Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal

Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida

experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

Johann Ricardo Baquero Parrado

Universidad Nacional de Colombia Facultad de Medicina

Departamento de Ciencias Fisiológicas Bogotá, D.C., Colombia

2015

Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida

experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

Johann Ricardo Baquero Parrado

Trabajo de investigación presentado como requisito parcial para optar al título de: Magíster en Fisiología

Director: MD, Esp, Luis Eduardo Cruz Martínez

Línea de Investigación: Fisiología de Sistemas

Grupo de Investigación:

Fisiología Aplicada al Cuidado Crítico

Universidad Nacional de Colombia Facultad de Medicina

Departamento de Ciencias Fisiológicas Bogotá DC, Colombia

2015

“Aun hoy estamos lejos de imaginar cuanto

dependemos del vasto mundo que ignoramos”

Gabriel García Márquez

La Proclama: por un país al alcance de los niños.

Informe de la misión de sabios: Colombia al filo de la oportunidad.

23 de julio de 1994

Agradecimientos

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colaboraron en la realización del trabajo. Si se incluye esta sección, deben aparecer los

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Resumen y Abstract IX

Resumen

Introducción: Durante la lactación del ternero puede alterarse el reflejo de cierre de la gotera esofágica conduciendo a acidosis ruminal por D-lactato con implicaciones fisiológicas importantes como alteraciones en el crecimiento, baja ganancia de peso y pérdidas económicas importantes. Objetivos: Evaluar el estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida experimentalmente. Hipótesis: La acidosis metabólica de origen ruminal, en terneros neonatos, puede ser diagnosticada igualmente por los métodos del modelo de Henderson-Hasselbalch y por los métodos del modelo de Iones Fuertes. Animales: 11 terneros neonatos, 2 controles y 9 casos con acidosis ruminal inducida experimentalmente. Métodos: T0 determinación de valores de base, T1 y T2 toma de muestras experimentales cada 5 horas (#2). Acidosis ruminal inducida experimentalmente simulando falla en el cierre de la gotera esofágica a través de aplicación de 2 Lts de lactorreemplazador via sonda oro-ruminal (Sprayfo Red® 1 kg + 8Lt de agua). Procesamiento de muestras de líquido ruminal y sangre. Determinación de pH en fluido ruminal y pH sanguíneo; HCO3

-, pCO2, Na+, K+, Cl-, L-lactato en muestras de sangre de vena yugular; Proteínas Plasmáticas Totales (PPT) por refractometría y D-lactato por espectrofotometría. La Diferencia de Iones Fuertes (DIF), Brecha Aniónica (AG), Brecha de Iones Fuertes (SIG) y la concentración total de ácidos débiles no volátiles [ATOT] fueron calculadas. Resultados: Todos los casos experimentales desarrollaron acidosis ruminal (pH < 6.5) y aumento del D-lactato sérico (> 3.96 mmol/L). Se presentó acidemia venosa en los casos solo en T2 (10 horas). El modelo Henderson-Hasselbalch (H-H) encontró 12 valores de acidosis metabólica (#2 HCO3

- <20 mmol/L, #4 BE< -2.5 mmol/L; #5 H+met (> +5 nM/L). El Anion Gap (AG) estuvo sobre el límite superior tanto en controles y casos en todos los tiempos (16.05 – 17.65 mEq/L). El modelo de Iones Fuertes Simplificado identificó 3 valores con DIF < 38.3 mEq/L, 17 valores con [ATOT] > 21mmol/L en casos y controles con mayor dispersión en los casos del T2 y un valor con [ATOT] <15.9 mmol/L.. La Brecha de Iones Fuertes (SIG) se mantuvo dentro de los rangos de referencia en controles y casos en todos los tiempos. Solo hubo correlación estadística significativa (p <0.01; r: -0.9048) entre pH venoso sanguíneo y [D-lactato]. En ninguna otra prueba hubo diferencias significativas. Conclusión y relevancia clínica: Las alteraciones de estado ácido-base continúan siendo un problema fisiológico de alta complejidad interpretativa por la variedad de interacciones fisiológicas y físico-químicas que lo produce. Las alteraciones ácido-base son difíciles de explicar en su curso y ajustes homeostáticos y no parece que un solo modelo deba ser utilizado en su abordaje e interpretación, siendo mejor interrelacionar los hallazgos de los diferentes abordajes para interpretar un estado clínico específico. Los dos abordajes de diagnóstico empleados en este estudio no son excluyentes. Palabras clave: Estado ácido-base; Acidosis D-láctica; Brecha de Iones Fuertes (SIG); Diferencia de Iones Fuertes (DIF); Hidrogenión Metabólico, Terneros.

X Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

Abstract

Background: During lactation the calf can be altered the the oesophageal groove réflex leading to D-Lactic ruminal acidosis with important physiological implications as impaired growth, low weight gain and significant economic losses. Objective: To assess the acid-base status in calves with experimentally induced ruminal acidosis. Hypothesis: The metabolic acidosis ruminal origin, in neonatal calves, can be also diagnosed by the metods of the Henderson-Hasselbalch approach and by the metods of Strong ion model.. La acidosis metabólica de origen ruminal, en terneros neonatos, puede ser diagnosticada igualmente por los métodos del modelo de Henderson-Hasselbalch y por los métodos del modelo de Stewart. Animals: Eleven newborn calves, two controls and nine cases with experimentally induced ruminal acidosis. Methods: T0 determination of baseline values, T1 and T2 of experimental samples taken every 5 hours (# 2). Experimentally induced ruminal acidosis simulating failure of the oesophageal groove reflex through intraruminal application of 2 Lts of milk replacer via a ruminal tube (Sprayfo Red® 1 kg + 8Lt water). Processing samples of ruminal fluid and blood. Determination of ruminal and blood pH; HCO3

-, pCO2, Na+, K+, Cl-, L-lactate blood samples from jugular vein; Total Plasma Protein (TPP) by refractometry and D-lactate by spectrophotometry. The Strong Ion Difference (SID), Anion Gap (AG), Strong Ion Gap (SIG) and total plasma concentration of nonvolatile weak acids (ATOT) were calculated. Results: All experimental cases developed ruminal acidosis (pH <6.5) and increased serum D-lactate (> 3.96 mmol / L). Venous acidemia appears in the cases only in T2 (10 hours) The Henderson-Hasselbach approach (HH) found 12 values or metabolic acidosis (#2 HCO3

- <20 mmol/L, #4 BE< -2.5 mmol/L; and #5 H+met (> +5 nM/L) ). The AG was above the upper limit in both cases and controls all times (16.05 - 17.65 mEq / L). The Simplified Strong Ion approach identified 3 values with SID < 38.3 mEq/L, 17 values con [ATOT] > 21mmol/L in both cases and controls with dispersion higher in cases at T2, and 1 value [ATOT] <15.9 mmol/L. The values SIG remained within the reference ranges in controls and cases in all times. Just there was statistically significant correlation (p <0.01; r: -0.9048) between venous blood pH and D-lactate concentration. Another test showed no significant differences. Conclusion and Clinical Relevance: The acid-base alterations remains a physiological problem of highly complex interpretation by the variety of physiological and physicalchemical interactions physicochemical that produces.The acid-base alterations are difficult to explain in his course and homeostatic adjustments and it seems that a single model should be used in their approach and interpretation, being better interrelate the findings of different approaches to interpret a specific medical condition. The two diagnostic approaches used in this study are not exclusive Keywords: Acid-base status, calves, D-lactic Acidosis, Strong Ion Gap (SIG), Strong Ion Difference, metabolic hydrogen.

Contenido XI

Contenido

Pág.

Resumen y Abstract ....................................................................................................... IX

Lista de figuras ............................................................................................................. XIII

Lista de tablas ............................................................................................................. XIV

Lista de Símbolos y abreviaturas ................................................................................ XV

Introducción .................................................................................................................... 1

1. Planteamiento del problema .................................................................................... 5

2. Objetivos ................................................................................................................... 7 2.1 Objetivo general ................................................................................................. 7 2.2 Objetivos específicos ......................................................................................... 7

3. Marco teórico: Equilibrio ácido-base en terneros neonatos ................................. 9 3.1 Reseña histórica de la evaluación del pH y estado ácido-base: ......................... 9 3.2 Modelos para la evaluación del estado ácido-base: .............................................. 10

3.2.1 Modelo de Henderson-Hasselbach: ............................................................... 10 3.2.2 Modelo de Iones fuertes .................................................................................. 11 3.2.3 Modelo de Iones Fuertes Simplificado: .......................................................... 15

3.3 Otros parámetros de evaluación: .......................................................................... 16 3.3.1 Base exceso (EB): ........................................................................................... 16 3.3.2 Bicarbonato (HCO3

-) estándar: ........................................................................ 17 3.3.3 Brecha aniónica (Anion Gap -AG-) .................................................................. 17 3.3.4 Brecha de Iones Fuertes (Strong Ion Gap – SIG-) ........................................... 18 3.3.5 Hidrogeniones metabólicos (H+met): ............................................................... 19

3.4 Acidosis metabólica en terneros neonatos: .......................................................... 20 3.5 Disfunción de la gotera esofágica ......................................................................... 23 3.6 Ácido D-láctico: .................................................................................................... 25

3.6.1 Producción y absorción de D-lactato en terneros neonatos ............................ 26 3.6.2 Acidosis metabólica sin síndrome de deshidratación en terneros neonatos .... 26 3.6.3 Metabolismo del D- lactato en terneros neonatos ............................................ 27 3.6.4 Alteraciones del comportamiento del ternero con acidosis metabólica ........... 27 3.6.5 Métodos de medición del D-lactato: ................................................................. 28

4. Hipótesis ................................................................................................................. 29

XIV

XII Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

5. Metodología ................................................................................................................31

5.1 Tipo de estudio ...................................................................................................... 31 5.2 Análisis estadístico ................................................................................................ 31 5.3 Población............................................................................................................... 31 5.4 Criterios de inclusión y exclusión ........................................................................... 32 5.5 Consideraciones éticas .......................................................................................... 32 5.6 Protocolo del estudio ............................................................................................. 32 5.7 Flujograma del experimento .................................................................................. 39 5.8. Manejo de muestras ............................................................................................. 40

5.8.1 Fluido ruminal ..................................................................................................40 5.8.2 Sangre venosa: ................................................................................................40

5.9. Variables de medición: ......................................................................................... 41 5.10. Cálculos ácido-base ........................................................................................... 42 5.11 Clasificación de las alteraciones ácido-base ........................................................ 43

6. Resultados..................................................................................................................45

7. Discusión ....................................................................................................................57

Anexos ............................................................................................................................65

Bibliografía .....................................................................................................................77

Contenido XIII

Lista de figuras

Pág.

Figura 1: Desarrollo de los compartimientos del estómago de los rumiantes y recorrido de la leche por gotera esofágica.. ................................................................................... 24 Figura 2: Estimación de recorrido de la sonda desde la boca hasta el rumen……....34 Figura 3: Inserción de sonda oro-ruminal...................................... ................................. 34 Figura 4: Líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal.................................... 35 Figura 5: Medición pH líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal antes de administración de leche en rumen.. ................................................................................ 35 Figura 6: Obtención de muestra de sangre venosa (vena yugular externa)... ................ 36 Figura 7: Medición pH sanguíneo venoso. ..................................................................... 36 Figura 8: Administración de lacto-reemplazador vía oro-uminal…………………………. 37 Figura 9: Medición pH líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal posterior a la administración de lactorreemplazador en rumen 2.. ....................................................... 37 Figura 10: Medición de D-lactato por espectrofotometría………….................................38 Figura 11: Gráfico de dispersión de valores de pH ruminal en grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2.......................................................................................................46 Figura 12: Gráfico de cajas y bigotes de valores de concentración de D-lactato sérico en grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2. …………………………………….…. 48 Figura 13: Gráfico de cajas y bigotes de valores de pH sanguíneo venoso obtenidos de vena yugular externa en grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2.. ...................49 Figura 14: Gráfico de cajas y bigotes de valores hidrogeniones metabólicos en grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2…………………………………………………... 51

Contenido XIV

Lista de tablas

Pág.

Tabla 1: Valores de pH sanguíneo según diferentes referencias bibliográficas ....... ¡Error! Marcador no definido.11

No se encuentran elementos de tabla de ilustraciones. Tabla 3: Clasificación de las alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-Hasselbalch (H-H), Modelo Simplificado de Iones Fuertes e Hidrogeniones Metabólicos...….………………………………………………………………………………¡Error! Marcador no definido. 43 No se encuentran elementos de tabla de ilustraciones. Tabla 5: Valores (promedio y desviación estándar) de T°, FC y FR en animales de los grupos control y casos en tiempo cero (T0), tiempo uno (T1) y tiempo dos (T2).¡Error! Marcador no definido..............46 Tabla 6: Valores (promedio y desviación estándar) de pH ruminal, concentración sérica de L-lactato y D-lactato en animales de los grupos control y grupo de casos en T0, T1 y T2……………………………………………………………………....................47 Tabla 7: Valores (promedio y desviación estándar) de pH sanguíneo venoso, bicarbonato estándar, exceso de base, AG, DIF3 o medida, [ATOT] y Brecha de Iones Fuertes (SIG) en grupos control y casos en T0, T1 y T2…………………………….......................................50

Tabla 8: Resultados de alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T0...............................53 Tabla 9: Resultados de alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T1…………………......54 Tabla 10: Resultados de alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T0...............................55 Tabla 11: Resultados de alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-

Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes 0……………………..............55

Contenido XV

Lista de abreviaturas

Símbolo Término % Porcentaje ± mas o menos °C Grados centígrados o Celsius A- base AG Brecha aniónica (Anion Gap) ATOT Concentración de iones buffer no volátiles (Ácidos

débiles/proteínas) ATP Adenosin 5’-trifosfato BE Base exceso ß-OH Betahidroxibutirato C3H5O3 Lactato Ca++ Calcio Cl- Cloruro CO2 Dióxido de Carbono Gr Gramo g/L gramos por litro DIF+ Diferencia de Iones Fuertes DIFa Diferencia de iones fuertes aparente DIFe Diferencia de iones fuertes efectiva HA ácido débil h Hora H+ Ion hidrógeno (proton) H2CO3 Ácido Carbónico H2O Agua Hb Hemoglobina HCO3

- Bicarbonato mm Hg Milímetros de mercurio IM Intramuscular IV Intravenosa IU Unidades Internacionales K+ Potasio K’w Equilibrio de disociación del agua Ka [HA] Equilibrio de disociación de ácido débil Kc ×PCO2

Equilibrio Dióxido de Carbono-Bicarbonato

K3 Constante de disociación de equilibrio aparente del bicarbonato kg Kilogramo L Litro lpm Latidos por minuto m Metro Mg+2 Magnesio

XVI Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

msnm metros sobre el nivel del mar MCT-1 Tranportador Mono-carboxilico-1 Mg Milligramo mEq/L Miliequivalente por Litro min Minuto Ml Mililitro mol Mol mmol Millimol mmol/L millimol por litro Na+ Sodio NaCl Cloruro de sodio NAD Dinucleótido Adenin-Nicotinamida NADH Dinucleótido Adenin-Nicotinamida forma reducida NaHCO3 Bicarbonato de sodio Nm Nanómetro PaCO2 Presión arterial de dióxido de carbono PPT Proteínas plasmáticas totales PCO2 Presión Parcial de Dióxido de Carbono pH logaritmo negativo de iones hidrógeno en base 10 pK1 logaritmo de una constante de disociación PO2 Presión Parcial de Oxígeno Valor-P Probabilidad de significancia R Coeficiente de correlación Rpm Respiraciones por minuto

S factor de solubilidad del CO2 en el plasma (convierte PCO2 en moles/L)

Sd Desviación Estándar Se Error Estándar SIG Brecha de Ion (Fuerte Strong Ion Gap) T° Temperatura TCO2 Dióxido de Carbono Total T0 Tiempo 0 T1 Tiempo 1 T2 Tiempo 2 Μ Micro Μg Microgramo

Introducción

Arrhenius en 1887 prueba que las sales y ácidos disueltos están ionizados en solución.

Henderson en 1908 descubrió el poder amortiguador buffer (tampón) del CO2 y aplicó la

ley de acción de masas: K = [H+] [HCO3-] / [SCO2] donde SCO2 = CO2 disuelto). En 1909

Sorensen propuso la teminología pH (poder del hidrógeno) y además fabricó el electrodo

de hidrógeno para uso en ciencias biológicas. Posteriormente Hasselbach en 1916 usa

la terminología de Sorensen para expresar la ecuación de Henderson en la conocida

forma logarítmica: pH = pK + log(HCO3-/dCO2), conocida como ecuación de Henderson-

Hasselbalch (Henry y Zenozan, 2001).

Posteriormente en 1928 Van Slyke estudia la carga neta de las proteínas plasmáticas y

su papel para neutralizar o fijar cantidades de álcalis (comportamiento de ácido débil de

las proteínas) (Van Slyke, 1928) y dibuja un diagrama de titulación utilizando como ejes

pH y miliequivalentes de proteína, precursores de los conceptos de base buffer. Singer y

Hastings en 1948 advierten que la práctica de mirar solo el CO2 y el HCO3- podía llevar a

diagnósticos erróneos y sobre la base de diagramas iónicos del plasma humano,

eritrocitos y sangre completa proponen el término Base Buffer (BB+): BB+= HCO3- + (P-)

que involucra la cuantificación de la capacidad amortiguadora de las proteínas. En

resumen concluyen que se requieren por lo menos cinco factores para una descripción

adecuada del balance ácido-base: el hematocrito, la PCO2, el HCO3- , el pH plasmático,

la concentración de base buffer y la CO2 total.

