DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE … · anti-sépticos de mão a base de álcool de 1: 4 leitos para 1 por leito é associado com o dobro de aderência nas práticas

COMISSÃO DE EPIDEMILOGIA HOSPITALAR

HOSPITAL SÃO PAULO

UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO PAULO

DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO

E O CONTROLE DE INFECÇÕES

RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA

À SAÚDE

2012

Hospital São Paulo SPDM – Associação Paulista para o Desenvolvimento d a Medicina

Hospital Universitário da UNIFESP Comissão de Epidemiologia Hospitalar

DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE INFECÇÕ ES RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE Página: 1/240

SUMÁRIO

1. Higienização das mãos 2

2. Precauções e isolamentos 11

3. Precauções para pacientes com bactérias multirresistentes 32

4. Recomendações sobre coleta e transporte de amostras de material

biológico 45

5. Prevenção da infecção da corrente sanguínea relacionada a cateteres 58

6. Prevenção da infecção do trato urinário relacionada à assistência

à saúde 66

7. Prevenção da pneumonia relacionada à assistência à saúde 73

8. Prevenção da infecção do sítio cirúrgico 82

9. Profilaxia antimicrobiana em cirurgia 94

10. Racionalização do uso de antimicrobianos 109

11. Protocolo de terapia antifúngica inicial 117

12. Prevenção de infecções hospitalares virais 125

13. Medidas de prevenção e cuidados especiais com pacientes

transplantados em internação hospitalar 137

14. Limpeza, desinfecção, esterilização de artigos médico-hospitalares 154

15. Limpeza e desinfecção de superfícies 167

16. Acidentes envolvendo material biológico 180

17. Imunização do profissional da área da saúde 190

18. Controle ambiental em serviços de saúde 194

19. Resíduos em serviços de saúde 203

20. Vigilância epidemiológica das doenças de notificação compulsória 212

21. A qualidade, a segurança do paciente e o controle de infecção 223

22. Rotinas para troca, limpeza e desinfecção de materiais e dispositivos 231




1. HIGIENIZAÇÃO DAS MÃOS

A higienização das mãos é uma importante medida no controle das

infecções em serviços de saúde, por isso tem sido considerado um dos pilares

do programa de controle de infecção. Os profissionais da área da saúde,

apesar de concordarem com este conceito, na prática não o fazem, ou seja, a

falta de adesão a esta prática ocorre em diversos tipos de unidades, serviços e

países. Há de se lembrar que um dos componentes chaves para garantir a

efetividade de um programa de CIH é a aderência as boas práticas deste

programa.

Com base em algumas recomendações tentaremos abordar neste texto

as principais questões envolvidas na não aderência e sugerir diretrizes para

implementar um programa de higiene das mãos em serviços de saúde.

CONCEITOS IMPORTANTES

A prática da higiene das mãos

A utilização de água e sabão pode reduzir a quantidade de

microorganismos presentes nas mãos e, por vezes, interromper a transmissão

de doenças veiculadas através do contato. A aplicação de produtos anti-

sépticos, em especial de agentes com base alcoólica, pode reduzir ainda mais

os riscos de transmissão, pela intensificação da redução microbiana ou por

favorecer um aumento na freqüência de higienização das mãos.

Por outro lado, a freqüência aumentada na higienização e o tipo de

substância utilizada podem causar danos à pele e aumentar a liberação de

microrganismos no ambiente.

Irritações associadas a sabões antimicrobianos podem ser causadas

pelos agentes antimicrobianos ou por outros ingredientes da formulação. Para




minimizar estes problemas pode-se: substituir formulações com alto poder

irritativo e fornecer produtos hidratantes.

O uso de novos produtos e a racionalização das indicações de

higienização das mãos pode contornar este problema e facilitar a adesão de

profissionais a esta prática, com conseqüente redução das infecções.

Baixa aderência à higiene das mãos e suas causas

Particularmente em unidades de terapia intensivas são observados os

maiores índices de infecção relacionada à assistência à saúde (IRAS),

afetando a mortalidade, morbidade, duração da hospitalização e os custos

hospitalares. Ocorre também um aumento da carga de trabalho da

enfermagem, que pode ser causa e conseqüência das IRAS, particularmente

quando estamos diante de microrganismos multirresistentes.

Pittet (2000) notou que a maioria dos estudos sobre lavagem das mãos

informa taxas de aderência entre 16% e 81%, e relatou que quanto maior a

necessidade de higiene das mãos menos elas são efetivamente lavadas:

médicos lavam as mãos menos do que enfermeiras, os auxiliares de

enfermagem lavam menos do que enfermeira, gênero masculino, trabalhar em

Unidade de Terapia Intensiva, trabalhar ao final de semana, usar aventais e

luvas, estar envolvido com atividades com alto risco de contaminação cruzada

e quanto maior for o número de oportunidades para higienização de mãos por

hora de cuidado a pacientes, menor será sua aderência.

Em relação as causas relatadas pelos PAS: irritação e ressecamento da

pele ocasionado pelo uso excessivo ou pela falta de emolientes na fórmula da

solução, falta de sabão e papel toalha, excesso de trabalho, as necessidades

do paciente são prioridade, a higienização das mãos pode interferir na relação

com paciente, falta de conhecimento e/ou ceticismo quanto ao real valor,




ausência de exemplos de colegas ou superiores e ausência de informação

científica de impacto definitivo e colocação inadequada de pia.

Quando feito corretamente, a lavagem de mãos exige aproximadamente

1 minuto para ir até a pia, lavar durante um tempo apropriado, secar as mãos, e

voltar ao paciente. Freqüentemente o procedimento inteiro é completado entre

8 a 20 segundos com remoção mínima de organismos adquiridos.

Boyce e colaboradores (2002) relataram o uso e a aceitabilidade das

várias tecnologias para lavagem das mãos e sugeriu que pias localizadas ao

lado do leito são associadas a uma redução do risco de infecção nosocomial de

26%.Também observou que o aumento da disponibilidade de dispensadores de

anti-sépticos de mão a base de álcool de 1: 4 leitos para 1 por leito é associado

com o dobro de aderência nas práticas higiênicas das mãos recomendadas

entre trabalhadores de saúde, indo de 25% a 50%.

Evidências da transmissão de patógenos através das mãos

A transmissão de microrganismos pelas mãos da equipe é importante

para as infecções exógenas primárias, pois neste caso, um microrganismo é

introduzido em um local suscetível, principalmente através de procedimento

invasivo. Nas infecções endógenas secundárias, as mãos conduzem

microrganismos que estabelecem colonização no paciente e

subseqüentemente, um processo infeccioso. Quatro fatores básicos devem ser

considerados para se avaliar a necessidade e técnica empregada na lavagem

das mãos: (1) grau de contato com o paciente ou objetos; (2) extensão da

contaminação; (3) cuidado prestado e (4) suscetibilidade do paciente.

Sempre devemos lembrar que: os microrganismos presentes na pele do

paciente ou em objetos inanimados próximos ao paciente podem sobreviver no

ambiente e nas mãos dos PAS, a lavagem de mãos pode ser inadequada ou o




agente usado inapropriado, as mãos dos PAS podem ser contaminadas e

transferir ao ambiente ou outro paciente a contaminação.

Estudos bem conduzidos têm mostrado que a adesão à higienização das

mãos é o meio mais simples e eficaz de prevenir a transmissão de

microrganismos no ambiente assistencial.

Soluções utilizadas para higiene das mãos

Segundo a portaria 930/1992 do Ministério da Saúde, os anti-sépticos

devem possuir algumas propriedades e seguir alguns requisitos como: 1.

atividade germicida sobre a flora cutânea, sem causar irritação da pele ou

mucosas; 2. Não provocar reações alérgicas ou queimaduras e 3. Possuir

baixo teor de toxicidade.

Os anti-sépticos são substâncias antimicrobianas aplicadas à pele para

reduzir o número de agentes da flora microbiana. A diferença entre eles está no

tempo de exposição, número de microorganismos e na concentração do

agente. São classificados como bactericidas por sua capacidade em destruir as

bactérias nas formas vegetativas, ou bacteriostáticos por inibir o crescimento

de microorganismos.

Em virtude de tal evento devem-se ter alguns cuidados para que essas

soluções anti-sépticas não sofram contaminação por microorganismos,

principalmente por Gram negativos. Algumas sugestões podem ser: proteger a

solução da luz solar direta ou do excesso de calor; evitar que gazes ou

algodões entrem em contato com as soluções anti-sépticas e adotar técnicas

que impeçam a contaminação da borda da almotolia quando em uso,

protegendo-a do contato direto com a pele, mucosa e instrumental cirúrgico.

MEDIDAS DE CONTROLE




a. Indicações para higienização das mãos

• Contato com paciente com pele íntegra

• Contato com superfícies ambientais próximas ao paciente

• Depois de remover as luvas

• Contato com material orgânico

• Antes de procedimentos de alto risco

• Antes e depois de efetuar atividades corriqueiras (assoar o nariz, ir

ao banheiro, se alimentar, etc)

b. Outros aspectos de higiene das mãos

• Não utilize unhas postiças quando presta assistência direta ao

paciente

• Mantenha as unhas naturais sempre curtas (<1/4)

• Utilize luvas quando em contato com sangue ou outros materiais

potencialmente infecciosos, membrana mucosa e pele não intacta.

• Retire as luvas após cuidar do paciente. Não utilize uma luva para

cuidar de mais de um paciente e não lave as luvas

• Troque de luvas quando trocar de áreas contaminadas para áreas

limpas

• Não utilize anéis

c. Programas educacionais

• Identificar tipos de cuidado com o paciente que levam a

contaminação das mãos, além das vantagens e desvantagens dos

vários métodos.

• Medir aderência à higienização das mãos e divulgar dados




• Incentivar os pacientes e seus familiares a lembrar o PAS para

higienizar suas mãos

d. Medidas administrativas

• Faça do Programa de Higienização das Mãos uma prioridade

institucional e disponibilize recursos financeiros para tal

• Implante um programa multidisciplinar para estimular a aderência dos

PAS à Higienização das Mãos

• Como parte do Programa de Higienização das Mãos disponibilize gel

alcoólico para incentivar aderência

• Para unidades que requerem inúmeros procedimentos e

manipulações com o paciente disponibilizar gel alcoólico em

dispensadores individuais e de parede (ao lado da cama)

• Manter estoque de gel alcoólico em áreas próprias para materiais

inflamáveis

RECOMENDAÇÕES

Lavar as mãos com água e sabão (antimicrobiano ou não):

• Mãos visivelmente sujas ou contaminadas com material biológico;

• Antes de entrar em contato com os pacientes;

• Antes de calçar luvas estéreis para inserção de cateter vascular

central, cateter urinário de demora, cateteres vasculares periféricos ou

outros dispositivos invasivos que não requeiram um preparo cirúrgico;

• Após contato com pele íntegra dos pacientes;




• Após contato com fluidos corpóreos ou excreções, membranas

mucosas, pele não intacta, e curativo de ferida se as mãos não estão

visivelmente sujas;

• Quando se faz o movimento do sítio contaminado para o mais limpo

durante o cuidado do paciente;

• Após o contato com objetos inanimados próximos ao paciente

• Após a remoção das luvas;

• Após atividades corriqueiras (comer e usar o banheiro).

Utilização de álcool gel:

• Mãos não visivelmente sujas;

• Antes de entrar em contato com os pacientes;

• Após contato com pele íntegra dos pacientes;

• Quando se faz o movimento do sítio contaminado para o mais limpo

durante o cuidado do paciente;

• Após o contato com objetos inanimados próximos ao paciente;

• Após atividades corriqueiras (comer e usar o banheiro).

Anti-sepsia cirúrgica das mãos

• Retirar anéis, relógios e braceletes antes de iniciar a

escovação/esfregação cirúrgica;

• Remover resíduos sob as unhas com escova/espátula sob água

corrente;

• Utilizar sabão antimicrobiano ou produto de base alcoólica com efeito

residual antes de vestir luvas estéreis;

• Tempo de escovação/esfergação: de 2 a 5 minutos .




TÉCNICA DE HIGIENE DAS MÃOS

Como aplicar os produtos à base de álcool

Colocar o produto na palma de uma das mãos

Friccionar as mãos juntas cobrindo todas as superfícies das mãos e dedos

Friccionar até secar.

Como lavar as mãos com água e sabão

1. Molhe as mãos

2. Aplique sabão na palma de uma das mãos

3. Friccionar as mãos juntas cobrindo todas as superfícies das mãos e dedos

4. Enxágüe as mãos

5. Seque as mãos com toalha descartável

6. No caso de torneira manual, utilize toalha descartável para fechar a

torneira

* Não utilize água quente para lavar as mãos (risco de dermatites)

REFERÊNCIAS

• Boyce JM, Pittet D. Guideline for hand hygiene in health-care settings:

Recommendations of the healthcare infection control practices advisory

committee. MMWR 2002; 51 (Nº RR-16).

• Garner JS. Hospital Infection Control Practices Advisory Committee.

Guideline for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp

Epidemiol 1996, 17:53-80.

• Larson E. APIC Guidelines for hand washing and hand antisepsis in health-

care settings. J Infect Control1995; 23: 251-269.




• Pittet D, et al. Effectiveness of a hospital-wide program to improve

compliance with hand hygiene. Lancet 2000; 356:1307-12.

• Pittet D. Improving compliance with hand hygiene in hospitals. Infect

Control Hosp Epidemiol 2000; 21: 381- 386.

• Portaria nº 2.616 de 12 de maio de 1998 do Ministério da Saúde D.O.U.

13/05/98.

• Brasil. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Segurança do Paciente em

Serviços de Saúde: Higienização das Mãos. Brasília: ANVISA, 2009.




2. PRECAUÇÕES E ISOLAMENTOS

O objetivo básico de um sistema de precauções e isolamento é a

prevenção da transmissão de microorganismos de um paciente para outro

paciente, de um paciente para um profissional da saúde, de um portador são

ou doente para outro; tanto na forma direta como indireta. Esta prevenção

abrange medidas referentes aos pacientes, mas também aos profissionais da

saúde que podem servir de veículo de transmissão destes microrganismos.

Em 1996 o Centers for Disease Control and Prevention (CDC) publicou o

novo sistema de precauções e isolamentos, o qual contempla dois tipos de

precauções:

Precauções Padrão

o devem ser aplicadas no atendimento de todos pacientes, na presença

de risco de contato com sangue; todos fluídos corpóreos, secreções e

excreções (com exceção do suor); pele com solução de continuidade; e

mucosas.

Precauções Específicas

o elaboradas baseadas em mecanismo de transmissão das patologias e

designadas para pacientes suspeitos ou sabidamente infectados ou

colonizados por patógenos transmissíveis e de importância epidemiológica,

baseada em três vias principais de transmissão:

o Transmissão por contato

o Transmissão aérea por gotículas

o Transmissão aérea por aerossol

Podem ser combinadas caso a doença apresente diversas vias de




transmissão. Deve-se associar às precauções padrão.

PRECAUÇÕES PADRÃO

Devem ser utilizadas para todos os pacientes independentemente do

diagnóstico.

• Higienização das mãos: antes e após contato com o paciente, após

contato com sangue, outros líquidos orgânicos, e itens contaminados;

após a retirada de luvas, entre um paciente e outro e no mesmo

paciente, caso haja risco de contaminação cruzada entre diferentes

sítios anatômicos.

• Luvas: usar luvas limpas quando houver possibilidade de contato

com sangue, outros fluídos ou itens e superfícies contaminados; trocar

de luvas entre procedimentos; retirar luvas após uso e lavar as mãos

obrigatoriamente.

• Máscara e óculos de proteção: recomendados para proteção

individual durante procedimentos que envolvam riscos de respingos.

• Avental: avental limpo para proteção individual sempre que houver

risco de contaminação com sangue ou líquidos orgânicos. Quando

houver sujidade visível, retirar o avental o mais rápido possível e lavar

as mãos.

• Artigos e equipamentos de assistência ao paciente: realizar

limpeza, desinfecção ou esterilização, de acordo com a classificação do

artigo, após o uso e entre pacientes.

• Ambiente: seguir os procedimentos de rotina para adequada

limpeza e descontaminação das superfícies ambientais.




• Roupas: ensacar as roupas usadas e contaminadas com material

biológico (sangue, líquidos orgânicos e excreções) de forma a prevenir

exposição.

• Material perfuro - cortante: manusear com cuidado os materiais

perfuro - cortantes, proceder descarte adequado em recipientes

próprios. Seguir adequadamente as orientações para montagem e

preenchimento destes recipientes, não ultrapassando o limite indicado.

• Quarto privativo: indicado conforme orientação do SCIH e nos

casos em que o paciente não tem controle das eliminações de fezes ou

urina.

• Higiene respiratória/ Etiqueta da tosse: conter secreções

respiratórias, especialmente durante surtos sazonais de infecções virais

do trato respiratório.

PRECAUÇÕES DE CONTATO

Indicadas para infecção (ou suspeita de infecção) ou contaminação por

microorganismos multirresistentes ou epidemiologicamente importantes

passíveis de transmissão por contato direto.

� Internação do paciente : quando possível em quarto privativo ou em

quarto com paciente que apresente infecção pelo mesmo microrganismo

(coorte). Se coorte: manter distância entre leitos (1metro) e realizar troca de

paramentação entre os atendimentos aos pacientes.

• Higienização das mãos: deve ser enfatizada a importância desta ação;

utilizar anti-séptico como o álcool-gel ou soluções degermantes (clorexidina

2% ou PVPI 10%).




• Luvas: usar luvas limpas, não estéreis, ao entrar no quarto e durante o

tempo de atendimento; trocar de luva após contato com material biológico;

retirar as luvas antes de deixar quarto e higienizar as mãos.

• Avental: usar avental limpo, não necessariamente estéril, ao entrar no

quarto e retirá-lo antes de deixar o quarto.

• Equipamentos de cuidado ao paciente: estetoscópio,

esfignomanômetro e termômetros devem ser de uso individual. Caso não

seja possível, devem ser limpos e desinfetados com álcool 70%, entre

pacientes.

• Ambiente: itens com os quais o paciente teve contato e superfícies

ambientais devem ser submetidos à desinfecção com álcool 70%. Para

Clostridium difficile recomenda-se o uso de hipoclorito de sódio.

• Visitas : restritas e instruídas pelo enfermeiro.

• Transporte do paciente: deve ser limitado. O profissional que

transportar o paciente deve utilizar as precauções padrão, realizar

desinfecção das superfícies após o uso do paciente.




Outras patologias Microrganismos Multirresistentes

PRECAUÇÕES RESPIRATÓRIAS PARA AEROSSÓIS

Indicadas para infecção respiratória suspeita ou confirmada por

microorganismos transmitidos por aerossóis (partículas de tamanho menor ou

igual a 5µ) que permanecem suspensas no ar e podem ser dispersas a longas

distâncias, como varicela, sarampo e tuberculose.

• Local de internação: quarto privativo com pressão negativa; filtragem do ar

com filtros de alta eficiência (caso seja reabsorvido para o ambiente); seis a

doze trocas de ar por hora, manter as portas do quarto sempre fechadas.

Caso a instituição não tenha quartos com estas características, manter o

paciente em quarto privativo, com as portas fechadas e janelas abertas,

permitindo boa ventilação.

• Proteção respiratória: utilizar máscaras com capacidade de filtragem e

vedação lateral adequada (PFF2 – Proteção Facial Filtro 2, ou N95 –




regulamentação por entidades americanas). Estas máscaras podem ser

reutilizadas pelo mesmo profissional por período não superior a 30 dias,

desde que se mantenham íntegras, secas e limpas. Utilizar PFF2 durante a

assistência a pacientes intubados, pois pela válvula expiratória continua

ocorrendo eliminação de microorganismos no ambiente.

• Transporte de paciente: utilizar máscara cirúrgica no paciente.

• Visitas: restritas e orientadas pelo enfermeiro.

Em algumas doenças há necessidade de se associar diferentes tipos de

precauções, por exemplo: herpes zoster (em pacientes imunossuprimidos ou

disseminado) e varicela: associar precaução de contato com precaução

respiratória para aerossóis.

PRECAUÇÕES RESPIRATÓRIAS PARA GOTÍCULAS




Indicada para pacientes portadores ou infectados por microorganismos

transmissíveis por gotículas (partículas de tamanho maior ou igual a 5µ) que

podem ser gerados por tosse, espirro ou conversação.

• Internação de paciente: quarto privativo ou, caso não seja possível, em

quarto de paciente com infecção pelo mesmo microorganismo (coorte); a

distância mínima entre os leitos deve ser de 01 (um) metro.

• Máscara: deve ser utilizada a máscara cirúrgica quando a proximidade

com o paciente for menor que 01 (um) metro.

• Transporte de paciente: limitado, mas quando necessário, utilizar

máscara cirúrgica no paciente.

• Visitas: restritas e orientadas pelo enfermeiro.

EQUIPAMENTO DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI): SEQUÊNCIA PARA

COLOCAÇÃO E RETIRADA







AMBIENTE PROTETOR

Indicado para pacientes em unidades de transplante de medula óssea

• Higienização das mãos: deve ser reforçada, assim como as demais

medidas de Precauções Padrão.

• Ambiente: quarto com fluxo laminar e filtro HEPA; troca e limpeza

regular dos filtros de ar; proibir presença de flores.

• Não há indicação para realização do isolamento reverso.




Tabela 1. Principais doenças em ordem alfabética co m o tipo de

precaução e o período de isolamento

Infecção/Condição/Microrganismo Tipo de

Precaução

Período

Abscesso drenante

Drenagem não contida pelo curativo Contato Durante a doença

Drenagem contida pelo curativo Padrão

Actinomicose Padrão

Adenovírus, infecção por:

Lactente e pré-escolar Gotículas +

Contato

Durante a doença

Amebíase Padrão

Angina de Vincent Padrão

Antrax: cutâneo e pulmonar Padrão

Ascaridíase Padrão

Aspergilose Padrão

Bactérias multirresistentes (infecção ou

colonização)

Contato (a

critério da

CCIH)

Não definida

Botulismo Padrão

Brucelose Padrão

Candidíase Padrão

Caxumba Gotículas até 9 dias após início

tumefação

Celulite: drenagem não contida Contato Durante a doença

Cancro Mole (Clamydia trachomatis)




conjuntivite, genital e respiratória Padrão

Cisticercose Padrão

Citomegalovirose: neonatal em

imunossuprimido

Padrão

Clostridium botulinum (Botulismo) Padrão

Clostridium difficile (Colite associada a

antibiótico)

Contato Durante a doença

Clostridium perfringens (gangrena gasosa

e intoxicação alimentar)

Padrão

Clostridium tetanii (tétano) Padrão

Cólera Contato Durante a doença

Colite associada a antibiótico Contato Durante a doença

Conjuntivite

Bacteriana, gonocócica e Clhamydia

trachomatis

Padrão Durante a doença

Viral aguda (hemorrágica) Contato Durante a doença

Coqueluche Gotículas Terapêutica eficaz 5

dias

Creutzfeldt - Jacob, doença. Padrão

Criptococose Padrão


Precaução

Período

Dengue Padrão

Dermatofitose / Micose de pele / Tínea Padrão

Difteria




Cutânea Contato Terapêutica eficaz + 2

dias

Faríngea Gotículas culturas negativas em

dias diferentes

Donovanose (granuloma inguinal) Padrão

Endometrite puerperal Padrão

Enterobíase Padrão

Enterocolite necrotizante Padrão

Enterocolite por Clostridium difficile Contato Durante a doença

Enterovirose (Coxackie e Echovirus)

Adulto Padrão

Lactente e pré-escolar Contato Durante a doença

Epiglotite (Haemophylus influenzae) Gotículas terapêutica eficaz 24

horas

Escabiose Contato terapêutica eficaz 24

horas

Esporotricose Padrão

Esquistossomose Padrão

Estafilococcia - S. aureus

Pele, ferida e queimadura:

com secreção não contida Contato Durante a doença

com secreção contida Padrão

Enterocolite Padrão

Pneumonia Padrão

síndrome da pele escaldada Padrão

síndrome do choque tóxico Padrão




Estreptococcia – Streptococcus Grupo A

Pele, ferida e queimadura:

com secreção não contida Contato Durante a doença

com secreção contida Padrão

Endometrite (sepse puerperal) Padrão

faringite: lactante e pré-escolar Gotículas Terapêutica eficaz 24h

Escarlatina : lactante e pré-escolar Gotículas Terapêutica eficaz 24h

Pneumonia: lactante e pré-escolar Gotículas Terapêutica eficaz 24h

Estreptococcia – Streptococcus Grupo B

Neonatal Padrão

Estreptococcia (não A não B) Padrão


Precaução

Período

Estrongiloidíase Padrão

Exantema súbito (Roséola) Padrão

Febre amarela Padrão

Febre por arranhadura de gato Padrão

Febre por mordedura de rato Padrão

Febre recorrente Padrão

Febre reumática Padrão

Furunculose estafilocócica

Lactente e pré-escolar Contato Durante a doença

Gastroenterite:




Campylobacter, Cholera,

Criptosporidium spp

contato Durante a doença

Clostridium difficile contato Durante a doença

Escherichia coli: enterohemorrágica Padrão Durante a doença

Em incontinente ou uso de fralda Contato

Giardia lamblia Padrão

Yersinia enterocolítica Padrão

Salmonella spp (inclusive S. typhi) Padrão


Shigella spp Padrão


Vibrio parahaemolyticus Padrão

Rotavírus e outros vírus em pacientes

incontinentes

ou uso de fralda

Contato Durante a doença

Gangrena gasosa Padrão

Gonorréia Padrão

Guillain-Barré Padrão

Hanseníase Padrão

Hantavírus pulmonar Padrão

Helicobacter pylori Padrão

Hepatite viral

Vírus A Padrão

Uso de fralda ou incontinente Contato Durante a doença




Vírus B (HBsAg +), vírus C e outros Padrão

Herpes Simplex

Encefalite Padrão

Neonatal Contato Durante a doença

Mucocutâneo, disseminada ou primária,

grave

Contato


Precaução

Período

Mucutâneo, recorrente (pele, oral e genital)

Padrão

Herpes Zoster

localizado em imunossupremido, ou

disseminado

Contato +

aerossois

até tornarem-se

crostas

localizado em imunocompetente Padrão

Hidatidose Padrão

Histoplasmose Padrão

HIV Padrão

Impetigo Contato terpêutica eficaz 24 h

Infecção cavidade fechada Padrão

Infecção de ferida cirúrgica

Com secreção contida Padrão

Com secreção não contida Contato Durante a doença

Infecção do Trato Urinário Padrão

Influenza

Sazonal Gotículas Durante a doença




H1N1 2009 Gotículas 7 dias a partir do ínicio

dos sintomas (14 dias

para crianças e

imunossuprimidos)

H1N1 2009 - Se risco de geração de

aerossol (aspiração, intubação,

broncoscopia)

Aerossóis e

contato

Intoxicação alimentar por:

C. botulium, C. perfringens, C.welchii,

estafilocócica

Padrão

Kawasaki Padrão

Legionelose Padrão

Leptospirose Padrão

Listeriose Padrão

Lyme Padrão

Linfogranuloma venéreo Padrão

Malária Padrão

Melioidose Padrão

Meningite

Bacteriana Gram negativo, entéricos,

em neonatos

Padrão

Fúngica, viral Padrão

Meningite

Haemophilus influenzae (suspeita ou

confirmada)

Gotículas terapêutica eficaz 24 h




Listeria monocytogenes Padrão terapêutica eficaz 24 h

Neisseria meningitidis (suspeita ou

confirmada)

Gotículas

Pneumocócica Padrão

Tuberculosa Padrão


Precaução

Período

Outras bactérias citadas Padrão

Meningococcemia Gotículas terapêutica eficaz 24 h

Micobacteriose atípica

Não M. tuberculosis: pulmonar e

cutânea

Padrão

Molusco contagioso Padrão

Mononucleose infecciosa Padrão

Mucormicose Padrão

Nocardiose Padrão

Oxiúros Padrão

Parvovírus B19 Padrão

Doença crônica em imunossupremido Gotículas Durante internação

Crise aplástica transitória ou de células

vermelhas

Gotículas Durante 7 dias

Pediculose Contato terapêutica eficaz 24 h

Peste

Bubônica Padrão

Pneumônica Gotículas terapêutica eficaz 3




dias

Pneumonia

Adenovírus Contato +

Gotículas

Durante a doença

Pseudomonas cepacia em fibrose

cística

Padrão

Incluindo colonização do trato respiratório

Padrão

Chlamydia, Legionella spp , S. Aureus Padrão

Fúngica Padrão

Haemophilus influenzae adultos Padrão

Haemophilus influenzae lactentes e

crianças de qualquer idade


Meningocóccica Gotículas terapêutica eficaz 24 h

Mycoplasma (pneumonia atípica

primária)

Gotículas Durante a doença

Outras bactérias não listadas incluindo

Gram Negativas

Padrão

Pneumocócica Padrão

Pneumocystis carinii Padrão

Pneumonia

Streptococcus, grupo A adultos Padrão

Streptococcus grupo A lactente e pré-

escolar





Viral adultos Padrão

Viral lactente e pré-escolar Contato Durante a doença

Poliomielite Padrão

Psitacose (Ornitose) Padrão


Precaução

Período

Raiva Padrão

Riquetsiose Padrão

Rubéola Gotículas início do rash até 7

dias

Congênita Contato Até 1 ano de idade

Sarampo Aerossóis Durante a doença

Síndrome da pele escaldada Padrão

Síndrome respiratória aguda grave Aerossóis +

contato

Durante a doença

Sífilis

pele e mucosa (incluindo congênita, 1ª e

2ª)

Padrão

3ª e soro-positivo sem lesões Padrão

Teníase Padrão

Tétano Padrão

Tinea Padrão

Toxoplasmose Padrão

Tracoma agudo Padrão

Tricomoníase Padrão




Tricuríase Padrão

Triquinose Padrão

Tuberculose

Extra pulmonar, meningite e outras sem

drenagem

Padrão

Extra pulmonar com lesão drenando Padrão

Pulmonar (suspeita ou confirmada) Aerossóis 3 BAAR(-) e

terapêutica eficaz

Laríngea (suspeita ou confirmada) Aerossóis 3 BAAR(-) e

terapêutica eficaz

Mantoux (PPD): reator (>5mm) sem

evidência de doença pulmonar ou

laríngea atual

Padrão

Tularemia: lesão drenando ou pulmonar Padrão

Tifo: endêmico e epidêmico Padrão

Varicela Aerossóis +

contato

até todas as lesões

tornarem-se crostas

Vírus Parainfluenza Contato Durante a doença

Vírus Sincicial Respiratório Contato Durante a doença

Zigomicose (ficomicose/mucormicose) Padrão

REFERÊNCIAS

• Siegel JD, et al. Guideline for isolation precautions: preventing transmission of

infectious agents in healthcare settings. recommendations of the healthcare




infection control practices advisory committee. Am J Infect Control 35 (10):

supply 2; 2007.

• Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, et al. management of multidrug-resistant

organisms in health care settings, 2006. Am J Infect Control 35 (10): supply 2;

2007.

• CVE. Norma Técnica Influenza Pandêmica H1N1 2010. Disponível em:

www.cve.saude.sp.gov.br/doc_tec/RESP/INFLUA10_NORMA.




3. PRECAUÇÕES PARA PACIENTES COM BACTÉRIAS

MULTIRRESISTENTES

As bactérias multirresistentes são definidas como microrganismos que

são resistentes a várias classes de antimicrobianos. Os principais patógenos

caracterizados como multirresistentes são: Pseudomonas aeruginosa e

Acinetobacter spp. resistentes aos carbapenêmicos, Enterobactérias

produtoras de ESBL (Beta-Lactamase de Espectro Ampliado), Enterococcus

spp. resistente à vancomicina (VRE), Staphylococcus aureus resistente à

oxacilina (MRSA) e recentemente as Enterobactéria cepa produtoras de

carbapenemase que são resistentes aos carbapenêmicos.

Entretanto, cada CCIH deverá estabelecer sua política de controle dos

patógenos multirresistentes, adaptados a sua realidade, começando pela

definição destes em cada instituição.

Na maioria das vezes as infecções por patógenos multirresistentes têm

manifestações clínicas similares e virulências comparáveis às infecções por

patógenos sensíveis, entretanto estudos recentes mostram uma associação de

infecções por bactérias multirresistentes e o aumento de morbidade e

mortalidade (notadamente com MRSA).

A transmissão de paciente para paciente, usualmente através das mãos

dos profissionais de saúde tem sido o maior fator para o aumento na incidência

de bactérias multirresistentes.

Os microrganismos multirresistentes são introduzidos nos hospitais de

duas formas principais:

1. Através de pacientes colonizados ou infectados;

2. Devido à pressão seletiva ocasionada pelo uso de antibióticos.




Os patógenos gram-positivos (MRSA e VRE) são mais relacionados à

presença de pacientes colonizados/infectados, enquanto os bacilos gram-

negativos (Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter spp) são mais associados

à pressão seletiva do uso de antimicrobianos, apesar da transmissão entre

pacientes também ser documentada.

CULTURA DE VIGILÂNCIA

Uma das estratégias que podem ser adotadas pela instituição para

evitar a disseminação desses agentes dentro da instituição é realizar a cultura

de vigilância de pacientes com maior risco de estar colonizados para que possa

ser instituída a precaução de contato.

No Hospital São Paulo adotamos os seguintes critérios para realização

desta vigilância.

Cultura de vigilância de pacientes provenientes de outras instituições –

fluxograma anexo 1

� Pacientes provenientes de outra instituição internado por período igual

ou superior a 7 dias, desde que não possuam procedimento invasivo (SVD,

CVC, traqueostomia, tubo endotraqueal, ferida cirúrgica aberta ou drenos);

� Pacientes proveniente de outra instituição, após 72 horas de internação,

quando possui dispositivos invasivos.

Cultura de vigilância de pacientes provenientes de UTI em vigilância para

KPC – fluxograma anexo 2




� Paciente proveniente de UTI do HSP em vigilância para KPC (UTI que

possui paciente com cultura positiva para KPC, ou que está em período de

vigilância (4 semanas após alta ou óbito do último paciente que possui KPC) e

que possui dispositivo invasivo.

ISOLAMENTO DE CONTATO

� Preferencialmente em quarto privativo ou “coorte” com pacientes

apresentando infecção ou colonização pelo mesmo patógeno e, se não

possível, manter paciente em leito nas extremidades do quarto;

� Manter idealmente um profissional exclusivo para os cuidados do

paciente;

� Avental e luvas antes de entrar em contato com o paciente ou material

infectante;

� Lavar as mãos com anti-séptico (PVPI ou clorexidina) ou utilizar álcool

gel, antes e após o contato com o paciente ou material infectante e, também

depois da retirada das luvas;

� Uso de artigos (estetoscópio, aparelho de pressão, termômetros)

individualizado para o paciente ou, se não possível, proceder à desinfecção

como especificado;

� Processar os materiais e superfícies conforme especificado.

Quais os pacientes com indicação de precaução de co ntato? –

fluxograma anexo 3

� Pacientes colonizados/infectados com patógenos multirresistentes

definidos pela instituição;




� Pacientes submetidos às culturas de vigilância aguardando o resultado

final.

MANUTENÇÃO DO ISOLAMENTO – fluxograma anexo 3

Manter o isolamento enquanto o paciente mantiver dispositivos invasivos

ou feridas abertas (ferida cirúrgica, drenos) no caso de infecção ou colonização

em geral. No caso de pacientes colonizados/infectados por VRE manter em

isolamento até a alta e se o paciente retornar à instituição, instituir

imediatamente o isolamento de contato.

Obs : Não colher culturas para retirar o paciente do isolamento

Tabela 1. Limpeza e desinfecção de artigos e superfícies do ambiente de pacientes colonizados/infectados com patógenos multirresistentes

ARTIGOS LIMPEZA/DESINFECÇÃO

Pisos e paredes Limpeza com água e sabão e a seguir

desinfecção com hipoclorito de sódio ou

equivalente

Mobiliário: cama, colchão,

mesas, suporte de soro

Limpeza com água e sabão seguido de fricção

com álcool a 70% por 30 segundos para

desinfecção

Estetoscópio Fricção com álcool a 70% por 30 segundos

entre pacientes

Termômetros Limpeza com água e sabão e fricção com álcool

a 70% por 30 segundos entre pacientes




Aparelhos de pressão Tecido: enviar à lavanderia

Restante: limpeza com água e sabão e fricção

com álcool a 70% por 30 segundos para

desinfecção

Comadres, papagaios e

medidores de urina

Limpeza mecânica com água e sabão seguido

de desinfecção álcool a 70% para desinfecção

Circuitos respiratórios

Artigos de terapia

inalatória

Manter procedimentos de rotina (ver capítulo

sobre o tema)

Principais recomendações do “Healthcare Infection C ontrol Practices

Advisory Committee (HICPAC). Management of Multidru g-Resistant

Organisms in Healthcare Settings, 2006.”

� Categoria IA – Fortemente recomendada para implementação com

suporte em estudos epidemiológicos, clínicos e experimentais bem

desenhados

� Categoria IB - Fortemente recomendada para implementação com

suporte em alguns estudos clínicos, epidemiológicos e experimentais e

forte fundamento teórico

� Categoria IC – Implementação de acordo com regulamentação federal

ou estadual

� Categoria II – Sugerido para implementação e suporte de acordo com

estudos epidemiológicos e clínicos sugestivos ou com fundamento teórico




� Sem recomendação : assunto não resolvido, por exemplo, referente a

descontinuação das precauções de contato em hospitais, devido à duração

intermitente e prolongada da colonização.

Vigilância

a) Calcular e analisar a incidência de microrganismos multirresistentes – IB;

b) Monitorizar suscetibilidade antimicrobiana como recomendado pelo CLSI - II;

c) Instituir protocolos para análise molecular de cepas multirresistentes no

laboratório, com o intuito de investigação epidemiológica – IB;

d) Desenvolver protocolos para vigilância ativa de culturas em populações de

alto risco – IB;

e) Conduzir vigilância de culturas (semanal) para avaliação de eficácia das

medidas de prevenção e controle, avaliando aumento ou redução da

transmissão de multirresistência – IB;

f) Coletar culturas em profissionais de saúde se houver evidência

epidemiológica de transmissão, bem como de pacientes expostos ao risco de

infecção ou colonização por multirresistentes - IB;

g) Definir a freqüência de multirresistência para desencadear intervenções

adicionais no controle, avaliando as condições de risco para aquisição

(colonização ou infecção) – IA.

