Upload
vandan
View
213
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
i
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS
DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
AUTORA:
Lorena Elizabeth Bermeo Castillo
DIRECTOR:
José Antonio Perales Vargas Machuca Ph.D
Cádiz – España
2011
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
ii
AGRADECIMIENTO
Mi especial agradecimiento por el apoyo brindado:
Primeramente a Dios, por regalarnos el don de la inteligencia y la sabiduría para enfrentar los
obstáculos presentados durante esta etapa.
A mis queridos padres y hermanos por el cariño, confianza y apoyo brindado en todo
momento, pero sobre todo por estar cada uno a su manera, respaldándome para alcanzar mis
objetivos.
A la Secretaria de Educación Superior Ciencia y Tecnología del Ecuador por haber confiado
en mi potencial y haberme apoyado con la beca que me ha dado la posibilidad de seguirme
preparando profesionalmente.
A la Universidad de Cádiz, coordinadores y profesores del Máster en Gestión Integral del
Agua, quienes nos han permitido formarnos en el ámbito profesional para adquirir las
competencias que nos permitan contribuir al desarrollo y mejoramiento de la gestión integral
del agua.
A la Universidad Técnica Particular de Loja por el apoyo brindado para cristalizar esta meta
profesional.
Al Doctor José Antonio Perales, por su don de gente y por haber confiado en mí,
proporcionándome su orientación para la exitosa culminación de esta tesis. Al grupo de
investigación de Tecnología del Medio Ambiente por su valioso apoyo.
A todos mis amigos y personas cuyo afecto y cariño han sido un respaldo y apoyo durante esta
importante etapa de estudios.
LORENA E. BERMEO CASTILLO
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
iii
DEDICATORIA
De manera especial a mis queridos padres Braulio
y América, por su inmensurable apoyo; a mis
Hermanos, mis Abuelitos, a mi novio, ya que sin
su apoyo y cariño no se habría podido cristalizar
esta etapa tan significativa para mi vida. A todos y
cada uno de ustedes mi gratitud y mi amor
infinito.
LORENA E. BERMEO CASTILLO
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
iv
ÍNDICE
Pág.
1. INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES 1
1.1. Biocombustibles a partir de microalgas 3
1.2. Tratamiento de aguas residuales con microalgas 5
1.3. Microalgas 7
1.4. Producción de la biomasa de microalgas 8
1.4.1. Fotobiorreactores 9
1.4.2. Estanques Raceway 10
1.5. Técnicas de recuperación de biomasa 11
1.5.1. Filtración y flotación 12
1.5.2. Coagulación-Floculación 12
1.5.3. Sedimentación por gravedad 13
1.5.4. Centrifugación 13
2. OBJETIVOS 15
2.1. Objetivo general 15
2.2. Objetivos específicos 15
3. MATERIALES Y MÉTODOS 16
3.1. Cepa de microalgas 16
3.1.1. Descripción de las especies 16
3.2. Medio de cultivo 18
3.2.1. Lugar de procedencia de la muestra 18
3.2.2. Características del agua residual 19
3.3. Condiciones de cultivo 19
3.4. Ensayo de centrifugabilidad 21
3.5. Métodos analíticos 23
3.5.1. Medición de la biomasa y pH del cultivo 23
3.5.2. Análisis de nutrientes 24
3.5.3. Análisis de Demanda química de oxígeno DQO 26
3.5.4. Otros análisis 26
3.6. Metodología para análisis de resultados 27
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
v
Pág.
3.6.1. Productividad 27
3.6.2. Equipos 28
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 30
4.1. Cinética de crecimiento de las microalgas 30
4.2. Eliminación de nutrientes del agua residual por las microalgas 35
4.3. La centrifugación como método de separación de la biomasa de microalgas 38
5. CONCLUSIONES 43
6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 44
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Contenido de aceite de algunas microalgas 4
Tabla 2. Características del agua residual 19
Tabla 3. Ecuación para cambio de absorbancia a mg/l de biomasa 23
Tabla 4. Equipos utilizados en el experimento 28
Tabla 5. Registro de biomasa durante el crecimiento de las microalgas 30
Tabla 6. Los parámetros cinéticos de crecimiento del modelo de Verhulst 32
Tabla 7. Datos de la curva de crecimiento de las microalgas modelizada mediante
STATISTICA 32
Tabla 8. pH de los cultivos 34
Tabla 9. Concentración inicial de nutrientes en los fotobiorreactores 35
Tabla 10. Concentración final de nutrientes en los cultivos en fase estacionaria 35
Tabla 11. Porcentaje de eliminación de N y P 36
Tabla 12. Eficiencia de separación de la biomasa de las microalgas 38
Tabla 13. Tiempo óptimo con más de 90% captura 41
Tabla 14. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos 42
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
vi
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Fotobiorreactores tubulares verticales 10
Figura 2. Sistemas abiertos Raceway 11
Figura 3. Chlorella vulgaris 17
Figura 4. Chlorella sorokiniana 17
Figura 5. Botryococcus braunii 17
Figura 6. Neochloris oleabundans 17
Figura 7. Scenedesmus oblicuus 18
Figura 8. Proceso de inoculación e inicialización del cultivo en los fotobiorreactores 20
Figura 9. a) Inicialización del cultivo; b) crecimiento de las microalgas 20
Figura 10. Preparación de los cultivos para separación biomasa 22
Figura 11. Montaje para ensayo de centrifugabilidad 22
Figura 12. Etapa de centrifugación, a). Antes del ensayo; b). Biomasa concentrada y
sobrenadante 22
Figura 13. Control de pH y Absorbancia en los cultivos de microalgas 24
Figura 14. Recta de calibración de nitritos 25
Figura 15. Recta de calibración de nitrato 25
Figura 16. Recta de calibración de amonio 25
Figura 17. Recta de calibración de fosfatos 25
Figura 18. Recta de calibración de la DQO 26
Figura 19. Curva de crecimiento de los cultivos de microalgas con datos
experimentales preliminares 31
Figura 20. Evolución de la biomasa 33
Figura 21. Gráfica de productividad de las microalgas 34
Figura 22. Porcentaje de eliminación de PPO4 en los fotobiorreactores 37
Figura 23. Porcentaje de eliminación de N en los fotobiorreactores 37
Figura 24. Eficiencia separación Neochloris oleoabundans 40
Figura 25. Eficiencia separación Botryococcus braunii 40
Figura 26. Eficiencia separación Scenedesmus oblicuus 40
Figura 27. Eficiencia separación Chlorella sorokiniana 40
Figura 28. Eficiencia separación Chlorella vulgaris 41
Figura 29. Eficiencia separación Bloom 41
Figura 30. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos 42
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
1
1. INTRODUCCIÓN Y ANTECEDENTES
El deterioro del medio ambiente hoy en día no es una novedad. La contaminación de los
suelos, el agua y el aire, explotación desmedida de los recursos no renovables, son unos de
los pocos, pero preocupantes problemas que han propiciado un aumento del cambio
climático. El efecto invernadero provocado por las emisiones de gases como el dióxido de
carbono que se producen por la combustión de los combustibles fósiles es otro de los factores
que están produciendo graves consecuencias para la naturaleza.
Cuando hablamos de los combustibles fósiles, surge la incertidumbre sobre la sostenibilidad
del uso actual, ante la posible escasez del recurso en el futuro. Por lo tanto, los nuevos retos
consisten en buscar fuentes de energía limpia, alternativas y sostenibles que lleven de la
mano a impactos positivos para el medio ambiente y a la economía de la sociedad.
Actualmente, los biocombustibles en los que se ha invertido más esfuerzo son el etanol a
partir de caña de azúcar y del maíz y el biodiesel a partir de aceite de soja, canola, girasol,
palma de aceite. Sin embargo, la sostenibilidad de la producción de estos biocombustibles se
ha visto fuertemente cuestionada, principalmente porque la gran demanda de ellos requiere la
conversión del uso del bosques o áreas naturales en superficies agrícolas o incluso el uso de
superficies actualmente utilizadas para producción de alimentos (Majer et al., 2009). Las
investigaciones en este campo han llegado a determinar que los biocombustibles de tercera
generación obtenidos a partir las microalgas son considerados como una opción viable y una
fuente prometedora de energía debido a su alto potencial.
Pero además del uso que se les da a las microalgas como materia prima para generar
biocombustibles y otros productos químicos, productos farmacéuticos y aditivos alimentarios.
Las microalgas se presentan como una alternativa para la biorremediación de los medios
acuáticos ocasionados por problemas de eutrofización que sufren los medios acuáticos por la
descarga de las aguas residuales ricas en compuestos orgánicos y sustancias químicas
inorgánicas como fosfatos y nitratos. Las microalgas utilizan el agua residual como alimento
para potenciar su crecimiento. La ventaja es que mientras que las microalgas eliminan el
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
2
exceso de nutrientes en las aguas residuales, al mismo tiempo acumulan biomasa con elevado
valor, como materia prima para la producción de energía a un mejor costo.
Existen algunas especies de microalgas como Chlorella, Scenedesmus, Phormidium,
Botryococcus, Chlamydomonas, Neochloris oleoabundans y Spirulina para el tratamiento de
aguas residuales domésticas que se ha demostrado que son eficientes y se puede considerar
como un método prometedor (Olguín 2003, Chinnasamy et al, 2010, Liling 2011). Las
investigaciones realizadas por Chinnasamy et al, (2010) demostraron que un 15 grupo de
algas nativas mostraron más de un 96% de eliminación de nutrientes en aguas residuales
tratadas y la producción de Biomasa potencial y contenido de lípidos iban de 9.2-17.8
toneladas por año y 6.82% respectivamente.
Sin embargo, un obstáculo y un reto importante para la producción de biocombustibles y
coproductos a partir de las microalgas es su costo relativamente alto de producción, lo que se
espera que sea superada por la evolución de la tecnología. Como ocurre con muchos
procesos microbianos para la producción de bioactivos, la recuperación secundaria de los
productos de algas puede ser sustancialmente más cara que el cultivo de las algas. Por tanto,
las investigaciones actuales centran su atención en buscar el proceso más eficaz y sostenible
de cosechado de la biomasa de microalgas para asegurar que se puedan procesar grandes
volúmenes a un costo que no supere la producción de combustibles a partir de los
hidrocarburos.
