FACULTAD DE CIENCIAS DE SALUDdspace.udla.edu.ec/bitstream/33000/10964/1/UDLA-EC-TMVZ... · 2019-08-22 · marina donde llegan animales lesionados o enfermos que deben ser tratados

FACULTAD DE CIENCIAS DE SALUD

DESCRIPCIÓN DE PARÁMETROS SANGUÍNEOS MEDIANTE HEMOGRAMAS EN Chelonia mydas EN EL CENTRO DE

REHABILITACIÓN DE FAUNA MARINA DEL PARQUE NACIONAL MACHALILLA, PUERTO LÓPEZ.

Autora

Gloria Pamela Noboa Marín

Año2019

FACULTAD DE CIENCIAS DE SALUD

DESCRIPCIÓN DE PARÁMETROS SANGUÍNEOS MEDIANTE

HEMOGRAMAS EN Chelonia mydas EN EL CENTRO DE REHABILITACIÓN

DE FAUNA MARINA DEL PARQUE NACIONAL MACHALILLA, PUERTO

LÓPEZ.

“Trabajo de Titulación presentado en conformidad con los requisitos

establecidos para optar por el título de Médico Veterinario Zootecnista”

Profesor Guía

MV. MSc. PhD. Alexander Genoy-Puerto

Autora

Gloria Pamela Noboa Marín

Año

2019

DECLARACIÓN DEL PROFESOR GUÍA

"Declaro haber dirigido el trabajo, Descripción de parámetros sanguíneos

mediante hemogramas en Chelonia mydas en el centro de rehabilitación de

fauna marina del parque nacional Machalilla, Puerto López, a través de

reuniones periódicas con el estudiante Gloria Pamela Noboa Marín, en el

semestre 2019-10, orientando sus conocimientos y competencias para un

eficiente desarrollo del tema escogido y dando cumplimiento a todas las

disposiciones vigentes que regulan los Trabajos de Titulación".

_________________________________________

MV. MSc. PhD. Alexander Genoy-Puerto Médico Veterinario C.I.:1757589278

DECLARACIÓN DEL PROFESOR CORRECTOR

"Declaro haber revisado este trabajo, Descripción de parámetros sanguíneos

mediante hemogramas en Chelonia mydas en el centro de rehabilitación de

fauna marina del parque nacional Machalilla, Puerto López, del estudiante

Gloria Pamela Noboa Marín, en el semestre 2019-10, dando cumplimiento a

todas las disposiciones vigentes que regulan los Trabajos de Titulación".

___________________________________

Luis Fabián Núñez Naranjo MVZ. MSc. PhD

C.I.: 171282025-5

DECLARACIÓN DEL AUTORÍA DEL ESTUDIANTE

“Declaro que este trabajo es original, de mi autoría, que se han citado las

fuentes correspondientes y que en su ejecución se respetaron las disposiciones

legales que protegen los derechos de autor vigentes.”

_____________________________

Gloria Pamela Noboa Marín C.I: 1720219276

AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecer a mi familia

que siempre me apoyó, a los

Doctores que ayudaron a

formarme en el camino,

especialmente al Doctor

Fernando Paredes que fue quien

me abrió las puertas en

Veterinaria y realizo un enorme

aporte a mi formación, a los

maestros que me dieron las

bases y a mi tutor Alexander

Genoy Puerto por ayudarme en

la culminación de este camino,

que es el inicio de uno más

largo.

DEDICATORIA

Quiero dedicar este estudio a

mis padres, Gerardo Noboa y

Gloria Marín, que estuvieron

apoyándome en todo momento

de mi vida y a Greta, la cual me

motiva para ser cada vez mejor

en la profesión que elegí para

toda mi vida.

RESUMEN

A nivel internacional existen varios estudios hematológicos en tortugas marinas

sanas y en libertad que dan una idea de los valores normales a encontrar en

estos animales. Hay que tomar en cuenta que esto puede variar dependiendo

la ubicación geográfica, la especie y el estado general del animal. La tortuga

verde (Chelonia mydas) es una especie de tortuga marina que se encuentra en

peligro de extinción y que se puede encontrar en la línea costera de varios

países. En el Ecuador existe un centro de rescate y rehabilitación de fauna

marina donde llegan animales lesionados o enfermos que deben ser tratados

para luego ser reinsertados en su hábitat. Para esto es necesario contar con

una base de datos hematológicos que permita tener una mejor idea de lo que

se podría encontrar en animales no sanos. Este estudio tiene como objetivo

determinar patrones hematológicos de hematocrito, proteínas plasmáticas

totales y conteos celulares en tortugas Chelonia mydas lesionadas y alojadas

en el centro de rehabilitación de Puerto López – Ecuador. El hematocrito se

midió con capilares y cartillas de hematocrito; el mismo capilar se utilizó con un

refractómetro para medir las proteínas plasmáticas totales y los conteos de

glóbulos blancos, glóbulos rojos y trombocitos se realizaron con una cámara de

Neubauer. Para los diferenciales de leucocitos se utilizó tinción de Giemsa y un

análisis por microscopia de luz. En el estudio no se encontró diferencia

significativa entre machos y hembras para ninguno de los parámetros

hematológicos estudiados y se observó un leve aumento en el número de

eritrocitos, leucocitos, heterófilos, linfocitos, monocitos y trombocitos en

comparación con otros estudios en animales libres. El presente trabajo podría

servir como base para futuros trabajos en animales en cautiverio y los

parámetros recolectados de las tortugas podrían ser utilizados como una guía

dentro del centro de rehabilitación.

ABSTRACT

At the international level, there are several hematological studies on healthy

and free sea turtles that give an idea of the normal values to be found in these

animals. It must be considered that this may vary depending on the

geographical location, the species and the general condition of the animal. The

green turtle (Chelonia mydas) is a species of marine turtle that is in danger of

extinction and that can be found in the coastal line of several countries. Ecuador

has a center for the rescue and rehabilitation of marine fauna, where injured or

sick animals arrive to be treated and then reinserted into their habitat. For this, it

is necessary to have a hematological database that gives a better idea of what

could be found in unhealthy animals. The aim of this study is to determine the

hematological patterns of hematocrit, total plasma proteins and cell counts in

Chelonia mydas turtles that are housed in the rehabilitation center of Puerto

López - Ecuador. The hematocrit was measured with capillaries and hematocrit

card; The same capillary was used with a refractometer to measure the total

plasma proteins and the counts of white blood cells; red blood cells and

thrombocytes were made with a Neubauer chamber. For leukocyte differentials,

Giemsa staining and light microscopy analysis were used. In the study, no

significant difference was found between males and females for any of the

hematological parameters studied and a slight increase in the number of

erythrocytes, leukocytes, heterophils, lymphocytes, monocytes and

thrombocytes were observed in comparison with other studies in free animals.

The present work could serve as a basis for future work on animals in captivity

and the parameters collected from the turtles could be used as a guide within

the rehabilitation center.

ÍNDICE

1. CAPITULO I. INTRODUCCIÓN .................................................... 1

1.1 Objetivos ............................................................................................... 1

1.1.1 Objetivo general ................................................................................. 1

1.1.2 Objetivos Específicos ......................................................................... 2

1.2 Hipótesis ................................................................................................ 2

2. CAPITULO II. MARCO TEORICO ............................................... 3

2.1 Tortugas Marinas ................................................................................ 3

2.2 Clasificación taxonómica ................................................................... 3

2.3 Distribución geográfica ...................................................................... 4

2.4 Descripción física ................................................................................ 4

2.5 Hábitat ................................................................................................... 4

2.6 Comportamiento .................................................................................. 5

2.7 Reproducción ....................................................................................... 5

2.8 Alimentación ......................................................................................... 6

2.9 Depredadores ...................................................................................... 6

2.10 Contención física .............................................................................. 6

2.11 Hematología ...................................................................................... 7

2.11.1 Hematocrito (Hto) ........................................................................... 8

2.11.2 Proteínas plasmáticas totales (PTT) ............................................... 8

2.11.3 Conteo total de eritrocitos, leucocitos y trombocitos ....................... 9

2.11.4 Frotis sanguíneo, valoración morfológica y conteos diferenciales 10

2.12 Células sanguíneas en reptiles ................................................... 11

2.12.1 Eritrocitos ...................................................................................... 11

2.12.2 Leucocitos .................................................................................... 11

2.12.3 Trombocitos: ................................................................................. 14

3. CAPITULO III. MATERIALES Y METODOS ........................ 15

3.1 Ubicación ............................................................................................ 15

3.1.1 Ubicación geográfica ........................................................................ 15

3.2 Población y muestra ......................................................................... 15

3.2.1 Población ......................................................................................... 15

3.2.2 Muestra ............................................................................................ 15

3.2.3 Criterios de inclusión ........................................................................ 16

3.2.4 Criterios de exclusión ....................................................................... 16

3.3 Materiales ........................................................................................... 16

3.4 Metodología ........................................................................................ 16

3.4.1 Animales .......................................................................................... 16

3.4.2 Toma de muestras ........................................................................... 17

3.4.3 Procesamiento de muestras ............................................................. 19

3.4.4 Método estadístico ........................................................................... 23

4. CAPITULO IV: RESULTADOS Y DISCUCIÓN ................... 24

4.1 Morfología ........................................................................................... 24

4.1.1. Heterófilos ....................................................................................... 24

4.1.1 Eosinófilos ........................................................................................ 25

4.1.2 Basófilos ........................................................................................... 26

4.1.3. Monocitos ........................................................................................ 27

4.1.4. Linfocitos ......................................................................................... 28

4.1.4. Azurófilos ........................................................................................ 29

4.1.5. Parámetros significativos estadísticamente .................................... 29

4.1.6. Parámetros no significativos estadísticamente ............................... 30

4.2. Perfil hematológico .......................................................................... 31

4.2.4. Comparación entre hembras y machos ........................................... 33



4.2.7. Comparación de resultados con otros estudios .............................. 35

4.3. Biometría ............................................................................................ 37



4.4. Relación entre biometría y hematología ..................................... 38

4.4.1. Parámetros significativos estadísticamente en hembras ................. 38

4.4.3. Parámetros significativos estadísticamente en machos .................. 40

4.4.4. Parámetros no significativos estadísticamente en machos ............. 40

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ....................... 42

5.1. Conclusiones..................................................................................... 42

6.2. Recomendaciones ........................................................................... 43

REFERENCIAS ....................................................................................... 44

ANEXOS ..................................................................................................... 48

1

1. CAPITULO I. INTRODUCCIÓN

La Chelonia mydas es una tortuga marina que se encuentra en peligro de

extinción. Es una especie que anida en algunas playas ecuatorianas. Estos

animales se encuentran generalmente en la línea costera y alrededor de islas

donde puede obtener su alimento. Es extraño encontrarlas en mar abierto (Sea

turtle conservancy, 2017).

La pesca, la contaminación de los mares y los humanos son sus principales

amenazas. El Ecuador cuenta con un centro de rescate de fauna marina que

recibe animales afectados por la intervención humana, los rehabilita y los

devuelve a su hábitat. A nivel nacional no se cuenta con estudios

hematológicos en tortugas marinas y los existentes a nivel internacional fueron

realizados en animales sanos y en libertad de varias especies de tortugas

marinas. Estos entregan información relevante sobre los valores hematológicos

que pueden ser esperados en animales saludables. Se debe tomar en cuenta

que los valores pueden variar según la especie, la edad, el estado de salud y la

ubicación geográfica donde se encuentren los animales.

Formar una base de datos hematológicos de animales enfermos o lesionados

puede servir como una guía de los valores que se pueden esperar en animales

varados y ser una ayuda para el centro al momento de decidir el tratamiento

adecuado para nuevos animales durante su rehabilitación.

