MANUAL DE PRACTICAS DEL LABORATORIO DE · PDF fileMANUAL DE PRACTICAS DEL LABORATORIO ... alumno un CD que contiene el manual de prácticas. En la primer sesión de ... DE LA CALIDAD

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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTESCENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS

DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA

MANUAL DE PRACTICAS DEL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA

Elaborado: M.V.Z. María Isabel De Velasco ReyesActualizado: M.V.Z. Emmanuel Hernández Valdivia

Autorizado: Departamento de Clínica Veterinaria

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DIRECTORIO:

M.C.Q. RAFAEL URZÚA MACÍASRector de la Universidad Autónoma de Aguascalientes

M. en C. JOSÉ DE JESÚS GUTIÉRREZ GONZÁLEZDecano del Centro de Ciencias Agropecuarias

M.I. GEORGINA MACÍAS MORASecretario del Centro de Ciencias Agropecuarias

DR. EFRAÍN ISLAS OJEDASecretario de Docencia de Pregrado del Centro de Ciencias Agropecuarias

DR. ARTURO GERARDO VALDIVIA FLORESSecretario de Investigación y Posgrado del Centro de Ciencias Agropecuarias

DR. TEÓDULO QUEZADA TRISTÁNJefe de Departamento de Clínica Veterinaria del Centro de Ciencias Agropecuarias

MVZ. EMMANUEL HERNÁNDEZ VALDIVIAProfesor de la materia Parasitología y Enfermedades Parasitarias de los Animales

Domésticos

M.VZ. VELIA JOSEFINA BERUMEN RAMÍREZProfesora adjunta del laboratorio de la materia Parasitología y Enfermedades

Parasitarias de los Animales Domésticos

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ÍNDICE

Portada 1

Directorio 2

Índice 3

Introducción 4

Nivel de Competencia 5

Objetivo general del sistema de prácticas 7

Habilidades y Actitudes 7

Nivel de desempeño 8

Programa del sistema de prácticas 9

Practicas generales de Seguridad 10

Práctica No. 1 Observación epidemiológica de una granja 14

Práctica No. 2 Usos y cuidados del microscopio, reglamento dellaboratorio

17

Práctica No. 3 Colecta, preservación y envío de muestras paraanálisis.

23

Práctica No. 4 Flotación directa con solución salina saturada 30

Práctica No. 5 Examen macroscópico de heces y Frotis directo consolución de Lugol.

36

Práctica No. 6 Método de flotación por centrifugación 42

Práctica No. 7 Técnica microscópica cuantitativa de Mc Master 48

Práctica No. 8 Método de flotación por centrifugación con solución asaturación de sacarosa.

54

Práctica No. 9 Método de sedimentación para identificación dehuevos de trematodos.

60

Práctica No. 10 Métodos para identificación de hemoprotozoarios. 66

Práctica No. 11 Coprocultivo 76

Práctica No. 12 Migración Larvaria (Baermann) 81

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INTRODUCCIÓN

Este es un Manual de Prácticas para alumnos que cursan la Materia deEnfermedades Parasitarias de los Animales Domésticos de la Carrera de MedicinaVeterinaria y Zootecnia, en el cual se detallan las técnicas a desarrollar en lasprácticas señaladas en el programa de la materia.

Al inicio del semestre junto con sus programas de materias, se le proporciona a cadaalumno un CD que contiene el manual de prácticas.

En la primer sesión de laboratorio se les explicará: El reglamento interno, el formatode reportes de prácticas y sistema de evaluación.

Se utilizará la técnica de exposición para la explicación de las actividades adesarrollar en la práctica y el protocolo de las técnicas diagnósticas a utilizar,enfatizando en la utilidad de la técnica y sus limitantes en el diagnóstico. Se lesolicitará a cada alumno estudiar el contenido de cada práctica previo al desarrollode la misma.

Se supervisará cada actividad en el desarrollo de las técnicas a fin de detectar losaciertos y errores al utilizar los reactivos, materiales y equipo. Se harán lasobservaciones necesarias y de manera demostrativa se indicará el procedimientocorrecto para que el alumno repita concientemente lo demostrado hasta que logrerealizar con eficiencia la técnica diagnóstica.

El rol del alumno será activo, responsable de sus actos y deberá cumplir con lasnormas de trabajo dentro del laboratorio. El rol del maestro será como guía ycoordinador de las actividades desarrolladas por los alumnos, asimismo ofrecerá alalumno los elementos necesarios para su aprendizaje.

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COMPETENCIA A LAS QUE CONTRIBUYE, Y SU UBICACIÓN DENTRO DELMAPA CURRICULAR VIGENTE.

Primer SemestreINTRODUC.ALAMEDICINAVET.YZOOTECNIA.INFORMATICA APLICADAANATOMIA COMP. DE LOS ANIM. DOM.CITOLOGIA E HISTOLOGIABIOQUIMICA

Segundo SemestrePRODUCCIÓN DE FORRAJESPRODUCCIÓN APICOLAANATOMIACOMP.DELOSANIM.DOM.FISIOLOGÍA GENERALADMINISTRACIÓN AGROPECUARIA

Tercer SemestreMICROBIOLOGIA VETERINARIAFARMACOLOGÍA GENERALANATOMIATOPOGRÁFICADELOSANIM.DOM.FISIOLOGIA VETERINARIAINMUNOLOGIA VETERNINARIA

Cuarto SemestreENFERMEDADES BACTE. DE LOS ANIM. DOM.FARMACOLOGÍA VETERI NARIAANÁLISIS DE DATOS PRODUCTIVOS Y SANITA.ENDOCRINOLOGIA VETERINARIAPATOLOGIA GENERAL VETERINARIA

Quinto SemestreENFERMEDADESVIRALESDELOSANIM.DOM.TERAPEUTICA MEDICO VETERINARIAPROPEDUEUTICA MEDICO VETERINARIANUTRICIONDELOSANIMALESDOMESTICOSPATOLOGIA SISTEMICA VETERINARIA

Sexto SemestreENFER. PARASITARIAS DE LOS ANIM.DOM.GENETICAYMEJORAMIENTOANIMAL.TECNICAS QUIRURGICASBROMATOLOG IA.MEDICINA VETERINARIA PREVENTIVA.

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Séptimo Semestre

ASEGURA. DE LA CALIDAD SANIT. DE LA CARNEREPRODUCCIÓN ASISTIDATERAPEUTICA QUIRURGICAALIMENTACIÓNDELOSANIMALESDOMESTICOSPATALOGÍA DIAGNÓSTICA VETERINARIA

Octavo SemestreZOOTECNIA DE PORCINOSCLINICA DE PORCINOSZOOTECNIA DE AVESCLINICA DE AVESZOOTECNIA DE PERROS Y GATOSCLINICA DE PERROS Y GATOSPRACTICASCLINICOZOOTECNICASENPORCINOSPRACTICAS CLINICO ZOOTECNICAS EN AVESPRAC. CLINICO ZOOTEC. EN PERROS Y GATOS

Noveno Semestre T P C CENTRO DEPARTAMENTOZ O O T . D E B O V I NO S P R O D . D E L E C H EZ O O T . D E B O V I N O S P R O D . D E C A R N ECLINICA DE BOVINOS .ZOOTECNIA DE EQUINOSCLINICA DE EQUINOSZ O O T E C N I A D E O V I N O S Y C A P R I N O SPRACTICAS CLINICO ZOOT. EN BOVINOSPRACTICAS CLINICO ZOOT. EN EQUINOSPRACTICAS CLINICO ZOOT. EN OVINOS Y CAPRINOS

Décimo SemestrePRAC. PROFESIO. DE MED. VET. Y ZOOTECNIA

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OBJETIVO GENERAL

Al finalizar el proceso de aprendizaje, el alumno estará capacitado para realizaranálisis rutinarios de muestras clínicas y diagnosticar las principales parasitosis queafectan a los animales domésticos.

OBJ ETIVOS PARTICULARES

Conocer el equipo, material y reactivos necesarios para efectuar las técnicas delaboratorio empleadas en el diagnóstico clínico de las parasitosis.

