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FACULTAD DE CIENCIAS
GRADO EN QUÍMICA
TRABAJO FIN DE GRADO
CURSO ACADÉMICO [2020-2021]
TÍTULO: ESTUDIO SOBRE LA APLICACIÓN
METAL-ORGÁNICOS DE ÁCIDOS GRASOS PARA LA
DETERMINACIÓN EN ALIMENTOS.
AUTORA: Gloria Bárbara Sánchez Pajuelo.
TUTOR: Isidro Manuel Pastor Bevia.
COTUTOR: Salvador Maestre Pérez.
AGRADECIMIENTOS
-A mi familia y compañeros por estar siempre a mi lado apoyándome cuando más lo
he necesitado y por haberme dado el valor de terminar esta etapa de mi vida.
-A mis tutores, Isidro Pastor y Salvador Maestre por ayudarme durante todo el
desarrollo de este trabajo de investigación y por haberme atendido en cada momento que
lo he requerido.
-A Mario Martos y Adriana, quienes me han ayudado en el desempeño del trabajo
explicándome y ayudándome en todo momento.
RESUMEN
En la presente memoria se desempeña el uso de MOFs como agentes catalíticos en la
esterificación de ácidos grasos saturados e insaturados con metanol, en productos
alimenticios. Las interesantes propiedades de diseño y funcionalización de sus poros, la
elevada superficie específica y las síntesis sencillas, son motivos de interés para usarse
en este ámbito. Debido al gran papel que actualmente están desempeñando en la síntesis
de biodiesel, resulta intrigante comprobar si son eficaces en la derivatización de ácidos
grasos, pues es muy similar al proceso de síntesis de biodiesel y químicamente sostenible,
lo que garantiza su compromiso con el medioambiente. Se pretende conseguir una
metodología sintética más sostenible y evitar así el uso de sustancias que son dañinas para
el medioambiente.
Palabras clave: Derivatización, Química Sostenible, Organometálicos, MOFs,
esterificación, transesterificación, catalítico.
SUMMARY
In this work, the use of MOFs as catalytic agents in the esterification of saturated and
unsaturated fatty acids with methanol, in food products is carried out. The interesting
design and functionalization properties of its pores, the high specific surface area and the
simple syntheses are reasons of interest to be used in this field. Due to the great role that
they are currently playing in the synthesis of biodiesel, it is intriguing to see if they are
effective in the derivatization of fatty acids, since it is very similar to the process of
synthesis of biodiesel and chemically sustainable, which guarantees its commitment to
the environment. The aim is to achieve a more sustainable synthetic methodology and
thus avoid the use of substances that are harmful to the environment.
Keywords: Derivatization, Green Chemistry, Organometallic, MOFs, esterification,
transesterification, catalytic.
ÍNDICE
1.- ANTECEDENTES BIBLIOGRÁFICOS ................................................................ 1
1.1. Introducción: Composición de los alimentos. ............................................... 3
1.2. Etapas en la determinación ácidos grasos. .................................................... 5
1.2.1. Obtención de la materia grasa por método de extracción en frío con
solventes...……………………………………………………………………………………………………………5
1.2.2. Derivatización de los ácidos grasos. .......................................................... 7
1.2.3. Análisis por cromatografía gas-líquido. ................................................... 8
1.3. Desarrollo de materiales metal-orgánicos (MOFs) como catalizadores
heterogéneos. .............................................................................................................. 10
1.4. Método verde. ................................................................................................. 11
2. OBJETIVOS .............................................................................................................. 14
3.-DISCUSIÓN DE RESULTADOS. .......................................................................... 18
3.1. Derivatización tradicional: ..................................................................... 20
3.1.1. Cacao: ................................................................................................... 20
3.1.2. Avellana: ............................................................................................... 21
3.1.3. Nueces: .................................................................................................. 22
3.2. Derivatización catalizada por MOFs. .................................................... 24
4.- PARTE EXPERIMENTAL .................................................................................... 28
4.1. Síntesis de los MOFs. ..................................................................................... 30
4.1.1. Síntesis de haluro de 1,3-bis (carboximetil) imidazolio. ..................... 30
4.1.2. Síntesis de estructuras organometálicas (bcmim-Ca(Br), bcmim-
Ba(Br), bcmim-Ca(Cl), bcmim-Ba(Cl)). ................................................................ 31
4.2. Síntesis de bcmim-Cu. ................................................................................... 31
4.3. Activación de los MOFs. ............................................................................... 32
4.4. General. .......................................................................................................... 32
4.4.1. Extracción con solventes. ........................................................................ 32
4.4.2. Derivatización ácidos grasos tradicional. ............................................... 34
4.4.3. Derivatización ácidos grasos a partir de MOFs. .................................... 35
4.4.4. Determinación por cromatografía gas. ................................................ 37
5.- CONCLUSIONES ................................................................................................... 41
6.- REFERENCIAS ....................................................................................................... 45
ANEXO 1.- RECTAS DE CALIBRADO .................................................................... 51
ANEXO 2.- ESPECTROS ............................................................................................ 57
ANEXO 3.- ABREVIATURAS .................................................................................... 63
1.- ANTECEDENTES BIBLIOGRÁFICOS.
3
1.1. Introducción: Composición de los alimentos.
Todos los alimentos, según su composición, adquieren una serie de propiedades para
satisfacer determinadas funciones en el organismo, por lo que es de vital importancia
conocerlos para controlar la ingesta de estos. La definición de alimento según la
legislación vigente se trata de “una sustancia o un producto destinados a ser ingeridos por
los seres humanos o con probabilidad razonable de serlo, tanto si han sido transformados
entera o parcialmente como si no. Incluye las bebidas, la goma de mascar y cualquier
sustancia, incluida el agua, incorporada voluntariamente al alimento durante su
fabricación, preparación o tratamiento.”1 Una vez ingerido se encarga de aportar
materiales asimilables como son los nutrientes, que cumplen una función energética en el
organismo. Los nutrientes que necesita el ser humano para desarrollar sus funciones son
alrededor de 50 y se reúnen en 2 grandes grupos: Macronutrientes, compuestos por
proteínas, hidratos de carbono y grasas, y los micronutrientes, compuestos por las
vitaminas y minerales.2
Las grasas son esenciales para la absorción de las vitaminas A, D, E y K puesto que se
disuelven con facilidad en ella.2 Los ácidos grasos (Figura 1.1) están formando una
cadena alquílica con un grupo terminal carboxilo(–COOH); la fórmula básica de la
molécula totalmente saturada es CH3–(CH2)n–COOH.3 Los ácidos grasos de ciertos
mamíferos tienen estructuras relativamente sencillas, pero la estructura en otros
organismos puede ser muy compleja, con anillos ciclopropano o abundantes
ramificaciones.4
Son ocurrentes los ácidos grasos insaturados(con dobles enlaces), frecuentemente los
de configuración cis; cuando hay más de un doble enlace por molécula, están separados
por un grupo metileno (–CH2–). El número de átomos de carbono de los ácidos grasos en
los seres vivos ronda entre 4-22 átomos. Los ácidos grasos se caracterizan por ser
moléculas anfipáticas, es decir, presentan una región apolar hidrófoba (la cadena
hidrocarbonada) que repele el agua y otra región polar hidrófila (el extremo carboxílico)
la cual interactúa con el agua.4
La función principal que cumplen las grasas es la de reserva energética, más eficientes
que los glúcidos. Este hecho se debe a que al ser hidrofóbicos y al no hidratarse ocupan
menos volumen y requieren mayor energía que los glúcidos. Otra función importante, es
la de actuar en la termorregulación trabajando como un aislante térmico, se pueden
encontrar como cubierta protectora en la piel, pelos, plumas y estructuras delicadas como
4
los oídos de los animales (ceras). Además, son los principales componentes de las
membranas biológicas y precursores hormonales.3
Figura 1.1: Ejemplo de ácido graso5.
Las grasas pueden ser saturadas o insaturadas, y la mayoría de los alimentos con grasa
tienen ambos tipos en distintas proporciones, generalmente hay más de un tipo que del
otro.
