Manual de Prácticas de Patología Clínica - conevet.org.mxconevet.org.mx/appvisitas2013/public/uploads/14_9_11__8.pdf · Al concluir el semestre, éste manual de prácticas te permitirá

Manual de Prácticas de Patología Clínica

MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 1

MANUAL DE PRÁCTICAS DE PATOLOGIA CLÍNICA

2013

Elaborador: Verónica Carvajal de la Fuente MVZ MSc.

D-RS-05-18-03



Directorio Institucional

Rector

M.E.S. JOSE Ma. LEAL GUTIERREZ

Secretaria General

DRA. OLGA HERNANDEZ LIMON

Subsecretario Académico

ING. JOSE ANDRES SUAREZ FERNANDEZ

Subsecretario Administrativo

ING. MARCO ANTONIO DELGADO BARRIO

Directorio FMVZ

Director

DR. RIGOBERTO LOPEZ ZAVALA

Secretario Académico

MVZ SAID HERNANDEZ CONTRERAS

Secretario Administrativo

MVZ MIGUEL A. GUEVARA GUERRERO

D-RS-05-18-03



INDICE

DIRECTORIO INSTITUCIONAL ............................................................................. 2

I N D I C E ............................................................................................................... 3

PRÁCTICAS DE PATOLOGÍA CLÍNICA. PRESENTACIÓN ................................. 4

COMPETENCIAS PROFESIONALES .................................................................... 5

NIVELES DE DESEMPEÑO ................................................................................... 6

PROGRAMA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS ...................................................... 7

PRÁCTICAS GENERALES DE SEGURIDAD. REGLAMENTOS Y

PROCEDIMIENTOS GENERALES ........................................................................ 8

BIOSEGURIDAD .................................................................................................... 8

NORMAS BASICAS PARA PREVENIR ACCIDENTES EN EL LABORATORIO ... 8

REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE PATOLOGÍA CLÍNICA . ................... 10

NORMAS OFICIALES MEXICANAS ESPECÍFICAS PARA LAS PRÁCTICAS. . 12

CRITERIOS DE DESEMPEÑO COMUNES A TODAS LAS PRÁCTICAS ........... 12

EVIDENCIAS PARA CADA CRITERIO DE DESEMPEÑO .................................. 13

BIBLIOGRAFÍA COMÚN A TODAS LAS PRÁCTICAS ....................................... 14

PRACTICA NO. 1 TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE SANGRE ..................... 15

PRACTICA NO. 2 EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS ROJOS ..................... 22

PRACTICA NO. 3 EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS BLÁNCOS ................ 33

PRÁCTICA NO. 4 TÉCNICAS DE OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA ...40

PRÁCTICA NO. 5 ESTUDIO GENERAL DE ORINA….. .................................... 46

PPRÁCTICA NO. 6 CITOLOGÍA DIAGNÓSTICA. PRIMERA PARTE. ............. 55

PRÁCTICA NO. 7 CITOLOGÍA DIAGNÓSTICA. SEGUNDA PARTE ............... 64

SISTEMA DE EVALUACIÓN. ............................................................................... 72

INSTRUCCIONES PARA LLENAR EL FORMATODE REPORTES DE PRACTICAS

.............................................................................................................................. 74



Prácticas de Patología Clínica

Presentación

En la medicina veterinaria moderna, la disponibilidad de pruebas de laboratorio es tan importante como la historia y la exanimación física del animal. Los resultados normales y anormales del laboratorio proveen información objetiva ya que pueden proporcionar evidencias acerca de alteraciones fisiológicas que son productos de una enfermedad y además, poder realizar diagnósticos diferenciales, monitoreo del tratamiento y formular un pronóstico.

El Médico Veterinario Zootecnista en la práctica profesional de la clínica de los animales domésticos, necesita conocer las ventajas en el uso de la patología clínica, como herramienta en la que se requiere de métodos para precisar el diagnóstico y criterios necesarios para seleccionar e interpretar las pruebas más idóneas utilizadas en el laboratorio clínico y así emitir diagnósticos correctos y oportunos.

El siguiente manual te servirá de guía a ti, alumno de licenciatura de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia, que cursas la materia de Patología Clínica, la cual forma parte del plan estudios de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la UAT, para que puedas realizar experimentos prácticos necesarios para comprobar los conocimientos teóricos que se has visto en clase.

Las prácticas incluidas en este Manual te permitirá familiarizarte con los diferentes procedimientos utilizados en el laboratorio de análisis clínicos, así como la discusión clínica que te permitirá la solución de casos simulados propuestos para explicar la fisiopatología y la orientación diagnóstica con el fin de establecer pronósticos, y evaluación de enfermedades y de esta manera contribuirás al mejoramiento de la calidad de vida y una mejor producción animal.

En cada práctica se te presentan los objetivos y una breve introducción para facilitarte la comprensión de los mismos, después se te indican los materiales necesarios y procedimientos que realizarás en forma de instrucciones numeradas que se complementan con figuras y esquemas. También se incluyen preguntas en forma de cuestionarios que deberás resolver consultando los materiales bibliográficos sugeridos al final de este manual.

Competencias Profesionales



Este manual de prácticas te familiarizará con las diferentes pruebas de laboratorio que se utilizan en el diagnóstico de enfermedades; te permitirá comprender los cambios fisiopatológicos de líquidos y células del organismo; obtener, preservar y enviar apropiadamente las muestras para análisis de laboratorio así como aprenderás a interpretar los resultados de laboratorio con el fin de realizar un diagnóstico más acertado.

Competencias Profesionales a las que contribuye, y su ubicación dentro del mapa curricular vigente.

Encontrarás la materia de Patología Clínica en el núcleo de formación disciplinaria en el quinto semestre de la carrera de Médico Veterinario Zootecnista como se describen el en siguiente mapa curricular.

PRIMER PERIODO SEGUNDO PERIODO TERCER PERIODO CUARTO PERIODO QUINTO PERIODO

BIOQUÍMICA I M.CA12.020.06-06

FISIOLOGÍA CELULAR M.CA12.037.05-05

EMBRIOLOGÍA E HISTOLOGÍA VETERINARIA I M.CA12.018.07-07

ANATOMÍA DESCRIPTIVA I M.CA12.016.07-07

MATEMÁTICAS BÁSICAS M.EN07-080.04-04

INGLÉS INICIAL MEDIO M.EH47.033.04-04

INTRO. A LAS TECNOLOGÍAS DE LA INFORMACIÓN M.IT18.259.02-02MEDIO AMBIENTE Y DESARROLLO SUSTENTABLE M.EN02.083.03-03

BIOQUÍMICA II M.CA12.021.06-06

FISIOLOGÍA VETERINARIA M.CA12.011.06-06

EMBRIOLOGÍA E HISTOLOGÍA VETERINARIA II M.CA12.019.06-06

ANATOMÍA DESCRIPTIVA II M.CA12.017.06-06

DESARROLLO DE HABILIDADES PARA APRENDER M.EH43.008.04-04

INGLÉS INICIAL AVANZADO M.EH47.034.04-04

INFORMÁTICA M.SA41.254.04-04

REDACCIÓN AVANZADA M.EH43.044.04-04

PATOLOGÍA I M.CS32.153.09-09

BACTERIOLOGÍA I M.CS32.191.09-09

PARASITOLOGÍA I M.EN02.101.09-09

INMUNOLOGÍA M.CA12.027.07-07

INTRO AL PENSAMIENTO CIENT. M.EH44.014.03-03

TAMAULIPAS Y LOS RETOS DEL DESARROLLO M.SA50.051.03-03

CULTURA Y GLOBALIZACIÓN M.EH43.106.02-02

PATOLOGÍA II M.CS32.080.08-08

BACTERIOLOGÍA II M.CS32.136.08-08

PARASITOLOGÍA II M.EN02.102.08-08

VIROLOGÍA M.CS32.110.06-06

DIAGNÓSTICO CLÍNICO EN MEDICINA VETERINARIA I M.CA12.008.09-09

MEDICINA PREVENTIVA I M.CS32.063.06-06

BIOESTADÍSTICA M.EN07.008.04-04

NORMATIVIDAD Y REGULACIÓN SANITARIA M.CS30.026.05-05

MEDICINA PREVENTIVA II M.CS32.064.06-06

PATOLOGÍA CLÍNICA M.CA12.035.09-09

FARMACOLOGÍA M.CS31.010.09-09

DIAGNÓSTICO CLÍNICO EN MEDICINA VETERINARIA II M.CA12.009.07-07

NUTRICIÓN I M.CA14.048.08-08

OPTATIVA I OP1.5190.05-05

SEXTO PERIODO SEPTIMO PERIODO OCTAVO PERIODO NOVENO PERIODO DECIMO PERIODO

INOCUIDAD Y CALIDAD DE LOS ALIMENTOS M.CA11.123.05-05

GENÉTICA M.EN02.059.04-04

FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA M.CS31.012.09-09

CLÍNICA DE BOVINOS M.CA12.004.07-07

OPTATIVA II OP2.5190.04-04

TÉCNICA QUIRÚRGICA I M.CA12.032.08-08

NUTRICIÓN II M.CA14.049.08-08MANEJO DE RECURSOSNATURALES

METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION M.EH51.026.04-04

REPRODUCCIÓN I M.CA14.039.09-09

CLÍNICA Y ZOOTECNIA DE PEQUEÑAS ESPECIES M.CA12.007.07-07

ZOOTECNIA DE AVES M.CA14.044.07-07

ZOOTECNIA DE CERDOS M.CA14.045.07-07

OPTATIVA III OP3.5190.04-04

PRODUCCIÓN DE FORRAJES M.CA14.036.06-06

REPRODUCCIÓN II M.CA14.040.09-09

TERAPÉUTICA QUIRÚRGICA M.CA12.034.07-07

CLINICA DE AVES M.CA12.003.08-08

CLINICA DE CERDOS M.CA12.005.08-08

MUESTREO Y DISEÑO EXPERIMENTAL M.EN07.103.04-04

SERVICIO SOCIAL M.SS.004.482-10

OPTATIVA IV OP4.5190.08-08

FUND. Y APLICACIÓN DE LA ADMIN. AGROPECUARIA M.SA35.364.06-06

BOVINOS PRODUCTORES DE CARNE M.CA14.020.09-09

BOVINOS PRODUCTORES DE LECHE M.CA14.021.09-09

CLÍNICA Y ZOOTECNIA DE EQUINOS M.CA14.022.07-07

CLÍ Y ZOOTA DE OVI Y CAPRi M.CA12.006.07-07

PROFESIÓN Y VALORES M.EH44.023.02-02

ADMINISTRACION Y ECONOMIA AGROPECUARIA M.SA35.367.06-06

INDUSTRIALIZACIÓN DE LA CARNE Y LECHE M.SA35.570.07-07

OPTATIVA VI OP6.5190.06-06

INTERNADO (PRÁCTICAS PREPROFESIONALES) M.CA12.013.15-15



M.CA14.050.05-05 TÉCNICA QUIRÚRGICA II M.CA12.033.08-08

ACUACULTURA DE PECES Y CRUSTACEOS M.CA14.016.06-06SEMINARIO DE TESISM.EH51.098.04-04OPTATIVA VOP5.5190.04-04

Niveles de Desempeño

Al concluir el semestre, éste manual de prácticas te permitirá obtener un nivel de desempeño 3, ya que serás capaz de tomar decisiones en cuanto a elegir el estudio más idóneo o tipo de muestras que necesita un paciente, así como interpretarlas con el fin de llegar a un diagnóstico y proporcionar un tratamiento adecuado.

Nivel 1.- Se realizan funciones rutinarias de baja complejidad. Se reciben

instrucciones. Se requiere baja autonomía.

Nivel 2.- Se realizan un conjunto significativo de actividades de trabajo, variadas y

aplicadas en diversos contextos. Algunas actividades son complejas y no

rutinarias. Presenta un bajo grado de responsabilidad y autonomía en las

decisiones. A menudo requiere colaboración con otros y trabajo en equipo.

Nivel 3.- Se requiere un importante nivel de toma de decisiones. Tiene bajo su

responsabilidad recurso materiales con los que opera su área. Así como

control de recursos financieros para adquisición de insumos, ó

responsabilidades comparables.

Nivel 4.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que

se tiene que mostrar creatividad y recursos para conciliar intereses. Se debe

tener habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo.

Nivel 5.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que

se tiene que mostrar un alto nivel de creatividad, así como buscar y lograr la

cooperación entre grupos e individuos que participan en la implantación de la

solución a un problema de magnitud institucional.

PROGRAMA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS



Pat

olo

gía

Clín

ica

Vet

erin

aria

Sesión Nombre de la práctica Objetivo

de la práctica

Ámbito de desarrollo

Programación Nivel de desempe

ño Sem Duración

1 Técnicas de Extracción de Sangre Laboratorio de

Análisis Clínicos 1 3 h 2

2 Evaluación de los Glóbulos Rojos

Laboratorio de Análisis Clínicos

2 3 h 3

3 Evaluación de la Glóbulos Blancos Laboratorio de Análisis Clínicos

4 3h 3

4 Técnicas de obtención de Muestras de Orina


6 3h 2

5 Estudio General de Orina


8 3h 3

Técnicas de obtención de Muestras citológicas


9 3h 2

6 Evaluación de las muestras citológicas Laboratorio de Análisis Clínicos

10 3h 3

PRÁCTICAS GENERALES DE SEGURIDAD. REGLAMENTOS Y PROCEDIMIENTOS GENERALES



BIOSEGURIDAD

El trabajo que se realiza en los laboratorios siempre implica riesgos especiales de contagio de enfermedades infecciosas para el personal que labora en ellos. Es por ello que cada laboratorio debe implementar medidas de bioseguridad correspondientes a la peligrosidad de los agentes que maneja, y tener un control estricto para que estas medidas se lleven a cabo. La observancia de sus lineamientos repercute en la calidad de los resultados del laboratorio.