1.1 Objetivos

1.1.1 Objetivo general

Crear un perfil hematológico de la población de Chelonia mydas

lesionadas del centro de rehabilitación de fauna marina del Parque

Nacional Machalilla, mediante técnicas hematológicas, que puedan

servir de referencia para los individuos que lleguen al centro.

2

1.1.2 Objetivos Específicos

Caracterizar los datos hematológicos obtenidos de las tortugas en

rehabilitación.

Comparar los valores obtenidos en este estudio con los valores

reportados en otros estudios de la misma especie.

Analizar si el sexo de los individuos tiene influencia en los valores

hematológicos en este estudio.

1.2 Hipótesis

HO: No existe variabilidad en los valores hematológicos asociados a

eventos de cronicidad por tiempos de cautiverio prolongados, fracturas y

cuerpos extraños.

H1: Existe variabilidad en los valores hematológicos asociados a

eventos de cronicidad por tiempos de cautiverio prolongados, fracturas y

cuerpos extraños.

3

2. CAPITULO II. MARCO TEORICO

2.1 Tortugas Marinas

Las tortugas marinas son reptiles marinos que cuentan con pulmones y habitan

en el trópico y subtrópico alrededor del mundo. En su exterior cuentan con un

caparazón y un plastrón. Poseen unas escamas grandes conocidas como

escudos que cubren su cuerpo y ayudan a diferenciar las distintas especies.

Existen siete especies de tortugas marinas y todas están en peligro de

extinción diferenciándose por la gravedad (Sea turtle conservancy, 2017).

Son animales que no cuentan con dientes, pero si con unos poderosos picos.

No tienen orejas, pero si tímpanos internos cubiertos por piel. Tienen aletas

grandes y fuertes. Estas tortugas viven toda su vida en el mar excepto por sus

estadios de vida iniciales, ya que las hembras anidan en la arena,

generalmente en su playa natal y las crías deben atravesarla para llegar al mar.

La época de anidaciones dependerá del lugar (Sea turtle conservancy, 2017).

2.2 Clasificación taxonómica

La Chelonia mydas se califica taxonómicamente de la siguiente manera (ITIS,

2008).

Reino: Animalia

Subreino: Bilateria

Infrareino: Deuterostomía

Filum: Cordata

Subfilum: Vertebrata

Infrafilum: Gnathostoma

Superclase: Tetrapoda

Clase: Reptilia

Orden: Testudines

4

Suborden: Cryptodira

Superfamilia: Chelonioidea

Familia: Cheloniidae

Subfamilia: Cheloniinae

Género: Chelonia

Especie: Chelonia mydas

2.3 Distribución geográfica

La Chelonia mydas se encuentra distribuida a nivel mundial en aguas tropicales

y subtropicales. Es una especie que realiza migraciones extensas ayudada

muchas veces por corrientes como la del Golfo. Las colonias más grandes se

encuentran en Costa Rica, Surinam, Reino Unido, Brasil, Hawái, Australia,

Florida (EE. UU.), Nicaragua y Uruguay (Monzón., Tomás., Narol y Marco,

2011)

2.4 Descripción física

La Chelonia mydas se distingue por su dorso verdoso o café oliva, aunque

puede variar desde un verde pálido, amarillo y oscuro. Tiene un caparazón

ancho y profundo con cuatro escudos delgados y yuxtapuestos que puede

llegar a medir 120 cm de largo. El plastrón tiene un tono amarillento con cuatro

escudos infra marginales sin poros. También posee escamas prefrontales en la

cabeza que es redonda. Su mandíbula inferior con borde filoso y aserrados,

aletas delanteras con una uña. Estos animales pueden pesar hasta 230 Kg

(Dick, 2005).

2.5 Hábitat

Se encuentran en tres hábitats diferentes según su ciclo de vida. Playas de

nidificación, sitios de convergencia en mar abierto y zonas de alimentación en

aguas poco profundas. Las áreas de nidación suelen ser islas, archipiélagos y

5

algunas playas continentales; mientras que las de alimentación son pastos

marinos, arrecifes coralinos, fondos rocosos y hábitats con una profundidad

máxima de 20 m. Las temperaturas suelen ser cálidas entre 16 ° y 30 ° C

(Monzón et al, 2011).

2.6 Comportamiento

Durante su primer día fuera del cascaron, pasan por un periodo de frenesí que

les permite llegar al mar lo más rápido posible para disminuir la probabilidad de

ser depredadas (Spotila., O'Connorm y Paladino, 2004). Al llegar al agua se

dirigen a las zonas de convergencia en mar abierto por 3 o 5 años hasta medir

20-40 cm de longitud curva de caparazón (LCC). Al tener la edad y el tamaño

necesario, los ejemplares juveniles se dirigen a aguas pocas profundas que

tengan una alta disponibilidad de recursos. En su mayoría van cerca de sus

playas natales, pero siempre hay un porcentaje de animales que migran hacia

otras costas (Monzón et al, 2011). Al alcanzar su madurez sexual, que se

estima ocurre entre los 20 y 50 años, van a sus áreas de anidación para

reproducirse durante unos meses y vuelven al mar para regresar a reproducirse

dentro de 2 a 3 años (Spotila et al, 2004).

2.7 Reproducción

La temporada reproductiva depende del área geográfica. La cópula la realizan,

cerca de la costa, bajo el agua. Los machos compiten entre ellos por las

hembras y estas pueden fertilizar varias ocasiones los huevos con el mismo

esperma. Al terminar de aparearse, las hembras se dirigen a la playa para

buscar un buen lugar en la arena para anidar, donde hacen un hoyo y

depositan un promedio de 123 huevos para luego cubrirlos y regresar al mar.

Las hembras se reproducen cada 2 a 3 años y reanidan un promedio de 3

veces por temporada y los machos viajan a las zonas de reproducción cada

año (Parque Nacional Arrecife Alacranes, 2011).

6

La mortalidad de huevos y neonatos puede llegar alcanzar el 90 % y se cree

que solo una de cada mil tortugas llega a reproducirse. Esta alta mortalidad se

contrarresta con la longevidad de la especie y su alta fertilidad. (Monzón et al,

2011).

Al igual que otros reptiles, la Chelonia mydas determina su sexo, según la

temperatura, al segundo tercio de incubación. Se sabe que por encima de los

32 ° C las crías serian hembras en su totalidad y por debajo de los 28 ° C

serían machos (Spotila et al, 2004).

2.8 Alimentación

Estos animales presentan cambios de dieta durante su desarrollo. Al inicio se

alimentan de residuos de vitelo. Los juveniles mantienen una dieta omnívora

mientras nadan por mar abierto, pero evitan las algas flotantes. Cuando

empiezan a migrar a aguas poco profundas, adquieren la capacidad de digerir

nutrientes vegetales y lentamente pasan a tener una alimentación herbívora

(Monzón et al, 2011).

2.9 Depredadores

Perros, gatos, cerdos, ratas, aves, lagartos y cangrejos, entre otros, son

depredadores de huevos y neonatos. Las tortugas jóvenes y adultas solo se

encuentran amenazadas por animales grandes como tiburones, orcas,

cocodrilos, jaguares, entre otros. Una de las mayores amenazas para esta

especie es el ser humano (Monzón et al, 2011).

2.10 Contención física

Los quelonios acuáticos deben contenerse con cuidado debido al riesgo de

mordedura por la conformación de sus picos. La forma más segura es

cogiéndolas de la parte dorsal. Generalmente se las toma de la parte cráneo-

7

central del escudo nucal y de la parte caudal del escudo supracaudal (Álvarez,

2018). Se puede observar la conformación del caparazón en la Figura 1.

Figura 1. Grafica de la conformación del caparazón de una tortuga marina.

Tomado de (Castro, 2016).

2.11 Hematología

La sangre da el 8 % del peso de los animales y está compuesta por glóbulos

rojos, glóbulos blancos, trombocitos, proteínas y vitaminas, entre otros, que se

encuentran en el plasma. La línea roja es la más numerosa, seguida por los

trombocitos. La línea blanca es la tercera en tamaño y sus células más

numerosas varían entre linfocitos y heterófilos. La sangre circula por todo el

cuerpo y entra en contacto con cada parte del cuerpo del animal para mantener

el equilibrio del medio interno (Gallo, 2014).

Es importante realizar estudios hematológicos porque sirven para el

diagnóstico de enfermedades que alteran los niveles de sus componentes. El

primer examen es el hemograma, el cual entrega una idea de la cantidad de

células que tiene la sangre y las diferencia entre eritrocitos, Heterófilos,

basófilos, eosinófilos, azurófilos, linfocitos, monocitos y trombocitos. Además,

da valores de hematocrito y proteínas plasmáticas totales (Gallo, 2014).

8

2.11.1 Hematocrito (Hto)

Para el Hematocrito (Hto) se necesita tomar el capilar, colocarlo y proceder a

introducirlo en el tubo con la muestra de sangre. Se debe observar que se llene

hasta la marca, se lo saca y se lo tapa. Con una gasa con alcohol, se limpia

suavemente los alrededores del capilar para quitar el exceso de sangre y

después se lo centrifuga durante 5 minutos a 12000 rpm en una maquina

específica para capilares. Al terminar se comparan los resultados con una

cartilla (Figura 2) para saber el Hto del animal (Universidad Autónoma del

Estado de México, 2013).

Figura 2. Cartilla de lectura de hematocrito. Tomado de (Universidad

Autónoma del Estado de México, 2013).

2.11.2 Proteínas plasmáticas totales (PTT)

El análisis para ver proteínas plasmáticas totales (PPT) es con refractómetro.

Se tiene que calibrar, antes de la lectura, aplicando una gota de solución buffer

y ajustando el tornillo (Universidad Autónoma del Estado de México, 2013).

Con el mismo capilar del hematocrito, se toma muestra de la parte del suero,

se lo coloca en el refractor y se observa apuntando hacia la luz (Yepes et al.

2011). Después de la lectura se realiza la limpieza con suero fisiológico y se

seca totalmente (Universidad Autónoma del Estado de México, 2013).

9

2.11.3 Conteo total de eritrocitos, leucocitos y trombocitos

2.11.3.1 Eritrocitos (GR)

El recuento se puede hacer mediante la cámara de hemocitométrica de

Neubauer (Figura 3) o la Neubauer modificada. En ambos se utilizará una gota

de la muestra diluida de 1.20 con el reactivo Nack Herrick (4 ml de reactivo por

20 µL de sangre) en la cámara de recuento y se dejará sedimentar durante

cinco minutos antes de contar. Se cuenta el cuadrado central y los cuatro

cuadrados de las esquinas de la cuadrícula (Martínez, Lavín y Cuenca, 2011).

Figura 3. Cámara de Neubauer. Tomado de (Martínez et al, 2011).

2.11.3.2 Leucocitos (GB)

El mismo procedimiento del Neubauer modificado se utiliza para contar los

leucocitos. Para obtener la cantidad por μl se tienen que contar los leucocitos

presentes en los 9 campos mayores de la cámara de Neubauer. Su principal

desventaja es la diferenciación de linfocitos con trombocitos (Martínez et al,

2011).

2.11.3.3 Trombocitos

Para los trombocitos se manejará el mismo procedimiento con una dilución

sanguínea de 1:200 y observando toda la cuadrícula central de ambos lados de

la cámara (Martínez et al, 2011).

10

2.11.4 Frotis sanguíneo, valoración morfológica y conteos diferenciales

2.11.4.1 Frotis sanguíneo

Para realizar el frotis se necesitan dos portaobjetos. Se coloca una gota de

sangre en el extremo del primero y con el segundo en 45° grados se toca la

sangre para que se extienda sobre el borde. Después de esto se desliza

delicada pero firmemente hacia el otro extremo del primer portaobjetos,

dejando una cubierta homogénea de sangre. Esto deberá secarse antes de

colocar la primera tinción y dejar reposar por 5 minutos. Pasado este tiempo se

lava con agua y se deja secar nuevamente antes de observarlo bajo el

microscopio (Meyer y Harvey, 2007). Guía grafica de cómo realizar un frotis en

la Figura 4.