Adquirir la habilidad identificar las fases evolutivas de los parásitos.Analizar los resultados obtenidos y proponer medidas de prevención y control.

1 HABILIDADES

Aplicará los recursos terapéuticos contra los padecimientos de los animales.Aplicará técnicas de búsqueda, organización, análisis e integración de información

relevante en la ciencia animal.Detectará las situaciones problemáticas para la producción y la salud animal,

generará soluciones alternativas y señalará la más conveniente.Argumentará sus opiniones respecto a propuestas productivas o sanitarias,

ofreciendo una crítica fundamentada.Desarrollará habilidades básicas para el aprendizaje del idioma inglés (escuchar,

hablar, leer y escribir), así como para la comprensión de textos de su área decompetencia.

2 ACTITUDES

Respetará la vida de los animales útiles al hombre y evitará el sufrimientoinnecesario de los mismos.

Desarrollará hábitos de estudio orientados a la superación y actualizaciónprofesional.

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NIVELES DE DESEMPEÑO

Nivel de Desempeño: 3

Justificación del nivel propuesto: Se propone un nivel 3 porque el Médico VeterinarioZootecnista tiene una gran responsabilidad en el manejo de información que obtienede los exámenes de laboratorio para llegar al diagnóstico preciso de lasenfermedades que aquejan a los animales de compañía y de producción, teniendocomo finalidad un diagnóstico preciso y la aplicación de un tratamiento adecuado.

Nivel 1.- Se realizan funciones rutinarias de baja complejidad. Se reciben instrucciones.

Se requiere baja autonomía.

Nivel 2.- Se realizan un conjunto significativo de actividades de trabajo, variadas y

aplicadas en diversos contextos. Algunas actividades son complejas y no

rutinarias. Presenta un bajo grado de responsabilidad y autonomía en las

decisiones. A menudo requiere colaboración con otros y trabajo en equipo.

Nivel 3.- Se requiere un importante nivel de toma de decisiones. Tiene bajo su

responsabilidad recurso materiales con los que opera su área. Así como control de

recursos financieros para adquisición de insumos.

Nivel 4.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que se

tiene que mostrar creatividad y recursos para conciliar intereses. Se debe tener

habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo.

Nivel 5.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que se

tiene que mostrar un alto nivel de creatividad, así como buscar y lograr la

cooperación entre grupos e individuos que participan en la implantación de un

problema de magnitud institucional.

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PROGRAMA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS

No. Tema Especie de aplicación Semana

Tiempo estimadopara la práctica

1 Observación epidemiológicade una granja

No aplica 1ª 2 hrs.

2 Usos y cuidados delmicroscopio, reglamento dellaboratorio

No aplica 2ª 2 hrs.

3 Colecta, preservación yenvío de muestras paraanálisis.

Todas las especies 3ª 2 hrs.

4 Flotación directa consolución salina saturada

Muestra heces equino 3ª 2 hrs.

5 Examen macroscópico deheces y Frotis directo consolución de Lugol.

Muestra heces canino 4ª 2 hrs.

6 Método de flotación porcentrifugación

Muestra heces rumiante 6ª 2 hrs.

7 Técnica microscópicacuantitativa de Mc Master

Muestra heces equinos 7ª 2 hrs.

8 Método de flotación porcentrifugación con solucióna saturación de sacarosa.

Muestra heces ave oporcino

8ª 2 hrs.

9 Método de sedimentaciónpara identificación dehuevos de trematodos.

Muestra heces rumiante 10ª 2 hrs.

10 Métodos para identificaciónde hemo-protozoarios.

Muestra sangre paloma,rumiante

11ª 2 hrs.

11 Coprocultivo Muestra heces canino,equino

12ª 2 hrs.

12 Migración Larvaria(Baermann)

Muestra heces canino,equino

13ª 2 hrs.

~5ª, 9ª, 14ª semana evaluaciones.

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P R ÁC T I C AS G E N E R AL E S D E S E G U R I D AD . R E G L A M E N T O S YPROCEDIMIENTOS GENERALES.

Normas mínimas para los laboratorios que trabajan con materiales con

actividad biológica.

Medidas generales

Toda persona que deba ingresar en laboratorios donde se desarrollen tareas que

impliquen el uso de material biológico debe estar capacitado y entrenado para las

tareas que deba realizar.

Forma parte de la capacitación la lectura y comprensión de estas normas, como así

también su aceptación y compromiso de cumplimiento expresado por escrito.

El Responsable de Laboratorio debe restringir el ingreso al lugar de trabajo a

aquellas personas cuyas tareas lo justifiquen y que hayan sido capacitadas e

informadas de los riesgos a los que está sometida con su ingreso.

De acuerdo al equipamiento y al tipo de tareas que realice, cada laboratorio

elaborará un Plan de Contingencia que indique como proceder frente a

determinados accidentes; el conocimiento de este Plan también debe ser parte de

las actividades de capacitación del grupo.

Vestimenta

Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca,

limpia y deberá traerla cerrada.

En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o

aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonoticos, se

deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.

Prácticas generales

Estará prohibido comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos en el área de trabajo.

Los guantes deberán descartarse al alejarse de la mesa de trabajo; no se tocarán

con ellos elementos como picaportes, tapas de recipientes, carpetas. etc.

Se dispondrá de recipiente de descarte en el lugar de trabajo a no más de 30 cm

del personal.

Las manos deberán lavarse luego de trabajar con material viable, luego de sacarse

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los guantes y antes de salir del laboratorio.

Prácticas específicas

La superficie de trabajo se deberán descontaminar por lo menos una vez al día o

luego de cada derrame de material viable, utilizando agentes probadamente

efectivos contra los agentes con que se trabaja.

El trabajo con jeringas deberá restringirse tanto como sea posible. Deberá usarse

un descartador rígido para agujas y otros elementos punzantes. No reencapuchar

las agujas, pues es una fuente importante de accidentes cortó punzantes.

Todos los procedimientos deben ser realizados cuidadosamente para evitar

derrames, salpicaduras y la formación de aerosoles.

Al abrir frascos que contengan líquidos hacerlo volcando el tapón hacia el operador,

de tal manera que la apertura se produzca hacia adelante, para evitar que las

salpicaduras salten a la cara de la persona que está trabajando.

Los tubos de centrífuga deben estar siempre tapado

Si durante la centrifugación se destapa o rompe algún tubo se debe desinfectar la

centrífuga.

Normas de seguridad relacionadas con el trabajo

1. No manipular especies animales sin habilitación para esta tarea.

2. Usar uniformes y materiales de contención para los animales.

3. Informar inmediatamente las mordeduras, arañazos o cualquier trauma físico.

4. Mantener el orden en el área de trabajo.

5. No fumar, beber o comer en áreas de animales.

6. Separar los materiales defectuosos o en malas condiciones.

7. No colocar materiales en carros de transporte que impidan la visibilidad.

8. Mantener las manos limpias.

9. Los materiales rotos deberán ser recogidos con escobilla y para y colocados

en lugares apropiados.

Trabajos de campo

El personal que realiza tareas de campo está expuesto a adquirir infecciones

zoonóticas. Para reducir al mínimo los riesgos de contagio se debe conocer el

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peligro asociado a dichas actividades y las vías de infección.

Precauciones generales:

No se debe beber, comer o fumar durante el trabajo.

Debe estar vacunado (ej. Antitetánica, rabia, etc.).

Mantener el material de trabajo en perfecto estado de conservación.

Todo el material punzante, como agujas o capilares, debe descartarse en recipientes

especiales a tal fin.

Después de procesar cada animal, todas las gasas, algodones sucios, toallas de

papel y otros desperdicios se colocarán en bolsas específicas para tal fin.

MEDIDAS PREVENTIVAS

LAVADO DE MANOS

Es la medida más importante y debe ser ejecutada de inmediato, antes y después

del contacto:

Entre diferentes procedimientos efectuados en el mismo paciente.

Luego de manipulaciones de instrumentales o equipos usados que hayan tenido

contacto con superficies del ambiente y/o pacientes. L

Luego de retirarse los guantes

Deben ser realizados:

Luego de manipular sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones,

materiales e instrumentos contaminados, tanto se hayan usado o no guantes.

