FO-SF vrs FQ en AO ns ns ns ns ns ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en B ns ns ns ns ns ns ns ns ns 1: AV= Abono verdes; AO= Acolchado orgánico; B= Barbecho; FO= Fertilización orgánica; FQ= Fertilización de síntesis química industrial; SF= Sin adición
de fertilizantes. *= existe diferencia significativa, ns= no significativo.
64
En la etapa de floración del cultivo de maíz los niveles de N fueron similares
estadísticamente, sin embargo, los AV estimularon significativamente la
acumulación de C en comparación a AO. En AV bajo la condición FO-SF
encontraron mayores valores de C en contraste a FQ, mientras que en AO
combinado con FO-SF se encontraron menores valores en contraste a FQ. En
llenado de grano, los niveles de C y N fueron similares con excepción de la
comparación AV vs B, donde se encontró en B la mayor concentración de N.
En este ensayo las tendencias similares e incluso de las diferencias significativas
encontradas en el uso de las fuentes nitrogenadas sobre la acumulación de C y N
en las hojas de soya y maíz, pudo estar influenciada más por variabilidad que
implica el camino que recorre el N desde el suelo hasta la distribución de los
asimilados en los distintos órganos de la planta. Es decir, los procesos fisiológicos
inherentes a cada etapa fenológica regula el posible efecto de los tratamientos, ya
que en varios trabajos de investigación, bajo condiciones totalmente diferentes, se
encuentran valores similares en los contenidos de estos nutrimentos (Mills y Jones
(1996; Malavolta et al., 1997; Anthofer y Kroschel, 2005; Cobo et al., 2008; Shoko,
2009; Rao, 2009; Ngome et al., 2012; Sosa et al., 2013).
5.2 Variables asociadas a la actividad de bacterias nitrificantes en el suelo
El ANDEVA realizado para las variables relacionadas con la actividad de las
nitrificantes en el suelo: BOA, NO3-, temperatura y humedad volumétrica, solo
detectó diferencias significativas para algunas de las fuentes de variación
analizadas: efecto de bloqueo y en épocas fenológicas de los cultivos. En algunas
de ellas se detectaron diferencias entre tratamientos (Anexo 3).
65
5.2.1 Dinámica poblacional de las BOA y su influencia en la disponibilidad de
NO3- bajo cambios en la temperatura y humedad del suelo
Los valores de cada variable fueron estadísticamente diferentes entre las dos
etapas fenológicas evaluadas, con excepción de humedad volumétrica (Anexo 3).
En floración se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre tratamientos
para NO3-, temperatura y humedad volumétrica, más no en poblaciones de BOA
(Anexo 3, Tabla 13).
Las concentraciones de NO3- en las tres parcelas principales (AV, AO y B) y
subparcelas (FO, FQ y SF) de los cultivos intercalados fueron estadísticamente
similares, con excepción de AV-SF, donde se encontró el menor valor (Figura 19).
Figura 19. Evaluación de las variables asociadas a la actividad de las bacterias nitrificantes del suelo: BOA (numero copias gen amoA/g suelo seco), NO3
- (mg kg-1), temperatura (°C) y humedad volumétrica (%) en los tratamientos evaluados durante la etapa de floración de los cultivos.
66
En cuanto a la temperatura del suelo, no difirió significativamente entre parcelas
principales (AV, AO y B) y sub parcelas (FO, FQ y SF), con excepción de B-FQ en
monocultivo de maíz, donde se halló la mayor temperatura del suelo. La aplicación
de los materiales orgánicos de alta calidad incorporados (AV) o sobre el suelo (AO)
combinados con FO almacenaron la mayor humedad volumétrica, aunque no difirió
estadísticamente con el resto de las subparcelas (FQ y SF), salvo el caso de AO-
SF. Los menores valores de humedad sin diferir estadísticamente entre sí, se
encontraron bajo la combinación AO-SF y B-FQ tanto en el sistema de cultivos
intercalados como en los monocultivos de maíz y soya.
Estos resultados son similares a los reportados en otros suelos agrícolas, en donde
se encontró que las poblaciones de nitrificantes son mayores cuando se aplica FQ
hasta cierto nivel, comparados con FO y SF (Coyne, 2000; Sylvia et al., 2005; Abbott
y Murphy, 2007).
Tabla 13. Resumen de diferencias significativas para las variables evaluadas.
Arreglo sistema
Parcela principal
Sub parcela
BOA (Número copias gen amoA / g suelo
seco)
Nitrato (mg kg-1)
Temperatura suelo (%)
Humedad Volumétrica
(°C)
FLO LLE FLO LLE FLO LLE FLO LLE
Cultivo intercalado de maíz +
soya
AV
FO a 1,9E+10 a 4,2E+09 abc 3,1 a 12,5 b 24,4 de 25,6 a 30,7 ab 27,6
FQ a 2,8E+10 a 3,8E+09 abc 3,6 a 7,4 b 24,2 e 25,4 ab 29,2 a 30,3
SF a 2,2E+10 a 2,9E+09 c 1,7 a 6,9 b 24,4 e 25,2 ab 27,9 bcd 24,8
AO
FO a 2,2E+10 a 3,5E+09 abc 3,0 a 12,1 ab 24,5 bc 27,4 a 30,2 ab 27,6
FQ a 3,0E+10 a 3,3E+09 abc 3,1 a 7,8 b 24,3 cd 26,8 ab 27,4 ab 26,5
SF a 1,8E+10 a 5,3E+09 bc 2,1 a 12,6 ab 24,5 bc 27,5 c 24,5 abc 26,2
B
FO a 2,2E+10 a 2,5E+09 abc 3,7 a 7,7 ab 24,5 bc 27,8 bc 27,1 de 23,7
FQ a 3,4E+10 a 3,2E+09 ab 4,3 a 6,7 b 24,3 cd 26,8 c 24,4 de 24,0
SF a 1,6E+10 a 3,2E+09 abc 2,6 a 7,3 ab 24,5 bc 27,7 bc 26,2 de 22,7
Maíz B FQ a 2,8E+10 a 4,6E+09 abc 2,4 a 4,6 a 25,0 ab 28,4 bc 25,5 de 25,1
Soya B FQ a 3,2E+10 a 4,5E+09 a 4,6 a 11,2 b 24,3 a 29,3 c 24,3 cde 24,9
* FLO= Etapa de Floración; LLE= Etapa de Llenado de grano Letras iguales en la misma columna no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
67
En la etapa de llenado de grano sólo se encontraron diferencias significativas
(P<0.05) entre tratamientos para temperatura y humedad volumétrica en el suelo.
En esta etapa las poblaciones de BOA se redujeron significativamente en
comparación con floración, mientras que el NO3- y la temperatura se incrementaron
significativamente (Anexo 3, Tabla 14). En análisis de la temperatura del suelo, las
parcelas principales (AV, AO y B) y sus combinaciones fueron similares
estadísticamente.
La mayor humedad volumétrica se encontró con la aplicación de AV y AO
combinados con FO y FQ, mientras que en B en todas las condiciones, se encontró
el menor registro que varió significativamente con respecto a los otros tratamientos
(Figura 20).
Figura 20. Evaluación de las variables asociadas a la actividad de las bacterias nitrificantes del suelo: BOA (numero copias gen amoA/g suelo seco), NO3
- (mg kg-1), temperatura (°C) y humedad volumétrica (%) en los tratamientos evaluados durante la etapa de llenado de grano de los cultivos.
68
En varias investigaciones se ha comprobado que la humedad y temperatura del
suelo afectan la nitrificación. Autores como Navarro y Navarro, 2003, Rodríguez et
al., 2007 y Szukics et al., 2010 han confirmado una tendencia directamente
proporcional entre la temperatura y la actividad de las bacterias nitrificantes cuando
predominan condiciones aeróbicas. Con esta información, es probable que en la
etapa de llenado de grano, donde se registró un incremento de la temperatura en el
suelo, las mayores precipitaciones pluviales (250 mm) referenciadas en floración,
hayan afectado la actividad de las nitrificantes y por lo tanto, la producción de NO3-
.