Medidas administrativas

a) Fornecer suporte administrativo, fiscal e recursos humanos para as

atividades relacionadas ao controle de infecção, bem como designar equipe de

“experts” para o controle e prevenção de microrganismos multirresistentes - IB;




c) Implementação de programa multidisciplinar desenhado para educar,

monitorar e melhorar a aderência das práticas de precauções padrão e

específicas - IB;

d) Implementação de sistema de comunicação sobre colonização e infecção de

microrganismos multirresistentes dentro da instituição - IB.

Educação

a) Oferecer treinamento sobre riscos de transmissão e de como realizar a

prevenção para os profissionais da área da saúde (manipulação de

equipamentos, etc) – IB.

Precauções

a) Manter precauções padrão para todos os pacientes - IB;

b) Precauções em hospitais e instituições de longa permanência - IB:

b.1) quando for disponível quartos individuais, priorizar pacientes com

conhecida ou suspeita de infecção/colonização por multirresistentes;

b.2) Priorizar aqueles pacientes com condições que facilitem a

transmissão (incontinência fecal, drenagem não contida, crianças) ou com alto

risco de infecção e complicação (imunossuprimidos);

b.3) quando não disponível quartos individuais, cohort de pacientes com

mesmo patógeno multirresistente.

Precauções de contato

a) Implementar nos hospitais precauções de contato para todos os pacientes

com colonização ou infecção por patógeno multirresistente – IA;

b) Em Instituições de longa permanência avaliar caso a caso, considerando a

natureza da interação paciente/profissionais e/ou risco de outros pacientes - II.




Medidas ambientais

a) Seguir rotina de recomendação de procedimentos da limpeza/esterilização e

desinfecção para artigos críticos e não críticos / equipamentos, bem como

monitorizar a performance destes procedimento – IB;

b) Culturas de vigilância do ambiente somente quando existir a possibilidade de

importância epidemiológica da transmissão – IB;

c) Treinamento de profissionais que atuam em áreas de risco e controle de

multirresistentes quanto ao papel do meio ambiente como forma de

transmissão – IB.

Uso de antimicrobianos

a) Para adequado uso de antimicrobiano, realizar controle de antimicrobianos –

IB.

Descolonização

a) Sem recomendação para descolonização de pacientes portadores de VRE e

bacilos gram-negativos multirresistentes;

b) Não utilizar mupirocina tópica rotineiramente para descolonização de MRSA

– IB. Utilizar a mupirocina tópica somente quando recomendado por “experts”

(II), em controle de surtos, monitorizando o perfil de resistência da cepa para

mupirocina.




Descontinuação das medidas de prevenção e controle de

multirresistência

a) Sem recomedação para descontinuação das medidas de prevenção e

controle de multirresistência.

REFERÊNCIAS

� APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Precauções e Isolamento. São Paulo, APECIH, 1999.

� Lemmen SW; Häfner H; Zolldann D; et al. Distribution of multi-resistant

Gram-negative versus Gram-positive bacteria in the hospital inanimate

environment. J Hosp Infect. 2004; 56: 191 – 197.

� Muto CA; Jeringan JA; Ostrowsky BE; et al. SHEA Guideline for Preventing

Nosocomial Transmission of Multidrug Resistant Strains of Staphylococcus

aureus and Enterococcus. Infect Control Hosp Epidemiol. 2003; 24: 362 – 386.

� Shlaes DM; Gerding DN; John JF; et al. Society for Healthcare

Epidemiology of America and Infectious Diseases Society of America Joint

Committee on the Prevention of Antimicrobial Resistance: Guideline for the

Prevention of Antimicrobial Resistance in Hospitals. Clin Infect Dis. 1997; 25:

584 – 599.




� Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, Chiarello L, and the Healthcare Infection

Control Practices Advisory Committee, 2007 Guideline for Isolation Precautions:

Preventing Transmission of Infectious Agents in Healthcare Settings.

� Siegel J; Rhinehart E; Jackson M; et al. Management of Multidrug-Resistant

Organisms in Healthcare Settings, 2006. Healthcare Infection Control Practices

Advisory Committed (HICPAC). 2006. 1 – 73.




Anexo 1: Fluxograma para coleta de Cultura de Vigil ância - HSP




Anexo 2: Indicação de coleta de swab anal para vigi lância de KPC -

HSP




Anexo 3: Manutenção do isolamento de pacientes com microrganismos

multirresistentes - HSP




4. RECOMENDAÇÕES SOBRE COLETA E TRANSPORTE DE AMOST RAS

DE MATERIAL MICROBIOLÓGICO

Todo resultado liberado pelo laboratório de microbiologia é

conseqüência da qualidade da amostra recebida.

O material coletado deve ser representativo do processo infeccioso

investigado, devendo ser escolhido o melhor sítio da lesão, evitando

contaminação com as áreas adjacentes.

A coleta e o transporte inadequados podem ocasionar falhas no

isolamento do agente etiológico e favorecer o desenvolvimento da flora

contaminante, induzindo a um tratamento não apropriado. Portanto,

procedimentos adequados de coleta devem ser adotados para evitar o

isolamento de um “falso” agente etiológico, resultando numa orientação

terapêutica inadequada.

O profissional responsável pela coleta será também responsável por

identificar de forma legível e correta o material a ser encaminhado ao

laboratório de microbiologia.

Na amostra devem estar identificados :

� Nome e registro do paciente.

� Leito ou ambulatório e especialidade.

� Material colhido e local de onde foi colhido.

� Data, hora e quem realizou a coleta.

ASPECTOS BÁSICOS DA COLETA E DO TRANSPORTE DE AMOST RA

COLETA

� Colher antes do início do antimicrobiano, sempre que possível.




� Instruir claramente o paciente sobre o procedimento.

� Observar a anti-sepsia na coleta de todos os materiais clínicos.

� Colher do local onde o microrganismo suspeito tenha maior

probabilidade de ser isolado.

� Quantidade suficiente de material deve ser coletado para permitir uma

completa análise microbiológica.

� Utilizar as barreiras de proteção necessárias a cada procedimento.

� Toda amostra deve ser tratada como potencialmente patogênica.

� Usar frascos e meios de transporte apropriados.

� Não manusear a amostra em trânsito.

� Não contaminar a superfície externa do frasco de coleta e verificar se ele

está firmemente vedado (caso ocorram respingos ou contaminação na parte

externa do frasco, fazer descontaminação com álcool 70%).

� Não contaminar a requisição médica que acompanha o material.

� As amostras deverão ser transportadas em sacos plásticos fechados.

� O profissional que manipula (entrega e recebe) o material deverá usar

luvas de procedimento.

� Identificar claramente a amostra coletada, com todos os dados

necessários.

� Colocar a identificação no frasco de coleta e nunca na tampa ou sobre

rótulos.

� Encaminhar os materiais imediatamente ao laboratório.

TRANSPORTE DAS AMOSTRAS

Transportar as amostras IMEDIATAMENTE ao laboratório para:




� Assegurar a sobrevivência e isolamento do microrganismo, pois o

laboratório de microbiologia trabalha basicamente em função da viabilidade dos

microrganismos.

� Evitar erros de interpretação nas culturas quantitativas, principalmente

urina e lavado bronco-alveolar.

� Consultar o laboratório para verificar a disponibilidade dos meios de

transporte.

CRITÉRIOS PARA REJEIÇÃO DE AMOSTRAS CLÍNICAS

O recebimento criterioso das amostras clínicas pelo laboratório de

microbiologia garante uma melhor correlação clínico/laboratorial.

O microbiologista ou responsável pela rotina deverá verificar se a

amostra está apropriadamente identificada, se a quantidade de material é

suficiente e observar o aspecto da amostra - purulento, límpido, hemorrágico,

etc.

Principais erros de identificação

� Discrepância entre a identificação da amostra e o pedido médico.

� Falta de identificação da amostra.

� Origem da amostra ou tipo de amostra não identificada.

� Teste a ser realizado não especificado.

Amostras Inadequadas

� Material clínico recebido em solução de fixação (formalina).

� Ponta de cateter de Foley.

� Material conservado inadequadamente com relação à temperatura

(urinas colhidas há mais de 24horas, que ficaram guardadas em geladeira, ou

colhidas há mais de duas horas, sem refrigeração).




� Frascos não estéreis.

� Presença de vazamentos, frascos quebrados ou sem tampa, com

contaminação na superfície externa.

� Swab único com múltiplas requisições de testes microbiológicos.

� Swab seco.

� Amostras com as características acima descritas são inadequadas e

demandam um contato prévio com o médico solicitante para melhores

esclarecimentos.

COLETA DE HEMOCULTURAS

TÉCNICAS DE COLETA

� Lavar as mãos e utilizar luvas de procedimento.

� Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura e fazer

assepsia prévia nas tampas com álcool 70%.

� Garrotear o braço do paciente e selecionar uma veia adequada. Esta

área não deverá mais ser tocada com os dedos.

� Aplicar um anti-séptico, clorexidina alcoólica, com movimentos circulares

e de dentro para fora. Para ação adequada do anti-séptico, deixar secar por um

minuto antes de efetuar a coleta.

� Coletar a quantidade de sangue e o número de amostras recomendados

de acordo com as orientações descritas ou se discriminadas no pedido médico.

� Identificar cada frasco com todas as informações padronizadas e enviar

ao laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.

Observações :

� Não é recomendada a técnica de coleta através de cateteres periféricos

ou centrais, a não ser que esteja em pedido médico.




� Punções arteriais não trazem benefícios na recuperação dos

microrganismos quando comparadas com punções venosas.

� Não se recomenda a troca de agulhas entre a punção de coleta e

distribuição do sangue no frasco de hemocultura.

� Método de coleta do sangue e o volume coletado influenciam

diretamente no sucesso de recuperação de microrganismos e uma

interpretação adequada dos resultados.

� Não é necessário aguardar novo pico febril para realizar coleta de

hemocultura em vigência de febre.

� Um total de duas a três amostras em 24 horas costuma ser suficiente

para descartar bacteremia ou endocardite (coletas acima de quatro amostras

não trouxeram maior índice de recuperação microbiana em diferentes trabalhos

clínicos).

COLETA DE PONTA DE CATETER INTRAVASCULAR

Cateteres intravenosos são importantes fontes de bacteremia e

fungemia, bem como causadores de complicações infecciosas no local da

inserção. Quando existe suspeita de colonização no cateter, a ponta do cateter

deve ser cultivada.

TÉCNICAS DE RETIRADA DA PONTA DE CATETER

Cultura semi-quantitativa (Método de Maki) da ponta de cateter é

importante para determinar a relação entre colonização do cateter e sepsis. O

resultado obtido, entretanto, depende de técnicas de retirada adequadas.

Deve ser salientado que os mesmos cuidados de desinfecção utilizados

na introdução do cateter devem ser adotados no momento da retirada. São

eles:

� Lavar as mãos e utilizar luvas estéreis.




� Fazer uma rigorosa anti-sepsia da pele ao redor do cateter com álcool

70%.

� Remover o cateter e, assepticamente, cortar 5 cm (NÃO MAIS QUE

ISSO) da parte mais distal, ou seja, a que estava mais profundamente

introduzida na pele. Não usar tesouras embebidas em soluções anti-sépticas.

� Colocar o pedaço do cateter num frasco estéril, sem meio de cultura

� Cateteres aceitáveis para cultura semi-quantitativa: Central, Hickman,

arterial, umbilical e Swan-Ganz.

� Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao

laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.

� O material deve ser transportado imediatamente ao laboratório evitando

sua excessiva secagem.

� A presença de um número maior ou igual a 15 colônias de um único tipo

de bactéria sugere que a ponta de cateter pode estar sendo fonte de infecção.

COLETA DE URINA

CRIANÇAS

Assepsia rigorosa prévia dos genitais com água e sabão neutro, e

posterior secagem com gaze estéril. A coleta deve ser feita pela manhã,

preferencialmente da primeira micção do dia, ou então após retenção vesical

de duas a três horas.

TÉCNICA DE COLETA

� O Ideal é jato intermediário (jato médio) espontâneo. Bem indicado em

crianças que urinam sob comando, usado também em lactentes.

� Em lactentes em que não se consegue coletar através do jato médio,

pode-se usar o saco coletor de urina estéril, porém a troca deve ser realizada

de 30 em 30 minutos e, ao trocar o coletor, refazer a assepsia.




� Aspirar a urina de dentro do saco coletor com uma seringa, Após coleta

colocar em frasco estéril e enviar ao laboratório.



� Encaminhar ao laboratório em até 30 minutos.

ADULTOS SEXO FEMININO

A coleta de amostras do sexo feminino deve ser supervisionada

pessoalmente por uma enfermeira ou auxiliar treinada. A coleta deve ser feita

pela manhã, preferencialmente da primeira micção do dia, ou então após

retenção vesical de duas a três horas.

TÉCNICA DE COLETA

� Afastar os grandes lábios com uma das mãos e continuar assim

enquanto fizer a higiene e coleta do material.

� Usar uma gaze embebida em sabão neutro, lavar de frente para trás e

certificar-se que está limpando por entre as dobras da pele, o melhor possível.

� Enxaguar com uma gaze umedecida com água, sempre no sentido de

frente para trás.

� Continuar afastando os grandes lábios para urinar. O primeiro jato de

urina deve ser desprezado no vaso sanitário.

� Colher o jato médio urinário no frasco fornecido pela enfermagem (um

pouco mais da metade do frasco). Evite encher o frasco.

� Fechar bem o frasco e caso haja algum respingo na parte externa do

frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.



� Encaminhar ao laboratório em 30 minutos.




ADULTOS SEXO MASCULINO

A coleta deve ser feita pela manhã, preferencialmente da primeira

micção do dia, ou então após retenção vesical de duas a três horas.

TÉCNICA DE COLETA

� Usar uma gaze embebida em sabão neutro, lavar prepúcio com

movimento circulares e certificar-se que está limpando por entre as dobras da

pele, o melhor possível.

� Enxaguar com uma gaze umedecida com água.

� O primeiro jato de urina deve ser desprezado no vaso sanitário.

� Colher o jato médio urinário no frasco fornecido pela enfermagem (um

pouco mais da metade do frasco). Evite encher o frasco.

� Fechar bem o frasco e caso haja algum respingo na parte externa do

frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.




PACIENTES CATETERIZADOS COM SISTEMA DE DRENAGEM FEC HADA


� Friccionar álcool 70% no dispositivo da sonda vesical de demora próprio

para punção.

� Colher a urina puncionando-se o local indicado na extensão do saco

coletor de urina, aspirando com agulha e seringa. Após coleta colocar em

frasco estéril.

� Não colher a urina da bolsa coletora.

� No pedido laboratorial deverá constar que o paciente está cateterizado.







Observações importantes

Não realizar cultura de ponta de sonda vesical, porque o crescimento

bacteriano representa a flora da uretra distal.

Na suspeita de infecção urinária relacionada à sondagem vesical, com

possibilidade de sacar a mesma, recomenda-se cultura de urina após 48 horas

da retirada da sonda na monitorização de processos infecciosos. Uroculturas

realizadas antes deste período podem fornecer resultados positivos sem que

eles estejam, necessariamente, associados à infecção.

COLETA DE ESCARRO

Existem ocasiões em que o paciente deve participar ativamente da

coleta de material, como no caso do escarro. A melhor coleta é feita sob a

supervisão direta da equipe de enfermagem ou do fisioterapeuta.

Lembrar que este material não é considerado ideal para avaliação

microbiológica do trato respiratório.

TÉCNICAS DE COLETA

� Orientar o paciente da importância da coleta do escarro e não da saliva.

� Colher somente uma amostra por dia, se possível o primeiro escarro da

manhã, antes da ingestão de alimentos.

� Orientar o paciente para escovar os dentes, somente com água (não

utilizar pasta dental) e enxaguar a boca várias vezes, inclusive com gargarejos.

� Respirar fundo várias vezes e tossir profundamente, recolhendo a

amostra em um frasco de boca larga, caso haja algum respingo na parte

externa do frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.




� Encaminhar imediatamente ao laboratório.

� Na suspeita de infecção por micobactérias ou fungos, coletar pelo

menos três amostras, em dias consecutivos (somente uma amostra por dia).

� Em caso de pacientes com dificuldades para escarrar, esta amostra

poderá ser induzida por inalação.

COLETA DE SECREÇÃO OU ASPIRADO TRAQUEAL

A coleta deste material é realizada em pacientes utilizando tubo

endotraqueal e traqueostomizados, através de sonda de aspiração. Os

resultados microbiológicos dessas amostras podem refletir colonização local,

sendo a interpretação clínica extremamente complicada.

TÉCNICAS DE COLETA


� Na sua mão dominante, utilizar luva estéril

� Faça a aspiração da secreção acumulada na traquéia e despreze.

� Conecte o “bronquinho” em uma nova sonda de aspiração e tente obter

aproximadamente 2 ml de secreção, sempre de maneira asséptica.

� Se necessário, utilize solução fisiológica para diluir a secreção muito

espessa, mas utilize a menor quantidade possível.

� Não abra o “bronquinho”. Fechar bem o frasco e caso haja algum

respingo na parte externa do frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.







COLETA DE SECREÇÃO DE FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATO S

O termo “secreção de ferida” não é apropriado como informação da

origem do material coletado. O sítio anatômico específico , bem como as

informações adicionais (material de ferida superficial ou profunda), são

extremamente valiosos para o laboratório, auxiliando na interpretação dos

resultados.


� Proceder à limpeza do sítio a ser coletado com solução fisiológica.

� Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da ferida,

utilizando-se, de preferência, aspirado com seringa e agulha. Quando a punção

com agulha não for possível, aspirar o material somente com seringa tipo

insulina.

� Swabs devem ser evitados. Só devem ser utilizados quando os

procedimentos acima citados não forem possíveis. A escarificação das bordas

após anti-sepsia pode produzir material seroso que é adequado para cultura.

� Identificar a seringa ou frasco com todas as informações padronizadas e

enviar ao laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente

preenchida. Indicar precisamente o local de onde foi colhida a secreção.

� Encaminhar ao laboratório imediatamente .

Observações :

� A descontaminação da superfície das lesões ou abscessos abertos,

antes da coleta do material, é crítica para interpretação do resultado.

� Não coletar o pus emergente. O material das margens da lesão e a parte

mais profunda do sítio escolhido são mais representativos e possuem maior

viabilidade de microrganismos.

� A cultura de lesões secas e crostas não é recomendada, a menos que a

obtenção de exsudato não seja possível.




� A coleta de ferida de queimadura deve ser realizada após extensa

limpeza e debridamento da lesão. Biópsia da pele é a técnica mais

recomendada.

COLETA DE SECREÇÃO OCULAR

� As culturas deverão ser coletadas antes da aplicação de antibióticos,

soluções, colírios ou outros medicamentos.

� Lavar as mãos e usar luvas de procedimento.

� Desprezar a secreção purulenta superficial e, com swab colher o

material da parte interna da pálpebra inferior.

� Identificar corretamente a amostra e enviar imediatamente ao

laboratório, evitando a excessiva secagem do material.

COLETA DE FEZES

Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os

patógenos estão usualmente presentes em maior número e, preferencialmente,

antes da antibioticoterapia.

� Lavar as mãos, usar luvas de procedimento.

� Coletar as fezes e colocar em um frasco estéril em quantidade

equivalente a uma colher de sobremesa. Preferir sempre as porções mucosas

e sanguinolentas.




SWAB RETAL

� Usar swab de algodão, certificando-se de que a ponta da haste que

suporta o algodão está bem revestida.




� Lavar as mãos, usar luvas de procedimento.

� Inserir o swab no esfíncter retal, fazendo movimentos rotatórios (sem

contaminar com fezes).




REFERÊNCIAS

� APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Manual de Microbiologia Clínica Aplicada ao

Controle de Infecção Hospitalar. São Paulo, APECIH, 2004.

� Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Manual de

Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica para o Controle de

Infecção em Serviços de Saúde. Módulo III: Procedimentos Laboratoriais:

da Requisição do Exame à Análise Microbiológica, Brasília, 2004.

� Murray, P.R., Baron, E.J., Pfaller, M.A., Tenover, F.C. and Yolken, R.H.

Manual of Clinical Microbiology, 8th ed., American Society for Microbiology,

Washington, D.C. 2003.




5. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DA CORRENTE SANGUÍNEA

RELACIONADA A CATETERES

Os cateteres intravasculares são dispositivos de grande importância no

cenário da assistência à saúde.

As vantagens proporcionadas pela utilização dos cateteres somam-se as

complicações que podem advir de seu uso, entre elas, realçamos as infecções

de sítio de inserção, as infecções de corrente sanguínea, as tromboflebites

sépticas, endocardites e outras infecções metastáticas (osteomielite, abscesso

cerebral, endoftalmite, etc.).

A incidência das complicações varia consideravelmente conforme o tipo

de cateter, a frequência de manipulação, o tempo de permanência e os fatores

relacionados ao paciente.

Para minimizar os riscos de infecções para os pacientes e diminuir o custo

associado com as complicações, uma série de recomendações baseadas em

evidências foram elaboradas.

DEFINIÇÕES

• Cateter venoso central: podem ser de curta permanência, como os

utilizados em unidades de terapia intensiva (mono lúmen, duplo lúmen, Swan-

Ganz ou de hemodiálise) ou de longa permanência, utilizados em pacientes

com terapia EV prolongada ou na infusão de quimioterápicos. Estes podem ser

semi-implantáveis ou totalmente implantáveis, apresenta menor risco de

infecção quando comparados aos de curta permanência.

• Cateter periférico: são os mais comumente usados (“escalpe” e o

“butterfly”). São inseridos em sítio venoso por punção direta, diferentemente

das flebotomias, que são realizadas por dissecção venosa, em algumas




ocasiões podem ser projetados até localização central e apresentam maiores

riscos de infecção.

Os cateteres periféricos também podem ser inseridos em artérias, com a

finalidade de monitorização de pressão arterial média.

• Cateter central de inserção periférica (PICC): inseridos

perifericamente por profissional habilitado, apresentam baixo risco de infecção,

são de localização central e podem ser mantidos por longos períodos de

tempo.

• Sinais de infecção do sítio de inserção de cateter: eritema maior que

2 cm de diâmetro, calor e secreção purulenta no sítio de inserção do cateter na

pele.

• Colonização do cateter venoso central: crescimento de

microrganismos na luz ou superfície externa do cateter sem causar infecção no

paciente.

• Infecção da corrente sanguínea relacionada a catete r: diagnostico realizado

pelo isolamento de um mesmo agente no cateter (>15ufc) e na hemocultura,

depois de excluída infecção em outros sítios (pulmão, urina, etc.).

PATOGÊNESE DA INFECÇÃO DA CORRENTE SANGUÍNEA

RELACIONADA A CATETERES

A migração de organismos da pele para o sítio de inserção do cateter,

com subseqüente colonização da ponta do cateter é a rota mais comum de

infecção para os cateteres de curta duração inseridos perifericamente.




A contaminação da conexão do cateter, geralmente através dos

profissionais da assistência, levando à colonização interna do cateter por

migração de microrganismos é outra forma comum de colonização e ICSRC.

Outras formas descritas de patogênese, menos comuns, são soluções

contaminadas que são infundidas inadvertidamente pelo cateter, disseminação

hematogênica de bactérias por focos distantes e contaminação do cateter

antes da sua inserção, durante procedimento de re-esterilização ou até de

fabricação.

Os mecanismos de contaminação podem ser potencializados na sua

propriedade de gerar infecção quando se consideram os fatores de risco

inerentes aos cateteres venosos centrais, peculiaridades de certo

microrganismos e a doença de base do paciente, como exemplos podemos

citar:

• Tempo de cateterização;

• Técnica de manipulação do sistema;

• Tipo de material do qual o cateter é feito: cateteres de polivinil e

polietileno são mais suscetíveis à aderência de microrganismos que os de

teflon, poliuretano ou silicone;

• Capacidade de aderência de certos microrganismos, como S. aureus e

S. coagulase negativo, que também têm a capacidade de produzir biofilme

(barreira protetora contra fagocitose do organismo);

• Presença de múltiplos lumens;

• Gravidade da doença de base;

• Local de inserção do cateter.

RECOMENDAÇÕES




A - Escolha do local

• Punção venosa periférica: dar preferência aos membros superiores

evitando os locais de dobras cutâneas;

• Punção venosa central: ordem de preferência (veia subclávia > veia

jugular > veia femoral).

B - Anti-sepsia:

Cateter periférico:

• Lavar as mãos, usar luvas de procedimento;

• Fazer anti-sepsia da pele do paciente com álcool 70%.

Cateter venoso central:

• Fazer anti-sepsia rigorosa das mãos com solução anti-séptica

degermante (PVP-I 10% ou clorexidina degermante 2%) antes da inserção

do cateter central;

• Realizar anti-sepsia da pele do paciente, (após limpeza com água e

sabão ou solução degermante), com clorexidina alcoólica 0,5%

preferencialmente, também pode ser usado álcool 70% ou PVPI alcoólico

ou tópico 10% na ausência dos anteriores;

• Utilizar barreira máxima estéril, ou seja, luvas estéreis, máscara, gorro,

avental e campos estéreis para passagem de acesso venoso central,

cateter umbilical, cateter central de inserção periférica e flebotomias;

• Utilizar um check list para garantir a aderência do profissional às

medidas de prevenção de infecção;

• Padronizar um kit com todos os equipamentos e materiais necessários

para a passagem adequada do dispositivo.




C - Manipulação dos cateteres venosos centrais:

• Não se recomenda a coleta de sangue para exames laboratoriais

através do cateter;

• Não desobstruir o cateter (aspirar coágulo);

• Proteger o cateter durante o banho para não molhar;

• Lavar as mãos antes e após a inserção e manipulação dos cateteres;

• Desinfetar hubs e conectores com álcool 70% antes da manipulação;

• Nos cateteres semi-implantáveis, após a infusão de medicamentos ou

sangue, o cateter deve ser lavado com soro fisiológico, pode-se usar

heparina na luz do cateter durante o intervalo entre o seu uso (até por três

semanas);

• Para cateteres implantáveis evitar a infusão ou extração de sangue

(dano ao equipamento), utilizar luvas estéreis e realizar anti-sepsia da pele

com clorexidina alcoólica a 0,5% antes de inserir a agulha no dispositivo,

trocar a agulha (agulha de Huber) a cada 2dias e para agulhas especiais

(semelhantes ao escalpe) a cada 7dias;

• Avaliar diariamente a necessidade de manutenção do cateter.

D - Curativos no sítio de inserção:

▪ Para cateteres não-tunelizados, trocar adesivos transparentes a cada

sete dias e curativos com gaze a cada 24 horas e sempre que o curativo

estiver molhado ou houver sujidade em ambos os casos;

▪ Após a limpeza da pele, proceder à desinfecção com álcool 70% ou

clorexidina alcoólica à 0,5% a cada troca de curativo;




▪ O uso de pomada com antimicrobianos pode danificar o material do

cateter e induzir resistência antibiótica, sendo por isso contra-indicada;

▪ Para cateteres de longa permanência semi-implantáveis o curativo deve

ser diário até a cicatrização da pele. Após a cicatrização do túnel não é

necessário fazer curativo;

▪ Para cateteres de longa permanência totalmente implantáveis o curativo

não precisa ser feito enquanto o cateter não está sendo usado e após a

infusão do medicamento o cateter deve ser lavado com soro fisiológico

antes da retirada da agulha.

E - Troca de cateter:

a. Cateteres venosos periféricos: taxas de flebites para cateteres venosos

periféricos são semelhantes para cateteres inseridos por 72h, assim,

recomendamos a troca rotineira a cada 72h.

b. Cateter venoso central (CVC), cateter venoso cen tral de inserção

periférica (PICC) e cateter de hemodiálise: não há necessidade de realizar

trocas periódicas. Pode-se manter o cateter por tempo indeterminado e trocá-lo

apenas na presença de déficit de função.

F - Cuidados com os líquidos e sistemas de infusão (equipo, bureta,

extensor e torneirinha):

• Usar técnica asséptica no preparo de soluções, administrar

imediatamente após o preparo ou refrigerar se recomendado pelo

fabricante;

• Anti-sepsia com álcool 70% ao abrir frascos de soro e de

medicamentos;




• Observar: turvação, fendas e perfurações, vedação e perda de

vácuo, data de validade;

• Manter o sistema de infusão sempre fechado;

• Administrar medicações em local próprio (injetor lateral, torneirinhas,

extensões) com anti-sepsia prévia das conexões com álcool 70%;

• Trocar equipos simples, buretas, extensões, torneirinhas e outros

dispositivos a cada 72 horas quando em infusão contínua;

• Trocar equipos simples sempre que ocorrer refluxo de sangue e no

caso de infusões intermitentes a cada infusão (não reutilizar o equipo

desconectado);

• Troca equipos utilizados para infusão de NPT, sangue e

hemoderivados a cada infusão ou máximo em 24h se em infusão continua.

COLETA DE CULTURAS

• Sempre que houver suspeita de infecção relacionada a cateter de

natureza sistêmica (não restrita ao local), colher imediatamente após a

retirada do cateter dois frascos de hemocultura de veia periférica, de locais

diferentes e encaminhar a ponta do cateter (extremidade distal do cateter)

para cultura (maior do que 5 cm).

• Não há indicação para cultura da ponta do cateter venoso central na

rotina, exceto se houver evidências de infecção.

REFERÊNCIAS

• Jonas Marschall, MD; Leonard A. Mermel, DO, ScM; David Classen et

all. Strategies to Prevent Central Line-Associated Bloodstream Infections in




Acute Care Hospitals. Infection Control and Hospital Epidemiology October

2008, Vol. 29, Supplement 1.

• CDC. Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-Related

Infections MMWR 2002 ; 51 (Nº RR10)

• Veenstra DL, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan SD. Efficacy of

antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheter-

related bloodstream infection: a meta-analysis. JAMA 1999; 281:261-7.

• Mermel LA. Prevention of intravascular catheter-related infections. Ann

Intern Med 2000;132:391-402.

• Veenstra DL, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan SD. Efficacy of

antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheter-

related bloodstream infection: a meta-analysis. JAMA 1999; 281:261--7.




6. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DO TRATO URINÁRIO RELACION ADA À

ASSISTÊNCIA À SAÚDE

Conceitualmente, infecção do trato urinário relacionada a cateter/sonda

vesical ocorre em pacientes que estão com cateter vesical locado ou cujo

dispositivo foi retirado nas últimas 48 horas. A infecção do trato urinário (ITU)

refere-se à bacteriúria em pacientes com sintomas urinários sem outros focos

atribuíveis.

Bacteriúria sintomática associada a cateterismo vesical é a infecção

relacionada à assistência à saúde mais comum do mundo, compreendendo

mais de 40% de todas as infecções adquiridas em instituições.

Cerca de 70% a 88% dos casos de ITU ocorrem em pacientes

submetidos a cateterismo vesical e 5% a 10% em pacientes após cistoscopias

ou procedimentos cirúrgicos com manipulação do trato urinário.

A simples introdução da sonda vesical causa, em 6,5% dos pacientes,

bacteremias transitórias. A ITU pode levar a infecção da corrente sanguínea

nosocomial e, associar-se com maior morbidade, mortalidade e aumento dos

custos.

Por sua significância e conseqüências, devem ser adotadas medidas

preventivas para a ITU. A infecção urinária relacionada a cateterismo vesical é

a mais previsível das infecções relacionadas a procedimentos invasivos.


Epidemiologia e Fisiopatogenia

O risco de aquisição de ITU depende do método e da duração da

cateterização, da qualidade do cuidado ao cateter e da susceptibilidade do




paciente. A adoção do sistema de drenagem fechado permitiu melhores

resultados, mas o risco ainda é considerável.

A duração do cateterismo é fator relevante para ocorrência de ITU. A

incidência de bacteriúria por dia de cateterização é de 3% a 10%, chegando a

50% até o 15° dia e quase 100% em 30 dias. Entre pacientes com bacteriúria,

20% a 30% desenvolverão sintomas de ITU, o que corresponde de 2% a 6,6%

de todos aqueles submetidos a cateterismo. Estima-se que 1% a 4% dos

pacientes com bacteriúria podem desenvolver bacteremia clinicamente

significante, com uma taxa de mortalidade de 10% a 30%.

Vários fatores de risco independentes são conhecidos para ITU

associada a cateteres urinários, dentre eles: cateterização prolongada;

colonização microbiana do saco coletor; diabetes melito; ausência de

antibióticos via sistêmica; sexo feminino; indicação inapropriada da sonda

diferente de drenagem durante cirurgias ou monitoração do fluxo urinário;

creatinina sérica elevada (> 2 mg/dl), desnutrição, outros focos de infecção, uso

de stent ureteral, contaminação na inserção e erros na manipulação do cateter.

A maioria dos germes causadores de ITU origina-se da flora do trato

gastrointestinal, embora a flora vaginal, da pele e a fonte externa por

manipulação do sistema pelo profissional de saúde tenham importância.

O microrganismo alcança as vias urinárias por duas vias:

� Via extraluminal: é a mais freqüente; precocemente na inserção do

cateter podem-se deslocar germes da flora da uretra distal para proximal

e a seguir para a bexiga estéril ou tardiamente pela ascensão do

organismo entre a superfície externa do cateter e a mucosa uretral.

� Via intraluminal: por refluxo até o lúmen do cateter após

contaminação do saco coletor ou por violação do sistema fechado de

drenagem.




Além disso pode ocorrer adesão microbiana no dispositivo com

formação do biofilme que além de proteger os germes do fluxo urinário pode

reduzir a penetração do antibiótico.

MEDIDAS DE CONTROLE

a. Indicações do cateterismo urinário

Só deve ser utilizado quando houver indicação absoluta do seu uso:

• Pacientes que requerem controle acurado do débito urinário;

• Pacientes com retenção urinária aguda, ou obstrução ao fluxo;

• No perioperatório de determinados procedimentos cirúrgicos

(cirurgias urológicas ou em estruturas contíguas ao trato genitourinário,

procedimentos de longa duração);

• Previsão de uso de grande quantidade de fluidos endovenosos ou de

diuréticos durante cirurgias;

• Pacientes incontinentes e com escaras sacrais e/ou perineais;

• Pacientes que necessitam de imobilização prolongada.

A sonda vesical não deve ser utilizada em casos de incontinência isolada,

pós operatórios prolongados em que não constem indicações precisas e nem

como forma de obtenção de amostras de urina em pacientes com diurese

espontânea. Para alguns pacientes, outros métodos de drenagem vesical

devem ser considerados: cateterização suprapúbica, cateterização intermitente

ou uso de coletores externos (condons).

b. Cuidados na inserção dos cateteres urinários




• Somente pessoal treinado na técnica correta de inserção asséptica

da sonda vesical deverá fazê-la;

• O treinamento do pessoal e a revisão da técnica correta empregada

na utilização dos cateteres urinários deverão ser feitos periodicamente;

• O cateter deverá ter o menor calibre que possibilite um bom fluxo;

• Lavagem das mãos com água e sabão deverá ser realizada

imediatamente antes e após sondagem ou manipulação de quaisquer

componentes do conjunto cateter/coletor urinário;

• Realizar higienização da região perineal com água e sabão usando

luva de procedimento. A seguir realizar degermação das mãos com

PVPI ou Clorexidina;

• Luvas estéreis, gazes, esponjas e solução aquosa de PVPI deverão

ser utilizadas na anti-sepsia periuretral (do meato para periferia), e um

lubrificante estéril (vaselina ou pasta de lidocaína) na inserção da

mesma; Aceita-se técnica limpa para a cateterização intermitente em

pacientes crônicos;

• Deve-se fixar o cateter apropriadamente após a inserção.

c. Cuidados na manutenção dos cateteres urinários

• O sistema utilizado no cateterismo urinário de pacientes com sondas

vesicais de demora deverá ser fechado ao meio ambiente, estéril e

manter um fluxo urinário;

• O cateter urinário deverá sempre ser mantido acima do solo e o saco

de drenagem abaixo do nível da bexiga;

• O coletor deve ser esvaziado regularmente em recipiente próprio e

individual sem contato direto com este, através de dispositivo de




drenagem, seguindo o roteiro: lavagem de mãos - luva de procedimento

- esvaziar individualmente o saco coletor - lavar o frasco - tirar luvas -

lavagem de mãos;

• Devem ser substituídos: quando ocorrer a violação do sistema e

contaminação do mesmo; na presença de grande quantidade de

resíduos; presença de incrustações na ponta do cateter; mau

funcionamento do cateter; obstrução do sistema;

• Desconexões não poderão ocorrer, e, caso seja necessário à

realização de irrigação, deverá ser utilizada preferencialmente cateteres

de três vias;

• Meato uretral deverá ser mantido limpo, com água e sabão, sem

cuidados adicionais. O uso de anti-sépticos ou antimicrobianos locais

não provou ser eficaz na prevenção de ITU.

Não há dados suficientes disponíveis que suportem o uso de cateteres

impregnados com antibióticos como forma de prevenção de ITU em

pacientes sondados.

d. Irrigação

•••• Irrigação deverá ser evitada a menos que uma obstrução seja

antecipadamente esperada como em cirurgias urológicas que cursam

frequentemente com sangramento;

•••• Devem-se utilizar preferencialmente sondas de três vias e técnicas

assépticas no manuseio da conexão cateter - coletor ou da via de

irrigação;

•••• Uma seringa com grande volume de solução estéril deverá ser

utilizada na desobstrução e depois descartada;




•••• Se o cateter urinário ficar continuamente obstruído, necessitando de

contínuas irrigações, proceder à troca ou retirada.

e. Coleta de urina

• Pequenos volumes deverão ser coletados com agulha e seringa

estéril nos dispositivos próprios, após desinfecção com álcool 70% dos

mesmos;

• Quando necessários grandes volumes urinários poderão ser

coletados do saco coletor pelo dispositivo de drenagem.

f. Outras medidas

�� Os cateteres urinários não devem ser trocados com periodicidade

previamente estabelecidos;

�� A separação espacial dos pacientes com e sem cateter, não foi

comprovada eficaz na prevenção de ITU;

�� Monitoração rotineira com exames bacteriológicos em tempos

regulares não é recomendável, pois aumentam os custos do sistema de

saúde sem benefício para o paciente. A observação clínica, no entanto,

deve ser rigorosa.