En este estudio, se cultivo cinco especies de microalgas en agua residual de salida del
pretratamiento de la Depuradora del Torno de Chiclana de la Frontera en fotobiorreactores a
escala de laboratorio, y se ha controlado el crecimiento y la capacidad de eliminación de
Nitrógeno y Fósforo de cada una de estas especies. Las especies estudiadas son: Chlorella
vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chlorella
sorokiniana y un Bloom. Este estudio principalmente se centra en investigar la eficiencia de
la técnica de centrifugación para la separación de la biomasa y determinar la máxima
eficiencia frente al tiempo que alcanza cada una de las especies. De esta forma se logra
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
3
establecer cuál es la especie de microalga que se desarrolla mejor en agua residual y cuál es
la que mediante la técnica de centrifugación presenta mejores resultados como método de
separación de biomasa.
1.1. Biocombustibles a partir de microalgas
Durante los últimos 50 años, se han desarrollado numerosas investigaciones sobre microalgas
y la forma en que pueden ser utilizadas en una variedad de procesos y para la obtención de
productos importantes. Mata en el 2010 indica que el primer cultivo de microalgas a gran
escala se realizó en Japón por Nihon Chlorella en la década de los sesenta. Aumentando el
interés por el uso y aprovechamiento de las microalgas como energía renovables en 1970
durante la crisis del petróleo (Spalaore et al., 2006).
En USA a partir de 1978 se realizaron programas de investigación dedicados a los
combustibles alternativos renovables, incluido el biodiesel a partir de microalgas. Se estudió
la bioquímica y la fisiología de la producción de lípidos en las microalgas oleaginosas,
concluyendo que el uso de microalgas para la producción de biodiesel a bajo costo es
técnicamente factible, pero se dejo claro que todavía se necesita de estudios a largo plazo para
alcanzar altas productividades.
Los altos precios del petróleo crudo, empatado con los deseos de reducir la contaminación por
emisiones de gases de efecto invernadero han creado que en la actualidad exista especial
interés por la producción de biodiesel a partir de microalgas por parte de la empresa privada y
en los centros de investigación a nivel mundial, buscando optimizar: la productividad, las
mejores especies y los procesos de cultivo y cosechabilidad.
Los biocombustibles de primera generación, han sido extraídos principalmente de plantas
oleaginosas como el aceite de colza, el aceite crudo de palma, higuerilla, caña de azúcar,
remolacha azucarera, y el maíz, así como los aceites vegetales y grasas animales utilizando la
tecnología convencional. Pero en el caso particular del biodiesel la discusión se centra en los
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
4
impactos negativos generados sobre los bosques y la biodiversidad, por las grandes
extensiones de terreno que se necesitan para su producción; además, satisfacer la demanda.
Contrariamente a esto las microalgas contribuyen con un proceso económico en la generación
de los biocombustibles de tercera generación, porque contribuyen a cuidar el medio ambiente
y tienen múltiples ventajas sobre los biocombustibles de primera generación. Las microalgas
parecen ser la única fuente de biodiesel que tiene el potencial completo
desplazar el diesel fósil (Chisti, 2007).
Una alta productividad de biocombustibles depende de la tasa de crecimiento de algas y el
contenido de aceite de la biomasa de microalgas. Por lo tanto, se desean especies de
microalgas fotosintéticas que generen el más alto contenido de aceite. En la tabla 1 se presenta
el contenido de aceite de algunas microalgas para el análisis de las especies.
Tabla1. Contenido de aceite de algunas microalgas
Fuente: Biotechnology Advances, Chisti (2007).
En la actualidad los retos para la producción de biocombustibles a partir de microalgas radican
en mejorar la productividad de los lípidos que contiene la biomasa de las microalgas, ya que
este factor determina el costo del proceso de cultivo, mientras que la concentración de la
biomasa y el contenido celular de los lípidos, afectan significativamente el costo de los
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
5
procesos de extracción y transformación. Por lo tanto, un proceso ideal debería permitir la
producción de lípidos a la más alta productividad celular, con el contenido más alto posible en
las células (Li et al., 2008).
Loera et al. (2010), manifiesta que los retos en el desarrollo de procesos para la producción de
biodiesel con microalgas consisten en:
Seleccionar las mejores cepas, en términos de máximo contenido de lípidos y máxima
productividad, mejor perfil de lípidos y adaptabilidad al tipo de agua a utilizar y a las
condiciones ambientales.
Establecer estrategias de cultivo adecuadas que permitan lograr la máxima
productividad de lípidos y de biomasa.
Seleccionar el tipo de reactor más adecuado o una combinación de ellos, para máxima
producción de biomasa al mínimo costo.
Lograr abatir los costos de cosecha, y una extracción de lípidos y su conversión a
biodiesel, mediante estrategias de mínimo costo.
1.2. Tratamiento de aguas residuales con microalgas
Como resultado del incremento de la agricultura, la industria y la población, aumenta el
volumen de desechos líquidos sin tratamiento vertidos a los ríos, arroyos, lagos y océanos, lo
cual provoca un gran deterioro ambiental en la flora y en la fauna y también para el hombre.
El tratamiento de aguas residuales es una prioridad importante para garantizar la
descontaminación ambiental y la salud pública.
La legislación Europea especifica que las aguas residuales deben recibir un tratamiento
adecuado previo a su descarga (91/2711/CEE, 1991). También se especifica los requisitos para
los vertidos procedentes de instalaciones de tratamiento de aguas residuales urbanas realizados
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
6
a medios acuáticos en zonas sensibles propensas a eutrofización, en las mismas que los límites
permisibles son de 2 mg/L y 15 mg/L para fósforo total y nitrógeno total respectivamente.
A través de los años se han desarrollado números procesos de tratamientos tanto físico,
químicos y biológicos para remover toda clase de contaminantes del agua residual, dentro de
los cuales se encuentra la eliminación y control de nutrientes, con el fin de tener un efluente
adecuado para su disposición final y la reutilización.
Los Procesos de tratamiento biológico son considerados los más ecológicos y los de menor
costo para tratar aguas residuales (Rawat et al., 2011). Estos procesos utilizan
microorganismos para descomponer las sustancias químicas, orgánicas, grasas, nutrientes
presentes en los residuos municipales. Dentro de estos microorganismos se encuentran las
microalgas, las mismas que han sido valoradas a través de los años como una alternativa eficaz
de tratamiento especialmente para nitrógeno y fósforo. La ventaja de usar microalgas para
depuración de aguas residuales es que mientras estos microorganismos se encargan de
eliminar el exceso de nutrientes y de liberar O2 en el ejercicio de la fotosíntesis, que garantiza
la biodegradación de los compuestos orgánicos, habrá abundante producción de biomasa
debido a los componentes esenciales que contienen las aguas residuales para el rápido
crecimiento de las microalgas.
Microalgas tales como Chorella, Scenedesmus, Botryococcus, Spirulina, Phormidium han sido
usadas para el tratamiento de aguas residuales provenientes de plantas de tratamientos
convencionales, aguas residuales industriales y residuos animales debido a su particular
tolerancia de las condiciones de los efluentes residuales y su alta eficiencia (Pittman et al,
2011).
Desde el punto de vista técnico, el cultivo de microalgas presenta algunas desventajas,
principalmente en el tratamiento de grandes volúmenes de agua residual, debido al frecuente
colapso del cultivo y a los cambios estacionales (Richmond, 2004). Así también, una de las
mayores limitantes en el sistema, es el cosechado o separación de biomasa desde el efluente
tratado. Se debe tomar en consideración que un proceso exitoso consiste en la separación
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
7
eficiente de la biomasa de algas para la disposición final y reutilización del agua residual
tratada.
1.3. Microalgas
Falkowki en 1997 manifestó que las algas son reconocidas como una de las más antiguas
formas de vida. Las algas son plantas primitivas, es decir, que carecen de raíces, tallos y
hojas. Por otro lado la microalgas oleaginosas son microorganismos unicelulares fotosintéticos
que se desarrollan en medios acuáticos de agua dulce o agua de mar, con requerimientos
simples de crecimiento tales como luz, CO2, N, P y K, y otros oligoelementos de menor
importancia como B, Cu, Mn, Zn, Mo, Co, V y Se (Li et al., 2008). Las microalgas producen
lípidos, proteínas y carbohidratos en cantidades grandes en periodos de tiempos cortos. Son
capaces de fijar CO2 y liberar O2 a la atmósfera y representa los microorganismos que mayor
velocidad de crecimiento tienen.
Las principales ventajas de las microalgas mencionadas por Campbell, Chisti, Huntley, Li et
al., Khan et al., (citadas en Gouveia, 2011) son:
Las microalgas tienen mayor rendimiento de crecimiento y producción de biomasa por
hectárea, aproximadamente 3.8% frente a un 0.5% que producen los cultivos
energéticos convencionales a partir de plantas terrestres como caña de azúcar, palma,
maíz, etc. Requiere de 1.5 a 3.2 millones de hectáreas para satisfacer el 50% de las
demandas de energéticos de transportación en U.S.A. (Chisti, 2007).
Tienen una mayor capacidad de captar el CO2. Por ejemplo, por cada 100 ton de
microalgas producidas, se consumen 183 toneladas de CO2 (Chisti, 2007).
Son capaces de crecer en un medio líquido marino, o en aguas residuales, con lo que se
reduce el consumo de agua dulce para su producción.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
8
Se utiliza para la biorremediación de aguas residuales municipales e industriales para
el tratamiento de nitrógeno y fósforo.
La producción de biomasa no es estacional y puede ser cosechada por lotes casi todo el
año.
Las microalgas pueden ser cultivadas sin el uso de fertilizantes y pesticidas, lo cual
resulta en menos residuos y menos contaminación de la biomasa.
Las microalgas además de su utilidad como bioremediadores de aguas residuales
producen biomasa con un valor añadido generando coproductos o subproductos (por
ejemplo, proteínas, polisacáridos, pigmentos, los biopolímeros, alimentos para
animales, fertilizantes, etc.), además de ser una fuente de energía en la generación de
biocombustibles (combustible para aviones, gasolina de aviación, biodiesel, gasolina y
bioetanol).
Las microalgas están muy relacionadas con el desarrollo biotecnológico, debido a algunas de
sus características que las convierten en la fuente más prometedora de producción de
biocombustibles por encima de la mayoría de cultivos energéticos tradicionales. De hecho, ya
son muchas las personas que lo han corroborado, tanto científicos e investigadores con
muchos años de indagación en el tema.
