Identificación del Principal Pigmento Presente en la Cáscara del Maracuyá Púrpura (Passiflora edulis)

Identification of the Main Pigment Present in the Skin of the Purple Passion Fruit (Passiflora edulis)

Luis S. Díaz (1), Claudia Padilla (1) y Carolina Sepúlveda (2) Universidad de La Serena, (1) Depto. Ingeniería en Alimentos, (2) Depto. de Química, Casilla 599, La Serena-Chile (e-mail: ldiazn@userena.cl)

Resumen

El objetivo de este trabajo es la identificación del principal pigmento presente en la cáscara del maracuyá púrpura (Passiflora edulis). La cáscara del maracuyá púrpura se trató con la mezcla metanol/HCl 0.01%. El extracto se analizó mediante cromatografía y posteriormente se determinaron los valores Rf por cromatografía sobre papel y de silicagel. El pigmento se sometió a hidrólisis ácida con HCl 2M que permitió la separación del azúcar de la antocianidina. La identificación de la antocianidina se realizó en forma indirecta mediante hidrólisis alcalina con Ba(OH)2 al 20%. El azúcar se determinó comparando su valor Rf determinado sobre papel Whatman Nº 1 y comparados con los señalados en la literatura. El pigmento se identificó aplicando las expresiones que relacionan: máx. antociano - máx. antocianidina y la que relaciona A/A = (A 440/Amáx. antocianidina) x 100. Se concluye que el pigmento presente en la cáscara del maracuyá es el 3 monoglucósido de la malvidina.

Palabras clave: maracuyá, pigmentos, identificación, propiedades espectrales

Abstract

The objective of the present study was the identification of the main pigment present in the skin of purple passion fruit (Passiflora edulis). Skins of purple passion fruit were extracted with 0.01%HCl in methanol. The extract was analyzed by chromatography, with subsequent determination of the Rf value for the pigment using paper and silica gel chromatography The pigment was submitted to acid hydrolysis in 2M HCl to separate the sugar from the anthocyanidin. The identification of the anthocyanidin was carried out indirectly through alkaline hydrolysis with 20% Ba(OH)2 . The sugar was determined by comparing its Rf value on Whatman N° 1 paper with data from the literature. The pigment was identified by applying the expressions which relate: Dlmax. anthocyano - lmax. anthocyanidin, and that which relates DA/A = (A 440/Amax. anthocyanidin) x 100. It is concluded that the pigment present in the skin of the purple passion fruit is malvidin 3-monoglucoside .

Keywords: passion fruit, pigment identification, absorption properties

INTRODUCCIÓN

El maracuyá pertenece a la familia Passiflorácea, nativa de la América Tropical. Hay más de 400 especies de Passiflora y más 50 de estas especies son comestibles. Sólo los frutos de color púrpura (Passiflora edulis) y de color amarillo (Passiflora edulis, Flavicarpia Degener) se cultivan comercialmente (Jagtiani, et al., 1988).

Los principales productores comerciales de maracuyá son: Hawai, Kenia, Australia, Sudáfrica, Nueva Guinea y Nueva Zelandia.

En América Central y Sudamérica existen plantaciones de maracuyá en países como: Brasil, Perú, Colombia, Venezuela, El Salvador, Puerto Rico y Cuba (Jagtiani et al., 1988).

El fruto amarillo se cultiva principalmente en Hawai, Kenia, Brasil, Colombia, Venezuela, Sudáfrica y Florida (Jagtiani et al., 1988).

El maracuyá se introdujo en Chile en 1974 cultivándose en el Valle de Azapa (I-Región). Su primera forma de cultivo fue bajo plástico y pronto se iniciaron investigaciones tendientes a su explotación comercial, tanto en el Valle de Lluta como en el Valle de Azapa (Sotomayor y De la Riva, 1983; Arriagada y Picarte, 1979). Actualmente, se cultiva en determinadas zonas desde la I a la VI Regiones del país. Existen plantaciones de maracuyá amarillo en Arica y Antofagasta y púrpura en la IV – V y VI Regiones (Sáenz y Sepúlveda, 1988).