Poul Astrup en 1952 derivó el HCO3- por interpolación sobre un gráfico de log (PCO2):pH.

Las mediciones del pH estaban elaboradas a niveles ya establecidos de PCO2. De esta

forma introduce el término el Bicarbonato Estándar como el nivel de bicarbonato a una

PCO2 = 40 mmHg a 37°C, indica que cualquier desviación de su valor normal

representaría solamente las alteraciones metabólicas del estado ácido-base (Astrup et al,

1961). Luego Astrup desarrolló el concepto de Exceso de Base calculando los

miliequivalentes de base o ácido necesarios para titular la sangre a un valor estándar de

2 Introducción

bicarbonato. Ole Siggaard-Andersen en 1962 publicó el nomograma ácido-baseutilizando

en su cálculo el eje log(PCO2): pH, y por interpolación calculó el PCO2, el bicarbonato

estandar y el Exceso de Base midiendo el pH a niveles conocidos de PCO2 (Siggard-

Andersen, 1966). En 1977 Emmet y Narins desarrollan el concepto del anion gap a partir

de la determinación de los aniones fuertes y cationes fuertes no medidos en el plasma y

asi discriminar las posibles causas de la acidosis metabólica en contextos clínicos

(Emmet y Narins, 1977).

A lo largo de cien años desde la mitad del siglo XIX hasta a mitad del siglo X los trabajos

en la química, bioquímica y biofísica de los seres vivos generaron un cuerpo conceptual

de naturaleza experimental que consolidó un modelo empírico de naturaleza matemática

que dio una explicación científica a un conjunto relacionado de observaciones y

experimentos y es lo que representa como modelo de comprensión ácido-base la teoría

o modelo de Henderson–Hasselbalch. Esta a su vez contiene varios métodos que

describen, interpretan e intentan explicar los cambios ácido-base, particularmente el

componente metabólico, a través de la Base Exceso y los Hidrogeniones metabólicos, lo

cual es el objeto de comparación en el presente trabajo.

Para principios de los años ochentas Peter Stewart desarrolló un modelo diferente que

intenta explicar de manera cuantitativa y analítica el comportamiento de la concentración

del ión hidrógeno en los líquidos corporales basado en la fisicoquímica de las soluciones

iónicas. Más precisamente se basa sobre la ley de conservación de masas, la

electroneutralidad y la disociación de electrolitos sosteniendo que el pH es dependiente

de tres variables; la DIF, la PCO2 y la concentración de ácidos débiles no volátiles (ATOT).

Según este modelo son estas tres variables las que ejercen efecto sobre la disociación

del agua cambiando la concentración de [OH-] o [H+] (Kellum y Elbers, 2009). En 1997

Peter Constable modifica la ecuación de Stewart, a ésta se denomina ―Modelo

Simplificado de Iones Fuertes y propone que los fosfatos, grupo α-amino de las

proteínas, grupo imidazol de las proteínas y el citrato son los principales componentes de

ATOT de Stewart (Constable, 1997).

Las enfermedades gastrointestinales en terneros neonatos tienen una alta tasa de

mortalidad, su estudio ha permitido identificar la influencia del ácido D-láctico como

producto importante durante la enfermedad. Este estudio utiliza el modelo experimental

de acidosis ruminal para comparar los dos métodos derivados del modelo de

Introducción 3

Henderson-Hasselbalch (Exceso de Base e Hidrogeniones metabólicos) frente a los dos

métodos derivados del Modelo Simplificado de Iones Fuertes (DIF y ATOT) utilizados para

diagnosticar el componente metabólico del estado ácido-base. Adicionalmente se midió

la concentración de ácido D-láctico, se evaluó la brecha aniónica (anion gap; AG por sus

siglas en inglés) y la brecha de iones fuertes (Strong Ion Gap: SIG por sus siglas en

inglés) buscando una regresión linear para estimar la concentración de ácido D-láctico.

1. Planteamiento del problema

Los capítulos son las principales divisiones del documento. En estos, se desarrolla el

Algunos terneros durante las horas iniciales postnatales experimentan disturbios del

estado ácido-base producto principalmente en casos de distocia (Szenci et al., 1982;

Szenci y Taverne, 1988; Besser et al., 1990), diarrea neonatal indiferenciada (Groutides y

Michell, 1990) y en la ―ingestión ruminal de leche‖ que conducen a acidosis metabólica

(Gentile et al, 2004). Dirr en 1988 (Dirr 1988 citado por Lorenz y Gentile, 2014) descubrió

que la falla en el reflejo de la gotera esofágica puede ocurrir como una complicación de

varias enfermedades primarias particularmente en terneros de lechería con diarrea

neonatal alimentados artificialmente. Tal estudio encontró que el 17% de 408 animales

en total que habían sido hospitalizados por diferentes enfermedades mostraban signos

clínicos y cambios en el fluido ruminal indicando falla en el reflejo de la gotera esofágica.

Las alteraciones de la alimentación en terneros alteran las tasas de crecimiento y

ganancia de peso. En 1988 se demuestra la falla en el ―Reflejo de la Gotera Esofágica‖.

17% de los terneros hospitalizados mostraban signos clínicos y acidosis ruminal (Dirr,

1988). En Colombia, Betancur-Yordan-Cruz en 2015 reportan acidosis metabólica en

terneros diarreicos (Montería). Así mismo se reporta que acá en En Colombia se reporta

que el timpanismo y diarrea presentan morbilidad de 7% y 45% respectivamente en

terneros < 4 semanas de edad con mortalidad del 21% y 17% respectivamente (Mejía y

Oliver, 2004). Entre los factores predisponentes a la presentación de ―ingestión ruminal

de leche‖ se encuentran: los cambios bruscos en las prácticas de manejo del ternero,

sustituto lácteo de inapropiada calidad, el suministro de la leche desde un balde y la

diarrea neonatal. Tal patología conduce a pérdidas económicas debido a disminución en

la tasa de ganancia de peso y retraso en el crecimiento (Dirksen, 2005). Se produce

acidosis láctica (D-lactato) por la acidosis ruminal ante la falla en el reflejo de la gotera

esofágica. Al parecer es la microflora (bacterias, protozoarios) la que produce ácido L-

láctico y D-láctico en enfermedades gastrointestinales en terneros neonatos.

6 Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal inducida experimentalmente: Aplicación de dos modelos de diagnóstico

La identificación de las alteraciones electrolíticas y ácido-base se puede realizar a través

de diferentes modelos de diagnóstico. El mas antiguo y utilizado es el modelo de

Henderson-Hasselbalch (HH), basado en los principios físico-químicos que utilizan los

sistemas buffers y principalmente el de CO2/HCO3-. Una mejora en este modelo involucró

el análisis de los electrolitos séricos denominado brecha aniónica (Anion Gap = AG). A

partir de los años 1980s Peter Stewart planteó un modelo basado en el equilibrio iónico y

físicoquímico de las soluciones electrolíticas que se denomina teoría de la diferencia de

iones fuertes (DIF). De este último se han derivado análisis que introducen la brecha de

ion fuerte (Strong Ion Gap= SIG) y el papel de las proteínas como explicativas del estado

ácido-base.

La observación y el análisis del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal

inducida experimentalmente, utilizando los diferentes modelos diagnósticos pudieran

orientar la comprensión de los disturbios ácido-base.

Esta investigación se propone responder la pregunta: cuál abordaje del estado ácido-

base puede diagnosticar más acidosis metabólicas de origen ruminal?.

2. Objetivos

2.1 Objetivo general

Comparar dos modelos de análisis ácido-base en su capacidad de diagnosticar acidosis

metabólica en terneros neonatos por acidosis ruminal inducida experimentalmente.

2.2 Objetivos específicos

Diagnosticar las alteraciones acido-base en terneros con acidosis acidosis ruminal

inducida experimentalmente usando el modelo de Henderson-Hasselbalch y el

Modelo Simplificado de Iones Fuertes.

Diagnosticar las alteraciones acido-base en terneros con acidosis acidosis ruminal

inducida experimentalmente usando el modelo de Henderson-Hasselbalch y el

Modelo Simplificado de Iones Fuertes.

Determinar la brecha aniónica y la brecha de ion fuerte en terneros con acidosis

acidosis ruminal.

Determinar la corelación entre la concentración sérica de D-lactato y la brecha

aniónica y la brecha de ion fuerte en terneros con acidosis acidosis ruminal.

Cuantificar la concentración plasmática de D-lactato en terneros con acidosis ruminal.

3. Marco teórico: Equilibrio ácido-base en terneros neonatos

3.1 Reseña histórica de la evaluación del pH y estado ácido-base:

El sueco Svante August Arrenius (físico y luego químico) en 1887 definió como ácido: la

sustancia que al agregarla en una solución aumenta la concentración de iones hidrógeno.

Lawrence Henderson desarrolló en 1908 a partir de la reacción de ionización de un ácido

débil y de la ley de acción de masas la relevancia de la relación ácido carbónico (H2CO3)

y del bicarbonato de sodio (NaHCO3-) frente a la neutralidad en la sangre. Luego, Sören

Peter Lauritz Sörensen en 1909 introdujo el término de pH (del latin ―Pondus

hydrogennii‖) = poder, el poder del hidrógeno) y expresa la concentración de iones

hidrógeno como el logaritmo negativo en base 10. Hasselbach transformó la ecuación de

Henderson en su expresión logarítmica surgiendo así la ecuación de Henderson-

Hasselbach (1916). Después en 1923 Johannes Nicolaus Bronstead y Thomas Martin

Lowry proponen otra nueva definición de ácido sugiriendo que es una sustancia que dona

iones hidrógeno en solución (teoría de Bronstead-Lowry).

Luego en 1948 Singer y Hastings postulan el concepto de base buffer para definir a la

suma del HCO3- más los amortiguadores ácidos débiles no volátiles teniendo en cuenta

la electroneutralidad y que los aniones se comportan como ácidos (Singer y Hastings,

1948). En 1960 Paul Astrup y Ole Siggaard-Andersen proponen la definición de ―base

exceso‖ como la cantidad de ácido ó base fuerte necesaria para titular la sangre a un

valor de pH de 7,40 a una temperatura de 37ºC y a una pCO2 de 40 mmHg. En 1970 se

usa el concepto de anion gap intentando identificar la etiología de la acidosis metabólica.

Peter Stewart en 1982 propone un modelo físico-químico basado en la electroneutralidad

y la ley de la conservación de la masa. Este abordaje sostiene que el pH plasmático está

determinado por tres variables independientes: la Diferencia de iones fuertes; la PCO2 y


la concentración total plasmática de iones buffer no volátiles (albúmina, globulina y

fosfato inorgánico). Luego Figge y colaboradores en 1991 determinan que los fosfatos y

las proteínas tienen un efecto sobre el pH sanguíneo que el modelo de Henderson-

Hasselbach no tiene en cuenta en su ecuación. Por último, existe una adecuación del

enfoque fisicoquímico de Stewart (1983) denominado modelo de iones fuertes

simplificado (Constable, 1997a) el cual sostiene que todos los componentes plasmáticos

actúan como iones fuertes (DIF+), iones buffer volátiles (HCO3-) o iones buffer no volátiles

(A-).

3.2 Modelos para la evaluación del estado ácido-base:

3.2.1 Modelo de Henderson-Hasselbach:

Este modelo considera según su ecuación al equilibrio ácido-base en términos de pH

(Siggaard-Andersen y Fogh-Andersen, 1995) y asume que los cambios en la

concentración de bicarbonato conducen directamente a cambios en el pH. Dado que el

pH es el logaritmo negativo de [H+], la ecuación de Henderson – Hasselbach (H-H) es

expresada como: pH= Pk1+log [HCO3-]/S x PCO2, donde (pK1) es el logaritmo de una

constante de disociación, y (S) es un factor de solubilidad que convierte la PCO2 en

moles/L en la ecuación 1 (Michell et al., 1991). La Ecuación de Henderson – Hasselbalch

usa: el pH como parámetro general del estado ácido-base, la PCO2 como medición

independiente del componente respiratorio del balance ácido-base y el bicarbonato como

medición independiente del componente no respiratorio (metabólico) del estado ácido-

base. De esta forma el modelo de Henderson-Hasselbalch caracteriza 4 disturbios

primarios del estado ácido-base:

Acidosis respiratoria (pH disminuido, PaCO2 incrementada),

Alcalosis respiratoria (pH aumentado, PaCO2 reducida),

Acidosis metabólica (Base Exceso ↓, Hidrogeniones metabólicos ↑)

Alcalosis metabólica (Base Exceso ↑, Hidrogeniones metabólicos ↓)

Este modelo asume que matemáticamente existe una relación causa-efecto entre el

bicarbonato y el hidrógeno (H+). Desde esta perspectiva la causa de la acidosis

metabólica estaría en una reducción de la capacidad tampón del bicarbonato con lo que

el H+ libre (no tamponado) reduce el pH. Sin embargo, este modelo no explica el efecto

Marco teórico: Equilibrio ácido-base en terneros neonatos 11

de la concentración de las proteínas plasmáticas totales sobre el equilibrio ácido-base

(Wilkes, 1998) pues en terneros diarreicos se ha evidenciado que la pérdida de agua y la

deshidratación contribuyen a la acidemia por incremento total de la concentración de

proteínas plasmáticas totales [PPT] (Constable et al., 2005). En medicina humana se ha

reportado que el exceso de base disminuye 2,9 mEq/L por cada incremento de 1 gr por

decilitro en la [PPT] (Figge et al. 1991). Se encuentra en la literatura diferentes valores de

pH sanguíneo los cuales van a depender de la edad, dieta, aptitud (carne, leche) entre

otros según diferentes referencias (Tabla 1):

Tabla 1: Valores de pH sanguíneo según diferentes referencias bibliográficas.

Valor pH Referencia

7.31-7.53 Kaneko et al, 2008

7.35 – 7.50 Radostitis et al, 2007

7.274 – 7.438 Roussel et al, 1998.

7.36 – 7.44 Fürll 2005

7.35 – 7.50 Benjamin 1991

3.2.2 Modelo de Iones fuertes

El segundo modelo, de iones fuertes de Stewart, se basa en la ley de conservación de

masas, la electroneutralidad y la disociación de electrolitos. Supone que las

concentraciones de H+ y HCO3- son dependientes de las concentraciones de las variables

independientes o primarias; es decir: PCO2, ácidos débiles totales o proteínas y iones

fuertes (Stewart, 1983) dado que en los fluidos biológicos los electrolitos fuertes como el

sodio (Na+), el potasio (K+) y el cloro (Cl-) están completamente disociados y su constante

de disociación (K) es ignorada por estar completamente disociados; mientras que los

electrolitos débiles como las proteínas, agua y dióxido de carbono (CO2) se disocian ó

ionizan parcialmente (Stewart, 1983).

3.2.2.1 Variables dependientes:

Las variables dependientes corresponden a: pH, Bicarbonato, [CO32–] y Iones débiles.

Así, la DIF influye de forma independiente la disociación del agua vía electroneutralidad y

la conservación de masa (si los otros factores como PCO2, albumina y fosfato

permanecen constantes).


3.2.2.2 Variables independientes:

3.2.2.2.1 PCO2: H2O + CO2 ↔H2CO3 ↔ H+ + HCO3-

La presión arterial de dióxido de carbono (PaCO2) expresa la concentración de CO2 en el

aire alveolar requerida para el equilibrio entre la producción de CO2 (metabolismo) y la

eliminación de CO2 (ventilación). Los terneros recién nacidos (una hora de edad)

muestran valores en gases arteriales asi: pH entre 7,25 y 7,35; pCO2 entre 45,13 y 55,67

mmHg y entre 20,74 y 26,30 mEq/L de HCO3- (Adams et al, 1991). Para realizar

interpretaciones válidas de las alteraciones ácido-base de posible origen metabólico es

apropiada la sangre venosa (Carlson 1989), mientras que la sangre arterial es adecuada

para valorar los parámetros respiratorios (PaO2, PaCO2, ó CO2 total) (Kasari, 1999; Bleul

et al, 2007).

3.2.2.2.2 Concentración de iones buffer no volátiles (Ácidos

débiles/proteínas):

[ATOT] ↔ A- + AH. Un ácido débil es una sustancia que está parcialmente disociada en el

agua. [ATOT] es igual a la suma de todos los ácidos débiles en el plasma. La reacción de

disociación general para un par conjugado de un ácido débil (HA) y una base (A-) es: HA

↔ H+ + A- .Y en estado de equilibrio es posible calcular una constante de disociación (Ka)

para ácido a partir de la ley de acción de masa: Ka= [H+] + [A-].

3.2.2.2.3 Diferencia de iones Fuertes

(DIF): La diferencia de cargas entre cationes fuertes y aniones fuertes completamente

disociados en el plasma es estimada así: ([Na+] + [K+] + [Ca+2] + [Mg+2]) - ([Cl-] + [otros

aniones fuertes: A]) = 44 mEq/l en plasma en terneros (Constable y Staempfli, 2004), y

40 mEq/L aproximadamente en rumiantes adultos (Staempfli, 2005). Este exceso de

cargas positivas es denominado Diferencia de Iones Fuertes (DIF) (Stewart, 1983) y está

siempre balanceado por una cantidad igual de ―base buffer‖, principalmente, fosfato,

albúmina y HCO3-. Así la suma de todos los cationes fuertes y todos los aniones fuertes

determina la diferencia de iones fuertes aparente (DIFa) y este resultado arrojaría un

valor positivo, basándose en el principio de electroneutralidad. El faltante de cargas

negativas proviene del PCO2 y de los ácidos débiles, Esto arroja el DIF efectivo (DIFe) y

así al restar el DIF efectivo (DIFe) del DIF aparente (DIFa) se obtiene la brecha de iones


fuertes (Strong Ion Gap).