Inmediatamente después de retirar los guantes del contacto con pacientes.

Entre diferentes tareas y procedimientos.

Se debe usar:

Jabón común neutro para el lavado de manos de preferencia líquido.

Jabón con detergente antimicrobiano o con agentes antisépticos en situaciones

específicas (brotes epidémicos, previo a procedimientos invasivos, unidades de alto

riesgo).

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TECNICA DEL LAVADO DE MANOS

La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia:

1. subirse las mangas hasta el codo

2. retirar alhajas y reloj

3. mojarse las manos con agua corriente

4. aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido

5. friccionar las superficies de la palma de la manos y puño durante 10 o 15

segundos

6. enj uagar en agua corriente de arrastre

7. secar con toalla de papel

8. cerrar la canilla con la toalla

USO DE LOS GUANTES

Usar guantes limpios, no necesariamente estériles, previo al contacto con: sangre,

fluidos corporales, secreciones, excreciones, mucosas y materiales contaminados.

Para procedimientos invasivos se deben usar guantes de látex, estériles y luego

descartarlos.

PROTECCION CORPORALLa utilización de Batas es una exigencia multifactorial en la atención a pacienteso animales.

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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES

CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS


LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA

PRACTICA No. 1

“OBSERVACIÓN EPIDEMIOLÓGICA DE UNA GRANJA”

PROFESOR DE LA MATERIA: MVZ. EMMANUEL HERNANDEZ VALDIVIA

RESPONSABLE LABORATORIO: M.V.Z EMMANUEL HERNANDEZ VALDIVIA

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Esta práctica se realizará en el área pecuaria, en las unidades de bovinos, ovinos ycaprinos, así como porcina y de codornices de las instalaciones del Centro deCiencias Agropecuarias, ubicadas en la Posta Zootécnica de la UniversidadAutónoma de Aguascalientes.

Número de alumnos por unidad de prácticaPara ésta práctica se contará con todo el grupo.

Propósito específico de cada práctica.

Que el alumno sea capaz de identificar los elementos que integran el hábitat de cadauna especies bovinos, ovinos y caprinos, porcinos y de codornices; y de esta maneradetectar los elementos de riesgo para adquirir agentes infecciosos.

Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos dela práctica.Al terminar la práctica será un profesionista competente para tomar decisionesacerca del estudio epidemiológico de una granja.

Normas de seguridad específicas de la práctica.Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad:

Vestimenta

• Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca,limpia y deberá traerla cerrada.

Desarrollo de la práctica:

Se realizará en el área pecuaria de la posta zootécnica, analizando cada área deproducción, haciendo una discusión retroalimentaaria de cada una de ellas yconsiderando los puntos de riesgo de entrada de agentes infecciosos, en este casode principales parasitosis; se consideraran: tipo de alimentación, fin zootécnico,estado fisiológico, edad, etc. Además realizando una introducción para realizar untratamiento integral en dichas parasitosis.

Sistema de evaluación:

Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1)

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Evaluaciones intermedias con recomendaciones

PracticaObservaciones sobre la

practicaRecomendaciones

Método de asignación de calificaciones

CRITERIOS DE EVALUACION.

Lista de Cotejo 100%

Para Saber Mas

Cordero, M. y Rojo, F. A. (2002) Parasitología Veterinaria. México: InteramericanaMc Graw-Hill.

ANEXO 1

HOJA DE COTEJO

¿Asististe puntualmente atu práctica?

¿Utilizaste la bata delaboratorio cerrada ylimpia?

¿Te manejaste conpropiedadeneláreadetrabajo?

¿Cumpliste de maneracompleta con el objetivode la práctica?

Actividad Evaluaciónalumno

Evaluacióninstructor

Final Observaciones

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PRACTICA No. 2

“USOS Y CUIDADOS DEL MICROSCOPIO,REGLAMENTO DEL LABORATORIO”


RESPONSABLE LABORATORIO: M.V.Z EMMANUEL HERNANDEZ VALDIVIA

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Esta práctica se realizará en el laboratorio de parasitología del edificio 5; en lasinstalaciones del Centro de Ciencias Agropecuarias, ubicadas en la PostaZootécnica de la Universidad Autónoma de Aguascalientes.

Número de alumnos por unidad de práctica

Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 16 alumnos por sesión, conla finalidad de que tengan una correcta asimilación, del reglamento vigente que rigeal laboratorio.


Que el alumno sea capaz de identificar y explicar el funcionamiento de loscomponentes del microscopio, así como aplicar los procedimientos técnicos quepermiten el máximo rendimiento del instrumento y la conservación delfuncionamiento óptimo.

Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos dela práctica.Al terminar la práctica serán: un profesionista que acate los procedimientos técnicospara el uso del microscopio durante su estancia en el laboratorio y el reglamentodentro de este.

Normas de seguridad específicas de la práctica.

Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad:

Vesti mentaToda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca,

limpia y deberá traerla cerrada.


EL MICROSCOPIO.COMPONENTES DEL MICROSCOPIO.- Los componentes del microscopio sonclasificados como de soporte, mecánicos y ópticos.Las partes del soporte sirven para sostener los sistemas óptico y de iluminación, laspartes mecánicas sirven para proporcionar movimiento y la parte óptica incluye loconcerniente a la iluminación (lámparas y condensador) y las lentes que dan laamplificación (objetivos y oculares).

OBSERVACIÓN AL MICROSCOPIO.

El esfuerzo excesivo y la fatiga deben evitarse en la observación microscópica. Estose consigue atendiendo a los siguientes hábitos:El observador deberá acostumbrarse a usar los dos ojos.El banco y la mesa deben estar a una altura que le permitan al observador el uso

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del microscopio de una manera confortable.

PASOS PARA UN ENFOQUE CORRECTO.

Colocar la laminilla en la platina. Encender la lámpara. Subir la platina con el tornillo macrométrico hasta lograr un enfoque claro con el

objetivo de menor aumento (aro amarillo). Pasar al siguiente objetivo (aro azul) afinar la imagen con el tornillo micrométrico. Mover el revolver y colocar en la laminilla una pequeña gota de aceite de

inmersión, colocar el objetivo de inmersión (aro blanco). Afinar la imagen con el tornillo micrométrico.

Los pasos 1 a 4 generalmente son usados para observación de parásitos, hongosy recuento de glóbulos. Los pasos 5 y 6 son utilizados para observación de bacteriasy tej idos.

EL CUIDADO DEL MICROSCOPIO.

Quien use un microscopio debe tener en consideración que es uninstrumento de precisión construido para realizar un trabajo preciso. Los cuidadoselementales son los siguientes: Las lentes y el espejo deben estar limpios. El vidrio de las lentes es blando y

se raya con facilidad, por lo tanto, la limpieza de las mismas se hará usandosolo papel manufacturado con este propósito.

Cuando se emplee el objetivo de inmersión y laminilla con cubreobjetos, ambosdeberán limpiarse con xilol inmediatamente después de usarlo para eliminarel aceite de cedro, humedeciendo ligeramente el papel en este solvente ya que elcemento que mantiene fijas las lentes es soluble en él y éstas pueden safarsede su sitio si se mojan con exceso.

La superficie de fricción de las partes mecánicas deben estar siempre ajustadas ylubricadas para manejarla con facilidad. Para lubricarlas se usa aceite muy fino ovaselina líquida, blanda o dura.

Las preparaciones deben estar siempre limpias, sobre todo, a nivel decubreobjetos. Se pierde visibilidad cuando están sucias por huellas digitales,aceite de cedro seco o polvo.

Después de usar el microscopio se limpian las lentes y la platina,posteriormente se tapa con su funda.

En caso de alguna falla óptica o mecánica del microscopio, deberá darse avisoinmediato de ello al instructor.

USO DEL MICROSCOPIO. Observación de cada una de las partes de los especímenes. Efectuar mediciones de especímenes.


Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1)

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CRITERIOS DE EVALUACION.Lista de Cotejo 100%

Para Saber Mas

Thienpont, D., Rochette, F. y Vanparijs, O. F. J. (1979) Diagnóstico de lashelmintiasis por medio del examen coprológico. Alemania: Janssen ResearchFoundation.

Cordero, M. y Rojo, F. A. (2002) Parasitología Veterinaria. México: InteramericanaMc Graw-Hill.

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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO



¿Faltaste a alguno de losreglamentos dellaboratorio?

¿Entregaste elmicroscopio, en lascondiciones en las que telo entregaron?

¿Te manejaste conpropiedad dentro dellaboratorio?




Final Observaciones

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Parásitos observados

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PRACTICA No. 3

“COLECTA, PRESERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS PARA ANÁLISIS”


RESPONSABLE LABORATORIO: M.V.Z. EMMANUEL HERNANDEZ VALDIVIA

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Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 16 alumnos por sesión, conla finalidad de que tengan una correcta asimilación de la práctica.


Que el alumno sea capaz de colectar muestras representativas para análisisparasitológico, aplique las técnicas de preservación y envíe al laboratorio lasmuestras con su respectiva documentación.

Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos dela práctica.Al terminar la práctica será un profesionista competente para tomar y enviarmuestras al laboratorio, cuidando el bienestar animal, utilizando ésta técnica cadavez que requiera y durante el semestre de práctica.



VestimentaToda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca,

limpia y deberá traerla cerrada.En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o

aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonoticos, sedeberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.


MATERIALGuantes obstétricos o de látex.Bolsas de polietileno de diferentes tamaños.Frascos de vidrio con su tapadera.Caja de poliuretano, hielo o refrigerantes.Varilla de vidrio.Etiquetas.Marcadores de tinta indeleble.Hojas de registro.Solución de formol al 10 %.

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COLECTA.Las muestras deberán ser colectadas directamente del recto de los animales,

con el fin de evitar su contaminación, ya que de otra manera, si se colectan delsuelo, pueden agregarse organismos que alteren los resultados. A continuación secitan los casos por especie.

El número de animales a muestrear varía de acuerdo a las características dela población y al tipo de estudios a realizar; con las variables controladas sedeterminan estadísticamente el tamaño de muestra, conociéndose de antemano laspruebas estadísticas para su análisis, sobre todo cuando se intente hacer estudiosepidemiológicos. En base a estos se evita tamaños de muestra pequeños o grandes,lo cual es de poco valor o requiere material y tiempo excesivo, respectivamente.

En bovinos y equinos, introducir la mano al recto, utilizar un guante o bolsapara cada muestra. Posteriormente marcar con los datos correspondientes.

En pequeños rumiantes y cerdos, la colecta se realiza introduciendo uno o dosdedos en el recto dando un previo masaje en la región perianal para estimular laexpulsión de las heces.

Si en pequeños rumiantes se desea obtener el total de heces en un día, sepodrá utilizar sacos colectores que se fijan a la región perianal del animal.Desafortunadamente estos sacos no se venden comercialmente, requiriendo suconfección de acuerdo a las necesidades particulares.

En aves, conejos, basta introducir una pequeña porción de una varilla devidrio por la cloaca o recto. A la necropsia, se colecta el contenido intestinal enfrascos o bolsas de plástico y posteriormente rotular.

El termómetro puede ser útil para obtener la muestra en cachorros, sinembargo cuando el animal es de talla grande o el excremento es demasiado acuoso,no es muy apropiado; puede usarse un hisopo llevándolo en dirección anterior yrotándolo, al hacer esto se obtiene en muchos casos células y material dedescamación de la mucosa del recto, debe hacerse con cuidado para no traumatizarla zona y ocasionar sangrado.

La cantidad aproximada de material fecal a colectar en las distintas especiesdomésticas es la siguiente:

BOVINOS Y EQUINOS 100 g.OVINOS, CAPRINOS Y CERDOS 30 g.PERROS Y GATOS 15 g.AVES, CONEJOS Y RATONES la cantidad dependerá

del estudio por realizarse.

Para el diagnóstico parasitario de un grupo de animales se recomiendaobtener una muestra representativa de la población, considerando los distintosestratos en que se divide dicho grupo de animales como la edad, estado productivo yreproductivo, tipo de explotación, si existe algún número de identificación registradopuede hacerse de manera aleatoria, etc.

Tradicionalmente se ha tomado al 10 % de la población como una muestraindicativa para el diagnóstico coproparasitoscopico.

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PRESERVACIÓN.

El tiempo entre la recolección, envío y procesamiento de la muestra para suanálisis no es del todo crítico, sin embargo es recomendable no excederse de doshoras para su análisis, de lo contrario se deberá refrigerar o mantener a unatemperatura entre 2 y 6 Cº hasta 72 hrs., utilizando hielo, refrigerantes de gel u otrotipo en cajas de poliuretano o termos, unicel, etc., de cierre hermético para mantenerla temperatura interior. Si el análisis está programado para llevarse a cabo despuésde 72 hrs. de haber sido tomada la muestra, entonces se recomienda además de larefrigeración, añadir formol al 10 % en proporción de una parte de la solución porcuatro de heces. Si se requiere el diagnóstico de parásitos pulmonares no se debe

emplear este conservador, preservar solo en refrigeración.En caso de búsqueda de trofozoitos móviles en heces es importante recordar

que el frío inhibe su movimiento y los mata, por lo que, es preferible manejar estasmuestras en solución salina tibia al 0.85 % y evitar el retraso en la realización delexamen.

ENVÍO.

Una vez colectadas las muestras deberán empacarse de preferencia en cajasde poliuretano (termos). Ya sea que las muestras se reciban en el laboratorio olleguen a él por cualquier vía, se recomienda se registren los datos más importantespara su correcta identificación.

Al respecto se sugiere el empleo interno y para el público en general, delformato de reporte de envío de muestra que esta anexado al final de esta práctica.Es importante que los documentos que acompañen un grupo de muestras seincluyan dentro de una bolsa de plástico con el objeto de evitar que la humedad delrefrigerante o por ruptura de los recipientes de la muestra pueda dañar la hoja delreporte y se impida visualizar con claridad la información que acompaña a lamuestra.

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REPORTE DE ENVIO DE MUESTRA

Caso # FechaRemitente

Calle ColoniaMunicipio Entidad

Domicilio

Teléfono Fax e-mailNombre de la ExplotaciónPecuariaPropietario

Calle ColoniaMunicipio Entidad

Ubicacióno Dirección

Teléfono Fax e-mailDA TOS DE LA MUESTRATIPO Conservador EspecieRAZA Edad Grupo o Lote ProductivoHIS TORIA CLINICATotal de Individuos Muestreados Morbilidad MortalidadBioseguridad y manejo zootécnico de la explotación.

Agua y alimentos Procedencia Calidad Cantidad

Cuadros clínicos que han padecido recientemente

Historial de parasitosis.

Desparasitación previa. no ( ) si ( )Producto Presentación P. Activo Vía Admón. DosisFecha

Resultados e interpretación:

Tratamiento y recomendaciones:

Laboratorio de Parasitología Medicina Veterinaria y Zootecnia UAA

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Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1) y por reporte escrito.





CRITERIOS DE EVALUACION.Lista de Cotejo 10%Portada, Objetivo 5%I ntroducción (Generalidades, Tx). 35%Hoja de reporte de envío de muestras 10%Mencionar y comparar las técnicas utilizadas 5%Resultados e interpretación 15%Tx y recomendaciones 15%Bibliografía 5%

NOTA.Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los

reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 díashábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso.

Para Saber Mas

Cordero, M. y Rojo, F. A. (2002) Parasitología Veterinaria. México: InteramericanaMc- Graw-Hill.

Hendrix, Charles M. Diagnostic Veterinary Parasitology. Editorial Mosby.2nd. Edition.U. S. A. 1998.

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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO



¿Faltaste a alguno de losreglamentos dellaboratorio?

¿Realizaste las técnicasconforme a lasinstrucciones?



¿Los resultados queencontraste fueroncorrectos?



