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Respirometria aplicada à modelação de uma ETAR
descentralizada
Nelson Filipe Malveiro Encarnação
Dissertação para obtenção do Grau de Mestre em
Engenharia Química
Orientadora: Professora Doutora Helena Maria Rodrigues Vasconcelos Pinheiro
Co-Orientadora: Professora Doutora Carla Isabel Costa Pinheiro
Júri
Presidente: Professor Doutor Sebastião Manuel Tavares Silva Alves
Orientadora: Professora Doutora Helena Maria Rodrigues Vasconcelos Pinheiro
Vogal: Doutora Rita Cardoso Soares Ribeiro Santos
Novembro 2014
II
III
Agradecimentos
Gostaria de agradecer a realização da presente dissertação aos meus orientadores. À Prof.ª Helena
Pinheiro, a experiência e conhecimento transmitido na estruturação da tese de mestrado e a
disponibilidade que sempre teve desde o início até a entrega final, as quais contribuíram para a minha
aprendizagem académica e científica. À Prof.ª Carla Pinheiro pela atribuição do tema e confiança em
mim depositada.
Do Núcleo de Engenharia Sanitária (NES), do Laboratório Nacional de Engenharia Civil, ao Eng.º
Sérgio Teixeira Coelho, atual chefe do núcleo, a oportunidade dada, à Engª Rita Ribeiro, responsável
pela parte experimental do trabalho desenvolvido, a quem eu agradeço a orientação, o conhecimento
científico transmitido, o rigor e disciplina exigido, as indicações e importantes conselhos dados.
Ao Eng.º Paulo Inocêncio pela disponibilização do caso de estudo do projeto DEMOCON. O trabalho
desenvolvido contou com o apoio financeiro da empresa Simtejo S.A e da Fundação para a Ciência e
a Tecnologia no âmbito do projeto PTDC/AAG-TEC/4124/2012.
Aos técnicos superiores João Vale e assistente Vítor Napier do NES, pela competência e apoio
prestado na realização do trabalho experimental.
A todos os meus colegas do NES, Paula, Aisha, Maria, Bruno, Marta, Catarina, Guilherme e Rui pela
amizade e companhia ao longo do tempo.
Por último, quero agradecer à minha família, em especial à minha mãe, pai, irmã e ao meu avô, pela
enorme ajuda e apoio constante que começou desde cedo e que irão para além do percurso académico.
Um muito obrigado a todos.
IV
V
Resumo
Hoje em dia, a respirometria representa uma importante ferramenta de suporte à modelação de
sistemas de tratamento biológico. A implementação de um modelo em lamas ativadas é potencialmente
muito útil no controlo e otimização do tratamento das águas residuais em ETAR.
O objetivo principal da presente dissertação é a realização de ensaios de respirometria para avaliar o
efeito de características específicas do afluente à uma unidade de tratamento biológico, através da
observação e análise qualitativa do respirograma. A utilização de um modelo matemático para
simulação dos processos biológicos, requer a atribuição de valores aos parâmetros que integram a sua
estrutura, que, na maioria dos casos, não podem ser determinados diretamente por medidas analíticas
optando, assim, pela introdução dos ensaios respirométricos.
A partir dos ensaios de respirometria foram obtidos valores para os seguintes parâmetros de modelação
de sistema em lamas ativadas: YH (0.72 g O2biomassa/g O2
substrato), μHmáx (0.22 h-1), kh (0.2 h-1) e bH (0.06
h-1). Por divisão das áreas do respirograma foram determinadas as frações de matéria orgânica
presentes na composição das águas residuais afluentes à ETAR. Os valores estimados podem ser
considerados como uma base para a atribuição de valores iniciais a parâmetros e variáveis do modelo
ASM1, necessários ao processo de calibração.
Palavras-chave: respirometria; modelação de lamas ativadas; águas residuais; ASM1; tratamento
descentralizado
VI
VII
Abstract
Nowadays, respirometry is an important supporting tool for modeling biological treatment systems. The
implementation of a model for activated sludge is potentially very useful practice in the control and
optimization of the treatment of wastewater treatment plants.
The aim of this thesis consisted in performing respirometric assays in order to obtain information about
the characteristics of biodegradability of tributaries at the inlet of a decentralized wastewater treatment
plant, and also on the capacity for development of heterotrophic biomass in the existing biological
treatment. The use of this model requires assignment of values to the parameters that make up its
structure, which in most cases cannot be directly determined by using analytical measurements, thus
justifying respirometric assays.
Respirograms representing the evolution of heterotrophic biomass in the activated sludge system were
built from the respirometric information, and values for the following modeling parameters were obtained:
YH (0.72 g O2biomass/ g O2
substrate) μHmax (0.22 h-1), kh (0.2 h-1) and bH (0.06 h-1). By dividing the respirogram
areas, fractions of COD present in the composition of raw wastewater were also determined. The
estimated values may be considered as a basis for the assignment of initial values of the ASM1 model
parameters necessary the calibration process.
