Embed Size (px)
Citation preview
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO DE DESARROLLO DE PRODUCTOS BIÓTICOS
EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD PIGMENTANTE DE HARINA DE JAMAICA (Hibiscus sabdariffa) EN PECES DE ORNATO (Carassius
auratus)
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE DOCTORADO EN CIENCIAS
EN
DESARROLLO DE PRODUCTOS BIÓTICOS
PRESENTA
M. en C. VERÓNICA PÉREZ ESCALANTE
DIRECTORES
Dra. ALMA ANGÉLICA DEL VILLAR MARTÍNEZ Dr. GABRIEL AGUIRRE GUZMÁN
Yautepec, Morelos, Septiembre 2013
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Biología Molecular del
Departamento de Biotecnología del Centro de Desarrollo de Productos Bióticos del
Instituto Politécnico Nacional bajo la dirección de la Dra. Alma Angélica Del Villar
Martínez y del Dr. Gabriel Aguirre Guzmán. Para la realización de los estudios se
contó con el apoyo económico (202136) de CONACyT. La investigación fue
realizada con el financiamiento otorgado por el proyecto Fomix-Morelos (93763).
AGRADECIMIENTOS
Al Instituto Politécnico Nacional que a través de ceprobi me permitió realizar mis estudios de doctorado.
A la Dra. Alma Angélica Del Villar por haberme permitido trabajar en su grupo en el Laboratorio de Biología Molecular. Por su dirección en el trabajo y confianza para la realización del mismo. Al Dr. Pablo Emilio Vanegas por sus observaciones y comentarios para el fortalecimiento del manuscrito. Al Dr. Gabriel Aguirre Guzmán por su valiosa aportación en la revisión de la tesis y comentarios que contribuyeron al mejoramiento del manuscrito. También por el recibimiento en la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad Autónoma de Tamaulipas para la realización de la parte de histología. A la Dra. Liliana Alamilla por su apoyo en el uso del equipo de secado por aspersión para la realización del trabajo. A todos los integrantes del comité tutorial por sus observaciones y comentarios durante la realización del trabajo. A todos los miembros del área administrativa por el apoyo para la realización de los trámites durante el desarrollo de la tesis. A todos mis compañeros y amigos del laboratorio por su apoyo en los diferentes momentos durante mi estancia en este lugar de trabajo. A todos mis compañeros y amigos de ceprobi y los que ya no están en ceprobi pero que estuvieron en algún momento, que me alentaron para que culminara mis estudios. A mi familia que estuvo apoyándome en todo momento para que llegara a concluir esta etapa de mi vida. En especial a mi papá, hermanos por su confianza y apoyo. A mí cuñada Norma por la ayuda y apoyo que me ha brindado. A mis sobrinos Beni, Marquitos, Sebas y Marlen que los quiero mucho.
Gracias a todos…
ÍNDICE DE CONTENIDO
ÍNDICE DE TABLAS…………………………………………………………….... xiii
ÍNDICE DE FIGURAS…………………………………………………………….. xiv
RESUMEN…………………………………………………………………............. xvi
ABSTRACT………………………………………………………………………… xviii
CAPÍTULO 1. EFECTO DE LA HARINA DE JAMAICA (Hibiscus
sabdariffa) ADICIONADA A LA DIETA DEL PEZ DORADO (Carassius
auratus)…………………………………………………………………………….
1
1.1. Introducción……………………………………………….………………….. 1
1.2. Marco teórico.……………………………………………………………….... 3
1.2.1. Cultivo de peces de ornato………………...…………………………... 3
1.2.2. Importancia del alimento en la acuacultura………………………….. 6
1.2.3. Aspectos generales de la pigmentación de los peces……………… 7
1.2.4. Uso de los pigmentos en la acuacultura……………...……………... 8
1.2.5. Uso de los pigmentos en los peces de ornato……………………..... 11
1.2.6. Hibiscus sabdariffa (jamaica)............................................................ 13
1.2.7. Propiedades de las antocianinas……...……………………………... 14
1.3. Justificación………………………………………………………………….. 18
1.4. Objetivos................................................................................................... 19
1.4.1. Objetivo general………………………………………………………… 19
1.4.2. Objetivos específicos..……………………….………………………..... 19
1.5. Materiales y Métodos………………………………………………………... 20
1.5.1. Material vegetal………………………………..………………………... 20
1.5.2. Extracción y cuantificación de antocianinas……………..………….. 20
1.5.3. Elaboración de dietas experimentales…………………….……….... 21
1.5.4. Cría experimental de los peces……………………………...………... 21
1.5.5. Parámetros biométricos evaluados………………………….………... 22
1.5.6. Análisis histológico……………………………………………..………. 23
1.5.6.1. Fijación de los tejidos…..…………………………………..……... 23
1.5.6.2. Deshidratación de los tejidos……………………………………. 23
1.5.6.3. Inclusión de los tejidos…………………………………………… 23
1.5.6.4. Corte de las muestras………...…………………………………... 23
1.5.6.5. Tinción histológica con hematoxilina y eosina…......…..……... 24
1.5.6.6. Análisis de las muestras en microscopio óptico..…………....... 24
1.5.7. Análisis estadístico……….……………………………………………. 24
1.6. Resultados y Discusión………………………………………...…………... 26
1.6.1. Composición de la harina de jamaica………………………………... 26
1.6.2. Concentración de antocianinas………………………………………. 28
1.6.3. Efecto de las dietas experimentales…………………………………. 29
1.6.4. Análisis de la piel de los organismos alimentados con harina de
jamaica ………………………………………………………………………….
33
1.7. Conclusiones……………………………………………………………….... 40
1.8. Referencias…………………………………………………………………... 41
CAPÍTULO 2. OBTENCIÓN DE MICROENCAPSULADOS DE
ANTOCIANINAS DE JAMAICA (Hibiscus sabdariffa)……………………...
53
2.1. Introducción…………………………………………………………………... 53
2.2. Marco teórico………………………………………………………………..... 54
2.2.1. Generalidades de la microencapsulación………………………........ 54
2.2.2. Secado por aspersión…………………………………………………... 57
2.2.3. Etapas del secado por aspersión……………….……………….......... 58
2.2.4. Aplicaciones de la microencapsulación……………………………… 60
2.2.5. Maltodextrina como material pared………………………………….... 61
2.2.6. Tamaño y distribución de partícula………………………………….... 62
2.2.7. Caracterización morfológica y microestructural de los
microencapsulados…...…………………..……………………….…………..
63
2.2.8. Forma de las partículas…………………..…………………………….. 64
2.2.9. Microestructura de las partículas…………………………………….... 65
2.3. Justificación…………………………………………………………………… 66
2.4. Objetivos................................................................................................... 67
2.4.1 Objetivo general…………………………………………………………. 67
2.4.2. Objetivos específicos………………………………………………….... 67
2.5. Materiales y Métodos………………………………………………………... 68
2.5.1. Extracción y cuantificación de antocianinas de jamaica.…..…….... 68
2.5.2. Elaboración de microencapsulados………………………………….. 69
2.5.3. Determinación de sólidos totales…………………………………….. 69
2.5.4. Secado por aspersión…………………………………………………... 69
2.5.5. Análisis de los microencapsulados por microscopia electrónica de
barrido (MEB)…………………………........……………………………………
70
2.5.6. Distribución de tamaño de los microencapsulados……………….... 70
2.5.7. Eficiencia de microencapsulación…………………………………..... 70
2.6. Resultados y Discusión………………………………………………………. 72
2.6.1. Microencapsulación de antocianinas……………………………….... 72
2.6.2. Determinación de la humedad de los microencapsulados………... 72
2.6.3. Morfología de los microencapsulados…………….…………………... 73
2.7. Conclusiones……………………………………………………………….... 79
2.8. Referencias…………………………………………………………………... 80
CAPÍTULO 3. EFECTO DE LA DIETA ADICIONADA CON
ANTOCIANINAS MICROENCAPSULADAS EN PECES DE ORNATO
Carassius auratus……………………………………….…………………….....
89
3.1. Introducción…………………………………………………………………... 89
3.2. Marco teórico.……………………………………………………………….... 90
3.2.1. Función y organización de los cromatóforos en la piel de los
peces.........................................................................................................
90
3.2.2. Función de los cromatóforos en la piel.………...………………….... 93
3.2.3. Características de los cromatóforos…………………………………. 94
3.2.4. Crecimiento de los organismos acuáticos………............................ 98
3.2.5. Alimentos microencapsulados......................................................... 99
3.3. Justificación………………………………………………………………...... 102
3.4. Objetivos................................................................................................... 103
3.4.1. Objetivo general………………………………………………………… 103
3.4.2. Objetivos específicos………………………………………………….. 103
3.5. Materiales y Métodos……………………………………………………….. 104
3.5.1. Dietas experimentales adicionadas con pigmentos
microencapsulados…………………………………………………………….
104
3.5.2. Cría experimental de los peces………………………………………. 104
3.5.3. Evaluación de los parámetros biométricos…………………………... 105
3.5.4. Análisis histológico…………………………………………………...... 105
3.5.5. Observación de las muestras en el microscopio óptico……………. 106
3.5.6. Análisis estadístico…………………………………………………….. 108
3.6. Resultados y Discusión……………………………………...……………… 109
3.6.1. Evaluación de las dietas experimentales……………………………. 109
3.6.2. Análisis estructural……………………………………………………... 115
3.6.3. Identificación de las células en la piel..……………………………… 117
3.6.4. Distribución de las células epidérmicas……………………………… 117
3.7. Conclusiones………………………………………………………………… 121
3.8. Referencias…………………………………………………………………... 122
Recapitulación………………………………………………………………......... 132
Anexos…………………………………………………………………………...... 134
xiii
ÍNDICE DE TABLAS
CAPÍTULO 1
No. Pág
1.1 Lista de peces ornamentales cultivados en México.……………..... 5
1.2 Paso para la tinción con hematoxilina y eosina para la
observación de células pigmentantes…………………………….....
25
1.3 Composición de la harina de jamaica (Hibiscus sabdariffa)............ 27
1.4 Efecto de la harina de jamaica en los parámetros biométricos en
Carassius auratus............................................................................
31
CAPÍTULO 3
3.1 Pasos para teñir los cromatóforos con hematoxilina y eosina para la
observación de las células…………….…………………………….......
107
3.2 Efecto de las dietas adicionadas con microencapsulados de
jamaica (H. sabdariffa) en los parámetros biométricos de (C.
auratus)……........................................................................................
111
3.3 Número de células epiteliales en la cabeza, dorso y aleta caudal
alimentados con antocianinas microencapsuladas…………………..
120
xiv
ÌNDICE DE FIGURAS
No. CAPÍTULO 1 Pág.
1.1 Principales antocianinas distribuidas en la naturaleza y su
estructura general............................................................……………
16
1.2 Tejido de la cabeza del control donde se ubican los cromatóforos... 34
1.3 Identificación de los iridóforos en tejido de los peces alimentados
con las dietas experimentales…………………………………………..
36
1.4 Número de cromatóforos por campo en diferentes partes del
cuerpo de Carassius auratus, alimentados con diferentes
concentraciones de antocianinas………………..…………………....
38
1.5 Cortes histológicos de los peces alimentados con las dietas
experimentales.................................................……………………….
39
CAPÍTULO 2
2.1 Formas de microencapsulación…………………………….…............. 56
2.2 Principio del funcionamiento del secado por aspersión……............. 59
2.3 Estructura externa de los microencapsulados….……………………. 74
2.4 Tamaño de los microencapsulados…………………………………… 77
2.5 Eficiencia de microencapsulación...................................................... 78
xv
CAPÍTULO 3
3.1 Esquema de las principales estructuras de la piel de peces............. 92
3.2 Distribución de las células en la piel de los peces…….…………….. 96
3.3 Apariencia física de los peces alimentados con dietas adicionados
con microencapsulados de antocianinas……………..………………..
114
3.4 Corte histológico de C. auratus...................................……................ 116
3.5 Cortes de las diferentes zonas del cuerpo de C. auratus…………… 118
xvi
RESUMEN
En este estudio se evaluó el efecto de los pigmentos de la jamaica (Hibiscus
sabdariffa) sobre el crecimiento y la pigmentación de la piel en peces de ornato (C.
auratus). En una primera evaluación se analizó el efecto de la harina de jamaica
en la dieta de C. auratus. Posteriormente los pigmentos de la harina de jamaica se
microencapsularon para su protección contra los diversos factores ambientales,
éstos se adicionaron a la dieta de los peces, y se evaluó su efecto en los
parámetros biométricos y en la pigmentación. Los peces se alimentaron con dietas
adicionadas con la harina de brácteas de jamaica a diferentes concentraciones
(40, 80 y 160 mg de pigmento/kg alimento) y microencapsulados (150, 300 y 450
mg de pigmento/kg alimento). Los peces experimentales se evaluaron durante 8
semanas, se alimentaron tres veces al día a una proporción del 6% con relación al
peso. En ambos experimentos se evaluaron los parámetros biométricos: peso
final, tasa de crecimiento, consumo de alimento, tasa de conversión alimenticia y
supervivencia. Se evaluó la presencia de las células que almacenan los pigmentos
en la piel. Las dietas adicionadas con harina de jamaica no fueron rechazadas por
los peces y no se observó un efecto negativo en los parámetros biométricos, se
observó incremento en la tasa de crecimiento en los peces alimentados con las
dietas analizadas, así como también se observó la presencia de células que
podrían almacenar pigmentos, se logró identificar melanóforos e iridóforos
distribuidos en la piel. Se observó una mayor densidad de células que acumulan
pigmentos, en la cabeza seguida de la aleta caudal y el dorso. Los
microencapsulados se analizaron estructuralmente antes de ser adicionados a las
dietas; se observaron partículas de forma esférica y de superficie lisa, con un
xvii
tamaño de 1.5-17 µm, algunas presentaron forma irregular con hendiduras en la
superficie, pero libres de grietas o rupturas, la eficiencia de encapsulación fue del
87% lo que sugiere que tanto el material pared como las condiciones del secado
fueron las adecuadas para la obtención de antocianinas microencapsuladas. Con
las dietas adicionadas con microencapsulados de 150 y 300 mg de pigmentos/kg
de alimento se mostró un incremento en el crecimiento y peso ganado comparado
con el control (P˂0.05). Con la concentración de 450 mg de pigmentos en la dieta,
el crecimiento y los parámetros biométricos no se vieron favorecidos. En los cortes
histológicos se observaron principalmente células epiteliales y mucosas en la
epidermis. No se lograron identificar células que acumulan pigmentos por lo que
se sugiere que los pigmentos microencapsulados no se asimilaron por el pez, pero
por otro lado se puede recomendar la dieta adicionada con microencapsulados a
ciertas concentraciones de pigmentos de jamaica para el crecimiento y la harina
de las brácteas de jamaica como aditivo también para incrementar el crecimiento y
la pigmentación de la piel de peces ornamentales.
Palabras clave: Carassius auratus, Hibiscus sabdariffa, pigmentos,
microencapsulados, crecimiento
xviii
ABSTRACT
In this study, the effect of roselle (Hibiscus sabdariffa) pigments on growth
and skin pigmentation in ornamental fish (Carassius auratus) was evaluated in a
first evaluation the effect roselle calyx flour added to the C. auratus diet was
analyzed. Subsequently the flour pigments were microencapsulated for protection
against various environmental factors, they were added to the diet of fish, and
assessed effect on biometric parameters and pigmentation. The fish were fed with
diets added with roselle calyx flour at different concentrations (40, 80 and 160 mg
of pigment/kg feed) and microencapsulated (150, 300 and 450 mg of pigment/kg
feed). Experimental fish were evaluated for 8 weeks, were fed three times daily at
rate of 6% relative to the weight. In both experiments biometric parameters were
evaluated: final weight, growth rate, feed intake, feed conversion rate and survival.
The presence of the cells that store the pigments in the skin was evaluated. Diets
with added roselle flour were not rejected by the fish and no negative effect was
observed in the biometric parameters, increased growth rate, and the presence of
cells that could store pigments were also observed iridophores and melanophores
distributed on the skin were identified. A higher pigment-accumulating cell density
was observed in the head followed by the caudal fin and dorso.
Microencapsulated, were structurally analyzed before being added to the diet,
spherical particles with a smooth surface were observed, with a size from 1.5-17
µm, with some irregularly shaped on the surface, but free of cracks or ruptures,
encapsulation efficiency was 87% suggesting that both the wall material as the
drying conditions were appropriated for obtaining microencapsulated anthocyanins.
The diet added with 150 and 300 mg of microencapsulated pigments/kg feed,
xix
showed an increased growth and weight gain compared to control (P˂0.05). With
450 mg of pigment concentration in the diet, growth and the biometric parameters
were not favored. In histological sections mainly epithelial and mucosal cells were
mainly observed in the epidermis. It was not possible to identify pigment
accumulating. Cells so suggested that microencapsulated pigments have not been
assimilated by the fish, but otherwise can recommend the diet supplemented with
microencapsulated roselle pigments for growth and roselle calyx flour as additive to
increase growth and pigmentation of ornamental fish.
Keywords: Carassius auratus, Hibiscus sabdariffa, pigments, microencapsules
growth.
1
CAPÍTULO 1
EFECTO DE LA HARINA DE JAMAICA (Hibiscus sabdariffa) ADICIONADA A
LA DIETA DEL PEZ DORADO (Carassius auratus)
1.1. Introducción
La producción de peces de ornato es una actividad importante en la
comercialización, así como también uno de los pasatiempos más populares en el
mundo, siendo esta actividad relevante para el desarrollo económico de países no
desarrollados (Livengood y Chapman, 2007). Carassius auratus es uno de los
peces de ornato más populares y tienen un alto valor en el mercado. La forma del
cuerpo, aletas, tamaño y pigmentación del mismo, son criterios importantes que
determinan el precio en el comercio de los organismos. Para lograr una mejor
aceptación así como el precio de los peces y, debido a que estos organismos
obtienen sus pigmentos a partir de lo que consumen, éstos deben ser alimentados
con dietas con pigmentos hasta lograr un color rojo o anaranjado (Paripatanamont
y col., 1999; Gouveia y Rema, 2005).
La pigmentación de los peces dorados se ha logrado a través de la dieta
suplementada con pigmentos sintéticos como de zeaxantina, luteína o astaxantina
y se han observado que mejoran la pigmentación de la piel del organismo. Sin
embargo, estudios recientes se han enfocado en usar compuestos naturales como
una alternativa a los pigmentos sintéticos, debido a que existe la preocupación de
que los pigmentos sintéticos puedan tener efectos adversos en el metabolismo del
organismo además de los altos costos de los mismos (Gomes y col., 2002).
2
Una dieta rica en pigmentos de diversas fuentes naturales puede mejorar la
pigmentación de la piel del organismo (Meyers, 2000). Para ello se han utilizado
algunas plantas que contienen carotenoides como las algas Arthrospira maxima,
Chlorella vulgaris Haemotococcus pluvialis y Xanthophyllomyces dendrorhous
(Gouveia y col., 2003; Gouveia y Rema, 2005; Xu y col., 2006), y plantas como
Medicago sativa (Yanar y col., 2008). Se ha demostrado que los carotenoides
además de pigmentar la piel, también tienen una función como nutrientes y son
vitales para el crecimiento y la reproducción en organismos acuáticos (Miki, 1991).
Sin embargo, Bjerkeng y col. (2000) comentan que la eficiencia de pigmentación
de los peces está influenciada por el tipo de pigmento, fuente del mismo,
concentración, longitud de cadena del pigmento e ingredientes que posee la dieta
y de otros factores como tamaño del pez, edad, tiempo de alimentación,
composición de la dieta, madurez sexual, factores genéticos y ambientales
(Torrisen, 1985; Paripatanamont y col., 1999; Xu y col., 2006).
Existen otras fuentes naturales de pigmento, además de los carotenoides
que pueden ser una alternativa para la pigmentación de los peces. Las
antocianinas, son moléculas responsables de la coloración roja, violeta y azul de
algunos tejidos específicos de las plantas (Prior y Wu, 2006). Esta propiedad de
pigmentación y su baja toxicidad ha abierto la posibilidad de usarlos como
colorantes naturales en los alimentos (Hirunpanich y col., 2005). En la acuacultura
existen pocas investigaciones de las antocianinas relacionadas con su capacidad
pigmentante en los organismos acuáticos, es por ello que este punto es relevante
en la presente investigación.
3
En este experimento se utilizó como fuente de pigmentos la jamaica (H.
sabdariffa), la cual pertenece a la familia de las malváceas y se cultiva en regiones
tropicales. Esta planta posee compuestos fenólicos como las antocianinas, que le
dan el color rojo a las brácteas, los cuales se emplean como aromatizante en
salsas, jaleas, mermeladas, bebidas y como colorante en los alimentos (Ju y
Howard, 2003). Garzón. (2008) señala que en México, la producción de jamaica se
concentra en quince estados dentro de los cuales destacan: Guerrero (60%),
Oaxaca (21%), Nayarit y Michoacán (4%). Por lo que la jamaica es sugerida para
utilizarse como una alternativa de pigmentos naturales para diversos propósitos en
la acuacultura.
1.2 Marco teórico
1.2.1 Cultivo de peces de ornato
En términos generales, los peces ornamentales se describen como
organismos acuáticos almacenados en un acuario, como un pasatiempo o
distracción para el público. Los peces más cultivados para el comercio son los
organismos de agua dulce (Livengood y Chapman, 2007). En Estados Unidos
(EU), Florida es el estado que más peces ornamentales produce representando el
95% de la producción. Los productores de peces de ornato cultivan 800
variedades de organismos de agua dulce, con una producción en el 2003 de 47
millones de dólares (Hill y Yanong., 2006). En general, la industria ornamental
genera aproximadamente ingresos que van desde 175 a 247 millones de dólares
al año aproximadamente, solamente en EU (FAO, 2006; Hill y Yanong, 2006).
Otros países que propagan tradicionalmente peces de ornato son China,
4
Indonesia, Japón, Malasia, Singapur y Tailandia; recientemente el cultivo de peces
ornamentales se ha extendido a otras regiones como Bélgica, España, Holanda,
Israel, y la República Checa (Livengood y Chapman, 2007).
En cuanto a la generación de recursos económicos, se estima que la
importación al mayoreo en los distintos países es de aproximadamente 900
millones de dólares y al menudeo es de aproximadamente 300 millones de dólares
con una tasa de crecimiento del 14% anual desde 1985, estimándose un valor de
15 mil millones al año (Panné-Huidobro y Luchini, 2008).