Final Observaciones

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PRACTICA No. 4

“FLOTACIÓN DIRECTA CON SOLUCIÓN SALINA SATURADA”



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Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 16 alumnos por sesión.


Ejecutar la técnica de concentración con solución salina a saturación para eldiagnóstico coproparasitoscópico, de fácil ejecución y con el mínimo de material yequipo.

Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos dela práctica.Al terminar la práctica serán: un profesionista con la capacidad de realizar distintosexámenes coproparasitscópicos, así como su interpretación en los resultados.







Flotación directa con solución salina saturada: El principio básico de estatécnica es que mediante la utilización de soluciones con pesos específicos mayoresque el agua los huevos de helmintos, ooquistes y quistes de protozoarios tienden adesplazarse a la superficie, facilitando de esta forma su recolección e identificaciónrespectivamente. Este método es recomendable cuando se carece de una centrífugapara aglutinar el material biológico.

PREPARACIÓN DE SOLUCIÓN.

Solución salina saturada.Agua destilada 1000 ml.Agregar sal poco a poco agitando hasta que no se disuelva

Material para la Técnica de Flotación con Solución Salina Saturada.Microscopio compuesto.Vasos de plástico de 100 ml. de capacidad.

32

Asa de alambre o varilla de vidrio.Gotero.Coladera.Portaobjetos.Cubreobjetos.Solución saturada de cloruro de sodio.

MÉTODO.

1.- Colocar una porción de la muestra fecal (2 a 5 g) en el vaso.2.- Agregar 28 ml. de solución saturada lentamente hasta alcanzar una completa

homogenización.3.- Colar y transferir a otro vaso, dejando reposar por 15 minutos. No más de 1 hr.

porque los huevecillos se destruyen.4.- De la superficie, tomar unas gotas de la solución y colocarlas en el centro de un

portaobjetos.5.- Colocar un cubreobjetos a la muestra.6.- Observar al microscopio con el objeto de menor aumento.7.- Identificar.






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CRITERIOS DE EVALUACION.Lista de Cotejo 10%Portada, Objetivo 5%I ntroducción (Generalidades, Tx). 35%Hoja de reporte de envío de muestras 10%Mencionar y comparar las técnicas utilizadas 5%Resultados e interpretación 15%Tx y recomendaciones 15%

Bibliografía 5%

NOTA.

Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Losreportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 díashábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso.

Para Saber Mas


Soulsby, E. J. L. (1997) Parasitología y enfermedades parasitarias en los animalesdomésticos. México. Editorial Interamericana, 7ª. Edición.

Quiroz, H. (1988) Parasitología y Enfermedades Parasitarias de AnimalesDomésticos. Mexico: Editorial Limusa.

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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO

¿Asististe puntualmentea tu práctica?


¿Faltaste a alguno delos reglamentos dellaboratorio?

¿Trajiste el Materialcompleto?


¿Entregaste elmicroscopio, en lascondiciones en las quete lo entregaron?



¿Dispusiste de losdesechos de cómoindica el profesor?




Final Observaciones

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PRACTICA No. 5

“EXAMEN MACROSCÓPICO DE HECESFROTIS FRESCO O DIRECTO CON SOLUCIÓN DE LUGOL”



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Ejecutar dos técnicas rápidas y prácticas para el diagnóstico coproparasitoscópico.








Examen macroscópico de heces: Esta técnica es utilizada tras tratamientoscon vermífugos. La identificación de parásitos grandes y en fase adulta o partes deellos pueden ser identificados a simple vista en las heces.

Frotis directo con Lugol: Se realiza en poco tiempo y se requiere de un mínimode equipo. Tiene buena sensibilidad cuando la carga parasitaria es alta porque lacantidad de muestra no es representativa.

PREPARACIÓN DE SOLUCIÓN:Solución de Lugol.

Agua destilada 100 ml.Yoduro de potasio 10 gCristales de yodo 5 g

Material para la Técnica de Examen Macroscópico de Heces.Microscopio estereoscópico.Varilla de vidrio.

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Pinzas de disección.Caja de petri.

MÉTODO.

Buscar parásitos en estado adulto y proglótidos de cestodos en la superficiede la muestra, la sangre es indicativo de lesiones en el tracto intestinalprobablemente producidas por parásitos, si hay moco sobre la superficie, éste debeser examinado por la Técnica de Frotis directo con Lugol.Posteriormente con la varilla de vidrio desmenuzar la muestra e inspeccionar porpartes pequeñas. Una porción de la muestra se coloca en la caja de petri y se diluyecon solución fisiológica para ser observada con el microscopio estereoscópico.

Frotis Fresco o Directo con Lugol.Se utiliza para teñir quistes, no los conserva, pero hace que se vea cualquier

protozoario en la muestra y permite hacer la identificación más fácil ya que no losdistorsiona. Frecuentemente la observación de los parásitos se complica, ya quepueden estar parcialmente cubiertos por detritus. Los resultados no soncuantitativos.

Debe usarse cuando el excremento es líquido y pueden estar presentes lostrofozoitos del protozoario; cuando la cantidad de muestra es muy pequeña pararealizar otras técnicas y como una técnica de flotación donde se buscan huevos queno flotan.

1.-Se colocan dos gotas de lugol en un portaobjeto.

2.-Se coloca una pequeña muestra de heces sobre las gotas y se homogenizan.3.-Se coloca un cubreobjetos.4.-Se observa con el objetivo de 40X y posteriormente con el objetivo de inmersión.5.- Se identifican los trofozoitos, quistes u ooquistes de parásitos.



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reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 díashábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso.

Para Saber Mas




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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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PRACTICA No. 6

“MÉTODO DE FLOTACIÓN POR CENTRIFUGACIÓN”



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Utilizar la solución de Sulfato de Zinc al 33 % y la centrifuga para acelerar el procesode concentración de huevos de nematodos y ooquistes de protozoarios.








La utilización de una solución de sulfato de Zinc al 33% para hacer flotar loshuevos de helmintos u ooquistes de protozoarios es el fundamento de esta técnica.Sin embargo en ocasiones se carece de éste reactivo por lo que la sustitución porcloruro de sodio, sal de mesa o azúcar permiten obtener los mismos resultados.

PREPARACIÓNDESOLUCION.Solución de sulfato de zinc.

ZnSO4 7 H2O 386 gr.Agua destilada 1000 ml.

MATERIAL.Microscopio compuesto.Gradilla.Centrífuga.

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Vasos de precipitado.

Coladera de malla fina.Embudo.Tubos de centrífuga o tubos de ensaye.Portaobjetos.Cubreobjetos.Asa de platino o varilla de vidrio.Pipeta pasteur o goteros.Solución de flotación.Agua destilada.

MÉTODO.

1.-Colocar una porción de la muestra fecal (3-5 grs.) en un vaso de precipitado.2.-Agregar lentamente entre 10 a 15 ml. de agua y homogenizar.3.-Transferir a un tubo de ensaye.4.-Centrifugar a 1500 rpm durante 3 min.5.- Eliminar 2/3 del sobrenadante. Resuspender el sedimento con solución de Sulfatode Zinc al 33 %.6.-Centrifugar a 1500 rpm durante 5 min.7.-Colocar el tubo en la gradilla.8.- Para colectar la muestra que se va a observar al microscopio se puede realizar

con la ayuda de una asa o pipeta pasteur, esta debe ser solamente de la partesuperior de la película o menisco de la solución, colocando unas gotas sobre unportaobjetos.

9.-Colocar un cubreobjetos.10.-Observar al microscopio con el objetivo de menor aumento.11.- Identificar las formas parásitas.



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NOTA.


Para Saber Mas




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ANEXO 1HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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PRACTICA No. 7

“TÉCNICA MICROSCOPICA CUANTITATIVA DE Mc MASTER”



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El alumno aplique una técnica mediante la cual podrá estimar la carga parasitaria porgramo de heces. Además diferencie entre una técnica cuantitativa de una cualitativa.