DIF aparente (DIFa) = (Na + Mg + Ca + K) - (Cl + lactato)

DIF efectivo (DIFe) = HCO3 + ATOT

Brecha de iones fuertes (SIG) = DIFa -DIFe = 0.

En consecuencia una disminución en la DIF incrementa la liberación del ion hidrógeno

causando acidosis; y un incremento en la DIF aumentará la liberación del ion hidroxilo y

causa alcalosis. Así se explica el origen del ion hidrógeno (H+) y en consecuencia del pH

mediante la disociación del agua (H2O) producida por el aumento de la DIF y de esta

forma entonces, cualquier entrada de un ion sea positivo o negativo alterará la carga

eléctrica del agua obligándola a disociarse y por ende a producir iones H+ o iones OH-

clasificando tales alteraciones así:

Acidosis respiratoria (↑ PCO2),

Alcalosis respiratoria (↓ PCO2 ),

Acidosis por iones fuertes (↓ DIF)

Alcalosis por iones fuertes (↑ DIF)

Acidosis por iones buffer no volátiles (↑ [Alb] ó ↑ [PO4-2])

Alcalosis por iones buffer no volátiles (↓ [Alb] ó ↓ [PO4-2]).

Desde este punto de vista la acidosis resulta de un incremento en la PCO2 y en las

concentraciones de iones buffer no volátiles (albumina, globulina, fosfato); ó una baja DIF

(disminución en [Na+] o un aumento en [Cl-] o aniones no identificados) resulta en acidosis

(incremento en [H+]); mientras que la alcalosis resulta de una disminución en la PCO2,

disminución de la concentraciones de iones buffer no volátiles o de una DIF aumentada

(aumento en [Na+] o una disminución en [Cl-]) . De esta forma los cambios en el pH solo se

producirían como consecuencia de la modificación de una o varias de las variables

independientes. En efecto, el cambio en la concentración de H+ se debe a cambios en la

disociación del agua, ocasionados por modificaciones en las variables independientes; siendo

la concentración de ión H+ una variable dependiente. El efecto de las variables independientes

sobre la [H+] se predice a partir de las siguientes ecuaciones:

• Equilibrio de disociación del agua: [H+] × [OH–] = K’w

• Equilibrio de disociación de ácido débil: [HA] + [A–] = KA [HA]

• Conservación de masa de ácidos débiles (proteínas y fosfato inorgánico):

[HA] + [A–] = [ATOT]


• Equilibrio Carbonato-Bicarbonato: [CO3

2–] + [H+] = [HCO3–]

• Equilibrio Dióxido de Carbono-Bicarbonato: [HCO3–] + [H+] = Kc × PCO2

• Electroneutralidad: DIF + [H+] = [HCO3–] + [A–] + [CO3

2–] + [OH–] = 0

Estas ecuaciones demuestran la interacción de cargas en plasma que sirve como

mecanismos de control independiente (variables independientes) para la determinación

del pH (PCO2, la suma de ácidos débiles y proteínas en plasma [ATOT] y DIF. Stewart

combinó 2 ecuaciones de conservación (de masa y de carga) y cuatro ecuaciones de

equilibrio de disociación (para ácido carbónico, bicarbonato, agua y ácidos débiles

plasmáticos totales). Entonces Stewart desarrolló una ecuación polinomial del cuarto

orden que correlaciona la concentración plasmática del ion hidrógeno [H+] con tres

variables independientes ([DIF+], [ATOT] y PCO2) y cinco constantes (Ka, Kw, K1, K3, S):

A[H+]4 + B[H+]3 + C[H+]2 + D[H+] + E = 0

ax4 + bx3 + cx2 + dx + e = 0.

Donde:

A = 1

B = KA + [DIF]

C = (KA [DIF] - [ATOT]) - (Kc · PCO2 + Kw`)

D = [KA (KC · PCO2 + Kw`) + (K3 · KC · PCO2)] y

E = KA · K3 · KC · PCO2.

De esta forma resulta la ecuación:

[H+]4 + ([DIF+] + Ka) ([H+]3 + (Ka [DIF+] - [ATOT]) - Kw - Kc S PCO2) [H

+]2 – (Ka (Kw+KcS

PCO2) - (K3+Kc S PCO2) [H+] - (Ka K3 Kc S PCO2) = 0

Donde: Ka: constante de disociación efectivo para los ácidos no viables en el plasma (0.3

x 10-7 (eq/L)); Kw: producto iónico del agua (4,4 x 10-14 (eq/l); K1 o Kc: constante de

equilibrio aparente para el ácido carbónico (2,46 x 10-11 (eq/l)2/ mmHg); K3 o Kd:

Constante de disociación de equilibrio aparente del bicarbonato (6,0 x 10-11 (eq/l) y S:

solubilidad del CO2 en el plasma (0.03). Otra suposición del modelo de iones fuertes es

que HA (ácido débil) y A- (base) no participan en reacciones plasmáticas que conllevan a

la destrucción o creación neta de HA y A- .


Esto ocurre porque cuando un HA se disocia, deja de ser un HA (lo cual reduce la [HA]

plasmática) y se convierte en A- (lo cual incrementa la [A-] plasmática). As+i, la suma de

[HA] más [A-] (conocida como ATOT) se mantiene constante debido a conservación de la

masa: [ATOT] = [HA] + [A-] (Constable, 1999). Por ejemplo: [Ácido láctico] + [lactato] =

[ATOT ácido láctico]. Los valores para ATOT (0.343 x [proteínas totales, g/l] ó 0.622 x

[albumina, g/l]; Ka (0.8 x 10-7; pKa= 7.08) ya han sido determinados experimentalmente

(Constable, 2002).

Este modelo cuantitativo (diferencia de iones fuertes) ha sido utilizado con éxito para la

elaboración de soluciones orales electrolíticas rehidratantes (Staempfli et al, 1996;

Grove-White y Michell, 2001; Muller et al, 2012; Staempfli et al, 2012) y sirve por ejemplo

para el entendimiento del efecto alcalinizante del bicarbonato de sodio 1.3% sobre el pH

sanguíneo (Wilkes, 1998; Muller et al., 2012) debido a su alta DIF efectiva (155 mEq/L)

con respecto a la DIF normal del bovino (40 mEq/L aproximadamente). Este modelo

también explica la acidosis hiperclorémica causada por la administración NaCl 0.9% (DIF

efectiva: 0 mEq/L) como una acidosis por iones fuertes debida a la disminución en la DIF

plasmática ya que ambos (el sodio y el cloro) son iones fuertes (Constable, 2003 a) y

también resalta la importancia de los aniones no medidos sobre el comportamiento

(depresión) en los terneros con diarrea neonatal (Gómez et al, 2013). El uso del modelo

de iones fuertes es más explicativo para la evaluación del estado ácido-base y de esta

forma mejora la opción de tratamiento calculando los concentraciones de los

constituyentes que conforman los fluidos a administrar (Elkhair et al, 2009). En síntesis,

la premisa más revolucionaria del modelo de Stewart es la idea de que las

concentraciones H+ y HCO3- son dependientes de las concentraciones de las variables

independientes o primarias: PCO2, iones buffer no volátiles y iones fuertes (Stewart,

1983). Sin embargo cabe anotar que los modelos de evaluación del estado ácido-base no

son excluyentes (Matousek et al, 2011, Constable 2014).

3.2.3 Modelo de Iones Fuertes Simplificado:

La necesidad de mantener la electroneutralidad determina que en todo momento la

concentración de iones fuertes [DIF+] iguala a la suma de la concentración del ion buffer

bicarbonato [HCO3- ] más la concentración del ion buffer no volátil [A-] de manera que:

[DIF+] - [HCO3- ] - [A-] = 0 (Constable, 1997 a):


De esta forma el pH plasmático está determinado por tres variables independientes: la

PCO2, la [DIF+], la concentración de buffers plasmáticos no volátiles individuales (como

albúmina, globulina y fosfato); y por tres constantes (Ka, K1 y S) en lugar de las 5

constantes que requiere Stewart. Según Constable (1997) no todos los factores de la

última ecuación ejercen un efecto sobre el pH plasmático porque las constantes de

disociación aparente Ka y K1 dependen de la temperatura y fuerza iónica. S depende de

la temperatura, la fuerza iónica y la concentración de proteínas y [ATOT] y Ka dependen de

las contribuciones relativas de buffers plasmáticos no volátiles individuales (albúmina,

globulina y fosfato). El modelo de iones fuertes simplificado predice el pH plasmático así:

Dónde: pK1´: ion producto del agua; Ka: igual a la constante de disociación de equilibrio

efectiva para ácidos débiles no volátiles del plasma; S: Solubilidad del CO2 en el plasma.

SID+: Diferencia de Iones Fuertes; [ATOT]: Concentración de ácidos débiles no volátiles

del plasma; PCO2: Presión parcial de PCO2 en plasma. De acuerdo al modelo de Iones

Fuertes Simplificado las alteraciones del estado ácido-base pueden clasificarse en las

siguientes categorías: Acidosis respiratoria: PCO2 > 45 mm Hg, Alcalosis

respiratoria: PCO2 < 35 mm Hg, Acidosis por iones fuertes: DIF < 38 mEq/L,

Alcalosis por iones fuertes: DIF > 46 mEq/L, Acidosis por iones buffer no volátiles

(ATOT): > 19 mEq/L, Alcalosis por iones buffer no volátiles (ATOT): < 11 mEq/L

(Constable, 1999).

3.3 Otros parámetros de evaluación:

3.3.1 Base exceso (EB):

Es la cantidad de ácido requerido para restaurar 1 litro de sangre a su pH normal a PCO2

40 mmHg y se expresa en mEq/L.


Un exceso de base positivo indicaría una Alcalosis metabólica (ácido adicional necesario

para retornar la sangre al pH normal). Un exceso de base negativo indicaría Acidosis

metabólica (ácido que necesita ser removido para retornar la sangre al pH normal). Como

el exceso de base se mide titulando la sangre con un ácido fuerte, este enfoque tiene en

cuenta la contribución de los buffers no volátiles en los cambios de la neutralización del

pH y por lo tanto obtiene una estimación más exacta del componente metabólico (no

respiratorio) de una alteración ácido-base que la concentración de bicarbonato real ó

estándar (Constable, 1999). No obstante, el valor medido para el exceso de base

depende de: la concentración de hemoglobina en sangre, la concentración plasmática de

proteínas y fosfato; y la concentración iónica (Constable, 1999). Si se tiene en cuenta que

el exceso de base disminuye 2,9 mEq/l por cada incremento de 1 g/dl en la [PPT]; una

hipoproteinemia marcada (4,4 g/dl) incrementaría a 8,7 mEq el exceso de base. Es decir:

el valor de exceso de base calculado supone una concentración sérica de proteínas

constante y normal (7,2 g/dl) (Constable, 1999).

3.3.2 Bicarbonato (HCO3-) estándar:

Es la concentración de carbonato de hidrógeno en el plasma de sangre equilibrada con

una mezcla de gases con una PCO2 de 40 mmHg y una PO2 mayor o igual a 100 mmHg.

Un bicarbonato estandar bajo indicaría una acidosis metabólica y si por el contrario fuera

alto, sería indicativo de una alcalosis metabólica.

3.3.3 Brecha aniónica (Anion Gap -AG-)

El anion gap (AG) o brecha aniónica se calcula de la diferencia entre la sumatoria de los

principales cationes medidos, menos la sumatoria de los principales aniones medidos en

el plasma sanguíneo ([Na+]+[K+])-([Cl-]+[HCO3-]) expresado en unidades de mEq/l

(Gabow et al. 1980) y se usa para detectar la presencia de aniones y cationes no

medidos en el plasma, (SO4-2, Ca+2, Mg+2), iones buffer no volátiles (proteínas y fosfatos)

y ácidos orgánicos (lactato-, ß-OH butirato-, acetoacetato-) (Feldman & Rosenberg, 1981;

Ewaschuk et al. 2003) como fuentes de la acidosis.


Cabe aclarar que el AG puede estar enmascarado por cambios en las concentraciones

séricas de proteínas (en especial albúmina) y fosfato pues en su cálculo no contempla el

aporte de cargas de las [PPT] (Gabow, 1985; Kraut & Madias, 2007). No obstante, si la

[PPT] se encuentra en los valores dentro de los límites de referencia (considerados

normales) el cálculo del AG es clínicamente útil para estimar si la acidosis metabólica se

debe a la presencia de aniones fuertes no medidos metabolizables tales como el L-

lactato; o un resultado de cambios en la concentración de cationes (sodio) o aniones

(cloruro) medidos. Un incremento de 10g/l en las PPT aumenta el valor del AG por 2.3

mEq/l; mientras que un incremento de 10 g/l en la concentración de albúmina aumenta el

valor del AG por 4.4 mEq/l (Constable et al., 1997a). Un aumento del valor del AG podría

alertar sobre la presencia de aniones urémicos mientras que un AG disminuido es

menos común y puede ser causado por hipoalbuminemia y acidosis metabólica

hipoclorémica (Roussel et al., 1997). Un AG con valor igual 30 mEq/L o superior en

ganado bovino adulto con vólvulo abomasal se asocia a un pronóstico pobre de

supervivencia (Garry et al., 1985; Roussel et al., 1997).

3.3.4 Brecha de Iones Fuertes (Strong Ion Gap – SIG-)

La brecha de iones fuertes (SIG por sus siglas en inglés: Strong Ion Gap) también busca

estimar los aniones fuertes no medidos en el plasma y tiene en cuenta la carga aniónica

neta de las proteínas proporcionando mayor exactitud cuantificando la carga de iones

fuertes no medidos en pacientes (Kellum et al, 1995; Treftz et al, 2015a). En

consecuencia, provee un estimativo para la diferencia entre la carga neta de iones

fuertes de los buffers no volátiles del plasma (albúmina, globulina y fosfato), la

concentración de aniones fuertes no medidos (L-lactato, D-lactato, sulfato, ácidos grasos

no esterificados, cetoácidos, carga de fosfato pH-independiente y otros aniones fuertes

(calcio, magnesio) (Gómez et al., 2013). En terneros la brecha de iones fuertes es igual

a cero (SIG = 0 mEq/l) al aplicar los valores de referencia para plasma de sangre venosa

yugular de terneros machos holstein (pH = 7.38, [proteínas totales] = 54.1 g/l), AG = 12

mEq/l). Una brecha de iones fuertes > 0 mEq/l indica un aumento en los cationes fuertes

no medidos (evento poco común); mientras que SIG < 0 mEq/l indica un incremento en

los aniones fuertes no medidos tales como el D-Lactato (Constable 2008, Constable,

2014). La concentración de aniones fuertes no medidos (como el D-lactato) en el plasma

del ternero puede ser estimada por el cálculo del Ion Fuerte restante (SIG en mEq/L) del


anion gap ([Na] + [K] - [Cl] - [HCO3] en mEq/l) y una carga neta de los iones buffer no

volátiles donde:

SIG = [proteínas totales] x (0.343/{1+107.08-pH}) – AG (Constable et al., 2005)

SIG = [albúmina] x (0.622/{1+107.08-pH}) – AG

Se ha reportado que la concentración de aniones fuertes no medidos en el plasma bovino

se predice con mayor exactitud en bovinos mediante el cálculo del Ion Fuerte Restante

comparado con el método de Exceso de base de Fencl y el anión restante (Constable

2002) ya que el método de H-H tiene sus limitaciones en animales con concentraciones

de albúmina y fosfato por fuera de los rangos considerados normales o de referencia

(Bednarski et al, 2015; Trefz et al, 2015a).

3.3.5 Hidrogeniones metabólicos (H+met):

En el 2009 Cruz y colaboradores compararon diferentes modelos fisiológicos para la

evaluación del estado ácido-base en pacientes críticamente enfermos incluyendo un

nuevo concepto centrado en los hidrogeniones metabólicos partiendo de la premisa de

que el CO2 y el metabolismo de las proteínas (entre otros) constituyen fuentes de H+; en

consecuencia podría estimarse que: H+ totales = H+ del CO2 + H+ metabólicos. De esta

forma los hidrogeniones productos del metabolismo (metabólicos) podrían calcularse: H+

metabólicos = H+ totales – H+ del CO2. Los H+ totales son los obtenidos como el

antilogaritmo del valor negativo del pH obtenido por la máquina de gases sanguíneos y

expresados en las unidades de nanomoles/litro, ejemplo: si pH= 7,4 el antilogaritmo (-pH)

= 3,98 x10-8, que es igual a decir 39,8 nanomoles/litro o simplemente 40 nanoMolar.

- Hidrogeniones metabólicos = H+ totales – H+ del CO2.

- Hidrogeniones totales = Antilog (-pH)

- Hidrogeniones del CO2 = 0,75 x PaCO2 + 10 asumidos para situaciones agudas (Cruz

et al, 2009).

- Para los cambios crónicos: H+ del CO2 = 0,24 * PCO2 + 27 = nanoMolar

De esta manera se le denominó ―delta de H+‖ a la diferencia entre H+ totales y H+ del CO2

buscando siempre significar el cálculo de los H+ metabólicos, el ―valor normal‖ deducido a

partir de las bandas de significancia fue de - 3 a + 5 nanoMolar (Cruz et al., 2009).