NORMAS BASICAS PARA PREVENIR ACCIDENTES EN EL LABORATORIO

a) No debes comer, beber, almacenar alimentos, correr, fumar, o manipular lentesde contacto en el laboratorio.

b) El área de trabajo debes limpiarla y ordenarla. No debes colocarse libros,abrigos o bolsas sobre las mesadas de trabajo.

c) Todos los reactivos deberán estar debidamente etiquetados y almacenados enforma segura.

d) Deberás usar vestimenta adecuada: manga larga que cubra la ropa de calle,preferentemente de algodón, así como guantes apropiados acorde a losriesgos y los reactivos que se manipulen.

e) No debes pipetear con la boca. Para tal fin podrás utilizar pipetas de vidrio oplástico con propipetas o pipetas automáticas.

f) Deberás familiarizado con los elementos de seguridad disponibles, salidas,extintores, duchas, lavaojos.

g) Toda herida, aún los pequeños cortes, que se produzca durante un trabajopráctico deberás informar obligatoriamente al docente.

h) Los docentes involucrados en los Trabajos Prácticos de materias que utilicenproductos químicos deben conocer sus posibles efectos sobre la salud y laforma de disminuir su incidencia nociva.

i) Cuando el trabajo práctico involucre gases, vapores, humos o partículas sólopodrá realizarse en laboratorios que dispongan de campanas.

j) El personal docente debe conocer el nivel de riesgo que implica la

manipulación de microorganismos, cultivos celulares, animales, muestras de

fluidos o tejidos, etc. y sus protocolos de trabajo

k) Deberás lavarte las manos después de manipular agentes infecciosos y noinfecciosos, animales, material contaminado, y cuando abandones ellaboratorio.

l) e).-Mantendrás la superficie de trabajo descontaminada, para lo cual usarás unpapel absorbente esponja o gasa humedecida con un desinfectante al iniciar yfinalizar cada práctica.

m) Todo residuo contaminado líquido y sólido deberás desinfectarlo medianteesterilización (autoclave) antes de ser desechado.



n) Antes de utilizar un compuesto deberás fijarte en la etiqueta para asegurarte deque es el que se necesitas y de los posibles riesgos de su manipulación.

o) Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deberás mantenerlosalejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayocon estos productos, lo harás al baño María, nunca directamente a la llama.

p) Si manejas mecheros de gas se debes tener mucho cuidado de cerrar las llavesde paso al apagar la llama.

q) Cuando manejes productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberás hacerlocon cuidado para evitar te salpique el cuerpo o la vestimenta.

EN CASO DE EMERGENCIA DEBERÁS RECURRIR AL RESPONSABLE DEL AREA.

REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE PATOLOGIA CLÍNICA

La asistencia a las prácticas es obligatoria y se exige puntualidad. El estudiante



que por causa injustificada llegue tarde, perderá el derecho a realizar la práctica correspondiente.

Para la entrada al laboratorio es obligatorio el uso de una bata que cubra hastalas rodillas y de mangas largas, la cual debe estar en buenas condiciones depreservación y permanecer debidamente abotonada.

Para poder ser admitido en el laboratorio es indispensable que el alumno traigael manual del laboratorio.

Está prohibido fumar, comer o beber dentro del laboratorio.

No realice experimentos que no hayan sido autorizados.No está permitido introducir ningún tipo de objeto en los recipientes de losreactivos de uso común del laboratorio.

Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas ymicroscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar susmecanismos.

Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que

se engrasen.

Las porciones de reactivos a utilizar deben verterse en un recipiente adecuado,

debidamente rotulado y tomar de allí la cantidad requerida. Los sobrantes

nunca deben retornarse al frasco original.

Los estudiantes trabajarán independientemente en el laboratorio salvo que elprofesor indique lo contrario.

A cada estudiante se le asignará material de trabajo sobre el cual es el únicoresponsable.

Una vez recibido su material, revisarán que esté en buenas condiciones, encaso contrario, avisarán a su profesor(a) de inmediato para que les seareemplazado. De no hacerlo, el alumno o el equipo de trabajo será responsablede dicho material y deberá reponerlo en un plazo de una semana, de locontrario no se le permitirá el acceso al laboratorio y/o taller.

El estudiante debe mantener su puesto ordenado y dejarlo limpio al concluir eltrabajo.

Las conversaciones dentro del laboratorio deben mantenerse en un tono de vozadecuado. No distraiga su atención del trabajo que está realizando.

No están permitidas las visitas dentro del laboratorio. Todo estudiante querequiera ausentarse del laboratorio debe notificarlo al profesor.

El comportamiento del alumno dentro del laboratorio debe ajustarse a su



condición universitaria. El trato y las relaciones entre Profesores, Técnicos, y el estudiantado, deben mantenerse en el más alto grado de respeto a fin de garantizar un clima de armonía y colaboración necesario para lograr los objetivos del curso.

Cualquier infracción al reglamento será sancionada en la calificación de lapráctica.

NORMAS OFICIALES MEXICANAS ESPECÍFICAS PARA LASPRÁCTICAS.

Norma Oficial

Nombre Justificación Cita



NOM-087-ECOL-1995

Establece los requisitos para la clasificación, separación, embasado, almacenamiento, selección, transporte, tratamiento y disposición final de los residuos peligrosos, biológicos infecciosos que se generan en establecimientos que presentan atención médica tanto en laboratorios de producción, clínicas de enseñanza e investigación en humanos como veterinarias.

En el Centro de trabajo y práctica se identifican, envasan, recolectan, almacenan, dan tratamiento y hay transporte interno y externo vigilado de este tipo de Residuos.

http://www.economia-noms.gob.mx/

NOM-01

0-STPS-1999

Condiciones de seguridad e higiene en los centros de trabajo donde se manejen, transporten, procesen o almacenen sustancias químicas capaces de generar contaminación en el medio ambiente laboral.

Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos biológicos al medio ambiente


NOM-01

2-ZOO-

1993

Especificaciones para la regulación de productos químicos, farmacéuticos, biológicos y alimenticios para uso en animales o consumo por éstos.

Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos químicos como formaldehido diferentes ácidos y álcalis


NOM-002-SEMAR-NAT-

1996

Que establece los límites máximos permisibles de contaminantes en las descargas de aguas residuales a los sistemas de alcantarillado.

Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos químicos como formaldehido diferentes ácidos y álcalis


NOM-063-

ZOO-1999

Especificaciones que deben cumplir los biológicos empleados en la prevención y control de enfermedades que afectan a los animales domésticos.

Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos biológicos al medio ambiente


CRITERIOS DE DESEMPEÑO COMUNES A TODAS LAS PRÁCTICAS

Cuando: (criterios de desempeño)

Antes

Antes de realizar una práctica, debes leer detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica.

Deberás llegar puntual al laboratorio de lo contrario no tendrás derecho a realizar la práctica.

Te presentarás con el material adecuado y tu bata en perfectas condiciones para la realización de la práctica.

Se te facilitará, por el técnico auxiliar, el material necesario para la práctica.

Durante

Durante la prácticas se te checará que cumplas con los procedimientos de cada práctica, la participación del equipo, el comportamiento y respeto hacia los animales así como el respeto a tus compañeros y maestros

Después Al terminar cada práctica procederás a limpiar cuidadosamente el



material que se ha utilizado.

Realizarás y entregarás un reporte individual sobre las observaciones que surgieron durante la práctica, así como contestarás correctamente la serie de preguntas que aparecen al final de cada práctica

Entregarás las prácticas revisadas uno a dos días después de haber realizado la práctica

Ítem Resultados Esperados Tiempo de término

Entregarás un reporte de la práctica donde incluyas las observaciones y las respuestas del cuestionario.

1 día después de haber realizado la práctica.

EVIDENCIAS PARA CADA CRITERIO DE DESEMPEÑO Criterio de desempeño Evidencia propuesta (descripción)

Te informarás de las instrucciones y los procedimientos a realizar durante la práctica.

Estarás familiarizado con los procedimientos de la práctica.

Serás puntual al iniciar la práctica al laboratorio.

Estarás en tu lugar de trabajo cuando el facilitador inicie la práctica.

Levarás la vestimenta y el material requerido por la realización de la práctica.

Vestirás tu bata de laboratorio y tendrás tu material de trabajo sobre la mesa.

Limpiarás tu mesa de trabajo al finalizar tu práctica

Tu área de trabajo estará limpia al terminar la práctica (el técnico checará que todo quede en orden)

Dispondrás de los desechos en los lugares indicados por el instructor

Se les proporcionará recipientes de basura para los desechos que se generen durante la práctica. En caso de manejar muestras peligrosas se le indicará que hacer en esa práctica.

Entregarás un reporte con las observaciones y las respuestas de los cuestionarios de cada práctica.

Reporte por escrito de la práctica.

Presentarás todas tus prácticas calificadas al finalizar el curso

Entregarás el portafolio de evidencias con todas tus prácticas calificadas.

BIBLIOGRAFÍA COMÚN A TODAS LAS PRÁCTICAS

Benjamin, M: Manual de Patología Clínica en Veterinaria. Limusa. México, 1991.

Bush BM. Interpretation of Laboratory Results for Small Animal Clinicians. Blackwell Scientific, Philadelphia. 2000.

Manual de Prácticas de Patología Clínica 10 de Febrero de 2009


Coles, E. H: Diagnóstico y Patología en Veterinaria. Interamericana McGraw-Hill. 4a edición. México, 1989.

Duncan JR et al. Veterinary Laboratory Medicine. Clinical pathology. Iowa State University Press, Ames. 2003.

Jain NC. Essentials of Veterinary Hematology. Lea & Febiger. Philadelphia, 2000.

Feldman BV et al. Schalm’s Veterinary Hematology. 5th ed. Lippincott, Williams and Wilkins. Philadelphia. 2000.

Todd, S.: Clinical Diagnosis and Management by Laboratory Methods. W. B. Saunders. 18th ed. Philadelphia, 1991.

Wintrobe, M.; Lee, G.R.; Boggs, D.R. and Birtholl, T.C.: Clinical Hematology. Lea and Febinger. 11th ed. Philadelphia, 1993

Kaneko, J.J. : Clinical Biochemistry of Domestic Animals. Academic Press, 3rd ed. London, 1989. Harvey JW. Atlas of Veterinary Hematology. WB Saunders. Philadelphia, 2001.

Kerry MG. Veterinary Laboratory Medicine. 2nd ed. Blackwell Science. Boston. 2002.

Meyer DJ, Harvey JW. Veterinary Laboratory Medicine. Interpretation & Diagnosis. 2nd ed. WB Saunders, Philadelphia, 2001.

PRACTICA No.1

TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE SANGRE



Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.

VZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente.

Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo

Introducción:

La práctica clínica del médico vetrinario incluye la obtención de muestras de

sangre y su adecuado manejo y envío al laboratorio. Este debe ser capaz de aplicar

técnicas muy precisas para que el material que remita al laboratorio esté en perfectas

condiciones para ser procesado, y a partir de ello, obtener resultados confiables que



sirvan para estblecer un diagnóstico. En la práctica veterinaria los exámenes

hematológicos se realizan generalmente en sangre venosa. La punción venosa,

mediante aguja y jeringa, se lleva a cabo en cualquiera de las venas superficiales

prominentes. En esta práctica se puncionará los sitios más comúnmente utilizados

para obtener muestras de sangre en las diferentes especies domésticas.

Objetivos:

Ubicarás los sitios de donde se puede extraer sangre en animales domésticos pararealizar la toma de una muestra, utilizando el equipo y material adecuado, deacuerdo al sitio de extracción.

Te Familiarizarás con las condiciones necesarias para su envio al laboratorio.

Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado al animal, así como, se tomarán las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de sangre.

Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para enviar muestras de sangre al laboratorio

Resultados Esperados Tiempo de término

Entregarás un reporte de la práctica. Un día después de la práctica.

Normas de seguridad específicas de la práctica.

Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…

Golpe o mordedura del animal

Usando bozal Informar al Profesor. Lavar con agua y jabón el área afectada

Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (sangre) contaminados.

uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, materiales o animales que puedan tener algún agentes infecciosos.

se deben usar desinfectantes;; si se existe riesgo de microorganismos peligrosos se debe utilizar de bioseguridad.

Contaminar a otros animales o personas después de extraer sangre procedente de animales con problemas infecciosos

no se debe salir con ropa de trabajo

Ser evaluado por un médico veterinario en caso de un animal o Doctor en caso de una persona.



Cuadro de disposición de desechos

Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor

Biológicos (Sangre, jeringas etc.)

Debe haber contenedores para

material bio-peligroso, e incineradores para

desechos contaminados

Bolsas para desechos biológicos. Incineradores

Material:

Guantes desechables Adaptador para extracción por vacío tipo Vacutainer® Jeringas (22x32) Tubos de vacío con anticoagulante EDTA(tapón morado) y sin anticoagulante(tapón

rojo) Torundas de algodón /Gasas estériles Alcohol de 70º Rasuradora Laminillas Etiquetas identificativas Gradilla Torniquete bozal

Procedimiento:

A) Vena Cefálica: el sitio que se usa con mayor frecuencia para la extracción de pequeñas

cantidades de sangre en el perro.

a) Se sujeta al animal en posición cómoda con el brazo libre al rededor del cuello (Fig1).

b) El brazo aydante sostiene el miembro anterior arriba del codo y sujeta la vena con eldedo pulgar (Fig 2)

c) El miembro se sostiene profundamente y la mano gira hacia afuera hasta que lavena se halla en línea recta a lo largo de la parte superior del miembro (Fig 3)

d) La presona que extraerá la muestra coge el antebrazo del animal y lo estira, su tirónes resistido por el ayudante que lo atrae en dirección audal. Esta tracción ycontracción es una parte importante de la sujeción y ayuda a inmoovilizar la vena.

e) El dedo pulgar de la persona a extraer la sangre descansa sobre el lado externo dela vena y ayuda a inmovilizarla. Después de limpiar el área con alcohol y partir elpelo sobre la vena, se hace la incerción en el centro del antebrazo utilizando unaaguja calibre 20 de una pulgada, con el bisel hacia arriba y con la jeringa y la agujadescansando paralelas a la vena. (Fig 4).

f) Una vez que se observa sangre en el cubo de la aguja se procede a extraer lasangre.



B) Vena Yugular: El sitio que se usa más frecuentemente en el caballo, bovino, ovinos,cabras

y grandes mamíferos salvajes, en ocaciones se usa en perros, gatos, conejos, ratas,hámsters,

conejillos de indias.

a) Se recomienda para perros muy pequeños o cuando se necesitan grandescantidades de sangre. Con el perro sentado, un ayudante detiene la mandíbulainferior con una mano y le voltea la cabeza hacia arriba y ligeramente de lado. Eloperador coloca el pulgar de la mano izquierda en el surco yugular para ocluir yanclar la vena yugular, mientras manipula la jeringa y la aguja con la mano derecha.

b) En el caso de cachorritos puede ser más conveniente sostener al animal debajo delbrazo derecho del ayudante sujetando los miembros anteriores con la manoderecha.

c) Se recomienda limpiar el sitio donde se va a tomar la muestra, sobre todo enanimales de pelo largo. Las venas se localizan más fácilmente cuando se fricciona elsitio de la punción con alcohol.



C) Vena Safena:

a) Se sujeta el animal en posición cómoda en decúbito ventral con el miembro extendido,o de cuúbito lateral con todos los miembros extendidos.

b) Agarre el tarso y metatarso con la mano izquierda e inmovilice la vena colocando elpulgar a lo largo de ella. Haga la inserción en el punto alto donde la vena cruza la tibiae itroduzca la aguja tan adentro de la vena como las circunsatancias lo permitan.



CONSIDERACIONES GENERALES PARA ENVIAR MUESTRAS

Nunca olvidar que las muestras que se envían a un laboratorio de diagnóstico sonpotencialmente patógenas.

Las muestras deben ser lo más frescas posible.

Deben estar identificadas y rotuladas.

Información acerca del remitente, historia clínica, diagnóstico presuntivo.

Indicar con claridad la determinación exacta que requiere.

