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EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DE BORRA DE CAFÉ SOBRE
LARVAS DE Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO Y CAMPO.
JULIETTHE CRUZ GONZÁLEZ
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C
2017
2
EVALUACIÓN DEL EFECTO LARVICIDA DE BORRA DE CAFÉ SOBRE
LARVAS DE Aedes aegypti EN CONDICIONES DE LABORATORIO Y CAMPO.
JULIETTHE CRUZ GONZÁLEZ
20121085060
Trabajo de grado en modalidad de investigación presentado como requisito para optar
por el título de
TECNÓLOGO EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
DIEGO TOMAS CORRADINE MORA
Médico Veterinario
M. Sc. Salud Pública
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C
2017
3
NOTA DE ACEPTACIÓN
____________________________________
____________________________________
____________________________________
____________________________________
____________________________________
____________________________
FIRMA DIRECTOR
____________________________
FIRMA JURADO
JUNIO DE 2017, BOGOTÁ D.C
4
AGRADECIMIENTOS.
Agradezco a mis padres por darme la oportunidad de estudiar y brindarme su apoyo
incondicional en el transcurso de esta carrera, a mis hermanos por su constante apoyo y
ánimo para culminar mis estudios y seguir adelante para lograr mis propósitos y mi proyecto
de vida.
A los docentes que han enriquecido mis conocimientos y que también han sido un aliciente
para continuar con mis estudios, y que además de del aprendizaje académico que me han
proporcionado, cabe resaltar el valor humano y ético que he aprendido de ellos.
En especial agradezco al profesor Diego Thomas Corradine Mora, quien me acompaño en el
proceso y desarrollo del proyecto de investigación, por su apoyo, compartir sus
conocimientos, su entrega al semillero Zoovector, paciencia y humildad.
5
Contenido
RESUMEN. ............................................................................................................................................ 9
ABSTRACT .......................................................................................................................................... 11
INTRODUCCIÓN. ............................................................................................................................... 12
JUSTIFICACIÓN. ................................................................................................................................ 13
1. OBJETIVOS. .................................................................................................................................... 15
1.1 Objetivo General. ........................................................................................................................ 15
1.2 Objetivos específicos. ................................................................................................................. 15
2. MARCO DE REFERENCIA. ....................................................................................................... 16
2.1 Taxonomía de Aedes aegypti ...................................................................................................... 16
2.1.1 Copula ...................................................................................................................................... 16
2.1.2 Ingesta de Sangre ..................................................................................................................... 16
2.2 Fases. ........................................................................................................................................... 16
2.2.1 Huevos ..................................................................................................................................... 17
2.2.2 Larvas ....................................................................................................................................... 18
2.2.3 Pupa ......................................................................................................................................... 19
2.2.4 Adulto ...................................................................................................................................... 21
2.3 Enfermedades transmitidas por Aedes aegypti .......................................................................... 22
2.3.1 Fiebre amarilla .................................................................................................................. 22
2.3.2 Dengue .............................................................................................................................. 23
2.3.3 Chikungunya ............................................................................................................................ 24
2.3.4 Zika .......................................................................................................................................... 24
2.4 Control para Aedes aegypti ............................................................................................................. 25
2.5 Borra de Café .............................................................................................................................. 26
2.6 Estado del Arte ............................................................................................................................ 27
3. Materiales y Métodos. ............................................................................................................... 29
3.1 Obtención de huevos Aedes aegypti en laboratorio. ............................................................... 31
3.1.2 Adecuación de Colonia. ....................................................................................................... 31
3.1.3 Alimento de larvas. .............................................................................................................. 32
3.1.4 Alimento de mosquitos adultos. ........................................................................................... 32
3.1.5 Recolección de huevos para los bioensayos. ....................................................................... 33
3.1.6 Separación de Larvas. .......................................................................................................... 34
3.1.7 Preparación del medio para los bioensayos. ........................................................................ 34
6
3.1.8 Bioensayos. .......................................................................................................................... 34
3.1.9 Cámara de crecimiento......................................................................................................... 35
3.1.10 Evaluación de mortalidad. .................................................................................................. 35
3.1.11 ANALISIS ESTADISTICO. .............................................................................................. 36
3.1.12Análisis de regresión logarítmica para determinar concentraciones letales ........................ 36
3.1.13 Análisis Anova de un Factor .............................................................................................. 37
3.2 Metodología en de prueba piloto en campo. ............................................................................... 37
3.2.1 Busca de Criaderos de Aedes aegypti................................................................................... 38
3.2.2 Extracción de Larvas ............................................................................................................ 38
3.2.3 Disposición en nuevo recipiente. ......................................................................................... 38
3.2.4 Preparación del medio. ......................................................................................................... 39
3.2.5 Evaluación de Mortalidad prueba piloto en campo .............................................................. 40
3.2.6 Análisis de resultados en campo. ......................................................................................... 40
4. Resultados de bioensayos en laboratorio. ..................................................................................... 41
4.1 Corrección de la mortalidad de Bioensayos en laboratorio..................................................... 41
4.1.2 Gráficas del % de mortalidad corregida - final. ................................................................... 42
4.2 Determinación de tiempos letales TL50 Y TL 90. .................................................................. 47
4.3 Análisis estadístico. ................................................................................................................. 49
4.4 Varianza Anova de un factor .................................................................................................. 50
5. Resultados de prueba piloto en campo. ..................................................................................... 51
5.1Gráfica de % de mortalidad en campo. .................................................................................... 52
5.2 Determinación de Tiempo letal medio (TL50). ...................................................................... 54
6. Discusión................................................................................................................................... 55
7. Conclusiones. ............................................................................................................................ 59
8. Recomendaciones ..................................................................................................................... 60
Bibliografía ........................................................................................................................................... 61
ANEXOS. ............................................................................................................................................. 65
7
LISTA DE TABLAS.
Tabla 1 ..................................................................................................................................... 41
Tabla 2 ..................................................................................................................................... 49
Tabla 3 ..................................................................................................................................... 50
Tabla 4 ..................................................................................................................................... 52
Tabla 5 ..................................................................................................................................... 54
Tabla 6 ..................................................................................................................................... 58
Tabla 7 ..................................................................................................................................... 65
Tabla 8 ..................................................................................................................................... 66
LISTA DE GRAFÍCAS.
Gráfica 1 T1-3gr/L en condiciones de laboratorio ................................................................... 42
Gráfica 2 T2-4gr/L en condiciones de laboratorio ................................................................... 43
Gráfica 3 T3-5gr/L en condiciones de laboratorio ................................................................... 43
Gráfica 4 T4-6gr/L en condiciones de laboratorio ................................................................... 44
Gráfica 5 T5 – 7gr/L en condiciones de laboratorio ................................................................ 45
Gráfica 6T6-8gr/L en condiciones de laboratorio .................................................................... 46
Gráfica 7 T7- 9gr/L en condiciones de laboratorio .................................................................. 46
Gráfica 8 Determinación de tiempos letales TL50 Y TL 90 ................................................... 48
Gráfica 9 de mortalidades en pruebas de campo ..................................................................... 53
LISTA DE FIGURAS.
Figura 1. Estadios de Aedes aegypti. Fuente: corporación - ATS 2016 .................................. 17
Figura 2. Huevos de Aedes aegypti. Fuente: corporación - ATS 2016 .................................... 18
Figura 3. Larva de Aedes aegypti. Fuente: autor ..................................................................... 19
Figura 4. Pupa Aedes aegypti. Fuente: autor ............................................................................ 20
Figura 5. Perfil Pupa Aedes aegypti. Fuente: autor .................................................................. 21
Figura 6. Aedes aegypti macho y hembra. Fuente: Pinterest, 2017 ......................................... 22
Figura 7. Composición química de la Cafeína. Fuente: INYCOM, 2013................................ 27
Figura 8. Diagrama de metodología en laboratorio. ................................................................ 30
Figura 9. Adecuación jaula entomológica ............................................................................... 32
Figura 9. Adecuación jaula entomológica. Fuente: Autor ....................................................... 32
8
Figura 10. Hematofagia. Fuente: autor .................................................................................... 33
Figura 11. Bioensayos. Fuente: autor ..................................................................................... 35
Figura 12. Ecuación de Abbott. Fuente: (Gomez, 2015) ......................................................... 36
Figura 13. Diagrama metodología en campo ........................................................................... 37
Figura 14. Ecuación para determinar cantidad de borra de café. ............................................. 39
Figura 15 .................................................................................................................................. 66
Figura 16 .................................................................................................................................. 67
Figura 17 .................................................................................................................................. 67
Figura 18 .................................................................................................................................. 68
Figura 19 .................................................................................................................................. 68
9
RESUMEN.
En el presente estudio se evaluó la actividad larvicida de la Borra de Café (cuncho del café),
en larvas estadio L4 de Aedes aegypti en condiciones de laboratorio y en campo como prueba
piloto. Para ello se realizaron bioensayos con siete tratamientos en laboratorio (en el
desarrollo del documento los tratamientos se identifican como T1, etc.), con el fin de
determinar el tratamiento efectivo para ser probado posteriormente en campo.
Las concentraciones utilizadas en laboratorio fueron: T1-3gr/L, T2-4gr/L, T3-5gr/L, T4-
6gr/L, T5-7gr/L, T6-8 gr/L y T7-9gr/L, cada uno de los tratamientos se aplicó en un
bioensayo que constaba de cuatro repeticiones y un blanco (para el desarrollo del trabajo se
identifican las repeticiones como R1, R2, R3 y R4), cada repetición contenía 25 larvas y un
blanco con 25 larvas, para un total de 125 larvas utilizadas en cada bioensayo, para la
totalidad de los tratamientos se emplearon 875 larvas. El tiempo de cada bioensayo fue de
72horas y controles de cada 12 horas dentro del tiempo estipulado.
Se obtuvo resultados satisfactorios en la aplicación de las pruebas de laboratorio en las
concentraciones más altas, siendo el tratamiento T7-(9gr/L) la concentración con 99% de
efectividad larvicida al término de 24 horas de ser aplicado y el T6-(8gr/L) alcanzo una
efectividad del 95% al cabo de 60 horas.
Para las pruebas piloto realizadas en campo se utilizó como referencia el tratamiento T7-
(9gr/L) y para determinar la cantidad de agua se emplearon recipientes con medidas en litros
y cm3, se realizaron cinco bioensayos de los cuales se logró un promedio total de efectividad
larvaria de 69,06%.
Para las pruebas de laboratorio se determinó concentración letal media (LC50) siendo de
5,421gr/L y concentración letal 90 (LC90) respectivamente de 7,210gr/L, evaluadas por
medio de la herramienta estadística provit. El tiempo letal (TL50) fue a las 48 horas con el
T3-5gr/L y el tiempo letal (TL90) para el total de los bioensayos fue a las 60 horas con el T6-
8gr/L y a las 24horas con el T7-9gr/L.
10
En la prueba de campo el tiempo estipulado para realizar cada bioensayo fue el mismo que en
laboratorio de 72 horas, a diferencia de los controles que se realizaron cada 24 horas. Para
estos bioensayos se determinó el tiempo letal medio TL50, se obtuvo en el bioensayo 3 la
mitad de los individuos murieron a las 24 horas y en el bioensayo 5 a las 48 horas.
PALABRAS CLAVE: control biológico, borra de café, Aedes aegypti, larvicida, control de
mosquitos, insecticida.