1.4. Producción de la biomasa de microalgas
Cristi en 2007 expresó que la producción de biomasa de microalgas es generalmente más cara
que el crecimiento de los cultivos. La producción de biomasa de microalgas puede llevarse a
cabo en reactores cerrados, en estanques abiertos y canales con biomasa en suspensión y en
cultivos inmovilizados. Siendo los fotobiorreactores tubulares (sistemas cerrados) los únicos
métodos para la producción de microalgas a gran escala (Chisti, 2007).
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
9
Para el crecimiento de las algas se requiere de luz, dióxido de carbono, agua y compuestos
inorgánicos. La temperatura ideal debe mantenerse entre los 20°C a 30°C. Para minimizar los
gastos en la producción de biodiesel se debe utilizar en lo posible la luz del sol disponible
gratuitamente, a pesar de las variaciones estacionales. Y es muy importante, que una
producción a gran escala de biomasa sea en continuo, ya que en este método de operación, el
medio de cultivo fresco se alimenta a una velocidad constante y esta misma cantidad de caldo
se retira de forma continua (Molina Grima, 2003); aprovechando la máxima cantidad de
biomasa que se podría perder por las noches debido a la respiración y el nivel de luz bajo.
Las características del crecimiento y la composición de las microalgas
Se sabe que dependen en gran medida de las condiciones de cultivo Chojnacka Márquez y
Rocha (citado en Chen, 2011). Hay cuatro grandes tipos de condiciones de cultivo de
microalgas: fotoautróficos, heterótrofos, mixotróficos y fotoheterotróficos. Los sistemas de
cultivo fotoautróficos cuando se usa la luz solar como fuente de energía y el carbono
inorgánico para formar energía a través de la fotosíntesis. Los cultivos en condiciones
heterotróficas significa que ciertas especies de microalgas pueden crecer en presencia de
carbono orgánico (como la glucosa, acetato, glicerol, fructosa,
sacarosa, lactosa, galactosa) y bajo condiciones de oscuridad (Liang
et al., 2009). En los cultivo de microalgas mixotróficos las microalgas son
capaces de vivir en cualquiera de las condiciones fototróficas o heterótricas. Por otro lado, los
cultivos fotoheterotróficos necesitan la luz y compuestos orgánicos como fuente de carbono.
1.4.1. Fotobiorreactores
Richmond en 2004 manifiesta que un Fotobiorreactor (PBR) es un sistema de cultivo para
microbios, algas o células de plantas. Para el caso de cultivo de las microalgas lo
definiremos como un sistema cerrado. Para este tipo de sistemas la luz no incide
directamente sobre la superficie del cultivo, pero tiene que pasar a través de las paredes
transparentes del reactor para llegar a las células cultivadas. Estos sistemas no permiten o
limitan el fuerte intercambio de gases y contaminantes (polvo, microorganismos, hongos,
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
10
etc), ofrecen protección contra la lluvia, lo que los hace ideales para la mayoría de especies
de microalgas que no se pueden mantener expuestos por demasiado tiempo al aire libre
porque sufren el riesgo de ser dominados por otras especies.
Existen tipos diferentes tipos de fotobiorreactores dentro de los cuales se encuentran los
tubulares ubicados verticalmente u horizontalmente, según sea el espacio de terreno
disponible y se diseñan según el fin para el que vayan a ser utilizados. Así también existen
diseños de placa plana.
1.4.2. Estanques Raceway
Los estanques raceway son sistemas de cultivo abiertos, son de forma elipsoidal con una
separación central que permite formar canales de poca profundidad en forma de circuito
cerrado; se mantiene en agitación mediante paletas giratorias y dependiendo del factor
económico cuentan con mecanismos para suministrar CO2 y nutrientes.
Estos sistemas abiertos son relativamente de bajo costo de construcción, de operación y
producción de biomasa, pero a su vez este costo se ve influenciado por las características
del suelo donde se implantará. Sin embargo, las desventajas son las siguientes: requieren
grandes extensiones de terreno, pérdidas de agua por evaporación en climas calientes y
secos y pérdida de CO2 por difusión a la atmósfera, contaminación con otras algas y/o por
Fig.1 Fotobiorreactores tubulares verticales
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
11
organismos, baja concentración celular, no todas las especies de microalgas se adaptan a
esta condición de cultivo.
Una manera de evitar algunas de las principales desventajas del uso de las lagunas abiertas
y de los fotobiorreactores, es optar por un cultivo que integra ambos sistemas, el sistema de
cultivo híbrido (Schenk et al., 2008).
1.5. Técnicas de recuperación de biomasa
Hay una amplia gama de métodos de cosecha que puede ser empleado para la recuperación de
biomasa de microalgas como la centrifugación, floculación, la sedimentación por gravedad y
filtración, o cualquier combinación de estos (Molina Grima, 2003). Se debe tomar en
consideración que la recuperación de la biomasa puede ser un importante problema debido al
pequeño tamaño (30 mm de diámetro) de las células de las algas y por tanto, se encuentran
diluidas en el agua. Por lo que se requiere manejar grandes volúmenes para recuperar un
porcentaje deseable de biomasa, lo cual contribuye al costo final de producción. Así también,
otro factor importante que influye es la energía, que sigue siendo una de las principales
limitantes, porque representa entre un 20% al 30% del costo final de producción (Gouveia,
2011).
Fig.2 Sistemas abiertos Raceway
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
12
A través de los años se ha demostrado que no existe un proceso universal para los métodos de
cosecha de la biomasa. Este tema sigue siendo un área activa de investigación, buscando
desarrollar una recolección apropiada y económica para todas las especies de microalgas, ya
que cada una tiene sus características particulares de densidad, tamaño, y la calidad de la
biomasa. El desafío consiste en concentrar las células de microalgas para que el caldo no sea
tan diluido.
1.5.1. Filtración y flotación
Los procesos de filtración para recuperación de microalgas se utilizan para especies de
microalgas de un tamaño mayor a 70 mm. Este método opera bajo presión o succión. Para
la recuperación de las células de algas menores a 30 mm se puede aplicar el principio de la
microfiltración y ultrafiltración con membranas, siempre y cuando los volúmenes de caldo
sean bajos de aproximadamente 2 m3/día o menores.
La flotación se basa en la captura de las células de las microalgas a través de la dispersión
de micro-burbujas de aire, lo cual lo hace más rentable que la floculación porque no se
utilizan productos químicos. A pesar de que este método es simple, existe evidencia muy
limitada de su uso como método de separación de la biomasa.
1.5.2. Coagulación-Floculación
Este proceso consiste en añadir al caldo determinados productos químicos conocidos como
floculantes con el objeto de favorecer la formación de partículas más grandes (Stokes) que
llevaran a una rápida sedimentación. Estos productos químicos coagulan las algas sin
afectar a su composición y la toxicidad del producto.
Las variables que afectan al proceso se encuentran el tipo de floculante, la dosis aplicada, el
pH del medio, el tiempo de agitación, y la especie de microalga. Los floculantes pueden ser
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
13
de origen orgánico o inorgánico tales como: sulfato de aluminio, cloruro férrico, sulfato
férrico, y Polielectrólito.
En la mayoría las investigaciones realizadas hasta el momento los parámetros utilizados en
la prueba de jarras (Jar test) convencionales se han utilizado para evaluar la eficiencia de la
coagulación-floculación de los coagulantes en el tratamiento de las aguas superficiales y
aguas sintéticas. En todos los estudios los parámetros físicos como el gradiente de
velocidad lenta y el tiempo de mezcla, el gradiente de velocidad rápida y el tiempo de
mezclado se fijan de acuerdo a los valores estándar de la prueba de jarras para la
coagulación con sales de aluminio. Otros estudios que aborden la interacción entre los
parámetros físicos que afectan a la coagulación, como la turbidez, tipo de mezcla de
coagulante, tiempo de mezcla, la geometría de contenedores no han sido muy estudiados
(Giddde et al., 2008).
1.5.3. Sedimentación por gravedad
La sedimentación se aplica para separar microalgas en el agua y aguas residuales. La
densidad y el tamaño de las algas influyen en la decantación de los sólidos de microalgas.
La sedimentación tiene la desventaja de ser un método muy lento (0.1 a 2.6 m/h) (Choi et
al., 2006) y en ambientes de temperaturas altas la biomasa puede sufrir descomposición.
1.5.4. Centrifugación
La centrifugación es un método por el cual se separan sólidos de líquidos de diferente
densidad mediante una fuerza rotativa, la cual se imprime a la mezcla con una fuerza mayor
a la de la gravedad, provocando la sedimentación de los sólidos o de las partículas de
mayor densidad, para luego separar el sobrenadante por drenaje. Molina en 2003 realizó
pruebas de laboratorio utilizando una centrifuga y demostró que de 10 a 20 g de biomasa
se pudieron recuperar en un tiempo de 2 a 5 minutos. Sin embargo Knuckey et al. (2006) y
Molina (2003) concuerdan en que este es un método caro por la alta demanda de energía,
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
14
aproximadamente de 3.000 kW/ton (Benemann y Oswald, 1996). Además, el procesamiento
de una gran cantidad de cultura a través de la centrifugación es lento y costoso (Grima et al,
2003).
El uso de la centrifugación no es un concepto nuevo ya que el proceso es muy
utilizado en la industria alimentaria y para la recolección de algas (Golueke et al, 1965).
Durante los últimos años se observado demanda en los procesos de separación de alta
eficiencia para sólido-líquido aplicados a la bioingeniería y biotecnología (Egmont, 2010;
Molina Grima, 2003). En el campo de las microalgas, una de las etapas más costosas y
difíciles es la separación, ya que el volumen de las partículas o el gradiente de densidad
entre ellas y el líquido son pequeños. En estos casos, la centrifugación comparada con
otras técnicas es eficiente, al presentar un alto potencial de aclarar y muy buenos
rendimientos (Egmont, 2010).
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
15
2. OBJETIVOS
2.1. OBJETIVO GENERAL
Estudiar el cosechado de cultivos de microalgas en agua residual de la ciudad de Chiclana
de la Frontera mediante técnicas de centrifugado.