Figura 4. Gráfico de frontis sanguíneo. Tomado de (Meyer et al, 2007).

2.11.4.2 Valoración morfológica y conteo diferencial

La valoración morfológica se hace sobre extensiones de sangre sin

anticoagulantes, inmediatamente después de la toma de sangre para evitar las

alteraciones. Secadas al aire y con tinción. Esto permite diferenciar de mejor

manera los leucocitos y trombocitos (Martínez et al, 2011).

Después se hace el recuento de leucocitos diferenciando su morfología de las

demás células sanguíneas. También se observan tamaños y cambios que

podrían sugerir una patología (Martínez et al, 2011).

11

2.12 Células sanguíneas en reptiles

2.12.1 Eritrocitos

Los eritrocitos (Figura 5) son ovalados y tienen un núcleo central, redondeado u

oval. Su cromatina es purpura y con bordes irregulares, su citoplasma es

uniforme y con una ligera tonalidad azul por efecto de la heparina (Ramírez.,

Martínez y Fuentes, 2012).

Figura 5. Eritrocitos. Tomado de (Brito, 2016).

2.12.2 Leucocitos

2.12.2.1 Heterófilos

Estas células se caracterizan por su forma redondeada u ovalada, con un

citoplasma incoloro que tiene gránulos eosinofílicos y un núcleo de color azul

purpura ubicado, generalmente, excéntricamente a un lado de la célula

(Ramírez et al, 2012). Vista de heterófilo Figura 6.

Figura 6. Heterófilo. Tomado de (Martínez et al, 2011).

12

2.12.2.2 Eosinófilos

Son células redondeadas con citoplasma liso y gránulos circulares de color

rojo. Un núcleo morado de forma ovalada que se encuentra en posición

excéntrica (Hernández, 2008). Vista de un eosinófilo Figura 7.

Figura 7. Eosinófilo. Tomado de (Ramírez et al, 2012).

2.12.2.3 Basófilos

Las células tienen gran cantidad de gránulos basófilos y su membrana

citoplasmática presenta baja afinidad a las tinciones. Su núcleo puede o no ser

lobulado, pero en la mayoría de los casos no se puede observar por la gran

cantidad de gránulos (Ramírez et al, 2012). Vista de un basófilo Figura 8.

Figura 8. Basófilo. Tomado de (Ramírez et al, 2012).

2.12.2.4 Azurófilos

La caracterización y categorización de esta célula ha sido controversial.

Algunos autores lo describen como un tipo de heterófilo, otros lo mencionan

13

como una especie de monocito y los últimos lo mencionan como una

clasificación propia. Se trata de una célula irregular, de menor tamaño a los

monocitos, con un núcleo arredondeado no segmentado y un citoplasma

basofílico con pocos gránulos de distintos tamaños. La literatura dice que es

poco común en quelonios y que su presencia se confirma mayoritariamente en

serpientes (Martínez et al, 2011).

2.12.2.5 Linfocitos

Son células redondas y pequeñas, con poco citoplasma basofílico y un núcleo

centrado, circular y morado (Martínez et al, 2011). Vista de un Linfocito en la

Figura 9.

Figura 9. Linfocito. Tomado de (Ramírez et al, 2012).

2.12.2.6 Monocitos

Fueron redondeados con bordes lisos, abundante citoplasma, de gran tamaño

y núcleo redondeado, azulado y excéntrico. Una gran presencia de estos

podría indicar un proceso infecciono crónico o la presencia de un estímulo al

sistema inmunológico del animal (Hernández, 2008). Vista de un monocito en la

Figura 10.

14

Figura 10. Monocito. Tomado de (Brito, 2016).

2.12.3 Trombocitos:

Los trombocitos tienen forma elíptica y un núcleo púrpura que se ubica

centralmente y ocupa mayor espacio que el citoplasma (Ramírez et al, 2012).

Vista de trombocitos en la Figura 11.

Figura 11. Trombocitos. Tomado de (Ramírez et al, 2012).

15

3. CAPITULO III. MATERIALES Y METODOS

3.1 Ubicación

El estudio fue realizado en el centro de rehabilitación de fauna marina del

Parque Nacional Machalilla y los laboratorios de investigación de la sede Queri

de la Universidad de las Américas.

3.1.1 Ubicación geográfica

El centro de rehabilitación de fauna marina se encuentra ubicado en la ciudad

de Puerto López en la provincia de Manabí, Ecuador. Las coordenadas de su

localización son: Latitud -1.558954 y Longitud -80.810934. Está a una altura

promedio de 200 metros sobre el nivel del mar.

La Universidad de las Américas se localiza en la ciudad de Quito en la

provincia de Pichincha, Ecuador. Las coordenadas de su ubicación son: Latitud

-0.2166667 7 y Longitud -78.5. A 25 kilómetros de la línea ecuatorial. Está a

una altura promedio de 2820 metros sobre el nivel del mar.

3.2 Población y muestra

3.2.1 Población

La población del estudio fueron las 32 tortugas marinas que se encontraron en

el centro de rehabilitación de fauna marina del Parque Nacional Machalilla de

Puerto López, al momento del estudio.

3.2.2 Muestra

El tamaño de la muestra fueron los 12 animales de la especie Chelonia mydas

que cumplieron con los criterios de inclusión. La muestra estuvo compuesta de

3 machos y 9 hembras.

16

3.2.3 Criterios de inclusión

Tortugas que se encontraron en el centro de rehabilitación durante el

estudio.

Animales considerados adultos jóvenes.

3.2.4 Criterios de exclusión

Tortugas que no se encontraron en el centro de rehabilitación durante el

estudio.

Animales jóvenes que no tuvieron el tamaño adecuado para extraer una

muestra.

3.3 Materiales

Los materiales usados en el presente estudio se encuentran listados en el

anexo A.

3.4 Metodología

Las técnicas y procedimientos realizados fueron supervisados por el Ph.D.

Alexander Genoy-Puerto con título de médico veterinario y con maestría y

doctorado en Ciencias con énfasis en Patología experimental y comparada de

animales silvestres.

La metodología utilizada se basó en la descrita por Martínez, Lavín y Cuenca

en el 2011 y Meyer y Harvey en el 2007.

3.4.1 Animales

El estudio se realizó en 12 animales adultos de la especie Chelonia mydas que

se encontraban en el centro de rehabilitación. La muestra estuvo compuesta de

3 machos y 9 hembras.

17

3.4.2 Toma de muestras

Para la toma de muestras se realizó primero la contención física de cada

animal por separado para poder tomar la muestra de sangre y procesarlas

posteriormente.

3.4.2.1 Contención física

Se tomó al animal desde la parte craneal del escudo nucal y de la parte caudal

del escudo supracaudal para pesarlo y llevarlo a la mesa de manejo. Una vez

ubicada, se procedió a exponer la parte dorsal del cuello tomando la cabeza del

animal desde su base y presionando hacia bajo. En las Figuras 12 y 13 se

puede observar como tomar a los animales del caparazón y como realizar la

exposición del cuello.

Figura 12. Contención Chelonia mydas.

18

Figura 13. Exposición de la parte dorsal del cuello.

3.4.2.2 Toma de muestra

Al tener expuesto el cuello se realizó una punción en la parte latero dorsal con

una jeringa de 5 ml con aguja calibre 21. Se extrajo 4 ml de sangre de la

yugular superficial y se colocaron en tubos VACUETTE de heparina sódica

(Greiner Bio-One, España) con capacidad para 4 ml. Vista de los tubos de

heparina sódica y de la toma de muestra en las Figuras 14 y 15.

Figura 14. Tubo para hematología de heparina sódica.

19

Figura 15. Toma de muestra de sangre de la yugular dorsal.

3.4.3 Procesamiento de muestras

3.4.3.1 Frotis sanguíneo

Se realizó inmediatamente después de la extracción de sangre de cada animal

y se utilizó la técnica de gota fina. Se inició limpiando las placas CITOPLUS

(OMNIBUS, Filipinas) con alcohol y se dejó secar. Al extraer la sangre se

colocó una pequeña gota a un lado del portaobjetos y se posicionó el otro en

un ángulo de 45° para que uno de sus extremos tocara la gota de sangre y se

extendiera a lo largo del filo mediante capilaridad. Seguidamente se esparció la

muestra a lo largo de la lámina. Se hicieron tres placas por animal y se dejaron

secar al ambiente.

3.4.3.2 Hematocrito

Se utilizó un capilar de Hto por cada muestra (CNWTC, China). Se colocó la

punta dentro del tubo de heparina sódica y cada uno se llenó dos tercios. Se

taparon los capilares con plastilina y se limpió el exceso de sangre con una

gasa. Las muestras se centrifugaron durante 5 minutos a 12000 rpm en la

microcentrífuga (Gemmy Industries, EE. UU.) que se puede observar en la

Figura 16. Al terminar se comparó cada capilar con los cartones de hematocrito

(Figura 17) para obtener los resultados.

20

Figura 16. Centrifugación de capilares para hematocrito.

Figura 17. Cartilla para leer hematocrito.

3.4.3.3 Proteínas plasmáticas totales

Antes de cada lectura, el refractómetro (Fisher Scientific International, Inc.,

Estados Unidos) fue calibrado colocando agua en el prisma y secado

totalmente con una gasa para que cualquier sustancia que pudiera encontrarse

ahí y modificar los resultados. Después de ser centrifugados, todos los

capilares se rompieron a nivel de la línea de glóbulos blancos. Se colocó el

plasma en el prisma y se observaron los resultados apuntando hacia la luz

(Figura 18).

21

Figura 18. Proteínas plasmáticas totales mediante refractómetro.

3.4.3.4 Conteos totales de eritrocitos, leucocitos y trombocitos

Para este procedimiento se utilizó la tinción de Natt and Herrick. Con la

micropipeta se tomó 20 µl de muestra de sangre con heparina sódica de cada

animal y se disolvió con 4 ml de la tinción anteriormente mencionada.

Posteriormente se colocó la mezcla en la cámara de Neubauer (Brand.,

Alemania) con cuidado de no sobrepasar los límites. Se posiciono el

cubreobjetos encima de la cámara y se dejó reposar durante cinco minutos

antes para observar en el microscopio (Figura 19).

Para el recuento de eritrocitos (GR) se utilizó el centro de la rejilla y se contaron

las células dentro de sus 5 x 16 cuadrados. Solo se tomaron en cuenta los

glóbulos rojos encontrados completamente dentro de los límites de los

cuadrados para una mejor interpretación. Los resultados se multiplicaron por

104 para la cantidad de células por µl y por 109 para la cantidad por litro, como

se presenta en este estudio.

Para el conteo de leucocitos (GB) y trombocitos se utilizaron los cuatro

cuadrantes de las esquinas y se realizó un barrido iniciando desde la esquina

izquierda. Solo se tomaron en cuenta las células encontradas completamente

dentro de los límites de los cuadrados para una mejor interpretación. Los

resultados se multiplicaron por 109 para obtener la cantidad de células por litro.

22

Figura 19. Conteos en cámara de Neubauer.

3.4.3.5 Valoración morfológica y conteos diferenciales de glóbulos

blancos

Para la tinción se utilizó una mezcla de 5 ml de Giemsa modificado (SIGMA-

ALDRICH, EE. UU.) en 50 ml de agua. Esta se colocó encima de cada frotis y

se esperó 10 minutos para lavarlas con agua destilada (Figuras 20 y 21). Una

vez retirado todo el exceso de tinción, se pusieron a secar las placas. Después

se colocó una goma transparente en uno de los filos laterales de cada

portaobjetos y encima se puso un cubreobjetos por placa. Esto se hizo para

evitar cualquier daño en la muestra.