11
ABSTRACT
In the present study, the larvicidal activity of coffee borer (coffee cucumber) was evaluated in
larval stage L4 of Aedes aegypti under laboratory and field conditions as a pilot test. For this,
bioassays were performed with seven treatments in the laboratory (in the development of the
document the treatments are identified as T1, etc.), in order to determine the effective
treatment to be tested later in the field.
The concentrations used in the laboratory were: T1-3gr / L, T2-4gr / L, T3-5gr / L, T4-6gr /
L, T5-7gr / L, T6-8 gr / L and T7-9gr / L, Each one of the treatments was applied in a
bioassay that consisted of four repetitions and one target (for the development of the work the
repetitions like R1, R2, R3 and R4 are identified), each repetition contained 25 larvae and a
target with 25 larvae, For a total of 125 larvae used in each bioassay, 875 larvae were used
for all treatments. The time of each bioassay was 72 hours and controls every 12 hours within
the stipulated time.
Satisfactory results were obtained in the application of laboratory tests at the highest
concentrations, with the T7- (9gr / L) treatment being the concentration with 99% of
larvicidal effectiveness at the end of 24 hours of being applied and the T6- (8gr / L) achieved
a 95% effectiveness after 60 hours.
For the pilot tests carried out in the field, the T7- (9gr / L) treatment was used as reference. In
order to determine the amount of water, vessels with measurements in liters and cm3 were
used, five bioassays were performed, of which a total average of Larval effectiveness of
69.06%.
For laboratory tests, a mean lethal concentration (LC50) of 5.421 g / L and lethal
concentration 90 (LC90) of 7.210 g / L, evaluated by means of the provit statistical tool, was
determined. Lethal time (TL50) was at 48 hours with T3-5gr / L and lethal time (TL90) for
the total of the bioassays was at 60 hours with the T6-8gr / L and at 24 hours with the T7- 9gr
/ L.
In the field test the stipulated time to perform each bioassay was the same as in the laboratory
of 72 hours, unlike the controls that were performed every 24 hours. For these bioassays, the
mean TL50 lethal time was determined; in the bioassay 3 half of the individuals died at 24
hours and in the bioassay 5 at 48 hours.
KEY WORDS: biological control, coffee grounds, Aedes aegypti, larvicide, mosquito
control, insecticide.
12
INTRODUCCIÓN.
Los mosquitos de la especie Aedes aegypti, son los principales vectores en la transmisión de
los virus: fiebre amarilla, dengue, Zika y fiebre chikungunya, Aedes aegypti presenta
peculiaridades en materia de reproducción y comportamiento que hacen que su control sea
extremadamente difícil (OMS, 2017 (a))
Los expertos describen a los mosquitos Aedes aegypti como “oportunistas”, ya que tienen la
capacidad excepcional de adaptarse a entornos cambiantes, especial-mente se adaptan a los
cambios de habitad del humano (OMS, 2017 (a))
Debido a la gran problemática que se ha presentado en los últimos años con el género Aedes
y especialmente el mosquito Aedes aegypti, distintos países a nivel mundial han aumentado
campañas de prevención para disminuir los casos de incidencia de estas enfermedades (OMS,
2017 (a)).
El mecanismo bioquímico de resistencia es muy general en los insectos, de forma tal que
aparece la resistencia a varios insecticidas, se refiere a la capacidad genética del mosquito
para evitar el contacto letal con el tóxico por medio del cambio en su conducta habitual
(Beltran, 2001).
Debido a esta resistencia que ha adquirido el vector, la OMS insiste en que la eliminación de
los criaderos de mosquitos es la intervención más eficaz para proteger a las poblaciones. Por
otro lado, la fumigación es recomendada solamente en situaciones de emergencia.
El Grupo Consultivo Sobre Control de Vectores de la OMS ha evaluado algunas
herramientas, como un prototipo de mosquito modificado genéticamente que ha sido
sometido a examen (OMS, 2017 (a)). Este método solo ha sido implementado en países
concretos como Australia, Brasil, Indonesia y Viet Nam (OMS, 2017 (b)). En vista de que
estos avances no han llegado a Colombia, se siguen buscando alternativas ecológicas para
exterminar el vector en zonas de alto riesgo.
El proyecto que se presenta, se realizó con el fin de probar la efectividad de la Borra de café
(residuo del Café) ya que cuenta con un componente que ha revelado en estudios anteriores
efectos nocivos sobre el sistema nervioso, daños sobre el ADN y retraso del desarrollo de
organismos y su estructura cromática, este componente es la cafeína (1, 3, 7-trimetilxantina),
no solo es un componente del café, sino del té y otras bebidas (Laranja, Manzatto, & Campos,
2003).
13
JUSTIFICACIÓN.
Uno de los problemas más graves de la salud pública que afecta a la región de las Américas,
es la creciente diseminación de Aedes aegypti y las dificultades para su control, así como la
presencia de varias enfermedades arbovíricas, que provocan gran impacto y se manifiestan
generalmente en forma epidémica, tales como: la fiebre amarilla, el dengue, serotipos del
dengue, el Chikunguña y Zika. (OMS, 2017 (a))
La circulación de diferentes serotipos de dengue y la reintroducción del serotipo tres, es
debido a la infestación por Aedes aegypti en más del 90% del territorio nacional, situado por
debajo de los 2.200 msnm (INS, 2010). En los últimos 5 años se ha incrementado el número
de casos, siendo 18,1 casos por 100.000 habitantes, en 1989 se reportaban 5,2 casos por
100.000. De igual forma en el comportamiento de la mortalidad, la cual pasó de 0,07
defunciones por 100.000 habitantes en la década de los 90, a 0,19 defunciones por 100.000
habitantes en la presente década (INS, 2016). Para el año 2014 se registró la presencia del
vector en 1.138 localidades de 30 departamentos de Colombia, situándose un 43% en los
centros poblados y un 57% en las cabeceras municipales (INS, 2014)
Según la (oms, 2014) más de 2.500 millones de personas están expuestas, por lo que
representa uno de los principales problemas de Salud Publica en el mundo, debido a un
aumento de la población de Aedes aegypti, y a la falta de una vacuna eficaz para prevenir las
enfermedades transmitidas por el mosquito.
Actualmente las principales clases de insecticidas sintéticos utilizados para el control del
vector, presentan un gran impacto ambiental por contar con grandes concentraciones
químicas que resultan ser tóxicas para el medio ambiente, ya que contaminan cuerpos de agua
y fuentes de alimento afectando de esta manera progresivamente la salud de las personas que
llegan a estar en contacto (OMS, 2017 (a)). Teniendo en cuenta los efectos adversos de los
insecticidas químicos utilizados de forma rutinaria como medidas de intervención, se han
realizado múltiples investigaciones con extractos de diversas plantas como posibles
alternativas menos contaminantes, para el control de los mosquitos vectores (OMS, 2017 (a)).
En la búsqueda de larvicidas ecológicos para eliminar el vector desde su segunda fase de
desarrollo se encontró un estudio realizado en Brasil sobre los “efectos de la cafeína y café
molido usado en características biológicas de Aedes aegypti” (Laranja et al., 2003). Dicho
estudio comprueba que la cafeína influye de forma negativa en el desarrollo de Aedes
aegypti, en sus cuatro fases y altera la ovoposición de las hembras (Laranja et al., 2003).
14
Uno de los componentes principales del café es la cafeína (1, 3, 7 - trimetilxantina), es un
compuesto químico (Méndez, 2010) empleado en varios estudios toxicológicos de varios
organismos. Revelando efectos nocivos sobre el sistema nervioso, principalmente causando
daños en la sensibilización del ADN retrasando la entrada de las células en la fase de mitosis
y en otros aspectos de la división celular, en el desarrollo de organismos y en la estructura de
la cromatina (Laranja et al., 2003).
El estudio de Laranja et al. (2003) es fuente principal para la realización de este trabajo,
puesto que el estudio se realizó a nivel de laboratorio con el vector Aedes aegypti, en el
estudio citado las concentraciones empleadas fueron (2.0, 1.0, 0.5, 0.2 y 0.1 mg/mL), para
este estudio se emplearon concentraciones (3, 4, 5, 6, 7, 8 y 9gr/L), para determinar el
tratamiento más efectivo en mortalidad larvaria estadio L4 en menores concentraciones. Se
elige trabajar con larvas estadio L4 ya que son más resistentes.
Una vez determinado el tratamiento más efectivo se procedió a realizar la prueba piloto en
campo, para verificar la efectividad del residuo o borra de café como alternativa para
controlar la proliferación del vector Aedes aegypti.
15
1. OBJETIVOS.
1.1 Objetivo General.
Evaluar el efecto larvicida de la borra de café, para el control biológico de larvas de Aedes
aegypti en condiciones de laboratorio y de campo.
1.2 Objetivos específicos.
• Evaluar el efecto larvicida de la borra de café a concentraciones de 3gr/L, 4gr/L, 5gr/L,
6gr/L, 7gr/L, 8 gr/L y 9gr/L en condiciones de laboratorio.
• Determinar las concentraciones letales LC 50 y LC 90 de la borra de café, sobre larvas de
Aedes aegypti en estadio 4 en condiciones de laboratorio.
• Evaluar los tiempos letales TL 50 y TL 90 de borra de café, para larvas de Aedes aegypti en
estadio 4 en condiciones de laboratorio.
• Evaluar el efecto larvicida de borra de café sobre larvas de Aedes aegypti a nivel de campo
como prueba piloto utilizando el tratamiento que demostró mayor efectividad a nivel de
laboratorio.
• Evaluar el tiempo letal TL 50 de la cafeína presente en el residuo de café, para larvas de
Aedes aegypti en diversos estadios en condiciones de campo como prueba piloto.
16
2. MARCO DE REFERENCIA.
2.1 Taxonomía de Aedes aegypti
Reino. Animalia.
Phylum. Arthopoda.
Clase. Hexápoda o insecta.
Orden. Díptera
Familia. Culicidae
Subfamilia. Culicinae
Género. Aedes
Subgénero. Stegomyia
Especie: aegypti
2.1.1 Copula
El vector puede aparearse 24 horas después de haber emergido de adulto, el macho reconoce
el ruido producido por la frecuencia del movimiento de las alas de la hembra, vuela hacia el
enjambre y en el aire, engancha con sus genitales a la hembra, ambos caen al suelo y en
segundos la insemina vaciando sus testículos para llenar la espermateca, la hembra queda
fecundada de por vida y cada vez que ovoposite los huevos saldrán fecundados, durante el
cortejo las hembras pueden hacer enjambres de pocos individuos (Osorio, 2003).
2.1.2 Ingesta de Sangre
A diferencia de otros mosquitos, este se alimenta durante el día y tiene unos horarios en que
se intensifican las picaduras siendo en las horas de la mañana y el atardecer, antes que
oscurezca (CEIP, 2016) aunque el mosquito también pica de noche por su gran capacidad de
adaptación de la luz artificial. La ingesta de sangre la realiza la hembra ya que le proporciona
la proteína para la maduración de los oocytos (Osorio, 2003).
2.2 Fases.
El mosquito Aedes aegypti vive en hábitats urbanos y se reproduce principalmente en
recipientes artificiales, los aedinos al igual que el resto de los culícidos presentan cuatro
estadios metamórficos: huevo, larva, pupa y adulto o imago. Con la excepción de la última
17
fase (mosquito adulto) que es terrestre, y todas las demás etapas se desarrollan en ambiente
acuático (Martin, 2003).
