Evaluación del encapsulamiento de compuestos de sabor en matrices de almidón (Proyecto SIP 20082735)

Director: Dr. Pedro Alberto Vázquez Landaverde

Resumen

Los sabores comerciales en forma líquida son difíciles de manejar e incorporar a los

alimentos. Los sabores están compuestos por volátiles que fácilmente se evaporan de la

matriz del alimento que los contiene durante su almacenamiento. La encapsulación de

éstos permite una mayor retención y protección de reacciones inducidas por la luz y de la

oxidación. El secado por aspersión es el proceso más utilizado a nivel industrial para la

encapsulación de sabores. El objetivo de este trabajo fue la evaluación en la

encapsulación de compuestos aromáticos mediante secado por aspersión; por medio de

HS-SPME (head space-microextracción en fase sólida). Se obtuvieron las mejores

condiciones para la aplicación de la técnica SPME y la construcción de curvas de

calibración de tres compuestos aromáticos específicos (hexanal, hexanoato de etilo y

ácido hexanoico) por medio del método de la curva externa con estándares internos

múltiples usando la técnica SPME y cromatografía de gases. Se ha demostrado que a

través de la realización de nuevas técnicas de análisis (SPME) de sabores encapsulados

específicos éstas cuantificarían los compuestos que los integran reduciendo el tiempo y

tamaño de muestra, así como la precisión en los resultados.

Palabras Clave: HS-SPME-GC, almidón modificado, encapsulación.

INTRODUCCIÓN

Los sabores en los alimentos representan un factor muy importante en la satisfacción del

consumidor influenciando el consumo de éstos. La estabilidad de los sabores en

diferentes alimentos ha sido de gran interés en la industria alimentaria debido a su

relación con la calidad y aceptabilidad de los alimentos. Los procesos de manufactura y

almacenamiento, los materiales de empaque e ingredientes en los alimentos

frecuentemente causan modificaciones en los sabores reduciendo la intensidad de los

compuestos aromáticos o produciendo compuestos de sabor desagradable (Lubbers y

col. 1998).

Polímeros naturales o sintéticos (almidones, maltodextrinas, lípidos, proteínas goma

arábiga) han sido usados como aditivos en la industria alimentaria, en la industria

farmacéutica y de cosméticos, en la agricultura y otras áreas. De las principales

preocupaciones en la selección de una buena materia prima están las relacionadas a su

costo, facilidad de obtención y aspectos de calidad, como lo es una alta pureza, buenas

propiedades mecánicas, baja toxicidad, alta degradación en el medio ambiente y buena

compatibilidad con otras sustancias.

Se han utilizado diversos materiales para la encapsulación de sabores, incluyendo gomas

naturales, almidones y sus derivados, sacarosa, sal común, gelatina, ceras, grasas y

proteínas. Los ingredientes basados en almidón usados para la encapsulación de

sabores incluyen las maltodextrinas, sólidos de jarabe de maíz, ciclodextrinas y almidones

con propiedades emulsificantes (almidones OSA preparados con anhídrido n-octenil

succínico), o algunas combinaciones de estos materiales (Shahidi y Han 1993,

Reineccius 2006, Gibbs y col. 1999, Qi y Xu 1999).

El progreso científico ha propiciado polímeros cada vez más sofisticados. Estrategias

promisoras, como por ejemplo la modificación química, tienden a mejorar las

características del polímero (almidón). Por ejemplo, estas modificaciones acarrean costos

y algunas veces son insuficientes para alcanzar determinadas finalidades, y por ello se ha

intensificado la búsqueda de otros polímeros más apropiados y específicos. Otra

estrategia es la mezcla de polímeros, generalmente polímeros naturales con sintéticos ,

que tiene como objetivo la obtención de mezclas con propiedades mejoradas, que

satisfagan determinados requisitos.

Debido a que la mayoría de los materiales activos (especialmente sabores) son insolubles

en soluciones acuosas, éstos existen como emulsiones. La estabilidad de emulsión es

considerada como un factor determinante en la selección de materiales encapsulantes.

Las maltodextrinas y sólidos de jarabe de maíz no poseen un efecto estabilizante de

emulsión sobre compuestos insolubles en agua (Reineccius 1991) y además, no

presentan una buena retención de compuestos volátiles durante el proceso de secado por

aspersión (Shahidi y Han 1993). Dependiendo del grado de hidrólisis (dextrosa

equivalente), estos compuestos pueden ofrecer buena protección en contra de la

oxidación y han sido utilizados en mezclas con almidones modificados, gomas naturales y

proteínas en la encapsulación de diversos ingredientes (Reineccius 2006, Varavinit 2001,

Kanakdande y col. 2006, Bhandari y col. 1992, McNamee y col. 2001, Sheu y Rosenberg

1998).

Muchos sabores son volátiles y pueden ser retenidos más eficientemente en los alimentos

cuando están encapsulados (Brazel 1999). Las aplicaciones de las técnicas de

encapsulación han ido incrementándose en la industria debido a la protección de los

materiales encapsulados de factores como calor y humedad, ayudando a que los

materiales frágiles resistan las condiciones de procesamiento y empacado, mejorando

sabor, aroma, estabilidad, valor nutritivo y apariencia de los productos (Popplewell y col.,

1995). Actualmente la microencapsulación se aplica para preservar y/o proteger

numerosos ingredientes comerciales (Pszczola, 1998; Brazel, 1999; Gibbs y col., 1999).

Existen diversas tecnologías disponibles para la encapsulación de ingredientes

alimentarios. El secado por aspersión es el principal método utilizado en la industria para

convertir sabores líquidos en polvos (Dziezak 1988, Reineccius 1988, Goubet y col. 1998).

Se estima que el secado por aspersión es utilizado para producir más del 90% de sabores

en polvo en el mundo (Porzio 2004).

La microencapsulación puede ser considerada como una forma especial de empacar, en

la que un material en particular puede ser cubierto de manera individual para protegerlo

del ambiente y de influencias destructivas. En un sentido amplio, la microencapsulación

provee un medio de envasar, separar y almacenar materiales en escala microscópica

para su liberación posterior bajo condiciones controladas.

El material que es cubierto se refiere como fase interna y el material que recubre es

llamado pared y generalmente no reacciona con el material a encapsular .

La microencapsulación es una técnica importante para la industria de alimentos y

sabores, ya que los protege del calor, la luz y oxígeno. Además, los encapsulantes deben

proteger a los componentes encapsulados de la liberación y de los cambios químicos

durante la manufactura y del almacenamiento.

Las ventajas que ofrecen las microcápsulas sobre un proceso convencional pueden

resumirse en la protección y enmascaramiento de la sustancia encapsulada frente a

medios inestables u hostiles para su posterior liberación progresiva.

El rendimiento y eficiencia de encapsulación tradicionalmente son determinados

experimentalmente, mediante un equipo Soxhlet (compuesto supertficial) mientras que el

compuesto total en las microcápsulas se determina utilizando un aparato de Clevenger.

Es importante cuantificar la cantidad de compuesto superficial pues a pesar de que

puede ser insignificante la cantidad, ésta puede acarrear cambios en la composición del

alimento a la cual se le ha añadido; y la cuantificación del compuesto encapsulado nos

dará la eficiencia y rendimiento del material encapsulante.

Soxhlet y Clevenger, a pesar de ser técnicas probadas, ofrecen desventajas notorias en

su utilización, tales como una inversión de tiempo larga para su montaje, cuantificación y

limpieza, tamaño de muestras elevada y el empleo de solventes (soxhlet), que de alguna

manera las convierten en técnicas no amigables con el medio ambiente. Y sobre todo, la

especificidad de ellas es nula, es decir, cuantifican un todo, no la cantidad de cada uno de

los compuestos que están encapsulados; esto es importante debido a que, por ejemplo, si

deseamos conocer el compuesto que está aportando el carácter al aroma en general, con

las técnicas tradicionales es imposible saberlo.

En consecuencia; SPME, es la técnica que nos ofrece una especificidad alta en la

cuantificación de cada uno de los compuestos aromáticos, no emplea el uso de solventes,

el tamaño de muestra es mínimo, es rápida y además es automatizable.

Microencapsulación La microencapsulación es un proceso mediante el cual ciertas sustancias bioáctivas

(sabores, vitaminas o aceites esenciales) son introducidas en una matriz o sistema pared

con el objetivo de impedir su pérdida, para protegerlos de la reacción con otros

compuestos presentes en el alimento o para impedir que sufran reacciones de oxidación

debido a la exposición a la luz o al oxígeno. Una ventaja adicional, es que un compuesto

encapsulado se liberará gradualmente del compuesto que lo ha englobado o atrapado

obteniendo de esta manera productos alimenticios con mejores características sensoriales

y nutricionales (Popplewell y col. 1995, Reineccius 1991). Las microcápsulas presentan

una amplia variedad de estructuras, algunas son de geometría esférica con una fase

interna continua rodeada por una pared también continua (estructura de partícula simple),

mientras que otras pueden presentar una geometría irregular y pueden tener la fase

interna distribuida en una matriz de material de pared (estructuras agregadas) (Shahidi y

Han 1993, Thies 1996). El tamaño de partícula de la mayoría de los productos

encapsulados se encuentra en un rango de 0.2-5,000 μm (King 1995, Re 1998). El

material que es cubierto o encapsulado, frecuentemente es líquido, aunque puede ser un

gas o una partícula sólida, recibe varios nombres, tales como fase interna, material activo

o relleno. El material que forma la cubierta es referido como material pared, acarreador,

membrana o cobertura. La encapsulación es usada por un gran número de industrias con

una amplia variedad de técnicas o procesos disponibles (Risch 1995, Madene y col.

