Journal français d’ophtalmologie (2013) 36, e67—e72

Disponible en ligne sur

www.sciencedirect.com

CAS CLINIQUE ÉLECTRONIQUE

Leishmaniose oculaire féline : à propos d’un cas�

Ocular lishmaniasis in a cat: Case report

M. Verneuil

Clinique vétérinaire du micocoulier, 18, chemin du Micocoulier, 83490 Le-Muy, France

Recu le 13 decembre 2011 ; accepté le 7 septembre 2012Disponible sur Internet le 1er mars 2013

MOTS CLÉSChat ;Leishmaniose ;Uvéite ;Pseudotumeur ;Stomatite

Résumé La leishmaniose est une maladie commune à l’homme et aux animaux sauvages etdomestiques. Lorsqu’elle atteint nos animaux de compagnie, elle concerne principalement lechien qui constitue un réservoir parasitaire. Cette affection se rencontre en Amérique, enAfrique, en Asie et surtout le pourtour méditerranéen. Nous rapportons l’observation d’uneforme oculaire de leishmaniose chez un chat originaire du Var.© 2013 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés.

KEYWORDS Summary Leishmaniasis is a disease common to humans as well as wild and domestic animals.

Cat;Leishmaniasis;Uveitis;Pseudotumor;Stomatitis

When it affects pets, it primarily involves dogs, which constitute a parasitic reservoir. Thisdisease is observed in Africa, Asia, and America and around the entire Mediterranean coast. Wereport an ocular form of lishmaniasis in a cat from the Var region.© 2013 Elsevier Masson SAS. All rights reserved.

Introduction

La leishmaniose est une maladie présente dans 88 pays dans le monde. Elle atteint

12 millions de personnes dont 90 % se trouvent en Inde. Cette maladie parasitaire est dueà un protozoaire du genre Leishmania de la famille des Trypanosomatidae. On dénombreplus d’une trentaine d’espèces de leishmanies parmi lesquelles une vingtaine est à l’origined’une maladie chez l’homme. Le plus souvent il s’agit d’une anthropozoonose ; rares sont

� Une partie de ce cas clinique a fait l’objet d’une communication orale au congrès européen d’ophtalmologie vétérinaire ECVO-ESVO deBruges en 2006 sous le titre « Feline ocular leishmaniasis, an underdiagnosed disease? ».

Adresse e-mail : marc.verneuil@vetodumuy.fr

0181-5512/$ — see front matter © 2013 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés.http://dx.doi.org/10.1016/j.jfo.2012.09.006

e68 M. Verneuil

F

lpdms

pt5

O

Urutep(e((aSds

Pmffbcs

PM

dA

Des examens complémentaires sont réalisés : la numé-ration formule révèle une légère neutrophilie avec14 000 leucocytes/mm3 (35 % polynucléaires neutrophiles60 % lymphocytes, 5 % monocytes). Les paramètres biochi-miques sont dans les limites normales. La radiographie duthorax et de l’abdomen ne révèle aucune anomalie et lestests Elisa de dépistage FeLV, FIV et PIF sont négatifs.Le titre sérique pour T. gondii n’est que de 1/40. Le dia-gnostic proposé est donc celui de panuvéite exsudative. Untraitement anti-inflammatoire stéroïdien est instauré : uneinjection sous-conjonctivale de 10 mg de méthylpredniso-lone est réalisée à la faveur d’une sédation par injectionintramusculaire de métédomidine (40 �g/kg). Le traite-ment topique comprend l’instillation d’un collyre à basede flubiprofène et d’un collyre associant bêtaméthasoneet gentamicine trois fois par jour. L’administration parvoie orale d’amoxicilline, à raison de 10 mg/kg matin etsoir, est difficile. Après huit jours de traitement l’état del’œil s’améliore avec un éclaircissement de la chambreantérieure et une baisse de pression à 18 mmHg. Seul letraitement topique est maintenu.

Six mois plus tard, le chat présente à nouveau une uvéitedouloureuse avec baisse d’état général et une hyperten-sion intra-oculaire supérieure à 32 mmHg. En dépit d’untraitement par injection sous-cutanée de 0,5 mg de dexa-méthasone et de l’instillation de dorzolamide (Cosopt ND)l’hypertension persiste et évolue vers une hydrophtalmie.La cornée se dessèche et s’ulcère en raison d’une ferme-ture incomplète des paupières. Nous pratiquons alors uneénucléation avec blépharoraphie.