Figura 1. Estadios de Aedes aegypti. Fuente: corporación - ATS 2016
2.2.1 Huevos
Se caracteriza porque la hembra coloca los huevos cerca de 24 a 48 horas después de la
ingesta (Ministerio de Proteccion Social, 2017) individualmente en las paredes de un
recipiente con agua, como: hueco de árboles, latas, ollas, cántaros, cáscaras de cocos,
bambúes cortados, floreros, canales, macetas, botellas, llantas viejas, albercas, recipientes de
agua de animales, sanitarios abandonados, etc., (INS, 2014) si se mantienen húmedos pueden
formar larvas en 12-24 horas, de lo contrario puede durar entre 7 meses a un año en
condiciones de humedad hasta que sea inundable por lo cual es resistente a la desecación y
altas temperaturas.
El huevo de Aedes aegypti tiene una forma elíptica, alargada inicialmente y de color blanca,
luego se oscurece, su tamaño varía entre 0.6 mm a 0.8 mm de longitud y 0.25 mm en
diámetro (Almiron, 2009).
18
Figura 2. Huevos de Aedes aegypti. Fuente: corporación - ATS 2016
2.2.2 Larvas
Los huevos eclosionan de 12 a 24 horas posteriores a su postura, este tiempo depende de las
condiciones tales como la temperatura y la humedad (Montero, 2009). Las larvas son
totalmente acuáticas donde tienen libertad de movimiento. Su cuerpo está divido en tres
partes: cabeza, tórax y abdomen.
La cabeza es rectangular de color uniforme, presenta en ella antenas y piezas bucales, estas
últimas le permiten alimentase de microorganismos, detritos orgánicos como animales y
vegetales presentes en el agua (Almiron, 2009). Presenta un abdomen con 8 segmentos y el
segmento posterior anal cuenta con cuatro branquias para la regulación osmótica. A simple
vista se puede diferenciar de los otros géneros porque cuentan con un sifón un poco más
corto y ancho, el cual sirve para captar oxígeno atmosférico. Adicionalmente y algo muy
característico de ellos, es que su posición de reposo es vertical a la superficie del agua
(Montero, 2009).
19
Figura 3. Larva de Aedes aegypti. Fuente: autor
La duración en estado larval dura entre 8 a 10 días, tiempo en el cual muda su exoesqueleto
tres veces pasando por cuatro estadios larvarios donde aumenta su tamaño cada vez que
muda, son muy sensibles a la luz por lo que se desplazan al fondo de los recipientes, y con
sus movimientos serpentinos, característicos de este género, se desplazan a la superficie para
tomar aire (Rossi & Almirón, 2004) cuando la larva muda del cuarto estadio pasa a pupa
(Almirón, 2009).
2.2.3 Pupa
La pupa presenta un extremo anterior globuloso, constituido por cefalotórax, tiene un
abdomen segmentado y curvo, los sifones respiratorios, están localizados en la parte anterior
y poseen una trompa respiratoria corta un tanto dilatada (Osorio, 2003).
20
El estado de pupa dura aproximadamente de 2 a 3 días, este lapso de tiempo puede abreviarse
o alargarse de acuerdo a la temperatura, en general las pupas de los machos se desarrollan en
menor tiempo que las pupas de las hembras, y también varía su tamaño, siendo las pupas de
los machos más pequeñas, las pupas recién formadas son de color blanco y después se
oscurecen (Osorio, 2003).
Figura 4. Pupa Aedes aegypti. Fuente: autor
Las pupas tiene un periodo de reposo en el cual se producen modificaciones a nivel
anatómico- fisiológico, que serán importantes para la última etapa del desarrollo; sin
embargo, esto no impide su movimiento, Pese a que no se alimenta, la energía necesaria para
realizar las transformaciones la obtiene gracias a la abundante alimentación en su estado
larval (Thirión, 2003).
21
Figura 5. Perfil Pupa Aedes aegypti. Fuente: autor
2.2.4 Adulto
Pequeño, de unos 5 milímetros de largo, cuerpo de color oscuro con manchas blancas-
plateadas en su dorso, abdomen y sus patas traseras. Alas oscuras, antenas filiformes en las
hembras, plumosas en los machos (CEIP, 2016) Cabe resaltar que las hembras son más
robustas que los machos. Por otro lado la dieta del macho consiste en líquidos con azucares,
tomados de flores o frutos disponibles, aunque la hembra también sobrevive con una dieta de
azucares, es principalmente hematófaga, puesto que necesitan la sangre para poder desarrollar
los huevos (Osorio, 2003).
Después de pasar al estadio adulto, buscan una superficie oscura (paredes, techos, cortinas y
debajo de muebles etc) (CEIP, 2016) posiblemente en áreas urbanas dentro de las viviendas o
en las paredes de los recipientes donde se desarrollan, esperando que alas se desplieguen por
completo y se endurezcan (Almiron, 2009).
22
Figura 6. Aedes aegypti macho y hembra. Fuente: Pinterest, 2017
2.3 Enfermedades transmitidas por Aedes aegypti
2.3.1 Fiebre amarilla
La fiebre amarilla es una enfermedad vírica aguda, hemorrágica, transmitida por mosquitos
Aedes y Haemogogus infectados (OMS, 2016(a)).
Signos y síntomas
El periodo de incubación es de 3 a 6 días. En varios casos son asintomáticos, pero cuando
hay síntomas, los más frecuentes son: fiebre, dolores musculares, sobre todo de espalda,
cefaleas, pérdida de apetito y náuseas o vómitos. En la mayoría de los casos los síntomas
desaparecen en 3 o 4 días. Sin embargo, hay casos en los que se genera una segunda fase,
más tóxica. Vuelve la fiebre elevada y se ven afectados varios órganos, generalmente el
hígado y los riñones. En esta fase se presenta la ictericia (color amarillento de la piel y los
23
ojos, hecho que ha dado nombre a la enfermedad), el color oscuro de la orina y el dolor
abdominal con vómitos. Puede haber hemorragias orales, nasales, oculares o gástricas. La
mitad de los pacientes que entran en la fase tóxica mueren en un plazo de 7 a 10 (OMS,
2016 (b)).
Se puede prevenir con una vacuna muy eficaz, segura y asequible. Una sola dosis es
suficiente para conferir inmunidad y protección de por vida, la vacuna ofrece una
inmunidad efectiva al 99% de las personas vacunadas en un plazo de 30 días (OMS, 2016
(c)).
2.3.2 Dengue
El dengue es una enfermedad vírica transmitida por mosquitos que se ha propagado
rápidamente en todas las regiones de la OMS en los últimos años. EL virus del dengue se
transmite por mosquitos hembra principalmente de la especie Aedes aegypti Aedes aegypti y
en menor grado de Aedes albopictus (OMS, 2017 (b)).
La enfermedad está muy extendida en los trópicos, con variaciones locales en el riesgo que
dependen en gran medida de las precipitaciones, la temperatura y la urbanización rápida sin
planificar. La única forma de transmisión es cuando el mosquito Aedes Aegypti se alimenta
con sangre de una persona enferma de Dengue y luego pica a otras personas sanas, así les
transmite esta enfermedad (Minsalud, 2017 (a)).
Tras un periodo de incubación del virus que dura entre 4 y 10 días, un mosquito infectado
puede transmitir el agente patógeno durante su periodo de vida. Tras la aparición de los
primeros síntomas, las personas infectadas con el virus pueden transmitir la infección
(durante 4 o 5 días; 12 días como máximo) a los mosquitos Aedes (OMS, 2017 (b)). Existen 4
serotipos del virus del dengue, conocidos como DEN-1, 2, 3 y 4; cada uno agrupa variantes
genéticas de aislados (Cortes, 2017). El Dengue se caracteriza por fiebre con temperatura de
40°c, dolor en los huesos y dolor de cabeza, dolores en las articulaciones, pérdida del apetito
y dolor detrás de los ojos. Hay unos síntomas que son de alarma, como decaimiento mayor,
permanencia de fiebre, sangrado en las encías, en la orina, moretones en la piel y dolor
abdominal persistente (Minsalud, 2017 (a)). Entre finales de 2015 y principios de 2016 se
aprobó en varios países el uso de la primera vacuna contra el dengue —Dengvaxia (CYD-
TDV), de Sanofi Pasteur— en personas de 9 a 45 años residentes en zonas endémicas (OMS,
2017 (a)).
24
2.3.3 Chikungunya
Es una enfermedad viral transmitida por mosquitos hembra Aedes de la especie aegypti y
albopictus, generalmente se transmite cuando el mosquito pica a una persona infectada y este
pica a personas sanas, la fase aguada tiene un tiempo de duración de 12 días, se reconoce por
un brote en el cuerpo, fiebre, dolor en las articulaciones o artritis severa (Minsalud, 2017 (b)).
Otros síntomas y signos frecuentes son: dolor de cabeza, náuseas y cansancio, estos síntomas
pueden durar solo días o varias semanas causando una enfermedad aguda, subaguda o crónica
(OMS, 2017 (b)). La enfermedad suele aparecer entre 4 y 8 días después de la picadura.
Actualmente no existe método antivírico para tratar la fiebre del chikungunya, el tratamiento
consiste en tratar los síntomas, con antipiréticos, analgésicos y líquidos (OMS, 2017 (b)).
Generalmente la enfermedad se produce una sola vez en la vida, después de padecer la
enfermedad, se desarrollan anticuerpos en las personas ya infectadas (Minsalud, 2017 (b)).
2.3.4 Zika
El virus Zika se aisló por primera vez en 1947 en los bosques de Zika (Uganda), en un mono
Rhesus durante un estudio sobre la transmisión de la fiebre amarilla selvática. Aunque la
infección en seres humanos se demostró por estudios serológicos en 1952 (Uganda y
Tanzania), sólo hasta 1968 se logró aislar el virus a partir de muestras humanas en Nigeria
(Salvatierra, 2015).
El primer gran brote se registró en la Isla de Yap (Estados Federados de Micronesia) en 2007
(OMS, 2016 (b)). En abril de 2015 autoridades de salud pública de Brasil detectaron los
primeros casos de virus Zika en el nordeste del país a expensas de la vigilancia de casos
sospechosos de sarampión (Salvatierra, 2015).
La enfermedad febril por virus Zika es transmitida por mosquitos del género Aedes, y sobre
todo de Aedes aegypti en las regiones tropicales (OMS, 2016 (b)) se presenta con cuadro
clínico de fiebre, erupciones cutáneas, cefalea, artralgia, mialgia, malestar general y
conjuntivitis no purulenta que ocurre entre dos a doce días después de la picadura del
mosquito vector infectado con un promedio general de siete día. (Salvatierra, 2015).
Asimismo, es posible la transmisión sexual, y se están investigando otros modos de
transmisión, como las transfusiones de sangre (OMS, 2016 (b)). Actualmente no existe
25
ninguna vacuna y no existe tratamiento curativo para tratar la enfermedad, el manejo es
sintomático y puede llevarse a cabo en casa, guardado reposo, usando toldillo y teniendo muy
en cuenta la hidratación.
Se han encontrado efectos adversos en embarazos y mal formaciones del feto, respecto al
desarrollo neuronal, causando microcefalia en los fetos, por tal razón se recomienda a las
personas en zonas del trópico sexualmente activas asesorarse en métodos de planificación
para evitar que se produzcan embarazos con este tipo de afecciones (Minsalud, 2017 (c)).
