INTRODUCCIÓN - Repositorio Universidad de …repositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/13966/1/SULLAY VERA BEDOR II... · largo de la historia, las enfermedades diarreicas han constituido

1

INTRODUCCIÓN

La cryptosporidiosis es una zoonosis de amplia distribución mundial, causada

por diversas especies de Cryptosporidium, más frecuente en individuos

jóvenes, que se caracteriza por ocasionar diarreas en seres humanos y otros

mamíferos, aunque en algunas especies la infección cursa sin manifestaciones

clínicas. Los trabajos publicados sobre cryptosporidiosis de animales en

Argentina mencionan su detección en cerdos y bovinos. Esta parasitosis habría

sido detectada por primera vez en el año 1983, en Argentina en animales

domésticos (Levine ,N. D. 1984).Posterior-mente, se confirma su participación

como agente etiológico de la diarrea neonatal del ternero (Genta et al.,1993).

Actualmente son 13 las especies de Cryptosporidium que se consideran

válidas, de ellas, 6 son zoonóticas ( Levine , N.D.1984), y ninguna de las 13 se

puede distinguir por medio de estudios morfológicos o por el hospedador al

cual parasitan.

Este organismo presenta interés en salud pública debido a su carácter

zoonótico y ha sido identificado con frecuencia en bovinos, particularmente en

los becerros (Becher et al., 2004; Santín et al., 2004), en los cuales constituye

uno de los principales agentes etiológicos de la diarrea neonatal (de la Fuente

et al., 1999; Moore y Zeman, 1991; Naciri et al., 1999; Uga et al., 2000).A lo

largo de la historia, las enfermedades diarreicas han constituido una de las

primeras causas de muerte en la infancia y aún en nuestro días ocupan uno de

los tres primeros lugares en la tasa de mortalidad en los países

subdesarrollados.su distribución es cosmopolita, habiéndose realizado

múltiples estudios a lo largo de estos años .

2

El objetivo del presente trabajo es comprobar la presencia del

cryptosporidium en terneros sanos y diarreicos, su presentación hasta los

120 días de nacidos, su asociación bacteriana y síntomas que los caracterizan.

Y por ser este un patógeno emergente, se considera de importancia su

publicación y divulgación por tratarse de un problema de relevancia en salud

pública.

3

I.- OBJETIVOS

1.1.- Objetivo General.

1.1.1.- Detectar infecciones por Criptosporidium parvum en terneros en el

cantón Bucay- Guayas.

1.2.- Objetivos Específicos

1.2.1.-Evaluar el nivel de contagio del Criptosporidium parvum en terneros.

1.2.2. Proporcionar datos estadísticos de la incidencia del Criptosporidium

parvum en la zona de Bucay.

1.2.3.-.Recomendar el como disminuir la transmisión de los ooquistes de

Criptosporidium por medio de medidas de manejo .

4

II.-MARCO TEÓRICO

La criptosporidosis en bovinos jovenes es causada por el C. parvum

(McCluskey et al., 1995) cuyos oocistos son de forma esferoidal, de 4,5-5,4

mm, contentivo de cuatro esporozoítos y granulaciones negruzcas

citoplásmaticas (Levine, 1984).

El mecanismo por el cual el C. parvum causa diarrea se desconoce, aunque

algunos autores (Sloper et al., 1982) consideran que podría ser debido a la

mala absorción por la atrofia de vellosidades con su consiguiente disminución

del área de absorción y de las enzimas. El daño intestinal esta relacionado con

la intensidad de la infección (Genta et al., 1993).

a) TAXONOMIA

El género Cryptosporidium está incluido en el phylum Apicomplexa, Clase

Sporozoa, Subclase Coccidia, Orden Eucoccidiida, Suborden Eimeiina, Familia

Cryptosporidiidae. Actualmente con base en la especificidad de hospedador,

morfología de los ooquistes y lugar de infección se consideran válidas seis

especies dentro del género ( Cordero del Campillo M. 1999) (Tabla 1.)

(Causape Vallenzuela Ana Carmen, 1997)

b) ESPECIE HOSPEDADOR LOCALIZACIÓN

C.parvum Mamíferos Intestino

C.muris Mamíferos Estómago

C.meleagridis Aves Intestino, Bolsa de Fabricio

C.baileyi Aves Traquea, Bolsa de Fabricio

C.serpentis Reptiles Estómago

C.nasorum Peces Intestino, Estómago.

5

c) CICLO BIOLÓGICO

En los bovinos, C.parvum invade las células superficiales de la mucosa

intestinal, permaneciendo extra citoplasmáticamente dentro de una

invaginación en la membrana celular del hospedador. (Olson, M. O´Handley, R.

Et al. 2004)

El ciclo de C.parvum es el ciclo clásico de coccidios el cual incluye un ciclo

merogónico con dos generaciones de merontes y un ciclo gametogónico con

macrogametos y microgametos y una esporogonia. La diseminación de la

infestación y el tratamiento de la enfermedad dependen de:

1. Las condiciones, las enzimas pancreáticas y las sales biliares; sin

embargo, a diferencia de otras coccidios pueden liberar sus esporozoitos

en una solución acuosa caliente. Esta espontánea excitación explica en

parte, la habilidad del parásito para infectar tejidos diferentes al intestino

tales como la conjuntiva del ojo y tracto respiratorio. (Quilez Cinca

Joaquín, 1994)

2. La localización dentro de las células del epitelio gastrointestinal y

respiratorio, aunque su localización extracitoplasmática juega el papel

más importante en muchos de los agentes antimicrobianos que inhiben

el crecimiento de Cryptosporidium.

3. Dos estados pueden causar la autoinfección, la recirculación del

meronte tipo I y la pared delgada de los ooquistes como consecuencia

de la ausencia de respuesta inmune protectora contra el parásito.

4. El ooquiste con pared delgada y altamente esporulado puede salir por

las heces y ser infeccioso inmediatamente, además los ooquistes

pueden sobrevivir relativamente un largo tiempo en ambientes acuosos y

pueden viajar considerables distancias. (Graaf, Dirk et al 1999).

6

El ciclo biológico comprende básicamente cinco etapas:

1) Desenquistamiento: liberación de esporozoitos infectantes.

2) Esquizogonia – Merogonia: multiplicación asexual en las células del

hospedador

3) Gametogonia: formación de micro y macrogametos

4) Formación de la pared del ooquiste: para dar lugar a una fase de

resistencia en el

5) medio ambiente y así poder infestar a otro hospedador

6) Esporogonia: formación de esporozoitos infectantes. (Causape

Valenzuela, Ana Carmen 1997)

INGESTIÓN ESPOROZOITO TROFOZOITO MEROZOITO I

INHALACIÓN

MEDIO AUTO MICROGAMETO MEROZOITOII

EXTERIOR INFECCIÓN

OOQUISTE OOQUISTE MACROGAMETO MEROZOITOS

ESPORULADO ESPORULADO

CIGOTO1

d) EPIDEMIOLOGÍA

C.parvum es uno de los agentes etiológicos del síndrome de diarrea neonatal

más común en terneros. Sin embargo, las infecciones mixtas entre C.parvum y

otros agentes bacterianos y virales causantes de las diarreas neonatales son

muy frecuentes incluyendo rotavirus, coronavirus, E.coli y con menor

frecuencia Salmonella sp o Clostridium perfringens. Afecta

fundamentalmente a terneros menores de 6 semanas. El periodo de incubación

puede variar de 2 – 10 días y la diarrea puede persistir entre 2 – 14 días.

(Quilez Cinca Joaquín, 1994).

7

C.parvum es ubicuo, presenta un gran número de reservorios zoonóticos y es

altamente infeccioso, por lo que cualquier persona corre el riesgo de adquirir la

infección. Sin embargo, existe una serie de factores que aumentan el riesgo de

su adquisición y se concentran en los siguientes puntos:

Deficiencia inmunitaria

Contactos zoonóticos por diferentes actividades educacionales y/o

recreacionales

Contacto con un caso de diarrea

Condiciones higienicosanitarias deficientes

Exposición a aguas recreacionales o consumo de agua procedente de

abastecimientos tratados inadecuadamente).

