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Manual de Laboratorio:
Química Analítica IV
CARRERA:
Química Industrial Plan 2013
Autores:
Pablo Hernández Matamoros
Martha Angélica Villegas González
Alma Luisa Revilla Vázquez
María Guadalupe Pérez Caballero
José de Jesús Olmos Espejel
Julio César Botello Pozos
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MEXICO Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán
Sección de Química Analítica
Vigencia: Semestre 2018 - II
Producto del proyecto PAPIME PE205416
i
PRESENTACIÓN DEL MANUAL
El manual presenta una serie de prácticas relacionadas con los diferentes métodos de
separación que se utilizan tanto para el tratamiento de muestras como para el análisis
de muestras diversas y también incluye el diseño y desarrollo de un proyecto
experimental. Dichas prácticas y proyecto tienen como objetivo el complementar la parte
teórica del curso apoyando de manera constante con conceptos e información de los
mismos temas.
El presente manual está estructurado en base al programa de la asignatura
considerando tres bloques:
1) Métodos de separación de inorgánicos.
a. Reparto simple
b. Reparto en medio amortiguado
c. Intercambio Iónico
2) Métodos de separación instrumental
a. Cromatografía de Gases
b. Cromatografía de Líquidos de Alta Eficiencia
c. Electroforesis Capilar
d. Tratamiento de muestras
3) Proyecto.
Al final del curso y para cumplir el objetivo de la asignatura, el alumno debe de
enfrentarse a la realización y justificación de las condiciones experimentales planteadas
en la práctica, además del diseño de un proyecto experimental en el que a partir de
datos teóricos o experimentales, debe de plantear la preparación de soluciones y
sistemas para llevar a cabo la cuantificación del analito de interés en una muestra, para
lo cual debe de realizar un tratamiento adecuado de la misma.
El presente manual está diseñado para mejorar significativamente la práctica docente
de esta asignatura, así como en el aprovechamiento de los alumnos, por lo cual los
comentarios relacionados a su contenido son bienvenidos empleando los buzones de
sugerencias de la sección o bien directamente al responsable de asignatura o jefe de
sección.
CUAUTITLAN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO.
ii
Organigrama simplificado relacionado a la Sección de Química Analítica En caso de queja o inconformidad sobre la conducta de un profesor o
laboratorista, favor de dirigirse a la Jefatura de Sección para ser debidamente
asesorados sobre lo que marca la legislación universitaria para proceder en cada
caso en específico. O bien, indicar su queja por escrito de manera anónima en
los buzones de sugerencia ubicados en la sección de química analítica.
iii
INTRODUCCIÓN Y OBJETIVOS GENERALES DEL CURSO.
Debido a la gran variedad de métodos de separación que existen en la actualidad y a
su incesante desarrollo, es difícil abordar todos en su totalidad en un curso de
licenciatura, por lo tanto, es necesario que el alumno adquiera conocimiento de una
manera general, que le permita emplear cualquiera de ellos y así poder efectuar la
interpretación y manejo de la información obtenida.
Si se busca algún punto en común entre los métodos de separación, es que todos ellos
buscan separar a los analitos de interés de los demás componentes de la muestra. Las
técnicas a estudiar se utilizan tanto para el Análisis Cualitativo como para el Análisis
Cuantitativo y son muchas veces complementarias.
Debido a lo anterior, los objetivos del curso pretenden cubrir al finalizar el mismo el
alumno sea capaz de:
Identificar las ventajas y desventajas de los diferentes métodos de separación
así como los parámetros que afectan a los mismos a fin de controlar
adecuadamente las variables relacionadas, empleando las herramientas
adquiridas previamente y durante el curso de esta asignatura.
Aprender el fundamento y uso de instrumentación analítica (potenciómetro,
espectrofotómetro, cromatógrafo de gases y de líquidos, etc.)
Realizar la optimización e interpretación de experimentos encaminados a la
identificación, y/o cuantificación de ciertos analitos en mezclas o muestras
reales, a partir de las herramientas adquiridas previamente y durante el curso de
esta asignatura.
iv
Asignatura: _______________________________________________________ Grupo:__________
Carrera: _________________________ Período: ________________ No. de equipos: _________________
SEMANA/ETAPA ACTIVIDAD FECHA OBSERVACIONES
1 Presentación del curso, examen diagnóstico, reglamento. Preparación de soluciones de la Práctica 1. H2SO4 0.1M y KMnO4 0.00125 M
2 PRÁCTICA 1: Tratamiento estadístico de datos
experimentales.
3 PRÁCTICA 2: Separación de cobre y manganeso
usando oxina como agente quelante
4
PRÁCTICA 3: Determinación espectrofotométrica de
fierro y aluminio en cemento, previa separación por
extracción liquido-liquido
5 Sesión de ejercicios.
6 PRÁCTICA 4: Determinación de la dureza del agua
7 PRÁCTICA 5: Intercambio iónico en medio
amortiguado. Asignación del proyecto
8 Examen escrito. Asesoría para el proyecto
9 PRÁCTICA 6: Identificación y separación de
alcoholes en bebidas por cromatografía de gases
10 PRÁCTICA 7: Determinación de alcoholes en
bebidas por cromatografía de gases.
11 PRÁCTICA 8: Cromatografía de Líquidos de Alta
eficiencia. Revisión del proyecto
12 PRÁCTICA 9: Pretratamiento de Muestras.
Entrega del protocolo del proyecto
13 Realización del proyecto (1ra Sesión)
14 Realización del proyecto (2da Sesión)
15 Examen y Aplicación de cuestionario de calidad.
16 Entrega de calificaciones de laboratorio.
________________________________________ Elaboró* *Profesor, Resp. de asignatura, Resp. de calidad, Resp. de á
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS QUÍMICAS SECCIÓN DE QUÍMICA ANALÍTICA
CALENDARIZACIÓN
CODIGO: FPE-CQ-DEX-01-02 FPE-CQ-DEX-03-02 FPE-CQ-DEX-04-02.
No de REVISIÓN: 01
(*) En cada sesión se procurará realizar un análisis de los resultados experimentales obtenidos. Se recomienda calificar semana a semana los reportes y exámenes y darlos a conocer a los alumnos.
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS QUÍMICAS SECCIÓN QUÍMICA ANALÍTICA
CRONOGRAMA ESPECÍFICO DEL LABORATORIO
CODIGO: FPE-CQ-DEX-01-01
FPE-CQ-DEX-02-01 FPE-CQ-DEX-03-01 FPE-CQ-DEX-04-01
No. de REVISIÓN: 00
ASIGNATUR A: QUÍMICA ANALÍTICA I V CARRERA: Q.I.
NO. DE SEMANA
NO. SESIONES/ETAPA
ACTIVIDADES SUGERIDAS * TÉCNICAS DIDÁCTICAS SUGERIDAS
EVALUACIÓN SUGERIDA
NO. DE HORAS/SESIÓN
1 1/1
Formar equipos. Explicar metodología de trabajo y evaluación. Cálculos de
concentraciones.
Repaso de cálculos de concentraciones
Examen diagnóstico
4
2
1/1 Revisión de regresión por
mínimos cuadrados Estudio de regresión por
mínimos cuadrados Examen previo 4
3 1/1
Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos Estudiar el tema de
extracción líquido-líquido Examen previo 4
4 1/2 Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos Estudiar el tema de
extracción líquido-líquido Examen previo 4
5 1/1
Aclarar dudas sobre los temas
estudiados Participar activamente en la
sesión de ejercicios 4
6 1/1
Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos Estudiar el tema de intercambio iónico
Examen previo 4
7 1/2
Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos
Estudiar el tema de intercambio iónico y asignar
el proyecto por equipo Examen previo 4
8 1/1
Aplicación de examen.1 Asesoría del proyecto. 4
9 1/1
Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos Estudiar el tema de
cromatografía de gases Examen previo 4
10 1/2 Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos Estudiar el tema de patrón
interno Examen previo
4
11 1/1 Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos
Estudiar el tema de cromatografía de líquidos y revisar avance del proyecto
Examen previo 4
12 1/1 Leer la práctica previamente y
explicar los objetivos
Estudiar el tema de tratamiento de muestras en
fase sólida. Entrega del protocolo del proyecto
4
13 1/1 Realización del proyecto Análisis de los resultados y
adecuaciones experimentales
Evaluar avance del proyecto
4
14 1/2 Realización del proyecto Conclusión del proyecto Análisis de
resultados del proyecto
4
15 1/1 Aplicación del examen 2 Aplicación de
la encuesta de calidad
4
16 1/1 Realización de promedios y
entrega de calificaciones Balance del semestre 4
SISTEMA DE EVALUACIÓN PROPUESTO El sistema de evaluación propuesto para el laboratorio de química analítica IV de Química Industrial
(Q.I.) involucra varios aspectos a evaluar:
1) Cuestionario previo. Se evalúa la investigación previa relacionada a cada una de las
prácticas así como algunos cálculos necesarios en la realización de todas las prácticas.
2) Trabajo de Laboratorio. Se asigna una calificación a la destreza adquirida en el manejo del
equipo y material de laboratorio.
3) Informe de trabajo. Consiste en evaluar el informe de trabajo. Dentro de lo que se evalúa en
el reporte es:
a. Resultados experimentales: Se evalúa la calidad y adecuada presentación de los
resultados experimentales obtenidos, así como su tratamiento.
b. Valor de análisis de la muestra. Consiste en evaluar la consistencia entre los
resultados experimentales y el resultado del análisis reportado, con la finalidad de
estimar si la información se procesó adecuadamente.
c. Redacción, claridad y presentación del reporte.
4) Formato del Proyecto experimental. Se evalúa si el proyecto se llevará de manera adecuada
a la solución del problema planteado, en caso contrario el asesor hará las recomendaciones
del caso en la discusión del mismo. Hasta que sea aprobado el protocolo del proyecto por el
asesor, se podrá comenzar la parte experimental.
5) Exámenes: En el curso se proponen dos exámenes parciales escritos y uno oral. Es requisito
que el promedio de los tres exámenes sea aprobatorio.
De manera general, se tiene:
Exámenes previos: 10 %
Reporte de prácticas: 30%
Exámenes: 40% (2 Escritos y 1 oral)
Proyecto(s): 20% (Protocolo 10%, Reporte 10%)
La entrega del protocolo o reporte es en la fecha indicada; por cada día de atraso se penalizará con
un punto menos.
El sistema de evaluación de la asignatura contempla que el alumno debe de acreditar el laboratorio
para poder promediar la calificación con la parte teórica, y el porcentaje para el promedio final es
50% teoría y 50% laboratorio.
PUNTOS MÍNIMOS QUE DEBE DE INCLUIR UN REPORTE
La importancia de una buena redacción científica es primordial en la difusión de los conocimientos.
Los resultados experimentales de buena calidad pueden tener poca trascendencia si la
comunicación, verbal o escrita, no es adecuada. En este curso, la comunicación escrita a través de
sus trabajos escritos, debe ser clara, concisa y atractiva. Por tanto, se les orientará a los estudiantes
para que logren mejorar su redacción y considerarlo como una habilidad importante para resaltar en
el reporte el análisis y discusión de sus resultados experimentales, así como de sus conclusiones.
En general, las partes esenciales de un informe son:
1. Introducción
2. Procedimiento experimental
4. Resultados
5. Discusión y Análisis de los resultados
6. Conclusiones
7. Referencias
Introducción
a) Indicación del tema
La extensión debe ser de media cuartilla y no realizar el “copy paste”, sino ser escrito con palabras
propias.
b) Revisión y aplicación de la información existente
En este punto, se plantea un breve resumen del estado del conocimiento actual del tópico a tratar, y
con base en esta información se deriva y fundamenta el diseño experimental a desarrollar.
c) Enunciado del propósito del experimento
En este apartado se incluye el objetivo de la investigación, el cual debe de estar redactado en forma
breve y concisa.
Procedimiento
Dentro de este apartado se incluye los siguientes puntos:
a) Bosquejo del procedimiento: Debe de ser lo más claro posible y sobre todo conciso.
b) Detalles de las mediciones que se realizan. Por ejemplo, las características de un
espectrofotómetro, el intervalo de longitud de onda, el espesor de la celda, resolución de las
medidas, velocidad de barrido, etc.
c) Precauciones. Este apartado es opcional. En éste se incluye, generalmente, los cuidados sobre
el manejo de la muestra o de los equipos a utilizar.
Resultados
a) Valores medidos: Por lo general en esta parte se reportan en forma de tabla las variables medidas.
b) Cálculo de las desviaciones estándar: Siempre que se realicen varias mediciones podrá ser
posible realizar el cálculo de las incertidumbres de los valores medidos, ya que estos valores
pueden indicar si alguna lectura no es correcta.
c) Gráficas: Hay que realizar la presentación de manera adecuada, es decir, elegir correctamente la
escala de los ejes. Finalmente, colocar el título de la gráfica y en cada eje la propiedad con sus
unidades.
Análisis de los resultados
a) Comparación entre el modelo propuesto y los resultados experimentales.
b) Análisis de las discrepancias entre el modelo y los resultados experimentales.
c) Obtención de la concentración de la solución problema (en caso necesario).
Conclusiones
La redacción de las conclusiones debe redactarse en función de los objetivos planteados. En caso
de que esto no suceda, dar una justificación razonada.
Referencias.
Se deben de incluir todas las fuentes consultadas (incluyendo artículos, páginas web, libros, tesis,
etc.) utilizando el formato APA 2016.
GUÍA METODOLÓGICA o PROTOCOLO.
1. Planteamiento del problema.
En este paso, los profesores definirán el problema que se desea solucionar y les proporcionarán
a los estudiantes la información necesaria para que se comprenda de manera clara y precisa los
objetivos que se desean alcanzar al término de cada proyecto. Es necesario que los estudiantes
apliquen la lógica y sus conocimientos de los métodos analíticos para lograr el cumplimiento de
los objetivos.
2. Investigación bibliográfica.
Una vez definido el problema, el estudiante se ayudará de la información contenida en la
bibliografía a su disposición (libros, artículos, tesis, etc.), para obtener un conocimiento mayor
sobre el tema y con ayuda de esta información, planteará su hipótesis.
3. Hipótesis.
El estudiante planteará la hipótesis; es decir, una suposición que permite establecer relaciones
entre hechos. Su valor reside en su capacidad para establecer estas relaciones entre los hechos,
y de esa manera explicar porque se produce. La hipótesis también es aquella explicación
anticipada que permite tener una noción de la realidad que ocurre en un fenómeno.
4. Metodología experimental.
Se pretende con esto, que los estudiantes propongan un trabajo experimental que les permita
evaluar la validez de su hipótesis. Para esto tendrán que considerar los métodos analíticos con
que cuentan en el laboratorio, así como el material y el tiempo para su desarrollo. Además, las
condiciones experimentales deben de estar sustentadas mediante el uso de diagramas de zonas
de predominio, de fases, de Pourbaix, así como las constantes de equilibrio condicionales de
reacción, etc. Por lo que deberán tener en cuenta los siguientes aspectos:
a) Reactivos: Es necesario verificar que los reactivos que se utilizarán existan en el laboratorio,
o bien en el almacén de la Sección de Química Analítica. De no ser así, consultar con los
profesores la posibilidad de sustituirlo por otro equivalente.
b) Preparación de soluciones: Considerar cuidadosamente las cantidades que se utilizarán
durante el desarrollo experimental para evitar el desperdicio o la falta de soluciones.
c) Procedimiento experimental: Basado en la información encontrada en la literatura, o bien,
propuestas personales, se realizará la descripción detallada de la experimentación.
d) Diagrama de flujo: El diagrama de flujo deberá incluir la asignación de actividades para cada
una de las personas que integran el equipo de trabajo, así como una estimación del tiempo
que tomará cada actividad. No olvidar que existen actividades que se pueden realizar en
forma paralela, lo que nos permite optimizar el tiempo.
e) Recolección de resultados: Esta recolección podrá presentarse en tablas o gráficas, las
cuales deberán llenarse en el transcurso del desarrollo experimental.