Características del fruto de maracuyá.

El fruto de Passiflora edulis es redondo u ovalado, de 50 – 55 mm de diámetro con una piel púrpura oscura cuando está maduro. La piel es dura y cerca de 3 mm de grosor. La pulpa interior es amarilla – rojiza y contiene cerca de 150 semillas negras rodeadas de un arilo jugoso (Calzada, 1970).

Passiflora edulis  var. Flavicarpia Degener difiere del púrpura ya que tiene el fruto más grande, con una corteza de color amarillo; una pulpa ácida más aromática y semillas café más grandes.

La parte comestible del fruto es de consistencia pulposa de gran cantidad de semillas, por lo que se consume de preferencia en forma de jugo (Salazar y Torres, 1977). Su atractivo color amarillo – anaranjado, su acidez y aroma característicos hacen de esta fruta una especie de gran atractivo para las zonas con microclimas tropicales y sub-tropicales como existen en algunas regiones de Chile (Osorio, 1981).

El fruto del maracuyá no puede ser almacenado más allá de 2 semanas bajo condiciones normales de temperatura. El fruto puede ser mantenido 4 ó 5 semanas entre 4 a 10º C (7º C óptimo). Sin embargo, gran parte de su sabor se pierde durante este período de almacenamiento. Las temperaturas por debajo de 4º C llevan a la descomposición y ataques de mohos.

Los azúcares constituyen la mayor parte de los carbohidratos. Así, el jugo de la variedad púrpura fluctúa entre 14,4 y 21,9%, mientras en la variedad amarilla estos valores están entre 13 y 18%. En la variedad púrpura la proporción azúcar/ácido es de 5:1 mientras en la variedad amarilla esta proporción es de 3:8, por lo tanto, el jugo de la variedad púrpura es considerado de un sabor mucho más dulce.

Pruthi (1963), informó que el contenido de almidón en el jugo del fruto de la variedad púrpura fluctúa entre 1,0 a 3,7%. Se ha encontrado que el contenido de almidón es más alto en la variedad púrpura que en la variedad amarilla.

Industrialización del maracuyá

Las proyecciones y posibilidades de aprovechamiento del maracuyá como fruta exótica son enormes, ya sea en forma de jugo o de jugo concentrado. No obstante, también se ha utilizado el jugo de maracuyá en mezcla con otros jugos de frutas (Aguilera y Araneda, 1996).

La industrialización del maracuyá se ha orientado, especialmente, hacia la obtención del jugo natural o concentrado que es muy apetecido por su sabor y aroma característico (Osorio, 1981; Sáenz, 1989).

Vega y Cortés, (1993), obtuvieron pectinas con y sin pigmento incorporado con un 6,6% y 4,7%, respectivamente y aceite de las semillas con un rendimiento de un 22 a 23%, como una forma de lograr el aprovechamiento integral del maracuyá púrpura. Sáenz y Sepúlveda (1981) caracterizaron el aceite de las semillas de maracuyá amarillo.

Asimismo, Padilla (1995), explora las posibilidades de aprovechamiento del colorante natural presente en la cáscara del maracuyá púrpura.

MATERIALES Y MÉTODOS

Extracción, reparación y purificación de los pigmentos.

Se trituró 50 g. de cáscaras de maracuyá púrpura y se homogeneizaron con la mezcla etanol/éter etílico (1:1) durante 48 horas. Se filtró y al residuo se adicionó una mezcla de metanol/éter etílico (1:1) y se dejó en contacto por 48 horas y luego se filtró. Se unieron ambos filtrados los que se concentraron en rotavapor aplicando temperaturas no superiores a 40ºC.