Si se utiliza el servicio de paquetería las muestras deben tener protecciones dobles comobolsas de plástico, cajas de cartón, unicel, o recipientes de vidrio, amortiguados con papelo aserrín que resistan y sellar las tapas y cajas con cinta adhesiva para aislarlas. Se debenevitar empaques defectuosos y tapas flojas.

Es necesario la refrigeración para evitar la descomposición de las muestras y conservar laviabilidad de organismos. Los materiales para aislamiento de virus de preferencia debenestar congelados.

Los paquetes deberán especificar las condiciones de transporte como “materialperecedero”, “material congelado”, “entrega inmediata”, “material biológico” o cualquierexplicación adecuada

Si se sospecha que la muestra es infecciosa para el hombre, deberá etiquetarseapropiadamente por fuera del paquete, ya sellado, y colocar correctamente a la vista, elnombre del remitente y del destinatario y además la leyenda

PELIGRO, MATERIAL INFECCIOSO DE FACIL DESCOMPOSICION

No es recomendable enviar las muestras en horas y días inhábiles.

Identificación de las muestras:

Los especímenes deberán traer consigo una historia clínica con el mayor número de

datos disponibles sobre el caso y el animal tales como:

a) fecha y hora en que se tomo la muestra y fecha de envío al laboratoriob) tipo de conservación usada para las muestrasc) nombre del propietariod) domicilio, delegación o municipioe) especief) razag) edadh) sexoi) vacunas previasj) duración del problemak) número de animales afectadosl) lista de todos los signos cínicos observados (decaimiento, anorexia, diarrea,

vómito, parálisis etc.)m) hallazgos en la necropsian) tratamientos recibidos

Medidas de bioseguridad.



En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.

Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen

Se recomienda lavado de manos después de cada práctica

No comer, beber o fumar en áreas de trabajo

Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el

cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.

Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se te evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.

Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:

1. Investigue cuales son los tipos de anticoagulante más utilizados y el tipo deanálisis que se realiza con cada uno de estos

2. Qué es una muestra hemolizada y cuáles son sus principales causas3. De qué manera se afectan la lectura de hemoglobina cuando la muestra de

sangre está ictérica o lipémica.4. Cuál es la diferencia entre plasma y suero. Explica cómo se obtiene cada uno.

*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final de

este manual de prácticas.

PRACTICA No. 2



EVALUACIÓN DE LOS GLOBULOS ROJOS


MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente.




Introducción:

La evaluación de los glóbulos rojos o eritrocitos se lleva a cabo a través de

una biometría hemática o hemograma. Este es un examen que analiza las variaciones

cuantitativas y morfológicas de los elementos constituyentes de la sangre, y aporta

datos clínicos para auxiliar al médico en la formulación de un posible diagnóstico. Con

una pequeña muestra de sangre obtenida por punción venosa o arterial, y colocada en

anticoagulante específico (EDTA), se pueden obtener los siguientes parámetros con

el hemograma: La serie roja o eritrocitaria, constituida por los glóbulos rojos o

hematíes. Dentro de esta serie, son evaluados la cantidad de hematíes (y su forma)

y la concentración de hemoglobina. El hematocrito, es el porcentaje de la masa del

eritrocito con relación al volumen sanguíneo. Con esos datos, se calculan los índices

hematimétricos.

Objetivos:

Realizarás la técnica manual para el conteo de globulos rojos, y microhematocrito Identificarás la morfologia eritrocítica normal en los animales domésticos yprincipales alteraciones en su morfología.

Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de sangre.

Aprenderás a confeccionar y teñir frotis sanguíneos y evaluarás cualquier cambio morfológico observado microscópicamente.

Registrarás cualquier alteración observada en el plasma del microhematocrito

Discutirás en equipo y en grupo las observaciones obtenidas.


Entregarás un reporte de la práctica. 2 días después de la práctica.



Contaminación con muestras de sangre

Uso de guantes y bata, cubrir cualquier herida que se tenga

Informar al facilitador. Lavar con agua y jabón el área afectada

Ingerir sangre o Seguir las instrucciones Enjuagarse perfectamente con



diluyente para el conteo de glóbulos rojos durante el pipeteo

correctamente, usar la manguera adecuado cuando se pipetee.

agua e informar al facilitador

Cortadura por laminillas rotas o tubos capilares.

Manejar con cuidado todo el material de vidrio

Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.








Materiales:

5 ml de sangre fresca con anticoagulante con EDTA

Portaobjetos

Tinción de Wright

Gasas

Algodón

Tubos para microhematocrito

Critoseal

Microcentrifuga

Lector de Microhematocrito

Microscópio

Aceite de inmersión

Alcohol de 96º

Agua destilada

Solución para glóbulos rojos (Solo. De Gower)

Pipetas de Thoma

Cámara de Newbauer

Calculadora

I. Determinación del Hematocrito



A. Método del microhematocritoa. Se utilizan tubos capilares lisos y se llenan aproximadamente a

un centímetro del borde.b. Se seca la sangre que queda fuera del tubo cuando todavía está

húmedo. Se sella el extremo con un plástico especial.c. Colocar los tubos en una microcentrífuga y centrifugarlos por 5

minutos a 10,000 rpm.d. Se retiran los tubos y se lee el porcentaje del hematocrito en

cualquiera de los diferentes lectores para tubo de hematocrito.e. Cuando se usa un cuadro lineal o lectura gráfica, se necesita

colocar el tubo del hematocrito en la escala con el menisco delplasma en la línea superior.

f. Se desliza el tubo hasta el fondo de la capa de eritrocitos quecorresponda con la línea cero.

g. La línea que intercepta la parte superior de la capa de eritrocitosse sigue hasta el punto donde puede leerse en la escala al final dela línea.



II. Cuenta eritrocítica

A. Llenado de la pipeta.1. Se usa sangre con anticoagulante

a. La sangre deberá mezclarse con cuidado, invirtiendo el tubo por lomenos 20 veces. No agitar vigorosamente.

b. Se coloca una pieza de caucho a una pipeta para dilución de eritrocitosde Thoma, que se identifica por la marca 101 por encima del bulbo, seextrae la sangre exacta hasta llagar a la marca de 0.5, usando succiónsuave en la pieza de boca. (Fig 1)

Pipetas utilizadas para conteo de glóbulos rojos y blancos.

c. Cando se extrae sangre de más que sobrepasa ligeramente la línea, sedebe expeler el exceso por medio de pequeños golpes sobre la punta dela pipeta con el dedo.

d. La sangre que queda en la punta de la pipeta deberá secarsee. Insertar la pipeta en la solución de Gower y llenar la pipeta con esta

solución hasta llegar a la marca de 101 por encima del bulbo.f. La sangre de diluye al 1:200g. Se pone la pipeta en posición horizontal y se tapa la punta con un dedo

antes de retirar la pieza de caucho. La pipeta debe agitarse por lo menos2-3 minutos en un agitador mecánico

B. Llenado de la cámara.a. Para esto se necesita una cámara graduada o hemocitómetro y un

cubreobjetos especial que deberán limpiase cuidadosamente, quitando lapelusa y la grasa.



b. Se coloca el cubreobjetos especial con los extremos más largos paraleloslos a los bordes de la cámara contadora.

c. Se descarta por lo menos una tercera parte. Con esto se elimina el líquidode la porción capilar de la pipeta que no se ha mezclado con la sangre.

d. Con el índice sobre el extremo superior de la pipeta, se toca con la punta elespacio que se encuentra entre la cámara contadora y el cubreobjetos. Ellíquido llenará el espacio por capilaridad, cuando el líquido ha fluido las trescuartas partes de la pipeta, se saca ésta pues ya habrá quedado suficientelíquido para llenar el espacio.

e. Se esperan 3 minutos para que las células sedimenten, deberá evitarse laevaporación para no introducir un grave error.

f. Con el objetivo de poco aumento (10X) cerca del foso central, se localiza elcuadro central de los nueve cuadros grandes. Con el objetivo de gran poder(45X) se cuentan todos los eritrocitos en 5 de los 25 cuadros pequeños delárea central. Cada uno de los 5 cuadros pequeños se divide en 16 cuadrosmás pequeños. Se cuenta en un total de 80 cuadros pequeños.

g. Se cuentan las células empezando las células empezando a la izquierda dela fila superior de los cuatro cuadros pequeños, luego de derecha aizquierda en la siguiente fila y así sucesivamente.

h. Hay que evitar la duplicación al contar las células que tocan las líneas

C. Cálculo de eritrocitos La suma de las células en los 5 cuadros pequeños se multiplican X 10,000 =

ertirocitos totales /microlitro

III. Determinación de Hemoglobina (Hb). La concentración de hemoglobina

sirve para medir la capacidad de trasporte de oxigeno por los eritrocitos. La

mayoría de los métodos usados para entre 3 para obtener la hemoglobina (o

sea 15 gr/dl de Hb)



Volumen Globular Medio (VGM). El VGM es una expresión, en términos absolutos,

del volumen promedio de los eritrocitos. Se obtiene de la siguiente manera:

VGM = HCT (10) / No. eritrocitos.

La unidad para reportar VGM = femtolitros (10-15L)

Ejemplo:

Hct = 14.4 Globulos rojos = 1.87 x 1012

VGM = 14.4 (10) / 1.87 x 1012 = 77.0 Fl

Interpretación:

VGM - implica macrocitosis

VGM - implica microcitosis

Concentración de hemoglobina globular media (CHGM) Es la concentracion de

hemoglobina del eritrocito; este parámetro es exacto ya que no requiere de la cuenta

de GR para calcularse:

Hemoglobina (g/dl) X 100

CHGM =

Hematocrito

Ejemplo:

Hb = 14.4

Hct = 42

14.4 g/dl X 100

CHGM = = 34.2 gr/dl

42



EVALUACIÓN CUALITATIVA DE LOS ERITROCITOS

PREPARACION OBSERVACION DEL FROTIS SANGUINEO

A.- Método de extensión.

a. Se colocar una pequeña gota en uno de los extremos delportaobjetos, el cual debe estar en una superficie plana y sólida.

b. Se coloca el extremo de un segundo portaobjetos para extendercontra la superficie del primero, sosteniéndolo a un ángulo de 45grados aproximadamente.

c. El portaobjetos se desliza suavemente para extender la gota desangre, cuando este se haya extendido sobre aproximadamente dostercios del ancho del portaobjetos, se mueve hacia adelante conmovimiento firme y uniforme. La sangre correrá formando unapelícula uniforme.

d. La preparación se seca rápidamente ondeándola en el aire. Ladesecación se facilita con movimiento en forma de abanico, nuncasoplando o por calor. La rápida desecación evita la deformación delos glóbulos sanguíneos.

e. La tinción debe hacerse antes de una hora. Si la laminilla no puedeteñirse en ese lapso deberá preservarse por medio de la fijación enalcohol metílico absoluto.

TINCIÓN DEL FROTIS SANGUINEO

A.- Método de tinción.

a. El frotis de sangre seca se cubre completamente con el colorante de Wright(2ml) y se deja reposar por 1 a 3 minutos.

b. Se agrega igual cantidad de agua destilada amortiguada la cual sedistribuye sobre todo el frotis, teniendo cuidado de que la solución no secorra sobre los bordes.

c. Se deja reposar la mezcla 8 minutos después de este tiempo debe apareceruna espuma metálica color verde.

d. Enjuagar con agua destilada.e. Se coloca la laminilla en posición vertical y se deja secar.f. Observar al microscopio con aceite de inmersión a 100x.



B. EXAMEN DEL FROTIS

a. El frotis sanguíneo se observa de pocoaumento para ver la distribución de lascélulas y seleccionar la porción delfrotis que este cerca del extremo másdelgado donde los eritrocitos no sesobreponen. Se cambia al objetivo deinmersión en aceite para el resto delexamen.

b. A los eritrocitos se les estudia.

Tamaño. Variación (anisocitosis), normociticos, macrociticos omicrociticos.

Forma variación (Poiquilocitosis) células blanco, esferocitos,acantocitos.

Color: normocrómicos, hipercrómicos, hipocrómicos.

Estados anormales: Policromacia, reticulocitos, eritrocitos nucleados,cuerpos de Howell-Jolly, punteado basófilo, parásitos etc.

Formas anormales comúnmente encontradas en los eritrocitos

a.microcíto b. macrocíto Eritrocitos nucleados Células crenadas

Células en diana o blanco



Esquistocitos o fragmentos Hipocromasia

Ovalocito

Pila de monedas o rouleaux Policromasia

Puntilleo Basofílico Aglutinación



• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen

Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo





Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se te evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.

Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de

evaluación:

Menciona 2 causas de anisocitosis

1. Especie doméstica donde los eritrocitos son de tamaño más pequeño2. A que se refiere el término Rolouxe o formación de pilas de monedas y en que

especie es comúnmente observado.3. Menciona dos tipos de hemoparásitos4. Con que enfermedades se asocia la presencia de cuerpos de Heinz5. En las anemias hemolíticas es común observar aglutinación marcada y

presencia de esferocitos explica detalladamente porque suceden estosfenómenos.



PRACTICA No. 3

EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS BLANCOS






Introducción:

La evaluación de los glóbulos blancos se lleva a cabo a través de una biometría

hemática o hemograma. Este es un examen que analiza las variaciones cuantitativas

y morfológicas de los elementos constituyentes de la sangre, y aporta datos clínicos

para auxiliar al médico en la formulación de un posible diagnóstico. La llamada serie

blanca o leucocitaria está constituida por los glóbulos blancos o leucocitos. Dentro de

esa serie se evalúa el número de leucocitos, además de eso, se hace la diferenciación

celular.

Objetivo:

Aprenderás la técnica manual para realizar el conteo de globulos blancos, así

como, a evaluar su morfología normal y anormal en diferentes animales domésticos.

Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de sangre.

Aprenderá a confeccionar y teñir frotis sanguíneos y evaluarás cualquier cambio morfológico observado microscópicamente en los glóbulos blancos.






Contaminación con muestras de sangre



Ingerir sangre o diluyente para el conteo de glóbulos blancos durante el pipeteo

Seguir las instrucciones correctamente, usar la manguera adecuado cuando se pipetee.

Enjuagarse perfectamente con agua e informar al facilitador

Cortadura por laminillas rotas.








Debe haber contenedores para material bio-peligroso, e incineradores para desechos contaminados


Materiales:

5 ml de sangre fresca con anticoagulante con EDTA

Portaobjetos

Tinción de Wright

Gasas

Algodón

Alcohol de 96º

Agua destilada

Solución para glóbulos blancos (Sol. de Turk)

Pipetas de Thoma

Cámara de Newbauer


Calculadora

IV. Cuenta Leucocitos

a) Llenado de la pipeta.b) Se usa sangre con anticoagulante EDTA

c) La sangre deberá mezclarse con cuidado, invirtiendo el tubo por lo menos20 veces. No agitar vigorosamente.

d) Se coloca una pieza de caucho a una pipeta para dilución de eritrocitos deThoma, que se identifica por la marca 11 por encima del bulbo, se extrae lasangre exacta hasta llagar a la marca de 0.5, usando succión suave en lapieza de boca.

e) Cando se extrae sangre de más que sobrepasa ligeramente la línea, sedebe expeler el exceso por medio de pequeños golpes sobre la punta de lapipeta con el dedo.

f) La sangre que queda en la punta de la pipeta deberá secarseg) Insertar la pipeta en la solución de ácido acético y llenar la pipeta con esta

solución hasta llegar a la marca de 11 por encima del bulbo.h) La sangre de diluye al 1:20i) Se pone la pipeta en posición horizontal y se tapa la punta con un dedo

antes de retirar la pieza de caucho. La pipeta debe agitarse por lo menos2-3 minutos en un agitador mecánico



Pipetas utilizadas para conteo de glóbulos rojos y

blancos.