5. Análisis de Resultados
En este apartado deberán de discutirse las gráficas y tablas de resultados, explicando y/o
justificando si son adecuados, cercanos a lo esperado. También se deberán de procesar para
obtener la mejor relación matemática que relacione los resultados, elaborar y justificar las
condiciones experimentales empleadas, etc. Para ello deberán de revisarse libros, revistas,
tesis u otro material que apoye la discusión y que deberán de estar referenciados en el
documento final.
6. Conclusiones
Deben de ser muy concretas y en relación a los objetivos planteados.
7. Referencias
Debido a que en la actualidad no solamente se usan libros, sino revistas electrónicas y otros
materiales, se deben de incluir, de acuerdo al formato APA.
REGLAMENTO INTERNO DE LABORATORIO
1.- En todas las sesiones es obligatorio el uso de bata, lentes de seguridad y zapato cerrado.
2.- Se deberán conservar limpias las instalaciones (en especial las campanas de extracción,
canaletas y tarjas de las mesas de laboratorio), el material y el equipo de trabajo (incluyendo las
balanzas analíticas) al inicio y al final de cada sesión experimental.
3.- Se deberá guardar orden y disciplina dentro del laboratorio y durante la sesión experimental y
queda prohibida la entrada a personas ajenas al mismo, incluyendo los inter-laboratorios.
4.- Queda estrictamente prohibido fumar, consumir alimentos y bebidas dentro del laboratorio, ya que
muchas de las sustancias químicas que se emplean son inflamables y/o tóxicas.
5.- Es importante que antes de trabajar, el estudiante conozca las características de las sustancias
químicas que va a utilizar para que pueda manipularlas adecuadamente (se deberá apoyar en la
consulta de las fichas de seguridad).
6.- Para la extracción de reactivos líquidos, se deberán emplear perillas de hule y nunca succionar
con la boca.
7.- Los reactivos químicos no deberán ser manipulados directamente, sino mediante implementos
tales como propipetas, pipetas, espátulas, cucharas, etc.
8.- Después de manipular sustancias químicas es necesario lavarse las manos con agua y jabón.
9.- Si se utilizan mecheros, parrillas o cualquier otro aparato, se deberá estar atento en su manejo
para evitar un accidente.
10.- En caso de ingestión, derrame o inhalación de algún reactivo por parte de algún estudiante,
deberá ser notificado al asesor del grupo, el cual tomará las acciones pertinentes, previa consulta de
las fichas de seguridad.
11.- Al término de la sesión experimental, el asesor de grupo, deberá regresar las disoluciones
empleadas a su lugar de resguardo ubicado en el anaquel.
12.- Todas las personas que elaboren disoluciones y/o generen residuos deben etiquetar
correctamente los frascos que se utilicen para este propósito utilizando la etiqueta del Sistema de
Gestión de Calidad.
13.- Los residuos de cada experimento deberán tratarse y eliminarse adecuadamente por los
alumnos, previa consulta del diagrama ecológico incluido en el manual de prácticas y con el apoyo
del asesor.
14.- Cuando el residuo no pueda ser eliminado, el alumno deberá resguardarlo, en un contenedor,
debidamente etiquetado y cerrado, y colocarlo en el anaquel destinado para ello.
15.- Antes de iniciar las actividades experimentales se le solicitará al laboratorista el material y equipo
necesarios, para ello, una persona responsable del equipo dejará su credencial (únicamente de la
UNAM) en depósito y firmará un vale por el material y equipo recibidos. En caso de que existiera un
defecto en el material o equipo recibido, éste deberá ser anotado en el vale.
16.- Es responsabilidad del alumno revisar el estado en que recibe el material, ya que al término de
la sesión experimental lo debe regresar en las mismas condiciones en las que lo recibió y
perfectamente limpio.
17.- En caso de extravío o daño del material o equipo de laboratorio, se resguardará el vale de
solicitud de material y la credencial del estudiante responsable del daño o extravío hasta su
reposición con iguales características.
18.- Los alumnos que adeuden material de laboratorio, deberán reponerlo a la mayor brevedad
posible o a más tardar el último día de realización de prácticas, de lo contrario los deudores serán
reportados al Departamento de Servicios Escolares y no podrán inscribirse en el siguiente.
19.- El número máximo de alumnos que podrán permanecer en el cuarto de balanzas será el mismo
que el número de balanzas disponibles.
20.- Cuando sea asignada, una gaveta a los alumnos y por razones de olvido o pérdida de la llave,
queda prohibido forzarla. En tal situación los alumnos deberán solicitar su apertura, por escrito, al
responsable del laboratorio, previa autorización del profesor del grupo.
21.- La gaveta podrá usarse hasta la semana 15 del semestre por lo que, el grupo de estudiantes
deberán desocuparla a más tardar en la semana 16.
22.- No se permitirá el uso de balanzas y equipos a personas ajenas al laboratorio o fuera del horario
de su sesión experimental.
NORMAS OPERATIVAS EN EL LABORATORIO
El alumno deberá ser puntual y ordenado en las horas programadas para el laboratorio, anotando en
una libreta exclusiva para esto todos los cálculos, mediciones y datos experimentales obtenidos a lo
largo de la sesión experimental.
El equipo que se use para cada una de las prácticas podrá utilizarse después de que el profesor haya
dado la explicación para su manejo, y bajo la asesoría de un profesor, cuidando siempre de mantener
en las mejores condiciones posibles el equipo.
Con lo que respecta a reactivos, nunca debe regresar la porción de un reactivo que no haya sido
utilizado al frasco de origen. Manejar en la campana los reactivos tóxicos, ácidos, disolventes, etc.
El material de vidrio debe ser lavado con un escobillón adecuado y agua del grifo, antes y después
de su utilización. Enjuagar varias veces con pequeñas porciones de agua destilada. Mantener limpio
su lugar de trabajo así como los equipos y reactivos que empleen.
El alumno efectuará los cálculos de preparación de soluciones en el cuestionario previo, a
partir de los reactivos analíticos con que se cuente en el laboratorio.
Las muestras problemas deberán proveerlas los alumnos que conforman un equipo, a excepción de
que los profesores les indiquen que se cuenta con ellas.
PRÁCTICA 1. TRATAMIENTO ESTADISTICO DE DATOS EXPERIMENTALES: CURVA DE CALIBRACIÓN
OBJETIVOS
Realizar una curva de calibración por triplicado y efectuar el análisis de regresión lineal por mínimos cuadrados.
Determinar la concentración de permanganato en una muestra comercial mediante la interpolación en la curva de calibración con su intervalo de confianza.
Determinar los límites de detección y cuantificación mediante el cálculo de error típico.
INTRODUCCIÓN Las curvas de calibración son probablemente el método más empleado en el análisis cuantitativo instrumental. Su obtención consiste en medir una propiedad analítica para una serie de soluciones de composición conocida y preparadas en las mismas condiciones. Su representación consiste en graficar la señal analítica o la respuesta del instrumento (P) en el eje de las ordenadas (vertical o conocido como “y”) y las concentraciones (C) sobre el eje de las abscisas (horizontal o conocido como “x”). Generalmente, la función P=f(C) es una relación lineal, de la que se obtiene la recta de regresión, por el método de mínimos cuadrados, cuyo cálculo permite obtener la mejor línea recta a través de los puntos de la gráfica de calibrado. Las curvas de calibración se emplean para determinar la cantidad o concentración C desconocida de un analito en una muestra, esto se realiza mediante la interpolación de su señal analítica, obtenida en idénticas condiciones que los patrones. NOTA: EL ANÁLISIS DE REGRESIÓN PLANTEADO EN ESTA PRÁCTICA DEBERÁ APLICARSE A TODAS LAS CURVAS DE CALIBRACIÓN DE LAS SUBSECUENTES PRÁCTICAS. CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿Cuál es la importancia de una curva de calibración en el análisis instrumental? 2. Mencionar los 3 requisitos matemáticos del Ajuste por Mínimos Cuadrados 3. Dar el significado de error típico, Sy/x 4. Definir los términos de homocedasticidad y heterocedasticidad. 5. Hacer los cálculos necesarios para preparar las soluciones que se indican en la parte
experimental.
PARTE EXPERIMENTAL
Material por equipo Reactivos
4 matraces volumétricos de 10 mL Permanganato de potasio (KMnO4 )
1 matraz volumétrico de 25 mL
Pipetas volumétricas de 0.5, 1, 2, 3, 4 y 5 mL
2 pipetas volumétricas de 1 y 2 mL Ácido sulfúrico (H2SO4)
25 tubos de ensaye grandes 15 mL con gradilla
1 Piseta con agua destilada
4 vasos de precipitado de 50 mL
Muestra comercial:
o Solución problema que contiene KMnO4 (desinfectante para acuarios)
Equipo: o Espectrofotómetro (visible) y dos celdas de 1 cm de paso óptico.
PREPARACIÓN DE SOLUCIONES: o Preparar 200 mL de H2SO4 0.1M. o Preparar 100 mL de KMnO4 0.001 M
Solución Problema: tomar 1 mL del frasco de desinfectante para acuarios y aforar a 25 mL con agua destilada.
Tabla 1. Preparación de los sistemas para la curva de calibración*.
SOLUCIONES/ SISTEMAS Blanco 1 2 3 4 5 6
H2SO4 0.1M (mL) 4 4 4 4 4 4 4
KMnO4 0.00125 M (mL) 0 0.5 1 2 3 4 5
Aforo agua destilada (mL) 10 10 10 10 10 10 10
[KMnO4] (M)
*Cada solución se prepara en matraz aforado y se trasvasa a un tubo de ensaye debidamente etiquetado.
CALIBRACIÓN DEL ESPECTROFOTÓMETRO Se realiza de acuerdo a las indicaciones del profesor. SELECCIÓN DE LA LONGITUD DE ONDA ÓPTIMA. Determine la longitud de onda adecuada para medir la absorbancia de las soluciones de la curva de calibración; a partir del espectro que se muestra en la siguiente figura.
OBTENCIÓN DE LA CURVA DE CALIBRACIÓN Realizar las lecturas de los sistemas preparados (1 a 6) contra blanco reactivo, de todas las
soluciones de la curva de calibración a la elegida. Estas lecturas se realizarán por triplicado, intercambiando los sistemas preparados por los otros equipos de alumnos. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE PERMANGANATO EN LA SOLUCIÓN PROBLEMA De acuerdo al marbete de la muestra comercial, estime la(s) diluciones adecuadas para que la lectura de la solución problema entre dentro de la curva de calibración.
Tabla 2. Preparación del sistema problema
SOLUCIONES/ SISTEMAS Réplica1 Réplica 2 Réplica 3
Sol. de H2SO4 0.1M (mL) 4 4 4
Solución Problema (mL)
Aforo con agua destilada (mL) 10 10 10
*Cada sistema se prepara en matraz aforado y se trasvasa a un tubo de ensaye debidamente etiquetado.
RESULTADOS Indicar la longitud óptima de trabajo _________________
Tabla 3. Resultados de la Curva de Calibración.
[KMnO4] (M) Absorbancia
1a
1b
1c
2a
2b
2c
3a
3b
3c
4a
4b
4c
5a
5b
5c
6a
6b
6c
Trazar el gráfico de A = f [KMnO4]. Calcular m, b y r2.
Obtener la ecuación de la curva de calibración por el modelo de mínimos cuadrados tomando en
cuenta todas las medidas de absorbancia, según la siguiente ecuación:
b mn-2 n-2y= b(±t ) + m(±t ) xs s
Tabla 4. Determinación de la concentración de la solución problema
A óptima Concentración interpolada
Réplica 1
Réplica 2
Réplica 3
Tabla 5. Determinación de la concentración de la solución problema
Sistema [KMnO4] kMnO4 (cm-1 M-1) Amáx
1a
1b
1c
2a
2b
2c
3a
3b
3c
4a
4b
4c
5a
5b
5c
6a
6b
6c
Promedio
Desv. Est.
% RSD *Transferir los resultados de la tabla anterior a una hoja de Excel.
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte.
a) En la curva de calibración ¿Se comportan los pares de medidas visualmente según una línea recta? ¿Hay algún punto que presente algún comportamiento anómalo?
b) Obtener ecuación de la recta de regresión Amáx. = b + m [MnO4-] y el coeficiente de
determinación, r2.
c) Reportar en cada caso las concentraciones de permanganato: [MnO4-]= (Amáx – b)/m
d) Determinar la precisión de la curva mediante el cálculo de la desviación estándar relativa
(%RSD) de los valores de coeficientes de MnO4. ¿Se puede considerar que la curva es precisa? (Tener en cuenta que para un método espectrofotométrico, el %RSD < 3 % ).
e) Determinar si la curva es homocedástica mediante el análisis de los residuales. f) Calcular el error típico, Sy/x y con este valor calcular los límites de detección (LOD) y
cuantificación (LOQ). g) Calcular el error aleatorio Sxo de cada muestra con las réplicas. Concluir. h) Determinar las concentraciones de las muestras problema con un intervalo de confianza de
95%. Concluir al respecto.
Fórmulas estadísticas:
Pendiente
Ordenada al origen
Coeficiente de correlación
Error Típico
Desviación estándar de la
pendiente
Desviación estándar de la ordenada al origen
Límites de confianza de la pendiente y la ordenada al origen
Error aleatorio sin réplicas
Error aleatorio con réplicas
Límite de detección (LOD)
Límite de cuantificación (LOQ)
1/2
2 2
( )( )
( ) ( )
i i
i
i i
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x x y y
r
x x y y
2
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2
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/10[ ]LOQ y xb sy ( ) /LOQLOQ y b m
REFERENCIAS
Harris, D. C., “Análisis Químico Cuantitativo”, 3ª ed., Iberoamericana, México, 1992
Skoog/ West, “Química Analítica”, editorial Mc Graw Hill
Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté. Barcelona, 1988.
Miller. J.N. and Miller J. C. Estadística para química Analítica. 2ª edición. Adison Wesley Iberoamericana.
VICH GL 49
QR2 validación
MANEJO DE RESIDUOS
R1. Los residuos que contengan KMnO4 se colectan, se reducen con Fe(II), se llevan a pH neutro y desechan en la tarja.
Barrido de 400 a 600 nm
Como blanco se utilizará agua
Realizar la lectura de λ onda para cada sistema
de la curva de calibración
CURVAS DE CALIBRACIÓN EN LOS MÉTODOS ANALÍTICOS
R1
Solución
problema
1 mL de desinfectante y aforar a 25
mL
Sistemas de la curva de
calibración
Preparar para los sistemas de acuerdo a
la tabla 1
Los sistemas
se deben
hacer por
triplicado.
Determinación de
λ onda optima
Calibración del espectrofotómetro.
Determinar la λ optima del sistema 5
Para cada cambio de λ se debe
calibrar el equipo
Se medirá la λ onda del blanco
reactivo
Determinación de KMnO4 en solución
problema
Se preparan 3 soluciones problemas de acuerdo a la tabla 2
Determinar la absorbancia de cada sistema de solución
problema a la λ optima determinada.
Preparación de soluciones.
PRACTICA 2. SEPARACIÓN COBRE Y MANGANESO USANDO OXINA COMO AGENTE QUELANTE
OBJETIVOS
Establecer espectrofotométricamente el reparto de la oxina entre el agua y cloroformo en
función del pH.
Analizar los factores que influyen en la separación de cationes metálicos con agentes
quelantes mediante extracción liquido-liquido.
Establecer espectrofotométricamente la extracción de dos quelatos metálicos en función de
pH.
Determinar cualitativamente el intervalo de pH adecuado para la separación de una mezcla
de Cu(II) y Mn(II), usando oxina como agente quelante.
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿Cuál es el campo de aplicación de la extracción liquido-liquido?
2. ¿En qué consiste la extracción con un agente quelante?
3. ¿Qué factores influyen en este tipo de procesos de extracción?