REFERÊNCIAS

• Gould CV, et al, Healthcare Infection Control Practices Advisory

Committee (HICPAC): Guideline for Prevention of Catheter-Associated

Urinary Tract Infections 2009. Infect Control Hosp Epidemiol. 2010; 30: 319-

326




• Hooton TM, et al. Diagnosis, Prevention and Treatment of Catheter-

Associated Urinary Tract Infections in Adults. Clin. Infect Dis 2010; 50:625-

663.

• Stamm WE, Martin SM, Bennett JV. Epidemiology of nosocomial

infections due to gram-negative bacilli: Aspects relevant to development and

use of vaccines. J Infect Dis 1997; 136S:S151-S160.

• Sullivan NM, et al. Clinical aspects of bacteremia after manipulation of

the genitourinary tract. J Infect Dis 1973; 127:49-55.

• Maki DG, et al. Engeneering out the risk for infection with urinary

catheter. Emerging Infectious Diseases 2001; 7(2):342-47.




7. PREVENÇÃO DA PNEUMONIA RELACIONADA À ASSISTÊNCIA À SAÚDE

A pneumonia associada/relacionada à assistência à saúde (PAAS),

antigamente conhecida como pneumonia nosocomial ou hospitalar, é

complicação frequente em pacientes hospitalizados, principalmente naqueles

que permanecem em unidade de terapia intensiva (UTI). Sua prevalência

estimada varia entre 10 a 65%, sendo que os pacientes sob suporte ventilatório

invasivo apresentam um risco maior entre 6 a 20 vezes.

Uma das formas de PAAS é a pneumonia associada a ventilação

mecânica (PAV). Esta é a mais comum e fatal infecção relacionada à

assistência à saúde das UTIs. Sua incidência está entre 9 e 27% dos pacientes

intubados, e é associada a mortalidade em 30 a 50% dos casos, dobrando os

riscos de óbito comparados com pacientes sem PAV.

A PAAS aumenta o tempo de hospitalização, gerando maior morbidade,

mortalidade e custos, sendo importante, portanto, entender os fatores de risco

determinantes para tal patologia e aplicar estratégias para sua prevenção.

A proposta deste capítulo é apresentar as novas recomendações sobre

prevenção das pneumonias bacterianas associadas à assistência à saúde

(PAAS).

MEDIDAS DE CONTROLE

Prevenção da pneumonia bacteriana associada à assis tência à saúde

• Educação e vigilância

A educação do profissional de saúde sobre epidemiologia e medidas de

controle de infecções bacterianas configura importante medida preventiva.

Para se realizar a vigilância e coleta de dados, principalmente nas

unidades com maior risco de desenvolvimento das PAAS (por exemplo,




unidades de terapia intensiva), faz-se necessário o conhecimento dos critérios

diagnósticos para identificação da patologia, incluindo os microrganismos

responsáveis pela infecção e dados de susceptibilidade antimicrobiana,

fornecidos pelo National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS/CDC).

Na ausência de objetivos epidemiológicos, clínicos ou de controle de

infecções, não se recomenda culturas de vigilância de rotina nos equipamentos

de suporte ventilatório, testes de função pulmonar ou em dispositivos da

anestesia.

Prevenção de transmissão de microrganismos

Esterilização ou Desinfecção e manutenção dos equipamentos

Recomenda-se a realização de desinfecção ou esterilização de

equipamentos do suporte ventilatório, como a esterilização em autoclave ou

desinfecção de alto nível para artigos semi-críticos (artigos que entram em

contato com pele não íntegra ou mucosa íntegra) não sensíveis ao calor.

Preferencialmente, usar água estéril para enxágue de artigos semi-críticos

após desinfecção. Entretanto, quando for indisponível a água estéril, podem ser

utilizados água filtrada ou água proveniente da torneira, realizando um rinse

com álcool 70% e secagem com ar comprimido. Se o hospital utilizar filtros

higroscópicos, a troca pode ser feita somente quando apresentar problemas

em seu funcionamento ou sujidade visível, porém, na ausência desse sistema,

recomenda-se a troca a cada 7 dias.

Ventiladores

Não é recomendado realização de esterilização ou desinfecção da parte

interna dos ventiladores..




Circuitos respiratórios

Recomenda-se a troca do circuito quando apresentar problemas em seu

funcionamento ou sujidade visível nos casos em que se utiliza filtro

higroscópico, caso contrário, a troca deverá ser feita a cada 7 dias. Quanto ao

uso de fluídos nos umidificadores, recomenda-se água estéril. O manuseio dos

umidificadores de oxigênio deve seguir as orientações do fabricante.

Nebulizador de pequeno volume e tendas de oxigênio

Recomenda-se a limpeza e desinfecção durante o tratamento no mesmo

paciente, com a realização de rinse com água estéril e secagem com sistema

de ar após a desinfecção entre cada utilização. Quando se tratar de outro

paciente, realizar desinfecção de alto nível para prevenir transmissão de

microrganismos. O uso de água estéril para a nebulização e dispensação do

fluído de forma asséptica são medidas preventivas.

O uso preferencial de sistema de dose unitária para a medicação

administrada via aerossol evita o excesso de manipulação do fármaco e diminui

a contaminação.

No uso de tendas de oxigênio entre pacientes diferentes, requer

esterilização ou desinfecção de alto nível. Quando se trata do mesmo paciente,

pode-se realizar a limpeza com água e sabão neutro.

Outros dispositivos de suporte respiratório

Recomenda-se a esterilização ou desinfecção de alto nível do ambu,

respirômetros e sensores térmicos de ventiladores, quando usados em

pacientes diferentes.

Equipamentos de anestesia




Assim como no caso dos ventiladores em unidades de terapia intensiva,

a porção interna dos equipamentos de suporte respiratório invasivo da

anestesia não deve ser esterilizada.

Entre pacientes diferentes, realizar a limpeza, desinfecção de alto nível

ou esterilização dos equipamentos reutilizáveis na assistência durante a

anestesia (por exemplo, máscara facial), de acordo com as recomendações do

fabricante do produto. Não se estabeleceu a freqüência da limpeza e

desinfecção de válvulas unidirecionais e da “cal sodada”.

Equipamentos para teste de função pulmonar

Quanto à parte interna dos equipamentos, recomenda-se não esterilizar

ou não realizar desinfecção de alto nível. Quanto ao bocal e filtro do

espirômetro, recomenda-se a troca destes dispositivos entre pacientes.

Prevenção da transmissão bacteriana entre indivíduo s

Precauções padrão

Recomenda-se a realização da higiene das mãos antes e após contato

com o paciente, antes e após uso de luvas para manipular membrana mucosa

e secreção respiratória.

Quanto ao paciente com traqueostomia: realizar os procedimentos sob

condições assépticas, assim como a troca do tubo de traqueostomia por um

material submetido à esterilização ou desinfecção de alto nível. Quanto à

realização de traqueostomia precoce ou tardia, as evidências demonstram não

haver diferença significativa quanto à incidência de PAV.

Nas situações em que se faz necessário à aspiração de secreções

respiratórias, não se tem recomendação quanto ao uso preferencial de sistema

de aspiração fechado ou aberto. Se o sistema de aspiração for aberto,




recomenda-se o uso de material estéril. A aspiração deve ser realizada quando

necessário, não sendo preconizados horários pré-estabelecidos. O líquido

utilizado para a remoção das secreções deve ser estéril e o frasco de colheita

do aspirador deve ser trocado entre pacientes distintos.

Modificando fatores de risco do hospedeiro

Vacinas

No sentido de melhorar a resposta do hospedeiro ao agente infeccioso,

temos o uso de vacinas, como por exemplo, a 23-valente contra pneumonia por

pneumococo. Tal vacina é indicada para maiores de 65 anos e, entre 5 – 64

anos para pacientes com patologia crônica cardiovascular (exceto asma),

diabéticos, alcoolistas, portadores de doença hepática crônica, portadores de

fístulas liquóricas, casos de asplenia anatômica, imunossuprimidos HIV

positivos com mais de 5 anos de idade, portadores de doenças mielo e

linfoproliferativas, insuficiência renal crônica, síndrome nefrótica, neoplasias,

receptores de transplante de medula óssea, de órgãos sólidos, uso de

corticosteróides por longo tempo, indivíduos de casa de apoio.

Quanto a vacina 7-valente, é indicada para crianças com menos de 2

anos e, entre 2 e 5 anos para aqueles com hemoglobinopatias, asplenia

funcional ou anatômica, portadoras de doenças crônicas cárdio-pulmonares

(exceto asma), crianças com infecção pelo HIV, diabéticas, portadores de

fístulas liquóricas, insuficiência renal crônica, síndrome nefrótica,

imunossuprimidas com quimioterapia, corticosteróides ou transplantadas.

Prevenção de aspiração

O uso preferencial de ventilação não invasiva (exceto nas contra-

indicações), reduzindo a necessidade de intubação e permanência, além de




reintubação desnecessária compreende uma das medidas de prevenção.

Quando necessário, o uso preferencial de intubação orotraqueal ao invés de

nasotraqueal.

Recomenda-se a realização de aspiração de secreções acima do cuff

antes de esvaziá-lo por qualquer motivo, manutenção do decúbito entre 30 e

45 º e a verificação rotineira da localização da sonda enteral, no intuito de

evitar o refluxo da dieta e desvios de secreções para vias aéreas. Deve-se

ainda evitar desvio inadvertido de líquidos do circuito para o tubo, ou de volta

para o umidificador.

Outra medida importante na prevenção de aspiração constitui-se em

evitar sedação profunda e constante, assim como o uso de drogas que

deprimem o reflexo da tosse, recomendando-se períodos diários de interrupção

da mesma, o que constitui o despertar diário.

O surgimento de evidências no uso de clorexidina a 0,12% para higiene

oral em pacientes submetidos a cirurgias cardíacas, assim como a limpeza da

orofaringe com ou sem agente anti-séptico em pacientes de UTI e casas de

apoio (com alto risco para desenvolvimento de pneumonia) constituem medidas

preventivas quanto à colonização de orofaringe.

E, finalizando a prevenção de aspiração, permanece assunto não

resolvido a questão do uso preferencial de antagonista H2, sucralfato e outros

antiácidos na profilaxia anti-estresse de sangramento gastrointestinallém disso,

tanto a descontaminação seletiva do trato gastrointestinal e acidificação

gástrica são assuntos não resolvidos quanto a prevenção.

Prevenção pós operatória

A realização de medidas como deambulação precoce e exercícios com

respirômetro durante o pós-operatório apresentam benefícios nos pacientes de




alto risco: cirurgias de correção de aneurisma abdominal aórtico, cirurgias

torácicas ou de emergência, todas as cirurgias com uso de anestesia geral,

maiores de 60 anos, pacientes dependentes, emagrecimento maior que 10%,

alcoolistas, pacientes com DPOC, ex-tabagista há menos de 1 ano, pacientes

que receberam mais do que 4 unidades de hemoderivados, elevado nível de

uréia (>22mg/dl) ou reduzido nível (<8mg/dl), déficit neurológico residual

(seqüela).

Outros procedimentos profiláticos

Outra medida preventiva constitui-se em manter níveis glicêmicos

adequados. Níveis de glicose entre 80 e 110 mg/dl, diminui a infecção

adquirida no hospital por via hematogênica, reduz a duração da VM, reduz a

permanência na UTI, reduzindo a morbidade e mortalidade em pacientes

cirúrgicos.

Não se recomenda a profilaxia antimicrobiana sistêmica, assim como o

uso de terapia de rotatividade de antimicrobianos como medida preventiva.

A tabela abaixo sintetiza as principais recomendações das diretrizes

atuais do CDC, diferenciadas entre categorias de impacto de evidência: IA

(forte recomendação sustentada por estudos epidemiológicos, clínicos ou

experimentais bem desenhados) e IB (forte recomendação baseada em alguns

estudos epidemiológicos ou clínicos e fortes teorias).

Categoria IA Categoria IB

Educação de profissionais e

envolvimento multidisciplinar no

controle de infecções

Quando realizar intubação, preferir a

via orotraqueal a nasotraqueal




Estimular anti-sepsia das mãos com

água e sabão e precauções padrão

Verificar rotineiramente as sondas

enterais

Não usar antimicrobianos com

objetivo de prevenir pneumonias

No pós-operatório, realizar

deambulação precoce e utilizar

espirômetros para pacientes de alto

risco

Seguir o tempo de troca

recomendado para os circuitos

respiratórios

Descartar condensados líquidos do

circuito respiratório para não refluir

no paciente, com uso de luvas

Usar fluido estéril para

nebulizadores de pequeno volume

Trocar cânulas de traqueostomia

com técnica asséptica

Equipamentos semi-críticos devem

ser submetidos à esterilização ou

desinfecção de alto nível, de acordo

com as características do material

Não esterilizar ou desinfetar o

maquinário interno de equipamentos

de anestesia

Uso de vacina 23-valente para

prevenção de pneumonias nos

grupos de alto risco

Usar água estéril para limpeza de

artigos semi-críticos após

esterilização. Se impossível, usar

água filtrada ou de torneira e

enxaguar com álcool 70% com

secagem posterior

Quando uso de nebulizadores de

pequeno volume no mesmo

paciente, proceder a limpeza com

água estéril, desinfecção e secagem




REFERÊNCIAS

• Eggimann P, Hugonnet S, Sax H, et al. Ventilator-associated pneumonia:

caveats for benchmarking. Intensive Care Med. 2003; 29:2086-89.

• Van Nieuwenhoven CA, Buskens E, Begmans DC, et al. Oral

decontamination is cost-saving in the prevention of ventilator-associated

pneumonia in intensive care units. Critical Care Med. 2004, 32 (1): 126 –

130.

• Diretrizes brasileiras para tratamento das pneumonias adquiridas no hospital

e das associadas à ventilação mecanica. J Bras Pneumol. 2007;33(Supl

1):S 1-S 30.

• Guidelines for the Manegement of Adults with Hospital-acquired, ventilator-

associated, and Healthcare-associated Pneumonia. American Thoracic

Society documents, By The ATS Board of directors, december 2004 and

The IDSA Guideline Committee, october 2004. Am Resp Crit Care Med,

2005; 171: 388-416.




8. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DO SÍTIO CIRÚRGICO

Segundo dados do National Nosocomial Infections Surveillance System

(NNIS/CDC – Atlanta) no período entre 1986 e 1996, foram notificadas 15.523

infecções de sítio cirúrgico entre 593.344 cirurgias, sendo a principal causa de

infecção hospitalar entre pacientes cirúrgicos (38%). Estudos americanos

demonstraram que a infecção de sítio cirúrgico resulta em aumento da

permanência hospitalar em 7,3 – 10 dias com um custo adicional por evento

entre U$ 2.000 – 3.152.

O termo infecção de ferida operatória foi substituído por infecção de

sítio cirúrgico (ISC) porque nem toda infecção relacionada à manipulação

cirúrgica ocorre na ferida propriamente dita, mas também nos órgãos e

espaços abordados:

CONCEITOS

Conhecendo a sua importância no cenário das infecções relacionadas à

assistência à saúde, faz-se necessário estabelecer definições para a realização

de adequada vigilância. Na tabela abaixo, são apresentados os critérios




diagnósticos de acordo com o guideline do CDC de 1999 sobre infecção de

sítio cirúrgico.

Tabela 1. Critérios diagnósticos para Infecção do sítio cirúrgico segundo CDC,

1999

A - Infecção incisional superficial – ocorre nos primeiros 30 dias após o

procedimento e envolve epiderme, derme ou tecido celular subcutâneo e, pelo

menos, 1 dos seguintes achados :

1. Drenagem purulenta, com ou sem confirmação microbiológica, da

incisão superficial;

2. Organismos isolados na cultura de fluidos ou tecidos coletados de forma

asséptica da incisão;

3. Pelo menos 1 dos sinais ou sintomas : dor, calor, rubor, edema e a

incisão é aberta pelo cirurgião de propósito, a menos que a incisão tenha

cultura negativa;

4. Diagnóstico de infecção pelo cirurgião ou médico assistente

Não reportar como infecção de sítio cirúrgico sutura de abscessos, infecção em

episiotomia ou circuncisão em neonato, infecção em queimaduras, infecção

que se estenda para fáscia ou tecido muscular.

B - Infecção incisional profunda – ocorre nos primeiros 30 dias de pós-

operatório se não existir implante no local, caso contrário, 1 ano após cirurgia,

envolvendo fáscia e tecido muscular, com pelo menos 1 dos seguintes achados

:

1. Drenagem purulenta, mas não do componente órgão ou espaço




específico;

2. Deiscência de sutura ou abertura de ferida cirúrgica pelo cirurgião

quando existe pelo menos 1 dos sintomas : febre (>38º C), dor, a menos

que a cultura do local seja negativa;

3. Abscessos no exame direto, intra-operatório ou observados por métodos

radiológicos;


Observação: notificar infecções que envolvam desde a epiderme até tecido

muscular como infecções incisionais profundas. Notificar infecções de órgão ou

espaço específico que drenam através da incisão como infecção incisional

profunda.

C - Infecção órgão e espaço específico - ocorre nos primeiros 30 dias de

pós-operatório se não existir implante no local, caso contrário, 1 ano após

cirurgia, envolvendo qualquer órgão ou espaço anatômico que foi aberto ou

manipulado durante o ato cirúrgico e pelo menos 1 dos seguintes achados :

1. Drenagem purulenta do dreno locado no órgão ou espaço específico;

2. Organismos isolados em culturas de fluidos ou tecidos obtidos de forma

asséptica no órgão ou espaço específico;

3. Abscesso ou outra evidência de infecção observada no exame direto,

histopatológico, ou radiologia do órgão ou espaço específico;


AGENTES ETIOLÓGICOS

Quanto à etiologia, segundo dados do NNISS entre 1990 e 1996 que

notificou 17.671 casos de infecções de sítio cirúrgico, Staphylococcus aureus

foi o agente mais prevalente, seguido dos seguintes agentes: Staphylococcus




coagulase negativo, Enterococcus spp., Escherichia coli, Pseudomonas

aeruginosa, Enterobacter spp., Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae,

Candida albicans e Bacterioides fragilis.

As principais fontes são: a microbiota do próprio paciente (pele e

abertura dos tratos colonizados com o maior número de bactérias), a equipe

cirúrgica, os materiais e equipamentos e o ambiente. Focos infecciosos à

distância e procedimentos invasivos colonizados também atuam como

reservatório de microrganismos. Líquidos e matérias contaminadas também

podem estar envolvidos, principalmente em situações onde há quebra de

procedimentos de esterilização.

FATORES DE RISCO PARA INFECÇÃO DE SÍTIO CIRÚRGICO

Os fatores de risco para aquisição de infecção de sítio cirúrgico podem

ser divididos em:

a) Fatores relacionados ao microrganismo: inóculo bacteriano, presença de

cápsula, capacidade de produzir enzimas, fatores de aderência ao

tecido.

b) Fatores relacionados ao paciente: extremos de idade, doenças

preexistentes, obesidade, desnutrição, neoplasia, uso de esteróides,

tabagismo, infecções a distância do sítio operatório, estado de portador

nasal de S. aureus.

c) Fatores relacionados ao procedimento cirúrgico: tempo de internação pré-

operatório, retirada de pelos realizada num período superior a 2 horas antes

do ato cirúrgico, técnica cirúrgica (hemostasia, prevenção de hipotermia,

remoção de tecidos desvitalizados etc), presença de drenos, instrumentais

cirúrgicos (processamento incorreto, contaminação do instrumental),




duração da cirurgia, perfuração de luvas, paramentação cirúrgica, equipe

cirúrgica, higiene de mãos, ambiente

Tabela 2. Classificação do tipo de cirurgia segundo seu potencial de

contaminação

Cirurgia Características

Limpa Eletivas, fechadas, sem drenos, sem abordagem de

vísceras ocas e sem sinal inflamatório.

Potencialmente

Contaminada

Abordagem de trato genito-urinário, trato respiratório,

trato genito urinário e orofaringe.

Contaminada Abertas, com inflamação, mas não exsudação

purulenta, trauma recente.

Infectada

Exsudação purulenta, tecidos desvitalizados, corpos

estranhos, contaminação fecal, trauma com atraso

de tratamento

MEDIDAS DE CONTROLE

Pré-operatório

a. Preparo do paciente

• Realizar exames pré-operatórios ambulatorialmente, agendar

cirurgias de forma organizada e internar o paciente o menor tempo

possível antes da operação.

• Identificar e tratar infecções comunitárias antes do procedimento

cirúrgico.




• Se a tricotomia for realmente necessária, limitá-la à área a ser

operada e realizá-la imediatamente antes da cirurgia, de

preferencialmente com aparelho elétrico ou creme depilatório e no

centro cirúrgico.

• Controlar a glicemia em todos os pacientes.

• Encorajar a suspensão do tabagismo ou pelo menos a suspensão

por no mínimo 30 dias antes da cirurgia eletiva.

• Realizar banho pré-operatório no período de até 6h que

antecedem a cirurgia, devendo ser feito com água e sabão ou

clorexidina degermante a 2%. O uso de anti-sépticos deve ser

reservado para cirurgias de grande porte, implante de próteses ou

situações específicas como surtos.

• Limpar a região da incisão cirúrgica com solução degermante

antes de realizar a preparação anti-séptica da pele, para remover a

contaminação grosseira.

• Usar agente anti-séptico apropriado como soluções alcoólicas de

PVP-I ou clorexidina, sem misturar esses dois anti-sépticos.

• Realizar a anti-sepsia do campo operatório em sentido centrífugo,

circular e grande o suficiente para abranger possíveis extensões da

incisão, novas incisões ou instalações de drenos.

• Realizar a proteção do campo operatório com campos de tecido

estéreis. Filmes porosos de poliuretano não reduzem risco de

infecção e não dispensam a anti-sepsia da pele.




• Não é necessário alterar/suspender o uso contínuo de corticóides

antes de cirurgias eletivas.

• Não há recomendação para melhorar o estado nutricional do

paciente apenas para prevenir a infecção do sítio cirúrgico.

• Colonização nasal por S. aureus foi identificada como fonte de

ISC. No entanto, não é recomendado o uso da mupirocina tópica

nasal no pré-operatório para prevenir infecção, uma vez que o

desenvolvimento de resistência é rápido. Utilizar somente em

situações de surto.

b. Preparação das mãos e antebraços da equipe cirúrgica

• Manter unhas curtas e não usar unhas artificiais.

• Não usar jóias nas mãos ou braços.

• Limpar abaixo das unhas antes de iniciar a escovação.

• Realizar escovação de mãos e antebraços por pelo menos 3-5

minutos, utilizando anti-séptico (soluções degermantes de PVP-I ou

clorexidina). Não usar “luva química” ou solventes como álcool e éter

após a anti-sepsia, tanto por fricção como imersão em bacia, uma

vez que há perda de eficácia do anti-séptico com este procedimento.

• Após a escovação manter os braços em flexão com as mãos para

cima, para que a água escorra dos dedos e mãos para os cotovelos.

Enxugar com compressas estéreis e vestir aventais e luvas estéreis.




• As soluções devem ser utilizadas em dispensadores fixos ou em

escovas-esponja já embebidas. O lavabo utilizado deverá ter torneira

com fechamento sem auxílio das mãos e secagem das mãos deve

ser realizada por meio de compressas estéreis.

c. Manuseio de pessoal contaminado ou infectado

• Educar e encorajar pessoal da equipe cirúrgica que apresente

sinais ou sintomas de doenças infecciosas transmissíveis em se

reportar ao supervisor imediato e ao pessoal de saúde ocupacional

para restrições ou afastamento.

• Afastar do trabalho e colher culturas apropriadas do pessoal que

participa da cirurgia e que apresente lesões cutâneas.

• Não é recomendado excluir do trabalho o pessoal da equipe

cirúrgica que esteja colonizado por S. aureus ou Streptococcus do

grupo A, a não ser quando relacionadas a surtos por estes

microrganismos.

Intra-operatório

a. Ambiente da sala cirúrgica

• A sala operatória deverá estar limpa, com as portas sempre fechadas

(exceto para a passagem de equipamentos, pessoal ou paciente) e a

circulação deverá ser evitada o máximo possível.

• O uso de ar condicionado de parede ou ventiladores não são

apropriados. Utilizar sistema de ar condicionado central, mantendo




ventilação com pressão positiva em relação ao corredor, com mínimo de

15 trocas de ar por hora, filtrando-o através de filtros apropriados.

Introduzir o ar pelo teto e retirá-lo perto do chão.

• Não utilizar raios ultravioletas com o objetivo de prevenir infecção de

sítio cirúrgico.

• Limitar o número de pessoas na sala cirúrgica.

b. Limpeza e desinfecção de superfícies

• Utilizar um desinfetante aprovado pelo Ministério da Saúde e pelo

hospital antes da próxima cirurgia, quando houver contaminação visível

por sangue ou fluídos corpóreos em superfícies ou equipamentos,.

• Não realizar limpeza especial ou fechamento de sala cirúrgica após a

realização de cirurgias contaminadas ou infectadas.

• Não é necessário o estabelecimento de salas exclusivas para cirurgias

contaminadas ou limitação de horários para realização destas, uma vez

que as infecções têm origem principalmente endógena.

• Não utilizar tapetes porosos na entrada de salas cirúrgicas.

c. Coleta microbiológica

• Não realizar culturas de rotina do ambiente cirúrgico.

• Não realizar culturas intra ou pós-operatórias de pacientes, visando

avaliar se houve contaminação da ferida.

d. Esterilização do instrumental cirúrgico




• Esterilizar todo o material cirúrgico de acordo com as normas

vigentes da instituição. Em caso de suspeita ou evidência de o material

não estar estéril, cabe ao cirurgião e demais profissionais envolvidos

rejeitar o material, notificar e enviá-lo para análise.

• Realizar esterilização rápida (flash) apenas para itens que serão

utilizados de maneira imediata (ex. reesterelizar um instrumento que foi

inadvertidamente contaminado). Não realizar esterilizações rápidas por

razões de mera conveniência, como uma alternativa para a falta de

materiais de reserva ou para economizar tempo. Não deve ser utilizada

para esterilização de implantes ou próteses.

e. Roupas e vestimentas cirúrgicas

• Usar máscara que cubra por total a boca e o nariz quando da entrada

na sala cirúrgica, se a cirurgia estiver por começar, em andamento ou se

houver material cirúrgico exposto, assim como gorros que cubram por

completo cabelos da cabeça e face.

• Usar gorros que cubram o cabelo por completo.

• Não há recomendações para se utilizar propés com o intuito de

prevenir infecções, pois são apenas proteção para os calçados dos

profissionais quanto ao sangue e secreções.

• Proceder a escovação das mãos e antebraços com anti-séptico,

seca-las com compressas estéreis, vestir o avental estéril e calçar as

luvas estéreis a seguir.

• Utilizar aventais e vestimentas cirúrgicas que sejam barreiras efetivas

caso sejam molhados ou contaminados.




• Trocar vestimentas que se apresentarem visivelmente sujas por

sangue ou material potencialmente contaminante.

• Não há recomendações de como ou onde lavar roupas utilizadas no

centro cirúrgico, em restringir a utilização de vestimentas exclusivas ao

centro cirúrgico ou cobrir as roupas cirúrgicas quando fora do centro

cirúrgico. Na maioria das instituições, a restrição de uso de roupas tem

como intuito a limitação de circulação de pessoas e o estabelecimento

de disciplinas de trabalho.

f. Assepsia e técnica cirúrgica

• Utilizar técnicas assépticas quando da colocação de cateteres

intravasculares, espinhais ou epidurais ou quando da administração de

drogas intravenosas.

• Seguir as recomendações para profilaxia antimicrobiana em cirurgias.

• Abrir equipamentos ou soluções estéreis imediatamente antes do

uso.

• Manusear tecidos delicadamente, realizar hemostasia eficiente,

minimizar a desvitalização dos tecidos e erradicar espaços mortos no

sítio cirúrgico.

• Utilizar fechamento primário retardado ou deixar a incisão aberta se

considerar que sítio cirúrgico está grosseiramente contaminado.

• Utilizar drenos fechados a vácuo, colocando o dreno por uma incisão

separada e distante da incisão cirúrgica. Retire o dreno o mais

precocemente possível.

Pós-operatório




• Proteger a ferida com curativo estéril por 24-48 horas de pós-

operatório.

• Lavar as mãos antes e depois da troca de curativo e de qualquer

contato com o sítio cirúrgico.

• Quando necessário, trocar o curativo e fazê-lo de maneira asséptica.

• Educar e orientar os pacientes e familiares quanto aos cuidados com

a incisão cirúrgica e os sinais e sintomas de infecção.

• Não há recomendação específica quanto a manter o curativo oclusivo

por mais de 48h, nem do tempo para banhar/molhar a ferida sem o

curativo.

• Não há consenso quanto ao tipo de curativo a ser empregado,

podendo ser utilizado curativo simples com gaze.

REFERÊNCIAS

▪ APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção de sítio cirúrgico. São

Paulo, APECIH, 2001

▪ Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML, et al. Guideline for prevention

of surgical site infection. Infection Control and Hospital Epidemiology.

1999; 20(4): 247 – 278.

▪ Kluytmans J. Surgical Infections Including Burns. . In: Wenzel RP. ed.

Prevention and Control of Nosocomial Infections. 3th Ed. Baltimore:

Williams & Wilkins; 1997. P 841-87.




9. PROFILAXIA ANTIMICROBIANA EM CIRURGIA

HOSPITAL SÃO PAULO – UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO PA ULO

O emprego profilático de antibióticos restringe-se ao uso de um agente

antimicrobiano na ausência de um processo infeccioso estabelecido.

“Prophylaxis”, palavra de origem grega, designa exatamente o sentido da

profilaxia, ou seja, a ação desenvolvida para prevenir a doença. Atualmente

prefere-se utilizar o termo “profilaxia antimicrobiana peri-operatória”, para

definir o uso de antimicrobianos com a finalidade de evitar ou prevenir o

desenvolvimento da infecção do sítio cirúrgico (ISC) após o ato operatório.

A ISC estabelece-se após a instalação e crescimento bacteriano na

região manipulada. Estes microrganismos podem ser provenientes da pele

submetida à incisão, de infecção local prévia, de infecção distante que atinge o

sítio cirúrgico através da corrente sangüínea e também podendo ser

proveniente do meio ambiente, através de fômites, do ar ou das mãos dos

profissionais que manipulam o paciente (decorrente de falhas técnicas).

Portanto, o desenvolvimento da infecção estará relacionado ao grau de

contaminação e aos mecanismos de defesa local e sistêmicos do hospedeiro

(Tabela 1). O antibiótico profilático tem sua ação neste momento, ao bloquear o

crescimento de microorganismos contaminantes durante o procedimento

cirúrgico.




Tabela 1 – Fatores de risco para o desenvolvimento de infecção do sítio

cirúrgico

Relacionados ao

Paciente

Relacionados ao

período pré-operatório

Relacionados ao

período intra-operatório

▪ Extremos da

idade Desnutrição

▪ Obesidade

▪ Diabetes mellitus

Hipoxemia

▪ Infecção

concomitante

▪ Uso de

corticosteróide ou

imunossupressore

s

▪ Radioterapia local

▪ Cirurgia recente

▪ Permanência pré-

operatória hospitalar

prolongada

▪ Tricotomia inadequada

▪ Uso prévio de

antimicrobianos

▪ Contaminação intra-

operatória

▪ Cirurgia prolongada

▪ Uso abusivo do

eletrocautério

▪ Presença de hematomas

não drenados ou de

tecidos desvitalizados

▪ Presença de corpos

estranhos

▪ Uso de próteses

▪ Hipotermia

▪ Aplicação de

vasoconstritores locais

▪ Hematócrito elevado

▪ Hipotensão arterial

▪ Transfusão sangüínea




PRINCIPAIS CONCEITOS

a. INÍCIO DA PROFILAXIA

Para maior eficácia da profilaxia antimicrobiana são necessários níveis

séricos inibitórios da droga durante o período de maior risco de instalação de

bactérias no sítio cirúrgico. Para alcançar este objetivo o início da profilaxia

deve ocorrer momentos antes do início do procedimento, preferencialmente no

período de indução anestésica, mantendo níveis séricos adequados até 4

horas após o fechamento da incisão.

Para ser considerada adequada, a profilaxia antimicrobiana deve resultar

em níveis inibitórios no local da incisão antes que esta seja realizada e tais

níveis devem ser mantidos durante todo o procedimento. Para isto os agentes

antimicrobianos devem ser administrados entre 30 e 60 minutos antes da

incisão da pele. Em geral opta-se pela via parenteral. Desta forma, o

antimicrobiano profilático atingirá concentrações adequadas, tanto na pele e

tecido celular subcutâneo, quanto nos coágulos e hematomas formados

durante o ato cirúrgico, impedindo a replicação da população bacteriana, que

invariavelmente contamina o campo operatório.

Existem duas exceções a este principio fundamental, já que se considera

a dose pré-operatória a mais importante para a profilaxia da ISC. Nas

cesarianas, onde a dose inicial deve ser postergada até o pinçamento do

cordão umbilical, para evitar interferência do antimicrobiano na evolução de

eventual processo infeccioso no recém-nascido, retardando seu diagnóstico e

nas cirurgias colo-retais, onde a antibiótico profilaxia inicia-se com a

descontaminação seletiva do colon.

Este procedimento pode ser facilmente executado pelo anestesista,

administrando o antimicrobiano após a venoclise, antes ou após a indução




anestésica, o que garante a aplicação do antimicrobiano antes do cirurgião

iniciar a incisão da pele.

b. Repetição intra-operatória

Um parâmetro importante é a concentração tecidual do antimicrobiano, que

diminui mais rapidamente que no soro, devido a diversos fatores, tais como as

diversas alterações hemodinâmicas locais no sítio operatório. Diversas

referências registram redução da taxa de eficácia da profilaxia antimicrobiana

em procedimentos prolongados, indicando que doses suplementares devam

ser administradas a intervalos de uma ou duas vezes a meia-vida da droga, de

forma a obter níveis adequados durante toda a cirurgia. No caso da cefalotina,

a meia vida do antibiótico varia entre 40 minutos e uma hora, sendo necessário

administrar a dose suplementar no máximo a cada duas horas de cirurgia.

Quando se utiliza a cefazolina, a meia vida deste antibiótico é de 1,8 horas,

sendo a suplementação necessária somente após 3 ou 4 horas de cirurgia,

tempo este, superior à maioria dos procedimentos cirúrgicos mais comuns.

Este é um dos principais motivos para a preferência que se tem dado a esta

última cefalosporina como antibiótico profilático. Outra indicação de dose

suplementar no intra-operatório é sangramento superior a um litro ou 20mL por

kg de peso em crianças.

c. Duração da profilaxia

A duração ideal da profilaxia antimicrobiana peri-operatória ainda não está

completamente estabelecida. Diversos trabalhos indicam que a profilaxia é

eficaz com uma única dose administrada corretamente no período pré-

operatório. É provável que não se obtenha nenhum benefício adicional com a




administração de doses suplementares além das primeiras 24 horas de pós-

operatório.

O prolongamento da profilaxia deve ser desencorajado. A administração

prolongada de antimicrobianos acentua os efeitos colaterais dos

antimicrobianos, aumenta a pressão seletiva exercida sobre as bactérias,

favorece a eclosão de bactérias multirresistentes e acrescenta custo financeiro

à internação.

d. Indicações da profilaxia

A profilaxia antimicrobiana não está indicada em todos os procedimentos

cirúrgicos. Ela se restringe às cirurgias potencialmente contaminadas

(procedimentos de urgência ou não, cuja incisão ocorra através da mucosa

orofaringeana, gastrintestinal, genito-urinária, biliar ou traqueal) ou

contaminadas (procedimentos envolvendo tecidos inflamados ou com

contaminação importante como no trato gastrintestinal, biliar ou urinário), bem

como a algumas cirurgias limpas, como neurocirurgias, cirurgias cardíaca ou

cirurgias que envolvam a colocação de próteses. Já nas cirurgias infectadas

(apendicectomia por apendicite em fase gangrenosa, por exemplo), não estão

indicados antibióticos para profilaxia e sim para tratamento.

CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES

Aproximadamente 50% de todos os pacientes internados recebem

algum tipo de antimicrobiano e destes, metade correspondem a profilaxia

cirúrgica. Para sua melhor adequação é necessário conhecer o que é

recomendado na literatura para cada procedimento cirúrgico e alguns princípios

são importantes:




▪ Conhecimento do espectro de ação do antimicrobiano e ao mesmo

tempo, sua adequação aos patógenos de maior probabilidade de

estarem relacionados à ISC.

▪ A profilaxia antimicrobiana deve exercer a menor pressão seletiva

possível para o surgimento de cepas resistentes hospitalares. Desta

forma, sempre opta-se por antimicrobianos de menor espectro, evitando

o uso daqueles importantes para o tratamento de patógenos

hospitalares, como por exemplo, vancomicina e cefalosporinas de

terceira geração.

▪ Apresentar baixa toxicidade.

▪ Dar preferência à via parenteral.

▪ A escolha da droga também deve ser baseada no menor custo.

▪ A dose administrada deve ser alta, independente da função renal.

É importante diferenciar tratamento de profilaxia. Nos casos onde haja

claramente a presença de infecção, como por exemplo, peritonite, drenagem

de abscesso, institui-se tratamento e não profilaxia, sendo imprescindível tanto

a descrição cirúrgica como a cultura de materiais colhidos no ato cirúrgico para

se determinar a presença de infecção e adequar a terapêutica antimicrobiana.

Deve-se ficar alerta para a sensação de segurança que traz a profilaxia. Aqui

cabe lembrar que todas as infecções diagnosticadas previamente ao ato

cirúrgico devem ser tratadas, para que então, realizem-se os procedimentos

cirúrgicos eletivos, no intuito de diminuir o risco de ISC, como por exemplo,

investigar bacteriúria assintomática antes de se manipular o trato urinário.

Cefalosporinas de terceira geração não devem ser usadas

rotineiramente na profilaxia devido ao seu custo elevado, pouca atividade

contra estafilococos e sua capacidade de induzir resistência em bactérias Gram

negativas.




A vancomicina é utilizada como antimicrobiano profilático nos casos de

alergia às cefalosporinas e nos serviços onde a incidência de ISC por

estafilocos resistentes à oxacilina seja relevante. Deve ser ressaltado que o

uso indiscriminado desta droga correlaciona-se com o aparecimento de

enterococos resistentes.