Llenado de la cámara.

a. Para esto se necesita una cámara graduada o hemocitómetro y uncubreobjetos especial que deberán limpiase cuidadosamente, quitandola pelusa y la grasa.

b. Se coloca el cubreobjetos especial con los extremos más largosparalelos a los bordes de la cámara contadora.

c. Se descarta por lo menos una tercera parte. Con esto se elimina ellíquido de la porción capilar de la pipeta que no se ha mezclado con lasangre.

d. Con el índice sobre el extremo superior de la pipeta, se toca con la puntael espacio que se encuentra entre la cámara contadora y el cubreobjetos.El líquido llenará el espacio por capilaridad, cuando el líquido ha fluido lastres cuartas partes de la pipeta, se saca ésta pues ya habrá quedadosuficiente líquido para llenar el espacio.

e. Se esperan 3 minutos para que las células sedimenten, deberá evitarsela evaporación para no introducir una grave error.

f. Con el objetivo de poco aumento (10 X) se cuentan las células de cadauno de los 4 cuadros grandes de las esquinas.

g. Se cuentan las células empezando las células empezando a la izquierdade la fila superior de los cuatro cuadros pequeños, luego de derecha aizquierda en la siguiente fila y así sucesivamente.

h. Hay que evitar la duplicación al contar las células que tocan las líneasi. Para que puedan detectarse los leucocitos como objetos uniformes

obscuros, es necesario reducir la iluminación lo más que se pueda.j. Hay que excluir a los leucocitos que toquen las líneas



D. Cálculo.

Células encontradas en los 4 cuadros X 50 = leucocitos totales /microlitro.

V. PREPARACION DEL FROTIS SANGUINEOA.- Método de extensión.

a) Lo ideal es hacer los frotis con sangre fresca, recién extraída. La sangre debemezclarse bien, agitando suavemente antes de llenar el tubo capilar paracolocar una pequeña gota en uno de los extremos del portaobjetos, el cualdebe estar en una superficie plana y sólida.

b) Se coloca el extremo de un segundo portaobjetos para extender contra lasuperficie del primero, sosteniéndolo a un ángulo de 30 gradosaproximadamente.

c) El portaobjetos se desliza suavemente para extender la gota de sangre,cuando este se haya extendido sobre aproximadamente dos tercios del anchodel portaobjetos, se mueve hacia adelante con movimiento firme y uniforme.La sangre correrá formando una película uniforme.

d) La preparación se seca rápidamente ondeándola en el aire.e) La tinción debe hacerse antes de una hora. Si la laminilla no puede teñirse en

ese lapso deberá preservarse por medio de la fijación en alcohol metílicoabsoluto.

TINCIÓN DE FROTIS SANGUINEO

A.- Método de tinción.

a) El frotis de sangre seca se cubre completamente con el colorante de Wrighty se deja reposar por 1 a 3 minutos.

b) Se agrega igual cantidad de agua destilada amortiguada la cual sedistribuye sobre todo el frotis, teniendo cuidado de que la solución no secorra sobre los bordes.



c) Se deja reposar la mezcla 8 minutos debe aparecer una espuma metálicacolor verde.

d) Enjuagar con agua destilada.e) Se coloca la laminilla en posición vertical y se deja secar.f) Observar al microscopio con aceite de inmersión a 100x.

C. EVALUACIÓN DEL FROTIS SANGUÍNEO.

1. Consideraciones GeneralesEvaluar la calidad del frotis como la distribución de las células, color del fondo del frotis (si es excesivamente azul, podría sugerir un aumento de la concentración de proteínas).

El frotis sanguíneo se observa de poco aumento

para ver la distribución de las células y

seleccionar la porción del frotis que este cerca

del extremo más delgado donde los eritrocitos no

se sobreponen. Se cambia al objetivo de

inmersión en aceite para el resto del examen.

2. Diferencial leucocitario.- Primero se debe de identificar el tipo de leucocito utilizando el microscopio de

1000X. (aquí se observa mejor la morfología)- Cuenta y clasifica 100 células nucleadas. Se empieza con el examen a lo largo

del margen externo del frotis por aproximadamente tres campos, se mueve unpoco hacia dentro (1 mm o 3 campos y posteriormente hacia atrás, a la orilladel frotis.

- Se repite el procedimiento cuantas veces sea necesario para identificar elnúmero de células requerido

- La cuenta diferencial de los leucocitos se expresa en porcentaje, el númerorelativo de los diferentes tipos de leucocitos que se encuentran el la sangre.

- Próximo paso: toma el porcentaje de cada célula y multiplícala por el total deglóbulos blancos para obtener la cuenta absoluta para cada tipo de leucocito.

3. Evaluación de su morfología

Aquí se observa:

Tamaño

Citoplasma: color, cantidad relativa y gránulos

Núcleo: forma, color, estructura de la cromatina y nucléolo, cambiostóxicos

desviación a la izquierda (presencia de células inmadura



MORFOLOGIA DE LOS DIFERENTES TIPOS DE LEUCOCITOS







Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.


1. ¿A qué se refiere el término desviación a la izquierda?

2. ¿Que son los cuerpos de Barr y en qué tipo de animales se pueden observar?

3. ¿En qué especies es más comúnmente observar una reacción Leucemoide?

4. Menciona que medicamentos te podrían provoca Linfopenia

5. Enlista 5 causas de Eosinofilia

*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de prácticas.



PRÁCTICA No. 4

TÉCNICAS DE OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA






Introducción: El urianálisis o análisis urinario es un método diagnostico básico para

todos los animales enfermos, pues no solamente sirve para verificar anomalías en las

vías urinarias, sino también es útil para evaluar:

Endocrinopatías como la diabetes mellitus o el hiperadrenocorticismo

Problemas hemolíticos como la hemólisis intravascular por leptospirosis aguda,

babesiosis o anemia hemolítica inmunimediada por IgM.

Problemas electrolíticos

Cáncer como el plasmosarcoma (mieloma múltiple)

Estado de hidratación

Hepatopatías a través de la detección de bilirrubinuria, de cristales de biurato de

amonio etc.

Coagulopatías reflejadas por hematuria

Problemas del equilibrio ácido- base por la presencia de aciduria o alcaliuria

Intoxicaciones como el etilenglicol

Miopatías como la rabdomiolisis

Problemas genitales como la piómetra y prostatitis

Objetivos:

Relizarás la colección de muestras de orina através del chorro directo, sondeo ypunción de vejiga (cistocentésis).

Aprenderás a transportar las muestras para su envío al labortorio

Criterios de desempeño durante la práctica

Manejarás con cuidado al animal, así como, se tomarán las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de orina

Aprenderás a sondear y a puncionar la vejiga urinaria para colectar muestras estériles de orina



Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para enviar muestras de orina al laboratorio






Contaminación con muestras de orina

Uso de guantes y bata, cubrir informar al facilitador cualquier herida que se tenga




Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (orina) contaminados.

uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, orina, materiales o animales que puedantener algún agentesinfecciosos.




Biológicos (Sangre, orina jeringas etc.)





Desarrollo de la práctica

Materiales:

Perro o Gato

Recipientes de Vidrio Estériles para colectar la orina (puede ser vasitos de

Gerber)

Jeringas de varios calibres



Yodo o cualquier otro desinfectante

Máquina de rasurar

2 Sondas para obtención de orina (el tamaño depende de la talla del paciente)

MÉTODOS DE OBTENCIÓN DE LA ORINA

Es importante emplear el método adecuado de obtención de orina. Los principales

son:

1) Por micción espontánea2) Por compresión de la vejiga3) Por cateterización4) Por cistocentésis

1) La orina obtenida por micción espontánea, puede encontrarse contaminadacon la flora bacteriana del último tercio de la uretra, con infecciones del útero, de la vagina, del prepucio, etc., lo cual invalida los resultados. Este método no es adecuado para realizar un cultivo

2) La orina colectada a través de lacompresión vesical, también puede estar contaminada por las mismas causas antes mencionadas. Con este método se puede provocar una cistorrexis (ruptura de vejiga) en caso de obstrucciones o de bloqueos totales del tracto urinario, resultando en un uroperitoneo. Este método no es adecuado para realizar un cultivo urinario.

Toma de muestra por compresión vesical

3) A través de la cateterización se obtienenmuestras de mejor calidad que las anteriores, aunque frecuentemente con gran cantidad de células epiteliales por el uso de catéteres de diámetro inadecuado.

Existe contaminación de la muestra con el lubricante, observándose una gran cantidad de glóbulos de grasa. La muestra puede estar contaminada con bacterias del último tercio de la uretra o con pequeñas cantidades de sangre, cuando se tiene dificultad para cateterizar. Tambien existe el peligro de perforar la vejiga si no se tiene la precaución de medir la distancia que hay del glande o del orificio uretral a la vejiga.

Toma de muestra por cateterización



4) La cistocentesis es el método masapropiado y con mayor aceptación para tomar una muestra de orina

Es un método poco invasivo, las muestras para bacteriología no se contaminan, ni se “arrastran” células epiteliales de todo el tracto urinario que dificultan la interpretación de la muestra.

CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE LA MUESTRA

Después de su colección se recomienda evaluar la orina tan rápido como sea posible, pues mientras más tiempo pase para su examen, menos confiables serán los resultados. Se consideran que las muestras de orina deben analizarse dentro de los siguientes 30 minutos después de su colección. En caso de no ser posible, debe refrigerase a 4 oC.

Si el análisis se realizará hasta el día siguiente se sugiere dividir la muestra en dos tubos. Uno se congela para el estudio físico – químico y el otro se refrigera para el examen microscópico. Si la evaluación se realizará después de 10 horas, se debe adicionar una gota de formol al 40% por cada 20 ml de orina.

Es muy importante no exponer la muestra a la luz o a los rayos solares, pues algún metabolito como la bilirrubina puede volverse indetectables.







Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la

Toma de muestra por

cistocentésis



bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.


1. ¿Qué desventajas podríamos tener al tomar muestras por chorro directo?

2. ¿Cuánto tiempo después de haber tomado la muestra se considera viable?

para obtener unos resultados confiables?

3. ¿Cuáles son los requisitos para transportar una muestra de orina?

*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de



PRACTICA No. 5

ESTUDIO GENERAL DE ORINA




Introducción:

Un análisis de orina o Estudio General de Orina (EGO) es una examinación de la orina por medios físicos o químicos y comprende una serie de exámenes químicos y microscópicos que ayudan al tamizaje de infecciones del tracto urinario, enfermedad renal y enfermedades de otros órganos que hacen que aparezcan metabolitos anormales (productos de descomposición) en la sangre. Este se divide en tres partes que son: el examen físico, el examen químico y el examen microscópico de la orina.

http://www.shands.org/health/spanish/esp_ency/article/000521.htm





Objetivo:

Realizarás un estudio generla de orina completo e interpretarás los resultados

indicando posible alteraciones o enfermedades asociadas con dichos resultados.

Criterios de desempeño durante la práctica

Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de orina.

Aprenderá a evaluar la orina macro y microscópicamente






Contaminación con muestras de orina



Cortadura por tubos de vidrio o laminillas rotas.





Biológicos (orina,Sangre, jeringas

etc.)





Materiales:

1. 20 ml de orina fresca (cualquier especie)

2. Refractómetro

3. Tiras reactivas

4. Probeta

5. Tubos de Ensaye

6. Centrífuga

7. Microscópio



8. Laminillas

9. Cubreobjetos

Evaluación Física:

Color

El color amarillo claro de la orina normal es conferido por los urocromos

y por la urobilina. Si la orina es mas densa el color amarillo es mas

obscuro, y si la orina esta muy diluida el color es mas claro.

El color de una muestra de orina es evaluada subjetivamente y se

reporta como: color rojo, café, amarillo, etc. o combinación de éstas.

También se pueden hacer modificaciones en la intensidad del color

como ligeramente amarillo o fuertemente rojo o café etc. Algunas

coloraciones amorales y sus causas se enlistan abajo:

Transparencia

La Turbidez o transparencia se reporta como: clara, ligeramente turbia, turbia u opaca

La orina normal debe ser muy clara a ligeramente turbia. Exceso de turbidez resulta de la

presencia de partículas suspendidas en la orina. La causa puede ser determinada

evaluando el sedimento urinario por medio del microscopio.

Causas comunes de orina turbia incluyen: Aumento de células (eritrocitos, leucocitos etc),

numerosos cristales, bacterias, lipiduria, moco (especialmente en caballo), semen o

contaminación fecal



C) Densidad

La densidad o gravedad específica (peso de laorina/peso del agua) es una estimación porrefractometría de la osmolaridad de la orina. Dependedel numero y tamaño de las partículas y sirve paraevaluar la capacidad que tienen los túbulos renalespara concentrar o para diluir la orina, según sea elestado de hidratación del paciente.

Refractómetro

Evaluación química de la orina

Para realizar este examen se necesitan tiras reactivas de orina las cuales consisten

en unas pequeñas cintas de plástico rígido, de unos pocos centímetros de longitud y

alrededor de medio centímetro de anchura, a las que van pegados unos reactivos, que son

diferentes dependiendo de lo que se quiera analizar. Por ejemplo, si es un reactivo para

azúcar en orina, pues al contacto con esta glucosa reaccionan cambiando el color. Los

reactivos son unos pequeños cuadraditos de un material poroso, de colores suaves. Según

las tiras, puede haber diferente número de ellos a lo largo de la misma.

El análisis químico incluye generalmente la evaluación de de:

- pH- Glucosa- Cuerpos cetónicos- Bilirrubina



- Urobilinógeno- Presencia de sangre, de hemoglobina o de mioglobina- Proteínas

Procedimiento:

Se necesitan por lo menos 10 -15 ml de orina fresca en un tubo de ensaye

- Se introducen las tiras a la orina- Después de haber mojado las tiras, se sacan y se da tiempo para que hagan

reacción. Según lo que se pretenda medir el tiempo es mayor o menor, peronormalmente esta información está incluída en el envase.

- Cuando ha transcurrido lo suficiente, se procede a su lectura. Hay diversosmétodos:

- Las tiras cualitativas, que sólo dicen si hay o no una sustancia en la orina: sicambian de color, son positivas. Si no cambian, negativas. Por ejemplo, los test deembarazo comercializados habitualmente.