Por un lado, las grasas saturadas a temperatura ambiente son sólidas, y es por eso por
lo que también se las conoce como "grasas sólidas". Estas aportan en el organismo
energía, siendo necesarias, pero que consumidas en exceso pueden llegar a ser
perjudiciales para él. Las grasas saturadas pueden ser transformadas en colesterol
(aumentándolo) dentro de nuestro organismo y se conocen como mantecas, sebos o
tocino; también son grasas de alimentos de origen animal, se hallan principalmente en
leche, quesos y carnes. También se encuentran en aceites tropicales, como el aceite de
coco, el aceite de palma y la mantequilla de cacao. Para que una alimentación sea
saludable, se debe consumir menos del 10% de las calorías diarias provenientes de grasas
saturadas.3
Por otro lado, las grasas insaturadas son líquidas a temperatura ambiente. Se hallan
sobre todo en aceites de origen vegetal y pescado azul, destacando los ácidos omegas 3 y
6. Su papel en la alimentación es importante puesto que actúan contra los lípidos
sanguíneos ayudando a mejorar los niveles de colesterol6. Las grasas más beneficiosas
son aquellas que vienen de los isómeros cis y no de los trans, los cuales son perjudiciales
para la salud puesto que actúan de la misma manera que las saturadas. Dentro de esta
categoría se conocen las grasas monoinsaturadas y las grasas poliinsaturadas que son un
tipo de grasas insaturadas.7
Las grasas monoinsaturadas se localizan en los aguacates, los frutos secos y los aceites
vegetales, como los aceites de colza, oliva y cacahuate; entre los ácidos más conocidos
se encuentra el ácido oleico.4 La ingesta de alimentos con alto contenido en grasas
monoinsaturadas puede ayudar a bajar el colesterol LDL "malo" y mantener altos los
5
niveles del colesterol HDL "bueno", evitando la obstrucción de las arterias en algunos
casos y optimizando el funcionamiento del corazón
Las grasas poliinsaturadas se hallan principalmente en los aceites vegetales como los
aceites de cártamo, girasol, sésamo, soya y maíz; entre los ácidos más conocidos se
encuentra el ácido linoleico.4 La grasa poliinsaturada también es la grasa principal que se
encuentra en pescados y mariscos. El hecho de comer grasas poliinsaturadas en lugar de
grasas saturadas puede reducir el colesterol LDL. Los dos tipos de grasas poliinsaturadas
son los ácidos grasos omega-3 y omega-6. Favorecen la reparación celular, su duplicación
y mantenimiento. Estas grasas son esenciales, es decir, que el organismo no puede
producirlas y son necesarias consumirlas desde alimentos ricos en estas. Las grasas
poliinsaturadas actúan en el cuerpo humano de forma distinta a las saturadas, es decir,
que pueden favorecer la disminución del colesterol.4
Entre los alimentos que se han manipulado en este estudio está el cacao puro
desgrasado en polvo 0% azucares añadidos (marca la chocolatera) con alto contenido en
grasas saturadas,8 avellana tostada 0% sal en la cual predominan las grasas
monoinsaturadas9 y nuez natural destacando las grasas poliinsaturadas.10
1.2. Etapas en la determinación ácidos grasos.
Para llevar a cabo la determinación de los ácidos grasos de cualquier alimento, se
requieren las siguientes etapas:
a) Obtención de la materia grasa por método de extracción en frío con solventes.
b) Derivatización de los ácidos grasos.
c) Determinación por cromatografía gas-líquido.
1.2.1. Obtención de la materia grasa por método de extracción en frío con solventes.
Antes de determinar los ácidos grasos en los alimentos, se ha de realizar una previa
extracción con el fin de desechar aquellas sustancias no deseables. Se aplican los métodos
oficiales de la AOAC, AOCS, ISO11. Los métodos tradicionales de extracción de grasas
en alimentos se dividen en métodos que necesitan un aporte de calor, Soxhlet. Soxtec;
System HT y extracción Soxhlet asistida por microondas o métodos que no requieren un
aporte de calor: agitación con ultrasonidos y agitación simple. En la extracción de los
ácidos grasos se realiza un previo paso con el fin de colapsar la estructura y ser liberado
el aceite de la semilla de manera más sencilla.
El uso de solventes es efectivo, pues es capaz de extraer la mayor cantidad de grasa,
siendo más rápido y caro en comparación con la agitación. Sus principales desventajas
incluyen el coste general del equipamiento usado y la peligrosidad de los solventes que
6
pueden a menudo provocar una explosión. La extracción de ácidos grasos con solventes,
también conocida como extracción sólido-líquido o lixiviación, es un método muy
utilizado en la separación de compuestos antioxidantes a partir de residuos sólidos.12
Estos residuos requieren la extracción con una amplia gama de solventes convencionales
y la posterior eliminación de estos para obtener un extracto concentrado. Los solventes
más frecuentes son etanol, agua acidificada, metanol, hexano, isopropanol, ciclohexano,
éter de petróleo, tolueno, xileno, éter isopropílico, acetato de etilo, acetona; no se usan
clorados ni benceno por su peligrosidad a la salud. El hexano es el solvente más utilizado
para extraer aceites comestibles de plantas y el éter de petróleo para la extracción de
aceites en alimentos. A nivel analítico se emplean diversas técnicas, la técnica
oficialmente establecida según la legislación es la extracción en Soxhlet. Esta extracción
se caracteriza por ser el método estándar de extracción de muestras sólidas más utilizado
desde su diseño en el siglo pasado,13 y actualmente, es un método de principal relevancia
pues se usa como referencia para comparar otros métodos de extracción. Además de
muchos métodos de la EPA y de la FDA utilizan esta técnica clásica como método oficial
para la extracción continua de sólidos.13 Técnicamente, consiste en una operación de
transferencia de masa, donde un disolvente o mezcla de éstos, extrae continuamente de
manera selectiva uno o varios solutos que se hallan dentro de una matriz sólida. El
procedimiento de este método consiste en colocar la muestra sólida finamente pulverizada
sobre un cartucho de material poroso, situado en la cámara del extractor. Seguidamente,
se calienta el disolvente extractante, evaporándose y condensándose sobre el cartucho,
permitiendo extraer los analitos solubles repetidas veces. Actualmente hay un incremento
en la demanda de nuevas técnicas de extracción con tiempos cortos, reduciendo el
consumo de disolventes orgánicos y la contaminación, ejemplos: extracción asistida por
ultrasonidos, por microondas, acelerada con disolventes y la extracción con fluidos
supercríticos14.
La operación con Soxhlet resulta muy ventajosa puesto que la muestra está en contacto
repetidas veces con porciones frescas de disolvente, además, la extracción se realiza con
el disolvente caliente, así se favorece la solubilidad de los compuestos. No se realiza en
ningún momento una filtración después de la extracción y se obtienen excelentes
recuperaciones, existiendo gran variedad de métodos oficiales cuya etapa de preparación
de muestra se basa en la extracción con Soxhlet. La instrumentación empleada es muy
simple, barata y no depende de la matriz14. También, comparte desventajas bastante
significativas, requiere largos periodos de tiempo; la gran cantidad de disolvente; se puede
7
producir la descomposición de los analitos termolábiles puesto que la temperatura del
disolvente esta próxima a su punto de ebullición; no es posible la agitación del sistema lo
cual ralentiza el proceso; es necesaria una etapa final para la concentración de los analitos
y no es fácilmente automatizable.13
1.2.2. Derivatización de los ácidos grasos.
Anteriormente, se trató los métodos de extracción con solventes, así que a continuación
se abordarán los principales métodos de derivatización. Los ácidos grasos (AG) poseen
un grupo carboxilo que les confiere cierto carácter polar y la posibilidad de formar
dímeros con elevados puntos de ebullición, que resultan ser necesarios de disminuir para
realizar los análisis por cromatografía gas (CG). Para ello, se convierten usualmente en
compuestos más volátiles y menos reactivos como los ésteres metílicos (Esquema 1.1).15
Esquema 1.1: Reacción de transesterificación AG.
De esta manera, también se evita su adsorción sobre las superficies por la formación
de puentes de hidrógeno, lo cual provoca distorsión de las señales (colas) y la aparición
de picos fantasmas, y, por ende, errores en la determinación.
Los métodos de derivatización más comunes comprenden la esterificación de los
ácidos grasos libres (AGL) y la transesterificación de los ácidos grasos (AG) enlazados.
Por lo tanto, las reacciones mediante catálisis ácida y básica son las que han mostrado un
uso más efectivo. La optimización de esta etapa es de gran importancia para la obtención
de resultados cuantitativos. De este modo, los problemas más frecuentes están asociados
a la conversión incompleta de los ácidos grasos en la muestra a ésteres metílicos;
formación de isómeros posicionales y/o geométricos debidos a cambios en la
composición original de los ácidos grasos durante la esterificación; formación de
compuestos extraños que pueden confundirse con ácidos grasos; contaminación y daño
de la columna GC por la presencia de trazas del reactivo esterificante, extracción
incompleta de los ésteres y la pérdida de los muy volátiles. Además, es de vital
importancia las propiedades de la muestra, tales como la cantidad de ácidos grasos libres
y el tipo de enlace de los ácidos que están enlazados, las condiciones drásticas de
calentamiento y la exactitud requerida.11
8
Se describen varios procedimientos oficiales de preparación de ésteres metílicos de los
ácidos grasos como la transmetilación ‘’rápida’’ en condiciones alcalinas; la
transmetilación/ metilación ‘’general’’ en condiciones secuenciales alcalinas y acidas; la
transmetilación/metilación con fluoruro de boro (BF3); un método alternativo basado en
la transmetilación catalizada en ácido de los glicéridos.11
La determinación de ácidos grasos en alimentos se suele llevar a cabo por medio de la
transmetilación/metilación ‘’general’’ en condiciones ácidas y básicas secuenciales, cada
cual cumple las siguientes funciones:
a) Catálisis ácida.