Tabela 2. Antimicrobianos de escolha para a profila xia cirúrgica

(Opções adotadas no Hospital São Paulo)

Cirurgia Fatores de risco Antibiótico Dose Administração

Freqüência

intra-

operatório/

pós-

operatório

Duração

CARDIOTORÁCICA

Cardiotorácica

Com implante de

prótese

Cefazolina*

1g*

Na indução da anestesia (30min

EV) 4h/8h 48h

ou

Cefuroxima 1.5g

Sem implante de

prótese

Cefazolina

1g Na indução da anestesia (30min

EV) 4h/8h 24-48h ou

Cefuroxima 1.5g

PULMONAR

Ressecçao

pulmonar

Cefazolina* 1g Na indução da anestesia (30min

EV) 4h/8h 24-48h

GASTROINTESTINAL

Gastroduodenal

Procedimentos

envolvendo entrada no lúmen

do trato gastrointestinal.

Cefazolina* 1g

Na indução da

anestesia (30min)

4h

_______

Vagotomia

Cefazolina* 1g Na indução

da 4h _______




altamente seletiva, fundoplicatura de Nissen e cirurgia

de Whipple

anestesia (30min)

Trato Biliar

Procedimento

aberto

Cefazolina* 1g

Na indução da

anestesia (30min)

4h

_______

Cirurgia

laparoscópica

Não indicado

_______

_______ _______

_______

Apendicectomia Não complicada

Gentamicin

a

1,5mg/k

g

Na indução da

anestesia (30min)

4h/8h

24h

+

Metronidazol

500mg 6h/8h

Colecistectomia

Sem fatores

Não

indicado

_______

_______ _______

_______

Com fatores de

risco (idoso, obesidade

mórbida, DM descompensado,

colescistite recente)

Cefazolina* 1g

Na indução da

anestesia (30min EV)

4h Intra-

operatório

Hemiorrafia

Sem fatores Não

indicado ______

_ _______

_______

_______

Com fatores de risco (obesidade

mórbida, DM descompensado, uso crônico de

corticóides e tela)

Cefazolina* 1g

Na indução da


4h Intra-

operatório

Pancreática

Sem fatores Cefazolina 1g

Na indução da

4h ______




anestesia

Hepática

Geralmente neoplasia

Metronidaz

ol 500mg

Na indução

(30min EV); 6h/8h

24-48h +

Gentamicina

1,5mg/kg

Na indução (30-60min

EV) 4h/8h

Esôfago Contaminação de

cavidade

Metronidaz

ol

500mg

Na indução (30min EV);

6h/8h

24-48h + Gentamicin

a 1,5mg/k

g Na indução

e a (30-60min EV)

4h/8h

Colorretal

Eletivas

Neomicina

oral

1g

Às 10h (junto com a solução

preparativa), 13h, 14h e 23h do

dia anterior à cirurgia.

_______

______ + Eritromicina 1g

oral

Eletivas/Emergência

Metronidaz

ol 500mg

Na indução

(30min EV);

6h/8h

24-48h +

Gentamicin

a

1,5mg/kg

Na indução

(30-60min EV)

4h/8h

ORTOPÉDICA

Fratura exposta

tipo I Sem fatores Cefazolina* 1g

Na indução da anestesia

(30min EV) 4h/8h 48 -72h




Fratura exposta

tipos II e III Sem fatores

Cefazolina* 1g Ambas na indução da

anestesia (30-60min EV);

4h/8h

1 a 5 dias

(suspender se PCR estiver

normal)

+

Gentamicina 1,5mg/kg

Artroplastia Sem fatores Cefazolina* 1g Na indução da


4h/8h 48h

Revisão de artroplastia

Sem fatores

Vancomicina 1g Na indução da anestesia

(60min EV) 8h/12h

Até resultado de cultura;

colher biópsia p/ cult e anat

patol. e avaliar necessidade de ampliar tempo de

antimicrobiano.

+

Cefepime 1g Na indução da anestesia

(30min EV) 6h/12h

Eletiva Sem fatores Cefazolina* 1g

Na indução da anestesia e a

cada 8h; (30min EV)

4h/8h 24-48h

NEUROCIRURGIA

Craniotomia eletiva

Sem fatores Cefuroxima 1.5g Na indução da


4h/8h 24h

Colocação de derivação

Sem fatores

Cefazolina* 1g

Na indução da anestesia e a cada

8h (30min EV). 4h/8h 48h ou

Cefuroxima 1.5g

Cirurgia transesfenoidal

Sem fatores

Cefazolina* 1g Na indução da

anestesia e a cada 8h (30min EV).

4h/8h 48h ou

Cefuroxima 1.5g

Cirurgia da coluna com

prótese Sem fatores


anestesia (30min EV).

4h/8h 48h ou

Cefuroxima 1.5g




UROLÓGICA

Prostatectomia radical,

ressecção de tumores vesicais,

nefrectomia



4h/8h 24h

Prostatectomia transvesical, RTU próstata e cirurgia de cálculo renal percutânea

Sem fatores de risco



4h/8h 24h

Com fatores de risco

Ciprofloxacina 400mg Na indução da anestesia (1h

EV) 8h/12h 24h

Cistectomia radical com

reconstrução

Metronidazol 500mg

Na indução (30min EV);

6h/8h 24h +

Gentamicina 1,5mg/kg Na indução (30-

60min EV)

Prótese peniana e

cirurgias de adrenal



4h/8h ______

Biópsia transrretal Ciprofloxacina 400mg

Dose única (1h EV) 8h/12h _______

GINECOLÓGICA E OBSTÉTRICA

Mastectomia Sem fatores Cefazolina* 1g Na indução da

anestesia (30min EV) 4h/8h 24h




Histerectomia vaginal ou abdominal

Contaminação de cavidade


anestesia (30min EV) 4h/8h 24h

Cesárea

De urgência, trabalho de parto

prolongado ou ruptura prematura

da membrana.

Cefazolina* 1g Após clampeamento

do cordão; (30min EV) 4h

Dose única

CABEÇA E PESCOÇO

Rinoplastia Sem fatores Cefazolina* 1g Dose única (30min

EV) 4h ______

Com abertura da cavidade

bucofaríngea

Contaminação de cavidade

Cefazolina* 1g Ambas na indução

da anestesia (30min EV);

4h/8h 24-48h +

Clindamicina 600mg

PLÁSTICA

Plástica

Limpas Cefazolina* 1g Dose única (30min

EV) 4h ______

Potencialmente contaminadas



4h/8h 24h

VASCULAR

Vascular

Com implante de prótese ou operação de

aorta abdominal.



4h/8h 24-48h

Amputação de extremidades.

Clindamicina

600mg

Na indução da


4h/8h 24-48h

+




Gentamicina 1,5mg/kg - Na indução da anestesia (30-

60min)

REFERÊNCIAS

▪ APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção de sítio cirúrgico. São

Paulo, APECIH, 2001.

▪ ASHP therapeutic guidelines on antimicrobial prophylaxis in surgery.

Am J Health-Syst Pharm 1999; 56: 1839-88.

▪ Bratzer DW et al. Antimicrobial prophylaxis for surgery: an advisory

statement from the national surgical infection prevention project. Clin

Infect Dis 2004, 38:1706-15.

▪ Classen DC, Evans S, Pestotnik SL, Horn S, Menlove RL, Burke JP:

The timing of prophylatic administration of antibiotics and the risk of

surgical-wound infection. N Engl J Med 1992; 326: 282-6.

▪ Dellinger EP, Gross PA, Barrett T, Krause Peter, Martone W,

McGowan JE, Sweet RL. Wenzel RP: Quality standard for antimicrobial

prophylaxis in surgical procedures. Infectious Diseases Society of

America. Infect Control Hosp Epidemiol 1994; 15: 182-88.

▪ Wong ES. Surgical site infections. In: Mayhall G ed. Hospital

epidemiology and infect control. 3rd Ed. Philadelphia, Lippincott Williams

& Wilkins 2004. P. 287-310.




10 . RACIONALIZAÇÃO DO USO DE ANTIMICROBIANOS

As bactérias e outros microrganismos causadores de doenças, como os

fungos, vírus e parasitas, possuem notável habilidade para desenvolver

mutações e adquirir genes provenientes de outros germes e desta forma,

desenvolverem resistência aos antimicrobianos. Como conseqüência há o

aumento da morbidade, mortalidade e elevação dos custos do tratamento. Os

indivíduos infectados com bactérias resistentes permanecem, em geral, no

hospital por tempo mais prolongado e tem pior prognóstico.

O surgimento de novos antimicrobianos, sobretudo nas últimas três

décadas, aliado ao avanço nos cuidados médicos-hospitalares proporcionou

um aumento considerável no consumo de antimicrobianos no ambiente

hospitalar, especialmente em unidades de terapia intensiva e onco-

hematologia. Este fato foi responsável por elevar a sobrevida destes pacientes,

mas por outro lado proporcionou o desenvolvimento de altos níveis de

resistência bacteriana aos antimicrobianos disponíveis.

Atualmente o conceito de uso racional de antimicrobianos tem sido

encarado como uma estratégia de controle para a disseminação da resistência

antimicrobiana. Há, sem dúvida, uma expectativa que o uso racional destas

drogas possa reduzir as altas taxas de resistência antimicrobiana e a morbi-

mortalidade associada às infecções causadas por estes microrganismos.


Resistência antimicrobiana

A resistência antimicrobiana emergiu como um dos principais problemas

de saúde pública na última década. Apesar do desenvolvimento e introdução

de novos antibióticos, a resistência tem apresentado um crescimento




constante. Cerca de 70% dos patógenos isolados em hospitais dos Estados

Unidos são resistentes a pelo menos um antimicrobiano.

Os dados dos Centers for Disease Control and Prevention tem

confirmado o aumento da resistência aos antimicrobianos de amplo espectro

mais comumente utilizados (incluindo a vancomicina, cefalosporinas de terceira

geração, carbapenens e quinolonas) entre os bacilos Gram negativos

(Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa) e os cocos Gram positivos

(enterococos resistentes a vancomicina, ERV, e Staphylococcus aureus

resistentes a oxacilina, ORSA). O aumento da resistência antimicrobiana é

marcante nas UTIs e as infecções hospitalares (IHs) relacionadas a

microrganismos resistentes tem aumentado dramaticamente nestes setores

nos últimos anos. Por exemplo, comparando o ano de 1999 a um período

anterior de cinco anos (1994 a 98), o isolamento de P.aeruginosa resistentes a

fluorquinolonas elevou-se em 49% em UTIs, em 48% para E.coli resistentes as

cefalosporinas de 3a geração, em 40% para ORSA, em 30% para ERV e em

20% para P.aeruginosa resistentes aos carbapenens.

Vários fatores contribuem para o aumento da resistência antimicrobiana

no ambiente hospitalar (tabela 1). Alguns estão relacionados ao paciente, tais

como o aumento da população de doentes com maior gravidade e

imunodeprimidos. O desenvolvimento de procedimentos invasivos tem

resultado em novos sítios e tipos de IHs. Outros fatores incluem o aumento da

pressão de seleção exercida pelo uso de antimicrobianos e a baixa aderência

dos profissionais de saúde à medida que visam o controle das IHs. Se por um

lado há poucas estratégias para alterar os fatores relacionados ao paciente, há

evidências que a melhora na prática de prescrição de antimicrobianos e das

medidas de prevenção de IHs pode reduzir a resistência antimicrobiana.




Tabela 1. Fatores envolvidos no aumento da resistência antimicrobiana

▪ Pacientes mais gravemente enfermos

▪ Aumento da população de imunodeprimitidos

▪ Novos procedimentos invasivos

▪ Patógenos emergentes

▪ Uso abusivo de antimicrobianos

▪ Aumento do uso de antimicrobianos

▪ Programa de controle de infecção hospitalar ineficaz

Conceito de uso racional de antimicrobianos

A Organização Mundial de Saúde (OMS) desenvolveu uma estratégia

global para conter a resistência antimicrobiana e estabeleceu a seguinte

definição para adequação do uso de antimicrobianos: “é aquele que maximiza

os efeitos terapêuticos clínicos, enquanto minimiza tanto a toxicidade

relacionada aos medicamentos quanto o desenvolvimento de resistência

antimicrobiana”. Na prática, isto significa prescrever um antimicrobiano que

seja benéfico para o paciente, dirigido ao patógeno, em dose e com tempo de

duração do tratamento adequado, principalmente no ambiente hospitalar.

De forma geral o uso adequado de antimicrobianos deve seguir os

mesmos princípios utilizados para todos os medicamentos (sobretudo eficácia,

aliada a menor toxicidade). Deve ser ressaltado, que diferentemente de outros

medicamentos, a terapia antimicrobiana, embora seja uma escolha

individualizada, pode ter como resultado a pressão seletiva exercida por estes

agentes e afetar a saúde de toda a sociedade.

No Brasil o Ministério da Saúde obrigou as Comissões de Controle de

Infecção Hospitalar a contemplar um programa de racionalização do uso de

antimicrobianos em todos os hospitais.




Intervenções para promover o uso racional de antimicrobianos

De forma geral, considera-se que aproximadamente metade dos

pacientes hospitalizados utiliza, em algum momento de sua internação, pelo

menos um antimicrobiano parenteral. Por outro lado, infelizmente, metade

destas prescrições são inadequadas quanto à via de administração, dose e até

mesmo na indicação do antibiótico.

O médico muitas vezes deseja prescrever o antimicrobiano

corretamente, mas não se recorda das recomendações que devem ser

empregadas naquela situação. Portanto, ao realizar a escolha de um

antimicrobiano o médico idealmente deveria possuir um bom conhecimento

sobre as infecções mais comuns e as drogas mais adequadas para cada uma

delas. As intervenções devem ter o objetivo de maximizar a eficiência destas

decisões (tabela 2).

Tabela 2. Principais intervenções para promover o u so racional de

antimicrobianos

Medidas educativas

Medidas restritivas

• Restrição do formulário terapêutico

• Justificativas por escrito

• Alertas e suspensão pelo computador

• Sistemas computadorizados de suporte decisional

• Guias terapêuticos

• Rodízio de antimicrobianos




No Hospital São Paulo o Serviço de Racionalização do Uso de

Antimicrobianos utiliza as medidas educativas aliadas às medidas restritivas

(restrição do formulário terapêutico, justificativa por escrito, suspensão e

liberação pelo computador).

Os programas educacionais podem basicamente ter duas formas: a

interação direta, através da discussão sobre o antimicrobiano prescrito pelo

médico assistente do paciente ou um programa educacional mais formal. Na

prática, a maioria dos serviços de racionalização de antimicrobianos associam

estas técnicas. Os programas educacionais formais incluem as conferências

para o corpo clínico, elaboração de cursos, apostilas com recomendações para

a melhora na prescrição destas drogas.

Para simplificar a prescrição de antimicrobianos, muitos hospitais

utilizam um formulário restrito que limita as opções, geralmente contendo um

ou dois representantes de cada classe de antibiótico.

A restrição do uso de antimicrobianos tem sido considerado efetivo em

reduzir custos e o excesso da prescrição de antimicrobianos de amplo

espectro. Em um grande estudo que avaliou a autorização prévia para algumas

drogas houve redução de 32% no uso de antimicrobianos por via parenteral,

acompanhado por aumento da susceptibilidade dos microrganismos aos beta-

lactâmicos e quinolonas.

A escolha do antimicrobiano deve ser dirigida quando o microrganismo

responsável pela infecção é conhecido. Quando este é desconhecido, ele deve

ser presumido com certa segurança, sendo esta situação conhecida como

terapia empírica. Nesta última situação muitas vezes são utilizados

antimicrobianos de largo espectro. Idealmente a escolha do antimicrobiano

deve ser orientada por padronizações de conduta, também conhecida como




guias terapêuticos (guidelines). Estes devem ser baseados em dados de

vigilância da resistência antimicrobiana local.

O Serviço de Racionalização do Uso de Antimicrobian os do HSP

O Serviço de Racionalização do uso de antimicrobianos do Hospital São

Paulo foi criado em janeiro de 1989 e está ligado à Comissão de Epidemiologia

Hospitalar. Este setor avalia as solicitações para os antimicrobianos

denominados de uso restrito (tab. 3).

Tabela 3. Antimicrobianos de uso restrito

Cefuroxima

Cefoxitina

Ceftazidima

Cefotaxima

Cefepima

Imipenem

Meropenem

Tigeciclina

Vancomicina

Teicoplanina

Linezolida

Polimixina

Ampicilina-sulbactam

Piperacilina-tazobactam

Ciprofloxacina endovenosa

Levofloxacina

Fluconazol endovenoso

Aciclovir endovenoso

Os infectologistas que participam deste serviço pertencem à Disciplina

de Doenças Infecciosas e Parasitárias e as sugestões para alterar as condutas

feitas pelo grupo de médicos deste serviço fazem parte de protocolos definidos

em conjunto com a Disciplina. Atualmente este programa conta com três

médicos contratados especificamente para a avaliação dos antimicrobianos

classificados como restritos. A equipe de infectologistas também informa aos

médicos os resultados de hemoculturas, isto é, o exame bacteriológico das

hemoculturas positivas (Gram) e posteriormente o resultado final com a




identificação completa e seu respectivo antibiograma. Nestas duas ocasiões, o

caso é discutido com o médico do paciente e são sugeridas ou não alterações

na terapêutica antimicrobiana.

As fichas de solicitação de antimicrobianos são encaminhadas ao

serviço pela farmácia para a avaliação da adequação do antimicrobiano

prescrito quanto à dose, duração, via de administração e indicação clínica,

como demonstra o fluxograma.

Fluxograma de avaliação das fichas de antimicrobian os de uso restrito




REFERÊNCIAS

• Brown EM. Guidelines for antibiotic usage in hospitals. J Antimicrob

Chemother 2002, 49:587-92.

• Cunha BA. Antibiotic resistance – control strategies. Crit Care

Clinics1998,14(2):309-27.

• Murthy R. Implementation of strategies to control antimicrobial resistance.

Chest 2001, 119:405S-411S.

• Shlaes DM, Gerding DN, John JF, et al. Society of Healthcare Epidemiology

of America and Infectious Diseases Society of America Joint Committee on the

Prevention of Antimicrobial Resistance: guidelines for the prevention of

antimicrobial resistance in hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol

1997,18:275-291.

• Weinstein RA. Controlling Antimicrobial resistance in hospitals: infection

control and use of antibiotics. Emerging Infect Dis 2001, 7(2):188-92.

• Wenzel RP, Edmond MB. Managing antibiotic resistance. N Engl J Med

2000,343:1961-1963.

• White AC, Atmar RL, Wilson J, et al. Effects of requiring prior authorization

for selected antimicrobials: expenditures, susceptibilities, and clinical outcomes.

Clin Infect Dis 1997, 25:230-9.

• WHO Global Strategy for Containment of Antimicrobial Resistance.

WHO/CDS/CDR/2001.2. Disponível em URL: www.who.int/emc-

documents/antimicrobial_resistance/docs/EGlobal_Strat.pdf




11. PROTOCOLO DE TERAPIA ANTIFÚNGICA INICIAL

Devido aos avanços das práticas terapêuticas na medicina

contemporânea e refinamentos dos métodos diagnósticos observa-se um

aumento considerável das infecções fúngicas no ambiente hospitalar,

principalmente em Unidades de Terapia Intensiva, pacientes Onco-

Hematológicos e pacientes submetidos a transplantes de órgãos. Os principais

agentes responsáveis por essas infecções são: Candida spp.; Aspergillus spp.;

Cryptococcus spp.; Fusarium spp. e Zigomicetos.

Atualmente, temos a introdução de novos antifúngicos ao mercado

(Voriconazol, formulações lipídicas de Anfotericina B, Caspofungina e

Anidulafungina) que comprovadamente apresentam melhor perfil de segurança

e eficácia semelhante ou superior à Anfotericina B desoxicolato.

Os antifúngicos devem ser criteriosamente escolhidos em função do

perfil clínico dos pacientes e potencial de resistência e toxicidade, espectro de

ação, custo do tratamento, grau de comprometimento pela micose e eficácia do

medicamento em estudos clínicos. Apesar de haver controvérsias na escolha

inicial de antifúngicos, para diferentes cenários clínicos, há consenso com

relação aos seguintes tópicos:

1- A terapia empírica é prática comum uma vez que a terapêutica precoce

reduz mortalidade e métodos diagnósticos para infecções fúngicas têm

baixa sensibilidade.

2- Anfotericina B desoxicolato é droga altamente nefrotóxica e aumenta a

mortalidade e morbidade em populações específicas Estudos recentes

demonstraram que a nefrotoxicidade relacionada à Anfotericina B ocorre

em, pelo menos, 30% dos pacientes que a utilizam. Aumentando




consideravelmente as internações hospitalares e custos relacionados. É

ainda mais preocupante o aumento da mortalidade associada à

nefrotoxicidade, claramente demonstrada em alguns estudos.

3- Terapia inicial com voriconazol em aspergilose invasiva reduz

mortalidade.

4- Formulações lipídicas da anfotericina B em altas doses desde o início

estão associadas a melhor prognóstico na terapêutica da zigomicose.

5- Na neurocriptococose, anfotericina lipossomal negativa a cultura do

líquor mais rapidamente em pacientes com Aids e apresenta menor

mortalidade em 90 dias em pacientes submetidos a transplante de

órgãos quando comparado a convencional.

6- Situações clínicas em que o uso de anfotericina B desoxicolato é

tolerável: infecções neonatais, em crianças e nos paciente portadores de

HIV com baixo risco de nefrotoxicidade.

7- Profilaxia é prática aceitável, com boa evidência científica, nas seguintes

situações: TCTH com fluconazol, LMA e Síndrome Mielodisplásica/TCTH

com GVHD com posaconazol e grupos de alto risco de transplantados

hepáticos e neonatos, dependendo da epidemiologia local. Nesses

casos preferimos a terapêutica pré-empitiva, que deve ser definida para

cada um dos grupos.

Desta maneira encaminhamos proposta de terapia antifúngica inicial do

Grupo de Micologia da UNIFESP baseando-se no tipo de paciente e na

infecção fúngica.

A) TRANSPLANTE DE ÓRGÃO SÓLIDO (TOS)

1- CANDIDEMIA:




- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg IV: para

pacientes clinicamente estáveis com baixo risco de resistência (não utilizaram

profilaxia com a medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C.

glabrata.

- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1mg/Kg/dia: para pacientes com

creatinina sérica basal ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com

infecção documentada por C. krusei e C. glabrata ou clinicamente instáveis

(choque sem resposta a volume).

- EQUINOCANDINAS: para pacientes com candidemia comprovada e valor de

creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina

basal, clinicamente instáveis (choque sem resposta a volume) ou que

apresentam hemocultura positiva após 72h do uso de fluconazol e não

preenche critérios para a utilização de anfotericina B.

• Caspofungina: Dose de Ataque no 1ª dia = 70 mg/dia Dose de manutenção

= 50mg/dia 1x/dia

• Anidulafungina: Dose de Ataque no 1ª dia = 200 mg/dia Dose de

manutenção = 100mg/dia 1x/dia

• Micafungina: Dose diária 100mg/dia 1x/dia

2- CRIPTOCOCOSE:

Neurocriptococose, Disseminação (fungemia ou >1 órg ão não contíguo)

ou Pulmonar grave:

- FORMULAÇÃO LIPÍDICA DE ANFOTERICINA B (Anfotericina B lipossomal

3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia) + 5-

FLUOROCITOSINA 100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de

creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL.




- ANFOTERICINA B CONVENCIONAL 0,7mg/kg/dia + 5-FLUOROCITOSINA

100mg/kg/dia dividido em 4x: pacientes com creatinina < 2 mg/d/L

Formas Leves a Moderadas

- FLUCONAZOL 400mg/dia

B) NEUTROPÊNICO E TCTH:

1- CANDIDEMIA:

- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg IV para

pacientes clinicamente estáveis com baixo risco de resistência (não utilizaram

profilaxia com a medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C.

glabrata.


creatinina sérica ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com infecção

documentada por C. krusei e C. glabrata ou clinicamente instáveis (choque

sem resposta a volume).


creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina

basal, clinicamente instáveis (choque sem resposta a volume) ou que

apresentam hemocultura positiva após 72h do uso de fluconazol. Mesmas

doses que TOS.

2- ASPERGILOSE

- VORICONAZOL Dose Ataque 6mg/kg/dose 12/12h Dose Manutenção

4mg/kg/dose 12/12h VO: para pacientes com formas leves ou moderadas de

aspergilose comprovada e provável (ver definições em anexo).

- VORICONAZOL Dose Ataque 6mg/kg/dose 12/12h Dose Manutenção

4mg/kg/dose 12/12h IV: para pacientes graves (choque sem resposta a volume




e/ou insuficiência respiratória), sem possibilidade de administração VO, sem

insuficiência renal e com aspergilose comprovada e provável.

- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO: para pacientes com aspergilose

possível ou terapia empírica.

OBS: Pacientes com neutropenia prolongada (> 7dias) + febre ou instabilidade

clínica + ausência de resposta a antibioticoterapia de amplo espectro +

presença de alterações em tomografia de tórax ou seios da face + creatinina ≥

2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina basal após o início da

anfotericina B podem ser candidatos a uso de voriconazol. Lembrar sempre de

buscar o diagnóstico etiológico nessa situação.

3- FUSARIOSE


3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia Na doença

confirmada

- Anfotericina B desoxicolato 1,5mg/kg/dia: casos suspeitos

- Dependendo do caso pode-se utilizar VORICONAZOL

4- ZIGOMICOSE


3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia ma doença

confirmada

- Anfotericina B desoxicolato 1,5mg/kg/dia: casos suspeitos

- Dependendo do caso pode-se utilizar POSACONAZOL

C) PACIENTE SOB CUIDADOS INTENSIVOS




1- CANDIDEMIA:

- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg IV para

pacientes com baixo risco de resistência (não utilizaram profilaxia com a

medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C. glabrata.


creatinina sérica ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com infecção

documentada por C. krusei e C. glabrata.


creatinina > 2 mg/dL e clinicamente instáveis (em choque sem resposta a

volume) ou que apresentam hemoculturas positivas para leveduras após 72h

do uso de fluconazol e não preencham critérios para utilização de anfotericina

B. Mesmas doses que TOS.

D) POPULAÇÃO NEONATAL E PEDIÁTRICA

CANDIDEMIA:

- dar preferência a ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1 mg/kg/dia pelo baixo

risco de nefrotoxicidade.

- FLUCONAZOL 12mg/Kg/dia IV pode ser utilizado como alternativa.

E) AIDS

CRIPTOCOCOSE

Neurocriptococose, Disseminação (fungemia ou > 1 ór gão não contíguo)

ou Pulmonar grave:


3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia + 5-

FLUOROCITOSINA 100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de

creatinina sérica basal ≥ 2,5.




- ANFOTERICINA B CONVENCIONAL 0,7mg/kg/dia + 5-FLUOROCITOSINA

100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de creatinina sérica

basal < 2,5.

Formas Leves a Moderadas

- FLUCONAZOL 400mg/dia

DEFINIÇÕES DE ASPERGILOSE :

- COMPROVADA: anatomopatológico compatível com hialohifomicose e/ou

cultura positiva de sítio estéril

- PROVÁVEL: fatores do hospedeiro + manifestações clínicas/radiológicas

compatíveis + evidência micológica: pesquisa direta, cultura ou

galactomanana positiva.

REFERÊNCIAS

• Colombo AL, Thompson L, Graybill JR. et al, The north and south of

candidemia: Issues for Latin America. Drugs Today (Barc). 2008 Sep;44

Suppl A:1-34.

• Herbrecht R, Denning DW, Patterson T et al., Voriconazole versus amphotericin

B for primary therapy of invasive aspergillosis. N Engl J Med. 2002 Aug

8;347(6):408-15.

• Bates DW, Su L, Yu DT, Chertow GM et al., Mortality and costs of acute renal

failure associated with amphotericin B therapy. Clin Infect Dis. 2001 Mar

1;32(5):686-93.




• Perfect JR, Dismukes WE, Dromer F, et al. Clinical practice guidelines for the

management of cryptococcal disease: 2010 update by the infectious diseases

society of america.Clin Infec Dis;50:291-322, 2010.

• Nucci M, Anaissie E.et al. Fusarium infections in immunocompromised patients.

Clin Microbiol Rev; 20(4):695-704, 2007.

• De Pauw B, Walsh TJ, Donnelly JP et al. Revised definitions of invasive fungal

disease from the European Organization for Research and Treatment of

Cancer/Invasive Fungal Infections Cooperative Group and the National

Institute of Allergy and Infectious Diseases Mycoses Study Group

(EORTC/MSG) Consensus Group. Clin Infect Dis. 2008 Jun 15;46(12):1813-2




12. PREVENÇÃO DE INFECÇÕES HOSPITALARES VIRAIS

VÍRUS SINCICIAL RESPIRATÓRIO

O vírus sincicial respiratório (VSR) é o principal patógeno responsável pela bronquiolite,

doença de vias aéreas inferiores mais freqüentemente observada em crianças menores de um

ano, responsável por considerável número de internações hospitalares. Epidemias na

comunidade ocorrem, geralmente, no inverno e outono, sendo estas consideradas estações da

doença. Recém-nascidos, imunossuprimidos, portadores de doença pulmonar crônica e de

cardiopatia congênita são os de maior risco para aquisição de doença grave. A transmissão do

VSR ocorre principalmente através de mãos contaminadas. Diferentes combinações de medidas

de controle têm sido efetivas na tentativa de se prevenir e controlar infecções hospitalares pelo

VSR.

O diagnóstico clínico muitas vezes é indistingüível de outras doenças

virais. Cultura de secreção respiratória apesar de ser considerada teste padrão

para diagnóstico é onerosa e demorada. Testes antigênicos rápidos podem

fornecer resultados em pouco tempo, apresentando alta sensibilidade e

especificidade (80% a 95%).

Medidas de Controle e Prevenção de Surtos Hospitala res

Até o momento não há medida isolada ou metodologia simples

universalmente aceita para controle e prevenção de infecções hospitalares pelo

VSR .Diferentes combinações de estratégias têm sido efetivamente adotadas.

Os programas que apresentam sucesso têm dois elementos em comum:

implementação de precauções de contato e aderência pelos profissionais de

saúde.

Isoladamente a higienização das mãos é o método mais efetivo para

prevenção da transmissão de infecções hospitalares pelo VSR.




A utilização de luvas e máscaras tem sido associada à diminuição das

taxas de transmissão do VSR. Possivelmente a utilização de luvas aumenta a

aderência dos profissionais à higienização das mãos, deve-se lembrar que as

luvas devem ser trocadas após contato com pacientes infectados e com

fômites ou superfícies contaminados e as mãos novamente higienizadas.

Utilizar máscara cirúrgica e óculos ao realizar procedimentos em pacientes

onde se possa gerar respingos respiratórios.

A vigilância rotineira de novos casos não é recomendada pelo Centers

for Desease Control and Prevention (CDC).

Medidas adicionais indicadas pelo CDC para controle ou prevenção de

surtos hospitalares

• Estabelecer mecanismos pelos quais profissionais de saúde sejam

prontamente alertados sobre aumentos de casos na comunidade.

• Estabelecer mecanismos pelos quais profissionais de saúde possam

informar prontamente aos departamentos locais e estaduais de saúde sobre

aumentos de casos nos serviços de saúde

• Em hospitais durante períodos de maior prevalência de sintomas de

doenças respiratórias virais na comunidade e durante a “estação” de VSR

realizar pronto diagnóstico de infecções causadas pelos vírus respiratórios.

Utilizar técnicas de diagnóstico rápido quando indicadas em pacientes

admitidos para internação e com risco para infecções virais graves (pacientes

pediátricos, imunocomprometidos, cardiopatas e pneumopatas).

• Internação do paciente:

a. Quarto privativo quando possível ou coorte;

b. Realizar prontamente testes rápidos em pacientes admitidos com suspeita

de infecção pelo VSR;




c. Limitar transporte e movimentação do paciente: se necessário assegurar-

se de que as precauções para minimizar risco de contaminação de

superfícies e equipamentos estejam sendo realizadas;

d. Restringir profissionais de saúde com sintomas respiratórios de cuidar de

lactentes e outros pacientes de risco para infecções virais.

• Quando factível realizar teste rápido em profissionais de saúde com

sintomas respiratórios que trabalhem em unidades de risco

• Limitar visitas de pessoas com sintomas respiratórios em unidades de

risco

• Utilizar anticorpo monoclonal para atenuar infecção pelo VSR seguindo

recomendação da Academia Americana de Pediatria: considerar

administração mensal em menores de 24 meses se nascidos

prematuramente <=32 semanas e displasia broncopulmonar e se <32

semanas sem doença pulmonar que terão menos de 6 meses na “estação”

do VSR ou se nascido entre 32-35 semanas com dois ou mais dos seguintes

fatores de risco: berçário, irmãos em faixa escolar, exposição a poluentes,

anomalias congênitas das vias aéreas ou doença neuromuscular grave

• Até o momento não está indicada a utilização de imunoglobulina

específica ou anticorpo monoclonal para prevenção ou controle de surtos

hospitalares.

METAPNEUMOVÍRUS HUMANO

RNA-vírus da família Paraxomyxoviridae recentemente identificado. A

transmissão apesar de não bem estabelecida, possivelmente ocorre por via

respiratória (gotículas) ou contato direto com fômites.

Transmissão hospitalar em pediatria tem sido descrita.




Responsável por infecções do trato respiratório alto e baixo em qualquer

faixa etária, principalmente em crianças pequenas e idosos. Em pacientes que

necessitam internação o quadro clínico varia de quadros de bronquiolite a

quadro de exacerbação da asma e mesmo pneumonia grave.

O período de incubação apesar de não bem definido parece variar de 3

a 5 dias.

O diagnóstico pode ser realizado por cultura, PCR-RT, sorologia (sendo

necessário observar soroconversão ou aumento maior ou igual a 4 títulos em

duas amostras de sangue colhidas com intervalo de pelo menos 4 semanas).

Até o momento não há tratamento específico. O tratamento se retringe a

medidas de suporte.

Controle de transmissão hospitalar depende da aderência dos familiares

e dos profissionais de saúde às precauções de contato e adequada

higienização das mãos.

Pacientes com diagnóstico de infecção por metapneumovírus devem ser

colocados em quarto privativo ou em coorte, devendo-se evitar colocar em

mesmo quarto de crianças com diagnóstico de infecção pelo vírus sincicial

respiratório pois pode ocorrer coinfecção com quadros pulmonares mais

graves.

VARICELA

A varicela é doença causada por um DNA vírus, do grupo herpesvírus

(vírus Varicela-Zoster), que é também responsável por quadros de herpes-

zoster. Doença altamente contagiosa, com taxa de ataque de 90%. O período

de incubação (PI) é de 10-21 dias. Manifesta-se como febre moderada,

sintomas sistêmicos e exantema máculo-vésiculo-papular generalizado e

pruriginoso com duração de 4-10 dias.




O período de maior contagiosidade é o que antecede o exantema (em 1

ou 2 dias) até que todas as lesões estejam na fase crostosa.

As pessoas com antecedente da doença são consideradas imunes. A

vacinação oferece proteção em torno de 85%. Testes sorológicos são úteis na

determinação da imunidade quando o relato da doença ou da vacinação é

duvidoso.

A ocorrência de varicela em ambiente hospitalar pode decorrer de

exposições a pacientes, visitantes ou profissionais de saúde infectados com

varicela ou herpes zoster.

Medidas de controle

As seguintes medidas devem ser realizadas ao diagnóstico de um caso

de varicela em paciente hospitalizado:

a. Isolamento do paciente infectado:

• Precauções por Contato e Aerossóis (utilização de máscara N95) até

que todas lesões estejam em fase crostosa; quando possível em quarto

com pressão negativa.

b. Contatos:

• Alta hospitalar quando possível

• Coorte dos contatos (internar os contatos em um mesmo quarto)

• Isolamento respiratório (precauções por aerossóis do 7º dia do primeiro

contato ao 21º dia do último contato com o caso, lembrar que se o paciente

recebeu Imunoglobulina anti-Varicela Zoster (VZIG) estas medidas devem

ser extendidas até o 28º dia do último contato)

• Afastamento e/ou remanejamento de profissionais suscetíveis




• Testes sorológicos devem ser realizados em profissionais sem história

prévia de varicela e/ou não vacinados

• VZIG: deve ser realizada até 96 horas do 1º contato, quando indicada, na

dose de 125U/10kg ( mínimo:125U máximo:625U)

o Indicações: imunodeprimidos, gestantes, recém-nascidos se mãe

com varicela 5 dias antes a 48 hs após parto, prematuros >=28

semanas – se mãe sem história de varicela, prematuros<28 semanas

independente história materna

• Vacinação: deve ser aplicada até 72 horas do 1º contato, quando indicada,

lembrando que só pode ser aplicada em maiores de um ano, sem

imunodeficiência grave;

o Indicações: LLA em remissão, suscetíveis submetidos a transplantes

de órgãos sólidos (3 sem antes), profissionais de saúde suscetíveis,

familiares de imunodeprimidos, suscetíveis à infecção em

enfermarias com casos de varicela,bloqueio em enfermarias,

crianças suscetíveis (1 a 5 anos) que frequentam creche em período

integral com casos de varicela e população indígena

Pacientes imunodeprimidos com herpes zoster (localizado ou

disseminado), e pacientes imunocompetentes com herpes zoster disseminado

necessitam de precauções por aerossóis e de contato. Para os pacientes

imunocompetentes com herpes-zoster localizado, há necessidade apenas de

precauções de contato, até que todas as lesões estejam na fase crostosa.

A VZIG se encontra disponível nos Centros de Referência de

Imunobiológicos (CRIEs) espalhados por todo o país

(www.cve.saude.sp.gov.br). A duração da proteção contra a varicela nos




indivíduos que receberam VZIG é desconhecida. Diante de uma nova

exposição após 3 semanas ao uso da VZIG em indivíduo que não apresentou

varicela, recomenda-se nova administração de VZIG.

SARAMPO

O sarampo é uma doença infecto-contagiosa, causado por um RNA

vírus da familia do Paramyxoviridae. Causa doença exantemática

,caracterizada por febre, tosse, coriza, conjuntivite, exantema eritemato-

máculo-papular confluente, antecedido por um enantema patognomônico

(manchas de Köplik, vesículas esbranquiçadas com halo eritematoso na

membrana mucosa do pré-molar, inicia-se 24 a 48 horas antes do exantema e

permanece por dois a quatro dias após seu aparecimento).