3.4 Acidosis metabólica en terneros neonatos:

La mayoría de la producción diaria de ion hidrógeno tiene origen en el metabolismo

celular de compuestos que contienen carbono a CO2 y agua. Prácticamente todo este

ácido se excreta por medio de los pulmones y por eso no se produce una retención neta

de ácido. El equilibrio se mantiene gracias a una reacción del CO2 para formar ion

hidrógeno: CO2 + H2O ↔ H2CO3 ↔ H+ + HCO3-. Posteriormente se invierte el proceso

para formar el CO2 que se excreta por los pulmones. Mientras el sistema respiratorio

pueda mantener una PCO2 estable y, de este modo, una concentración de H2CO3

constante, los índices de liberación y fijación de ion hidrógeno serán constantes y no

habrá un cambio neto en el equilibrio ácido-base. Dado que la mayoría de los

compuestos orgánicos son metabolizados a CO2 y agua, dicho metabolismo no altera el

estado ácido-base. No obstante, si el metabolismo de un compuesto es incompleto, para

producir CO2 y agua, puede acumularse ion hidrógeno en exceso.

a. Una vía metabólica podría llevar a la producción de un ácido orgánico, por ejemplo el

ácido láctico, pero en estados de hipoxemia tendería a acumularse, aunque en estado

normal pueda ser metabolizado por completo a CO2 y agua. Bajo estas circunstancias, la

producción de ácido láctico, el metabolismo final del compuesto orgánico a CO2 y agua

puede restablecer el equilibrio del ion hidrógeno.

b. Como parte de un proceso metabólico, un ácido orgánico formado puede ser

amortiguado por el bicarbonato de sodio, consumiendo bicarbonato y produciendo la sal

sódica del anión ácido. Si el anión del ácido se pierde por la orina o las heces - antes de

poder ser metabolizada por una vía que consumiría un ion hidrógeno - , el resultado neto

será igual a la retención de un ión hidrógeno. En estados patológicos, la pérdida del

anión de ácidos orgánicos incompletamente metabolizados ó la falta del metabolismo

completo de compuestos a CO2 y agua, pueden producir excesos de ion hidrógeno.

Existen tres fuentes principales de iones hidrógeno de ácido fijo: 1. El metabolismo

incompleto de precursores inorgánicos neutros del CO2 y agua; 2. El catabolismo

oxidativo de aminoácidos que contiene azufre, como la metionina y la cisteína, a ácido

sulfúrico; 3. La hidrólisis de uniones fosfato de las proteínas a ácido fosfórico. Los

terneros con diarrea presentan acidosis metabólica por pérdida de bicarbonato a través


de las heces, tasa de remoción de hidrogeniones reducida por pobre perfusión renal

debida a hipovolemia (Groutides y Michell, 1990) y acumulación de ácido D-láctico

producida por la fermentación de carbohidratos en el rumen e intestino el cual tiene

efectos sobre la habilidad mental y comportamiento de los terneros (Kasary y Naylor

1986; Naylor et al, 2002; Lorenz, 2002). La acidosis metabólica puede deprimir la

contractilidad cardíaca, reducir el gasto cardíaco y limitar la perfusión tisular (un bajo pH

sanguíneo disminuye la afinidad del oxígeno a la hemoglobina). La acidosis inactiva los

canales de calcio e inhibe la liberación de norepinefrina de las fibras nerviosas simpáticas

resultando en vasodilatación y maldistribución del flujo sanguíneo que junto con la

hipovolemia (en casos de diarrea neonatal) comprometerán la perfusión tisular que

puede generar acidosis láctica. De esta forma, la acidemia en terneros con diarrea

neonatal ha sido atribuida a acidosis por iones fuertes debida a hiponatremia

acompañada con normocloremia o hipercloremia y a un incremento de aniones fuertes no

medidos tales como el D-lactato (Constable et al., 2005).

La acidosis metabólica puede presentarse por: retención de aniones en el plasma (alto anion

gap plasmático, bajo bicarbonato, cloro normal, potasio normal) en casos de endotoxemia

(Constable et al, 1991), acidosis ruminal en terneros que ocasiona la elevación de ácidos

orgánicos desde el tracto gastrointestinal (Gentile et al., 2004) mientras que la Hiper D-

lactatemia en terneros diarreicos (< 21 días de edad) no necesariamente está asociada con

hiperkalemia (Trefz et al, 2013b). También se presenta en casos de anaplasmosis (Coelho et

al, 2008), babesiosis (Sherlock et al, 2003), coccidiosis (Bangoura y Daugschies, 2007) entre

otras patologías (Roussel et al, 1998). Un estudio reveló que los terneros menores de una

semana de edad con diarrea aguda espontánea muestran tendencia a presentar acidosis

láctica (Binding et al, 2000) mientras que otro estudio mostró que los terneros menores de

una semana de edad fueron más sensibles a la acidosis metabólica inducida

experimentalmente (1.0 ml/Kg de NH4Cl 5M) (Elkhair et al, 2009). Además puede

presentarse con pérdida de bicarbonato (bajo bicarbonato, cloro normal o elevado, a veces

hiponatremia, tendencia a hiperkalemia, anion gap normal) como en algunos casos de

diarrea neonatal (Groutides y Michell, 1990; Grove-White y White, 1999), íleo, fístula,

acidosis tubular renal (Hardefelt et al, 2011).

La acidosis metabólica puede contribuir a arritmias cardiacas o a la muerte por falla

cardiaca debida a la disminución de potasio miocárdico, elevación del potasio


extracelular y cambio en el potencial de membrana (Vaughan-Jones et al, 2009).

Tradicionalmente se ha postulado que el bajo pH intracelular ocasionado por la acidemia

disminuye la actividad de la ATPasa Na-K causando fuga de iones potasio del espacio

intracelular al espacio extracelular (Naylor et al, 2006; Trefz et al, 2013 a; Trefz et al,

2015 b). La reducida actividad de la ATP Na-K (dependiente de la disponibilidad de ATP)

y la actividad disminuida de la fosfofructoquinasa, presenta otra vía potencial para la

hiperkalemia inducida por la acidemia (Trefz et al., 2013a). Sin embargo, la azotemia pre-

renal y la hiperfosfatemia han sido identificados como los principales factores de riesgo

para el desarrollo de hiperkalemia en terneros con diarrea neonatal teniendo en cuenta

que la hipovolemia debida a deshidratación reduce la secreción de potasio tubular distal

(Treftz et al, 2013 b). No obstante se ha reportado que la administración de solución de

HCO3- hipertónico en terneros neonatales con diarrea y acidosis metabólica (por iones

fuertes) ejerce un inmediato y efecto sostenido de disminución de potasio que parece ser

causado por su habilidad alcalinizante (Treftz et al, 2015 c).

Los terneros neonatos presentan un cambio hacia el estado de acidosis metabólica y

respiratoria durante las horas postnatales iniciales (Szenci et al, 1982; Szenci y Taverne,

1988) asi como los terneros nacidos con distocia severa los cuales demuestran acidosis

metabólica severa, altas concentraciones de lactato y otros parámetros clinicopatológicos

que indican asfixia neonatal (Szenci, 1983) mientras que terneros nacidos

espontáneamente sin asistencia pueden también mostrar concentraciones de lactato y

cortisol elevadas, mientras que los parámetros ácido-base de las vacas fluctúan dentro

de los parámetros fisiológicos normales (Szenci, 1985). El estado ácido-base fetal se

regula indirectamente, a través de la placenta, por funciones respiratorias y renales

maternas (Szenci et al, 1982). La acidosis desarrollada en el organismo materno podría

afectar al feto por dos vías: primero, bajo tales circunstancias los iones hidrógeno podrían

ser transferidos en exceso de la sangre materna al feto. Debido a la carga acidótica, una

eliminación incrementada de iones hidrógeno es necesaria por los procesos

compensatorios fetales. Esta situación es más adelante agravada por el parto, el cual

involucra la acumulación de dióxido de carbono y ácido láctico en el organismo fetal,

causando por eso un cambio en el estado ácido-base hacia un rango acidótico también

en condiciones normales. Segundo, la acidosis maternal podría afectar la transferencia

de oxígeno y dióxido de carbono a través de la placenta. La reducción del suministro de

oxígeno crea condiciones de asfixia en el feto el cual puede obtener energía


principalmente por glucólisis anaeróbica, a expensas de convertir carbohidratos en ácido

láctico. La acumulación de ácido láctico resulta en acidosis metabólica en la sangre fetal.

En resumen, los disturbios ácido-base maternales, afectan al feto en menor grado que

los trastornos en el intercambio gaseoso feto materno (Szenci et al, 1982). El sistema

buffer hemoglobina del eritrocito se adapta especialmente para el manejo del CO2 dado

que los eritrocitos son muy permeables al mismo y contienen altas concentraciones de

anhidrasa carbónica, de la cual los eritrocitos bovinos contienen dos formas (A y B). Esta

enzima hidrata el CO2 a H2CO3 y está disminuida en terneros acidóticos y sus madres

(Szenci et al., 1984).

3.5 Disfunción de la gotera esofágica

La gotera esofágica: ―estructura muscular que se extiende hacia abajo desde el cardias al

omaso en la pared media del retículo‖ se forma de dos pliegues de tejido muscular que

se cierran en respuesta a la estimulación nerviosa, formando un ―tubo‖ que dirige la leche

directamente, pasando el retículo y el rumen, hacia el abomaso (Figura 1) Dirr y Dirksen

(1989) reportaron disfunción del reflejo de la gotera esofágica (ruminal drinking) como

complicación de varias enfermedades, en especial de la diarrea neonatal en terneros de

leche (17% de 408 terneros).

Algunos terneros presentan disfunción del reflejo de la gotera esofágica lo cual conduce

la leche al rumen en lugar del abomaso, ocasionando fermentaciones indeseadas por

parte de las bacterias ruminales (Streptococcus bovis) (Figura 1). Un estudio

retrospectivo (Gentile et al, 1998) con población de 293 terneros menores de 4 semanas

de edad con evidencia de deglución ruminal (ruminal drinking) desarrollan acidosis

metabólica y alto anion gap en animales con severa acidosis ruminal (pH < 5.0). No

obstante, la distensión abdominal en terneros diarreicos no necesariamente ocasiona

concentraciones elevadas de L-Lactato (Grove-White y White, 1999). La administración

de 3 L de leche al día por vía intrarruminal ocasiona en terneros severa acidosis

sistémica D-láctica (Gentile et al, 2004).La patología denominada ―ingestión ruminal de

leche‖ debido a la disfunción del reflejo de la gotera esofágica conduce la leche al rumen

en lugar del abomaso, ocasionando fermentaciones indeseadas por parte de las

bacterias ruminales (Streptococcus bovis y Lactobacillus).


Figura 1. Desarrollo de los compartimientos del estómago de los rumiantes y recorrido de la

leche por gotera esofágica (fisiológicamente – flecha azul - y con disfunción – flecha roja-).

Gentile y Baur (1995) han provocado acidosis ruminal en terneros jóvenes por

administración de varias soluciones rehidratantes orales. Un estudio reportó (Gentile et

al., 1998) que 293 terneros menores a 4 semanas de edad con evidencia de deglución

ruminal (ruminal drinking) encontró animales con acidosis metabólica y alto anion gap en

animales con severa acidosis ruminal (pH< 5.0) similares a los hallados por El-Ashker y

colaboradores en 2012. Aun en terneros normales el cierre de la gotera esofágica es

incompleto. Cerca de 10% de leche ingerida llega al rumen (Braun y Gautschi, 2013).

Esto no tiene efectos adversos si la leche es dirigida hacia el abomaso dentro de las 3

horas siguientes (Braun y Gautschi, 2013). Existen algunos factores predisponentes para

que los terneros presenten ingestión ruminal causada por la falla del cierre del surco

ABOMASO

O CUAJAR OMASO

RETÍCULO

GOTERA

ESOFÁGICA

(CERRADA)


esofágico. Estos factores incluyen (Gentile et al., 2004): diarrea neonatal, tiempos

irregulares de alimentación, sustituto de leche de baja calidad, alimentación con leche o

sustituto de leche a temperatura muy fría, beber de un balde abierto y alimentación con

sonda. Algunos síntomas de acidosis ruminal causada por ingestión ruminal de leche

podrían ser la aparición de dolor, patadas en la pared del flanco, inquietud incluyendo el

cambio de peso de una pata trasera a la otra, rechinar de dientes, vocalizaciones,

espalda arqueada, deshidratación por diarrea y pérdida de agua, hinchazón causada por

la acumulación de ácido y gas en el rumen, crecimiento deficiente, depresión, pérdida de

pelaje, heces pegajosas y blancas como arcilla o masilla (Quigley, 2005).

Se sugiere que el color, el pH, el olor, la consistencia y presencia de coágulos de caseína

son indicadores de ingestión ruminal mientras que el fluido de la ingestión ruminal será

de un color claro o blanco con bajo pH (5.0 a 4.0) y con olor a leche agria. A la inversa, el

fluido ruminal normal será de color más oscuro con un pH entre 6.5 y 7.5 (Dirksen y

Garry, 1987). El olor será de fermentación mas no a leche agria (Dirksen y Garry, 1987).

Cuando los becerros presentan falla de la gotera esofágica se presentan una serie de

efectos en el tracto intestinal y también sistémico tales como: Inflamación de los tejidos

que cubren el estómago (incluyendo el rumen, retículo, omaso y abomaso), inflamación

de la mucosa del rumen y del retículo que puede causar la falla permanente del cierre del

surco, empeorando la situación con evidencia de enfisema mural, vesiculación epitelial

(Panciera et al, 2007), paraqueratosis debida a las altas concentraciones de ácidos

grasos volátiles (AGV) en el rumen afectando la absorción de AGV desde el rumen hacia

el torrente sanguíneo, disminuyendo aún más el pH en el rumen y dar como resultado

concentraciones extremadamente altas de AGV del rumen; acidosis láctica entre otras

consecuencias (Dirksen 2005).

3.6 Ácido D-láctico:

Existen 2 enantiómeros del ácido láctico y ambos tienen pK de 3.86. A pH fisiológico

(7.40) el ácido D y L-láctico están casi completamente disociados en isómeros de lactato

y protones. El ácido L-láctico es la forma producida en tejidos corporales bajo

condiciones de hipoxia o por fermentación bacterial en el cuerpo y tracto gastrointestinal

mientras que el ácido D-láctico es principalmente adquirido de fuentes exógenas. El

metabolismo del Ácido D-láctico en mamíferos requiere D-2 (∝) hidroxiácido


deshidrogenasa que convierte el D-lactato en piruvato siendo una conversión más lenta

que la del ácido L-láctico a piruvato (Ewaschuk et al., 2005).

3.6.1 Producción y absorción de D-lactato en terneros neonatos

Se postula que en principio hay sobrecrecimiento microbiano con subsecuente

producción de ácido D-láctico en tracto gastrointestinal que luego será absorbido (como

D-lactato o ácido D-láctico) desde intestinos (o rumen) en la circulación causando

elevación de niveles de D-lactato sérico. Luego empieza la sintomatología clínica en

relación al ácido D-láctico o D-lactato e incapacidad metabólica en eliminación

(Ewaschuk et al., 2005). Algunos terneros con diarrea (dependiendo del agente

etiológico) presentan lesiones en sus vellosidades intestinales y por ende no hay una

adecuada digestión de los alimentos. En consecuencia tales alimentos pueden servir de

sustrato para que las bacterias intestinales mediante fermentación de carbohidratos

generen tanto L-lactato como D-lactato (Omole et al., 2001). En terneros búfalos se ha

aplicado monensina para inhibir las bacterias Streptococcus bovis y Lactobacillus spp.

como mayores productoras de ácido láctico y asi controlar la acidosis láctica sub-aguda

(Ahuja et al, 1990).

Las altas concentraciones de D y L-lactato en terneros diarreicos apoyan la hipótesis que

la fermentación bacteriana de nutrientes malabsorbidos se desarrolla en el intestino de

los terneros diarreicos (Omole et al., 2001; Ewaschuk et al., 2004 a, Shimomura y Sato.,

2006) y es absorbido por las células del intestino delgado, células intestinales colónicas y

por el rumen (Preston y Noller, 1973) siendo más importante el colon como fuente de D-

lactato que el rumen (Ewaschuk et al., 2004 a). Un estudio (Omole et al, 2001) demostró

que los terneros diarreicos presentaron una concentración de ácidos orgánicos medidos

(ácido pirúvico, láctico, acético) fue significativamente mayor indicando que tales ácidos

contribuyen un menor pH y anión gap elevado en terneros con diarrea (19.7 ± 8.6) frente

a los valores hallados en terneros saludables (5.6 ± 3.5).

3.6.2 Acidosis metabólica sin síndrome de deshidratación en terneros neonatos

Kasari y Naylor (1984) reportaron un nuevo síndrome de acidosis sin síntomas clínicos

obvios de deshidratación que respondió al tratamiento con bicarbonato de sodio


isotónico. Posteriormente (Kasari y Naylor, 1986) reportan en terneros un inusual

síndrome de acidosis metabólica de origen desconocido no asociado con signos obvios

de deshidratación o diarrea, con un anion gap elevado sugiriendo que una alta carga de

ácidos orgánicos puede ser (parcialmente) responsable. Luego en 1997 Navetat y

colaboradores reportan hiper D-lactatemia en terneros enfermos (terneros afectados

valores medios de hasta 13 mmol/L, con valores de 1.27 ± 1.14 y 2.31 ± mmol/L,

respectivamente en controles saludables en 2 años consecutivos), lo cual confirma que la

acidosis metabólica, con un alto anion gap puede originarse debido a un aumento en la

concentración de aniones fuertes (ácidos orgánicos) como el D-Lactato proveniente de

fermentación ruminal o intestinal de la leche (Schelcher et al, 1998) en terneros con

diarrea (Grude et al, 1999).