2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Cultivar cinco especies de microalgas y un Bloom en agua residual en
fotobiorreactores y controlar la cinética de crecimiento diariamente.
2. Determinar la máxima productividad de crecimiento de las microalgas en el agua
residual.
3. Separar la biomasa de microalgas del agua residual aplicando ensayo de
centrifugación a escala de laboratorio, para cinco tiempos diferentes y cinco
velocidades de giro diferentes.
4. Determinar el 90% eficacia frente al tiempo de centrifugado y la velocidad de giro del
equipo centrífugo, de las cinco especies de microalgas y el Bloom.
5. Determinar el porcentaje de eliminación de nutrientes (N, nitratos, nitritos, P) en el
agua residual diferentes especies de microalgas.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
16
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Cepa de microalgas
En la realización de este trabajo se han utilizado las siguientes especies de microalgas:
Chlorella vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,
Chorella sorokiniana, obtenidas de la colección de microalgas del Departamento de Tecnología
del Medio Ambiente de la Universidad de Cádiz. Además también se ha cultivado un Bloom
que creció espontáneamente en el cultivo.
3.1.1. Descripción de las especies
Las cinco especies de microlgas estudiadas en esta investigación pertenecen al grupo de las
algas verdes fotosintéticas, son unicelulares y han sido utilizadas en las investigaciones
para probar su efectividad en el tratamiento de aguas residuales y la obtención de una
biomasa de alta calidad.
Scenedesmus suele ser una colonia plana cenobial de 4, 8 o 16 células dispuestas de forma
lineal, las células son de forma cilíndrica y tienen un terminal con espinas cortas y
mechones de pelos quitinosos o cerdas para captar nutrientes y disponer de suficiente luz
(Graham, 2000). Existen más de 100 especies de esta alga caracterizándose por el número
de células, el arreglo de las células. La microalga Scenedesmus oblicuus crece en medios
ligeramente ácidos y se sabe que crece en los Lagos de México lo que la hace disponible.
Botryococcus braunii consisten en colonias de mucílago de forma ovalada o esférica,
contiene numerosos glóbulos de lípidos (Graham, 2000). Este lípido, y su producción han
sido objeto de las investigaciones porque constituye una de las especies más aptas para la
generación de biocombustibles. Esta especie crece en lagos oligotróficos templados o
tropicales, estuarios, estanques. Además el Botryococcus braunii se caracteriza por su
capacidad de producir grandes cantidades de hidrocarburos que se encuentran en los
lípidos, es decir, compuestos muy reducidos que contienen solamente carbono e hidrógeno
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
17
como elementos, que se acumulan en sus paredes exteriores lo que hace fácil su
recuperación.
Chlorella es un género de alga verde unicelular, sus células tienen forma esférica y miden
de 2 a 10 μm de diámetro, no poseen flagelo. Es una especie de microalga que se reproduce
rápidamente a través de la fotosíntesis en medios autotróficos, heterotróficos y
mixotróficos. La Chlorella vulgaris es una de las especies más estudiadas e investigadas
como un recurso para reemplazar los combustibles fósiles y para alimento.
Fig.3 Chlorella vulgaris
Fig.4 Chlorella sorokiniana
Fig.5 Botryococcus braunii
Fig.6 Neochloris oleabundans
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
18
Neochloris oleabundans es una especie de microalga verde que pertenece a la clase
Chlorophycea y Chlorococcacea. Se desarrolla en agua dulce. Debido a su alto contenido
en lípidos, se ha considerado como un organismo candidato para cosméticos y la
producción de biocombustibles.
Un Bloom de microalgas es un incremento rápido o acumulación de la población de algas
en un sistema acuático. Los Bloom de microalgas pueden ocurrir tanto en medioambientes
de agua dulce como en sistemas marinos o en cultivos cerrados por un exceso de nutrientes
particularmente fosforo y nitrógeno. En general, en un Bloom solo participa una o un
número limitado de especies de fitoplancton. Si bien no existe un valor límite oficial, en
general se considera que las algas se encuentran en un Bloom cuando su concentración es
del orden de cientos a miles de células por mililitro, dependiendo de la virulencia del brote.
3.2. Medio de cultivo
3.2.1. Lugar de procedencia de la muestra
La zona de recolección del agua residual fue la Depuradora del Torno ubicada en la ciudad
de Chiclana de la Frontera. La ciudad está ubicada a 20 kilómetros de la capital de la
provincia, Cádiz, al norte la ciudad hace frontera con los municipios de San Fernando y
Puerto Real. A 2011 cuenta con una población superior a 81000 habitantes. Su extensión
Fig.7 Scenedesmus oblicuus
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
19
superficial es de 205.45 km². La temperatura media ronda los 13 °C, las máximas no llegan
a los 25 °C (en el mes de agosto) y las mínimas se sitúan en torno a los 5 °C (en enero).
Esta zona es turística principalmente en la época de verano donde su población se duplica.
3.2.2. Características del agua residual
Las características del agua residual se muestran en la Tabla 2. El agua residual ha sido
filtrada por una malla de 0.45 micrómetros para la determinación de su composición. A esta
agua residual no se le añadió ninguna fuente adicional de nutrientes.
Tabla2. Características del agua residual
PARÁMETROS ARU FILTRADA (mg/L)
PPO4 (mg/L) 6.991
NNO2 (mg/L) 0.037
NNH4 (mg/L) 59.001
NNO3 (mg/L) 0.411
DQO (mg/LO2) 14.906
Chiclana de la Frontera cuenta con dos estaciones depuradoras, una de ellas en el casco
urbano (El Torno) que inició su actividad en el año 1986, y la segunda en la zona de la
costa (La Barrosa), puesta en marcha en 1991. Estos dos centros de depuración tienen una
capacidad de tratamiento diario de más de 25.000 metros cúbicos de caudal.
La muestra de agua residual para el presente estudio fue tomada de la salida del
pretratamiento de la depuradora de El Torno.
3.3. Condiciones de cultivo
Las microalgas fueron cultivadas a nivel de laboratorio, en seis fotobiorreactores tipo pyrex de
2 litros esterilizados en autoclave a 120 °C. El procedimiento de inoculación consistió en llenar
los fotobiorreactores con 2 L de agua residual sin filtrar y añadirles: al primer reactor 200 ml
del inóculo de Chlorella vulgaris, y así sucesivamente de cada una de las especies
Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chorella sorokiniana
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
20
en el respectivo reactor; el sexto reactor solo contuvo agua residual para que allí se desarrolle
alguna especie de microalga. Seguidamente, se homogenizo cada uno de los reactores y se los
llevo a la cámara de cultivo con control de temperatura, luminosidad y fotoperiodo para darle
las condiciones necesarias para el crecimiento de las microalgas. La agitación en los reactores
se logra por burbujeo mediante una bomba de aire, a razón de 1 vvm. Las condiciones de
cultivo fueron a 20 ± 0.2 °C y y fotoperiodo 14:10 (luz:oscuridad).
Fig. 9 a) Inicialización del cultivo; b) crecimiento de las microalgas
a) b)
Fig. 8 Proceso de inoculación e inicialización del cultivo en los fotobiorreactores
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
21
3.4. Ensayo de centrifugabilidad
Una vez que los cultivos de las microalgas alcanzaron la fase estacionaria de su crecimiento se
procedió a preparar el cultivo para separar la biomasa del agua residual por el método de
centrifugación, utilizando un protocolo de centrifugabilidad, validado por el laboratorio del
departamento de tecnología del medio ambiente.
El procedimiento utilizado fue el siguiente:
1. Igualamos por dilución la concentración de sólidos en suspensión de todos los cultivos
de las diferentes especies de microalgas a la más baja; para este caso todos los cultivos
se igualaron a una concentración de 0.6 g/L.
2. Tomamos 10 ml de muestra de cada reactor y medimos la biomasa en suspensión inicial
(Absi) por densidad óptica a 680 nm.
3. Se prepararon 25 tubos por cada cultivo de microalgas, llenos con 10 ml de muestra.
4. Se reproduce la etapa de centrifugación en una centrifuga analógica de velocidad
máxima de 4000 r.p.m. y temporizador de 0 - 30 min. La primera experiencia se realiza
a 1000 r.p.m. durante 2 minutos.
5. Seguidamente medimos la absorbancia del sobrenadante (Abs1000/2), por densidad óptica.
6. Calculamos la eficacia del proceso con: Eficacia = 100*(1- (Abs1000/2/Absi)).
7. Además, este protocolo se repite con cuatro velocidades de giro: 1500 r.p.m., 2500
r.p.m., 3500 r.p.m., y la máxima velocidad de giro del aparato; para cada velocidad de
giro se emplean cuatro tiempos de centrifugado: 3 min, 4 min, 5 min, 6 min. Este
procedimiento se realiza por cada cultivo de microalgas.
8. Los resultados obtenidos se representan gráficamente para cada especie de microalgas;
eficacia frente a tiempo de centrifugado para cada velocidad de giro. Se debe considerar
que las gráficas deben alcanzar más del 90% de captura.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
22
9. Finalmente representamos los valores de tiempo (eje x) y velocidad de giro (eje y) que
dieron un 90% de eficacia para cada especie de microalga.
Fig. 11 Montaje para ensayo de centrifugabilidad Fig.10 Preparación de los cultivos para
separación biomasa
Fig. 12 Etapa de centrifugación, a). Antes del ensayo; b).
biomasa concentrada y sobrenadante.
a
)
b
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
23
3.5. Métodos analíticos
Se determino al inicio y al final del cultivo la temperatura, luminosidad, concentración de
nutrientes (nitratos, nitritos, amonio, y fosfatos) y DQO. Los análisis se han realizado: en agua
residual filtrada, en agua residual más microalgas después de la inoculación, en agua residual
más microalgas al finalizar su etapa de crecimiento.
3.5.1. Medición de la biomasa y pH del cultivo
El crecimiento de las microalgas fue supervisado diariamente midiendo la concentración de
la biomasa por densidad óptica a 680 nm en un espectrofotómetro (GENESYS 10 UV,
Thermo Scientific) como se muestra en la Fig. 13. La absorbancia obtenida fue transformada
a sólidos totales en suspensión SS en g/L que representan la concentración de biomasa en
los cultivos. Para encontrar la biomasa de SS se han utilizando rectas de calibrado donde se
correlaciona la concentración de la biomasa medida espectrofotométricamente con las
mediciones de biomasa gravimétrico; elaboradas para cada especie de microalga cultivada
en agua residual y que han sido otorgadas por el laboratorio de tecnología del medio
ambiente de experiencias similares.