A disseminação da doença ocorre através do contato inter-humano pela

via respiratória. O período de incubação é de 14 dias. A transmissibilidade

ocorre mais intensamente durante o período prodrômico, perdurando até 4 dias

após o aparecimento do exantema.

Medidas de prevenção

Várias estratégias podem ser adotadas para minimizar a possibilidade

de transmissão do sarampo:

• Manutenção de alta cobertura vacinal : rotina de imunização, ações

especiais para grupos e áreas de alto risco, dias nacionais de imunização e

campanhas em massas são estratégias importantes, que visam diminuir o

número de indivíduos susceptíveis.

• Reduzir a idade de vacinação durante epidemias : A OMS recomenda

que, a idade de administração da vacina contra sarampo, seja antecipada

para 6 meses de idade, durante epidemias da doença. As crianças

vacinadas entre 6 e 9 meses de idade, devem receber uma segunda dose




da vacina após os 9 meses, respeitando um intervalo de pelo menos 4

semanas após a primeira dose.A segunda dose da vacina após os 9 meses

é importante, visto que, a vacinação feita antes dos 9 meses resulta em

baixo nível de proteção.

• Eliminar os atrasos vacinais e falta de vacinação: Deve-se verificar

rotineiramente a vacinação contra o sarampo , de todas as crianças

atendidas em serviços de saúde, independente do tipo de atendimento , a

razão do atendimento ou sua complexidade. Uma história de vacinação, ou

de doença, não deve ser considerado para se contra-indicar a vacinação.

Devendo-se considerar em dia, apenas as crianças que comprovem com o

cartão de vacinas.

• Assegurar imunização adequada de todos os profissio nais de

saúde:

• Todos os profissionais de saúde devem ser imunes a doença.

Em países sub-desenvolvidos, a grande maioria dos adultos tem

imunidade natural a doença.

• Estudo realizado nos EUA revelou que, de todos os adultos

que adquiriram a doença em hospitais, 67% eram profissionais de

saúde. Outro estudo relata que, destes os mais susceptíveis são

enfermeiros.

•••• Assegurar imunização adequada em pacientes interna dos: A

imunização de todos os pacientes internados deve ser rigorosamente

verificada. Pacientes ou profissionais de saúde não imunes expostos à

doença, que não apresentem contra-indicação à vacinação, devem

receber a vacina até 72 horas após a exposição, evitando dessa forma,

o desenvolvimento da doença. Diversos estudos relatam proteção de

68% a 100%.




•••• Isolamento de casos de febre e exantema :

• Em estudos realizados durante epidemia de sarampo, foi

observado que atendimento em serviços de emergência 10- 18

dias antes do aparecimento do exantema foi fator de risco

significante.

• Todo paciente que procurar um serviço de saúde , com quadro

de febre e exantema, deve ser levado para sala reservada,

mantidos com máscara cirúrgica.

•••• Administração de gamaglobulina :

• A aplicação de gamaglobulina standart em paciente

susceptível até o 6ª dia do contato pode prevenir ou modificar o

sarampo. Se o contato ocorreu a menos de 72 horas deve-se

preferir a vacinação, caso não haja contra-indicações ou a criança

for maior de nove meses.

• A gamaglobulina standart está indicada para crianças menores

de nove meses e para pacientes imunocomprometidos.

• Se expostos à doença, pacientes imunossuprimidos devem

receber a gama-globulina standart na dose de 0,5 ml/kg (dose

máxima 15 ml); em pacientes não imunossuprimidos a dose é de

0,25 ml/kg (dose máxima 15ml). A aplicação é realizada por via

intramuscular.

ROTAVÍRUS

Rotavírus é o principal agente de diarréia aguda no mundo, resultando

em 870.000 óbitos/ano em crianças jovens em países em desenvolvimento.




O rotavírus é um RNA vírus com sete grupos antigênicos distintos são

conhecidos (A-G). Tem distribuição cosmopolita, ocorrendo principalmente

durante o inverno. As manifestações clínicas mais frequentemente associadas

à diarréia líquida são vômitos, febre e desidratação. Infecções hospitalares por

rotavírus podem ocasionar sérios problemas principalmente em enfermarias

pediátricas. É eliminado em grande quantidade pelas fezes.

Medidas de Prevenção

A principal forma de transmissão é através do contato com pacientes

infectados, sendo indicado para prevenção de transmissão precaução de

contato. Sempre que possível deve-se realizar pesquisa antigênica de rotavírus

nas fezes em toda criança internada com quadro de diarréia aguda e se

positiva deve ser instituída precauções de contato durante toda a fase da

doença.

Sempre que possível e factível a criança com quadro de diarréia,

principalmente por rotavírus, deve ser mantida em quarto de isolamento e

precauções de contato devem ser preconizadas.

Evitar internação de pacientes com infecção por Rotavírus no mesmo quarto

que pacientes imunossuprimidos, desnutridos, em uso de corticóides e recém-

nascidos.

Na rede pública está disponível a vacina monovalente de vírus

atenuado, monovalente para administração oral. O esquema vacinal

recomendado é de duas doses, aos 2 e 4 meses de idade simultaneamente

com as vacinas Tetravalente (DPT/Hib) e Sabin. O intervalo mínimo entre as

doses é de quatro semanas. A prteção contra formas graves da doença é em

torno de 80%.

NOROVÍRUS




Norovírus são RNA-vírus pertencentes à família Calciviridae

Pode ser transmitido rapidamente pessoa-a-pessoa (via fecal-oral ou por

transmissão respiratória por gotículas) ou por contaminação de água, alimentos

ou fômites.

Os surtos por norovírus são caracterizados por alta taxa de ataque

secundário.

São importante etiologia nos surtos de diarréias alimentares, particularmente

em cruzeiros de navios, e em diarréia dos viajantes.

Os sintomas se iniciam abruptamente e varia de formas leves de diarréia

com evacuações líquidas a quadros graves com febre elevada e vômitos.

O período de incubação é de 24 a 48 horas.

O diagnóstico pode ser realizado por cultura, PCR-RT, microscopia

eletrônica ou por métodos imunoenzimáticos (apresentam menor sensibilidade

e especificidade).

Devido às múltiplas potenciais formas de transmissão do norovírus,

muitas vezes há dificuldade em se conter surtos.

Algumas medidas devem ser realizadas para limitar a transmissão. O

paciente deve permanecer em precauções de contato e se ocorrerem vômitos

esses deve ser removido cuidadosamente com objetivo de limitar formação de

aerossóis, limpar e desinfetar superfícies com solução de hipoclorito

(concentração mínima de 1000ppm, podendo ser necessária concentrações

maiores de 5.000 ppm) e utilizar equipamento individual de proteção ao

remover as fezes e vômitos dos pacientes.




REFERÊNCIAS

• Peiris JS, Tang WH, Chan KH, Khong PL e cols.Children with

respiratory disease associated with metapneumovirus in Hong Kong.

Emerg Infect Dis 2003 ;9:628-33.

• van den Hoogen BG; de Jong JC; Groen J; Kuiken T e cols. A newly

discovered human pneumovirus isolated from young children with

respiratory tract disease. Nat Med 2001; 7:719-24.

• Brasil. Ministério da Saúde. Programa Nacional de Imunizações /

CENEPI / FUNASA. Manual dos Centros de Referência de Imunobiológicos

Especiais. Brasília; 2001

•

• CDC. Immunization of health-care workers recommendations of the

Advisory Committee on Immunization Practices (ACIP) and the Hospital

Infection control Practices Advisory Committee (HICPAC). MMWR 1997; 46

(Nº RR-18).

• CDC. Prevention of Varicella Updated Recommendations of the

Advisory Committee on Immunization Practices (ACIP). MMWR 1999; 48

(RR06) 1-5.

• World Health Organization. Expanded Programme on Immunization.

Weekly Epidemiological Record 1995; 70: 61 -64.

▪ Biellik R. Strategies for minimizing nosocomial measles transmission.

Bulletin World Health Organization1999; 75: 367 – 375.

▪ Soares-Weiser K, Goldenberg E, TamimiI,G. et al.-. Rotavirus vaccine

for preventing diarrhea. Cochrane Database Syst Rev 2004; CD002848.

▪ CDC. Norovirus in Healthcare. Released December 21, 2006

http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/id_norovirusFS.html




13. MEDIDAS DE PREVENÇÃO E CUIDADOS ESPECIAIS COM PACIE NTES

TRANSPLANTADOS EM INTERNAÇÃO HOSPITALAR

A prevenção de infecções em pacientes submetidos a transplantes

corresponde a um dos grandes desafios, devido à presença de

comprometimento severo do sistema imunológico (celular e humoral),

associado à doença de base, regimes de tratamentos (quimioterápicos e

imunossupressores) e procedimentos invasivos, resultando em alta incidência

de infecção associada à assistência a saúde, infecções comunitárias e

oportunistas.

A proposta deste capítulo é discutir as medidas de prevenção e controle

de infecção em transplantes de órgãos sólidos e transplantes de células tronco

hematopoiéticas.

A importância deste assunto se verifica pela presença de um aumento

do número de pacientes transplantados em todo o mundo. No caso do

transplante de órgão sólido, nos últimos 20 anos, notou-se um aumento de

250% nos Estados Unidos, com aproximadamente 30.000 transplantes anuais.

Da mesma forma, o número de transplantes de células tronco hematopoiéticas

no mundo atinge entre 50.000 a 60.000.

TRANSPLANTE DE ÓRGÃO SÓLIDO

Embora o Centers for Disease Control and Prevention (CDC, Atlanta)

tem publicado medidas de prevenção em pacientes submetidos a transplante

de células tronco hematopoiéticas, similares diretrizes não são disponíveis no

caso do transplante de órgão sólido. A maioria das infecções precoces após o

transplante (nos primeiros 30 dias após o procedimento) são as mesmas

encontradas na população em geral que se submete a um procedimento




cirúrgico e, portanto, as diretrizes para controle de infecção associada ao uso

de cateteres vasculares, infecção urinária, infecção de sítio cirúrgico e infecção

pulmonar podem ser utilizadas nesta população.

A fonte de infecção no transplante de órgão sólido pode ser o doador, o

próprio receptor, associada à assistência à saúde ou associado à etiologia da

comunidade. Os principais fatores de risco são:

a) Colonização bacteriana ou fúngica do trato respiratório (por exemplo, no

transplante de pulmão);

b) Colonização por microorganismos resistentes a antimicrobianos, devido à

exposição prolongada ou freqüente em hospitais;

c) Severidade da doença de base;

d) Desnutrição;

e) Idade do paciente;

f) Procedimentos invasivos (por exemplo: cirurgia, cateteres venosos,

cateteres vesicais, intubação orotraqueal);

g) Imunossupressores (anti-proliferativos como micofenolato e rapamicina,

prejudicando a cicatrização de feridas operatórias e aumentando o risco de

infecções de sítio cirúrgico);

Dentre os diferentes tipos de transplante de órgão sólido, no primeiro mês

após o procedimento, encontramos o predomínio de um tipo de infecção

associada à assistência à saúde. No transplante de pulmão e coração, a

pneumonia associada à assistência à saúde é mais prevalente (35 a 48%),

enquanto que no transplante de rim e duplo rim-pâncreas, temos a infecção

urinária associada à assistência à saúde (6 a 86%). Infecções de sítio cirúrgico

são mais prevalentes nos transplantes: hepático (33 a 78%), de pâncreas (7 a

50%) e de intestino.




A presença de infecções virais (por exemplo, citomegalovirose, vírus

Epstein-Barr, poliomavírus e hepatite C) influenciam na ocorrência de infecções

oportunistas bacterianas e fúngicas, neoplasias, bem como na imuno-

modulação dos enxertos. A re-infecção do enxerto hepático por hepatite C

ocorre entre 50 a 80% nos primeiros dois anos pós-tranplante, O vírus Epstein-

Barr aumenta a incidência de doença linfo-proliferativa em até 76 vezes,

quando comparada com a população sem infecção prévia.

MEDIDAS DE PREVENÇÃO SUGERIDAS

Monitoração das taxas de infecção: No contexto do “National Healthcare

Safety Network” (NHSN), a unidade de transplante de órgão sólido não é uma

categoria distinta das outras, sendo classificada como unidade cirúrgica ou

médico/cirúrgica de cuidados intensivos. Ou seja, quando comparamos as

taxas de diferentes unidades de saúde no NHSN, existem hospitais que

incluem pacientes transplantados de órgão sólido ou não. Neste sentido, a

comparação interna em cada unidade de saúde é importante para avaliação de

tendências e estabelecimento de medidas de controle e prevenção. A cultura

da “tolerância zero” para as infecções associadas à assistência à saúde

também deve valer como objetivo na população de transplantados de órgão

sólido.

Avaliação do profissional de saúde e comunicantes: É essencial que os

profissionais da área de saúde, principalmente aqueles em contato com o

paciente imunossuprimido, sejam aderentes às recomendações de imunização,

como por exemplo: influenza; hepatite B; varicela, sarampo, rubéola e caxumba

nos susceptíveis; dupla adulta. Assim como os comunicantes, também devem

receber a imunização adequada para a prevenção de transmissão de doenças.

Práticas de prevenção para os visitantes: Quanto aos visitantes, as

medidas de prevenção são: a educação para a prática de higiene das mãos,




assim como nas medidas de precaução padrão, respeitando a prática do

diferentes tipos de isolamento, restrição de visitantes com doenças

respiratórias, gastrintestinais, oftalmológicas (conjuntivite) e “screening” para

exposição de vacinas vivas ou atenuadas.

Práticas de prevenção de infecção no meio ambiente (o conceito de

ambiente protetor)

Nas unidades de transplante de órgão sólido, recomenda-se:

a) Limpeza diária das superfícies;

b) Evitar a presença de superfícies porosas, preferindo superfícies de fácil

limpeza;

c) O uso de carpetes e tapetes, que acumulam poeira, não é recomendado em

quartos e corredores;

d) Aspiradores de poeira com filtro HEPA para minimizar a dispersão;

e) Participação do serviço de controle de infecção no planejamento de

construção, próximo às unidades de transplante, promovendo as barreiras

necessárias e vigilância para infecções fúngicas;

f) Quanto aos sistema de distribuição de água, vigilância para a presença de

Legionella spp, disponibilizando de culturas periódicas da água da unidade,

assim como, testes diagnósticos para este patógeno em todas as suspeitas

de pneumonias em transplantados de órgão sólido (pesquisa do antígeno

urinário). Quando o patógeno é encontrado no sistema de água, inicia-se a

descontaminação do sistema de água.

TRANSPLANTE DE CÉLULAS TRONCO HEMATOPOIÉTICAS

As complicações infecciosas após o transplante de células tronco

hematopoiéticas estão relacionadas a uma série de características peculiares

nesta população, como: tipos de transplantes, regimes de preparo pré-




transplante, tempo de neutropenia, presença de mucosites, presença de

acessos venosos centrais e outros dispositivos invasivos, status sorológico do

doador e receptor, doença de base do receptor, regimes profiláticos, presença

de doença do enxerto versus hospedeiro (GVHD), fatores ambientais.

As medidas de prevenção descritas na tabela abaixo serão classificadas

de acordo com categorias de recomendação proposto pelos órgãos: CDC

(Centers for Disease Control and Prevention), Sociedade Americana de

Infectologia (IDSA) e Sociedade Americana de Transplante de Medula Óssea

(ASBMT).

As categorias são:

A – Fortemente recomendado, devido à presença de forte evidência sobre

eficácia e benefício clínico substancial;

B – Geralmente recomendado, devido à presença de evidência moderada

sobre eficácia e benefício clínico limitado;

C – Recomendação opcional, devido à presença de evidências insuficientes

sobre a eficácia;

D – Geralmente, não recomendado, devido à moderada evidência contra a

eficácia ou resultado adverso;

E – Nunca recomendado, devido à forte evidência contra a eficácia e

resultados adversos;

I – Evidência de pelo menos um estudo randomizado, bem conduzido e

controlado;

II – Evidência de pelo menos 1 estudo bem desenhado, sem randomização;

III – Opinião de especialistas na área.

Recomendação Categoria




Ventilação no quarto do paciente

Ductos de admissão de ar sem acesso aos pássaros AII

Nos quartos dos receptores de transplante alogênico, recomenda-

se a troca de ar superior a 12x por hora, associado ao filtro HEPA.

No caso de transplantes autólogos, recomenda-se no caso de

neutropenia prolongada

AIII

No caso do uso de filtros HEPA portáteis, recomenda-se a

colocação do mesmo no centro do quarto

BIII

Fluxo laminar não é necessário nos quartos, mas, se disponível, o

uso é opcional

CII

Fluxo de ar no quarto deve ser direcionado e não turbulento BIII

Janelas dos quartos devem ser lacradas ou seladas BIII

Manutenção de pressão positiva nos quartos (>2,5Pa) comparado

com o corredor

BIII

Energia de emergência para suprir o funcionamento da pressão

positiva, fluxo de ar e filtros HEPA em caso de falha de energia

BIII

Construção

Receptores de transplante de células tronco hematopoiéticas

devem evitar áreas de construção (prevenção de infecção para

fungos filamentosos, principalmente, Aspergillus spp)

AIII

Durante construção, intensificar o controle de poeira, promovendo

a colocação de barreiras impermeáveis.

AIII

O Serviço de Controle de Infecção deve participar do comitê de

preparo e planejamento da obra

BIII

A entrada de ar na unidade de transplante deve ser selada no

caso de construção ou demolição ao ar livre próxima ao hospital

BIII




Tetos falsos devem ser evitados BII

Durante a construção, rígidas medidas para barreira devem ser

estabelecidas entre o paciente e a obra

BIII

Aberturas e fechamentos de portas do quarto do paciente devem

ser minimizadas no momento da obra.

BIII

Determinar específicos corredores, elevadores e escadas de

acesso para a obra, evitando o transito dos transplantados nestes

locais

BIII

Na área de construção deve haver pressão negativa em relação a

áreas com pacientes, evitando a saída de partículas

BIII

Fluxo de ar dentro da construção deve ser eliminado para fora do

hospital ou filtrado com HEPA (capacidade de remover 99,7% das

partículas maiores do que 0,3µm)

BIII

Máscaras cirúrgicas não devem ser utilizadas para a proteção dos

pacientes, pois não protegem contra a inalação de esporos

DIII

Áreas construídas recentemente devem ser limpas antes da

entrada do paciente

AIII

No caso de transporte do paciente para fora da unidade,

recomenda-se o uso de máscara N95 para proteção (tentar evitar

o transporte, antes de mais nada, durante construção)

CIII

Limpeza

Unidades de transplante devem ser limpas diariamente com

desinfetantes aprovados pelo FDA/EPA, no Brasil ANVISA.

BIII

Pacientes não devem ser expostos a atividades que geram

aerossóis de esporos, como por exemplo, aspiradores de pó ou

uso de vassouras

AIII




Vazamentos de água devem ser reparados dentro de 72 horas

para se evitar proliferação de microorganismos. Recomenda-se a

vigilância com culturas periódicas dos sistema de água para

Legionella spp. Entretanto, não se estabeleceu um consenso

sobre o intervalo de tempo para a realização desta medida, bem

como o número de sítios de coleta, sendo de responsabilidade de

cada SCIH. Na presença deste patógeno no sistema de água, a

descontaminação deve ser implementada para a prevenção de

infecção (através do hiperaquecimento ou cloração) e, enquanto

isso, os pacientes devem evitar o banho de chuveiro (risco de

produção de aerossóis) e utilizar água estéril para beber, escovar

dentes etc. Outros patógenos podem contaminar a água e

ocasionar surtos como o Acinetobacter spp e Aspergillus spp

BIII

Quando um caso confirmado laboratorialmente de infecção por

Legionella spp, que permaneceu internado numa unidade de

transplante entre 2 a 10 dias antes do início dos sintomas, ou

quando 2 ou mais casos de infecção por Legionella spp,

confirmados laboratorialmente, ocorreram em pacientes que

visitaram algum centro ambulatorial de transplantes, o serviço de

controle de infecção hospitalar deve realizar uma investigação

epidemiológica e ambiental para determinar a fonte

AI

Medidores de umidade devem ser utilizados para guiar a retirada

de materiais com infiltração de água

BIII

Pisos e pavimentos não porosos para facilitar a limpeza BIII

Isolamento e precauções de barreira

Receptores de transplante de células tronco hematopoiéticas BIII




devem ficar em quartos individuais

Uso de precaução padrão se contato com fluidos corporais AIII

Quando apropriado, utilizar as precauções de contato, aerossol e

para gotículas

AIII

Antes da pega, os receptores devem utilizar luvas e máscaras

cirúrgicas quando saírem dos quartos (quando não há construção

próxima)

CIII

Receptores de transplante devem evitar áreas com muitas

pessoas para minimizar o contato

BIII

Higiene das mãos

Todos os indivíduos que entrarem na unidade de transplante

devem seguir as recomendações sobre higiene das mãos

AI

Receptores devem seguir as práticas de higiene das mãos BIII

Uso de álcool gel ou detergente com anti-sépticos são

recomendados para a higiene das mãos

AIII

Luvas devem ser usadas como parte da precaução padrão AIII

As luvas não substituem a higiene das mãos e, deve-se praticá-la

antes e após o uso das luvas

AIII

Luvas devem ser trocadas entre pacientes e entre o manuseio de

área contaminada para área limpa no mesmo paciente

AIII

Unhas artificiais não devem ser utilizadas pelas pessoas na

unidade

AIII

Unhas naturais devem ter menos do que 0,25 cm de comprimento AIII

Anéis, argolas, bandagem nas mãos devem ser evitadas na

unidade, devido à possibilidade de criação de nichos com

patógenos

BII




Equipamento

Equipamentos devem ser esterilizados ou desinfetados usando

compostos adequados e padronizados

AIII

Curativos devem ser monitorados para a contaminação com

fungos

BII

Ataduras e curativos fora do prazo de validade, parcialmente

abertos ou com presença de material contaminado na visualização

direta devem ser descartados no lixo

BIII

Somente troca com curativos estéreis BIII

Abaixadores de língua não estéreis são contra-indicados para

servirem de talas em acessos venosos

DII

Não permitir a presença de carpetes nas unidades de transplante DII

Plantas e brinquedos

Plantas não devem ser permitidas em quartos com transplantados BIII

Áreas de lazer para crianças receptoras de transplante devem ser

desinfetadas pelo menos 1x/semana ou de acordo com a

necessidade

BIII

Somente brinquedos limpos e desinfetados podem estar

presentes nas áreas de lazer das crianças receptoras de

transplante, com rotina de limpeza semanal, no mínimo, ou de

acordo com a necessidade

BIII

Brinquedos de pelúcia ou pano devem ser lavados em máquinas

de ciclagem com altas temperaturas, pelo menos 1x/semana ou

de acordo com a necessidade

BIII

Brinquedos de plástico devem ser lavados com água e sabão,

além da imersão em desinfetante e, em seguida, acondicioná-los

BIII




em máquinas de lavar com ciclagem em altas temperaturas

Crianças que colocam brinquedos na boca não devem

compartilhar os brinquedos

DIII

Brinquedos descartáveis devem ser oferecidos quando possível BIII

Brinquedos não laváveis devem ser descartados BIII

Brinquedos que retém água de banhos devem ser evitados nesta

população

DII

Itens como argila devem ser evitados, assim como qualquer

material de solo

BIII

Itens de fisioterapia e terapia ocupacional também devem ser

limpos e desinfetados, de acordo com diretrizes

BIII

Profissionais da área de sáude

Manutenção de adequada vacinação dos profissionais BIII

Profissionais com doenças transmissíveis por aerossol, gotículas

ou contato devem evitar o contato com os pacientes (por exemplo,

diarréia, infecções de vias aéreas, herpes zoster, herpes simplex)

AI

Tempo de licença do profissional deve ser rigorosamente seguido

pela instituição

BIII

Todo o profissional que entra em contato com pacientes

infectados por Clostridium difficile ou no ambiente deste paciente

devem utilizar luvas antes de entrar no quarto, ou antes, de

manipular com o paciente ou secreções

AI

Visitantes

Todos os visitantes devem passar por um “screening” sobre

doenças infecciosas transmissíveis. Recomenda-se a vacinação

contra influenza anual e, na falta da vacina contra varicela,

BII




documentar infecção prévia por varicela. Evitar o contato no caso

de vacinação recente (6 semanas) para pólio oral (Sabin) e no

caso de rash cutâneo após vacinação contra varicela em até 6

semanas

Visitantes com potenciais doenças transmissíveis (diarréia,

conjuntivite e infecções de vias aéreas) devem evitar o contato

com transplantados

AII

Todos os visitantes devem seguir as normas de higiene das mãos

e procedimentos de isolamento

AIII

Restringir o número de visitantes que possam ser educados e

orientados na unidade

BIII

Cuidado oral e com a pele

Banhos diários para os receptores com sabão neutro BIII

Durante o período de neutropenia, manter vigilância diária em

região do períneo, sítio do cateter venoso, etc

BIII

Manter higiene perineal BIII

No caso das mulheres, manter a limpeza do períneo na direção

anterior para posterior, evitando a contaminação da uretra

AIII

Mulheres com menstruação não devem usar tampões DIII

Termômetros retais, enemas, supositórios devem ser evitados

nesta população

DIII

Manutenção da higiene oral AIII

Tratamento dentário deve ser realizado entre 10 a 14 dias antes

do regime de condicionamento pré-transplante

AIII

Mucosite em pacientes transplantados acarreta no uso de

enxágüe da cavidade oral entre 4 a 6x/d, com água estéril,

AIII




solução salina ou solução com bicarbonato de sódio

Escova de dente com cerdas macias deve ser utilizada 2x/d para

a higiene dos dentes

BIII

O uso de pasta de dente é opcional na higiene oral CIII

O uso de fio dental é autorizado desde que sem trauma BIII

Vigilância diária da cavidade oral BIII

Na presença de mucosite contra-indica-se o uso de aparelhos

ortodônticos

DIII

Remoção de aparelhos ortodônticos deve ser programada pelo

dentista

BIII

Dentaduras devem ser retiradas no momento da mucosite,

dependendo do grau de capacidade de higiene oral do paciente

CIII

Prevenção de infecção associada ao uso de cateteres

vasculares

Implementar as medidas de controle e prevenção de infecção

associada ao uso de cateteres vasculares presentes nas

diretrizes, pois corresponde a principal infecção associada à

assistência à saúde nesta população. Dentre aproximadamente

250.000 episódios de infecção da corrente sanguínea nos Estados

Unidos, cerca de 30 a 40 % delas ocorrem em unidades de

transplante de células tronco hematopoiéticas. Cerca de 65%

destas infecções ocorrem no momento da neutropenia e 80%

dentro dos primeiros 30 dias após o transplante.

AIII

Evitar o contato da água encanada com o sítio de acesso BIII

Cateteres venosos totalmente implantáveis podem ser utilizados

em crianças menores de 4 anos

CII




Cobrir o sítio de acesso venoso durante o banho, trocar as tampas

do acesso de acordo com as recomendações do fabricante e

utilizar metodologia asséptica na manipulação do acesso

BII

Educação dos pacientes e profissionais de saúde sobre os

cuidados com o acesso venoso

BII

Outras medidas de controle e prevenção

Uso racional de antimicrobianos, de acordo com as diretrizes e

resultados de culturas, evitando a seleção de cepas multi-

resistentes. O uso de profilaxia com fluoroquinolonas trouxe

benefícios para o transplante, porém, modificou o predomínio de

infecções da corrente sanguínea de bacilos gram-negativos para

cocos gram positivos, como, por exemplo, o Staphylococcus

coagulase negativo resistente a quinolonas. Além disso, o uso de

vancomicina empírico no tratamento de neutropenia febril levou a

um aumento de infecções por Enterococcus spp resistente a

vancomicina (VRE). Outra infecção importante nesta população é

a colite pseudomembranosa por Clostridium difficile, secundário

ao uso de antibióticos. Quanto aos fungos, o uso profilático de

azólicos, como o fluconazol, levou a um aumento de infecções por

Candidas não albicans (Candida glabrata e Candida krusei) ou

Candida albicans resistentes a fluconazol.

BIII

A adesão às medidas de prevenção e controle é necessária para

controlar a exposição ao VRE

AI

A adesão às medidas de prevenção e controle de MRSA

(Staphylococcus aureus meticilino-resistente), principalmente, a

higiene das mãos e uso de apropriada prevenção de barreira

AII




Remoção de cateteres vasculares colonizados ou infectados por

MRSA

AIII

Culturas para bactérias e fungos de vigilância em pacientes

assintomáticos não é recomendado na unidade

DII

Na ausência de surtos, vigilância ambiental de rotina não é

recomendada nas unidades

DIII

Coleta de amostras de ar, nos ductos e filtros, deve ser realizada

na situação de construção ou presença de surtos por fungos

filamentosos. Recomenda-se menos do que 15 Unidades

formadoras de colônias de esporos de fungos por mm3 e menos

do que 0,1 Unidades formadoras de colônias de esporos de

Aspergillus spp

CIII

Recomenda-se a investigação do sistema de ventilação quando

existir um aumento na taxa de ataque de aspergilose invasiva

superior a 2x durante um período de 6 meses

BIII

Investigar pela história e antecedente epidemiológico para

tuberculose em todos os candidatos a transplante de células

tronco hematopoiéticas

AIII

Recomenda-se o PPD em transplantados CIII

Pacientes com PPD reator (≥ 5mm) ou história de PPD reator no

passado sem terapia devem ser investigados com Rx de tórax e

pesquisa de escarro ou outro material de vias aéreas para

investigar tuberculose em atividade

AI

O transplante não deve ser atrasado devido a um PPD reator DIII

REFERÊNCIAS




• Marty FM, Rubin RH. The prevention of infection post-transplant: the role of

prophylaxis, preemptive and empiric therapy. Transpl Int. 2006; 19: 2-11.

• Rubin RH, Schaffner A, Speich R. Introduction to the Immunocompromised

Host Society Consensus Conference on Epidemiology, Prevention,

Diagnosis, and Management of Infections in Solid-Organ Transplant

Patients. Clin Infect Dis. 2001; 33(suppl 1): S1-4.

• Sullivan KM, Dykewicz CA, Longworth DL, et al. Preventing Opportunistic

Infections After Hematopoietic Stem Cell Transplantation: The Centers for

Disease Control and Prevention, Infectious Diseases Society of America,

and American Society for Blood and Marrow Transplantation Practice

Guideline and Beyond. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2001;

392-421.

• Styczynski J, Gil L. Prevention of infectious complications in pediatric HSCT.

Bone Marrow Transplant. 2008; 42 (suppl 2): S77 – S81.

• Rizzo JD, Wingard JR, Tichelli A, et al. Recommended Screening and

Prevention Practices for Long-term Survivors after Hematopoietic Cell

Transplantation: Joint Recommendations of the European Group for Blood

and Marrow Transplantation, the Center for International Blood and Marrow

Transplant Research, and the American Society of Blood and Marrow

Transplantation. Biol Blood Marrow Transplant. 2006; 12(2): 138 – 151.

• Hayes-Lattin B, Leis JF, Maziarz RT. Isolation in the allogeneic transplant

environment: how protective is it? Bone Marrow Transplant. 2005; 36(5):

373 – 381.




• Dykewicz CA. Hospital Infection Control in Hematopoietic Stem Cell

Transplant Recipients. Emerg Infect Dis. 2001; 7(2): 263 – 267.

• Center for International Blood and Marrow Transplant Research. Guidelines

for preventing infectious complications among hematopoietic cell transplant

recipients: a global perspective. Bone Marrow Transplant. 2009; 44(8): 453

– 558.




14. LIMPEZA, DESINFECÇÃO, ESTERILIZAÇÃO DE ARTIGOS MÉDI CO -

HOSPITALARES

As estruturas inanimadas como ar, água, comida e superfícies fixas

podem contribuir para o aumento do risco de transmissão de microrganismos

dentro de instituições de saúde.

Artigos desinfetados ou esterilizados inadequadamente tem implicação

importante na transmissão das infecções relacionadas à assistência à saúde e,

portanto cuidados nos procedimentos de limpeza de todos estes materiais são

a base para a prevenção e o controle dessas infecções.


Em 1868, Earle H.Spaulding criou uma classificação de artigos e

equipamentos hospitalares que dividindo-os em três categorias segundo sua

natureza, risco para o paciente e aplicação facilitando a decisão de qual o

melhor método de processamento que necessita.

• Artigo crítico : são aqueles que penetram através da pele e mucosas

atingindo os tecidos sub-epiteliais, no sistema vascular, bem como todos os

que estejam diretamente conectados com ele (ex: instrumentos de corte e de

ponta, etc).

• Artigo semi-crítico: são todos aqueles que entram em contato com pele

não íntegra ou com mucosas íntegras (ex: acessórios de equipamentos de

assistência ventilatória e anestesia gasosa, endoscópios de uso gastro, etc).

• Artigo não crítico: são todos aqueles que entram em contato com a pele

íntegra do paciente ou aqueles que não entram em contato com o mesmo (ex:

termômetro, lençóis, etc).




Os produtos para uso hospitalar só poderão ser comercializados após

certificado de registro no Ministério da Saúde onde constam as características

básicas do produto, laudos de testes microbiológicos e toxicológicos realizados

por laboratórios credenciados e o laudo do produto publicado no Diário Oficial

da União.

As empresas fornecedoras dos produtos devem estar disponíveis para

orientações adicionais e a equipe do hospital deve ser bastante crítica quanto

às informações e trabalhos fornecidos pelos representantes, sempre

procurando literatura atualizada, desvinculada de qualquer indústria

farmacêutica confirmando inclusive se o produto já vem sendo usado no Brasil

e em outros hospitais.

Deve-se sempre avaliar o custo-benefício do reprocessamento, pois o

que se sabe é que diversas vezes os hospitais executam procedimentos com

embasamento empírico e algumas vezes pagando um preço muito alto por esta

má prática (risco de infecção, risco de quebra do material durante o

procedimento devido ao desgaste).

Para o reprocessamento de qualquer material ou equipamento deve-se

seguir as recomendações do fabricante e deve-se optar, à medida do possível,

por materiais que possam se adequadamente desmontados o que facilitaria a

limpeza, desinfecção e esterilização.

LIMPEZA

a. Conceito:

É o processo pelo qual se faz a remoção da sujidade, odor e

conseqüente redução da população microbiana de artigos e superfícies, além

de remover ou reduzir as substâncias pirogênicas. É o núcleo de todas as




ações para cuidados com materiais, considerado a principal fase dos

procedimentos de reprocessamento

b. Método:

É importante frisar que todo o processo de desinfecção ou esterilização

deve ser precedido pela limpeza e secagem rigorosas dos artigos, devendo

todo artigo sujo com sangue ou secreções ser considerado contaminado.

A limpeza deve começar imediatamente após o uso do material para

evitar o ressecamento da matéria orgânica sobre os artigos.

A imersão de artigos sujos em soluções germicidas possui limitações;

“é desconhecido o nível de proteção oferecido por este processo, uma vez

que todas estas soluções sofrem redução de atividade, em maior ou menor

grau em presença de matéria orgânica. Além desta, outras desvantagens

podem ser citadas, como: o alto custo envolvido, a impregnação da matéria

orgânica nos artigos, a toxicidade dos produtos e o aporte de grandes

volumes de desinfetantes na rede de esgoto, acarretando possíveis danos

ambientais.”

O uso de Equipamento de Proteção Individual (EPI) nesta fase do

processo é fundamental, para evitar o contato direto da pele e das mucosas

com material contaminado. É recomendado o uso de protetor ocular ou facial,

máscara, avental impermeável de mangas longas, luvas grossas de cano

longo e botas sempre que houver risco de contato de pele ou mucosa com

matéria orgânica advinda de qualquer paciente (Precauções Padrão).

O local para execução do processo de limpeza deve ser planejado:

conter pias com cuba funda para limpeza adequada de materiais, pias de

lavagem das mãos, aeração e temperatura adequadas, torneiras adaptáveis,

etc. O ideal é que o projeto da área seja feito por equipe multiprofissional

(engenheiros, enfermeiros e equipe de controle de infecção).




Deve haver supervisão constante dos processos de limpeza utilizados

na unidade. O procedimento deve estar descrito passo a passo, e é

fundamental que o material adequado para a ação, esteja sempre disponível.

Recomenda-se que a supervisão e auditoria sejam periódicas e feitas por

profissional externo à unidade (controle de infecção, por exemplo). Pode-se

usar como instrumento um “check list” abrangendo os principais pontos de

risco a serem checados.

Falhas na limpeza dos artigos impedem a esterilização, pois sujeira e

gordura atuam como fatores de proteção para os microorganismos, agindo

como barreira para o contato com agentes esterilizantes químicos, físicos ou

físico-químicos.

A limpeza de artigos deve ser feita preferencialmente por

equipamentos que utilizem processos físicos, como lavadoras termo-

desinfetadoras, pois promovem a limpeza e descontaminação simultâneas,

reduzindo a manipulação do material contaminado.

Detergentes enzimáticos facilitam a ação mecânica, reduzindo

potencialmente os riscos ocupacionais. Agem removendo a matéria orgânica

são atóxicos e biodegradáveis.

Na ausência de detergente enzimático, os instrumentais deverão sofrer

exposição à água morna e corrente. Estes artigos deverão estar

preferencialmente em cestos aramados para minimizar a manipulação do

material contaminado e reduzir a produção excessiva de aerossóis.

Além das lavadoras que utilizam jatos de água quente existem no

mercado lavadoras ultra-sônicas nas quais a ação desincrostante do

detergente enzimático é potencializado pelo ultra-som.

Na impossibilidade de tais processos, efetuar lavagem manual por

fricção, auxiliada por escova. Este método deve ser utilizado após a imersão




do artigo em desincrostantes, preferencialmente enzimáticos. O enxágüe

deverá ser feito em água corrente.

A água que abastece as Centrais de Esterilização deve ter qualidade

diferenciada. Para este setor não basta obedecer aos padrões de

potabilidade, pois muitas vezes a água em uso é potável, porém está

impregnada com metais pesados e cloro, o que acelera a corrosão dos

metais.

c. Secagem:

Outro passo importante é a secagem, pois a umidade interfere nos

diferentes processos de esterilização. Para tal processo é recomendável o

uso de:

• Secadoras de ar quente ou frio;

• Estufas reguladas para este fim;

• Ar comprimido medicinal, principalmente para artigos que possuam

lúmen;

• Pano limpo, absorvente e seco.