Este método presenta varias ventajas entre las que destaca su aplicación general en la
formación de ésteres metílicos, tanto para los AGL como para los AG enlazados. El
trifluoruro de boro (BF3), ácido clorhídrico (HCl) y ácido sulfúrico (H2SO4) son los
catalizadores más extensamente usados, generalmente en disoluciones metanólicas al
14% BF3, 5% HCl y 2% H2SO4, respectivamente. No obstante, las condiciones de
concentración, temperatura y tiempos de reacción descritas han sido distintas, para cada
uno de ellos.
b) Catálisis básica.
Las derivatizaciones en presencia de catalizadores básicos ocurren a mayor velocidad
que las ácidas y a temperatura ambiente; no degradan los AG lábiles ni isomerizan; se
recomiendan principalmente para AG de cadenas cortas. No obstante, su mayor
limitación radica en que son incapaces de esterificar los AGL ni transesterificar los
esfingolípidos debido a la formación de jabones. Las disoluciones de NaOH y KOH y de
sus metóxidos en metanol al 1% han sido las más comúnmente usadas para estos fines.11
Ambas catálisis combinadas ofrecen el mejor resultado cuantitativo y la mayor
precisión, además de ser de bajo costo, fácil preparación, manipulación y conservación,
al menos por un mes. Cabe destacar que el agua puede impedir que la reacción llegue a
completarse, por lo tanto, debería minimizarse su presencia.11
1.2.3. Análisis por cromatografía gas-líquido.
El contenido de lípidos es uno de los parámetros analíticos de interés en los productos
destinados a la alimentación y, por consiguiente, su determinación es muy habitual. Se ha
hallado en la bibliografía varios métodos diferentes para la determinar ácidos grasos en
alimentos, destacando la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC), resonancia
magnética nuclear (RMN) o electroforesis capilar (CE).16 Entre todas, la cromatografía
de gases es la técnica más empleada y aceptada para la determinación de ácidos grasos.
9
Se la conoce como una técnica sensible, que requiere poca cantidad de muestra para el
análisis (del orden de los µL) y que proporciona una alta resolución y sensibilidad siendo
capaz de detectar concentraciones a niveles de ppm y a menudo ppb.11
El cromatógrafo de gases está compuesto principalmente por un inyector que permite
introducir la muestra en el sistema, una columna en la que se separan los distintos
componentes de la muestra según su afinidad por la fase estacionaria, un horno para
calentar la columna y un detector que proporciona una señal analítica.17
El dispositivo de inyección se encarga de vaporizar la muestra a analizar e incorporarla
a la corriente del gas portador (Helio) que se dirige hacia la columna. La columna contiene
la fase estacionaria y efectúa la separación de los componentes de la mezcla, lo que
implica que sea una parte fundamental en un cromatógrafo de gases. La parte interna del
capilar se encuentra recubierta por la fase estacionaria apolar (C18), los analitos tienen
afinidad por esta fase. Habrá ésteres con mayor afinidad por la columna debido a su
polaridad, aquellos compuestos que permanezcan más tiempo retenidos presentarán
temperaturas de volatilización más altas, y del mismo modo, los que tengan volatilidades
a temperaturas más bajas saldrán antes. El horno se ocupa de mantener la columna a una
temperatura fijada con precisión y debe poder incrementar la temperatura a una velocidad
prefijada y constante por medio de un programa de temperaturas, acelerando o
ralentizando la separación según interese. Una vez, se volatiliza el compuesto es
arrastrado por medio de la fase móvil hasta el detector, uno de los sistemas de detección
más empleados es el detector de ionización de llama (FID). Este tipo de detectores se
caracterizan por responder a todos los compuestos orgánicos, mientras que los
compuestos de tipo inorgánico no provocan ninguna respuesta cuantitativa en este.
Finalmente, los componentes serán caracterizados según sus tiempos de retención.17
Cabe destacar que se producen cromatogramas con una línea base estable que no se
ven afectados por fluctuaciones en la temperatura o variaciones en el flujo y presión de
gas portador, pudiéndose detectar un amplio rango de concentraciones. Para que el
análisis se lleve a cabo de forma satisfactoria es necesario que la muestra sea de carácter
volátil, de otro modo sería ineficaz este tipo de determinación. En el caso particular de
los ácidos grasos, estos suelen tener altos puntos de ebullición como se ha comentado
anteriormente, lo cual aumenta a medida que se incrementa el número de carbonos de la
cadena. Por tanto, es necesaria la transformación o derivatización de los ácidos grasos a
una forma en la que sea posible su medida mediante CG, es decir, transformar el ácido
graso en su éster metílico correspondiente.17
10
1.3. Desarrollo de materiales metal-orgánicos (MOFs) como catalizadores
heterogéneos.
El proceso más extendido para la determinación de AG enlazados, como se ha
explicado anteriormente consiste en la transesterificación de triglicéridos con metanol o
etanol empleando cantidades estequiométricas de bases metanólicas de Brønsted fuertes,
como el metóxido de sodio o hidróxidos de sodio/potasio. Sin embargo, este proceso tiene
algunas desventajas entre las que se resalta que los compuestos de partida deben tener un
bajo contenido de agua, para limitar la dilución o la neutralización de la base, así como
una baja concentración de ácidos grasos libres, éstos aumentan la acidez y dan lugar a la
formación de jabones al reaccionar con la base (saponificación). La generación de estos
subproductos consume la base de Brønsted (disminuyendo los rendimientos) y complica
la separación de los ésteres debido a la formación de emulsiones.18
Este hecho ha planteado el diseño de rutas sintéticas que cumplan con los principios
de la Química Sostenible, de forma que permita la obtención de la molécula deseada de
la manera más eficiente y respetuosa con el medio ambiente y la salud humana.
Últimamente, se ha constatado un notable interés en el campo de los materiales metal-
orgánicos conocidos como “MOFs” (siglas del inglés Metal Organic Framework), debido
a sus interesantes propiedades como la flexibilidad en cuanto al diseño y funcionalización
de sus poros, elevada superficie específica y síntesis menos complejas, entre otras.19 Estos
son materiales sólidos híbridos cristalinos formados por iones o clústeres metálicos que
se coordinan con ligandos orgánicos para formar redes cristalinas uni-, di- o
tridimensionales con porosidad permanente. La combinación de estas unidades de
construcción orgánicas e inorgánicas generan estructuras cristalinas, habitualmente
porosas, y con una elevada variabilidad tanto por su composición química, tamaño de
poro y grupos funcionales presentes en el ligando orgánico.18
Los MOFs cuentan con ciertas ventajas frente a otros materiales porosos análogos
como las zeolitas, puesto que presentan una mayor flexibilidad en cuanto al diseño de su
estructura. Al cambiar una serie de parámetros como la presencia de moléculas huésped,
variación en la presión o en la temperatura entre otros, se modifica el tamaño de poro.
Esta flexibilidad y la posibilidad de ajustar su afinidad por ciertas moléculas convierten
a los MOFs en interesantes candidatos para el desarrollo de diversas tareas moleculares.
A todas estas ventajas hay que añadir su baja densidad y elevada porosidad.20
En este trabajo se desempeña el uso de MOFs de cobre, bario y calcio, formados a
partir de los ligandos de sales de imidazol (haluro de 1,3-bis(carboximetil)imidazolio)
11
como catalizadores heterogéneos21 para la esterificación de ácidos grasos saturados e
insaturados con metanol (MeOH).
Se ha encontrado en la bibliografía consultada, interesantes aplicaciones de los MOFs,
entre las que se encuentran la esterificación/transesterificación de biomasa (aceite de
palma) para su conversión en biodiesel;22 su uso en distintas síntesis como catalizadores
heterogéneos;23 la adsorción del colesterol24 y, por último, se han usado en el
almacenamiento y separación de gases,25 debido a la alta porosidad y características que
les confiere. Por tanto, en este trabajo se pretende estudiar su uso como catalizadores
heterogéneos en la transesterificación de ácidos grasos en alimentos, pues al observar el
éxito en transesterificaciones de biomasa para la obtención de biodiesel, resulta de gran
interés su aplicación en este ámbito.