Figura 20. Tinción de placas con Giemsa modificado.

Figura 21. Placas con tinción Giemsa modificado.

23

La valoración morfológica se realizó en el microscopio (Olympus, Japón) con la

ayuda del programa Cellsens dimension (Olympus, Japón) que nos permitió

hacer mediciones de los glóbulos blancos encontrados. Al mismo tiempo se

realizaron los conteos diferenciales. Para esto se hizo un barrido desde la parte

periférica de la placa y se contó cada célula encontrada hasta llegar a 100.

También se tomó en cuenta la cantidad de campos necesarios para obtener

esa cantidad de células.

3.4.4 Método estadístico

Para la estadística se utilizó el programa Minitab® versión 18 (Minitab Inc., EE.

UU.). Se dividió en estadística descriptiva, estadística no paramétrica y

estadística inferencial.

En la estadística descriptiva se sacaron medias, mínimos, máximos y

desviación estándar de cada parámetro de hembras y machos pertenecientes a

la muestra para enseñar los rangos obtenidos para cada sexo. Además, estos

rangos se compararon superficialmente con otros estudios para ver si existe

diferencia entre animales en cautiverio y animales en libertad. También se

observó si los datos presentaban una distribución normal o no para saber si se

utilizaba una prueba paramétrica o no paramétrica. Debido al tamaño de la

muestra y la diferencia existente entre los dos grupos, se utilizó la prueba de

Mann-Whitney para datos no paramétricos y se sacó el p valor para ver si

existía diferencia significativa entre los parámetros hematológicos y biométricos

de hembras y machos. Finalmente se usó la regresión lineal para ver si hay

relación positiva o negativa entre las biometrías de los animales con sus

parámetros hematológicos.

24

4. CAPITULO IV: RESULTADOS Y DISCUCIÓN

Los resultados del presente estudio y posteriormente, su correspondiente

discusión, se presentarán en cuatro partes. Morfología celular, perfil

hematológico, biometría física y relación entre la biometría y la hematología de

los animales.

4.1 Morfología

Este estudio pudo identificar cinco células sanguíneas de la línea blanca

divididas en dos grupos principales que son: células granulocíticas (heterófilos,

eosinófilos y basófilos) y mononucleares (monocitos y linfocitos). Las

características morfológicas de las células fueron claras evitando confusiones.

4.1.1. Heterófilos

Se observaron células redondeadas con un núcleo ovalado excéntrico, de color

basófilo, con gran cantidad de gránulos eosinofílicos que cubren el citoplasma.

El promedio general del tamaño de los heterófilos de la muestra fue de 15.66

µm de largo y 14.66 µm de ancho, en una vista de 20x. (Figura 22).

25

Figura 22. Microfotografías de heterófilo. A. Heterófilo, flecha negra (NP2) x20.

B. Ancho de un heterófilo (NP2) x20 (Line Profile). C. Largo de un heterófilo

(NP2) x20 (Line Profile). Coloración Giemsa modificado.

4.1.1 Eosinófilos

Se observaron células redondeadas con citoplasma incoloro, cantidad

moderada de gránulos basofílicos y núcleo ovalado periférico de color

basofílico. El promedio del tamaño de los eosinófilos de la muestra fue de

15.52 µm de largo y 15.33 µm de ancho, en una vista de 20x. (Figura 23).

A

B C

26

Figura 23. Microfotografías de eosinófilo. A. Eosinófilo, flecha negra (NP2) x20.

B. Ancho de un eosinófilo (NP2) x20 (Line Profile). C. Largo de un eosinófilo


4.1.2 Basófilos

Se encontraron células redondeadas con gran cantidad de gránulos con

coloración basofílica y eosinofílica, que no permitieron observar el citoplasma ni

el núcleo. El promedio del tamaño de los basófilos de la muestra fue de 4 µm

de largo y 4.13 µm de ancho, en una vista de 20x. El tamaño de estas células

puede cambiar en un estudio con más animales, ya que en esta investigación

solo se observó en tres muestras (Figura 24).

A

B C

27

Figura 24. Microfotografías de basófilo. A. Basófilo, flecha negra (NP2) x20. B.

Ancho de un basófilo (NP2) x20 (Line Profile). C. Largo de un basófilo (NP2)

x20. Coloración Giemsa modificado.

4.1.3. Monocitos

Se hallaron células mononucleadas de un tamaño considerable y con

abundante citoplasma. El promedio del tamaño de los monocitos de la muestra

fue de 14.25 µm de largo y 13.70 de ancho, en una vista de 20x. (Figura 25).

A

B C

28

Figura 25. Microfotografías de monocito. A. Monocito, flecha negra (NP2) x20.

B. Ancho de un monocito (NP2) x20 (Line Profile). C. Largo de un monocito


4.1.4. Linfocitos

Se observó células sin un citoplasma visible debido a que su núcleo ocupó la

mayor parte de la célula. El promedio del tamaño de los linfocitos de la muestra

fue de 8.62 µm de largo y 8.45 µm de ancho, en una vista de 20x. (Figura 26).

A

B C

29

Figura 26. Microfotografías de linfocito. A. Linfocito, flecha negra (NP2) x20. B.

Ancho de un linfocito (NP2) x20 (Line Profile). C. Largo de un linfocito (NP2)

x20 (Line Profile). Coloración Giemsa modificado.

4.1.4. Azurófilos

En este estudio no se observaron azurófilos por lo que no se pudo determinar

su morfología ni tamaño.

4.1.5. Parámetros significativos estadísticamente

No se encontró diferencia significativa entre machos y hembras en ninguna de

las células encontradas (p> 0.05).

A

B C

30

4.1.6. Parámetros no significativos estadísticamente

El ancho (p=0.782) y el largo de los heterófilos (p=0.355), el ancho (p=0.068) y

el largo de los eosinófilos (p=1.000), el ancho (p=0.853) y el largo de los

basófilos (p=0.853), el ancho (p=0.853) y el largo de los linfocitos (p=0.460), el

ancho (p=0.782) y el largo de los monocitos (p=0.355) no fueron

estadísticamente significativos. Se pueden observar en el Anexo C.

Estos datos muestran que estadísticamente las células de machos y hembras

no tienen una diferencia de tamaño que se considere importante. Durante los

conteos y las mediciones se pudo observar que las células más grandes fueron

los eosinófilos. Uno de los basófilos encontrados tuvo un tamaño considerable,

pero al ser una célula con un porcentaje mínimo en cantidad, no se puede

tomar en cuenta para hablar del tamaño de todos los basófilos. Los heterófilos

y monocitos tuvieron un tamaño parecido mientras que los linfocitos fueron las

células más pequeñas que se encontraron. Los tamaños encontrados se

pueden observar en la Tabla 1.

Tabla 1 Media, desviación estándar, mínimos y máximos del tamaño de las células encontradas en machos y hembras.

Media, desviación estándar, mínimos y máximos del tamaño de las células

encontradas en machos y hembras.

Nota: Þ Parámetros donde la muestra fue de 7 individuos.

31

4.2. Perfil hematológico

En el perfil hematológico se vio hematocrito, proteínas plasmáticas totales,

eritrocitos, trombocitos y leucocitos. Además, se vieron las proporciones de

heterófilos, eosinófilos, basófilos, monocitos y linfocitos por litro de sangre

(Tabla 2) en machos y hembras.

A nivel nacional no existen estudios en Chelonia mydas en cautiverio. Por esta

razón se vio si existe diferencia entre machos y hembras del estudio y se

comparó con estudios de animales de la misma especie en otros países y en

estado de libertad. Los estudios tomados en cuenta fueron: Normal

Haematology of Free-Living Green Sea Turtles (Chelonia mydas) from the

United Arab Emirates (Samour., Howlett., Silvanose., Hasbun y Al-Ghais,

1998)., Valores Hematológicos de la Tortuga Verde (Chelonia mydas) presente

en la Alta Guajira (Montilla., Hernández y Alvarado, 2006)., y Blood Gases,

Biochemistry, and Hematology of Galapagos Green Turtles (Chelonia Mydas)

(Lewbart., Hirschfeld., Denkinger., Vasco., Guevara., García., Muñoz y

Lohmann, 2014). Ver Tabla 2.

32

Tabla 2. Media, desviación estándar, mínimos y máximos de parámetros hematológicos en machos y hembras de Chelonia mydas y otros resultados en la misma especie.

Media, desviación estándar, mínimos y máximos de parámetros hematológicos en machos y hembras de Chelonia mydas y

otros resultados en la misma especie.

Nota: + (Lewbart., Hirschfeld., Denkinger., Vasco., Guevara., García., Muñoz y Lohmann, 2014). ++ (Samour., Howlett., Silvanose., Hasbun y Al-Ghais, 1998). +++ (Montilla., Hernández y Alvarado. 2006). ¥ Parámetros hematológicos donde la muestra fue de 13 individuos. Ǫ Parámetro hematológico donde la muestra fue de 12 individuos. (x10

9/L) Volumen celular por litro de

sangre.

33

4.2.4. Comparación entre hembras y machos

En un primer análisis se observó una elevación en la cantidad de eritrocitos,

leucocitos, heterófilos, linfocitos y monocitos de las hembras y que los

eosinófilos y trombocitos se encuentran en mayor cantidad en los machos.

Hasta el momento no hay literatura que pueda confirmar estos hallazgos y

sería recomendable seguir una línea de investigación que se centre en la

cantidad de células que tiene cada sexo y los motivos por los cuales esto

ocurre o no. En esta investigación la discrepancia observada podría deberse a

la diferencia en el número de animales muestreados en cada grupo.


No se encontró diferencia significativa entre machos y hembras en ninguno de

los parámetros hematológicos (p> 0.05).


El hematocrito (p=1.000), las proteínas plasmáticas totales (p=0.712), los

conteos totales de eritrocitos (p=1.000) y leucocitos (p=0.096), los trombocitos

(p=0.079), los heterófilos (p=0.782), los eosinófilos (p=0.355), los basófilos

(p=0.853), los linfocitos (p=0.579) y los monocitos (p=0.196) no fueron

estadísticamente significativos. Se pueden observar en el Anexo C.

4.2.6.1. Hematocrito

El hematocrito es un parámetro que muestra la relación que existe entre el

volumen de glóbulos rojos y el volumen total de sangre. Ayuda a identificar

anemias y deshidrataciones. Un hematocrito elevado puede deberse a una

policitemia que sería un aumento real o por una deshidratación donde se vería

un aumento relativo. Una disminución del hematocrito diagnostica una anemia,

pero debe realizarse junto a un conteo eritrocitario y de ser posible una

determinación de hemoglobina para confirmar la existencia de una anemia y

34

clasificarla (Gallo, 2014). En la mayoría de los individuos pertenecientes a esta

muestra se pudo observar un hematocrito (Tabla 2) concordante con

deshidratación y los signos clínicos, como hundimiento de las orbitas, lo

apoyaron.

4.2.6.2. Proteínas plasmáticas totales

Las proteínas plasmáticas se sintetizan mediante la función hepática y por el

sistema inmune. Cumplen varias funciones como son: nutritiva, presión

osmótica, mantenimiento del equilibrio acido-base, enzimas, factores de

coagulación, hormonas y sustancias de transporte. La mayoría de las proteínas

son albúmina y globulina y en menor cantidad fibrinógeno (Latimer., Prasse y

Mahaffey, 2005). Una disminución en las proteínas plasmáticas totales puede

deberse a una sobrehidratación o deberse a una perdida aguda de sangre. Una

hiperproteinemia puede darse por una deshidratación o por linfomas e

infecciones. Se recomienda interpretar estos resultados junto a los del

hematocrito (Gallo, 2014). En el estudio se observó que los resultados de PTT

(Tabla 2) fueron homogéneos en el total de la muestra y concordaban con los

hematocritos de deshidratación.