Los resultados de investigaciones realizadas en los últimos años, sugieren que

C.parvum es, a nivel mundial, uno de los principales agentes enteropatógenos

desencadenantes de diarreas,no solo en individuos inmunocomprometidos,

sino también en personas inmunocompetentes, poblaciones infantiles con

trastornos nutricionales u otras enfermedades infecciosas. (Méndez, Fernando

2002)).

La vía más común de transmisión tanto en los humanos como en los animales

es la ingestión de ooquistes eliminados en las heces de los individuos

infestados, bien sea por contacto directo, contaminación alimentaria o

contaminación hídrica. (Freire Santos, 2000).

Los ooquistes pueden estar presentes en todo tipo de aguas, se han detectado

en aguas superficiales tales como ríos, arroyos y embalses, piscinas, aguas

residuales depuradas y no depuradas, así como en agua potable.

La cantidad de ooquistes presentes en el agua dependen de la fuente de

contaminación, así como del tamaño de la comunidad y su grado de infección.

8

La contaminación de aguas superficiales por tareas agrícolas o ganaderas es

1.5 – 1.9 veces mayor que la contaminación ocasionada por los humanos. No

obstante la contaminación en aguas superficiales es mucho menor que la

encontrada en aguas residuales. En aguas superficiales se han detectado

concentraciones de 112 ooquistes / litro, mientras que en aguas residuales

tratadas o no tratadas la concentración puede oscilar entre 3.960 – 13.700

ooquistes / litro. (Causape Valenzuela Ana Carmen, 1997).

Ooquistes de C. parvum encontrado a través de la técnica de flotación.

Observados en aumento de 100x.

Ooquistes de C. parvum observados por medio de la coloración negativa con

Fuscina. Aumento 100x.

Ooquiste de C. parvum 6 viables. Utilizando la técnica de colorantes vitales y

microscopia de fluorescencia.

Ooquiste de C. parvum observado por microscopia electrónica

e) DIAGNÓSTICO

El diagnóstico de las formas intracelulares del parásito se realiza mediante el

estudio de las biopsias intestinales; la mayoría de los estadios del parásito son

basófilos y se tiñen bien con hematoxilina-eosina o con la tinción de Giemsa.

La detección de ooquistes se realiza en las heces del paciente y su excreción

coincide con los síntomas clínicos, aunque pueden aparecer de forma

esporádica después de la resolución de los síntomas. Si se sospecha una

infección extraintestinal, pueden buscarse ooquistes en la bilis o en muestras

respiratorias. Los ooquistes tienen un tamaño semejante a las levaduras y,

para su identificación correcta, es necesario realizar tinciones; en estas, los

ooquistes pueden presentar variaciones en función de la edad, de la viabilidad

y del estado de desarrollo. Para diferenciar los ooquistes de C. parvum de las

levaduras en los sedimentos de las heces, se puede realizar una tinción

temporal con lugol, tomando el color amarillo las levaduras y permaneciendo

9

incoloros los ooquistes, también es frecuente la aparición de cristales

romboidales de Charcot-Leyden junto a los C. parvum en estos sedimentos.

La fijación de las heces puede realizarse con formalina al 10% o con SAF

(acetato de sodio/ácido acético/formol). La fijación con alcohol polivinílico (PVA)

puede interferir en las tinciones y en el método de concentración formol-éter. La

tinción de referencia está basada en la demostración de las características de

ácido-alcohol resistencia del parásito, tanto en frío como en caliente. Como

decolorante se emplea ácido sulfúrico o ácido clorhídrico en concentraciones

entre el 1 y el 3% (en metanol y en etanol al 70%, respectivamente) durante 15-

20 seg. Las tinciones con fluorocromos (auramina-rodamina) requieren

confirmación mediante una tinción de Ziehl-Neelsen modificada. La viabilidad

de los ooquistes puede determinarse con el empleo del colorante DAPI

(diamidino-fenil-indol).

La concentración mediante centrifugación por la técnica del formol-eter o

formol-acetato de etilo ha demostrado su eficacia en el procesamiento de las

muestras clínicas, pero mejora su sensibilidad prolongando el tiempo de

centrifugación. En un estudio se comparó la centrifugación a 400 x g durante 2

min con la de 500 x g durante 10 min, y se observó que esta última aumentaba

la sensibilidad del 86 al 99%. También se pueden emplear técnicas de

flotación, como soluciones saturadas de cloruro sódico, sulfato magnésico,

sacarosa, ioduro potásico y sulfato de zinc, y Ficoll® . La comparación de las

diversas técnicas de concentración ha mostrado resultados discrepantes.

Algunos estudios cuantitativos llevados a cabo en modelos experimentales

demuestran que sólo un pequeño porcentaje de los ooquistes excretados

presentan la característica de ácido-alcohol resistencia, pero este porcentaje se

incrementa cuando aumenta el tiempo entre el momento de la excreción y de la

tinción. El tratamiento de las heces con agua oxigenada (a una concentración

final de 5 volúmenes, durante 10 min) hace que todos los ooquistes sean ácido-

alcohol resistentes y, por lo tanto, la sensibilidad de las tinciones puede

incrementarse hasta 40 veces. Debido a que, frecuentemente, se asocia la

10

presencia de Cryptosporidium y Microsporidium en los pacientes con VIH,

se han diseñado tinciones que detectan la presencia de ambos parásitos.

Existen métodos de detección de antígenos en heces por inmunofluorescencia,

hemaglutinación y ELISA que presentan buenos resultados, incluso superiores

a los métodos tradicionales.

También hay técnicas de inmunofluorescencia para la detección conjunta de C.

parvum y Giardia intestinalis.

Se han descrito varios métodos de amplificación, basados en la PCR, con la

utilización de cebadores específicos para Cryptosporidium, que consiguen

una alta sensibilidad y especificidad en la detección de este parásito en

muestras clínicas y ambientales.

También mediante técnicas de biología molecular se ha conseguido diferenciar

las distintas especies del género (amplificación de un fragmento de 554 pb y

corte con el enzima de restricción MaeI, que identifica C. parvum ). La

diferenciación de los genotipos de C. parvum también se realiza por esta

metodología. La amplificación de un fragmento de 298 pb del rRNA 18S mostró

que, en ocho de nueve cepas animales y tres humanas aparecía la secuencia

TATATTT, mientras que en siete de las 10 de origen humano la secuencia era

TTTTTTTTTTT, lo que permitió diseñar cebadores que diferenciaban el origen

de cada cepa.

Para el diagnóstico del parásito en los pacientes inmunocompetentes es

necesario el procesamiento de tres muestras de heces mientras que, en los

pacientes infectados por el VIH, podría examinarse una única muestra,

recomendándose el procesamiento de una segunda si la primera fuera negativa

y existiera una elevada sospecha clínica

11

f) TRATAMIENTO

La mayoría de los fármacos son ineficaces por lo que se recomienda un

tratamiento sintomático. (Causape Valenzuela Ana Carmen, 1997)

.

En rumiantes la administración de antibióticos (enrofloxacina, la paromomicina

(HUMATIN), colistina), es utilizada para prevenir complicaciones bacterianas. el

lactato de halofuginona(HALOCUR) que ofrece una alternativa terapéutica y el

lasolocid sódico(BOVATEC) han demostrado una eficacia parcial (Freire

Santos, Francisco, 2000). Asi como una rehidratación por vía oral.