Sobre la aplicación de MOFs en la determinación de ácidos grasos en alimentos, no se
ha encontrado bibliografía enfocada en este ámbito, por lo que resulta difícil plantear este
procedimiento. Se ha propuesto enlazarlo en este contexto, puesto que la reacción es muy
similar a la generación de biodiesel a partir de biomasa, lo cual se está llevando a cabo
para obtener biocombustible de segunda generación, de la manera más verde posible.26
1.4. Método verde.
Desde hace décadas, los problemas ambientales están en el punto de mira, pues son
causantes de fenómenos como el aumento de la temperatura media de la Tierra, a causa
de los gases tipo invernadero; el cambio climático, la contaminación del aire y agua, y el
deterioro de la capa de ozono. Todo ello ha generado una disminución de la calidad de
vida, así como del medio ambiente, lo que ha forzado la búsqueda de soluciones para
estos problemas. Por lo tanto, en el ámbito de la Química, surge una nueva corriente,
‘Green Chemistry’ o Química Sostenible27 como correcta aceptación, que consiste en el
diseño de procesos químicos que minimicen el impacto negativo que recibe el
medioambiental a partir de la producción industrial química.
Se trata de una filosofía basada en 12 principios básicos (Figura 1.2), de los cuales
este trabajo se centrará en la reducción del empleo de sustancias auxiliares, la utilización
de sustancias no tóxicas y la potenciación de la catálisis. Por tanto, la Química Sostenible
considera el ciclo de vida de los procesos químicos, aportando una gran oportunidad en
el diseño innovador de nuevas metodologías con el fin de usar la materia y energía de la
mejor forma posible, protegiendo la salud humana, el medio ambiente y el posterior
legado de las siguientes generaciones.
12
Figura 1.2: Los principios de la química verde.
2.– OBJETIVOS.
2.- OBJETIVOS
16
Se pretende mejorar la capacidad de búsqueda en bases de datos como SciFinder y
Scopus, aprender a trabajar de manera autónoma en el laboratorio y familiarizarse con el
manejo de productos químicos, así como del material de laboratorio.
Considerando los antecedentes bibliográficos expuestos en el primer apartado, los
objetivos del presente trabajo son:
- Extraer la grasa de distintos alimentos.
- Emplear los métodos establecidos.
- Sintetizar polímeros de coordinación organometálicos de cobre, bario y calcio,
formados a partir de ligandos de sales de imidazol.
- Examinar y comparar la capacidad catalítica empleando estructuras metal-
orgánicas en la transesterificación, esterificación e hidrólisis de ácidos grasos
saturados e insaturados en alimentos.
3.-DISCUSIÓN DE RESULTADOS.
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
20
3.1. Derivatización tradicional:
Como se ha comentado anteriormente se describen varios procedimientos de
preparación de ésteres metílicos de los ácidos grasos como la transmetilación ‘’rápida’’
en condiciones alcalinas; la transmetilación/metilación ‘’general’’ en condiciones
secuenciales alcalinas y acidas; la transmetilación/metilación con fluoruro de boro (BF3);
un método alternativo basado en la transmetilación catalizada en ácido de los glicéridos.11
La determinación de ácidos grasos en alimentos se lleva a cabo por medio de la
transmetilación/metilación ‘’general’’ en condiciones ácidas y básicas secuenciales.
Ambas catálisis combinadas ofrecen el mejor resultado cuantitativo y la mayor precisión,
además de ser de bajo costo, fácil preparación, manipulación y conservación, al menos
por un mes. Cabe destacar que el agua puede impedir que la reacción llegue a completarse,
por lo tanto, debería minimizarse su presencia.11
Las cantidades empleadas en cada caso fueron aproximadamente (Tabla 3.1):
Tabla 3.1: Cantidades generales cromatograma.
Las unidades aceptadas para cada ácido graso fueron de gramos de ácido graso por
cada 100 gramos de muestra. Se convirtió de la siguiente manera:
𝐴(𝐴𝐺)×𝐶(𝑃𝐼)
𝐴(𝑃𝐼)×𝑚×
1 𝑔 𝑑𝑖𝑠𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛
0.05 𝑔 𝑑𝑒𝑟𝑖𝑣𝑎𝑡𝑖𝑧𝑎𝑛𝑡𝑒×
0.655𝑔
𝑚𝐿×6𝑚𝐿 𝑑𝑒𝑟𝑖𝑣𝑎𝑡𝑖𝑧𝑎𝑛𝑡𝑒
0.3 𝑔 𝑎𝑐𝑒𝑖𝑡𝑒×
𝑥 𝑔 𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎𝑖𝑑𝑜𝑠
3 𝑔 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎= mg AG/Kg
muestra.
𝑚𝑔 𝐴𝐺
𝐾𝑔 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎×
1 𝑔 𝐴𝐺
1000 𝑚𝑔 ×
1 𝐾𝑔 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
1000𝑔× 100= g AG/100 g muestra
Ec.1: Unidades ácidos grasos.
3.1.1. Cacao:
Los ácidos grasos predominantes en cacao, según sus tiempos de retención y
concordante con la bibliografía constatada,8 son C16:0; C18:0; C18:1; C18:2; C20:0. A
continuación, se muestra el cromatograma obtenido en la muestra de cacao (Figura 3.1).
Derivatizado (g) 0.0500
PI (g) 0.3000
Disolución (g) 1.000
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
21
Figura 3.1: Cromatograma del cacao.
Se ha eliminado el disolvente, pues no permite observar bien los picos. El primer pico
aparente corresponde con el patrón interno, se trata de un ácido graso de nueve carbonos
que presenta menos interacciones con la fase estacionaria que el resto de AG, por lo que
su punto de ebullición será inferior al resto de AG. Seguidamente, se encuentra el C16:0;
C18:0; C18:1; C18:2 y C20:0. El análisis tuvo un periodo de tiempo de 45 min, solo se
alcanza ver hasta 30 min pues como se observa no se aprecia ningún otro pico en las
muestras.
Tabla 3.2: Cantidad ácidos grasos en cacao.
AG (g/100g) C16:0 C18:0 C18:1 C18:2 C20:0
promedio 8,8 15,4 6,4 0,27 0,149
desv.estand 0,6 0,8 0,4 0,02 0,013
RSD 6,5 4,9 5,8 8,9 8,7
Los resultados obtenidos (Tabla 3.2) como se observan son cuantificables, pues el
RSD es inferior a 10 en todos los casos, mostrando desviaciones leves, bien debidas a
errores aleatorios.
3.1.2. Avellana:
Los ácidos grasos predominantes en cacao, según sus tiempos de retención y
concordante con la bibliografía constatada,10 son C16:0; C18:0; C18:1; C18:2. A
continuación, se muestra el cromatograma obtenido en la muestra de avellana (Figura
3.2).
-20000
0
20000
40000
60000
80000
100000
5 10 15 20 25 30
Inte
nsi
dad
tiempo de retencion (min)
Cromatograma Cacao
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
22
Figura 3.2: Cromatograma de avellana.
De la misma manera que antes, se ha eliminado el disolvente, para observar mejor el
resto de picos. El primer pico aparente corresponde con el patrón interno, el segundo
C16:0; C18:0; C18:1 y C18:2, orden creciente de interacción con la columna, es decir,
conforme más tiempo retenido pase en la columna más interacciones tendrá con esta. El
análisis tuvo un periodo de tiempo de 45 min, solo se alcanza ver hasta 30 min pues como
se observa no se aprecia ningún otro pico en las muestras.
Tabla 3.3: Cantidad ácidos grasos en avellana.
Los resultados obtenidos (Tabla 3.3) son cuantificables, pues el RSD es inferior a 10
en todos los casos, presentando desviaciones leves, debidas a errores aleatorios.
3.1.3. Nueces:
Los ácidos grasos predominantes en cacao, según sus tiempos de retención y
concordante con la bibliografía constatada,16 son C16:0; C18:0; C18:1; C18:2; C18:3. A
continuación, se muestra la representación cromatográfica para la muestra de nueces
(Figura 3.3).
-50000
0
50000
100000
150000
200000
250000
300000
5 10 15 20 25 30
Inte
nsi
dad
tiempo (min)
Cromatograma Avellana
AG (g/100g) C16:0 C18:0 C18:1 C18:2
promedio 2,3 1,14 79 5,9
desv.estand 0,2 0,08 3 0,5
RSD 8,5 6,8 4.4 7,7
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
23
Figura 3.3: Cromatograma de nueces.
Como en los otros casos, se ha eliminado el disolvente del gráfico. El primer pico es
el patrón interno, a continuación, C16:0; C18:0; C18:1; C18:2 y C18:3. El análisis tuvo
un periodo de tiempo de 45 min, solo se alcanza ver hasta 30 min pues como se observa
no se aprecia ningún otro pico en las muestras.
Tabla 3.4: Cantidad ácidos grasos en nueces.
AG(g/100g) C16:0 C18:0 C18:1 C18:2 C18:3
promedio 4,6 2,41 6,2 69 6,8
desv.estand 0,3 0,17 0,4 4 0,3
RSD 6,9 7,2 5,9 5,9 4,6
Los resultados (Tabla 3.4) son cuantificables con RSD inferior a 10, mostrando
desviaciones leves, debidas a errores aleatorios.