À la coupe le globe apparaît rempli d’un tissu solide rose.Il est fixé dans une solution de formol 10 % et soumis à un exa-men anatomopathologique après fixation dans la paraffine etcoloration hemalin éosine safran (Fig. 2 et 3).

On observe une infiltration par de nombreux histiocytes.Leur cytoplasme contient des leishmanies amastigotesDe nombreux mélanophages sont associés à la nécrosedes éléments pigmentés Il s’agit d’une pseudotumeurgranulomateuse. Le taux d’anticorps sériques dosés parimmunofluorescence est élevé et confirme la leishmaniose(taux 1/800 alors que la valeur normale reste inférieureà 1/50). Une recherche par la méthode PCR permetd’identifier Leishmania infantum et la charge parasitaire

igure 1. Uvéite, myosis, tyndall.

es leishmanies strictement spécifiques de l’homme. Learasite est transmis par un insecte vecteur : Phlebotomus1

ans l’ancien monde et Lutzomia [1] dans le nouveauonde. Cette affection se manifeste dans 75 % des cas sous

a forme cutanée et dans 25 % sous sa forme viscérale.Chez l’animal, en particulier le chien, elle se manifeste

ar des formes graves cutanées et viscérales souvent mor-elles [2,3]. Le chat est peu concerné par la maladie et seuls0 cas ont été décrits depuis 19112 [4,5].

bservations

ne chatte européenne noire et blanche à poils courts, sté-ilisée, âgée de dix ans nous est référée pour une uvéitenilatérale évoluant depuis dix jours. À jour de ses vaccina-ions, l’animal est en bon état général. L’examen de l’œilst réalisé avec une lampe à fente Kowa SL15 (Kowa Com-any Ltd, Nagoya, Japon) et un ophtalmoscope Omega HeineHeine Optotechnic, Herrshing, Allemagne). On observe unffet Tyndall ainsi qu’un myosis. Les tests de Schirmer> 15 mm en une minute) et à la fluorescéine sont normauxFig. 1). La mesure de la pression intra-oculaire réaliséevec un tonomètre à aplanation (Tonopen XL, Medtronicolan Jacksonville, FL) après instillation de chlorhydrate’oxybuprocaine indique 26 mmHg sur l’œil gauche et 18 mmur l’œil droit.

L’examen clinique conduit à un diagnostic d’uvéite.armi les différentes causes sont envisagées l’uvéite trau-atique, les uvéites d’origine feline leukemia virus (FeLV),

eline immunodeficiency virus (FIV), péritonite infectieuseéline (PIF), les uvéites d’origine parasitaire dues à Hemo-

artonellae hansellae ou Toxoplasma gondi ou les uvéitesompliquant les mycoses systémiques, les uvéites néopla-iques et l’uvéite auto-immune.

1 Marty P. Actualités sur les leishmanioses dans le monde en 2009.roceedings of the 4th RESFIZ meeting 10th of October 2009, Dianoarina, Italy.2 Pennisi M.G. Leishmaniosis felina: actualizacion, 2009. Procee-ings of the Southern Veterinary Conference & Congreso NacionalVEPA, Barcelona.

Figure 2. Envahissement des milieux oculaires par une inflamma-tion sévère granulomateuse. Grossissement × 25.

Leishmaniose oculaire féline

Figure 3. Coloration hemalin éosine grossissement × 400. Histio-cytes dans le cytoplasme desquels on observe des leishmanies :éléments unicellulaires à petit noyau basophile.

aLas

cldccc(mLmmcurbdpI[

clpEiiruvdaltsu

dsmitéddc(imdo1

Figure 4. Muqueuse gingivale : coloration hemalin éosine grossis-sement × 400. Noter l’épaississement du chorion et l’infiltration parles macrophages contenant de nombreuses leishmanies (flèches).

est élevée avec 400 000 organismes parasitaires pour un mil-lion de cellules [6]. Le traitement classique chez l’animalrepose sur une série de 20 à 30 injections quotidiennesd’antimoniate de méglumine à la dose de 100 mg/kg etl’administration per os d’allopurinol (10 mg/kg). Le chatrefusant les comprimés et le propriétaire les injections, cetanimal n’a pas pu recevoir de traitement. Neuf mois plustard il fallut procéder à l’énucléation de l’autre œil aprèsune évolution semblable. Quatre années plus tard le chatconsulta pour une stomatite proliférative (épulis). La biop-sie de la gencive confirma la présence de leishmanies et lastomatite granulomateuse (Fig. 4).