5.2.2 Comparaciones específicas entre variables relacionadas a la actividad
de las bacterias nitrificantes
El análisis de contrastes ortogonales planificados para comparar fuentes de
variación y variables que se consideran asociadas a la actividad de BOA (Tabla 14),
corroboró que las poblaciones fueron similares entre tratamientos comparados, al
igual que las concentraciones de NO3- en los cultivos intercalados. Se encontró que
la aplicación de AV favoreció significativamente una mayor humedad volumétrica en
comparación con B en la etapa de floración y, en llenado de grano, tanto AV como
AO favoreció esta variable con respecto a B y, la temperatura del suelo, se
incrementó significativamente en las condiciones AO y B. Estos resultados
confirman las tendencias observadas en los análisis estadísticos anteriores.
La nitrificación es un proceso netamente biológico e influenciado por factores
ambientales y del suelo, antes referenciado, sin embargo, variables físicas como la
humedad y temperatura del suelo son alterables por la adición de materiales
orgánicos. Zribi et al., (2011) han corroborado estos resultados bajo el uso de AV y
AO como prácticas de conservación en suelos agrícolas de España.
Tabla 14. Contrastes ortogonales para BOA, NO3- y variables físicas del suelo relacionadas
a la nitrificación en las etapas fenológicas evaluadas.
69
Floración
Fuente de variación
BOA NO3- Humedad Volumétrica Temperatura Suelo
Número copias gen amoA / g
suelo seco mg kg-1 % °C
AV vrs AO ns ns ns ns
AV vrs B ns ns * ns
AO vrs B ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en AV ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en AO ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en B ns ns ns ns
Llenado de grano
AV vrs AO ns ns ns *
AV vrs B ns ns * *
AO vrs B ns ns * ns
FO-SF vrs FQ en AV ns ns * ns
FO-SF vrs FQ en AO ns ns ns ns
FO-SF vrs FQ en B ns ns ns ns 1: AV= Abono verdes; AO= Acolchado orgánico; B= Barbecho; FO= Fertilización orgánica; FQ= Fertilización de
síntesis química industrial; SF= Sin adición de fertilizantes. *= existe diferencia significativa, ns= no significativo.
5.3 Variables asociadas al flujo y PCG de GEI en el suelo
El ANDEVA realizado para las variables relacionadas al flujo de GEI: CO2, CH4, N2O
y PPA, se detectó diferencias significativas para la mayoría de las fuentes de
variación analizadas: efecto de tratamientos. En una de ellas se detectó diferencias
entre bloques (Anexo 5).
5.3.1 Cambios en los flujos de CO2, CH4 y N2O y PCG
Se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre tratamientos para el flujo de
CO2 en las etapas productivas de los cultivos (Anexo 5, Figura 21). Los valores a
nivel de parcelas principales (AV, AO y B) y sub parcelas (FO, FQ y SF) fueron
estadísticamente similares, con excepción de B-FQ en el monocultivo de soya,
donde se registró el menor valor.
70
Los flujos acumulados de CO2 encontradas en este ensayo (0.08 a 0.22 kg m2)
coincidieron e incluso fueron menores con registros de varios autores (Murdiyarso
et al., 2002; Ferreira, 2008; Fernández y Bojollo, 2008; Correa, 2010), los cuales
oscilaron de 0.07 a 2.2 kg m2 año-1.
Figura 21. Flujo acumulado de CO2 en los tratamientos y etapas evaluadas.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
En el flujo de CH4 también se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre
tratamientos (Anexo 5, Figura 22). Los flujos de CH4 oscilaron en todas las parcelas
entre valores del flujo negativo y positivo (-23.3 a 40.8 mg m2), lo cual denotó
cambios en la capacidad de sumidero y emisor del CH4, respectivamente.
Aún con esta dinámica, se ve reflejada alguna tendencia, en las parcelas con AV y
AO bajo la condición FO actuaron como sumideros, mientras en AV y B, la
fertilización de síntesis industrial (FQ) promovió la emisión.
Este comportamiento fluctuante del CH4 ha sido verificado cuando la humedad del
suelo ha variado durante los días de evaluación (Klein et al., 2008; Ciarlo, 2009).
71
Autores como Ferreira (2008) encontró en suelos de Honduras flujos acumulados
de -200 a 200 mg m2 año-1 y en condiciones de Colombia, Pastrana et al., (2011)
registró flujos de -225 a 204 mg m2 h-1. Coincidiendo que los mayores flujos se
suscitaron en épocas de lluvias y se reducían cuando las precipitaciones cesaban.
Figura 22. Flujo acumulado de CH4 en los tratamientos y etapas evaluadas.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
En general, las condiciones del suelo y prácticas agrícolas también influyen en la
emisión de CH4 (Ussiri et al., 2009), nótese, que no existió un patrón definido en la
emisión del gas, el cual pudo deberse tanto a las diferentes condiciones
ambientales, antes mencionado, como a la disponibilidad de N del suelo, densidad
aparente (oscilo entre 1.1 y 1.7 g cm3) y la humedad volumétrica (oscilo entre 17 y
33%) en las diferentes parcelas durante las etapas de evaluación. Factores que han
sido señalados como influyentes en la absorción o emisión de CH4 (Passianoto et
al., 2003; Horváth et al., 2008; Czóbel et al., 2010; Omonode et al., 2011; Escobar,
2011).
72
Para la variable N2O se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre
tratamientos (Anexo 5, Figura 23). En las parcelas principales AV, AO y B bajo la
combinación con FQ se estimuló los mayores flujos de N2O en comparación a FO.
Figura 23. Flujo acumulado de N2O en los tratamientos y etapas evaluadas.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
En agroecosistemas de Brasil, Gomes (2006) sembró especies de leguminosas en
asocio con gramíneas y registraron flujos de 0.9 a 83.4 mg m2. Por su parte Escobar
(2011), en agroecosistemas sembrados con maíz y avena con diferente preparación
del suelo encontró resultados aún mayores, los cuales oscilaron aproximadamente
de 100 a 700 mg m2, siendo mayores significativamente los flujos en sistemas con
manejo convencional que a cero labranza.
Ferreira (2008) en sistemas agroforestales de Honduras el flujo de N2O obtuvo
valores alrededor de 300 a 620 mg m2. En Colombia, cultivos de arroz emitieron
flujos de 300 mg N2O m2 año-1 (Rondón, 2002), mientras que en pasturas de
Brachiaria humidicola en el valle del Sinú se reportaron valores menores de 4 mg
73
m2 h-1 (Pastrana et al., 2011). Subbarao et al., (2009) en suelos desnudos y
sembrados con soya del Valle del Cauca encontró valores que no superaron los 420
mg N2O m2 año-1.
Para realizar comparaciones entre sistemas agrícolas, las emisiones de GEI se
suelen expresar en kg CE-CO2, en este sentido, se registró mayor poder calorífico
del CO2 emitido del suelo en todos los tratamientos con respecto a los otros gases
y el de N2O, fue mayor a los registrados del CH4 en la mayoría de las parcelas
(Figura 24).
Se conoce que el PCG del N2O es mayor que el de los otros GEI analizados (IPCC,
2007), estos resultados se explican en base al volumen de gas emitido, en el cual,
el CO2 aportó el 99.7% de los GEI totales del agroecosistema (Figura 25). Estos
resultados concuerdan con los encontrados en otros escenarios, en donde el CO2
seguido de N2O y CH4 aporta las mayores emisiones y PCG en sistemas agrícolas
(Robertson et al., 2000; Gomes, 2006; SEAE, 2007; Elder y Lal, 2008; Ferreira,
2008; Correa, 2010; Czóbel et al., 2010; Liebig et al., 2010; Schaufler et al., 2010;
Juárez et al., 2012; Da Silveira et al., 2013).