En el campo la inmunidad pasiva no protege a los terneros ni corderitos contra

la infestación natural. Para controlar la enfermedad son importantes las

medidas de higiene preventiva con el objetos de destruir las formas externas

del parásito y prevenir la transmisión entre animales y desde el medio al

hospedador. (Graaf, Dirk et al. 1999).

g) PREVENCIÓN Y CONTROL

Una buena higiene durante la gestión de todo el rebaño es importante para

reducir la incidencia de la criptosporidiosis. Aislamiento de terneros enfermos a

un área separada para reducir la contaminación también es importante. La

presa y la pantorrilla deben proporcionar una buena nutrición, y la

administración de alto calidad del calostro en las primeras seis horas después

del nacimiento ayuda a reducir la infección.

h) MODELOS EXPERIMENTALES

Estudios realizados en voluntarios sanos demuestran que puede producirse

infecciones por la ingestión de menos de 3000 ooquistes. Histológicamente, el

parásito se localiza dentro de las células epiteliales y pueden aparecer

procesos de fusión o pérdida de vellosidades intestinales, hiperplasia de las

12

criptas y cambios inflamatorios en la lamina propia con presencia de linfocitos,

neutrófilos, células plasmáticas y macrófagos..

Los linfocitos T CD4+ son mediadores inmunológicos importantes en el control

de la infección y se ha demostrado, en modelos experimentales, la asociación

entre el déficit de los linfocitos T y la persistencia de la infección. Se detecta la

presencia de anticuerpos del tipo IgG e IgM en todos los enfermos, incluidos

los infectados por el VIH. Aparecen a los seis días de la infección y se

mantienen durante muchos meses, incluso más de un año.

También es posible detectar la presencia de IgA en el líquido duodenal de los

pacientes, apareciendo a los 4-6 días de la infección y desapareciendo a los

15-20 días; según algunos datos experimentales, estos anticuerpos podrían

estar implicados en la resolución del cuadro clínico.( Spano , Crisanti .2000)

La proteína CSL, de aproximadamente 1300 kDa es la glucoproteína apical de

los esporozoitos y merozoítos y su neutralización con anticuerpos

monoclonales protege de la infección en un modelo in vivo. Es la responsable

de la infectividad del esporozoito, ya que se une a las células epiteliales

intestinales y, por lo tanto, es una diana prometedora en el diseño de vacunas.(

DuPont , Chappell, Sterling , Okhuysen , Rose,1995)

En otros estudios se investigaron 418 terneros de seis unidades de una

empresa pecuaria de la provincia Granma. A éstos se le realizaron las

determinaciones de Cryptosporidium por la técnica de Ziehl-Neelsen

modificada. Los animales diarreicos, 174 en total, se investigaron

parasitológicamente según las técnicas utilizadas por el Instituto de Medicina

Veterinaria. A un grupo de terneros positivos a Cryptosporidium sp. (30) se le

determinó la presencia de bacterias y rotavirus. Las enterobacterias fueron

investigadas según las técnicas descritas por la FAO (1985) y los rotavirus por

la técnica de determinación de RNA en gel de poliacrilamida para rotavirus. Las

diarreas producidas por Cryptosporidium se caracterizaron clínicamente.

13

Para determinar las diferencias significativas en el diagnóstico del

Cryptosporidium se empleó la prueba de F de Fischer con un nivel de 0.001.

En los animales investigados se pudo comprobar la alta presencia del

Cryptosporidium en el ternero hasta 15 días de nacido, a partir de esta edad

el diagnóstico de este protozoo en las heces de los mencionados animales

disminuye significativamente (P<0.001), hasta no aparecer en las heces fecales

de los terneros mayores de 60 días. Se pudo conocer también el alto índice de

diarreas en los casos positivos a Cryptosporidium en los animales hasta 30

días de nacidos. Estos valores son superiores a los notificados por Alonso...[et

al], (1986) en terneros hasta 30 días de nacidos. Rodríguez...[et al], (1989), en

hijos de vacas positivas informan un 64 %, resultados que son similares a los

encontrados en este trabajo. Amadeo (1995) y Amadeo...[et al.], (1996)

encuentran valores de la incidencia de este parásito algo inferiores a los

nuestros (40,9 a 56.0).

En relación con el índice de diarreas en terneros positivos a Cryptosporidium,

se pudo encontrar una alta presentación 60 (55,55%) y 6 (10,00 %) en los

grupos de 1-15 y 16-30 días de nacidos respectivamente, superiores a los

reportados por Rodríguez...[et al.], (1989).

En 30 animales diarreicos y positivos al Cryptosporidium en terneros

neonatos, 10 resultaron positivos a E. Coli, que coincide con lo reportado por

Rivero...[et al.], (1988). Por otra parte Moore y Zeman (1991) encontraron

asociaciones con rotavirus, E. coli y Salmonella sp., entre otros. En este caso

no se aislaron bacterias del género Salmonella por la vacunación sistemática

contra este agente; tampoco se pudo comprobar la circulación de rotavirus.

14

Mientras tanto sigue considerándose al C. parvum como un organismo ubicuo

y ha sido reportado desde muchas regiones geográficas del mundo. En

Venezuela, el estudio sobre Cryptosporidium sp. en el ganado bovino es

incipiente; no obstante, este parásito ya ha sido identificado en becerros de

explotaciones ganaderas de algunas zonas del país (Surumay y Alfaro, 2000;

Valera et al., 2001; Díaz de Ramírez et al., 2004).

En estudios conducidos en rebaños lecheros donde se evaluaron los factores

asociados con el riesgo de infección, se ha señalado que los primeros 30 días

de vida de los animales se corresponde con el período de máximo riesgo de

infección con C. parvum (Castro-Hermida et al., 2002a; Becher et al., 2004), el

cual se incrementa en condiciones de hacinamiento y cuando las medidas de

higiene y ciertas prácticas de manejo son deficientes (Atwill et al., 1999;

Mohammed et al., 1999).

De esa forma, los becerros menores de un mes constituyen la población más

vulnerable y cualquier esfuerzo diseñado para controlar la infección por C.

parvum debe ser dirigido principalmente a este grupo de edad, en donde el

parásito puede impactar adversamente sobre la salud de los animales,

particularmente como agente causal de diarrea, ya sea sólo o en combinación

con otros enteropatógenos (Atwill et al., 1999; Mohammed et al., 1999).

En la ganadería de doble propósito se requiere un mayor conocimiento del

curso de la infección por Cryptosporidium sp., en particular durante el

15

período de mayor riesgo de infección. Esto permitiría desarrollar medidas

preventivas adecuadas, tendientes a reducir la contaminación ambiental y el

riesgo para la salud animal y humana.

En la Tabla 3 se hallan los datos sobre las muestras de mf de terneros con

ooquistes, por establecimiento.

i) EL PAPEL DE LOS PROTOZOOS EN LA DIARREA DE TERNEROS

El síndrome de diarrea neonatal en terneros es unas enfermedades

multifactorial causada por una extensa variedad de patógenos entéricas. C.

parvum está considerado como el microorganismo entérico más importante en

esta fase. En un estudio reciente, se detectó en un 44% de las heces de

terneros diarreicos en Irlanda, en el 52% en España y Alemania, en el 62% en

Bélgica y en el 68% en Francia.

Otros patógenos como los rotavirus, los coronavirus y E. coli suelen aislarse

con menor frecuencia, posiblemente debido a los programas vacúnales. Las

infecciones concurrentes con dos o más agentes ocurren con frecuencia bajo

condiciones de campo. Tras la ingestión oral de ooquistes por parte de los

http://www.scielo.cl/scielo.php?pid=S0717-77122006000100014&script=sci_arttext&tlng=en#t3

16

terneros, los esporozoitos infectan las células epiteliales e inician el desarrollo

asexual, sobre todo, en el intestino delgado y, esporádicamente, en el intestino

grueso.

La infección da lugar a atrofia villosa que provoca una diarrea acuosa profusa,

sobre todo en terneros de entre 5 y 30 días de vida. La diarrea suele ser

autolimitante, pero puede dar lugar, sin embargo, a una infección crónica o

fatal. Aunque los síntomas clínicos no son específicos y pueden variar

considerablemente dependiendo de el estadio inmunológico y nutricional del

hospedador, puede sospecharse de criptosporidiosis basándose en una

combinación de síntomas y una posible anamnesis de infección por

Cryptosporidium en la granja.

Sin embargo, el diagnóstico tiene que confirmarse por examen del material

fecal del hospedador. Las técnicas coproscópicas clásicas incluyen la

detección microscópica de ooquistes bien en muestras nativas o teñidas. Tanto

la tinción de Ziehl-Nielsen como la de carbofucsina son técnicas relativamente

baratas, pero requieren el trabajo de técnicos especialistas.