Discussion

La leishmaniose est une maladie affectant principalement

les canidés (chiens, renards, loups, chacal et dingo).Le chien leishmanien présente surtout des lésions cuta-nées non prurigineuses (fur et alopécie) associées à un

P

Lp

e69

maigrissement, un abattement et une polyadenomégalie.’incubation peut durer de plusieurs mois à plusieursnnées. L’évolution clinique est lente mais toujours fatale,ouvent par insuffisance rénale [7,8].

D’autres espèces telles que les rongeurs et les félidésonstituent des réservoirs potentiels secondaires alors quees bovins, les équins, les ovins et les caprins constituentes réservoirs accidentels de parasites. L’affection est rarehez le chat. Les symptômes les plus souvent observéshez cette espèce sont des ulcères cutanés ou une dermiteroûteuse (28 %), une stomatite (27 %) et une pneumopathie10 %) Sur le plan ophtalmologique, cette maladie seanifeste chez le chat par une kératite ou une uvéite [6,9].

’inflammation granulomateuse riche en macrophages peutimer le développement d’un carcinome [9,10]. La leish-aniose est souvent associée à un état d’immunodépression

ausé soit par une corticothérapie prolongée [10], soit parne affection virale (FIV, FeLV ou PIF) [7,11]. Dans le casapporté, le diagnostic de leishmaniose est histologique etasé sur la découverte de nombreuses formes amastigotese L. infantum [12] dans l’œil et la gencive, et une sérologieositive. D’autres sérotypes sont possibles : L. tropica enrak, L. braziliensis au Brésil [13,14] et L. mexicana au Texas15].

La leishmaniose humaine se manifeste par une formeutanée ou bouton d’orient et par une forme viscérale,e « kala-azar » caractérisée par une fièvre folle, uneâleur cireuse, une splénomégalie et une hépatomégalie.lle atteint principalement les enfants et les adultesmmunodéprimés par une infection VIH ou un traitementmmunosuppresseur. Les signes ophtalmologiques inté-essent le plus souvent les paupières qui présentent deslcères ou des nodules correspondant à la piqûre de l’agentecteur. Cette affection a été décrite chez des populationsu pourtour méditerranéen, en Algérie par Kahli [16] etu Maroc par C. Chefchaouni et al. [17] : l’infiltration pare parasite des tissus sous-jacents périoculaires est excep-ionnelle et apparaît lors d’un état d’immunodépressionévère. On peut également rencontrer une dacryocystite,ne kératite interstitielle ou une irido-cyclite.

Le diagnostic repose sur l’identification du parasite oue son ADN par amplification génique dans un échantillonanguin, ganglionnaire ou médullaire [8,18]. Il est égale-ent possible de doser les globulines issues de la réponse

mmunitaire humorale en réalisant un test Elisa, un Wes-ern Blot ou une immunofluorescence indirecte. Le soucithique des vétérinaires de ne pas compromettre l’efficacitées traitements en vigueur chez l’homme par l’apparitione résistance, limite les traitements disponibles chez lehien aux protocoles suivants : antimoniate de méglumineGlucantime ND, Laboratoire Sanofi-Aventis, France) ennjections sous-cutanées quotidiennes à 100 mg/kg/j ouiltefosime (Milteforan, Laboratoire Virbac) per os à laose de 2 mg/kg/j pendant 28 jours associées à la priserale d’allopurinol (Zyloric ND, Laboratoire HAC Pharma)0 mg/kg deux prises par jour pendant 1 an et souvent à vie.

athogénie

e phlébotome injecte sous la peau les leishmanies (formeromastigote) qui s’y multiplient puis migrent vers la rate,

e70 M. Verneuil

Figure 5. Voies immunitaires conduisant au contrôle de l’infection ou à la maladie clinique.Reproduction avec l’aimable autorisation du laboratoire Virbac : extrait de Canileish Technical product profile (2012), laboratoire Virbac.