Figura 24. PCG de GEI en los tratamientos y etapas evaluadas.
74
Figura 25. Aporte porcentual de cada GEI emitido del suelo en el agroecosistema
5.3.2 Porosidad total llena de agua
No se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre tratamientos (Figura 26),
debido a la variabilidad en los datos obtenidos durante este ensayo, además, el
análisis de correlación Pearson no encontró relación significativa alguna entre esta
variable y cada uno de los GEI analizados en este experimento (Anexo 6).
Figura 26. PPA en los tratamientos y etapas evaluadas.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
75
5.3.3 Comparaciones específicas entre variables relacionadas al flujo de GEI
Las comparaciones entre las fuentes de variación con respecto a algunas variables
(Tabla 15) indicaron que no existieron diferencias significativas para las variables
CO2 y PPA, por el contrario, se incrementó significativamente la producción de CH4
y N2O cuando se agregaron materiales orgánicos (AV y B) al suelo, en comparación
a AO, principalmente bajo la condición FQ.
Los resultados corroboran que la metanogénesis y desnitrificación son procesos
influenciados por la mineralización de la MO, fertilización mineral nitrogenada y
condiciones del suelo, en especial la humedad. La disposición de la MO sobre el
suelo (AO) generó menor emisión de CH4 y N2O en comparación a AV y B. Al
manejar la MO en forma de acolchado se reduce la velocidad de la mineralización,
por el menor contacto del sustrato con la biota del suelo en comparación a AV,
paralelamente, mejora la circulación del agua y aire en el suelo, regulando de forma
más estable el suministro de los nutrimentos C y N como la variación de la
temperatura y humedad (Smets y Poesen (2009) y Zribi et al., (2011).
Tabla 15. Contrastes ortogonales para las emisiones de GEI y la porosidad del suelo llena de agua durante las etapas de producción de los cultivos.
Fuente de variación CO2 CH4 N2O PPA
kg m2 mg m2 %
AV vrs AO ns * * ns
AV vrs B ns ns ns ns
AO vrs B ns * * ns
FO-SF vrs FQ en AV ns * * ns
FO-SF vrs FQ en AO ns * * ns
FO-SF vrs FQ en B ns * * ns 1: AV= Abono verdes; AO= Acolchado orgánico; B= Barbecho; FO= Fertilización orgánica; FQ= Fertilización de
síntesis química industrial; SF= Sin adición de fertilizantes. *= existe diferencia significativa, ns= no significativo.
76
5.4 Productividad de los cultivos en el agroecosistema
5.4.1 Rendimiento en grano de soya
Para esta variable se encontraron diferencias significativas (P<0.05) entre
tratamientos (Anexo 7, Figura 27). En las parcelas con cultivos intercalados (AV, AO
y B) los valores de los rendimientos fueron estadísticamente similares, con
excepción de B-SF, donde se registró el menor valor, mientras que el mayor fue en
AO-SF, siendo éste, similar al rendimiento encontrado en el monocultivo de soya.
Figura 27. Rendimiento en grano de los cultivos de maíz y soya en los tratamientos evaluados.
Promedios con las mismas letras no son significativamente diferentes según Duncan (P<0.05).
La mayoría de los rendimientos observados en esta investigación (1.9 a 4.1 t ha-1)
fueron superiores a los reportados en otros trabajos que utilizaron esta variedad, los
cuales oscilaron entre 1.66 t ha-1 y 2.11 t ha-1 (Corpoica, 2009; FENALCE, 2011;
Valencia y Ligarreto, 2012).
77
5.4.2 Rendimiento en grano de maíz
No se encontraron diferencias significativas entre tratamientos (Anexo 7, Figura 27).
Los valores oscilaron entre 4.2 t ha-1 y 6.0 t ha-1, superior al promedio registrado en
sistemas tradicionales (1.9) y similar a los tecnificados (5.0) en el agro colombiano
(FENALCE, 2011). Resultados similares fueron encontrados en experimentos
realizados en la zona cafetera y costa atlántica, la producción osciló entre 4.6 t ha-1
y 4.8 t ha-1 (Cardozo y Ferguson, 1995; Granada et al., 2008; Pérez et al., 2009;
Criollo et al., 2013).
5.4.3 Comparaciones específicas para el rendimiento de los cultivos
Las observaciones anteriores son validadas por el análisis de contrastes
ortogonales (Tabla 16), los cuales mostraron que las prácticas manejadas en este
ensayo no estimuló un incremento significativo en el rendimiento del cultivo de maíz.
En el caso de la soya, el rendimiento fue significativamente mayor solamente
cuando se agregó la MO en forma de AO versus B.
Tabla 16. Contrastes ortogonales para el rendimiento de los cultivos del agroecosistema.
Fuente de variación Rendimiento (t ha-1)
Maíz Soya
AV vrs AO ns ns AV vrs B ns ns AO vrs B ns *
FO-SF vrs FQ en AV ns ns
FO-SF vrs FQ en AO ns ns
FO-SF vrs FQ en B ns ns 1: AV= Abono verdes; AO= Acolchado orgánico; B= Barbecho; FO= Fertilización orgánica; FQ= Fertilización de
síntesis química industrial; SF= Sin adición de fertilizantes. *= existe diferencia significativa, ns= no significativo.
5.4.4 Análisis de componentes principales
La selección del número de componentes principales (CP) se basó en los criterios
de valores propios significativos (≥1) y el porcentaje que varianza a explicar.
78
Seleccionando las variables en cada CP por el valor que más aporta (sea positivo o
negativo) y la correlación existente entre ellas (García, 2011). La descripción de los
resultados se hizo en función de ocho CP seleccionados, de 16 iniciales (Tabla 17).
La varianza total acumulada (87%) en el ensayo fue explicada por cuatro CP
relacionados a ciclo del N (NH4+, Nit, N total y BOA), tres relacionadas a variables
físicas (humedad volumétrica y temperatura) y dos relacionadas al tipo de cultivo (C
y N en hojas de soya).
La disponibilidad de fracciones de N en el suelo está estrechamente relacionada
con los aportes de materiales orgánicos y microorganismos que promueven
procesos de mineralización hasta nitrificación, los cuales son regulados por
condiciones del suelo, en especial la humedad y temperatura. Los resultados del
análisis fueron acertados en la selección de variables, por su afinidad e importancia
en el ciclo del N, aunque la dinámica del N en el suelo de este experimento a través
del uso de los AV y AO no afecto la acumulación de nutrimentos en los cultivos, este
parámetro es fundamental para analizar la eficiencia en el uso del nutriente, el cual
es diferente entre los cultivos, en este caso, se seleccionó a la soya.
Los conglomerados determinados por el ACP mostraron la formación de dos grupos
(Figura 28), el primero, con mayor cohesión en las variables, estuvo conformado por
los cultivos intercalados sujetos a tratamientos en los cuales se hizo adición de
materiales orgánicos en forma de AV y AO bajo la condición FO y SF y el
monocultivo de soya suplementado con FQ. El segundo grupo, más disperso,
agrupó en su mayoría a tratamientos establecidos en la parcela principal de AV y
AO combinados con FQ o SF y a la mayoría de los tratamientos establecidos en B,
lo cual corrobora las ventajas comparativas de AO y AV complementados con FO
frente a B y las combinaciones con FQ.
Tabla 17. Matriz de correlaciones y valores propios de las variables originales evaluadas en el agroecosistema.