- Las tiras cuantitativas, que cambian más o menos de color según cuánta sustanciahaya en la orina: traen una escala de colores en el envase; se coloca la tira al ladode dicha escala, y se decide a cuál de los colores correspondientes se parece más.El número que trae debajo dicho color nos dirá la concentración aproximada enorina. Por ejemplo, las de medir la glucosa. En este grupo, hay también tiras quemiden varias cosas a la vez, como sangre, leucocitos, glucosa, proteínas... En estoscasos, la escala de colores del envase lleva las referencias del color en el mismoorden que la tira.

- Se coloca la tira a lo largo de la escala, de forma que el primer cuadro de la tiracoincida con el primero de la escala, el segundo con el segundo... y se procede a lamisma comparación explicada.

Evaluación Microscópica del Sedimento Urinario Procedimiento

Se colocan 20 ml de orina fresca en un tubo limpio, seco yetiquetado.

El tubo se centrifuga a 5,000 rpm por 3 minutos, removerde la centrifuga tendiendo cuidado de no alterar elsedimento

El tubo es inmediatamente invertido descargando todo elsobrenadante visible y después colocarlo en su posiciónoriginal.



Se agita el tubo vigorosamente para asegurar la resuspensión de todo el sedimento observado.

El sedimento resuspendido se coloca en un portaobjetosy se cubre con cubre objetos de 22 mm .

Observar al microscopio con el objetivo de 10 y 40 x.

En una evaluación microscópica se puede observar:

Células

Células tubulares Células de transición Células escamosas



Eritrocitos y leucocitos:

Los eritrocitos se observan como cuerpos refráctales

incoloros. Los leucocitos se observan como células redondas

granulares incoloras

Cristales



Cilindros Se forman en la ausencia de células en el lumen tubular. Existen diferentes tipos de

cilindros y su nombre depende de la sustancia o células con lo compone

Cilindro Hialino

Cilindro Granular

Cilindro Seroso Cilindro de grasa Cilindro celular

Agentes infecciosos

Bacterias Las bacterias pueden ser observadas en sedimentos sin teñir cuando se presentan

en cantidades suficientes Hongos as hifas de hongos pueden indicar un sobrecrecimiento

Parásitos como Capillaria plica o stephanurus dentatus etc.,.

El análisis urinario se divide en tres partes que son: el examen físico, el examen químico y el examen microscópico de la orina.









Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.


1. En una tabla enliste los colores anormales que se pueden encontrar en unamuestra de orina y cuales serian sus posible causas

2. ¿Qué me indica una gravedad específica baja (menos de 1.010) en un animalcon alto grado de deshidratación?

3. ¿Qué tipo de cristales son comúnmente observados en la orina de equinos?4. Menciona 2 causas de glucosuria5. Menciona 2 tipos de proteinuria prerenal.




PRACTICA No. 6

CITOLOGIA DIAGNOSTICA. Parte 1.


MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente


Introducción:

La examinación citológica ha empezado a reconocerse como una herramienta útil para la

práctica de los médicos veterinarios. En la mayoría de los casos las muestras citológicas se

pueden recolectar rápida y fácilmente, a un bajo costo y con poco o ningún riesgo para el

paciente. Frecuentemente, las muestras pueden ser preparadas, teñidas e interpretadas

mientras el dueño del animal espera.

Objetivos:

Aprenderás a tomar muestras citológicas a través de las técnicas de aspiración

con aguja delgada, Improntas, Hisopos y raspados, así como, conservarlas para

poder ser transportadas adecuadamente al laboratorio.



Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado al animal, así como, tomarás las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de sangre.

Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para tomar muestras citológicas y cómo enviarlas al laboratorio.

ítem Resultados Esperados Tiempo de término

Entregarás un reporte de la práctica. Un día después de la práctica.





Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (sangre) o tejidos contaminados.

uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, materiales o animales que puedan tener algún agentes infecciosos.


Contaminar a otros animales o personas después de extraer sangre procedente de animales con problemas infecciosos

no se debe salir con ropa de trabajo

Ser evaluado por un médico veterinario en caso de un animal o Doctor en caso de una persona.






Biológicos (Sangre, tejidos, jeringas etc.)







Material:

1. Jeringas y agujas

2. Gasas y algodón

3. Alcohol de 70º

4. Rasuradora o rastrillo

5. Laminillas

6. Colorante de Wright

7. Alcohol de 96º

8. Microscópio

9. Aceite de inmmersión

10. Hoja de Bisturí

11. Hisopos12. Vaso de Coplin con alcohol de 96 (fijador)13. Espátula de Ayre14. Espejo vaginal15. Lápiz diamante16. Frasco tipo Gerber

Procedimiento:

Masas firmes: masa cutáneas, masas subcutáneas palpables, masas internas palpables (o localizadas por radiología), o masas que se obtienen por medio de cirugías.

Aspiración con aguja fina: consiste en la aspiración de células por medio de una guja de pequeño calibre (generalmente aguja 22). El calibre de la aguja debe ser lo suficientemente pequeño para aspirar células individuales o pequeños grupos celulares y lo suficientemente larga para prevenir daño (lisis) de las células. Una aspiración con aguja fina tambien se puede realizar en masas obtenidas de cirugías. Ejemplo de tejidos que se exfolian fácilmente con esta técnica son los nódulos linfáticos.

Procedimiento: - Inserta la aguja en la masa (unida a una jeringa de 10 o 12 cc) (figura a)- Una vez adentro la aguja retira el embolo (figura b)- Mueve ligeramente la aguja dentro de la masa- Podemos ver que aparezca material en la base de la aguja- Libera suavemente la presión de la jeringa soltando el embolo (figura c)- Retira la aguja de la masa (figura d)- Retira la aguja del barril de la jeringa- Llena la jeringa con aire



- Inserta nuevamente la aguja a la jeringa y deposita el material colectado en lalaminilla

- Confecciona un frotis (semejante a los frotis sanguíneos o desliza suavementeotra laminilla encima de la laminilla donde se depositó el materia. Esto se hace conel fin de separar adecuadamente las células.)

- Etiqueta la laminilla- Sécala al aire (o se fija en alcohol según la técnica de tinción que se vaya a

realizar)- Tiñe la laminilla y examina



Improntas: Esta es una excelente técnica cuando tenemos tejidos frescos disponibles. Si se manda algún tejido para histopatología se recomienda hacer laminillas para examinación citológica, incluso puedes guardar las laminilla después de que hayas obtenido el diagnóstico histopatológico.

Procedimiento:

- Utilizar una pequeña pieza de tejido ( de 0.5 cm de diámetro)- Usar la parte fresca cortada de una masa (de preferencia por debajo de cualquier

superficie inflamada)- Secar la sangre y humedad excesiva del tejido con una gasa- Suavemente toque la superficie de la muestra con la laminilla. Se recomienda

hacer 2 líneas rectas de impresiones sobre la laminilla. Las 2 líneas serán fácil deidentificar bajo el microscopio.

- Etiquetar las laminillas- Secar las improntas al aire- Tiñe y examina

Raspados: Se recomienda hacer raspados junto con improntas de tejido fresco. Los raspados son la mejor manera de obtener células en tejidos compuestos de células mesenquimales (músculo, hueso, etc,) ya que las células de tejido conectivo se encuentran adheridas a una matriz extracelular y generalmente no se exfolian tan fácilmente.

Procedimiento: - Se recomienda que la superficie de la muestra sea fresca (como en las improntas)- Raspe la superficie con una navaja de bisturí para colectar un pequeña cantidad

de tejido- El material obtenido extiéndelo sobre la laminilla. Asegúrate de que quede lo

suficientemente delgado para observar adecuadamente las células.- Etiquetar las laminillas- Secar al aire y teñir para examinar bajo el microscópico



Frotis Vaginal:

Procedimiento: - Se separan los labios y se introduce en la vagina la espátula o el hisopo

humedecidos con agua destilada.- Para obtener el material citológico se deberá hacer movimientos rotatorios con el

hisopo o la espátula sobre las paredes de la mucosa.- Con el material obtenido se realiza el frotis deslizando la espátula o el hisopo

sobre la superficie del portaobjeto, tratando de que el material quede distribuido enuna monocapa.

- Hecho el frotis se introduce de inmediato en el vaso de Coplin o en el frasco tipogerber, que contiene alcohol de 96° para que el material se fije en formaadecuada.

Como enviar muestras citológicas al laboratorio de diagnóstico.

Se recomienda que las nuestras que van a ser examinadas se envíen a un laboratorio de diagnóstico veterinario ya que pueden existir grandes diferencias sobre todo en especímenes citológicos. Por ejemplo, en los humanos no existe equivalencia para el Sarcoide Equino, Tumor Venéreo Transmisible, Histiocitoma Canino y Adenoma Perianal Canino. Estos tipos de tumores probablemente serán mal interpretados si son enviados a laboratorios donde patólogos de medicina humana trabajan. Probablemente



estos se diagnostiquen como tumores malignos cuando en realidad son benignos. Por lo tanto, se recomienda que patólogos veterinarios examinen muestras de animales.

Siempre incluyen junto con la muestra una historia clínica completa del animal: - Especie, raza, edad, sexo.- Localización de la lesión (piel, tejido subcutáneo, tejidos blandos, si está unida al

hueso etc.)- Descripción de la lesión (tamaño en centímetros, color, textura, movilidad, si está

ulcerada o no, si es dolorosa etc)- Cuanto tiempo lleva con la lesión y que tan rápido ha crecido últimamente.- Si existen lesiones previas o algún otro diagnóstico.- Evidencia de metástasis (checar otros órganos especialmente los nódulos

linfáticos.

Si se va a enviar muestras líquidas (líquido ascítico, pericárdico, torácico etc.), se recomienda hacer un frotis directo y un frotis después de haber concentrado la muestra y mandar tanto el frotis secado al aire y el líquido en un tubo. En el frotis se podrán examinar células poco degeneradas y en el líquido se realizarán otras pruebas tales como conteo celular y determinación de proteínas.

No refrigeres las muestras o congeles las laminillas ya que en estas condiciones las células se pueden destruir o formar precipitaciones alterando su morfología. Si tienes alguna duda de cómo mandar este tipo de muestras es mejor llamar al laboratorio para preguntar.



FORMATO PARA EL ENVÍO DE MUESTRAS CITOLÓGICAS

Fecha de envío:

Exp. No:

Nombre del Paciente: Especie: Raza:

Sexo: Edad: Nombre del propietario:

médico que remite el caso:

Indique en el esquema la localización de la lesión:

La lesión descrita se encuentra en:

Piel ( ) Tejido subcutáneo ( ) Músculo ( ) Hueso ( ) Otro órgano ( )

Tamaño (cm)_______ Color:__________ Consistencia: suave ( ) firme ( ) dura ( )

Existen más masas además de la descrita? ___ ¿cuántas y su localización? ____________

¿Hace cuanto apareció?

¿Ha ido creciendo de tamaño durante las últimas semanas? ____

¿Es móvil o está fuertemente adherida a tejido subcutáneo o músculo? ______

¿Está ulcerada? _____

¿Sangra? ____



Medidas de bioseguridad. • En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitos

impermeables antes de empezar a trabajar.• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda no

exponerse hasta que curen• Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo



Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales (y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.


1. Menciona cuales son las técnicas de tinción más utilizada en citolpatología2. Realiz un esquema donde muestres las diferencias citológicas observadas en

las diferentes etapas del celo en una perra




PRACTICA No. 7

CITOLOGIA DIAGNOSTICA Segunda Parte


MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente


Introducción

El principal uso de la citología es la diferenciación de reacciones inflamatorias,

neoplásicas o hiperplásicas. La evaluación citológica de los procesos neoplásicos, en casi

todos los casos puede determinar si un proceso es benigno o maligno y en múltiples

oportunidades identifica correctamente el tipo específico de neoplasia en cuestión. La

interpretación de la citología es de gran ayuda al momento de establecer un diagnóstico,

identificar el proceso de una enfermedad, formular un pronóstico y/o indicar que otros

procedimientos diagnósticos se realizarán después.

Objetivo:

Identificarád el tipo de proceso patológico (inflamación vs neoplasia) en

diferentes muestras citológicas.









Todas las laminillas ya se encuentran teñidas y montadas, por lo que no representan

riesgo biológico para los alumnos.

Material:

Laminillas con diferentes tipos de tumores teñidas con Wright

Microscopio


Gasa o algodón

Evaluación de las preparaciones citológicas (masas sólidas y muestras líquidas)

Examinación macroscópica.

Procedimiento:

El frotis debe ser examinado antes de ser tenido. Evalúa la textura del frotis (grasos vs seco). Después de teñir el frotis busca agrupamientos de células los cuales verás en el microscopio.

Evaluando bajo el microscopio con el objetivo de 10x: Identifica áreas con agrupamientos de células o elementos no celulares. Nota la celularidad en general, por ejemplo: si es escasa, moderada o altamente celular. Empieza a identificar el tipo de célula o células que se encuentran presentes. Evaluando con el objetivo de 100x (se necesita aceite de inmersión): Evalúa las poblaciones celulares y clasifícalas como de origen INFLAMATORIO vs NO INFLAMATORIO. Identifica la población celular inflamatoria y caracteriza la reacción inflamatoria presente. Piensa en algunos agentes infecciosos que pudieran estar asociados con el tipo de reacción inflamatoria presente. Busca e identifica la presencia de algún agente patógeno. Identifica cualquier tipo de material que no sea de origen celular (por ejemplo,



cristales, grasa, proteínas o cuerpos extraños).

Evalúa y caracteriza cada población de células que no sean de origen inflamatorio. Por ejemplo: clasifica de acuerdo al tipo general de células ya sean de origen epitelial, mesenquimal, o células redondas. Identifica cuando te sea posible. Evalúa cada población de origen no inflamatorio identificando si son de origen maligno o benigno.

A Clasificación de hallazgos citológicos

Solo células inflamatorias presentes:

Inflamación Neutrofílica (inflamación activa) Se caracteriza por la graninfiltración de neutrófilos (PMN > 70% de células inflamatorias ). PMNsignifica células polimorfo nucleares. Técnicamente, los eosinófilos ybasófilos se encuentran en esta categoría pero casi siempre se usa comouna abreviación para los neutrófilos. Es importante clasificarposteriormente a los neutrófilos como neutrófilos degenerados y nodegenerados. Alteraciones degenerativas sugieren la presencia de toxinasbacterianas en el sitio de la inflamación por lo tanto, es importante buscaragentes infecciosos.

Cambios degenerativos en los Neutrófilos – El núcleo de los neutrófilosnormales debe ser bien lobulados o segmentados con agrupamientos decromatina bien marcados. Los neutrófilos no viven mucho fuera del torrentesanguíneo y su destino normal es morir después de haber sido fagocitadospor los macrófagos. La muerte celular normal se refleja por picnosis del



núcleo o algunas veces cariorrexis. Los cambios degenerativos se reportan cuando se observa hinchazón del núcleo y pérdida de la definición de los segmentos o lóbulos. Esto puede seguir con cambios más severos como pérdida de la textura de la cromatina y perdida de la membrana nuclear. La etapa final es la ruptura de la célula.