Após tal processo deverá ocorrer a inspeção rigorosa dos artigos,

preferencialmente com auxílio de lupa, no sentido de detectar presença de

oxidações, secreções e umidade. Nesta fase pode-se utilizar o álcool a 70%

com fricção, que acelera a secagem do material.

Objetivando aumentar a vida útil dos instrumentais, principalmente os

que possuem articulações, cremalheiras ou ranhuras, estes devem ser

lubrificados com produtos não-tóxicos, que possuam ação anticorrosiva.

DESINFECÇÃO

a. Conceito:




Processo de destruição de microrganismos na forma vegetativa, com

exceção de esporos, mediante a aplicação de agentes físicos e químicos. A

desinfecção é indicada para artigos semi-críticos, tais como: acessórios para

assistência respiratória, endoscópios, espéculos, lâminas larisgoscópio, etc.

A desinfecção é um processo complexo que requer cuidados especiais

em sua execução. A velocidade com que um artigo sofre a desinfecção

depende de fatores tais como: natureza e composição do material,

concentração do desinfetante, tempo de exposição, temperatura, pH,

composição química, número de microorganismos existente no material, etc.

Este processo pode ser obtido mediante aplicação de agentes físicos e

químicos.

b. Método:

• Físico: Esse processo chama-se Termodesinfecção (lavadoras termo-

desinfectadora, lavadoras de descarga e pasteurizadoras) - utilização do

calor associado a ação mecânica em temperaturas de 60 a 95 graus com

variação do tempo - 10 a 30 minutos. Pode ser empregado para a limpeza

de artigos críticos antes de sofrerem o processo de esterilização (maior

proteção aos funcionários) ou para desinfecção de alto nível de artigos de

inaloterapia, acessórios de respiradores, copos nebulizadores, etc. Deve-

se ter cuidado na montagem dos racks na lavadora, uma vez que devem

ser submetidos à exposição de jatos de água direcionados. Deve-se

obedecer à disposição dos artigos de acordo com o fabricante e não

devem ser aglomerados.

o Há no mercado nacional um indicador químico para lavadora

termodesinfectadora que monitora a temperatura e o tempo de

exposição da fase de desinfecção. É específico para equipamentos

programados para operar ciclo de termodesinfecção a 93°C por 10




min. Depois de desinfetado, o material deve ser embalado de forma

a não haver recontaminação dos mesmos.

• Químico: Imersão em soluções germicidas. Deve-se restringir a artigos

termo-sensíveis. O controle de todo processo é fundamental para a

qualidade final da desinfecção. O uso do EPI neste processo também é

fundamental, pois o contato direto da pele e das mucosas com material

contaminado e ou com produtos químicos pode trazer graves

conseqüências à equipe. O processo de desinfecção química compreende

diversas fases e todas elas são de igual importância: lavagem, enxágüe

pós lavagem, secagem, imersão completa na solução, tempo de ação do

germicida, enxágüe pós desinfecção, secagem, embalagem e

armazenagem.

o O tempo de validade dos artigos que sofrem o processo de

desinfecção ainda não esta claro. Estas recomendações dependem

diretamente da efetiva secagem do artigo, a qualidade de

embalagem que é utilizada e o local de armazenagem.

c. Classificação dos desinfetantes:

Os desinfetantes são classificados segundo nível de ação em: alto,

médio e baixo nível, conforme seu espectro de ação.

• Desinfetante de alto nível: inclui a eliminação do bacilo da tuberculose,

todas as bactérias vegetativas, fungos e todos os vírus.

• Desinfetante de nível intermediário: não inclui a eliminação de esporos

bacterianos e ação média sobre vírus não lipídicos, elimina o bacilo da

tuberculose, a maioria dos fungos e algumas bactérias vegetativas.

• Desinfetante de baixo nível: não há ação sobre os esporos ou sobre o

bacilo da tuberculose, tendo algumas vezes ação sobre vírus não




lipídicos e com atividade relativa sobre fungos, mas capaz de eliminar a

maioria das bactérias na forma vegetativa.

d. Produtos germicidas mais utilizados para desinfe cção:

GERMICIDA e

CONCENTRAÇÃO DE USO EMPREGO CUIDADOS ESPECIAIS

Glutaraldeído a 2%

o tempo de imersão de

20 minutos

o Para uso em caso de

clostridium sp 3 horas

Desinfecção de artigos

semi-críticos sensíveis ao

calor (endoscópios)

Ambiente com exaustão ou ventilação

natural apropriadas (tóxico)

Ativado antes do uso (datar)

Validade de 14 ou 28 dias (conforme o

fabricante)

Observar a concentração da solução

através de fitas identificadoras específicas

(mínimo de 1%)

Enxaguar abundantemente evitando

resíduos

Utilizar em recipientes plásticos ou de vidro

sempre tampados

Não é indicada p/ desinfecção de

superfícies

Álcool etílico 70%

o Fricção por 30 segundos


não críticos e semi-

críticos e de superfícies

ambientais

(ex: termômetro,

estetoscópio, bancada de

preparo de medicações,

etc)

Contra-indicado o uso em acrílico

Enrijece borrachas e plásticos

Danifica o cimento das lentes

Ácido peracético 0,2%

o tempo de ação: 10

minutos em imersão


semi-críticos

ex: fibroscópio,

endoscópio

Baixa toxicidade

Corrosivo para artigos que contenham: aço,

bronze, lata e ferro galvanizado

Antes adicionar anti-oxidante padronizado

pelo fabricante

Datar e controlar prazo de validade: 30 dias




após ativação

Checar a concentração da solução

semanalmente através de fitas identificadoras

específicas

Não indicado para uso em superfícies

Peróxido de hidrogên io

associado ao ácido peracético

Hemodiálise

Desinfecção de

capilares e linhas

Desinfecção de

máquinas de hemodiálise

Diluição conforme recomendação do

fabricante e adequada para cada situação

Hipoclorito de Sódio à

0,1% (1000ppm)

o tempo de atuação de

30 minutos

o lactários e cozinhas

60min 0,02% ( 200ppm)


semi-críticos sensíveis ao

calor, que não possuem

peças metálicas em sua

constituição (inaladores,

circuitos respiratórios)

São instáveis, reagindo à luz e a

temperatura

Devem ser diluídos criteriosamente a cada

6 horas

Nesta concentração não apresentam alta

toxicidade, porém ainda são corrosivos

Formaldeído a 4%

o tempo de desinfecção

em 30 min.

Desinfecção de

capilares de sistemas

dialisadores

Após o procedimento, testar a presença de

resíduos de formol no material

Manipular cuidadosamente devido a

toxicidade e apresentar efeitos mutagênicos e

carcinogênicos

Alta toxicidade

Uso somente quando associado a um

equipamento de esterilização registrado na

ANVISA

ESTERILIZAÇÃO

a. Conceito:

Processo de destruição de todas as formas de vida microbiana,

inclusive esporos, mediante aplicação de agentes físicos e químicos.

b. Método:

• Vapor saturado sob pressão (autoclave),

• Óxido de etileno,




• Calor seco (estufa)

• Esterilização através do plasma de peróxido de hidrogênio,

• Esterilização através de vapor de baixa temperatura de formaldeído.

Todos esses processos devem ser acompanhados de controles

rigorosos que vão desde a própria lavagem do material, embalagem a ser

utilizada, tempo/temperatura/pressão e lotação dos equipamentos durante a

esterilização, armazenamento, controles biológicos e outros.

Cuidados gerais com o material devem ser tomados: as embalagens

devem ser preparadas criteriosamente contendo o nome do material, tipo de

esterilização, identificação do equipamento usado, número da carga, data de

validade da esterilização e nome do responsável pelo empacotamento. Deve-

se manter registro de todos os testes de controle de qualidade feitos no

material e equipamento. A supervisão de todas as cargas por um responsável

é uma prática obrigatória para que os materiais sejam liberados com maior

segurança.

c. Controle de qualidade:

• Testes físicos: observação direta dos parâmetros do

esterilizador durante o processo normal (sugere-se a validação de

manômetros e registradores utilizando-se equipamento padrão)

e/ou colocação de termopares para confirmação da temperatura no

interior da câmara quando o equipamento passar por grandes

reparos (não precisam ser feitos de rotina).

• Testes químicos: indicadores químicos (específicos para

temperatura) ou integradores químicos (avaliação de tempo,

temperatura e vapor). Os integradores são colocados no interior das

caixas e fornecem resposta imediata quanto a possibilidade de falha

no processo. Existe um terceiro tipo de teste químico chamado de




Bowie and Dick que é usado para determinar a eficácia do sistema

de vácuo na autoclave, o qual deve ser realizado diariamente antes

do início do trabalho.

• Teste biológico: é o único meio de assegurar que o conjunto de

todas as condições de esterilização está adequado porque os

microorganismos são diretamente testados quanto ao seu

crescimento ou não após a aplicação do processo. Se o indicador

processado apresentar crescimento, o equipamento deverá ser

revisado tecnicamente e o teste repetido. O ideal é que o

crescimento da cepa seja detectado em 3 horas.

• Teste de esterilidade: amostras de artigos esterilizados são

encaminhadas para o laboratório a fim de serem avaliados quanto a

sua esterilidade. Este tipo de teste exige pessoal extremamente

habilitado e recursos materiais compatíveis para que o resultado

final seja confiável. Não é recomendado que se faça este

procedimento de rotina devido a sua complexidade. Utilizar apenas

em casos de investigação de surtos de infecção, com agente

etiológico específico, tentando determinar uma fonte comum.

d. Tabela de alguns métodos de esterilização mais u tilizados

Método Vantagens Desvantagens

Autoclave Não tóxico para pacientes,

funcionários e ambiente.

Ciclos fáceis de controlar e

monitorar.

Rápido efeito microbicida.

Boa penetração em pacotes e

dispositivos com lúmem.

Não pode ser usada para

instrumentais termo-sensíveis.

Instrumentais de microcirurgia

sofrem danos ao longo do tempo.

Pode deixar os instrumentais

úmidos facilitando a ferrugem dos

mesmos.




Plasma de

peróxido de

hidrogênio

Seguro para ambiente e

profissionais de saúde

Não deixa resíduo tóxico.

Ciclos de esterilização entre 45-73

minutos, não sendo necessária

aeração.

Pode ser utilizada para artigos

termo-sensíveis.

Fácil operação e monitorização.

Incompatível com celulose, tecidos e

líquidos.

Câmara de esterilização pequena.

Contra-indicada, nos EUA, para

materiais com lumens > 40 cm ou

diâmetro < 3 mm. Aqui no Brasil existe

um adaptador, autorizado, que pode ser

utilizado neste tipo de material.

Necessita embalagem sintética e

container específico.

Óxido de etileno Boa penetração em materiais

embalados e materiais plásticos.

Pode ser utilizada em artigos

termo-sensíveis.

Boa compatibilidade com materiais

médico-cirúrgico.

Requer aeração forçada e natural

para remover o resíduo do ETO.

Câmara de esterilização pequena.

É tóxico e carcinogênico além de ser

inflamável.

Necessita de grande investimento

para instalação e manutenção do

equipamento.

Ácido peracético Ciclos rápidos (30” a 1 hora)

Esteriliza em baixas temperaturas

(50-55°C) System 1® - equipamento

compacto, em uso nos EUA há vários

anos e já disponível no Brasil, indicado

especialmente para esterilização de

óticas rígidas e flexíveis.

Baixa toxicidade ambiental e para

profissionais de saúde.

Remove sujidade residual.

Material não deve ser estocado por

longos períodos. O equipamento deve

estar instalado próximo ao local que vai

ser usado.

Não é possível o uso de indicadores

biológicos.

Usado somente para imersão de

instrumentos.

Corrosivo para artigos que

contenham: aço, bronze, lata e ferro

galvanizado.

Possível o reprocessamento de um

“scópio” por vez.

REFERÊNCIAS




• Graziano KU, et al. Limpeza, desinfecção, esterilização de artigos e

anti-sepsia. In: Fernandes AT editor. Infecção hospitalar e suas

interfaces na área da saúde. Editora Atheneu; 2001. Volume 1. Capítulo

11. P.266-305.

• Graziano KU, et al. Recomendações práticas para processos de

esterilização em estabelecimento de saúde – Guia elaborado por

enfermeiros brasileiros. Komedi: 2000.

• APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Limpeza, desinfecção de artigos em serviços de

saúde. São Paulo, APECIH, 2010.

• MS Orientações gerais para central de esterilização. Brasília, 2001.




15. LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES

As superfícies ambientais são freqüentemente contaminadas com

microrganismos. Há muito tem se debatido qual é a relação entre o ambiente e

a ocorrência de infecção hospitalar. Vários estudos têm demonstrado a

capacidade de resistência de alguns microrganismos em superfícies ambientais

e em matéria orgânica ressecada.

O vírus da Imunodeficiência Humana - HIV pode sobreviver até três dias

no ambiente enquanto o vírus da Hepatite B - HBV até uma semana,

Enterococcus spp até uma semana, o Acinetobacter baumanniii até dois dias, o

Vírus Sincicial Respiratório de 30 minutos até 8 horas e o Rotavírus de 12 a 35

dias.

É importante que a instituição estabeleça rotina e procedimentos de

limpeza de acordo com a localização da unidade, tipo de superfície a ser limpa,

tipo de sujeira presente e atividades ou procedimentos realizados na área. A

utilização de soluções detergentes ou desinfetantes devem se basear no

histórico dos agentes prevalentes nas unidades de internação, especialmente,

nas unidades de terapia intensiva.

As áreas próximas ao paciente são as que merecem maior atenção na

limpeza concorrente e terminal: cama, grades da cama, mesa de cabeceira,

mesa de refeição, maçanetas, interruptores de luz, descarga, bomba de

infusão, e outros equipamentos em uso pelo paciente.

CLASSIFICAÇÕES DAS ÁREAS HOSPITALARES




Segundo o Manual de Limpeza e Desinfecção de Superfícies (ANVISA,

2010), as áreas hospitalares estão assim classificadas, conforme o risco

potencial de transmissão de infecções:

▪ Áreas Críticas: são aquelas em que existe o risco aumentado de

transmissão de infecções, por serem locais onde se realiza grande volume de

procedimentos de risco, com ou sem pacientes ou onde se encontram

pacientes com seu sistema imunológico deprimido. P.ex.: salas de cirurgia,

Unidade de Terapia Intensiva (UTI), Berçário de Alto Risco, Pronto-Socorro,

Unidade de Queimados e de Isolamento de Doenças Transmissíveis, Unidade

de Transplantes, Central de Material e Esterilização, Salas de Hemodiálise e

Hemodinâmica, Laboratório de Análises Clínicas e de Anatomia Patológica,

Banco de Sangue, Serviço de Nutrição e Dietética, Lactário, Lavanderia,

Farmácia etc.

▪ Áreas Semicríticas: são todas aquelas ocupadas por pacientes com

doenças infecciosas de baixa transmissibilidade e doenças não-infecciosas,

excluindo as incorporadas às áreas críticas. P.ex.: enfermarias, quartos de

pacientes internados, ambulatórios, banheiros, posto de enfermagem, elevador,

corredores etc.

▪ Áreas Não-Críticas: são todas aquelas não ocupadas por pacientes e

onde não se realizam procedimentos de risco. P.ex.: áreas administrativas,

vestiário, copa etc.


a. Desinfecção:

Processo de destruição de microrganismos em forma vegetativa em

objetos inanimados.




▪ Desinfecção de alto nível: elimina bactérias vegetativas, bacilo da

tuberculose, fungos, vírus e alguns, mas, não necessariamente todos esporos

bacterianos.

▪ Desinfecção de nível intermediário: elimina bactérias vegetativas,

maioria dos fungos, bacilo da tuberculose, e maioria dos vírus, mas não

esporos bacterianos.

▪ Desinfecção de nível baixo: elimina a maioria das bactérias vegetativas,

alguns fungos, e alguns vírus. Não mata micobactérias e esporos bacterianos.

b. Descontaminação

Processo ou tratamento utilizado na superfície ambiental ou em artigo

médico hospitalar, tornando-os seguro para manuseio.

c. Limpeza

É a remoção de sujeira, mau odor e conseqüente redução da população

microbiana de artigos e superfícies através de substâncias tensoativas.

d. Saneantes

Segundo a RDC Anvisa nº. 184, de 22/10/ 2001, saneantes são

substâncias ou preparações destinadas à limpeza, desinfecção, desinfestação,

desodorização/odorização de ambientes domiciliar, coletivos e/ou públicos, para

utilização por qualquer pessoa, para fins domésticos, para aplicação ou

manipulação por pessoas ou entidades especializadas, para fins profissionais.

PROPRIEDADES DE UM DESINFETANTE IDEAL

▪ Amplo espectro de ação – contra bactérias Gram positivas e negativas,

vírus e fungos;

▪ Ação rápida: morte rápida dos microrganismos;




▪ Não ser afetado por fatores ambientais: ter atividade na presença de

matéria orgânica, ser compatível com sabões, detergentes e outras soluções

químicas utilizadas no processo;

▪ Não tóxico: não ser irritante para o usuário;

▪ Compatibilidade: não corroer superfícies metálicas; e não causar

deterioração de tecido, borracha, plásticos e outros materiais;

▪ Efeito residual na superfície tratada: deixar filme antimicrobiano na

superfície tratada;

▪ Facilidade de uso;

▪ Odor: ser agradável ou ser inodoro;

▪ Econômico: não ter custo proibitivo;

▪ Solubilidade: ser solúvel em água;

▪ Estabilidade: ser estável na concentração e diluição de uso;

▪ Limpeza: ter boas propriedades de limpeza;

▪ Não poluente ambiental.

Tabela 1. Saneantes mais utilizados

Solução Indicação Vantagens Desvantagens

Álcool: etílico ou

isopropílico

Desinfecção de

superfície de mobiliário e

equipamentos. Proceder

a fricção, com álcool

70%, por 30 segundos

até evaporação.

Efetivo contra

fungos, bactérias

vegetativas,

micobactéria e

vírus (o

isopropílico não é

ativo contra vírus

hidrofílicos –

echovírus,

Coxsackie vírus);

Ação rápida e

Não tem

atividade residual.

Fixa a matéria

orgânica, sendo

necessário remover e

limpar previamente a

superfície

contaminada, antes

de aplicar o produto;

É volátil e




não deixa

resíduo;

Não mancha.

inflamável;

Evapora

rapidamente, sendo

difícil precisar o

tempo de exposição ,

a menos que artigos

sejam imersos;

Pode ressecar e

irritar a pele; pode

opacificar acrílico e

ressecar plásticos e

borrachas.

Compostos

liberadores de cloro

ativo

- Cloro inorgânico:

Hipocloritos de

sódio, cálcio ou

lítio

Apresentações:

líquida ou pó

- Cloro orgânico:

Ácidos

dicloroisocianúrico

(DCCA) e

tricloroisocianúrico

(TCCA)

Apresentação: pó

Desinfecção de

superfícies da unidade de

diálise, hemodiálise, banco

de sangue, laboratórios e

qualquer superfície

contaminada: 1% (10.000

ppm) por 10 minutos.

Lactários, cozinhas,

depósitos de água e

bebedouros: 0,02% cloro

ativo (200 ppm) por uma

hora (não necessita

enxágüe)

Descontaminação de

superfícies: 1% cloro

ativo (10.000 ppm) por 10

minutos.

* fórmula para auxiliar na

diluição.

Efetivo contra

bactérias, fungos,

micobactéria,

vírus, esporos

(alta

concentração);

Baixo custo e

ação rápida;

Baixa

toxicidade e fácil

manuseio.

Corrosivo para

metais;

Instável: afetado

pela luz solar,

temperatura maior

que 25 graus e pH

ácido;

É inativado em

presença de matéria

orgânica;

Odor forte e

irritante para

mucosas;




Cloro Orgânico :

dicloroisocianurato

de sódio (DCCNA)

Limpeza/desinfecção

superfícies hospitalares;

absorção/descontaminação

de matéria orgânica por 10

minutos.

Maior pureza

(ausência de

metais pesados e

de contaminantes),

menor toxicidade,

menor

corrosividade,

maior estabilidade,

menor inativação

por matéria

orgânica e

compatibilidade

com tensoativos.

Odor forte e

aerossolização do pó.

Quaternário de

Amônio

Desinfecção de

superfícies, incluindo

neonatologia (sem a

presença de neonatos) e

unidades de manuseio de

alimentos.

Bactericida

(+/-), fungicida,

viruscida (+/-).

Não é

tuberculicida nem

esporicida;

Baixa

toxicidade e bom

poder de limpeza.

Espectro de ação

reduzido

(desinfetante de

baixo nível) e pode

ser inativado por

matéria orgânica.

Ácido Peracético Desinfetante de

superfícies fixas na

concentração de 0,5%. O

tempo de contato será o

indicado no rótulo do

produto.

Obs; pode ou não ser

Ação rápida,

inclusive frente

sobre esporos

bacterianos em

concentrações de

0,001 a 0,2%

É efetivo na

Instável,

principalmente

quando diluído;

Causa irritação nos olhos e trato respiratório;

Corrosivo para metais




associado a peróxido de

hidrogênio

presença de

matéria orgânica

Baixa

toxicidade

Monopersulfato de

Potássio

Desinfetante de

superfícies na

concentração de 1%

Amplo espectro de ação

Ativo na

presença de

matéria orgânica

Não corrosivo

para metais

Reduz a contagem de micobactérias somente após 50 min. de exposição, na concentração de 3%

Fonte: Brasil 7, Rutala 2

* A seguir fórmula para auxiliar na diluição do hipoclorito de sódio Para transformar Unidade:

% em ppm = multiplicar por 10.000

ppm em % = dividir por 10.000

Diluir solução:

VR= CF. VF

Ci

TRATAMENTO DE SUPERFÍCIES COM MATÉRIA ORGÂNICA

Segundo o Centro de Controle de Doenças, EUA (CDC, 2003), o método a

ser utilizado para tratamento de superfícies contendo matéria orgânica

(sangue, secreção, excreção e outros fluídos corporais), dependerá do volume

e local do derramamento:

VR = volume retirado da solução inicial

CF = concentração final (desejada)

VF = volume final (desejado)




Técnica de desinfecção para superfícies com PEQUENA S quantidades de

matéria orgânica

1. Aplicar desinfetante com base de cloro orgânico no local onde há

matéria orgânica, cobrindo com material absorvente : Ex. papel toalha.

2. Esperar a ação do produto por dez minutos e recolher a matéria

orgânica utilizando material absorvente.

3. Realizar a limpeza da superfície, da qual a matéria orgânica foi removida

com água e detergente: mobiliário, piso, parede etc.

4. Enxaguar e secar.

5. Aplicar o desinfetante na superfície onde a matéria orgânica foi removida

e posteriormente limpa.

6. Deixar o desinfetante na superfície durante o tempo necessário para a

ação do produto. Obs: seguir recomendação do fabricante.

7. Remover o desinfetante e se necessário, enxaguar e secar.

Obs: no caso de superfícies com GRANDES quantidades de matéria

orgânica remover a matéria orgânica com material absorvente, rodo ou pá

(dependendo da natureza e quantidade da matéria orgânica) e desprezar a

matéria orgânica sólida ou o material absorvente contendo matéria orgânica em

saco plástico de acordo com o PGRSS. A seguir, realizar a limpeza e

desinfecção conforme descrito acima.

TIPOS DE LIMPEZA

A limpeza do ambiente além de proporcionar conforto, bem estar físico e

psicológico ao paciente e a equipe de saúde, é também uma ferramenta eficaz

e importante para o controle de infecção hospitalar.




A - Limpeza concorrente

É realizada diariamente em todas as áreas do hospital. Tem como

objetivo a remoção do pó, sujidades, resíduos e reposição de material de

higiene. É mais superficial quando comparada à limpeza terminal.

Nos quartos e enfermarias a limpeza concorrente contempla:

� Unidade do paciente: criado mudo, mesa de refeições, cadeira ou poltrona

do paciente, escada, controle remoto, parte externa do recipiente para

resíduos, telefone, maçanetas, interruptores etc.;

� Piso;

� Banheiro.

A limpeza do piso é realizada através de mops:

� Seco: para remover pequenas partículas, poeira etc.

� Úmido: para realizar a limpeza com solução detergente

B - Limpeza terminal

É realizada em todas as superfícies horizontais e verticais das diferentes

dependências do hospital.

Nos quartos e enfermarias a limpeza terminal ocorre após alta, transferência,

óbito ou periodicamente seguindo protocolo da instituição. Contempla:

� Unidade do paciente: cama, colchão, criado mudo, mesa de refeições,

cadeira ou poltrona do paciente, escada, suporte de soro, painel de gases,

controle remoto, recipiente para resíduos (interna e externamente), telefone,

campainha, suportes, interruptores etc.;

� Piso, parede, portas, janelas e teto

� Banheiro




C - Limpeza de manutenção

Objetiva a vistoria contínua dos padrões de limpeza concorrente ou terminal.

A revisão da limpeza realizada no turno da manhã, deve ser feita nos turnos

subsequentes: tarde e noite. Os principais pontos da vistoria são:

� Mobiliário: verificar se houve derramamento de líquidos, necessidade de

remoção de sujidades como migalhas, cascas de frutas etc.

� Piso: verificar necessidade de mopeamento (presença de cabelo,

papéis, migalhas, água etc.)

� Banheiro: verificar necessidade de secagem, reposição de materiais de

higiene etc.

� Recipiente de resíduos do quarto e banheiro: verificar necessidade de

troca e reposição do saco plástico.

BOAS PRÁTICAS E MEDIDAS DE SEGURANÇA NOS PROCESSOS DE LIMPEZA

Estes princípios asseguram o cumprimento das técnicas de barreira,

controle de infecções hospitalares e minimizam risco ocupacional e ao

ambiente.

� Nunca realizar limpeza de superfícies a seco para não dispersar poeira;

� Identificar e/ou sinalizar a área durante o processo de limpeza;

� Utilizar carro funcional para transporte dos materiais e equipamentos de

limpeza (NR 32);

� Para o processo de limpeza do piso, paredes e teto:

o Passo 1- utilizar mop seco (ou mop pó) para remoção de pó e

pequenas partículas. Obs: a estática dos mops impedem a dispersão

das partículas.




o Passo 2 – utilizar mop água umedecido com solução detergente para

limpeza

� Para o processo de limpeza de mobiliário (criado mudo, mesa de refeições,

poltronas etc.):

o Utilizar pano de limpeza manual umedecido em solução detergente.

o A utilização de desinfetantes ou soluções detergente-desinfetantes é

restrita às superfícies contendo matéria orgânica ou de

quarto/enfermarias com indicações específicas de precauções de

isolamento.

� Não utilizar panos de chão para a limpeza, já que os mesmos, representam

riscos ocupacionais aos trabalhadores do serviço de limpeza, pois ao serem

manipulados, podem ocasionar ferimentos com materiais perfurocortantes;

� As cabeleiras dos mops devem ser enviadas à lavanderia diariamente. Os

mops não devem ser lavados manualmente devido ao risco de acidentes

com pérfuro-cortante;

� Separar panos de limpeza manual e fibras para diferentes superfícies e

áreas;

� Utilizar equipamento de proteção individual (EPI) para a realização da

limpeza de acordo com as recomendações do serviço de controle de

infecção hospitalar e segurança do trabalho;

� Utilizar preferencialmente dois baldes de cores diferentes; trocando as

soluções e os panos/mops freqüentemente. Se utilizar um balde, a solução

deve ser trocada com freqüência maior;

� Desprezar a água suja de baldes em local exclusivo para este fim. Não

desprezar em pias destinadas à lavagem das mãos, vasos sanitários etc.

� Não misturar as soluções de limpeza, utilizando-as sempre como indicado e

padronizado;




� Todos os produtos devem estar tampados e devidamente identificados com

data de validade, número do lote e data do reenvase e diluição (quando

houver) seja no carro funcional ou no DML;

� Não improvisar ou reutilizar embalagens de produtos de limpeza ou

desinfecção;

� Sistematizar os processos de limpeza:

o Iniciar a limpeza da área mais limpa para a suja.

o Sentido unidirecional da limpeza e de cima para baixo e do fundo

para a porta de entrada.

� Utilizar luvas de cores diferentes para quarto/enfermarias e banheiros;

� Em caso de precauções de contato, utilizar preferencialmente luvas e panos

de limpeza manuais descartáveis para limpeza do mobiliário e demais

superfícies próximas ao paciente;

� Higienizar as mãos antes e após o uso das luvas de EPI e após o término

das atividades que dispensam o uso deste EPI;

� A higienização das mãos deve ser realizada apenas em pia destinada

exclusivamente para este fim;

� Não usar esmaltes ou unhas artificiais;

� Não utilizar anéis, pulseiras, brincos, aliança, relógios, piercings (em área

do corpo expostas) durante o desempenho das atividades de trabalho;

REFERÊNCIAS

� Rutala WA, Weber DJ. Selection and use of disinfectants in healthcare. In:

Mayhall CG, editor. Hospital epidemiology and infection control. - Baltimore:

Williams & Wilkins; 2004. P. 1475-1522.




� Weber DJ, Rutala WA. The environment as a source of nosocomial

infections. In: Wenzel RP, editor. Prevention and control of nosocomial

infections. Baltimore: Williams & Wilkins; 2003. P. 575-97.

� APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Limpeza, desinfecção de artigos e áreas

hospitalares e anti-sepsia. São Paulo. APECIH, 1999.

� BASSO M, ABREU ES. Limpeza, desinfecção de artigos e áreas

hospitalares e anti-sepsia. 2 ed. São Paulo: APECIH, 2004

� BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária.

Segurança do Paciente em Serviços de Saúde: Limpeza e Desinfecção de

Superfícies: prevenção e controle de riscos. Brasília: Anvisa, 2010.

� BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária.

Resolução RDC nº 14, de 28 de fevereiro de 2007.

� BRASIL. Ministério do Trabalho. Norma Regulamentadora nº. 32, de 11 de

novembro de 2005.

� TORRES S, LISBOA TC. Gestão dos Serviços de Limpeza, Higiene e

Lavanderia em Estabelecimentos de Saúde. São Paulo: Sarvier, 2008




16. ACIDENTES ENVOLVENDO MATERIAL BIOLÓGICO

Os profissionais da área da saúde (PAS) estão constantemente

expostos aos mais diversos grupos de riscos ocupacionais, como riscos

biológicos, químicos, físicos e ergonômicos.

Com o objetivo de minimizar os riscos ocupacionais, todas as

instituições de saúde devem estruturar um Programa de Biossegurança e

garantir a sua implantação em todas as áreas de atuação dos PAS. Este

programa deverá conter estratégias efetivas de prevenção de acidentes e

redução dos riscos ocupacionais nos casos de exposições ocorridas.

Na Universidade Federal de São Paulo – Escola Paulista de Medicina

(UNIFESP – EPM) / Hospital São Paulo (HSP), o Programa de Atendimento de

Acidentes com Material Biológico é de competência da CCIH que presta

atendimento em tempo integral (24 horas por dia, todos os dias da semana,

incluindo finais de semana e feriados) aos funcionários, alunos, estagiários

acidentados do complexo UNIFESP – EPM / HSP.


a. Acidentes ocupacionais com material biológico

Os acidentes envolvendo sangue ou outros fluidos orgânicos

potencialmente contaminados correspondem às exposições mais comumente

relatadas. Os ferimentos com material pérfuro-cortante em geral são

considerados extremamente perigosos por serem potencialmente capazes de

transmitir mais de 50 tipos de patógenos diferentes. Sendo que, os agentes

infecciosos mais frequentemente relatados são o vírus da Imunodeficiência

Humana (HIV) e os vírus das hepatites B (HBV) e C (HCV).




O risco de adquirir infecção pós-exposição ocupacional é variável e

depende de diversos fatores como o tipo de acidente, tamanho e gravidade da

lesão, presença e volume de sangue envolvido, condições clínicas do paciente-

fonte e seguimento adequado pós-exposição.

b. Tipos de exposição envolvendo material biológico consideradas de risco

▪ Exposições percutâneas: lesões provocadas por instrumentos

perfurantes ou cortantes (ex.: agulhas, lâminas de bisturi, vidrarias, etc.).

▪ Exposições de mucosas: ocorrência de respingos na face envolvendo

olho, nariz ou boca; ou exposição de mucosa genital.

▪ Exposição de pele não íntegra: contato com locais onde a pele

apresenta dermatites ou feridas abertas.

▪ Arranhaduras e/ou mordeduras: são consideradas de risco quando

envolvem a presença de sangue.

Tabela 1. Risco ocupacional de transmissão de infec ção pós-exposição

Risco Ocupacional

Estado sorológico

do paciente-fonte Acidente pérfuro-cortante

Exposição de

mucosas

Exposição de pele

não íntegra

hepa

tite

B

HBsAg + e

HBeAg +

hepatite clínica: 22 a 31%

soroconversão: 37 a 62% Desconhecido Desconhecido

HBsAg + e

HBeAg -

hepatite clínica: 1 a 6%

soroconversão: 23 a 37%

HIV + 0,3% 0,09% Desconhecido

HCV + Média 1,8%

(variando 0 a 7%) Desconhecido Desconhecido




Fluidos biológicos e risco de transmissão de HIV

Alto risco:

sangue, fluidos contendo sangue,

sêmen e secreções vaginais;

materiais de culturas ou concentrados de vírus

em laboratórios.

Risco Intermediário:

líquidos de cavidades serosas (peritoneal, pleural, pericárdico),

líquido amniótico, líquido célafo-

raquidiano (LCR), líquido articular.

Sem risco:

desde que não envolvam sangue, não

apresentam risco: suor, lágrimas, fezes,

urina, vômito, secreções nasais, saliva (exceto em

odontologia).




MEDIDAS DE CONTROLE

Evitar a exposição ocupacional é o principal caminho para prevenir a

transmissão dos vírus das hepatites B e C e o HIV. Entretanto, a imunização

contra hepatite B e o atendimento adequado pós-exposição são componentes

integrais para um completo programa de prevenção de infecção após acidente

ocupacional e são importantes elementos para segurança do trabalho.

a. Medidas individuais: recomendações aos PAS

▪ Realizar o esquema completo da vacinação contra a hepatite B;

▪ Adotar precauções padrão: sempre utilizar luvas, óculos, máscara e

avental quando manipular sangue e secreções (independente do

diagnóstico do paciente);

▪ Manter atenção durante a realização dos procedimentos;

▪ Manipular com cuidado as agulhas e instrumentos cortantes;

▪ Não utilizar os dedos como anteparo durante a realização de

procedimentos que utilizem materiais pérfuro-cortantes;

▪ Não reencapar as agulhas e não entortá-las, quebrá-las ou retirá-

las das seringas com as mãos;

▪ Desprezar conjunto seringa/agulha sem desmontá-lo;

▪ Seguir as recomendações para montagem e preenchimento das

caixas de pérfuro-cortantes;

▪ Desprezar todo material pérfuro-cortante, mesmo que estéril, em

recipientes adequados.

b. Condutas gerais após o acidente




Todo acidente deve ser considerado uma emergência médica!

▪ Comunicar o acidente à chefia imediata e notificar a CCIH.

▪ Coleta e realização das sorologias para HIV, hepatite B e hepatite

C do profissional acidentado e do paciente-fonte. Comunicar o

paciente-fonte e solicitar seu consentimento para realização dos

exames.

▪ Outras sorologias podem ser solicitadas de acordo com a

situação epidemiológica, tais como: sorologia para Doença de

Chagas, HTLV, sífilis.

▪ Nas situações onde não é possível identificar o paciente-fonte envolvido

no acidente (fonte desconhecida), os riscos devem ser avaliados

individualmente (realizar contato com equipe do CCIH). Na maioria desses

casos, não há vantagens na realização da profilaxia empírica.

▪ Realização do acompanhamento, pela CCIH, conforme o tipo de

exposição.

c. Tratamento imediato do local da exposição

▪ Exposições percutâneas: o local exposto deve ser lavado

exaustivamente com água e sabão. Não apertar, espremer ou

pressionar o local, pois isto pode aumentar a superfície de contato.

Anti-sépticos podem ser utilizados, embora não exista evidência de

que sua aplicação seja eficaz. Nunca utilizar agentes irritantes (como

hipoclorito, éter, benzina) sobre o local.

▪ Exposição de mucosa: a área exposta deve ser lavada apenas

com água ou soro fisiológico 0,9%.




Tabela 2. Profilaxia pós-exposição ao HBV

Situações vacinal e

sorológica do

profissional exposto :

Paciente-fonte :

HBsAg positivo HBsAg negativo HBsAg desconhecido

ou não testado

Não Vacinado IGHAHB + iniciar

vacinação Iniciar vacinação Iniciar vacinação 1

Com vacinação

incompleta

IGHAHB +

completar vacinação

Completar

vacinação

Completar

vacinação 1

Previamente vacinado

Com resposta vacinal

conhecida e adequada (≥

10mUI/ml)

Nenhuma medida

específica

Nenhuma medida

específica Nenhuma medida

específica

Sem resposta vacinal após

a 1a série (3 doses)

IGHAHB + 1 dose da

vacina contra hepatite B

ou IGHAHB (2x) 2

Iniciar nova série de vacina

(3 doses) Iniciar nova série de vacina (3 doses) 2

Sem resposta vacinal após

2a série (6 doses) IGHAHB (2x) 2

Nenhuma medida

específica IGHAHB (2x) 2

Resposta vacinal

desconhecida

Testar o profissional de

saúde:

Se resposta vacinal

adequada: nenhuma

medida específica

Se resposta vacinal

inadequada: IGHAHB +

1 dose da vacina contra

hepatite


saúde:

Se resposta vacinal

adequada: nenhuma

medida específica

Se resposta vacinal



hepatite


saúde:

Se resposta vacinal

adequada: nenhuma

medida específica

Se resposta vacinal



hepatite

▪ (*) Profissionais que já tiveram hepatite B estão imunes à reinfecção e não necessitam de profilaxia pós-exposição.

Tanto a vacina quanto a imunoglobulina devem ser aplicadas dentro do período de 7 dias após o acidente, mas,

idealmente, nas primeiras 48 horas após o acidente.