La separación de los pigmentos se efectuó mediante cromatografía en capa fina de silicagel 60G empleando la mezcla benceno/acetona/metanol (4:5:1). De este proceso se obtuvieron dos manchas, una amarilla muy débil y otra roja muy intensa, (Padilla, 1995; Sepúlveda, 1995). La mancha más intensa se extrajo con la mezcla metanol/HCI 0,01%.

La purificación de la mancha se realizó aplicando cromatografía en capa fina de silicagel 60G empleando la mezcla eluyente agua/HCl (97:3). El pigmento puro se extrajo con mezcla metanol/HCl al 0,01%. Ensayos generales determinaron que el pigmento en cuestión correspondía a un antociano.

Valores Rf y características espectrales del pigmento.

Al pigmento disuelto en metanol/HCl 0,01% se le determinó un espectro en equipo Varian Super-Scan de doble haz, celdas de 1 cm., en un rango de l de 300 – 600 nm, usando como blanco la mezcla antes citada y calibrando con ésta el cero de absorbancia a 440 nm. En cromatografía sobre papel o sobre placas se define el valor Rf como el cociente entre la distancia recorrida por el pigmento y la distancia recorrida por el solvente.

Las características espectrales determinadas fueron:

Longitud de onda máxima ( máx.) en nm.

Absorbancia máxima a la máx. (Amax.)

Absorbancia a 440 nm (A440).

Los valores Rf se determinaron por cromatografía ascendente en papel Whatman Nº 1 usando las siguientes mezclas solventes:

Butanol/ácido acético/agua (BAW) fase superior con relaciones de 4:1:5 (V/V).

Ácido acético/agua/ácido clorhídrico (AWH) en relaciones de 15/82/3 (V/V).

Ácido clorhídrico al 1%.

Asimismo, se determinaron los valores de Rf en cromatografía en capa fina de silicagel (placas de 20 x 20 cm con 0,25 mm de espesor), empleando los siguientes solventes:

Butanol/ácido acético/agua (BAW) fase  superior con relaciones de 4:1:5 (V/V).

Etanol/ácido acético/agua (EAW) en proporciones de 5:1:5 (V/V)

Ácido clorhídrico al 1%.

Hidrólisis ácida.

Este procedimiento permite la separación del grupo azúcar de la antocianidina. El pigmento disuelto en metanol/HCl 0,01% se llevó a sequedad en estufa a vacío a una temperatura no superior a 40º C y luego se redisolvió en 1 mL de HCl 2 M y se colocó en un pequeño tubo de ensayo y luego se hizo pasar una corriente de CO2 para eliminar el O2  disuelto y el atmosférico. Se selló el tubo y se colocó en una estufa a 110º C por espacio de 30 – 40 minutos.

Completada la reacción el producto hidrolizado, se diluyó con agua al doble de su volumen y se extrajo la antocianidina con dos extracciones sucesivas con 2 mL de alcohol isoamílico quedando en la fase acuosa el azúcar para su posterior identificación (Díaz y Olave, 1981).

A la antocianidina se le determinó las características espectrales anteriormente señaladas determinando los valores de: máx.; Amáx. y A 440

Además, se determinó el desplazamiento batocrómico que se produce al hacer reaccionar 3 mL de la antocianidina con 0,2 mL de solución de AlCl3 al 5% en etanol absoluto. Está demostrado que tal desplazamiento se produce cuando la antocianidina es cianidina, delfinidina o petunidina y su valor es siempre superior a 10 nm de desplazamiento. La fase acuosa se concentró y se identificó el azúcar por cromatografía sobre papel Whatman Nº 1, utilizando la mezcla eluyente butanol/piridina/agua (6:3:1).

Identificación indirecta de la antocianidina.

El procedimiento se llevó a cabo mediante una hidrólisis alcalina con (Ba (OH)2 al 20% generándose floroglucinol y un derivado fenólico del ácido benzoico. Ambos compuestos se extrajeron con sucesivas extracciones con 2 mL de acetato de etilo (Swain, 1965).