2.4 Control para Aedes aegypti
La problemática que se ha generado en los últimos tiempos por las enfermedades arboviricas
transmitidas por mosquitos Aedes ha incentivado la búsqueda de diferentes mecanismos que
logren la erradicación y/o control del género, puesto que es un riesgo para la salud humana,
hasta el punto de causar la muerte, o problemas de desarrollo neuronal como es el caso del
virus del Zika.
Entre los mecanismos para evitar la proliferación de la especie aegypti, expertos recomiendan
en campañas de prevención, lavar los tanques de reserva de agua mínimo cada 8 días, agregar
una pasta de cloro, vaciar cualquier recipiente que contenga agua expuestos a la intemperie y
dentro de las viviendas.
El control Químico: para el control de emergencias, el empleo de insecticidas, plaguicidas o
pesticidas químicos que se clasifican como Organoclorados (DDT), Organofosforados,
Carbamatos, Piretroides están destinado a erradicar una epidemia o brote en sitios focalizados
dependiendo del número de focos activos distribuidos en diferentes partes El objetivo es la
destrucción rápida y masiva de la población del vector (UNAD, 2012).
El control Biológico: consiste en inducir la aplicación de los enemigos naturales de una
plaga y enfermedad para reducir su población con materia prima a base de plantas botánicas o
de origen vegetal, mediante extractos de plantas de forma acuosa o con extracción con
alcohol o acetona (Guitiérrez, 2012).
Una técnica en proceso de desarrollo consiste en la liberación masiva de insectos macho
esterilizados con dosis bajas de radiación, es decir, cuando los machos estériles se
aparean, los huevos de las hembras no son viables y la población de insectos desaparece.
26
Esta técnica ha sido utilizada satisfactoriamente a gran escala por el Organismo
Internacional de Energía Atómica y la FAO para controlar plagas de insectos perjudiciales
para la agricultura (OMS, 2016 (c)).
Un método de control biológico prometedor consiste en el uso de mosquitos macho
portadores de bacterias del género Wolbachia, que están presentes de forma natural en el
60% de los insectos comunes. Estas bacterias no infectan a los humanos ni a otros
mamíferos. Cuando las hembras se aparean con machos portadores de las bacterias, los
huevos no eclosionan, lo que lleva a la extinción de las poblaciones de mosquitos (OMS,
2016(a)).
Una de las soluciones con mayor uso es la implementación de larvicidas con el fin de
interrumpir el ciclo reproductivo del Aedes aegypti y así evitar su prolongada reproducción.
Es conocido que muchos larvicidas son tóxicos para los seres humanos, animales, flora,
suelos y fuentes hídricas, además el vector está desarrollando resistencia larvicidas químicos,
lo que disminuye la eficacia en los programas de control (Hewavitharanage P, 1999). Por otro
lado se buscan larvicidas a base de elementos naturales que no son nocivos para el medio
ambiente y tienen un alto nivel de efectividad.
2.5 Borra de Café
La borra de café es un subproducto derivado de la comercialización del grano tostado que se
obtiene durante la preparación de la bebida, y en esta se puede llegar a obtener una
concentración significativa de compuestos polifenólicos, como son los ácidos clorogénico,
feruloilquínico, cafeína, etc (Miguel A. Puertas, 2017).
La cafeína (1, 3, 7 - trimetilxantina), es un compuesto químico del café, el té y otras bebidas
(Méndez, 2010) es un alcaloide del grupo de las xantinas, sólido cristalino, de color blanco y
sabor amargo, que actúa como una droga psicoactiva levemente disociativa y estimulante,
empleado en varios estudios toxicológicos de varios organismos, revelando efectos nocivos
sobre el sistema nervioso, principalmente causando daños en la sensibilización del ADN,
retrasando la entrada de las células en la fase de mitosis y en otros aspectos de la división
celular, en el desarrollo de organismos y en la estructura de la cromatina (Laranja et al.,
2003).
27
Figura 7. Composición química de la Cafeína. Fuente: INYCOM, 2013
2.6 Estado del Arte
Según Laranja et al. (2003) en su estudio demuestra que la cafeína de la borra de café
altera las enzimas esterasas responsables de los procesos fisiológicos fundamentales
como el metabolismo hormonal y de la reproducción que podría ser la causa de los
efectos verificados en la larva y en el insecto adulto, afectando la producción de
hembras.
Cuanto mayor es la concentración de la borra de café en el medio, se produce un
bloqueo más rápido en el desarrollo de las larvas antes de llegar a su etapa adulta. De
las concentraciones utilizadas, 2.0 mg / ml produjo el efecto más fuerte, matando a
100% de las larvas en la sub-fase L1. A 1,0 mg / ml, el desarrollo se bloquea en L2,
mientras que en la mayoría de los tratamientos con la borra de café 0,5 mg / ml, las
larvas de mosquitos murieron en la fase L3 o, a más tardar, en L4. En los tratamientos
con medios que contienen borra de café a 0,2 mg / ml, la producción de un pequeño
número de adultos (tres como máximo) predominó (Laranja et al., 2003).
En Bangladesh, se realizó un estudio del efecto del café como alimento con harina de
trigo y el café en concentraciones 12,5%, 25% y 50% , en el crecimiento y desarrollo
del escarabajo rojo de harina, demostrando un efecto de retraso en la recuperación de
pupas y redujo la eclosión de los adultos, el café también distorsionó la proporción
sexual 1:1 a favor de las hembras, en el estudio la emergencia de adultos fue mínima,
lo que indica que se puede controlar la plaza a través de la regulación nutricional con
el café (Mostakim, 2014).
En Nueva Zelanda se realizó un experimento de la toxicidad de la borra de café a
Larvas de Ochlerotatus notoscriptus (Diptera: Culicidae), preparando cuatro
28
soluciones diferentes en 100 ml de agua, utilizando el peso húmedo de la borra: 0,01,
0,05, 0,10 y 0,50 g / ml, en los primeros 5 días de aplicados los tratamientos, se
registró gran mortalidad de larvas excepto en el primer tratamiento (0,01g/ml), al
décimo día los tres tratamientos de concentraciones más altas siguieron registrando
mortalidades superiores, al término de un mes las tres concentraciones más altas
concentraciones obtuvieron una efectividad de 41,6, 59,6 y 78,7%, respectivamente,
mientras que el primer tratamiento sigue reportando poca efectividad. Al cabo de 120
días, las dos primeras concentraciones reportan baja mortalidad larvaria, mientras los
dos últimos tratamientos reportan efectividad 86,5% y 72,3% respectivamente
(Derraik, 2005).
29
3. Materiales y Métodos.
El experimento para evaluar la efectividad de la borra de café como larvicida en larvas de
Aedes aegypti L4 en laboratorio, se inició la recolección de la borra de café, se hizo la
preparación habitual de café, hervir agua añadir el café y colar el residuo o borra del café. Las
marcas de café utilizadas fueron Águila Roja y La Bastilla y Medalla De Oro recolectadas en
la Universidad Distrital Francisco José de Caldas Sede FAMARENA, posteriormente se
dispuso a secado ambiental, seguido del secado, se guardó la borra colectada en dos frascos
de vidrio esterilizados con tapa de rosca. Este procedimiento se realizó durante dos meses
antes de iniciar los tratamientos. Recolectando 400gr de borra de café, para las pruebas en
laboratorio y la prueba piloto en campo.
Posteriormente se realizó bioensayos con siete tratamientos los cuales se van a referenciar
como (T1, T2, T3, T4, T5, T6 y T7) con concentraciones de (3, 4, 5, 6, 7, 8 y 9 gr/L)
respectivamente, cada tratamiento se efectuó con 4 repeticiones (R1, R2, R3 y R4) y un
blanco, cada recipiente contenía 25 larvas y alimento para peces (pescadina). Los bioensayos
se llevaron a cabo en el laboratorio de Zoonosis y Salud Pública de la Facultad de Medio
Ambiente y Recursos Naturales de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Con la
finalidad de establecer el tratamiento con mayor efectividad larvicida, para posteriormente
llevarlo a campo como prueba piloto.
30
Figura 8. Diagrama de metodología en laboratorio.
Obtención de huevos
de Aedes aegypti.
(Cepa Rockefeller)
Adecuación de colonia.
Alimento de larvas
(pescadina).
Alimento de mosquitos
Adultos.
Recolección de huevos para
los bioensayos
Preparación del
medio.
Separación de 125 larvas
estadio L4 en 5 recipientes
c/u 25 Larvas
Pesar en (gr) borra de
café de acuerdo al
tratamiento.
Depositar la borra de café
en balón aforado de
1000ml (1L).
Adicionar agua
declorada.
Mezclar para
homogeneizar
Verter la mezcla en 4 de
los recipientes
Adición de alimento
(pescadina) 5 recipientes.
Agregar agua
declorada al 5to
recipiente.
Ubicar el bioensayo en
Incubadora a 27°C y
humedad 80
Control cada 12
horas por 72
horas.
31
3.1 Obtención de huevos Aedes aegypti en laboratorio.
La colonia fue obtenida de la cepa Rockefeller descendientes de ejemplares provenientes del
laboratorio de Entomología del Instituto Nacional de Salud y que se vienen manejando
generación tras generación en el Laboratorio de Zoonosis y Salud Pública de La Facultad de
medio Ambiente y Recursos Naturales (Gomez, 2015) inicialmente se colocaron huevos en
agua declorada en la incubadora a temperatura de 27°C para su eclosión y de allí obtener los
primeros adultos para iniciar la colonia, los huevos eclosionaron en un periodo de 12-24
horas (Almiron, 2009).
3.1.2 Adecuación de Colonia.
Se adecuó una jaula entomológica, para la tenencia de la colonia de Aedes aegypti, la parte
superior de la jaula cuenta con una abertura, cubierta de una malla mosquitera que permite la
alimentación de las hembras de Aedes aegypti, dado que la hembra es principalmente
hematófaga (Osorio, 2003).
Uno de los laterales de la jaula también cuenta con una abertura de fácil acceso para
introducir un recipiente cubierto con papel filtro en las paredes internas y con agua declarada
a medio llenar para la ovoposición de las hembras y posteriormente recolectar los huevos. La
abertura lateral también se utilizó para colocar el alimento de los machos, que consiste en
líquidos con azucares (Osorio, 2003) para ello, se introdujo un recipiente con algodón
impregnado de agua con azúcar.
32
Figura 9. Adecuación jaula entomológica
Figura 10. Adecuación jaula entomológica. Fuente: Autor
3.1.3 Alimento de larvas.
Las larvas separadas para continuar con la colonia se alimentaron con alimento para peces
(pescadina).
3.1.4 Alimento de mosquitos adultos.
El suministro de sangre a las hembras se realizó por medio de una campana cubierta en la
parte inferior de una membrana, obtenida del intestino delgado de cerdo, esta se conservó en
un refrigerador cubierta de sal. La membrana se colocaba en un recipiente con agua limpia
para retirar la sal dos días antes de hacer el procedimiento de hematofagia, posteriormente se
lavaba antes de utilizarla para retirar cualquier residuo de sal.