Finalmente, los resultados obtenidos como se observan son cuantificables, pues
el RSD es inferior a 10 en todos los casos, mostrando desviaciones leves, debidas a errores
aleatorios. Por tanto, los resultados con intervalo de confianza al 95%, siendo para cada
alimento (Tabla 3.5):
Tabla 3.5: Intervalo de confianza en nueces.
AG cacao(g/100g) AG avellana(g/100g) AG nueces(g/100g)
C16:0 8,8 ± 1,4 2,3 ± 0,5 4,6 ± 0,8
C18:0 15,4 ± 1,9 1,14 ± 0,08 2,4 ± 0,4
C18:1 6,4 ± 0,9 79± 9 6,2 ± 0,9
C18:2 0,27 ± 0,06 5,9± 1,1 69 ± 10
C20:0 0,149 ± 0,03 - -
0
50000
100000
150000
200000
250000
300000
5 10 15 20 25 30
Inte
nsi
dad
tiempo de retención (min)
Cromatograma Nueces
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
24
C18:3 - - 6,8 ± 0,8
3.2. Derivatización catalizada por MOFs.
En primer lugar, se procedió preparando los materiales, reactivos y ligandos, se siguió
el siguiente esquema (Equema 3.1).
Esquema 3.1: Esquema de síntesis catalizadores.
Durante la transesterificación/esterificación, la conversión final vendría afectada por
varias variables de operación como el tipo de alcohol, relación molar de metanol/aceite,
cantidad de catalizador, temperatura de reacción, tiempo de reacción y contenido de agua.
Por tanto, se deben de tener en cuenta todos estos factores que permiten obtener resultados
cuantificables.
a) Tipo de alcohol
El hecho de seleccionar qué tipo de alcohol manejar es muy importante, pues en
diversos estudios de biodiesel se ha demostrado que, al aumentar el número de carbonos
del alcohol como metanol, propanol, 2-butanol… el rendimiento de la reacción se reducía
gradualmente con el aumento de la longitud de la cadena del alcohol.28 Esto es debido a
la diferencia de polaridad, donde la polaridad del alcohol se reduce al aumentar el número
de carbonos y también, por la presencia de obstáculos estéricos. Por lo tanto, los alcoholes
de cadena corta como el metanol y el etanol son los más empleados, debido al bajo
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
25
impedimento estérico y la alta polaridad en comparación con las cadenas más largas y
ramificadas.
b) Relación molar entre metanol/aceite:
Consultando bibliografía se ha concluido que la relación molar teórica entre
metanol/aceite debe ser 3:1 en la transesterificación, y para la esterificación 1:1.28
Considerando que la transesterificación/esterificación se entiende como una reacción
reversible, se requiere una mayor cantidad de alcoholes para desplazar el equilibrio hacia
la dirección del producto deseado en este caso ésteres metílicos. No es muy recomendable
utilizar mucha cantidad de alcohol puesto que diluiría la concentración del catalizador, y
a su vez el número de sitios activos disponibles, disminuyendo así la conversión global
del proceso.
c) Cantidad de catalizador.
La cantidad de catalizador con la que se trabaja viene dada por la cantidad de aceite
por cada ácido graso, consiste en un parámetro que afecta a la reacción de
transesterificación/esterificación. Por lo general, los sitios activos del catalizador
aumentarían al aumentar cantidad de catalizador, mejorando así la conversión. Sin
embargo, si el equilibrio se alcanza con pequeñas cantidades, el hecho de agregar más
cantidad no elevaría el conversión. Este exceso podría llevar a la saponificación del ácido
graso característico puesto que aumentaría la resistencia a la transferencia de masa.28
d) Temperatura de trabajo.
Se conoce que la reacción de transesterificación/esterificación es una reacción
endotérmica, por lo que es indispensable un aporte calórico para impulsar el equilibrio
hacia la formación de los productos. Generalmente, al elevar la temperatura durante la
reacción se reduce la viscosidad del aceite, por lo que la resistencia a la transferencia de
masa disminuye. Para que la reacción esté optimizada, la temperatura debe encontrarse
alrededor del punto de ebullición del alcohol (65ºC en el caso de metanol). Si se eleva
mucho la temperatura puede ocurrir que no se efectúe correctamente la derivatización.
e) Tiempo de reacción.
El tiempo de reacción está determinado por la cantidad de catalizador, tipo de alcohol,
relación molar de metanol y temperatura de reacción, lo que significa que el tiempo de
reacción se confirma mediante los parámetros anteriores. En general, la conversión de
3.- DISCUSIÓN DE RESULTADOS
26
transesterificación/esterificación será mayor al aumentar el tiempo de reacción. No
obstante, depende del tiempo que tarde en alcanzar el equilibrio.
f) Contenido en agua.
La presencia de agua libre en la reacción favorece la reacción de saponificación
del ácido graso (Esquema 3.2), siendo un obstáculo para la derivatización de ácidos
grasos. Cabe la posibilidad de que se derivatice una pequeña cantidad, aunque se
encuentre en presencia de agua. Además, cabe la posibilidad de que el sitio activo del
catalizador se envenene con agua.
Esquema 3.2. Reacción de saponificación.29
En definitiva, se ha tratado de optimizar completamente estos parámetros que podrían
ser decisivos en la determinación de ácidos grasos en alimentos por medio de
catalizadores heterogéneos MOFs. No se conoce muy bien porque no funciona esta
técnica siendo aparentemente similar a la síntesis de biodiesel de segunda generación, los
motivos por los que podría no funcionar es porque no se han optimizado correctamente
los anteriores parámetros, o bien porque los catalizadores empleados no son los más
adecuados o simplemente porque los montajes experimentales no son válidos para este
proceso. Cabe la posibilidad de que los ácidos grasos se estén adsorbiendo sobre el MOF
e impida la reacción de transesterificación/esterificación con metanol, esto no ha podido
ser comprobado por falta de tiempo. Se procedería una vez transcurrido el tiempo de la
derivatización separando el MOF del metanol, y realizándole un análisis
termogravimétrico (TGA) para verificar que tiene la capacidad de secuestrar los ácidos
grasos/triglicéridos. Este análisis consiste en observar la pérdida de masa, en este caso
del MOF con la supuesta cantidad adsorbida de ácidos grasos, al aumentar gradualmente
la temperatura.
4.- PARTE EXPERIMENTAL.
30
4.1. Síntesis de los MOFs.
La síntesis del ligando bcmim (1,3-bis (carboximetil) imidazol) se llevó a cabo
siguiendo el siguiente procedimiento:23
Se agitó una mezcla de glicina (7,5 g, 100 mmol), glioxal (solución en agua, 40% p/p,
3,83 mL, 50 mmol) y formaldehído (solución en agua, 36%, 5,74 mL, 50 mmol) a 95ºC
durante 2 horas. Después de enfriar, el precipitado marrón resultante se filtró y se lavó
con agua fría para obtener un sólido incoloro. El agua restante del sólido se lavó con
metanol, y se llevó al rotavapor con el fin de evaporar metanol a presión reducida para
producir el imidazol (bcmim) como un sólido incoloro. El procedimiento queda resumido
en la Figura 4.1:
Figura 4.1: Calentamiento, filtración y rotavapor.
4.1.1. Síntesis de haluro de 1,3-bis (carboximetil) imidazolio.
Una mezcla de ligando 1,3-bis(carboximetil) imidazol (14,6 mmol) y HCl concentrado
(32,12 mmol) o HBr (32,12mmol) se agitó y se calentó a reflujo durante 30 minutos.
Luego, se eliminó a presión reducida el haluro de hidrógeno correspondiente, el sólido
resultante se filtró y se lavó con acetona y éter dietílico para proporcionar un sólido
incoloro. La síntesis química puede observarse en la Esquema 4.1.
Esquema 4.1: Esquema sales imidazolio.
31
4.1.2. Síntesis de estructuras organometálicas (bcmim-Ca(Br), bcmim-Ba(Br),
bcmim-Ca(Cl), bcmim-Ba(Cl)).
Se añadió la sal correspondiente haluro de 1,3-bis(carboximetil)imidazolio (X = Br,
1,320 g; X = Cl, 1,105 g; 5 mmol) a una solución de CaCO3 (500 mg, 5 mmol) o BaO
(765 mg, 5 mmol) en agua (25 mL) en una placa de Petri. La mezcla se dejó evaporar a
temperatura ambiente durante la noche para producir el correspondiente MOF en forma
de agujas incoloras.
No se llevó a cabo la síntesis de bcmim-Ba(Br) y bcmim-Ca(Br), correspondiente al
anión bromo. Por falta de tiempo, solamente se llegó a sintetizar el bromuro de 1,3-
bis(carboximetil)imidazolio, se pretendió sintetizar los pertinentes MOFs en caso de que
funcionara el procedimiento con el anión cloro.
4.2.Síntesis de bcmim-Cu.