Esta solución se evaporó a sequedad en estufa a vacío y se redisolvió en 2 mL de metanol/HCl 0,01% y se leyó su absorbancia en la región U.V en el rango de 250 a 400 nm. Los valores encontrados se compararon con las obtenidas de mezclas patrones de ácidos fenólicos y floroglucinol en proporciones iguales según Díaz y Olave (1981).

Determinación de la posición del grupo azúcar

Una forma de establecer la posición del grupo azúcar es a través del conocimiento de las características espectrales del antociano y de la antocianidina y de las relaciones espectrales que fueron establecidas por Díaz y Olave (1979a), y que dió origen a la Fig. 1.

Estas relaciones espectrofotométricas son: Diferencia algebraica entre máx. del antociano y de la antocianidina expresado como máx. = máx. antociano - máx. antocianidina.

Esta relación permite distinguir la posición 5 de la 3 – 5; asimismo, de la posición 7 de la 3 y de la 3-7 del grupo azúcar. (ver Fig. 1) Diferencia algebraica entre los cocientes A 440/Amáx. del antociano y de la antocianidina multiplicados por un factor 100 que se expresa como D A/A = (A 440/Amáx. antociano – A 440/Amáx. antocianidina) x 100.

Esta expresión permite diferenciar la posición 3 – 5 de la 3 y 3 -7; asimismo de la posición 5 de la 7 del grupo azúcar, como se muestra en la Fig. 1.

Fig. 1: Posición del grupo azúcar en los pigmentos antocianicos en función de relaciones

espectrofotométricas.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Extracción, separación y purificación de los pigmentos.

Se utiliza una relación: peso de cáscara/ volumen de solución extractiva (1g/3mL) para cada una de las etapas anteriormente descritas. Esta relación permitió obtener una alta concentración de pigmento alcanzándose a un valor de absorbancia de 0,8.

La separación de los pigmentos obtenidos se realiza por cromatografía en capa fina de silicagel lográndose la separación de 2 manchas muy nítidas, una amarilla muy débil y otra mancha  roja ancha e intensa. Se extrajo esta última y se purificó por cromatografía en capa fina de silicagel 60 G utilizando la mezcla solvente indicada materiales y métodos. Esta operación se efectúa por dos veces para facilitar la identificación del pigmento. Experiencias exploratorias indicaron que el pigmento obtenido debería corresponder a un pigmento antociánico.

Determinación de los valores de Rf del pigmento antociánico.

Los valores de Rf obtenidos por cromatografía sobre papel se muestran en la Tabla 1, donde se aprecia que existe concordancia entre los valores Rf del pigmento obtenido con los de la malvidina 3 glucósido para los solventes A.W.H. (34,2 + 2,1) y HCl 1% (6,0 + 0,4).

Los valores Rf obtenidos por cromatografía en capa fina de silicagel se muestran en la Tabla 2. Dado que no existen antecedentes bibliográficos al respecto, dichos valores Rf representan un aporte a las características cromatográficas del antociano presente en la cáscara de maracuyá.

La máxima encontrado para el antociano fue de 533 nm, valor que puede corresponder a una Malvidina 3 glucósido o una malvidina 3 – 5 diglucósido. La relación espectral del A440/Amáx .100 cuyo valor es 40, no concuerda con los observados para los dos pigmentos antes citados. Sin embargo, se debe tener presente que el valor  de la relación es relativo y depende del valor  de absorbancia con que se determina el antociano y la antocianidina (Díaz et. al., 1981).

Las características espectrales del antociano se muestran en la Tabla 3; los valores de l máxima se comparan con los valores dados por distintos autores.