En México, la acuacultura se inició en la década de los 70's desde ahí se ha
convertido en una actividad económica y de beneficio social (FAO, 1999). En este
país el estado que más se ha dedicado al cultivo de peces de ornato es Morelos,
ya que se coloca en primer lugar a nivel nacional al tener, 290 unidades de
producción de peces ornamentales, con una producción de aproximadamente 20
millones de peces y una derrama económica de 58 millones de pesos. Cabe
destacar que esta actividad genera alrededor de 1,700 empleos, mismos que
podrían duplicarse, si se impulsa mejores líneas de exportación y rendimientos de
mercado. Anualmente 20 variedades de peces de ornato producidos en México se
exportan a Los Ángeles, California, E.U. La Tabla 1.1 muestra los principales
peces de ornato que se cultivan en México.
5
Tabla 1.1. Especies de peces ornamentales cultivados en México (FAO, 2003)
Nombre científico Nombre común
Astronotus ocellatus Oscar
Brachydanio albolineatus Pez rosa
B. rerio Pez cebra
Carassius auratus Carpa dorada
Cichlasoma severum Disco severum
Cyprinus carpio Carpa koi
Hyphessobrycon spp. Tetra
Lebistes reticulatus Guppy
Mollienesia velífera Molinesia
M. latipinna
M. sphenops
Rasbora spp. Rasbora
Trichogaster leeri Gurami perla
T. trichopterus Gurami azul
T. cosby Gurami mosaico
T. microlepis Gurami luz de luna
Puntius spp. Barbos
Pterophyllum scalare Escalario
Xiphophorus helleri Pez espada
X. maculatus Platy
X. variatus Platy variatus
6
1.2.2 Importancia del alimento en la acuacultura
Es fundamental una nutrición adecuada en los animales para mantener un
buen sistema de producción, económicamente sustentable así como organismos
saludables y productos de alta calidad. En el cultivo de los peces, la nutrición es
importante porque debe cubrir todas las necesidades del organismo, y es una
actividad que representa del 40 al 50% de los costos de producción. Las dietas de
los peces han ido cambiando con los años, y se han desarrollado nuevos
alimentos que promueven el crecimiento, además de mejorar la salud de los
organismos (Francis-Floyd, 2002).
En México, la industria de alimentos balanceados para acuacultura ha
incrementado hasta un 150% en los últimos años, lo cual contribuye con 65
millones de dólares, este incremento ha sido proporcional a la producción de
peces ya que cada año aumenta de un 10 a un 14% (FAO, 2006) por lo que el
consumo de alimentos se ha triplicado. Las principales industrias fabricantes de
alimentos son: Aceitera de Junta, Agribrands Purina, Forrajes El Barro, Malta
Clayton, Piasa, Rangen, Silver Cup, Super-Zeigler, y Zenzone. Agribrands Purina
es la que tiene el dominio del mercado (60%). El principal reto que tienen estos
fabricantes de alimentos es aumentar el volumen de producción así como mejorar
el precio de venta (http://www.panoramaacuicola.com/articulos_y_entrevistas.html)
Los alimentos para peces se encuentran disponibles en dos formatos según
su contenido de humedad: en forma de gránulos secos (humedad <10%) o semi-
húmedos (20-50%), el tipo de alimento es importante porque puede determinar el
nivel de aceptación por el pez, además las partículas tienen que ser uniformes y
tener un tamaño adecuado para el organismo. Los alimentos secos son más
7
fáciles de almacenar, transportar y distribuir. Estos se elaboran en forma de copos
u hojuelas y tienen la ventaja de ser suaves, pequeños, mejor estabilidad en agua
y mayor digestibilidad, por lo mismo son usados ampliamente en peces de ornato
(Castelló, 2000; Francis-Floyd, 2002). Los alimentos semi-húmedos requieren de
un tratamiento adicional antes de ser suministrado, este se mezcla con alimentos
secos para que absorban parte de la humedad o bien ser secados para mejorar el
tiempo de almacenamiento. Esta segunda forma de presentación es la preferida
por algunas especies ya que puede tener mejor palatabilidad y digestibilidad,
proporcionando mejores resultados (FAO, 1999).
1.2.3 Aspectos generales de la pigmentación de los peces
La determinación del color en la piel de los peces es un proceso complejo
que involucra una serie de factores celulares, fisiológicos y genéticos. Algunos de
estos factores producen un fenotipo de color estable mientras que otros están
influenciados por el ambiente, el cual puede producir cambios en el fenotipo
(Colihueque, 2010).
Los factores celulares en la pigmentación involucran la existencia de células
especializadas llamados cromatóforos, las cuales pueden almacenar pigmentos
específicos. Existen al menos cinco tipos de cromatóforos en los peces:
eritróforos, iridóforos, leucóforos, melanóforos, y xantóforos. Este tipo de células
pueden almacenar pigmentos específicos de color amarillo, anaranjado o rojo
(carotenoides), azul, dorado, iridiscente o plateado (guanidina), blanco (gránulos
de guanina), negro o café (melanina). Algunos de estos cromatóforos pueden
absorber luz, como es el caso eritróforos, melanóforos, xantóforos, mientras que
8
otros pueden reflejar luz como ocurre con los iridóforos y leucóforos generando
colores iridiscentes debido a sus variaciones en la organización estructural de sus
organelos cristalinos basados en la estructura de purina (Fujii, 2000).
1.2.4 Uso de los pigmentos en la acuacultura
En la naturaleza existen muchos pigmentos presentes en las plantas; como
por ejemplo, antocianinas, carotenoides, clorofilas y porfirinas los cuales tienen un
papel importante en las células vegetales protegiéndolas de la fotoxidación
(Palozza y Krinsky, 1992). Los carotenoides son pigmentos que se encuentran
ampliamente distribuidos en la naturaleza y están presentes en muchas algas,
animales, microorganismos y plantas (Britton, 1993). Debido a que los peces no
pueden sintetizar sus propios pigmentos, estos los adquieren de forma natural en
su dieta, es por ello que la acuacultura ha buscado fuentes alternativas de
pigmentos para adicionarlos a los alimentos (Meyers y Latscha, 1990; Torrisen,
1985). Se ha observado que la coloración mejora al incluir fuentes naturales de
astaxantina extraídos de algas (Phaffia rhodozyma) (Moretti y col., 2006),
crustáceos como el camarón (Pleisonika sp.), y levaduras (Haemotococus
pluvialis) (Bowen, 2002), comparados con la astaxantina sintética.
El salmón (Salmon salar) es uno de los peces con el que más se han hecho
esfuerzos para pigmentar su carne debido a que el color rosa de la misma es muy
apreciado por los consumidores en el mercado (Leclerco y col., 2010). Buttle y col.
(2001) evaluaron la eficiencia de deposición de dos carotenoides en la piel del
salmón reportando que se deposita mejor la cantaxantina que la astaxantina,
9
debido a que cada carotenoide difiere en su distribución en los isómeros y debido
a que la absorción o utilización de los pigmentos difiere entre especies.
Los carotenoides proporcionan el color depositándose en la piel o carne de
los peces y algunos como el β-caroteno actúa como fuente de vitamina A. Amar y
col. (2001) determinaron que los pigmentos participan en el mecanismo de
defensa de Oncorhynchus mykiss (trucha arcoíris). Se reportó que la astaxantina,
β-caroteno, y cantaxantina incrementan los factores humorales, complemento
(componentes de la respuesta inmunitaria), actividad de la lisozima, así como los
factores celulares como la fagocitosis y la citotoxicidad no específica.
La astaxantina sintética de forma no esterificada (Carophyll pink) y
esterificada (NatuRose) ha sido empleada en dietas para pargo australiano
(Pagrus auratus) para determinar su efecto en aumentar la pigmentación en piel.
Se reporta que ambos pigmentos de astaxantina incrementan significativamente el
contenido de carotenoides en la piel, sin diferencias entre los dos pigmentos. Lo
contrario sucede en otros peces como el salmón y trucha arcoíris que solo utilizan
astaxantina esterificada o no esterificada (Booth y col., 2004; Doolan y col., 2008).
Kalinowiski y col. (2007) adicionaron harina de camarón como fuente de
astaxantina esterificada evaluando el tiempo de alimentación adecuado para que
P. auratus adulto pudiera adquirir la coloración rosa-rojo. Se observó que el tiempo
de alimentación y concentración de astaxantina esterificada incrementa la
pigmentación del tegumento del pez y la coloración se mantiene estable después
del tratamiento.
Se determinó el efecto de dietas suplementadas con astaxantina en el
camarón blanco Litopenaeus vannemei juvenil, observando que estos organismos
10
mejoran su crecimiento, supervivencia y resistencia a ser cultivados bajo
concentraciones de salinidad al contar con este componente en sus dietas (Flores
y col., 2007).
Estos estudios demuestran que la utilización de pigmentos difiere entre
especies y que los carotenoides tienen funciones en los peces tales como:
pigmentar la piel y la carne, servir como antioxidante, favorecer el metabolismo
reproductivo y disminuir los efectos del estrés (Buttle y col., 2001; Wang y col.,
2006).
Investigaciones con otros peces han demostrado que los carotenoides
dietarios juegan un papel importante en la reproducción y la respiración. Con
varias pruebas alimenticias han mostrado que el suplemento con carotenoides en
la dieta también mejora la eficiencia alimenticia, acelera la tasa de crecimiento y
mejora la sobrevivencia larvaria (Meyers, 2000).
Miki. (1991) en su estudio demuestra que la astaxantina tiene fuerte actividad
inhibidora de peroxidación lipídica mediada por formas activas de oxígeno,
también Palozza y Krinsky. (1992) han documentado el papel de la astaxantina
como un antioxidante eficiente. Por lo que sugieren que los carotenoides son
importantes en la protección de los lípidos de las membranas contra la
peroxidación (Miki, 1991).
Durante el crecimiento los salmónidos absorben los carotenoides y los
depositan en el músculo en forma de astaxantina y cantaxantina. Durante la
maduración sexual, el pigmento es movilizado y transferido a la piel en machos y a
los huevos en las hembras. Los estudios más avanzados sobre el metabolismo de
11
los pigmentos se han realizado en salmón y se ha observando que la astaxantina
es absorbida, metabolizada, transportada a los tejidos y órgano blanco de los
salmónidos. El carotenoide es reducido a zeaxantina y metabolizado como
vitamina A. la absorción ocurre en el intestino donde el carotenoide es convertido
a vitamina A en la pared intestinal. La astaxantina es transportada en la sangre por
lipoproteínas siendo el hígado el mayor órgano metabólico.
1.2.5 Uso de los pigmentos en los peces de ornato
Algunas características importantes para la calidad en peces de ornato
enviados a mercado son el tamaño, forma y coloración de los mismos. Por lo que
se han realizado esfuerzos para obtener peces con mayor pigmentación en la piel.
En C. auratus se ha evaluado el efecto de la astaxantina en la pigmentación de la
piel, tratando de obtener la dosis adecuada de pigmento (25, 50, 75 y 100mg de
astaxantina) para la coloración así como la estabilidad del color (Paripatanamont y
col., 1999). Los resultados mostraron que 36-37 mg de astaxantina/kg de alimento
es la dosis que permite adquirir y mantener el color después del tratamiento y
observaron que a mayor concentración de pigmentos la distribución de
cromatóforos en la piel se incrementa (Paripatanamont y col., 1999).
Gouveia y Rema (2005) evaluaron el efecto de la astaxantina extraída de
Chorella vulgaris y astaxantina sintética, a concentraciones de 45, 80 y 120 mg de
pigmento y a diferentes temperaturas sobre C. auratus. Demostrando que la mejor
pigmentación fue con astaxantina de C. vulgaris y que la temperatura es uno de
los factores ambientales que influye en la pigmentación logrando una mejor
pigmentación a temperaturas de 26 a 30ºC.
12
Se realizaron estudios del efecto de los carotenoides en la pigmentación de
la piel de peces payaso (Amphiprion ocellaris) en donde se probaron tres tipos de
pigmentos (astaxantina, β-caroteno y cantaxantina) adicionados a la dieta a
concentraciones de 20, 50 y 100 ppm, revelando que la dosis de pigmento no
cambia el brillo, coloración o tonalidad del organismo, pero que el tipo de pigmento
si altera el tono siendo la astaxantina quien incrementó el tono de color rojo.
También se observó que, si este pigmento es eliminado de la dieta, el tono no se
reduce, pero si la saturación del mismo (Yasir y Qin, 2010).
En Hyphessobrycon callistus o pez tetra, se evaluó el uso de astaxantina, β-
caroteno y una mezcla de éstos en la sobrevivencia, crecimiento, pigmentación y
capacidad antioxidante. Se demostró que al incrementar la concentración de
pigmentos, se ve favorecida la coloración en el cuerpo del pez, además este
organismo convierte el β-caroteno a astaxantina para almacenarlo y depositarlo en
la piel y al incrementar la concentración de pigmentos, la coloración en el cuerpo
también es mayor. Además, se ha observado que este tipo de carotenoide tiene
capacidad antioxidante disminuyendo la actividad de las enzimas endógenas
como la superóxido dismutasa, glutatión peroxidasa, alanina transaminasa,
aspartato transaminasa, lo que protege al hígado de los radicales libres (Wang y
col., 2006).
Grether y col. (2008) han observado que los carotenoides también tienen un
efecto en la fecundación y descendencia en Poecilia reticulata (guppies), ya que
estos peces depositan los pigmentos en los huevos favoreciendo la eclosión en un
90%.
13
Además de usar pigmentos sintéticos y naturales provenientes de algas y
levaduras, también se han evaluado carotenoides de plantas como Capsicum
annum que contiene capsantina, luteína, zeaxantina y β-criptoxantina. Estos se
han probado en peces de ornato (Zacco platypus) para incrementar la
pigmentación en piel, demostrando que la concentración de capsantina y
zeaxantina incrementa significativamente la pigmentación (Choong-Ryul y col.,
2010).
1.2.6 Hibiscus sabdariffa (jamaica)
Hibiscus sabdariffa es una planta que pertenece a la familia Malvaceae, ésta
se originó en Malasia y es cultivada principalmente en regiones tropicales y
subtropicales (Appell, 2003). En México se le conoce como jamaica y fue
introducido por los españoles durante la colonización (SAGARPA-ASERCA, 1999).
Los principales países productores de la jamaica son China, India y Sudán
entre otros en donde México ocupa el séptimo lugar de esta lista. Su producción
se concentra en 15 estados: Campeche, Colima, Guerrero, Jalisco, Nayarit,
Michoacán, Morelos, Oaxaca, Puebla, Quintana Roo, Sinaloa, Tabasco,
Tamaulipas, Veracruz y Yucatán (INEGI, 2005; Garzón, 2008).
Los cálices deshidratados de la jamaica son apreciados comercialmente
porque a partir de estos pueden obtenerse extractos concentrados de color rojo
con aplicación en la industria alimentaria y farmacéutica. Los compuestos
responsables de esta coloración roja son las antocianinas éstas pertenecen al
grupo de los flavonoides (Galicia-Flores y col., 2008). Además, los cálices de la
jamaica contiene diversos compuestos como: ácido cítrico, acido esteárico, ácido
14
málico, ácido protocatecuico, ácido ascórbico, alcaloides, anisaldehído,
antocianinas, cera, galactosa, mucopolisacáridos, pectina, polisacáridos,
quercetina, β-caroteno y β-citosterol (Duke, 2002; Hirupanich y col., 2005).
En algunas regiones, a los extractos de esta planta se les han atribuido
diversas propiedades medicinales con acción astringente, efectos coleréticos,
digestivo, diuréticos, emoliente, reducción de la presión arterial y niveles de
colesterol, y sedativa (Tsai y col., 2002; Duke y col., 2003). También se les ha
señalado con efectos contra la hipertensión (Haji y Tarkhani, 1999; Odigie y col.,
2003), e inflamación (Dafallah y Al-Mustafa, 1996). Chia-Wen y col. (2007)
demostraron que los extractos de H. sabdariffa tienen actividad antioxidante y
antitumoral, así como capacidad para inhibir la oxidación de los lípidos de baja
densidad (LDL) la cual reduce la arterioesclerosis, e inhibe la proliferación de la
células del músculo liso, induciendo la apoptosis.
1.2.7 Propiedades de las antocianinas
Las antocianinas son compuestos solubles en agua, siendo identificadas por
dos tipos de estos compuestos (cianidinas y delfinidinas) (Pouget y col., 1990).
Las antocianinas pertenecen al grupo de los flavonoides y son hidrosolubles,
poseen un peso molecular de 400 a 1200, presentan carga positiva en su
estructura y son moléculas que proporcionan color (azul, morado y rojo). La
mayoría de las antocianinas están glucosiladas en la posición 3´ del anillo C, o en
la posición 5´ y 7´ del anillo A (Prior y Wu, 2006).
15
La arabinosa, galactosa, glucosa, ramnosa y xilosa son los azúcares que
están unidos a las antocianidinas como di o tri sacáridos; existiendo
aproximadamente 17 antocianinas, pero solo seis de éstas están ampliamente
distribuidas en la naturaleza y se muestran en la figura 1.1. La antocianinas
pueden presentar también acilaciones como compuestos aromáticos o ácidos
alifáticos, por lo que la estructura de éstas varía dependiendo de su glucosilación
o acilación (Prior y Wu., 2006).
En fase acuosa, las antocianinas pueden presentar diversas formas
moleculares como: base hemiacetal, base quinoidal, catión flavilio, y chalcona, su
color relativo depende del pH (Cooke y col., 2005). Las antocianinas permanecen
estables cuando se encuentra en la forma de catión flavilio y con pH diferentes
posee variaciones en el color rojo (pH 2), incoloro (pH 5) y azul púrpura (pH 7-8).
La estabilidad de las antocianinas puede verse afectada por el pH, oxígeno y
las condiciones de almacenamiento (Kalt y col., 2000). Además de mejorar el color
en los alimentos, las antocianinas pueden prevenir la auto-oxidación de lípidos de
la pared así como la peroxidación de lípidos en sistemas biológicos (Narayan y
col., 1999).
Las antocianinas están relacionadas en muchas actividades biológicas que
impactan de manera positiva en la salud de los humanos (reducción de varias
enfermedades coronarias y cáncer, además de favorecer la actividad
neuroprotectora) (Wrolstad, 2004; Cooke y col., 2005). Las antocianinas más
importantes en las brácteas de jamaica son la delfinidina-3-sambubiósido y
cianidina-3-sambubiósido (Gradinaru y col., 2003; Hou y col., 2005).
16
Figura 1.1 Principales antocianinas distribuidas en la naturaleza y su estructura
general (Prior y Wu, 2006).
Antocianinas R1 R2 R3 Espectro luz/visible (color)
Pelargonidina (Pg) H H OH 494 (anaranjado)
Cianidina (Cy) OH H OH 506 (rojo-violeta)
Delfinidina (Dp) OH OH OH 508 (violeta-azul)
Feonidina (Pn) OCH3 H OH 506 (anaranjado-rojo)
Petunidina (Pt) OCH3 OH OH 508 (azul-rojo)
Malvidina (Mv) OCH3 OCH3 OCH3 510 (azul-rojo)
c
17
En la planta, las antocianinas poseen diferentes funciones como la atracción
de polinizadores, para la dispersión de semillas y la protección contra los rayos
UV. El color está dado por el número y la posición de los grupos hidroxilo y
metoxilo en la molécula, el incremento de grupos hidroxilo producen tonalidades
hacia el color azul mientras que incrementos de grupos metoxilo producen
coloración roja (Garzón, 2008).
18
1.3 Justificación
En la acuacultura, el color de la piel de los peces de ornato es muy
importante ya que es un indicador de la calidad del pez y puede afectar su
aceptación en el comercio además de su precio. Por ello es que para mejorar el
color de la piel y músculo en algunos peces se han usado pigmentos sintéticos
que usualmente son agregados a la dieta comercial.
Se ha reportado que la adición de los pigmentos en el alimento incrementa
los costos de producción del alimento así como la misma operación del sector
acuacultura. Por ello es que se buscan alternativas disponibles y de bajo costo
que sustituyan a los pigmentos sintéticos. La jamaica puede ser considerada como
un pigmento alternativo para la pigmentación de peces de ornato dado que se ha
observado que posee pigmentos que pueden favorecer la pigmentación de los
peces. Sin embargo su potencial pigmentante requiere ser evaluado para
determinar su aplicación y beneficios en los peces dorados.
Para este estudio se eligió el pez dorado porque es uno de los peces más
populares en el comercio y también es de los más usados como modelo de
estudio para la evaluación de diversos tipos de pigmento, principalmente los
carotenoides por lo que es interesante estudiar el efecto de los pigmentos de
jamaica en la pigmentación de la piel y en los parámetros biométricos de los
mismos.
19
1.4 Objetivos
1.4.1 Objetivo general
Evaluar el efecto de los pigmentos de la harina de jamaica de Hibiscus sabdariffa
sobre la pigmentación y los parámetros biométricos del pez dorado (Carassius
auratus).
1.4.2 Objetivos específicos
Conocer la composición fisicoquímica de la harina de la jamaica
Identificar la concentración de antocianinas totales en el cáliz de la jamaica
Evaluar el efecto de las dietas adicionadas con harina sobre los parámetros
biométricos, como respuesta a diferentes concentraciones de pigmento
utilizadas.
Evaluar el efecto de las dietas experimentales sobre la pigmentación de C.
auratus en relación a la acumulación en las células de la piel del pez.
20
1.5 Materiales y Métodos
1.5.1 Material vegetal
La jamaica (Hibiscus sabdariffa, línea R5-4N) fue donada por el Ingeniero
Quintín Obispo González. Esta planta fue cultivada en el campo experimental del
Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CSAEGRO), Iguala
Guerrero, México. El cáliz seco se molió en un procesador de alimento (Sunbeam,
motor de 220 watts), por 3 min a temperatura ambiente. La harina fue almacenada
a 4ºC en recipientes herméticos y opacos para evitar la degradación de los
pigmentos. La harina se analizó fisicoquímicamente conforme a los siguientes
parámetros: humedad (NOM-116-SSA1-1994), extracto graso (NMX-F-615-
NORMEX-2004), proteína (NMX-F-608-NORMEX-2002), cenizas (NMX-F-607-
NORMEX-2002), fibra cruda (NMX-F.613-NORMEX-2003).
1.5.2 Extracción y cuantificación de antocianinas
A 8 g de la harina de jamaica se le adicionaron 100 mL de etanol acidificado
con ácido clorhídrico al 0.1% (v/v) (Zhao y col., 2008); la suspensión se mantuvo
en agitación orbital (200 rpm) por 24 h en oscuridad, finalmente el extracto se
separó de la harina mediante un filtrado con papel Watman No. 42.
Las antocianinas se cuantificaron mediante espectrofotometría (510-550 nm)
(Longo y col., 2005). El contenido total de las antocianinas (CTA), expresado en
mg de cianidin 3-glucósido equivalentes por 100 g de muestra seca (Zhao y col.,
2008), se calculó de acuerdo a la siguiente ecuación:
21
Donde AB es la absorbancia, e es el coeficiente de extinción molar de cianidin 3-
glucósido (26900); L es la longitud de la celda (1 cm); MW es el peso molecular de
antocianinas con respecto a la cianidina (449.2); D es el factor de dilución; V es el
volumen final (mL) y G es el peso seco en mg.