Se disolvieron el ligando 1,3-bis(carboximetil)imidazol (2,00 g, 10,9 mmol) y
Cu(OAc)2 (2,06 g, 11,3 mmol) en 40 ml de agua dando una solución turquesa. Luego, se
agregaron 200 mL de metanol a la mezcla, obteniendo una suspensión celeste. Se dejó la
mezcla durante la noche proporcionando el correspondiente MOF como un polvo azul
oscuro, que se lavó con acetona. La síntesis química y el resultado de esta se encuentran
en la Esquema 4.2 y Figura 4.2.
Esquema 4.2: Síntesis MOF-Cu.
Figura 4.2: Filtración MOF-Cu.
32
4.3.Activación de los MOFs.
Todos los MOF (Figura 4.3) se agitaron en metanol durante 6 horas, se centrifugaron
durante 10 minutos a 4000 rpm y se separaron del líquido por decantación. Este
procedimiento se repitió dos veces. Luego, los sólidos se secaron a presión reducida.
Todos los espectros se encuentran expuestos en el anexo 2: Espectros.
Figura 4.3: MOFs.
4.4. General.
Un esquema general sobre el procedimiento que se desarrolla a continuación (Figura
4.4) consta de las siguientes partes: extracción del aceite,
transesterificación/esterificación ácidos grasos pertinentes y determinación
cromatográfica de estos.
Figura 4.4: Esquema extracción, esterificación y determinación AG.
4.4.1. Extracción con solventes.
El instrumento empleado para la extracción de aceite es un sistema de extracción
Soxhlet (Figura 4.5). El procedimiento de este sistema se desarrolla en los pasos descritos
más adelante.
33
Figura 4.5: Unidad de extracción Soxhlet23.
1. Pesar 3 g de muestra tamizada y de un diámetro de partícula < 1,5mm en el
cartucho ya montado en su soporte metálico. Se acopla el soporte-muestra en
la unidad y se eleva en su respectivo resorte.
2. Se hace circular agua por el aparato. Colocar cubiletes enumerados y tarados
en el “porta”, poner la 40 mL de éter de petróleo y elevarlos.
3. Bajar los cartuchos, para que estén en contacto con el extractante y asegurar
que queda abierta la comunicación del disolvente a través de la tubuladura
lateral.
4. Se enciende el baño hasta alcanzar una temperatura de 135ºC y se deja 15 min
para llevar a cabo la extracción.
5. Se elevan los cartuchos y se sigue la destilación 30 min, lavando la grasa
embebida.
6. Se recupera el éter, dejando la destilación 10 min más. Se cierra la llave lateral,
se deja pasar el aire y se gira la palanca de evaporación. Una vez, transcurrido
este tiempo se apaga el baño y el aire, se conecta el extractor y se bajan los
cubiletes dejándolos 5 min en reposo, para eliminar los posibles restos del
disolvente.
7. Por último, se pasa una corriente de nitrógeno sobre la grasa durante 2 min
(evitando la oxidación de los ácidos grasos al secarse). Transferir a viales
topacios para evitar la oxidación de estos.
Se obtuvo más o menos las mismas cantidades de grasa presentes en cada muestra
(Figura 4.6).
34
Figura 4.6: Cantidad de grasas.
En el cacao la cantidad de grasa aproximadamente obtenida fue de 16 %, en el caso de
la avellana aproximadamente de 68% y en el caso de las nueces de 70%, tal y como se
muestra en cada alimento. Las cantidades de grasa extraída fueron comparadas con la
cantidad teórica presente en su recipiente, por medio de la Ecuación 1:
% 𝑔𝑟𝑎𝑠𝑎 =𝑐𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎í𝑑𝑎 (𝑔)
𝑐𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔)× 100
Ecuación 1: Porcentaje de grasa extraído de la muestra.
4.4.2. Derivatización ácidos grasos tradicional.
La derivatización se realizó a partir de 0.3 g de grasa, añadiendo 6 mL MeONa 1% y
dejando a reflujo hasta obtención de una única fase (Figura 4.7). Una vez, llegado a este
punto, se añaden 6 mL de H2SO4 al 5%, dejándolo a reflujo unos 10 minutos.
A continuación, se trasvasó la disolución a tubos de ensayo de 50 mL, enjuagando el
matraz con 6 mL n-hexano y posteriormente, añadiéndolo a dicho tubo de ensayo. Así
pues, se introducen 30 mL de disolución de NaCl para facilitar la extracción de la fase
orgánica. Se deja reposando 2 minutos, para tener una total separación.
Por último, se introduce aproximadamente 1 mL de fase orgánica a un vial opaco y se
almacena en el congelador hasta la preparación de la muestra para el cromatógrafo gas31.
Figura 4.7: Esterificación tradicional.
35
4.4.3. Derivatización ácidos grasos a partir de MOFs.
La derivatización debería ocurrir como se describe en el ciclo catalítico de la Esquema
4.3, donde inicialmente el MOF se coordina con una molécula de metanol, una vez se
encuentra en condiciones de trabajo adecuadas, se coordina con el ácido graso
característico. Durante este proceso, la molécula de metanol interactúa con el ácido graso
produciendo la transesterificación. Finalmente, se suelta y el MOF vuelve a su estado
inicial. El hecho de utilizar este catalizador permite transformar reactivos en productos
por medio de un ciclo catalítico de etapas elementales disminuyendo la energía de
activación del proceso, y regenerando al final del proceso el catalizador hasta que la vida
útil del catalizador finalice.
Esquema 4.3: Derivatización ácidos grasos.
Esta figura se ha llevado a cabo tomando como referencia, artículos en los que se
emplean catalizadores MOF para la síntesis de biodiesel.21
Al comenzar a derivatizar con MOFs, se planteó comenzar de la misma manera que
en la derivatización establecida por la ISO 12966:2017.26Por ello, se realizó una
derivatización por catálisis básica (MOFs) seguida de la catálisis ácida (H2SO4),
empleando las mismas cantidades y procesos que la derivatización tradicional. Se pesó
0.3 g de grasa, se añadió 6 mL MeOH y 30 mg MOFs, dejando a reflujo unos 10/15
minutos. Una vez, alcanzado este punto, se añadieron 6 mL de H2SO4 al 5%, dejándolo a
reflujo unos 10 minutos. Seguidamente, se trasvasó la disolución a tubos de ensayo de 50
mL, enjuagando el matraz con 6 mL n-hexano y posteriormente, añadiéndolo a dicho tubo
36
de ensayo. Así pues, se introdujeron 30 mL de disolución de NaCl y se procedió a
determinar los ácidos grasos presentes sin éxito.
Otra posibilidad fue proceder de la misma manera, pero eliminando la adición de ácido
sulfúrico pues este, es capaz de degradar el MOF e inutilizarlo. Se realizó lo mismo, pero
no se obtuvieron resultados exitosos. Se ha encontrado en diversos artículos que los
MOFs pueden actuar como agente transesterificante o esterificante, o en ambos
sentidos.28También, se llevó a cabo la adición de la misma cantidad de grasa, es decir,
relación 1:1 aceite/MOF, pero el resultado fue infructuoso.
Por ello, se planteó otra posibilidad en la que se pretendió modificar el montaje de la
derivatización Figura 4.8. Esta involucra una agitación continua y control de
temperaturas. No se obtuvo ningún resultado favorable. Se pretendió confirmar por el
método oficial, que las cantidades empleadas proporcionaban resultados cuantitativos, se
obtuvo que las cantidades eran las adecuadas.
Por lo que, haciendo uso de la bibliografía se pensó emplear cantidades con proporción
10:1 entre metanol y aceite, y un 10% de catalizador con respecto el aceite/grasa28. A
tiempos de reacción de 1 h, para así conseguir la conversión global de la reacción. Al
hacer la determinación por medio del cromatograma no se observó nada. El hecho de que
ocurra esto y no aporte resultados favorables, abre la posibilidad de que el MOF esté
“secuestrando” los triglicéridos o ácidos grasos, es decir, que los esté adsorbiendo por lo
que no permite saber si tiene lugar o no la reacción. Por falta de tiempo, no se va a poder
concluir que se trate de esto.
Figura 4.8: Nuevo montaje derivatización.
La recuperación del catalizador empleado (Figura 4.9) aparentemente parece
recuperarse bien, cabría confirmar que el catalizador se encuentra en su forma inicial y
no ha sufrido ninguna transformación al final.
37
Figura 4.9: Recuperación catalizador.
4.4.4. Determinación por cromatografía gas.
Se comenzaron a hacer pruebas para saber que cantidades eran las adecuadas para ser
inyectadas en GC (Figura 4.11).
En primer lugar, se hizo un análisis del multipatrón, cuya muestra estaba formada por
un conjunto de diferentes ácidos grasos. La muestra del multipatrón presenta distintos
tiempos de retención diferentes a los que aparecen certificados por el proveedor puesto
que no es el mismo equipo de trabajo, pero la intensidad relativa debe ser la misma en
ambos casos. De esta manera se conocieron los tiempos de retención de los diversos
ácidos grasos por medio del cromatógrafo gas del laboratorio, se asociaron con el
certificado del multipatrón los tiempos de retención de cada FAMEs.