4.2.6.3. Eritrocitos, leucocitos y trombocitos

Se realizan conteos celulares para obtener el volumen total de estas células en

sangre. Con esto se puede identificar si un animal presenta policitemia,

anemia, leucocitosis, leucocitopenia, trombocitosis o trombocitopenia y dar un

diagnóstico de su estado sanitario (Martínez et al, 2011). Esta información es

de gran importancia al momento de dar un diagnóstico acertado y un

tratamiento adecuado que se adapte a cada animal y a sus requerimientos

según las deficiencias que tenga. Para lograr dar un diagnóstico se debe

comparar con los valores considerados normales para la especie y ver si son

mayores, menores o iguales. En este caso se pudo observar un leve aumento

de varios parámetros (Tabla 2) mientras que los demás se encontraban dentro

de los rangos.

35

4.2.6.4. Heterófilos, eosinófilos, basófilos, linfocitos y monocitos

Se hacen conteos diferenciales de cada leucocito para ver en qué cantidad se

encuentra cada uno en la sangre. Con esto se puede tener una idea más

orientada de que problemas puede presentar un animal ya que existen

enfermedades en las que se observa mayor o menos presencia de algunas

células (Martínez et al, 2011). Esta información es importante ya que permite

llegar a un diagnóstico más orientado y se puede tener una idea de cómo debe

tratarse (Tabla 2).

4.2.7. Comparación de resultados con otros estudios

Para poder comparar los resultados de este estudio con otros, se debe tomar

en cuenta que los valores hematológicos pueden variar en función de la

especie, el sexo, la edad, el estado nutricional, el estado reproductivo, la

temporada y la hibernación (Rodríguez., Henao., Steinberg y Woodburn, 2018).

Comparando los resultados del presente estudio con los estudios de Samour et

al. (1998), Montilla et al. (2006) y Lewbart et al. (2014), se puede ver

eritropenia, leucocitosis, heterofilia, linfocitosis, monocitosis y trombocitosis

(Tabla 2). Se debe tomar en cuenta que este estudio es el único realizado en

animales en rehabilitación y, además, se contó con un número menor de

individuos en la muestra.

La anemia o eritrocitopenia puede deberse a una pérdida de sangre por un

trauma; una disminución de la producción de eritrocitos por una infección, una

enfermedad crónica, una mala dieta, una intoxicación, una neoplasia, una

destrucción de los glóbulos rojos o por una contaminación de la muestra de

sangre con linfa (Sykes y Klaphake, 2015). En este trabajo de investigación se

piensa que la disminución de glóbulos rojos pudo deberse a hemorragias

ocasionadas por las lesiones traumáticas que presentaban los individuos al

llegar al centro de rescate o a enfermedades crónicas que dificultaban su

reinserción a su hábitat natural.

36

Una leucocitosis esta comúnmente asociada a infecciones, situaciones de

estrés o inflamaciones generalizadas o focalizadas. Además, se puede

presentar en leucemias y linfosarcomas. Hay que tomar en cuenta que en un

proceso crónico sería más común encontrar una leucopenia debido al desgaste

de células blancas (Nardini., Leopardi y Bielli, 2013). Los individuos utilizados

para esta tesis presentaron una leucocitosis que pudo estar asociada a

infecciones, al estrés por cautiverio o inflamaciones por lesiones presentadas

por los animales.

Una heterofilia puede darse por los mismos motivos por los que se puede ver

una leucocitosis. Las principales causas son infecciones bacterianas,

inflamaciones, necrosis de tejidos o estrés (Redrobe y MacDonald, 1999). Para

observar la cronicidad o gravedad de la infección, se puede tomar en cuenta la

toxicidad de los heterófilos y ver si son maduros o inmaduros (Stacy., Alleman.,

Sayler, 2011). En el presente estudio se piensa que la heterofilia observada

pudo deberse a infecciones, inflamaciones o situaciones que provocaran estrés

en los individuos ya que, en su mayoría, los animales del centro de

rehabilitación tienen antecedentes de haber llegado por motivos como:

infecciones respiratorias, lesiones ocasionadas por anzuelos principalmente en

esófago y boca, fracturas en cráneo y caparazón por golpes de objetos

contundentes o filosos, etc.

La linfocitosis se asocia principalmente a neoplasias en médula ósea,

enfermedades autoinmunes e infecciones virales. Suelen ser las segundas

células de la línea blanca con más presencia, después de los heterófilos (Stacy

et al, 2011). En este estudio, la linfocitosis podría estar ocasionada por una

infección respiratoria ya que los animales muestreados presentaron signos

clínicos que pueden relacionarse con patologías de este sistema. Además, en

los exámenes complementarios (rayos X) realizados al ingreso al centro de

rehabilitación, no presentaron indicios que puedan correlacionarse con las otras

posibles causas de linfocitosis (neoplasias). Asimismo, una infección

respiratoria concuerda con la heterofilia presentada.

37

Los monocitos se convierten en macrófagos. Son similares a los linfocitos y se

encuentran en las reacciones inflamatorias, necrosis, infecciones virales,

bacterianas y parasitarias. Se los encuentra en gran cantidad cuando se da una

afección, de gran tamaño, a los tejidos. La mayoría de los monocitos en sangre

periférica se encuentran fagocitando (Stacy et al, 2011). En este ensayo se

piensa que la monocitosis puede estar relacionada a infecciones o reacciones

inflamatorias que encajan con el cuadro clínico presentado por los individuos

de la muestra.

La trombocitosis se da en hemorragias como parte del mecanismo de

coagulación. Estas células son liberadas desde la médula ósea o desde el bazo

cuando el organismo recibe la señal de que ha comenzado a perder sangre

para frenar esta perdida (Muro., Cuenca., Pastor., Viñas y Lavin, 1998). En la

presente investigación, la trombocitosis pudo ser ocasionada por las

hemorragias causadas por las lesiones presentadas por la mayoría de los

animales muestreados debido a las fracturas de cráneo, lesiones en aletas o

heridas en boca, esófago y estómago ocasionados por objetos extraños, entre

ellos los anzuelos.

Se considera que las infecciones, las inflamaciones y hemorragias ocasionadas

por lesiones y el estrés, producido por encontrarse en cautiverio y la

manipulación del ser humano, pueden ser los principales factores para los

cambios encontrados en los parámetros hematológicos en comparación con

otros estudios. También debe tomarse en cuenta que la metodología utilizada

en cada estudio y el tamaño de las muestras pueden ser un factor para la

diferencia en los rangos encontrados.

4.3. Biometría

Las biometrías fueron: peso, ancho de caparazón (ACC) y largo de caparazón

(LCC) en centímetros. Los parámetros se dividieron en dos grupos, machos y

hembras (Tabla 3).

38


No se encontraron diferencias significativas en las biometrías de machos y

hembras en este estudio (p> 0,05).


El peso (p=1.000), el ACC (p=0.579) y el LCC (p=1.000) entre machos y

hembras no fueron estadísticamente significativos.

Tabla 3. Media, desviación estándar, mínimos y máximos de las biometrías de Chelonia mydas en machos y hembra de este estudio.

Media, desviación estándar, mínimos y máximos de las biometrías de Chelonia mydas en machos y hembra de este estudio.

Nota:ACC: Ancho de caparazón, LCC: Largo de caparazón

4.4. Relación entre biometría y hematología

En este estudio se realizaron regresiones lineales para ver si existe una

relación entre las biometrías tomadas y los parámetros hematológicos.

4.4.1. Parámetros significativos estadísticamente en hembras

Mediante una regresión lineal se encontró que los parámetros con una relación

significativa fueron Peso-Hto (p=0.005), Peso-Monocitos (p=0.010), ACC-PTT

(p=0.005), ACC-GB (p=0.002), LCC-PTT (p=0.004) y LCC-GB (p=0.001). Estos

resultados pueden deberse al tamaño de la muestra. Se pueden observar en el

Anexo C

Parámetros

Este estudio

Machos (n=3) Hembras (n=9)

Peso (Kg) 27.50±4.44 (22.50-31.00) 26.44±6.54 (15.50-35.00)

ACC (cm) 62.00±1.80 (60.00-63.50) 62.00±10.07 (41.00-76.00)

LCC (cm) 64.33±0.57 (64.00-65.00) 63.73±9.82 (42.00-77.00)

39

4.4.1.1. Peso-Hematocrito

La literatura menciona que animales con mayor peso suelen tener un consumo

de oxigeno mayor por lo cual pueden presentar un Hto mayor a comparación

con animales más pequeños de la misma especie (Labra, 2008). En el presente

estudio se pudo observar una correlación positiva entre el peso y el Hto, siendo

que animales con mayor hematocrito presentaron mayor peso.

4.4.1.2. Peso-Monocitos

Actualmente, no se encuentra literatura actualizada sobre la relación del peso y

el volumen de monocitos en el torrente sanguíneo. Esta información debe

tomarse en cuenta y mediante otros estudios se deberá confirmar o descartar

la relación.

4.4.1.3. Ancho de caparazón-Proteínas plasmáticas totales

No se halla bibliografía sobre la relación entre el ancho de caparazón y las

proteínas plasmáticas totales. Estos hallazgos tienen que ser considerados y

tomarse en cuenta y mediante otros estudios confirmar o descartar que esta

relación sea cierta.

4.4.1.4. Ancho de caparazón-Leucocitos

No se encontró información actual sobre la correlación entre el ancho de

caparazón y la cantidad de leucocitos. Este descubrimiento deberá ser tomado

en cuenta y mediante otras investigaciones confirmar o descartar la

dependencia existente entre estas dos variables.

4.4.1.5. Largo de caparazón-Proteínas plasmáticas totales

No se hay literatura sobre la relación entre el largo de caparazón y las

proteínas plasmáticas totales. Estos datos deben ser considerados y confirmar

o descartas una relación mediante otros estudios.

40

4.4.1.6. Largo de caparazón-Leucocitos

No se encuentran referencias actualizadas sobre la correlación entre el largo

de caparazón y la cantidad de leucocitos. Esta información debe tomarse en

cuenta y mediante otros trabajos confirmar o descartar la relación existente

entre estas dos variables.

4.4.2. Parámetros no significativos estadísticamente en hembras

Peso-PTT (p=0.106), Peso-GR (p=0.264), Peso-GB (p=0.207), Peso-

Trombocitos (p= 0.407), Peso-Heterófilos (p=0.424), Peso-Eosinófilos

(p=0.256), Peso-Basófilos (p=0.094), Peso-Linfocitos (p=0.062), ACC-Hto

(p=0.258), ACC-GR (p=0.219), ACC-Trombocitos (p=0.147), ACC-Heterófilos

(p=0.379), ACC-Eosinófilos (p=0.794), ACC-Basófilos (p=0.192), ACC-

Linfocitos (p=0.059), ACC-Monocitos (p=0.096), LCC-Hto (p=0.319), LCC-GR

(p=0.162), LCC-Trombocitos (p=0.163), LCC-Heterófilos (p=0.500), LCC-

Eosinófilos (p=0.565), LCC-Basófilos (p=0.125), LCC-Linfocitos (p=0.171),

LCC-Monocitos (p=0.160). Se pueden observar en el Anexo C.

4.4.3. Parámetros significativos estadísticamente en machos

No se encontró una relación significativa entre las biometrías y los parámetros

hematológicos de los machos. Esto puede estar relacionado al número de

animales muestreados.