Los métodos inmunológicos como la inmunofluorescencia (IFA) y el ELISA

detectan antígenos de los ooquistes en las heces y parecen ser más sensibles

y específicas que la microscopía. Aunque los ensayos inmunológicos se

desarrollaron originalmente para su uso en muestras humanas y no han sido

evaluados correctamente para su aplicación en muestras de bovinos, datos

recientes han confirmado una mayor sensibilidad y, especialmente,

especificidad del ELISA y la inmunofluorescencia respecto a la técnica de

carbofucsina.

La necesidad de equipo y personal especializados limitan el uso de técnicas

inmunológicas a laboratorios especializados, lo que incrementa de forma

considerable los costes. Recientemente, se ha evaluado una prueba

inmunocromatográfica , que ha sido considerada como una buena y práctica

alternativa para el diagnóstico de la criptosporidiosis clínica.

17

El diagnóstico inmunoserológico es poco apropiado, ya que un incremento en

el título de anticuerpos específicos sólo puede detectarse tras la fase clínica de

la infección. Ya que los quistes de C. parvum son infectivos inmediatamente

después de su excreción, las medidas de control deben tener como objetivo

reducir o prevenir la transmisión de los ooquistes, principalmente por medio de

medidas de manejo y por el uso de protocolos de desinfección adecuados para

destruir los ooquistes infectivos .(24)

j) TRATAMIENTO DEL AGUA POTABLE CONTRA EL

CRYPTOSPORIDIUM

Cryptosporidium tiene una fase de esporas (ooquistes) y en este estado

puede sobrevivir durante largos períodos fuera del huésped y también puede

resistir muchos desinfectantes comunes, especialmente los desinfectantes

basados en cloro.3 Debido a esta resistencia, el tratamiento del agua para

eliminar el Cryptosporidium en general se basa en la coagulación seguida de

filtración o hervido. Recientemente, se ha descubierto que Cryptosporidium

es sensible a la luz ultravioleta y a la ozonización, por lo que se están

desarrollando tratamientos del agua en base a estos métodos de

esterilización.4 5

La mayoría de las plantas de tratamiento que toman agua de ríos, lagos y

embalses para la producción de agua potable pública usan tecnologías de

http://es.wikipedia.org/wiki/Espora

http://es.wikipedia.org/wiki/Quiste_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Cloro

http://es.wikipedia.org/wiki/Cryptosporidium#cite_note-2

http://es.wikipedia.org/wiki/Ultravioleta

http://es.wikipedia.org/wiki/Ozono



18

filtrado convencionales. Esto implica una serie de procesos incluidos la

coagulación, floculación, sedimentación y filtración. La filtración directa, que por

lo general se usa para el tratamiento de las aguas con bajos niveles de

partículas, incluye coagulación y filtración, pero no sedimentación. Otros

procesos comunes de filtración son los filtros de arena o de tierra de

diatomeas, las membranas y los filtros de bolsa y cartucho.

Las tecnologías convencionales, directas, de arena y de tierra de diatomeas

pueden eliminar el 99% de Cryptosporidium.6 Las membranas y los filtros de

bolsa y cartucho pueden eliminar Cryptosporidium sobre la base de un

producto concreto. Con la debida concentración y tiempo de contacto, se puede

realizar la inactivación de Cryptosporidium con un tratamiento de dióxido de

cloro y ozono. También puede realizarse con un tratamiento de luz ultravioleta

en dosis relativamente bajas.


19

III.- HIPÓTESIS

Hi.-Existe alta prevalencia de C. parvum en la zona de Bucay-Guayas.

Ho.-No existe alta prevalencia de C. parvum en la zona de Bucay -Guayas.

20

IV.- MATERIALES Y MÉTODOS.

4.1.- UBICACIÓN GEOGRAFÌCA

Esta investigación se la realizó en la provincia del Guayas .en el cantón:

General Antonio Elizalde (Bucay).Cuya extensión es de 210 km2 y su

ubicación se encuentra localizada en el extremo este de la provincia del

Guayas. Limitando: Al Norte y al Este con la provincia de Bolívar, al Este y al

Sur, con la provincia de Chimborazo; al Oeste, con el cantón Naranjito; al Sur,

con el río Chimbo.

4.2.- MATERIALES

4.2.1.- Semovientes:

terneros 400

4.2.2.- Materiales de campo:

Cabos

Mandil

Botas de caucho

Fundas para muestras

4.2.3.- Materiales de laboratorio

21

4.2.3.1.- Biológicos y Químicos

Fucsina fenicada de Ziehl.(colorante)

Alcohol ácido

Solución acuosa de Azul de metileno

Agua estéril

4.2.3.2.- Equipos e Instrumentales

Reloj para controlar el tiempo de tinción

Pinza

Lamina porta objetos

Lamina cubre objeto

Papel secante

Porta laminas

Fundas plásticas

Caja porta muestras

Hisopos

Mechero

4.2.4 Equipos de Oficina:

Computadora

Cuaderno

Esferográficos

Hojas

Impresoras

Liqui-paper

22

4.3 METODOLOGIA

Para esta investigación se trabajó con 400 terneros de 15 días a 3 meses de

edad, de 15 haciendas distribuidas en la zona de Bucay, donde nos dirigimos

hacia cada hacienda y clasificamos a los animales en grupos por edades,

luego tomamos dos muestras de heces por animal en horas de la mañana,

estas se tomaron directamente de la última porción del intestino (recto) y fueron

colocadas en fundas plásticas debidamente identificadas con el lugar de

procedencia, edad nombre, número del animal .Posteriormente la trasportamos

en un termo para que no perdiera su consistencia hacia el laboratorio de la

Facultad de Medicina Veterinaria ubicado en el kilómetro 27 vía a Daule. (ver

anexos cuadro Nro.-2 ).

El método que se utilizó para realizar las muestras, es el método de ZIEHL

NEELSEN, cuya técnica se basó en el extendido, secado, y fijados clásicos. Y

comprendió lo siguiente:

A.-El extendido de la muestra.

B.-Coloración en caliente con Fucsina fenicada cuya duración fue de 5 minutos

C.-Se procedió al lavado con agua, después de su fijación.

D.-Colocación del ácido alcohol cuya duración fue de 2 minutos.

E.-Se procedió al lavado con agua después de su decoloración.

f.- Coloración en contraste con azul de metileno cuya duración fue de 1 minuto.

G.-Nuevamente se lavó con agua después de su fijación.

H.-Finalmente se realizó el secado a temperatura ambiental y por ende se hizo

la observación en el microscopio con lente de 100x.

Interpretación:

POSITIVO, color ROJO ; NEGATIVO, color AZUL.

23

FUNDAMENTO:

Las bacterias ácido-alcohol resistente se caracterizan por poseer un elevado

tenor de lípidos en su composición, que puede llegar al 40% de la materia

seca. El que se halla en mayor proporción es el ácido micólico, que puede ser

considerado como el sustrato de este método de tinción.

Estas bacterias son difíciles de teñir con técnicas clásicas, por lo que se usa el

colorante principal en caliente; después de adquirir la coloración, son

absolutamente resistentes a la decoloración con ácido-alcohol y este fenómeno

se produciría porque el colorante es mas soluble en los lípidos bacterianos que

en las sustancias decolorantes.

De los resultados obtenidos (anexo cuadro #2 ) se aplicó los análisis

estadísticos y se entrego las recomendaciones a cada hacienda

colaboradora.