79
CP1 CP2 CP3 CP4 CP5 CP6 CP7 CP8
C-tej-soya -.226755 0.067748 -.020793 0.533557 0.079525 -.079968 -.285940 -.030226 N-tej-soya 0.082157 0.142563 -.291682 0.120061 0.312892 0.481745 0.424574 0.116651 C-tej-maíz -.030804 -.318869 0.283331 0.208384 -.052136 0.355930 0.021997 -.277814 N-tej-maíz -.124054 0.370587 -.105694 0.050182 0.223017 0.416691 -.293446 0.131688 N-total 0.154089 -.087802 -.106604 -.355422 0.443185 -.331778 0.302389 -.176271 NO3- 0.191367 0.364419 0.323963 0.119534 0.093685 -.199870 -.059096 0.043670 NH4+ 0.051688 -.394659 0.166278 0.008789 -.236687 0.221815 0.205765 0.398271 NO3-+NH4+ 0.257284 0.112493 0.476098 0.105520 -.080379 0.030751 0.094238 0.356273 CO 0.347629 -.116550 0.038837 -.263725 -.175029 0.108743 -.334359 -.061733 BOA -.062430 0.155982 -.291023 0.283047 -.363121 -.178728 0.485177 0.170889 CO2 -.007514 -.361742 -.069644 -.007144 0.349522 0.191613 -.059947 0.207309 Hum-vol 0.445940 -.040552 -.131130 0.222389 0.156713 -.065472 -.098653 0.107393 Temp-suelo -.252070 0.185349 0.040474 -.383229 0.128603 -.025598 -.135606 0.562384 Da -.375986 -.000954 0.303048 0.070556 0.114912 -.228557 0.117940 0.112867 Porototal 0.334740 0.106251 -.348545 0.129253 -.153159 -.100063 -.219991 0.148208 PPA 0.260677 -.138882 0.191070 0.313734 0.418917 -.200930 0.046740 0.121197 % Varianza 0.221 0.202 0.122 0.095 0.087 0.056 0.048 0.038 Varianza Acumulada 0.221 0.423 0.545 0.641 0.728 0.784 0.832 0.871
Figura 28. Conglomerado calculado a partir del efecto de los tratamientos sobre las variables estudiadas.
En este experimento se ha comprobado la capacidad que tienen los AV, AO y
compost de sustituir la fertilización de síntesis química industrial y su efecto en la
disponibilidad de N y productividad de los cultivos. Este comportamiento ha sido
registrado en investigaciones anteriores, Sanclemente (2009) y Egbe et al., (2012)
80
encontraron los mayores y similares rendimientos en el cultivo maíz con el uso
individual de la MO (AV + Compost) o FQ.
Aparte del manejo con los materiales orgánicos o de síntesis industrial ricos en N
en esta investigación, la dinámica del N en el suelo, reflejado por la disponibilidad
de fracciones del N y actividad de BOA regulados por los cambios en la humedad y
temperatura del suelo, fueron los principales responsables de explicar la variabilidad
existente en el agroecosistema. El principal factor modular en las transformaciones
del N fue la humedad del suelo, proceso biológico íntimamente ligado a las
reacciones de redox. Los resultados de otras investigaciones han mostrado que
ciertos factores manejados e incluso algunos que no, trascienden en su influencia
hacia determinados procesos biológicos, químicos y físicos en el suelo o
directamente en el cultivo (Gallego, 2012; Egbe et al., 2012). En cultivos tropicales
como el fríjol, caña, maíz, soya y frutales se ha demostrado que la productividad
depende de unas condiciones más que otras, sea la disponibilidad de agua,
fertilización mineral, resistencia a plagas, fertilidad del suelo, entre otras (Canfalone
et al., 2002; Acosta et al., 2007; Torriente y Torres, 2010; Wehbe et al., 2011; Ordúz
y Mateus, 2012).
81
6. DISCUSIÓN
6.1 Dinámica del N en el suelo y en tejido vegetal
El análisis de las variables estudiadas (N total, N inorgánico: NH4+, NO3
- y Nit, CO,
C y N en hojas del cultivo de soya y maíz) y su estrecha relación permitió integrar
varios resultados:
En general, la floración fue la etapa fenológica donde estas variables expresaron
sus máximos valores. Se ha encontrado que esta edad fenológica es muy dinámica,
pues las plantas exacerban su metabolismo como preludio para la producción, en
este caso, de granos (Taíz y Zeiger, 2006; Azcón Bieto y Talón, 2008).
El N total en este suelo fue similar a registros encontrados en la mayoría de suelos
agrícolas, no sólo en Colombia sino también en Honduras y Argentina (Brady y Weil,
2004; Revelli et al., 2010; Flórez, 2010). Su valor osciló entre 1450 y 1550 mg kg-1.
El N total no significa disponibilidad, pues los resultados encontrados en este
ensayo y en otras investigaciones han señalado que, alrededor del 98 al 99% del
N está constituido por N orgánico, el cual debe mineralizarse gradualmente para
quedar a disponibilidad de las plantas. Así, el Nit, viene a constituir realmente la
fuente disponible. En este ensayo osciló aproximadamente entre 0.4 y 2% del
reservorio total. Hay alta coincidencia de estos resultados con registros de Orozco,
1999; Schulten y Schnitzer, 1998; Philippot y Germon, 2005; Kaizzi et al., 2006;
Sanclemente, 2009; Castro, 2010 y Gallego, 2012.
También en concordancia con estos mismos autores se encontró que el Nit
conformado por las fracciones NH4+ y NO3
- tuvieron dinámicas complementarias. Al
ser el NH4+ el sustrato sobre el cual las BOA desarrollan su metabolismo, cuando
éstas incrementan su actividad, éste baja y la molécula resultado final (NO3-)
aumenta. En el ensayo se observó que cuando se aplicaron AV y AO combinado
82
con FO predominó la amonificación, mientras que estos mismos con FQ se estimuló
más la nitrificación, situación explicable por la biomasa agregada a este suelo con
ciertas limitaciones en la oxigenación y, fuera de ello, por el efecto estimulante que
pudo tener el fertilizante de síntesis química sobre la mineralización de la MO
presente en el suelo, en los tratamientos correspondientes. Un ejemplo de la
importancia de la oxigenación en la nitrificación se ilustró en la época de llenado de
granos, como se analizó con anterioridad.
En este ensayo la tendencia similar de AV y AO con B en la expresión de CO pudo
estar influenciado porque este suelo estuvo en barbecho por ocho años, en decir,
acumuló CO en el suelo. La situación de AV-FO con respecto a AO-FO también
pudo estar influenciada por las condiciones físicas del suelo y la tasa de
mineralización. Se ha registrado que las adiciones de compost u otros materiales
orgánicos están mediados por la mineralización y condiciones del suelo, por lo tanto
la acumulación de CO en el suelo es gradual (Labrador, 1996; Navarro y Navarro,
2003; Hentschel et al., 2009; Adiku et al., 2010; Restovich et al., 2011; Martín, 2013).
Las acumulaciones de C y N encontradas en las hojas de soya fueron similares a
las registradas cuando se analizaron las hojas de M. pruriens sembrada como AV
en este ensayo, las cuales fueron en promedio 417 g C kg-1 y 49 g N kg-1 (Sosa et
al., 2013). Otros trabajos confirman estos resultados, en especial en el caso del N,
donde se han hallado valores que oscilan entre 25 y 66 g kg-1 (Anthofer y Kroschel,
2005; Cobo et al., 2008; Shoko, 2009; Ngome et al., 2012). En el caso del maíz, los
niveles de N oscilaron dentro de los estándares registrados (18 a 30 g kg-1 en la
etapa de floración) en las hojas de maíz (Mills y Jones, 1996; Malavolta et al., 1997;
Shoko, 2009; Rao, 2009).