4.4.4. Parámetros no significativos estadísticamente en machos

Peso-Hto (p=0.811), Peso-PTT (p=0.690), Peso-GR (p=0.502), Peso-GB

(p=0.229), Peso-Trombocitos (p=0.437), Peso-Heterófilos (p=0.599), Peso-

Eosinófilos (p=0.811), Peso-Basófilos (p=0.144), Peso-Linfocitos (p=0.856),

Peso-Monocitos (p=0.811), ACC-Hto (p=0.846), ACC-PTT (p=0.725), ACC-GR

(p=0.537), ACC-GB (p=0.263), ACC-Trombocitos (p=0.471), ACC-Heterófilos

41

(p=0.633), ACC-Eosinófilos (p=0.846), ACC-Basófilos (p=0.179), ACC-

Linfocitos (p=0.821), ACC-Monocitos (p=0.846), LCC-Hto (p=0.667), LCC-PTT

(p=0.546), LCC-GR (p=0.358), LCC-GB (p=0.084), LCC-Trombocitos

(p=0.293), LCC-Heterófilos (p=0.454), LCC-Eosinófilos (p=0.0.667), LCC-

Basófilos (p=Sin Valor), LCC-Linfocitos (p=1.000), LCC-Monocitos (p=0.667).

Se pueden observar en el Anexo C.

42

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

Al caracterizar cualitativa y cuantitativamente los valores hematológicos de las

tortugas Chelonia mydas en rehabilitación, se identificó cinco tipos de células

(heterófilos, eosinófilos, basófilos, monocitos y linfocitos) y sus volúmenes por

litro de sangre, respectivamente.

Los valores hematológicos de hembras y machos en este estudio, al ser

comparados con los valores obtenidos en otros estudios donde los individuos

se encontraban en libertad, mostraron que los animales analizados presentan

un leve aumento en varios parámetros hematológicos, que pueden deberse a

infecciones, procesos inflamatorios y estrés que encajan con los problemas

presentados por los individuos en rehabilitación.

Al analizar si el sexo afecta o no en los valores de las diferentes variables

hematológicas mediante la prueba de Mann-Whitney, se observó que no

existen diferencias significativas entre los parámetros sanguíneos de machos y

hembras, por lo tanto, en esta investigación, el sexo no es un factor influyente

en los volúmenes que presenta cada variable.

El presente estudio podría generar un indicativo del estado sanitario en el que

se encuentran estos animales en vida silvestre, las principales causas de sus

decesos y servir como una guía práctica para el manejo y tratamiento de

animales que no puedan subsistir por ellos mismos en la naturaleza y que

vayan a ser tratados para su futura reinserción.

43

6.2. Recomendaciones

Los valores obtenidos en este trabajo pueden servir de referencia, pero no

deben ser tomados como absolutos debido a la limitada cantidad de animales

disponibles. Por este motivo se recomienda realizar más estudios orientados a

determinar patrones hematológicos en Chelonia mydas en rehabilitación con un

mayor número de individuos para que puedan ser estadísticamente

significantes.

Además, se recomienda que en futuros estudios se tenga presente el tiempo

que los animales pasen en cautiverio y realizar dos tomas de sangre de cada

animal. La primera para ver cómo llega el animal y la segunda para ver cómo

se encuentra al momento de ser reinsertado en su hábitat. También sería

aconsejable aumentar variables dentro de los parámetros hematológicos a ser

analizados como hemoglobina, volumen corpuscular medio y toxicidad celular.

Por otro lado, se deben seguir optimizando las prácticas de manejo para

disminuir el estrés ocasionado en estos animales por su manipulación y tal vez

un equipo conformado por un número mayor de personas, cada una con un rol

especifico, pueda reducir el tiempo en el que el animal es manejado

directamente.

44

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48

ANEXOS

Anexo A: Materiales para la elaboración del presente estudio

• Reactivo Natt and Herrick

• Muestras de sangre

• Tubos VACUETTE de heparina sódica (Greiner Bio-One, España)

• Jeringuillas de 5 ml

• Agujas calibre 21

• Alcohol

• Agua

• Microscopio (Olympus, Japón)

• Cámara de Neubauer (Brand., Alemania)

• Guantes de látex

• Gasas

• Cooler

• Capilares de Hto (CNWTC, China)

• Refractómetro (Fisher Scientific International, Inc., Estados Unidos)

• Pipeta de 5 ml

• Micropipetas

• Puntas para micropipetas

• Microcentrífuga (Gemmy Industries, EE. UU.)

• Aceite de inmersión

• Portaobjetos CITOPLUS (OMNIBUS, Filipinas)

• Cubreobjetos

• Goma

• Tinción de Giemsa modificado (SIGMA-ALDRICH, EE. UU.)

• Programa Minitab® versión 18 (Minitab Inc., EE. UU.).

• Programa Cellsens dimension versión XV image processing (Olympus,

Japón)

Anexo B: Estadística descriptiva de machos y hembras (Media,

desviación estándar, mínimo y máximo)

Variable N N* Media

Error

estándar

de la

media Desv.Est. Mínimo Q1 Mediana Q3 Máximo

Peso Hembras 9 0 26,44 2,18 6,54 15,50 21,00 27,00 32,50 35,00

Peso Machos 3 6 27,50 2,57 4,44 22,50 22,50 29,00 31,00 31,00

ACC Hembras 9 0 62,00 3,36 10,07 41,00 57,25 63,00 67,75 76,00

ACC Machos 3 6 62,00 1,04 1,80 60,00 60,00 62,50 63,50 63,50

LCC Hembras 9 0 63,73 3,27 9,82 42,00 60,00 64,50 70,00 77,00

LCC Machos 3 6 64,333 0,333 0,577 64,000 64,000 64,000 65,000 65,000

Variable N N* Media

Error

estándar

de la


Hto Hembras 9 0 28,00 2,44 7,33 17,00 21,50 28,00 34,00 39,00

Hto Machos 3 6 28,33 1,67 2,89 25,00 25,00 30,00 30,00 30,00

PTT Hembras 9 0 7,511 0,512 1,536 5,200 6,750 7,200 8,150 10,800

PTT Machos 3 6 8,000 0,764 1,323 7,000 7,000 7,500 9,500 9,500

Variable N N* Media

Error

estándar

de la


GR Hembras 9 0 29,11 3,85 11,55 18,00 20,00 29,00 33,50 55,00

GR Machos 3 6 28,33 4,33 7,51 21,00 21,00 28,00 36,00 36,00

GB Hembras 9 0 16,89 1,44 4,31 8,00 14,50 17,00 20,00 23,00

GB Machos 3 6 10,67 2,19 3,79 8,00 8,00 9,00 15,00 15,00

Trombocitos Hembras 9 0 7,778 0,683 2,048 5,000 6,500 7,000 9,000 12,000

Trombocitos Machos 3 6 17,33 5,21 9,02 8,00 8,00 18,00 26,00 26,00

Variable N N* Media

Error

estándar

de la Desv.Est. Mínimo Q1 Mediana Q3

media

Heterófilos Hembras 9 0 58,67 1,31 3,94 53,00 56,00 58,00 62,50

Heterófilos Machos 3 6 58,667 0,882 1,528 57,000 57,000 59,000 60,000

Tamaño h largo Hembras 9 0 15,778 0,553 1,660 12,000 15,000 16,000 17,000

Tamaño h largo Machos 3 6 15,333 0,333 0,577 15,000 15,000 15,000 16,000

Tamaño h ancho Hembras 9 0 14,722 0,494 1,481 12,000 13,500 15,000 16,000

Tamaño h ancho Machos 3 6 14,500 0,764 1,323 13,500 13,500 14,000 16,000

Variable Máximo

Heterófilos Hembras 65,00

Heterófilos Machos 60,000

Tamaño h largo Hembras 17,500

Tamaño h largo Machos 16,000

Tamaño h ancho Hembras 16,000

Tamaño h ancho Machos 16,000

Variable N N* Media

Error

estándar

de la

media Desv.Est. Mínimo Q1 Mediana Q3

Eosinófilos Hembras 9 0 1,889 0,588 1,764 0,000 0,500 2,000 2,000

Eosinófilos Machos 3 6 3,00 1,00 1,73 2,00 2,00 2,00 5,00

Tamaño e largo Hembras 9 0 14,47 2,74 8,23 0,00 8,60 18,50 19,00

Tamaño e largo Machos 3 6 18,667 0,333 0,577 18,000 18,000 19,000 19,000

Tamaño e ancho Hembras 9 0 13,89 2,65 7,94 0,00 8,00 18,00 18,00

Tamaño e ancho Machos 3 6 19,667 0,333 0,577 19,000 19,000 20,000 20,000

Variable Máximo

Eosinófilos Hembras 6,000

Eosinófilos Machos 5,00

Tamaño e largo Hembras 19,50

Tamaño e largo Machos 19,000

Tamaño e ancho Hembras 20,00

Tamaño e ancho Machos 20,000

Variable N N* Media

Error

estándar Desv.Est. Mínimo Q1 Mediana Q3

de la

media

Basófilos Hembras 9 0 0,222 0,147 0,441 0,000 0,000 0,000 0,500

Basófilos Machos 3 6 0,333 0,333 0,577 0,000 0,000 0,000 1,000

Tamaño b largo Hembras 9 0 3,56 2,36 7,07 0,00 0,00 0,00 7,50

Tamaño b largo Machos 3 6 5,33 5,33 9,24 0,00 0,00 0,00 16,00

Tamaño b ancho Hembras 9 0 3,61 2,42 7,25 0,00 0,00 0,00 7,00

Tamaño b ancho Machos 3 6 5,67 5,67 9,81 0,00 0,00 0,00 17,00

Variable Máximo

Basófilos Hembras 1,000

Basófilos Machos 1,000

Tamaño b largo Hembras 17,00

Tamaño b largo Machos 16,00

Tamaño b ancho Hembras 18,50

Tamaño b ancho Machos 17,00

Variable N N* Media

Error

estándar

de la


Linfocitos Hembras 9 0 26,56 1,55 4,64 20,00 23,00 27,00 30,00

Linfocitos Machos 3 6 28,00 1,15 2,00 26,00 26,00 28,00 30,00

Tamaño l largo Hembras 9 0 8,722 0,252 0,755 7,500 8,250 8,500 9,250

Tamaño l largo Machos 3 6 8,333 0,333 0,577 8,000 8,000 8,000 9,000

Tamaño l ancho Hembras 9 0 8,500 0,333 1,000 7,000 7,500 8,500 9,250

Tamaño l ancho Machos 3 6 8,333 0,441 0,764 7,500 7,500 8,500 9,000

Variable Máximo

Linfocitos Hembras 35,00

Linfocitos Machos 30,00

Tamaño l largo Hembras 10,000

Tamaño l largo Machos 9,000

Tamaño l ancho Hembras 10,000

Tamaño l ancho Machos 9,000

Variable N N* Media Error Desv.Est. Mínimo Q1 Mediana Q3

estándar

de la

media

Monocitos Hembras 9 0 12,667 0,943 2,828 8,000 11,000 12,000 14,500

Monocitos Machos 3 6 10,00 1,00 1,73 9,00 9,00 9,00 12,00

Tamaño m largo Hembras 9 0 14,556 0,523 1,570 11,000 14,000 14,500 16,000

Tamaño m largo Machos 3 6 13,33 1,20 2,08 11,00 11,00 14,00 15,00

Tamaño m ancho Hembras 9 0 13,667 0,607 1,820 10,000 12,750 14,000 15,250

Tamaño m ancho Machos 3 6 14,167 0,928 1,607 13,000 13,000 13,500 16,000

Variable Máximo

Monocitos Hembras 18,000

Monocitos Machos 12,00

Tamaño m largo Hembras 16,000

Tamaño m largo Machos 15,00

Tamaño m ancho Hembras 16,000

Tamaño m ancho Machos 16,000

Variable N N* Media

Error

estándar

de la


Heterófilos totales Hembras 9 0 9,971 0,983 2,949 4,640 8,330 9,520 11,900

Heterófilos totales Machos 3 0 6,29 1,37 2,38 4,56 4,56 5,31 9,00

Eosinófilos totales Hembras 9 0 0,2944 0,0912 0,2735 0,0000 0,0800 0,2800 0,4000

Eosinófilos totales Machos 3 0 0,2933 0,0636 0,1102 0,1800 0,1800 0,3000 0,4000

Basófilos totales Hembras 9 0 0,0444 0,0298 0,0895 0,0000 0,0000 0,0000 0,0850

Basófilos totales Machos 3 0 0,0500 0,0500 0,0866 0,0000 0,0000 0,0000 0,1500

Linfocitos totales Hembras 9 0 4,390 0,340 1,019 2,320 3,915 4,600 5,035

Linfocitos totales Machos 3 0 2,993 0,629 1,090 2,080 2,080 2,700 4,200

Monocitos totales Hembras 9 0 2,189 0,296 0,888 0,880 1,505 2,210 2,960

Monocitos totales Machos 3 0 1,040 0,161 0,279 0,810 0,810 0,960 1,350

Variable Máximo

Heterófilos totales Hembras 14,950

Heterófilos totales Machos 9,00

Eosinófilos totales Hembras 0,9000

Eosinófilos totales Machos 0,4000

Basófilos totales Hembras 0,2300

Basófilos totales Machos 0,1500

Linfocitos totales Hembras 5,950

Linfocitos totales Machos 4,200

Monocitos totales Hembras 3,600

Monocitos totales Machos 1,350

Anexo C: Estadística no paramétrica (Método de Mann-Whitney)