3.6.3 Metabolismo del D- lactato en terneros neonatos

Según Dunlop y Hammond (1965) el D-isómero de lactato es metabolizado más

lentamente que el L-lactato lo cual indica que el isómero D-lactato es excretado

principalmente por vía urinaria (Ewaschuk et al, 2005). El L-Lactato es formado

normalmente por las células durante la respiración anaeróbica y su concentración es un

indicador de severidad de shock. El L-lactato es metabolizado rápidamente a piruvato por

el L-lactato deshidrogenasa en el hígado, pero los mamíferos son deficientes en D-lactato

deshidrogenasa. Cabe anotar que la presencia de butirato disminuye la conversión de L-

lactato a glucosa en los hepatocitos del ternero (Reynolds et al., 1992). Sin embargo, la

deficiencia de D-lactato deshidrogenasa (Tubbs 1965 citado por Lorenz et al., 2005),

sumado a la disminución de su actividad como consecuencia del bajo pH sanguíneo en la

acidosis metabólica debido a la pérdida de bicarbonato, podría contribuir a la ocurrencia

de hiper D-lactatemia en estos animales (Lorenz et al., 2005), teniendo en cuenta que el

D-lactato altera el metabolismo mitocondrial en el cerebro de ratones (Ling et al., 2012).

Ademas se le atribuye al ácido D-láctico la alteración del factor activador de plaquetas

sobre los neutrófilos bovinos (Alarcón et al, 2011).

3.6.4 Alteraciones del comportamiento del ternero con acidosis metabólica

Al parecer las variaciones en el comportamiento y postura del ternero con diarrea y acidosis

metabólica (-10 y -25 mmol/L de exceso de base en este estudio de regresión logística)


pueden explicarse mejor por el aumento en la concentración de D-lactato que por el

incremento en el exceso de base (Lorenz., 2004 a) así como la disminución en el reflejo de

succión parece estar más asociado con el exceso de base, la deshidratación marcada

(Lorenz., 2004 b), el pH y el bicarbonato del fluido extracelular (Abeysekara et al., 2007). La

hiper D-lactatemia puede detectarse también en terneros no acidóticos (Gentile et al., 2004)

y podría explicar mejor la disminución del reflejo palpebral sin que necesariamente se

presente acidosis (Lorenz et al., 2004a). Otros signos neurológicos (ataxia, reflejos táctiles y

de amenaza) están relacionados a la acumulación de D-lactato en fluido cerebroespinal que

en la sangre o a la acidosis del fluido cerebroespinal (Abeysekara et al, 2007). El D-lactato

(en nervios ópticos aislados de ratón) bloquea la generación de potencial de acción al

parecer por bloqueo competitivo de la entrada del L-lactato restringiendo el metabolismo

neuronal (Tekkök et al, 2005). Los terneros con altos niveles de D-lactato no necesitan

terapia específica adicional pues generalmente estos niveles disminuyen con la restitución

del volumen sanguíneo corporal (Lorenz y Vogt, 2006).

3.6.5 Métodos de medición del D-lactato:

Para la cuantificación del D-lactato se puede realizar la cromatografía líquida de alta eficacia

(Omole et al, 1999; Ewaschuk et al., 2002; Ewaschuk et a., 2004b) y el método enzimático

de análisis (Lorenz et al, 2003) basado en la oxidación de D-lactato a piruvato por la enzima

D-lactato deshidrogenasa bajo la conversión simultánea de NAD+ a NADH, siendo

proporcional al contenido de D-lactato en la muestra medido por fluorímetro (340 nm). En

medicina humana el nivel de ácido D-láctico puede ser útil como indicadores de presencia de

infección bacteriana en fluidos corporales con una sensibilidad del 79.7%, y especificidad del

99.5% cuando la concentración de ácido D-lactico fue menor a 0.15 mM (Smith et al, 1989).

Sin embargo, un estudio posterior pudo alcanzar (punto de corte: 0.05 mM) una sensibilidad

de 96% y especificidad del 88% (Marcos et al, 1991). Existen diferentes alternativas para la

medición del L-lactato (Peiro et al, 2010; Burfeind y Heuwieises, 2012; Karapinar et al, 2013).

4. Hipótesis

La acidosis metabólica de origen ruminal, en terneros neonatos, puede ser diagnosticada

igualmente por los métodos del modelo de Henderson-Hasselbalch y por los métodos del

modelo de Stewart.

5. Metodología

5.1 Tipo de estudio

Ensayo clínico experimental prospectivo no aleatorio (longitudinal comparativo) (Dawson

y Trapp, 2005). Se realiza este tipo de estudio con un grupo control y un grupo de casos

clínicos con el fin de comparar las condiciones fisiológicas frente a los animales

sometidosa experimento de modo prospectivo con mayor control de las variables

intentando reproducir el modelo de experimentación utilizado por Gentile y colaboradores

(Gentile et al, 2004).

5.2 Análisis estadístico

Se analizaron los promedios, valores mínimos y máximos, rangos, desviación estándar

para las variables cuantitativas. La significancia estadística se consideró con un valor de

p< 0,05. Se realizó un análisis de regresión linear simple (RLS) y de correlación y se

estableció el coeficiente de correlación de Spearman entre las variables tenidas en

cuenta. El análisis estadístico se realizó con el programa estadístico INSTAT® versión

2.01.

5.3 Población

Se estudiaron un total de 11 terneros sanos de lechería, machos y hembras de descarte

para los propietarios con edades entre 5 y 10 días divididos en: un grupo control dos (2)

terneros los cuales se les ofrecerá hasta dos litros de leche entera ultra alta temperatura

UHT larga vida apta para consumo humano.En cada toma se ofrece vía tetina a la altura

una ubre tres veces al día durante los dos días. Un segundo grupo de nueve (9) terneros

será sometido al experimento (casos) Ningún ternero fue sometido 2 veces al modelo de

acidosis ruminal inducida. El estudio se realizó en la cuidad de Cogua (Cundinamarca)

ubicada 34 Km de Bogotá (altitud 2631 msnm), vereda Roda Montada.


5.4 Criterios de inclusión y exclusión

Como criterios de inclusión y exclusión se escogieron terneros entre 2 y 10 días de edad

clínicamente sanos (frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, color de membranas

mucosas orales, tiempo del llenado capilar gingival y temperatura corporal –rectal-) sin

signos de deshidratación ni de depresión mental, anorexia a los cuales no se les haya

administrado medicamento alguno. Se excluyeron animales que ya hubiesen sido

utilizados en el experimento y además que en la fase 2 (inducción acidosis ruminal

mediante aplicación de lactorreemplazador en rumen) presentaran 2 o más de los

siguientes signos clínicos: depresión severa con recumbencia prolongada, grado de

estimación de deshidratación >10% (Constable et al, 1998), ausencia completa de reflejo

de succión, apetito disminuido en 2 alimentaciones consecutivas ó acidosis metabólica

severa con exceso de base actual calculado en < 15 mmol/l.

5.5 Consideraciones éticas

Dentro de las consideraciones éticas el protocolo se siguieron los lineamientos descritos

por Gentile y colaboradores en el 2004 con la intención de producir acidosis ruminal en

terneros (Gentile et al, 2004) y fue aprobado por el Comité de Bioétca de la Facultad de

Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad Nacional de Colombia sede

Bogotá mediante oficio CB-011-2015 (09/04/2015). En este ensayo clínico la disfunción

del reflejo de la gotera esofágica fue simulada por la aplicación intraruminal de

lactoreemplazador vía sonda oro-ruminal (Naylor, 2003) con dos litros de

lactoreemplazador en cada toma.

5.6 Protocolo del estudio

En la fase de pre-inducción (primer día) a todos los once (11) terneros entre 6 y 10 días

de edad se les practicará examen clínico verificando que se encuentren clínicamente

sanos sin signos de enfermedad, deshidratación, depresión mental o anorexia a los

cuales no les haya sido administrado medicamento alguno. A todos los 11 animales se

les ofrecerá hasta máximo dos litros de leche entera ultra alta temperatura UHT larga

vida apta para consumo humano en cada toma (08:00, 13:00 y 18:00 horas)

ofreciéndoles mediante tetina a la altura de la ubre facilitando la ruta fisiológica hacia el

abomaso (Dirr y Dirksen, 1989) respondiendo a la recomendación general de consumo

Metodología 33

del 10% de su propio peso vivo (Àvila-Tellez y Gasquez-Gòmez, 2010; Huuskonen et al.

2011). Durante el experimento se les restringió el acceso al agua ad libitum en virtud a

que el libre acceso al agua ayuda a establecer el funcionamiento adecuado de la gotera

esofágica (Orskov, 1988).

El segundo día (fase de inducción) a las 07:30 horas se practicó de nuevo examen

clínico a todos los once (11) terneros (2 animales del grupo control y 9 animales del

grupo experimental de casos) verificando que se encuentren clínicamente sanos sin

signos de enfermedad, deshidratación ni depresión mental, sin anorexia a los cuales no

se fue administrado medicamento alguno. Al grupo 1 – control- (2 animales) se les

ofreció de a dos (2) litros de leche entera pasteurizada vía oral a las 08:00, 13:00 y

18:00 horas mediante tetina a la altura de la ubre igual que el día de la pre-inducción. Se

tomaron muestras de sangre a las: 07:45 horas (Tiempo cero = T 0;

DETERMINACIÓN DE VALORES DE BASE), 12:45 horas (Tiempo uno = T 1), 17:45

horas (Tiempo dos = T 2) cumpliendo con el protocolo ―guía para la correcta toma de

sangre en bovinos a partir de la vena coccígea y de la vena yugular externa‖ de la

Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad Nacional de Colombia

y se tomaron muestras de fluido ruminal a las: 07:50 horas , 12:50 horas y a las 17:50

horas.

Al grupo 2 –casos- (9 casos) |se les tomaron muestras de sangre a las: 07:45 horas

(Tiempo cero = T 0; DETERMINACIÓN DE VALORES DE BASE), 12:45 horas (Tiempo

uno = T 1), 17:45 horas (Tiempo dos = T 2) cumpliendo con el protocolo ―guía para la

correcta toma de sangre en bovinos a partir de la vena coccígea y de la vena yugular

externa‖ de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad

Nacional de Colombia; se les tomaron muestras de fluido ruminal a las: 07:50 horas,

12:50 horas y a las 17:50 horas y posteriormente se les ofreció un (1) litro de leche

entera pasteurizada vía oral mediante tetina a la altura de la ubre a las 08:00, 13:00 y

18:00 horas. En ambos grupos se tomaron muestras de líquido ruminal a las 07:50 horas,

12:50 horas y 17:50 horas mediante succión ejercida a través de dosificador (pistola)

Multi-Lhaura 30 ml (Ref: 10808), para la obtención de su valor de pH ruminal con el

potenciometro portable HI98128 Hanna Instruments® calibrado según instrucciones del

fabricante. Durante el tiempo del experimento los animales no recibieron ningún tipo de

alimento ni bebida diferente a las mencionadas en el protocolo experimental. Una vez


finalizado el los animales retornarán a sus respectivos establos. Al grupo 2 –casos- (9

casos) |se le administró lactoreemplazador en rumen para llevar a la producción

ruminal de ácido D-láctico en los terneros. El lactoreemplazador a utilizar en la fase

experimental será Sprayfo Red© (Licencia de venta ICA No.: 7617 AL). El tercer día se

observarán los animales verificando su estado de salud con el objetivo de garantizar su

bienestar.

Figura 2. Estimación de recorrido de la sonda desde la boca hasta el rumen (última

costilla)

Figura 3. Inserción de sonda oro-ruminal

Metodología 35

Figura 4. Líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal

Figura 5. Medición pH líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal antes de

administración de leche en rumen


Figura 6. Obtención de muestra de sangre venosa (vena yugular externa)

Figura 7. Medición pH sanguíneo venoso

Metodología 37

Figura 8. Administración de lacto-reemplazador vía oro-ruminal

Figura 9. Medición pH líquido ruminal obtenido mediante sonda oro-ruminal posterior a la

administración de lactorreemplazador en rumen


Figura 10. Medición de D-lactato por espectrofotometría

Metodología 39

5.7 Flujograma del experimento

FASE

PRE- INDUCCION (Día 1)

FASE INDUCCION

(Día 2)

FASE DE RECUPERACIÓN

(Día 3)

11 Terneros (2 animales del grupo 1 –control-; y 9 animales del grupo 2 –casos-) clínicamente sanos entre 2 y 10 días de edad. Primer EXAMEN CLINICO.

11 Animales acondicionados en finca Cogua (Primer día antes de la fase de inducción) 2 Lts de leche entera a todos los animales a las 08.00, 13.00 y 18.00 h, mediante tetina (altura de la ubre).

07:30 horas: Segundo EXAMEN CLINICO a 11 Terneros (2 animales del grupo 1 –control-; y 9 animales del grupo 2 -casos-) Toma de muestra de sangre a 11 Terneros a las 07:45 horas (Tiempo cero = T0; DETERMINACIÓN DE VALORES DE BASE), 12:45 horas (Tiempo uno = T1) y a las 17:45 horas (Tiempo dos = T2)

GRUPO CONTROL: Colocación sonda oro-ruminal para toma de muestra y medición de pH de líquido ruminal a las 07:50, 12:50 y 17:50 horas con inmediato retiro de la sonda.

06:00 horas: Supervisión y examen clínico a todos los animales del estudio hasta el retorno de los valores clínicos fisiológicos dentro de los rangos considerados de referencia.

GRUPO CASOS: Administración de 2 L de lactoreemplazador intraruminal y retiro de sonda oro-ruminal a las 07:55 y 12:55 horas.

GRUPO CONTROL: Alimentación con dos (2) litros de leche mediante tetina a la altura de la ubre a las 08:00, 13:00 y 18:00 horas.

GRUPO CASOS: Alimentación con un (1) litro de leche mediante tetina a la altura de la ubre a las 08:00, 13:00 y 18:00 horas.

GRUPO CASOS: Colocación sonda oro-ruminal, Toma de muestra y medición de pH de líquido ruminal a las 07:50, 12:50 y 17:50 horas.


5.8. Manejo de muestras

5.8.1 Fluido ruminal

Las muestras de líquido ruminal se obtuvieron mediante succión ejercida a través de

dosificador (pistola) Multi-Lhaura 30 ml (Ref: 10808) y fueron depositadas en vasos

plásticos desechables y su valor de pH fue registrada con el pHmetro portable HI98128

Hanna Instruments® calibrado según instrucciones del fabricante.

5.8.2 Sangre venosa:

Las muestras de sangre se extrajeron anaeróbicamente de la vena yugular externa en

cjeringas estériles desechables con anticoagulante (30 UI de heparina de litio; BD

PRESET® Becton Dickinson, Referencia: 364413 presión parcial de gases sanguíneos,

pH, electrolito). De la misma muestra se tomaron 0.5 ml para la determinación de

proteínas plasmáticas totales (PPT) por refractometría (refractómetro ATC®).

La medición y lectura de los gases sanguíneos venosos, BUN, electrolitos y L-lactato se

realizó con el dispositivo para medición I-STAT® Abbott® (Peiro et al, 2010; Karapinar et

al, 2013) utilizando los cartuchos I-Stat®:

- i-Stat CG4+ (Abbott Laboratories®): pH, PCO2, PO2, Lactato (Lac), TCO2*, HCO3*, BE*,

sO2* (* = valores calculados).

- i-Stat EC8+ (Abbott Laboratories®): Sodio (Na), Potasio (K), Cloruro (Cl), pH, PCO2,

Nitrógeno úrico (BUN)/Urea, Glucosa (Glu), Hematocrito (Hct), TCO2*, HCO3*, BE*, Intervalo

aniónico* (Anion Gap), Hemoglobina* (Hb); (* = valores calculados).

También se extrajeron muestras de sangre de la vena yugular externa tomando 10 cc de

sangre completa con jeringas estériles desechables de polipropileno DISCARDIT®

Becton Dickinson de otros 10 mls colocados en tubo sin anticoagulante para la obtención

posterior del suero (procesamiento de la muestra y medición del D-lactato).

Para la determinación de D-ñactato se procesaron las muestras de sangre sin

anticoagulante que fueron centrifugadas a (5000 revoluciones por minuto durante 10

minutos) dentro de las 20 minutos siguientes a la toma de la muestra, se extrajo 1 ml de

suero sobrenadante colocándolo en tubos microcentrífuga Eppendorf® de 1.5 ml

Metodología 41

conservándose congelados a -20°C hasta su procesamiento en el Laboratorio de

Bioquímica (3er piso) de la Facultad de Medicina de la Universidad Nacional de Colombia

Sede Bogotá (Anexo B) para la medición del D-lactato (KIT D-Lactic acid ® R-Biopharm;

Prueba enzimática -340 nm-; Ref: 11112821035).

5.9. Variables de medición:

Las variables fisiológicas de medición (Tabla 2) se registrarán en el formato determinado

(Anexo C).

Tabla 2: Variables fisiológicas de medición del estudio.

NOMBRE DE LA

VARIABLE

TIPO DE

VARIABLE

UNIDAD DE

MEDIDA

VALOR

NORMAL REFERENCIA

pH ruminal Cuantitativa 6.5 – 7.5 Dirksen y Garry, 1987

pH sanguíneo venoso Cuantitativa 7.35 a 7.50 Radostitis et al., 2007.

PCO2 Cuantitativa mm Hg 34 a 45 Radostitis et al., 2007.

L-Lactato Cuantitativa mmol/L 0.6 a 2.2 Radostitis et al., 2007

D-Lactato Cuantitativa mmol/L <3.96 Lorenz et al., 2003.