En segundo lugar, se trabajó con las cantidades a inyectar de muestra, haciendo
coincidir la misma magnitud de área de cierto ácido graso del multipatrón con el del AG
más abundante de la muestra, en este caso el ácido palmítico (C16:0) en cacao. Se obtuvo
que la muestra debía ser diluida 1:20 para que disminuyera el área y entrara en la zona
interna de la recta de calibrado de los patrones, obteniendo una menor incertidumbre y,
por ende, un menor error.
Por último, antes de analizar las muestras problema, se trabajó con un patrón interno
de concentración conocida para evitar al mínimo los errores de análisis. Se preparó una
disolución de patrón interno (C9:0) de aproximadamente 3700 ppm. El patrón interno
debe tener el mismo comportamiento que el resto de los ácidos grasos de las muestras y
además no estar presente en las muestras, por ello el más usual es el C9:0.
38
Se realizan seis representaciones gráficas de los distintos ácidos grasos más
abundantes en las muestras (C16:0; C18:0; C20:0; C18:1; C18:2; C18:3) a partir del
multipatrón. Esta representación consiste en una relación de áreas FAMEs y área PI frente
a la relación de concentraciones conocidas de FAMEs y PI, obteniendo finalmente seis
rectas de calibrado.
Una vez, conocida el área del AG y la del patrón interno en la muestra, se saca una
relación de áreas que corresponde al eje y de la recta de calibrado, se sustituye en la
ecuación de la recta obteniendo una relación de concentraciones (Concentración Analito/
Concentración PI) que corresponde con el eje x de la gráfica. Por último, al conocer la
concentración del PI se cuantifican los ácidos grasos de las muestras.
Esta es la gráfica del C16:0 (Figura 4.10), con la cual se puede obtener la cantidad de
AG presente en las muestras a partir de la ecuación de la recta pertinente. El resto de las
gráficas se encuentran en el anexo II de este trabajo.
Figura 4.10: Gráfica AG C16:0.
En caso de no poder realizar dicho análisis de forma inmediata, los extractos se
almacenan en un frasco cerrado herméticamente y guardado a baja temperatura.
y = 2,2217x + 0,0318R² = 0,9929
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,35
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C16:0
39
CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS.
- Cromatógrafo: GC-2014
- Detector: FID a 250 ºC
- Inyector: Modo Split con una división 1/30. Tª =
230ºC
- Volumen de muestra inyectado: 10 µL
- Tiempo del cromatograma: 45 min
- Gas portador: He, flujo 3 mL/min
- Aire: 300 mL/min
- Hidrógeno: 30 mL/min
- Patrón interno: C9:0 (nonanato de metilo)
Figura 4.11: Cromatograma Gas.
5.– CONCLUSIONES.
5.- CONCLUSIONES
43
Como se ha comentado en el apartado de discusión de resultados, esta posible técnica
presenta una serie de parámetros que deben de ser optimizados para conseguir los mejores
resultados posibles. Por lo que, hay que tenerlos especialmente en cuenta para llevar a
cabo satisfactoriamente la derivatización de los ácidos en biodiesel y, por ende, también
influirán en la transesterificación/esterificación de ácidos grasos en alimentos.
Durante el transcurso de la reacción se conocen varias operaciones determinantes de
esta conversión, como el tipo de alcohol, la relación de metanol/aceite, la cantidad de
catalizador, temperatura de reacción, tiempo de reacción y el contenido de agua.
Atendiendo a todos estos parámetros se ha empleado metanol como tipo de alcohol, la
relación metanol aceite ha sido 1:50,1:20, 1:15,1:10 la cantidad de catalizador empleada
ha sido alrededor del 10% con respecto a la masa del aceite/grasa empleada, temperatura
de reacción entorno a 65ºC, los tiempos de reacción desde 20 min hasta 1 h y evitando
totalmente el contenido de agua libre. Utilizando estos parámetros el resultado ha sido
infructuoso, es decir, solamente se ha observado fondo en el cromatógrafo sin ver a penas
nada derivatizado.
En conclusión, se ha intentado optimizar lo máximo posible estos parámetros que
podrían ser de vital importancia en la determinación de ácidos grasos en alimentos a partir
de catalizadores heterogéneos MOFs. No obstante, no se ha podido resolver por qué esta
técnica siendo aparentemente similar a la síntesis de biodiesel de segunda generación no
funciona. Las posibles causas por las que este procedimiento no funciona, son la
incorrecta optimización de los anteriores parámetros lo que provoca una nula
derivatización, que los catalizadores empleados no son los más adecuados o simplemente
que los montajes experimentales no son válidos para este proceso. También, cabe la
posibilidad de que el MOF esté “secuestrando” los triglicéridos o ácidos grasos, es decir,
que los esté adsorbiendo por lo que no permite que tenga lugar la reacción de
transesterificación/esterificación. Esta posibilidad era esperable dado que se conocen
artículos, en los que tenían la propiedad de adsorber colesterol.24 La manera de proceder
en este caso sería separando después de la derivatización, el MOF del metanol y
comprobando por medio de un análisis de termogravimetría cómo evoluciona la cantidad
de masa en función de la temperatura, es decir, registrando la pérdida de masa en función
de la temperatura.
6.– REFERENCIAS.
46
47
1 European Commission. Reglamento (CE) No 178/2002 Del Parlamento Europeo y Del
Consejo. D. Of. las Comunidades Eur. 2002, No. 9, L 128/8.
2Devlin, T. M.2004. Bioquímica, 4ª edición. Reverté, Barcelona. ISBN 84-291-7208-4
3 Mª Carmen Ribera Lopez, Francisco Perez Ruiz Composición química de los seres vivos
2014 Universidad Veracruzana p.41.
4Lehninger, A. L.,1976. Curso breve de Bioquímica. Omega,Barcelona, 447 pp. ISBN
84-282-0445-4
5Ácido palmítico. (2014). Recuperado 11 de marzo de 2021, de El aceite website:
http://www.elaceite.net/2014/04/21/general/acido-palmitico/
6Costanzo, A.; Nowson, C.; Orellana, L.; Bolhuis, D.; Duesing, K.; Keast, R. Effect of
Dietary Fat Intake and Genetics on Fat Taste Sensitivity: A Co-Twin Randomized
Controlled Trial. Am. J. Clin. Nutr. 2018, 107 (5), 683–694.
https://doi.org/10.1093/ajcn/nqy022.7 Manolo Gutierrez (2015)” Introduccion a la
bioquímica”,2015, dpto biologia y geología
8Amaiz, M.; Gutiérrez, R.; Pérez, E.; Álvarez, C. Efecto Del Sobre Las Propiedades
Físicas, Fisicoquímicas, Composición Proximal y Perfil de Ácidos Grasos de La Manteca
de Granos de Cacao Del Estado Miranda, Venezuela. Rev. Científica UDO Agrícola 2012,
12 (2), 439–446.
9Cui, N.; Wang, G.; Ma, Q.; Zhao, T.; Li, R.; Liang, L. Effect of Cold-Pressed on Fatty
Acid Profile, Bioactive Compounds and Oil Oxidation of Hazelnut during Oxidation
Process. Lwt 2020, 129 (January), 109552. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.109552.
10Pahlavani, N.; Rostami, D.; Ebrahimi, F.; Azizi-Soleiman, F. Nuts Effects in Chronic
Disease and Relationship between Walnuts and Satiety: Review on the Available
Evidence. Obes. Med. 2020, 17 (December 2019), 100173.
https://doi.org/10.1016/j.obmed.2019.100173.
11Montpetit, A.; Tremblay, A. Y. A Quantitative Method of Analysis for Sterol
Glycosides in Biodiesel and FAME Using GC-FID. JAOCS, J. Am. Oil Chem. Soc. 2016,
93 (4), 479–487. https://doi.org/10.1007/s11746-016-2798-5.
12 Pangestu, T.; Kurniawan, Y.; Soetaredjo, F. E.; Santoso, S. P.; Irawaty, W.; Yuliana,
M.; Hartono, S. B.; Ismadji, S. The Synthesis of Biodiesel Using Copper Based Metal-
Organic Framework as a Catalyst. J. Environ. Chem. Eng. 2019, 7 (4), 103277.
https://doi.org/10.1016/j.jece.2019.103277.
13Ambientales, C. Determinación Del Contenido Graso De Leche En Polvo : Extracción
Soxhlet. System 2004, 1–7.
14Profile, S. E. E.; Profile, S. E. E.; Profile, S. E. E. Extracción de Aceites de Origen
vegetal. 2017, No. May. https://doi.org/10.13140/RG.2.2.11047.55201.