1.5.3 Elaboración de dietas experimentales
Se utilizó dieta comercial en polvo para tilapia (Agribrands, PURINA S.A de
C.V, México), compuesta de 45% de proteína, 10% de grasa y 4.5% de fibra
cruda. A la dieta comercial se le adicionó almidón de papa (1%) previamente
solubilizado en agua destilada y precalentado a 60ºC (Francis-Floyd, 2002) como
aglutinante. Posteriormente se le adicionó el pigmento a diferentes
concentraciones (40, 80, 160 mg de antocianina/kg de alimento). La dieta control
se elaboró de la misma forma sin adicionarle antocianinas.
La mezcla se peletizó en un molino de alimentos (Sunbeam, 220 watts motor,
Kitchen Aid, Canadá) a fin de obtener pelets de 2 mm de diámetro, los cuales se
secaron en horno a 60ºC por 24 h. Los pelets se almacenaron en obscuridad con
recipientes herméticos y opacos a 4ºC (Royes y Chapman, 2003) para su posterior
uso.
1.5.4 Cría experimental de los peces
Se emplearon alevines de pez japonés (C. auratus) de 8 semanas de edad y
con un peso de 6.3 - 7.4 g, los organismos se aclimataron a las condiciones del
22
laboratorio a una temperatura de 25 ± 2ºC, y un nivel de oxígeno disuelto de 7
ppm, alimentándolos con la dieta control durante una semana.
El bioensayo se realizó utilizando peceras de vidrio de 20L con 10 peces por
pecera, los cuales fueron distribuidos homogéneamente. Cada pecera se
consideró como una repetición y cada dieta experimental un tratamiento con tres
repeticiones. Los peces se alimentaron tres veces al día (09:00; 13:00 y 18:00 h)
en una proporción de 6% de peso corporal durante 8 semanas, la cantidad de
alimento se ajustó cada semana (Kalinowski y col., 2007).
El bioensayo se llevó a cabo bajo un fotoperiodo de 12/12 h, con agua libre
de cloro y peceras equipadas con un filtro para extraer los sedimentos. Además se
sifoneó el agua de las peceras una vez por semana reponiendo 1/3 del volumen
total del agua de la pecera y se cambió totalmente el agua cada ocho días (Yanar
y col., 2008). Durante el bioensayo se monitorearon diariamente los siguientes
parámetros: oxígeno disuelto (6-7 ppm), pH (7.3 - 7.5) y temperatura (25 ± 2ºC).
1.5.5 Parámetros biométricos evaluados
Durante el bioensayo se analizaron los siguientes parámetros biométricos:
peso corporal inicial y final, tasa de crecimiento [(peso final (g)-peso inicial
(g))/(peso inicial) * 100]; tasa de crecimiento específico [(Ln peso final (g)-Ln peso
inicial (g)/no. días)*100], el consumo de alimento [consumo de alimento (g) por los
peces durante el período de 8 semanas]; aumento de peso, tasa de conversión del
alimento [consumo de alimento (g)/ganancia de peso (g)] y la tasa de
supervivencia [(peces vivos al final/peces vivos al inicio)*100] (Gouveia y col,
2003; Kalinowski y col., 2007).
23
1.5.6 Análisis histológico
1.5.6.1 Fijación de los tejidos
Al final del bioensayo se sacrificaron al azar tres peces por tratamiento, se
removieron 0.5 cm2 de la cabeza, dorso y aleta caudal. Los tejidos obtenidos se
sumergieron en formalina amortiguada al 10%: 100 mL de formalina al 37%, 900
mL de agua destilada, 4 g de fosfato de sodio dihidrogenado monohidratado
(NaH2PO4 H2O), y 6.5 g de fosfato disódico anhídrido (Na2HPO4) por 24 h con la
finalidad de preservar los tejidos (Luna, 1992).
1.5.6.2 Deshidratación de los tejidos
Se inició con una serie gradual de soluciones de alcohol etílico como agente
deshidratante. Las muestras se sumergieron en etanol al 70%, seguida de una
solución al 80%, 2 cambios con alcohol al 96% y 3 cambios de etanol absoluto
todos se incubaron por 60 min. Una vez deshidratada la muestra, se pasó a una
solución de cloroformo concentrado por 60 min para aclarar el tejido (Luna, 1992).
1.5.6.3 Inclusión de los tejidos
La inclusión se realizó infiltrando parafina líquida a 60ºC dentro de un
histocasette con el tejido, se mantuvo por 24 h en parafina y posteriormente se
sacó el histocasette y se guardó a -20ºC para su solidificación (Luna, 1992).
1.5.6.4 Corte de las muestras
Se realizaron 3 cortes histológicos de un área específica de la muestra a 10
mµ de espesor en el micrótomo (LEICA, RM2125, China). Los cortes se colocaron
24
en un baño de flotación a una temperatura de 38ºC, con la finalidad de que la
muestra incluida se extienda en el agua y no forme pliegues, la muestra se
recuperó del agua con una laminilla, los cortes se fijaron a 60ºC (Luna, 1992).
1.5.6.5 Tinción histológica con hematoxilina y eosina
La tinción de los cortes se realizó con Hematoxilina de Harris y eosina
amarillenta, cuyo procedimiento se describe en la Tabla 1.2 (Luna, 1992).
Una vez teñidas las muestras, se dejaron en xileno mientras se realizó el
proceso de montaje, la muestra se cubrió con bálsamo de canadá, se colocó un
cubreobjetos para fijar la muestra, evitando que se formaran burbujas, y se dejó
secar a 50ºC (Luna, 1992).
1.5.6.6 Análisis de las muestras en el microscopio óptico
Las muestras se observaron en el microscopio óptico (NIKON eclipse, 80i,
Japón) a diferentes objetivos 20, 40 y 100X. Siendo fotografiados los tejidos con
una cámara de video integrada al microscopio (Data Image, ds 33, Japón). Se
adquirieron 30 campos por tejido para el análisis de imágenes para definir tamaño,
forma y color de las células pigmentadas (Hirata y col., 2003). Se cuantificaron
manualmente los cromatóforos de 30 campos capturados.
1.5.7 Análisis estadístico
Para el análisis de los datos se aplicó un análisis de varianza (ANOVA) de
una vía con una comparación de medias aplicando Tukey con un nivel de
significancia de P˂0.05. El paquete estadístico que se utilizó fue Sigma plot
versión 11.0.
25
Tabla 1.2. Paso para la tinción con hematoxilina y eosina para la observación
de células pigmentantes.
Compuesto de tinción de tinción ti Tiempo
Xileno I 3 min
Xileno II 3 min
Etanol xileno 3 min
Etanol absoluto I 3 min
Etanol al 90% 3 min
Agua destilada 3 min
Hematoxilina de Harris 10 min
Agua destilada 3 min
Alcohol ácido Tres rápidas sumergidas
Agua destilada Lavar abundantemente
Eosina 20 s a 1 min
Etanol al 96% 2 min
Etanol absoluto II 2 min
Etanol absoluto III 2 min
Xileno III 5 min
26
1.6 Resultados y Discusión
1.6.1 Composición de la harina de jamaica
Para este trabajo fue importante conocer la composición proximal del cáliz de
la jamaica ya que se reporta que cambia con respecto a otras variedades
estudiadas por diferentes autores. Además de que es necesario saber qué
componentes se adicionaron a la dieta junto con los pigmentos, dentro de los
componentes del cáliz, se trata de una muestra con un contenido apreciable de
proteína, cenizas y fibra (Tabla 1.3). Se reporta que el componente mayoritario de
los cálices es la fibra dietética. Para esta variedad de planta, el contenido de fibra
fue de 10.02 ± 0.48 g/100 g de peso seco, contra otra variedad de jamaica que
reportan Sáyago-Ayerdi y col. (2007) que contiene 33.9 g/100 g, esta variación se
justifica debido a que son variedades diferentes y además son cultivadas bajo
diferentes condiciones ambientales que influyen en su composición (Babalola y
col., 2001).
Se determinó el contenido de ceniza, en la jamaica se encontró un contenido
de 7.36 ± 0.21 g/100g de peso seco. Babalola y col. (2001) señalan que el
contenido de la ceniza está constituido principalmente de calcio, magnesio,
potasio y zinc. Los valores referenciados en cuanto al contenido de cenizas son
más homogéneos. El potasio y calcio parecen ser los principales componentes
minerales, aunque la jamaica también es fuente interesante de hierro y magnesio
desde el punto de vista nutricional (Babalola y col., 2001). Además, los cálices
presentan en su composición vitaminas tales como tiamina, niacina y
principalmente vitamina C (Morton, 1987).
27
Tabla 1.3. Composición de la harina de jamaica (H. sabdariffa)
Determinaciones g/100 g
Humedad % 10.64 ± 0.22
Grasas (g) 0.293 ± 0.0028
Proteína (g) 9.44 ± 0.79
Cenizas (g) 7.36 ± 0.21
Fibra cruda (g) 10.02 ± 0.48
Carbohidratos (g) 72.0
Azúcares reductores % 13.2 ± 0.13
Sodio (mg/kg)
Antocianinas (mg/g)
˂3.0
3.55±0.35
28
Se sugiere que los micronutrientes de la jamaica podrían tener un efecto
benéfico en la salud de los peces, ya que se reporta que una deficiencia de estos
elementos en la dieta cotidiana de los peces se asocia a diversas enfermedades,
por ejemplo la presencia de cataratas en los ojos de los salmones específicamente
(Waagbo y col., 2003).
En cuanto al contenido de humedad de la harina, éste fue de 10.64 ± 0.22
g/100 g (Tabla 1.3). Algunos autores reportan que la humedad debe ser menor al
12% del cáliz deshidratado, debido a que los valores elevados de humedad
podrían repercutir en la estabilidad del color, el cual es afectado por la absorción
de agua que incrementa las velocidades de reacción así como el desarrollo de olor
(Gradinaru y col., 2003).
Otros componentes importantes del cáliz de la jamaica son la proteína,
observándose un contenido de 9.44 ± 0.79 g/100 g de muestra seca, grasas 0.293
± 0.0028 g/100 g, y la presencia de las antocianinas (Tabla 1.3). Los pigmentos
proporcionan el color rojo, los cuales está demostrado que tienen capacidad
antioxidante en humanos (Babalola y col., 2001).
1.6.2 Concentración de antocianinas
La concentración de antocianinas en la jamaica fue de 3.55 ± 0.35 mg/g la
cual es mayor en comparación con otras fuentes de pigmentos reportados como
Aristotelia chilensis (Maqui) que reportan una concentración de 2.119 ± 0.6 mg/g
en peso seco (Escribano-Bailón y col., 2006). En maíz morado chino se reporta
una concentración de 3.045 ± 1.63 mg/g de antocianinas totales en las semillas
29
secas (Zhao y col., 2008). El contenido de los pigmentos tiene relación con la
metodología que se use para la extracción (Salinas-Moreno y col., 2003), se ha
encontrado que al utilizar metanol acidificado al 1% como solvente de extracción,
la cantidad de pigmentos extraídos aumenta considerablemente. Sin embargo, el
metanol es tóxico, los pigmentos de jamaica se extraen utilizando agua como
disolvente u otros solventes que no sean tóxicos. Para este trabajo se utilizó el
etanol acidificado ya que es un solvente que extrae eficientemente los pigmentos
más que el agua, además no es tóxico y se evapora fácilmente, por lo que se optó
por utilizar este solvente para la extracción de los pigmentos ya que puede ser
utilizado para la elaboración de las dietas debido a que es menos tóxico que otros
solventes (Galicia-Flores y col, 2008).
1.6.3 Efecto de las dietas experimentales
La acuacultura es un sector que se ha dedicado al cultivo de peces y
camarones y es una de las actividades de mayor importancia económica debido a
la alta demanda de sus productos en el mercado. Este sector invierte recursos
económicos para mejorar las dietas usadas en la alimentación de los organismos
bajo cultivo.
Estas mejoras favorecen el nivel nutricional de las dietas, eficientando el
crecimiento, reproducción y otras funciones fisiológicas. Además de la mejora en
el sentido nutricional de las dietas, la acuacultura también tiene el interés de
elaborar dietas con otros aditivos para incrementar la pigmentación de la carne de
los salmones y la piel de peces ornamentales, los pigmentos más utilizados son
los de color rojo o amarillo, principalmente la astaxantina sintética, o de algunas
30
fuentes naturales de algas, cianobacterias o plantas (Maltby y col., 2003). Para
algunos peces de ornato ya se han usado fuentes de pigmentos naturales,
principalmente carotenoides que son extraídos de algunas algas, levaduras y
plantas, para incrementar la pigmentación en C. auratus (Paripatanamont y col.,
1999; Gouveia y col., 2003; Gouveia y Rema, 2005).
Los organismos mostraron un comportamiento activo de alimentación a lo
largo del bioensayo, acercándose a la dieta y consumiéndola en cuanto la
detectaban sin dejar residuos de ellas entre 5-8 min después de ser
proporcionada. Los organismos de cada réplica (dieta experimental o control)
consumieron de 40 a 47 g aproximadamente de las respectivas dietas por
semana, observándose una diferencia significativa entre los tratamientos y el
control (Tabla 1.4).
En cuanto a los parámetros biométricos evaluados en este estudio con C.
auratus se encontró que al aumentar la dosis de antocianinas en la dieta, la tasa
de crecimiento y peso ganado se incrementan, con diferencias significativas con
relación al control (Tabla 1.4).
En un estudio realizado con pigmentos de alfalfa, se observó que al
incrementar la dosis de pigmento, la tasa de crecimiento y el peso ganado
disminuye, atribuyéndose a que alguno de los componentes de la planta son
utilizados pobremente por el pez o que actúan como un antinutriente en la dieta
(Yanar y col., 2008). Con este estudio se demuestra que los pigmentos de la
jamaica pueden ser usados en C. auratus para su crecimiento, siendo este el
primer reporte sobre la aplicación de la jamaica como fuente de pigmentos
naturales en C. auratus.
31
Tabla 1.4. Efecto de la harina de jamaica (H. sabdariffa) en los parámetros biométricos en C. auratus.
Misma letra en la misma fila no hay diferencia significativa (P˂0.05)
Concentración de pigmentos/kg de alimento (mg/kg)
Parámetros Control 40 80 160
Peso inicial (g) 7.43 ± 0.14 7.36 ± 0.22 6.33 ± 0.42 7.43 ± 0.23
Peso final (g) 16.73 ± 0.52 19.66 ± 0.60 17.41 ± 2.03 19.58 ± 2.07
Crecimiento (%) 124.63 ± 5.01b 167.15 ± 12.4 9a 163.16 ± 15.91a 176.26 ± 21.92a
Tasa especifica de crecimiento
1.26 ± 0.34b 1.534 ± 0.72a 1.50 ± 0.124a 1.56 ± 0.129ab
Alimento consumido (g) 42.08 ± 2.14ab 47.11±1.64a 40.70 ± 3.12b 44.84 ± 2.55a
Peso ganado (g) 11.70 ± 0.26b 14.08 ± 1.25a 11.69 ± 1.25b 13.38 ± 0.65a
Tasa de conversión alimenticia
3.70 ± 0.11b 3.34 ± 0.03a 3.04 ± 0.20a 3.35 ± 0.04a
Supervivencia (%) 90.00 ± 0 96.6 ± 5.10 96.6 ± 5.10 96.6 ± 5.10
31
32
En un estudio realizado con Colisa lalia se demostró que al utilizar
antocianinas y betalainas sintéticas en la dieta no presentaron un efecto
significativo en la pigmentación de la piel ni en el crecimiento comparado con el
control (Barón y col., 2008).
Durante el bioensayo se monitoreó la calidad de agua para evitar que los
peces sufrieran algún tipo de estrés. Ya que se reporta que puede afectar el
proceso del crecimiento, el organismo dedica energía para la formación de
estructuras y tejidos, este puede estar afectado por los diferentes factores
ambientales por ello es importante monitorear y mantener la calidad del agua.
(Barker y Scheibling, 2008).
En cuanto a la tasa de conversión alimenticia de los peces, no se observó
diferencia significativa entre los tratamientos, pero al comparar esos resultados
con el control se observaron diferencias, ya que al aumentar la dosis la eficiencia
disminuye (Tabla 1.4). Caso contrario a lo que se reportan con el uso de la alfalfa,
la tasa de conversión es más alta cuando la dosis de pigmentos también aumenta
(Yanar y col., 2008). Se reporta que entre más bajo sea este valor, el organismo
es capaz de convertir su alimento en biomasa. Con C. lalia al experimentar con
dietas adicionadas con antocianinas y betalainas reportaron que no se observa un
efecto significativo en la coloración de la piel en comparación con los
carotenoides, pero si en el crecimiento, además de que los pigmentos utilizados
no fueron de fuentes naturales (Barón y col., 2008).
33
Con C. auratus las diferencias externas de color no fueron muy aparentes,
sin embargo con el análisis histológico se observó una agregación de células
donde se almacenan los pigmentos. La literatura reporta que la pigmentación de la
piel de los peces está influenciada por el tipo de pigmento suplementado en la
dieta y otros factores como: fuente, concentración y estructura del pigmento en la
dieta (Paripatananont y col., 1999; Gouveia y col., 2003); además de la edad y
tamaño del pez (Torrisen, 1985) así como de los factores ambientales.
1.6.4 Análisis de la piel de los organismos alimentados con harina de jamaica
En los cortes histológicos se logró identificar un tipo de cromatóforos de
acuerdo a su morfología se encontraron melanóforos e iridóforos (Fig 1.2). Los
melanóforos son un tipo de cromatóforos que acumulan pigmentos de color oscuro
o negro, y se pueden encontrar formando gránulos de pigmentos dispersos o
agregados en el citoplasma, los gránulos dispersos se caracterizan por tener
proyecciones citoplasmáticas que salen del centro de la célula y se entrelazan con
fibras de tejido conectivo (Kaleta, 2009), los melanóforos son el principal tipo de
células que se identificaron en todo el cuerpo del pez, siendo más abundantes en
el área de la cabeza, esté tipo de células se identificaron primeramente en la
muestra control (Fig. 1.2).
En la figura 1.2 se muestra al grupo control, donde se observa la presencia
de los melanóforos distribuidos en cabeza, dorso y aleta caudal este tipo de
células se identificó de acuerdo a lo reportado en la literatura por su tamaño que
va de los 10-100 µm, a su forma oval y presencia de color oscuro.
34
Figura 1.2. Tejido de la cabeza del control donde se ubican los cromatóforos.
Melanóforos
20 µm
35
Otro tipo de células identificado de acuerdo a su forma y tamaño fueron los
iridóforos (Fig.1.3); se reporta en la literatura que estas células son filamentosas y
su principal característica es que reflejan la luz y por lo tanto hacen que se tornen
de diferentes tonalidades iridiscentes, la figura 1.3 muestra el tejido de peces
alimentados con pigmentos 160 mg/kg de alimento en esta figura se observa la
presencia de los iridóforos en la cabeza, dorso y aleta caudal del pez.
En los tratamientos se identificaron estas mismas estructuras con algunas
diferencias entre ellos con lo cual se pudiera sugerir que tanto la presencia y
distribución de los melanóforos en la piel fueron debidas a la adición de pigmentos
en la dieta.
La pigmentación de los peces puede deberse a la combinación entre
iridóforos y melanóforos detectados (Fig. 1.2 y 1.3), la cual se reportada como una
cooperación entre estas células que proporcionan la coloración de la piel en los
peces (Hirata y col., 2003; Kaleta, 2009). Por otro lado se reporta que los gránulos
de melanina agregados en los melanóforos hacen que los iridóforos se descubran,
y por lo tanto dispersan y reflejan la luz sobre los xantóforos filtrando la luz
creando diferentes tonos en la piel (Hirata y col., 2003).
Después de haber identificado las células se realizó la cuantificación de
éstas en las partes del cuerpo de los peces, se observó una mayor distribución en
el área caudal seguida de la cabeza y dorso (Fig.1.4).
36
Figura 1.3. Identificación de los iridóforos en tejido de los peces alimentados con
las dietas experimentales (160 mg/kg de alimento). Muestra de tejido con luz
polarizada, a) tejido de la cabeza; b) dorso; c) cola. Muestras observadas a 20x.
(b) (a)
(a) (b)
(c)
37
En la figura 1.5 se muestran los cortes histológicos donde se observa la
distribución de las células de cada tratamiento, en todos se encontraron
melanóforos e iridóforos donde la diferencia se logra observar en la distribución de
las células en los diferentes tejidos analizados (cabeza, dorso y aleta caudal). De
acuerdo con estos resultados y con lo reportado por Xu y col. (2006) la distribución
de los pigmentos en el cuerpo de C. auratus no se encuentra de manera
homogénea. Con los resultados obtenidos en la presente investigación se observa
que la distribución y cantidad de los cromatóforos está relacionada con la
localización en el cuerpo y la edad del espécimen, tal como lo sugiere Xu y col.
(2006). En la figura 1.5 se muestran todos los cortes histológicos donde se
observa la distribución de las células de cada tratamiento, en todos se encontraron
melanóforos e iridóforos donde la diferencia fue en la distribución (Fig. 1.5)
38
Figura 1.4. Número de cromatóforos por campo en diferentes partes del cuerpo de
Carassius auratus, alimentados con las diferentes concentraciones de
antocianinas. Misma letra no hay diferencia significativa P˂0.05
DIETAS
sin pigmento (40 mg) (80 mg) (160 mg)
Nú
me
ro d
e c
élu
las/á
rea
0
50
100
150
200
250
cabeza
dorso
aleta
0 40 80 160
Antocianinas mg/kg de alimento
39
Figura 1.5. Cortes histológicos de los peces alimentados con las dietas experimentales. Se hace una comparación
de la distribución entre los tratamientos y el control. C: cabeza, D: dorso y A: aleta caudal.
D
A
C
0 mg 40 mg 80 mg 160 mg
39
40
1.7 Conclusiones
El uso de las antocianinas como aditivo en la dieta de los peces es una
alternativa para fortalecer el crecimiento en peces de ornato.
C. auratus utilizó eficientemente la jamaica como fuente de pigmentos.
Los resultados del presente estudio indican que C. auratus utilizó
eficientemente la jamaica como fuente de pigmentos y que la adición de
antocianinas como fuente natural de pigmentos no afectó negativamente los
parámetros.
Se observó la presencia de células que pudieran estar acumulando los
pigmentos.
Se observó una mayor densidad de los melanóforos en aleta caudal en los
peces alimentados con pigmentos de mayor concentración comparación
con control y con las concentraciones de pigmento menores.