Es de conocimiento general que el N aplicado a través de fertilizaciones de síntesis
química industrial tiene baja eficiencia en su uso por las plantas, ya que está sujeto
a condiciones edafoclimáticas. El N absorbido en edades tempranas por las plantas
83
es altamente móvil vía floema a los distintos puntos de crecimiento en los órganos
de la planta, donde permanece para luego ser movilizado en etapas de alta
demanda como la floración y llenado de grano (Salisbury y Ross, 1994; Marschner,
1995; Malavolta et al., 1997; Taíz y Zeiger, 2006; Castro et al., 2006; Azcón Bieto y
Talón, 2008; Rao, 2009). Esta dinámica se reflejó en los procesos biológicos en el
suelo y fisiológicos en los cultivos de maíz y soya.
6.2 Actividad de las bacterias nitrificantes BOA
En esta investigación se corroboró que los intermediarios de la nitrificación, BOA y
NO3-, son considerablemente afectados por las condiciones ambientales y del suelo,
en especial la humedad (Navarro y Navarro, 2003; Brady y Weil, 2004; Gallego,
2012).
Las poblaciones de BOA y producción de nitrato encontraron sus mayores
expresiones en la etapa de floración, cuando existieron mejores condiciones de
oxigenación por la menor precipitación (145 mm) en comparación con llenado de
grano (250 mm). Los promedios poblacionales encontrados en este ensayo
utilizando el qPCR fueron mayores (oscilo entre 2.5E+9 y 3.4E+10) a registros en otros
medios edáficos, en los cuales se han encontrado poblaciones entre 9.5E+4 y 2.0E+7
copias gen amoA g-1 suelo (Moreta et al., 2009; Szukics et al., 2010; Cao et al.,
2011; Jin et al., 2011). Otras técnica utilizada para medir las BOA, es la del número
más probable (NMP), Gallego (2012) en suelos con uso de AV, compost y FQ
registró poblaciones que oscilaron entre 4.0E+4 UFC g suelo seco-1 (UFC gss-1) y
2.9E+5 UFC gss-1. Boccolini et al., (2010) en suelos con el uso de cultivos de
cobertura y FQ encontró poblaciones entre 120E+2 UFC gss-1 y 165E+2 UFC gss-1.
Varios autores (Navarro y Navarro, 2003; Avrahami y Bohannan, 2007; Stres et al.,
2008; Nicol et al., 2008; Montaño et al., 2013) coinciden en la alta influencia de las
condiciones aeróbicas en las poblaciones de BOA y por tanto en la producción de
84
NO3-. Estos mismos autores han encontrado que la temperatura también ejerce alta
influencia sobre la actividad de estas poblaciones, sostienen que si la temperatura
alcanza de 25 a 30°C, la actividad de BOA se maximiza, lo cual concuerda con las
condiciones presentes en esta investigación (la temperatura osciló entre 25.5 y
29.3°C).
Los resultados obtenidos mostraron que se requiere del sustrato básico para la
nitrificación: NH4+ y, este puede ser suplido en el cultivo intercalado por AV y AO
combinado con FO o FQ, mientras que el B utilizado, es la fuente menos eficiente
para el proceso y para suplir las necesidades de los monocultivos, se tiene que
acudir a FQ, especialmente en el caso de la soya.
En este trabajo se ha comprobado que AV y AO constituyen mejores fuentes
nitrogenadas, posiblemente por su relación C:N, que los hace rápidamente
metabolizables, en comparación con B. Las variables que sufrieron mayores
cambios en el ensayo fueron la temperatura y humedad del suelo. A pesar de las
evidencias que arrojaron los análisis estadísticos realizados, cuando se hizo la
correlación de Pearson en busca de corroborar la influencia de algunas de las
variables evaluadas (humedad y temperatura del suelo) con actividad de BOA, los
resultados no fueron significativos, los cual puede ser explicable por los altos
coeficientes de variación (Anexo 3), dado que el ensayo se realizó en condiciones
de campo, considerando al suelo muy variable por los factores de formación y
condiciones ambientales y de manejo al cual está sujeto (Jaramillo et al., 1994;
Malagón et al., 1995).
6.3 Variables asociadas al flujo y PCG de GEI en el suelo
En los cultivos intercalados los tratamientos generaron efectos similares en el flujo
de CO2, en este sistema se encontraron mayores flujos de CO2 que en los
monocultivos. Es posible que la mayor cobertura en la superficie del suelo al cual
85
estuvo sujeto al sembrar cultivos intercalados, permitió mayor respiración
autotrófica y heterotrófica, originado la liberación del CO2 tanto de los sistemas
radiculares de las plantas como de la actividad de organismos en el suelo al
descomponer la compleja MO en compuestos más simples (Labrador, 1996;
Franzluebbers, 2005; Adiku et al., 2010).
El flujo de CH4 fue fluctuante, caracterizado por parcelas con la capacidad de ser
sumidero y emisor del gas. Algunos investigadores coinciden con este
comportamiento dinámico del CH4 en suelos agrícolas. Se ha registrado que el
proceso metanogénesis es regulado por microorganismos que oxidan el CH4 como
de las condiciones del suelo, entre ellas, la textura, humedad y porosidad (Hütsch
et al., 1994; 1997; Hutsch, 1998). Este proceso, se suscita cuando prevalecen
condiciones anaeróbicas en el suelo y las poblaciones de bacterias metanogénicas
transforman el ácido acético, H2 y CO2 en CH4 (Weber et al., 1984). Caso contrario
sucede cuando el medio es más aeróbico, las bacterias metanotróficas oxidan el
CH4 y el suelo actúa como sumidero (Jones y Morita, 1983; Glaztel y Stahr, 2001).
Kessavalou et al., (1998) ha demostrado que la perturbación del suelo durante el
establecimiento de cultivos, aumenta la oxidación del CH4, en el siguiente orden:
campo nativo (33 a 44 µg m2 h-1) > siembra directa (31 a 34 µg m2 h-1) > preparación
convencional (24.5 a 33 µg m2 h-1).
Otros autores han estudiado la metanogénesis tomando las lluvias como factor que
regula la humedad en el suelo, provocando que éste sea emisor o sumidero del gas.
Registraron que en épocas de altas precipitaciones predominaban las condiciones
anaeróbicas en el suelo y propiciaba la emisión y cuando la humedad del suelo se
reducía, asociado directamente con la disminución de las precipitaciones, empiezan
a generarse procesos oxidativos donde actúan las bacterias aeróbicas quienes
contribuyen a la acumulación del CH4, llegando a la reducción de la emisión e
incluso actuaba como sumidero (Klemedtsson y Klemedtsson, 1997; Kammann et
86
al., 2001; Dunfield, 2007; Visscher et al., 2007; Reay et al., 2007; Ferreira, 2008;
Pastrana et al., 2011).
Se ha demostrado que la fertilización nitrogenada regula la absorción del CH4. En
algunos suelos la oxidación de CH4 se disminuye, ya que el NH4+ disponible actúa
como inhibidor de la reacción por que compite con el CH4 por la enzima mono-
oxigenasa producida vía oxidación del NH4+ (Boeckx et al., 1997; Wang y Ineson,
2003; Majumdar y Mitra, 2004; Zanatta et al., 2010). En otros trabajos se confirma
que esta práctica reduce de forma directa la oxidación del CH4 por la inhibición
competitiva e indirectamente, a largo plazo, la acidificación del suelo modifica el pH
óptimo para el establecimiento de poblaciones metanotróficas (Hustch, 1998;
Kravchenko et al., 2002).
En otras ocasiones está práctica agrícola no afecto la emisión del gas. Glaztel y
Stahr (2001) obtuvieron valores muy cercanos de emisión en un experimento
conducido durante 10 años, al comparar el efecto de la fertilización nitrogenada y
sin fertilización. Ruser et al., (1998) compararon tratamientos que recibieron
diferentes dosis de urea, sin verificar efecto alguno en la oxidación de CH4.
Un efecto diferente fue encontrado por Veldkamp et al., (2001), Hellebrand et al.,
(2003) y Dunfield (2007), el N mineral aplicado al suelo estimuló la oxidación del
CH4.