Los datos fueron evaluados mediante el método porcentual, cuya

fórmula matemática es:

% = # de casos positivos x 100

# de casos investigados

Al haber casos positivos los datos son evaluados mediante la prueba

no para métrica de chi-cuadrado cuya formula matemática es:

X² (Fo–Fe)²

Fe

24

En donde:

X²= CHI CUADRADO

Fo= frecuencia observada

Fe= frecuencia esperada

g.l= grado de libertad

EL ÀNÀLISIS DE SENSIBILIDAD SE REALIZARÀ MEDIANTE LA

SIGUIENTE FORMULA

SENSIBILIDAD = A × 100

A+C

RESULTADOS DE LA

PRUEBA

RESULTADOS

VERDADEROS

POSITIVOS (A)

NEGATIVOS (C)

TOTAL (A +C)

25

V.- RESULTADOS

En la presente investigación se encontró la presencia del parasito C. parvum

en el cantón de Bucay provincia del guayas siendo la edad de 15 días de

nacidos donde se presentó la mas alta prevalencia (88%) ,siendo los mas

afectados los animales bajo pésimas condiciones medioambientales (el 100

% de estos animales son portadores ).

Conforme los animales crecen sus defensas orgánicas los vuelven más

resistentes al parasito, en nuestra área ecuatorial encontramos animales de

tres meses como portadores el (14%). caso que no se ha reportado en otros

sitios y es debido a las malas condiciones de manejo y clima favorable para la

infección.

5.1.-PREVALENCIA PUNTUAL

La prevalencia puntual es la probabilidad de que un individuo sea un caso en

un momento o edad determinados. Sus valores oscilan entre 0 y 1 y no tiene

dimensión.

La prevalencia puntual se estima con la siguiente fórmula:

Prevalencia puntual = Ct/Nt

Ct= número de casos existentes (prevalentes) en un momento o edad

determinados.

Nt= número total de individuos en la población en ese momento o edad

determinados.

26

Tabla 1 : PORCENTAJE DE PREVALENCIA

FUENTE: VERA. G .S. 2011

GRÁFICO 1: PREVALENCIA DE INFECCIÓN C. parvum EN TERNEROS DE 15 DÍAS A 3

MESES DEL CANTÓN BUCAY (GUAYAS)

FUENTE: VERA. G .S. 2011

En nuestra investigación existe mayor infección por C. parvum al mes de

edad reduciéndose notablemente a los tres meses de vida.

PREVALENCIA; 88

PREVALENCIA; 68

PREVALENCIA; 44

PREVALENCIA; 14

% DE PREVALENCIA DE INFECCIÓN C.parvumEN TERNEROS DE 15 DÍAS A TRES MESES DEL

CANTÓN BUCAY (GUAYAS)

15 dias

1 mes

Dos meses

Tres meses

Prevalencia de C. parvum a los 15 días de edad

83/94= 0,88297872 % 88,2978723

Prevalencia de C. parvum a un mes de edad

78/114= 0,68421053 % 68,4210526

Prevalencia de C.parvum a los dos meses de edad

58/133= 0,43609023 % 43,6090226

Prevalencia de C. parvum a los 3 meses de edad

16/112= 0,14285714 % 14,2857143

27

Tabla 2: COMPARACIÓN DE HALLAZGO CON OTROS AUTORES

EDAD CANTON BUCAY %

2011 AMADEUS% REFE

TABLA 1 PAG 10 1996

15 Dias 88 90

30 Dias 68 23

2 meses 44 3

3 meses 14 0

FUENTE: VERA. G. S. 2011

X² = (Fo–Fe)²

Fe

En donde:

X²= CHI CUADRADO

Fo= frecuencia observada

Fe= frecuencia esperada

g.l= grado de libertad

Tabla 3. TOTAL DE FRECUENCIAS OBSERVADAS POSITIVAS Y NEGATIVAS

EDAD FO+ FO - TOTAL FE + FE -

15 DIAS 83 11 94 48,76 45,23

1 MES 78 36 114 59,14 54,86

DOS

MESES 58 75 133 69 64

TRES

MESES 16 96 112 58,10 54

TOTAL 235 218 453 235 218


28

Fe + Fe -

453 235 453 218

94 x= 48.76 94 x= 45,23

453 235 453 218

114 x= 59,14 114 x= 54,86

453 235 453 218

133 x= 69 133 x= 64

453 235 453 218

16 x= 58,10 112 x= 54

X² = (Fo–Fe)²

Fe

X² = (83-48,76)² + (78-59,14)² + (58-69)² + (16-58,10)²

48,76 59,14 69 58,10

X² = 24,04+ 6.01 + 1,75+ 30,5= 62.3//

X² = (11-45,23)² + (36-54,86)² + (75-64)² + (96-54)²

45,23 54,86 64 54

X² = 25,9+ + 6.48+ 1,89+32,6= 66.94//

29

Gl= 4-1 = 3 5% = 7,8 1%= 11,3 de 62 y 66 diferencia altamente

significativa entre las infecciones por C. parvum a diferentes edades siendo

más susceptibles los bovinos más jóvenes.

Tabla 4: CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES Y DE MANEJO

CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES Y DE MANEJO QUE

PRESENTAN LAS HACIENDAS DEL CANTÓN BUCAY

EXCELENTE

Jaulas para cría, animales separados y estabulados, higiene en

comederos y bebederos calendarios de vacunación, alimento de

calidad.

BUENA

Piso de cemento, buena inclinación y drenaje, comederos con

cubierta con personal para su limpieza e higiene, 10 animales

por lote calendario de vacunación y desparasitación.

REGULAR Piso de cemento, clasificación de animales por edades, alimento

variado.

PÉSIMA Sistema extensivo, no hay clasificación por edades, mangas de

manejo y corrales temporales con piso de tierra.


Tabla 5: ANIMALES POSITIVOS Y CONDICIONES AMBIENTALES A LOS 15 DÍAS DE EDAD

15 DÍAS EXCELENTE REGULAR BUENA PÉSIMA TOTAL

CASOS + 5 28 29 21 83

TOTAL ANIMALES INMERSOS EN EL

AMBIENTE 11 31 31 21 94

% CASOS POSITIVOS 45,4545455 90,3225806 93,5483871 100 88,2978723


30

GRÁFICO 2. PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum A LOS 15 DÍAS

DE VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES


Tabla 6: ANIMALES POSITIVOS Y CONDICIONES AMBIENTALES AL MES DE EDAD

1 MES EXCELENTE REGULAR BUENA PÉSIMA TOTAL

CASOS + 1 35 18 24 78


AMBIENTE 7 52 29 26 114

% CASOS POSITIVOS 14,2857143 67,3076923 62,0689655 92,3076923 68,4210526


45

90 93100

0

20

40

60

80

100

120

%

PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum A LOS 15 DÍAS DE

VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES

exelente

regular

buena

pesima

excelente

31

GRÁFICO 3: PORCENTAJES DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum AL MES DE



Tabla 7: ANIMALES POSITIVOS Y CONDICIONES AMBIENTALES A LOS 2 MESES

2 MESES EXCELENTE REGULAR BUENA PÉSIMA TOTAL

CASOS + 4 26 9 19 58


AMBIENTE 22 49 29 33 133

% CASOS POSITIVOS

18,1818182 53,0612245 31,0344828 57,5757576 43,6090226

FUENTE : VERA. G. S. 2011

14

6762

92

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

%

PORCENTAJES DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum AL MES DE


exelente

regular

buena

pesima

excelente

32

GRÁFICO 4: PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum A LOS DOS

MESES DE VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES


Tabla 8: ANIMALES POSITIVOS Y CONDICIONES AMBIENTALES A LOS 3 MESES DE EDAD

3 MESES EXCELENTE REGULAR BUENA PÉSIMA TOTAL

CASOS + 0 4 2 10 16


AMBIENTE 23 25 48 16 112

% CASOS POSITIVOS

0 16 4,16666667 62,5 14,2857143


0 10 20 30 40 50 60

%

PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES

DE C .parvum A LOS DOS MESES DE VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO

AMBIENTALES

pesima

buena

regular

exelente excelente

33

GRÁFICO 5. PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES C. parvum A LOS TRES

MESES DE VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES


010203040506070

%

PORCENTAJE DE ANIMALES PORTADORES DE C. parvum A LOS

TRES MESES DE VIDA CONFORME LAS CONDICIONES MEDIO AMBIENTALES

exelente regular buena pesima excelente

34

VI.- CONCLUSIONES

1. Existe alta prevalencia de C. parvum en las haciendas del cantón

Bucay provincia del Guayas, de los 400 animales muestreados 253

fueron positivos lo que correspondió el 60%.