Bicarbonato ([HCO3-]) Cuantitativa mmo/L 20 a 30 Radostitis et al., 2007.

Dióxido de carbono total (TCO2) Cuantitativa mEq/L 28 a 34 Constable, 2014.

Exceso de base (EB) Cuantitativa mmol/L -2.5 a 2.5 Radostitis 2007 citado por

Muller et al., 2012

Sodio (Na+) Cuantitativa mEq/L 132 a 152 Radostitis et al., 2007

Potasio (K+) Cuantitativa mEq/L 3.9 a 5.8 Radostitis et al., 2007

Cloruro (Cl-) Cuantitativa mEq/L 95 a 110 Radostitis et al., 2007

Anion Gap (AG)=

[Na+]+[K+])-([Cl-]+[HCO3-]).

Cuantitativa mEq/L 8.9 a 15.0 Constable et al., 2005.

Hidrogeniones metabólicos

(H+ met = H

+TOT – H

+CO2)

Cuantitativa nM -5 a +5 Cruz et al, 2009

Proteínas plasmáticas totales

(PPT). Cuantitativa g/L 40.9 a 69.1 Pohler 2004.

DIF medida =

([Na+] + [K+]) – ([Cl-]) Cuantitativa mEq/L 38.3 a 47.7 Constable et al., 2005.

Concentración plasmática total

de ácidos débiles (ATOT)= (0.343 x

[PPT g/l]).

Cuantitativa mmol/L 15.9 a 21. Constable et al., 2005.


Brecha de Iones Fuertes = SIG=

([[ATOT] / {1+107.08-pH

}) – AG Cuantitativa mEq/L -3.0 a + 3.0 Constable et al., 2005.

Urea Cuantitativa mmol/L ≤10.8 Pohler 2004.

Creatinina Cuantitativa µmol/L ≤159 Pohler 2004.

Temperatura (T°) Cuantitativa Grados Celsius 39 a 40.5 Terra, 2010.

Frecuencia cardíaca (FC) Cuantitativa Latidos por

minuto (lpm) 100 a 140 Terra, 2010

Frecuencia respiratoria (FR) Cuantitativa Respiraciones

por minuto (rpm) 30 - 60 Terra, 2010

Membranas mucosas Cualitativa color rosadas Jackson y Cockcroft,

2002.

Tiempo de Llenado Capilar

(TLLC) Cuantitativa segundos <2‖

Jackson y Cockcroft,

2002.

Hematocrito Cuantitativa

% PVC

(porcentaje del

volumen del

paquete celular)

24 - 46 Morris, 2010.

5.10. Cálculos ácido-base

Las variables físicoquímicas del modelo de iones fuertes fueron calculadas así:

- La Diferencia de Iones fuertes: DIF3 ó DIFmedida= ([Na+] + [K+]) – ([Cl-]) (Constable, 1999).

- La concentración plasmática total de ácidos débiles (ATOT) fue calculada: ATOT (mmol)/L)

= (0.343 x [proteínas plasmáticas totales, g/l]).

- La carga total negativa de la concentración de proteínas plasmáticas totales A- (mmol):

(mmol/L) = [ATOT]/{1+10(7.08-pH)}; donde pKa= 7.08 es la constante de disociación efectiva

de los ácidos débiles plasmáticos totales (Constable, 2002).

- La Brecha de Iones Fuertes (Strong Ion Gap) SIG se calculó asi= [[ATOT] / {1+107.08-pH}) –

AG (Constable et al., 2005).

- D-lactatemia es definida como concentración sérica de D-lactato > 3,96 mmol/L (Lorenz

et al., 2003).

Metodología 43

5.11 Clasificación de las alteraciones ácido-base

Las alteraciones ácido-base se clasificaron de la siguiente manera de acuerdo a los

modelos Henderson-Hasselbalch (H-H), Modelo Simplificado de Iones Fuertes e

Hidrogeniones Metabólicos (tabla 3):

Tabla 3: Clasificación de las alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-

Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes. Modificado de Constable,

1999, Constable 2005 (pvCO2, presión venosa parcial de dióxido de carbono; EB,

Exceso de Base; H+met, Hidrogeniones metabólicos; DIF diferencia de iones fuertes; ATOT,

concentración plasmática total de ácidos débiles no volátiles).

MODELO TIPO DE ALTERACIÓN METODO ACIDOSIS ALCALOSIS

HENDERSON-

HASSELBALCH

Respiratoria pCO2 [34–45 mmHg] ↑ pCO2 ↓ pCO2

Metabólica

EB [ -2.5 a + 2.5 mmol/L] ↓ EB ↑ EB

H+ met [- 5 nM a + 5 nM] > + 5 < -5

MODELO

SIMPLIFICADO DE

IONES FUERTES

Respiratoria pCO2 [34–45 mmHg] ↑ pCO2 ↓ pCO2

Iones Fuertes DIF3 [38.3 a 47.7 mEq/L]

↓ DIF3 ↑ DIF3

Ácidos débiles no

volátiles ATOT [15.9 a 21 mmol/L] ↑ ATOT ↓ATOT

6. Resultados

Se estudiaron 11 terneros (10 machos Holstein y 1 hembra Jersey) (tabla 4). con un

peso promedio de 41.09 Kg (± 3.56) y edad promedio de 7.27 días (± 1.34) Los animales

reunieron los criterios de inclusión a los cuales se les tomaron los datos previamente

establecidos.

Tabla 4. Razas de terneros utilizadas en este estudio.

EDAD (días) SEXO

PESO (kilos) RAZA

A1 5 macho 42 holstein

A2 8 hembra 46 yersey










Cinco (5) animales al tiempo cero (T0; 07:45 horas) presentaron hipotermia leve (T°<

38.5°C) al momento de la toma de muestra junto con otro animal en el tiempo uno (T1;

12:45 horas); asi como solo un animal presentó hipertermia leve (T°> 39.5°C) en el T1.

(Tabla 5). De otra parte cinco (5) animales al T0 presentaron bradicardia (FC <100 lpm) y

dos animales presentaron taquicardia leve (FC >140 lpm); uno en el Tiempo 1 y otro en

el Tiempo 2 (T2; 17:45 horas). Así mismo ocho (8) animales) presentaron bradipnea (FR

< 30 rpm); seis (6) en el T0, uno en el T1 y otro en el T2 mientras que solo un animal

presentó taquipnea (FR > 60 rpm) en T0 (Tabla 5).


Tabla 5. Valores (promedio y desviación estándar) de T°, FC y FR en animales de los

grupos control y casos en tiempo cero (T0), tiempo uno (T1) y tiempo dos (T2).

Rango de

Referencia

Grupos de

animales TIEMPO CERO TIEMPO UNO TIEMPO DOS

Temperatura

(°C)

38.5 – 39.5

(Jackson y

Cockcroft, 2002)

Control 38.1 ± 0 38.25 ± 0.35 39.0 ± 0.14

Casos 38.4 ± 0.25 38.8 ± 0.47 39.02 ±0.24

Frecuencia

Cardíaca (lpm)

100 – 140

(Terra, 2010)

Control 109 ±1.41 128 ±22.62 124 ±11.31

Casos 101.77 ±11.50 123.77 ± 11.24 131.55 ± 19.53

Frecuencia

Respiratoria

(rpm)

30 – 60

(Terra, 2010)

Control 28 ±5.65 48 ±5.65 38.0 ±2.82

Casos 32.66 ± 15.81 40.66 ± 13.03 38.33 ± 6.78

Dos animales del grupo control presentaron fluido ruminal con pH bajo (6.19 y 6.33) en

T1 y otro animal en T2 (6.42) por debajo del límite inferior establecido como rango de

referencia (6.5 - 7.5; Dirksen y Garry, 1987). Al T1 los animales sometidos al ensayo

clínico todos presentaron acidosis ruminal (pH de fluido ruminal < 6.5) con un promedio

de 4.97 y al T2 todos los animales continuaron presentando acidosis ruminal con pH del

fluido ruminal inferior a 6.5 (4.56 ± 0.24) (Figura 11).

Figura 11. Gráfico de dispersión de valores de pH ruminal en grupos control y de casos en los

tiempos 0, 1 y 2 (las líneas punteadas indican el rango de los valores normales aceptados).

Resultados 47

Tabla 6. Valores (promedio y desviación estándar) de pH ruminal, concentración sérica

de L-lactato y D-lactato en animales de los grupos control y grupo de casos tiempo cero

(T0), tiempo uno (T1) y tiempo dos (T2).

En cuanto a la concentración sérica de L-lactato de muestras de sangre venosa en el

grupo control se encontró un aumento por encima del límite superior establecido como

rango de referencia (2.2 mmol/L) en T1 y T2 mientras que en los animales del grupo de

casos se encontraron dentro de los límites de referencia (Tabla 6). De otra parte la

concentración sérica de D-lactato en los animales del grupo control se encontró en todos

los tiempos de muestreo por debajo del rango considerado como fisiológico (< 3.96

mmol/L) igual que los animales del grupo de casos T0 (2.27 mmol/L; ± 1.31). En T1 los

animales del grupo de casos presentan un incremento significativo en la concentración

sérica de D-lactato (5.87 mmol /L ± 0.89) y descenso del pH del fluido ruminal (4.97 ±

0.23) lo que se considera una acidosis ruminal. En el grupo de casos, en T2, se conservó

la acidez ruminal (4.56 ± 0.24) y la tendencia ascendente de la concentración sérica de

D-lactato (8.95 mmol/L ± 0.84) (Figura 12).

Rango de

Referencia

Grupos de

animales TIEMPO CERO

TIEMPO

UNO

TIEMPO

DOS

pH venoso

yugular externa

7.35 – 7.50

(Radostitis et al., 2007)

Control 7.37 ± 0.03 7.45 ± 0.02 7.40 ± 0.08

Casos 7.36 ± 0.06 7.45 ± 0.02 7.29 ± 0.08

pH ruminal 6.5 - 7.5 (Dirksen y Garry,

1987)

Control 6.85 ± 0.48 6.44 ± 0.15 6.30 ± 0.16

Casos 6.73 ± 0.41 4.97 ± 0.23 4.56 ± 0.24

Concentración

L-Lactato sérico

0.6 – 2.2 mmol/L

(Radostitis et al, 2007)

Control 1.42. ± 0.30 2.20 ± 0.13 2.36 ± 0.46

Casos 1.80 ± 0.63 1.88 ± 0.48 1.58 ± 0.42

Concentración D-

lactato sérico

< 3.96 mmol/L

(Lorenz et al, 2003)

Control 1.17 ± 0.06 2.41 ± 0.81 2.77 ± 1.18

Casos 2.27 ± 1.31 5.87 ± 0.89 8.95 ± 0.84


Figura 12. Gráfico de cajas y bigotes de valores de concentración de D-lactato sérico en

grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2 (La línea punteada indica el valor

máximo normal).

Solo un animal en el tiempo 0 (A2, pH venoso sanguíneo:= 7.31; [D-lactato]= 4.67

mmol/L) y otro animal del tiempo 1 (A1, pH venoso sanguíneo:= 7.34; [D-lactato]= 5.15

mmol/L) presentaron valores de acidemia y aumento del D-lactato mientras que 8 de los

9 animales del grupo de casos presentaron acidemia e hiper D-lactatemia en el T2.

La regresión linear entre la concentración de D-lactato sérico y pH sanguíneo venoso en

terneros cidémicos con D-lactatemia elevada mostró un valor r : -0.6368 (p > 0.05),

estadísticamente no significativa (p= 0.0895). Sin embargo la correlación de Spearman

entre la concentración de D-lactato sérico y pH sanguíneo venoso en terneros

académicos con D-lactato elevado obtuvo un valor r:-0.9048 (p <0.01) estadísticamente

muy significativa (p=0.0046). La regresión linear entre la concentración de D-lactato

sérico y pH ruminal en terneros con D-lactatemia elevada mostró un valor r: 0.1137 (p >

0.05) estadísticamente no significativa (p= 0.7886). Asi mismo la correlación de

Spearman entre la concentración de D-lactato sérico y pH ruminal en terneros

Resultados 49

acidémicos con D-lactatemia elevada obtuvo un valor r: 0.1190 (p > 0.05)

estadísticamente no significativa (p= 0.7930).

Se observaron valores de pH sanguíneo obtenidos de vena yugular externa ligeramente

inferiores al rango de referencia (7.35 – 7.50; Radostitis et al, 2007) en 5 animales del

grupo de casos (7.36 ± 0.06) en T0 (Figura 13); 8 animales con valores inferiores a pH

7.35 en ese mismo grupo en el T2 (7.29 ± 0.08) y un animal del grupo control en T0.

Figura 13. Gráfico de cajas y bigotes de valores de pH sanguíneo venoso obtenidos de

vena yugular externa en grupos control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2 (las líneas

punteadas indican el rango de los valores normales aceptados).

Los valores calculados de brecha aniónica (AG) desplegaron resultados ligeramente

superiores a los valores considerados como de referencia (15.0 mEq/L) en ambos grupos

(control y casos) en todos los momentos de muestreo (T0, T1 y T2) inclusive cuando los

animales no habían recibido lactoreemplazador en el rumen ni leche entera vía tetina con

una tendencia al aumento en el T2 para ambos grupos (Tabla 7):


Tabla 7. Valores (promedio y desviación estándar) de pH sanguíneo venoso, bicarbonato

estándar, exceso de base, AG, DIF3 o medida, [ATOT] y Brecha de Iones Fuertes (SIG) en

grupos control y casos en T0, T1 y T2.

Rango de

Referencia

Grupos de

animales

TIEMPO

CERO

TIEMPO

UNO

TIEMPO

DOS

pH sanguíneo

venoso yugular

externa

7.35 – 7.50

(Radostitis et al.,

2007)

Control 7.37 ± 0.03 7.45 ± 0.02 7.40 ± 0.08

Casos 7.36 ± 0.06 7.45 ± 0.02 7.29 ± 0.08

Bicarbonato

estándar

20 – 30 mmol/L

(Radostitis et al.,

2007)

Control 24.85 ± 0.64 26.75 ± 2.62 27.65 ± 3.04

Casos 26.34 ± 1.99 26.58 ± 2.30 21.98 ± 7.24

Exceso de base

-2.5 – 2.5 mmol/L

(Radostitis 2007

citado por Muller et

al., 2012)

Control 0 ± 0 2.50 ± 2.12 3.50 ± 4.95

Casos 1.00 ± 2.45 1.56 ± 2.92 0.39 ± 6.08

Anion Gap

[Na+]+[K

+])-([Cl

-

]+[HCO3-])

8.9 – 15.0 mEq/L

(Constable et al.,

2005)

Control 16.05 ± 0.07 16.55 ± 0.81 17.65 ± 0.92

Casos 16.44 ± 0.81 16.38 ± 2.05 16.52 ± 3.15

DIF medida=

([Na+]+[K+])–([Cl-])

38.3 – 47.7 mEq/L

(Constable et al.,

2005)

Control 40.90 ± 0.57 43.30 ± 1.98 45.30 ± 2.12

Casos 42.84 ± 2.11 42.96 ± 1.99 38.50 ± 5.3

Concentración

plasmática total de

ácidos débiles (ATOT)

15.9 – 21.0 mmol/L

(Constable et al.,

2005)

Control 27.44 ± 0.97 26.75 ± 0.00 28.98 ± 2.67

Casos 25.57 ± 4.05 26.72 ± 5.47 24.85 ± 6.11

Brecha de Iones

Fuertes (SIG).

([[ATOT] / {1+107.08-pH

})

– AG

-3.0 a +3.0 mEq/L

(Constable et al.,

2005)

Control 2.08 ± 0.23 2.14 ± 0.40 1.83 ± 0.23

Casos 2.08 ± 5.19 1.63 ± 3.65 -1.26 ± 3.59

En el T0 a través del modelo de H-H solo se obtuvieron un caso de acidosis metabólica

(> +5 nM) por el método de hidrogeniones metabólicos (H+met); 5 casos de acidosis

respiratoria (PCO2 > 45 mmHg) y cuatro casos de alcalosis metabólica (3 EB y 1 H+met );

mientra que el modelo simplificado de iones fuertes encontró de 10 casos de Acidosis por

aumento de ATOT (ATOT >21 mmol/L) incluidos los dos animales del grupo control y 6

casos con acidosis respiratoria. Ya en el T1 el abordaje H-H identifica 1 caso como

acidosis metabólica (H+met) y 6 casos de alcalosis metabólica (2 casos por método H+

met y

4 casos por método EB) mientras que el modelo simplficado de iones fuertes disminuye

su diagnóstico encontrando 9 casos de acidosis por aumento de ATOT.

Resultados 51

Ya en el T2 ambos modelos (H-H) y Simplificado de Iones Fuertes encuentran ambos 17

diagnósticos diferentes discriminados así:

El modelo H-H dentifica 10 casos de acidosis metabólica (6 casos por método H+met y 4

casos por método EB) al igual que el modelo simplificado de iones fuertes (3 casos por

DIF disminuida y 7 casos por aumento de ATOT). El modelo H-H encuentra 4 acidosis

respiratorias y 3 alcalosis metabólicas (1 caso por método H+met y 2 casos por método

EB) mientras que el modelo de iones fuertes encuentra 4 acidosis respiratorias y 2

alcalosis respiratorias (Figura 14). Cabe anotar que los datos de referencia del modelo

de hidrogeniones metabólicos fueron obtenidos de sangre venosa central en pacientes

humanos (Cruz et al, 2009).

Figura 14. Gráfico de dispersión de valores de Hidrogeniones metabólicos en grupos

control y de casos en los tiempos 0, 1 y 2 (las líneas punteadas indican el rango de los

valores normales aceptados).