4. Definir el concepto de selectividad en la separación de quelatos metálicos.
5. Investigar las características físicoquímicas de la oxina, (8-hidroxyquinoleina).
6. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la práctica
considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
Material por equipo Reactivos
3 embudos de separación
8-Hidroxiquinolinoleína
4 vasos de precipitado de 50 mL
Cloroformo
2 Pipetas volumétricas de 1
1 Pipeta volumétrica 5 mL
2 Pipeta volumétrica 10 mL
Hidróxido de sodio
10 tubos de ensaye con rosca
Ácido clorhídrico
1 gradilla Sulfato de cobre
1 Piseta con agua destilada Sulfato de manganeso
Equipo:
o Espectrofotómetro (visible) y dos celdas de 1cm de paso óptico. o Potenciómetro con electrodo de vidrio combinado.
PREPARACIÓN DE SOLUCIONES: Se preparan 7 soluciones a pH:1, 3, 5, 7, 9, 11 y 13. Para las soluciones de pH 1 y 13 se preparan
partir de una solución HCl 0.1 M y de NaOH 0.1 M, respectivamente. Las soluciones de pH 3, 5, 7, 9
y 11 se preparan a partir de H3PO4 1 M, para lo cual se vierten 5 mL de este ácido en vasos, se
agrega agua desionizada hasta aproximadamente 50 mL, se ajusta el pH con la cantidad necesaria
de HCl o NaOH diluidos, mediante el uso de un pH-metro y se lleva a un volumen de 100 mL.
PARTE I. REPARTO DE OXINA
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, con pipeta volumétrica, 10 mL
de agua pH 1.
2. Agregar en el mismo embudo, 5 mL de Oxina en cloroformo (0.01 M) con una pipeta
volumétrica.
3. Agitar por 3 minutos y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases (Tabla 4).
4. Separar las fases conservando la fase orgánica en matraces volumétricos de 10 mL
(asegurándose que estén perfectamente secos) y la fase acuosa en tubos de ensayo.
5. Registrar la absorbancia de la fase orgánica a 360 nm contra blanco cloroformo.
6. Medir el pH de la fase acuosa y obtener la absorbancia, de la fase acuosa, a 415 nm contra
blanco agua. Anotar los datos en la tabla 4.
7. Repetir los cinco pasos anteriores con las soluciones acuosas de pH: 3, 5, 7, 9 y 11, ayudarse
de la tabla 1 para la preparación de los sistemas.
TABLA I. Sistemas del reparto de Oxina/H2O y Cloroformo
Sistema
pH Exp. Vol. Oxina en CHCl3 0.01M (mL)
Vol fase acuosa(mL)
1 1 5 10
2 3 5 10
3 5 5 10
4 7 5 10
5 9 5 10
6 11 5 10
PARTE II. EXTRACCION DE Cu (II)
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, 9 mL de agua destilada con
pipeta volumétrica a la cual previamente se le ajusto el pH a 1.0.
2. Adicionar 1 mL con pipeta volumétrica de CuSO4 4X10-4 M, en el mismo embudo.
3. Agregar 5 mL de Oxina con pipeta volumétrica (en ese mismo embudo)
4. Agitar por 3 minutos y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases (Tabla 5).
5. Separar las fases guardando la fase orgánica en matraces volumétricos de 10 mL (secados
en la estufa a 50 ºC) y la fase acuosa en tubos de ensayo.
6. Medir la absorbancia de la fase orgánica a 410 nm, longitud de onda máxima del complejo
Cu(Ox)2, utilizando como blanco el sistema orgánico de oxina a pH= 1. Anotar los datos en la
tabla 5.
7. A la fase acuosa determinarle el pH y anotar los datos en la tabla 5.
8. Repetir los cinco pasos anteriores a los siguientes valores de pH: 3, 5, 7, 9 y 11, ayudarse de
la tabla 2 para los otros sistemas. (Cuidando de utilizar el blanco respectivo para los demás
sistemas).
TABLA 2. Sistemas del reparto de Cu(Ox)2/H2O y Cloroformo
Sistema pH Exp. Vol. Oxina/CHCl3 0.01M (mL)
Vol fase acuosa(mL)
Vol. CuSO4 4x10-4M (mL)
1 1 5 9 1
2 3 5 9 1
3 5 5 9 1
4 7 5 9 1
5 9 5 9 1
6 11 5 9 1
PARTE III. EXTRACCION DE Mn(II)
1. Colocar en un embudo de separación de 60 mL limpio y seco, 9 mL de agua desionizada con
pipeta volumétrica a la cual previamente se ajustó el pH a 1.0.
2. Adicionar 1 mL con pipeta volumétrica de MnSO4 4X10-4 M en el mismo embudo.
3. Agregar 5 mL de Oxina con pipeta volumétrica (en ese mismo embudo)
4. Agitar por 3 min y anotar las observaciones: color y apariencia de las fases en la Tabla 6.
5. Separar las fases guardando la fase orgánica en matraces volumétricos de 10mL
(asegurándose que estén secos) y la fase acuosa en tubos de ensayo
6. A la fase acuosa determinarle el pH y a continuación medir la absorbancia de la fase orgánica
a 400 nm, longitud de onda máxima del complejo Mn(Ox)2, utilizando como blanco el sistema
orgánico de oxina a pH= 1. Anotar los datos en la tabla 6.
7. Repetir los cinco pasos anteriores a los siguientes valores de pH: 3, 5, 7, 9 y 11, ayudarse de
la tabla 3 para los otros sistemas; (cuidar el utilizar el blanco respectivo para los demás
sistemas).
TABLA 3. Sistemas del reparto de Mn(Ox)2/H2O y Cloroformo
Sistema pH Exp. Vol. Oxina
0.01M (mL) Vol fase
acuosa(mL) Vol. MnSO4 4x10-4M
(mL)
1 1 5 9 1
2 3 5 9 1
3 5 5 9 1
4 7 5 9 1
5 9 5 9 1
6 11 5 9 1
Observaciones:
De ser necesario obtener el espectro de absorción para las especies de Ox, Cu(Ox)2, Mn(Ox)2 para las fases orgánicas a pH 1 y usando el blanco respectivo.
Al final de la práctica coloque los desechos de la fase orgánica en el contenedor etiquetado como “DESECHO DE CLOROFORMO”, el cual facilitará el profesor.
Utilizar celdas de vidrio o cuarzo para medir las soluciones orgánicas.
RESULTADOS
TABLA 4. Colocar los datos obtenidos del reparto de Oxina en H2O y Cloroformo
(Antes de Agitar) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH exp
OBSERVACIONES pH exp
final
OBSERVACIONES Absorbancia
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Acuosa 415 nm
Fase Orgánica 360 nm
1
2
3
4
5
6
* Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
TABLA 5. Resultados para la extracción de Cu(Ox)2 en el sistema H2O / Cloroformo
(Antes de Agitar) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH exp
OBSERVACIONES* pH exp
final
OBSERVACIONES* Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Orgánica 410 nm
1
2
3
4
5
6
*Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
TABLA 6. Colocar los datos para la extracción del reparto de Mn(Ox)2/H2O y Cloroformo
(Antes de Agitar) ( Después de agitar y separa fases )
Sist
pH exp
OBSERVACIONES* pH exp
final
OBSERVACIONES* Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica
Fase Acuosa
Fase Orgánica
Fase Orgánica 400 nm
1
2
3
4
5
6
*Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. a) Colores de las fases (resultados de todo el grupo, Tablas 4, 5 y 6).
b) Trazar la gráfica experimental A= f(pH) para la oxina y justificar mediante su diagrama de
extracción el comportamiento de la misma.
c) Trazar la gráfica experimental A = f(pH) para los oxinatos metálicos.
d) Calcular y trazar los diagramas teóricos %RM' = f(pH) para los oxinatos metálicos en la misma
hoja, a las condiciones de trabajo.
e) Comparar los gráficos teóricos y experimentales de los puntos 3 y 4.
f) Concluir sobre la posible separación de una mezcla de ambos cationes. ¿Cuál es el intervalo de
pH adecuado para dicha separación?
DATOS4:
Log DHox = 2.6 H2Ox+ pKa = 5.0 HOx pKa = 9.7
Cu(OH)+ Log 1 = 6.0 Mn(OH)+ Log 1 = 3.4
Cu(Ox)n+2-n Log 1 = 12.1 Log 2 = 23.0 Mn(Ox)n
+2-n Log 1 = 6.8 Log 2 = 12.6
Cu2+ + 2Ox- = Cu(Ox)2 Log KEXT = 26.48
Mn2+ + 2Ox- = Mn(Ox)2 Log KEXT = 15.42
REFERENCIAS
1. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté,
Barcelona, 1988.
2. King C.J., Procesos de Separación. Ed. REPLA s.a., México D.F., 1988.
3. Ringbom A., Formación de complejos en Química Analítica, Alhambra, Madrid, 1979.
4. CRC Handbook of Organic Analytical Reagents, CRC Press, Inc., Boca Raton, Florida, 1990.
5. Paez Hernández M. E., Ramírez Silva M.T., Rojas Hernández A. Temas Selectos de
Extracción Líquido-Líquido para el Análisis Químico, UAM-Iztapalapa, México D.F.1997.
6. Trejo Córdova G. Rojas Hernández A. y Ramírez Silva M. T. Diagramas de Zonas de
Predominio Aplicados al Análisis Químico. UNAM-Iztapalapa. México, D. F. 1993.
7. Day Jr. R. A. y Underwood A. L. Química Analítica cuantitativa. 5ª Edición. Prentice-Hall,
México, D. F. 1989.
8. Química Analítica General Cuantitativa e Instrumental. Vol 1. Francisco Bermejo Martínez,
MG. Editorial. Paraninfo, S. A. España. 1991
9. Ion exchange and solvent extraction: a series of advances / edited by Bruce A. Moyer, 2010.
10. Ion exchange and solvent extraction / edited by Arup K. SenGupta, Yizhak Marcus, Jacob A.
Marinsky, 2004.
11. Ion exchange and solvent extraction / edited by Arup K. SenGupta, Yizhak Marcus; Jacob A.
Marinsky, founding editor, 2001.
12. Extraction methods for environmental analysis / John R. Dean. 1998
13. Liquid-liquid extraction / Ruth blumberg. 1988.
14. Teoria y práctica de la extraccion liquido-liquido / M. valcarcel Casas, m. Silva Rodríguez,
1984.
15. Ion exchange and solvent extraction, 1973. QD561 M37 1973
CIBERGRAFIA
1. http://courses.chem.psu.edu/chem36/Experiments/PDF's_for_techniques/Liquid_Liquid.pdf
(enero 2017)
2. http://www.aiche.org/resources/publications/cep/2015/november/design-principles-liquid-
liquid-extraction (enero 2017)
3. http://onlinelibrary.wiley.com/store/10.1002/14356007/asset/homepages/UA_LiquidLiquidExt
raction.pdf;jsessionid=58CD0031342AA11741460B582290AE78.f03t01?v=1&s=e3d99a3c4
c66127ed5f4d07ccfe47882654dae10&systemMessage=WOL+Usage+report+download+pa
ge+will+be+unavailable+on+Friday+27th+January+2017+at+23%3A00+GMT%2F+18%3A0
0+EST%2F+07%3A00+SGT+%28Saturday+28th+Jan+for+SGT%29++for+up+to+2+hours+
due+to+essential+server+maintenance.+Apologies+for+the+inconvenience. (enero 2017)
4. https://www.researchgate.net/profile/Chao_Jung_Chen2/publication/222827005_Room_Tem
perature_Ionic_Liquid_as_a_Novel_Medium_for_Liquidliquid_Extraction_of_Metal_Ions/links
/547c74600cf2a961e48a28dc.pdf (enero 2017)
DIAGRAMA ECOLÓGICO
Agregar en un embudo de
separación:
9 mL de agua a pH 1 + 5 mL
de Oxina + 1 mL MnSO4
Agitar
MnSO4 4x10-4 M
Agitar
R1, R2 y R3: Los residuos que contengan cloroformo se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior. Las soluciones acuosas, se deben mezclar, separar y resguardar la fase orgánica y la fase acuosa se elimina en la tarja.
Agregar en un embudo de
separación:
9 mL de agua a pH 1 + 5 mL
de Oxina +1 mL CuSO4
Agregar en un embudo de
separación:
10 mL de agua a pH 1 + 5
mL de Oxina
Separar las fases
Fase acuosa
Oxina 0.01M
Agitar
CuSO4 4x10-4 M
Fase orgánica
Separar las fases
Fase orgánica
R1 R2 R3
Medir pH y a 415 nm
(blanco agua)
Medir pH Medir a 400 nm (Blanco oxina a
pH=1)
Medir pH
Medir A. a 400 nm (Blanco
oxina a pH=1)
Separar las fases
Fase acuosa Fase
orgánica
Fase acuosa
Medir a 360nm (blanco
cloroformo)
Ajustar con HCl o NaOH
Extracción Mn
EXTRACCION DE Cu(II) Y Mn(II) USANDO
OXINA COMO AGENTE QUELANTE
Preparación de sistemas acuosos a diferentes pHs
Ajustar el pH a 100 mL de agua desionizada (pH=1,3,5,7,9,11)
Reparto de Oxina Extraccion de Cu.
PRACTICA 3. DETERMINACIÓN ESPECTROFOTOMETRICA DE FIERRO Y ALUMINIO EN
CEMENTO, PREVIA SEPARACIÓN POR EXTRACCION LIQUIDO-LIQUIDO
OBJETIVOS
Realizar la separación de Fe(III) y Aluminio (III) mediante la extracción liquido-liquido con agentes
quelantes a pH impuesto.
Determinar cuantitativamente el intervalo de pH adecuado para la separación de una mezcla de
Al(III) y Fe(III), usando oxina como agente quelante.
Elaborar una curva de calibración para la cuantificación de Fe(III) y Al(III) mediante
espectrofotometría visible.
Cuantificar Fe(III) y Al (III) en un cemento portland (gris)
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿En qué consiste la extracción con un agente complejante?
2. Características físicas y químicas de la oxina.
3. Discutir ampliamente el intervalo de pH de separación para una mezcla que contiene los cationes
Al3+ y Fe3+ para las condiciones límite de %Rlimite (M) ≥ 99; %Rlimite (N) ≤ 1.
4. Investigar la importancia del contenido de Hierro y Aluminio, así como en qué porcentaje
aproximado se encuentra en los cementos grises.
5. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la práctica
considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
Material por equipo Reactivos
3 embudos de separación de 25 mL 8-Hidroxiquinolinoleína
3 vasos de precipitado de 50 mL Cloroformo
2 Pipetas volumétricas de 1, 2, 3, 4 Ácido clorhídrico
2 Pipeta volumétrica 10 mL Ácido monocloroacético
3 Pipetas volumétricas y 5 mL Hidróxido de amonio
2 Matraces volumétricos de 100mL Hidróxido de sodio
Pipeta gradiada de 10 mL Cloruro férrico
1 Piseta con agua destilada Cloruro de Aluminio
Equipo:
o Espectrofotómetro (visible) y dos celdas de 1 cm de paso óptico. o Potenciómetro con electrodo de vidrio combinado.
Soluciones que deben prepararse previamente
-Disolución de Oxina al 0.6% en ácido acético al 1% (100 mL.)
-Disolución de Fe (III) y Al (III) de 1000 ppm.
-Disolución reguladora monocloroacético/monocloroacetato pH=3.0, 0.5 M
-Disolución reguladora amonio/amoniaco de pH=8.5 y concentración total 1.5M
-HCl 1:1 (v/v) con agua
-HCl 1:100 (v/v) con agua.
Soluciones a preparar durante la práctica
Solución estándar de Al (III) y Fe (III) de 10 ppm.
Colocar en un matraz volumétrico de 100 mL, 1 mL de la solución de 1000 ppm de aluminio y 1 mL
de la solución de 1000 ppm de hierro y aforar. Calcular las concentraciones finales.