Tabla 1: Valores de Rfx100 determinados por cromatografía sobre papel Whatman Nº 1 del pigmento en estudio, comparado con los obtenidos

para diferentes mezclas solventes, por otros autores. (a) Harborne (1958); (b) Smith y Luh (1965); (c) Chen y Luh (1967); (d) Díaz y Olave (1979b);

(e) Bate - Smith (1948); (f) Somaatmadja y Powers (1963)

Malvidina B.A.W. (4:1:5)

A.W.H. (15:82:3)

HCl  1% (97:3)

3 - glucósido 38 (a) ; 39 (b) 38 (c) ; 36 (d) 40 (e) ; 30 (f)

29 (a) ; 34 (b) 30 (c) ; 27 (d) 29 (e) ; 32 (f)

6 (a) ; 9 (b) 6 (c) ; 5 (d)

5 - glucósido 31 (a) -- 13 (a)

3,5 diglucósido 31 (a) ; 25 (b) 24 (c) ; 22 (e)

42 (a) ; 51 (b) 43 (c) ; 42 (e)

19 (b) ; 15 (c)

Pigmento en est. 24,8 32,7 5,7

Duplicado 24,4 35,7 6,2

Promedio 24,6 + 0,25 34,2 + 2,1 6,0 + 0,4

Tabla 2: Valores de Rf determinados por cromatografía en capa fina, de los antocianos en diferentes mezclas de solventes.

Antociano Valores de Rf x 100

solventes B.A.W. (4:1:5)

E.A.W. (5:1:5)

HCl  1%

Pigmento en estudio

64 91 66

Valores Rf de la antocianidina.

En la Tabla 4 se muestran los valores Rf determinados sobre papel  para diferentes mezclas solventes. Si se comparan con los valores obtenidos por otros autores se observa que el Rf promedio del pigmento en estudio es 41 + 2,8 son cercanos a los valores obtenidos para la delfinidina. No obstante, hay que destacar que los valores Rf tienen un carácter orientativo y en ningún caso sirven para dilucidar entre una antocianidina y otra.

En la Tabla 5 se presentan los valores Rf determinados sobre silicagel para tres diferentes mezclas solventes. Estos valores no pueden ser comparados pues no existen datos bibliográficos para las distintas antocianidinas lo que constituye un aporte para las propiedades cromotográficas de la antocianidina en estudio.

Tabla 3: Características espectrales del pigmento antociánico en estudio y comparado con valores obtenidos por otros autores. (a) Harborne (1958) ;  (b) Harborne (1960) ; (c) Albach et.al. (1963) ; (d) Carreño – Díaz y Luh (1969); (e) Díaz y Olave (1979b).

Tabla 4: Valores de Rfx100 obtenidos por cromatografía en papel Whatman Nº1 de la antocianidina del pigmento

en estudio, en mezclas de solventes. Comparación con las dadas por otros autores. (a) Albach et al (1963);

(b) Harborne (1958); (c) Smith y Luh (1965); (d) Schaller y Von Elbe (1968); (e) Chen y Luh (1967); (f) Somaatmadja y Powers (1963).

Antocianidinas B.A.W. (4:1:5)

A.W.H. (15:82:3)

HCl 1% (97:3)

Malvidina 56 (a) ; 58 (b) ;

56 (c) , 57 (c).

- -

- -

Petunidina 47 (a) ; 52 (b) 48 (c) ; 50 (f).

- -

- -

Cianidina 67 (a) ; 68 (b) 53 (d).

- -

- -

Delfinidina 34 (a) ; 42 (b) 38 (c).

- -

- -

Peonidina 71 (b) ; 62 (c) 79 (c) ; 68 (e).

- -

- -

Pelargonidina - - -

Pigmento 43 10 1,1

Duplicado 39 11 1,5

Promedio 41 + 2 . 8 10,5 + 0,5 1,3 + 0,3

Al comparar los máx para las distintas antocianidinas obtenidas por Harborne (1958), con los resultados obtenidos en este estudio, es posible afirmar que la antocianidina puede ser cianidina, petunidina o malvidina. Sin embargo, queda descartada la posibilidad de que la antocianidina sea la cianidina o la petunidina, ya que ambas presentan desplazamiento batocrómico cuando se hace reaccionar con el cloruro de aluminio al 5% en etanol, al contrario de lo que sucede con el pigmento en estudio, que sólo tiene un desplazamiento de sólo 5 unidades lo que no es significativo (Tabla 6).