2. Los animales de 15 días a 1 mes de edad, fueron los más afectados.

3. La evaluación estadísticas de los casos positivos de acuerdo a la

categoría de edades en meses, demostró que los animales de 15 días

tuvieron un mayor porcentaje correspondiendo al 88 %, los de 1 mes el

68 %, de 2 meses el 44% y de 3 meses 14%.

4. En nuestra área ecuatorial encontramos el 14% de animales de 3 meses

portadores de C. parvum, debido a las malas condiciones de manejo y

clima favorable para la infección.

5. Respecto a la asociación con otros patógenos, se determinó la

presencia de otros tipos de parásitos así como también bacterias

GRAM-POSITIVAS y GRAM- NEGATIVAS.

6. Los huevos de C. parvum en su mayoría eran encontrados en colonias.

7. Aquellos animales con mayor carga parasitaria presentaban diarreas,

deshidratación, inapetencia, pelo hirsuto.

35

VII .-DISCUSIÓN

Las investigaciones realizadas en los últimos años, dan a conocer que el C.

parvum es a nível mundial unos de los enteropatógenos desencadenantes de

diarreas. Se a señalado que en los primeros 30 días de vida de los animales

se corresponde con el período de maximo riesgo de infección con C. parvum ,

Acorde com Atwill et al., 1999; Mohammet et al.,1999. El parasitismo se

incrementa en condiciones de hacinamiento y cuando las medidas de higiene y

práticas de manejo son deficientes. En este trabajo de investigación se pudo

comprobar la alta prevalencia de Cryptosporidium con mayor porcentaje em

terneros de 15 a 30 dias y cuya infección disminuye significativamente a los 3

meses de edad, y que para controlar la enfermedad son importantes las

medidas de higiene preventivas con el objeto de destruir las formas externas

del parasito, prevenir la transmisión entre animales y desde el medio al

hospedador (Graaf, Dirk, et al.1999).

36

VIII.- RECOMENDACIONES

1. Hacer diagnóstico de heces en terneros.

2. Es esencial el aislamiento de los animales diarreicos en una zona,

"enfermería", puesto que estos animales constituyen la principal

fuente de infección para otros terneros sanos.

3. Además, también es importante la administración oral de un

preparado a base Lactobacillus para ayudar a la restauración de flora

intestinal normal.

4. No se deben usar inhibidores de la motilidad intestinal porque, su uso

hace que, tanto dichos agentes como sus posibles toxinas queden

retenidos en el intestino, facilitándose su fijación y absorción.

5. Suministrar calostro de buena calidad en las primeras 6 horas de

vida y leche hiperinmunes frente a los "Criptosporidium".

6. Los cuidadores deben mantener vigilados a los animales para

tratarlos a tiempo pero siempre manejar primero a los animales

sanos y posteriormente tratar a los enfermos, utilizando vestuario y

utensilios diferentes en cada grupo.

7. Manejo y Sanidad.

8. Evitar el hacinamiento de los animales en la medida de lo posible.

37

9. Durante la gestación las madres deben ser bien alimentadas y

vacunadas 60 días antes del parto, puesto que ello favorecerá, no

sólo que los terneros nazcan fuertes, sino que el calostro sea de

mejor calidad.

10. La disminución al máximo del contacto entre madre y cría tras el

parto, junto con la administración por biberón de calostro natural

pasterizado -57°C- seguido de lactancia artificial, posibilita el control

en parte de la criptosporidiosis.

11. Evitar que todos los partos tengan lugar en el mismo área, y de esta

forma logramos disminuir, que los animales recién nacidos se

contaminen progresivamente la zona de partos a medida que

avanzan los partos.

38

IX RESUMEN

Esta investigación se realizó con el propósito de analizar La incidência de

cryptosporidium parvum en las haciendas Del canton Bucay .

El muestreo se la hizo a 400 animales de entre 15 dias a 3 meses de edad

Teniendo en cuenta con los resultados estadísticos , la prevalencia tuvo un

porcentaje del 60 %, presentándose en una mayor incidencia en animales de

15 a 1 mes de edad reduciéndose a los 3 meses de vida.

Los animales de 15 días a 1 mes de edad, fueron los más afectados.

La evaluación estadísticas de los casos positivos de acuerdo a la categoría de

edades en meses, demostró que los animales de 15 días tuvieron un mayor

porcentaje correspondiendo al 88 %, los de 1 mes el 68 %, de 2 meses el 44%

y de 3 meses 14%.

En nuestra área ecuatorial encontramos el 14% de animales de 3 meses

portadores de C. parvum ,debido a las malas condiciones de manejo y clima

favorable para la infección.

Respecto a la asociación con otros patógenos, se determinó la presencia de

otros tipos de parásitos así como también bacterias GRAM-POSITIVAS y

GRAM- NEGATIVAS.

Los huevos de C. parvum en su mayoría eran encontrados en colonias.

Aquellos animales con mayor carga parasitaria presentaban diarreas,

deshidratación, inapetencia, pelo hirsuto.

Este parasitismo hoy en día constituye uno de los agentes enteropatógenos

causantes de diarreas en el mundo y que puede o no estar asociada con otros

patógenos y dependiendo el riesgo de infección se permitirán desarrollar

ciertas medidas de prevención adecuadas. concernientes a disminuir la

presencia en el hato y el riesgo para la salud animal y humana.

39

V.- SUMMARY

This investigation was realized by the intention of analyzing The incidência of cryptosporidium parvum in the household tasks Of The canton Bucay. The sampling did it to him to 400 animals of between 15 days to 3 months of age Bearing in mind with the statistical results, the prevalencia had a percentage of 60 %, appearing in a major incident in animals of 15 to 1 month of age diminishing to 3 months of life. Months 14 %. In our equatorial area we find 14 % of animals of 3 carrying months of C. parvum, due to the bad conditions of managing and favorable climate for the infection. With regard to the association with pathogenic others, there decided the presence of other types of parasites as well as also GRAM-POSITIVE bacteria and GRAM - DENIALS. The eggs of C. parvum in the main were found in colonies. Those animals with major parasitic load were presenting diarrheas, dehydration, inappetence, hirsute hair. This parasitism nowadays constitutes one of the agents enteropatógenos causative of diarrheas in the world and that can or not to be associated with pathogenic others and depending the risk of infection they will be allowed to develop certain suitable measures of prevention. Relating to diminishing the presence in the herd and the risk for the animal and human health.

40

XI.-BIBLIOGRAFÍAS

1.GENTA, R. M., C. L. CHAPPELL, A. C. WHITE Jr, K. T. KIMBALL, R. W. GOODGAMER. 1993. Duodenal morphology and intensity of infection in AIDS- related intestinal cryptosporidiosis. Gastroenterology 105:1769- 1775. 2. LEVINE, N. D.1984. Taxonomy and review of the coccidian genus Cryptosporidium (Protozoa, Apicomplexa). J. Protozool. 31:94-98. 3. McCLUSKEY, B. J., E. C. GRAINER and G. A. DONOVAN. 1995. Patterns of Cryptosporidium oocyst shedding in calves and comparison of two diagnostic methods. Veterinary Parasitology. 60:185-190. 4.SLOPER, K. S., R. R. DOURMASHKIN, R. E. BIRD, G. SLAVIN and A. D. E. WEBSTER. 1982. Chronic malabsorption due to cryptosporidiosis in a child inmunoglobulin deficency gut. 23:80-82. 5. CAUSAPE VALENZUELA A. (1997) Contribución al conocimiento de la criptosporidiosis ovina y métodos de control. Tesis doctoral. 6. CORDERO, M. ROJO VASQUEZ F.A. (1999) Parasitología veterinaria. P. 213 – 221. MacGraw - Hill Interamericana 7. FREIRE SANTOS F. (2000). Cryptosporidium en organismos acuáticos y

factores ambientales que influyen en la viabilidad ooquística. Tesis doctoral

8. GRAAF, DIRK et Al. (1999). A riview of the importance of criptosporidiosis in farm animals. Int. J. Parasitology. 29 : 1269 – 1287 9. MENDEZ F. (2002). Desarrollo de un sistema para concentrar y detectar C.parvum en aguas. Tesis doctoral. 10. QUILEZ CINCA, J. (1994). Contribución al conocimiento de la

epidemiología de la criptospridiosis bovina y porcina en aragón, valoración de diversas técnicas diagnósticas. Tesis doctoral.