Solución de Oxina de concentración 0.01 M en cloroformo (100 mL).
Pesar la cantidad de Oxina necesaria para preparar la solución y disolver en cloroformo hasta su
disolución total, transferir a un matraz seco y limpio de 100 mL y llevar al enrase con cloroformo
(cuidado con la volatilidad del cloroformo).
Muestra problema.
Pesar exactamente alrededor de 100 mg de cemento gris, agregarle 5 mL de HCl concentración 1:1
(v/v) agitar por 10 minutos y calentar hasta la evaporación del ácido. Los residuos del fondo del vaso
se redisuelven con HCl de concentración (1:100), se agita por espacio de 5 minutos y se observa
que la solución sea transparente y de ser necesario filtre y enrase a 100 mL con el HCl (1:100). Esta
solución es el problema.
Extracción y cuantificación de Fe (III)
En un embudo de separación mezclar los volúmenes indicados en la tabla 1, teniendo cuidado de
que la adición de estándar de Al y Fe sea con pipeta volumétrica, los demás volúmenes de fase
acuosa se pueden realizar con pipeta graduada, mezclar perfectamente y medir el pH de cada
sistema de ser necesario ajustar con más buffer.
TABLA 1. Sistemas a preparar para la separación de Fe(III)
Sistema *Std. (Al,Fe)
*Sol. Problema
Buffer pH=3
[Ox]Acético
0.6% Agua *[HOx]CHCl3
0.01 M A
470nm
Blanco 0 3 1 6 5
1 1 3 1 5 5
2 2 3 1 4 5
3 3 3 1 3 5
4 4 3 1 2 5
5 5 3 1 1 5
Problema** 1 3 1 5 5
*Estos volúmenes deben ser medidos con pipeta volumétrica. **En caso de que el problema no entre en la curva, realizar la dilución necesaria.
Finalmente, adicionar a todos los sistemas con pipeta volumétrica 5 mL de la oxina en cloroformo y
agitar durante 2 minutos. Después de este tiempo dejar reposar las fases.
Leer la absorbancia de las fases orgánicas a 470 nm para cuantificar el Fe (III).
Preparar el problema como se indica en la tabla 1, utilizando 1 mL de solución problema, al leer la
absorbancia y verifique que se encuentre dentro de los valores de la curva de calibración de no ser
así, preparar otro sistema realizando los ajustes de volumen de problema necesarios.
Una vez leídas las fases orgánicas, éstas se desechan. Conservar las fases acuosas para proceder
a la extracción del aluminio
Extracción y cuantificación de Al (III)
Adicionar a las fases acuosas 10 mL de buffer de amonio/amoniaco pH = 8.5, mezclar perfectamente
y medir el pH de los sistemas, ajustar de ser necesario.
TABLA 2. Sistemas a preparar para la extracción de Al (III)
Sistema Fase acuosa 1era extracción
Buffer pH 8.5 (mL)
*[HOx]CHCl3
(mL) Absorbancia
420nm
Blanco 10 10 5
1 10 10 5
2 10 10 5
3 10 10 5
4 10 10 5
5 10 10 5
Problema 1 10 10 5
Problema 2 10 10 5
*Estos volúmenes deben ser medidos con pipeta volumétrica.
Finalmente, adicionar a todos los sistemas con pipeta volumétrica 5 mL de la oxina en cloroformo y
agitar durante 2 minutos. Después de este tiempo dejar reposar las fases.
Leer la absorbancia de las fases orgánicas 420 nm para cuantificar Al (III).
Extraer el problema para cuantificar Al (III) y verificar que se encuentre dentro del intervalo de
concentración la curva de calibración; de no ser así, preparar otro sistema realizando los ajustes de
volumen necesarios.
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte.
a) Elaborar los diagramas de Log DM´´ = pH para los cationes en las condiciones involucradas
en la experimentación.
b) Analizar y justificar los intervalos de pH de separación y/o extracción para los cationes
involucrados. Considerar las siguientes condiciones límite: %Rlimite (M) ≥ 99; %Rlimite (N) ≤ 1.
c) Analizar otros intervalos de pH donde sea posible realizar una separación cuantitativa.
d) Con base en las Tablas 3 y 4, discutir sobre las composiciones de cada una de las fases a
cada valor de pH impuesto, colores de los oxinatos de Fierro y de Aluminio.
e) Trazar la gráfica A=f(concentración) para el hierro y aluminio. Obtener la regresión lineal y
analizar parámetros estadísticos de linealidad.
f) Cuantificar el porcentaje de Fe y Al en la muestra, así como los porcentajes de sus óxidos
correspondientes. Expresar estos resultados con sus correspondientes intervalos de
confianza al 95 %. Comparar estos valores con la literatura.
DATOS4:
H2Ox+ = HOx + H+ pKa = 5.0
HOx = Ox- + H+ pKa = 9.7
HOx = HOx Log KD (HOx) = 2.6 en Cloroformo
Fe3+ + 3 Ox¯ = Fe(Ox)3 Log Kextracción = 42.3 (cloroformo)
Al3+ + 3 Ox¯ = Al(Ox)3 Log Kextracción = 31.0 (cloroformo)
Fe3+ + OH¯ = Fe(OH)2+ Log 1 = 11.0
Fe3+ + 2OH¯ = Fe(OH)2+ Log 2 = 21.7
Al3+ + 4OH¯ = Al(OH)4¯ Log 4 = 33.3
NH4OH: PM 35.05 g/mol, densidad: 0.896 g/mL, 28%
26
6. TABLAS DE RESULTADOS
TABLA 3. Colocar los datos obtenidos para la extracción Fe (III)
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separar fases )
Sistema
[Fe(III]
OBSERVACIONES (*) OBSERVACIONES (*) Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica Fase Acuosa
Fase Orgánica =470 nm
1
2
3
4
5
Problema
NOTA: (*) Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
27
TABLA 4. Colocar los datos obtenidos para la extracción Al (III)
(Antes de Agitar ) ( Después de agitar y separar fases )
Sistema
[Al(III)]
OBSERVACIONES (*) OBSERVACIONES (*) Absorbancia
Fase Acuosa Fase Orgánica Fase Acuosa
Fase Orgánica =420 nm
1
2
3
4
5
problema
NOTA: (*) Anotar las coloraciones de las fases al inicio y después de la extracción.
REFERENCIAS
1. Valcárcel Cases M. Y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté, Barcelona, 1988.
2. King C.J., Procesos de Separación. Ed. REPLA s.a., México D.F., 1988.
3. Ringbom A., Formación de complejos en Química Analítica, Alhambra, Madrid, 1979.
4. CRC Handbook of Organic Analytical Reagents, CRC Press, Inc., Boca Raton, Florida, 1990.
5. Paez Hernández M. E., Ramírez Silva M.T., Rojas Hernández A. Temas Selectos de Extracción Líquido-Líquido para el
Análisis Químico, UAM-Iztapalapa, México D.F.1997.
6. Trejo Córdova G. Rojas Hernández A. y Ramírez Silva M. T. Diagramas de Zonas de Predominio Aplicados al Análisis
Químico. UNAM-Iztapalapa. México, D. F. 1993.
7. Day Jr. R.A. y Underwood A. L. Química Analítica cuantitativa. 5ª Edición. Prentice-Hall, México, D. F. 1989.
8. Química Analítica General Cuantitativa e Instrumental. Vol 1. Francisco Bermejo Martínez, MG. Editorial. Paraninfo, S. A. Impreso en España. 1991
28
-20
-18
-16
-14
-12
-10
-8
-6
-4
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
Log
D"
M"
pH
Diagrama Log D" M" = f (pH) para los Oxinatos de Fe(III) y Al (III)
Log D" Al(III)
Log D" Fe(III)
29
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
% E
xtra
cció
n
pH
Diagrama. % Extracción = f(pH) para los Oxinatos de Fe(III) y Al (III)
%E Al(III)"
%E Fe(II)"
30
R1 y R2: Los residuos que contengan cloroformo se resguardaran perfectamente etiquetados para
un tratamiento posterior.
Las soluciones de Fe3+ y Al3+ se resguardaran perfectamente etiquetados para un tratamiento
posterior.
Las soluciones ácidas pueden ser neutralizadas y desechadas en la tarja.
CUANTIFICACION Y EXTRACION DE Fe(III) Y Al(III)
Cuantificación y Extracción de Fe (III) Cuantificación y Extracción de Al (III)
En embudo mezclar los volúmenes indicados en la tabla 1
Adicionar 5 mL de Oxina en cloroformo.
Separar las fases, y leer las Abs. de la fase orgánica a 470 nm y a 585 nm la solución problema para cuantificar Fe(III)
Si la lectura de la absorbancia del problema no se encuentra de los valores de la curva de calibración, realizar los ajustes de volumen de problema necesario.
Adicionar a la fase acuosa 10 mL de buffer de amoniaco pH=8.5. (A cada sistema)
Manejar como residuo la fase orgánica
Agregar 5 mL de Oxina en cloroformo
Mezclar y medir pH
Leer la absorbancia de la fase orgánica a 420 nm
Si la lectura de la absorbancia del problema no se encuentra de los valores de la curva de calibración, realizar los ajustes de volumen de problema necesario.
Medir el pH a cada sistema (Ajustar si es necesario)
Agitar 2 min y dejar reposar las fases. Agitar 2 min y dejar reposar
R1 R2
31
CROMATOGRAFIA
La cromatografía comprende un conjunto importante y diverso de métodos que permite a los
científicos separar componentes estrechamente relacionados en mezclas complejas, lo que en
muchas ocasiones resulta imposible por otros medios. Se pueden separar moléculas en función de
sus cargas, tamaños y masas moleculares. También a través de la polaridad de sus enlaces, sus
potenciales redox, etc.
La cromatografía no solo permite la separación de los componentes de una mezcla, sino
también su identificación y cuantificación. El análisis cualitativo está basado en la medida de
parámetros cromatográficos (tiempos y volúmenes de retención) mientras que el análisis cuantitativo
está basado en la medida de alturas o áreas de picos cromatográficos que se relacionan con la
concentración.
La característica que distingue a la cromatografía de la mayoría de los métodos físicos y
químicos de separación, es que se ponen en contacto dos fases mutuamente inmiscibles. Una fase
es estacionaria y la otra móvil. Una muestra que se introduce en la fase móvil es transportada a lo
largo de la columna (colector) que contiene una fase estacionaria distribuida. Las especies de la
muestra experimentan interacciones repetidas (repartos) entre la fase móvil y la fase estacionaria.
Cuando ambas fases se han escogido en forma apropiada, los componentes de la muestra
se separan gradualmente en bandas en la fase móvil. Al final del proceso los componentes
separados emergen en orden creciente de interacción con la fase estacionaria. El componente
menos retardado emerge primero, el retenido más fuertemente eluye al último. El reparto entre las
fases aprovecha las diferencias entre las propiedades físicas y/o químicas de los componentes de
la muestra. Los componentes adyacentes (picos gaussianos) se separan cuando el pico que sale
después es retardado lo suficiente para impedir la sobreposición con el pico que emergió antes. La
representación gráfica de los compuestos eluidos de la columna recibe el nombre de cromatograma
y cada componente da lugar a un cromatograma, el cual aporta tres unidades de información:
posición, altura y anchura de los picos; la posición da información cualitativa, la información
cuantitativa se obtiene del ancho y altura del pico. La columna de separación es el corazón del
cromatógrafo. Proporciona versatilidad en los tipos de análisis que pueden realizarse. Esta
característica, debida a la amplia gama de selección de materiales para la fase móvil y estacionaria,
permite separar moléculas que difieren muy poco en sus propiedades físicas y químicas.
La cromatografía comprende un grupo de métodos que permiten separar, identificar y
cuantificar compuestos presentes en mezclas complejas que no podrían separarse de otra manera.
Las separaciones se basan en la diferencia de velocidad de movimiento de los componentes a través
del sistema. Cuando la separación involucra predominantemente un reparto simple entre dos fases
líquidas inmiscibles, una estacionaria y la otra móvil, el proceso se llama cromatografía líquido-
líquido (LLC). Cuando en la aptitud retentiva de la fase estacionaria intervienen principalmente
fuerzas físicas de superficie, el proceso se denomina cromatografía líquido-sólido (LSC).
32
Otros métodos de cromatografía líquida difieren un poco en su modo de acción. En
cromatografía de intercambio iónico (IEC) los componentes iónicos de la muestra se separan por el
intercambio selectivo con contraiones de la fase estacionaria. En cromatografía de exclusión (EC)
la fase estacionaria proporciona una clasificación de moléculas, basadas en su mayor parte en la
geometría y el tamaño molecular. Este método también se llama cromatografía de permeación en
gel, en la química de los polímeros, y de filtración en gel, en la bioquímica. Cuando la fase móvil es
un gas, los métodos se llaman cromatografía gas-líquido (GLC) y cromatografía gas-sólido (GSC).
Los métodos cromatográficos se pueden clasificar de acuerdo a la naturaleza de la fase estacionaria,
mostrándose en la siguiente figura.
Cromatografía
Cromatografía de Gases Cromatografía de Líquidos
Gas-Líquido Gas-Sólido Líquido-Líquido Líquido-Sólido Intercambio Iónico Exclusión
(GLC) (GSC) (LLS) (LSC) (IEC) (EC)
Fase Enlazada (BPC)
La cromatografía tiene numerosas aplicaciones en los campos químicos y biológicos, es
ampliamente usado en la investigación bioquímica para la separación e identificación de compuestos
químicos de origen biológico. En la industria del Petróleo la técnica es empleada para analizar
muestras complejas de hidrocarburos.
Como un método de separación, la cromatografía tiene un gran número de ventajas sobre otras
técnicas más viejas y tradicionales, por ejemplo, la cristalización, extracción con solventes y
destilación. Es capaz de separar todos los componentes de una mezcla química compleja sin
requerir de una completa información previa sobre la identidad, número, o cantidad relativa de las
sustancias presentes. Es versátil en la medida que puede tratar con sustancias de peso molecular
de amplio rango, desde los virus, compuestos de millones de átomos, hasta la molécula más
pequeña de todas las moléculas, la de Hidrógeno, que contiene solo dos; además, puede ser usada
con grandes o pequeñas cantidades de materiales.
33
PRACTICA 4. DETERMINACIÓN DE LA DUREZA DEL AGUA POR MEDIO DE CROMATOGRAFIA INTERCAMBIO IÓNICO EN COLUMNA
OBJETIVOS
Reconocer los factores fisicoquímicos que intervienen en la cromatografía de intercambio iónico.
Efectuar experimentalmente, en forma correcta, el empaque de la columna, la aplicación de la muestra, la elución de la misma y la cuantificación de cada una de las fracciones obtenidas en la separación.
Realizar la separación de aniones y cationes presentes en una muestra real por intercambio
iónico.
Determinar la concentración iónica total de una muestra de agua del grifo, mediante la
valoración directa de los iones bicarbonato y valoración indirecta de los aniones restantes.
CUESTIONARIO PREVIO
1. Describir brevemente el fundamento de la cromatografía de intercambio iónico
2. Mencionar los diversos tipos de resinas iónicas y clasifícarlas en base a su fuerza. ¿A qué
tipo de resina la Dowex 1-X8?
3. Identificar algunos de los parámetros que permiten obtener una buena separación en
intercambio iónico (tipo de resinas, gradientes, dimensiones de la columna, pH, etc.).
4. Definir la capacidad de intercambio iónico y describir su determinación experimental
5. Mencionar algunas de las aplicaciones de la cromatografía de intercambio iónico.
6. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la práctica
considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
Materiales, reactivos y equipo de laboratorio
1 columna para empacar la resina.