Parece ser que el N mineral es un pre-requisito, aún poco explicado, para activar
las reacciones enzimáticas que involucran la emisión o absorción del CH4. Esto es
porque este nutrimento puede actuar como inhibidor de nutrientes y de
microorganismos metanotróficos. En el suelo actúa sobre el pH, tipo de población
metanotrófica, la forma y concentración N presente (NH4+, NO2
- o NO3-) (Bodelier y
Laanbroek, 2004; Visscher et al., 2007).
87
En este ensayo se pudo verificar la variabilidad de resultados reseñada, en estas
condiciones existe incertidumbre sobre qué factores influyeron de forma significativa
la absorción o emisión del CH4, entre ellos, la disponibilidad del N vía FO y FQ o por
la fertilidad natural del suelo, como de las condiciones del suelo, entre algunas,
textura, humedad, porosidad que condicionan la actividad de los microorganismos
involucrados, de manera que existe un desafío latente para encontrar las relaciones
entre el N y CH4, como de las bacterias intermediarias en el proceso.
Al igual que la metanogénesis, la desnitrificación es un proceso que ocurre cuando
predominan condiciones anaeróbicas del suelo y con ello, entra a jugar un papel
importante la disponibilidad de N inorgánico y humedad en el suelo para la máxima
expresión del proceso biológico (Sylvia et al., 2005; Czóbel et al., 2010).
En las parcelas con FQ existió mayor desnitrificación que las manejadas con FO,
tendencia similar a la registrada para el proceso de nitrificación, especialmente en
la etapa de floración de los cultivos (Figura 19). Varias investigaciones en sistemas
de producción agrícola demostraron que el N2O emitido es respuesta a la
fertilización mineral nitrogenada (Kayer et al., 2004; Omonode et al., 2011), más
cuando esta sucede en periodos lluviosos (Passianoto et al., 2003; Ferreira, 2008;
Pastrana et al., 2011; Escobar, 2011). Horváth et al., (2008) y Czóbel et al., (2010)
argumentan que aparte de los cambios en la humedad y temperatura del suelo, el
flujo de N2O también es influenciado por la disponibilidad de N, pH y textura del
suelo.
6.4 Productividad de los cultivos en el agroecosistema
El rendimiento en grano del cultivo de soya fue significativamente estimulado por
adicionar MO en forma de AO, en comparación a B. Estos resultados y el análisis
multivariado (conglomerado) señalan que las adiciones de materiales orgánicos de
88
alta calidad como maíz y M. pruriens promueven rendimientos similares que el
aplicar fertilizantes de síntesis química industrial y aún mayores, cuando no se
adiciona ninguna MO.
La mayoría de los rendimientos observados en esta investigación fueron superiores
a los reportados en otros trabajos a nivel nacional que utilizaron esta variedad,
cuyos rendimientos oscilaron entre 1.66 t ha-1 a 2.11 t ha-1 (Corpoica, 2009;
FENALCE, 2011; Valencia y Ligarreto, 2012). Otras investigaciones sobre el uso y
manejo de los AV, corroboran que es una práctica agrícola que impacta
positivamente las propiedades de los suelos y por lo tanto en la productividad de los
cultivos sembrados en asociación o rotación (CIDICCO, 2003; Viteri y Velandia,
2006; Crespo et al., 2011; Sarkar et al., 2011; Prager et al., 2012), sin embargo, esta
tecnología provocó rendimientos del cultivo de maíz similares que al no adicionar
MO, posiblemente por el tipo de suelo y la condición de descanso que le precede,
porque en otras condiciones, sí se ha podido confirmar la influencia de esta práctica
sobre la productividad del cultivo (García et al., 2002; Astier et al., 2006;
Sanclemente, 2009; Vélez, 2012; Egbe et al., 2012; Shafi et al., 2012).
6.5 Consideraciones finales
La dinámica del N en el suelo es netamente dependiente de procesos biológicos y
altamente influenciados por las propiedades físicas, químicas y biológicas que
predominan, como de las condiciones climáticas y tipo de agroecosistemas
establecidos, volviendo al N un nutrimento complejo para analizar y comprender. Lo
anterior, debido a la gran influencia que tuvieron estas características sobre los
tratamientos evaluados, los cuales también influenciaron a las variables de
respuesta.
El Typic Haplustert donde se instaló el ensayo fue de textura franco arcilloso con
alta susceptibilidad a la compactación por la densidad aparente, humedad
89
volumétrica y porosidad del suelo que presentaba. Este suelo pesado estuvo
aproximadamente ocho años en barbecho, traducido en un pH neutro con niveles
medios a altos de MO y de la mayoría de los nutrientes analizados previo a la
investigación.
Los materiales orgánicos aplicados en forma de AV y AO permitieron la acumulación
de MOS y cuando se suscitó la mineralización, fueron capaces de disponer similares
cantidades de N inorgánico que al realizar la fertilización con productos de síntesis
química industrial. Sin embargo, dichas fuentes nitrogenadas en los sistemas
agrícolas pueden promover pérdidas hasta del 90% del N aplicado a través de los
procesos de nitrificación y desnitrificación, las cuales pueden aumentar si no existe
una sincronía entre la mineralización y la absorción por la planta (Jarvis, 1996; Smith
et al., 1997; Glass, 2003; Jordan et al., 2008; Sepúlveda et al., 2012).
En esta investigación fue verificable la escasa influencia de los tratamientos sobre
la acumulación de nutrimentos en los cultivos de soya y maíz, un argumento que
trata de explicar este proceso fisiológico es el señalado por Malavolta et al., (1997),
quienes señalan que tras la absorción y rápida distribución de nutrimentos a los
diferentes órganos de la planta y cumplir funciones específicas durante el aumento
de la biomasa, ocurre el efecto de dilución. Otros factores en la argumentación están
relacionados con la capacidad fotosintética de la planta, sea C3 o C4 y la asignación
de asimilados en cada etapa fenológica (Taíz y Zeiger, 2006).
Se confirmó que la nitrificación es un proceso biológico altamente afectado por las
condiciones ambientales y del suelo, en particular, la humedad del suelo. La adición
de materiales orgánicos tuvo mayor influencia en la temperatura y humedad del
suelo que en las poblaciones nitrificantes, esta tendencia fue encontrada en el
experimento de (Gallego, 2012), al analizar las poblaciones de BOA y BON en
suelos pesados bajo el efecto de cambios constantes de humedad del suelo.
90
Esta investigación se centró en la dinámica del N en el suelo, lo que implica que
cuando se moviliza vía mineralización, también lo hace vía desnitrificación. Al igual
que lo sucedido en el proceso de nitrificación, la producción de GEI está
estrechamente relacionada con la actividad de microorganismos y condiciones del
suelo como la humedad, densidad y porosidad (Horváth et al., 2008; Ciarlo, 2009;
Czóbel et al., 2010), de tal manera que los tratamientos de forma similar el flujo de
CO2 y PPA y, si bien existió alguna coherencia en los resultados obtenidos entre la
disponibilidad de N mineral con el flujo de N2O (Kaye et al., 2004; Pastrana et al.,
2011; Omonode et al., 2011), para el CH4 fue fluctuante como lo señalan otros
resultados (Hellebrand et al., 2003; Visscher et al., 2007; Dunfield, 2007; Zanatta et
al., 2010).
La adición de restos vegetales provenientes de la asociación M. pruriens-maíz
estimuló rendimientos similares que el uso de fertilizantes de síntesis química
industrial en los cultivos de manejo convencional. Considerando esta tecnología
factible, económica y amigable con el ambiente para su uso en el agroecosistema,
en el cual, la variabilidad existente estuvo explicado por la dinámica del N,
principalmente por fracciones de N, BOA, temperatura y humedad del suelo, siendo
esta última, el principal factor modular en las transformaciones del N.