▪ Uso associado de imunoglobulina hiperimune está indicado se o paciente-fonte tiver alto risco para infecção pelo

HBV como: usuários de drogas injetáveis, pacientes em programas de diálise, contactantes domiciliares e sexuais de

portadores de HBsAg positivo, homens que fazem sexo com homens, heterossexuais com vários parceiros e relações




sexuais desprotegidas, história prévia de doenças sexualmente transmissíveis, pacientes provenientes de áreas

geográficas de alta endemicidade para hepatite B, pacientes provenientes de prisões e de instituições de atendimento

a pacientes com deficiência mental.

▪ IGHAHB (2x) = 2 doses de imunoglobulina hiperimune para hepatite B com intervalo de 1 mês entre as doses.

Esta opção deve ser indicada para aqueles que já fizeram 2 séries de 3 doses da vacina mas não apresentaram

resposta vacina ou apresentem alergia grave à vacina.

Fonte: Recomendações para atendimento e acompanhamento de exposição ocupacional a material biológico HIV e

Hepatites B e C. Ministério da Saúde – 2004.

MEDIDAS PÓS-EXPOSIÇÃO AO HCV

Não existe nenhuma medida rotineira específica eficaz para redução do

risco de transmissão do vírus da hepatite C após exposição ocupacional.

Nos casos de alterações de transaminases ou resultado indeterminado

da sorologia anti-HCV do profissional em acompanhamento, recomendamos

que seja realizado o teste confirmatório por PCR. Se o resultado do teste PCR

for positivo, encaminhar indivíduo acidentado para Centro de Referência ou

ambulatório específico para avaliação, acompanhamento e possível tratamento

da hepatite C aguda. Se resultado do PCR for negativo, um novo Anti-HCV

deverá ser feito em 180 dias.

Tabela 3. Acompanhamento sugerido para todo profiss ional acidentado

Tipo de acidente

segundo sorologia

do paciente-fonte

Momento do

acidente 14 dias

Entre a 4ª e

a 6ª semana 03 meses 06 meses 12 meses

Paciente-fonte

desconhecido ou

sorologias não

testáveis

Sorologias

HIV, HBV e HCV

ALT/ TGP

ALT/TGP

Sorologias

HIV, HBV e

HCV

ALT/TGP

Sorologias

HIV, HBV

e HCV

ALT/TGP

Paciente -fonte com

sorologias negativas

Sorologias

HIV, HBV e HCV Alta do acompanhamento.

Paciente -fonte HIV + Sorologias Exames Sorologia Sorologia Sorologia Sorologia




HIV, HBV e HCV e

exames laboratoriais

quando indicado

profilaxia anti-

retroviral

laboratoriais

quando

indicado

profilaxia

anti-

retroviral

HIV e

exames

laboratoriais

quando

indicado

profilaxia

anti-retroviral

HIV HIV HIV

(nos casos

suspeitos de

infecção

aguda e se

paciente-

fonte com co-

infecção HIV

e HCV)

Paciente -fonte HBV

+ e acidentado não

imune

Sorologias

HIV, HBV e HCV

Sorologia

HBV

Sorologia

HBV

Paciente-fonte

HCV +

Sorologias

HIV, HBV e HCV

ALT/TGP

ALT/TGP

Sorologia

HCV

ALT/TGP

PCR HCV

Sorologia

HCV

ALT/TGP

Sorologia

HCV

(se paciente-

fonte com co-

infecção HIV

e HCV)




Fluxograma CCIH/HSP-UNFESP/EPM HSP

CCIH

Rua: Napoleão de Barros, n.º 690 – 2º andar.

Telefones:

5576 – 4463 ou 5571 – 8935.

(Segunda a Sexta Feira - 8:00 as 17:00)

Celular:

7140-5698 (Das 17:00 as 8:00 e

Finais de Semana e Feriados qualquer horário)

Recomendações Fundamentais para os Meses Após o Aci dente

1. Usar corretamente a medicação, quando indicada, e na presença de qualquer efeito

colateral, entrar em contato com a CCIH*; 2. Seguir corretamente o esquema vacinal e uso da imunoglobulina quando indicado **; 3. Realizar o acompanhamento conforme orientação do serviço responsável pelo

atendimento. 4. Usar preservativos durante as relações sexuais, não engravidar, não amamentar* e não

doar sangue ou sêmem no período de acompanhamento. * recomendação referente à exposição ao HIV

** recomendação referente à exposição ao vírus da hepa tite B

Funcionário, residente ou aluno acidentou-se

Comunicar chefia/docente

Notificar CCIH (atendimento 24h)

Fonte conhecida

(colher sangue - 2 tubos secos c/ nome e RH do paciente-fonte)

Solicitar orientação à CCIH

antes da coleta

Fonte desconhecida

Avaliação individualizada

Atendimento na CCIH: avaliação do acidente;notificação e

demais condutas

Quando necessário, realizar

acompanhamento

Cuidados locais

Notificar (Comunicado Acidente de Trabalho) ao SESMT e ao Dep.

Pessoal




REFERÊNCIAS

▪ Brasil. Recomendações para atendimento e acompanhamento de exposição

ocupacional a material biológico: HIV e Hepatites B e C. Ministério da Saúde,

2004.

▪ CDC. Update US Public health service guidelines for management of

occupational exposures to HBV, HCV and HIV and recommendations for

postexposure prophylaxis. MMWR 2001;50 (RR-11,1).

▪ CDC. Updated US Public health service guidelines for the management of

occupational exposures to HIV and recommendations for postexposure

prophylaxis. MMWR. 2005;54 (RR-09).

▪ Health Canada. Prevention and control of occupational infections in health

care. An infection control guideline. CCDR 2002;28 SI:201-221.

▪ APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Orientações para controle de infecções em pessoal da

área da saúde São Paulo, APECIH, 1998.




17. IMUNIZAÇÃO DO PROFISSIONAL DA ÁREA DA SAÚDE

Os profissionais da área da saúde (PAS) estão expostos a um risco maior de

adquirir determinadas infecções do que a em população geral, sendo que

algumas são imunologicamente preveníveis.

A imunização é uma medida de prevenção recomendada com excelentes

repercussões. Os benefícios incluem: a proteção individual, a interrupção da

disseminação de doenças infecciosas e de alguns surtos intrahospitalares e a

proteção indireta de pessoas não vacinadas da comunidade. Além disso,

quando parte de um programa de saúde para profissionais, reduz perdas

com dias de afastamento das atividades e várias outras despesas

relacionadas ao diagnóstico, tratamento e controle da infecção.


A imunização pode ser ativa, através de vacinas, que oferecem uma

proteção duradoura ou passiva, pelo uso de imunoglobulinas, que oferecem

curto período de proteção.

A Norma Reguladora nº 32 do Ministério do Trabalho e Emprego tem

como finalidade estabelecer diretrizes básicas para implementação de medidas

de proteção à segurança e saúde do trabalhador em serviços de saúde.

O PAS recém-contratado deve ter em sua ficha médica admissional com

dados precisos quanto ao seu estado imunológico. Na ausência destes dados,

ou constatada uma inadequada proteção, deve contar, imediatamente, com um

plano de imunização a ser executado.




O momento ideal para recomendar a imunização ativa é antes de início

do contato com os pacientes.

As vacinas recomendadas aos profissionais da área da saúde são:

▪ Hepatite B

▪ Difteria e Tétano

▪ Rubéola, Sarampo, Caxumba

▪ Gripe (Influenza)

▪ BCG

▪ Varicela

A Norma Reguladora nº 32 também estabelece que sempre que houver

vacinas eficazes contra outros agentes biológicos a que os trabalhadores

estão ou poderão estar expostos, o estabelecimento de Saúde deve oferecer

gratuitamente programas de imunizações ativas contra esses agentes.

Vide resumo de informações sobre vacinas que podem ser

administradas em profissionais de saúde na Tabela 1.

A imunização passiva pode estar indicada aos profissionais susceptíveis

diante de algumas exposições de risco.

Tabela 1. Vacinas que podem ser administradas em pr ofissionais de

saúde

Doença Vacina Dose* Efeitos colaterais Contra -indicações

Hepatite B Recombinante

3 doses**

de 1,0ml

IM/SC***

0-30-180

dias

Eritema e

induração local

Raros: prurido,

urticária e

broncoespasmo

Relativa: primeiro trimestre da

gravidez

Tuberculose Bacilo vivo

atenuado

Dose única

0,1 ml ID

Aplicar no

Abscessos locais,

úlceras e

linfonodos

Imunodepressão de qualquer

natureza




braço D fistulizados.

Raros: osteíte,

sepse

Rubéola Vírus vivo

atenuado

Dose única

1,0 ml SC

Exantema,

linfadenopatia,

febre, mal estar,

artralgia, artrite.

Raros: radiculite e

trombocitopenia

Imunodeprimidos, gestante

quando na tríplice viral

Sarampo Vírus vivo

atenuado

Dose única

1,0 ml SC

Exantema, quadro

catarral, sintomas

locais.

Raros:

panencefalite

subaguda,

trombocitopenia

Imunodeprimidos, gestantes

no primeiro trimestre, alergia

do tipo anafilático à ovo e

neomicina

Caxumba Vírus vivo

atenuado

Dose única

SC

Locais, parotidite,

meningite

asséptica

Imunodeprimidos exceto

crianças HIV positivas e

assintomáticas, gestantes no

primeiro trimestre, alergia do

tipo anafilático à ovo e

neomicina

Gripe

(influenza)

Componentes

virais

Dose única

0,5 ml

SC/IM -

anual

Dor local,

endurecimento,

febre, cefaléia,

dores musculares

Alergia do tipo anafilático à

ovo, gestantes no primeiro

trimestre

Tétano e

difteria Toxóides

Se reforço:

Dose única

IM

Se ausente:

3 doses IM

0-60- 120

Raros: febre, dor

local, astenia,

reação alérgica

Alergia do tipo anafilático aos

componentes e adjuvantes da

vacina




dias

Varicela Vírus vivo

atenuado

2 doses SC

0-60 dias Exantema, febre

Associado a imunoglobulinas

como outras vacinas de vírus

vivos. Durante a fase de

intensa imunossupressão.

Alergia aos componentes da

vacina

* A dose pode variar conforme o fabricante ** A vacinação contra a hepatite B em imunocomprometidos e renais crônicos deve ser feita com quatro doses (no esquema 0, 1, 2 e 6-12 meses), aplicando-se o dobro da dose habitualmente recomendada a adultos imunocompetentes *** risco de sangramento

REFERÊNCIAS

▪ Brasil. Ministério da Saúde. Material Didático do Curso de Infecção

relacionada à Assistência à Saúde ANVISA /IDIPA/ UNIFESP. Manual n. 5.

2004.

▪ Brasil. Ministério da Saúde. Programa Nacional de Imunizações /CENEPI/

FUNASA. Manual de Normas de Vacinação. Brasília, 2001.

▪ Calendário de Vacinação Ocupacional – Sociedade Brasileira de

Imunização SBIm 2005/2006 em www.sbim.org.br.

▪ Portaria N.° 485, de 11 de Novembro de 2005 – Norma Regulamentadora

n.º 32 Segurança e Saúde no Trabalho em Estabelecimentos de Saúde em

www.mte.gov.br.




18. CONTROLE AMBIENTAL EM SERVIÇOS DE SAÚDE

A avaliação do risco biológico é o eixo direcionador de várias ações na

tentativa de evitar a disseminação de microrganismos no ambiente hospitalar

ou fora dele. A discussão sobre riscos ambientais e seu controle em

estabelecimentos de saúde é ampla e ainda incipiente no Brasil.

Há duvidas e desafios sobre temas que englobam entre outros,

desde:

(1) as recomendações sobre a freqüência de limpeza do ambiente hospitalar e

os seus desdobramentos, como a escolha da composição química dos

produtos e concentrações utilizadas – e seu conseqüente efeito residual e/ou

adverso,

(2) tipos de equipamentos para efetuar a limpeza (dos mais simples aos mais

complexos - mops ou vapor fluente, etc),

(3) a periodicidade das rotinas de manutenção preventiva e corretiva de

sistemas de ventilação hospitalares - qualidade do ar ambiental interior,

(4) idem, dos sistemas de tratamento da água - garantia da qualidade da água

potável e tratada para fins especiais,

(5) a instalação de barreiras de contenção nos riscos físicos nas reformas e

adequações,

(6) instalação de barreiras nos riscos biológicos - surtos de microrganismos de

transmissão aérea,

(7) os aspectos clínicos e epidemiológicos dos patógenos emergentes e

reemergentes,

(8) a gestão de resíduos potencialmente infectantes, de medicamentos

perigosos, de produtos químicos e radioativos,

(9) o valor da amostragem ambiental e sua interpretação,




(10) à adequação dos serviços de saúde às normas de segurança do trabalho

e biossegurança.

O controle dos riscos ambientais nos serviços de saúde é

realizado por equipe multidisciplinar, que inclui também os profissionais de

controle de infecção relacionada à saúde em relação ao risco biológico.

São descritos alguns tipos de controle previstos por legislação

específica e obrigatórios no ambiente hospitalar.

REFORMAS E CONSTRUÇÕES As perturbações ambientais associadas a projetos de construção

nas unidades de saúde podem facilitar a transmissão de doenças via água ou

ar, aumentando os riscos de pacientes imunocomprometidos na aquisição de

doenças por agentes oportunistas.

As intervenções parciais ou totais na estrutura física dos edifícios

que abrigam serviços de saúde precisam ser cuidadosamente monitoradas,

pois além da poeira, barulho e umidade causada pela obra, a movimentação de

materiais, novos ou velhos, e circulação de operários da construção também

pode alterar a microbiota local e/ou contaminar o ambiente com novos

patógenos.

Três tópicos principais devem ser considerados antes do inicio

das atividades de reforma, demolição e construção em ambientes de saúde,

descritos como:

▪ Função da nova estrutura ou área, definido por equipe multidisciplinar

e multiprofissional;

▪ Avaliação dos riscos ambientais para prevenir oportunidades de

doenças de transmissão hídrica e aérea;




▪ Implantação de medidas de contenção de poeira e umidade durante

a reforma ou construção – barreiras físicas.

Recomendações básicas para reformas em serviços de saúde

▪ Condutas de avaliação de risco por equipe multiprofissional antes da

obra;

▪ Condutas de avaliação de ventilação relacionadas a instalação de

barreiras de construção. Contenção da poeira e umidade gerada durante a

obra no hospital requer estruturas de barreiras pré-fabricadas ou construídas

em materiais mais duráveis. Ar ambiental externo não filtrado entrando na área

de barreira ou por portas e janelas expõe os pacientes a esporos de fungos.

▪ Estabelecimento e manutenção de pressões diferenciais apropriadas

para áreas de cuidados especiais (salas cirúrgicas, isolamento respiratório,etc);

e,

▪ Implementar procedimentos de controle de infecção para prevenir

disseminação de cocos gram-positivos resistentes a antibióticos e assegurar o

cumprimento destes procedimentos, assim como avaliar resultados de cultura

para micobactérias não-tuberculose ou fungos para fontes ambientais

possíveis.

Recomendações adicionais

▪ Os operários e funcionários da construção devem ser alertados sobre

as conseqüências potencialmente catastróficas da intrusão de poeira e

umidade nas áreas críticas, principalmente em um Centro Cirúrgico com

sistema de climatização e ambientes com pressão positiva. As falhas de




fornecimento de água e luz ou do sistema de condicionamento do ar podem

prejudicar pacientes, funcionários e equipamentos.

▪ Evitar que os operários circulem por outras áreas do hospital.

Providenciar serviços essenciais como banheiros e local para alimentação,

assim como entrada independente do Centro Cirúrgico para o trânsito de

operários, equipamentos necessários para a obra e suprimentos;

▪ O estabelecimento de linhas específicas de comunicação é

importante para localizar os problemas (por exemplo, controle de poeira,

qualidade do ar ambiental, nível de ruidos, vibrações), contornar contratempos

e manter os projetos caminhando para sua finalização;

▪ A equipe de controle ambiental pode desenvolver um meio para

monitoramento diário da adesão do trabalhador ao programa de controle de

infecção, tanto nas unidades hospitalares como nas proximidades do local de

construção no período de duração do projeto.

QUALIDADE DO AR

Nos procedimentos de manutenção preventiva, principalmente na

troca de filtros e limpeza de dutos de ar condicionado há risco biológico. As

paradas do sistema para rotinas de manutenção devem ser previamente

comunicadas à equipe de controle de infecção, visto que a poeira e

microrganismos contidos no sistema podem se espalhar no ambiente. Há

necessidade de orientação da equipe de sobre uso de equipamentos de

proteção individual e descarte correto dos filtros como resíduos infectantes.

A pressão das salas de isolamento – negativa ou positiva,

também deve ser controlada para evitar quebras de barreira.

Amostragem de ar para análise bacteriológica: considerando o risco

biológico/infecção para pacientes imunocomprometidos, pode-se determinar o




Padrão referencial de Qualidade do Ar Ambiental Interior (qualitativo e

quantitativo) antes da obra, porém as amostras ambientais devem ser

recomendadas com muito critério, considerando o custo/benefício.

As amostras podem ser usadas como sentinela para analisar a

necessidade da busca das fontes poluentes ou das intervenções ambientais;

fornecem dados quantitativos sobre esporos de fungos (patogênicos ou não),

poeira, bactérias presentes no ambiente, relacionados ou não com a

movimentação do ar e contaminação de superfícies de materiais de construção

(p.ex. Aspergillus spp).

As amostras sentinela serão obtidas em pontos específicos do

ambiente hospitalar, antes do inicio da obra, materiais e pessoas em situações

de rotina e será comparada com outras amostras colhidas durante e após a

obra, nos mesmos pontos. Alterações nas taxas de infecção por

organismos oportunistas durante obras também são indicadores de

contaminação ambiental e necessidade de intervenção.

QUALIDADE DA ÁGUA

Água potável: implantação de rotinas de manutenção preventiva, com

lavagem semestral dos reservatórios de água potável e cloração adequada,

incluindo a análise periódica de amostras de água colhidas em vários pontos

do edifício, com avaliação físico-químico e microbiológica da água de

abastecimento no cavalete de entrada e nos reservatórios internos. Em

qualquer ponto do sistema de abastecimento o teor mínimo de cloro residual

livre é de 0,2 mg/L e máximo de 2,0 mg/L.

Água tratada para fins especiais: as unidades de hemodiálise possuem

legislação ambiental específica, com obrigatoriedade de análises mensais

microbiológicas, físico-químicas, de microcistinas e endotoxinas (algumas são




hepatotóxicas ou neurotóxicas) na água antes e depois do tratamento da água.

Além disso, é obrigatória a manutenção preventiva dos pré-filtros de carvão,

areia e abrandadores para retirada de cálcio, magnésio e ferro, da membrana

de osmose reversa e outros equipamentos para tratamento da água. O controle

de formação de biofilme nas tubulações de água tratada (sem cloro, portanto,

sujeita a colonização) deve ser realizado através da desinfecção das

tubulações com produtos oxidantes como hipoclorito de sódio a 0,2%, entre

outros, com periodicidade no mínimo mensal, ou sempre que ocorrerem

reações clínicas adversas durante o tratamento dialítico. Também é

recomendado o controle de qualidade da água tratada para fins especiais em

outras unidades hospitalares com como hemodinâmica, urologia, na

preparação de dietas enterais e lactário, na lavagem de instrumental cirúrgico

(retirada de endotoxinas), desinfecção criteriosa de tanques de hidroterapia,

entre outros. Para cada setor devem ser criadas rotinas e normas adequadas

às suas necessidades, assim como a manutenção preventiva de equipamentos

de tratamento da água e o controle laboratorial da qualidade da água.




HIGIENIZAÇÃO DO AMBIENTE HOSPITALAR

As condutas padronizadas de limpeza, higienização e desinfecção

de materiais, equipamentos e superfícies no ambiente hospitalar auxiliam o

controle de infecção hospitalar. O treinamento dos funcionários das empresas

limpadoras deve ser orientado por profissional com experiência em serviço de

saúde. Os critérios de escolha dos produtos disponíveis devem ser

determinados pela equipe de controle de infecção, assim como para os

suprimentos para a correta lavagem das mãos.

CONTROLE DE PRAGAS URBANAS Insetos em geral, além do incomodo de sua presença, podem se

tornar vetores mecânicos de infecção hospitalar e devem ser controlados.

Algumas espécies de formiga permanecem no ambiente hospitalar, apesar das

medidas de controle e higienização, devido à complexidade da estrutura física

do edifício que dificulta a penetração de inseticidas, com necessidade de

introdução de métodos mais adequados para sua eliminação.

O controle de roedores requer o uso de iscas contendo produtos

químicos tóxicos que necessitam de monitoramento. O uso de descupinicidas

também deve ser avaliado, com identificação correta do agente etiológico. As

diferentes espécies requerem produtos específicos. A infestação pode ser

causada por cupins de solo ou de madeira, que atacam estruturas físicas e/ou

o mobiliário do serviço de saúde, respectivamente, com diferentes métodos e

estratégias de tratamento, de acordo com o agente.

O impacto ambiental e ação residual dos produtos químicos

usados nos procedimentos de desinsetização, desratização, descupinzação

deve ser avaliado e monitorado principalmente nas áreas de manipulação de




alimento, como cozinha, refeitório e lactário e unidades de internação, em

especial as pediátricas e de pacientes imunocomprometidos.

As embalagens desses produtos são consideradas como resíduos

químicos e devem ser processadas como tal, encaminhadas para incineração.

REFERÊNCIAS

� Anaissie EJ, Stratton SL, Dignani MC, Lee CK, Summerbell RC, Rex JH,

Monson TP, Walsh TJ. Pathogenic molds (including Aspergillus species) in

hospital water distribution systems: a 3-year prospective study and clinical

implications for patients with hematologic malignancies. Blood 2003;

101(7):2542-6.

� Carmo AT, Prado RTA. Qualidade do Ar Interno. Texto Técnico, Escola

Politécnica da USP, Departamento de Engenharia e Construção Civil. ISSN

1413-0386. TT/PCC/21. São Paulo, 1999.

� CDC. Guideline for Environmental Infection Control in Healthcare

Facilities. Center for Disease Control and Prevention, Healthcare Infection

Controle Practice Advisory Committee (HICPAC) MMWR 2003, 52(RR10); 1-

42.

� CDC. Water Sampling Strategies and Culture Techniques for Detecting

Legionellae, MMWR 2003; 52 (RR10) ; 43, Disponível em URL:

http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/rr5210a2.htm




� Flynn PM, Williams BG, Hethrington SV, Williams BF, Gianini MA,

Pearson TA. Aspergillus terreus during hospital renovation. Infect. Control

Hosp. Epidemiol 1993; 14: 363-365.

� Portaria nº 518, DE 25 de março de 2004 Estabelece os procedimentos

e responsabilidades relativos ao controle e vigilância da qualidade da água

para consumo humano e seu padrão de potabilidade, e dá outras providências.

� Resolução RDC nº 154, de 15 de junho de 2004. Estabelece o

Regulamento Técnico para o funcionamento dos Serviços de Diálise.

� Warris A, Klaassen CH, Meis JF, De Ruiter MT, De Valk HA,

Abrahamsen TG, Gaustad P, Verweij PE. Epidemiology of Aspergillus

fumigatus isolates recovered from water, air, and patients shows two clusters of

genetically distinct strains. J Clin Microbiol. 2003; 41(9):4101-6.




19. RESÍDUOS DE SERVIÇO DE SAÚDE

O gerenciamento dos Resíduos de Serviços de Saúde (RSS) segue

atualmente duas recomendações federais: a Resolução RDC nº 306, de 07 de

dezembro de 2004 da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) e

Resolução 358, de 29 de abril de 2005 do Conselho Nacional do Meio

Ambiente (CONAMA), dispondo o Regulamento Técnico para o gerenciamento

de RSS e sobre o tratamento e a disposição final dos resíduos dos serviços de

saúde, respectivamente.

Cada estado brasileiro pode ainda ter legislações específicas, como é o

caso de São Paulo: a Portaria CVS-21, de 10 de setembro de 2008, elaborada

pelo Centro de Vigilância Sanitária da Secretaria de Estado da Saúde do

Município de São Paulo, que estabelece critérios próprios para os resíduos de

medicamentos perigosos, visando principalmente os resíduos de

quimioterápicos, medicamentos vencidos, embalagens com restos de

medicamentos e sobras de medicamentos nas unidades de internação. As

legislações estaduais também estabelecem as normas do tratamento final dos

resíduos, se incineração ou outros tipos de tratamento térmico.

As ações relativas ao manejo, segregação, acondicionamento, coleta,

armazenamento, transporte, tratamento e disposição final dos resíduos, bem

como a proteção à saúde pública e ao meio ambiente devem estar descritas

em um "Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde" ou

PGRSS, disponível para consulta nas instituições. Em nossa instituição há uma

comissão de resíduos composta por equipe multiprofissional que se reúne

mensalmente para discutir e aplicar a legislação específica sobre resíduos.




DEFINIÇÃO

Define-se como geradores de RSS todos os serviços que prestem

atendimento à saúde humana ou animal, incluindo os prestadores de serviço

que promovam os programas de assistência domiciliar; serviços de apoio à

preservação da vida, hospitais e clínicas , serviços ambulatoriais de

atendimento médico e odontológico, serviços de acupuntura, tatuagem,

serviços veterinários destinados ao tratamento da saúde animal, serviços de

atendimento radiológico, de radioterapia e de medicina nuclear, serviços de

tratamento quimioterápico, serviços de hemoterapia e unidades de produção de

hemoderivados, laboratórios de análises clínicas e de anatomia patológica,

necrotérios e serviços onde se realizem atividades de embalsamamento e

serviços de medicina legal, drogarias e farmácias, inclusive as de manipulação,

estabelecimentos de ensino e pesquisa na área de saúde, unidades de controle

de zoonoses, unidades móveis de atendimento à saúde e demais serviços

relacionados ao atendimento à saúde que gerem resíduos perigosos.

CLASSIFICAÇÃO DOS RESÍDUOS

Os resíduos de Serviços de Saúde são segregados em cinco grupos

principais, como mostra a tabela abaixo, com subdivisões.Cada grupo segue

uma orientação específica sobre o tipo de acondicionamento e disposição final

mais adequado.

Tabela 1: Classificação de Resíduos Sólidos de Serviços de Saúde em 5 grupos,

segundo CONAMA/2004




GRUPO A – Resíduos com a possível presença de agentes biológicos que, por suas características de maior virulência ou concentração, podem apresentar risco de infecção.

SUB-GRUPOS

A1

Os resíduos do Grupo A1, devem ser submetidos a processos de tratamento em equipamento que promova redução de carga bacteriana.

- Culturas e estoques de microrganismos; resíduos de fabricação de produtos biológicos, exceto os hemoderivados; descarte de vacinas de microrganismos vivos ou atenuados; meios de cultura e instrumentais utilizados para transferência, inoculação ou mistura de culturas; resíduos de laboratórios de manipulação genética.

- Resíduos resultantes da atenção à saúde de indivíduos ou animais, com suspeita ou certeza de contaminação biológica por agentes classe de risco 4, microrganismos com relevância epidemiológica e risco de disseminação ou causador de doença emergente que se torne epidemiologicamente importante ou cujo mecanismo de transmissão seja desconhecido.

- Bolsas transfusionais contendo sangue ou hemocomponentes rejeitadas por contaminação ou por má conservação, ou com prazo de validade vencido, e aquelas oriundas de coleta incompleta.

- Sobras de amostras de laboratório contendo sangue ou líquidos corpóreos, recipientes e materiais resultantes do processo de assistência à saúde, contendo sangue ou líquidos corpóreos na forma livre.

A2

- Carcaças, peças anatômicas, vísceras e outros resíduos provenientes de animais submetidos a processos de experimentação com inoculação de microorganismos, bem como suas forrações, e os cadáveres de animais suspeitos de serem portadores de microrganismos de relevância epidemiológica e com risco de disseminação, que foram submetidos ou não a estudo anátomo-patológico ou confirmação diagnóstica.

A3

- Peças anatômicas (membros) do ser humano; produto de fecundação sem sinais vitais, com peso menor que 500 gramas ou estatura menor que 25 centímetros ou idade gestacional menor que 20 semanas, que não tenham valor científico ou legal e não tenha havido requisição pelo paciente ou familiares.

A4

- Kits de linhas arteriais, endovenosas e dialisadores, quando descartados.

- Filtros de ar e gases aspirados de área contaminada; membrana filtrante de equipamento médico-hospitalar e de pesquisa, entre outros similares.

- Sobras de amostras de laboratório e seus recipientes contendo fezes, urina e secreções, provenientes de pacientes que não contenham e nem sejam suspeitos de conter agentes Classe de Risco 4, e nem apresentem relevância epidemiológica e risco de disseminação, ou microrganismo causador de doença emergente que se torne epidemiologicamente importante ou cujo mecanismo de transmissão seja desconhecido ou com suspeita de contaminação com príons.

- Resíduos de tecido adiposo proveniente de lipoaspiração, lipoescultura ou outro procedimento de cirurgia plástica que gere este tipo de resíduo.

- Recipientes e materiais resultantes do processo de assistência à saúde, que não contenha sangue ou líquidos corpóreos na forma livre.

- Peças anatômicas (órgãos e tecidos) e outros resíduos provenientes de procedimentos cirúrgicos ou de estudos anátomo-patológicos ou de confirmação diagnóstica.

- Carcaças, peças anatômicas, vísceras e outros resíduos provenientes de animais não submetidos a processos de experimentação com inoculação de microorganismos, bem como suas forrações.




- Bolsas transfusionais vazias ou com volume residual pós-transfusão.

A5

- Órgãos, tecidos, fluidos orgânicos, materiais perfurocortantes ou escarificantes e demais materiais resultantes da atenção à saúde de indivíduos ou animais, com suspeita ou certeza de contaminação com príons.

GRUPO B – Resíduos contendo substâncias químicas que podem apresentar risco à saúde pública ou ao meio ambiente, dependendo de suas características de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade.

- Produtos hormonais e produtos antimicrobianos; citostáticos; antineoplásicos; imunossupressores; digitálicos; imunomoduladores; anti-retrovirais, quando descartados por serviços de saúde, farmácias, drogarias e distribuidores de medicamentos ou apreendidos e os resíduos e insumos farmacêuticos dos Medicamentos controlados pela Portaria MS 344/98 e suas atualizações.

- Resíduos de saneantes, desinfetantes, desinfestantes; resíduos contendo metais pesados; reagentes para laboratório, inclusive os recipientes contaminados por estes.

- Efluentes de processadores de imagem (reveladores e fixadores).

- Efluentes dos equipamentos automatizados utilizados em análises clínicas

- Demais produtos considerados perigosos, conforme classificação da NBR 10.004 da ABNT (tóxicos, corrosivos, inflamáveis e reativos).

GRUPO C – Quaisquer materiais resultantes de atividades humanas que contenham radionuclídeos em quantidades superiores aos limites de isenção especificados nas normas do CNEN e para os quais a reutilização é imprópria ou não prevista.

- Enquadram-se neste grupo os rejeitos radioativos ou contaminados com radionuclídeos, provenientes de laboratórios de análises clinicas, serviços de medicina nuclear e radioterapia, segundo a Resolução CNEN-6.05.

GRUPO D – Resíduos que não apresentem risco biológico, químico ou radiológico à saúde ou ao meio ambiente, podendo ser equiparados aos resíduos domiciliares.

- papel de uso sanitário e fralda, absorventes higiênicos, peças descartáveis de vestuário, resto alimentar de paciente, material utilizado em anti-sepsia e hemostasia de venóclises, equipo de soro e outros similares não classificados como A1;

- sobras de alimentos e do preparo de alimentos;

- resto alimentar de refeitório;

- resíduos provenientes das áreas administrativas;

- resíduos de varrição, flores, podas e jardins

- resíduos de gesso provenientes de assistência à saúde

GRUPO E – Materiais perfurocortantes ou escarificantes, tais como: Lâminas de barbear, agulhas, escalpes, ampolas de vidro, brocas, limas endodônticas, pontas diamantadas, lâminas de bisturi, lancetas; tubos capilares; micropipetas; lâminas e lamínulas; espátulas; e todos os utensílios de vidro quebrados no laboratório (pipetas, tubos de coleta sanguínea e placas de Petri) e outros similares.

COLETA E TRANSPORTE

Resíduos Infectantes




• Coleta em saco branco leitoso com símbolo infectante, sendo seu

preenchimento até 2/3 da capacidade.

• Transportar em container de cor branca com símbolo infectante que deve

possuir tampa.

Resíduos Químicos

• Se de natureza sólida, Saco impermeável branco leitoso, resistente a

punctura, ruptura e vazamento, preenchimento de até 2/3 da capacidade; de

natureza líquida, embalagem que evite choque mecânico e garanta a

integridade física dos frascos de acordo com sua compatibilidade química,

mantendo as embalagens originais sempre que possível ou acondicionar em

frascos de até dois litros ou em bombonas de material compatível.

• Etiqueta de identificação

• Símbolo de tóxico

Resíduos Radioativos

• Se de natureza líquida, bomba plástica, armazenar sobre bandeja de

contenção em local ventilado; de natureza sólida saco de cor amarela sem

simbologia; se sólido biológico, envolver em papel absorvente e acondicionar

individualmente em saco de cor amarela ou até 200g por saco.

• Etiqueta de identificação

• Preenchimento de até 2/3 da capacidade




Resíduos Comuns • Coletar em saco de cor preta, preenchimento de até 2/3 da capacidade.

• Transportar em container (cor azul ou preta) com tampa.

Resíduos Recicláveis • O estabelecimento de saúde deve estabelecer regras para a reciclagem,

limitando a segregação de recicláveis dos resíduos comuns. A reciclagem de

plásticos (equipos, etc) não é recomendada para os resíduos potencialmente

infectantes.

Resíduos Pérfuro-cortantes

• Caixa rígida de papelão

• Cor amarela

• Preenchimento até 2/3 da capacidade

• Após preenchimento colocar a caixa em um saco branco e proceder como

descrito no resíduo infectante.

RISCO OCUPACIONAL

Ao manipular os resíduos é necessária a utilização de Equipamento de

Proteção Individual (EPI) específico para o desenvolvimento de tais atividades

como: luvas, máscara, óculos de proteção e avental.

Em caso de acidente entre em contato com a Comissão de Epidemiologia

Hospitalar (CEH/HSP)




5576-4463 ou 5571-8935

7140-5698 COMENTÁRIOS

Os Estados e Municípios têm autonomia para adotar ou restringir esta

classificação. Em situações de risco, em especial nos surtos ou mesmo

epidemias/ pandemias, a gestão de resíduos Grupo A (biológicos) torna-se

crítica dentro e fora do estabelecimento de saúde, com tratamento térmico

obrigatório dos resíduos para inativação microbiana total.

É importante ressaltar que os resíduos sólidos dos serviços de saúde –

Grupo D – também devem ter seu gerenciamento integrado com a Política

Nacional de Resíduos Sólidos (PNRS), aprovada em 07 de julho pelo Senado

Federal após duas décadas de negociação. A nova lei 12.305/2010 de 02 de

agosto de 2010 fortalece a interface com as normas já estabelecidas pelo

Sisnama – Sistema Nacional do Meio Ambiente, do Sistema Nacional de

Vigilância Sanitária – SNVS, e outros.

Os Estados e municípios deverão elaborar seus respectivos planos para

resíduos sólidos, prevalecendo a orientação da Política Nacional. Haverá

incentivo para a reciclagem e aproveitamento, patrocínio para a coleta seletiva

dentre outras medidas.

A redução de resíduos, reciclagem, reutilização também deve ser uma ação

sustentável dentro dos serviços de saúde.

A logística reversa é um ponto forte da nova PNRS – recolhimento ou

retorno ao fabricante de produtos como pilhas, medicamentos vencidos,

sistemas filtrantes, por exemplo. O serviço de saúde deve buscar acordos em

conformidade legal com seus fornecedores, revendo os seus contratos, visando

à destinação ambientalmente correta, sem sobrecarregar os aterros sanitários,




já no limite de capacidade. Serão necessários profissionais credenciados para

a tarefa, visto que a gestão de resíduos sólidos é matéria muito nova,

abrangente e multidisciplinar, além de muito especializada.

REFERÊNCIAS

� Norma CNEN-NE-6.02 – Licenciamento de Instalações Radiativas.

(Comissão Nacional de Energia Nuclear – CNEN)

� Resolução CONAMA 358, de 29 de abril de 2005 Dispõe sobre o tratamento

e a disposição final dos resíduos dos serviços de saúde e dá outras

providências.

� Resolução ANVISA RDC nº 306, de 07 de dezembro de 2004 Dispõe sobre

o Regulamento Técnico para o gerenciamento de resíduos de serviços de

saúde.

� Portaria CVS nº 21, de 10 de setembro de 2008. Norma Técnica sobre

Gerenciamento de Resíduos Perigosos de Medicamentos em Serviços de

Saúde.

� Silva MFI. Resíduos de Saúde: Gerenciamento no Centro Cirúrgico, central

de material e recuperação anestésica de um hospital do interior paulista.

Ribeirão Preto. 2004. Tese de Doutorado. Universidade de São Paulo.

Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto.

URL: http://www.teses.usp.br/teses/disponiveis/83/83131/tde-19082004-

102015/publico/doutorado.pdf.




� Anônimo. Technical Assistance Manual: State Regulatory Oversight of

Medical Waste Treatment Technologies - State and Territorial Association

on Alternate Treatment Technologies - abril de 1994.

URL: http://www.bvsde.paho.org/bvsars/i/fulltext/technical/technical.pdf

� Lei 12.305/2010, de 02 de agosto de 2010. regula os “princípios, objetivos e

instrumentos, bem como as diretrizes relativas à gestão integrada e ao

gerenciamento de resíduos sólidos, incluídos os perigosos, às

responsabilidades dos geradores e do poder público e aos instrumentos

econômicos aplicáveis.”