2006).

A continuación se presenta un diagrama esquemático de dos tipos representativos de

microcápsulas.

Fig. 1 La estructura A es conocida comúnmente como piscina y la forma B como esponja

Microencapsulación de Compuestos Aromáticos de Sabor El principal objetivo para la encapsulación de un ingrediente es controlar las propiedades

de transferencia de masa entre el material activo, el material de pared y el medio

ambiente (Dziezak 1988), observando la permeabilidad de la matriz al oxígeno y a los

volátiles encapsulados. Reineccius (1991) citó varias razones importantes para

encapsular los sabores:

1. Proteger a los volátiles de pérdidas por difusión (evaporación) durante la vida útil

de un producto alimenticio.

2. Proteger a los volátiles de interacciones químicas o físicas indeseables o

reacciones con otros compuestos en el alimento (sabor-matriz).

3. Minimizar interacciones o reacciones químicas indeseables entre los compuestos

de sabores (sabor-sabor), que pudieran degradar el sabor y potencialmente

generar sabores desagradables o pigmentos indeseables.

4. Proteger los volátiles de las reacciones químicas inducidas por luz y/o oxidación.

5. Proveer capacidades de liberación controlada.

6. Facilitar la dispersión de los sabores en los sistemas alimenticios.

La encapsulación de sabores es un término general usado por varios procesos empleados

para convertir sabores líquidos en una forma funcional estandarizada. Los sabores son

ingredientes indispensables en la preparación de alimentos, no obstante, los sabores

comerciales en forma líquida son difíciles de manejar e incorporar a los alimentos.

Además, muchos componentes de los sabores exhiben una sensibilidad considerable al

oxígeno, luz o calor, por lo que es necesario protegerlos a través de la encapsulación (Qi

y Xu 1999). Los beneficios de la encapsulación de sabores son numerosos entre los que

se incluyen la conversión de un sabor liquido a un polvo fácilmente manejable, protección

de cambios en sabores específicos o componentes de sabores por interacciones,

liberación de mayor impacto de sabor en un producto terminado, suministro de partículas

visualmente distintas en el alimento y en algunos casos, proporciona funcionalmente la

liberación controlada del agente saborizante en una aplicación específica (Porzio 2004).

Fase Interna La industria de sabores depende en gran manera de las técnicas de encapsulación

verdadera para convertir sabores líquidos en sólidos ofreciéndoles mayor protección hasta

su consumo. Los agentes saborizantes y especias son encapsulados en una gran

variedad de procesos y ofrecen numerosas ventajas para los procesadores de alimentos

Los concentrados de sabores son aceites, de naturaleza lipofílica. La microencapsulación

ha representado un acercamiento para transformar los saborizantes de alimentos líquidos

en polvos estables que sean fáciles de manejar e incorporar a sistemas de alimentos

secados.

Los sabores consisten en decenas a centenas de compuestos orgánicos aromáticos

volátiles, algunos detectables en rangos de partes por billón. La fuente de sabor puede

ser un sabor compuesto (ya sea natural o artificial), una esencia de sabor, un aceite

saborizante, un aceite esencial, un extracto de sabor, una reacción de sabor o

combinación de estos tipos de sabores.

Los compuestos aromáticos son muy importantes, aunque están en una pequeña

concentración y son responsables de aromas típicos de cada fruto. Tenemos aceites

esenciales, terpenos (limón: limoneno), esteres de ácidos (metil-, etil-, propil- de fórmico,

acético, butírico), ácidos, alcoholes, aldehídos y taninos (sobre todo en uvas). Los aromas

son muy complejos. Los aromas se pueden clasificar en:

• Compuesto impacto: determinado aroma por un compuesto característico, como

en la pera, limón y plátano.

• Determinado por unos pocos compuestos: están en la manzana (etil-metilbutirato,

hexenal, hexanal) y en la frambuesa.

• Determinado por un elevado número de compuestos y puede ser reproducible,

como el de la piña o el melocotón.

• Aroma no reproducible como el de la fresa, por ser muy complejo. (Reineccius

2006).

Debido a esta complejidad, se empleó una mezcla de compuestos aromáticos

donde se incluyeran los grupos de gran importancia en la industria del sabor, así,

se incluyó a los aldehídos (hexanal), ésteres (hexanoato de etilo) y los ácidos

(ácido hexanoico).

Agentes Encapsulantes Varios acarreadores son utilizados para la encapsulación de sabores, incluyendo gomas

naturales, almidones y derivados de almidón, sacarosa, sal común, gelatina, ceras, grasas

y proteínas. Actualmente, el uso de proteínas como agentes de microencapsulación es

muy limitado en el sector alimenticio. La principal proteína que ha sido evaluada para

microencapsulación es la gelatina. Aunque esta proteína se ha aplicado con éxito en la

industria farmacéutica como agente microencapsulante, sus características funcionales,

especialmente la alta viscosidad de sus soluciones incluso a bajas concentraciones,

limitan su uso como agente encapsulante especialmente en microencapsulación realizada

mediante secado por aspersión.

El agente de microencapsulación más conocido para usos alimenticios es la goma

Arábiga. La goma Arábiga es una goma que crece naturalmente en el Oriente Medio y

África. Debido a que esta goma se obtiene de estas áreas, es costosa, y su disponibilidad

y calidad son imprevisibles. La goma Arábiga es el material encapsulante tradicional

usado en el proceso de secado por aspersión. Es un buen emulsificante natural, sin

sabor y presenta una buena retención de volátiles durante el proceso de secado. El costo

y el suministro limitado de goma arábiga han conducido al desarrollo de nuevas

alternativas de materiales encapsulantes utilizados en el secado por aspersión.

Por consiguiente, la industria ha estado en la búsqueda de un sustituto de esta goma que

proporcione una vida de anaquel estable y que sea de bajo costo, por lo que los

productos derivados del almidón se han sugerido para tal uso.

Los materiales basados en almidón utilizados para la encapsulación de sabores incluyen

maltodextrinas, sólidos de jarabes de maíz, ciclodextrinas y almidones emulsificantes

(almidones n-OSA preparados con anhídrido octenil succínico), o algunas combinaciones

de éstos. (Shahidi y Han 1993, Reineccius 2006, Gibbs y col. 1999, Qi y Xu 1999).

Debido a que la mayoría de los materiales activos (especialmente los sabores) son

insolubles en soluciones acuosas y por lo tanto existen como emulsiones, la estabilidad

de emulsión es considerada como un factor determinante para la selección del material

encapsulante. Las maltodextrinas y los sólidos de jarabe de maíz no tienen virtualmente

efecto estabilizante de emulsión en compuestos insolubles en agua (Reineccius 1991).

Por otro lado, las maltodextrinas y los sólidos de maíz no presentan virtualmente una

buena retención de compuestos volátiles durante el proceso de secado por aspersión

(Shahidi y Han 1993). Los almidones hidrolizados varían en el valor de dextrosa

equivalente de 2 a 36.5. Estos ofrecen la ventaja de ser de bajo costo, sin sabor, bajos en

viscosidad a altas concentraciones de sólidos, además de proporcionar buena protección

contra la oxidación, dependiendo de su valor de dextrosa equivalente. Por lo tanto, es

común el uso de mezclas de almidones modificados/almidón hidrolizado o goma

arábiga/almidones para la encapsulación de sabores (Reineccius 2006, Varavinit 2001,

Kanakdande y col. 2006, Bhandari y col. 1992, McNamee y col. 2001).

La cebada (Hordeum vulgare L.) es un cereal forrajero invernal de amplia adaptación,

producción y calidad (Cherney et al., 1983; Flores, et al., 1984; Khorasani et al., 1997; y

Cash et al., 2004), cualidades que la hacen deseable para las explotaciones intensivas y

justifican la búsqueda de nuevos materiales que satisfagan los requerimientos del

productor, lo cual es posible lograr aplicando algún método de mejoramiento genético.

Se ha comprobado que la cebada forrajera produce rendimientos que en algunos

ambientes pueden duplicar los de la malta. Las variedades de cebada para forraje tienen

un menor precio y su producción y rendimiento son mayores. Además, el agricultor puede

comercializar cuando su producto alcance el mejor precio, ya sea en grano o como

alimento para ganado. Así, los pequeños productores de cebada mexicanos tienen una

opción económica viable para hacer frente a la globalización, que ha traído consigo el

incremento de las importaciones de Estados Unidos y Canadá, cuyo precio es menor al

nacional.

La cebada, es el cuarto cereal cultivado a nivel mundial, después del trigo maíz y arroz.

La cariópside o grano maduro de la cebada está compuesta de carbohidratos,

compuestos nitrogenados, lípidos, vitaminas y sales minerales (López 2007). La cebada

tiene usualmente un contenido proteico de 7.5-15.6%.

A su vez, la variedad forrajera posee un contenido medio de proteína (10.4%). El

contenido de proteínas es de gran importancia para conocer cuál es el empleo más

apropiado que se le debe dar a cada una de las variedades. Para fines de alimentación

animal y panificación se prefieren aquellos granos con alto contenido proteíco como lo son

Esmeralda 2, Pastor Ortiz y M16 Tlaxcala. En el caso de fibra los valores obtenidos varían

entre 4.9% y 8.2%, la cebada forrajera posee un contenido intermedio (6.0%).

Los hidratos de carbono son el mayor constituyente de los granos de cereales. En la

cebada puede existir una variación de 72.8 - 82.8%, forrajera presenta un valor intermedio

(79.3%). Por otra parte, a mayor cantidad de carbohidratos implica mayor cantidad de

almidón. A más alto contenido de carbohidratos menor contenido de proteína.