Mann-Whitney: Hto Hembras; Hto Machos

Método

η₁: mediana de Hto Hembras

η₂: mediana de Hto Machos

Diferencia: η₁ - η₂

Estadísticas descriptivas

Muestra N Mediana

Hto Hembras 9 28

Hto Machos 3 30

Estimación de la diferencia

Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,0000000 (-12; 9) 95,80%

Prueba

Hipótesis nula H₀: η₁ - η₂ = 0

Hipótesis alterna H₁: η₁ - η₂ ≠ 0

Método Valor W Valor p

No ajustado para empates 58,50 1,000

Ajustado para empates 58,50 1,000

Mann-Whitney: PTT Hembras; PTT Machos

Método

η₁: mediana de PTT Hembras

η₂: mediana de PTT Machos



Muestra N Mediana

PTT Hembras 9 7,2

PTT Machos 3 7,5


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,5 (-2,5; 1,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: GR Hembras; GR Machos

Método

η₁: mediana de GR Hembras

η₂: mediana de GR Machos



Muestra N Mediana

GR Hembras 9 29

GR Machos 3 28


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,0000000 (-15; 19) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: GB Hembras; GB Machos

Método

η₁: mediana de GB Hembras

η₂: mediana de GB Machos



Muestra N Mediana

GB Hembras 9 17

GB Machos 3 9


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

7 (-1; 12) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Trombocitos Hembras; Trombocitos Machos

Método

η₁: mediana de Trombocitos Hembras

η₂: mediana de Trombocitos Machos



Muestra N Mediana

Trombocitos Hembras 9 7

Trombocitos Machos 3 18


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-11 (-19; 1) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Heterófilos Hembras; Heterófilos Machos

Método

η₁: mediana de Heterófilos Hembras

η₂: mediana de Heterófilos Machos



Muestra N Mediana

Heterófilos Hembras 9 58

Heterófilos Machos 3 59


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-1 (-4; 6) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño h largo Hembras; Tamaño h largo Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño h largo Hembras

η₂: mediana de Tamaño h largo Machos



Muestra N Mediana

Tamaño h largo Hembras 9 16

Tamaño h largo Machos 3 15


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

1 (-3; 2) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño h ancho Hembras; Tamaño h ancho

Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño h ancho Hembras

η₂: mediana de Tamaño h ancho Machos



Muestra N Mediana

Tamaño h ancho Hembras 9 15

Tamaño h ancho Machos 3 14


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,0000000 (-2; 2,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Eosinófilos Hembras; Eosinófilos Machos

Método

η₁: mediana de Eosinófilos Hembras

η₂: mediana de Eosinófilos Machos



Muestra N Mediana

Eosinófilos Hembras 7 2

Eosinófilos Machos 3 2


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,0000000 (-3; 4) 95,98%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño e largo Hembras; Tamaño e largo Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño e largo Hembras

η₂: mediana de Tamaño e largo Machos



Muestra N Mediana

Tamaño e largo Hembras 7 19

Tamaño e largo Machos 3 19


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,0000000 (-1,8; 1) 95,98%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño e ancho Hembras; Tamaño e ancho Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño e ancho Hembras

η₂: mediana de Tamaño e ancho Machos



Muestra N Mediana

Tamaño e ancho Hembras 7 18

Tamaño e ancho Machos 3 20


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-2 (-4; -0,0000000) 95,98%

Prueba






Mann-Whitney: Basófilos Hembras; Basófilos Machos

Método

η₁: mediana de Basófilos Hembras

η₂: mediana de Basófilos Machos



Muestra N Mediana

Basófilos Hembras 9 0

Basófilos Machos 3 0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,0000000 (-1; 1) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño b largo Hembras; Tamaño b largo Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño b largo Hembras

η₂: mediana de Tamaño b largo Machos



Muestra N Mediana

Tamaño b largo Hembras 9 0

Tamaño b largo Machos 3 0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,0000000 (-16; 15) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño b ancho Hembras; Tamaño b ancho

Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño b ancho Hembras

η₂: mediana de Tamaño b ancho Machos



Muestra N Mediana

Tamaño b ancho Hembras 9 0

Tamaño b ancho Machos 3 0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,0000000 (-17; 14) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Linfocitos Hembras; Linfocitos Machos

Método

η₁: mediana de Linfocitos Hembras

η₂: mediana de Linfocitos Machos



Muestra N Mediana

Linfocitos Hembras 9 27

Linfocitos Machos 3 28


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-2 (-7; 5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño l largo Hembras; Tamaño l largo Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño l largo Hembras

η₂: mediana de Tamaño l largo Machos



Muestra N Mediana

Tamaño l largo Hembras 9 8,5

Tamaño l largo Machos 3 8,0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,5 (-0,5; 1,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño l ancho Hembras; Tamaño l ancho Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño l ancho Hembras

η₂: mediana de Tamaño l ancho Machos



Muestra N Mediana

Tamaño l ancho Hembras 9 8,5

Tamaño l ancho Machos 3 8,5


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,0000000 (-1,5; 1,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Monocitos Hembras; Monocitos Machos

Método

η₁: mediana de Monocitos Hembras

η₂: mediana de Monocitos Machos



Muestra N Mediana

Monocitos Hembras 9 12

Monocitos Machos 3 9


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

3 (-1; 6) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño m largo Hembras; Tamaño m largo Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño m largo Hembras

η₂: mediana de Tamaño m largo Machos



Muestra N Mediana

Tamaño m largo Hembras 9 14,5

Tamaño m largo Machos 3 14,0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

1 (-1; 5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Tamaño m ancho Hembras; Tamaño m ancho

Machos

Método

η₁: mediana de Tamaño m ancho Hembras

η₂: mediana de Tamaño m ancho Machos



Muestra N Mediana

Tamaño m ancho Hembras 9 14,0

Tamaño m ancho Machos 3 13,5


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-0,5 (-3,5; 2,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: Peso Hembras; Peso Machos

Método

η₁: mediana de Peso Hembras

η₂: mediana de Peso Machos



Muestra N Mediana

Peso Hembras 9 27

Peso Machos 3 29


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

-1,5 (-12,5; 9) 95,80%

Prueba



Valor W Valor p

58,00 1,000

Mann-Whitney: ACC Hembras; ACC Machos

Método

η₁: mediana de ACC Hembras

η₂: mediana de ACC Machos



Muestra N Mediana

ACC Hembras 9 63,0

ACC Machos 3 62,5


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

2 (-19; 12,5) 95,80%

Prueba






Mann-Whitney: LCC Hembras; LCC Machos

Método

η₁: mediana de LCC Hembras

η₂: mediana de LCC Machos



Muestra N Mediana

LCC Hembras 9 64,5

LCC Machos 3 64,0


Diferencia

IC para la

diferencia

Confianza

lograda

0,5 (-22; 12) 95,80%

Prueba






Anexo D: Estadística inferencial (regresiones lineales)

Hembras Peso-Hto

Hto (%) Hembras = 3,275 + 0,9350 Peso (Kg) Hembras

Análisis de Varianza

Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 298,723 298,723 15,93 0,005

Error 7 131,277 18,754

Total 8 430,000

Hembras Peso-PTT

PTT (%) Hembras = 3,947 + 0,1348 Peso (Kg) Hembras


40

35

30

25

20

322416

10,8

9,6

8,4

7,2

6,0

322416

60

50

40

30

20

322416

25

20

15

10

12

10

8

6

4

Hto (%) Hembras

Peso (Kg) Hembras

PTT (%) Hembras GR (x10^9/L) Hembras

GB (x10^9/L) Hembras Trombocitos (x10^9/L) Hembras

Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 6,2071 6,20713 3,43 0,106

Error 7 12,6618 1,80882

Total 8 18,8689

Hembras Peso-GR

GR (x10^9/L) Hembras = 9,61 + 0,7376 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 185,92 185,917 1,48 0,264

Error 7 880,97 125,853

Total 8 1066,89

Hembras Peso-GB

GB (x10^9/L) Hembras = 8,768 + 0,3071 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 32,229 32,2289 1,93 0,207

Error 7 116,660 16,6657

Total 8 148,889

Hembras Peso-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Hembras = 5,155 + 0,0992 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 3,3608 3,36079 0,78 0,407

Error 7 30,1948 4,31354

Total 8 33,5556

Hembras Peso-Heterófilos

Heterófilos (%) Hembras = 53,80 + 0,1839 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 11,553 11,5533 0,72 0,424

Error 7 112,447 16,0638

Total 8 124,000

65

60

55

322416

6,0

4,5

3,0

1,5

0,0

322416

1,0

0,5

0,0

322416

36

32

28

24

20

18

15

12

9

Heterofilos (%) Hembras

Peso (Kg) Hembras

Eosinofilos (%) Hembras Basofilos (%) Hembras

Linfocitos (%) Hembras Monocitos (%) Hembras

Hembras Peso-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Hembras = 4,911 - 0,1143 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 4,4637 4,46367 1,53 0,256

Error 7 20,4252 2,91789

Total 8 24,8889

Hembras Peso-Basófilos

Basófilos (%) Hembras = - 0,8311 + 0,03983 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,54214 0,542143 3,74 0,094

Error 7 1,01341 0,144773

Total 8 1,55556

Hembras Peso-Linfocitos

Linfocitos (%) Hembras = 38,61 - 0,4557 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 70,962 70,9623 4,91 0,062

Error 7 101,260 14,4657

Total 8 172,222

Hembras Peso-Monocitos

Monocitos (%) Hembras = 3,509 + 0,3463 Peso (Kg) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 40,9771 40,9771 12,46 0,010

Error 7 23,0229 3,2890

Total 8 64,0000

40

35

30

25

20

806040

10

8

6

4

806040

60

50

40

30

20

806040

25

20

15

10

12

10

8

6

4

Hto (%) Hembras

ACC (cm) Hembras



Hembras ACC-Hto

Hto (%) Hembras = 8,95 + 0,3072 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 76,497 76,4972 1,51 0,258