Por lo tanto, se estaría en presencia de una malvidina, ya que es aquella antocianidina que presenta el valor más cercano a 540 nm (Tabla 6) además, no presentan desplazamiento batocrómicos mayores de 10 nm.

Tabla 5: Valores de Rf x 100 de las antocianidinas determinadas por cromatografía en capa fina, en diferentes mezclas de solventes.

Antocianidina B.A.W. (4:1:5)

E.A.W. (5:1:5)

HCl 1%

Pigmento 55 84 12

Tabla 6: Valores de las características espectrales de las antocianidinas según Harborne (1958),

comparadas con los obtenidos para el pigmento en estudio

Al comparar los valores de las mezclas patrones con los de la muestra, se puede observar que para el derivado fenólico de la antocianidina en estudio, su máx fue de 270 nm (Tabla 7). Este valor concuerda con el reportado para el ácido gálico + floroglucinol ( máx  270) y el ácido siríngico + floroglucinol ( máx  269).

Tabla 7: Identificación indirecta de la antocianidina. Resultados donde aparecen los valores de l máx de los productos derivados de la hidrólisis alcalina.

Antocianidina AlCl3 Mezcla patrón derivada

máx  (nm) AlCl3

Cianidina + Ac. Protocatético + Floroglucinol

258-292 +23

Delfinidina + Ac. Gálico + Floroglucinol

270 +33

Petunidina + Ac.o-metilgálico + floroglucinol

- +

Malvidina - Ac. Siríngico + Floroglucinol

269 -

Pelargonidina - Ac.p-hidroxibenzoico + Floroglucinol

252 -

Peonidina - Ac. Vinílico + floroglucinol

258-288 -

Pigmento - - 270 + 5

Del análisis de tal situación quedan descartadas las antocianidinas cuyos derivados de floroglucinol con los distintos derivados fenólicos del ácido benzoico aparecen con más de un máximo o con un valor distinto a 270 nm como es el caso de la pelargonidina (252 nm).

Por último, se puede observar que la mezcla de ácido gálico + floroglucinol mencionada anteriormente, con un lmáx a los 270 nm, presenta desplazamiento batocrómico de 33 unidades que no coinciden con la antocianidina en estudio que tiene sólo 5 unidades por lo que se demuestra que la antocianidina es una malvidina.

Identificación del grupo azúcar.

Los valores de Rf correspondientes a la cromatografía del azúcar se presentan en la Tabla 8. Se demuestra que el grupo azúcar presente en el pigmento sometido a estudio, corresponde precisamente a la glucosa.

Tabla 8: Valores de Rf del grupo azúcar determinados en papel Whatman Nº 1

Azúcar Rf x100

Arabinosa 30

Galactosa 18

Glucosa 22

Pigmento 21,9

Determinación de la posición del grupo azúcar.

Los resultados de la Tabla 9 concuerdan con lo señalado en la Fig.1.

Tabla 9: Valores de máx y A/A para el pigmento en estudio

Antociano

máx

Antociano

máx

Antocianidina m

A440/Amáx

Antociano

(%)

A440/Amáx

Antocianidina (%)

DA/A

Pigmento

533 nm 540 nm -7 40 40 +0

Así los resultados obtenidos para máx es -7 y para la relación A/A es +0 (Tabla 9) definen la posición del pigmento en estudio en 3 y 3 – 7 (ver Gráfico Nº 1).