El gránulo de almidón de cebada no tiene un solo tamaño y presenta las siguientes

características:

(Hoseney, 1991; Thomas y Atwell, 1999).

Almidón Los gránulos de almidón se componen de dos tipos de alfa-glucanos, amilosa y

amilopectina, que representan aproximadamente 98-99% del peso seco del almidón. La

relación de los dos polisacáridos varía de acuerdo con el origen botánico del almidón. La

Figura 2 muestra la estructura de los polímeros que componen el almidón. Los almidones

cerosos contienen menos del 15% de amilosa mientras que los almidones normales 20-

35% y los almidones con altos contenidos de amilosa cerca de 40% (Tester y col. 2004).

La amilosa posee cadenas largas, rectas, conocidas por formar películas fuertes y

flexibles. La amilopectina, debido a su estructura ramificada, no forma películas fuertes,

sino que se caracteriza por su claridad y estabilidad cuando forma geles y puede mostrar

una tendencia levemente mayor hacia la absorción o ligación de sabores. El almidón, en

su estado natural, es insoluble en agua fría. Cuando el almidón es calentado en presencia

de agua los gránulos de almidón hinchan, el almidón forma pastas las cuales pueden

producir películas fuertes, aunque presentan viscosidad muy alta para la mayoría de los

procesos de encapsulación usados en el sector alimenticio (Kenyon 1995).

El almidón en su estado natural es insoluble en agua fría. Cuando el almidón es

calentado con agua, éste forma pastas que pueden producir películas fuertes, aunque su

viscosidad es demasiado alta para la mayoría de los procesos de encapsulación usados

en la industria de alimentos (Kenyon 1995). El almidón y sus productos derivados no

poseen características de emulsificación y no se pueden utilizar como materiales de pared

en ausencia de un componente tensoactivo de pared.

Temperatura de

gelificación (ºC)

Tamaño

(nm) Forma

Cebada 51-60 23 Elíptica

20-25 Redondo

2-6 Lenticular

Productos de Hidrólisis de Almidón Es del dominio general que el almidón se puede hidrolizar por medio del empleo de ácidos

o de enzimas para producir los productos hidrolizados que contienen azúcares y los

cuales son útiles en alimentos. Las características de los hidrolizados del almidón

dependen en gran medida del grado de conversión, es decir, el grado al cual se han

hidrolizado las moléculas del almidón.

Los productos de la hidrólisis del almidón no presentan virtualmente ningún efecto de

estabilizantes de emulsiones en componentes insolubles en agua. Las maltodextinas y los

sólidos del jarabe de maíz no poseen una buena retención de compuestos volátiles

durante el proceso de secado por aspersión, aunque ofrecen las ventajas de ser

relativamente baratos, suaves en sabor, bajo en viscosidad a altos sólidos, y pueden

producir buena protección contra la oxidación reduciendo la permeabilidad al oxígeno de

la matriz en polvo secado por aspersión.

Almidones Modificados El almidón ha sido utilizado como un ingrediente de alimentos en una amplia variedad de

productos. Sin embargo, los almidones nativos requieren ser modificados para desarrollar

propiedades funcionales deseables, tales como solubilidad, textura, adhesión, dispersión

y tolerancia al calor (Kim y col 1999). Los gránulos de almidón son insolubles en agua fría

y se requiere de su calentamiento para su dispersión. Almidones químicamente

modificados muestran diferentes propiedades fisicoquímicas con respecto a los almidones

sin modificar (Rutenberg y Solarek 1984).  

Una desventaja del uso de los productos derivados de almidón para sustituir la goma

Arábiga en ciertas aplicaciones, es que los derivados del almidón son menos estables

durante el almacenamiento. Estos derivados de almidón exhiben una vida de anaquel más

corta y estabilidad de congelamiento-descongelamiento deficiente con relación a la goma

arábiga debido al fenómeno de retrogradación.

La tendencia a retrogradar se acentúa más en los almidones que contienen altos niveles

de la molécula linear de amilosa, mientras que la tendencia a retrogradar es menos

pronunciada en almidones que contienen ambas moléculas, linear (amilosa) y ramificada

(amilopectina), o solamente moléculas ramificadas. La amilosa y la amilopectina exhiben

una mayor tendencia a retrogradar a menores temperaturas. La retrogradación ha sido

parcialmente superada en ciertas aplicaciones derivatizando químicamente el almidón,

haciendo reaccionar el almidón con un reactivo para introducir sustituyentes con grupos

como hidroxipropilo, fosfatos o acetatos, tendientes a estabilizar la molécula del almidón

durante el almacenamiento, evitando la asociación entre moléculas, o porciones de la

misma molécula, de tal modo que se reduce la tendencia del almidón a perder su

capacidad de hidratación. Estas reacciones de derivatización se pueden realizar en los

almidones que son posteriormente modificados mediante ligaciones cruzadas o

degradados para obtener almidones para aplicaciones particulares.

Almidones Succinatados

Los almidones nativos y sus productos de hidrólisis son hidrofílicos por naturaleza, por

tanto, muestran poca afinidad con aceites saborizantes hidrofóbicos. Su naturaleza

hidrofílica puede ser cambiada mediante esterificación. El reactivo comúnmente utilizado

para producir almidones emulsificantes es el anhídrido n-octenilsuccínico (n-OSA). Los

ésteres de almidón succinatado (n-OSA) son preparados comercialmente por la reacción

básica de anhídridos de alquenil succínico con el almidón granular en suspensión

acuosa. La sustitución puede ocurrir en las posiciones 2, 3, y 6 de los carbonos de la

unidad de glucosa. Con la incorporación de grupos hidrofóbicos alquenil en una molécula

de almidón normalmente hidrofílica, el almidón modificado adquiere propiedades de

superficie activa las cuales son útiles para estabilizar emulsiones de aceite/agua. A

diferencia de los surfactantes típicos, los ésteres del almidón succinatado forman

películas fuertes en la interfase de aceite/agua, proporcionando a la emulsión resistencia

a la reaglomeración. Consecuentemente, las soluciones acuosas en particular, los

almidones alquenil succinatos y del almidón n-OSA, se han utilizado para estabilizar

concentrados de sabor en bebidas, aceite en preparaciones de ensalada, y encapsulado

de sabores, fragancias y vitaminas en formulaciones secadas por aspersión (Shogren y

col. 2000).

La FDA ha aprobado el tratamiento del almidón con un máximo de anhídrido n-octenil-

succínico del 3%. Esto corresponde a un grado de substitución de 0.02. El almidón

modificado obtenido mediante este tratamiento se ha reportado que es superior a la goma

Arábiga en propiedades de emulsificación y en la retención de sabores volátiles durante el

secado por aspersión (Reineccius 2006).

La primera generación de los almidones n-OSA fue preparada acondicionando el almidón

con el anhídrido, después esterificando (derivatización) y dextrinizando los gránulos de

almidón (conversión) en una cámara caliente, obteniendo un almidón modificado,

dextrinizado, suave, con excelente capacidad emulsificante y buenas características de

solubilidad-viscosidad en solución, con algunas propiedades indeseables de color y sabor.

Los almidones n-OSA no-despolimerizados son ocasionalmente utilizados para secado

por aspersión debido a su viscosidad muy alta. La mayoría de los almidones n-OSA

usados para encapsulación se despolimerizan para reducir la viscosidad en una de tres

maneras: hidrólisis ácida suave o hidrólisis ácida, pirodextrinización e hidrólisis

enzimática. Estos almidones son ampliamente utilizados como agentes encapsulantes

para secado por aspersión y sabores extrudidos. Sin embargo, el almidón n-OSA por sí

mismo no proporciona normalmente una vida útil satisfactoria. Por lo tanto, los productos

de la hidrólisis del almidón se utilizan generalmente conjuntamente con los almidones n-

OSA para reducir la permeabilidad al oxígeno de la matriz en polvos secados por

aspersión (Qi y Xu 1999).

Actualmente una segunda generación de los almidones OSA está substituyendo a los

almidones originales. Estos nuevos almidones utilizan ácidos o enzimas para hidrolizar el

almidón a oligómeros solubles los cuales son derivatizados. Estos nuevos productos son

blancos y muy suaves, y conservan las buenas propiedades equivalentes de

emulsificación y secado (Qi y Xu 1999).

Actualmente se hacen extracciones con solventes que pueden o no utilizar temperatura

para la liberación de los compuestos encapsulados. Comúnmente se define el rendimiento

de encapsulamiento como el peso total del sabor recuperado por medio de la extracción

en relación con el peso total del producto encapsulado. Las metodologías muy utilizadas

son la extracción Soxhlet y Clevenger. Con respecto al análisis de la estabilidad de los

compuestos encapsulados, se ha reportado que el monitoreo de productos de la oxidación

de los mismos se puede relacionar con la calidad del sabor encapsulado con respecto al

tiempo y a diferentes factores como son la temperatura y la humedad.

La extracción de Clevenger ha sido reportada como deficiente cuando se refiere a la

extracción de compuestos polares. Por otro lado, el monitoreo de los productos de

oxidación no toman en cuenta la estabilidad de todos los compuestos que conforman el

sabor. Además, el uso de extracciones por medio de solventes puede subestimar la

pérdida de los compuestos más volátiles y que pueden llegar a tener una gran importancia

para un sabor dado. Asimismo, la extracción con solventes necesita un tiempo

considerable para su ejecución, equipos especializados y relativamente grandes

cantidades de muestra, por lo que es difícil aplicarla en diseños experimentales que

involucran un gran número de muestras para analizar los efectos de factores diversos

(Peñalver 2002)

La técnica que se pretende desarrollar puede aplicarse en diseños experimentales que

involucran un gran número de muestras, haciendo posible el estudio de condiciones muy

diversas. Además, se utilizarían menos cantidades de reactivos (solventes) cuidando así

el medio ambiente y reduciendo los costos de análisis. Por otro lado, la metodología

permitiría el análisis de compuestos individuales, y no solamente del extracto total como lo

hacen las técnicas utilizadas actualmente.