Inflamación subaguda o Inflamación activa crónica (reaccióninflamatoria mixta) Caracterizada por la infiltración de neutrófilos y célulasmononucleares tales como macrófagos linfocitos y células plasmáticas.Este tipo de inflamación se compone de un 50-70% de PMN, 30-50% demononucleares. es importante evaluar cambios degenerativos en losneutrófilos. Reacciones inflamatorias subagudas pueden asociarse conagentes infecciosos que son menos irritantes que aquellos que causan uninflamación Neutrofílica. Este tipo de reacciones también pueden ser deorigen no infeccioso. El tipo de célula mononuclear provee informaciónsobre el agente causal, como por ejemplo, la presencia de célulasplasmáticas se asocian con una estimulación antigénica que resulta en laproducción de anticuerpos.

Inflamación Crónica. Se dice que hay una inflamación crónica cuando>50% de las células inflamatorias son células mononucleares.

Otros términos que se utilizan:

Inflamación purulenta Se utiliza cuando >85% de las células inflamatoriascorresponden a neutrófilos y presentan cambios degenerativos.

Inflamación granulomatosa. Se usa cuando hay infiltración de célulasgigantes, macrófagos y otro tipo de célula mononuclear (linfocitos yo célulasplasmáticas).

Inflamación Piogranulomatosa. Infiltración de células gigantesmultinucleadas, macrófagos epiteliales y PMN. Generalmente se asocia conmicosis sistémicas o bacterias como Nocardia o Actimonyces uocasionalmente a reacciones de cuerpos extraños.

Inflamación Eosinofílica. Se presenta cuando >20% está compuesta poreosinófilos. Puede ser un componente de cualquiera de inflamación descritaanteriormente (por ejemplo, inflamación subaguda con inflamacióneosinofílica). Generalmente se asocias con reacciones de hipersensibilidadtipo I (alergias, asma etc).

Identificación de tipos celulares en neoplasias Si los componentes celulares de la muestra indican un proceso neoplásico, se debe diferenciar entre una neoplasia epitelial, mesenquimal o de células discretas o redondas y si la neoplasia es benigna o maligna.



Apariencia General de las tres Categorías Básicas de Tumores (Modificado de Cowell and Tyler 1993)

Células epiteliales. Las muestras presentan una alta celularidad. Engeneral la mayoría de las células se encuentran en grupos o racimos ypocas se encuentran de manera individual con bordes citoplasmáticos pocodefinidos. Las células presentan forma oval a redonda, grandes, demoderado a abundante citoplasma basofílico y núcleo redondo conintensidad de tinción suave y un patrón de cromatina fino. Presencia de unoo más nucléolos prominentes. Dependiendo del origen pueden presentarcitoplasma vacuolado.

Células mesenquimales. Células que se originan a partir de tejidoconectivo. Muestran poca celularidad ya que se exfolian en menorproporción que las células epiteliales y se encuentran incrustadas en unamatriz extracelular. Las células individuales (no tienden a agruparse) ypresentan forma fusiforme (prolongaciones citoplasmáticas) o formapoligonal, de tamaño mediano a pequeño con citoplasma claro, puedenpresentar bordes citoplasmáticos indefinidos. Núcleo redondo a oval, deintensidad media y patrón de cromatina fino. El nucléolo poco o no visible.

Células discretas o redondas. Celularidad alta. Células pequeñas amedianas, redondas e individuales. Bordes citoplasmáticos bien definidos,núcleo redondo. Las células que se incluyen en este grupo tenemos a los

Neoplasias de origen

Mesenquimal

Neoplasias de Células Redondas

Tumor Venéreo

Transmisible

Histiocitoma

Tumor de Células Cebadas Linfosarcoma

Neoplasia de

Origen Epitelial



linfocitos, células cebadas, histiocitos y células del tumor venéreo transmisible.

CRITERIOS CITOLÓGICOS DE MALIGNIDAD

Para estimar el potencial de malignidad, es más confiable tomar en cuenta el criterio de malignidad en el núcleo más que el del citoplasma, debido a que en general, el núcleo sufre menos modificaciones en procesos inflamatorios, hiperplásicos o displásicos que el citoplasma. El reconocimiento de más de tres criterios de malignidad en el núcleo en un alto porcentaje de las células es una evidencia fuerte de malignidad.

Criterios Generales

Celularidad. En general las muestras con alta celularidad sin uncomponente inflamatorio significante, son malignas. Este criterio esapropiado únicamente en tejidos epiteliales y mesenquimales.

Pleomorfismo. La mayoría de los tejidos normales presentan unapoblación celular uniforme tanto en forma como en tamaño. En neoplasiasmalignas, esta uniformidad de forma y tamaño (anisocitosis) se pierde, algrado en que en algunos casos llega a ser muy difícil la distinción del tipotisular.

Localización. Un criterio simple y obvio es la localización anormal de unapoblación celular en particular o sea, encontrar cualquier tipo celularneoplásico en tejidos que normalmente no presentan ese tipo celular. Porejemplo encontrar células epiteliales neoplásicas en ganglios linfáticosindica la presencia de una metástasis.





Medidas de bioseguridad. En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitos

impermeables antes de empezar a trabajar. Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda no exponerse

hasta que curen. Se recomienda lavado de manos después de cada práctica, No comer, beber o

fumar en áreas de trabajo

Evidencias de desempeño:

Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.

Reportarás por escrito* los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales (y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.


1. En una tabla enliste las neoplasias más comúnmente encontradas en la piel.2. Describe el Tumor Venéreo Transmisible (perros).3. Menciona 4 neoplasias de origen mesenquimal y 5 de origen epitelial4. ¿Cómo se vería en un esquema y qué tipo de células participan en una

inflamación piogranulomatosa?5. ¿Qué pronóstico esperarías tener en un animal con un hemangiosarcoma en

bazo y porqué?




SISTEMA DE EVALUACIÓN.

Al final de cada práctica, se revisará tu desempeño mediante la revisión de los

Siguientes puntos:

a) Evidencia de desempeño: Las descritas de manera general para el

manual de prácticas y de manera particular para cada práctica.

b) Evaluaciones intermedias: Habrá una evaluación acerca de las

técnicas y eventos cubiertos por las diferentes prácticas.

c) Método de asignación de calificaciones:

1. Asistencia: 10%

2. Criterios de desempeño: 25%

3. Reporte por escrito : 65%

Actividad

Evaluación

profesional

en

formación

Evaluación

instructor Final Observaciones

¿Fuiste puntual en cada

práctica?

¿Leíste previamente el

contenido de tu práctica?

¿Utilizaste la bata de

laboratorio de manera

adecuada?

¿Cumpliste con el Material

que se te solicitó?

¿Utilizaste los guantes,

cuando se requería, durante

la práctica?



¿Realizaste la práctica

conforme a las

instrucciones?

¿Al final de la práctica

limpiaste tu área de trabajo?

¿Dispusiste de los desechos

de cómo indica el manual?

¿Te comportaste con la

profesionalidad requerida?



INSTRUCCIONES PARA LLENAR EL FORMATO DE REPORTES DE PRÁCTICAS

El reporte debe ser un escrito sencillo donde con tus propias palabras describirás lo realizado y observaciones encontradas durante cada práctica.

El contenido del reporte, debe incluir por lo menos los siguientes apartados:

Títulos de la práctica: como encabezado de la primera página, ésta debe tener el titulo del experimento o nombre de la práctica, estar centrado en tamaño de letra más grande que el resto del texto y de preferencia en estilo “negrita”.

Introducción. Aquí debes documentar teóricamente todo sobre las variables de objeto de estudio tal como su uso, importancia etc. La información recopilada no debe ser un acto de copiar y pegar bajada de internet o extraída de algún libro o artículo, esta debes redactarla con tu propio lenguaje. La información recopilada debe ser organizada en forma coherente, sin frases sueltas o que no tenga relación con el tema que se está tratando.

Objetivo. Es el propósito, la razón o motivo del por qué realizaste la práctica.

Metodología. Es la descripción sobre lo que hiciste durante la práctica.

Resultados. Es la parte medular de tu reporte. Aquí agrega los cuadros comparativos que realizaste junto con tus compañeros. Señala lo que te llamó la atención. Es conveniente que anexes tablas, dibujos, fotografías o esquemas de lo que observaste durante la práctica. Las tablas deben estar enumeradas y tener una leyenda indicando brevemente a que corresponde.

Conclusiones. Aquí resume los puntos más importantes y relevantes sobre el trabajo de laboratorio que realizaste. Los comentarios deben centrarse en los conceptos aprendidos con la realización de la práctica y cómo estos se relacionan con los objetivos generales del curso. Puedes utilizar cuadros comparativos u otra herramienta que te sea útil para presentar la información.

Bibliografía. Para todo trabajo que se documente deberá citarse las fuentes consultadas.

Nota:

El profesor debe publicar con suficiente anticipación cada práctica por realizar

Todo reporte deberá tener buena presentación

La redacción deberá hacerse sin falta de ortografía

Las páginas del reporte deberán estar enumeradas

El reporte debe entregarse en un folder indicando en el costado el número de equipo o nombre del alumno

Manual de Prácticas de Virología

1 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.

Virología

Manual de prácticas

Autor: Andrew Ch. Snydelaar Hardwicke, PhD

Ciudad Victoria, Tamaulipas. 2013

D-RS-05-18-03



Directorio Institucional

Rector

M.E.S. JOSE Ma. LEAL GUTIERREZ

Secretaria General

DRA. OLGA HERNANDEZ LIMON

Subsecretario Académico

ING. JOSE ANDRES SUAREZ FERNANDEZ

Subsecretario Administrativo

ING. MARCO ANTONIO DELGADO BARRIO

Directorio FMVZ

Director

DR. RIGOBERTO LOPEZ ZAVALA

Secretario Académico

MVZ SAID HERNANDEZ CONTRERAS

Secretario Administrativo

MVZ MIGUEL A. GUEVARA GUERRERO

D-RS-05-18-03

Manual de Prácticas de Virología Enero 2009


I N D I C E

P Página

I. Propósito del Sistema de Prácticas. 1

I.I. Introducción. 2

I.II. Competencias Profesionales 3

I.III. Niveles de desempeño 4

II. Programa del Sistema de Prácticas 5-6

III. Reglamento del Laboratorio de Virología 7

Práctica No. 1 Descripción y manejo del equipo y cristalería del laboratorio y proceso de esterilización de materiales.

8-14

Sesión No 1.1 Equipo 12

Sesión No. I.II Selección y esterilización 12

Sesión No. I.III Material de cristalería 13

Práctica No. 2. Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones.

15-20

Práctica No. 3. Procedimientos para la recolección de muestras de laboratorio.

21-25

Práctica No. 4. Vías de inoculación y sangrado en animales de laboratorio.

26-30

Práctica No. 5. Inoculación en embrión de pollo 31-35

Práctica no. 6. Técnicas serológicas 36-47



Sesión No 6.I Técnica de Inmunodifusión 39-41

Sesión No 6.II Técnica de Inmunofluorescencia 42--43

Sesión No 6.III Técnica ELISA 44-45

I N D I C E

Página

Sesión No 7.IV Virus y suero neutralización 46-47

Práctica No. 8. Integradora (serología) 48-50

Bibliografía 51



I. Propósito del Sistema de Prácticas.

Las prácticas son las actividades de formación del conocimiento que permiten al alumno

desarrollar habilidades psicomotrices y expresar actitudes que vinculan al objeto de estudio

con el ejercicio profesional del Médico Veterinario Zootecnista.



I.I Introducción

La virología reviste una particular importancia tanto por el gran número de enfermedades

virales que afectan a la ganadería produciendo mermas severas en la producción pecuaria

como por la relevancia de éstas en la salud pública.

Difícilmente se pueden establecer diagnósticos virales precisos sin una confirmación

mediante estudios de laboratorio debido a la gran diversidad y similitud de los signos clínicos

que estas producen y a los factores climático-ambientales, infecciones secundarias,

virulencia del biotipo y del estado general del animal.

Por su pequeño tamaño, los virus solo pueden observarse mediante el microscopio

electrónico o de barrido lo que implica una gran inversión para este fin. Por ello las técnicas

diagnósticas en el laboratorio más usuales incluyen procedimientos serológicos para la

detección de anticuerpos específicos al agente viral del que se sospecha o bien para la

detección del agente viral mediante anticuerpos específicos previamente obtenidos,

identificados o titulados. El aislamiento del virus es un recurso diagnóstico de mayor

confiabilidad y certidumbre, sin embargo, por su alto costo y tiempo requerido solo es

utilizado en casos que así específicos.

Las técnicas serológicas requieren de la evaluación de sueros sanguíneos pareados, uno

obtenido al inicio de la enfermedad y el segundo, obtenido cuando se encuentra ya avanzada

la enfermedad. Los aislamientos virales y la propagación del virus en cultivos celulares y la

posterior reproducción de la enfermedad en especies susceptibles es el procedimiento más

confiable para el diagnóstico de una enfermedad viral.

Este manual proporciona las herramientas necesarias a futuros médicos veterinarios para

que conozcan algunos de los procedimientos más utilizados en el diagnóstico viral y puedan

interpretar los resultados de los análisis.



I. II Competencias Profesionales.

Las prácticas de Virología que realizarás durante el semestre te permitirán desarrollar las

habilidades y destrezas necesarias para las materias clínicas subsecuentes contribuyendo a

que obtengas las competencias necesarias para tu ejercicio profesional al concluir la carrera

de Médico Veterinario Zootecnista.

Estas prácticas corresponden al contenido temático de la asignatura de Virología cuya clave

en el documento curricular corresponde al M.CS32.110 que se imparte en el cuarto semestre

de nuestro programa de estudios.



I. III Niveles de desempeño.

El nivel de desempeño que lograrás será del nivel III debido a que tendrás un importante

nivel en la toma de decisiones y tendrás bajo tu responsabilidad recursos materiales con los

que opera el laboratorio de Virología.



II. Programa del Sistema de Prácticas.

Las prácticas que desarrollarás están orientadas a la aplicación de los conocimientos que

habrás de adquirir durante la impartición de la asignatura de Virología.

Las prácticas son secuenciales y van de lo más simple a lo más complejo y serán

desarrolladas en unisesiones y multisesiones.

Tema Prácticas programadas Ámbito de desarrollo Duración

Equipo, materiales 1- Descripción y manejo Laboratorio 1

y esterilización de equipo

I.I- Selección y esterilización Laboratorio 1

I.II- Material de cristalería Laboratorio 1

Diluciones 2- preparación de diluciones Laboratorio 1

Concentraciones y calculo de concentraciones

Obtención de 3- Recolección de muestras Laboratorio 1

Muestras para laboratorio

Inoculaciones 4- Inoculaciones Laboratorio 1

y sangrado sangrado de animales

de laboratorio

Inoculaciones 5- Inoculaciones en embrión Laboratorio 1

En embrión de pollo

Vacunas 6- Preparación de una vacuna Laboratorio 1

autógena

Serología 7- Técnica serológicas Laboratorio 1

7.1- Técnica de Laboratorio 1

inmunofluorescencia

7.2- Técnica ELISA Laboratorio 1

7.3- Virus y suero neutralización Laboratorio 1



Tema Prácticas programadas Ámbito de desarrollo Duración

Integración 8- Sesión integradora Aula 1

del uso e interpretación de

resultados de las técnicas

serológicas



Reglamento del Laboratorio de Virología.