Por otro lado, Díaz y Olave (1979a), definieron pautas para diferenciar la posición 3 de la posición 3 – 7 de la Fig. 1. Estas pautas están basadas en los valores de Rf determinados en tres mezclas de solventes diferentes de acuerdo a los siguientes rangos:

Posición 3 – 7 Posición 3

10  <  Rf  B.A.W.  <  22

35  <  Rf  A.W.H.  <  50

15  <  Rf  HCl  1% <  25

28  <  Rf  B.A.W.  <  45 20  <  Rf  A.W.H.  <  35 7  <  Rf  HCl  1%<  15

Por lo tanto, la posición del azúcar queda definida en función de los valores de Rf x 100 que se muestran en la Tabla 1. Existe concordancia para los valores en los solventes A.W.H. y para el solvente HCl 1%, y sólo en el caso del solvente B.A.W. el valor de Rf = 24 del pigmento (Tabla 1), se encuentra un poco por debajo del valor límite inferior para la posición 3 (Rf > 28).

En forma más concluyente, se descarta la posición 3 – 7 por corresponder ésta a la de un antociano diglucósido cuya principal característica es presentar fluorescencia al ser expuesto a la luz U.V. (Díaz et al., 1981). El pigmento antociánico en estudio no presenta fluorescencia al ser expuesto a la luz U.V., por tal razón, se concluye que el pigmento antociánico corresponde al 3 monoglucosido de la malvidina.

CONCLUSIONES

La extracción del pigmento, purificación e identificación del mismo a través de valores Rf y relaciones espectrofotométricas dieron como resultado que el pigmento mayoritario presente en la cáscara del maracuyá púrpura corresponde al 3 monoglucosido de la malvidina.

Con ello se consigue aprovechar la cáscara del maracuyá púrpura para extraer dicho pigmento y utilizarlo como colorante natural en productos alimenticios. Asimismo, se consigue el total aprovechamiento del maracuyá en su proceso de industrialización.

AGRADECIMIENTOS

Este trabajo fue financiado por el Proyecto FONDECYT Nº 1940053.

REFERENCIAS

Aguilera, J. y Araneda, P., “Estabilidad nutricional y organoléptica en el almacenamiento de mezclas de jugos de frutas subtropicales cultivadas en la IV Región”, Tesis, Facultad de Ingeniería, Departamento Ingeniería en Alimentos, Universidad de La Serena, La Serena – Chile (1996).        [ Links ]

Albach, R.F., Kepner, R.E. y Webb, A.D., “Peonidin 3 monoglucoside in vinifera grapes”, J. Food Sci.,  28, 55 – 58 (1963).        [ Links ]

Arriaga, R. y Picarte, R., “Determinación de nutrientes en Pasiflora edulis, var Flavicarpa Degener”, Tesis, Depto. de Química, Universidad de Chile, Sede Arica, Chile (1979).        [ Links ]

Bate – Smith, E.C., “Paper chromatography of anthocyanin and velated substances in petal extracts”, Nature,  161, 835 (1948).        [ Links ]

Calzada, B.J., “143 frutales nativas. El maracuyá”, Pág. 320 - 322. Universidad Nacional Agraria, La Molina, Lima, Perú (1970)        [ Links ]

Carreño – Díaz, R. y Luh, B.S., “Anthocyanin pigments on Trousseau grapes”, J. Food Sci.,  34, 415 – 419 (1969).        [ Links ]

Chen, L. F. y Luh, B.S., “Anthocyanins in Royalty grapes”,  J. Food Sci.,  32, 66 – 74 (1967).        [ Links ]

Díaz L.S. y Olave, R., “Estudio de la posición del grupo azúcar en los pigmentos antociánicos mediante relaciones espectrofotométricas”, Alimentos, 4(2), 12 – 17 (1979a).        [ Links ]

Díaz, L.S. y Olave, F., “Identificación espectrofotométrica de antocianos”,  III Seminario y I congreso Latinoamericano de Ciencia y Tecnología en Alimentos, Noviembre, Buenos Aires, Argentina (1979b).        [ Links ]

Díaz, L.S., Olave, R y Muñoz, A., “Análisis de las relaciones espectrales de antocianos y antocianidinas”, XIV Congreso Latinoamericano de Química. San José, Costa Rica (1981).        [ Links ]