En el centro de la campana se agregaba sangre, que se obtuvo de bovinos mensualmente de la
planta de beneficio animal de Usme Pueblo, la sangre se conservó en el refrigerador para
asegurar su duración de un mes, para el procedimiento se calentó a baño maría, por medio de
dos orificios conectados con mangueras al roto evaporador (roto evaporador IKKA RV10),
por los cuales circulaba el agua a una temperatura de 38°C, con el fin de similar la
temperatura del cuerpo humano. Una vez caliente la membrana las hembras empezaban a
picar para succionar la sangre.
33
El alimento para machos fue agua azucarada, puesta en un recipiente, dentro de la jaula
entomológica.
Figura 11. Hematofagia. Fuente: autor
3.1.5 Recolección de huevos para los bioensayos.
Enseguida a la ovoposición se retiró el papel filtro con los huevos y se colocó nuevo papel
filtro para la siguiente ovoposición, el papel filtro retirado se acomodó sobre una lámina a
temperatura ambiente para secar, seguido de esto se contó los huevos en un estereoscopio de
referencia (Leica S8 APO) y se procedió a doblar el papel filtro y se guardó en un recipiente
debidamente sellado, hasta obtener la cantidad necesaria de huevos para cada bioensayo.
Después de obtener la cantidad suficiente se ponían los huevos en agua a temperatura de
27°C y las larvas se desarrollaron a la misma temperatura hasta lograr estadio L4 para aplicar
los tratamientos.
34
3.1.6 Separación de Larvas.
Una vez las larvas alcanzaron estadio L4, se utilizó 5 recipientes (vasos de polipropileno de
12 onzas) y en cada uno se introdujo 25 especímenes, Si en el tiempo 0 se detectó
especímenes muertos o moribundos se efectúo su remplazo por otro ejemplar totalmente
sano, considerando que tal condición se debía a traumas físicos durante la manipulación.
3.1.7 Preparación del medio para los bioensayos.
De acuerdo a la concentración de cada tratamiento se pesó la cantidad en gramos de borra de
café, en una gramera digital (POCKET SCALE MH-Series) a continuación se depositó la
borra de café en un balón aforado de 1000ml, después se agregó agua declorada con una
pipeteadora hasta completar el aforo del balón, luego, se agitó hasta lograr que se incorporar
la borra de café con el agua, seguido se vertió en una licuadora para homogeneizar aún más la
mezcla, inmediatamente después de homogeneizar se distribuyó la mezcla en 4 vasos
plásticos, seguido se vertió agua declorada en el blanco para el control del bioensayo y se
añadió pescadina a las 5 repeticiones.
3.1.8 Bioensayos.
De acuerdo a los trabajos citados, para esta esta investigación aplicativa, se analizó las
concentraciones a emplear en cada tratamiento, para los cuales se fijó inicialmente las
siguientes concentraciones, todas a 1L: 3gr/L, 4gr/L, 5gr/L y 6gr/L, durante el desarrollo de
los bioensayos se observó que los tratamientos propuestos no se obtuvo la efectividad
larvicida que se esperaba, debido a esto se aumentó tres concentraciones: 7gr/L, 8gr/L y
9gr/L, para un total de 7 tratamientos.
35
Figura 12. Bioensayos. Fuente: autor
3.1.9 Cámara de crecimiento.
Recién se hecho el bioensayo, se formó una delgada capa de gránulos de la borra de café en
la superficie del vaso, los cuales se sumergieron en un periodo de 12 a 24 horas hasta llegar
en su totalidad al fondo, tiempo en cual no se generó mortalidad larvaria. Para controlar la
temperatura y humedad relativa los tratamientos se mantuvieron en cámara de crecimiento
con temperatura de 27°C y una humedad relativa de 80 % (Sasa, 2015).
3.1.10 Evaluación de mortalidad.
Para la evaluación de mortalidad, se realizó 7 conteos cada 12 horas, distribuidos de la
siguiente forma: 0h - 12h - 24h - 36h - 48h - 60h - y 72h, para un total de 3 días de
observación, se eligió este lapso de tiempo porque es el tiempo que se demora una larva
estadio L4 para pasar a fase de pupa. Para determinar la mortalidad larvaria, se retiró de cada
recipiente las larvas flotantes o inmóviles en una caja de Petri, se observaron en el
estereoscopio con la mayor intensidad de luz del equipo, puesto que en el proceso, se observó
que las larvas son fotosensibles, es decir, tienen respuesta rápida en movimiento cuando se
exponen a alta intensidad lumínica, en el estereoscopio se observó la respiración de larvas
que a simple vista parecían inanimadas, y la quietud permanente de otros ejemplares, de este
modo el control y evaluación de mortalidad fue confiable.
36
3.1.11 ANALISIS ESTADISTICO.
Para el análisis, se realizó cálculos de la mortalidad corregida por medio de la ecuación de
Abbott, mediante la ecuación se determina si la mortalidad es causada por el estímulo de los
tratamientos y no por causas externas al experimento o causas naturales (Gomez, 2015).
Figura 13. Ecuación de Abbott. Fuente: (Gomez, 2015)
Dónde:
M. tratamiento: mortalidad acumulada del tratamiento
M. testigo: mortalidad acumulada del testigo
MC: mortalidad corregida.
Los siete bioensayos se realizaron cada uno con un blanco para comparar la mortalidad de
larvas sometidas con el tratamiento y sin él, los porcentajes obtenidos en cada uno de ellos
fueron corregidos con respecto a los grupos testigos mediante la ecuación de Abbott, la
mortalidad corregida es la mortalidad final, con base en la corrección se hizo el análisis de
resultados.
3.1.12Análisis de regresión logarítmica para determinar concentraciones letales
Para determinar las concentraciones letales LC50 y LC90, de los tratamientos con borra de
café utilizados en larvas estadio L4 de Aedes aegypti en laboratorio, se empleó el modelo
Probit, del programa IBM SPSS Statistics 20, el cual da una estimación de la concentración
letal media LC 50 y concentración letal LC 90, para el tiempo de 72 horas en el que se
realizaron las pruebas.
37
3.1.13 Análisis Anova de un Factor
El análisis de varianza de ANOVA de un factor se realizó
mediante la comparación de los promedios entre los
tratamientos realizados, por medio de dos hipótesis, una
hipótesis nula (Ho) y una hipótesis alternativa (H₁) (Boqué,
2007).
Hipótesis nula (Ho): se determina cuando no existen
diferencias significativas entre los promedios de mortalidad
de los tratamientos aplicados a los especímenes (Boqué,
2007).
Hipótesis alternativa (H₁): esta hipótesis se aprueba cuando
existen diferencias significativas entre las mortalidades,
generadas a partir de los tratamientos a los cuales son
expuestos los especímenes, en donde los promedios de
mortalidad de los tratamientos por lo menos un par tienen
diferencia significativa (Boqué, 2007).
De acuerdo a lo anterior, la hipótesis nula (Ho) es rechazada
cuando al obtener los datos de significancia, en el análisis sea
menor a P-valor< 0.05 siendo así, significaría que las concentraciones de los tratamientos sí
inciden en el porcentaje de mortalidad de las larvas estadio L4 de Aedes aegypti, por otro
lado si en la hipótesis alternativa (H₁) el valor es mayor que P-valor>0.05 se rechaza, lo que
significa que la concentración de los tratamientos de borra de café no tiene variabilidad
significativa para los resultados de mortalidad (Balmóm, 2005).
Se calculó el valor de P mediante el programa IBM SPSS statistics 20 con el análisis
ANOVA de un factor.
3.2 Metodología en de prueba piloto en campo.
La prueba piloto se realizó en Ibagué – Tolima, a campo se llevó: la borra de café recolectada
dos meses antes de iniciar con las pruebas de laboratorio, una gramera digital (POCKET
Busca de
criaderos
Extracción de larvas Aedes
aegypti.
Disposición de especímenes
en nuevo recipiente.
Preparación del medio.
Control de
Mortalidad
Figura 14. Diagrama
metodología en campo
38
SCALE MH-Series), 10 pipetas, papel filtro para pesar la borra de café, un colador y
recipientes plásticos con medidas en volumen. Después de terminar las pruebas
experimentales en laboratorio, se eligió el tratamiento T7 (9gr/L) para ser empleado en
campo puesto que se observó efectividad larvicida del 99% en un lapso de 24 horas.
3.2.1 Busca de Criaderos de Aedes aegypti.
Se buscó criaderos de Aedes aegypti en lugares abiertos y cerrados. En cinco fincas se
registró en recipientes de agua para los bovinos y otros animales, de cinco fincas se encontró
criaderos en 2, de las otras 3 fincas no se encontraron criaderos de Aedes aegypti debido a las
campañas de salud pública que se han realizado en Ibagué, las personas lavan tanques,
albercas y recipientes con agua, alrededor de 1 a 2 veces por semana.
En una de las fincas se encontró un tanque de agua para bovinos al aire libre donde se halló
gran cantidad de larvas, también se encontraron larvas de Aedes aegypti en una alberca, en
recipiente de agua para mascotas y en floreros.
3.2.2 Extracción de Larvas
En vista de los lugares en los que se encontró las larvas para aplicar el experimento fue
necesario retirar las larvas del tanque, las albercas, los recipientes de agua de las mascotas y
floreros, posteriormente disponer los criaderos en otros recipientes por medio de un colador,
con precaución de no alterar las condiciones en las que se encontró cada uno, se utilizó el
mismo medio para realizar los bioensayos.
3.2.3 Disposición en nuevo recipiente.
Se dispuso en diferentes recipientes cada criadero, con agua del medio en el que se halló,
respectivamente en baldes con medida de volumen, botellas de gaseosa de 1.5L, 2 L y 620ml,
lo cual facilito determinar la medida de agua para agregar la concentración indicada de borra
de café.
De acuerdo a la diversidad de estadios, se contó las larvas estadios L3 y L4 este valor se
duplicó, para tener un estimado de las larvas estadios L1 y L2, en algunos medios había
presencia de pupas, estas no se incluyeron en el conteo de las larvas.
39
3.2.4 Preparación del medio.
De acuerdo al volumen de agua medida, con embaces de gaseosa, previamente lavados para
cada bioensayo, se pesó la borra de café en papel filtro, en la gramera digital. Se tomó como
referencia 9gr por cada litro de acuerdo al tratamiento con mayor efectividad en laboratorio,
se añadió una cantidad de 1 litro en los bioensayos 1, 2, 3 y 5 para mezclar la borra de café y
100ml para el bioensayo 4, el agua que se utilizó para hacer la mezcla era agua declorada.
Bioensayo 1: la cantidad de larvas fueron aproximadamente 500 en el conteo inicial y un
volumen de agua de 4 litros, se utilizó un litro de agua adicional para mezclar la borra de
café, en total el volumen fue de 5 litros de agua, en los cuales se mezcló 45gr de borra de
café. El criadero se halló en un recipiente de agua para mascotas.
Bioensayo 2: se contó 128 larvas inicialmente, estas se encontraron en un recipiente a la
intemperie, con volumen de agua de 16 L, para adicionar la mezcla se café y adiciono 1 L de
agua declorada, para este bioensayo la cantidad de borra de café empleada fue de 153gr. Las
larvas en este recipiente eran de estadio L2 y L3, no se encontró pupas en el recipiente.
Bioensayo 3: en el conteo inicial se encontró 65 especímenes en fase de larva de distintos
estadios en su mayoría estadio L4 y algunas pupas. Se separó 1L de agua del estanque donde
se halló el criadero en otro recipiente y se sumergieron las larvas, para adicionar la mezcla de
borra café empleo 1L de agua declorada, se mezcló 18gr de borra de café en 2L de agua.