41
1.8 Referencias
Amar, E. C., Kiron, V., Satoh, S. y Watanabe, T. 2001. Influence of various dietary
synthetic carotenoids on bio-defense mechanisms in rainbow trout, Oncorhynchus
mykiss (Walbaum). Aquaculture Research, 32:162-173.
Appell, S. D. 2003. Red sorrel (Hibiscus sabdariffa) the other ‘cranberry’. Plants
and Gardens News, 18:1-2.
Babalola, S. O., Babalola, A. O. y Aworh, O. C. 2001. Compositional attributes of
the calyces of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) The Journal of Food Technology in
Africa, 6:133-134.
Barker, M. F. y Scheibling, R. E. 2008. Rates of fission, somatic growth and
gonadal development of a fissiparous sea star, Allostichaster insignis , in New
Zealand. Marine Biology 153:815- 824.
Baron, M., Davies, S., Alexander, L., Snellgrove, D. y Sloman, K. A. 2008. The
effect of dietary pigments on the coloration and behavior of flame-red dwarf
gourami, Colisa lalia. Animal Behaviour, 75:1041-1051.
Bjerkeng, B., Hatlen, B. y Jobling, M. 2000. Astaxanthin and its metabolites
idoxanthin and crustaxanthin in flesh, skin, and gonads of sexually immature and
42
maturing Arctic charr (Salvelinus alpines L.). Comparative Biochemistry and
Physiology, 125B:395-404.
Booth, M. A., Warner-Smith, R. J., Allan, G. L. y Glencross, B. D. 2004. Effects of
dietary astaxanthin source and light manipulation on the skin color of Australian
snapper Pagrus auratus (Bloch & Schneider, 1801). Aquaculture Research,
35:458-464.
Bowen, J. C. S. 2002. Utilization of (3S, 3S)-astaxanthin acyl esters in
pigmentation of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture Nutrition, 8:59-
68.
Britton, G. y Young, A. 1993. Methods for isolation and analysis of carotenoids. En
Young, A. y Briton, G. editors. Carotenoids in Photosynthesis. London: Chapman y
Hall pp. 409-458.
Buttle, L. G., Crampton, V. O. y Williams, P. D. 2001. The effect of feed pigment
type on flesh pigment deposition and colour in farmed Atlantic salmon, Salmo salar
L. Aquaculture Research, 32:103-111.
Chia-Wen, L., Hui-Pei, H., Hui-Mei, L., Cheng-Ting, C. y Chau-Jong, W. 2007.
Effect of Hibiscus anthocyanins-rich extract induces apoptosis of proliferating
smooth muscle cell via activation of P38 MAPK and p53 pathway. Molecular
Nutrition and Food Research, 51:1452-1460.
43
Choong-Ryul, L., Minh, A. P. y Sang-Min, L. 2010. Effects of dietary paprika and
lipid levels on growth and skin pigmentation of pale Chub (Zacco platypus). Asian
Australian Journal of Animal Science, 23: 724-732.
Colihueque, N. 2010. Genetics of salmonid skin pigmentation: clues and prospects
for improving the external appearance of farmed salmonids. Reviews of Fish
Biology and Fisheries, 20:71-86.
Cooke, D., Steward, W. P., Gescher, A. J. y Marczylo, T. 2005. Anthocyanins from
fruits and vegetables-Does bright colour signal cancer chemopreventive activity?
European Journal of Cancer, 41:1931-1940.
Dafallah, A. A. y Al-Mustafa, Z. 1996. Investigation of the anti-inflammatory activity
of Acacia nilotica and Hibiscus sabdariffa. The American Journal of Chinese
Medicine, 24:263 -269.
Doolan, B. J., Allan, G. L., Booth, M. A. y Jones, P. L. 2008. Effect of carotenoids
and background colour on the skin pigmentation of Australian snapper Pagrus
auratus (Bloch & Schneider, 1801). Aquaculture Research, 39:1423-1433.
Duke, J. A. 2002. Hibiscus sabdariffa. Available:
http://www.hort.purdue.edu/newcrop/duke_energy/Hibiscus_sabdariffa.html.
44
Duke, J. A., Bogenschtz-Godwin, J. O., Ducellier, M. y Duke, P. A. 2003.
Handbook of Medicinal Spices. CRC Press LLC. New York, USA. 348 p.
Escribano-Bailón, M. T., Alcalde-León, C., Orlando-Muñoz, O., Rivas-Gonzalo, J.
C. y Santos-Buelga, C. 2006. Anthocyanins in berries of Maqui [Aristotelia chilensis
(Mol.) Stuntz]. Phytochemical Analysis, 17: 8-14.
FAO. 1999. State of the World's Forests.
FAO. 2003. Comité de seguridad alimentaria mundial. Efectos del cambio climático
en la seguridad alimentaria y repercusiones sobre la producción sostenible de
alimentos. http://www.fao.org/DOCREP/MEETING/006/Y9151s.HTM
FAO. 2006. Estado de la inseguridad alimentaria en el mundo. La erradicación del
hambre en el mundo: evaluación de la situación diez años después de la Cumbre
Mundial sobre la alimentación.
http://www.fao.org/docrep/009/a0750s/a0750s00.htm
Flores, M., Díaz, F., Medina, R., Re, A. D. y Licca, A. 2007. Physiological,
metabolic and hematological responses in white shrimp Litopenaeus vannamei
(Boone) juveniles fed diets supplemented with astaxanthin acclimated to low-
salinity water. Aquaculture Research, 38:740-747.
Francis-Floyd, R. 2002. Fish nutrition. Fisheries and Aquatic Sciences. VM114 1-4.
45
Fujii, R. 2000. The regulation of motile activity in fish chromatophores. Pigment
Cell Research, 13: 300-319.
Galicia-Flores., L. A., Salinas-Moreno, Y., Espinoza-García, B. M. y Sánchez-
Feria, C. 2008. Caracterización fisicoquímica y actividad antioxidante de extractos
de Jamaica (Hibiscus sabdariffa L.) nacional e importada. Revista Chapingo Serie
Horticultura, 14:121-129.
Garzón, G. 2008. Las antocianinas como colorantes naturales y compuestos
bioactivos: revisión. Acta Biológica Colombiana, 13:27-36.
Gomes, E., Días, J., Silva, P., Valente L., Empis, J., Gouveia, L., Bowen, J. y
Young A. 2002. Utilization of natural and synthetic sources of carotenoids in the
skin pigmentation of gilthead seabream (Sparus aurata). European Food Research
and Technology, 214:287-293.
Gouveia, L. y Rema, P. 2005. Effect of microalgal biomass concentration and
temperature on ornamental goldfish (Carassius auratus) skin pigmentation.
Aquaculture Nutrition, 11:19-23.
Gouveia, L., Rema, P., Pereira O. y Empis, J. 2003. Colouring ornamental fish
(Cyprinus carpio y Carassius auratus) with microalgal biomass. Aquaculture
Nutrition, 9:123-129.
46
Gradinaru, G., Biliaderis, C. G., Kallitharaka, S., Kefalas, P. y García-Viguera, C.
2003. Thermal stability of Hibiscus sabdariffa L. anthocyanins in solution and in
solid state: effects of copigmentation and glass transition. Food Chemistry, 83:423-
436.
Grether, G. F., Kolluru, G. R., Lin, K., Quiroz, M. A., Robertson, G. y Snyder, A. J.
2008. Maternal effects of carotenoid consumption in guppies (Poecilia reticulata).
Functional Ecology, 22:294-302.
Haji, F., M. y Tarkhani, A. 1999.The effect of sour tea (Hibiscus sabdariffa) on
essential hypertension, Journal of Ethnopharmacolgy, 65: 231-236.
Hill, J. E y Yanong, R. P. E. 2002. Ornamental fish commonly cultures in Florida.
University of Florida IFAS Extension circular FA054.
Hill, J. E., Roy, P. E. y Yanong, P. E. 2006. Freshwater ornamental fish commonly
cultured in Florida. FA054. Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida
Cooperative Extension Service, Institute of Food and Agricultural Sciences,
University of Florida. En: http://edis.ifas.ufl.edu/FA054.
Hirata, M., Nakamura, K., Kanemaru, T., Shibata, Y. y Kondo, S. 2003. Pigment
cell organization in the hypodermis of Zebrafish. Developmental Dynamics,
227:497-503.
47
Hirunpanich, V., Utaipat, A., Morales, N. P., Bunyapraphatsara, N., Sato, H.,
Herunsalee, A. y Suthisisang, Ch. 2005. Antioxidant effects of aqueous extracts
from dried calyx of Hibiscus sabdariffa LINN. (Roselle) in vitro using rat low-density
lipoprotein (LDL). Biological and Pharmaceutical Bulletin, 28:481-484.
Hou, D. X., Tong, X., Terahara, N., Luo, D. y Fujii, M. 2005. Delphinidin 3-
sambubioside, a Hibiscus anthocyanin, induces apoptosis in human leukemia cells
through reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway. Archives of
Biochemistry and Biophysics, 440:101-109.
http://www.panoramaacuicola.com/articulos y revistas.html
Instituto Nacional de Geografía e Informática (INEGI). 2005. Anuario estadístico
del Estado de Guerrero. México.
Ju, Z. Y. y Howard, L. R. 2003. Effects of solvent and temperature on pressurized
liquid extraction of anthocyanins and total phenolics from dried red grape skin.
Journal of Agriculture Food Chemistry, 51:5207-5213.
Kaleta, K. 2009. Morphological analysis of chromatophores in the skin of trout.
Bulletin of the Veterinary Institute in Pulawy, 53:117-121.
48
Kalinowski, C.T., Izquierdo, M. S., Schuchardt, D. y Robina, L. E. 2007. Dietary
supplementation time with shrimp shell meal on red porgy (Pagrus pagrus) skin
colour and carotenoid concentration. Aquaculture, 271:451-457.
Kalt, W., McDonald, J. E. y Donner, H. 2000. Anthocyanins, phenolics, and
antioxidant capacity of processed low bush blueberry products. Journal of Food
Science, 65:390-393.
Livengood, E. J. y Chapman, F. A. 2007. The ornamental fish trade: An
introduction with perspectives for responsible aquarium fish ownership.
Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension
Service, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. En:
http://edis.ifas.ufl.edu/FA039.
Longo, L., Vasapollo, G. y Rescio. L. 2005. Identification of anthocyanins in
Rhamnus aleternus L. berries. Journal of Agriculture and Food Chemistry,
53:1723-1727.
Luna L. G. 1992. Edited. Manual of Histologic Staining Methods of the Armed
Forces Institute of Pathology. Mc Graw Hill Book Company. 3 ed.
Maltby, J. B., Albright, L. J., Kennedy, C. y Higgs, D. 2003. Effect of route of
administration and carrier on bioavailability and kinetics of astaxanthin in Atlantic
salmon Salmo salar L. Aquaculture Research, 34:829-838.
49
Meyers, P. S. y Latscha, T. 1990. Carotenoids. Advances in aquaculture. World
Aquaculture Society, 6:164-193.
Meyers, S. P. 2000. Papel del carotenoide astaxantina en nutrición de especies
acuáticas. pp 473-491 pp. En: Civera-Cerecedo, R., Pérez-Estrada, C. J., Ricque-
Marie, D. y Cruz-Suárez, L. E. (Eds.) Avances en Nutrición Acuícola IV. Memorias
del IV Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. Noviembre 15-18, 1998. La
Paz, B.C.S., México.
Miki, W., 1991. Biological functions and activities of animal carotenoids. Pure and
Applied Chemistry, 63:141-146.
Moretti, V. M., Mentasti, T., Bellagamba, F., Luzzana, U., Caprino, F., Turchini, G.
M., Giani, I. y Valfré, E. 2006. Determination of astaxanthin stereoisomers and
colour attributes in flesh of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) as a tool to
distinguish the dietary pigmentation source. Food Additives and Contaminants, 23:
1056-1063.
Morton, J. F. 1987. Roselle, Hibiscus sabdariffa L. En: Morton, J.F. (Ed.). Fruits of
Warm Climates. Miami, Fl. USA; pp:281-286).
Narayan, M. S., Naidu, K. A., Ravishankar, G. A., Srinivas, L. y Venkataraman, L.
V. 1999. Antioxidant effect of anthocyanin on enzymatic and non-enzymatic lipid
peroxidation, Prostaglandins, Leukot. Essent. Fatty Acids, 60:1-4.
50
Odigie, I. P., Ettarh, R. R. y Adigun, S. A. 2003. Chronic administration of aqueous
extract of Hibiscus sabdariffa attenuates hypertension and reverses cardiac
hypertrophy in 2K 1C hypertensive rats. Journal of Ethnopharmacology, 86:181-
185.
Palozza, P. y Krinsky, N.I. 1992. Astaxanthin and canthaxanthin are potent
antioxidants in a membrane model. Archives of Biochemistry and Biophysics,
297:291-295.
Panné-Huidobro y Luchini, L. 2008. Panorama actual del comercio internacional de
peces ornamentales. Dirección de Acuicultura, 1-27.
Paripatanamont, T., Tangtrongpairoj, J., Sailasuta, A. y Chansue, N. 1999. Effect
of astaxanthin on the pigmentation of goldfish Carassius auratus. Journal of the
World Aquaculture Society, 30: 454-460.
Pouget, M. P., Vennat, B., Lejeune, B. y Pourrat, A. 1990. Extraction analysis and
study of the stability of Hibiscus anthocyanins. Lebensm. Technology, 23:103-105.
Prior, R. L. y Wu, X. 2006. Anthocyanins: Structural characteristics that result in
unique metabolic patterns and biological activities. Free Radical Research,
40:1014-1028.
Royes, J. A. B. y Chapman, F. 2003. Preparing your own fish feeds. Institute of
Food and Agricultural Sciences, University of Florida. FL 32611.
51
SAGARPA–ASERCA. 1999. México, proveedor de plantas medicinales al mundo.
Claridades Agropecuarias, 73:13-21
Salinas-Moreno, Y., Martínez-Bustos, F., Soto-Hernández, M., Ortega-Paczka, R.
y Arellano-Vázquez, J. L. 2003. Efecto de la nixtamalización sobre las antocianinas
del grano de maíces pigmentados. Agrociencia, 37:617- 628.
Sáyago-Ayerdi, S. G., Arranz, S., Serrano, J. y Goñi, I. 2007. Dietary fiber content
and associated antioxidant compounds in roselle flower (Hibiscus sabdariffa L.)
beverage. Journal Agricultural and Food Chemistry, 55:7886-7890.
Torrisen O. 1985. Colonization of salmonids: factors affecting carotenoid
deposition in rainbow trout (Salmo gairdneri). Aquaculture, 46:133-142.
Tsai, P.J., McIntosh, J., Pearce, P., Camden, B. y Jordan, B.R. 2002. Anthocyanin
and antioxidant capacity in Roselle (Hibiscus sabdariffa L.) extract. Food Research
International, 35:351-356.
Waagbo, R., Hamre, K., Bjerk, E., Berge, R., Wathne, E., Lie, O. y Torstensen, B.
2003. Cataract formation in Atlantic salmon, Salmo salar L., smolt relative to
dietary pro-and antioxidants and lipid level. Journal of Fish Diseases, 26:213-229.
Wang, Y. J., Chien, Y. H. y Pan, C. H. 2006. Effects of dietary supplementation of
carotenoids on survival, growth, pigmentation and antioxidant capacity of
characins, Hyphessobrycon callistus. Aquaculture, 261:641-648.
52
Wrolstad, R.E. 2004. Interaction of natural colors with other ingredients:
anthocyanin pigments-bioactivity and coloring properties. Journal of Food Science,
69:419-421.
Xu, X., Jin, Z., Wang, H., Chen, X., Wang, C. y Yu, W. 2006. Effect of astaxanthin
from Xanthophyllomyces dendrorhous on the pigmentation of goldfish, Carassius
auratus. Journal of the World Aquaculture Society, 37:282- 288.
Yanar, M., Ercen, Z., Hunt, A. O. y Buyukcapar, H. M. 2008. The use of alfalfa,
Medicago sativa as a natural carotenoid source in diets of golfish, Carassius
auratus. Aquaculture, 284:196-200.
Yasir, I. y Qin, J. G. 2010. Effect of dietary carotenoids on skin color and pigments
of false clownfish, Amphiprion ocellaris, Cuvier. Journal of the World Aquaculture
Society, 41:308-318.
Zhao, X., Corrales, M., Zhang, C., Hu, X., Ma, Y. y Tauscher, B. 2008.
Composition and thermal stability of anthocyanins from chinese purple corn (Zea
mays L.). Journal of Agriculture and Food Chemistry, 56:10761-10766.
53
CAPÍTULO 2
ELABORACIÓN DE MICROENCAPSULADOS DE ANTOCIANINAS DE
JAMAICA (Hibiscus sabdariffa)
2.1 Introducción
La jamaica (Hibiscus sabdariffa) es una planta que se cultiva principalmente
en regiones tropicales y pertenece a la familia de las malváceas. El cáliz se utiliza
para la obtención de infusión de color rojo intenso (Simonetti, 1994). Las
antocianinas poseen una estructura química que les permite actuar como
antioxidantes, ya que pueden donar hidrógenos o electrones a los radicales libres
o bien, atraparlos y desplazarlos en su estructura aromática (Kuskoski y col.,
2004).
En la industria alimentaria, las antocianinas se utilizan en productos ácidos
como jaleas, confituras, mermeladas y en menor frecuencia en productos cárnicos,
lácteos, pastelería, vegetales, vinos y conservas de pescado que tienen un pH
menor a 4. También son de interés como colorantes naturales y por sus
propiedades en la salud y nutracéutico, ya que su estructura polifenólica otorga la
característica de antioxidante (Schwartz y Muñoz, 2003).
Los factores que afectan la estabilidad de las antocianinas son: la luz,
humedad, oxígeno y temperatura (Veigas y col., 2007; Mollov y col., 2007). Por
esta razón, el uso de tecnologías para preservar estos compuestos es una
herramienta útil para obtener pigmentos estables (Rodríguez-Saona y col., 1999).
La microencapsulación es un proceso que consiste en proteger o aislar el
material del medio ambiente para evitar su oxidación, aumentar su actividad
54
biológica o su estabilidad fisicoquímica y generalmente, para ello se genera una
mezcla o emulsión con los ingredientes (Shaihidi y Han, 1993).
El secado por aspersión es un método ampliamente usado para
microencapsular ingredientes alimenticios y es el más económico. Este método es
muy utilizado debido a su simplicidad y es apropiado para materiales que son
sensibles al calor, ya que el tiempo de exposición a temperaturas elevadas es muy
corto (Pedroza, 2002). Se ha reportado que las antocianinas secadas por
aspersión son usadas como colorantes en los alimentos (Shaihidi y Han, 1993).
2.2 Marco teórico
2.2.1 Generalidades de la microencapsulación
La microencapsulación se define como una tecnología para empaquetar
materiales sólidos, líquidos o gases en cápsulas selladas y que puedan ser
liberados bajo condiciones específicas (Desai y Park, 2005). El material interior
puede ser simple o una mezcla de varios y es llamado centro, fase interna, núcleo,
material activo o relleno (Gharsallaoui y col., 2007).
Por otro lado, el material de empaque puede ser llamado cápsula, concha
material pared, material de revestimiento, membrana, portador o acarreador
(Mozafari y col., 2008). Los materiales más utilizados como material pared son los
azúcares, gomas, lípidos, maltodextrinas, polímeros sintéticos, polisacáridos
modificados o nativos y proteínas (Fang y Bhandari, 2010).
El objetivo de la microencapsulación es proteger el material activo de las
condiciones ambientales así como de los efectos indeseables de humedad, luz y
oxígeno. Asimismo contribuye a un incremento de la vida media de los productos y
55
promueve la liberación controlada del producto encapsulado (Shahidi y Han, 1993;
Yáñez-Fernández y col., 2002).
Durante el proceso de microencapsulación, las partículas pueden presentar
varias morfologías, las más comunes son las que se observan en la figura 2.1; así
como también se muestran las formas en que se microencapsulan las sustancias,
la cápsula mononuclear es la que presenta un solo material activo con un material
pared (Fig 2.1 A), mientras que otros son agregados, la cual consiste en tener
varios materiales activos envueltos en una matriz (Fig. 2.1B) La retención del
centro activo está dado tanto por la funcionalidad química, solubilidad, polaridad y
volatilidad del material activo, como por la naturaleza del material pared
(Gharsallaoui y col., 2007).
La mayoría de las microcápsulas son vesículas pequeñas que pueden tener
tamaño en el intervalo de micrómetros a varios milímetros (Dziezak, 1998). El
tamaño y la forma, dependen de las propiedades fisicoquímicas del ingrediente a
microencapsular, la composición del material pared y el método usado para la
preparación, por lo que se pueden obtener diferentes tipos de morfologías
identificados en la figura 2.1 C (Gharsallaoui y col., 2007; Fang y Bhandari, 2010).
Para la microencapsulación se usan varias técnicas, pero en general el
proceso involucra tres pasos 1) formación de la pared alrededor del material a
encapsular; 2) asegurar que no ocurra una fuga del material activo 3) asegurar
que los materiales queden bien empaquetados (Mozafari y col., 2008).
56
Figura 2.1. Formas de microencapsulación: A) Agregados, B) Mononuclear (Fang
y Bhandari, 2010). C) Morfología de los diferentes tipos de microencapsulados: 1)
simple; 2) irregular; 3) multicéntrico; 4) pared múltiple; 5) matriz (Gharsallaoui y
col., 2007).
A)
2 3
4 5
Material pared
Núcleo
Núcleo
Material pared
Matriz
1
C)
B)
57
Para la producción de microcápsulas existen tres procesos: Procesos
físicos que involucran a los métodos de secado por aspersión, extrusión y
recubrimiento por aspersión. Procesos fisicoquímicos: coacervación simple o
compleja y atrapamiento en liposomas. Procesos químicos: polimerización
interfacial e inclusión de moléculas (Fang y Bhandari, 2010).
La selección del proceso de microencapsulación para una aplicación
considera el tamaño medio de la partícula requerida, propiedades fisicoquímicas
del agente encapsulante, sustancia a encapsular, aplicaciones del material
microencapsulado, mecanismo de liberación deseado y costo (Gharsallaoui y col.,
2007). La utilización de la microcápsula abarca una amplia gama de campos y es
utilizada en: aromas, colores, fertilizantes, medicamentos, liberación controlada de
sabores y perfumes. Las enzimas y células animales o vegetales también pueden
ser encapsulados (Yañez-Fernández y col., 2002).
2.2.2. Secado por aspersión
El secado por aspersión es el método de microencapsulación más usado en
la industria de los alimentos debido a que es un proceso económico y efectivo en
la protección de los materiales, el cual consta de una operación de transferencia
simultánea de calor y masa, a temperatura controlada en la cual se elimina la
mayor parte de la humedad presente en el material a encapsular (Mayor y col.,
2005). Para el proceso de secado por aspersión se emplean materiales como los
almidones modificados, las maltodextrinas y gomas (Gharsallaoui y col., 2007).