Las ecuaciones de las rectas de calibrado son las siguientes:
Tabla 3. Ecuación para cambio de absorbancia a mg/l de biomasa.
ESPECIE DE MICROALGA ECUACIÓN R2
Chlorella vulgaris 1211.1
0254.0Abs)l/mg(Biomasa 680
0.999
Chlorella sorokiniana 8183.1
144.0Abs)l/mg(Biomasa 680 0.987
Botryococcus braunii 8802.0
0216.0Abs)l/mg(Biomasa 680
0.990
Neochloris oleoabundans 6965.1
0078.0Abs)l/mg(Biomasa 680 0.978
Scenedesmus oblicuus 9136.0
0972.0Abs)l/mg(Biomasa 680
0.984
Bloom 96.1
008.0Abs)l/mg(Biomasa 680
0.993
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
24
De la misma forma, se controlo el pH de los cultivos diariamente. Para la medición de este
parámetro se utilizo un pH-metro Crison GLF 21, como se presenta en la Fig. 13.
Tanto el control de la biomasa y el pH se efectuó hasta que los cultivos alcanzaron la fase
estacionaria de crecimiento.
3.5.2. Análisis de nutrientes
Los ensayos para determinar los nitritos NO2-, el amonio NH4
+, el nitrato NO3
-, fosfato
PPO4, se realizaron por método de espectrofotometría utilizando el espectrofotómetro
GENESYS 10 UV a diferentes longitudes de onda dependiendo del parámetro.
Nitrito NO2- se determinó siguiendo el procedimiento basado en las normas EPA 354.1,
APHA 4500-NO2-
B y DIN EN 26 777 D10, para aguas residuales.
Nitrato NO3- se obtuvo por el método especificado en Standard Methods de 1995. Los
iones de nitrato en una concentración de ácido sulfúrico reaccionan con un derivado del
ácido benzoico para formar un compuesto nitro rojo que se determina fotométricamente.
Fosfato PPO4, se determinó siguiendo el procedimiento basado en las normas EPA 365.2+3,
APHA 4500-PE, y DIN EN ISO 6878. Este método sirve para determinar ortofosfatos,
Fig. 13 Control de pH y Absorbancia en los cultivos de microalgas
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
25
mediante la reacción de los iones de ortofosfato con iones de molibdato formando acido
molibdofosfórico que toma una colación azul al adicionarle acido ascórbico.
Amonio NH4+
se analizó usando el procedimiento especificado en las normas EPA 350.1,
APHA 4500-NH3D, ISO 7150/1, y DIN 38406 E5.
Con los resultados obtenidos se elaboraron las rectas de calibrado para cada uno de los
parámetros, las mismas que nos permitieron encontrar la concentración del nitrato, nitritos,
amonio y fosfatos en miligramos litro de cada muestra.
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
0.000 0.050 0.100 0.150 0.200 0.250 0.300 0.350 0.400 0.450 0.500
Nitritos (NO2-)
Conc. (mg N-NO2/L)
Ab
s 5
25
y=2,726x-0,00117
R2= 0.997
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.000 1.000 2.000 3.000 4.000 5.000 6.000 7.000 8.000
Nitratos (NO3)
Conc. (mg N-NO3/L)
Ab
s 5
25
y=0,0927x-0,00111
R2= 0.996
Fig. 14 Recta de calibración de nitritos Fig. 15 Recta de calibración de nitratos
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
0.000 0.100 0.200 0.300 0.400 0.500 0.600 0.700 0.800 0.900 1.000 1.100 1.200
Amonio (NH4)
Conc. (mg N-NH4/L)
Ab
s 6
90
y=0,7899x-0,0304
R2= 0.989
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
1.4
0.000 0.200 0.400 0.600 0.800 1.000 1.200 1.400 1.600 1.800 2.000
Fosfatos (PPO4)
Conc. (mg N-PPO4/L)
Ab
s 8
80
y=0,7076x-0,0057
R2= 0.999
Fig. 16 Recta de calibración para amonio Fig. 17 Recta de calibración para fosfatos
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
26
3.5.3. Análisis de Demanda química de oxígeno DQO
El procedimiento para determinar la DQO se basa en las normas: EPA 410.4, Standard
methods D 5220, y ISO 15705. El método consiste en oxidar la muestra de agua con una
solución sulfúrica caliente de dicromato de potasio, con sulfato de plata como catalizador. El
cloruro es enmascarado con sulfato de mercurio. La concentración de iones verdes Cr3+
se
determina fotométricamente. Para este ensayo se utiliza un termoreactor en donde se
produce la digestión de las muestras por 2 horas a 120 °C, así también, un espectrofotómetro
para determinar los mg/L de DQO.
La recta de calibrado para DQO es la siguiente:
.
3.5.4. Otros análisis
Se realizó el registro de la temperatura al inicio del cultivo en termómetro digital
incorporado a la cámara de cultivo. También se midió la luminosidad al inicio del
experimento usando un sensor de luz Apogee Modelo SQ-200 con la que se obtuvo 150
mmol/m2s.
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0.12
0.14
0.16
0 100 200 300 400 500
DQO
Abs
585
Conc. (mg DQO/L)
y=2836,1x-9,2336
R2= 0.997
Fig. 18 Recta de calibrado para la DQO
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
27
3.6. Metodología para análisis de resultados
3.6.1. Productividad
El parámetro utilizado para comparar los diferentes cultivos de microalgas ha sido la
capacidad de producción del reactor, definida ésta como la cantidad de biomasa producida
por unidad de tiempo y volumen de reactor. Una forma de calcular esta máxima capacidad
de producción es mediante la siguiente expresión:
mmmax XP Donde:
Pmax: Máxima productividad específica alcanzada en un reactor (mg SS*L-1
*h-1
)
µm = máxima velocidad específica de crecimiento (h-1
)
Xm = Máxima concentración de biomasa alcanzada en la fase estacionaria (mg SS/L)
Para poder obtener los valores de µm y Xm se ha optado por ajustar mediante el método
Quasi-Newton de regresión no lineal los datos experimentales obtenidos en los diferentes
cultivos al modelo logístico de crecimiento poblacional propuesto por Pierre Verhulst (1845,
1847). Usando el programa STATISTICA (Statsoft, Inc. La versión 7.0., 2004).
El modelo de Verhulst se basa en el principio de la función logística o curva logística que
modeliza la función sigmoidea de crecimiento de una población biológica. El estadio inicial
de crecimiento es aproximadamente exponencial; al cabo de un tiempo, aparece la
competencia entre algunos miembros de la población por algún recurso crítico ("cuello de
botella") y la tasa de crecimiento disminuye; finalmente, en la madurez, el crecimiento se
detiene.
En este modelo, la velocidad de crecimiento de la biomasa viene dada por la siguiente
expresión:
mm
X
X1X
dt
dX Donde: X = Concentración de biomasa en un instante t (mg SS/L)
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
28
La integración de esta expresión considerando X0 como la concentración de biomasa X para
t=0, da lugar a la siguiente expresión de X en función del tiempo de tipo sigmoidal que
puede representar las fases de latencia, exponencial y estacionaria del proceso de
crecimiento de la población de microalgas en un reactor en discontinuo.
tm00m
tmm0
eXXX
eXXX
A partir del ajuste de los datos experimentales a esta expresión, es posible determinar los
parámetros necesarios para el cálculo de la productividad del reactor.
3.7. Equipos
Los equipos más importantes utilizados para el desarrollo adecuado del experimento,
pertenecen al laboratorio del departamento tecnología del medio ambiente y son los que se
presentan en la tabla 4.
Tabla 4. Equipos utilizados en el experimento
FOTO NOMBRE FUNCIÓN
AUTOCLAVE
Esterilizar los
reactores para
cultivos
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
29
FOTO NOMBRE FUNCIÓN
CAMARA DE
CULTIVO
IBERCEX
Dar a los cultivos las
condiciones
necesarias para su
crecimiento:
temperatura de
20 ±0.2 °C y
fotoperiodo de 14:10
(luz:oscuridad)
ESPECTOFOMET
RO GENESYS 10
UV, Thermo
Scientific
Medir la absorbancia
de:
Biomasa diaria
en los cultivos
Nitritos,
nitratos,
amonio,
fosfatos y DQO
pH-metro CRISON
Medición del pH
diario en los cultivos
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
30
FOTO NOMBRE FUNCIÓN
CENTRIFUGA
ANALÍTICA
NAHITA
MODELO 2650
Centrifuga los tubos
con muestras de
cultivos para separar
la biomasa, a
diferentes
velocidades de giro y
variando el tiempo.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Cinética de crecimiento de las microalgas
El monitoreo diario de los cultivo de microalgas han reportado los datos experimentales de su
crecimiento, representada como la concentración de sólidos totales en suspensión SS en g/L
que se presentan en la tabla 5.
BIOMASA DE MICROALGAS EN SOLIDOS EN SUSPENCIÓN
t (h) Botryococcus
braunii
Neochloris
oleoabundans
Scenedesmus
oblicuus
Chlorella
sorokiniana Bloom
t (h)
Chlorella
vulgaris
SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS (g/L) SS(g/L)
0 0.24 0.19 0.32 0.11 0.130 0 0.206
18.50 0.19 0.13 0.13 0.08 0.049 20 0.243
41.75 0.16 0.14 0.23 0.13 0.083 43.50 0.335
65.50 0.16 0.12 0.46 0.24 0.076 62.0 0.486
138.50 0.14 0.37 1.43 0.62 0.072 85.00 0.924
161.50 0.15 0.40 1.08 0.76 0.064
186.50 0.21 0.56 1.35 0.84 0.094
208.75 0.27 0.62 1.53 0.88 0.113
231.33 0.34 0.61 0.92 0.127
265.33 0.43
0.202
288.83 0.60 0.269
306.83 0.66 0.301
335.33 0.82 0.483
Tabla 5. Registro de biomasa durante el crecimiento de las microalgas
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
31
De la misma forma se ha representado en la fig. 19 la curva de crecimiento elaborada con los
datos experimentales de las seis microalgas, en ella se exhibe en todos los experimentos una
fase de latencia seguido por una fase de crecimiento exponencial. Se observa que los cultivos
de Chlorella vulgaris, Chlorella sorokiniana y Scenedesmus oblicuus, alcanzaron la fase de
ajuste en el medio residual en un tiempo promedio de 40 horas, indicando una rápida
adaptación. No así, para el caso de los cultivos de Neochloris oleoabundans que alcanzo su
fase de adaptación a las 65 horas. Los cultivos que tuvieron un fase de adaptación de más de
100 horas y baja concentración de biomasa fueron el Bloom y Botryococcus braunii, esto
puede deberse a que esta especie de microalgas necesita un mayor contenido de nutrientes para
su crecimiento.