1 Bureta de 25 mL
1 Pinzas de bureta
2 Vasos de 200 mL
1 Pipeta de 25 mL
2 Matraces Erlenmeyer
2 Matraces volumétricos de 100 mL
1 Matraz de 1 L
1 Frasco de agua destilada
1 Propipeta
1 Piseta
Resina de intercambio catiónico
HCl 1 M patrón
NaOH 1 M patrón
HCl 30-35% p/p
34
METODOLOGÍA DEL PROCESO
1. Preparación de las disoluciones, resina y de la columna
a) Preparar 50 mL de HCl al 10% (v/v) por equipo, a partir de ácido clorhídrico concentrado.
Transvasar a un frasco de vidrio convenientemente rotulado.
b) Preparar 100 mL de HCl 0.02 N (N1) y 100 mL de NaOH 0.01 N (N2) por dilución a partir de
los patrones de 1N.
c) Se pesan aproximadamente 8.5 g de resina catiónica fuerte en forma de H+, por equipo
(pesado en balanza granataria) y se humedecen con 50 mL de agua desionizada por al
menos 15 minutos. 1 mL de resina retiene alrededor de 2 mili-equivalentes (meq) de cationes.
d) Columna de intercambio iónico. En una columna de aproximadamente 25 mL, se coloca en
el fondo de la misma, una pequeña cantidad de algodón humedecido. A continuación, se
vierte la resina con ayuda de una varilla de vidrio (cuidar que no queden burbujas).Poner
después otra porción de algodón previamente humedecido al otro extremo de la columna.
Posteriormente se eluyen 25 mL de HCl al 10%, a una velocidad de 1 ó 2 gotas/segundo,
para que la resina quede en forma de hidrógeno. Después se lava, eluyendo agua
desionizada; el lavado finaliza cuando el agua de lavado, después de pasar por la resina, no
consuma más de 1 o 2 gotas de NaOH 0.01 N para hacer virar el rosa de la fenolftaleína
(después de haber expulsado por ebullición el CO2 presente).
2. Valoraciones ácido-base
a) Valoración de aniones procedentes de ácidos débiles con HCl (HCO3-)
Se toman 25 mL de agua problema (para otro tipo de agua este volumen podrá variar y dependerá
de la concentración de bicarbonatos esperada), se transfieren a un matraz Erlenmeyer. Se
adicionan 2 gotas de naranja de metilo y se valora con HCl 0.02 N (N1) hasta el viraje del indicador
de amarillo a anaranjado (pH de 4 a 4.5). La valoración se realiza por duplicado. Se toma una
media de los volúmenes de ácido (V1 media). El producto de N1V1 media, es igual a los meq de
bicarbonatos valorados y finalmente se calculan los meq de bicarbonato por litro.
b) Proceso de Intercambio catiónico en su forma de H+ (conversión de las sales procedentes
de ácidos fuertes en sus correspondientes ácidos)
Tomar con una pipeta volumétrica 25 mL de agua del grifo y hacerlos pasar lentamente por la
columna, de manera que eluyan con un máximo de dos gotas por segundo. A continuación, adicionar
unos 20 mL de agua desionizada, para lavar la columna, juntando este volumen de agua de lavado
al volumen anteriormente eluído. Esta disolución se hierve para expulsar el CO2 , ya que en medio
ácido los bicarbonatos se eliminan como H2CO3. Para asegurarse que la columna de resina quedó
bien lavada, las aguas de lavado deben dar reacción neutra, después de expulsar el CO2 por
ebullición. A continuación está solución se valora con NaOH.
35
c) Valoración con NaOH
La disolución anterior, se deja enfriar hasta que se pueda mantener el matraz con la mano sin
dificultad. A continuación, se le agrega fenolftaleína y se valora con la disolución de NaOH 0.01 N
(N2), hasta que el indicador vire a rosa. El producto del volumen consumido de NaOH (V2) por su
normalidad (N2) es igual al número de meq de ácidos, que a su vez es igual al número de meq de
aniones cloruros y sulfatos (y en ciertos casos también nitratos) en el agua analizada. La
concentración iónica total del agua problema, se obtendrá sumando los meq/L de bicarbonato y los
correspondientes meq/L de los aniones procedentes de ácidos fuertes.
RESULTADOS EXPERIMENTALES
Cálculos con HCl
Volumen de muestra: 25 mL.
Vol. Medio de HCl gastado (V1 media) = ________ mL.
meq HCO3= V1 media *N1= V1 media * 0.02= meq/L de HCO3- = V1 media * 0.02* 1000/25= (1)
Cálculos con NaOH
Volumen de muestra: 30 mL.
Vol. Medio de NaOH gastado (V2 media)= _______ mL.
meq de aniones (de ácidos fuertes)= V2 media *N2 = V2 media *0.01= meq /L de aniones = V2 media * 0.01
*1000/30= (2)
Concentración iónica total.
meq totales/L (conc. Iónica total)= (1) + (2)= _________
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. a) Expresar los equilibrios de valoración ácido-base e intercambio iónico involucrados en cada
paso del procedimiento.
b) Calcular los meq de bicarbonatos y de ácidos totales por L del agua de grifo. Calcular la
concentración iónica total del agua de grifo
c) Investigar sobre NORMA OFICIAL MEXICANA NOM-127-SSA1-1994 (Salud Ambiental,
(Agua para uso y consumo humano - Límites Permisibles de Calidad y Tratamientos a que
debe someterse el agua para su potabilización). Concluir sobre la dureza del agua de grifo.
REFERENCIAS
1. Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté. Barcelona
1988.
2. Day Jr. R. A. y Underwood A. L. Química Analítica Cuantitativa. 5 ed. Prentice-Hall, México D.F.
1989.
3. Harris D. C. Análisis Químico Cuantitativo. Grupo Editorial Iberoamérica. México D.F. 1992
4. Charlot G. Análisis Cualitativo Rápido de Cationes y Aniones. Edit. Alambra, 1969.
36
R1: Neutralizar y desechar a la tarja con abundante agua. R2, R3 y R4: Desechar a la tarja con abundante agua.
Disoluciones Resinaa
Deben evitarse la formación de burbujas
Agregar el HCl de 1 a 2 gotas/segundo
Lavar con agua destilada
Añadir 3 gotas de
fenolftaleina y valorar con
NaOH 0.01 N
Valoración con ácido clorhídrico
R1
R3
R2
R4
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN IÓNICA TOTAL
DEL AGUA POTABLE, USANDO LA CROMATOGRAFÍA DE
INTERCAMBIO IÓNICO
Intercambio ionico y
valoración con NaOH
En una bureta
de 25 mL se
añade 10 mL de
resina catiónica
Se pasan 25 mL de
HCl 10 % (p/p)
Pasar lentamente los 3 mL de
agua de grifo por la columna,
de tal manera que eluya 2
gotas/segundo
Hervir el agua resultante,
para eliminar el CO2
Adicionar 20 mL de
agua destilada Repetir la valoración 3
veces.
Valoración
Dejar enfriar el agua problema y
adicionar 3 gotas de fnolftaleina y
posteriormente valorar con NaOH
0.01 N
Tomar 30 mL de agua de grifo
En un matraz
Erlenmeyer agregar 25
mL de agua potable 1 L HCl 10 % (p/p)
100 mL de HCl 0.02 N
100 mL de NaOH 0.01 N Añadir 2 gotas de
naranja de metilo y
valorar con HCl 0.02N
37
PRACTICA 5. SEPARACION DE Ni(II) Y Zn(II) CON UNA RESINA DE INTERCAMBIO ANIÓNICO
OBJETIVOS
Comprender el efecto de un agente complejante en la separación de trazas metálicas por cromatografía de intercambio iónico.
Comprobar si la separación por intercambio iónico de Ni(II) y Zn(II) es confiable y con buen rendimiento.
CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿Cómo puede incidir la presencia de un agente complejante para lograr una separación de
trazas metálicas por intercambio iónico?
2. ¿Qué características debe tener un agente complejante para que sea usado en una
separación de dos trazas metálicas?
3. ¿Cómo es posible llevar a cabo la separación de Ni(II) y Zn(II) utilizando una resina de
aniónica?
4. Realizar los cálculos necesarios para la preparación de todas las soluciones de la práctica
considerando el material de laboratorio existente.
PARTE EXPERIMENTAL
Material por equipo Reactivos
Columna de vidrio Resina Dowex 1-X8
4 vasos de precipitado de 50 mL Dimetil glioxima
2 Pipetas volumétricas de 1, 2, 3, 4 y 5 mL Ácido clorhídrico
Placa de porcelana Hidróxido de amonio
2 Pipeta volumétrica 2 mL
Hidróxido de sodio 6 Matraces volumétricos de 10 mL
6 Matraces volumétricos de 25 mL
Sulfato de zinc Pipeta graduada de 10 mL
Goteros de plástico
Sulfato de níquel 1 Piseta con agua destilada
Equipo: o Espectrofotómetro de Absorción atómica y lámpara de cátodo hueco de Zinc y Níquel (uso
grupal, no pedir dentro de la lista de material)
38
EMPAQUE DE LA COLUMNA
5 g de resina Dowex 1-X8 en forma de cloruros (fuertemente aniónica), se suspenden en
aproximadamente 40 mL de agua y se agitan durante 10 minutos para que la resina se hinche.
Por otra parte, se coloca en la parte inferior de una columna de vidrio (sobre la llave), un pedazo de
algodón, previamente humedecido, y se eliminan las burbujas de aire por presión con una varilla de
vidrio. Se abre un poco la llave y al mismo tiempo se le agrega la mezcla resina-agua agitando y
golpeando ligeramente con el fin de lograr un empaque uniforme. NO PERMITA NUNCA QUE EL
NIVEL DEL AGUA SEA MÁS BAJO QUE EL DE LA RESINA, agregar el agua necesaria
oportunamente.
Cuando se ha agregado toda la resina se coloca un trozo de algodón en la parte superior de la
columna para evitar el movimiento de la resina a cada adición y se eliminan las burbujas de aire
presionando el algodón ligeramente con ayuda de la varilla de vidrio. Se cierra la llave.
TRABAJO DE LA RESINA
Cuando la columna ha quedado empacada, deben efectuarse varios intercambios antes de la
separación deseada para lograr la máxima eficiencia de la columna. Con este fin se hacen pasar
sucesivamente 40 mL de [NaOH] = 4M, 15 mL de agua desionizada y 50 mL de [HCI] = 2 M.
APLICACIÓN DE LA MUESTRA
Se abre la llave de la columna y se verifica que el menisco del líquido quede justo en la superficie
de la capa del algodón y entonces se cierra la llave de la columna. Se miden con pipeta volumétrica
2 mL de la mezcla de Níquel y Zinc 10-1 M. Se introducen los 2 mL de la mezcla sin que se moje con
ellos la pared interior de la columna, se abre la llave hasta que el menisco de la muestra quede justo
en la superficie del algodón. Se repite el procedimiento con porciones de aproximadamente 1 mL de
HCI 2 M hasta que el algodón quede incoloro.
ELUCIÓN
Desde la aplicación de la muestra se empiezan a recolectar el efluente en un vaso de precipitado,
para constituir la Fracción 1. Cuando han salido aproximadamente 30 mL se inicia la prueba de la
dimetilglioxima* en una placa de toque (neutralizando previamente con amoniaco concentrado o
hidróxido de sodio). Esta prueba se repite después de cada 5 mL de efluente.
Cuando la prueba de la DMG resulte negativa se cambia el eluyente por agua destilada
(aproximadamente se utilizan 100 mL) y se comienza la recolección de la Fracción 2.
*La prueba de la dimetilglioxima (DMG) es positiva cuando aparece una coloración rosa en
medio neutro o ligeramente básico, VERIFIQUE QUE EL MEDIO SEA SUFICIENTEMENTE
ALCALINO.
39
PREPARACIÓN DE LAS CURVAS DE CALIBRACIÓN y ANÁLISIS DE LAS FRACCIONES
Realizar los cálculos necesarios para realizar una curva de calibración con las siguientes
concentraciones:
Para Zn2+ de 0.5 a 3 ppm y para Ni2+ de 4 a 24 ppm
Preparar mínimo 6 sistemas para cada una y leer en el equipo de absorción atómica cada curva de
calibración en las condiciones óptimas. Se puede ayudar de las tablas 1 y 2.El análisis de las
fracciones se llevara a cabo por absorción atómica utilizando las curvas de calibración previamente
preparadas. Es necesario evaporar las fracciones 1 y 2 lo suficiente para que puedan ser aforadas
en un matraz volumétrico de 100 mL por separado (fracción 1 y fracción 2). Posteriormente se
realizan las siguientes diluciones:
a).- Tomar 2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Ni)
b).- Tomar 0.2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Zn)
c).- Tomar 2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Ni)
d).- Tomar 0.2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Zn)
Para conocer las concentraciones de Ni(II) y Zn(II) en la muestra inicial, tomar 2 mL de la muestra
original, aforar a 50 mL y:
a).- Tomar 1 mL y aforar a 25 mL (leer Ni)
b).- Tomar 0.1 mL y aforar a 25 mi (leer Zn)
Estas últimas lecturas pueden efectuarse por grupo. Es importante realizar estas determinaciones
para reportar el rendimiento de la resina.
RESULTADOS
TABLA I. Colocar los datos obtenidos para la Curva de Calibración de Zinc
Sistema Concentración Teórica
(ppm)
Concentración Real
(ppm)
Absorbancia
1 0.5
2 1.0
3 1.5
4 2.0
5 2.5
6 3.0
40
TABLA II. Colocar los datos obtenidos para la Curva de Calibración de Níquel
Sistema Conc. Teórica
(ppm)
Conc. Real
(ppm)
Absorbancia
1 4
2 8
3 12
4 16
5 20
6 24
TABLA III. Colocar los datos obtenidos para las fracciones de Zinc y Níquel
Tabla III. Absorbancias obtenidas al medir las fracciones
Ni(II) Zn(II)
Equipo Fracción 1 Fracción 2 Muestra
Original
Fracción 1 Fracción 2 Muestra
Original
1
2
3
4
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. d) Colocar los datos obtenidos en las tablas I,II,III.
e) Calcular las concentraciones de los cationes Ni y Zn en la mezcla inicial.
f) Explicar el funcionamiento de la separación en base a la información siguiente:
ZnCln log βn: 0.43, 0.50, 0.61 0.20. El Ni (II) no forma complejos con los cloruros.
g) Concluir sobre la composición de las fracciones I y II.
h) Calcular el rendimiento de la separación.
i) Discutir la posibilidad de realizar esta separación utilizando una resina catiónica en forma de
H+, estando disuelta la mezcla de Ni(II) y Zn(II) en HCI 6 M.
41
REFERENCIAS
1. M. Valcárcel. Cases y A. Goméz Hens. Técnicas Analíticas de Separación. Editorial Reverté,
S.A. 1988.
2. Métodos Instrumentales de Análisis. Habart H. Willard y Lynne L. Merritt, Jr. Grupo edit.
Iberoamericana. 1991, México. D. F.
3. Principios de Análisis Instrumental, James W. Robinson, Editorial Acribia; España. 1974.
4. Análisis Instrumental. Douglas A. Skoog y James J. Leary, 4° edición. Mc Graw
Hill/Interamericana de España. 1994.
5. Analytical Chemistry. Principles and Techniques. Larry G. Hargis. Prentice Hall.1988.
6. Analytical chemistry for technicians. John Kenkel, Lewis Publishers, Inc.1991. Printed in the
United States of America.
7. Analytical Chemistry Principles. Second edition. John H. Kennedy; Sauders College
Publishing. 1990.
8. Métodos Instrumentales de Análisis en Química analítica. Gary T. Bender Ph. D. editorial
Acribia, S. A. España 1987.
9. Lange Manual de Química. John A. Dean. Tomo II, Decimotercera Edición. Editorial: Mc Graw
Hill.
10. Ion exchange materials: properties and applications / Andrei A. Zagorodni, 2007.
42
Colocar un algodón humedecido en la parte superior.
Preparación de la columna
Cerrar llave
5 gr de Resina Dowex 1-X8 en 40 mL de agua
Agitar 10 min
Se coloca en la parte inferior de la columna de vidrio un pedazo de algodón humedecido.