En el T2 se encontraron tres casos con baja DIF que se usan para indicar acidosis por

iones fuertes aclarando que los casos a y b también fueron categorizados como acidosis

metabólica según el abordaje de H-H.


a. DIF: 26.4 mEq/L, [Na+]: 137 mEq/L, [Cl-]: 115 mEq/L, [K+]: 4.4 mEq/L, pH: 7.19; [D-

lactato] sérico: 9.86 mmol/L, AG: 17 mEq/L, SIG: -5.41 mEq/L;

b. DIF: 34.2 mEq/L, [Na+]: 135 mEq/L, [Cl-]: 106 mEq/L, [K+]: 5.2 mEq/L, pH: 7.14; [D-

lactato] sérico: 9.63 mmol/L, AG: 22.1 mEq/L, SIG: -4.13 mEq/L; y

c. DIF: 37.2 mEq/L, [Na+]: 138 mEq/L, [Cl-]: 106 mEq/L, [K+]: 5.2 mEq/L, pH: 7.28; [D-

lactato] sérico: 9.38 mmol/L, AG: 16.1 mEq/L, SIG: 0.84 mEq/L.

Según el concepto de la brecha iónica fuerte (SIG Normal – 3.0 a + 3.0 mEq/L que podría

indicar Acidosis por ácidos orgánicos si SIG – 3.0: L-lactato, D-lactato, β-OH butirato,

acetoacetato, sulfato y uratos; Constable et al, 1997) se encontraron: en el T0 un animal

con valor de SIG: -4.96 mEq/L, pH: 7.39, [D-lactato] sérico: 2.75 mmol/; mientras que en

el T2 se registraron 4 animales todos acidémicos y con D-lactatemia elevada.con valores

de:

a. SIG: -5.73 mEq/L, pH: 7.33, [D-lactato] sérico: 7.57 mmol/L;

b. SIG: -5.41 mEq/L, pH: 7.19, [D-lactato] sérico: 9.86 mmol/L;

c. SIG: -4.36 mEq/L, pH: 7.30, [D-lactato] sérico: 7.73 mmol/L;

d. SIG: -4.13 mEq/L, pH: 7.14, [D-lactato] sérico: 9.63 mmol/L

Valores > 3.0 mEq/L (podría indicar un incremento en cationes fuertes no identificados;

evento raro; Constable, 2014) se encontraron en T0:

a. SIG: 13.75 mEq/L, pH: 7.43, [D-lactato] sérico: 1.02 mmol/L;

b. SIG: 3.63 mEq/L, pH: 7.38, [D-lactato] sérico: 1.05 mmol/L

Asi como en el T1 solo tres valores:

a. SIG: 4.22 mEq/L, pH: 7.39, [D-lactato] sérico: 5.7 mmol/L;

b. SIG: 8.43 mEq/L, pH: 7.38, [D-lactato] sérico: 5.92 mmol/L;

c. SIG: 4.64 mEq/L, pH: 7.36, [D-lactato] sérico: 6.56 mmol/L.

Ya finalizando en T2 se halló solo un valor de: SIG: 3.23 mEq/L, pH: 7.28, [D-lactato]

sérico: 9.47 mmol/L.

La Regresión linear entre la concentración de D-lactato sérico y AG en terneros D-

lactatemia elevada mostró un valor r: 0.1878 (p> 0.05) estadísticamente no significativa

Resultados 53

(p= 0.6560). Además la correlación de Spearman entre la concentración de D-lactato

sérico y AG en terneros con D-lactatemia elevada tuvo un valor r : 0.4286 (p > 0.05)

también estadísticamente no significativa (p= 0.2992).

Asi mismo la Regresión linear entre la concentración de D-lactato sérico y SIG en

terneros con D-lactatemia elevada mostró un valor r: 0.3485 (P> 0.05) estadísticamente

no significativa (p= 0.3975) y la correlación de Spearman entre la concentración de D-

lactato sérico y SIG en terneros con lactatemia incrementada reveló un valor r: 0.1905

(P> 0.05) estadísticamente no significativa (p=0.6646).

Tabla 8: Resultados de alteraciones ácido-base según los modelos Henderson-

Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T0

T0

HENDERSON-HASSELBALCH STEWART

Animal PCO2 BE H+met PCO2 DIF ATOT Dx

C1

C2

40

46.2

N

AcR

0

0

N

N

0.36

0.43

N

N

40

46.2

N

AcR

40.5

41.3

N

N

26.75

28.12

AcM

AcM

A1

A2

A3

A4

A5

A6

A7

A8

A9

41.8

51.3

54.1

54.6

45.4

40.6

44

43.4

48.4

N

AcR

AcR

AcR

AcR

N

N

N

AcR

4

0

1

1

4

3

-3

1

-2

ALM

N

N

N

ALM

ALM

AcM

N

N

-5.21

0,5

-1.03

-1.29

-3.96

-3.3

3.88

-1.53

3.36

AL

N

N

N

N

N

N

N

N

41.8

51.3

54.1

54.6

45.4

40.6

44

43.4

48.4

N

AcR

AcR

AcR

AcR

N

N

N

AcR

45

43.8

43.4

43.4

45.6

43.6

39.5

41.2

40.1

N

N

N

N

N

N

N

N

N

22.3

28.13

21.95

25.38

17.84

29.5

29.5

28.13

27.44

AcM

AcM

AcM

AcM

N

AcM

AcM

AcM

AcM

TOTAL

T0

N=6 N=7 N=

10

N=6 N=11 N=1

Ac-M

=1

Ac-M

= 10

AcR

=5

Al-M

=3

ALM

=1

AcR =5

N: Normal; AcR: Acidosis Respiratoria; Ac-M: Acidosis Metabólica; ALM: Alcalosis

Metabólica; ALR: Alcalosis Respiratoria.



Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T1.

T1


Animal PCO2 BE H+met PCO2 DIF ATOT Dx

C1

C2

42.9

35.2

N

N

4

1

ALM

N

-5.19

-1.57

ALM

N

42.9

35.2

N

N

44.7

41.9

N

N

26.75

26.75

Ac-M

Ac-M

A1

A2

A3

A4

A5

A6

A7

A8

A9

43.3

42.2

44

43.4

43.9

41.5

45.9

40.9

41.1

N

N

N

N

N

N

AcR

N

N

-2

3

2

4

7

0

2

0

-2

N

ALM

N

ALM

ALM

N

N

N

N

2.6

-5.09

-3.28

-4.62

-7.61

-0.39

-2.83

-0.77

-1.93

N

ALM

N

N

ALM

N

N

N

N

43.3

42.2

44

43.4

43.9

41.5

45.9

40.9

41.1

N

N

N

N

N

N

AcR

N

N

44.1

45.1

41.7

45.8

44.5

41.6

41.4

42.5

39.9

N

N

N

N

N

N

N

N

N

27.29

27.19

19.89

24.7

17.15

30.87

33.96

28.81

31.56

Ac-M

Ac-M

N

Ac-M

N

Ac-M

Ac-M

Ac-M

Ac-M

TOTAL

T1

N=

10

N=7 N=8 N=

10

N=

11

N= 2

Ac-M=9

AcR

=1

ALM

=4

ALM=

3

AcR

=1



Resultados 55


Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes en el T2.

T2


Animal PCO2 BE H+met PCO2 DIF ATO

T

Dx

C1

C2

30.1

46.9

ALR

AcR

7

0

AL

N

2.91

0.22

N

N

30.1

46.9

ALR

AcR

46.8

43.8

N

N

27.1

30.87

Ac-M

Ac-M

A1

A2

A3

A4

A5

A6

A7

A8

A9

45.2

25

39.6

55.9

55.2

41

36

38.4

44.1

AcR

ALR

N

AcR

AcR

N

N

N

N

-2

-1.5

0

0

4

-4

-6.5

-3

-5

N

N

N

N

AL

AM

AM

AM

AM

2.02

35.8

9.85

0

-5.3

6.0

35.4

3.56

8.45

N

AM

AM

N

AL

Ac-M

Ac-M

N

Ac-M

45.2

25

39.6

55.9

55.2

41

36

38.4

44.1

AcR

ALR

N

AcR

AcR

N

N

N

N

40.2

26.4

42.4

42.1

42.8

40.7

34.2

40.5

37.2

N

Ac-M

N

N

N

N

Ac-M

N

Ac-M

15.78

20.58

19.21

25.38

20.58

30.18

33.61

30.87

27.44

Ac-M

N

N

Ac-M

Ac-M

Ac-M

Ac-M

Ac-M

Ac-M

TOTAL

T2

N=5 N=5 N=5 N=5 N=9 N=2

ARL

=2

AcM

=4

Ac-M

= 5

ALR=

2

Ac-M=

3

AcM =

8

AcR

=4

ALM

=2

ALM=

1

AcR

=4

AL=1



Los resultados obtenidos de acuerdo a los diferentes modelos se resumen en la Tabla 8.


Hasselbalch (H-H) y Modelo Simplificado de Iones Fuertes.

MODELO TIPO DE

ALTERACIÓN MÉTODO

TIEMPO 0 TIEMPO 1 TIEMPO 2

ACIDOSIS ALCALOSIS ACIDOSIS ALCALOSIS ACIDOSIS ALCALOSIS

HENDERSON-

HASSELBALCH

Respiratoria PvCO2 6 0 1 0 4 2

Metabólica

BE 1 3 0 4 4 2

H+met 0 1 0 3 5 1

MODELO

SIMPLIFICADO

DE IONES

FUERTES

Respiratoria PvCO2 6 0 1 0 4 2

Iones Fuertes DIF 0 0 0 0 3 0

Ácidos débiles

no volátiles ATOT 10 0 9 0 8 1

7. Discusión

Conviene destacar la importancia de conocer la fisiologia de la lactacion en el ternero y

como al alterarse el reflejo de cierre de la gotera esofágica puede producir acidosis

ruminal con implicaciones fisiológicas importantes y que en la práctica son fuente de

alteraciones en crecimiento y ganancia de peso con pérdidas económicas

representativas. El modelo experimental de alimentacion lactea al rumen permite conocer

dichas alteraciones de forma controlada.

Las hipotermias iniciales en el T0 pueden atribuirse al ayuno y a la fría temperatura

medio-ambiental del Municipio de Cogua (T°: 14 °C; 2600 msnm; Alcaldía Municipal de

Cogua) al momento de toma de la temperatura (07:45 horas) añadiendo que los

neonatos presentan deficiente termorregulación y se puede presentar una variación

diurna de la temperatura corporal de hasta 0.5 a 1.0 °C (Terra, 2010).

Los valores de pH del fluido ruminal descendieron con la administración de

lactorreemplazador intraruminal, posiblemente como dice Moller y colaboradores (Moller

et al, 1997) porque la leche y sus sustratos (también contenidos en el

lactorreemplazador) sirven de sustrato a la flora ruminal y aumenta por esta vía las

concentraciones séricas de D-lactato. Investigaciones previas han reportado que el paso

de leche al rumen en terneros conlleva a acidosis ruminal (Gentile et al, 2004). Dirr en

1998 reportó dos tipos de acidificación ruminal fermentativa: láctica y butírica siendo la

más predominante la acidificación láctica (Dirr, 1998) resaltando que no se puede atribuir

la ácidosis ruminal solo al ácido D- láctico debido a que la fermentación de los

carbohidratos por parte de flora ruminal (Lactobacillu) también son generados otros

compuestos (Ewaschuk et al, 2004 a) como ácidos grasos no volátiles. Además pueden

presentarse casos de elevada D-lactatemia sin acidemia (Gentile et al, 2004) tal como

ocurrió en 8 de los nueve animales del grupo de casos al tiempo 1 y en 1 animal del

grupo de casos en T2.


Las concentraciones de L-lactato pueden presentarse elevadas al nacimiento (Sorge et

al, 2009) y permanecer asi en terneros recién nacidos por al menos 7 días de edad

(Kasari, 1994). En este estudio los animales fueron de 2 a 10 días de nacidos, sin

embargo las concentraciones de L-Lactato se mantuvieron dentro de los rangos

establecidos como de referencia como ya se ha reportado en animales con acidosis

ruminal (Gentile et al, 2004) asi como también se han reportado valores de L-Lactato

sanguíneo venoso superiores a los considerados como fisiológicos en animales con

acidosis ruminal (El-ashker et al, 2012). La correlación de Spearman entre la

concentración de D-lactato sérico y pH venoso sanguíneo en terneros hiper D-

lactatémicos fue de -0.9048 (P <0.01) estadísticamente muy significativa (0.0046) y en

consecuencia podría postularse que el ácido D-láctico podría estar involucrado con el

origen de la acidemia (Treftz et a, 2015 a).

Se presentó en un animal del grupo casos en el tiempo cero (aun sin administración de

leche intrarruminal) con valor de D-lactato de 4.67 mmo/L superior al reportado como

rang de referencia (3.96 mmol/L) y con un brecha aniónica de 18 mEq/L probablemente

por el ayuno del paciente que eventualmente pudiera generar cuerpos cetónicos,

butrirato o β-hidroxibutirato (Constable et al, 1997). Tal variación puede deberse a

diferencias en las dietas de los animales tomados como referencia frente a los pacientes

locales (Lorenz et al, 2003).

Es necesario recalcar que las concentraciones de ácidos grasos no volátiles producidos

en el rumen (ácidos acético, propiónico, butírico, láctico entre otros) dependen del tipo de

alimento (Gentile 1995) y de esta forma se generan los cambios en el epitelio ruminal

tales como hiperqueratosis y paraqueratosis que pueden afectar su posterior absorción y

de esta forma el desarrollo normal de los terneros con cambios en su metabolismo

(Dirksen y Garry, 1987; Herrli-Gygi et al, 2006). Por consiguiente otros aniones fuertes

tales como sulfatos, β-hidroxibutirato, acetoacetato y cationes fuertes como el magnesio,

calcio (Constable et al, 1997) y aniones asociados a uremia (hipurato, oxalato, urato,

hidroxipropionato y furanpropionato; Niwa et al, 1986) pueden eventualmente influenciar

sobre el valor de pH sanguíneo aunque estos no fueron medidos en este experimento.

Discusión 59

Solo un animal de los nueve que presentaron D-lactatemia elevada exhibió hiperkalemia,

algo ya reportado (Treftz et al, 2013b). No obstante los ácidos orgánicos estimulan la

liberación de insulina que introduce potasio a la célula y de esta forma puede no generar

cambios en la concentración de potasio (Adrogué et al, 1986; Guzman-Mora et al, 2004).

Desde la década de 1980s el doctor Peter Stewart propuso una mirada diferente a las

relaciones físico-químicas en las soluciones acuosas como la sangre y que pueden

cuantitativamente relacionarse con las alteraciones ácido-base clásicas. Su propuesta se

fundamenta en las interacciones de electroneutralidad entre iones fuertes en soluciones

complejas. Igual que Henderson y Hasselbalch, entiende que el CO2 es un factor

independiente de acidificación de una solución y su alteración corresponde a las

alteraciones ácido-base respiratorias. Denomina ATOT a los aniones derivados de ácidos

orgánicos presentes (por ejemplo: el lactato o los cuerpos cetónicos, las proteínas que

tienen un débil carácter ácido y a los fosfatos), todos estos también son vistos como

variables independientes que afectan el pH. Los iones fuertes (Na+, K+, Cl-) son el tercer

grupo de elementos independientes que ajustarán sus concentraciones (DIF) de acuerdo

con los cambios en las otras variables independientes. Queda asi que el pH y el HCO3

son variables dependientes de las interacciones de los tres grupos de variables

independientes anteriores.

Actualmente las acidosis pueden interpretarse como resultado de varios tipos de

alteraciones: la acumulación de CO2 (respiratoria); un incremento en ATOT (claramente

metabólica) o una disminución en la DIF (también atribuida a alteraciones metabólicas

como proponen los seguidores de Stewart). Esta puede ser debida a la sobreproducción

de ácidos orgánicos (lactato, cetoácidos), pérdida de cationes fuertes, exceso de cloruro

(administración de cloruro de sodio) lo cual lleva una disminución de la DIF y a

incrementar la SIG (cetoacidosis, acidosis láctica), este último cálculo incluye la brecha

aniónica (AG= anion gap) descrita antes del modelo de Stewart como un complemento

en la interpretación de las acidosis metabólicas identificadas por el método de H-H. Para

precisar estas variables (ver Tabla 1: Variables fisiológicas de medición del estudio).

Naylor reporta que los animales menores de 8 días de edad tienden a la acidosis láctica

mientras que los terneros de mayor edad presentan acidosis no láctica (Naylor, 1987 b).

En este estudio solo dos animales fueron categorizados con acidosis metabólica según el

modelo H-H. Estos también presentaban D-lactatemia aumentada y alto anion gap. Se


han encontrado relaciones significativas entre acidosis láctica y anion gap elevado

(Schelcher et al, 1998, Ewaschuck et al, 2003) sin embargo, en estos dos casos la

regresión linear entre la concentración de D-lactato sérico y AG en estos animales mostró

un valor r: 0.1878 (p> 0.05) estadísticamente insignificante y tambien hubo baja

correlación entre la [D-lactato] sérico y AG (r: 0.4286; p > 0.05) similar a lo encontrado

por Constable y colaboradores con L-lactato (1997).