11. DuPont HL, Chappell CL, Sterling CR, Okhuysen PC, Rose JB, Jakubowski

W. (1995). The infectivity of Cryptosporidium parvum in healthy volunteers. N Engl J Med ; 332:855-859.

41

12.Spano F, Crisanti A.(2000). Cryptosporidium parvum: the many secrets of a

small genome. Int J Parasitol ; 30:553-365. 13.Alonso, Magali, T. Blandino y E. Gómez.(1986). Protozoos intestinales en

terneros: Extensión de invasión en heces fecales. Revista de Salud Animal (La Habana)8:313-315.

14.Amadeo, J.(1995) .La cryptosporidiose de plus en plus frequente.

Production- Laitiere-Moderne. Francia, No.247, 40-41. 15..Amadeo, J. ...[et al.].(1995) .Etiologie des affections neonatales du vean.

Incidence de la Cryptosporidiose. Bulletin-des- G.T.V.(Francia)1:35-41. 16.Moure, D. A. and D. H. Zeman.(1991). Cryptosporidium en neonatal calves.

Journal Vet. Med. Assoc. 198(11):1969-1971.

17..Rivero, Delia ...[et al.]. (1988).Presencia de Cryptosporidium sp. en terneros diarreicos de la provincia Holguín. Revista de Ciencias Veterinarias (La Habana)19(4):317-318. 18..Rodríguez, Norbis, E. Fustes y E. Gómez. (1989).Presencia de

Cryptosporidium en vacas y .en sus terneros. Revista Salud Animal (La Habana)11:204-207.

19. Atwill et al.; Mohammed et al. (1999). Cryptosporidium Taxonomy: Recent Advances and lmplications for Publio Health. Clinical Microbiology Reviews 17:72=97.

20...Castro-Hermida et al., (2002), Shedding of oocyst in inmunocompetent

individus infected with Cryptosporidium .Am. J. Trop. Med. Hyg. 36:338-342.

42

XII ANEXOS

CUADROS

CUADRO 1: IDENTIFICACIÓN DE LAS HACIENDAS EN ESTUDIO

FUENTE: VERA . G. S. 2011.Tesis de Grado.

# NOMBRE DE HACIENDA RAZA DE GANADO

1 Pradera real CRUCE-

JERSEY,HOLSTEIN.GYROLANDO

2 Don lucho JERSEY, GYROLANDO

3 Guarumo GYROLANDO, HOLSTEIN

4 San Rafael HOLSTEIN , GYROLANDO

5 Mariana JERSEY TODAS

6 El Carmelo JERSEY TODAS

7 Pilar HOLSTEIN Y GYROLANDO

8 Florida JERSEY TODAS

9 Umbría HOLSTEIN TODAS

10 San fermin HOLSTEIN TODAS

11 La victoria HOLSTEIN, GYROLANDO

12 San Adolfo BROWN SWISS TODAS

13 Monte real BROWN SWIS, GYROLANDO

14 San Eduardo HOLSTIEN, JERSEY, BROWN

SWIS

15 La fronda CRUCE, HOLSTEIN TODAS

43

CUADRO 2: ELABORACIÓN DE LAS MUESTRAS- RESULTADOS

# ANIMALES

# ANIMALES POR EDADES POR HACIENDA

RESULTADOS PARCIALES

RESULTADOS PARCIALES POSITIVOS POR EDADES

CONDICIONES

HACIENDA Total X

hacienda 15dias 1mes 2meses 3meses Positivos negativo 15dias 1mes 2meses 3meses

Condición de habitad

Pradera real 34 4 7 10 13 15 19 4 5 5 1 buena

Don Lucho 15 4 3 7 1 9 6 3 2 4 0 regular

Guarumo 27 10 6 6 5 22 5 10 6 3 3 pésima

San Rafael 62 18 12 11 21 29 33 17 9 2 1 buena

Mariana 29 1 12 11 5 24 5 1 12 7 4 pésima

El Carmelo 28 2 2 14 10 5 23 3 0 2 0 excelente

Pilar 46 13 23 7 3 30 16 12 15 3 0 regular

Florida 11 1 2 6 2 6 5 1 0 4 1 regular

Umbría 11 2 1 6 2 4 7 2 0 2 0 excelente

San Fermin 35 3 8 7 17 12 23 2 5 2 3 regular

La victoria 50 10 16 22 2 36 14 10 13 13 0 regular

San Adolfo 40 10 8 16 6 28 12 10 6 9 3 pésima

Monte Real 20 5 6 6 3 8 12 4 2 2 0 buena

San Eduardo 24 7 4 2 11 4 20 3 1 0 0 excelente

La Fronda 21 4 4 2 11 6 15 4 2 0 0 buena

453 94 114 133 112 238 215 83 78 58 16

FUENTE: VERA. G. S. 2011.Tesis de Grado.

44

PROCEDIMIENTOS PARA REALIZAR LA MUESTRA FIG#1.-REACTIVOS PRESENTES A UTILIZAR:

Fucsina fenicada de Ziehl.(colorante)

Alcohol ácido

Solución acuosa de Azul de metileno

Agua estéril

FIG#2.-OTROS MATERIALES A UTILIZAR

Muestra de heces

Lamina porta objetos

Lamina cubre objeto

Porta laminas

Hisopos, mechero

Guantes, mascarilla

FIG#3.-EL EXTENDIDO DE LA MUESTRA

FIG#4.-COLORACIÓN EN CALIENTE CON FUCSINA FENICADA CUYA DURACIÓN FUE DE 5 MINUTOS

45

FIG#5.-SE PROCEDIÓ AL LAVADO CON AGUA, DESPUÉS DE SU FIJACIÓN.

FIG#6.-COLOCACIÓN DEL ÁCIDO ALCOHOL CUYA DURACIÓN FUE DE 2 MINUTOS.

FIG#7.-SE PROCEDIÓ AL LAVADO CON AGUA DESPUÉS DE SU

DECOLORACIÓN.

FIG#8.-COLORACIÓN EN CONTRASTE CON AZUL DE METILENO DURACIÓN FUE DE 1 MINUTO.

46

FIG#9.-NUEVAMENTE SE LAVÓ CON AGUA DESPUÉS DE SU FIJACIÓN.

FIG#10.-FINALMENTE SE REALIZÓ EL SECADO A TEMPERATURA AMBIENTAL

FIG#11.- COLOCACIÓN DE ACEITE DE INMERSIÓN

FIG#12.-SE HIZO LA OBSERVACIÓN EN EL MICROSCOPIO CON LENTE

DE 100X.