Una limitación de esta técnica es el número de materiales disponibles (Desai y
Park, 2005).
58
La liberación del material activo de las cápsulas se puede llevar a cabo
mediante una disolución normal en agua, esfuerzos de cizalla, temperatura
reacciones enzimáticas o cambios en la presión osmótica (Gouin, 2004).
2.2.3 Etapas del secado por aspersión
Este proceso involucra varias etapas, el material a encapsular es
homogenizado con el acarreador o material pared, la mezcla, solución, emulsión o
suspensión es alimentada al secador por aspersión y éste es atomizada por medio
de una boquilla o disco dentro de una corriente de aire caliente para obtener
instantáneamente un polvo. El gas generalmente es un aire o raramente un gas
inerte como el nitrógeno.
El líquido es atomizado dentro del secador en pequeñas gotas y luego ya
secos son transportadas a presión o por una energía centrífuga hacia el recolector
de polvos. El objetivo de esta etapa en el proceso del secado por aspersión es
crear una superficie máxima de calor entre el aire seco y el líquido. La elección de
la centrifugación depende de la naturaleza del atomizador, viscosidad de la
alimentación y características deseadas del producto (Yañez-Fernández y col.,
2002; Gharsallaoui y col., 2007). En la figura 2.2 se esquematiza el proceso de
secado por aspersión.
En la etapa de atomización es donde inicia el secado, el gas caliente causa
un incremento de la temperatura de las gotas, el cual promueve la evaporación
instantánea de la superficie de la gota. Usualmente el tiempo de secado es de 5-
100 s, sin embargo en un sistema bien diseñado el tiempo en que las partículas
son secados en el secador es de 15-30 s (Shahidi y Han, 1993).
59
Figura 2.2. Principio del funcionamiento del secado por aspersión. 1) entrada de
aire, 2) Calefacción eléctrica; 3) Entrada concéntrica de aire caliente alrededor de
la tobera de pulverización; 4) cilindro de pulverización; 5) ciclón para separar
partículas del caudal de gas; 6) recipiente de recogida del producto; 7) filtro de
salida y 8) aspirador de aire de bomba a través del sistema.
60
La temperatura de entrada generalmente es de 15-200ºC, la evaporación
ocurre instantáneamente y los microencapsulados son expuestos a temperatura
moderada de (50-80ºC) lo cual limita que las sustancias tengan una degradación
térmica (Barbosa-Cánovas, 2005).
Para obtener una buena eficiencia de microencapsulación además del
material pared, es importante tomar en cuenta factores como el flujo de
alimentación y la temperatura de entrada y salida. La forma típica de las partículas
es esférica, con un intervalo de tamaño de 10-100 µm o partículas de 2-3 mm
esto dependerá del material alimentado y de las condiciones de operación
(Gharsalloiu y col., 2007).
2.2.4 Aplicaciones de la microencapsulación
La microencapsulación es muy utilizada en la industria alimentaria debido a
que brinda protección a los materiales a encapsular. El calor, humedad, oxígeno,
temperatura entre otros factores pueden afectar a las sustancias si no se
protegen, por lo que la microencapsulación permite mantener su estabilidad. La
microencapsulación puede mejorar el sabor y estabilidad de las sustancias,
también son usados como barreras contra malos olores y sabores. Los
microencapsulados ayudan a que los materiales frágiles resistan las condiciones
de procesamiento y empacamiento mejorando la apariencia de los productos,
aroma, estabilidad, sabor y nutrición. En la encapsulación de sabores se reduce la
volatilidad o previene reacciones indeseables con otros componentes del alimento
(Yañez-Fernández y col., 2002).
61
2.2.5 Maltodextrina como material pared
Es un polímero de dextrosa obtenido a partir de la hidrólisis parcial del
almidón, por procesos enzimáticos, presentado en forma de polvo cristalino
blanco, inodoro, de sabor dulce, compuesto por dextrosa (1%), maltosa (3%),
triosas y polisacáridos (96%) (Moreno y col., 2004; Téllez, 2007).
La maltodextrina es uno de los polvos más utilizados en la industria de
alimentos, debido a sus propiedades físico-químicas: alto contenido de sólidos,
buen sabor, rápida absorción, solubilidad en agua, pH en solución acuosa al 5%
es de 4.0 - 7.0, en etanol, cloroformo y éter es prácticamente insoluble por sus
propiedades facilita el secado por aspersión. Principalmente es usada en
materiales que son difíciles de secar como jugos de frutas, saborizantes y
endulzantes ya que ayuda a reducir la pegajosidad y problemas de aglomeración
durante el almacenamiento, por lo tanto mejoran la estabilidad del producto
(Gabas y col., 2007; Quek y col., 2007). Este compuesto, ha sido aplicado en
secado por aspersión, en edulcorantes sintéticos, potenciadores de sabor
reemplazadores o sustitutos de grasa, saborizantes y sazonadores (Bouquerant y
col., 2008; Takeiti y col., 2008).
En la literatura se reporta que existen diferentes categorías de
maltodextrinas, que se expresan por su equivalencia en dextrosa (ED), la cual
determina su capacidad de reducción comparado con otras moléculas y está
inversamente relacionada a su peso molecular promedio (Gabas y col., 2007). Se
reporta que cuando es mayor el ED, mayor es la despolimerización del almidón,
resultando un tamaño de polímero más pequeño (Moreno y col., 2004; Téllez,
2007).
62
2.2.6 Tamaño y distribución de la partícula
La distribución de tamaño de la partícula es un método común en mecánica,
física o química, proceso que está directamente relacionada con el
comportamiento del material o propiedades físicas de los productos (Barbosa-
Cánovas, 2005a).
El término “tamaño” de partícula de un polvo o material microencapsulado es
relativo, ya que se usa para clasificar o caracterizar a un polvo. El término no ha
sido definido claramente por lo cual se considera material particulado aquel que
contenga partículas con dimensiones menores a un milímetro (Barbosa y col.,
2005b).
La distribución del tamaño de partícula es una de las características más
importantes en productos alimenticios en polvo (Yang y col., 2001); pues es un
factor importante para la caracterización de los mismos, ya que se utilizan como
parámetros en el control de calidad del producto final, y pueden estar relacionadas
con algunas otras propiedades físicas tales como la densidad global,
comprensibilidad y fluidez (Yang y col., 2001, Barbosa y col., 2002; Barbosa-
Cánovas, 2005; Zhao y col., 2009).
Para la medición de la partícula, se toman en cuenta dos decisiones antes de
que sea seleccionada la técnica: tipo de partícula y la frecuencia de tamaño, y
cuatro diferentes parámetros para la distribución del tamaño de la partícula, esto
dependiendo de la cantidad: número, longitud, superficie o masa (Barbosa-
Cánovas, 2005).
El primer paso en la caracterización de una partícula es la determinación de
su tamaño, mismo que puede realizarse por diversos métodos. Entre éstos se
63
pueden mencionar: utilización de tamices, micrómetro óptico, diversos
microscopios, etc. Uno de los más comunes es el método de tamizado empleando
el tamiz convencional (Barbosa-Cánovas, 2005). La cuantificación de los
diferentes tamaños de partículas se realiza considerando el peso retenido en cada
tamiz y las partículas pequeñas o finas (<100 μm) que se asocian con la formación
de las mezclas. Esta caracterización es utilizado para introducir colorantes,
agentes acondicionadores o algún otro químico en la formulación del alimento
(Barbosa y col., 1985). Las partículas gruesas (>100 μm) están asociadas a
mezclas aleatorias donde no existe interacción física entre los componentes de la
mezcla (Barbosa y col., 2002).
2.2.7 Caracterización morfológica y microestructural de los
microencapsulados
Se ha reportado que algunos pre-tratamientos pueden inducir cambios
significativos en la microestructura que pueden causar efectos en las propiedades
de los productos microencapsulados (Aguilera, 2000; Mayor y col., 2005; Muñoz-
Herrera, 2009).
La microestructura de las partículas deshidratadas se ha estudiado por
medio de diversas técnicas microscópicas, la aplicación de microscopía
electrónica de barrido ha resultado ser una herramienta útil que permite la
observación de estas estructuras a mayor detalle (Chanona y col., 2003; Alamilla y
col., 2005).
La morfología y composición de la superficie de los polvos juegan un papel
importante durante su uso final ya que conlleva a tener una marcada influencia en
64
las propiedades funcionales y de rehidratación. El área específica de absorción, es
importante en la determinación de la relación del agua y las propiedades del
material (Acevedo y col., 2008; Marabi y col., 2006; Ruey-Fang y col., 2009).
2.2.8 Forma de las partículas
La forma de las partículas puede ser tan importante como la distribución de
tamaño de las mismas, la forma no es fácilmente expresable cuantitativamente.
Algunas de las formas que podemos encontrar son: aciculares, cristalinas,
dendríticas, esféricas, fibrosas, granulares, irregulares y modulares entre otras.
Por medio de las cuales las partículas son evaluadas y clasificadas, de esta
manera puede predecirse su comportamiento como partícula individual o como
aglomerado (Barbosa y col., 2005a; Barbosa y col., 2005b)
El uso del factor de forma dependerá de cuál es el parámetro relevante de la
partícula (superficie, volumen o dimensión lineal) para la aplicación que está
siendo considerada. Este factor se expresa generalmente como el cociente entre
la propiedad de la partícula y la de una esfera o círculo que tenga un diámetro
igual a la dimensión característica de la partícula (Dp). La forma de las partículas
afecta la fluidez de los polvos, empaque e interacción con líquidos. (Barbosa y
col., 2002; Barbosa y col., 2005a). La absorción o pérdida de humedad,
reacciones químicas y atrición mecánica causan cambios en las partículas durante
el almacenaje y manejo de las mismas que en muchos casos afectan su forma y
tamaño (Barbosa y col., 2002).
65
2.2.9 Microestructura de las partículas
La microestructura es importante considerarlo durante el procesamiento de
los alimentos ya que tiene efecto directo sobre propiedades sensoriales, físicas y
transporte. Se han propuesto diversos mecanismos para interpretar la relación
existente entre características específicas de ángulo de reposo, color, densidad,
dispersabilidad, textura, sabor, etc., en relación con el desarrollo microestructural
que tenga el alimento durante su procesamiento, en este caso por el secado
(Acevedo y col., 2008; Muñoz-Herrera y col., 2009). El desarrollo de estos cambios
microestructurales pueden reducir o en su caso incrementar los defectos de
calidad, por lo que al entender el desarrollo de la microestructura interna de los
productos es importante para la comprensión de la apariencia percibida como
calidad de un producto (Sánchez y col., 2008).
66
2.3 Justificación
La microencapsulación es una herramienta muy utilizada en la industria y en
varios campos de la investigación principalmente en el campo de la industria
alimentaria la cual ha hecho posible el acceso a varios ingredientes que confirieren
un uso o valor agregado a los alimentos.
En la acuacultura se han impulsado estudios para la elaboración de dietas
microencapsuladas que den acceso a diferentes ingredientes o aditivos, la cual
proporcionan un valor agregado a los organismos y como consecuencia una
mayor ganancia para quienes cultivan peces.
Por ello en este trabajo se empleo como fuente de pigmentos a la jamaica,
usándose como aditivo en la dieta de peces ornamentes.
Existen nuevos ingredientes que pueden ser incorporados dentro del sistema
del alimento, pero pueden degradarse y perder la actividad, por lo que se ha
recurrido a la microencapsulación para evitar las reacciones de oxidación o la
degradación. La microencapsulación es una tecnología que provee la protección
necesaria para estos compuestos
67
2.4 Objetivos
2.4.1 Objetivo general
Generar microencapsulados de antocianinas de jamaica (H. sabdariffa) para
ser adicionados a una dieta para peces de ornato (C. auratus).
2.4.2 Objetivos específicos
Obtener microencapsulados de antocianinas de jamaica (H. sabdariffa)
mediante el secado por aspersión.
Evaluar las propiedades fisicoquímicas (tamaño y forma) de los
microencapsulados.
68
2.5 Materiales y métodos
2.5.2 Extracción y cuantificación de antocianinas de jamaica
La extracción y cuantificación de antocianinas se realizaron de acuerdo a
Longo y col. (2005) y Zhao y col. (2008). Se pesaron 8 g de harina de jamaica se
adicionaron 100 mL de etanol acidificado con ácido clorhídrico al 0.1% (v/v) (Zhao
y col., 2008); la suspensión se mantuvo en agitación orbital (200 rpm) por 24 h en
oscuridad, finalmente el extracto se separó de la harina mediante un filtrado con
papel Watman No. 42.
Las antocianinas se cuantificaron mediante espectrofotometría (510-550 nm)
de acuerdo a lo reportado por Longo y col. (2005). El contenido total de las
antocianinas (CTA), se expresó en mg de cianidina 3-glucósido equivalentes por
100 g de muestra seca (Zhao y col., 2008), se calculó de acuerdo a la siguiente
ecuación:
Donde AB es la absorbancia, e es el coeficiente de extinción molar de cianidin 3-
glucósido (26900); L es la longitud de la celda (1 cm); MW es el peso molecular de
antocianinas con respecto a la cianidina (449.2); D es el factor de dilución; V es el
volumen final (mL) y G es el peso seco en mg.
69
2.5.3 Elaboración de microencapsulados
Se elaboró una solución de antocianinas con el material pared de
maltodextrina 10 DE al (15%) y sacarosa (0.1%) y agua. Esto se mezcló en un
homogenizador “Virtis 45” por 30 min a 4000 rpm.
2.5.3. Determinación de sólidos totales
Se determinó el contenido de sólidos totales de la mezcla con la finalidad de
conocer si presentaban el mínimo requerido para el secador (20 a 40% de sólidos
totales). Para ello se siguió el procedimiento para la determinación de humedad de
acuerdo a la Norma NMX-F-83-1986.
Para la determinación de humedad se colocaron a peso constante 3 charolas
durante 16 h en un horno (Lab Line Imperial V) y después se colocaron en un
desecador durante 1 h. En la termobalanza se pesaron 2 g de la mezcla en cada
charola a 100°C por 70 min. Este equipo permitió obtener el porcentaje de sólidos
totales, % de humedad y peso final de la muestra.
2.5.4 Secado por aspersión
La solución se procesó en un secador, equipado con un aspersor, el cual fue
diseñado por investigadores del Departamento de Graduados e Investigación en
Alimentos de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas del IPN, compuesto por
un detector de temperaturas (Digi-Sense - Scanning Thermometer Cole-Parmer),
un medidor de flujo para alimentación (Easy-Load (Masterflex-uses 15 & 24
turbing, Cole Parmer modelo 7518-12), un medidor de presión (Metron – grupo
infra de 10-14 kg/cm2). Los parámetros de trabajo para la solución fueron:
70
temperatura de entrada 160 ± 5°C y temperatura de salida 80 ± 5°C, con un flujo
de aire de 0.3 m3/s, presión 1.5 Kg/cm2 y un flujo de alimentación de 70 mL/min.
2.5.5 Análisis de los microencapsulados por microscopía electrónica de
barrido (MEB)
Se utilizó un microscopio electrónico de barrido (JEOL J5M-5800LU, Japón),
para ello se colocó una cinta conductiva en el porta muestra y posteriormente se
espolvoreó la muestra (microencapsulados) sobre la cinta para ser introducidas en
una ionizadora (Denton Vacuum (DESK II) donde recibieron un baño de oro para
que, al ser observadas en el microscopio, los electrones reboten sobre la muestra
y pueda observarse la superficie, la observación fue a 15 kV.
2.5.6 Distribución de tamaño de los microencapsulados
El tamaño de los microencapsulados se determinó en el programa Image J
versión 12. Las fotografías de microscopía de barrido se tomaron a 300 partículas
para su medición y de cada una de ella se determinó la forma y tamaño por medio
del análisis de imágenes.
2.5.7 Eficiencia de microencapsulación
Para la eficiencia de microencapsulación se realizó la extracción de
pigmentos del interior de la microcápsula, para ello se pesaron 50 mg de
microcápsulas en un matraz de 100 mL, a éste se le adicionaron 25 mL de etanol
acidificado al 0.1% con ácido clorhídrico (v/v) la suspensión fue homogenizada a
250 rpm por 30 min a temperatura ambiente (Loksuwan, 2007). Esta solución fue
71
filtrada a través de papel Whatman No. 42, el filtrado se recuperó y se midió la
absorbancia a 510 nm. Las microcápsulas que quedaron en el papel se disolvieron
en agua y se tomó la lectura a 510 nm (Sheikh y col., 2006). La eficiencia se
calculó de acuerdo a la siguiente ecuación (Desai y Park, 2005).
Eficiencia %= Concentración de antocianinas inicial Concentración de las antocianinas teórica
72
2.6 Resultados y Discusión
2.6.1 Microencapsulados de antocianinas
Se ha demostrado que el color rojo que presenta el cáliz de la jamaica se
debe a la presencia de las antocianinas (Turker y col., 2004) y sus extractos tienen
capacidad antioxidante (Babalola y col., 2001). La extracción de estos pigmentos
se puede llevar a cabo mediante el uso de diferentes solventes polares como
acetona, agua, etanol y metanol cada uno acidificado.
El rendimiento y concentración de los pigmentos depende del solvente que
se utilice, para este estudio se usó etanol acidificado y se obtuvo una
concentración de antocianinas mayor en comparación con otras variedades de
jamaica así como en otras especies de plantas que también contienen
antocianinas, esto reportado en la literatura.
El contenido de antocianinas en la harina de jamaica fue de 3.55 ± 0.35 mg/g
en comparación con Aristotelia chilensis (Maqui) que reportan una concentración
de 2.119 ± 0.6 mg/g en peso seco (Escribano-Bailón y col., 2006). En maíz
morado chino se reporta una concentración de 3.045 ± 1.63 mg/g de antocianinas
totales en las semillas secas (Zhao y col., 2008).
2.6.2 Determinación de la humedad de los microencapsulados
A los microencapsulados se les determinó el porcentaje de humedad la cual
es un factor muy importante que debe considerarse para su conservación durante
el almacenamiento, los polvos presentaron un 3% de humedad la cual es un
porcentaje óptimo que se reporta para los microencapsulados obtenidos por
aspersión. En la literatura se reporta que la humectad es favorecida por el grado
73
de porosidad de las partículas, entre más porosas sean, la capacidad de absorber
líquidos o vapores se incrementa (Barbosa-Cánovas, 2005). Se ha reportado que
la humedad de microcápsulas con maltodextrina ha sido 4.4% (Robert y col.,
2003).
2.6.3 Morfología de los microencapsulados
La caracterización morfológica de las microcápsulas se realizó por MEB. La
formación de las microcápsulas después del proceso de secado por aspersión se
confirmó con las microfotografías del agente encapsulante (maltodextrina) antes
del proceso (Fig. 2.3 a).
En la figura 2.3b se muestra cómo la maltodextrina cambió su forma irregular
a esférica cuando es sometido al secador junto con las antocianinas, en las
fotografías se muestra la morfología de la mayoría de los microencapsulados en
ellos se observan formas esféricas con superficie lisa no granular y libre de grietas
o poros, algunas se observaron esféricas pero con abolladuras (Fig. 2.3c).
Algunos autores mencionan que la formación de las abolladuras en algunas
microcápsulas se debe a la rápida evaporación del agua y la consecuente
contracción de las partículas durante el proceso de secado o durante la aplicación
de vacío durante el análisis de MEB (Rosenberg y col., 1985; Saenz y col., 2009).
La presencia de abolladuras, si bien tiene efecto adverso sobre las
propiedades de flujo de los microencapsulados, para fines de la industria de
alimentos, esto no es tan importante que las partículas presentes abolladuras en la
superficie.
74
Figura. 2.3. Estructura externa de los microencapsulados. a) maltodextrina, b)
microencapsulados con superficie lisa, c) microencapsulados con abolladuras, d)
microencapsulados esféricos. Temperatura de entrada 160 ± 5°C y temperatura de
salida 80 ± 5°C, con un flujo de aire de 0.3 m3/s, presión 1.5 Kg/cm2 y un flujo de
alimentación de 70 mL/min.
a b
c d
maltodextrina
d
75
La estructura definida como abolladura observada en los microencapsulados
ya se ha reportado por Ersus y Yurdagel. (2007) en el trabajo realizado con
maltodextrina de 10 ED y 19 ED como material pared y antocianinas de zanahoria
negra (Daucus carota). Utilizando temperatura de 160ºC como óptimo para
obtener los microencapsulados, observaron que éste afectó en la estructura pero
no influye en el contenido de los pigmentos. Lo mismo que se observó en este
estudio con antocianinas de jamaica.
En cuanto a la estructura externa de los microencapsulados mostraron una
superficie lisa, se reporta que esta característica es las más deseables para todos
los campos de la investigación y para su aplicación en los diferentes sectores
debido a la estabilidad de los ingredientes que son microencapsulados, así como
también para una liberación controlada (Gouin, 2004) Esta característica es una
de las principales metas de la microencapsulación de los ingredientes alimenticios
ya que pueden mejorar la eficiencia de los aditivos alimentarios (Osorio y col.,
2010).
La temperatura de entrada de 160ºC usada en el secado por aspersión
resultó ser la mejor para la obtención de los microencapsulados esféricos.
Mientras que González-Palomares y col. (2009) al evaluar diferentes temperaturas
de entrada de 150 a 200ºC observaron que varios compuestos de H. sabdariffa se
volatilizan o se degradan cuando utilizan temperatura por arriba de los 190ºC. Por
otro lado Ersus y Yudagel. (2007) usaron la temperatura de entrada de 160ºC,
siendo la óptima para microencapsular antocianinas, conservando la
concentración de pigmentos. En la figura 2.4 se observa la distribución de tamaño
de las microcápsulas, el tamaño osciló entre 1.25 - 17.5 µm. En la literatura se
76
reporta que además de otras características como la forma, superficie y densidad,
el tamaño es esencial e importante ya que puede afectar las propiedades de las
partículas y se usa para clasificar o categorizar las partículas (Bárbosa-Cánovas,
2005). En el estudio de Ersus y Yurdagel (2007) reportan un tamaño de 3-20 µm
para microencapsulados de antocianinas de D. carota.
En cuanto a la eficiencia de microencapsulación se obtuvo un 87% de
pigmentos en el interior de las partículas (Fig. 2.5) siendo evidenciada por
espectrofotometría, la ausencia de pigmentos en la superficie de los
microencapsulados lo cual demostró que no existen pigmentos sin encapsular.