Figure 6. Impact des cytokines Th1 ou Th2 sur le métabolisme de l’arginine et le développement du parasite Canileish Technical ProductProfile Virbac.Reproduction avec l’aimable autorisation du laboratoire Virbac : extrait de Canileish Technical product profile (2012), laboratoire Virbac.

R

PV

R

[

[

[

[

[

[

[

Leishmaniose oculaire féline

le foie et la moelle osseuse via les monocytes mononu-cléés. Les macrophages présentent l’antigène leishmanienaux lymphocytes T Helper qui se différencient en Th1 etTh2 : l’apparition d’une forme symptomatique est liée à laprédominance de Th1 ou Th2 et s’explique par le métabo-lisme de l’arginine, acide aminé à l’origine des polyamides,nutriments utilisés par les leishmanies (Fig. 5 et 6).

Les Th1 déclenchent un mécanisme d’immunité à média-tion cellulaire qui protège l’animal. Ils libèrent des cytokinesinterféron gamma (IFN-�), qui favorisent la production delymphocytes T cytotoxiques et la transformation de laL. arginine en oxyde nitrique toxique pour la leishmanie[19].

Les Th2 en libérant des interleukines vont déclencherun mécanisme d’immunité à médiation humorale res-ponsable d’un syndrome clinique. La libération massived’immunoglobulines IgG et IgM aboutit à la formation avecles antigènes parasitaires de complexes immuns.

Ces grosses molécules non filtrables vont se déposersur la membrane basale de la barrière hémato-aqueuseou des glomérules rénaux. Ils déclenchent un phénomèned’Hypersensibilité de type III responsable de l’uvéite, dela glomérulonéphrite [20] et des ulcères cutanés prochesde ceux observés dans le lupus. De plus les Interleukinesvont augmenter l’activité arginase et la production de poly-amides à l’origine d’une multiplication des leishmanies(Fig. 6).

La meilleure connaissance de ces phénomènes immuni-taires a permis la mise au point du vaccin « Canileish » utilisédepuis 2012 pour la protection des chiens par le laboratoireVirbac3 et utilisant une fraction protéique du parasite. Lechat apparaît particulièrement résistant à la maladie et desessais d’infection expérimentale [21] ont prouvé la granderésistance de l’espèce féline, qui dépend certainement defacteurs génétiques, à explorer.

Conclusion

À l’issue de la description de ce cas d’uvéite granulomateusechez un chat leishmanien, il est conseillé d’inclure cettemaladie dans le diagnostic différentiel des uvéites félines,en pratiquant une sérologie et une recherche PCR. Desétudes immunologiques complémentaires méritent d’êtremenées pour préciser les mécanismes de résistance etl’importance des différentes souches de Leishmania. Laleishmaniose constitue une préoccupation sérieuse pour lasanté publique en raison de la forte prévalence consta-tée dans la population canine et la possibilité que d’autresespèces, telles que les félins, constituent un réservoir secon-daire.

Déclaration d’intérêts

L’auteur déclare ne pas avoir de conflit d’intérêt en relationavec cet article.

3 Canileish Technical product profile (2012), laboratoire Virbac.

[

[

e71

emerciements

r Charles Mary, Dr André Sales, Dr Olivier Mary, laboratoiresirbac.

éférences

[1] Bonfante-Garrido R, Urdaneta R, Urdaneta I, Alvarado J. Natu-rai infection of Lutzomyia ovallesi (Diptera: Psychodidae) withLeishmania in Duaca, Lara State, Venezuela. Trans R Soc TropMed Hyg 1991;85:61.

[2] Pena MT, Roura X, Davidson MG. Ocular and periocular mani-festations of leishmaniasis in dogs: 105 cases (1993—1998). VetOphthalmol 2000;3:35—41.

[3] Roze M. La leishmaniose et l’œil. Prat Med Chir Anim Comp1988;5:49—55.

[4] Ozon C, Marty P, Pratlong F, Breton C, Blein M, Lelievre A, et al.Disseminated feline leishmaniosis due to Leishmania infantumin the Southern France. Vet Parasitol 1998;75:273—70.