Bioensayo 4: el criadero de larvas de Aedes aegypti se encontró en un recipiente de 600ml de
agua aproximadamente, el conteo inicial fue de 105 de diversos estadios y algunos ejemplares
en fase de pupa. Para la mezcla de la borra de café se estimó la cantidad de gramos por medio
de una regla de tres figura 14, adicionando 20ml de agua declorada para hacer la mezcla, para
un volumen total de 620ml, 9gr es la concentración de mayor efectividad en las pruebas de
laboratorio y los 1000ml equivalen a 1Litro.
Figura 15. Ecuación para determinar cantidad de borra de café.
Bioensayo 5: el criadero se halló en un estanque de agua para bovinos, se retiraron los
especímenes con una malla y se trasladaron a otro recipiente con 500ml de agua, el conteo
40
inicial fue de 111 larvas en estadios L3 y L4, la borra de café se mezcló con 500ml de agua
para un volumen total de 1Litro de agua.
3.2.5 Evaluación de Mortalidad prueba piloto en campo
Se evaluó el mismo lapso de 72 horas que se empleó en laboratorio, por la misma razón, es el
tiempo que tarda una larva estadio L4 para pasar a fase de pupa y una vez en esta fase el
efecto de la borra de café no es igual puesto que las pupas no se alimentan. En laboratorio el
control se realizó cada 12 horas, en la prueba piloto, el control se realizó cada 24 horas,
debido a la dificultad de conteo en el medio por el color café, para determinar la cantidad de
larvas muertas, se contó la cantidad de especímenes vivos estadio L3 y L4, este valor se
duplicó como se hizo inicialmente.
3.2.6 Análisis de resultados en campo.
Para determinar el tiempo letal medio se empleó la herramienta Probit del programa
estadístico IBM SPSS Statistics 20 con el fin de obtener confiabilidad en el tiempo letal
medio TL50 para cada bioensayo.
41
4. Resultados de bioensayos en laboratorio.
Para el análisis estadístico, se realizó el cálculo de los porcentajes de las mortalidades con
respecto al tiempo de exposición al tratamiento en cada concentración, mediante la
herramienta de Excel registrados en la tabla 7 de anexo A.
Luego con los datos tabulados y corregidos se graficó en Excel las mortalidades obtenidas
con respecto al tiempo, para la determinación de tiempos letales TL50 y TL 90 de cada
concentración. La herramienta de Excel también fue utilizada para realización de las tablas y
gráficas.
4.1 Corrección de la mortalidad de Bioensayos en laboratorio.
Tabla 1
Corrección de mortalidad de bioensayos en laboratorio por la ecuación de ABBOTT
CORRECCIÓN DE MORTALIDAD DE BIOENSAYOS EN LABORATORIO
POR LA ECUACION DE ABBOTT
TRATAMIENTOS
gr/L
% M.
INICIAL
% M.
TESTIGO
% M.
CORREGIDA
T1-3 29 1,17 28
T2-4 31 1,17 30
T3-5 50 1,17 49
T4-6 81 1,17 81
T5-7 92 1,17 92
T6-8 95 1,17 95
T7-9 99 1,17 99
Fuente: autor
* Porcentajes de mortalidad promedio obtenidas en los tratamientos y del grupo testigo
realizadas en los bioensayos véase en Anexo A.
42
4.1.2 Gráficas del % de mortalidad corregida - final.
Gráfica 1 T1-3gr/L en condiciones de laboratorio
Respecto al T1 (3gr/L) se observa en la gráfica 1, inicio registro de mortalidad a partir
de las 24 horas con 7% M, finalmente hubo efectividad del 28 % al termino de las 72
horas. Al culminar con el periodo establecido se encontró una pupa de color blanco
muerta, el color indica que recién había mudado de fase y que el cuncho del café tuvo
un efecto residual sobre la pupa causando su muerte (Osorio, 2003) en esta fase las
pupas ya no se alimentan, sino que, guardan energía de la alimentación que tuvieron
en fase larvaria, siendo alimento principal la borra de café, como se puede apreciar en
el apartado (Laranja Et al, 2003) esta impide el desarrollo del organismo afectando el
sistema nervioso.
0 0
7
16
21
28 28
0
5
10
15
20
25
30
0 12 24 36 48 60 72
% M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
T1 - 3gr/L
T1 - 3gr/L
43
Gráfica 2 T2-4gr/L en condiciones de laboratorio
En el T2 (4gr/L) gráfica 2 se observó una mortalidad de 30%, desde las 60 horas. La
mortalidad se empezó a reportar desde las 12 horas, después aumenta la mortalidad de
36 horas un 20%. Al finalizar el bioensayo se observaron 31 larvas vivas, no
completaron su fase a pupa.
Gráfica 3 T3-5gr/L en condiciones de laboratorio
El tercer tratamiento (5gr/L) gráfica 3 se observó mortalidad de 49% desde las
36horas horas y se mantiene hasta finalizar el bioensayo, como se puede observar a
las 24horas incrementa la mortalidad a 35% respecto a las 12horas que es de 12%.
Este tratamiento es significativo, ya que se aproxima al 50% de mortalidad sobre las
100 larvas inmersas en el tratamiento, a comparación de los tratamientos T1 y T2, que
0 3
10
20
25
30 30
0
5
10
15
20
25
30
35
0 12 24 36 48 60 72
%M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
T2 - 4gr/L
T2 - 4gr/L
0
12
35
48 49 49 49
0
10
20
30
40
50
60
0 12 24 36 48 60 72
%M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
T3 - 5gr/L
T3 - 5gr/L
44
tienen una efectividad inferior al 50 %. Las 51 larvas estadio L4 restantes con vida no
completaron fase de pupa.
Gráfica 4 T4-6gr/L en condiciones de laboratorio
Para el T4 (6gr/L) gráfica 4 se observó el aumento de mortalidad de las 24 horas con
una efectividad del 36% respecto a los tratamientos T1, T2 y T3. El T4 superó el 50%
de mortalidad a las 36 horas con efectividad de 63%, finalmente la efectividad total
del tratamiento es de 81%. Se deduce que el aumento de efectividad de este
tratamiento respecto al T3 se debe a la variedad de marcas de café de donde se
sustrajo la borra que se recolecto, la concentración de cafeína cambia según el origen
del grano, el tipo de molido y de tueste, el método de extracción, el agua, la limpieza
de la cafetera, la cantidad de café molido y el tiempo de infusión (Fuchs, 2016).
En este bioensayo en la repetición R3 se detectó una pupa muerta y 19 larvas vivas.
45
Gráfica 5 T5 – 7gr/L en condiciones de laboratorio
El T5 (7gr/L) gráfica 5 se observó a las 12 horas una mortalidad del 33%, un
incremento en la mortalidad a comparación de los tratamientos anteriores, a las 24
horas se duplicó el porcentaje de efectividad a 62%, a las 48 horas aumenta al 88%. El
91% de efectividad larvicida se dio durante las 60 horas, En dos de las repeticiones
respectivamente R2 y R4 véase en Anexo A se logró el 100 % de efectividad,
finalmente la efectividad larvicida de este tratamiento es de 92%.
Al finalizar las 72 horas eclosiono un mosquito y se encontró una pupa viva.
46
Gráfica 6T6-8gr/L en condiciones de laboratorio
El T6 (8gr/L) gráfica 6 se observó efectividad mayor al 50% en el lapso de 12 a 24
horas a diferencia de los tratamientos anteriores, al término de la hora 60 el
tratamiento tuvo efectividad larvicida significativa siendo de 95%.
En la repetición R3 eclosiono un mosquito y en R4 se encontraron 4 pupas de las
cuales 2 hacen parte de la efectividad de 96% como se observa Anexo A.
Gráfica 7 T7- 9gr/L en condiciones de laboratorio
Para el T7 (9gr/L) gráfica 7 se observó 0% de mortalidad en tiempo cero, en el
transcurso de las 0 a las 12 horas mostró efectividad larvicida del 85% y al cabo de 24
horas supero el 90% de efectividad, el T7 obtuvo del 99% de efectividad con respecto
al T6 que fue de 95%. En el formato de mortalidades anexo A se observó que tres de
0
85 99
0
20
40
60
80
100
120
0 12 24
%M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
T7 - 9gr/L
T7 - 9gr/L
47
las repeticiones (R1, R3 y R4) alcanzaron el 100% de mortalidad, y el R2 mostro el
96%.
Siendo el T7 el tratamiento con mayor efectividad larvicida se elige para llevar acabo
la prueba piloto en campo, ya que demostró mayor efectividad larvicida en el menor
tiempo de 24 horas, respecto a los demás tratamientos.
No se observó el cambio de larva a fase de pupa.
4.2 Determinación de tiempos letales TL50 Y TL 90.
Como se observa en la gráfica 8 para los tratamientos realizados en laboratorio se definió
para TL50 el tratamiento T3 (5gr/L) con efectividad de 49% al completar las 48 horas, puesto
que tiene una mortalidad cercana al 50% del total de los especímenes a los que se aplicó el
tratamiento. En cuanto al tiempo letal TL90 se observó una efectividad del 91% en el
tratamiento T5 (7gr/L) a las 60 horas, el tratamiento T6 8gr/L presenta mortalidad del 95% a
las 60 horas y por último el tratamiento T7 (9gr/L) a las 24 horas reporto una efectividad
99%, siendo el tratamiento que demostró mayor efectividad larvicida en menor tiempo.
48
Gráfica 8 Determinación de tiempos letales TL50 Y TL 90
0 0
7
16
21
28 28
0 3
10
20
25
30 30
0
12
35
48 49 49 49
0
12
36
63
76
80 81
0
33
62
79
88 91
92
0
38
61
80
87
95 95
0
85
99
0
20
40
60
80
100
120
0 12 24 36 48 60 72
% M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
T1-3gr/L
T2 - 4gr/L
T3 - 5gr/L
T4 - 6gr/L
T5 - 7gr/L
T6 - 8gr/L
T7 - 9gr/L
49
4.3 Análisis estadístico.
Para el análisis de regresión logarítmica para el cálculo de las concentraciones letales CL50,
CL90 y el análisis del factor ANOVA de una varianza, se utilizó el software estadístico IBM
SPSS Statistics 20, que permite evaluar la efectividad de las concentraciones de borra de café
como larvicida de Aedes aegypty estadio L4 y comprobar si hay diferencias significativas
entre los tratamientos experimentales, estos mismos y los blancos.
4.3.1 Análisis de regresión logarítmica para determinar las concentraciones letales
Como se puede observar en la tabla 2, el modelo Probit, estimo 5,421 como el tratamiento
indicado, para la concentración letal media LC50, con límites de confianza al 95% entre
4,861 como límite inferior y 5,827 como límite superior. Para la concentración letal LC90, el
modelo Probit estimo 7,210 y límites de confianza al 95% de 6,752 como límite inferior y
7,868 como límite superior para el tratamiento.
Tabla 2
Regresión logarítmica para determinar LC 50 y LC 90
Límites De Confianza
PROBITa
Probabilidad
Límites de confianza al 95% para el tratamiento
Estimación Límite inferior Límite superior
,500 5,421 4,861 5,827
,900 7,210 6,752 7,868
Fuente: autor.