En la figura 2.5 también se muestra que al romper las microcápsulas el
pigmento es liberado al medio manifestándose un pico de 520 nm con un perfil
espectrofotométrico típico de las antocianinas. Esto sugiere que tanto el material
de la pared como las condiciones de operación del secador fueron óptimos para
obtener partículas esféricas y sin grietas, lo que condujo a obtener una alta
eficiencia de microencapsulación. Cai y Corke. (2000) reportan que el trabajar con
maltodextrina de 10 ED a altas temperaturas no afectó significativamente la
formación de los microcápsulas con antocianinas, por lo que sugieren usar
maltodextrinas de cadenas más cortas para microencapsular productos a altas
temperaturas por arriba de los 180ºC sobre todo los que son sensibles al calor.
Por otro lado Ersus y Yurdagel. (2007) en sus resultados revelan que el usar
temperaturas altas causa una gran pérdida de antocianinas de zanahoria negra
(D. carota) y en este trabajo al emplear temperatura de 160ºC de secado los
pigmentos no se perdieron (Fig. 2.5) y permanecen en el interior de la cápsula.
77
Figura 2.4. Tamaño de los microencapsulados. a) Fotografía donde observan los
diferentes tamaños de los microencapsulados con pigmentos y b) Distribución de
tamaño de los microencapsulados. Temperatura de entrada 160 ± 5°C y
temperatura de salida 80 ± 5°C, con un flujo de aire de 0.3 m3/s, presión 1.5
Kg/cm2 y un flujo de alimentación de 70 mL/min.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Fre
cu
en
cia
Tamaño (µm)
a)
b)
78
Figura 2.5. Eficiencia de microencapsulación. A) pigmentos de la superficie del
microencapsulado. B) pigmentos en interior de las microcápsulas.
Longitud de onda (nm)
Longitud de onda (nm)
B
400 500 700
400 500 700
A
79
2.7 Conclusiones
El uso de la maltodextrina como material pared y la temperatura de entrada
fueron ideales para obtener microencapsulados secados por aspersión.
El secado por aspersión es un método adecuado para la obtención de
microencapsulados de antocianinas con forma esférica, superficie lisa y libre de
grietas o poros bajo las condiciones ensayadas.
Las condiciones de operación del secador fueron las ideales para obtener
microencapsulados con un porcentaje alto de eficiencia.
Se pueden utilizar los microencapsulados para su aplicación en la industria
alimentaria para pigmentar productos.
80
2.8 Referencias
Acevedo, N. C., Briones, V., Buera, P. y Aguilera, J. M. 2008. Microstructure
affects the rate of chemical, physical and color changes during storage of dried
apple disc. Journal of Food Engineering, 85:222-231.
Aguilera, J. M. 2000. Chapter 1. Structure-property relationships in foods. Lozano,
J., Añón, C., Parada, E., Barbosa, G. (editores). Trends in Food Engineering Book.
Food Preservation Technology Series. Technomic Publishing Co., Inc. Lancaster,
Pennsylvania. 1-14.
Alamilla, B. L., Chanona P. J. J., Jiménez A. A. R. y Gutiérrez L. G. F. 2005.
Description of morphological changes of particles along spray drying. Journal of
Food Engineering, 67:179-184.
Babalola, S. O., Babalola, A. 0. y Aworh, O. C. 2001. Compositional attributes of
the calyces of roselle (Hibiscus sabdariffa L.). The Journal of Food Technology in
Africa, 6:133-134.
Barbosa, C. G. V., Ortega R. E., Juliano P. y Yan H. 2005a. Chapter 2 Particle
Properties. Food Engineering Series. Physical Properties, Processing, and
Funtionality. ED. Kluwer Academic / Plenum Publishers, New York. 19-53.
Barbosa, C. G. V., Ortega R. E., Juliano P. y Yan H. 2005b. Chapter 3 Bulk
Properties. Food Powders. Food Engineering Series. Physical Properties,
81
Processing, and Funtionality. ED. Kluwer Academic / Plenum Publishers, New
York. 55-88.
Barbosa, G. V., Malavé-López, J. y Peleg, M. 1985. Segregation in food powders.
Biotechnology Progress, 2:140.
Barbosa, G., Vega, H. y Ortega, E. 2002. Capitulo 8. Propiedades Físicas III.
Caracterización de los alimentos en polvo. Temas en Tecnología en Alimentos.
Volumen 1. CYTED. Alfa omega. 289-337.
Barbosa-Canovas, G. 2005. Food Powders. Physical Properties, Prosessing, and
Functionality . Washington State University. Pullman, Washington.
Bouquerant, P., Maio, S., Meyer, F. y Normand, V. 2008. Moisture stability of
maltodextrin-based delivery systems. Food Biophysics, 3:182-185.
Cai, Y. Z y Corke, H. 2000. Production and properties of spray-drier Amaranthus
betacyanin pigments. Sensory and Nutritive Qualities of Food, 65:1248-1252.
Chanona, P., Alamilla, B., Farrera, R., Quevedo, R., Aguilera, M. y Gutiérrez L.
2003. Description of the convective air-drying of food model by means of the fractal
theory. Food Science and Technology, 9:207-213.
82
Desai, K. G. H. y Park, H. J. 2005. Recent developments in microencapsulation of
food ingredients. Drying Technology, 23:1361-1394.
Dziezak, J. D. 1998. Microencapsulation and encapsulated ingredients. Food
Technology, 42:136-151.
Ersus, S. y Yurdagel, U. 2007. Microencapsulation of anthocyanin pigments of
black carrot (Daucus carota L) by spray drier. Journal of Food Engineering, 80:805-
812.
Escribano-Bailón, M. T., Alcalde-León, C., Orlando-Muñoz, O., Rivas-Gonzalo, J.
C. y Santos-Buelga, C. 2006. Anthocyanins in berries of Maqui [Aristotelia chilensis
(Mol.) Stuntz]. Phytochemical Analysis, 17:8-14.
Fang, Z. y Bhandari, B. 2010. Encapsulation of polyphenols-A review. Trends in
Food Science y Technology, 21:510-523.
Gabas, A., Telis, V., Sobral, P. y Telis-Romero, J. 2007. Effect of maltodextrin and
arabic gum in water vapor sorption thermodynamic properties of vacuum dried
pineapple pulp power. Journal of Food Engineering, 82:246-252.
Gharsallaoui, A., Roudaut, G., Chambin, O., Voilley, A. y Saurel, R. 2007.
Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An
overview. Food Research International, 40:1107-1121.
83
González-Palomares, S., Estarrón-Espinosa, M., Gómez-Leyva, J. F. y Andrade-
González, I. 2009. Effect of the temperature on the spray drying of Roselle extracts
(Hibiscus sabdariffa L.). Plant Foods for Human Nutrition, 64:62-67.
Gouin, S. 2004. Micro-encapsulation: Industrial appraisal of existing technologies
and trends. Trends in Food Science and Technology, 15:330-347.
Kuskoski, M., Asuero, A., García-Parrilla, M., Troncoso, A. y Fett, R. 2004.
Actividad antioxidante de pigmentos antociánicos. Ciencia y Tecnología
Alimentaria (México), 24:691-693.
Loksuwan, J. 2007. Characteristics of microencapsulated β-carotene formed by
spray drying with modified tapioca starch, native tapioca starch and maltodextrin.
Food Hydrocolloids, 21:928-935
Longo, L., Vasapollo, G. y Rescio, L. 2005. Identification of anthocyanins in
Rhamnus aleternus L. berries. Journal of Agriculture and Food Chemistry,
53:1723-1727.
Marabi, A., Thieme, U., Jacobson, M. y Saguy, I. 2006. Influence of drying method
and rehydration time on sensory evaluation of rehydrated carrot particulates
particulates. Journal of Food Engineering, 72:211-217.
84
Mayor, L., Silva, M. y Sereno, M. 2005. Microstructural changes during drying of
apple slices. Drying Technology, 23:2261-2276.
Mollov, P., Mihalev, K., Shikov, V., Yoncheva, N. y Karagyozov, V. 2007. Colour
stability improvement of strawberry beverage by fortification with polyphenolic
copigments naturally occurring in rose petals. InnoVatiVe Food Science Emerging
Technology, 8:318-321.
Moreno, E., Rodríguez-Hernández, G. y Ruiz-Cabrera, M. 2004. El secado por
aspersión y secado osmótico: procesos alternativos para la obtención de nuevos
productos a partir de la tuna. Premio Nacional en Ciencia y Tecnología de los
Alimentos.
Mozafari, M. R., Khosravi-Darani, K., Borazan, G. G., Cui, J., Pardakhty, A. y
Yurdugul, S. 2008. Encapsulation of food ingredients using nanoliposome
technology. International Journal of Food Properties, 11:833-844.
Muñoz-Herrera, A.L., Tejeda-Hernández, V., Jiménez-Aparicio, A., Welti-Chanes,
J., Chanona Pérez, J. J., Alamilla-Beltrán, L. y Gutiérrez-López, G. 2009.Cap.65.
Microstructural, physical and rehydration properties of maltodextrin powders
obtained by spray drying. En: Water Properties in Food, Health, Pharmaceutical
and Biological Systems: ISOPOW 10. Reid, S. y Sajjaanantakul T. (Editores).
Wiley-Blackwell.ISBN: 978-0-8138-1273-1.
85
Osorio, C., Acevedo, B., Hillebrand, S., Carriazo, J., Winterhalter, P. y Morales, A.
L. 2010. Microencapsulation by spray-drying of anthocyanin pigments from corozo
(Bactris guineensis) fruit. Journal of Agriculture Food and Chemistry, 58:6977-
6985.
Pedroza, R. 2002. Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los
procesos para la microencapsulación de alimentos para larvas de especies
acuícolas. Memorias del VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola.
México.
Quek, S., Chok, N. y Swedlund, P. 2007. The physicochemical properties of spray-
dried watermelon powder. Chemical Engineering and Processing, 46:386-392.
Robert, P., Carlsson, R. M., Romero, N. y Masson, L. 2003. Stability of spray-dried
encapsulated carotenoid pigments from Rosa Mosqueta (Rosa rubiginosa)
Oleoresin. Journal of the American Oil Chemists´ Society, 80:1115-1120.
Rodríguez-Saona, L. E., Giusti, M. M. y Wrolstad, R. E. 1999. Color and pigment
stability of red radish and red fleshed potato anthocyanins in juice model systems.
Journal of Food Science, 64:451-456.
Rosenberg, M. Kopelman, I. y Talmon, Y. 1985. A scanning electron microscopy
study of microencapsulation. Journal of Food Science, 50:139-144.
86
Ruey-Fang, Y., Ho-wen, Ch., Wen-Po, Ch. y Mei-Ling, Ch. 2009. Simultaneously
monitoring the particle size distribution, morphology and suspended solids
concentration in wastewater applying digital image analysis (DIA). Environmental
Monitoring Assessment, 148:19-26.
Saenz, C., Tapia, S., Chávez, J. y Paz, R. 2009. Microencapsulation by spray
drying of bioactive compounds from cactus pear (Opuntia ficus-indica). Food
Chemistry, 114:616-622.
Sánchez, M., Ortiz, A., Mora, R., Chanona, J. y Necoechea, H. 2008. Comparision
of crumb microstructure from pound cakes baked in a microwave or conventional
oven. LTW, 4:620-627.
Schwartz, M. y Muñoz, O. 2003. Antocianina: colorante natural. Revista Industria
de Alimentos, 16-20.
Shahidi, F. y Han, X. 1993. Encapsulation of food ingredients. Critical Reviews in
Food Science and Nutrition, 33:501-547.
Shaikh, J., Bhosale, R. y Singhal, R. 2006. Microencapsulation of black pepper
oleoresin. Food Chemistry, 94:105-110.
Simonetti, G.1994. Guía de Hierbas y Especias. Ediciones Grijalbo S.A. Barcelona,
España. 170 p.
87
Takeiti, C., Kieckbusch, T. y Collares-Queiroz, F. 2008. Optimization of the jet
steam instantizing process of commercial maltodextrins powders. Journal of Food
Enginnering, 86:444-452.
Téllez, M. D. 2007. Aplicación de la geometría fractal al estudio de la
desintegración y difusión de matrices sólidas y de las interfases implicadas. Tesis
de Maestría. ENCB. IPN, México, D.F.
Turker, N., Aksay, S. y Ekiz, H. 2004. Effect of storage temperature on the stability
of anthocyanins of a fermented black carrot (Daucus carota var. L.) beverage:
Shalgam. Journal Agricultural and Food Chemistry, 52:3807-3813.
Veigas, J. M., Narayan, M. S., Laxman, P. M. y Neelwarne, B. 2007. Chemical
nature, stability and bioefficacies of anthocyanins from fruit peel of Syzygium
cumini Skeels. Food Chemistry, 105:619-627.
Yang, H., Rodríguez, J. J., Harte, F.M. y Barbosa, G. V. 2001. Capitulo 1 1.7
Propiedades físicas de los alimentos en polvo. Washington State University.
Yáñez-Fernández, J., Salazar-Montoya, J. A., Charies-Martínez, L., Jiménez-
Hernández, J., Márquez-Robles, M. y Ramos-Ramírez, E. G. 2002. Aplicaciones
biotecnológicas de la microencapsulación. Avance y Perspectiva, 21:313-319.
88
Zhao, X., Corrales, M., Zhang, C., Hu, X. y Tauscher, B. 2008. Composition and
thermal stability of anthocyanins from chinese purple corn (Zea mays L.). Journal
of Agriculture and Food Chemistry, 56:10761-10766.
Zhao, X., Yang, Z., Gai, G. y Yang, Y. 2009. Effect of superfine grinding on
properties of ginger powder. Journal of Food Engineering, 91:217-222.
89
CAPÍTULO 3
EFECTO DE LA DIETA ADICIONADA CON ANTOCIANINAS
MICROENCAPSULADAS EN PECES DE ORNATO Carassius auratus
3.1 Introducción
Carassius auratus es uno de los peces de ornato más populares y
reconocidos en el mundo, la forma del cuerpo, aleta, tamaño y color son
características distintivas que determinan su calidad y precio en el mercado. Los
peces no pueden sintetizar sus propios pigmentos por lo cual estos tiene que ser
adquiridos a partir de la dieta (Paripatanamont y col., 1999; Gouveia y Rema,
2005). En varios estudios se ha demostrado que la dieta rica en pigmentos es
eficiente y puede mejorar la coloración de la piel, para ello se han utilizado
pigmentos del tipo de los carotenoides de diversas fuentes naturales (Gouveia y
col., 2003; Gouveia y Rema, 2005; Xu y col., 2006; Yanar y col., 2008). Sin
embargo, la eficiencia de pigmentación está dada por la concentración y fuente de
los pigmentos (Paripatanamont y col., 1999; Xu y col., 2006), así como las
características fisiológicas del pez, factores genéticos y ambientales (Torrisen,
1985).
En el tegumento de los peces teleósteos existen cinco tipos de células
especializadas llamados cromatóforos que almacenan pigmentos específicos: los
eritróforos, iridóforos, leucóforos, melanóforos y xantóforos, estos participan en la
coloración de piel, aunque los melanóforos pueden encontrarse solo en ciertas
especies sin la presencia de los otros tipos de cromatóforos. Entre los que
absorben la luz, están los melanóforos que acumulan pigmentos oscuros, los
90
eritróforos y xantóforos que almacenan pigmentos amarillos o rojos y los que
reflejan la luz como los iridóforos y leucóforos. Estas células se han identificado
tanto en la epidermis como en la dermis, y la combinación de los cromatóforos
produce variaciones en la coloración en las diferentes partes del cuerpo (Morrison,
1995; Kuriyama y col., 2006).
Las antocianinas son pigmentos que proporcionan coloración roja, violeta y
azul a las plantas (Prior y Wu, 2006), su baja toxicidad ha abierto la posibilidad de
usarlos como colorantes naturales en los alimentos (Hirunpanich y col., 2005).
Existen pocas investigaciones relacionadas con su capacidad pigmentante en
organismos acuáticos por lo que se propuso usarlo como aditivo en la dieta de los
peces de ornato. Para ello primeramente las antocianinas se microencapsularon
para protegerlos de los diversos factores ambientales y posteriormente se
adicionaron a la dieta.
3.2 Marco teórico
3.2.1 Función y organización de los cromatóforos en la piel de los peces
La piel es el límite entre el cuerpo y el ambiente (Tyagi y Shukla, 2002) y una
de sus funciones principales es de protección, ya que el mucus secretado por las
glándulas mucosas cubre el cuerpo del pez, protegiéndolo contra bacterias,
hongos y otros microorganismos. Adicionalmente lubrica reduciendo las fricciones
corporales en el agua. La piel cumple una función importante en la reparación de
heridas superficiales, inmediatamente después de una lesión, la herida es cerrada
por el mucus ya que se reporta que contiene un gran número de linfocitos que
ayudan acelerar el proceso de cicatrización. Las células marginales de la herida
91
pueden multiplicarse rápidamente para formar una delgada capa protectora hasta
que progresivamente se completa la formación de cicatriz (Zarnescu, 2007).
La piel de la mayoría de los teleósteos está compuesta de dos capas
principales. La epidermis que está compuesta de células epiteliales y, debajo de
esta capa, se encuentra la dermis donde se pueden ubicar los cromatóforos. En la
figura 3.1 se esquematiza la ubicación de estas capas en la piel. Según Elliott.
(2000), la epidermis de los peces consta de un epitelio plano estratificado y
queratinizado. El número de capas celulares puede variar en las larvas y adultos
entre dos y diez o más. La dermis contiene dos estratos: laxo y compacto. El
estrato laxo está situado en la base de la epidermis y su espesor varía en
diferentes partes del cuerpo ya que contiene fibras de colágeno, nervios, capilares,
fibroblastos y células con pigmentos. El estrato compacto está más desarrollado
que el estrato laxo de la dermis y está formado por haces de fibras de colágeno
densamente comprimidos que se muestran paralelamente en la superficie de la
piel (Tyagi y Shukla, 2002; Zarnescu, 2007).
En general la epidermis de los peces presenta diferentes tipos de células
epiteliales como son: mucosas, clava de gran tamaño, sensoriales (botones
gustativos, neuromastos), nerviosas y algunos cromatóforos (Stone y col., 1995;
Elliott, 2000; Webb, 2000). La dermis está compuesta por tejido conjuntivo denso o
fibroso, posee algunas capas de células con pigmento en la parte marginal
ubicada entre la epidermis y la capa subcutánea denominada (hipodermis), en ella
también se pueden encontrar macrófagos y mastocitos (Elliott, 2000; Souza y col.,
2003).
92
Figura 3. 1. Esquema de las principales estructuras de la piel de un pez
(Rakers y col., 2009).
Dermis Melanóforo Escama
Dermis
superior
Célula mucosa Epidermis
93
Algunos autores reportan a la hipodermis como otra región en la piel la cual
es parte de la dermis, esta región es la parte intermedia de la dermis y separa la
parte interna de la dermis del músculo subyacente (Le Guellec, 2004), también es
considerada como una variación del tejido conjuntivo, especializado en el
almacenamiento de lípidos, cuyas células principales son los adipocitos, que se
encuentran en una malla de tejido conjuntivo reticular, en el cual es posible
observar capilares sanguíneos (Elliott, 2000).
3.2.2 Función de los cromatóforos en la piel
En la literatura se reporta que la pigmentación de un organismo depende del
tipo de pigmentos que consume y que la coloración del mismo está controlada por
el sistema endocrino y nervioso (Fujii, 2000). Las dietas suplementadas con
pigmento se han estudiado en diferentes organismos y se ha observado que no
todos los peces poseen una ruta para el metabolismo de los pigmentos, para el
caso de los carotenoides, que no existe una ruta universal para metabolizar los
pigmentos en el tejido de los peces (Chatzifotis y col., 2005)
La coloración de la piel del pez es una característica compleja generada por
cinco tipos de cromatóforos que almacenan pigmento y que además pueden
interactuar entre ellos y exhibir diferentes patrones de coloración como resultado
de la dispersión o agregación de los cromatosomas y la distribución de
cromatóforos en la piel (Withers, 1992). Pero también una combinación ambiental,
neural y endocrino son factores que influyen en la movilidad y deposición de
pigmentos en la piel de los peces (Fujii, 2000). Primeramente se mencionan tres
tipos de células que almacenan pigmentos y que tienen la característica de
94
absorber la luz, estos son los eritróforos, melanóforos y xantóforos, en ellos se
almacenan las pteridinas, melanina y carotenoides respectivamente (Fujii, 1993;
Masthay, 1997). Los siguientes dos grupos de células son los iridóforos y
leucóforos, en contraste con los antes mencionados estas son células que no
almacenan pigmentos sino que reflejan la luz generando colores iridiscentes entre
azul-verde y color blanco, esto debido a la variación en la organización estructural
de los organelos cristalinos basados en la purina (Robb, 2001). Aunque los
cromatóforos varían en la morfología y color de especie a especie, todos los
cromatóforos que absorben la luz operan con el mismo principio óptico (Masthay,
1997).
3.2.3 Características de los cromatóforos
Los melanóforos tienen un núcleo central que puede ser redondo y alargado
ubicado a lo largo del citoplasma y bajo la membrana de estas células existe un
espacio delgado con un material granular o gránulos denominados melanosomas,
estos organelos poseen una forma redonda u ovalada, con almacenamiento de
gránulos de pigmentos electrodensos (Hirata y col., 2003; Colihueque, 2010), y por
medio de microscopía electrónica de transmisión pueden observarse mitocondrias,
vesículas de lípidos, retículo endoplásmico y el aparato de Golgi (Zarnescu y
Mester, 2003).
Los melanóforos en los peces se localizan en la epidermis y dermis presente
en la región dorsal y lateral del organismo. La forma de los melanóforos
epidérmicos es irregular con muchas proyecciones citoplasmáticas (Fujii, 2000;
Hirata y col., 2005). Mientras que los dérmicos pueden ser de formas variables,
95
más o menos aplanadas. Observados en microscopio de luz, los melanóforos de
la dermis son abundantes en el estrato laxo y en la parte más baja del estrato
compacto. Pocos melanóforos pueden ser vistos entre las haces de colágeno del
estrato compacto de la dermis (Zarnescu, 2007). En estudios de ultraestructura se
indica que muchos melanóforos están presentes cerca de los vasos sanguíneos
en el estrato laxo (Elliott, 2000).
Los melanóforos están localizados con baja frecuencia en el estrato
germinativo de la epidermis. Los melanóforos epidermales tienen un núcleo
céntrico y contienen melanosomas ovales electrodensos de 0.5-0.7 mm de
diámetro. Los melanóforos dérmicos siempre se encuentran debajo de los
cromatóforos, de los iridóforos y xantóforos (Fig. 3.2) lo que sugieren algunos
autores es que las proyecciones denominadas dendritas de los melanóforos se
extienden horizontalmente por toda la epidermis (Kuriyama y col., 2006).