La integración de variables permite afirmar que los tratamientos más aconsejables
para estas condiciones edafoclimáticas fueron, la adición individual de residuos
orgánicos en forma AO o en mezcla con FO.
Aún existen incógnitas sobre el uso y manejo de los AV sobre la dinámica que
genera en torno al N y su impacto sobre la productividad de los cultivos. Nos
encontramos cotidianamente en múltiples escenarios del agro en donde la filosofía
tradicional es la continua dependencia de subproductos del oro negro, petróleo. Sin
embargo, la agroecología también es perseverante en el continuo esfuerzo por la
utilización y descubrimiento de tecnologías que nos ofrece la naturaleza como la
implementada en este estudio y otras como la FBN, hongos formadores de micorriza
91
arbuscular, inhibición biológica de nitrificación, plaguicidas de origen biológico, entre
otros. De manera que en los sistemas agrícolas actuales que maximicen la utilidad
de los recursos naturales, también lo harán en el futuro, por lo que los AV y AO son
una apuesta segura para los agricultores que aparte de buscar rentabilidad
productiva busquen sostenibilidad productiva.
92
7. CONCLUSIONES
En el Typic Haplustert estudiado localizado en Candelaria (Valle -Colombia), en el
cultivo intercalado maíz-soya, la adición de materiales orgánicos de alta calidad (M.
pruriens var. utilis - maíz como AV/AO), estimularon la mineralización y por ende, la
dinámica del C y de las diferentes fracciones de N en el suelo, sin cambios
significativos en el contenido de estos elementos en el tejido vegetal. La humedad
del suelo fue el factor modulador que más influyó en estas actividades biológicas en
el suelo.
Las poblaciones de BOA y su producto metabólico el NO3- variaron
significativamente entre etapas fenológicas evaluadas, sin diferir entre tratamientos.
Su expresión estuvo influenciada por la humedad del suelo, especialmente en AV
donde se favoreció la aireación del suelo.
El flujo CO2 se incrementó en los cultivos intercalados adicionados con AV/AO en
comparación con los monocultivos. En las parcelas principales AV, AO y B el uso
de fertilizantes de síntesis química industrial estimuló significativamente los flujos
de N2O y CH4. Estos resultados señalan la necesidad de planificar sistemas de
cultivos de mayor complejidad que además de ventajas socio-económicas actúen
como sumideros de C y N.
En el cultivo intercalado maíz-soya el uso de materiales orgánicos de alta calidad
basados en M. pruriens-maíz ya sea como AV/AO promovió en maíz rendimientos
similares a los obtenidos con fertilizantes de síntesis química industrial, mientras
que en soya, cuando se adicionó AO los rendimientos superaron al promedio del
sistema tradicional (B).
Los resultados obtenidos en este ensayo plantean la adición al suelo de materiales
orgánicos de alta calidad (M. pruriens-maíz) como alternativa viable desde lo social,
93
económico y ambiental. También corroboran que las condiciones físicas de
humedad y temperatura del suelo, la dinámica del N (NH4+, Nit, N total y BOA) y del
C, son variables estrechamente ligadas al manejo de estos materiales, a la materia
orgánica del suelo, a la actividad microbiológica y a las condiciones del sistema
evaluado.
94
8. RECOMENDACIONES
El N inorgánico liberado por el uso de los AV/AO se puede perder como el aplicado
por los fertilizantes de síntesis química industria. Por lo tanto se recomienda
sincronizar los picos de producción de N inorgánico de los AV/AO con las etapas
fenológicas de mayor requerimiento de N por parte de los cultivos.
Se recomienda sembrar los AV/AO en asociación con un cultivo principal generador
de ingresos o alimentos de autoconsumo para mejorar la eficiencia en el uso de la
tierra y productividad del agroecosistema.
Utilizar los AV/AO en mezclas de especies leguminosas con gramíneas para
aumentar la relación C:N y de esta forma disminuir la velocidad de mineralización
en los residuos con el fin de mermar las pérdidas de nutrimentos del sistema suelo-
planta y con ello la contaminación ambiental.
Acompañar la aplicación de materiales orgánicos de alta calidad (AV/AO) en el suelo
con otras formas de fertilización orgánica o inorgánica en épocas que se consideran
críticas para el rendimiento de los cultivos.
95
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130
10. ANEXOS
Anexo 1. Determinaciones, métodos y referencias utilizadas de caracterización previa al ensayo.
Determinaciones Métodos Referencia
pH Potenciometría. En agua 1:1 CIAT, 2006
CO (g kg-1) Walkley-Black: Volumetría Espectrometría molecular Autoanalizador. CIAT, 2006
N total (mg kg-1) Colorimetría Espectrofotómetro en KCL 1M. CIAT, 2006
NH4+ y NO3- (mg kg-1) Colorimetría Espectrofotómetro en KCL 1M. CIAT, 2006
P-Bray II (mg kg-1) Espectrometría molecular, Autoanalizador Murphy-Riley. CIAT, 2006
S (mg kg-1) Azufre Extractable (Fosfato Ca) Turbidimetria CIAT, 2006
B (mg kg-1) Boro en Agua Caliente (Espectromet. Azometina) CIAT, 2006
Micronutrientes: Cu, Zn, Mn, Fe) (mg kg-1)
Espectrometría de absorción atómica. En doble acido. CIAT, 2006
Cationes intercambiables: K, Ca, Mg y Na (Cmolc kg-1)
Espectrometría de emisión atómica. CIAT, 2006
CIC (Cmolc kg-1) Volumetría (NaOH 0.1N). En acetato de amonio 1N. CIAT, 2006
Densidad aparente (g cm3)
Cilindro biselado Jaramillo,
2002
Densidad real (g cm3) Picnómetro Montenegro y
Malagón, 1990
Porosidad total (%) Formula Jaramillo,
2002
Clase Textural Pipeta de Robinson´s. SSEW, 1982
131
Anexo 2. Análisis de varianza (P<0.05) para las fracciones de C y N del suelo y planta.