Díaz, L.S. y Olave, R., “Nuevos métodos para la hidrólisis ácida y alcalina enla identificación espectrofotométrica de antocianidinas”, Rev. Agroquim. Tecn. Alimentos,  21(3), 419 – 426 (1981).        [ Links ]

Harborne, J.B., “Spectral methods of characterizing antrhocyanins”, Biochemical J.,  70, 22 – 28 (1958).        [ Links ]

Harborne, J.B., “Plant polyphenols. I. Anthocyanin production in cultivated potato”, Brochemical J.,  74, 262 – 269 (1960).        [ Links ]

Jagtiani, J., Chan, H.T. y Sakai, W., “Tropical fruti procesing”, Pag. 149, Academic Press, Inc. New York, U.S.A (1988).        [ Links ]

Osorio, M.E.,  “Elaboración y características de jugo concentrado de maracuyá (Pasiflora edulis, var flavicarpa Degener)”, Tesis, Facultad de Agronomía, Departamento Agroindustria y Tecnología de Alimentos, Universidad de Chile, Chile (1981).        [ Links ]

Padilla, C., “Caracterización de los principales pigmentos presentes en la cáscara de fruto de maracuyá púrpura (Pasiflora edulis)”, Tesis, Facultad de Ingeniería, Departamento de Ingeniería en Alimentos, Universidad de La Serena, La Serena, Chile (1995).        [ Links ]

Pruthi, J.S., “Phisiology, chemistry and technology of passion fruit”, Advances Food Research, 12, 149 – 180 (1963).        [ Links ]

Saenz, C., “Jugos Maracuyá”, Alimentos 14(2), 37 – 40 (1989).        [ Links ]

Saenz, C. y Sepúlveda, E., “Determinación del contenido y característica del aceite de semilla de maracuyá (Passiflora edulis, var. Flavicarpia) cultivado en Chile”, Investigación Agrícola,  7(3), 71 – 74 (1981).        [ Links ]

Saenz, C. y Sepúlveda, E., “El maracuyá y su potencial agroindustrial”, Próxima década, 70, 29 – 32 (1988).        [ Links ]

Salazar, C. R. y Torres, M. R., “Almacenamiento de frutos de maracuyá (Pasiflora edulis var. Flavicarpia Degener) en bolsas de polietileno”, Rev. I.C.A.  12(1), Bogotá, Colombia (1977).        [ Links ]

Schaller, D.R. y Von Elbe, J.H., “The minor pigment component of montmorency cherries”, J. Food Sci.,  33, 442 – 443 (1968).        [ Links ]

Sepúlveda, C., “Identificación de los antocianos presentes en la cáscara del fruto de maracuyá púrpura (Passiflora edulis)”, Tesis, Facultad de Ciencias, Departamento de Química, Universidad de La Serena, La Serena, Chile (1995).        [ Links ]

Smith, R.M. y Luh, B.S., “Anthocyanin pigments in the hybrid grape variety Rubired”, J. Food Sci., 30, 995 – 1005 (1965).        [ Links ]

Somaatmadja, D. y Powers, J.J., “Anthocyanin pigments of Cabernet Souvignon grapes”, J Food Sci.,  28, 617 – 622 (1963).        [ Links ]

Sotomayor, E. y De la Riva, F., “Introducción del maracuyá amarillo (Passiflora edulis var. Flavicarpia Degener) en Arica", Idesia,  7, 69 – 72 (1983)        [ Links ]

Swain, T., “Analytical methods for flavonoids”, En Chemistry and Biochemistry of plant pigments, 543 – 544. Ed. Goodwin T.W. Academic Press – London (Inglaterra)(1965)        [ Links ]

Vega, F. y Cortés, C., “Caracterización química de las semillas y cáscaras del maracuyá púrpura (Pasiflora edulis) cultivado en la IV Región”, Tesis, Facultad de Ingeniería, Departamento de Ingeniería en Alimentos, Universidad de La Serena, La Serena, Chile (1993).        [ Links ]