Los iridóforos se observan principalmente en la dermis de los peces y se
pueden observan en la figura 3.2 donde se esquematiza la conformación de las
células en la piel. Estas células son variables en su forma, en su mayoría son
dendríticos y elongados. Los iridóforos contienen un núcleo localizado cerca de la
región central. Los núcleos de estas células es elongado o con invaginaciones
profundas. El citoplasma de los iridóforos está lleno de placas hexagonales con
orientaciones variables. Cada placa está rodeada por una membrana y la longitud
del eje más largo de las placas varia de 1 a 1.2 µm. El citoplasma también
contiene mitocondrias, retículo endoplásmico, aparato de Golgi y ribosomas
(Zarnescu, 2007).
96
Figura 3.2. Distribución de las células en la piel de los peces (Hirata, y col., 2005).
epidermis
escama
xantóforos
iridoforos melanóforos
músculo
Iridóforos
97
Los iridóforos algunas veces son llamados también guanóforos, estas células
reflejan la luz debido a la presencia de placas de esquemocromos cristalinos
formados de guanina. Cuando estos son iluminados generan colores iridiscentes,
debido a la difracción de la luz dentro de las placas apiladas. La orientación de los
esquemocromos determina la naturaleza del color observado. Mediante el uso de
los biocromos como filtros de color, los iridóforos crean un efecto óptico conocido
como Tyndall o dispersión de Rayleigh produciendo colores azules o verdes
brillantes (Fujii, 2000). El tamaño, forma, número, conformación de las placas y la
distancia entre ellos son los que determinan la naturaleza del color observado
(Morrison, 1995; Morrison y col., 1995; Morrison y col., 1996).
Los leucóforos se encuentran en algunos peces y al igual que los iridóforos
están constituidos por cristales de purina (frecuentemente formados de guanina)
que reflejan la luz. Sin embargo estas células tienen cristales más organizados, lo
cual reduce su difracción y por lo tanto produce una luz blanca que puede ser
brillante (Fujii, 2000).
Los xantóforos contienen cantidades de pigmentos que proporcionan color
amarillo suministrados por los pteridosomas que miden aproximadamente 0.2 mm
de diámetro y son llamados xantóforos, los eritróforos son los que contienen
carotenoides que proporcionan color rojo/anaranjado principalmente. Sin embargo
vesículas que contienen pteridinas y carotenoides, algunas veces se encuentran
en la misma célula. Estas células son detectadas por la coloración amarilla y áreas
de color verde, y están localizadas en la capa superior de la dermis (Kuriyama y
col., 2006).
98
El arreglo espacial y combinación arquitectónica de los cromatóforos pueden
producir múltiples colores en la piel (Morrison, 1995; Morrison y col., 1996). Y se
han definido como unidad cromatóforo de la dermis en los vertebrados (Bagnara y
col., 1979; Hirata y col., 2005).
3.2.4 Crecimiento de los organismos acuáticos
El crecimiento es un parámetro biométrico importante en todos los
organismos, y en el sector acuacultura es de gran importancia en las actividades
para su aprovechamiento (Martínez-Porchas, 2005). Los organismos acuáticos
obtienen su energía a partir de los alimentos, donde es canalizada hacia el
crecimiento, el metabolismo basal y la reproducción, pero la mayor proporción de
energía adquirida se dirige hacia el crecimiento. Durante el proceso el organismo
dedica energía para la formación de estructuras y tejidos (Martínez-Porchas y col.,
2009).
Por lo que el estado nutricional es determinante para el crecimiento de los
peces. Algunos autores comentan que cada especie tiene distintos hábitos de
alimentación así como sus requerimientos nutricionales específicos (D´Abramo y
col., 1997).
Los alimentos están constituidos de macronutrientes entre los que se pueden
mencionar carbohidratos, lípidos y proteínas, de donde se obtiene la energía y la
formación de tejidos y hormonas (Lehninger, 1995; Martínez-Porchas, 2005).
Además de los requerimientos de los macronutrientes, también los micronutrientes
(vitaminas y minerales) son muy importantes para su crecimiento. Por lo que una
99
deficiencia de estos nutrimentos en los alimentos repercutirá de forma negativa
sobre el crecimiento (D´abramo y col., 1997; Watanabe y col., 1997).
Otro factor importante para un buen crecimiento es que los organismos se
encuentren sanos para que puedan alimentarse debidamente, ya que la tasa de
crecimiento se ve disminuida si el organismo se encuentra enfermo (Beamish y
col., 1996).
3.2.5 Alimentos microencapsulados
El método de microencapsulación se ha empleado principalmente en la
industria de alimentos para la protección de materiales, sólidos, líquidos o gases
de las condiciones indeseables del ambiente (Gharsallaoui y col., 2007).
Los microencapsulados han surgido en la acuacultura principalmente para
reemplazar o substituir parcialmente a los microorganismos vivos por un alimento
inerte capaz de alimentar a peces de Sparus aurata y Pagrus major. Se ha
recurrido a la tecnología de la microencapsulación para la búsqueda de una dieta
formulada capaz de inducir el crecimiento y desarrollo en larvas de peces, así
como también que contribuyan a reducir al mínimo la necesidad de utilizar
organismos vivos (artemia, microalgas y rotíferos) en los sistemas de cultivo,
desde los años ochenta surgieron los primeros intentos, para obtener dietas
completas que indujeran un crecimiento óptimo en los organismos acuáticos,
lográndose este objetivo, con los avances de la microencapsulación en la nutrición
acuícola (Cahu y Zambonino-Infante, 2001).
En las dietas microencapsuladas se tiene que tomar en cuenta varias
condiciones básicas: (estabilidad estructural, buena aceptación, flotabilidad,
100
rehidratación, palatabilidad, rápida ingestión y tamaño apropiado para la larva).
Una vez ingeridas, las partículas tienen que ser fácilmente fraccionadas por el
sistema digestivo (Yúfera y col., 2000). En la acuacultura ya se han elaborado
microencapsulados usando alginato de calcio como material pared, este material
es muy utilizado para la protección de los materiales activos ya que también
controla su liberación. El uso de la microencapsulación en las larvas depende de
la formulación de la dieta y la capacidad para transportar los macro y
micronutrientes al intestino delgado de los peces y además que sean bien
ingeridas y digeridas (Yúfera y col., 2003). Por lo que las mejoras en el crecimiento
larvario y supervivencia dependerá en gran medida de los avances en la nutrición
larval (Yúfera y col., 2005).
La calidad nutricional de la dieta, en los diferentes alimentos
microencapsulados pueden tener diferentes propiedades físicas y químicas
dependiendo de la técnica que se use para la obtención de las partículas. Y para
conservar la propiedades de los microencapsulados deben ser estables en el
agua, digeribles y tener buen sabor para la aceptación por el organismo (Yúfera y
col., 2003).
En estudios realizados por Fernández-Díaz y col. (1994) se confirma que en
especies como P. major pueden consumir alimentos inertes y microencapsulados
en su primera etapa de desarrollo larval. Así como también en larvas de camarón
(Litopaeaneus vannamei) se ha encontrado que la tasa de ingestión obtenida con
alimentos microencapsulados pueden tener valores similares comparados contra
el consumo de presas vivas (Pedroza-Islas y col., 2004). Por lo que estos estudios
apoyan la utilización de microcápsulas en la etapa de desarrollo de los peces,
101
como vehículo para obtener dietas nutricionalmente adecuadas. Sin embargo no
hay suficientes estudios para evaluar cómo es la desintegración del material pared
y de las partículas microencapsulados, para obtener una buena digestión y
absorción de los nutrientes por el epitelio intestinal (Yúfera y col., 1995).
Pedroza-Islas y col. (1999, 2000) han desarrollado dietas microencapsuladas
secadas por aspersión para larvas de camarón, encontrando que el tamaño de la
microcápsula, morfología y microestructura son afectados por el pH y por la
composición del material pared de la microcápsula. También proponen que la
flotabilidad y tiempo de disolución de la microcápsula en el agua es un criterio muy
importante para discriminar o seleccionar la mejor microcápsula para larvas de
camarón.
Para la elaboración de las dietas microencapsuladas se deben tomar en
cuenta algunos aspectos físicos como el tamaño, el cual debe ser de acuerdo al
tamaño del organismo en las diferentes etapas de desarrollo para que sean
fácilmente detectados por el pez, y de fácil acceso que no dificulte la ingesta
(Yúfera y col., 2003).
Se reporta que una baja densidad del alimento durante el hundimiento, así
como la intensidad de la luz, color de la micropartícula y estanque son factores
esenciales para la ingestión. Algunos pigmentos como la astaxantina, han sido
incorporados en los microencapsulados para mejorar la visibilidad de la partícula
por la larva (Cahu y Zambonino-Infante, 2001).
102
3.3 Justificación
El desarrollo de nuevos alimentos funcionales requiere de tecnología
innovadora para la incorporación de ingredientes en el alimento sin reducir la
disponibilidad o funcionalidad, para promover la salud, crecimiento, supervivencia
y pigmentación en el caso de peces ornamentales.
Actualmente la tendencia es que las dietas vayan dirigidas hacia mejorar la
salud de los organismos, buscando la adición de ingredientes con ciertos
beneficios, para prevenir enfermedades.
El uso de de diversos aditivos microencapsulados cada vez tiene más
importancia en la acuacultura, pues proporcionan un valor agregado al organismo,
en el caso de pigmentos microencapsulados son protegidos para evitar su
degradación y lleguen a su disposición final con mayor eficiencia en los
organismos.
103
3.4 Objetivos
3.4.1 Objetivo general
Evaluar el efecto de la dieta adicionada con pigmento microencapsulado de
jamaica (Hibiscus sabdariffa) sobre los parámetros biométricos de Carassius
auratus y en la pigmentación de la piel mediante análisis histológico.
3.4.2 Objetivos específicos
Evaluar el efecto de las diferentes concentraciones de pigmento
microencapsulados en los parámetros biométricos de (C. auratus).
Identificar cambios en la células que almacenan los pigmentos en C. auratus
por efecto del los microencapslados
104
3.5 Materiales y Métodos
3.5.1 Dietas experimentales adicionadas con pigmentos microencapsulados
Se utilizó dieta comercial en polvo para tilapia (Agribrands, PURINA S.A de
C.V. México), se le añadieron los pigmentos microencapsulados que se elaboraron
como se mencionó en el capítulo 2, estos se adicionaron a diferentes
concentraciones (150, 300, 450 mg de antocianinas/kg de alimento). A esta
mezcla se le adicionó almidón de papa (1%) previamente solubilizado en agua
destilada precalentada a 60ºC (Francis-Floyd, 2002). La dieta control se elaboro
igual a todos los tratamientos pero sin adicionarle pigmento microencapsulados.
La mezcla se peletizó en un molino de alimentos (KitchenAid, Canadá) a fin
de obtener pelets de 2 mm de diámetro, los cuales fueron secados en horno a
60ºC por 24 h. Los pelets se almacenaron en obscuridad con recipientes
herméticos y opacos a 4ºC (Royes y Chapman, 2003) para su posterior uso.
3.5.2 Cría experimental de los peces
Se emplearon alevines de pez japonés (C. auratus) de 8 semanas de edad y
con un peso de 7.0-7.5 g, los organismos se aclimataron a las condiciones del
laboratorio a una temperatura de 25 ± 2ºC, y un nivel de oxígeno disuelto de 7
ppm, alimentándolos con la dieta control durante una semana.
El bioensayo se realizó distribuyendo homogéneamente 10 peces por cada
pecera de vidrio de 20 L. Cada pecera se consideró como una repetición y cada
dieta experimental un tratamiento con tres repeticiones. Los peces se alimentaron
a saciedad tres veces al día (09:00; 13:00 y 18:00 h) en una proporción de 6% de
105
peso corporal durante 8 semanas, ajustándose cada semana su alimentación
(Kalinowski y col., 2005).
El bioensayo se llevo a cabo bajo un fotoperiodo de 12/12 h, con agua libre
de cloro y peceras equipadas con un filtro para extraer los sedimentos. Además,
se sifoneó el fondo de la pecera una vez por semana reponiendo 1/3 del volumen
total del agua de la pecera y se cambió total del agua cada ocho días (Yanar y
col., 2008). Durante el bioensayo se monitorearon diariamente los siguientes
parámetros: oxígeno disuelto (6-7 ppm), pH (7.3 - 7.5) y temperatura (25 ± 2ºC).
3.5.3 Evaluación de los parámetros biométricos
Durante el bioensayo se analizaron los siguientes parámetros biométricos:
peso corporal inicial y final, tasa de crecimiento [(peso final (g)-peso inicial
(g))/(peso inicial) * 100]; tasa de crecimiento específico [(Ln peso final (g)-Ln peso
inicial (g)/no. días)*100], el consumo de alimento [consumo de alimento (g) por los
peces durante el período de 8 semanas]; aumento de peso, tasa de conversión del
alimento [consumo de alimento (g)/ganancia de peso (g)] y la tasa de
supervivencia [(peces vivos al final/peces vivos al inicio)*100] (Gouveia y col,
2003; Kalinowski y col., 2005).
3.5.4 Análisis histológico
El análisis se realizó en tres peces de cada tratamiento a los cuales se les
diseccionó la aleta caudal, cabeza y dorso. Estos tejidos iniciaron el proceso de
fijación, seguida de la deshidratación gradual con etanol, esta metodología se
describió con más detalle la sección 1.5.6.1 del capítulo 1. En la inclusión de los
106
tejidos hubo algunas modificaciones con respecto al primer capítulo, ésta se
realizó de acuerdo a la NOM-003-ZOO-1994, haciéndose tres cambios en
parafina de 60 min a 60ºC dentro del histocasette, posteriormente se sacó el
histocasette y se coloca en un bloque de hielo por 1 h para después ser guardado
a -20ºC para su solidificación obteniéndose, un bloque sólido de parafina con la
muestra incluida.
Se realizaron 3 cortes histológicos en tres diferentes áreas de la muestra con
el micrótomo (LEICA, RM2125, China) de 6 µm de espesor. Los cortes se
colocaron en un baño de flotación a 38ºC la muestra se recogió del agua con una
laminilla, posteriormente se fijaron los cortes a 60ºC.
La tinción de los cortes se realizó con hematoxilina de Harris y eosina
amarillenta, cuyo procedimiento se describe en la Tabla 3.1. Fue realizado de
acuerdo a la NOM-003-ZOO-1994.
Una vez teñidas las muestras, se dejaron en xileno mientras se realizó el
proceso de montaje, la muestra se cubrió con resina sintética disuelta en xilol 60%
en peso colocando un cubreobjetos para fijar la muestra, evitando que se formaran
burbujas, se dejó secar a 50ºC para que se evaporara el xileno y se secara la
resina.
3.5.5 Observación de las muestras en el microscopio óptico
Las muestras se observaron en microscopio óptico (CARL ZEISS,
AXIOSKOP 40, Alemania) a diferentes objetivos 20, 40 y 100X. Siendo
fotografiados los tejidos con una cámara de video integrada al microscopio (Axio
Vision, 1cc1, software Axio Vision REL 4.8.2, Alemania).
107
Tabla 3.1. Pasos para teñir los cromatóforos con hematoxilina & eosina para la
observación de las células.
Compuesto de tinción ti Tiempo
Xileno I 3 min
Xileno II 3 min
Etanol xileno 3 min
Etanol absoluto I 3 min
Etanol al 90% 3 min
Agua destilada 3 min
Hematoxilina de Harris 10 min
Agua destilada 3 min
Alcohol ácido Tres rápidas sumergidas
Agua destilada 5 min
Carbonato de litio 3 min
Agua destilada Lavar abundantemente
Eosina 20 s a 1 min
Etanol al 96% 2 min
Etanol absoluto II 2 min
Etanol absoluto III 2 min
Etanol-xileno 2 min
Xileno III 5 min
Xileno IV 4 min
108
Se adquirieron 30 campos por tejido para el análisis de imágenes para definir
color, forma y tamaño, de las células identificadas en la piel (Hirata y col., 2003).
De los 30 campos capturados, se identificaron las células epiteliales.
3.5.6 Análisis estadístico
Para el análisis de los datos se aplicó un análisis de varianza (ANOVA) de
una vía con una comparación de medias aplicando Tukey con un nivel de
significancia de P˂0.05. El paquete estadístico que se utilizó fue Sigma plot
versión 11.0.
109
3.6 Resultados y Discusión
3.6.1 Evaluación de las dietas experimentales
En este bioensayo todas las dietas experimentales adicionadas con pigmento
microencapsulado así como el control fueron igualmente aceptadas por los peces,
la diferencia que se observó fue que los tratamientos con pigmentos de 150 y 300
mg de pigmentos microencapsulados/kg de alimento presentaron un incremento
de peso tres veces sobre el peso inicial (Tabla 3.2) comparados con el control y la
concentración de 450 mg de pigmento microencapsulado/kg alimento. Lo mismo
se observó en la tasa de crecimiento, las dietas suplementadas con pigmentos
microencapsulados con 150 y 300 mg de pigmento microencapsulado/kg alimento
tuvieron un efecto positivo en C. auratus observándose un efecto significativo
(P˂0.05) contra el control, con estas concentraciones se observó un incremento
en peso sin diferencia significativa, mientras que a mayor concentración de
pigmentos evaluada, el crecimiento se vió afectado negativamente. En
comparación con lo reportado para Colisa lalia se observó que los pigmentos no
tuvieron ningún efecto en el crecimiento al utilizar antocianinas (Barón y col.,
2008), por otro lado, en estudios con tilapia se observó que los pigmentos del tipo
carotenoide tienen un efecto positivo en el crecimiento (Ponce-Palafox y col.,
2004).
En la literatura se reportan algunos estudios sobre el uso de
microencapsulados en la acuacultura, con dietas que van dirigidos principalmente
a la alimentación de larvas de Sparus auratus y en otros peces marinos con el
objetivo de reemplazar a las dietas con microorganismos vivos, debido a los altos
costos de operación que se generan al cultivarlos y, por otro lado, mejorar la
110
eficiencia en el crecimiento (Yúfera y col., 1995) y, en camarones (Litopenaeus
vannamei), también ya se han realizado estudios sobre la dieta aplicando la
microencapsulación para obtener una dieta completa de nutrientes y que además
el material pared retenga todos los nutrientes hasta que sean liberados por el
sistema digestivo (Pedroza-Islas y col., 2004). En ambos trabajos los peces
aceptaron las dietas microencapsuladas mejorando el crecimiento.
En este trabajo la supervivencia de los organismos fue del 100%, sin
diferencia significativa entre los tratamientos. De manera similar el trabajo de
Barón y col. (2008) no se registró efecto negativo en la supervivencia alimentando
a los organismos con antocianinas.
Kop y Durmaz. (2008) determinaron que los pigmentos sintéticos son muy
costosos y aconsejan probar con fuentes diferentes de pigmento para la dieta, en
donde los carotenoides naturales tienen un impacto positivo en el crecimiento y
desarrollo gracias a su contenido de nutrientes.
Por otro lado, la microencapsulación de los pigmentos y su adición a la dieta
no afectaron las propiedades de estabilidad de los mismos ya que permanecieron
en el agua por 30 min sin que los pigmentos microencapsulados fueran lixiviados.
Esto se determinó haciendo extracciones de pigmentos a los microencapsulados
en el alimento después de permanecer en el agua.
En cuanto a la concentración de 450 mg de pigmento micro encapsulado/kg
de pigmento, el porcentaje de crecimiento y peso ganado no se vieron favorecidos,
ya que el consumo de alimento fue menor en comparación con el control y por lo
mismo se reflejó en el crecimiento pobre en comparación con los otros
tratamientos.
111
Tabla 3.2. Efecto de las dietas adicionadas con microencapsulados de jamaica (H. sabdariffa) en los parámetros
biométricos de (C. auratus)
Misma letra en la mima fila no existe diferencia significativa P˂0.05
Concentración de antocianinas microencapsuladas mg/kg alimento
Parámetros 0 150 300 450
Supervivencia % 100 100 100 100
Crecimiento % 172.50±9.17 b 193.92±0.58 a 191.81±5.80 a 135.97±4.13 c
Tasa especifica de crecimiento
1.39±0.046 b 1.49±0.002 a 1.48±0.02 a 1.192±0.024 c
Peso ganado (g) 4.46±1.59 b 5.181±0.122 a 5.193±0.81a 3.70±0.76 c
Alimento consumido (g) 12.96±0.34 a 11.91±0.73 a 12.03±0.83 a 13.10±0.60 a
Tasa de conversión alimenticia
2.79±0.45 b 2.29±0.86 c 2.31±0.33 c 3.54±0.13 a
111
112
Un resultado similar fue reportado por Ytrestoyl y col. (2006) quienes al
trabajar con Salmón del atlántico, observaron que el consumo de alimento está
correlacionado con la biomasa y el crecimiento, evidenciándose una reducción en
el crecimiento cuando incrementan la dosis de pigmentos en salmón del atlántico y
en bacalo del atlántico (Ytrestoyl y Bjerkeng, 2007).
El efecto adverso del crecimiento de pigmento posiblemente esté dado por la
alta concentración de pigmentos, la cual esté afectando la digestión y la absorción
de nutrientes (Ytrestoyl y Bjerkeng, 2007) Por otro lado se observó que a menor
concentración de pigmentos hay un efecto positivo en el crecimiento. Se ha
observado en truchas una correlación lineal entre la tasa de alimentación y la
absorción de nutrientes (Elliott, 2000). Por lo que una tasa de crecimiento positivo
está relacionada con una tasa de consumo alto y posiblemente mejor absorción de
nutrientes que van dirigidos hacia el crecimiento.
En cuanto a la tasa de conversión alimenticia también se observaron
diferencias significativas entre los grupos (Tabla 3.2), pues se observó una tasa de
conversión alimenticia mayor a 1 en todos los casos presentando las dietas de 150
y 300 mg de antocianinas/kg de alimento, un valor de 2 lo cual significa que son
los que aprovechan más el alimento para convertirlo en peso. Se reporta que la
tasa de eficiencia de alimentación es buena cuando está entre 1.5-2.0 (Craig y
Helfrich, 2002).
En el bioensayo la conversión del alimento se incrementó dando un valor
hasta de 3.5 con la dieta de 450 mg de pigmento/kg de alimento lo que sugiere
que el alimento no está siendo utilizado eficientemente, esto está relacionado
113
directamente con en el crecimiento y peso ganado (Tabla 3.2) ya que este lote de
peces presentó menor biomasa acumulada. Yanar y col. (2008) reportan una tasa
de conversión alimenticia que va en aumento cuando la dosis de pigmentos
incrementa, por lo tanto también se reporta una ganancia de peso bajo.
Por otro lado en bacalo atlántico observan que la tasa de conversión
alimenticia es menor cuando prueban una dieta de alta calidad en comparación
con una de baja calidad, pues la calidad del alimento es muy importante para una
buena digestibilidad de la proteína y lípido (Albrektsen y col., 2006).