50
4.4 Varianza Anova de un factor
Tabla 3
Anova de un factor
ANOVA
MORTALIDAD
Suma de
Cuadrados gl
Media
cuadrática F Sig.
Inter-Grupos 18085,486 6 3014,248 2,587 ,040
Intra-Grupos 32620,800 28 1165,029
Total 50706,286 34
Fuente: autor
La significancia calculada por Anova de un factor es igual a P 0.040, siendo P=0.040< 0.05,
por lo tanto se rechaza la hipótesis nula (Ho), y se aprueba la hipótesis alternativa
demostrando que los tratamientos de borra de café tienen incidencia en la mortalidad de las
larvas estadio L4 de Aedes aegypti.
51
5. Resultados de prueba piloto en campo.
Una vez completada la fase experimental en laboratorio, para determinar el tratamiento con
efectividad mayor del 90%, se procedió a llevar a cabo la prueba piloto en campo con el
tratamiento T7 (9gr/L), que demostró una efectividad del 99% de mortalidad al cabo de 24
horas.
Para determinar la mortalidad de larvas, se realizó conteo de larvas y pupas vivas puesto que
por la turbiedad (color café) del medio fue difícil hallar larvas muertas por que estas en su
mayoría quedaban en el fondo del recipiente, por esta razón fue más práctico contar la
cantidad de larvas vivas, para hacer el formato de larvas vivas en el tiempo tabla 4 y
determinar el número total de muertes como se muestra en la tabla 4, aun así se tuvo en
cuenta las larvas muertas que se encontró en cada conteo, para posteriormente hacer el
formato de mortalidad tabla 5 anexo B. Los puparios encontrados en los bioensayos
pertenecían a las pupas presentes al iniciar las pruebas.
En la tabla 4 se observa 5 bioensayos, el tratamiento T7 (9gr/L) que se eligió en laboratorio
para ser aplicado en las pruebas de campo, la concentración presente en la tabla se determinó
en cada bioensayo, el volumen se determinó por medio de recipientes con medidas en litros y
mililitros, tal como se describe en el apartado 3.2 del presente trabajo. El número total de
muertes se calculó por la diferencia de la cantidad de especímenes en el conteo inicial y el
número de especímenes vivos al término de las 72 horas, de esta forma en la tabla 4 se puede
determinar el % de mortalidad final de cada bioensayo.
52
Tabla 4
Larvas vivas en tiempo de 72 horas.
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS
NATURALES
ESTUDIO DE LETALIDADES LARVAS Aedes aegypti CON BORRA DE CAFÉ - Julietthe Cruz
TRATAMIENTOS
Con
teo i
nic
ial
LARVAS VIVAS EN EL TIEMPO
Nú
mer
o t
ota
l
mu
erte
s
% Mortalidad Final
0
HORAS 24 HORAS 48 HORAS 72 HORAS
Nº % Nº %
Acum Nº
%
Acum Nº %Acum
Bioensayo 1
T7 Concentración en
campo 500 0 0 378 75,6 260 52 210 42 290
5800%
9gr/L
45 gr - 5 litros
Bioensayo 2 9gr/L 153gr - 17 Litros 128 0 0 37 28,91 11 8,594 4 3,125 124 9688%
Bioensayo 3 9gr/L 18gr - 2 Litros 65 0 0 30 46,15 25 38,46 22 33,85 43 6615%
Bioensayo 4 9gr/L 5,58gr - 620ml 105 0 0 91 86,67 85 80,95 36 34,29 69 6571%
Bioensayo 5 9gr/L 9gr - 1 Litro 111 0 0 66 59,46 53 47,75 46 41,44 65 5856%
Fuente: autor
5.1Gráfica de % de mortalidad en campo.
Como se observa en la gráfica 9 los en los 5 bioensayos no se reportó mortalidad de
especímenes a las 0 horas, la efectividad larvicida se registró a las 24 para los cinco
bioensayos, en el bioensayo 1 tuvo efecto larvicida de 24%, el bioensayo 2 mostró 72,09% de
efectividad, el bioensayo 3 reporto efectividad de 53,85%, el bioensayo 4 tuvo una
efectividad de 13%, menor respecto a los demás bioensayos y por último el bioensayo 5
mostro una efectividad larvicida de 40,54%.
En el control a las 48 horas la efectividad larvicida de la borra de café se registró así: para el
bioensayo 1 efectividad de 48%, bioensayo 2 efectividad de 91,4%, para el bioensayo 3 la
efectividad fue 61,5%, el bioensayo 4 reporta efectividad de 19% sigue siendo una
efectividad inferior respecto a los bioensayos 1, 2, 3 y 5, finalmente el bioensayo 5 tuvo
efectividad de 52,3%
El último control a las 72 horas los bioensayos en su totalidad obtuvieron efectividad
larvicida por encima del 50% de la totalidad de ejemplares, el bioensayo 1 tuvo efectividad
de 58%, el bioensayo 2 incremento la efectividad a 96,9% y esta fue la efectividad más alta
en los bioensayos, el bioensayo 3 obtuvo efectividad de 66,2%, el bioensayo 4 que en los
53
controles de las 24 y 48 horas era el más bajo, a las 72 incremento efectividad a 65,7% y el
bioensayo 5 registró efectividad de 58,6%.
* La grafica 9 se realizó de acuerdo al formato de mortalidades tabla 5, anexo B.
Gráfica 9 de mortalidades en pruebas de campo
0
24,4
48
58
0
71,09
91,4
96,9
0
53,85
61,5
66,2
0
13,33
19
65,7
0
40,54
52,3
58,6
0
20
40
60
80
100
120
0 24 48 72
% M
OR
TALI
DA
D
TIEMPO (HORAS)
BIOENSAYO 1
BIOENSAYO 2
BIOENSAYO 3
BIOENSAYO 4
BIOENSAYO 5
54
5.2 Determinación de Tiempo letal medio (TL50).
Se determina el TL50 para cada bioensayo con base a la gráfica 9. En la tabla 5 se observa el
tempo letal medio en horas dé cada bioensayo, con intervalos de confianza, (límite inferior y
superior)
Tabla 5
Tiempo letal medio (TL50)
BIOENSAYO TIEMPO LETALE
MEDIO VALOR (HORAS)
IC 95%
INFERIOR SUPERIOR
B1
(45gr-5L) 50 55,6095 53,1062 56,1675
B2
(153gr/17L) 50 15,3597 13,1147 16,6419
B3
(18gr/2L) 50 24,9934 22,3459 25,8506
B4 (5,58gr/620ml) 50 64,9147 62,23547 64,57501
B5
(9gr/L) 50 48,0092 46,4548 49,1943
Fuente: autor
55
6. Discusión
El presente estudio comprueba el efecto larvicida de la borra de café en larvas estadio L4 de
Aedes aegypti en condiciones de laboratorio y prueba piloto en campo, la aplicación en
campo, se hace con el fin de determinar la viabilidad de la borra de café como solución para
el control de la propagación del mosquito.
Pruebas de laboratorio.
Como se observa en la tabla 1 corrección de mortalidad de los tratamientos empleados en
laboratorio, el T1 (3gr/L) tiene una efectividad de 28% de mortalidad, el T2 (4gr/L) aumento
la mortalidad a 2% respecto al T1 muestra una efectividad del 30%, el T3 (5gr/L) reporto una
efectividad del 49%, con una diferencia del 19% y el T4 (6gr/L) tiene efectividad de 81%.
Estos resultados muestran que los tratamientos T1 y T2 tienen efectividad poco relevante ya
que no superan el 50% de efectividad larvicida, por otro lado la concentración del T3 se
aproxima a la mortalidad media de los especímenes. El T4 aunque supera el 50% de
mortalidad, no alcanza efectividad mayor al 90%, por lo tanto estos tratamientos no son
representativos para lograr el objetivo del experimento.
El tratamiento T5 (7gr/L) supera el 90% de efectividad con 92% de mortalidad de los
especímenes, el tratamiento T6 (8gr/L) tiene una efectividad significativa del 95% y el T7
(9gr/L) logra efectividad larvicida del 99%, en vista de que después de probar 7 tratamientos
el ultimo logro una efectividad representativa se elige este tratamiento para ser empleado en
campo, durante la prueba en laboratorio se observó efectividad de 100% en tres de las
repeticiones y 96% en una de ellas.
En laboratorio se observa un efecto residual en las larvas que pasaron a fase de pupa durante
el tratamiento, las larvas no digieren los gránulos de la borra de café. Estos residuos se
acumulan en el tracto digestivo de las larvas y al parecer no lo pueden evacuar con facilidad,
de esta forma causa su muerte, las larvas que logran cambiar a fase de pupa, no pueden
transformar los gránulos de la borra de café en energía, como lo hacen con otros alimentos, y
les causa la muerte al poco tiempo de ser pupas, puesto que las pupas encontradas eran de
color blanco, obsérvese imágenes en Anexo C figura 16.
En el estudio de (Laranja et al, 2003) donde se evaluó concentraciones de borra de café de
(25 mg / ml) esta concentración siendo la más baja, se reporta producción de mosquitos en la
56
superficie, es similar al tratamiento T1 donde la efectividad fue de 28% y se evidencio el
cambio de fase de larva a pupa y mosquitos adultos. En las concentraciones (50 mg / ml) y
(100 mg / ml), se encontró que las larvas de estadios L2 y L3 se retrasó 5 días el desarrollo de
las larvas y la concentración de 100 mg/ml reporto una efectividad del 100%.
Las concentraciones de los tratamientos propuestos en esta investigación son inferiores a los
que propuso (Laranja, et al, 2003) y se logró una efectividad de 99% con el tratamiento T7
(9gr/L), para la investigación se utilizó el mismo medio (agua declorada) y alimento para
peces, como alimento para larvas, en el del estudio de Laranja et al, (2003) se realizó ocho
pruebas en cada estadio, de las cuales una se realizó sin alimento, y en este se reportó mayor
mortalidad larvaria, para este estudio no se probó la aplicación de los tratamientos sin
alimento en laboratorio, ya que las larvas en campo son más resistentes y lo ideal era que las
pruebas en laboratorio tuviera condiciones similares a las que se presentan en campo, aunque
en campo no se mantiene una temperatura constante como en laboratorio.
En el estudio de (Derraik, 2005) se utilizaron concentraciones de (0.01g/ml), (0.05g/ml),
(0.10g/ml) y (0.50g/ml) y 100ml de agua como medio de control respectivamente, para los
tratamientos se indicó mortalidad en los primeros 5 días excepto en (0.01g/ml), al cabo de 10
días en las concentraciones más altas de borra de café habían muerto la totalidad de las
larvas, aunque no hubo mortalidad larvaria súbita en los controles, hubo una disminución
constante en el primer mes. Para este estudio se observa que 72 horas es suficiente para
obtener una eficiencia alta en la mortalidad de las larvas a una concentración de 9 gr/L. El
presente estudio es óptimo respecto al estudio de (Derraik, 2003) ya que las concentraciones
de este estudio son menores y tienen mejor efectividad larvicida respecto al tiempo y cantidad
de mortalidad.
En la tabla 4 de la varianza Anova de un factor la significancia P=0.040 es menor a 0.05, lo
que permite rechazar la Hipótesis nula (Ho) y aceptar la hipótesis alternativa que demuestra
que hay variabilidad en los tratamientos e indicando que la borra de café, incide en la
mortalidad de larvas de Aedes aegypti sometidas a los tratamientos, y que las mortalidades
no son causa de factores naturales o externos al tratamiento.