Eliminar burbujas
Agitar
Trabajo de resina
Pasar sucesivamente: 40 mL de NaOH 4M + 15 mL de agua destilada + 50 mL HCl 6 M
Efectuarse varios intercambios antes de la separación.
Eliminar la formación de burbujas.
Aplicación de la muestras
Se abre la llave
Agregar 2 mL de mezcla de Ni y Zn 10-1M
Evitar mojar las paredes de la columna
Se repite el procedimiento 1 mL
de HCI 6M hasta que el algodón quede
incoloro
Elución
Recolectar el efluente. (fracción 1)
30 mL de efluido
Prueba de Dimetilglioxina
Desde la aplicación
Si la prueba sale negativa
R1
CROMATOGRAFIA DE INTERCAMBIO IÓNICO: SEPARACION DE Ni(II) Y Zn(II) CON UNA RESINA
ANIÓNICA EN FORMA DE Cl¯
Agregar la mezcla de resina-
agua
Cambiar el efluente por
agua destilada
Repetir la prueba cada 5 mL de efluente
Se abre la llave hasta que el menisco de la muestra quede justo en la superficie del
algodón
NO PERMITA NUNCA QUE EL NIVEL DEL AGUA SEA MÁS BAJO
QUE EL DE LA RESINA
Fracción 2
43
R1: Medir pH y neutralizar, posteriormente desechar en la tarje con abundante agua. R2: Los residuos que contengan Ni2+ y Zn2+ se resguardarán perfectamente etiquetados para un tratamiento posterior.
Análisis de fracciones.
Zn2+ 0.5 ppm a 3 ppm Ni2+ 4 ppm a 24 ppm
(6 sistemas para cada uno)
Leer la absorbancia atómica para cada
sistema
Aforar cada fracción a 100 mL
2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Ni)
0.2 mL de la fracción 1 y aforar a 25 mL (leer Zn)
2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL (leer Ni)
Tomar 0.2 mL de la fracción 2 y aforar a 25 mL
(leer Zn)
Diluir
R2
Curva de calibración
para Zn2+ y Ni2+
Tomar 1 mL y aforar a 25 mL (leer
Ni)
Tomar 0.1 mL y aforar a 25 mi (leer
Zn)
2 mL de la muestra
original, aforar a 50 mL
Diluir cada
fracción.
Evaporar las fracciones 1 y 2
44
PRACTICA 6. SEPARACIÓN DE ALCOHOLES Y ANÁLISIS DE BEBIDAS ALCOHÓLICAS POR CROMATOGRAFÍA DE GASES.
OBJETIVOS
Señalar y reconocer cada una de las partes de un cromatógrafo de gases.
Estudiar algunos parámetros que afectan la elución, la resolución y la eficiencia de los picos en la cromatografía de gases.
Separar, identificar y cuantificar los alcoholes presentes diferentes en licores comerciales.
CUESTIONARIO PREVIO
a) ¿Cuál es el fundamento de la cromatografía de gases? b) ¿Cuál es la función de la fase móvil y la fase estacionaria en cromatografía de gases? c) Investigar las estructuras químicas de tres fases estacionarias y las familias de compuestos que
se pueden separar. d) ¿Qué características físico-químicas deben tener las sustancias para ser analizadas por la
cromatografía de gases? e) Defina y explique la utilidad que tienen los siguientes parámetros cromatográficos:
Tiempo de retención (tr).
Resolución (Rs)
Factor de capacidad (k´)
Eficiencia (α) f) ¿Cuáles son los componentes básicos de un cromatógrafo de gases? g) Explique brevemente la función de cada componente del equipo. h) Explicar de forma breve el fundamento del detector de ionización de llama (FID por sus siglas
en inglés).
PARTE EXPERIMENTAL
Material de laboratorio. 3 matraces aforados de 10 mL (por grupo) 10 tubos de ensayo (por grupo) 1 Gradilla (por grupo) 1 micro pipeta 100-1000 uL (por grupo) Jeringa para inyectar al cromatógrafo de gases
Equipo de laboratorio. Cromatógrafo de Gases Marca BUCK 910. Columna DB-WAX (Polietilenglicol)
Dimensiones 60m X 0.53 mm D.I X 1.5 um espesor de película. Gas acarreador: Nitrógeno @ 7psi (aprox. 10 mL/min). Gases para el Detector de Ionización de Flama (FID): Hidrógeno @ 20 psi; Aire @ 7 psi
45
Reactivos.
A. ENCENDIDO DEL EQUIPO 1. Abrir la llave de los tanques H2 y N2 ubicados en la planta baja. 2. Abrir las llaves de paso de las líneas de gas que se encuentran a la derecha del equipo. 3. Encender el equipo y activar el filtro del compresor de aire del cromatógrafo. Esperar a que el
indicador se apague. 4. Encender el detector (FID). 5. Encender la computadora y seleccionar el icono del programa que controla el equipo.
B. IDENTIFICACIÓN DE LOS ALCOHOLES
Colocar por separado en tubos de ensaye 100 µL de cada uno de los alcoholes metanol, etanol, n-propanol, n-butanol y n-amílico. Agregar 900 µL de agua desionizada a cada uno. Mezclar y
realizar la inyección de 1 l de cada uno de los alcoholes diluidos con el fin de identificar el orden de elución de cada compuesto. Llenar la tabla 1 con los resultados correspondientes. La temperatura del horno deberá mantenerse en 100 °C.
METANOL, J. T. Baker, P.M. 32.04 g/mol, 99.9 %
de Pureza, densidad 0.82 g/ml, P.Ebullición: 64.6 oC
ETANOL, J. T. Baker, P.M. 46.0 g/mol, 99.85 %
de Pureza, densidad 0.79 g/ml, P.ebullición: 78.3 oC
n-PROPANOL, J. T. Baker, P.M. 60.097 g/mol,
99.0 % de Pureza, densidad 0.80 g/ml, Punto de
ebullición: 97.2 oC
n-BUTANOL, Monterrey, P.M. 74.12 g/mol, 99.0
% de Pureza, densidad 1.04 g/ml, Punto de
ebullición: 117.6 oC
n-AMILICO, J. T. Baker, P.M. 88.15 g/mol, 98.0 % de
Pureza, densidad 0.812-0.819 g/ml, P.ebullición: 130.0 oC
46
TABLA 1. Resultados obtenidos en el análisis cualitativo de alcoholes*
Analito tR (min) W 1/2 (min.) AREA
Metanol
Etanol
n-Propanol
n-Butanol
n-Amílico
C. INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA EN LA SEPARACION. 1. Prepare una mezcla de los alcoholes colocando en un tubo de ensaye 100 μl de cada uno de los
alcoholes y diluir con 500 µL de agua 2. Realice la inyección de 1 μl de esta mezcla a las mismas condiciones del apartado anterior
(isotérmica a 100 oC). 3. Inyecte 1 μl de la misma mezcla, pero en condiciones isotérmicas a 150 y 200 oC (recuerde
cambiar la temperatura en el método y espere a que se acondicione el equipo a la nueva temperatura)
4. Inyecte 1 μl de la misma mezcla anterior mediante el siguiente programa de temperatura (gradiente) del horno: Temperatura inicial 50 oC por 5 min, calentar mediante rampa de 20 oC/min, hasta una temperatura final 200 oC por 2 minutos
5. Llenar la tabla 2 con los resultados obtenidos.
TABLA 2. Resultados obtenidos en el análisis cualitativo de la mezcla de alcoholes
Analito tR (min)
100 oC
W1/2 (min)
100 oC
tR (min)
150 oC
W1/2 (min)
150 oC
tR (min)
200 oC
W1/2 (min)
200 °C
tR(min)
gradiente
W1/2(min)
gradiente
MeOH
EtOH
n-Propanol
n-Butanol
n-Amílico
47
D. IDENTIFICACION DE ALCOHOLES EN LICORES Y SU CUANTIFICACIÓN POR EL MÉTODO
DE FACTOR DE RESPUESTA
Para el cálculo del factor de respuesta (Fr) se utilizará n-Propanol como estándar interno. Preparar los sistemas como se indican en la tabla 3.
TABLA 3. Preparación de los sistemas para la cuantificación de MeOH y EtOH por el método de factor de respuesta
Sistema V MeOH
STD (l)
V EtOH
STD (l)
V n-Prop
STD (l)
V Problema
(ml)
V Aforo/H2O
(ml)
STD´s 200 200 100 - 10.0
Prob. MeOH - - 100 10.0 10.0
Prob. EtOH - - 100 0.250 10.0
Inyectar los sistemas bajo las condiciones de corrida del apartado C número 4 (programa de temperatura del horno). Los resultados obtenidos se deben reportar en la tabla 4.
TABLA 4. Resultados para Metanol y Etanol por el método de factor de respuesta Sistema AREA
Metanol AREA
Etanol AREA
Propanol FR1
Metanol/n-Propanol
FR2
Etanol/n-Propanol
Conc. (% v/v)
STD’s XXX
Prob. Metanol XXX XXX
Prob. Etanol XXX XXX
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. a) Con la ayuda de los tiempos de retención de los estándares @ 100°C, Discutir sobre el orden
de elución de los diferentes alcoholes, en relación con su cadena de carbonos y su temperatura de ebullición.
b) Identificar cada uno de los alcoholes en la mezcla en las diferentes condiciones. c) Calcular el número de platos teórico (N) y altura equivalente de plato teórico (H) para cada
componente a las diferentes temperaturas (100, 150, 200 oC y programa de temperatura). d) Calcular los parámetros cromatográficos como Resolución (Rs), k´ y α para aquellas condiciones
donde sea posible. e) Discutir cómo influye las deferentes temperaturas en la Resolución (Rs) de los alcoholes. f) Explicar ampliamente, ¿cuáles son las mejores condiciones de temperatura para la separación
de los alcoholes estudiados? g) Realizar el cálculo de los factores de respuesta (FR) para metanol y etanol utilizando al n-
Propanol como estándar interno. h) Cuantificar el contenido de Metanol y Etanol en los licores analizados, comparar con el reportado
en la botella. Discuta al respecto sobre la confianza estadística de este resultado.
48
R1: Los residuos de la mezcla de alcoholes se evaporan mediante vacío o a temperatura ambiente.
Diluir por separado 100
µL de cada alcohol hasta
un volumen de 1 mL con
agua desionizada
CROMATOGRAFÍA DE GASES: SEPARACIÓN DE
ALCOHOLES Y ANÁLISIS DE LICORES POR
CROMATOGRAFÍA DE GASES
Análisis Cualitativo
alcoholes Metanol, Etanol, n-propanol, n-
butanol y n-amílico
Inyectar 1 µL de cada
alcohol diluido a una
temperatura de 100 ° C
Influencia de la temperatura
Mezcla de 100 μl de cada uno de los alcoholes diluidos
Inyectar 1 μl de la mezcla a
100 °C
Repetir la inyección a las temperaturas
de 150 y 200 °C
Inyectar 1 μl de mezcla realizando un gradiente de temperatura de 60 oC por 4 min. Con una rampa de 15 oC/min, hasta 180 oC, hold 0.0.
Análisis de metanol y etanol por factor
respuesta
n-propanol
(patrón
interno)
Preparar los siguientes
sistemas de acuerdo a la
tabla 3
Inyectar 1 μl, bajo las
condiciones del apartado C punto 4
Análisis de metanol y etanol por curva
de calibración
Curva de calibración
Preparar los sistemas de acuerdo a la tabla 5
Cuantificación de metanol y etanol.
Inyectar 1 μl de cada uno de los sistemas bajo las
condiciones del apartado C punto 4.
R1
49
PRACTICA 7. DETERMINACION CROMATOGRAFICA DE METANOL Y ETANOL CON CURVA DE CALIBRACION POR PATRON INTERNO
OBJETIVOS
Preparar una curva de calibración por patrón interno para determinar metanol y etanol en licores comerciales.
Conocer las ventajas de utilizar un patrón interno en las determinaciones cromatográficas.
Cuantificar etanol y metanol en licores comerciales por cromatografía de gases. CUESTIONARIO PREVIO 1. ¿Cuáles son los métodos de cuantificación utilizados en cromatografía? Describirlos
brevemente. 2. Explicar en qué consiste el método del patrón interno en determinaciones cuantitativas. 3. Investigar algunas características que debe tener el patrón interno para utilizarlo en las
determinaciones cuantitativas. 4. ¿Qué ventajas tiene el adicionar un patrón interno?
PARTE EXPERIMENTAL Material de laboratorio. 6 matraces aforados de 10 mL (por grupo) 2 matraces aforados (por equipo) 1 micro pipeta 10-100 uL (por grupo) 1 micro pipeta 100-1000 uL (por grupo) Jeringa para cromatógrafo de gases (por grupo) Equipo de laboratorio. Cromatógrafo de Gases Marca BUCK 910. Columna DB-WAX (Polietilenglicol)
Dimensiones 60m X 0.53 mm D.I X 1.5 um espesor de película Gas acarreador: Nitrógeno @ 7psi (aprox. 10 mL/min). Gases para el Detector de Ionización de Flama (FID): Hidrógeno @ 20 psi; Aire @ 7 psi Reactivos Metanol, etanol, n-propanol, n-butanol y n-amílico. A. ENCENDIDO DEL EQUIPO 1. Abrir la llave de los tanques necesarios y ajustar la presión a 40 psi para H2 y 80 psi para N2. 2. Abrir las llaves de paso de las líneas de gas que se encuentran a la derecha del equipo. 3. Encender el equipo y activar el filtro. Esperar a que el indicador se apague. 4. Encender la compresora del cromatógrafo y encender el detector. 5. Encender la computadora y seleccionar el icono del programa que controla el equipo. 6. En el horno del cromatógrafo cargar el siguiente programa de temperatura* (gradiente):
Temp. ini. 50 oC (5 min); Rampa 20 oC/min; Temp fin. 200 oC (2 min.)*
*Condiciones establecidas en la sesión anterior
50
B. ANALISIS DE METANOL Y ETANOL EN LICORES POR EL MÉTODO DE CURVA DE CALIBRACION (utilizando un patrón interno) Prepare los sistemas de la tabla 1; así como, los sistemas problema para cada licor. TABLA 1. Preparación de los sistemas para la cuantificación de MeOH y EtOH por el método
de curva de calibración
Sistema V MeOH STD
(l)
V EtOH STD
(l)
V n-Prop
STD (l)
V Problema
(ml)
V Aforo/H2O
(ml)
1 40 40 100 - 10.0
2 80 80 100 - 10.0
3 120 120 100 - 10.0
4 160 160 100 - 10.0
5 200 200 100 - 10.0
6 240 240 100 - 10.0
Prob. MeOH - - 100 10.0 10.0
Prob. EtOH - - 100 0.250 10.0
Inyectar cada uno de los sistemas bajo las condiciones de corrida del apartado C número 4 (gradiente de temperatura del horno) de la sesión anterior. Complete la tabla 2 y 3 con los resultados de cada análisis. Además, determine las concentraciones analíticas de cada sistema.
TABLA 2. Resultados de los cromatogramas para MeOH y EtOH. Curva de Calibración.
Sistema Conc. MeOHSTD
(mg/mL)
AREA de MeOH Conc. EtOHSTD
(mg/mL)
AREA de EtOH
1
2
3
4
5
6
Prob. MeOH XXXX XXXX
Prob. EtOH XXXX - XXXX
51
TABLA 3. Resultados de los cromatogramas para MeOH, EtOH y n-Propanol.