En este proyecto se pretende determinar la cantidad de compuestos aromáticos de sabor

encapsulado en matrices de almidón modificado de cebada forrajera, para cual objetivo se

empleará la técnica SPME adaptada a cromatografía de gases.

La microextracción en fase sólida (SPME) fue desarrollada a principios de los años 90

por el grupo de investigación de J. Pawliszyn. SPME se basa en la extracción de los

analitos de la matriz de la muestra mediante una fibra de sílice fundida que está recubierta

de un sorbente, en la mayoría de los casos polimérico, seguida de la desorción de los

analitos mediante temperatura o un disolvente orgánico. El pequeño tamaño de la fibra y

su geometría cilíndrica permiten incorporarla en una jeringa. De esta forma, se facilita su

manipulación y al mismo tiempo se protege la fibra cuando no se utiliza, ya que ésta

permanece dentro de la aguja de la jeringa.

Fundamentos teóricos de SPME El principio en el que se basa la SPME generalmente es la partición de los analitos entre la

matriz de la muestra y el recubrimiento de fibra (Havenga 2000). Así, el transporte de los

analitos desde la matriz de la muestra hasta la fibra comienza cuando la fibra entra en

contacto con la muestra y la extracción se considera completa cuando la concentración de

analito ha alcanzado el equilibrio de distribución entre la muestra y la fibra.

Existen básicamente dos modos de extracción posibles en SPME, introduciendo la fibra

directamente en la muestra o bien en el espacio de cabeza o headspace.

El modelo matemático que explica la dinámica del proceso de absorción cuando la fibra

se introduce directamente en la muestra fue desarrollado por Louch et al. ( Louch 1992) y

en él se confirma la relación lineal que existe entre la cantidad de analito absorbida por la

fibra en el estado de equilibrio y la concentración de éste en la muestra. Esta afirmación

se muestra reflejada en la siguiente ecuación: n=KfsVfC0Vs KfsVf+Vs (1)

donde n son los moles de analito absorbidos por la fibra, Vf y Vs son los volúmenes de

fibra y de muestra respectivamente, Kfs es el coeficiente departición del analito entre la

fibra y la muestra y C0 es la concentración inicial de analito en la muestra. En la ecuación

(1) se asume que la matriz de la muestra es una única fase homogénea y no se considera

el efecto del espacio de cabeza. El modelo matemático del proceso de SPME cuando los

analitos se extraen del espacio de cabeza fue desarrollado posteriormente y las

ecuaciones y conclusiones a las que se llega son similares a las de la extracción por

inmersión pero teniendo en cuenta una tercera fase gaseosa (Tomkins 2002, Hawthorne

1998).

En las condiciones de trabajo de la SPME, generalmente se cumple que Vs>>KfsVf ,ya

que en la mayoría de los casos Vf es mucho más pequeño que Vs por lo que la ecuación

(1) se transforma en la siguiente:

n=K fsV fC0 (2)

En la ecuación (2) se puede observar que la cantidad de analito extraída (n) es

directamente proporcional a la concentración de analito en la muestra e independiente del

volumen de muestra. Esta aproximación no es válida en el caso en que los analitos a

determinar tengan valores de Kfs muy elevados (gran afinidad por la fibra) y se estén

utilizando volúmenes de muestra muy pequeños. Otro factor que se debe tener en cuenta

es el hecho de que no en todos los tipos de fibras existentes actualmente la extracción de

los analitos se realiza mediante un proceso de absorción, que es lo que se considera en

este modelo matemático. Así, existen fibras,en las que la extracción de los analitos se

produce mediante un proceso deadsorción por lo que en estos casos el modelo

matemático que explica el proceso de extracción es ligeramente diferente [Pawliszyn

1999, Gorecki 1999]. La ecuación que define el proceso de extracción por adsorción es la

siguiente:

n=KfsDVfC0Vs(Cfmax-Cf)

KfsVf+Vs (Cfmax-Cf) (3)

donde KfsD es el coeficiente de distribución del analito entre la muestra y la superficie de la

fibra, Cf es la concentración final de analito en la superficie de la fibra y Cf max es la

concentración máxima de analito en la superficie de la fibra. Los demás parámetros son

los mismos que los que aparecen en la ecuación (1).

En SPME también se debe tener en cuenta la cinética del proceso ya que los analitos

deben ser transportados desde la matriz de la muestra a la fibra en inmersión o desde la

matriz de la muestra al espacio de cabeza y de allí hacia la fibra, en el caso de que la

extracción se realice mediante extracción del espacio de cabeza de la muestra (HS-

SPME). Para aumentar la velocidad de la extracción es necesario utilizar un sistema de

agitación de manera que se facilite la difusión de los analitos hacia la superficie de la fibra.

Esto no es necesario con muestras gaseosas ya que la propia convección del aire es

suficiente para llegar al equilibrio de forma rápida. En muestras líquidas, sin embargo, se

han utilizado diferentes modos de agitación como por ejemplo barras magnéticas

agitadoras, ultrasonidos o movimientos de la fibra o del vial. Estos sistemas de agitación

sirven para disminuir el efecto causado por la zona estática que se forma alrededor de la

fibra y que disminuye la velocidad de extracción, así como para compensar los bajos

coeficientes de difusión de las matrices líquidas [Pawliszyn 1997]. La agitación con barras

magnéticas agitadoras es la más frecuente aunque algunos autores han comparado los

diferentes modos de agitación y, según ellos, el más efectivo es la agitación por

ultrasonidos [Motlagh 1993, Gorecki 1996] pero tiene como inconveniente que debido a la

elevada cantidad de energia suministrada, se produce un calentamiento de la muestra

que puede provocar la degradación de los analitos [Pawliszyn 1997]. Como se puede

observar en las ecuaciones (1), (2) y (3) la eficacia de la extracción depende del

coeficiente de partición, Kfs, o de distribución, Kfs D, que es un parámetro característico

de cada pareja analito-fibra y que describe las propiedades del recubrimiento de la fibra y

su afinidadpara cada analito.

Procedimiento de la SPME En el proceso de SPME se pueden diferenciar principalmente dos etapas. Una primera

etapa de extracción en la que la fibra recubierta del sorbente se pone en contacto con la

muestra durante un tiempo y temperatura determinadas, de manera que se produce una

migración de los analitos desde la solución a la fibra hasta que se alcanza la situación de

equilibrio. Después de esta primera etapa, se realiza la desorción de los analitos retenidos

por la fibra.

Fig. 7 Esquema del uso de SPME Como se ha comentado, existen dos formas básicas de realizar la extracción en SPME:

extracción por inmersión directa o bien del espacio de cabeza. El modo de extracción HS-

SPME también permite proteger la fibra de estos compuestos de elevado peso molecular

u otras interferencias no volátiles. Además permite modificar la matriz de la muestra,

como por ejemplo variando el pH, sin dañar la fibra. Este modo de extracción es muy útil

para el análisis de muestras sólidas como sedimentos o alimentos [Pawliszyn 1997, Liu

2001] o muestras biológicas [Schimming 1999, Ulrich 2000] donde la interferencia de la

matriz es importante, pero está restringido a compuestos volátiles o semivolátiles. En la

Figura 8 se muestra una ilustración del proceso de SPME por inmersión y espacio de

cabeza.

El segundo paso es la desorción de los compuestos extraídos en el paso previo para su posterior análisis.

El primer paso es el muestreo.

El tercer paso es el análisis en el cromatógrafo de gases

Fig.8 Esquema del proceso de SPME-GC: (a) inmersión directa; (b) HS-SPME; (c)desorción

térmica en GC.

En lo que respecta a la etapa de desorción, ésta se realiza térmicamente (Fig. 7) o bien

por adición de un solvente orgánico, dependiendo de la técnica analítica que se utilizará a

continuación. Así, si la SPME se acopla a la GC, la desorción se realiza térmicamente,

[Muller 1999-Koziel 2001, Aguilar 1998-Song 1998, Schimming 1999] y si ésta se combina

con la HPLC, se lleva a cabo mediante el uso de un solvente orgánico y, en general,

utilizando una interfase [González-Toledo 2002, Wu 1999, Aranda 1998]. Aunque la

combinación de SPME con la GC es la que se ha utilizado más frecuentemente en las

aplicaciones de la SPME, también se han publicado algunos trabajos en los que la SPME

se usa combinada con HPLC.

SPME con fibras La forma más habitual de llevar a cabo la desorción de los analitos es térmicamente en el

inyector de un cromatógrafo de gases, como se puede ver en la Figura 8, de forma que al

aumentar la temperatura la afinidad de los compuestos por la fibra disminuye y los

analitos son introducidos en la columna analítica por el flujo del gas portador. En la

ecuación (4) se puede observar como disminuyen linealmente los coeficientes de partición

al aumentar la temperatura:

log Kfs=a (1/T)+b (4)

donde Kfs es el coeficiente de partición del analito entre la fibra y la muestra líquida, a y b

son dos constantes y T es la temperatura. Los puertos de inyección, generalmente los

inyectores split/splitless, de los cromatógrafos de gases son muy adecuados para llevar a

cabo la desorción de los analitos de la fibra [Pawliszyn 1997]. La fibra debe quedar

situada en el centro del inserto durante la desorción para que se produzca un

calentamiento rápido y reproducible [Pawliszyn 1997]. La desorción térmica es el modo

más sencillo de desorber los analitos de la fibra pero hay compuestos que son

térmicamente inestables o poco volátiles y por lo tanto no se pueden determinar

directamente mediante GC .En estos casos la combinación de la SPME con la HPLC es

más adecuada siendo necesario utilizar un disolvente orgánico para desorber los analitos.