1. Los usuarios deberán entrar al laboratorio utilizando una bata blanca limpia y

debidamente abrochada.

2. No se permite introducir o ingerir bebidas y alimentos en el laboratorio.

3. Los alumnos deberán presentarse a sus prácticas con su manual del laboratorio

correspondiente y materiales que se les haya solicitado previamente.

4. Los alumnos no podrán entrar al laboratorio después de 5 minutos de haberse iniciado

la práctica.

5. Una vez en el laboratorio, los alumnos no podrán salir del mismo hasta que finalice la

práctica salvo por indicación expresa del instructor.

6. Durante la realización de la práctica los alumnos deberán respetar el área de trabajo

de los diferentes equipos y guardar un buen comportamiento.

7. Al concluir la práctica, los alumnos deberán limpiar debidamente su área de trabajo y

dejar los instrumentos y reactivos ordenados.

8. La basura orgánica, inorgánica o contaminada resultante de la práctica deberá ser

depositada en el recipiente correspondiente.

9. El alumno que sea sorprendido manchando o rayando las mesas de trabajo o las

paredes del laboratorio se hará acreedor al pago correspondiente para su reparación.

10. Cuando la práctica involucre la utilización de algún animal vivo, los alumnos deberán

tratarlos humanísticamente y evitar el maltrato de los mismos.

11. Solamente el coordinador del edificio y el jefe del laboratorio podrán autorizar el uso

del laboratorio.

Cualquier sanción por el incumplimiento del reglamento será aplicado por el jefe del

laboratorio, el coordinador del edificio o la administración de la Facultad según sea requerida.

Dr. Andrew Charles Snydelaar H. M.C. Jaime Luis Rábago Castro.Jefe del laboratorio de Virología Coordinador del Edificio Multidisciplinario II

y de Inmunología.



Práctica No. 1

Descripción y manejo del equipo y cristalería del laboratorio y proceso de

esterilización de materiales.

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. U.A.T.

Responsable de la elaboración:

Dr. Andrew Charles Snydelaar Hardwicke



Descripción y manejo del equipo del laboratorio y la cristalería del

laboratorio y del proceso de esterilización de materiales.

Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.

Introducción.

La eficacia del trabajo de laboratorio exige utilizar adecuadamente el equipo en cantidad y

calidad, tenerlo en buenas condiciones, preparado e identificado para poderlo utilizarlo

inmediatamente en cualquier momento que este sea requerido.

Toda técnica debe ser cuidadosamente planeada, preparando todo el equipo que se necesite

para su desarrollo.

Propósito específico de la práctica:

Esta práctica tiene como propósito prepararte para que consigas el objetivo de describir,

utilizar y definir las aplicaciones del equipo y la cristalería de laboratorio de virología así como

el proceso de esterilización de materiales.

Criterios de desempeño:

Serás competente para describir y utilizar los equipos del laboratorio de Virología así

como definir sus aplicaciones cuando concluya la práctica.

Serás competente para describir, identificar y detallar el uso de las diferentes piezas

de cristalería cuando concluyas la práctica.

Serás competente para realizar correctamente la esterilización de materiales y

cristalería cuando concluyas la práctica.



Normas de seguridad de la práctica:

Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de accidente

Descargas Evita tocar los puntos Avisa inmediatamente a tu

eléctricas de conexión de los equipos instructor

Cortaduras Maneja con cuidado la Lava concienzudamente

cristalería la herida, utiliza el equipo

de primeros auxilios y avisa

inmediatamente al instructor

Quemaduras utiliza guantes de asbesto Utiliza el equipo de primeros

al utilizar el autoclave auxilios y avisa inmediatamente

al instructor

Disposición de desechos:

No se generarán desechos en esta práctica.

Desarrollo de la práctica:

Se te dará una explicación y se realizará una demostración física del manejo y uso de los

diferentes equipos del laboratorio de Virología, de la cristalería y del proceso de esterilización

y se te explicarán los usos de cada uno de ellos.



La práctica 1 se realizará en tres sesiones:

En la sesión I.I se te mostrarán los equipos de laboratorio, su funcionamiento y los usos de

los mismos.

En la sesión I.II se te mostrará la cristalería y se te darán los nombres de las diferentes

piezas así como el uso adecuado de cada pieza.

En la sesión I.III Se te explicará el uso y funcionamiento del autoclave y los materiales que

deben y pueden esterilizarse.



Sesión I.I

Equipo:

a).-Balanza analítica

b).-Baño maría

c).-Agitador de pipetas de toma

d).-Autoclave

e).-Horno caliente

f).-Potenciómetro

g).-Espectrofotómetro

h).-Microscopio

i).-Centrifuga

Sesión I.II

Materiales:

1.- Matraz Herlenmeyer

2.- Matraz de fondo plano

3.- Matraz de aforación

4.- Tubos de ensaye con tapón de rosca

5.- Vaso de precipitado

6.- Probeta

7.- Pipeta serológica

8.- Pipeta volumétrica

9.- Gradilla para tubo de ensaye

10.- Caja de petri

11.- Jeringas

13.- Frascos de reactivo

14.- Mortero de porcelana

15.- Laminillas (portaobjetos)



Sesión I.III

Selección y esterilización.

Todo material debe esterilizarse inmediatamente después de su empleo para que pueda ser

manipulado sin peligro de infección cuando se vaya a lavar.

El alumno no solamente tiene que saber manejar todos los instrumentos de su equipo, sino

que además debe reconocer las razones para elegir el mismo con una finalidad determinada.

En el laboratorio de Virología debe emplearse material de vidrio duro de buena calidad como

Kimax y Pirex

Es esencial que el material de vidrio este perfectamente limpio, el lavado y enjuagado

escrupuloso del material de vidrio con agua corriente y agua destilada, estas dos prácticas

constituyen las dos prácticas más críticas en un laboratorio de virología.

El material de plástico se usa una vez y se tira, no todos los plásticos son adecuados para el

laboratorio de virología, debido a la composición de este material. Esto adquiere especial

importancia en cultivo de tejidos ya que las células no crecen en todos los plásticos.

Materiales:

Autoclave

Cristalería y materiales diversos.



Sistema de evaluación:

Evaluación intermedia no calificativa:

Se te realizará un Interrogatorio oral sobre el manejo y uso de los equipos, la

cristalería y el uso correcto del autoclave.

Evaluación calificativa:

Participarás en el manejo de los equipos, la cristalería y el autoclave.

Escribirás un reporte detallando cada uno de los equipos, piezas de cristalería y el

autoclave incluyendo sus descripciones y usos de los mismos.

Anotaciones del profesional en formación.



Práctica No. 2

Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones






Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones.


Introducción.

Para la realización de cualquier prueba serológica con fines diagnósticos se requiere realizar

una serie de diluciones y calcular las concentraciones de los reactivos necesarias para

obtener resultados satisfactorios y confiables según los protocolos establecidos para dichas

técnicas.

Por estos motivos es necesario aprender a realizar correctamente los cálculos para este fin.


Esta práctica tiene como propósito que alcances el objetivo de realizar diferentes tipos de

diluciones y que puedas calcular las concentraciones que sean requeridas para cada una de

las técnicas serológicas con fines diagnósticos.


Serás competente para realizar diferentes diluciones y calcular las concentraciones de

manera correcta cuando concluyas esta práctica.



Normas de seguridad:

Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso

de un accidente

Cortaduras Manejar cuidadosamente Utilizar el botiquín de

la cristalería primeros auxilios y avisar al

instructor


Los materiales utilizados deberán ser desechados en los recipientes indicados.


Materiales:

Colorantes

Agua destilada

Tubos de ensaye

Pipetas

Cloruro de sodio

Balanza granataria

Espátula

Suero de Bovino



Procedimiento:

Preparación de diluciones:

Diluciones de fracciones:

• Una dilución de 1/10 se prepara añadiendo una parte de la solución de provisión a 9

partes del diluyente para hacer 10 partes en total.

• Una dilución de 1/10 significa 1 parte en 10 partes en total.

• Una dilución de 1/5 significa 1 parte en 5 partes en total.

Para hacer otras diluciones los denominadores de las fracciones son multiplicadas para

determinar la nueva dilución. Ejemplo

• Una dilución de 1/5 diluido ¼ nos dará una dilución de 1/20

• Una dilución de 1/7 diluido 1/3 nos dará una dilución de 1/21

Diluciones seriadas

Se utilizan en serología para preparar en forma práctica volúmenes pequeños de

soluciones diluidas comúnmente usadas.

Ejemplo.

Se ponen una serie de tubos con 1 ml del diluyente. En cada tubo se agrega 1 ml de la

muestra dando un resultado de 1/2 una vez mezclado.

1ml de la dilución del diluyente de ½ en el tubo No 1 se añade al tubo No 2 resultando

en una dilución del diluyente de ¼ (una dilución de ½ de la dilución de ½)

Al continuar con esta dilución en serie el tercer tubo tendría una dilución de 1/8 el cuarto de

1/16 y así sucesivamente.



Cuestionario de evaluación:

Ejercicios:

1. Utilizando una solución salina fisiológica como diluyente prepare las siguientes

diluciones:

a) Una dilución 1/12 de suero bovino

b) Una dilución de 1/12 de suero bovino de una solución de 1/6 de suero bovino.

c) Una dilución de ½ de suero bovino

d) 5 ml de una dilución de ½ de suero bovino

e) 5ml de una dilución de 1/10 de suero de bovino de una dilución de suero de bovino

f) 10ml de una dilución de 1/50 de suero bovino partiendo de 10% de suero bovino

g) 1.5ml de ½ de suero bovino.

2. Prepare una dilución seriada de 5 tubos en suero bovino.

a) Dilución seriada en múltiples de dos con un volumen final de 0.5ml en cada tubo indique la

dilución de suero en cada tubo de la serie.

b) Dilución seriada en múltiples de cuatro de suero bovino usando 1ml de diluente por tubo.

Indique la dilución de suero

1. Prepare 50ml de una solución de 3% de cloruro de sodio partiendo de una solución de

provisión de 15%



-Realizarás correctamente diferentes tipos de diluciones en el laboratorio.

-Realizarás de manera correcta los cálculos necesarios para determinar diferentes

concentraciones.




Resolverás de manera escrita los problemas de diluciones y concentraciones planteados al

final de esta práctica y los entregarás un día hábil posterior a la misma.

Conclusiones del profesional en formación:



Práctica No. 3

Procedimiento para la recolección de muestras sanguíneas e

inoculaciones en animales de laboratorio.






Procedimiento para la recolección de muestras sanguíneas e

inoculaciones en animales de laboratorio.


Introducción:

El sangrado y la recolección de muestras sanguíneas de animales de laboratorio son de

importancia toda vez que los procesos experimentales de proyectos de investigación con

frecuencia requieren la utilización de estos animales.

Los procedimientos realizados en forma correcta son de especial relevancia para obtener los

mejores resultados posibles y evitar además el sufrimiento innecesario de estos animales.

Objetivo:

Realizarás la recolección de las muestras adecuadas para su envío al laboratorio de

Virología.

Propósito específico de la práctica.

La práctica tiene como propósito que puedas cumplir el objetivo de que puedas obtener

muestras sanguíneas y realizar inoculaciones en animales de laboratorio con fines

experimentales evitando el sufrimiento innecesario de los animales de laboratorio.


Serás competente para tomar muestras sanguíneas y para la realización de inoculaciones

cuando concluyas esta práctica.





de un accidente

Precauciones para evitar Utilizar cuidadosamente Avisar al instructor

Pinchazos las agujas

Desechar adecuadamente Utilizar los recipientes Avisar al instructor

las agujas utilizadas. Adecuados para este fin

Evitar el contacto directo Manejar cuidadosamente Avisar al instructor

con sangre. A los animales




El instructor dará una explicación previa a la práctica y una demostración de las técnicas

correctas para la obtención de muestras sanguíneas y técnicas de inoculación.

Los alumnos practicarán estos procedimientos.

Materiales.

• Jeringas y agujas

• Algodón

• Xileno y alcohol

• Animales de laboratorio

• Material para torniquetes

• Tubos de ensayo

• Agua bidestilada.



Procedimiento y destreza en la colección de muestras sanguíneas y en el proceso de

inoculación.


Entrega de un reporte escrito sobre la metodología correcta para el sangrado y la inoculación

así como los posibles motivos para inocular animales de laboratorio.

La entrega del trabajo deberá hacerse dos días hábiles después de haber concluido la

práctica.






Práctica No. 4

Procedimiento para las Inoculaciones en Embriones de Pollo.






Procedimiento para las inoculaciones en embriones de pollo.


Introducción.

El cultivo de virus gripal en huevo embrionado, fue empleado por primera vez por Burnet en

1935, demostrando que el embrión de pollo es un medio muy sensible para el aislamiento de

estos virus, siendo además un medio estéril y poco costoso.

Los virus solo pueden reproducirse en determinadas partes del embrión; por consiguiente se

deben inyectar en la región apropiada. El método exacto de inoculación y la edad del

embrión que se emplea, dependen del virus problema. Por ejemplo, para aislar en forma

primaria el virus de la influenza a partir de material obtenido de la garganta, suele inocularse

este en la cavidad amniótica de embriones de 7 a 8 días; pero el virus se duplica fácilmente

en la membrana alantoidea de embriones de 12 a 13 días, después de varias resiembras en

el amnios. Los lugares más utilizados para la inoculación, además de las cavidades

amniótica y alantoidea, son la membrana corioalantoidea y el saco vitelino.

Propósito de la práctica:

El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de realizar correctamente

los diferentes tipos de inoculación en huevos embrionados.


Serás competente para realizar inoculaciones en huevos embrionados cuando concluyas la

práctica.





de un accidente

Precauciones para evitar Utilizar cuidadosamente Avisar al instructor

pinchazos las agujas


las agujas utilizadas. Adecuados para este fin


Material:

• Embrión de pollo

• Agujas

• Mechero

• Lápiz

• Alcohol.

• Manguera de látex

• Jeringa

• Punzón

• Vibrador con punta de metal

• Parafina

• Ovoscopio



Existen varias vías de inoculación en el embrión de pollo y depende del virus o la vía de

inoculación así como la edad del embrión del pollo.

Vías de inoculación:

Vía Edad

Cavidad alantoidea 9 - 11 días

Cavidad amniotica 9 - 11 días

Saco vitelino 3 - 5 días

Membrana corion alantoidea 9 - 11 días

Intracerebral 13 -15 días

Endovenosa 14 - 15 días

Cavidad alantoidea:

1. Se toma un huevo embrión de 9 a 14 días de edad

2. Se ovoscopea

3. Se marca con lápiz la cámara de aire

4. Se desinfecta el cascarón con yodo, alcohol o mertiolate.

5. Se pica el cascarón 3mm arriba de la membrana corioalantoidea en la cámara de aire

sin dañar la fárfara y del lado contrario al embrión.