57
Prueba Piloto en Campo
Para el bioensayo 1 el porecntaje de la efecitividad larvicida fue de 58%, aunque no tuvo una
efectividad mayor del 90%, cumple al objetivo planteado en el estudio, para el bioensayo 2
se observa una efectividad del 96,88% siendo una mortalidad significativa respecto a las
efectividades de los bioensayo 1, 3, 4 y 5, este resultado se debe a que las larvas del
bioensayo eran estadio L2 y L3 se deduce que el efecto fue letal para el estadio de las larvas.
El bioensayo 3 tambien supera el 50% de mortalidad de los especimenes con efectividad de
66,15%, el bioensayo 4 mostro una efectividad de 65,71% y finalmente el bioensayo 5 tiene
una efectividad larvicida den 58,56%, como se observa los bioensayos cumplieron con el
objetivo planteado en el estudio, superando el 50% de efectividad en el tiempo estipulado
para el estudio, en el estudio de (Derraik, 2005) el tiempo inicial del estudio fue de 5 días en
el que se logro la mortalidad total de los individos en mayores concentraciones, para este
estudio se observa una respuesta de la mortalidad media de los especimenes.
Para las pruebas desarrolladas en campo del estudio de (Laranja et al, 2003) la concentracion
efectiva en campo es de 100mg/ml que logro efectividad del 100%, aun así en el estudio se
recomienda una concentracion de 200mg/ml para evitar la eclosion de los huevos y retrasar el
desarrollo de las larvas, la efectividad de este estudio en campo no logro el 100% de
efectividad respectos a los estudios anteriormente mencionados, ya que las concentraciones
en los estudios fueron muy altas respecto a la concentracion que se estipulo en este estudio
para aplicar en campo.
La poca efectividad se pudo generar por factores como la temperatura que presenta
variabilidad a diario, a contianuacion se presenta en la tabla 6 el reporte del clima en el que se
observan las temperaturas del mes de abril en Semana Santa y la semana siquiente, en este
tiempo se realizo la prueba en campo.
58
Tabla 6
Temperatura ciudad de Ibagué-Tolima
Fuente: accuweather
Como se puede apreciar la temperatura no fue la misma y por ende la humedad tampoco,
estas condiciones se controlaron en el laboratorio, una temperatura constante de 27°C y una
humedad relativa de 80%, tambien influye la alimentacion de las larvas, puesto que en
laboratorio solo se alimentaban con pescadina y en campo no se sabe con exactitud cual era el
alimento, esto y la aplicación de larvividas quimicos generan resistencia en larvas de Aedes
aeyipti y estas variables pueden alterar los resultados.
59
7. Conclusiones.
En los tratamientos aplicados en laboratorio, la mayor efectividad en la mortalidad
para larvas estadio L4 de Ae. aegypti, fue el tratamiento T7 (9gr/L) con una
efectividad de mortalidad del 99%.
La concentración letal media LC50 es de 5,421 y la concentración letal LC90 7,210
para las pruebas que se realizaron en laboratorio.
Los tiempos letales para los tratamientos aplicados en laboratorio, el tiempo letal
medio TL50 corresponde al tratamiento T3 (5gr/L) a las 48 horas, el TL90, a las 60
con los tratamientos T5(7gr/L) y T6 (8gr/L) y T7 (9gr/L).
El promedio de las mortalidades de las pruebas piloto en campo, a una dosis de 9gr/L
superaron el 50% de efectividad aun así los resultados son inferiores a los resultados
de laboratorio, a excepción del bioensayo 2 que a las 72 horas tuvo efectividad de
96,9%.
Los resultados en laboratorio presentaron una relación en cuanto al incremento de
concentración y el incremento en la mortalidad de las larvas, las mortalidades fueron
crecientes.
En las pruebas de campo el incremento de mortalidad en los bioensayos se dio al
paso de las horas en cuatro de los bioensayos a excepción del bioensayo 4 que tuvo un
comportamiento diferente, en las primeras 24 horas tenía 19% de efectividad y al cabo
de la prueba incremento la efectividad a 65,7%.
60
8. Recomendaciones
Los tratamientos T1(3gr/L), T2(4gr/L) y T3(5gr/L), no alcanzan efectividad, mayor al
50%, por lo cual, se pueden descartar estos tratamientos, aun así, se puede poner a
prueba los tratamientos, T4(6gr/L), T5(7gr/L), T6(8gr/L) y T7(9gr/L), que fueron los
tratamientos con mayor efectividad, respectivamente, 81%, 92%, 95% y 99%.
Reconsiderar y estructurar una metodologia, para la aplicación de las pruebas en
campo.
Se recomienda utilizar una marca de café, para aplicación de futuras pruebas, puesto
que la variedad de marcas pueden alterar los bioensayos.
Realizar un secado por medio de la camara de secado y no a medio ambiente, para
agilizar el proceso en caso de aplicar pruebas en laoratorio.
Se recomienda guardar los bioensayos en una camara de crecimiento y las colonias en
otra camara de crecimiento, para evitar que las larvas generen alguna reistencia por
compartir el mismo espacio.
Se recomienda utilizar los huevos de Aedes aegypti lo más pronto posible después de
las posturas de las hembras para una eclosión efectiva y total de estos.
61
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ol_artificial_y_manejo_integrado_de_plagas.html.
65
ANEXOS.
Anexo A
Tabla 7
Formato de mortalidades de Aedes aegypti en laboratorio
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOSNATURALES ESTUDIO DE LETALIDADES LARVAS AEDES AEGYPTI CON BORRA DE CAFÉ - Julietthe Cruz
TR
AT
AM
IE
NT
OS
Con
teo i
nic
ial
MORTALIDADES EN EL TIEMPO
Nú
mer
o t
ota
l
mu
erte
s
% M
ort
alid
ad
fin
al
PR
OM
ED
IO
TT
O 0
HORAS 12 HORAS 24 HORAS 36 HORAS 48 HORAS 60 HORAS 72 HORAS
Nº % Nº %
Acm Nº
%
Acm Nº
%
Acm Nº
%
Acm Nº
%
Acm Nº %Acm
TE
ST
IGO
R1 25 25 0
0
0
0 1 4
0
0 1 4
1,71
R2 25 25 0
0
0
0
0
0
0 0 0
R3 25 25 0
0
0
0
0
0
0 0 0
R4 25 25 0
0
0 1 4
0
0
0 1 4
R5 25 25 0
0
0
0
0
0
0 0 0
R6 25 25 0
0 1 4
0
0
0
0 1 4
R7 25 25 0
0
0
0
0
0
0 0 0
T1
- 3
gr/
L
R1 25 25 0 0 0 2 8 3 20 2 28 1 32 0 32 8 32
29 R2 25 25 0 0 0 3 12 2 20 1 24 2 32 0 32 8 32
R3 25 25 0 0 0 1 4 4 20 2 28 1 32 0 32 8 32
R4 25 25 0 0 0 1 4 0 4 0 4 3 16 1 20 5 20
T2
- 4
gr/
L
R1 25 25 0 1 4 5 24 4 40 1 44 0 44 0 44 11 44
31 R2 25 25 0 2 8 0 8 2 16 0 16 1 20 0 20 5 20
R3 25 25 0 0 0 1 4 3 16 3 28 1 32 0 32 8 32
R4 25 25 0 0 0 1 4 1 8 1 12 3 24 1 28 7 28
T3
- 5
gr/
L
R1 25 25 0 1 4 1 8 0 8 1 12 1 16 0 16 4 16
50 R2 25 25 0 5 20 7 48 1 52 0 52 0 52 0 52 13 52
R3 25 25 0 6 24 9 60 2 68 0 68 0 68 0 68 17 68
R4 25 25 0 0 0 6 24 10 64 0 64 0 64 0 64 16 64
T4
- 6
gr/
L
R1 25 25 0 0 0 3 12 6 36 5 56 0 56 1 60 15 60
81 R2 25 25 0 0 0 5 20 7 48 6 72 3 84 0 84 21 84
R3 25 25 0 7 28 10 68 5 88 2 96 1 100 0 100 25 100
R4 25 25 0 5 20 6 44 9 80 0 80 0 80 0 80 20 80
T5
- 7
gr/
L
R1 25 25 0 8 32 5 52 9 88 2 96 0 96 1 100 25 100
92 R2 25 25 0 12 48 9 84 0 84 2 92 0 92 0 92 23 92
R3 25 25 0 11 44 7 72 3 84 4 100 0 100 0 100 25 100
R4 25 25 0 2 8 8 40 5 60 1 64 3 76 0 76 19 76
T6
- 8
gr/
L
R1 25 25 0 10 40 8 72 0 72 2 80 4 96 0 96 24 96
95 R2 25 25 0 10 40 4 56 10 96 0 96 1 100 0 100 25 100
R3 25 25 0 10 40 1 44 8 76 1 80 2 88 0 88 22 88
R4 25 25 0 8 32 10 72 1 76 4 92 1 96 0 96 24 96
T7
– 9
gr/
L
R1 25 25 0 15 60 10 100 0 0 0 0 0 0 0 0 25 100
99 R2 25 25 0 20 80 4 96 0 0 0 0 0 0 0 0 24 96
R3 25 25 0 25 100 0 100 0 0 0 0 0 0 0 0 25 100
R4 25 25 0 25 100 0 100 0 0 0 0 0 0 0 0 25 100
66
Anexo B
Tabla 8
Larvas muertas en el tiempo.
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS
NATURALES
ESTUDIO DE LETALIDADES LARVAS Aedes aegypti CON BORRA DE CAFÉ - Julietthe Cruz
TRATAMIENTOS C
on
teo i
nic
ial
LARVAS MUERTAS EN EL TIEMPO
% Mortalidad
final
0
HORAS 24 HORAS 48 HORAS 72 HORAS Número
total
muertes Nº % Nº %
Acum Nº
%
Acum Nº %Acum
Bioensayo 1 T7 Concentración en
campo 500 0 0 122 24,4 118 48 50 58 290 5800%
9gr/L 45 gr - 5 litros
Bioensayo 2 9gr/L 153gr - 17 Litros 128 0 0 91 71,09 26 91,41 7 96,88 124 9688%
Bioensayo 3 9gr/L 18gr - 2 Litros 65 0 0 35 53,85 5 61,54 3 66,15 43 6615%
Bioensayo 4 9gr/L 5,58gr - 620ml 105 0 0 14 13,33 6 19,05 49 65,71 69 6571%
Bioensayo 5 9gr/L 9gr - 1 Litro 111 0 0 45 40,54 13 52,25 7 58,56 65 5856%
Fuente: autor
*En la tabla 5 se puede observar la cantidad de larvas muertas durante los controles
realizados en las pruebas de campo.
Anexo C
Figura 16
Larvas L4 muertas obsérvese los gránulos de café en el tracto digestivo.
Fuente: autor
67
Figura 17
Pupa muerta, encontrada en T4(6gr/L)
Fuente: autor
Figura 18
Pruebas en Campo.
68
Figura 19
Fuente: autor
Figura 20
Fuente: autor
![Bioensayo de Tilapia[1]](https://img.pdfslide.net/doc/110x75/56d6be861a28ab3016927e32/bioensayo-de-tilapia1.jpg)