De esta forma de acuerdo con los datos experimentales, este estudio demuestra que las
cultivos de Chlorella vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus
oblicuus, Chorella sorokiniana pueden crecer en agua residual que ha sido sometida
únicamente a procesos de pretratamiento como medio de cultivo, como se informó
anteriormente (de-Bashán et al. 2004, Wang and Lan. 2011).
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1.20
1.40
1.60
1.80
0 50 100 150 200 250 300 350
Conc
entr
ació
n d
e B
iom
asa
(g/
L)
Tiempo (h)
Botryococcus braunii Neochloris oleoabundans Scenedesmus oblicuus
Bloom Chlorella sorokiniana Chlorella vulgaris
Fig. 19 Curva de crecimiento de los cultivos de microalgas con datos experimentales preliminares
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
32
Los datos de crecimiento experimental modelados por Verhulst han sido utilizados como los
resultados para fines de discusión de resultados. Los valores previstos por el modelo se
presentan en la tabla 6 y su representación gráfica en la fig. 20. Únicamente, se ha logrado
obtener las curvas para los cultivos Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,
Chlorella sorokiniana que son los que alcanzaron su fase de crecimiento estacionario,
obteniendo así las variables de máxima velocidad específica de crecimiento μm y máxima
concentración de biomasa alcanzada en la fase estacionaria Xm, con los que se calculó de la
productividad en los fotobiorreactores, se presentan en la tabla 6.
Tabla 6. Los parámetros cinéticos de crecimiento del modelo de Verhulst
CULTIVOS
Neochloris
oleoabundans
Scenedesmus
oblicuus
Chlorella
sorokiniana
X0 (g SS/L) 0.101 0.050 0.061
Xm (gSS/L) 1.076 1.274 0.978
μm (h-1
) 0.011 0.043580 0.023958
R 0.9701 0.9214 0.998
Productividad (gSS/L día) 0.30 1.33 0.56
Tabla 7. Datos de la curva de crecimiento de las microalgas modelizada mediante STATISTICA
Neochloris
oleoabundans
(g/L)
Neochloris
oleoabundans
MODELIZADOS
(g/L)
Scenedesmus
oblicuus
(g/L)
Scenedesmus
oblicuus
MODELIZADOS
(g/L)
Chlorella
sorokiniana
(g/L)
Chlorella
sorokiniana
MODELIZADOS
(g/L)
0.191 0.101 0.316 0.050 0.115 0.061
0.127 0.123 0.130 0.107 0.079 0.092
0.144 0.155 0.231 0.257 0.128 0.149
0.119 0.196 0.461 0.530 0.237 0.236
0.369 0.367 1.433 1.204 0.623 0.632
0.403 0.434 1.077 1.248 0.761 0.744
0.562 0.511 1.346 1.265 0.838 0.834
0.618 0.580 1.532 1.271 0.879 0.888
0.605 0.649 - 1.273 0.921 0.923
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
33
Los valores más altos de productividad se obtuvieron para el cultivo de Scenedesmus oblicuus
y Chlorella sorokiniana siendo 1.33 g/L día y 0.56 g/L día como se muestra en la fig. 21. El
cultivo de Neochloris oleoabundans es el cultivo que más baja productividad ha presentado
con respecto a las dos especies anteriores con una valor de 0.3 g/L día debido a que tiene una
baja velocidad de crecimiento y baja concentración de biomasa. Por tanto, para este estudio, la
especie de microalga que ha tenido un rápido crecimiento y alta productividad es Scenedesmus
oblicuus, lo que la convierte en una buena opción para
tratamiento de aguas residuales urbanas, como lo han comprobado otros autores (Núñez 2001,
Ruiz-Marin 2008).
Fig. 20 Evolución de la biomasa. Los símbolos son datos experimentales. Las líneas solidas sin
símbolo son los datos modelados. La línea sólida con puntos son los cultivos que no han sido
modelados.
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1.20
1.40
1.60
0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250
Co
ncen
tra
ció
n d
e
Bio
ma
sa
(
g/L
)
Tiempo (h)
Neochloris oleoabundans
Scenedesmus oblicuus
Chlorella sorokiniana
Neochloris O. Modelizada
Scenedesmus O. modelizada
Chlorella S. modelizada
Botryococcus braunii
Bloom
Chlorella vulgaris
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
34
Los valores de pH al inicio y al final del cultivo de las microalgas se presentan en la tabla 8, se
puede evidenciar que los valores al inicio del experimento no sobrepasan 7.6 y van
aumentando a medida que pasan los días hasta llegar a valores al finalizar de hasta 9.6. que
hacen al medio alcalino lo que ha potenciado el aumento el crecimiento y producción.
Los valores de pH alto cercanos a 9 puede conducir a la precipitación de fosfato en el medio
por la formación de fosfatos de calcio, por tanto es razonable la conclusión de que la
eliminación de fósforo se debe tanto a la absorción metabólica de las algas y a la precipitación
de fosfato según lo han manifestado algunos autores en otras investigaciones (Borowitzka,
1988; Larsdotter, 2006; Núñez, 2001).
Tabla 8. pH de los cultivos
Especie de microalga pHinicial pHfinal
Neochloris oleoabundans 7.58 8.70
Scenedesmus oblicuus 7.58 9.26
Botryococcus braunii 7.57 9.57
Chlorella sorokiniana 7.63 8.93
Bloom 7.58 7.90
Chlorella vulgaris 7.28 9.05
Fig. 21 Gráfica de productividad de las microalgas
0.30
1.33
0.56
0.00
0.20
0.40
0.60
0.80
1.00
1.20
1.40
1.60
Neochloris oleoabundans Scenedesmus oblicuus Chlorella sorokiniana
Pro
du
ctiv
ida
d (
g/L
.día
)
Especie de microalga
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
35
4.2. Eliminación de nutrientes del agua residual por las microalgas
Mediante los análisis efectuados al inicio y al final de los experimentos se han determinado
amonio, nitritos, nitratos y fosfatos, los mismos que se presentan en la tabla 9 y tabla 10
respectivamente. Para este estudio no ha sido necesario seguir la evolución de estos
parámetros de forma diaria, ya que el objetivo general del estudio es otro. Sin embargo, se ha
logrado determinar que ha ocurrido con las concentraciones de estos nutrientes durante el
proceso.
Tabla 9. Concentración inicial de nutrientes en los fotobiorreactores
CULTIVO CONCENTRACIÓN (mg/L)
PPO4 NNO2 NNH4 NNO3 Ni
Neochloris oleoabundans 7.175 0.147 60.520 0.799 61.466
Scenedesmus oblicuus 6.624 0.240 52.924 0.659 53.823
Botryococcus braunii 7.133 0.239 55.393 0.454 56.086
Chlorella sorokiniana 7.175 0.199 55.678 0.465 56.342
Bloom 7.387 0.154 65.837 0.767 66.758
Chlorella vulgaris 5.804 0.080 56.532 0.605 57.217
Los valores en rojo sobrepasan la normativa para descarga a medios acuáticos en zonas
sensibles para N y P que son 15 mg/L y 2 mg/L respectivamente.
Tabla 10. Concentración final de nutrientes en los cultivos en fase estacionaria
CULTIVO CONCENTRACIÓN (mg/L)
PPO4 NNO2 NNH4 NNO3 Ni
Neochloris oleoabundans 0.206 22.078 0.046 5.923 28.047
Scenedesmus oblicuus 0.011 0.752 0.050 0.271 1.073
Botryococcus braunii 0.093 19.675 5.450 6.150 31.275
Chlorella sorokiniana 0.326 3.280 0.063 1.522 4.865
Bloom 1.729 31.879 0.060 7.444 39.383
Chlorella vulgaris 0.271 6.912 2.204 2.795 11.911
Los valores en rojo sobrepasan la normativa para descarga a medios acuáticos en zonas
sensibles N y P que son 15 mg/L y 2 mg/L respectivamente.
La concentración de fosfatos se ha eliminado en casi todos los cultivos con más del 95% de
eficiencia, indicándonos que las especies de microalgas han absorbido el fósforo del agua
residual para su crecimiento. El experimento que mayor eficiencia tiene es el que contenía
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
36
Scenedesmus oblicuus reduciendo el fósforo de 6.62 mg/L a 0.011 mg/L en 8.7 días. En el
caso del cultivo del Bloom solo se ha conseguido una disminución de 5.8 mg/L a 1.73 mg/L
que representa un 76.59% en 14 días. Se ha comprobado que la remoción de fósforo ha sido la
especificada en otros estudios para las diferentes especies de microalgas (Ruiz et al, 2011;
Wang & Lan, 2011; Boelee et al, 2011).
En el caso del nitrógeno de amonio NNH4 los resultados indican que ha sido consumido por
las microalgas en todos los cultivos, consiguiéndose una eliminación mayor al 90%. No así
para el caso de los nitritos y los nitratos en los cuales se ha producido un aumento en la
concentración en todos los cultivos a excepción del fotobiorreactor que contenía Scenedesmus
oblicuus en el que se ha producido una disminución de nitrato de 0.66 mg/L a 0.27 mg/L. El
aumento en la concentración de nitrito ha sido elevada en los cultivos de Neochloris
oleoabundans sugiere que la nitrificación parcial podría haber ocurrido, caso similar ha
ocurrido en los cultivos de Botrycoccus braunii y el Bloom. Por lo que se supone que en el
conjunto de fotobiorreactores el amonio y el fósforo han sido absorbidos por las microalgas,
durante todo el tiempo de cultivo.