20. VIGILÂNCIA EPIDEMIOLÓGICA DAS DOENÇAS DE NOTIFICAÇÃ O COMPULSÓRIA

Nas últimas décadas, mudanças importantes foram observadas no perfil de

mortalidade da população brasileira. As doenças infecciosas e parasitárias que

respondiam por quase metade dos óbitos nas capitais brasileiras na primeira

metade do século passado foram reduzindo progressivamente o seu peso relativo

na mortalidade em especial. Em 1930 as doenças infecciosas representavam

45,7% do total de óbitos ocorridos nas capitais do país, já em 2005, essa

proporção era de apenas 5,2%. Observa-se um controle efetivo estabelecido para

várias doenças infecciosas, principalmente as imunopreveníveis. Apesar da

significativa redução da morbimortalidade por doenças transmissíveis no último

século, o quadro é complexo. Pela análise da trajetória das doenças por grupos

específicos, três situações paradigmáticas se apresentam:

•••• Situações favoráveis que indicam que o controle está a caminho:

poliomielite, sarampo, difteria e outros;

•••• Situações que sugerem que a doença persistirá por longo tempo em nosso

meio: tuberculose, hanseníase, malária, leishmaniose;

•••• Situações que apontam para doenças reemergentes com grande potencial

de expansão no país: dengue, cólera.

Há ainda o grupo de doenças emergentes (hantaviroses, a influenza aviária e

mais recentemente a influenza pandêmica – H1N1, que em 2009 passaram a

afetar um número significativo de pessoas, alterando o cenário epidemiológico e

desenvolvendo risco de disseminação mundial) e outras com risco de serem




introduzidos no país pela intensificação do intercâmbio internacional (SRAG, febre

do Nilo).

A melhoria da qualidade de assistência médica, especialmente quanto ao

diagnóstico e tratamento associada à notificação oportuna e ações de controle,

desempenham importante papel para redução de uma série de doenças

infecciosas e transmissíveis. Nesta perspectiva, o objetivo do texto é dar

orientações sintéticas sobre o Sistema de Vigilância Epidemiológica, destacando o

papel e responsabilidade dos profissionais de saúde especialmente médicos no

Sistema, para o efetivo controle das doenças infecciosas e transmissíveis.

O controle das doenças transmissíveis é uma das mais altas prioridades do

governo. A frase abaixo, expressa a necessidade da informação para

desencadeamento das ações pelo governo:

“O controle das doenças transmissíveis depende, basicamente, de

que se disponha de informações referentes à ocorrência de casos,

tanto para a pronta efetivação de medidas adequadas para

interromper a cadeia de transmissão, quanto para a produção de

dados estatísticos indispensáveis para estudos epidemiológicos

que fundamentem a programação de atividades e assegurem

avaliação dos seus resultados”. Walter Leser – Secretário da

Saúde de São Paulo, 1975-1979.


• Vigilância Epidemiológica




Segundo a Lei 8.080/90 o conceito de vigilância epidemiológica é: “Conjunto de

ações que proporciona o conhecimento, a detecção ou prevenção de qualquer

mudança nos fatores determinantes e condicionantes de saúde individual ou

coletiva, com a finalidade de recomendar e adotar as medidas de prevenção e

controle das doenças ou agravos.”

• Notificação

A notificação, principal fonte de informação do SNVE, é a comunicação da

ocorrência de determinada doença ou agravo à saúde feita à autoridade

sanitária por profissionais de saúde ou qualquer cidadão para fins de adoção

de medidas de intervenção pertinentes”.

A notificação compulsória é obrigatória a todos os profissionais de saúde

médicos, enfermeiros, odontólogos, médicos veterinários, biólogos,

biomédicos, farmacêuticos e outros no exercício da profissão, bem como os

responsáveis por organizações e estabelecimentos públicos e particulares de

saúde e de ensino.

• Subnotificação

Deixar de notificar uma doença de Notificação Compulsória “constitui infração

da legislação referente à saúde pública, sujeitando o infrator às penalidades

previstas no Decreto-Lei 785 de 25 de agosto de 1969, sem prejuízo das

demais sanções penais cabíveis” (Lei 6.259/75 – Art. 14).

Embora haja penalidades para subnotificação, o profissional de saúde deve

notificar entendendo que se trata de um dever de cidadania e de

responsabilidade profissional.




RECOMENDAÇÕES PRÁTICAS PARA NOTIFICAÇÃO

Notificação de casos suspeitos ou confirmados

Via de regra, casos de DNC devem ser notificados na suspeita clínica para

possibilitar o desencadeamento das ações imediatas para controle da

transmissão, se for o caso. Nas doenças em que não haja medida imediata a

tomar, a notificação deve ser feita após confirmação diagnóstica. Ex:

tuberculose, hanseníase, esquistossomose e tracoma.

Definição de caso suspeito

Há uma definição padronizada do Ministério da Saúde de caso-suspeito para

cada doença. Todos os casos que se enquadrarem nessa definição devem ser

notificados e investigados.

Segredo médico

A notificação pode criar constrangimentos ao paciente e abalar a relação médico-

paciente pela quebra do segredo médico. A legislação do Conselho Federal de

Medicina autoriza a quebra do sigilo em caso de dever legal ou risco para

coletividade em determinados casos. A autoridade sanitária que recebe a

notificação obriga-se a guardar sigilo e a identificação do paciente fora do

âmbito médico-sanitário só pode ser feita em situações excepcionais de grande

risco à comunidade e com conhecimento prévio do paciente ou do seu

responsável.




É recomendável que o paciente seja informado de que a notificação poderá

ocasionar uma investigação epidemiológica por equipes de saúde pública nos

locais aonde pode ter contraído a doença.

LISTA DE DNC

A lista de DNC para o Território Nacional é elaborada pelo Ministério da Saúde,

considerando critérios como magnitude, disseminação, transcendência,

vulnerabilidade, compromissos internacionais, regulamento sanitário

internacional, epidemias, surtos e agravos inusitados.

Periodicamente esta lista é atualizada e no Anexo I é apresentada a lista definida

pela Portaria nº 104, 25 de janeiro de 2011 do Ministério da Saúde.

Gestores estaduais e municipais podem acrescentar outras doenças/agravos na

Lista do Ministério da Saúde de acordo com o perfil epidemiológico local.

Como notificar

Embora haja uma Ficha de Notificação do SINAN (Sistema Nacional de Agravos

de Notificação), é desnecessário uso do impresso específico. A notificação

pode ser feita pelo meio mais rápido e prático (telefone, fax, internet, etc) e

dirigida para a Unidade Básica de Saúde (UBS). Em Hospitais, a notificação

deve ser dirigida para o Núcleo de Vigilância Epidemiológica Hospitalar (nos

hospitais que tiverem esse serviço) ou para a Comissão de Controle de

Infecção Hospitalar (CCIH).

Notificação imediata




Via de regra a notificação deverá ser feita o mais rápido possível, para que as

medidas de controle possam ser desencadeadas.

O Ministério da Saúde elaborou uma lista de doenças/agravos de notificação

imediata – em no máximo de 24 horas - a partir da suspeita clínica, que estão

listadas no Anexo II. Para estas doenças a recomendação é que a notificação

seja feita por telefone para o serviço de vigilância local.

A Secretaria da Saúde mantém uma Central de Vigilância com médicos

sanitaristas de plantão 24 horas e que atende pelo telefone 0800-555466.

Recorrer à Central de Vigilância à noite ou finais de semana para orientação

sobre normas e condutas referentes à vigilância epidemiológica ou para

notificação de casos com urgência.

Confirmação laboratorial

Recomenda-se confirmação laboratorial dos casos suspeitos e o SNVE disponibiliza

a rede de laboratórios de saúde pública, sem ônus para o paciente ou

instituição, para confirmação laboratorial.

O Laboratório de referência em São Paulo é, habitualmente, o Instituto Adolfo Lutz

(IAL) que processa os exames específicos para investigação epidemiológica

mas há algumas normas a serem seguidas. Portanto, havendo necessidade de

processar exames no IAL, consulte a UBS, a Vigilância Hospitalar ou CCIH

para orientações.




REFERÊNCIAS

• Saúde Brasil 2009: uma análise da situação de saúde e da agenda nacional

e internacional de prioridades em saúde / Ministério da Saúde, Secretaria

de Vigilância em Saúde, Departamento de Análise de Situação de Saúde –

Brasília: Ministério da Saúde, 2010.

• Brasil. Ministério da Saúde. Lei 8.080 de 19 de setembro de 1990. Dispõe

sobre as condições para promoção, proteção e recuperação da saúde, a

organização e o funcionamento dos serviços correspondentes e dá outras

providências. Diário oficial da União, Poder Executivo, Brasília, DF, 19 set.

1990. Seção I.

• Brasil. Ministério da saúde. Portaria nº 104, de 25 de janeiro de 2011.

Define as terminologias adotadas em legislação nacional, conforme o

disposto no Regulamento Sanitário Internacional 2005 9RSI 2005), a

relação de doenças, agravos e eventos em saúde púbica de notificação

compulsória em todo território nacional e estabelece fluxo, critérios,

responsabilidades e atribuições aos profissionais e serviços de saúde. DO

nº 18 – 26/02/11 – Seção 1 – p. 37.

• Brasil. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Guia de

Vigilância Epidemiológica / Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em

Saúde. 6ª ed., Brasília, 2005.

• Conselho Federal de Medicina. Código de Ética Médica. Resolução CFM nº

1931/2009, capítulo IX,2010. Acesso em 20/01/2011. Disponível em

http://portal.cfm.org.br/index.php?option=com_content&view=article&id=206

64:capitulo-ix-sigilo-profissional&catid=9:codigo-de-etica-medica-

atual&Itemid=122




• Centro de Vigilância Epidemiológica “Alexandre Vranjac” (CVE). Acesso em

20/01/2011. Disponível em http://www.cve.saude.sp.gov.br/

ANEXO I: Lista de Notificação Compulsória - LNC 1. Acidentes por animais peçonhentos; 2. Atendimento antirrábico; 3. Botulismo; 4. Carbúnculo ou Antraz; 5. Cólera; 6. Coqueluche; 7. Dengue; 8. Difteria; 9. Doença de Creutzfeldt-Jakob; 10. Doença Meningocócica e outras Meningites; 11. Doenças de Chagas Aguda; 12. Esquistossomose; 13. Eventos Adversos Pós-Vacinação; 14. Febre Amarela; 15. Febre do Nilo Ocidental; 16. Febre Maculosa; 17. Febre Tifóide; 18. Hanseníase; 19. Hantavirose; 20. Hepatites Virais; 21. Infecção pelo vírus da imunodeficiência humana – HIV em gestantes e crianças

expostas ao risco de transmissão vertical; 22. Influenza humana por novo subtipo; 23. Intoxicações Exógenas (por substâncias químicas, incluindo agrotóxicos, gases

tóxicos e metais pesados); 24. Leishmaniose Tegumentar Americana; 25. Leishmaniose Visceral; 26. Leptospirose; 27. Malária; 28. Paralisia Flácida Aguda; 29. Peste;




30. Poliomielite; 31. Raiva Humana; 32. Rubéola; 33. Sarampo; 34. Sífilis Adquirida; 35. Sífilis Congênita; 36. Sífilis em Gestante; 37. Síndrome da Imunodeficiência Adquirida - AIDS; 38. Síndrome da Rubéola Congênita; 39. Síndrome do Corrimento Uretral Masculino; 40. Síndrome Respiratória Aguda Grave associada ao Coronavírus (SARS-CoV); 41. Tétano; 42. Tuberculose; 43. Tularemia; 44. Varíola; e 45. Violência doméstica, sexual e/ou outras violências. OBS: Para o Estado de São Paulo, segundo Resolução SS-20 de 22/02/2006, outras

doenças são incluídas na Lista de Notificação Compulsória: 1. Hipertermia Maligna 2. Síndrome Febril Ictero-Hemorrágica Aguda e 3. Tracoma ANEXO II: Lista de Notificação Compulsória Imediata – LNCI I. Caso suspeito ou confirmado de: 1. Botulismo; 2. Carbúnculo ou Antraz; 3. Cólera; 4. Dengue nas seguintes situações: - Dengue com complicações (DCC), - Síndrome do Choque da Dengue (SCD), - Febre Hemorrágica da Dengue (FHD), - Óbito por Dengue




- Dengue pelo sorotipo DENV 4 nos estados sem transmissão endêmica desse sorotipo;

5. Doença de Chagas Aguda; 6. Doença conhecida sem circulação ou com circulação esporádica no território

nacional que não constam no Anexo I desta Portaria, como: Rocio, Mayaro, Oropouche, Saint Louis, Ilhéus,

Mormo, Encefalites Eqüinas do Leste, Oeste e Venezuelana, Chikungunya, Encefalite Japonesa, entre outras; 7. Febre Amarela; 8. Febre do Nilo Ocidental; 9. Hantavirose; 10. Influenza humana por novo subtipo; 11. Peste; 12. Poliomielite; 13. Raiva Humana; 14. Sarampo; 15. Rubéola; 16. Síndrome Respiratória Aguda Grave associada ao Coronavírus (SARS-CoV); 17. Varíola; 18. Tularemia; e 19. Síndrome de Rubéola Congênita (SRC). II. Surto ou agregação de casos ou óbitos por: 1. Difteria; 2. Doença Meningocócica; 3. Doença Transmitida por Alimentos (DTA) em embarcações ou aeronaves; 4. Influenza Humana; 5. Meningites Virais; 6. Outros eventos de potencial relevância em saúde pública, após a avaliação de

risco de acordo com o Anexo II do RSI 2005, destacando-se: a. Alteração no padrão epidemiológico de doença conhecida, independente de

constar no Anexo I desta Portaria; b. Doença de origem desconhecida; c. Exposição a contaminantes químicos; d. Exposição à água para consumo humano fora dos padrões preconizados pela

SVS; e. Exposição ao ar contaminado, fora dos padrões preconizados pela Resolução do

CONAMA; f. Acidentes envolvendo radiações ionizantes e não ionizantes por fontes não

controladas, por fontes utilizadas nas atividades industriais ou médicas e acidentes de transporte com produtos radioativos da classe 7 da ONU.




g. Desastres de origem natural ou antropogênica quando houver desalojados ou desabrigados;

h. Desastres de origem natural ou antropogênica quando houver comprometimento da capacidade de

funcionamento e infraestrutura das unidades de saúde locais em conseqüência evento.

III. Doença, morte ou evidência de animais com agente etiológico que podem acarretar a ocorrência de doenças em humanos, destaca-se entre outras classes de animais:

1. Primatas não humanos 2. Eqüinos 3. Aves 4. Morcegos - Raiva: Morcego morto sem causa definida ou encontrado em situação

não usual, tais como: vôos diurnos, atividade alimentar diurna, incoordenação de movimentos, agressividade, contrações musculares, paralisias, encontrado durante o dia no chão ou em paredes.

5. Canídeos - Raiva: canídeos domésticos ou silvestres que apresentaram doença com sintomatologia neurológica e evoluíram para morte num período de até 10 dias ou confirmado laboratorialmente para raiva.

Leishmaniose visceral: primeiro registro de canídeo doméstico em área indene, confirmado por meio da

identificação laboratorial da espécie Leishmania chagasi. 6. Roedores silvestres - Peste: Roedores silvestres mortos em áreas de focos

naturais de peste.




21. A QUALIDADE, A SEGURANÇA DO PACIENTE E O CONTROLE D E

INFECÇÃO

A qualidade tem sido uma preocupação dos gestores de saúde. Os

processos de avaliação e certificação da qualidade em organizações de

saúde, nos últimos dez anos têm se tornado uma realidade, e até uma

obrigação, cada vez mais presente nestas organizações. Cirurgias em

membros errados ou em pacientes errados; objetos deixados no interior do

corpo do paciente durante a cirurgia; administração de medicamentos em

doses erradas ou a pacientes errados; infecções desenvolvidas dentro do

ambiente hospitalar mas que não são relacionadas à assistência à saúde

representam efeitos indesejados, oriundos de falhas nos processos e, por

vezes, da má prática, quer dos profissionais quanto dos sistemas no qual

estão inseridos.

Estes eventos comprometem diretamente a qualidade do serviço

prestado, a credibilidade da assistência e, principalmente, a segurança do

paciente. Cada vez mais a mídia tem divulgado estes eventos adversos e

cada vez mais as organizações de saúde se preocupam com a qualidade, a

organização dos seus processos, implantação de protocolos e formas de

minimização de riscos visando à assistência segura e a segurança do

paciente.

BASES TEÓRICAS DA QUALIDADE

A qualidade em saúde vem sendo estudada há mais de trinta anos e o

referencial teórico largamente utilizado pelos autores desta área tem sido o




de Avedis Donabedian que propõe a classificação universal da qualidade na

trilogia: estrutura / processo / resultados para estimar a qualidade de serviço.

A estrutura se refere ao como a assistência é organizada e como os

diversos recursos são utilizados; o processo reporta-se ao que e como foi

feito e os resultados correspondem aos desfechos, principalmente

relacionados ao que aconteceu com o paciente.

Os processos de avaliação da qualidade têm sua vertente através da

Acreditação que, por sua vez, são originários dos sistemas de acreditação

desenvolvidos pela Comissão Conjunta para Acreditação Hospitalar e

Organizações de Saúde (Joint Commission on Accreditation of Healthcare

Organizations/JCAHO-EUA). Na América Latina como um todo, incluindo o

Brasil, uma contribuição importante foi dada pelas propostas de certificação e

Controle da Qualidade desenvolvidas pela Organização Panamericana de

Saúde que vêm sendo implantadas, integrando, assim, o processo de

mudança da cultura gerencial do sistema de saúde.

ORGANIZAÇÃO NACIONAL DE ACREDITAÇÃO (ONA)

O Sistema Brasileiro de Acreditação/SBA3 preconizado pela

Organização Nacional de Acreditação/ONA, a partir de 1998, tem como

enfoque inicial implementar e garantir a qualidade nos serviços de saúde

brasileiros. Nesse sentido, vem contribuindo para que, dentro dos recursos

disponíveis, ocorra uma progressiva mudança planejada de hábitos e

comportamentos, de maneira a provocar nos profissionais de todos os níveis

e áreas um novo estímulo para avaliar as debilidades e forças da instituição,

com o estabelecimento de metas claras e mobilização constante do pessoal,

voltados para a qualidade da assistência prestada aos pacientes/clientes.

A Acreditação é um processo voluntário que detecta não-conformidades

de estrutura e de processos a partir de um padrão definido, é periódica e




confidencial e, acima de tudo, estabelece prazos para a correção das falhas

encontradas e das não-conformidades constatadas buscando a melhoria

contínua dos processos. O estabelecimento de objetivos precisos,

mensuráveis, a curto e a longo prazo, e a sua freqüente monitorização,

orientam os planos para a ação, a estratégia da organização e a

implementação de programas de melhorias.

A organização de saúde que adere ao Sistema Brasileiro de Acreditação

denota responsabilidade e comprometimento com a segurança, com a ética

profissional, com os procedimentos que realiza e com a garantia da qualidade

do atendimento à população3.

O Manual Brasileiro de Acreditação das Organizações de Saúde

formado por critérios explícitos, é uma metodologia de avaliação da qualidade

de serviços baseada nos princípios originários da trilogia de Donabedian

(estrutura/processo/resultados), divididos em três Níveis respectivamente: o

Nível 1 Segurança, o Nível 2 Organização e o Nível 3 Excelência. A

instituição avaliada que atinge o Nível 1 recebe o status de Acreditada, a que

atinge Nível 2 é Acreditada Plena e, a de Nível 3, é Acreditada com

Excelência.

A lógica sistêmica permeia toda a estruturação do Manual e,

consequentemente a avaliação do mesmo, pois se supõe que o

funcionamento de qualquer organização dês saúde também deva ser a de um

sistema. O propósito deste enfoque é reforçar o fato de que as estruturas e

processos de uma organização são de tal ordem interligados e

interdependentes, que o funcionamento de um componente interfere em todo

o conjunto e no resultado final. Não se avalia um serviço ou unidade

isoladamente e, consequentemente, não são certificadas unidades




separadas, ou seja, ou todo o hospital é acreditado em determinado nível ou

não.

Seguindo esta lógica, a atuação do Serviço de Controle de

Infecção/SCIH, e/ou de sua respectiva Comissão, é avaliada em todas as

áreas (que no Manual correspondem a seções e subseções) de Atenção ao

Paciente, de Diagnóstico e na maior parte dos Serviços de Abastecimento e

Apoio Logístico. O item: “Cumpre as diretrizes de prevenção e controle de

infecção” é um requisito obrigatório no Nível 1, presente em todas as

subseções das áreas apontadas acima e que, se não atendido,

comprometerá a certificação de todo o hospital. Isto significa que, não adianta

um hospital demonstrar adequação da estrutura física, hotelaria exemplar,

equipamentos de última geração se não evidenciar, por exemplo, que realiza

periodicamente treinamentos e orientações quanto a lavagem de mãos ou

que atua na Central de Esterilização de Materiais validando fluxos e

processos de desinfecção ou, ainda que, orienta os profissionais quanto ao

uso de antimicrobianos, este hospital não será acreditado, pois demonstra ser

seguro.

O status de Hospital Acreditado (que corresponde ao atendimento dos

requisitos de Nível 1) conota que a instituição é basicamente Segura. Isto é,

possui estrutura adequada e corretamente dimensionada quanto a recursos:

materiais, humanos, financeiros, de informações, serviços terceirizados e que

estes garantem condições para a execução da assistência. Do mesmo modo,

o atendimento dos requisitos para a segurança do paciente, gerenciamento

de riscos, requisitos de estrutura física, infra-estrutura, o cumprimento das

legislações pertinentes e a devida documentação são também aspectos

avaliados.




ATUAÇÃO DO SERVIÇO DE CONTROLE DE INFECÇÃO NO

PROCESSO DE ACREDITAÇÃO

Considerando que a qualidade da assistência, na óptica da Acreditação,

se dá nos três níveis, segurança, organização e excelência, pode-se dizer

que a segurança depende, em grande parte, da atuação do Controle de

Infecção, donde se pode concluir que a qualidade de um serviço de saúde

está intimamente ligada à qualidade da atuação do Serviço de Controle de

Infecção Hospitalar/SCIH.

A atuação do SCIH sistemática, regular e pró-ativa com perfil preventivo;

com medições adequadas; controle e monitoramento de eventos;

treinamentos periódicos e educativos; indicadores identificados e avaliados e,

através de estudos do impacto da sua ação, representam aspectos que

garantem a segurança ao paciente. Além destes, cabe citar que a segurança

implica na garantia de cuidados prestados por equipe habilitada e capacitada,

orientações/ informações corretas aos pacientes e familiares, condições de

higiene, conforto e privacidade que propiciam o bem-estar e contribuem para

a melhora do estado geral.

O SCIH se pauta em indicadores, os quais mostram o resultado da ação

prestada, da prática institucional. Os indicadores da Comissão não só

demonstram a qualidade assistencial a partir do controle das infecções como,

também, através de índices baixos de infecção retratam a segurança do

serviço. É sabido que a segurança do cuidado tradicionalmente vem sendo

medida através da taxa de infecção hospitalar, amplamente utilizada como

um dos principais indicadores de qualidade da assistência.

Um importante aspecto a ser ressaltado no tema Segurança do Paciente

se refere aquilo que é o próprio princípio da Medicina “Primum non noscere”

(primeiro, não causar dano) de Hipócrates. Um paciente não pode entrar num




hospital e sair em condições piores de saúde das que entrou. Condições

estas agravadas por circunstâncias que não aquelas que ocasionaram a sua

entrada. Circunstâncias como, não isolamento de paciente infectado, que

implica em transmissão para demais pacientes; bisturi não calibrado que

queima o paciente durante a cirurgia; prescrições com letras ilegíveis que

acarretam em administração de dosagens erradas de medicação; laudos

laboratoriais dados a paciente errado pela falta de identificação adequada;

queda do paciente do leito; úlceras por pressão acarretadas pela ausência de

protocolo para mudança de decúbito etc denotam danos ao paciente.

Muitos exemplos ou situações, parecidos com os descritos acima, já

foram presenciados pelos profissionais da saúde envolvidos direta ou

indiretamente no cuidado ao paciente. De qualquer forma, tanto os incidentes

graves quanto os não tão graves demonstram o não gerenciamento de riscos

e não-qualidade ainda presentes nas organizações de saúde e, em síntese, a

falta de segurança.

Muitas das práticas de controle de infecção e de epidemiologia têm

muito a contribuir com o novo campo da Segurança do Paciente – em

particular, o uso de definições padronizadas, monitoramento de taxas e

indicadores, rigorosa coleta e análise de dados, capacitação/treinamento e o

papel chave dos profissionais para monitorar problemas de segurança e

implementação de práticas seguras.

QUALIDADE NO HOSPITAL SÃO PAULO

Atualmente o programa de qualidade do Hospital conta com o Sistema de

Gestão da Qualidade HSP que é baseado no conceito de abordagem por

Processos e tem como objetivo assessorar a Alta Direção como ferramenta de

gerenciamento. Está estruturado em Comitês divididos em três níveis de




hierarquia (Central, Nível 1 e Nível 2), os quais configuram uma Rede de

Multiplicadores.

O desenho do Mapa de Processos do HSP contempla: macroprocessos,

processos gerais, processos específicos, tarefas (Procedimentos Operacionais

Padrão/POPs). Os macroprocessos são: assistência; abastecimento,

administração/ liderança, apoio técnico e apoio diagnóstico. Representam toda

a estrutura da organização e seus respectivos processos, fluxos e

interrelacionamentos entre operações. O funcionamento e a operação dos

Comitês estão baseados na metodologia do Sistema Brasileiro de Acreditação

da Organização Nacional de Acreditação/ONA.

Portanto, o Sistema de Gestão da Qualidade/SGQ do HSP é composto

pelo Projeto de Acreditação, Mapa de Processos, Rede de Multiplicadores

(Comitês), além do Sistema de Documentação e do Manual da Qualidade. O

acompanhamento do SGQ e análise crítica se dão através de reuniões

periódicas, capacitação dos multiplicadores e auditorias tanto internas quanto

externas. O Sistema de Gestão tem cronograma e ações definidas, assim

como a utilização de indicadores para monitoramento e melhoria de todo o

processo.

REFERÊNCIAS

• Donabedian A. Explorations in Quality Assessment and Monitoring.

Michigan: Health Administration Press, 1980.

• Novaes HM, Paganini JM. Garantia da Qualidade: Acreditação de

Hospitais para América Latina e Caribe. OPS e Federação Brasileira de

Hospitais, Série Silos 13, 1992.




• Organização Nacional de Acreditação. Manual Brasileiro de

Acreditação - Organizações Prestadoras de Serviços de Saúde. Brasília:

ONA; 2010.

• Kohn L, Corrigan J, Donaldson M, eds. To Errar is Human: Building a

Safer Health System. Washington, DC: Committee on Quality of Health

Care in America, Institute of Medicine: National Academy Press, 2000.

• Wachter RM. Compreendendo a Segurança do Paciente. Porto

Alegre: Artmed, 2010.

• Committee on Quality Health Care in America, Institute of Medicine.

Crossing the Quality Chasm: A New health System for the 21st

Century. Washington, DC: National Academy Press, 2001.




22. ROTINAS PARA TROCA, LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE MA TERIAIS E

DISPOSITIVOS

Existem várias técnicas de limpeza ou desinfecção possíveis

dependendo dos componentes de cada dispositivo e de sua rotina de uso.

Cada instituição deve estabelecer sua rotina de troca e o método

utilizado para desinfecção e/ou esterilização de materiais baseado,

primeiramente nas recomendações da legislação vigente e, a seguir,

considerando a infra-estrutura local.

Por exemplo: para a maioria dos materiais e equipamentos respiratórios

classificados como “não-críticos” ou “semi-críticos” não existe recomendação

específica em relação à freqüência de troca quando utilizado no mesmo

paciente. Cada instituição deve estabelecer sua rotina baseados na infra-

estrutura local.

Também existem materiais que são exclusivamente descartáveis, de

uso único.

Seguem algumas recomendações e sugestões para os materiais e

dispositivos mais utilizados.




ROTINA DE TROCA E DESINFECÇÃO DOS DISPOSITIVOS RESPIRATÓRIOS

Para a maioria dos materiais e equipamentos respiratórios classificados como “não-crítico” ou “semi-

crítico” não existe recomendação específica em relação à freqüência de troca quando utilizado no mesmo

paciente. Cada instituição deve estabelecer sua rotina baseados na infra-estrutura local.

TIPO DE MATERIAL PERIODICIDADE DE

TROCA LIMPEZA/DESINFECÇÃO

Água estéril do nebulizador/ umidificador

- Trocar a cada 24 horas.

- Desprezar o líquido, higienizar o material e realizar novo preenchimento. Não acrescentar líquido para preencher o reservatório antes de higienizar.

Ambú

- Manter protegido em embalagens plásticas, junto ao leito. - Não haverá troca programada.

- Desinfecção de alto nível no CME a cada novo paciente ou se apresentar sujidade.

Cateter de oxigênio e extensão

- Não haverá troca programada no mesmo paciente

- Desinfecção com álcool 70% a cada plantão e descartar na saída do paciente.

Circuitos respiratórios/ umidificador

- Ausência de filtro higroscópico: a cada 07 dias. - Filtro higroscópico: apresentar sujidade e mau funcionamento.

- Desinfecção de alto nível no CME.

Equipo de água destilada de nebulização

- Troca a cada 24 horas - Desprezar frasco da água destilada e equipo.

Extensão do frasco de aspiração (látex ou silicone).

- Troca a cada 24 horas. - Desinfecção de alto nível no CME.

Filtro Higroscópico/ Hidrofóbico

- Troca a cada 48 – 72 horas ou apresentar sujidade e mau funcionamento.

- Desprezar a cada 48 – 72 horas.

Frasco de aspiração vácuo: portátil

- Limpeza com água e sabão a cada plantão no

- Realizar limpeza com água e sabão e fricção com álcool 70% no expurgo




expurgo da própria unidade.

da própria unidade.

Frasco de aspiração vácuo: vidro

- Limpeza concorrente a cada plantão no expurgo da própria unidade.

- Realizar limpeza com água e sabão e desinfecção com álcool 70% no expurgo da própria unidade.

Frasco de aspiração vácuo: descartável/Nasodreno

- Desprezar o frasco quando completar ¾ da capacidade do recipiente.

- Desprezar o frasco na lixeira infectante sem abri-lo no expurgo.

Máscara de Nebulização Máscara de Venturi/ CPAP Inaladores

- Manter protegidos em embalagens plásticas, junto ao leito. - Limpeza com água e sabão e fricção com álcool 70% a cada uso. - Troca a cada 24 horas.

- Desinfecção de alto nível no CME a cada 24 horas.

Sistema de aspiração fechado (Trach-care)

- Desprezar a cada 72 horas.

- Troca a qualquer momento se houver quebra de técnica.

Tubo T Traqueinha

- Troca junto com o circuito respiratório, ou antes, se sujidade.


Umidificadores (parede) para nebulização

- Umidificador com água: troca a cada 24 horas. - Umidificador sem água: troca a cada 7 dias.


* Identificar os equipamentos respiratórios conforme a periodicidade de troca.

ROTINA DE TROCA E DESINFECÇÃO DOS DISPOSITIVOS DIVERSOS

TIPO DE MATERIAL PERIODICIDADE DE


Bandejas de procedimentos

A cada uso - Limpeza com água e sabão e fricção com álcool 70%

Recipiente para algodão seco e cotonetes

- Limpeza a cada 7 dias. - Limpeza com água e sabão e desinfecção com álcool 70%.

Almotolias

- Descartar a cada 7 dias. - Anotar a data de abertura e manter tampa fechada.

Dispensadores de BAG: sabão líquido e álcool gel

- Limpeza com água e sabão externamente diariamente




- Limpeza terminal na troca do BAG

Braçadeiras de esfigmomanômetro: Tecido

- Descosturar e encaminhar para lavanderia entre pacientes ou sempre que apresentar sujidade.

Braçadeiras de esfigmomanômetro: Nylon

Limpeza entre pacientes ou sempre que apresentar sujidade.

- Limpeza com água e sabão e fricção com álcool 70% - Realizar limpeza e desinfecção no expurgo da própria unidade.

Derivação Ventricular Externa (DVE)

- Esvaziar quando completar ¾ da capacidade do recipiente ou a cada 72 horas.

- Desinfecção com álcool 70% onde será inserida a agulha. Utilizar agulha 30X7 e seringa de 60ml para evitar repetidas desconexões do sistema.

ROTINA DE TROCA DOS DISPOSITIVOS VASCULARES

EQUIPOS PERIODICIDADE DE


Infusão contínua (sem

desconectar do acesso venoso)

Trocar todo sistema a cada 72

horas

Trocar a qualquer momento se

houver refluxo sanguíneo,

desconexão ou sinais de

hiperemia no local da punção.

Rotular data e período da troca.

Infusão intermitente

(administração de

antimicrobianos, drogas

vasoativas)

Trocar o equipo a cada infusão






Sangue, hemoderivados ou

soluções lipídicas (NPP)

Trocar equipo a cada frasco/

infusão ou no máximo 24 horas




Para PVC (Pressão Venosa

Central)

A cada 72 horas






Para Diálise Peritoneal (aranha)

Trocar após o término de cada

banho

Para PIC (Pressão Intracraniana)

Não há recomendação para

troca programada.

EQUIPO COM CÂMARA GRADUADA - BURETAS

PERIODICIDADE DE TROCA

LIMPEZA/DESINFECÇÃO

Administração de medicamentos em geral

Trocar a cada 72 horas Trocar a qualquer momento se houver refluxo sanguíneo, desconexão.

Lavar com solução fisiológica 0,9% após cada uso. Rotular com nome do paciente, data e horário da instalação.

Buretas para administração de leite e fórmulas lácteas via sonda orogástrica.

Trocar a cada 24 horas

Lavar com solução fisiológica 0,9% após cada uso. Rotular com nome do paciente, data e horário da instalação.

TORNEIRINHAS/ EXTENSORES/ CONECTORES

PERIODICIDADE DE TROCA

LIMPEZA/DESINFECÇÃO

Conectados ao equipo

Trocar a cada 72 horas Trocar a qualquer momento se houver refluxo sanguíneo, ou sinais de hiperemia no local da punção. Rotular data da instalação.

Extensores

Trocar a cada 72 horas Trocar a qualquer momento se houver refluxo sanguíneo, desconexão ou sinais de hiperemia no local da punção.




Rotular data da instalação.

Transdutores

Trocar a cada 72 horas Trocar a qualquer momento se houver refluxo sanguíneo, desconexão ou sinais de hiperemia no local da punção. Rotular data da instalação.

Conectores valvulados

Trocar a cada 72 horas Trocar a qualquer momento se houver refluxo sanguíneo, desconexão ou sinais de hiperemia no local da punção. Rotular data da instalação.

SERINGAS PERIODICIDADE DE


Para bomba de infusão

A cada 24 horas Na presença de sujidade, recomendamos a troca do dispositivo

Para leite ou fórmulas lácteas

A cada uso Na presença de sujidade, recomendamos a troca do dispositivo

CATETERES VENOSOS PERIODICIDADE DE





“Intracath”, cateteres de duplo ou triplo lúmen, cateter para hemodiálise (Shilley)

Na presença de sinais flogísticos, secreção local, obstrução ou indicação clínica. Não há recomendação para troca programada. Curativo com gaze e micropore: a cada 24 horas ou antes se apresentar sujidade ou sangramento. Curativo transparente: a cada 7 dias ou antes se apresentar sujidade ou sangramento.

Curativo: Limpar com solução fisiológica e clorexidine alcoólico, somente no local da inserção do cateter – data e hora. UTILIZAR TÉCNICA ASSÉPTICA



Swan-Ganz

Até 5 dias ou na presença de sinais flogísticos, secreção local, obstrução ou indicação clínica. Curativo com gaze e micropore: a cada 24 horas ou antes se apresentar sujidade ou sangramento. Curativo transparente: a cada 7 dias ou antes se apresentar sujidade ou sangramento.

Curativo: Limpar com solução fisiológica e clorexidine alcoólico, somente no local da inserção do cateter – data e hora. UTILIZAR TÉCNICA ASSÉPTICA

Cateter Periférico

Adulto: Até 72 horas Pediatria: Não há recomendação para troca programada. Trocar a qualquer momento na presença de sinais flogísticos, secreção local,

Curativo: Limpar com solução fisiológica somente no local da inserção do cateter - data e hora. UTILIZAR TÉCNICA ASSÉPTICA




obstrução, infiltração ou indicação clínica. Curativo: trocar a cada 24 horas para curativos com micropore, 72 horas no caso da película transparente, ou antes, se apresentar sujidade ou sangramento.

PICC (Cateter Central de Inserção Periférica)

Na presença de sinais flogísticos, secreção local, obstrução ou indicação clínica. Não há recomendação para troca programada. Trocar a qualquer momento na presença de sinais flogísticos, secreção local, obstrução ou indicação clínica. Curativo transparente: a cada 7 dias ou antes se apresentar sujidade ou sangramento.

Curativo: Limpar com solução fisiológica e utilizar clorexidine alcoólico, somente no local da inserção do cateter – data e hora. UTILIZAR TÉCNICA ASSÉPTICA

PAM (Pressão Arterial Média) e Flebotomia

Até 5 dias Trocar a qualquer momento na presença de sinais flogísticos, secreção local, obstrução, infiltração ou indicação clínica.



Cateter Umbilical Arterial

Até 96 horas Remover a qualquer momento na presença sinais flogísticos, secreção local, obstrução, mau funcionamento ou

Curativo: Limpar com solução fisiológica e utilizar clorexidine alcoólico, somente no local da inserção do cateter.




REFERÊNCIAS

• CDC. Guidelines for preventing health-care associated pneumonia.

Recommendations of the CDC and the HealthCare Infection Control

Practices Advisory Committee. MMWR 2004; 53(N°RR-3) .

• CDC. Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-Related

Infections MMWR 2002 ; 51 (Nº RR10)

• APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção

Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção do trato urinário hospitalar.

São Paulo, APECIH, 2000.

complicações ao recém-nascido.

Cateter Umbilical Venoso

Até 96 horas Remover a qualquer momento na presença sinais flogísticos, secreção local, obstrução, mau funcionamento ou complicações ao recém-nascido.

Curativo: Limpar com solução fisiológica e utilizar clorexidine alcoólico, somente no local da inserção do cateter.

Cateter Diálise Peritoneal

- Não haverá recomendação de troca programada. Remover a qualquer momento na presença sinais flogísticos, secreção local, obstrução ou mau funcionamento.

Curativo: Limpar com solução fisiológica e utilizar clorexidina alcoólico, somente no local da inserção do cateter.

Documents

DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE … · anti-sépticos de mão a base de álcool de 1: 4 leitos para 1 por leito é associado com o dobro de aderência nas práticas