[5] Laruelle-Magalon C, Toga I. Un cas de leishmaniose feline. PratMed Chir Anim Comp 1996;31:255—61.

[6] Pocholle E, Reyes-Gomez E, Giacomo A, Delaunay P, HasseineL, Marty P. A case of feline leishmaniasis in the south of France.Parasite 2012;19:77—80.

[7] Poli A, Abramo F, Barsotti P, Leva S, Gramiccia M, Ludovisi A,et al. Feline leishmaniosis due to Leishmania infantum in Italy.Vet Parasitol 2002;106:181—91.

[8] Mary C, Faraut F, Lascombe L, Dumon H. Quantification ofLeishmania infantum DNA by a real-time PCR assay with highsensitivity. J Clin Microbiol 2004;42:5249—55.

[9] Hervás J, Chacón-Manrique de Lara F, López J, Gómez-Villamandos JC, Guerrero MJ, Moreno A. Granulomatous(pseudotumoral) iridociclitis associated with leishmaniasis ina cat. Vet Rec 2001;149:624—5.

10] Leiva M, Lloret A, Pena MT, Roura X. Therapy of ocular andvisceral leishmaniasis in a cat. Vet Ophthalmol 2005;8:71—5.

11] Sobrinho LS, Rossi CN, Vides JP, Braga ET, Gomes AA,de Lima VM, et al. Coinfection of Leishmania cha-gasi with Toxoplasma gondii, feline immunodeficiencyand FeLV in cats from an endemic area of zoonoticvisceral leishmaniosis. Vet Parasitol 2012;187:302—6,http://dx.doi.org/10.1016/j.vetpar.2012.01.010.

12] Pennisi MC, Masucci M, Catarsini O. Presenza di anticorpi anti-leishmania in gatti FIV+ che vivono en zona endemica. Atti SocItal Sci Vet 1998;52:265—6.

13] San Martin Mouriz Savani E, Gibrail de Olivera Camargo MC,Russi de Carvalho M, et al. The first record in the Americasof an autochtonous case of Leishmania infantum chagasi in adomestic cat (Felix catus) from Cotia County Sao Paulo Srare,Brazil. Vet Parasitol 2004;120:229—33.

14] Schubach TMP, Figueiredo FB, Pereira SA, Madeira MF, SantosIB, Andrade MV, et al. American cutaneous leishmaniasis in twocats from Rio de Janeiro, Brazil: first report of natural infectionwith Leishmania (Vienna) braziliensis. Trans R Soc Trop Med Hyg2004;98:165—7.

15] Barnes JC, Stanley O, Craig TM. Diffuse cutaneous leishmaniasisin a cat. J Am Vet Med Assoc 1993;202:416—8.

16] Kahli MS. Leishmaniose oculaire, à proposd’un cas. J Fr Ophtalmol 2008;31:210—1,http://dx.doi.org/10.1016/S0181-5512(08)71298-1.

17] Charif Chefchaouni M, Lamrani R, Benjelloune A, El Lyacoubi M,Berraho A. Localisation palpébrale des leishmanioses cutanées.

J Fr Ophtalmol 2002;25:522—6.

18] Mary C, Faraut F, Drogoul MP, Xeridat B, Schleinitz N, CuisenierB, et al. Reference values for Leishmania infantum parasitemiain different clinical presentations: quantitative polymerase

e

[

[

Parasite Immunol 1996;18:617—23.

72

chain reaction for therapeutic monitoring and patient follow-up. Am J Trop Med Hyg 2006;75:858—63.

19] Pinelli E, Gonzalo RM, Boog CJ, Rutten VP, Gebhard D, del Real

G, et al. Leishmania infantum — specific T-cell lines derivedfrom asymptomatic dogs that lyse infected macrophages ina major histocompatibility complex-restricted manner. Eur JImmunol 1995;25:1594—600.

[

M. Verneuil

20] García-Alonso M, Blanco A, Reina D, Serrano FJ, Alonso C, NietoCG. Immunopathology of the uveitis in canine leishmaniasis.

21] Kirkpatrick CE, Farrell JP, Goldschmidt NH. Leishmania chagasiand L. donovani: experimental infection in domestic cats. JExp Parasitol 1984;58:125—31.