A- Carbono orgánico
Carbono orgánico - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 2.963 1.481 0.33 0.7235
TRAT 10 67.812 6.781 1.51 0.2089
CV= 12.48; Media= 16.99; R2= 0.44
Carbono orgánico - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 6.354 3.177 1.34 0.2855
TRAT 10 17.256 1.725 0.73 0.6926
CV= 11.83; Media= 13.03; R2= 0.33
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
época 1 258.11 258.11 110.8 0.0005
B- Nitrógeno total
N total - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 17213.39 8606.69 0.21 0.8114
TRAT 10 679703.01 67970.30 1.67 0.1585
CV= 12.88; Media= 1566.37; R2= 0.46
N total - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 1598466..630 799233..315 5.03 0.0170
TRAT 10 1142375..119 114237..512 0.72 0.6979
CV= 27.37; Media= 1456.09; R2= 0.46
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
época 1 200652.25 200652.25 0.50 0.52
132
C- Amonio
Amonio - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 3.928 1.964 0.58 0.5697
TRAT 10 55.047 5.504 1.62 0.1713
CV= 59.58; Media= 3.09; R2= 0.46
Amonio - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 706.108 353.054 7.45 0.0038
TRAT 10 365.300 36.53 0.77 0.6545
CV= 35.40; Media= 19.44; R2= 0.53
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
época 1 4410.33 4410.33 24.85 0.0076
D- Nitrato
Nitrato - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 9.998 4.999 3.75 0.0414
TRAT 10 23.129 2.312 1.74 0.1412
CV= 37.29; Media= 3.09; R2= 0.55
Nitrato - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 1.436 0.718 0.02 0.9762
TRAT 10 228.393 22.839 0.77 0.6590
CV= 62.07; Media= 8.79; R2= 0.27
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
época 1 536.31 536.321 187.59 0.0002
133
E- N inorgánico (Amonio + nitrato)
N inorgánico – Floración
Fuente DF Tipo III
SS CM
F-Valor
Pr > F
REP 2 26.373 13.186 3.68 0.0436
TRAT 10 43.091 4.309 1.20 0.3467
CV= 30.60; Media= 6.18; R2= 0.49
N inorgánico - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III
SS CM
F-Valor
Pr > F
REP 2 651.831 325.915 11.04 0.0006
TRAT 10 392.936 39.293 1.33 0.2803
CV= 19.24; Media= 28.23; R2= 0.63
Fuente DF Tipo III
SS CM
F-Valor
Pr > F
época 1 8022.56 8022.56 47.32 0.0023
F- Carbono en hojas de soya
Carbono Soya – Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 3069.95 1534.97 2.75 0.0910
TRAT 9 2894.73 321.63 0.58 0.8000
CV= 4.54; Media= 519.83; R2= 0.37
Carbono Soya - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 148099.54 74049.77 5.60 0.0129
TRAT 9 137258.05 15250.89 1.15 0.3787
CV= 30.08; Media= 382.22; R2= 0.54
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 252884.43 252884.43 8.42 0.04
134
G- Nitrógeno en hojas de soya
Nitrógeno Soya - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 36.238 18.119 1.64 0.2213
TRAT 9 148.473 16.497 1.50 0.2232
CV= 9.37; Media= 35.42; R2= 0.48
Nitrógeno Soya - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 0.473 0.236 0.10 0.9023
TRAT 9 44.309 4.923 2.15 0.0798
CV= 4.76; Media= 31.78; R2= 0.52
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 137.12 137.12 14.57 0.02
J- Carbono en hojas de maíz
Carbono maíz – Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 19.073.477 953.673 7.64 0.0040
TRAT 9 5.244.505 582.722 4.67 0.0027
CV= 2.52; Media= 442.24; R2= 0.76
Carbono maíz - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 204.482 102.241 2.13 0.1482
TRAT 9 319.578 35.508 0.74 0.6703
CV= 1.60; Media= 431.27; R2= 0.37
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 2133.82 2133.82 4.04 0.11
135
K- Nitrógeno en hojas de maíz
Nitrógeno maíz - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 205.240 102.620 20.59 <.0001
TRAT 9 29.188 3.243 0.65 0.7408
CV= 8.52; Media= 26.19; R2= 0.72
Nitrógeno maíz - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 7.671 3.835 1.29 0.2983
TRAT 9 43.291 4.810 1.62 0.1823
CV= 9.84; Media= 17.48; R2= 0.48
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 992.44 992.44 18.65 0.01
Anexo 3. Análisis de varianza (P<0.05) para las variables asociadas a la actividad de las bacterias nitrificantes en el suelo.
A- Bacterias oxidantes de amonio (BOA)
Floración Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 9,02E+27 4,51E+27 4.04 0.0336
TRAT 10 1,14E+28 1,14E+27 1.02 0.4614
CV= 42.90; Media= 2.4629E10; R2= 0.47
BOA - Llenado de grano Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 1,26E+26 6,28E+25 1.50 0.2470
TRAT 10 2,12E+26 2,12E+25 0.51 0.8660
CV= 54.89; Media= 3.73E+09; R2= 0.28 Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 7,21E+21 7,21E+21 31.52 0.005
136
B- Nitrato
Nitrato - Floración
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 9.998 4.999 3.75 0.0414
TRAT 10 23.129 2.312 1.74 0.1412
CV= 37.29; Media= 3.09; R2= 0.55
Nitrato - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
REP 2 1.436 0.718 0.02 0.9762
TRAT 10 228.393 22.839 0.77 0.6590
CV= 62.07; Media= 8.79; R2= 0.27
Fuente DF Tipo III SS CM F-
Valor Pr > F
época 1 536.31 536.321 187.59 0.0002
C- Humedad volumétrica del suelo
Humedad del suelo - Floración Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 10.621 5.310 0.57 0.5761
TRAT 10 1.608.420 16.084 1.72 0.1456
CV= 11.31; Media= 27.04; R2=0.47
Humedad del suelo - Llenado de grano Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 13.644 6.822 1.23 0.3129
TRAT 10 142.785 14.278 2.58 0.0342
CV= 9.13; Media= 25.75; R2= 0.58 Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
época 1 27.29 27.29 3.95 0.05
137
D- Temperatura del suelo
Temperatura – Floración
Fuente DF Tipo III
SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 0.220 0.110 1.10 0.3519
TRAT 10 1.317 0.131 1.32 0.2867
CV= 1.29; Media= 24.42; R2= 0.43
Temperatura - Llenado de grano
Fuente DF Tipo III
SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 1.150 0.575 1.06 0.3646
TRAT 10 50.655 5.065 9.34 <.0001
CV= 2.71; Media= 27.08; R2= 0.82
Fuente DF Tipo III
SS CM F-Valor Pr > F
época 1 117.33 117.33 174.09 <.0001
Anexo 4. Correlación de Pearson entre las variables asociadas a la actividad de bacterias nitrificantes en el suelo.
Etapa fenológica Expresión r Significancia
Floración
BOA/NO3- 0.13 ns
BOA/Hum. Vol. -0.11 ns
BOA/Temp. Suelo 0.13 ns
NO3-/ Hum. Vol. -0.15 ns
NO3-/Temp. Suelo -0.21 ns
Hum. Vol./Temp. Suelo -0.22 ns
Llenado de grano
BOA/ NO3- 0.13 ns
BOA/Hum. Vol. 0.02 ns
BOA/Temp. Suelo 0.23 ns
NO3-/ Hum. Vol. 0.39 ns
NO3-/Temp. Suelo -0.03 ns
Hum. Vol./Temp. Suelo -0.34 ns
138
Anexo 5. Análisis de varianza (P<0.05) para las variables asociadas al flujo de GEI en el suelo.
A- CO2
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 0.0046 0.0023 1.36 0.28
TRAT 10 0.0514 0.0051 3.05 0.02
CV= 24.73; Media= 0.16; R2= 0.62
B- CH4
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 8.82 4.41 0.34 0.716
TRAT 10 17366.78 1736..678 133.45 0.0001
CV= 143.7; Media= 2.51; R2= 0.98
C-N2O
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 9.275 4.63 1.86 0.181
TRAT 10 607.123 60.71 24.36 0.0001
CV= 23.57; Media= 6.69; R2= 0.92
D-PPA
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 86.03 43.01 3.01 0.071
TRAT 10 107.125 10.71 0.75 0.67
CV= 7.72; Media= 48.91; R2= 0.40
139
Anexo 6. Correlación de Pearson entre las variables asociadas al flujo de GEI.
Expresión r Significancia
CO2/CH4 0.02 ns
CO2/N2O 0.30 ns
CO2/PPA 0.31 ns
CO2/Hum. vol. 0.30 ns
CO2/Poro. Total 0.10 ns
CO2/Da -0.28 ns
CO2/Temperatura suelo -0.47 ns
CH4/N2O 0.04 ns
CH4/PPA -0.15 ns
CH4/Hum. vol. -0.08 ns
CH4/Poro. total 0.09 ns
CH4/Da 0.18 ns
CH4/Temperatura suelo -0.2 ns
N2O/PPA 0.002 ns
N2O/Da 0.08 ns
N2O/Poro. total 0.008 ns
N2O/Hum. vol. 0.007 ns
N2O/Temperatura suelo -0.47 ns
Anexo 7. Análisis de varianza (P<0.05) para el rendimiento de los cultivos.
A-Soya
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 1.973 0.986 0.57 0.57
TRAT 9 30.224 3.358 1.93 0.11
CV= 28.70; Media= 4.59; R2= 0.50
B- Maíz
Fuente DF Tipo III SS CM F-Valor Pr > F
REP 2 5.10 2.55 1.46 0.25
TRAT 9 13.53 1.50 0.86 0.57
CV= 27.61; Media= 4.78; R2= 0.37