Ésta se puede llevar a cabo en línea (on-line) o bien fuera de línea (off-line) con el sistema

cromatográfico [Pawliszyn 1999, Negrao 1998, Eisert 1997].

Tipos de fibras en SPME Actualmente hay fibras con diferentes recubrimientos de manera que la SPME puede

usarse para determinar un amplio grupo de compuestos. Los primeros recubrimientos

comercializados fueron los de polidimetilsiloxano (PDMS) y poliacrilato (PA) pero los tipos

de recubrimientos han ido aumentando progresivamente y actualmente cubren un amplio

conjunto de aplicaciones. En la Tabla 2 se muestran las fibras comercializadas por

Supelco.

Tabla 2 Fibras comercializadas por Supelco. 1 Fibras Stableflex: el recubrimiento está depositado sobre una fibra de sílice fundida flexible. 2 Longitud especial de 2 cm. 3 Extraído de la referencia (Pawliszyn 1999) Además de las fibras comerciales, algunos autores han fabricado otros recubrimientos

para aplicaciones más específicas, como por ejemplo los de carbón [Aranda2000,

Mangani1995], C8 [Popp 1999], C18 [Xia 2001], polipirrol [Wu 2000] o incluso fibras

recubiertas con polímetros de huella molecular (MIPs) [Koster 2001] de manera que se

consiguen fibras muy selectivas para un determinado compuesto.También se han

desarrollado recubrimientos que permiten la extracción de compuestos organometálicos o

compuestos inorgánicos [Wu 2000, Gbatu 1999] que son difícilmente extraídos con las

fibras comerciales. Generalmente, la naturaleza del analito determina la fibra a utilizar en

cada caso. En general, se utilizan recubrimientos polares como PA o carbowax (CW) para

analitos polares como fenoles y recubrimientos apolares como PDMS para analitos

apolares como PAHs o BTEX (benceno, tolueno, xileno y etilbenceno) [Pawliszyn 1999,

Pawliszyn 1997, Shirey 2000]. Las fibras de PDMS, que es un polímero líquido, son las

más utilizadas ya que fueron las primeras fibras introducidas para SPME. Estas fibras son

las más adecuadas para los analitos apolares aunque, en algunos casos, también pueden

ser usadas para la determinación de analitos con cierta polaridad. La afinidad de los

analitos por el PDMS puede ser estimada a partir de los tiempos de retención de los

compuestos en las columnas de PDMS ya que el polímero que compone las fibras de

PDMS y estas columnas capilares es básicamente el mismo [Pawliszyn 1997]. Las fibras

de PDMS se comercializan en diferentes espesores (100μm, 30 μm y 7 μm). En general,

se recomienda utilizar las fibras de mayor espesor, como la de 100 μm, para compuestos

con coeficientes de partición bajos y de poco espesor para los que presenten coeficientes

de partición elevados. La reducción del espesor de la fibra de 100 μm a 7 μm limita su

aplicación a un número más reducido de analitos pero permite trabajar a mayores

temperaturas, lo que extiende su aplicación a compuestos con temperaturas de ebullición

más elevadas [Pawliszyn 1997]. La extracción de los analitos de la muestra mediante las

fibras de PDMS se debe principalmente a un fenómeno de absorción [Gorecki 1999,

Shirey 2000] aunque algunos autores han indicado que la extracción de algunos analitos

(sobre todo si son muy apolares) puede realizarse vía adsorción ya que existe una cierta

competitividad entre ambos efectos [Baltussen 1999- Vaes 2000]. En la Figura 9 se

clasifican las fibras comerciales según si el proceso de extracción se produce

mayoritariamente por absorción o adsorción.

Fig. 9. Clasificación de las fibras de SPME según si la extracción se produce por absorción o

adsorción. Las fibras de PA, en cambio, son adecuadas para analitos polares y, aunque el

recubrimiento es un polímero sólido, su baja densidad hace que los analitos sean

absorbidos por la fibra al igual que en las fibras de PDMS [Pawliszyn 1999, Arthur 1990,

Gorecki 1999, Vaes 1996]. Sin embargo, los coeficientes de difusión de los analitos en las

fibras de PA son menores que los que poseen los analitos en las fibras de PDMS por lo

que en general los tiempos de extracción son mayores para los compuestos volátiles en el

espacio de cabeza [Arthur 1990]. Las fibras en las que se combina más de un polímero,

como por ejemplo las de PDMS/DVB o CW/DVB, son más adecuadas para la

determinación de analitos volátiles ya que a diferencia de las fibras de PDMS y PA, la

principal interacción entre la fibra y los analitos se produce por adsorción, ya que son

polímeros sólidos [Pawliszyn 1997, Gorecki 1999]. En general, en este tipo de fibras, los

coeficientes de distribución de los analitos son mayores que los que presentan las fibras

de PDMS. El principal inconveniente es el intervalo lineal dinámico, que es menor que en

las fibras de absorción, y los problemas de desplazamiento que presentan [Pawliszyn

1997]. En la Figura 10 se muestran unas reglas generales que pueden ser usadas para la

selección de la fibra más adecuada para cada aplicación en función de la polaridad y

volatilidad de los analitos.

Fig10. Guía de selección de las fibras de SPME [Pawliszyn 1997].

Variables que afectan al proceso de SPME El proceso de SPME se puede ver afectado por una serie de variables experimentales

que pueden ser modificadas para incrementar la eficacia del proceso de extracción. Como

se ha mencionado anteriormente, entre estas variables se encuentra la agitación de la

muestra, que incrementa la difusión de los analitos desde la matriz de la muestra a la fibra

o al espacio de cabeza por lo que se disminuye el tiempo requerido para llegar al

equilibrio. Otros parámetros importantes son el tiempo y la temperatura de extracción, así

como la modificación de las condiciones de la muestra, y los parámetros que afectan la

etapa de desorción. Estos últimos dependen de la técnica analítica que se utilice a

continuación para llevar a cabo la separación y cuantificación de los analitos. A

continuación se comentará como influyen cada uno de estos parámetros en el proceso de

SPME.

Etapa de absorción/adsorción Los parámetros que pueden afectar de alguna u otra forma el proceso de

absorción/adsorción son los siguientes: el tiempo y la temperatura de extracción, la

agitación de la muestra, el volumen de muestra así como las condiciones de la muestra

(pH, adición de sales o solventes orgánicos). El tiempo de extracción en SPME es un

parámetro muy importante a tener en cuenta. Al desarrollar un método analítico basado

en SPME se debe determinar el tiempo necesario para llegar al estado de equilibrio que

es característico de cada analito-fibra y intentar trabajar en esas condiciones. El tiempo de

equilibrio es aquél a partir del cual la cantidad de analito extraída se mantiene constante

[Pawliszyn 1997]. Sin embargo, para algunos compuestos el tiempo necesario para llegar

a esta situación es muy elevado por lo que generalmente se opta por trabajar en

condiciones de no equilibrio y se seleccionan tiempos de extracción inferiores para no

alargar el tiempo de análisis [Pawliszyn 1997, Eisert 1997, Eisert 1996]. En estos casos es

muy importante controlar estrictamente el tiempo de extracción ya que pequeñas

oscilaciones en la medida del tiempo pueden variar de forma considerable la cantidad de

analito extraída, tal y como se puede observar en la Figura 11 [Pawliszyn 1997].

Fig. 11 Efecto de la variación en la medida del tiempo de extracción en la cantidad de analito extraída [Pawliszyn 1997].

Otro parámetro importante es la temperatura de extracción. Este parámetro contribuye de

dos formas completamente opuestas en el proceso de SPME [Pawliszyn 1997]. Por un

lado, los coeficientes de difusión de los analitos en la muestra aumentan al incrementar la

temperatura, por lo que aumenta la cantidad de analito extraída. En HS-SPME, además,

al aumentar la temperatura aumenta la concentración de los analitos en el espacio de

cabeza por lo que la extracción es también más rápida. Por otro lado, un aumento de la

temperatura disminuye los coeficientes de distribución del analito entre la muestra y la

fibra por lo que la eficacia de la extracción se ve afectada negativamente. Para solucionar

este problema, Zhang et al. [Zhang 1995] diseñaron un dispositivo de SPME que permite

calentar la muestra y enfriar simultáneamente la fibra. En la Figura 12 semuestra un

esquema de este dispositivo.

Fig. 12 Dispositivo "Internally cooled SPME".