M

FIG #13:

47

MUESTRAS POSITIVAS

48

FIG #14:

MUESTRAS NEGATIVAS

49

MÉTODO DE FLOTACIÓN EN DONDE SE ENCONTRÓ

Trichostrongylus spp. OTRO TIPO DE PARÁSITOS ENCONTRADOS

EN LAS MISMAS HECES DE TERNEROS

50

LISTA DE MUESTRAS “PRADERA REAL” ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 34 CONDICIONES DE HÁBITAD: P-R-B-E TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN Positivo: Rojo 15 Negativo: Azul 19

CUADRO 3: LISTA DE MUESTRAS DE PRADERA REAL

FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

CÓDIGO

EDAD

RAZA

RESULTADO

0050 15 DÍAS HOLSTEIN NEGATIVO

0065 3 MESES GYROLANDO POSITIVO

0059 2 MESES HOLSTEIN POSITIVO

0060 3 MESES GYROLANDO NEGATIVO


0047 3 MESES JERSEY NEGATIVO

0042 15 DÍAS HOLSTEIN POSITIVO

0061 15 DÍAS JERSEY NEGATIVO

0593 15 DÍAS GYROLANDO NEGATIVO


0072 2 MESES HOLSTEIN NEGATIVO

0057 2 MESES JERSEY POSITIVO


0053 1 MES HOLSTEIN POSITIVO





0062 1 MES JERSEY POSITIVO

0073 1 MES JERSEY NEGATIVO















51

LISTA DE MUESTRAS “DON LUCHO” ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 15 CONDICIONES DE HÁBITAD: P-R-B-E TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN Positivo: Rojo 9 Negativo: Azul 6

CUADRO 4: LISTA DE MUESTRAS DON LUCHO

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO



2187 1 MES GYROLANDO POSITIVO


2194 1 MES GYROLANDO NEGATIVO



2183 15 DÍAS JERSEY POSITIVO







2192 2 MESES GYROLANDO POSITIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “GUARUMO”

ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 27 CONDICIONES DE HÁBITAD: P-R-B-E TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN Positivo: Rojo 22 Negativo: Azul 5

CUADRO 5: LISTA DE MUESTRAS GUARUMO











52



B.O.P.A 3 MESES GYROLANDO POSITIVO

1127 15 DÍAS GYROLANDO POSITIVO







1117 1 MES HOLSTEIN NEGATIVO







1133 15 DÍAS GYROLANDO POSITIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “SAN RAFAEL”


CUADRO 6: LISTA DE MUESTRAS SAN RAFAEL

















53

O120 15 DÍAS GYROLANDO NEGATIVO
























PATRON 1 MES HOLSTEIN POSITIVO






















0010 2 MESES GYROLANDO NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

54

LISTA DE MUESTRAS “SANTA MARIANA”


CUADRO 7: LISTAS DE MUESTRA SANTA MARIANA

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO 20530 3 MESES JERSEY POSITIVO


















S/A 2 MESES JERSEY POSITIVO




S/A2 1 MES JERSEY POSITIVO






20351 1 MES JERSEY POSITIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

55

LISTA DE MUESTRAS “EL CARMELO”


CUADRO 8: LISTA DE MUESTRAS EL CARMELO

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO 10315 3 MESES JERSEY POSITIVO



























10554 2 MESES JERSEY NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011 Tesis de Grado.

56

LISTA DE MUESTRAS “PILAR”


CUADRO 9: LISTA DE MUESTRA PILAR




































57












1971 1 MES HOLSTEIN NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “LA FLORIDA”


CUADRO 10: LISTA DE MUESTRA LA FLORIDA

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO 062 15 DÍAS JERSEY POSITIVO










065 2 MESES JERSEY NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

58

LISTA DE MUESTRAS “LA UMBRIA”


CUADRO 11: LISTA DE MUESTRA LA UMBRIA

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO MACHO 15 DÍAS HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO

587 3 MESES HOLSTEIN FRISIAN NEGATIVO

586 1 MES HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO

583 1 MES HOLSTEIN FRISIAN NEGATIVO

584 2 MESES HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO






590 2 MESES HOLSTEIN FRISIAN NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “SAN FERMIN”

ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 35

CONDICIONES DE HÁBITAD: P-R-B-E

TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN

Positivo: Rojo 12

Negativo: Azul 23

CUADRO 12:LISTA DE MUESTRA SAN FERMIN

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO 130 15 DÍAS HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO



137 15 DÍAS HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO



129 15 DÍAS HOLSTEIN FRISIAN POSITIVO

59




























161 3 MESES HOLSTEIN FRISIAN NEGATIVO FUENTE: VERA. G. S. 2011. Tesis de Grado.

60

LISTA DE MUESTRAS “VICTORIA”




Positivo: Rojo 36

Negativo: Azul 14

CUADRO 13:LISTA DE MUESTRA LA VICTORIA





































61

FUENTE: VERA. G. S. 2011 .Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “SAN ADOLFO” ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 40 CONDICIONES DE HÁBITAD: P-R-B-E TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN Positivo: Rojo 28 Negativo: Azul 12

CUADRO 14: LISTA DE MUESTRA SAN ADOLFO


1103 15 DÍAS BROWN SWISS NEGATIVO

1070 2 MESES BROWN SWISS NEGATIVO


0835 15 DÍAS BROWN SWISS POSITIVO


0836 2 MESES BROWN SWISS POSITIVO

0848 1 MES BROWN SWISS POSITIVO



























62
























LISTA DE MUESTRAS:”MONTE REAL”

ESPECIE: TERNEROS CANTIDAD: 20 TÉCNICA DE ZIELH NEELSEN Positivo: Rojo 8 Negativo: Azul 12

CUADRO 15: LISTA DE MUESTRA MONTE REAL

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO 1048 15 DIAS BROWN SWISS POSITIVO

1064 1 MES BROWN SWISS NEGATIVO



1051 15 DIAS BROWN SWISS NEGATIVO



1060 15 DIAS GYROLANDO POSITIVO






63









LISTA DE MUESTRAS “RANCHO SAN EDUARDO”




Positivo: Rojo : 4

Negativo: Azul: 20

CUADRO 16: LISTA DE MUESTRA SAN EDUARDO


PESCADA 15 DIAS JERSEY NEGATIVO

ELEFANTE 1 MES JERSEY NEGATIVO

NIEVE 1 MES JERSEY NEGATIVO

CHUCULA 1 MES JERSEY NEGATIVO

ANDREA 15 DIAS BROWN SWISS NEGATIVO

YOLA 15 DIAS BROWN SWISS NEGATIVO

RAMILETE 15 DIAS BROWN SWISS NEGATIVO

ROSALIA 15 DIAS JERSEY NEGATIVO

FLORERO 3 MESES JERSEY NEGATIVO

ESTRELLITA 1 MES BROWN SWISS POSITIVO

REGALITO 3 MESES BROWN SWISS POSITIVO

YOLA2 3 MESES JERSEY NEGATIVO

MOCOSITA 3 MESES BROWN SWISS NEGATIVO

CUCHARETA 3 MESES BROWN SWISS NEGATIVO

PINTO 2 MESES JERSEY NEGATIVO

PEGADO PINTO

3 MESES BROWN SWISS NEGATIVO

PESADO AHUMADO

3 MESES HOLSTEIN POSITIVO

PATA CHUECA 15 DIAS BROWN SWISS NEGATIVO

LUCERO 2 MESES JERSEY NEGATIVO

O40 3 MESES BROWN SWISS NEGATIVO

O35 3 MESES JERSEY NEGATIVO

PECADO 3 MESES HOLSTEIN POSITIVO

64

MORLACA 3 MESES HOLSTEIN NEGATIVO

PESADO AHUMADO 3

15 DIAS HOLSTEIN NEGATIVO

FUENTE: Vera. G. S. 2011. Tesis de Grado.

LISTA DE MUESTRAS “FRONDA”




Positivo: Rojo 6

Negativo: Azul: 15

CUADRO 17: LISTA DE MUESTRA LA FRONDA

CÓDIGO EDAD RAZA RESULTADO NEGRA 15 DÍAS CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

SAN WIS 1 MES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

LOLITO 15 DÍAS CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

CORINO 15 DÍAS CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

PAOLO 15 DÍAS CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

CUBANA 2 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

GUANABANA 2 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

MARISOLO 3 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

MARTIN 1 MES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

SUSANO 1 MES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

ARACELY 1 MES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

MARTA 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

BLANCA 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

TATI 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

PABLITO 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

PALOMA 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

TIERNO 3 MESES CRUCE HOLSTEIN POSITIVO

TOMAS 3 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

BLISH 3 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

DAN 3 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO

BONITA 3 MESES CRUCE HOLSTEIN NEGATIVO FUENTE: Vera. G. S. 2011. Tesis de Grado.

65

Documents

INTRODUCCIÓN - Repositorio Universidad de …repositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/13966/1/SULLAY VERA BEDOR II... · largo de la historia, las enfermedades diarreicas han constituido