Se ha considerado un balance de las diferentes formas de nitrógeno para hacer una estimación
del porcentaje de eliminación en cada uno de los cultivos, estos resultados se presentan en la
tabla 11 y en las fig. 22 y 23.
Tabla 11. Porcentaje de eliminación de N y P
Especie de microalga PPO4
(mg/L)
N
(mg/L)
Scenedesmus oblicuus 99.84 98.01
Botryococcus braunii 98.70 44.24
Neochloris oleoabundans 97.13 54.37
Chlorella sorokiniana 95.46 91.37
Chlorella vulgaris 95.33 79.18
Bloom 76.59 41.01
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
37
Con la especie de Scenedesmus oleoabundans se ha conseguido una alta eliminación de N de
98%, seguida del cultivo de Chlorella sorokiniana con 91.37% y Chlorella vulgaris con
79.18%. Con la especie que no se ha tenido resultados favorables ha sido con el Bloom y
Botrycoccus braunii.
También es importante mencionar que se ha conseguido cumplir con los rangos que indica la
normativa europea para descarga de vertidos tratados a los medios acuáticos. En el caso del
fósforo se ha conseguido valores bajo 1.7 mg/L. En el caso del N se ha conseguido buenos
resultados para los casos de los experimentos cultivados con Chlorella vulgaris, Chlorella
sorokiniana y Scenedesmus oblicuus. Para el caso de Neochloris oleoabundans, Bloom y
Botryococcus braunii se tiene valores mayores a 28 mg/L que superan los 15 mg/L permitidos,
esto puede deberse a la baja remoción de nitratos y nitritos y a las altas concentraciones de
amonio presentes en el medio de cultivo.
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
%
eli
min
ació
n
Cultivos
PPO4 (mg/L)
Fig. 22 Porcentaje de eliminación de PPO4 en
los fotobiorreactores durante el tiempo de cultivo.
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
%
eli
min
ació
n
Cultivos
N (mg/L)
Fig. 23 Porcentaje de eliminación de los
componentes de N en los fotobiorreactores
durante el tiempo de cultivo.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
38
4.3. La centrifugación como método de separación de la biomasa de
microalgas
Se conoce ampliamente que uno de los cuellos de botella y retos a vencer más importante
respecto a la producción de biomasa microalgal y de metabolitos en particular, consiste en la
cosecha y extracción de los mismos. Incluso, en procesos de tratamiento de aguas con
microalgas, el costo de la cosecha determina la viabilidad económica de todo el proceso
(Olguín, 2003).
Los datos experimentales del ensayo de centrifugación, representados como la absorbancia del
sobrenadante han sido transformados a biomasa en sólidos en suspensión (g/L).
El cálculo de la eficacia de separación de las microalgas del caldo se presenta en la tabla 12.
Tabla 12. Eficiencia de separación de la biomasa de las microalgas
EFICACIA (%) - Neochloris oleoabundans
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 56.79 31.01 87.62 94.97 94.97
3 58.73 28.44 83.72 93.02 97.63
4 56.34 25.25 85.93 96.12 96.65
5 39.78 26.22 93.73 98.07 95.50
6 87.70 96.21 93.02 92.93 96.21
EFICACIA (%) - Chlorella sorokiniana
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 51.73 23.07 96.06 93.31 95.20
3 54.41 19.21 94.17 91.26 90.16
4 45.59 18.82 99.21 91.18 91.89
5 35.67 21.18 94.41 92.05 91.34
6 94.57 98.74 98.27 90.47 90.87
EFICACIA (%) - Scenedesmus oblicuus
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 96.89 91.07 94.12 92.95 91.67
3 98.91 83.62 95.19 92.63 91.46
4 95.61 81.59 93.48 92.20 91.35
5 97.85 70.09 96.46 91.35 91.78
6 94.33 93.27 97.42 92.10 92.31
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
39
EFICACIA (%) - Chlorella vulgaris
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 87.04 86.03 90.59 93.37 91.85
3 91.22 81.98 93.88 91.60 91.60
4 83.12 87.04 92.36 94.26 94.13
5 89.32 92.74 92.99 96.03 92.48
6 86.79 91.60 93.62 91.09 94.64
EFICACIA (%) - Bloom
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 98.13 95.84 96.84 99.71 97.42
3 97.77 96.66 99.41 97.95 98.89
4 97.42 97.89 98.89 99.41 99.82
5 97.72 96.60 99.41 99.94 98.83
6 97.36 97.66 99.59 98.89 99.71
El trabajo experimental se llevó a cabo para determinar la eficacia de la
recuperación, la comparación entre las especies usadas y una estimación del consumo de
energía que se produciría.
Los resultados de eficacia de separación de las células de la microalga Neochloris
oleoabundans y la fig. 25 muestran que se consigue un 90% de captura a partir de la
aplicación de una velocidad de giro de 2500 rpm durante 5 min. Para los experimentos con
menor velocidad de giro no se ha conseguido una buena separación de la biomasa.
En el caso de la especie de Chlorella sorokiniana tampoco se consiguió una alta eficiencia de
captura al aplicar bajas velocidades de giro de entre 1000 rpm y 1500 rpm. Como se muestra
en la fig. 27, se obtienen mejores resultados al aplicar 2500 rpm en un tiempo corto de 2 min
lo cual implicaría menor consumo energético que se aplica 1000 rpm durante 6 min donde
también se obtiene 90% de eficacia.
EFICACIA (%) - Botryococcus braunii
t (min) 1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
2 92.70 87.24 97.19 99.49 96.44
3 91.53 91.92 99.53 97.97 95.87
4 92.70 95.43 97.58 98.13 96.96
5 96.02 90.36 99.10 97.35 98.97
6 97.19 96.02 98.71 98.95 98.39
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
40
Con Chlorella vulgaris se ha conseguido separar la biomasa de microalgas del líquido residual
con una eficacia > 90% empleando un mínimo de 1500 rpm en 5 minutos o 2500 rpm en 2
min. Lo cual indica que no se requiere de grandes velocidades de giro ni de tiempos largos.
Fig. 24 Eficiencia separación Neochloris oleo.
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6
Efic
ien
cia
(
%)
t (min)
NEOCHLORIS OLE.
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
Fig. 25 Eficiencia separación Botrycoccus bra.
80
85
90
95
100
1 2 3 4 5 6
Eficien
cia (
%)
t (min)
BOTRYOCOCCUS BRAUNII
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
Fig. 26 Eficiencia separación Scenedesmus obli. Fig. 27 Eficiencia separación Chlorella sorok.
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6
Eficien
cia
(
%)
t (min)
SCENEDESMUS OBLICUUS
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6
Eficien
cia
(
%)
t (min)
CHLORELLA SOROKINIANA
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
41
Con las especies de microalgas que se han obtenido excelentes resultados han sido con el
Bloom de microalgas, Scenedesmus oblicuus y Botrycoccus braunii. Se obtuvo una eficiencia
>90% de captura de las células al aplicar un mínimo de 1000 rpm en 2 min, lo cual representa
que estas especies tienen una buena velocidad de sedimentación al ser más densas. Además,
representa un mayor ahorro de energía y de costos al momento de aplicar la técnica de
centrifugación para separación de biomasa, considerando que este método es relativamente
más caro que otros según lo manifiesta Molina Grima en 2003.
En la tabla 13 se presenta un resumen de los tiempos óptimos con los que se alcanzo un 90%
de eficacia para las cinco velocidades de giro escogidas para estos experimentos, por especie
de microalgas.
Tabla 13. Tiempo óptimo con más de 90% captura
ESPECIE DE
MICROALGA
Tiempo óptimo con más de 90% captura
1000 rpm 1500 rpm 2500 rpm 3500 rpm 4000 rpm
Neochloris oleoabundans 6 min 6 min 5 min 2 min 2 min
Chlorella sorokiniana 6 min 6 min 2 min 2 min 2 min
Scenedesmus oblicuus 2 min 2 min 2 min 2 min 2 min
Chlorella vulgaris 3 min 5 min 2 min 2 min 2 min
Bloom 2 min 2 min 2 min 2 min 2 min
Botryococcus braunii 2 min 3 min 2 min 2 min 2 min
Fig. 28 Eficiencia separación Chlorella vulgaris
80
90
100
1 2 3 4 5 6
Efic
ien
cia
(
%)
t (min)
CHLORELLA VULGARIS
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
Fig. 29 Eficiencia separación Bloom
85
90
95
100
1 2 3 4 5 6
Efic
ien
cia
(
%)
t (min)
BLOOM
1000 rpm 1500 rpm 3500 rpm 4000 rpm 2500 rpm
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
42
Los valores de la tabla 13 nos sirven para establecer una relación entre la velocidad de giro y
el tiempo que se necesita para lograr la recolección de algas con la recuperación de más
del 90%. Esto nos dará una idea de la potencia que consume la centrifuga y la energía
consumida. De esta forma, se observa en la tabla 14 y en la fig. 30 que los resultados más
favorecedores son para el caso de las especies Scenedesmus oblicuus, Bloom, Botryococcus
braunii en los que se han obtenido una eficiencia mayor al 90% a una velocidad de revolución
baja en un tiempo corto de 2 min obteniendo un rpm*t de 2000, que representa una baja
potencia y bajo consumo de energía.
Para el caso de las especies Neochloris oleoabundans, Chlorella sorokiniana, comparados con
las demás especies son las que necesitan una mayor velocidad de giro recompensado con un
bajo tiempo de residencia, o viceversa.
Tabla 14. Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos
ESPECIE DE MICROALGA rpm * t Neochloris oleoabundans 6000 9000 12500 7000 8000
Chlorella sorokiniana 6000 9000 5000 7000 8000
Scenedesmus oblicuus 2000 3000 5000 7000 8000
Chlorella vulgaris 3000 7500 5000 7000 8000
Bloom 2000 3000 5000 7000 8000
Botryococcus braunii 2000 4500 5000 7000 8000 Las celdas en naranja representan las mejores condiciones para cada especie.
Fig. 30 Relación velocidad de giro y tiempo en los experimentos
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
rpm
*t
Especie de microalga
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
43
5. CONCLUSIONES
La especie que presentó un crecimiento más rápido fue Scenedesmus oblicuus
alcanzando la máxima productividad de 1.33 gSS/L día de entre todos los
experimentos.