Este modo de extracción fue denominado "SPME enfriada internamente", Internally cooled

SPME, y está compuesto por un tubo de sílice fundida que está sellado y recubierto en

uno de los extremos (capilar externo) de forma que el CO2 líquido es transportado a

través del capilar interno hasta el extremo delcapilar externo que está recubierto con el

sorbente y que hace la función de la fibra de SPME. De esta forma se conseguía que la

fibra estuviera a una temperatura inferior a la de la muestra de forma que la capacidad de

la fibra aumentaba. Así, por ejemplo, estos autores obtuvieron recuperaciones cercanas al

100% para compuestos como tolueno, etilbenceno y xileno. Uno de los inconvenientes

que presenta este diseño es la disminución de la selectividad, de forma que no sólo los

analitos de interés son extraídos exhaustivamente sino también muchas de las

interferencias presentes en la muestra, al favorecer las condiciones de extracción

[Pawliszyn 1997, Zhang 1995]. La concentración de sal en la muestra y la modificación del

pH también pueden afectar al proceso de SPME. La presencia de sales, generalmente

NaCl aunque en algunos casos se han utilizado otras sales como Na2SO4, en la muestra

aumenta el coeficiente de distribución de los analitos que están presentes en forma no

ionizada por lo que la cantidad de analito extraída generalmente aumenta [Pawliszyn

1997]. Sin embargo, si los analitos están en forma ionizada, se observa una disminución

de la eficacia de la extracción. Esto se debe al aumento del coeficiente de actividad de las

especies iónicas al aumentar la fuerza iónica de la solución [Pawliszyn 1997]. En

consecuencia, el pH de la muestra es otro factor a tener en cuenta en la optimización del

proceso de SPME ya que los analitos deben estar siempre presentes en la muestra en su

forma neutra para su extracción. Por ejemplo, para que los analitos estén presentes en la

forma neutra, es recomendable trabajar a valores de pH al menos dos unidades por

debajo de el pKa si los analitos son ácidos. El volumen de muestra es otro parámetro a

tener en cuenta al desarrollar un método analítico basado en SPME [Pawliszyn 1997,

Górecki 1998]. Así, éste se debe seleccionar en función de los coeficientes de distribución

de los analitos, Kfs. Éstos pueden estimarse a partir de datos bibliográficos o bien

calcularse a partir de una serie de ecuaciones matemáticas [Pawliszyn 1997, Górecki

1998]. Como podía observarse en la ecuación (1) del apartado I.1.1., al aumentar el

volumen de la muestra, Vs, la cantidad de analito extraída, n, también aumenta pero si Vs

es significativamente más grande que el producto de Kfs y el volumen de la fibra, Vf, la

cantidad de analito extraída es independiente del volumen de muestra (ver ecuación (2)).

En la práctica, teniendo en cuenta un 5% de error se puedeasumir que [Pawliszyn 1997]:

Vs = 20 Kfs Vf (6)_ Esto implica que para compuestos con Kfs superiores a 200 y una fibra de 100 μm, es

suficiente un vial de 2 ml para conseguir la máxima sensibilidad mientras que viales de 40

ml pueden ser usados para compuestos con Kfs hasta 4000 [Pawliszyn 1997]. En

consecuencia, el uso de volúmenes de muestra mayores del volumen limitante no

afectará a la sensibilidad del método pero sí puede mejorar la precisión. Aunque en

general la presencia de solventes orgánicos en muestras acuosas disminuye la cantidad

de analito extraída ya que aumenta la solubilidad de los analitos en la muestra, en

algunas ocasiones el proceso de extracción puede verse favorecido [Krogh 1997] debido

a cambios en las interacciones entre la fibra y los analitos, o bien cuando se analizan

muestras sólidas ya que la presencia de agua o de un solvente orgánico puede ayudar a

la difusión de los analitos desde la matriz hasta la fibra [Eisert 1997, Zhang 1995].

Etapa de desorción Los parámetros que afectan a la etapa de desorción dependen del tipo de desorción

utilizado (térmica o por solvente orgánico). Si ésta se realiza térmicamente en un

cromatógrafo de gases, los parámetros a optimizar son la temperatura y el tiempo de

desorción. La temperatura se recomienda fijarla a la máxima temperatura de uso de la

fibra recomendada por el fabricante y el tiempo debe ser el adecuado para que la

desorción de los analitos de la fibra sea completa y no haya efecto memoria. Esto puede

suceder si el tiempo o la temperatura de desorción no son suficientes para la desorción

completa de los analitos [Pawliszyn 1997].

Objetivos

Objetivo General Evaluar los compuestos de sabor encapsulados en matrices de almidón modificado por medio de HS-SPME.

Objetivos particulares: 1.- Optimización de las condiciones para realizar la técnica SPME.

2.- Construcción de Curvas de Calibración para cuantificar compuesto aromático externo.

3.- Construcción de Curvas de Calibración para cuantificar compuesto aromático interno.

MÉTODOS Y MATERIALES Modificación de Almidón Hidrólisis Acida Se llevó a cabo antes de realizar las modificaciones químicas del almidón. Se preparó

una dispersión de almidón waxi (el cual es un almidón de maíz modificado

genéticamente con un alto rendimiento en amilopectina) al 40% de sólidos y a 4.5%

HCl de ácido clorhídrico, con respecto al almidón en base seca y a 45ºC de temperatura

en un baño de temperatura controlada durante 6 horas con 30 minutos en agitación

constante. Se ajustó el pH a 5 con NaOH al 10% y la dispersión de almidón fue

centrifugada a 6000 rpm por 10 minutos (Centrífuga IEC HN-5) . Se llevó a cabo un

lavado con agua destilada para eliminar el excedente de ácido. El almidón fue secado en

una estufa con circulación de aire a 45°C durante 24 horas, molido y pasado por malla 35.

Succinatación de Almidón

Se realizó de acuerdo al método descrito por Jeon y col. (2003), en suspensión acuosa. A

una dispersión al 35% de sólidos de almidón sometido a hidrólisis ácida se le adicionó

por goteo y en agitación, anhídrido octenil succinato (de grado reactivo marca Sigma-

Aldrich) en una proporción de 2mL/50 g de almidón en base seca, durante dos horas a un

pH constante de 8.5-9 Se mantuvieron las mismas condiciones durante un tiempo total de

6 horas. Posteriormente se ajustó el pH a 4.5 y la suspensión fue centrifugada para

eliminar residuos del reactivo. Se llevaron a cabo dos lavados con agua destilada. El

almidón succinatado fue secado a 45°C durante 24 horas, molido y cribado en una malla

de 250 por malla μm. (Figura 6).

Fig. 6 Diagrama de flujo de Succinatación de Almidón por el método convencional.

Producción de Microcápsulas Las microcápsulas fueron preparadas por el proceso de secado por aspersión en un

secador SD-Basic de LabPlant (Huddersfield, UK). Se prepararon emulsiones con 30% de

sólidos (p/p) del material de pared, (para ello se tamizó el almidón waxy succinatado en

malla 100, y luego en malla 200, hasta obtener tamaños de partícula menores a 0.149

mm) y una proporción de hexanal (98 % 100 ML Aldrich SG-115606) de 1:3 en un

homogenizador Ultra-Turrax T-25-SI (IKA Works, Cincinnati, OH), a 13,500 rpm por 5

minutos. La emulsión se mantuvo en agitación constante durante el secado. Las

condiciones de secado fueron las siguientes: temperatura del aire de entrada de 180ºC y

temperatura del aire de salida de 110ºC +/- 5ºC.

De la microencapsulación se obtuvieron 8 gr, a los cuales se les determinó la cantidad de

compuesto superficial y microencapsulado por medio de las técnicas tradicionales y

SPME.

Determinación del Compuesto Aromático Superficial Para cuantificar la cantidad de compuesto superficial se empleó la técnica Soxhlet,

usando como solvente éter de petróleo (CAS 8032-32-4). Se eligió el éter de petróleo (30-

65ºC) debido a que su punto de ebullición es mucho más bajo que el del hexanal,131º;

(CAS 66-25-1), teniendo así un amplio margen de separación en la extracción.

Se colocaron 2 g de muestra en un dedal que se cubrió con algodón. La destilación se

llevó a cabo durante 3 h. El matraz conteniendo el éter se colocó en un equipo de

extracción para soxhlet, y éste dentro de una campana de extracción de aire.

Determinación del Compuesto Aromático Total

El compuesto aromático total en las microcápsulas fue determinado utilizando un aparato

de Clevenger. La muestra en polvo (8 g) fue disuelta en 150 mL de agua. La suspensión

fue destilada durante 3 horas. El volumen de aceite recolectado en el brazo de la trampa

fue convertido a gramos multiplicado por la densidad del aceite.

Automatización en SPME-GC El desarrollo de métodos automáticos de análisis es una de las tendencias actuales que

presenta un mayor interés en la Química Analítica ya que permite reducir costes,

aumentar el número de muestras procesadas y la precisión del método [Pawliszyn 1999].

RESULTADOS

Los cuidados requeridos para el manejo de la técnica SPME son fácil de llevar a cabo, se

debe tener cuidado de no trabajar en un ambiente saturado de aromas ajenos a los que

se quieren de cuantificar, por lo que se debe lavar todo el material de vidrio que se

empleará, someterse a un horneado de 180ºC por 18 hr, y el material plástico a 110ºC por

8 hr.

Para la realización de las curvas de calibración se hicieron los siguientes cálculos (Tabla

4), se determinó medir 7 puntos, en los cuales se abarca desde la cantidad mínima

probable hasta la máxima de compuesto aromático microencapsulado. Esto se hizo tanto

para la cuantificación del compuesto aromático externo, como del total.

Número de 

Punto 

Valores a medir 

gr/100gr 

Cantidad de Hexanal que se debe agregar 

Dilución de Stock 

gr de la dilución 

Peak Area 1 Metanol

Peak Area 2 Hexanal 

1  0.01  0.00001  0.005 : 0.995  0.01  5092983  18157 2  0.05  0.00005  0.025 : 0.975  0.01  3134458  253640 3  0.15  0.00015  0.075 : 0.925  0.01  2135976  977857 4  0.3  0.0003  0.15 : 0.85  0.01  1381666  1694520 5  0.6  0.0006  0.3 : 0.7  0.01  1529779  5874319 6  1.6  0.0016  0.8 : 0.2  0.01  445163  13791149 7  2  0.002  1.0 : 00  0.01  271675  17400327 

Tabla 3 Cálculos para la preparación de diluciones a medir por medio de SPME

Se usó hexano (grado cromatográfico), para hacer las diluciones debido a que dio una

mejor separación de picos con respecto a otros solventes como el Xileno.