Curva de Calibración (mediante un patrón interno)
Sistema MeOHSTD
(mg/ml)
AREA MeOH EtOHSTD
(mg/ml)
AREA EtOH PropanolSTD
(mg/mL
Area n-Propanol
1
2
3
4
5
6
Prob. MeOH xxx xxx
Prob. EtOH xxx xxx
TABLA 4. Cálculos para el desarrollo de la Curva de Calibración (mediante un patrón interno)
Sistema MeOHSTD
(mg/ml)
Conc MeOH
Conc PrOH
AREA MeOH
Area n-Propanol
EtOHSTD
(mg/ml)
Conc EtOH
Conc PrOH
AREA EtOH
Area n-Propanol
1
2
3
4
5
6
Prob. MeOH xxx xxx xxx xxx
Prob. EtOH xxx xxx xxx xxx
52
INFORME DE TRABAJO
El Informe de trabajo debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte.
a) Para cada uno de los estándares, obtener los tiempos de retención, el promedio, la desviación
estándar, el C.V. (coeficiente de variación) y su intervalo de confianza.
b) Calcular la Rs para la separación de los tres alcoholes e indicar si la separación es adecuada.
c) Para las muestras problema; identificar los alcoholes presentes para su posterior cuantificación.
Además, indique que sustancia es utilizada como estándar interno.
d) Graficar el Área bajo la curva en función de la concentración para metanol (grafica 1) y etanol
(grafica 2)
e) Obtener la regresión lineal y sus parámetros estadísticos asociados (m, b, r2).
f) Graficar lo siguiente:
a. Área MeOH / Área PrOH vs [ C MeOH / C PrOH ] (gráfica 3)
b. Área EtOH / Área PrOH vs [ C EtOH / C PrOH ] (gráfica 4).
g) Obtener la regresión lineal de las gráficas y sus parámetros asociados (m, b, r2).
h) Comparar las gráficas 1 y 3. ¿Cuál es más confiable para una cuantificación? ¿Qué ventajas
presenta el uso del estándar interno? Explique
i) Realizar el mismo análisis para las gráficas 2 y 4
j) Compare los Factores de respuesta de Metanol y Etanol en relación al n-Propanol como estándar
interno con los determinados la semana pasada. ¿Cuál es más confiable?
k) Realizar la determinación de los contenidos de Metanol y Etanol en los todos licores.
53
PRACTICA 8: CROMATOGRAFÍA DE LIQUIDOS DE ALTA RESOLUCIÓN DETERMINACIÓN DE SUSTANCIAS QUE ACTÚAN COMO FILTROS UV EN CREMA
CORPORAL
OBJETIVOS
Conocer los componentes básicos del cromatógrafo de líquidos de alta resolución, así como su manejo y cuidados necesarios.
Seleccionar las condiciones instrumentales óptimas para la separación y cuantificación de los analitos oxibenxona, octocrileno y avobenzona.
Aplicar los conocimientos teóricos adquiridos para efectuar adecuadamente la cuantificación de los analitos mediante el método del estándar interno.
CUESTIONARIO PREVIO 1. ¿Cuál es el fundamento de la Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución (HPLC, por sus siglas en inglés)? 2. Defina brevemente los conceptos de cromatografía de líquidos en fase normal y en fase reversa. 3. Menciones tres tipos de disolventes usados como fase móvil y tres tipos de fases estacionarias utilizadas en cromatografía de líquidos de fase normal y fase reversa. 5. Mencione los métodos de cuantificación más utilizados para las determinaciones cuantitativas por HPLC. 6. Mencionar las ventajas y desventajas de la cromatografía de líquidos en comparación con la cromatografía de gases 7. Investigar el contenido máximo permitido de sustancias que actúan como filtros UV en productos cosméticos y de cuidado personal. 8. Investigar los valores de logP de los compuestos Oxibenzona, Octocrileno, Avobenzona y 4-MBC. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL. Materiales, reactivos y equipo de laboratorio
MATERIAL REACTIVOS
Vaso de precipitados de 50 mL Agitador de vidrio Probeta de 25 mL Matraz volumétrico de 25 mL Matraz volumétrico de 10 mL Pipeta volumétrica de 1 mL
Mezcla estándar de filtros UV (oxibenzona, octocrileno y avobenzona) disueltos en MeOH a una concentración de 100 ppm Disolución estñandar de 4-MBC disueltos en MeOH a una concentración de 100 ppm
MATERIAL POR TODO EL GRUPO: -2 pipetas volumétricas de 1 mL -2 matraces volumétricos de 10 mL -Viales para automuestreador -Micropipeta de 100-1000 µL
Metanol (MeOH) grado HPLC
54
A. Preparación de la muestra.
1. Pesar 0.1 g de crema Lubriderm Protección Solar. 2. Agregar 10 mL de MeOH HPLC, 5 mL de agua desionizada y homogenizar. 3. Aforar la mezcla con MeOH HPLC hasta un volumen de 25 mL (disolución D1). 4. Tomar 1 mL de la disolución D1 y aforar con MeOH HPLC a un volumen de 10 mL (disolución
D2). 5. Solo en caso de que se observe turbidez en la muestra. Filtrar 1 mL de la disolución D2 a
través de un filtro de 0.2 µm recuperándolo en un vial para automuestreador.
B. Preparación de los estándares Para la optimización de la separación cromatográfica
1. Disolución de mezcla de filtros UV (MF). A partir de la mezcla estándar de 100 ppm de Oxibenzona, Octocrileno y Avobenzona. Tomar 1 mL de la mezcla y aforar a 10 mL con MeOH HPLC. Preparar una disolución por grupo.
2. Disolución del estándar interno (EI). A partir de la disolución estándar de 4-MBC a juna concentración de 100 ppm. Tomar 1 mL y aforar a 10 mL con MeOH HPLC. Preparar una disolución por grupo.
3. Colocar 1 mL de cada disolución estándar en diferentes viales para automuestreador. Para el análisis de las muestras
1. Disolución estándar de filtros UV y estándar interno (F+EI). En un vial para automuestreador, mezclar 500 µL de la disolución EI y 500 µL de la disolución MF. Preparar una disolución por grupo.
2. Dilución de la muestra y estándar interno (D2+EI). En un vial para automuestreador, mezclar 500 µL de la disolución EI y 500 µL de la disolución D2.
C. Condiciones cromatográficas
Equipo: VARIAN con Bomba Binaria Modelo 240, Automuestreador Modelo 410, Detector UV Modelo 310. Columna: Eclipse XDB C18 de 15 cm de largo y diámetro de partícula de 5 µm. Fase móvil: A) Metanol HPLC y B) Agua desionizada Flujo: 1 mL min-1 Longitudes de onda: 310 y 360 nm
D. Optimización de la separación cromatográfica.
1. Acondicionar la columna con una proporción de 100% MeOH y 0 % Agua durante 10 min. Registrar la presión al cumplirse el tiempo.
2. Inyectar 20 µL de la disolución MF. Registrar el tiempo muerto (to) y los tiempos de retención (tr) de cada uno de los picos mayoritarios.
3. Acondicionar la columna con una proporción de 95% MeOH y 5 % Agua durante 10 min. Registrar la presión al cumplirse el tiempo.
4. Inyectar 20 µL de la disolución MF. Registrar to y los tr de cada uno de los picos mayoritarios. 5. Acondicionar la columna con una proporción de 90% MeOH y 10 % Agua durante 10 min.
Registrar la presión al cumplirse el tiempo. 6. Inyectar 20 µL de la disolución MF. Registrar to y los tr de cada uno de los picos mayoritarios. 7. Seleccionar la composición de la fase móvil que sea más adecuada para la separación de
los analitos y con esas condiciones inyectar 20 µL de la disolución EI. Verificar que el pico
55
del EI se separa del resto de compuestos y registrar los tr de cada uno de los picos mayoritarios.
Tabla 1. Resultados de la optimización de la separación.
Disolución Fase móvil Analito tr (min)
Área W1/2 (s) N Rs
MF 100% MeOH
OX
OC
AV
MF 95% MeOH
OX
OC
AV
MF 90% MeOH
OX
OC
AV
EI MBC
E. Análisis de la muestra por el método del Factor de respuesta (Fr).
Con las condiciones cromatográficas seleccionadas como óptimas. 1. Inyectar 20 µL de la disolución F+EI. Registrar to, tr y área de los picos. Inyectar esta
disolución una sola vez por todo el grupo. 2. Inyectar 20 µL de la disolución D2+EI. Registrar to, tr y área de los picos.
Disolución Analito tr (min)
Área W1/2 (s) N Rs
F+EI OX
OC
AV
EI
D2+EI OX
OC
AV
EI
F. Análisis de datos y cálculo de concentraciones mediante el método del Factor de
Respuesta (Fr).
1. Calcular el Fr para cada analito presente en las muestras utilizando el cromatograma de la disolución F+EI.
2. Calcular la concentración de los analitos en la disolución D2 utilizando el Fr obtenido en el punto anterior y las áreas del cromatograma de la disolución D2+EI.
3. Calcular el contenido de cada analito en la muestra original de crema.
56
Informe de trabajo. Debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. 1.- Los objetivos particulares de la práctica así como una breve introducción al tema incluyendo las propiedades fisicoquímicas del analito de interés. 2.- Observaciones: Incluir los cambios realizados al protocolo de trabajo a lo largo de la experimentación 3.- Resultados y análisis de los mismos que incluya: a) Las tablas de resultados y de parámetros calculados. b) Discutir el efecto de las diferentes fases móviles en los valores de N y Rs para cada analito. Señalar cuál es la fase móvil que proporciona los mejores resultados. c) Discutir la relación entre el logP de los analitos con el orden de elución en el tipo de cromatografía utilizado. d) Reportar el Fr obtenido para cada uno de los analitos respecto al EI. e) Concentraciones de las diluciones y la muestra de crema original. f) Señalar si el contenido de los filtros cumple con la normatividad. 5.- Conclusiones y recomendaciones de acuerdo a los objetivos planteados. 6.-Bibliografía
BIBLIOGRAFIA. 1. Introduction to the Modern Liquid Chromatography. 3d Edition. Snyder, L., Kirkland, J., Dolan, J.
A John Wiley & Sons, Inc. 2010.
2. Principios de Análisis Instrumental. Sexta edición. Skoog, D., Holler, F., Crouch, S. Cengeage
Learning Editores. 2008
3. Fundamentos de Cromatografía. Polo, L. Dextra Editorial. 2015.
4. Handbook of HPLC. Danillo Corradini, Terry M. Phillips. Editors. CRC Press. 2011.
CIBERGRAFÍA
1. Chromatography. California State University Northridge.
http://www.csun.edu/~hcchm003/321/321111213.pdf Consultada 15/01/17
2. Theory in HPLC. CHROMacademy.
http://www.chromacademy.com/lms/sco1/theory_of_hplc_introduction.pdf Consultada 15/01/17
3. HPLC Operation. University South of Australia.
https://www.youtube.com/watch?v=27etIAYFA_Y Consultada 15/01/17
4. HPLC Injection. https://www.youtube.com/watch?v=Y7-CuEGfnyI Consultada 15/01/17
5. High Performance Liquid Chromatography HPLC.
https://www.youtube.com/watch?v=dXR9wcK-LUo Consultada 15/01/17
57
Tratamiento de Residuos.
Todas las disoluciones que contengan metanol se desechan en el recipiente marcado como “Residuos MeOH-Agua”.
DETERMINACIÓN DE SUSTANCIAS QUE ACTÚAN COMO FILTROS UV EN
CREMA CORPORAL
Preparación de la muestra
Preparación del estándar Análisis cromatográfico
Pesar 0.1 g de muestra y
disolver con 10 mL de MeOH
y 5 mL agua desionizada
Aforar a 25 mL con MeOH
HPLC
Tomar 1 mL y aforar a 10 mL
con MeOH HPLC (Dis. D2)
Tomar 1 mL de la mezcla de filtros
UV a 100 ppm y aforar a 10 mL con
MeOH HPLC (Dis. MF)
Tomar 1 mL del estándar de 4-MBC
a 100 ppm y aforar a 10 mL con
MeOH HPLC (Dis. EI)
Tomar 0.5 mL de la Dis. MF y
mezclar con 0.5 mL de la Dis. EI.
(Dis. MF+EI)
Acondicionar el sistema con:
- Columna C18 de 15 cm
- Flujo 1 mL min-1
- Longitud de onda 310 nm y 360
nm
- Volumen de inyección 20 L
Inyectar al sistema la Dis. MF con
las proporciones de fase móvil:
100% MeOH, 95% MeOH y 90%
MEOH.
Elegir la mezcla óptima para la
separación
Tomar 0.5 mL de la Dis D2 y
mezclar con 0.5 mL de la Dis.
EI.
(Dis. D2+EI)
Inyectar al sistema las Dis. EI, Dis.
MF+EI y Dis. D2+EI con la fase
móvil óptima para la separación
58
PRACTICA 9: PRETRATAMIENTO DE MUESTRAS
EXTRACCIÓN DE PARABENOS EN UNA MUESTRA DE AGUA CONTAMINADA MEDIANTE EXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA Y ANÁLISIS POR HPLC
OBJETIVOS
Conocer el uso de la técnica de Extracción en Fase Sólida (EFS) como método de preparación de muestras.
Identificar y cuantificar los parabenos presentes en una muestra de agua contaminada mediante análisis por HPLC.
Calcular el factor de concentración de los analitos en el extracto de EFS analizado.
CUESTIONARIO PREVIO
1. Defina brevemente la técnica de EFS. 2. Mencione qué tipo de muestras pueden ser tratadas por EFS. 3. Mencioné tres grupos de analitos que pueden ser extraídos por EFS. 4. Mencione tres tipos de adsorbentes que pueden ser utilizados en EFS. 5. Señale cuál es el uso que se le da a los parabenos en productos comerciales.
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL Materiales, reactivos y equipo de laboratorio
MATERIAL REACTIVOS
Probeta de 25 mL
Mezcla estándar de parabenos (Metilparabeno, Etilparabeno, Propilparabeno y Butilparabeno) disueltos en MeOH a una concentración de 100 ppm
Micropipeta de 100-1000 µL Metanol (MeOH) grado HPLC
Vaso de precipitado de 50 mL Agua desionizada
Cartucho de EFS de 3 mL con 250 mg de fase C18
Muestra de agua contaminada con parabenos (porporcionada por el profesor)
Matraz Kitasato de 250 mL
Tapón horadado con aguja de metal
Tubo para centrifuga de 15 mL
Soporte universal con pinzas de tres dedos y nuez
MATERIAL POR TODO EL GRUPO: 6 matraces volumétricos de 5 mL Viales para automuestreador
59
A) Preparación de disoluciones
Curva de calibración. 1. A partir de la mezcla estándar de parabenos de 100 ppm, preparar la curva de calibración
con los volúmenes mostrados en la tabla 1.
Tabla 1. Preparación de la curva de calibración de parabenos
Sistema 1 2 3 4 5 6
Estándar (mL) 0.25 0.50 0.75 1.00 1.25 1.5
MeOH (mL) 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0
*Todos los sistemas se aforan con agua desionizada hasta un volumen de 5 mL
B) Extracción en fase sólida
Acondicionamiento del cartucho 1. Colocar el cartucho de EFS en el matraz Kitasato como se indica en la figura 1.
Figura 1. Montaje del sistema de EFS.
2. Conectar el matraz al vacío sin abrir la llave.
3. Agregar al cartucho 3 mL de MeOH HPLC
4. Abrir la llave del vacío dejando que el líquido pase lentamente (1 ó 2 gotas por segundo).
Desechar el efluente a los residuos de MeOH.
5. Agregar al cartucho 3 mL de agua desionizada y repetir el paso anterior.
Cartucho de EFS
Disolvente o muestra
Aguja
Vacío
60
Carga de la muestra en el cartucho
6. Tomar 25 mL de la muestra (M1) porporcionada por el profesor.
7. Agregar aproximadamente 5 mL de la muestra al cartucho y abrir la llave del vacío
permitiendo que la muestra pase lentamente. Desechar el efluente a los residuos de MeOH.
Repetir hasta que toda la muestra haya pasado por el cartucho. Vigilar que el adsorbente no
se seque entre cada una de las adiciones de la muestra.
8. Agregar 1 mL de una mezcla de MeOH:Agua (30:70 v/v) y dejar pasar lentamente aplicando
vacío. Desechar el efluente a los residuos de MeOH.