Esta técnica es una de las más util izadas en el diagnósticocoproparasitoscópico dada su versatilidad y fácil manejo. Permite determinarmediante el conteo, el número de ooquistes de protozoarios o huevos de helmintospor gramo de heces. Puede ser aplicada a nivel de campo o en el laboratorio ya queno requiere de equipo sofisticado para su ejecución. Los componentes básicos sonun tubo de plástico, un gotero y una cámara diseñada exprofeso. El principio generalse basa en la utilización de una solución saturada de cloruro de sodio la cual por supeso específico y gravedad permite separar los huevos u ooquistes de parásitospresente en la materia fecal para su conteo.

El método ha sido objeto de diversas modificaciones con el fin de obtener unamayor sensibilidad. Las modificaciones se caracterizan por el tipo y cantidad desolución utilizada para diluir las heces. Entre las soluciones empleadas esta lasolución de NaCl a saturación, solución de sulfato de zinc al 33%, solución de sulfatode magnesio, solución de Sheather de azúcar y solución de yodo mercuratodepotasio.

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En nuestro medio se ha utilizado tradicionalmente la solución de cloruro desodio a saturación por ser una de las más económicas y que proporciona buenosresultados.

El método se fundamenta matemáticamente en:El total de la solución saturada de NaCl que se añada a la pequeña cubeta del

equipo es de 42 ml. más 3 g. de heces medidos por el desplazamiento de 3 ml. quehacen un volumen total de 45 ml.

Cada uno de los compartimentos delimitados mide 1 cm2.

La altura del fondo de la cámara a la cara superior mide 0.15 cm. por cada lado,dando un total al sumarlas de 0.30 que convertida en volumen corresponde a 0.30ml.

Este volumen total de probeta y 0.30 corresponde al 100 %.

MATERIAL.Microscopio compuesto.Cámara de Mc Master.Tubo de plástico.Gotero.Varilla de vidrio.Gasa/Coladera.Solución saturada de cloruro de sodio.Embudo.

MÉTODO.

1.-Colocar 3 gr. de heces en el frasco de boca ancha.2.-Agregar 42 ml. de agua. Homogenizar.3.-Colar y transferir a un tubo 15 ml. de la suspensión.4.-Centrifugar a 2000 rpm durante 2 min.5.- Eliminar 2/3 partes del sobrenadante. Resuspender el sedimento con solución

para flotación. Mezclar.6.-Centrifugar a 2000 rpm durante 2 min.7.- Con la ayuda del gotero tomar volumen suficiente de la superficie y llenar los dos

compartimentos de la cámara. Evitar la formación de burbujas.8.- Dejar reposar por tres minutos.9.-Observar al microscopio con el objetivo 10 X.10.- Mediante la observación directa, realizar el conteo en los dos compartimentos

de la cámara.

INTERPRETACION.Con el objeto de realizar una correcta manipulación de la cámara, se

recomienda que la observación y el conteo se inicie en tal forma que los seisespacios marcados por compartimientos pueden ser checados. Para completar losconteos de ambos lados de la cámara, estos deben de sumarse al final del recorrido.Este resultado deberá multiplicarse por 50 y se expresa en huevos u ooquistes porgramos de heces (hgh). La manipulación de esta técnica deberá efectuarse conrapidez ya que la solución saturada puede cristalizarse.Es importante señalar que los procedimientos deben ejecutarse en la forma descrita

anteriormente, ya que los elementos que conforman la cámara Mc Master estándiseñados especialmente para cuantificar el número de huevos.

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NOTA.Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportesque no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles paraentregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso

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Final Observaciones

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PRACTICA No. 8

“MÉTODO DE FLOTACIÓN POR CENTRIFUGACIÓN CON SOLUCIÓN ASATURACIÓN DE SACAROSA”



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Utilizar la solución a saturación de sacarosa y la centrifuga para acelerar el procesode concentración de huevos de nematodos y ooquistes de protozoarios.








La utilización de una solución a saturación de sacarosa para hacer flotar loshuevos de helmintos u ooquistes de protozoarios es el fundamento de esta técnica.Sin embargo en ocasiones se carece de éste reactivo por lo que la sustitución porcloruro de sodio o sal de mesa permiten obtener similares resultados.

PREPARACIÓN DE SOLUCION.

Solución glucosada.Azúcar 454 gr.Agua destilada 355 ml.Formaldehído 6 ml – 10% ó1 gr. fenol cristal por 100 ml. de solución

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MATERIAL.Microscopio compuesto.Gradilla.Centrífuga.Vasos de precipitado.Coladera de malla fina.Embudo.Tubosdecentrífugaotubosdeensaye.Portaobjetos.Cubreobjetos.Asa de platino o varilla de vidrio.Pipeta pasteur o goteros.Solución glucosada.Agua destilada.

MÉTODO.

1.-Colocar una porción de la muestra fecal (3-5 grs.) en un vaso de precipitado.2.-Agregar lentamente entre 10 a 15 ml. de agua y homogenizar.3.-Transferir a un tubo de ensaye.4.-Centrifugar a 1500 rpm durante 3 min.5.- Eliminar 2/3 del sobrenadante. Resuspender el sedimento con solución

glucosada.6.-Centrifugar a 1500 rpm durante 5 min.7.-Colocar el tubo en la gradilla.8.- Para colectar la muestra que se va a observar al microscopio se puede realizar

con la ayuda de una asa o pipeta pasteur, esta debe ser solamente de la partesuperior de la película o menisco de la solución, colocando unas gotas sobre unportaobjetos.

9.-Colocar un cubreobjetos.10.- Observar al microscopio con el objetivo de menor aumento.11.- Identificar las formas parásitas.



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NOTA.


Para Saber Mas




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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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PRACTICA No. 9

“MÉTODO DE SEDIMENTACIÓN PARA IDENTIFICACIÓN DE HUEVOS DETREMATODOS”



61





Que el alumno adquiera la capacidad de aplicar el método físico de sedimentaciónsin centrifugación para el diagnóstico de huevos de trematodos.








Esta técnica se basa en la diferencia del peso específico del líquido empleado(agua tibia o solución jabonosa) y el peso de los huevos, los cuales tienden aconcentrarse en el fondo del recipiente. Es recomendable su utilización para ladetección de huevos de Fasciola hepatica y Paramphistomidos tales como P. Cervi yCotylophoron spp.; los cuales al agregar un colorante contrastan con el medio teñido,ya que los huevos no se colorean.

La cantidad de materia fecal utilizada en esta técnica depende de la especieanimal de que se trate. En el caso de bovinos y equinos se recomiendan de 5 a 10gr. ovinos, caprinos y cerdos de 2 a 3 gr.

De igual forma, la solución jabonosa al 1% o agua destilada tibia esrecomendable cuando las muestras que se van a trabajar son de cerdos; aguadestilada normal para muestras de bovinos, ovinos caprinos y equinos.

62

MATERIAL.Microscopio estereoscópico, compuesto.Vasos de plástico de 250 ml.CucharaColadera de malla finaCaja de petriGoteroVarilla de vidrioAgua destiladaSolución jabonosa 1% o Agua tibiaColorantes (azul de metileno, lugol o violeta de genciana)

MÉTODO.

1.- Colocar la muestra fecal en el vaso de precipitado (la cantidad varía de acuerdo ala especie animal).

2.- Agregar de 20 a 50 ml. de la solución preparada (según la especie) lentamente ymezclando hasta que la muestra tenga la apariencia de una pasta uniforme.

3.- Colar y transferir a otro vaso limpio.4.- Adicionar solución suficiente, agitar suavemente y dejar reposar la muestra por 5

minutos.5.- Eliminar el sobrenadante y repetir el paso 4 hasta que el sedimento quede limpio.6.- Depositar pequeñas cantidades del sedimento en una caja de Petri, agregando

dos a tres gotas de colorante para hacer resaltar los huevos.7.- Observar en el microscopio estereoscópico o en el microscopio compuesto con el

objetivo seco débil (10x).8.- Identificar los parásitos.



. Evaluaciones intermedias con recomendaciones



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NOTA.


Para Saber Más

Cordero, M. y Rojo, F. A. (2002) Parasitología Veterinaria. México:Interamericana Mc- Graw-Hill.