Además se reporta que los peces no pueden tener una tasa de conversión
alimenticia del 100% ya que parte de esta energía es utilizada para otros procesos
importantes para su sobrevivencia por lo que no todo se refleja en el crecimiento.
La tasa de conversión alimenticia puede variar entre especies, de acuerdo a su
tamaño y su actividad así como los parámetros ambientales y en el sistema de
cultivo (Craig y Helfrich, 2002).
En la figura 3.3 se observa la apariencia física de los peces que fueron
alimentados con las dietas experimentales. La fotografía representa cada uno de
los tratamientos, en esta figura se observa la diferencia en la talla, observándose
peces de menor tamaño en los alimentados con 450 mg de pigmento micro
encapsulado/kg de alimento.
En algunos trabajos se reporta que la concentración de antocianinas es un
factor importante que limita probablemente la digestibilidad y por lo tanto la
absorción (Ytrestoyl y col., 2006).
114
.
Figura 3.3. Apariencia física de los peces alimentados con dietas adicionadas con
microencapsulados de antocianinas. A) Control, B) 150, C) 300, D) 450 mg de
antocianinas/kg alimento.
A B C D
115
3.6.2 Análisis estructural
En cuanto a la organización estructural de la piel, de manera general no se
observaron diferencias entre la aleta caudal, cabeza y dorso comparados con los
tejidos obtenidos de los organismos alimentados con la dieta (Fig. 3.4). Bonilla-
Lizarazo y col. (2008) describen que la piel se divide en epidermis y dermis, la
primera se subdivide en tres estratos y están compuestos de células epiteliales,
mucosas y algunas células clava o malpigia. La dermis está compuesta de células
mucosas y epiteliales, las células clava componen las células malpigianas o
células no diferenciadas.
En la figura 3.4 se muestra de manera general la estructura de la piel de los
peces, se pueden observar células mucosas las cuales están compuestas de
glucoproteínas secretoras de moco, estas células forman una capa superficial en
la piel y su función es proteger a la piel de varios factores, como reducir la fricción,
la evasión de depredadores y proteger contra bacterias causantes de infecciones
(Eliott, 2000). También se encontraron células malpigianas (Fig.3.5), las cuales a
su vez son componentes principales de las células epiteliales y son las que se
encuentran en la parte basal de la piel como células no diferenciadas (Bonilla-
Lizarazo y col., 2008).
116
Figura 3.4. Corte histológico de la piel de Carassius auratus. a) células epiteliales,
b) células mucosas y c) células malpigianas.
a
b
c
117
3.6.3 Identificación de las células en la piel
En la figura 3.5 se muestran las tres secciones del tejido (cabeza, dorso y
aleta caudal) de los organismos alimentados con la dieta control como de los
peces alimentados con las dietas experimentales. En las fotografías se logró
identificar la epidermis y dermis en cada corte en los peces alimentados con las
dietas experimentales, también se observan las células epiteliales que brindan
protección.
En los cortes se observa principalmente las células mucosas tanto en el
control como en las dietas experimentales, entre ellos no se observó una
diferencia en cuanto a la presencia de las células. Eliott. (2000) comenta que la
densidad de las células mucosas a lo largo del cuerpo podría garantizar una capa
de mucus homogénea sobre la superficie del pez que asegura la protección de la
piel. De acuerdo a la literatura en estos cortes no se identificaron células que
pudieran estar almacenando los pigmentos.
Debido a la conformación de la piel y a las células encontradas en la
epidermis, brindan una función protectora y de soporte a este pez.
3.6.4 Distribución de las células epidérmicas
Las células epidérmicas se cuantificaron y se observó que la distribución de
estas células en la cabeza, dorso y aleta caudal varía por efecto de las dietas
experimentales con pigmento microencapsulado (Tabla 3.3). La distribución de las
células epiteliales del cuerpo en peces de ornato no se encontró de forma
homogénea (Tabla 3.3).
118
A1 B1 C1 D1
A2 B2 C2 D2
A3 B3 C3 D3
Figura 3.5. Cortes de las diferentes zonas del cuerpo de C. auratus. Letra: A) grupo control, B)
concentración de 150 mg, C) 300 mg, y D) 450 mg/kg de alimento. Los números se refiere a la zona del
cuerpo, 1. Cabeza, 2. Dorso y 3. Aleta caudal.
118
119
Las diferencias observadas en dicha distribución fueron significativas
(P˂0.05) y fue afectada por la composición de la dieta. En este caso la dosis de
pigmentos microencapsulados, afectó la distribución y la densidad de las células
presentes en el cuerpo del pez, dónde la mayor densidad de las células se
observó en la cabeza seguida de la aleta caudal y dorsal (Tabla 3.3).
120
Tabla 3.3. Número de células epiteliales en la cabeza, dorso y aleta caudal
alimentados con antocianinas microencapsuladas.
Parte del cuerpo del pez
Concentración de
antocianinas (mg/kg)
Cabeza Dorso Aleta caudal
0 24.83±1.72 c 18.50±2.07 b 14.50±4.50 b
150 34.00±4.98 b 19.66±2.58 b 17.16±8.51 b
300 33.50±3.16 b 19.33±2.25 b 19.16±5.03 b
450 50.83±8.6 a 28.33±5.95 a 26.66±4.59 a
Misma letra en cada columna indica que no hay diferencia significativa (P˂0.05)
121
3.7 Conclusiones
Las dietas adicionadas con pigmento microencapsulado a diferentes
concentraciones afectó el crecimiento.
Se observó que a mayor concentración de pigmentos hay un incremento de
las células epiteliales.
Con estos resultados se puede sugerir el uso de los pigmentos
microencapsulados en la dieta para el crecimiento de los peces a dosis
menores de 450 mg de antocianinas/kg de alimento.
Los pigmentos microencapsulados a dosis altas en la dieta incrementan la
producción de células epiteliales, la cual tienen su efecto sobre la protección
de la piel en peces de C. auratus.
B C D
122
3.8 Referencias
Albrektsen, S., Mundheim, H. y Aksnes, A. 2006. Growth, feed efficiency,
digestibility and nutrient distribution in Atlantic cod (Gadus morhua) fed two
different fish meal qualities at three dietary levels of vegetable protein sources
Aquaculture, 261:626-640.
Bagnara, J.T., Matsumoto, J, Ferris, W., Frost, S.K., Turner, W. A., Tchen. T.T. y
Taylor, J. D. 1979. Common origin of pigment cells. Science, 203:410-415.
Barón, M., Davies, S., Alexander, L., Snellgrove, D. y Sloman, K. A. 2008. The
effect of dietary pigments on the coloration and behavior of flame-red dwarf
gourami, Colisa lalia. Animal Behaviour, 75:1041-1051.
Beamish, F. W. H., Sitja-Bobadilla, A., Jebbink, J. A. y Woo, P. T. K. 1996.
Bioenergetic cost of cryptobiosis in fish: rainbow trout Oncorhynchus mykiss
infected with Cryptobia salmositica and with an attenuated live vaccine. Diseases
of Aquatic Organisms, 25:1-8.
Bonilla-Lizarazo, R. J., Quintero-Virguez, M., Gómez-Ramírez, E., Rodríguez-
Caicedo, D. y Hurtado-Giraldo, H. 2008. Histología y morfometría de piel del pez
Eremophilus mutisii (Trychomecteridae, Siluriformes). Revista de Biología Tropical,
56: 885-893.
123
Cahu, C. L. y Zambonino-Infante, J. L. 2001. Substitution of live food by formulated
diets in marine fish larvae. Aquaculture, 200:161-180.
Chatzifotis, S., Pavlidis, M., Jimeno, C. D., Vardanis, G., Sterioti, A. y Divanach, P.
2005. The effect of different carotenoid sources on skin coloration of cultured red
porgy (Pagrus pagrus). Aquaculture Research, 36:1517-1525.
Colihueque, N. 2010. Genetics of salmonid skin pigmentation: clues and prospects
for improving the external appearance of farmed salmonids. Reviews of Fish
Biology and Fisheries, 20:71-86.
Craig, S. y Helfrich, L.A. Understanding Fish Nutrition, Feeds, and Feeding. 2002.
Virginia Cooperative Extension, 420-256. http://www.ext.vt.edu/pubs/fisheries/420-
256/420-256.html
D’Abramo, L., Conklin, D. y Akiyama, D. L. 1997. Crustacean nutrition. Advances
in World Aquaculture, vol. 6.
Elliott, D. G. 2000. Integumentary System. p. 271-300. In G. Ostrander. The
Laboratory Fish. Academic, Washington, DC, USA.
Fernández-Díaz, C., Pascual, E. y Yúfera, M. 1994. Feeding behavior and prey
size selection of gilthead seabream, Sparus aurata, larvae fed on inert and live
food. Marine Biology, 118:323-328.
124
Francis-Floyd, R. 2002. Fish nutrition. Fisheries and Aquatic Sciences. VM114 1-4.
Fujii, R. 1993. Cytophysiology of fish chromatophores. International Review of
Cytology, 143:191-255.
Fujii, R. 2000. The regulation of motile activity in fish chromatophores. Pigment
Cell Reserch, 13:300-319.
Gharsallaoui, A., Roudaut, G., Chambin, O., Voilley, A. y Saurel, R. 2007.
Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An
overview. Food Research International, 40:1107-1121.
Gouveia, L. y Rema, P. 2005. Effect of microalgal biomass concentration and
temperature on ornamental goldfish (Carassius auratus) skin pigmentation.
Aquaculture Nutrition, 11:19-23.
Gouveia, L., Rema, P., Pereira O. y Empis, J. 2003. Colouring ornamental fish
(Cyprinus carpio and Carassius auratus) with microalgal biomass. Aquaculture
Nutrition, 9:123-129.
Hirata, M., Nakamura, K. y Kondo, S. 2005. Pigment cell distributions in different
tissues of the zebrafish, with special reference to the stripe pigment pattern.
Development Dynamics, 234:239-300.
125
Hirata, M., Nakamura, K., Kanemaru, T., Shibata, Y. y Kondo, S. 2003. Pigment
cell organization in the hypodermis of Zebrafish. Developmental Dynamics,
227:497-503.
Hirunpanich, V., Utaipat, A., Morales, N. P., Bunyapraphatsara, N., Sato, H.,
Herunsalee, A. y Suthisisang, Ch. 2005. Antioxidant effects of aqueous extracts
from dried calyx of Hibiscus sabdariffa LINN. (Roselle) in vitro using rat low-density
lipoprotein (LDL). Biological and Pharmaceutical Bulletin, 28:481-484.
Kalinowski, C. T., Robaina, L. E., Fernández-Palacios, H., Schuchardt, D. y
Izquierdo, M. S. 2005. Effect of different carotenoid sources and their dietary levels
on the red porgy (Pagrus pagrus) growth and skin colour. Aquaculture, 244:223-
231.
Kop, A., Durmaz, Y. y Muge Hekimoglu, M. 2010. Effect of natural pigment source
on coloration of cichlid (Cichlasoma severum sp. Heckel, 1840). Journal of Animal
and Veterinary Advances, 3:566-569.
Kuriyama, T., Miyaji, K., Sugimoto, M. y Hasegawa. 2006. Ultrastructure of the
dermal chromatophores in a Lizard (Scincidae: Plestiodon latiscutatus) with
conspicuous cody and tail coloration. Zoological Science, 23:793-799.
126
Le Guellec, D., Morvan-Dubois, G.y Sire, J. Y. 2004. Skin development in bony fish
with particular emphasis on collagen deposition in the dermis of the zebrafish
(Danio rerio). Journal of Develomental Biology, 48:217-231.
Leclerco, E., Dick, J. R., Taylor, J. F., Bell, G., Hunter, D. y Migaud, H. 2010.
Seasonal variations in skin pigmentation and flesh quality of atlantic salmon
(Salmo salar l.): Implications for quality management. Journal of Agriculture and
Food chemistry, 58:7036-7045.
Lehninger, A.L. 1995. Bioquímica. Segunda Edición. Ediciones Omega S.A. de
C.V. Barcelona, España. 1117 pp.
Martínez-Porchas, M. 2005. Efecto de la proporción proteína/energía dietética en
el desempeño biológico de Litopenaeus vannamei en baja temperatura.
Universidad de Sonora. Tesis de Maestría. 47pp.
Masthay, M. B. 1997. Color changes induced by pigment granule aggregation in
chromatophores: A quantitative model based on Beer’s law. Photochemistry and
Photobiology, 66:649-658.
Morrison, R. L, Sherbrooke, W. C. y Frost-Mason, S.K. 1996. Temperature-
sensitive, physiologically active iridophores in the lizard Urosaurus ornatus: an
ultrastructural analysis of color change. Copeia, 804-812.
127
Morrison, R. L. 1995. A transmission electron microscopic (TEM) method for
determining structural colors reflected by lizard iridophore. Pigment Cell Reserch
8:28-36.
Morrison, R. L., Matthew, S. R. y Frost-Mason, S. K. 1995. Cellular basis of color
differences in three morphs of the lizard Sceloporus undulatus erythrocheilus.
Copeia, 19:397-408.
Paripatanamont, T., Tangtrongpairoj, J., Sailasuta, A. y Chansue N. 1999. Effect
of astaxanthin on the pigmentation of goldfish Carassius auratus. Journal of the
World Aquaculture Society, 30:454-460.
Pedroza-Islas, R. Gallardo, P. Vernon-Carter, E. J. García-Galano, T. Rosas, C.
Pascual, C. y Gaxiola, G. 2004. Growth, survival, quality and digestive enzyme
activities of larval shrimp fed microencapsulated, mixed and live diets. Aquaculture
Nutrition, 10:167-173.
Pedroza-Islas, R., Álvarez-Ramírez, J. J. y Vernon-Carter, E. J. 2000. Using
biopolymer blends for shrimp feedstuff microencapsulation. II. Dissolution and
floatability kinetics as selection criteria. Food Research, 33:119-124.
Pedroza-Islas, R., Vernon-Carter, E.J., Durán-Domínguez, C. y Trejo-Martínez, S.
1999. Using biopolymer blends for shrimp feedstuff microencapsulation. I. Particle
128
size, morphology and microstructure of microcapsules. Food Research, 32:367-
374.
Ponce-Palafox, J. T., Arredondo-Figueroa, J. L. y Vernon-Carter, E. J. 2004.
Pigmentación de la tilpia (Oreochromis niloticus) con carotenoides de flor de
cempasúchil (Tagetes erecta) en comparación con la astaxantina. Revista
Mexicana de Ingeniería Química, 3:219-225.
Prior, R. L. y Wu, X. 2006. Anthocyanins: Structural characteristics that result in
unique metabolic patterns and biological activities. Free Radical Research, 40:
1014-1028.
Rakers, S., Gebert, M., Uppalapati, S., Meyer, W., Maderson, P., Sell, A. F., Krus,
CH. y Paus, A. 2010. ‘Fish matters’: the relevance of fish skin biology to
investigative dermatology. Experimental Dermatology; 19: 313-324.
Robb, D. H. F. Measurement of flesh colour. In farmed fish Quality; kestin, s. C.,
warriss, p. D., eds.; blackwell science: Oxford, U.k., 2001; pp 298-306.
Royes, J. A. B. y Chapman, F. 2003. Preparing your own fish feeds. Institute of
Food and Agricultural Sciences, University of Florida; FL 32611. [Online].
Available:http://edis.ifas.ufl.ed
129
Souza, M. L. R., Dourado, D. M., Machado, S.D., Buccini, D. F., Jardim, M.I. A.,
Matias, R., Correia, C. y. Ferreira, I. C. 2003. Análise da pele de três espécies de
peixes: histologia, morfometria e testes de resistência. Revista Brasileira de
Zootecnia, 32:1551-1559.
Stone, L. M., Finger, T. E., Tam, P. P. y Tan, S. S. 1995. Taste receptor cells arise
from local epithelium, not neurogenic ectoderm. Proceedings of the National
Academy of Sciences, 92:1916-1920.
Torrisen O. 1985. Colonization of salmonids: factors affecting carotenoid
deposition in rainbow trout (Salmo gairdneri). Aquaculture, 46: 133-142.
Tyagi, R. y Shukla, A. N. 2002. Encyclopedia of Fishes. Series Anatomy of Fishes.
Fifth Edition. Nueva Delhi, India, 181-187p.
Watanabe, T., Kiron, V. y Satoh, S. 1997. Trace minerals in fish nutrition.
Aquaculture, 151:185-207.
Webb, J. F. 2000. Mechanosensory lateral line: Microscopic anatomy and
development, p. 463-468. In G. Ostrander. The Laboratory Fish. Academic,
Washington, USA.
Withers, P. C. (1992) Comparative Animal Physiology. Brook/ColeTomson
Learning, 94pp.
130
Xu, X., Jin, Z., Wang, H., Chen, X., Wang, C. y Yu, W. 2006. Effect of astaxanthin
from Xanthophyllomyces dendrorhous on the pigmentation of goldfish, Carassius
auratus. Journal of the World Aquaculture Society, 37:282-288.
Yanar, M., Ercen, Z., Hunt, A. O. y Buyukcapar, H. M. 2008. The use of alfalfa,
Medicago sativa as a natural carotenoid source in diets of golfish, Carassius
auratus. Aquaculture, 284:196-200.
Ytrestøyl, T. y Bjerkeng, B. 2007. Dose response in uptake and deposition of
intraperitoneally administered astaxanthin in Atlantic salmon (Salmo salar L.) and
Atlantic cod (Gadus morhua L.) Aquaculture, 263:179-191.
Ytrestoyl, T., Coral-Hinostroza, G., Hatlen, B., Robb, D. y Bjerkeng, B. 2006.
Carotenoid and lipid content in muscle of Atlantic salmon, Salmo salar, transferred
to seawater as 0+O1 smolts. Comparative Physiology and Biochemistry, 138B:29-
40.
Yúfera, M., Fernández-Díaz C. y Pascual. E. 2005. Food microparticles for larval
fish prepared by internal gelation. Aquaculture, 248:253-262.
Yúfera, M., Fernández-Díaz, C. y Pascual, E. 1995. Feeding rates of gilthead
seabream (Sparus aurata), larvae on microcapsules. Aquaculture, 134:257-268
131
Yúfera, M., Fernández-Díaz, C., Pascual, E., Sarasquete, M.C., Moyano, F.J.,
Díaz, M., Alarcón, F.J., García-Gallego, M. y Parra, G. 2000. Towards an inert diet
for first-feeding gilthead seabream (Sparus aurata l.) larvae. Aquaculture Nutrition,
6:143-152.
Yúfera, M., Kolkovski, S., Fernández-Díaz, C., Rinchard, J., Lee, K. J. y
Dabrowski, K. 2003. Delivering bioactive compounds to fish larvae using
microencapsulated diets. Aquaculture, 227:277-291.
Zarnescu, O. 2007. Ultrastructure of the skin melanophores and iridophores in
paddlefish, Polyodon spathula. Micron, 38:81-84.
132
RECAPITULACION
En el primer capítulo se presentó la evaluación de la harina de jamaica en la
dieta del pez dorado en el que se destacó la importancia de usar los pigmentos
naturales como una alternativa en la acuacultura en peces de ornato, también se
destaca la falta de información en el uso de los pigmentos para la coloración de
peces de ornato. Este primer capítulo dio la pauta para poder usar los pigmentos
de jamaica en la dieta para peces dorados pues hasta ahora no se habían
reportado estudios sobre la utilización de la jamaica en la acuacultura, lo que se
observó fue que la harina de jamaica es aceptado en la dieta de los peces y no
presenta un efecto negativo en los parámetros biométricos por lo que dio la pauta
para continuar con los estudios.
En el segundo capítulo, sé abordó el aspecto de la necesidad de proteger los
pigmentos que son fácilmente degradados por diferentes factores por lo que se
recurrió a la microencapsulación como una herramienta para evitar que las
antocianinas se degraden durante el manejo de la dieta. De este estudio se
obtuvieron exitosamente los pigmentos microencapsulados utilizando
maltodextrina como material pared, los microencapsulados presentaron con forma
esférica libre de grietas y con buena eficiencia de encapsulación por lo que se
utilizaron como aditivo en el alimento de los peces dorados.
En el tercer capítulo se abordó el uso de las antocianinas microencapsulados
adicionadas a la dieta para C. auratus y su efecto en la pigmentación de la piel así
como y supervivencia, observándose un efecto negativo de los pigmentos
microencapsulados en el crecimiento, peso ganado, tasa de conversión alimenticia
133
Como se pudo observar en este estudio la jamaica tuvo un comportamiento
diferente cuando es adicionada como harina ya que se observó un aumento en el
crecimiento de los organismos cuando la concentración de los pigmentos también
se incrementa, mientras que con antocianinas microencapsuladas tienen un efecto
muy claro en el crecimiento observándose un bajo crecimiento y peso ganado
cuando se incrementa la concentración de pigmentos microencapsulados.
Por lo que se recomienda usar la harina de jamaica para obtener peces de
mayor tamaño, mientras que al usar antocianinas microencapsuladas es posible
que el proceso de microencapsulación está afectando la utilización de los
pigmentos por los peces, pero se podría recomendar la dieta adicionada con
microencapsulados a una concentración específica para peces que solo se quiera
incrementar el peso, además se pueden obtener peces más saludables debido a
todas las propiedades de las antocianinas que presentan, además de que en la
acuacultura no se ha explotado este tipo de pigmentos en peces de ornato ni
peces comestibles.
134
ANEXOS
1. Publicación del artículo
Verónica Pérez-Escalante, Gabriel Aguirre-Guzmán, Pablo Emilio Vanegas-
Espinoza y Alma Angélica Del Villar-Martínez. 2012. Effect of Anthocyanin´s
Extract from Flour of Roselle Calyx (Hibiscus sabdariffa) on Growth and
Pigmentation of Goldfish (Carassius auratus). Thai Journal Veterinary and
medicine 42(1):107-111.
2.- Participación en congresos
Participación en el 7 Encuentro Nacional de Biotecnología del Instituto Politécnico
Nacional. Efecto de los extractos de jamaica (Hibiscus sabdriffa) sobre los
parámetros nutrimentales en Carassius auratus.
Participación en el VIII Encuentro Participación de la Mujer en la Ciencia.
Obtención de microencapsulados de antocianinas de jamaica (Hibiscus
sabdariffa) mediante el secado por aspersión.
135
136
137
138
139
B
![INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL · Instituto Politécnico Nacional ÍNDICE [Escribir texto] INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL ESCUELA SUPERIOR DE INGENIERÍA MECÁNICA Y ELÉCTRICA](https://img.pdfslide.net/doc/110x75/5e727d63eb19c64ebc38993a/instituto-politcnico-nacional-instituto-politcnico-nacional-ndice-escribir.jpg)