15 Delange, M.; Delange, D. M. Obtención y Determinación de Ácidos Grasos de Muy
Elevada Masa Molecular. Rev. CENIC. Ciencias Químicas 2006, 37 (1), 23–33.
48
16 Fuentes-Soriano, P. Determinación de Ácidos Grasos Por Cromatografía de Gases Para
La Diferenciación de Nueces (Juglans Regia) Según Su Origen. Trab. Fin Master 2019.
17 Hobart H. W, Hernández R., C.Alberto , Bocanegra P., Francisco (1991) ”Métodos
instrumentales de análisis”(1991) ISBN: 968-7270-83-7
18 García Cirujano, F.; Llabrés Xamena, F.; Corma Canós, A. Desarrollo de materiales
metal-orgánicos(MOFs) como catalizadores heterogéneos para reacciones en una o varias
etapas. 2016, 272.
19Bazer-Bachi, D.; Assié, L.; Lecocq, V.; Harbuzaru, B.; Falk, V. Towards Industrial Use
of Metal-Organic Framework: Impact of Shaping on the MOF Properties. Powder
Technol. 2014, 255, 52–59. https://doi.org/10.1016/j.powtec.2013.09.013.
20Sorribas, S.; Téllez, C. MOFs: Propiedades y Aplicación En Separaciones Más
Eficientes. Boletín del Grup. Español del Carbón 2016, No. 41, 19–22.
21Ablet, A.; Li, S. M.; Cao, W.; Zheng, X. J.; Jin, L. P. Self-Assembly and
Characterization of Ca-Zn Heterometallic MOFs with 4,5-Imidazoledicarboxylate.
Polyhedron 2014, 83, 122–129. https://doi.org/10.1016/j.poly.2014.05.033.
22Jamil, U.; Husain Khoja, A.; Liaquat, R.; Raza Naqvi, S.; Nor Nadyaini Wan Omar,
W.; Aishah Saidina Amin, N. Copper and Calcium-Based Metal Organic Framework
(MOF) Catalyst for Biodiesel Production from Waste Cooking Oil: A Process
Optimization Study. Energy Convers. Manag. 2020, 215 (April), 112934.
https://doi.org/10.1016/j.enconman.2020.112934.
23Albert-Soriano, M.; Trillo, P.; Soler, T.; Pastor, I. M. Versatile Barium and Calcium
Imidazolium-Dicarboxylate Heterogeneous Catalysts in Quinoline Synthesis. European
J. Org. Chem. 2017. https://doi.org/10.1002/ejoc.201700990.
24Yilmaz. E, Senel,Selcuk. E OK. Cholesterol removal by selected metal- Organic
frameworks as adsorbents en J Food Technol 2020 https://doi.org/10.1002/57(1):173-
181.
25Gándara, F. Metal-Organic Frameworks: Nuevos Materiales Con Espacios Llenos de
Posibilidades. An. la Real Soc. Española Química 2012, 108 (3), 190–196.
26Lunardi, V. B.; Gunawan, F.; Soetaredjo, F. E.; Santoso, S. P.; Chen, C. H.; Yuliana,
M.; Kurniawan, A.; Lie, J.; Angkawijaya, A. E.; Ismadji, S. Efficient One-Step
Conversion of a Low-Grade Vegetable Oil to Biodiesel over a Zinc Carboxylate Metal-
Organic Framework. ACS Omega 2021, 6 (3), 1834–1845.
https://doi.org/10.1021/acsomega.0c03826.
27 Lancaster.M ( 2002). Green Chemistry an introductory text, 1ª edición. University York
ISBN 0-85404-620-8
28 Ma, X.; Liu, F.; Helian, Y.; Li, C.; Wu, Z.; Li, H.; Chu, H.; Wang, Y.; Wang, Y.; Lu,
W.; Guo, M.; Yu, M.; Zhou, S. Current Application of MOFs Based Heterogeneous
Catalysts in Catalyzing Transesterification/Esterification for Biodiesel Production: A
Review. Energy Convers. Manag. 2021, 229 (January), 113760.
https://doi.org/10.1016/j.enconman.2020.113760.
49
29Reacción de saponificación. (2021). Recuperado 11 de marzo de 2021, de Jabones y
cosmética website: https://www.jabonesycosmetica.top/jabones/reaccion-de-
saponificacion/
30Masson, L. Determinación Del Contenido de Grasa Total En Un Alimento. 2016, 73–
75.
31 Iso, U. Norma Española Aceites y Grasas de Origen Animal y Vegetal Cromatografía
de Gases de Ésteres Metílicos de Ácidos Grasos Parte 2 : Preparación de Ésteres Metílicos
de Ácidos Grasos. 2017.
32Raypa. (2021). Recuperado 11 de marzo de 2021, de raypa website:
https://www.raypa.com/prod/sistema-de-extraccion-de-grasas-sx-6-mp/
ANEXO 1.- RECTAS DE CALIBRADO.
ANEXO 1.- RECTA DE CALIBRADO
53
Para la determinación cuantitativa de ácidos grasos en las muestras de cacao, avellana
y nueces, inicialmente se partió de una muestra multipatrón donde se encontraban todos
los ácidos grasos predominantes de cada muestra. Se analizó por cromatografía gas a
distintas concentraciones de multipatrón.31 La concentración de muchos de estos, era
inferior a la encontrada en las muestras, por lo que se procedió a crear nuestro propio
multipatrón a concentración superior de la de las muestras, de esta manera la señal se
encontró por el interior de la recta, disminuyendo el margen de error.
La representación se hizo para cada ácido graso Ecuación 2. Por un lado, el eje y
estaba compuesto por una relacion de área AG entre área del patrón interno,
disminuyendo así errores procedentes de la señal, variaciones de densidades… Por otro
lado, en el eje x se representó la concentración AG frente PI, quedando de esta manera la
ecuación de la recta:
𝐴(𝐴𝐺)
𝐴(𝑃𝐼)= 𝑚 ×
𝐶(𝐴𝐺)
𝐶(𝑃𝐼)+ 𝑛
Ecuación 2: ecuación de la recta.
Figura A1.1: Gráfico de AG C18:0
y = 1,7583x + 0,0199R² = 0,9985
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C18:0
54
Figura A1.2: Gráfico de AG C18:1
Figura A1.3: Gráfico de AG C18:2
y = 1,7752x + 0,2963R² = 0,9942
0
1
2
3
4
5
6
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C18:1
y = 1,7529x + 0,0489R² = 0,9996
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
0 0,5 1 1,5 2 2,5
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C18:2
55
Figura A1.4: Gráfico de AG C20:0
Figura A1.5: Gráfico de AG C18:3
y = 4,3012x + 0,001R² = 0,999
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C20:0
y = 6,2x - 0,1137R² = 0,9949
-2
0
2
4
6
8
10
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6
A(A
G)/
A(P
I)
C(AG)/C(PI)
C18:3
ANEXO 2.- ESPECTROS.
59
Bcmim:
- 1H-RMN:
1,3-Bis(carboximetil)imidazol en D2O
- 13C-RMN:
1,3-Bis(carboximetil)imidazol en D2O
Bcmim-Cl:
- 1H-RMN:
Cloruro de 1,3-Bis(carboximetil)imidazolio en D2O
61
Bcmim-Br:
- 1H-RMN:
Bromuro de 1,3-Bis(carboximetil)imidazolio en D2O
Bcmim-Cu:
- PXRD:
Difractograma de DRX en polvo.
bcmim-Cu
Operations: Import
bcmim-Cu - File: IMPB35.raw - Type: 2Th/Th locked - Start: 2.500 ° - End: 60.000 ° - Step: 0.050 ° - Step time: 3. s - Temp.: 25 °C (Room) - Time Started: 16 s - 2-Theta: 2.500 ° - Theta: 1.250 ° - Chi: 0.00 ° - Phi: 0.00 ° -
Lin
(C
ounts
)
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
10000
11000
12000
13000
14000
15000
2-Theta - Scale
3 10 20 30 40 50 60
ANEXO 3.- ABREVIATURAS.
ANEXO 3.- ABREVIATURAS
65
MOFs Metal-organic frameworks.
FAMEs Fatty acid methyl ester.
Bcmim-Cu 1,3-bis(carboximetil)imidazol de cobre.
Bcmim-Ca 1,3-bis (carboximetil) imidazol de calcio.
Bcmim-Ba 1,3-bis (carboximetil) imidazol de bario.
AG Ácidos grasos.
AGL Ácidos grasos libres.
CG (GC) Cromatografía de gases (chromatograhy gas)
AOACS Association of Analytical Communities.
ISO International Organization for Standaritation.
EPA Enviromental Protection Agency.
FDA Food and Drugs Administration.
HPLC High Performace liquid chromatography.
RMN Resonancia Magnética Nuclear.
CE Electroforesis capilar.
TGA Análisis Termogravimétrico