Soulsby, E. J. L. (1997) Parasitología y enfermedades parasitarias en losanimales domésticos. México. Editorial I nteramericana, 7ª. Edición.


64

ANEXO 1

HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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PRACTICA No. 10

“METODOS PARA IDENTIFICACIÓN DE HEMOPROTOZOARIOS”



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Que el alumno conozca y aplique los métodos diagnósticos más usuales parahemoparásitos en los animales domésticos.







Todo el material punzante, como agujas o capilares, debe descartarse en recipientesespeciales a tal fin.

Después de procesar cada animal, todas las gasas, algodones sucios, toallas depapel y otros desperdicios se colocarán en bolsas específicas para tal fin.


1.- Colecta, preservación y envío de muestras.La obtención de las muestras al ser enviadas al laboratorio, debe realizarse lo

más abundante y asépticamente posible. Para ello es necesario disponer de materiallimpio y en cantidad suficiente. Las muestras se obtendrán de la siguiente manera:

a) Muestras de sangre.

Depilar, lavar desinfectar y secar la zona de donde se obtendrá el material.La muestra puede provenir del sistema circulatorio central o capilar. En el

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primer paso, con aguja estéril, se obtiene sangre generalmente de la vena yugular, yen el segundo, de un raspado o punción en el borde de la oreja o en la punta de lacola.La sangre yugular es recogida en un tubo conteniendo cantidad suficiente deanticoagulante (5 mg. de EDTA por ml. de sangre) asegurando una mezclahomogénea.En el sitio de la toma de muestra, con la sangre capilar se confeccionan frotisdelgados y/o gruesos, para ser enviados al laboratorio.

SOLUCIÓN EDTA

Etilen diamina tetra acetato de sodio 1.445 gr.Agua destilada c. s. p. 20.0 ml.

Dos gotas de esta solución (0.038 ml.) son necesarias para la recolección de5 ml. de sangre.

b) Muestras de suero.Lavar, desinfectar y secar la zona del cuello del animal, no se necesita

anticoagulante, llenar hasta aproximadamente la mitad de su capacidad (más omenos 7 ml.).

El tubo se coloca inclinado asegurando una mayor superficie para laformación del coágulo. Los tubos deben permanecer inmovibles a temperaturaambiente (18-22 ºC).

Remover el coágulo a las 12 horas para real izar la técnica deinmunofluorescencia indirecta, y a las 48 horas para la de aglutinación en tarjeta.

c) Material de Necropsia.El material a procesar en cada caso dependerá del tiempo que el animal haya

sido sacrificado o muerto por la enfermedad. La velocidad de descomposición de losórganos es dependiente de la temperatura ambiente y del grado de invasiónbacteriana.

En el caso de frotis delgado de sangre, se deben de identificar con lápiz losextremos de las laminillas y preferentemente deberán ser transportadas fijadas enmetanol absoluto, en caso contrario deben ser envueltas en papel secante yprotegidas de toda humedad.

2.- Diagnóstico.El diagnóstico de laboratorio es el procedimiento para:

Detectar el agente causal de la infección o enfermedad en el diagnóstico(diagnóstico directo).

Detectar la infección en animales portadores (diagnóstico indirecto, serológico). Detectar el agente causal, Babesia spp, en el vector (Diagnóstico indirecto,

garrapatas).Existen varios factores que influyen en el periodo prepatente de estos

hemoparásitos:Anaplasma marginale. Generalmente tiene una fase de incubación de 3 – 5

semanas la presentación del máximo de parasitemia.Para Babesia spp la prepatencia es en general de 8 – 16 días. En el periodo

de patencia la temperatura encuentra su nivel máximo a los 2 –3 días.

69

En casos graves las parasitemias pueden persistir por 7 – 21 días. Luegoestos niveles de parasitemia descienden existiendo la posibilidad de reaparecer en laetapa crónica de la infección.

Es en la primera etapa, fase aguda, dónde se evidencia a los hemoparásitospor medio de frotis de sangre u órganos teñ idos.

3.- Diagnóstico directo técnicas hematológicas.

A) Morfología de Babesia spp. y Anaplasma spp.

a) Babesia bovis (Babes, 1888)Se encuentra preferentemente en la circulación sanguínea capilar, 0.1 a 1 %

de glóbulos rojos infectados (GRI).Su tamaño es de hasta 3 micras ocupando menos de un cuarto de glóbulo

rojo (GR).Cuando se intenta diagnosticar B. bovis en muestras de campo, existen

factores tales como, el curso de la enfermedad y el tipo de cepa, que puedenproducir variaciones en la morfología típica del parásito.

Se describen aquí, las formas más frecuentes en el diagnóstico de rutina.Formas anaplasmoides. Representan el primer estadío del ciclo evolutivo deBabesia bovis en bovinos.Formas en división. La multiplicación es por bipartición transversal.Formas redondas. Son las más numerosas y representan el estado adulto.

Teñida con Giemsa o Wright, presenta un núcleo rojizo, plasma azulado y ensu zona central, una vacuola clara.

b) Babesia bigemina (Smith y Kilborne, 1893)Se distribuye más uniformemente que B. bovis en la circulación sanguínea,

encontrándose en un porcentaje de GRI superior al 2%.Su tamaño es de hasta 5-6 micras ocupando gran parte del GR.Al igual que Babesia bovis, su morfología está relacionada con el curso de la

enfermedad y el tipo de cepa.Forma Bigeminada. La más numerosa estando constituida por elementosperiformes que van de lado a lado del GR unidos en un ángulo agudo.

También es posible encontrar otras formas, como por ejemplo: redondeadas,ameboides, el ípticas, trigeminadas o cudrigeminadas.

Su tinción con Giemsa o Wright es similar a Babesia bovis.

c) Anaplasma marginale (Theiler, 1910)Se encuentra parasitando los GR con la forma de un pequeño corpúsculo

redondeado refringente que mide entre 0.3 a 0.8 micras. Usualmente se puededescartar la refringencia con movimientos lentos del micrómetro, haciendo que elcorpúsculo desaparezca del mismo plano de la superficie del GR.

Los GR se encuentran parasitados con 1-2 formaciones (eventualmente más)siendo las más numerosas (en 80% de GRI) las ubicadas cerca de la membranacel u lar.

Con Giemsa o Wright se tiñen de color violáceo y frecuentemente, estánrodeadas de una aureola clara.

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d) Anaplasma centrale (Theiler, 1911)

Es similar a A. marginale pero su presentación es más numerosa en elcentro del GR (en 75-80% de GRI).

No ha sido reportado en México.

e) Paranaplasma caudatum (Kreier y Ristic, 1963)Este hemoparásito es considerado diferente al Anaplasma marginale desde el

punto de vista morfológico y antigénico. Por esta razón, resulta interesanteestablecer el diagnóstico diferencial entre estos dos organismos.

La diferencia morfológica más evidente con A. marginale es la presencia decola. Esta se manifiesta con la tinción de azul de metileno. No ha sido reportado enMéxico.

B) Confección de frotis delgados de sangre.

1.- Utilizar portaobjetos limpios y secos (mantener v/v en alcohol y éter).2.- Colocar una gota pequeña de sangre en un extremo del portaobjetos.3.- Contactar éste, con otro portaobjeto colocando en ángulo de 35 grados y hacerlo

correr hacia el otro extremo.4.- Obtener un frotis fino y homogéneo y secar al aire.5.- Identificar claramente en uno de los extremos con el número de animal y fecha.6.- Teñir con Giemsa o Wright.

C) Confección de frotis gruesos de sangre.

1.- Utilizar portaobjetos limpios y secos.2.- Colocar en el centro una gota de sangre.3.- Mediante un movimiento de rotación formar una película de 1 cm. de diámetro

con ayuda de un palillo.4.- Identificar claramente.5.- Secar al aire o al calor a 50-60 ºC.6.- Teñir con Giemsa o Wright.

D) Tinciones.

Método de Giemsa.1. Se fija el frotis de sangre en alcohol metílico absoluto de 3-5 minutos, después se

deja secar.2. Se coloca el colorante, que cubra completamente el portaobjetos.3. Se deja el colorante durante 30-45 minutos.4. Se lava la preparación con agua destilada neutra, se seca al aire y se observa

con el objetivo de inmersión.