Los efluentes de las plantas de tratamiento de aguas residuales de salida de
pretratamiento son adecuados como medio de cultivo de las especies Chlorella
Vulgaris, Botryococcus braunii, Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus,
Chorella sorokiniana. Es indicada para que se desarrolle un Bloom de microalgas
siempre y cuando se enriquezca a este último con nutrientes que aseguren un mejor
crecimiento.
Un porcentaje de eliminación >90% de fósforo y amonio del agua residual se ha
conseguido cultivando las especies Chlorella Vulgaris, Botryococcus braunii,
Neochloris oleoabundans, Scenedesmus oblicuus, Chorella sorokiniana.
La tecnología del uso de microalgas para la eliminación de nutrientes de aguas
residuales podría convertirse en una potencial alternativa ante los tratamientos
biológicos convencionales, optimizando el consumo de energía que se consume en los
procesos de nitrificación.
La eficacia de separación celular de un caldo de microalgas aplicando la
centrifugación depende en gran medida de las especies que se utilice y generalmente
valores de tiempo entre dos a tres minutos y velocidades de giro de entre 1000 rpm a
2000 rpm son suficientes.
El método de Verhulst se ajusta muy bien para el análisis estadístico de datos de
crecimiento de microalgas, siempre y cuando los cultivos alcancen su fase estacionaria.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
44
6. REFERENCIAS
1. APHA, AWA, WPCF. Standard methods. 19th
edición. 1995.
2. Barraza C., Collao V., Espinoza C., Moya F., Thun G., Torres M.. Producción de
Biodiesel a partir de microalgas. Facultad de Ingeniería Bioquímica Universidad de
Valparaíso. Chile. 2009.
3. Borowitzka M. A.. Limits to growth, in wasterwater treatment with algae. Editors
Springer. 1998; pág:203-226.
4. Chisti Yusuf. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 2007; 25: 294–306.
5. Christenson Logan, Sims Ronald. Production and harvesting of microalgae for
wastewater treatment, biofuels and bioproducts. Biotechnology Advances. 2011; 1-17.
6. Chun-Yen Chen, Kuei-Ling Yeh, Rifka Aisyah, Duu-Jong Lee, Jo-Shu Chang.
Cultivation, photobioreactor design and harvesting of microalgae for biodiesel
production: A critical review. Bioresource Technology. 2011; 102:71-81.
7. de-Bashan LE, Bashan Y. Recent advances in removing phosphorus from wastewater
and its future use as fertilizer. Water Res. 2004; 38: 4222–4246.
8. de-Bashan LE, Hernandez JP, Morey T, Bashan Y. Microalgae growth-promoting
bacteria as “helpers” for microalgae: A novel approach for removing ammonium and
phosphorus from municipal wastewater. Water Res. 2004; 38: 466–474.
9. Egmont Spelter L., Steiwand Anna, Nirschl Hermann. Processing of dispersions
containing fine particles or biological products in tubular bowl centrifuges. Chemical
Engineering Science. 2010; 65: 4173–4181.
10. Feng Yujie, Li Chao, Zhang Dawei. Lipid production of Chlorella vulgaris cultured in
artificial wastewater medium. Bioresource Technology. 2011; 102: 101–105.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
45
11. Gary A. Anderson, Anil Kommareddy, Research Assoc. Martin A. Schipull.
Photobioreactor Design. Department of Agricultural and Biosystems Engineering
South Dakota State University. 2002. Canada.
12. Ge Yaming, Liu Junzhi, Tian Guangming. Growth characteristics of Botryococcus
braunii 765 under high CO2 concentration in photobioreactor. Bioresource
Technology. 2011; 102: 130-134.
13. Gidde MR., and AR. Bhalerao. 2010. Optimisation of physical parameters of
coagulation- flocculation process in water treatment. En: International Congress on
Environmental Research on 16th to is" Sept. 2010 at University of Mauritius
Organised by JERAD and University of Mauritius. Reduit, Mauritius. En linea: <
http://www.bvucoepune.edu.in/pdf%27s/Publications_2004-2011/Publications_2010-
11/International_ Conference_2010-11/IC27_2010-11.pdf>. Consulatdo Octubre,
2011.
14. Golueke, C. G., Oswald, W. J.. Harvesting and processing sewage-grown algae. J.
Water Pollut. Contr. Fed.. 1965; 37: 471-98.
15. Gouveia L., Marques A. E., Lopes da Silva T., Reis A. Neochloris oleoabundans
UTEX #1185: a suitable renewable lipid source for biofuel production. 2009; 36:821–
826.
16. Gouveia Luisa. Microalgae as a Feedstock for Biofuels. 2011. Springer.
17. Graham Linda, Wilcox Lee. Algae. 2000. Unirversity of Wisconsin. USA.
18. I. Rawat, R. Ranjith Kumar, T. Mutanda, F. Bux. Dual role of microalgae:
Phycoremediation of domestic wastewater and biomass production for sustainable
biofuels production. Applied Energy. 2011; 88: 3411–3424.
19. Larsdotter Karin. Wasterwater treatment with microalgae a literature review.
2006;62:31-38.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
46
20. Larsdotter Karin. Wastewater treatment with microalgae – a literature review. 2006.
Estocolmo; 62:31-38.
21. Li Q., Du W., Liu D.. Perspectives of microbial oils for biodiesel production. Appl
Microbiol Biotechnol. 2008; 80:749–756.
22. Liam Brennan, Philip Owende. Biofuels from microalgae—A review of technologies
for production, processing, and extractions of biofuels and co-products. Ireland.
Renewable and Sustainable Energy Reviews. 2010; 557–577.
23. Liling Jiang, Shengjun Luo, Xiaolei Fan, Zhiman Yang, Rongbo Guo. Biomass and
lipid production of marine microalgae using municipal wastewater and high
concentration of CO2.Applied Energy. 2011; 88: 3336–3341.
24. Loera- Quezada M., Olguín E.. Las microalgas oleaginosas como fuente de biodiesel:
retos y oportunidades.2010. México 1(1):91-116.
25. Mallick N. Immobilization of Microalgae. In: Guisan JM (ed) Methods in
biotechnology: immobilization of enzymes and cells. Humana Press. Totowa. 2004;
373–391.
26. Mata Teresa, Martins A., Caetano N.. Microalgae for biodiesel production and other
applications: A review. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 2010; 14:217-
232.
27. Min M., Wang L., Li Y., Mohr M., Hu B., Zhou W., Chen P., Ruan R. Cultivating
Chlorella sp. in a Pilot-Scale Photobioreactor Using Centrate Wastewater for
Microalgae Biomass Production and Wastewater Nutrient Removal. Appl Biochem
Biotechnol.2011; 165:123–137.
28. Molina Grima E., Belarbi E-H., Fernández F., Robles A., Chisti Y. Recovery of
microalgal biomass and metabolites: process options and economics. Biotechnology
Advances. 2003; 20: 491–515.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
47
29. Murphy Thomas, Berberoglu Halil. Effect of algae pigmentation on photobioreactor
productivity and scale-up: A light transfer perspective. Journal of Quantitative
Spectroscopy & Radiative Transfer. 2011; 2-9.
30. Nuñéz V., Voltolina D., Nieves M., Piña P., Medina A., Guerrero M.. Nitrogen budget
in Scenedesmus oblicuus cultures with artificial wasterwater. Bioresource technology.
2001; 78: 161-164.
31. Pruvost J., Van Vooren G., Cogne G., Legrand J.. Investigation of biomass and lipids
production with Neochloris oleoabundans in photobioreactor. Bioresource
Technology. 2009; 100: 5988–5995.
32. Razif Harun, Manjinder Singh, Gareth M. Forde, Michael K. Danquah . Bioprocess
engineering of microalgae to produce a variety of consumer products. Renewable and
Sustainable Energy Reviews. 2010; 14:1037–1047.
33. Richmond Amos (Ed). Handbook of Microalgal Culture Handbook of Microalgal
Culture: Biotechnology and Applied Phycology. 2004. Blackwell Science Ltd., Oxford,
UK.
34. Ruiz J., Álvarez P., Arbib Z., Garrido C., Barragán J., Perales J.. Effect of Nitrogen and
Phosphorus Concentration on Their Removal Kinetic in Treated Urban Wastewater by
Chlorella Vulgaris. International Journal of Phytoremediation. 2011. Pág:884-896.
35. Sarmidi Amin. Review on biofuel oil and gas production processes from microalgae.
Energy Conversion and Management. 2009;50: 1834-1840.
36. Satyanarayana K. G., Mariano A. B., Vargas J. V. C.. A review on microalgae, a
versatile source for sustainable energy and materials. International Journal Of Energy
Research. 2011; 35:291–311.
37. Schenk P.M., Thomas-Hall S.R., Stephen E., Marx U.C., Mussgnug J.H., Posten C.,
Kruse O., Hankamer B. Second generation biofuels: high-efficiency microalgae for
biodiesel production. Bioenerg Res. 2008; 1(1):20-43.
“ESTUDIO DEL COSECHADO DE CULTIVOS DE MICROALGAS EN AGUA RESIDUAL
MEDIANTE TÉCNICAS DE CENTRIFUGADO”
48
38. Spolaore P, Joannis-Cassan C, Duran E, Isambert A. Commercial applications of
microalgae. Journal of Bioscience and Bioengineering. 2006; 101(2): 87–96.
39. T.-S. Sim, A. Gob, E. W. Becker. Comparison of Centrifugation, Dissolved Air
Flotation and Drum Filtration Techniques for Harvesting Sewage-grown Algae.1988;
16: 51-62.
40. Vieira Costa J., Greque de Morais M.. The role of biochemical engineering in the
production of biofuels from microalgae. Bioresource Technology. 2011; 102: 2–9.
41. Wang Bei, Lan Q. Christopher. Biomass production and nitrogen and phosphorus
removal by the green alga Neochloris oleoabundans in simulated wastewater and
secondary municipal. Bioresource Technology. 2011; 102: 5639–5644.
42. Wang Liang, Min Min, Li Yecong, Chen Paul, Chen Yifeng, Liu Yuhuan, Wang
Yingkuan, Ruan Roger. Cultivation of Green Algae Chlorella sp. in Different
Wastewaters from Municipal Wastewater Treatment Plant. Appl Biochem Biotechnol.
2010;162:1174–1186.
43. Woon Wallace, Fong Leung. Centrifugal separations in biotechnology. Elsevier.
2007.