9. Abrir la llave de vacío para secar el cartucho durante 2 min.
Elución de los analitos 10. Sujetar el cartucho de EFS con las pinzas de tres dedos colocadas en el soporte universal.
11. Colocar la salida del tubo de EFS en un vial para automuestreador como se muestra en la
siguiente figura.
12. Agregar al cartucho 1.2 mL de una mezcla de MeOH:Agua (80:20 v/v). Dejar eluir por
gravedad hasta que en el vial se tenga un volumen de 1 mL.
13. Tomar el vial que contiene al extracto (M2) y analizar su contenido por HPLC.
C) Análisis cromatográfico
1. Siguiendo las instrucciones del profesor. Verificar que el equipo se encuentre con las
siguientes condiciones:
Columna Dimensiones de la
columna
Detector Longitud de onda
(nm)
Fase móvil
Flujo de la fase móvil
Volumen de
inyección
C18 150 x 46 mm UV/Vis 254 65%
MeOH
35% Agua
1 mL min-1 20 µL
2. Inyectar las disoluciones de la curva de calibración de parabenos, la muestra problema M1
(una vez para todo el grupo) y los extractos M2 de cada equipo, registrando los resultados
de cada cromatograma en la tabla 2.
61
Tabla 2. Resultados obtenidos para la curva de calibración y el análisis de la muestra de agua contaminada.
Sistema Conc. (ppm)
Analito tr (min) Área W1/2
(s) N Rs
1 MP
EP
PP
BP
2 MP
EP
PP
BP
3 MP
EP
PP
BP
4 MP
EP
PP
BP
5 MP
EP
PP
BP
6 MP
EP
PP
BP
M1 MP
EP
PP
BP
M2 MP
EP
PP
BP Tiempo muerto = t0 = ____________ min
62
Informe de trabajo. Debe de contener lo siguiente, empleando un formato de reporte. 1.- Los objetivos particulares de la práctica así como una breve introducción al tema incluyendo las propiedades fisicoquímicas del analito de interés. 2.- Observaciones: Incluir los cambios realizados al protocolo de trabajo a lo largo de la experimentación 3.- Resultados y análisis de los mismos que incluya: a) Las tablas de resultados y de parámetros calculados. b) Discutir sobre los valores de N y Rs obtenidos para todos los analitos. c) Realizar el análisis estadístico de la curva de calibración obteniendo: la ecuación de la recta Área=b+m[Analito], el coeficiente de determinación (r2), los límites de detección (L.D.) y de cuantificación (L.C.). d) Obtener de la curva de calibración la concentración de parabenos en el extracto M2. e) Calcular el error aleatorio Sxo y reportar la concentración de parabenos en la disolución M2 con un intervalo de confianza del 95%. f) Calcular la concentración de parabenos en la muestra problema M1. g) Calcular el Factor de Concentración (FC) utilizando la siguiente ecuación:
𝐹𝐶 =[𝐴𝑛𝑎𝑙𝑖𝑡𝑜 𝑒𝑛 𝑀2]
[𝐴𝑛𝑎𝑙𝑖𝑡𝑜 𝑒𝑛 𝑀1]
h) Discutir sobre las ventajas de usar la EFS en la extracción de la muestra problema respecto al análisis directo de la misma muestra. 5.- Conclusiones y recomendaciones de acuerdo a los objetivos planteados. 6.-Bibliografía BIBLIOGRAFIA.
1. Química Analítica. Gary D. Christian. McGraw-Hill. México. 6ª edición. 2009. Pág. 547.
2. Introduction to the Modern Liquid Chromatography. 3d Edition. Snyder, L., Kirkland, J., Dolan, J.
A John Wiley & Sons, Inc. 2010.
3. Handbook of Trace Analysis. Fundamentals and Applications. Baranowska, I. Springer. 2013.
4. Modern Sample Preparation for Chromatography. Moldoveanu, S., David, V. Elsevier, 2015.
5. Handbook of HPLC. Danillo Corradini, Terry M. Phillips. Editors. CRC Press. 2011.
CIBERGRAFÍA
6. SPE Method Development. WATERS.
http://www.waters.com/waters/es_MX/SPE-Method-
Development/nav.htm?cid=10083845&locale=es_MX Consultada 23/01/17
7. Solid Phase Extraction. AGILENT.
https://www.youtube.com/watch?v=Gkdow0i4F68 Consultada 23/01/2017
8. Automated Solid Phase Extraction. Zinsser Analytic.
https://www.youtube.com/watch?v=U9qjE_0VT1k Consultada 23/01/17
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9. Simplified Solid Phase Extraction (SPE) with Strata-X. PHENOMENEX
https://www.youtube.com/watch?v=7dT4C6M6fc0 Consultada 23/01/17
10. Waters 20-Position Cartridge Manifold Demonstration Video. WATERS.
https://www.youtube.com/watch?v=MLGbVbapzn4 Consultada 23/01/17
Tratamiento de residuos Todas las disoluciones que contengan metanol se desechan en el recipiente marcado como “Residuos de MeOH-Agua”.
EXTRACCIÓN DE PARABENOS EN UNA MUESTRA DE AGUA CONTAMINADA
MEDIANTE EXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA Y ANÁLISIS POR HPLC
Preparación de la curva de
calibración de parabenos Extracción en Fase Sólida Análisis cromatográfico
Tomar alícuotas de 0.25, 0.5,
0.75, 1.0, 1.25 y 1.5 mL del
estándar de parabenos de
concentración 100 ppm
Acondicionar el cartucho con:
- 3 mL de MeOH HPLC
- 3 mL de Agua desionizada
Acondicionar el sistema con:
- Columna C18 de 15 cm
- Fase móvil MeOH 65% Agua 35%
- Flujo 1 mL min-1
- Longitud de onda 254 nm
- Volumen de inyección 20 L
Colocar cada alícuota en
diferentes matraces
volumétricos de 5 mL
Agregar a cada matraz 2.0
mL de MeOH HPLC y aforar
con agua desionizada
Carga de la muestra:
- Pasar 25 mL de la muestra de
agua contaminada
- Pasar 1 mL de MeOH:Agua
(30:70 v/v)
Elución:
- Agregar 1.2 mL de MeOH:Agua
(80:20 v/v)
- Dejar eluir por gravedad hasta
completar 1 mL de extracto
Inyectar al sistema:
- Curva de calibración
- Muestra problema (una vez por todo
el grupo)
- Muestra M2 de cada equipo
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PRÁCTICA OPTATIVA: IDENTIFICACION DE PARABENOS EN PRODUCTOS COMERCIALES POR ELECTROFORESIS CAPILAR
OBJETIVOS Conocer las partes y el manejo del equipo de electroforesis capilar Efectuar la separación e identificación de los parabenos contenidos en muestras comerciales
por electroforesis capilar de zona, utilizando una curva de calibración como método de cuantificación.
INTRODUCCIÓN La Electroforesis Capilar, es un método de separación con un fundamento electroquímico de fácil operación y versatilidad. La modalidad llamada electroforesis capilar de zona (ECZ) es la forma más simple, el capilar es llenado con una solución de electrolito soporte (comúnmente un buffer) y la migración de los analitos se da en zonas discretas y a diferentes velocidades, debido a las diferencias en su relación carga/masa de cada uno de los analitos. A partir de valores de pH mayores de cinco, se genera el flujo Electroosmótico (FEO), que se produce por la migración de cationes hacia el cátodo. Bajo ciertas condiciones es posible separar compuestos aniónicos, catiónicos o mezcla de ambos. Los analitos neutros no migran por si solos, pero en presencia del FEO, este los arrastra hacia el cátodo. Cuando se tiene un flujo electroosmótico (pH entre 4-12) y polaridad positiva, las especies cargadas positivamente se mueven a lo largo del capilar con una velocidad que es mayor que la del FEO, puesto que su movimiento se va acelerando por la atracción de sus cargas al electrodo negativo. Los analitos cargados negativamente se mueven en sentido contrario, más lentamente y en contra del flujo Electroosmótico debido a que son atraídos por el electrodo positivo. Los analitos neutros se mueven a través del capilar con el FEO por lo que durante este movimiento no se produce separación entre las especies no cargadas. CUESTIONARIO PREVIO
1. ¿Cuál es el fundamento de electroforesis Capilar de Zona? 2. ¿Qué factores afectan a las separaciones electroforéticas? 3. ¿Qué tipo de sustancias pueden separarse por electroforesis capilar de zona? 4. ¿Qué es el flujo Electroosmótico? 5. Mencione las partes básicas de un equipo de electroforesis? 6. Propiedades fisicoquímicas de cada uno de los parabenos. 7. Realizar el calculó para la preparación de soluciones.
PARTE EXPERIMENTAL
Material por grupo Reactivos
5 Matraces volumétricos de 25 mL Tetraborato de sodio
1 Matraz volumétricos de 50 mL
Metanol 4 vasos de precipitado de 50 mL
1 Pipetas volumétricas de 10 mL Etilparabeno
Metilparabeno 1 micropipeta de 100 a 1000uL
2 Pipeta volumétrica 2 Ml
Hidróxido de sodio 1 Piseta con agua destilada
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PREPARACIÓN DE SOLUCIONES Buffer de boratos 30 mM pH=9.2
Pesar 567.5mg de reactivo analítico de tetraborato de sodio (Na2B4O7), disolver con aproximadamente 40 mL de agua y ajustar el pH a 9.2 con HCl 0.1M y finalmente aforar a 50 mL con agua desionizada.
Muestra problema
Pesar 250 mg de cada uno de los productos y disolverlos con solución mezcla de 17mL
metanol / 3 mL buffer de boratos (173, v/v) aforando a los siguientes volúmenes según la muestra:
a) Gel Folicure, aforo a 5 mL b) Shampoo Loreal Kids y desodorante Obao, aforo a 10 mL
Filtrar con un filtro de membrana de 45 m cada solución problema antes de su inyección; las soluciones pueden no quedar transparentes.
Mezcla de estándares
Preparar la solución stock de los parabenos de la siguiente manera 1. Pesar 50 mg de metilparabeno, solubilizar con 5 mL de metanol.
2. Pesar 50 mg de propilparabeno, solubilizar con 5 mL de metanol. 3. Aforar finalmente ambas soluciones en mezcla a 100 mL con agua.
Preparación de la curva de calibración
Se preparan los sistemas a partir de la solución estándar (stock) de parabenos (Tabla 1).
TABLA 1. Preparación de los sistemas para la curva de calibración
Sistemas 1 2 3 4 5
Muestra (mL) 0 0 0 0 0
Stock (mL) 0.5 1.0 2.0 3.0 4.0
Aforo (mL) 25 25 25 25 25
OBTENCIÓN DE LOS ELECTROFEROGRAMAS
1. Se coloca en el equipo apagado un cartucho con capilar de las siguientes especificaciones
LT 40 cm
LI 29.5 cm
75 m
LT (longitud total), LE (longitud efectiva) , (diámetro interno).
2. Encender el equipo de electroforesis capilar y esperar 5 minutos. Encender la computadora. Entrar en el programa:
- presione dos veces el icono P-ACE MDQ o KARAT, según sea el caso. - presione el icono relacionado al equipo, p.e. Instrument 1
3. Lavar el capilar abrir el archivo Lavado.met, e iniciar el proceso de lavado o bien desde la pantalla de control directo; el lavado consiste en: - Lavar con NaOH 0.1 M por 2 min. a 20 psi - Lavar con agua desionizada por 2 min., a 20 psi. - Equilibrar el capilar lavando con buffer de corrida (Boratos pH= 9.2) por 5 min.
66
4. Medición de las soluciones: Abrir el archivo Paraben.met que se encuentra el directorio d:/selene/ y corrobore que tiene la siguiente información: - Lavado con buffer de corrida por 1 minuto a 20 psi - Inyección de la muestra con presión por 5 seg a 0.5 psi - Separación de la muestra por 10 minutos a 20 kV - Longitud de onda 275 nm
- Temperatura del cartucho 25 C
5. Procedimiento para correr las muestras* Se corre cada uno de los sistemas preparados, indicando con el sistema más diluido al más
concentrado, anote en las Tablas 2 y 3 los resultados obtenidos:
TABLA 2. Parámetros obtenidos para el pico del Metilparabeno
Sistema Conc. (g/mL) Tm (min) Área Altura
1
2
3
4
5
Muestra
TABLA 3. Parámetros obtenidos para el pico del Propilparabeno
Sistema Conc. (g/mL) Tm (min) Área Altura
1
2
3
4
5
Muestra
INFORME DE TRABAJO
Debe de contener los siguientes puntos y ser presentado como un reporte de trabajo
1. Los objetivos particulares de la práctica y breve introducción al tema incluyendo propiedades antimicrobianas de los parabenos.
* Nota Para el manejo del software, ver el anexo respectivo.
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2. De acuerdo a los pka’s reportados para los parabenos, cual fue el orden de elusión en CZE de los compuestos a las condiciones del análisis. Justificar su respuesta.
3. Calcular el tm promedio para cada sustancia y su C.V. (%). 4. Calcular el número de platos teóricos promedio para cada analito 5. Calcule la resolución entre los picos adyacentes
6. Grafica de la curva de calibración Area = f g/*mL del parabeno.
7. Grafica de la curva de calibración Altura = f g/*mL del parabeno. 8. Análisis de linealidad de la curva y las ecuaciones que siguen la respuesta, mencionado cada
uno en sus términos. 9. Calcular el contenido en mg de metilparabeno y propilparabeno para cada muestra comercial. 10. Discutir acerca del contenido de parabenos en las muestras comerciales y si está dentro de
especificaciones.
DATOS
Metilparabeno Propilparabeno
PM(g/mol) 152.15 180.20
Pka´s 8.31 0.13 8.32 0.15
Estructura
REFERENCIAS
1. Handbook ok pharmaceutical excipients. 30a edicion. Editado por Arthur H. Kibbe. AphA. USA, 2000.
2. L, Labat, et.al. Comparison of high-performance liquid chromatography and capillary zone electrophoresis for the determination of parabens in a cosmetiuc product. Journal of pharmaceutical and biomedical analysis. 23(2000(763-769. France.
3. Rim Driouich, et.al. Separation and determination of haloperidol, parabens and some of their degradation products by micellar electrokinetic chromatography. Journal of chromatography .903(2000)271-278. Japan
4. Harris, D. C., “Análisis Químico Cuantitativo”, 3ª ed., Iberoamericana, México, 1992 5. Skoog/ West, “Química Analítica”, editorial Mc Graw Hill 6. Valcárcel Cases M. y Gómez Hens A. Técnicas Analíticas de Separación. Reverté.
Barcelona, 1988.
MANEJO DE RESIDUOS Todas las soluciones de parabenos pueden desecharse en la tarja, dejando correr suficiente agua.
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Aforar a 100 mL
Lavar con NaOH 0.1 M por 2 min Lavar con agua desionizada
PRACTICA DEMOSTRATIVA DE ELECTROFORESIS CAPILAR DE
ZONA
Preparación de soluciones.
Buffer de boratos 30 mM pH:9.2
567 mg de Na2B4O7 en un aforo de 50 mL
Disolver 250 mg de muestra en 17 mL de etanol/3 mL de buffer de boratos
El volumen de aforo depende de la muestra.
Filtrar con una membrana de 45μm
cada solución problema.
Solución stock de parabenos: 50 mg de metilparabeno en 5
mL de metanol 50 mg de propilparabeno en
5 mL de metanol
Se preparan los siguientes sistemas de acuerdo a la
tabla 1
Obtención de electroferogramas
Se coloca en el equipo apagado un cartucho con capilar
Encender el equipo de electroforesis
capilar
Lavar el capilar
Medición de las
soluciones
Se corre cada uno de los sistemas preparados
Procedimiento de desecho de soluciones de trabajo: Todas las soluciones de parabenos pueden desecharse en la tarja, dejando correr suficiente agua.