6. Posteriormente y con una aguja calibre 22 de 1 a 1 ½ pulgada de largo se introduce

en forma vertical, se deposita el inoculo y se retira la aguja.

7. El siguiente paso es sellar el orificio del cascarón con silicón, barniz de uñas, parafina

o resistol y se incuba.



Procedimiento y destreza para las inoculaciones por las diferentes vías.




Entrega de un reporte escrito explicando la diferentes vías de inoculación utilizadas para los

diferentes virus.

El trabajo deberá entregarse tres días hábiles después de concluida la práctica.




Práctica No. 5

Preparación de una vacuna autógena.






Preparación de una Vacuna Autógena.


Introducción:

La vacuna (del latín vaccinus-a-um, 'vacuno'; de vacca-ae, 'vaca') es un preparado de

antígenos que una vez dentro del organismo provoca una respuesta de ataque, denominada

anticuerpo. Esta respuesta genera memoria inmunológica produciendo, en la mayoría de los

casos, inmunidad permanente frente a la enfermedad. La primera vacuna descubierta fue la

usada para combatir la viruela por Edward Jenner en 1796.

Las vacunas se clasifican en dos grandes grupos

• Vacunas vivas o atenuadas

• Vacunas muertas o inactivadas

Existen varios métodos de obtención:

• Vacunas avirulentas preparadas a partir de formas no peligrosas del microorganismo

patógeno.

• Vacunas a partir de organismos muertos o inactivos.

• Antígenos purificados.

• Vacunas genéticas.

Las vacunas se administran por medio de una inyección, o por vía oral (tanto con líquidos

como con pastillas).

Propósito de la práctica:

El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de producir una vacuna

autógena utilizando tejido papilomatoso bovino.

http://es.wikipedia.org/wiki/Lat%C3%ADn

http://es.wikipedia.org/wiki/Ant%C3%ADgenos

http://es.wikipedia.org/wiki/Organismo

http://es.wikipedia.org/wiki/Anticuerpo

http://es.wikipedia.org/wiki/Enfermedad

http://es.wikipedia.org/wiki/Edward_Jenner

http://es.wikipedia.org/wiki/Inyecci%C3%B3n_(medicina)




Serás competente para preparar una vacuna autógena contra el papiloma bovino cuando

hayas concluido esta práctica.



de un accidente


el material utilizado. adecuados para este fin

Evitar el contacto directo Manejar cuidadosamente Avisar al instructor

con el tejido. el tejido.


Explicación de del instructor sobre los principios bajo el cual actúan las vacunas.

Materiales:

• Tejido papilomatoso

• Mortero de porcelana estéril

• Formol al 10%

• Antibiótico (penicilina G procaína)

• Agua destilada

• Embudo de vidrio

• Papel filtro

• Jeringa de 3ml

• Papel filtro

• Cristalería estéril



Procedimiento:

1. Se maceran aproximadamente 2g de tejido papilomatoso

2. Una vez macerados se agregan 5 ml de formol al 10% y se sigue macerando. El

formol es utilizado para inactivar los virus.

3. Después se le agregan 80,000UI de penicilina G procaína, (0.2ml de pemprocilina) con

el fin de no permitir la contaminación por bacterias.

4. Luego se le agregan 4.3 ml de agua destilada para hacer la solución.

5. Después de esto se pasa por un embudo con un filtro.

6. La solución es nuevamente filtrada utilizando un filtro con diámetro de poro de .22

micrómetros.

7. Una vez filtrado se divide la solución en condiciones estériles en dos frascos.

8. Estos son sometidas a congelación una vez realizada la vacuna

• La vacuna autógena será aplicada al animal en dos dosis, la primera por vía

subcutánea.

• La segunda dosis se aplicara ocho días después por vía intramuscular.


Evaluación no calificativa:

-Participación activa en la práctica.

Destreza en la preparación de la vacuna.


-Reporte escrito detallando la metodología utilizada que deberá entregarse antes de dos días

hábiles de haber concluido la práctica.






Práctica No. 6

Técnicas Serológicas.






Técnicas serológicas.


Introducción.

La serología es el estudio del suero sanguíneo para la detección de anticuerpos contra un

agente infeccioso específico.

Las técnicas serológicas actualmente conocidas y desarrolladas constituyen una

herramienta de gran utilidad diagnóstica, tanto por su relativa sencillez procedimental como

por su bajo costo y relativa rapidez en la obtención de los resultados.

La sensibilidad y especificidad varía según la técnica serológica utilizada, por ende, es

necesario precisar el fin que se persigue al seleccionar una u otra técnica.

Para que una prueba serológica sea de utilidad diagnóstica, se requieren utilizar sueros

pareados (sueros obtenidos del mismo animal al inicio del cuadro clínico y durante la

convalecencia del mismo) para demostrar el incremento o la ausencia del mismo en los

títulos de anticuerpos contra el agente infeccioso causante de una enfermedad que se

pretende diagnosticar.


El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de identificar la técnica serológica mas

conveniente para el diagnóstico de una enfermedad viral en particular o bien para otro fin

específico, tal como la determinación de incidencias o prevalencias de enfermedades.

Asimismo, podrás entender y describir los principios de acción de las técnicas serológicas.




• Serás competente para expresar los principios y procedimientos de cada técnica

serológica así como para interpretar los resultados obtenidos en las mismas.



de un accidente

Sangre contaminada Evitar el contacto con Dar aviso al instructor

con un agente sangre y suero

infeccioso.

Exposición oral con Seguir el reglamento Dar aviso al instructor

reactivos del laboratorio

Desecho de materiales Desechar en depósitos Dar aviso al instructor

adecuados


Se te dará una explicación y se realizará una demostración física y se te explicarán los

principios y usos de las distintas pruebas serológicas.

La práctica 6 se realizará en cuatro sesiones:

En la sesión 6.I Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los

principios y usos de la prueba de inmunodifusión en gel de agar.

En la sesión 6.2 Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los

principios y usos de la prueba de inmunofluorescencia.


principios y usos de la prueba ELISA.




principios y usos de la prueba de neutralización viral.

Sistema de evaluación: Las cuatro sesiones de la práctica serán evaluadas de la manera que

a continuación se describe:


Interrogatorio oral sobre procedimientos y principios y aplicaciones de las técnicas

serológicas.


Reporte escrito detallando los usos, bondades y limitaciones de cada técnica serológica, así

como la forma de interpretar los resultados de las mismas.

Sesión 6.I Técnica de Inmunodifusión.

Materiales:

• Agarosa o noble agar con 1.5% de solución fosfato bufferada y 0.2% en agua

desionizada.

• Laminillas de microscopio

• Molde acrílico

• Cinta de aislar plástica

• Pipetas Pasteur

• Suero bovino, suero de conejo, gammaglobulina de bovino, albúmina de suero bovino,

suero de ovino, suero de equino.

• Suero de conejo anti-bovino

• Thiazine red (1.0% en 1.0% ácido acético).

• 2.0% de acido acético.

• Rejillas para tinción y lavados.

• Placas de petri para el control de humedad.



Procedimiento:

1. Lava las laminillas de microscopio con jabón, enjuague y seque. Ponga las laminillas

en cajas de petri sucesivas para el lavado con etanol; permítales secar.

2. Aplica 2 capas de cinta plástica de cada lado de las laminillas dejando un espacio

aproximado de 1 pulgada cuadrada entre las orillas de la cinta.

3. Corta el exceso de la cinta sobre el filo de la laminilla con una hoja de afeitar.

4. Aplica una precubierta en el área de una pulgada cuadrada entre las cintas mediante

la inmersión de un recipiente con 0.2% de agarosa o noble agar (templado) en agua

desionizada. Déjese en posición transversal para secar.

5. El 1.5% de agarosa o noble agar en solución fosfato bufferada derretido será puesto

sobre la laminilla con una pipeta Pasteur en cantidades suficientes para cubrir el área

entre las cintas y ponga encima otra laminilla no lavada sobre las cintas.

6. Permite a las laminillas reposar hasta que se solidifique el agar. Corte el agar que se

halla derramado y póngalo en el refrigerador para que se gelifique completamente

7. Limpia los moldes plásticos que serán utilizados.

8. Saca las laminillas del refrigerador y con mucha suavidad deslice la laminilla superior

ponga el molde plástico encima de la superficie de agar.

9. Aplica los reactivos en los orificios según lo indicado: En los orificios periféricos

(exteriores) ponga la fracción de globulinas obtenidas mediante precipitación con

sulfato de amonio (el instructor los proporcionará) de suero normal bovino,

gammaglobulinas bovina, albúmina de suero bovino suero normal de conejo, solución

salina fosfato bufferada y en el orificio central ponga el suero anti bovino de conejo.

10. Permite que se realice la difusión durante 48 horas a 5 o 6·C.

11. Después de las 48 horas lava las laminillas (tras de haber removido lateralmente el

molde con suavidad) en 2 o 3 cambios de solución fosfato amortiguada durante 48

horas o más (esto elimina la proteína que no participó en la reacción).

12. Tiñe las laminillas en una solución de 0.1% de thiazina en 1% de ácido acético (el

ácido acético evita que el agar también sea teñido y además fija las proteínas en el

gel) durante 3 a 6 horas



13. Destiñe las laminillas con 2 o 3 cambios de ácido acético al 2%

14. Coloca un pedazo de papel filtro humedecido en el fondo de un plato de petri, meta las

laminillas en el plato de petri y cúbralo. (esto evita que el agar se seque durante el

proceso de la difusión).




Sesión 6.2 Técnica de Inmunofluorescencia:

Materiales:

1. Auramina

2. Rodamina

3. Isotioscinato de fluoresceína

4. Naranja de acridina

5. Laminillas

6. Conjugado

7. Microscopio de epifluorescencia

8. Controles positivos y negativos

9. Soluciones de lavado

Estos son algunos de los fluorocromos más utilizados en esta técnica.

La técnica directa es la más utilizada para diagnóstico.

Procedimiento:

• Técnica directa.

1. Fija el antígeno a una laminilla por el método de impronta (puede ser al aire o con

algún fijador como la acetona)

2. Aplica unas gotas de conjugado al anfígeno.

3. Incuba a 37C por un periodo variable que va de 10 minutos a una hora en cámara

húmeda.

4. Sumerge las laminillas en solución lavadora que generalmente es una solución

tampón (durante 10 minutos)

5. Saca las laminillas y sumérgelas en agua destilada 10 minutos más.

6. Sácalas y móntalas con portaobjetos mediante glicerina tamponada.

Si es positiva la muestra, aparecerán con fluorescencia bajo la luz del microscopio.

El color dependerá del fluorocromo utilizado.






Sesión 6.3 Técnica ELISA

Materiales:

• Microplacas.

• Soluciones de lavado (Buffers).

• Micropipetas dosificadoras.

• Antígeno.

• Conjugado.

• Solución de parado.

• Sustrato.

• Espectrofotómetro.

Procedimiento:

- Agrega el antígeno a los pocillos de la microplaca.

- Después de la incubación y lavados, agrega el suero problema.

- Lava los pocillos y agrega el conjugado y después de la incubación lava los pocillos.

- Agrega el sustrato y después de la incubación agrega la solución de parado.

- Lee la microplaca en el espectrofotómetro y registra los resultados.






Sesión 6.4 Técnica de Neutralización Viral.

La Neutralización Viral se define como la perdida de la capacidad infectante de un virus por

la reacción del mismo con un anticuerpo específico.

La prueba de suero neutralización es una técnica muy sensible y específica para la

caracterización viral por métodos serológicos.

La prueba de neutralización puede ser usada para:

a) Identificación de virus o anticuerpo

b) Cuantificación de virus y anticuerpos

c) Determinación de la relación antigénica entre dos o más virus en caso de

antigenicidad cruzada.

d) Diagnóstico de infección viral demostrando aumento del título de anticuerpos

específicos.

e) Determinar niveles de protección ya que los anticuerpos neutralizantes persisten

durante tiempos más prolongados.

Materiales:

1. Suero problema

2. Gradilla

3. Pipetas de 1ml 1/10

4. Virus problema

5. Marcador

6. Cultivos celulares

7. Microscopios

8. Tubos de ensaye



Procedimiento:

1. Coloca una serie de tubos en la gradilla

2. En tubos de ensaye diluye suero en diluciones quíntuples empezando con 1/10

utilizando una pipeta por dilución.

3. Mezcla 0.5 ml de virus con 0.5ml de cada dilución de suero.

4. Incuba a temperatura ambiente durante 45 minutos 22·C

5. Posteriormente a esto, inocula el sistema en un cultivo celular y después de incubar,

realiza la lectura.

Lectura:

La lectura se realiza por dilución y efecto viral del grupo control contra la dilución del suero e

inhibición del efecto viral por el suero en cuestión.




Práctica No. 7

Práctica Integradora de las Pruebas Serológicas.






Práctica Integradora de las Técnicas Serológicas.


Introducción.

Las técnicas serológicas proporcionan una gran herramienta diagnóstica siempre y cuando el

clínico veterinario sepa solicitar la prueba de laboratorio indicada en función a su diagnóstico

presuntivo. Además deberá conocer los principios de acción de las pruebas con el fin de

interpretar correctamente los resultados emitidos por el laboratorio y así poder llegar a

establecer el diagnóstico definitivo.

Propósito específico de la práctica.

El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de integrar los conocimientos que

adquiriste en las prácticas de serología (6.I, 6.2, 6.3 y 6.4).

Criterios de desempeño.

Serás competente para expresar los principios de cada técnica serológica, solicitar las

pruebas indicadas según el caso clínico que se te presente así como para interpretar

debidamente los resultados obtenidos en el laboratorio.


Ninguna.


Ninguna.



Desarrollo de la práctica.

• Exposición por el instructor, discusión en subgrupos y presentación de las

conclusiones subgrupales.

• Sumatoria de las relatorías por el docente.



Participación en discusiones dirigidas y conclusiones emitidas.

Evaluación calificatoria:

Entrega de un reporte integral sobre los usos, aplicaciones, bondades y debilidades de cada

una de las técnicas serológicas y la manera de interpretar los resultados de cada una de

ellas.

Esta práctica será realizada en el aula.

Conclusiones del profesional en formación



Bibliografía:

Cunningham,C.H. Virología práctica. Editorial Acribia, S.A.

Fechner, J. Vacunas y vacunación de los animales domésticos. Editorial Acribia, S.A.

Krupp M.A., Tierney, E., Jawetz E., Roe R.I., Camargo C.A. Manual de diagnóstico clínico y

de laboratorio. 8 Edición. Editorial El Manual Moderno.

Merchant, I.A. y Packer, R.A. Bacteriología y virología veterinarias. Editorial Acribia, S.A.

Morgan, S.J., Darling D.C. Cultivo de células animales. Editorial Acribia, S.A.

McKenrie S.B., Woodlife H.J. Hematología Clínica. 2ª. Edición. Editorial El Manual Moderno.

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