Se ha postulado que terneros con acidosis ruminal degluten e incrementan la tasa de

producción de saliva, proceso que podría explicar en parte la pérdida de bicarbonato

(Battig 1992 citado por Stocker et al, 1999). Grude y colaboradores no encontraron

niveles elevados de D-lactato en sangre con alto anion gap en terneros bebedores en

leche (Grude et al, 1999). Los terneros con indigestión crónica pueden presentar acidosis

metabólica hipeclorémica o acidosis metabólica con alto anion gap o una combinación de

las dos. El alto AG puede ser causado por aniones no identificados y la acidosis

hiperclorémica presuntamente resulta de pérdida de bicarbonato (Stocker et al, 1999) por

ajuste entre iones fuertes. Otra pérdida indirecta de bicarbonato podría ocurrir cuando el

ácido D-láctico es producido y al disociarse, sus hidrogeniones son amortiguados por el

HCO3- formando H2CO3 que por disociación y solubilidad se excreta como CO2 por la vía

respiratoria. También puede ser perderse HCO3- cuando por vía renal acompaña al Na+ o

un K+ en intercambio por el NH4+ (Halperin y Goldstein, 1999).

Con frecuencia se pretende explicar una alteración ácido-base de manera unicausal, sin

embargo la evidencia demuestra que en la instauración de una acidosis, por ejemplo por

hiperlactatemia, no solo intervenen el anion característico (lactato) sino que también

metabólica y fisiológicamente se producen otros sustratos concurrentes o en paralelo que

muchas veces no se identifican quedando estimados a través de palabras difusas como

―brecha aniónica‖, ―brecha de ion fuerte‖, que dejan intuir la necesidad de discriminar

otros sustratos lo cual puede ser dispendioso en tiempo y costoso en recursos. Los

aniones no medidos pueden ser la variable acidificante más importante en los pacientes

con hiperlactatemia aún más que el lactato en si, dado que los aniones no identificados

disminuyen la DIF causando acidosis (Rinaldi y De Gaudio, 2005). Los dos casos que

presentaron D-lactatemia elevada también exhibieron SIG < 3 mEq/L lo que podría

alertar sobre la presencia de aniones fuertes no medidos y otros ácidos orgánicos.

Discusión 61

Además la regresión linear entre la concentración de D-lactato sérico y SIG mostró un

valor r: 0.3485 (P> 0.05) estadísticamente no significativo; tampoco hubo correlación

entre la concentración de D-lactato sérico y SIG r: 0.1905 (P> 0.05) estadísticamente

significativo. Otros estudios señalan que SIG es ligeramente mejor que el AG en la

cuantificación de la concentración de aniones no medidos al menos en terneros con

diarrea (Treftz et al, 2015a; Vebdnarski et al, 2015). Por consiguiente se recomienda para

la utilización del concepto de brecha aniónica (AG) su ajuste para la concentración de

albúmina lo que le daría utilidad diagnóstica suficiente (Chawla et al, 2008). Puede

incluirse el valor de la carga de la albúmina sérica que de esta forma revelaría un

aumento clínicamente significativo de estos ―aniones no medidos‖ en la mayoría de los

casos (Hatherill et al, 2002) lo cual no se efectuó en este estudio. Algunos pacientes con

hipoalbuminemia frecuentemente presentan reducción en valores de [ATOT] aunque no se

encuentren alcalémicos y su DIF también se encuentre reducida (Kellum, 1998). Esto

indica que aunque haya acidosis por aumento de ATOT no es la única variable que influye

sobre el pH sanguíneo y también hace parte de la debilidad del concepto diagnóstico y

terapéutico que se pretende obtener a partir de la DIF y sus subrogados dado que hasta

el momento no hay estudios que indiquen con suficiente evidencia la becesidad de tratar

las alteraciones metabólicas administrando o sustrayendo albúmina.

Tres animales presentaron Acidosis por Iones Fuertes con D-lactatemia elevada y alto

AG, dos de ellos con baja SIG aunque presentaban valores de electrolitos dentro de los

rangos de referencia. En medicina humana se ha reportado que el 20% de los pacientes

con hiperlactatemia severa mostraron valores normales de pH, [HCO3-], [BE] y [DIF]

(Tuhay et al, 2008). Además Kellum (1998) ha señalado que los pacientes en estado

crítico con hipoalbuminemia a menudo tienen pH normal, DIF reducida y exceso de base

normal, lo que podría considerarse como una respuesta fisiológica a la hipoalbuminemia

a fin de conservar el pH en su rango normal (Sirker et al, 2002). Además en los casos de

acidosis metabólica se puede aumentar el calcio ionizado pues es desplazado de sus

sitios de unión por los iones hidrógeno lo que eventualmente podría afectaría en alguna

medida la concentración de cationes fuertes y en consecuencia elevar el valor de SIG

(Cooper et al, 1992).

La SIG reveló 4 animales con posible acidemia por presencia de ácidos orgánicos no

medidos (aniones no medidos) con valores inferiores a 3 mEq/L. Sin embargo, 5


animales que mostraron SIG superior a 3 mEq/L se encontraban con D-lactatemia

elevada y pH sanguíneo normal indicando que posiblemente habría presencia de

cationes fuertes no medidos, que no neceseriamente se reflejan en el resultado final del

pH sanguíneo venoso posiblemente por respuestas compensatorias del animal y de la

acción de los buffers plasmáticos. Según la teoría de Stewart una alta relación Cl:Na (>

0.79) tiene un efecto acidificante y una baja proporción Cl:Na (<0.75) tiene un efecto

alcalinizante sobre el plasma (Durward y Murdoch , 2003). Sin embargo en este estudio

se observó que en los tres casos de acidosis por iones fuertes (disminución de la DIF) los

animales presentaron valores de sodio, potasio y cloro dentro de los rangos establecidos

como de referencia.

El agua comparada con el plasma a pH 7.4 es un ácido débil, por tanto la adición de

agua libre al plasma de un sujeto puede tener un efecto acidificante (acidosis dilucional)

mientras que la deshidratación podría tener un efecto alcalinizante. Esta hipótesis fue

planteada por Haskins y su grupo en el 2006 e hicieron los experimentos

correspondientes. La evaporación o hidratación experimental con agua libre de muestras

de plasma de cabra causó un cambio cuantitativo proporcional en la concentración

solutos iónicos menos del bicarbonato. El HCO3- estándar incrementó únicamente el 11%

con la evaporación y disminuyó solo el 2% con la hidratación lo cual se atribuyó a la

interacción del bicarbonato con el sistema buffer bicarbonato-ácido carbónico y los

ajustes complejos con otros sistemas buffer en el plasma. La evaporación produjo un

ligero efecto de alcalosis metabólica estadísticamente significativo, mientras que la

adición de agua tuvo efecto de acidosis metabólica estadísticamente insignificante

(Haskins et al, 2006). La deshidratación en terneros aumenta la [ATOT] plasmático

(Bachmann et al, 2009b) aunque la alimentación con leche puede incrementar el volumen

de hidratación plasmático (Bachmann et al, 2009a).

De otra parte se postula que las proteínas ejercen efecto sobre el pH. Por ejemplo:

Staempfli habla de una acidosis hiperproteinémica y una alcalosis hipoproteinémica

(Staempfli 2005). Igualmente se sabe que la hipoalbuminemia reduce el anion gap (Figge

et al, 1998), y se resalta que la carga negativa neta en las proteínas del plasma bovino

normal es físicamente el principal componente del AG (> 90%) (Staempfli 2005). De allí

que la administración de un bolo de infusión de una solución comercial de albúmina 20%

puede conducir a una acidosis leve (Bruegger et al, 2005). Dado que en este modelo de

Discusión 63

iones fuertes el [ATOT] corresponde a los tampones no volátiles como albúmina, globulina

y fosfatos, un alto [ATOT] podría atribuirse en parte a la carga eléctrica que ejerce la alta

concentración de fósforo inorgánico que presentan los animales jóvenes pues la hormona

de crecimiento incrementa la absorción de fosfatos en el riñón En el rumen el fosfato

trabaja como tampón para los ácidos grasos volátiles y como sustrato para los

microorganismos (Klinkon y Jezec, 2012). Sin embargo, la [ATOT] plasmática no siempre

se correlaciona con el pH sanguíneo venoso (Bachmann et al, 2012), lo que puede

representar las diferencias cinéticas de equilibrio de cada componente, rápida en los

iones y lenta en las proteínas. En terneros amamantados con leche se establece un

incremento gradual de las proteínas séricas totales y de albúmina desde el nacimiento

hasta los dos meses de edad, ambos tipos de proteína son más altas que en terneros

amamantados con cantidades limitadas de leche (Klinkon y Jezec, 2012). Las

concentraciones de albúmina plasmática aumentan durante la primera semana de vida

dependiente del suministro de calostro (Blum y Hammon, 2000; Perez-Santos et al,

2015). Se desconoce si los animales de este estudio consumieron calostro y en que

cantidades en sus primeras horas posnatales, lo que pudiera tener efectos sobre la [ATOT]

plasmática.

Autores como Siggard-Andersen líderes del modelo H-H no clasifican como desórdenes

ácido-base los cambios en [ATOT] a pesar del efecto de las proteínas sobre el pH

(Siggard-Andersen y Fogh-Andersen, 1995). Esto porque no han demostrado correlación

entre la reducción en la concentración de albúmina, que puede ser utilizada como

marcador para la reducción en los ácidos débiles y el cambio en la concentración de ión

hidrógeno lo cual va en contra de la teoría de Stewart (Alston et al, 2004). En este

estudio se encontraron 14 muestras (casos en diferentes tiempos) con aumento de ATOT

pero con pH sanguíneo venoso normal, sin acidosis en el modelo H-H.

En este estudio de tuvo particular interés en evitar errores en la toma y conservación de

las muestras, dado que estos pueden generar alteraciones de los valores de pH, pCO2,

BE (Bleul y Gotz, 2015) pues la hemólisis puede aumentar o disminuir los valores séricos

de K+ y Na+ respectivamente (Roussel et al 1997).


Ninguno de los animales presentó un deterioro que comprometiera su estado vital y

tampoco fue necesario implemenar medidas terapéuticas especiales durante el tiempo de

estudio.

Anexos

A. Anexo: Protocolo para intubación con sonda oro-ruminal en terneros

OBJETIVO

Suministro de alimento (agua, leche, lactoreemplazador, solución electrolítica oral)

directamente en rumen.

GRADO DE INVASIVIDAD

Bajo

MATERIALES

Elementos de restricción física: brete, nariguera, lazos, apretaderos, otros de acuerdo

a la finca.

Guantes desechables.

Clorhidrato de lidocaína gel 2% sin epinefrina.

enema plástico desechable para humanos (Bolsa Travad 1500 BRD0021® para

administración de enema con bolsa de 1500 mL y tubo plástico de 1,52 mt;

Laboratorios Baxter®).

Abrebocas para ternero.

Marcador indeleble

DESCRIPCIÓN DEL PROCEDIMIENTO

En los terneros se puede administrar (agua, leche, lactoreemplazador, solución

electrolítica oral) en rumen a través de un enema plástico desechable para humanos.

El operario se colocan los guantes desechables.


Se mide la distancia desde los incisivos del ternero hasta la mitad del abdomen y se

coloca una marca en la sonda en este punto (la colocación correcta de la sonda en

rumen es más fácil comprobando que la punta del tubo avanza a través de la región

caudal con respecto al arco costal hacia la región media del abdomen).

El abrebocas se coloca en la boca del ternero.

Se lubrica la ―sonda‖ (tubo del enema) con gel de lidocaína.

Se cierra la válvula plástica de la sonda (tubo del enema) y se pasa la sonda (tubo

del enema) lentamente a través del abrebocas evitando forzar su entrada al esófago.

La mayor parte de los terneros degluten la sonda a medida que la sonda se introduce

con delicadeza.

El avance de la sonda hasta la marca indica que está ingresando al rumen. La sonda

se puede palpar a medida que avanza por el cuello. Si la sonda va por la tráquea se

estimulará el reflejo de la tos indica que (es poco frecuente) y además la zona no

avanzará hasta la marca efectuada inicialmente en la sonda.

Se puede soplar la sonda y auscultar el abdomen izquierdo para confirmar la

presencia de la sonda en rumen.

Se llena la bolsa del enema con el líquido a suministrar y se ubica a altura superior de

la cabeza del animal.

Se abre la válvula plástica de la sonda (tubo del enema) y se exprime la bolsa con su

contenido para acelerar su administración ruminal.

Adaptado de Naylor 2003.

Sonda oro-

ruminal

13ª costilla

Rumen

Anexos 67

Adaptado de Dirksen 2005.

B. Anexo: Determinación de ácido D-láctico en suero de terneros

Método enzimático por espectrofotometría UV Lectura: 340 nm, contra blanco o agua. Temperatura: 18-20°C Numero de muestras: 36 sueros Corrido por duplicado Materiales y equipos: Espectrofotómetro de luz UV Cubeta de cuarzo 1 cm Pipetas de 1000uL, 200uL y 50uL Puntas de 1000 y 200 Tubos eppendorf, volumen final 1.120mL Agua destilada, para sustitución de reactivos y lavado de cubetas. Gradilla de tubos eppendorf Pancha de agitación (shaker) Cubeta con hielo El Kit contiene: Botella 1 con aprox. 30 ml de solución. Botella 2 con aprox. 210 mg NAD, liofilizado. (Diluir) Botella 3 con aprox. 0,7 ml glutamato piruvato transaminasa. Botella 4 con aprox. 0,7 ml D-lactato deshidrogenasa. Botella 6 con solución de control de ensayo D-lactato. Utilice la solución de control de ensayo sin diluir. Preparación de las soluciones: Utilizar contenido de las botellas 1, 3 y 4 sin diluir y mantener a 2-8 °C. Llevar la solución 1 a 20-25 ° C antes de su uso. Disuelva el contenido de la botella 2 con 6 ml de agua destilada y mantener a 2-8 ° C.

PIPETEAR EN TUBO BLANCO MUESTRA STANDARD SOLUCIÓN 1 SOLUCIÓN 2 SOLUCIÓN 3 CONTROL 6 MUESTRA DE SUERO AGUA DESTILADA

0.500 ml 0.100 ml 0.010 ml - - 0.500 ml

0.500 ml 0.100 ml 0.010 ml - 0.050 ml 0.450 ml

0.500 ml 0.100 ml 0.010 ml 0.050 ml - 0.450 ml

Anexos 69

Mezclar, agitación suave, y leer absorbancias después de aprox. 5 minutos de las soluciones de la muestra (A1), standard y blanco. Añadir: SOLUCIÓN 4 0,010 ml 0,010 ml - Mezclar, agitación suave, esperar tiempo de reacción aprox. 30 min y leer las absorbancias de las soluciones (A2) y blanco. Añadir: Determinar las diferencias de absorbancia (A2-A1) D-láctico y (A3-A2) L-láctico.

Aplicando la siguiente formula:

C [g]= ((V x MW) / (e x d x v x 1000)) x Abs

V: volumen final [ml] v: volumen de la muestra [ml] MW: peso molecular de las sustancias analizadas [g/mol] d: tamaño de la cubeta [cm] e: coeficiente de extensión de NADH.

C. Anexo: Hoja de registro de datos

Fecha: ___________________ Animal: _________________ Edad: ______

Sexo: _____ Peso: ________ Raza: ___________ Marca: _____________

T 0 07:45

T 2 12:45

T 4 22:45

DIA 1 DIA 1 DIA 1 Temperatura

Frecuencia cardíaca

Frecuencia respiratoria

Membranas mucosas

Tiempo de Llenado Capilar

pH RUMINAL

pH

PCO2

PO2

L-Lactato

Bicarbonato

TCO2

Exceso de base)

SO2

Sodio

Potasio

Cloruro

Anexos 71

BUN

Glucosa

Hematocrito

Anion Gap (EC8+)

[Na+]+[K+])-([Cl-]+[HCO3-]).

Hemoglobina

Proteínas plasmáticas totales

(refractómetro ATC®).

DIF medida =

([Na+] + [K+]) – ([Cl-])

Concentración plasmática total

de ácidos débiles (ATOT)

carga total negativa de la [PPT] A-

Brecha de Iones Fuertes ([[ATOT] /

{1+107.08-pH

}) – AG

D-Lactato

Depresión severa con recumbencia prolongada

Grado de estimación de deshidratación >10% (Constable et al., 1998).

Ausencia completa de Reflejo de succión.

Apetito disminuido en 2 alimentaciones consecutivas

-Acidosis metabólica severa con exceso de base actual calculado en < 15 mmol/l.

Retrasado, incompleto o ausente

OBSERVACIONES:_____________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

D. Anexo: Hoja de resultados de variables y tiempo 0

E. Anexo: Hoja de resultados de variables y tiempo 1.

F. Anexo: Hoja de resultados de variables y tiempo 2.

G Anexo. Composición del lactoreemplazador (dìa 2: fase de inducción)

Se utilizó lactoreemplazador (sustituto lácteo) Sprayfo Red© (Licencia de venta

ICA No.: 7617 AL).

Proteína: 20% mínimo, Grasa: 15% mínimo, cenizas: 9% máximo, fibra 0.8 %

máximo, humedad: 3.5% máximo, lactosa: 43%, calcio: 0.7%, fósforo: 0.7%, àcido

fumàrico: 0.2%, Vitamina A: 40000 UI, Vitamina D3: 5000 UI, Vitamina E: 80 mg,

Vitamina B1: 6 mg, Vitamina B2: 6 mg, Vitamina B6: 4 mg, Vitamina B12: 40 mcg,

Vitamina K3: 4 mg, Vitamina C: 160 mg, Manganeso (Mn): 45 mg, Hierro (Fe): 90

mg, Zinc (Zn): 84 mg, Magnesio (Mg): 0.3 mg, Yodo (I): 1.0 mg.

Se mezcla 1 Kg de lactoreemplazador en 8 Lts de agua potable quedando 9 litros

de lactoreemplazador preparado.

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Evaluación del estado ácido-base en terneros con acidosis ruminal