Los solventes se mantuvieron en un baño frío para evitar un cambio brusco de

temperatura y promover la volatilización. Se hizo una corrida con la muestra de waxy sola

y otra con la cantidad determinada de hexanal (0.01gr).

En teoría 0.1 gr de encapsulado con 0.3 gr/100 gr de hexanal superficial daría una señal

de un pico con área 330060, o sea, que 0.1 gr de waxy, con 0.0003gr de hexanal [0.3/100

(0.1g) ] debería dar un pico con área cercana a 330060.

Se tomó como referencia 0.3 gr porque fue la cantidad que se obtuvo de la evaluación de

microencapsulados de hexanal con las técnicas tradicionales:

Determinación del compuesto de sabor superficial= 0.3gr/100gr (Soxhlet)

Determinación del compuesto de sabor interno = 7.33gr/100gr (Clevenger)

Para esto, se varió la atenuación desde la máxima (0) hasta la mínima (-6), pues la señal

que se obtenía se salía de la escala del cromatograma. Se concluyó que debiese usarse 0

atenuación.

Obtención de las condiciones para realizar la técnica SPME.

1.- Se usaron las siguientes variables, para ver el efecto sobre la cantidad de

compuestos volátiles obtenidos a partir de una fibra SPME .

Temperatura 35 a 45°C

Tiempo 5 a 15 min

Tamaño de muestra 0.1, 0.5, 1, 2, 5 g

2.- Construcción de Curvas de Calibración (metodología de adición de estándar en matriz

real).

Se utiliza en muestras complejas donde los efectos de matriz son importantes.

Implica añadir uno o más incrementos de una solución estándar a una alicuota de

muestra

3.- Calibración con estándares internos múltiples.

Un estándar interno es una sustancia que se añade a todas las muestras en una

cantidad constante.

Los estándares internos múltiples al pertenecer al mismo grupo funcional se ven

afectados de la misma forma, de tal manera que comprobamos que los cambios

de matriz afectan de la misma manera, así comprobamos la variación entre waxy

y microcápsulas, con el uso de los estándares internos.

La calibración supone representar la razón entre la señal del analito y la del

estándar interno como una función de la concentración del analito.

Los estándares empleados fueron: heptanal, ácido heptanoico y heptanoato de

etilo.

La preparación de las soluciones stock tanto para waxy como para microcápsulas fue de la

siguiente manera:

1 gr primera dilución

1 gr segunda dilución

WAXY

0.02 gr heptanal  0.02 gr hexanal 0.96 gr hexano 

1 gr de solución Stock 

0.15 gr sln. stock  0.85 gr hexano

1 gr de solución Stock

0.1 gr primera dilución  0.9 gr hexano

1 gr primera dilución

1 gr segunda dilución

Con estas soluciones se hicieron corridas en el cromatógrafo de gases y se compararon,

para observar el comportamiento tanto del compuesto encapsulado como del estándar

interno.

Cromatogramas

MICROCÁPSULAS 

0.02 gr heptanal  0.98 gr hexano

1 gr de solución Stock 

0.15 gr sln. stock  0.85 gr hexano

1 gr de solución Stock

0.1 gr primera dilución 0.9 gr hexano

Waxy succinatado 0.1 gr, 0.01gr hexanal, heptanal, hexano.

Microcápsulas 0.1gr 35C 5min extacc 0atenuacion 0.01grstandar interno heptanal

A continuación se prepararon 50 gr de una solución de estándares internos que

contuviera :

Heptanal, Ácido Heptanoico y Heptanoato de Etilo con una concentración de 0.3 % cada

uno.

Para ello se pesaron 0.15 gr de cada uno de los estándares( total= 0.45 gr) y se

disolvieron con 49.55 gr de hexano (total= 50 gr de solución de estándar interno)

Se separaron 2.5 gr y se diluyeron en 25 gr de hexano, se almacenaron en 5 viales para

la fabricación de la curva de calibración (E.I.C.C.) y los gramos restantes se diluyeron al

50% en hexano para la cuantificación de las microcápsulas ( se obtuvieron 24 viales que

se cerraron sin headspace y servirán para la adición de los estándares internos –E.I-).

Se refrigeraron a una temperatura de 4ºC, aproximadamente. Es recomendable preparar

un día antes las soluciones y refrigerar, pues la temperatura afecta en demasía la

densidad de los componentes.

Para continuar con las cuantificaciones, se procedió a preparar la solución de compuestos

aromáticos, siguiendo los cálculos presentados en la tabla 1, de esta manera se

prepararon 3 gr de mezcla de compuestos aromáticos (C.C. punto 1, C.C. punto 2, etc)

La rampa de temperatura para hacer estas corridas quedo así:

RATE TEMPERATURA HOLD

0 60 0

5 160 0

30 200 0

CONDICIONES:

Tiempo total de corrida= 21.33 min.

Tamaño de la muestra= 0.1 gr waxy

Tiempo de extracción= 5 min

Temperatura de extracción= 35ºC

C.C.de cada punto = 0.01gr

Atenuación= 0

Cuando ya se tuvieron corridos estos puntos, se hicieron las corridas correspondientes a

la obtención de las curvas de calibración. Aquí se varió la rampa de temperaturas, debido

a que los picos salieron muy juntos y poco definidos.

RATE TEMPERATURA HOLD

0 40 0

20 160 0

40 230 2

CONDICIONES:

Tiempo total de corrida= 10 min.

Tamaño de la muestra= 0.1 gr waxy

Tiempo de extracción= 5 min

Temperatura de extracción= 35ºC

C.C.punto X = 0.0066 gr

E.I.C.C= 0.0066 gr

Atenuación= 0

Agitación: de cada uno de los viales antes de agregarse a la muestra

Almacenamiento viales de los C.C.de cada punto= en el refrigerador

Cada punto se hizo por triplicado y se emplearon micropipetas.

Pto.4a,b,c

Obtenidos los cromatogramas de cada uno de los puntos a evaluar, se procedió a integrar

las áreas y a realizar los cálculos para la obtención de las curvas de calibración.

4.- Tablas de concentración para curvas de calibración interno y externo.

Externo:

ÁREA DEL COMPUESTO /ÁREA E.I. HEXANAL/HEPTANAL  HEXANOATO/HEPTANOATO ÁC.HEXANOICO/ÁC.HEPTANOICO 

0.01586427  0.03304572  0.02550811 0.03478232 0.0370748 0.52238806 0.01535669  0.03304572  0.02345793 0.03478232 0.0370748 0.01636113 0.01518948  0.03304572  0.02370047 0.03478232 0.0370748 0.05396128 0.07856182  0.18484203  0.10516312 0.19455572 0.20737877 0.94427849 0.08254506  0.18484203  0.10895979 0.19455572 0.20737877 0.81830372 0.07916231  0.18484203  0.10019184 0.19455572 0.20737877 0.87810445 0.26020747  0.52231885  0.33024428 0.54976739 0.58600224 2.66489218 0.21643006  0.52231885  0.30452739 0.54976739 0.58600224 2.6571377 0.23732875  0.52231885  0.31768914 0.54976739 0.58600224 2.66150474 0.4813763  1.06650559  0.7130727 1.12255186 1.19653859 5.67165921 0.49090452  1.06650559  0.73116177 1.12255186 1.19653859 6.54506033 0.53974385  1.06650559  0.64303178 1.12255186 1.19653859 5.1232865 0.94411396  2.17204554  1.34204138 2.28618939 2.43687079 26.7225761 0.91853709  2.17204554  1.45239646 2.28618939 2.43687079 22.6730589 0.90055588  2.17204554  1.51263232 2.28618939 2.43687079 12.600902 2.59237827  5.67476113  3.10801649 5.97297729 6.3666527 72.6028658 2.30929641  5.67476113  3.10801649 5.97297729 6.3666527 32.6018453 2.33457037  5.67476113  3.10801649 5.97297729 6.3666527 32.6018453 3.01998875  7.08303414  3.84466359 7.45525691 7.94662849 65.9844226 3.74473176  7.08303414  4.43116646 7.45525691 7.94662849 74.236927 3.35937243  7.08303414  4.137915 7.45525691 7.94662849 82.4894319 

INDICE (CONCENTRACIÓN DEL COMPUESTO/CONCENTRACIÓN DEL E.I.) 

Hexanal  0.0330457221300059 

0.184842030135179 

0.52231885137076 

1.06650558856682 

2.17204554216189 

5.67476112691758 

7.08303414335489 

Hexanoato  

0.0347823183172525 

0.194555722077296 

0.549767394399991 

1.12255186080429 

2.28618939388965 

5.97297729231928 

7.45525690910643 

Ác. Hexanóico  

0.0370748003744789 

0.207378774811298 

0.586002238662372

1.19653859095056

2.43687078657629

6.36665269790809 

7.94662848877664

Podemos decir que Soxhlet y SPME son equiparables, y que SPME puede darnos

excelentes resultados.

Terminada esta fase 1, se inició la preparación de la segunda fase, donde el objetivo

general fue cuantificar la cantidad de compuesto aromático microencapsulado, por medio

de la fabricación de las curvas de.