Error 7 353,503 50,5004

Total 8 430,000

Hembras ACC-PTT

PTT (%) Hembras = - 0,395 + 0,1275 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 13,1786 13,1786 16,21 0,005

Error 7 5,6903 0,8129

Total 8 18,8689

Hembras ACC-GR

GR (x10^9/L) Hembras = 61,43 - 0,5213 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 220,24 220,242 1,82 0,219

Error 7 846,65 120,950

Total 8 1066,89

Hembras ACC-GB

GB (x10^9/L) Hembras = - 6,251 + 0,3732 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 112,901 112,901 21,96 0,002

Error 7 35,988 5,141

Total 8 148,889

Hembras ACC-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Hembras = 1,161 + 0,1067 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 9,2316 9,23165 2,66 0,147

Error 7 24,3239 3,47484

Total 8 33,5556

Hembras ACC-Heterófilos

Heterófilos (%) Hembras = 50,56 + 0,1308 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 13,863 13,8630 0,88 0,379

Error 7 110,137 15,7339

Total 8 124,000

65

60

55

806040

6,0

4,5

3,0

1,5

0,0

806040

1,0

0,5

0,0

806040

36

32

28

24

20

18

15

12

9


ACC (cm) Hembras



Hembras ACC-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Hembras = 2,998 - 0,01789 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,2594 0,25941 0,07 0,794

Error 7 24,6295 3,51850

Total 8 24,8889

Hembras ACC-Basófilos

Basófilos (%) Hembras = - 1,078 + 0,02097 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,35657 0,356570 2,08 0,192

Error 7 1,19899 0,171284

Total 8 1,55556

Hembras ACC-Linfocitos

Linfocitos (%) Hembras = 45,11 - 0,2992 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 72,556 72,5555 5,10 0,059

Error 7 99,667 14,2381

Total 8 172,222

Hembras ACC-Monocitos

Monocitos (%) Hembras = 2,416 + 0,1653 ACC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 22,1542 22,1542 3,71 0,096

Error 7 41,8458 5,9780

Total 8 64,0000

40

35

30

25

20

806040

10

8

6

4

806040

60

50

40

30

20

806040

25

20

15

10

12

10

8

6

4

Hto (%) Hembras

LCC (cm) Hembras



Hembras LCC-Hto

Hto (%) Hembras = 10,11 + 0,2808 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 60,816 60,8156 1,15 0,319

Error 7 369,184 52,7406

Total 8 430,000

Hembras LCC-PTT

PTT (%) Hembras = - 0,901 + 0,1320 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 13,4380 13,4380 17,32 0,004

Error 7 5,4309 0,7758

Total 8 18,8689

Hembras LCC-GR

GR (x10^9/L) Hembras = 67,22 - 0,5979 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 275,77 275,765 2,44 0,162

Error 7 791,12 113,018

Total 8 1066,89

Hembras LCC-GB

GB (x10^9/L) Hembras = - 8,593 + 0,3998 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 123,316 123,316 33,76 0,001

Error 7 25,573 3,653

Total 8 148,889

Hembras LCC-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Hembras = 1,031 + 0,1059 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 8,6454 8,64545 2,43 0,163

Error 7 24,9101 3,55859

Total 8 33,5556

Hembras LCC-Heterófilos

Heterófilos (%) Hembras = 52,03 + 0,1041 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 8,359 8,3585 0,51 0,500

Error 7 115,641 16,5202

Total 8 124,000

65

60

55

806040

6,0

4,5

3,0

1,5

0,0

806040

1,0

0,5

0,0

-0,5

806040

36

32

28

24

20

18

15

12

9


LCC (cm) Hembras



Hembras LCC-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Hembras = 4,439 - 0,04001 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,2350 1,23503 0,37 0,565

Error 7 23,6539 3,37912

Total 8 24,8889

Hembras LCC-Basófilos

Basófilos (%) Hembras = - 1,350 + 0,02467 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,46960 0,469599 3,03 0,125

Error 7 1,08596 0,155137

Total 8 1,55556

Hembras LCC-Linfocitos

Linfocitos (%) Hembras = 41,59 - 0,2359 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 42,922 42,9222 2,32 0,171

Error 7 129,300 18,4714

Total 8 172,222

Hembras LCC-Monocitos

Monocitos (%) Hembras = 3,290 + 0,1471 LCC (cm) Hembras


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 16,6990 16,6990 2,47 0,160

Error 7 47,3010 6,7573

Total 8 64,0000

30,0

27,5

25,0

322824

9

8

7

322824

36

32

28

24

20

322824

16

14

12

10

8

25

20

15

10

Hto (%) Machos

Peso (Kg) Machos

PTT (%) Machos GR (x10^9/L) Machos

GB (x10^9/L) Machos Trombocitos (x10^9/L) Machos

Machos Peso-Hto

Hto (%) Machos = 33,55 - 0,1899 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,4241 1,4241 0,09 0,811

Error 1 15,2426 15,2426

Total 2 16,6667

Machos Peso-PTT

PTT (%) Machos = 4,171 + 0,1392 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,76582 0,76582 0,28 0,690

Error 1 2,73418 2,73418

Total 2 3,50000

Machos Peso-GR

GR (x10^9/L) Machos = - 4,39 + 1,190 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 55,924 55,9241 0,99 0,502

Error 1 56,743 56,7426

Total 2 112,667

Machos Peso-GB

GB (x10^9/L) Machos = 32,60 - 0,7975 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 25,1203 25,1203 7,08 0,229

Error 1 3,5464 3,5464

Total 2 28,6667

Machos Peso-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Machos = - 25,83 + 1,570 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 97,316 97,3165 1,49 0,437

Error 1 65,350 65,3502

Total 2 162,667

Machos Peso-Heterófilos

Heterófilos (%) Machos = 64,24 - 0,2025 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,62025 1,62025 0,53 0,599

Error 1 3,04641 3,04641

Total 2 4,66667

60

59

58

57

322824

5

4

3

2

322824

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

322824

30

29

28

27

26

12

11

10

9

Heterofilos (%) Machos

Peso (Kg) Machos

Eosinofilos (%) Machos Basofilos (%) Machos

Linfocitos (%) Machos Monocitos (%) Machos

Machos Peso-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Machos = - 0,13 + 0,1139 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,51266 0,51266 0,09 0,811

Error 1 5,48734 5,48734

Total 2 6,00000

Machos Peso-Basófilos

Basófilos (%) Machos = 3,814 - 0,1266 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,632911 0,632911 18,75 0,144

Error 1 0,033755 0,033755

Total 2 0,666667

Machos Peso-Linfocitos

Linfocitos (%) Machos = 25,22 + 0,1013 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,40506 0,40506 0,05 0,856

Error 1 7,59494 7,59494

Total 2 8,00000

Machos Peso-Monocitos

Monocitos (%) Machos = 6,87 + 0,1139 Peso (Kg) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,51266 0,51266 0,09 0,811

Error 1 5,48734 5,48734

Total 2 6,00000

30,0

27,5

25,0

646260

9

8

7

646260

36

32

28

24

20

646260

16

14

12

10

8

25

20

15

10

Hto (%) Machos

ACC (cm) Machos



Machos ACC-Hto

Hto (%) Machos = 52,18 - 0,385 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,9615 0,9615 0,06 0,846

Error 1 15,7051 15,7051

Total 2 16,6667

Machos ACC-PTT

PTT (%) Machos = - 11,08 + 0,3077 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,61538 0,61538 0,21 0,725

Error 1 2,88462 2,88462

Total 2 3,50000

Machos ACC-GR

GR (x10^9/L) Machos = - 143,4 + 2,769 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 49,846 49,8462 0,79 0,537

Error 1 62,821 62,8205

Total 2 112,667

Machos ACC-GB

GB (x10^9/L) Machos = 129,9 - 1,923 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 24,0385 24,0385 5,19 0,263

Error 1 4,6282 4,6282

Total 2 28,6667

Machos ACC-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Machos = - 211,6 + 3,692 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 88,615 88,6154 1,20 0,471

Error 1 74,051 74,0513

Total 2 162,667

Machos ACC-Heterófilos

Heterófilos (%) Machos = 87,28 - 0,4615 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,38462 1,38462 0,42 0,633

Error 1 3,28205 3,28205

Total 2 4,66667

60

59

58

57

646260

5

4

3

2

646260

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

646260

30

29

28

27

26

12

11

10

9


ACC (cm) Machos



Machos ACC-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Machos = - 11,31 + 0,2308 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,34615 0,34615 0,06 0,846

Error 1 5,65385 5,65385

Total 2 6,00000

Machos ACC-Basófilos

Basófilos (%) Machos = 19,41 - 0,3077 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,615385 0,615385 12,00 0,179

Error 1 0,051282 0,051282

Total 2 0,666667

Machos ACC-Linfocitos

Linfocitos (%) Machos = 8,92 + 0,308 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,61538 0,61538 0,08 0,821

Error 1 7,38462 7,38462

Total 2 8,00000

Machos ACC-Monocitos

Monocitos (%) Machos = - 4,31 + 0,2308 ACC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,34615 0,34615 0,06 0,846

Error 1 5,65385 5,65385

Total 2 6,00000

30,0

27,5

25,0

65,064,564,0

9

8

7

65,064,564,0

36

32

28

24

20

65,064,564,0

16

14

12

10

8

25

20

15

10

Hto (%) Machos

LCC (cm) Machos



Machos LCC-Hto

Hto (%) Machos = - 132,5 + 2,500 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 4,1667 4,1667 0,33 0,667

Error 1 12,5000 12,5000

Total 2 16,6667

Machos LCC-PTT

PTT (%) Machos = 104,5 - 1,500 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,5 1,5 0,75 0,546

Error 1 2,0 2,0

Total 2 3,5

Machos LCC-GR

GR (x10^9/L) Machos = 736,0 - 11,00 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 80,667 80,6667 2,52 0,358

Error 1 32,000 32,0000

Total 2 112,667

Machos LCC-GB

GB (x10^9/L) Machos = - 407,5 + 6,500 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 28,1667 28,1667 56,33 0,084

Error 1 0,5000 0,5000

Total 2 28,6667

Machos LCC-Trombocitos

Trombocitos (x10^9/L) Machos = 918,0 - 14,00 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 130,667 130,667 4,08 0,293

Error 1 32,000 32,000

Total 2 162,667

Machos LCC-Heterófilos

Heterófilos (%) Machos = - 70,0 + 2,000 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 2,66667 2,66667 1,33 0,454

Error 1 2,00000 2,00000

Total 2 4,66667

60

59

58

57

65,064,564,0

5

4

3

2

65,064,564,0

1,00

0,75

0,50

0,25

0,00

65,064,564,0

30

29

28

27

26

12

11

10

9


LCC (cm) Machos



Machos LCC-Eosinófilos

Eosinófilos (%) Machos = 99,5 - 1,500 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,5 1,5 0,33 0,667

Error 1 4,5 4,5

Total 2 6,0

Machos LCC-Basófilos

Basófilos (%) Machos = - 64,00 + 1,000 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0,666667 0,666667 * *

Error 1 0,000000 0,000000

Total 2 0,666667

Machos LCC-Linfocitos

Linfocitos (%) Machos = 28,0 - 0,000 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 0 0 0,00 1,000

Error 1 8 8

Total 2 8

Machos LCC-Monocitos

Monocitos (%) Machos = 106,5 - 1,500 LCC (cm) Machos


Fuente GL SC MC F P

Regresión 1 1,5 1,5 0,33 0,667

Error 1 4,5 4,5

Total 2 6,0

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FACULTAD DE CIENCIAS DE SALUDdspace.udla.edu.ec/bitstream/33000/10964/1/UDLA-EC-TMVZ... · 2019-08-22 · marina donde llegan animales lesionados o enfermos que deben ser tratados