Método de Wright.1. Se cubre el frotis con el colorante de Wright, se deja actuar de uno a tres

m in utos.2. Se añade una cantidad igual de agua destilada neutra o de amortiguador y se

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mezcla perfectamente soplando sobre la preparación hasta que aparezca unacapa metálica sobre la superficie del líquido.

3. Se deja actuar de 2 a 5 minutos, se quita el sobrenadante y se lava con aguacorriente o agua neutra destilada. Se seca al aire y se observa.

Método de Hemocolorante rápido.1. Fijar el frotis con alcohol metílico y dejar secar.2. Sumergir el portaobjetos en el Hemocolorante UNO (solución de Eosina

Amarillenta en amortiguador de fosfatos) durante 1 min.3. Lavar con agua corriente y sacudir para eliminar el excedente.4. Sumergir por 1 min. En el Hemocolorante DOS (solución de Azur-Azul de

metileno en amortiguador de fosfatos)5. Lavar con agua corriente, se deja secar y se observa.

E) Estimación del porcentaje de parasitemia.

Esta estimación de infección parasitaria es igual para Babesia spp. yAnaplasma spp.

No se debe trabajar ni en los extremos ni en el borde de los frotis sanguíneos,pues es allí donde se agrupan los eritrocitos infectados (GRI). Seleccione una zonaque represente el promedio.

Para estimar el porcentaje de GRI, se debe observar tantos campos como seanecesario para contar hasta 10.000 GRI para el caso de B. bovis y 1.000 a 5.000para B. bigemina y Anaplasma spp. Sumando los campos infectados se aplicará lasiguiente fórmula:

PORCENTAJE DE PARASITEMIA = GRI * 100 g.

F) Interpretación de resultados.

Si bien morfológicamente se reconocen los parásitos, es muy frecuenteencontrar dificultades y hacer un diagnóstico erróneo.

Para la interpretación de los resultados (de un material bien recolectado),deben analizarse las interrelaciones entre los datos anamnésicos, el diagnóstico decampo presuntivo y los resultados hematológicos.

En el caso de hallar parásitos en la sangre existen un NÚMERO INDICATIVO(NI) de GRI para determinar que son la causa de la enfermedad.

Este NI, estará en función de varios factores tales como la ubicacióngeográfica, fase en que se encuentra la enfermedad, infección del vector, gradoinmunitario, población parasitaria, etc.

Existen un NI “guía” para cada parásito.Frotis proveniente de animales vivos:

Babesia bovis Presenta de GRI (frotis delgados y/o gruesos)Babesia bigemina Porcentaje mayores al 0.5 GRI (frotis)Babesia marginale Porcentajes iguales o mayores a 1 GRI (frotis delgados).

Frotis provenientes de animales muertos:B. bovis Porcentajes mayores a 1 de GRI o acumulo de parásitos que

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distienden los capilares.

B. bigemina Porcentajes entre 10 a 50 de GRI.B. marginale Porcentajes entre 10 a 50 de GRI.

Los frotis sanguíneos pueden estar acompañados de cambios en lacomposición globular, como por ejemplo, en el proceso de la anemia, existe unaumento de GR inmaduros siendo este otro resultado a tomar en cuenta.

El hematocrito es útil para el diagnóstico y también para orientar un posibletratamiento. Al igual que los valores anteriores, este depende de varios factores(edad, estado del animal, etc.) pero un hematocrito menor al 20 % es necesariotomar medidas terapéuticas.







CRITERIOS DE EVALUACION.Lista de Cotejo 10%Portada, Objetivo 5%I ntroducción (Generalidades, Tx). 35%Hoja de reporte de envío de muestras 10%Mencionar y comparar las técnicas utilizadas 5%Resultados e interpretación 15%

73

Tx y recomendaciones 15%Bibliografía 5%

NOTA.

Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportes

que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles

para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso.

Para Saber Mas




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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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PRACTICA No. 11

“COPROCULTIVO”



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Que el alumno conozca el método que se utiliza para obtención de larvas III (L3) denematodos gastroentéricos e identificación de los géneros correspondientes.








Se fundamenta principalmente en el cultivo de materia fecal (rumiantes,cerdos y equinos) que contenga huevos de diferentes nemátodos gastrointestinalescolocados en un medio de aserrín, el cual le proporciona humedad, temperatura yoxigenación, condiciones óptimas mínimas que los huevos en las heces necesitanpara poder evolucionar a L3 para identificarlas por su tamaño, forma, número decélulas intestinales, estructuras del extremo anterior y posterior, etc., y de estamanera se llega a establecer su identidad.

MATERIAL.Vaso de plásticoAserrín estérilCuchara de aluminioAparato de BaermannAg ua

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Estufa de cultivo

Vidrio de reloj o matraz.Pipeta Pasteur

MÉTODO.

1.- En el vaso de plástico se coloca aproximadamente 20 - 30 gramos de materiafecal positiva a nemátodos gastroentéricos, se agrega una cucharada de aserrínestéril, adicionando unas gotas de agua hasta que el contenido del vaso seobserve con suficiente humedad (no encharcado). La consistencia de las hecesnormales de caballo u oveja es la más correcta.

2.- Se etiqueta el vaso y se mete a la estufa de cultivo a una temperatura de 27º Cdurante 7 días o a 20ºC por 10 – 20 días, el tiempo suficiente para que loshuevos de los nemátodos evolucionen hasta L3.

3.- Se debe revisar diariamente la humedad en el interior del vaso y mover elcontenido con una cuchara para oxigenar el cultivo.

4.- Después de 7 días se saca de la estufa de cultivo y todo el contenido se colocaen el aparato de Baermann.

5.- Se deja reposar por 8 horas.6.- Posteriormente se quita la pinza Mohr para colocar el líquido en un vidrio de reloj

o en un matraz.7.- Se toma una gota del líquido con una pipeta Pasteur colocándola en un

portaobjetos.8.- Se observa en el microscopio compuesto las larvas, las cuales se van a fijar con

una gota de lugol.9.- Se coloca un cubreobjetos.10.- Se identifica el género de acuerdo a su morfología correspondiente.






79



NOTA.


Para Saber Mas




80














Final Observaciones

81





PRACTICA No. 12

“MIGRACIÓN LARVARIA (BAERMANN)”



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Que el alumno conozca el método para la identificación de larvas de nematodospulmonares en los animales domésticos.








Tiene como principio aprovechar los tactismos biológicos de las larvas (L1)tales como: el higrotropismo y el termotropismo, lo que permite que las larvas migreny de esta manera aislarlas para su estudio en el microscopio.

MATERIAL.GasasColadera de plásticoCuchara de aluminioPinzas MohrSoporte universalAgua tibiaVidrio de relojMatrazEmbudo de plásticoManguera de hule látexPipeta pasteur

Portaobjetos y cubreobjetos

Lugol

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Microscopio estereoscópico/compuesto

MÉTODO.

1.- Armar el aparato de Baermann (soporte universal anillo, manguera de hule látex,pinzas Mohr, embudo de plástico y sobre el una coladera y una gasa).

2.- Envolver de 3 a 5 gr. de heces con una gasa y colocarla sobre la coladera.3.- Agregar agua tibia por las paredes del embudo hasta que cubra la mitad de la

muestra dejándose reposar durante 8 a 12 horas.4.- Colocar en un vidrio de reloj 0.5 a 1 ml. del contenido aflojando la pinza Mohr y

observar al microscopio estereoscopico.5.- Extraer con la pipeta Pasteur las larvas y depositarlas en un portaobjetos, agregar una

gota de lugol para su fijación y colocar un cubreobjetos.6.- Observar en el microscopio compuesto con el objetivo (10x; 40x), para su

identificación se hará con base a sus características morfológicas.








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reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábilespara entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso.

Para Saber Mas

Cordero, M. y Rojo, F. A. (2002) Parasitología Veterinaria. México: Interamericana Mc-Graw-Hill.



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ANEXO 1

HOJA DE COTEJO













Final Observaciones

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