Los objetivos específicos para esta fase fueron:

a) Abrir las microcápsulas:

-con agua

-sin agua

-con HCl 0.1 N, 0.5 N y 0.05 N

b) Determinar la temperatura òptima:

• 35ºC 

• 40ºC 

• 45ºC 

b) Determinar la cantidad de estándar interno que se debe agregar

c)Cálculos de diluciones

d)Construcción de curvas de calibración

Las condiciones que se establecieron después de checar las variables supuestas, fueron

las siguientes:

0.1gr microcáps

u-las

0.1 gr H2OD

hervida y fría

5 min extracción

35ºC

Agitación moderada

Dejar toda la corrida la fibra inserta

Comparar los cromatogramas para observar la diferencia en la cantidad de compuesto superficial y retenido

Microcápsulas diferentes mL de HCl 0.5N

0.1gr microcápsu‐

las 

5 min extracción 

35ºC 

Agitación moderada 

Dejar  toda  la  corrida  la  fibra inserta 

0.1gr microcápsu‐

las 

0.1  gr HCl  

5 min extracción 

35ºC 

Agitación moderada 

Dejar  toda  la  corrida  la  fibra inserta 

Microcápsulas sin agua y con agua

Microcápsulas con agitación

Microcápsulas diferentes atenuaciones

Microcápsulas diferentes gramajes

Resultados de la liberación con Agua y HCl SIN AGUA 

CON AGUA 0.1 mL 

HCl 0.5 N 0.1 mL  HCL 0.5 N 0.3 mL 

1a Agua fría 

20 min reposo 

1ª 20 min reposo

23 hr reposo a temp. 

Ambiente 

28hr reposo a temp. 

Ambiente 

1a 20 min reposo

20 min reposo 

2 

16 hr reposo 

24hr reposo 

gr Microcápsulas 

0.1026 

0.102 

0.1002 0.1019 

0.10170.1038 

0.1021 

0.1001 

0.1009 0.1013 0.1019 

0.1015 

gr Agua o HCL 

0 0.1179 

0.121 0.1034 

0.103 0.1438 

0.1056 

0.3034 

0.3031 0.2384 0.4523 

0.2693 

Área Hexanal 

3314 6423 

6575 6583 

6898  2716 13225286

4885  5522  2414  6182 

Área Succinat

o 3197 

4853 

4300 3858 

3869  2625 41873386 

3642  37190  1848  1008 

De esta tabla se concluye que la liberación con agua y HCl, no presenta diferencias, y sin

embargo, es mejor emplear agua, ya que así evitamos añadir a la columna ácido que la

puede dañar. Por consiguiente, la manera de provocar el rompimiento fue con agua.

El estándar interno se fabricará con metanol y los 3 estándares con una concentración

aproximada de 15:15:70 (heptanal, heptanoato, heptanoico), sin ningún solvente.

HEPTANAL 0.225 gr

HEPTANOATO DE ETILO 0.225 gr

ÁCIDO HEPTANOICO 1.05 gr

TOTAL 1.5 gr

TABLA PARA LA CUANTIFICACIÓN DEL COMPUESTO AROMÁTICO TOTAL 

Número de Punto 

Valores a medir gr/100gr 

Cantidad de 

compuesto que se debe 

agregar 

Cantidad (gr)de solución en 

metanol que se agregará al vial 

Cantidad (gr) de cada compuesto a agregar para preparar 1gr de solución total en metanol 

Cantidad (gr) del peso total de los 3 compuestos a agregar para 

preparar 1gr de solución total en 

metanol 

Cantidad de metanol a 

agregar para cada solución (1gr total) 

         0.08  Peso Teórico 

Hexanal 

Hexanoato 

Ac. Hexanoíc

o 

Peso Teórico 

Peso Real 

Peso Teórico 

Peso Real 

1  1  0.001     0.01250.0122  0.0119  0.0157 0.0375

0.0398  0.9625  0.958

2  1.5  0.0015    0.0187

5 0.0172  0.0215  0.022 

0.05625 

0.0607 

0.94375  0.95 

3  3.5  0.0035    0.0437

5  0.043 0.0431  0.04790.1312

5  0.134 0.8687

5 0.8875 

4  7  0.007     0.08750.0878  0.096  0.0942 0.2625 0.278  0.7375  0.735

5  10  0.01     0.125 0.1272  0.1283  0.1301 0.375 

0.3856  0.625 

0.6264 

6  15  0.015     0.18750.1866  0.1895  0.1831 0.5625

0.5592  0.4375 

0.4349 

7  20  0.02     0.25 0.2574  0.2501  0.2513 0.75 

0.7588  0.25 

0.2519 

Al momento de hacer las corridas se presentó el inconveniente de que la señal no podía

ser medida, pues los picos se salían de la escala, entonces, al tener 0 atenuación, y ya no

poder disminuirla, lo que se realizó fue un Split (manual, pues el equipo no lo tiene digital).

Para hacer efectivo el Split se tiene que modificar la presión porque un Split es derivar la

concentración de los volátiles en una parte hacia el exterior y la otra a detectarse; por lo

tanto, si la presión de aire es la misma, no va a tener fuerza para separar o derivar en

partes.

Así que, por esta razón se subió la presión a 8.5 (estaba en 7).

Se hicieron variaciones de ¼, 1/8, 3/8, 5/8, ½, 1 y también se combinó con presiones de

7, 6.5, 6.

Ahora las condiciones para establecer la extracción y cuantificación variaron, ya que se

pretendía romper las microcápsulas, así que el orden para pesar fue el siguiente:

1.- Pesar el waxy (o.1 gr)

2.- Agregar el E.I. (0.04 gr)

3.- Adicionar el agua (15 gr, previamente pesados)

4.-Agregar el punto a cuantificar (0.08gr)

La agitación a los viales antes de agregarse a la muestra, sigue vigente. Y la extracción

pasó de 5 min a 15 minutos, debido a que los ácidos no se estaban adhiriendo como

debiese; por su naturaleza tardan en adsorberse, aún cuando están presentes.

Los cromatogramas ofrecieron una variedad de resultados, pues en algunos los picos muy

bien definidos de la mayoría, excepto de los ácidos, pues la columna no es la más

recomendable para la detección de ácidos.

De la misma manera que se hicieron las corridas por triplicado para la obtención de las

curvas de calibración del compuesto aromático superficial, se corrieron aquí para la

cuantificación del compuesto total.

Punto 7 E.I. 15:15:70

Interno:

ÁREA DEL COMPUESTO /ÁREA E.I. 

HEXANAL/HEPTANAL  HEXANOATO /HEPTANOATO  ÁC. HEXANOICO/ÁC. HEPTANOICO0.07274848  0.12850647  0.13684482 0.13610583 0.23691356  0.028526270.09082043  0.12850647  0.23564269 0.13610583 0.40639981  0.028526270.07142672  0.12850647  0.13396284 0.13610583 0.02153433  0.028526270.17386335  0.20396573  0.23564269 0.21602745 0.12904775  0.045276950.13544362  0.20396573  0.28113516 0.21602745 0.14361866  0.045276950.11230414  0.20396573  0.2774668 0.21602745 0.30630594  0.045276950.24874878  0.42262176  0.43875042 0.44761393 1.32526127  0.0938149

0.231352  0.42262176  0.46023526 0.44761393 0.9002332  0.09381490.26799344  0.42262176  0.49839727 0.44761393 0.57657762  0.09381490.46162126  0.86725916  0.81155508 0.91854542 2.09195854  0.192516890.58294377  0.86725916  1.12632762 0.91854542 1.56596859  0.192516890.61755337  0.86725916  1.19767015 0.91854542 1.86008593  0.192516890.80572016  1.22755777  1.38804141 1.30015067 3.57132063  0.272497110.83473614  1.22755777  1.77902663 1.30015067 1.83011412  0.272497110.69353825  1.22755777  1.30641547 1.30015067 2.51290687  0.272497111.2756548  1.81226839  3.08755418 1.91943875 3.46130208  0.40229299

1.53593857  1.81226839  3.29073537 1.91943875 3.13634515  0.402292991.3704607  1.81226839  2.59052298 1.91943875 3.81427464  0.402292992.1863736  2.42257234  3.83046587 2.56583365 2.80037909  0.53777017

1.86722726  2.42257234  3.54022591 2.56583365 6.47088867  0.537770171.62553131  2.42257234  3.35590903 2.56583365 5.30156686  0.53777017

Se integraron las áreas de los picos, se hicieron los cálculos pertinentes y se obtuvieron

las curvas de calibración.

INDICE (CONCENTRACIÓN DEL COMPUESTO/CONCENTRACIÓN DEL E.I.) 

Hexanal   0.1285  0.2039  0.4226  0.8672  1.2275  1.8122  2.4225 Hexanoato   0.1361  0.2160  0.4476  0.9185  1.3001  1.9194  2.5658 

Ác. Hexanóico   0.0285  0.0452  0.0938  0.1925  0.2724  0.4022  0.5377 

IMPACTO

1. La microextracción en fase sólida es una alternativa válida a las técnicas utilizadas más

habitualmente para la cuantificación de diferentes compuestos aromáticos

microencápsulados.

2. La selección de la fibra más adecuada para cada aplicación es un parámetro muy

importante a tener en cuenta al desarrollar un método analítico basado en SPME.

Además, para mejorar la eficacia del proceso de SPME, se deben optimizar una serie de

parámetros que afectan las etapas de extracción (tiempo, temperatura, agitación) y

desorción (en este caso los parámetros dependen del instrumento analítico utilizado).

3. Podemos decir que Soxhlet, Clevenger y SPME son equiparables, y que SPME puede

darnos excelentes resultados.

4. La microextracción en fase sólida puede ser combinada muy fácilmente con la

cromatografía de gases de forma que la desorción se produce térmicamente en un

inyector split/splitless. De este modo, esta técnica de cuantificación no precisa del uso de

solventes orgánicos para llevar a cabo la extracción y la desorción de los analitos.

Las ventajas que presenta la SPME como técnica de cuantificación (o para otras

aplicaciones) la hacen una técnica muy atractiva para su utilización en diferentes ámbitos

de la Química Analítica.

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