Keywords: respirometry; activated sludge model; wastewater; ASM1; decentralized treatment
VIII
IX
Índice
1. Introdução ....................................................................................................................... 1
1.1 Enquadramento do problema e âmbito do estudo ............................................... 1
1.2 Objetivos ............................................................................................................... 2
1.3 Estrutura da dissertação ....................................................................................... 3
2. Revisão do estado da arte .............................................................................................. 4
2.1 Tratamento Biológico ............................................................................................ 4
2.1.1 Enquadramento jurídico-institucional ....................................................... 4
2.1.2 Descrição sumária do funcionamento de estações de tratamento de águas residuais ........................................................................................ 4
2.1.3 O tratamento secundário e os diversos processos biológicos ................ 6
2.1.4 Descrição geral do processo de lamas ativadas ..................................... 7
2.1.5 Principais variáveis do sistema das lamas ativadas ................................ 8
2.1.6 Principais variáveis de controlo do sistema das lamas ativadas ........... 10
2.2 Processos de depuração biológica ..................................................................... 11
2.2.1 Introdução .............................................................................................. 11
2.2.2 Remoção de material orgânico .............................................................. 11
2.2.3 Remoção de material azotado ............................................................... 13
2.2.4 Remoção de material fosfatado ............................................................. 16
2.3 Modelação matemática de processos biológicos ............................................... 17
2.3.1 Introdução .............................................................................................. 17
2.3.2 Modelo ASM1 ........................................................................................ 18
2.3.3 Modelação de processos biológicos, variáveis e parâmetros ............... 20
2.3.4 Calibração do modelo ASM1 ................................................................. 21
2.4 Método respirométrico ........................................................................................ 22
2.4.1 Introdução .............................................................................................. 22
2.4.2 Exemplos de aplicação de respirometria a casos de estudo em Portugal e no estrangeiro ..................................................................................... 22
2.4.3 Condição experimental para a avaliação de respirograma ................... 23
2.4.4 O respirómetro ....................................................................................... 23
2.4.5 Tipos de equipamento de respirometria ................................................ 24
2.4.6 Descrição do cálculo da taxa de respiração em fase líquida ................ 24
2.4.7 Descrição do cálculo da taxa de respiração em fase gasosa ............... 25
2.4.8 Descrição dos processos biológicos a monitorizar ................................ 25
3. O projeto DEMOCON .................................................................................................... 28
3.1 Descrição sumária do projeto ............................................................................. 28
3.2 Estudo de caso ................................................................................................... 29
3.3 Integração do trabalho de mestrado no projeto .................................................. 29
3.4 A ETAR de Bucelas ............................................................................................ 30
4. Materiais e Métodos ...................................................................................................... 33
4.1 Introdução ........................................................................................................... 33
4.2 Colheita de amostras .......................................................................................... 33
4.3 Descrição do respirómetro utlizado .................................................................... 34
4.4 Protocolo experimental no laboratório ................................................................ 35
4.4.1 Preparação do ensaio respirométrico .................................................... 35
4.4.2 Adição de substrato sintético ................................................................. 36
X
4.4.3 Determinação de parâmetros analíticos na água residual .................... 37
4.5 Trabalho experimental feito na ETAR ................................................................. 38
4.5.1 Aspetos Gerais ...................................................................................... 38
4.5.2 Operação da ETAR em dias de campanha ........................................... 38
4.5.3 Medições na ETAR ................................................................................ 39
4.5.4 Monitorização de OD ao longo das valas oxidação T7 ......................... 39
4.6 Obtenção dos valores da OUR para construção dos respirogramas ................. 40
4.7 Estimativa de parâmetros de modelação de lamas ativadas a partir de respirogramas ..................................................................................................... 42
4.7.1 Rendimento Heterotrófico YH ................................................................. 43
4.7.2 Taxa específica máxima de crescimento heterotrófico μHmáx ................ 44
4.7.3 Taxa de decaimento de biomassa heterotrófica bH ............................... 44
4.7.4 Taxa específica máxima de hidrólise kh................................................. 45
4.7.5 Estimativa da concentração biomassa heterotrófica XH ........................ 46
4.7.6 Estimativa das frações de substrato SS, Aoacetato, XS1 e XS2 ................... 47
5. Resultados e Discussão ................................................................................................ 48
5.1 Nota introdutória ................................................................................................. 48
5.2 Respirogramas .................................................................................................... 48
5.2.1 Análise qualitativa dos respirogramas ................................................... 48
5.2.2 Análise da evolução da taxa de respiração em função do tempo ......... 51
5.3 Estimativa dos parâmetros de modelação do ASM1 .......................................... 53
5.4 Análise as frações de CQO através de respirograma ........................................ 62
6. Conclusões e Recomendações .................................................................................... 65
7. Referências bibliográficas ............................................................................................. 67
Anexo I ETAR de Bucelas - Respirogramas & Determinação analítica das águas residuais .......................................................................................................... 73
XI
Índice de figuras
Figura 1 – Fases do tratamento de uma ETAR ....................................................................... 5
Figura 2 - Sistema de lamas ativadas ...................................................................................... 8
Figura 3 – Diferentes formas de azoto na Natureza em resultado da ação de bactérias. ..... 14
Figura 4 - Ciclo de remoção de substrato orgânico biodegradável (conceito ASM1) (adaptado de Vanrolleghem, 2002). ................................................................... 19
Figura 5 - Ciclo da remoção de amónia conceito (ASM1) (adaptado de Deus, 2012). ......... 20
Figura 6 - Diagrama geral sobre respirometria (adaptado de Canudas, 2005) ..................... 22
Figura 7 - Metodologia DEMOCON (Ribeiro, 2011) ............................................................... 28
Figura 8 - ETAR de Bucelas (fonte: www.simtejo.pt) ............................................................. 29
Figura 9 - Fases do projeto DEMOCON, enquadramento da tese de dissertação................ 30
Figura 10 - Planta da ETAR de Bucelas (adaptado de Ribeiro 2014a) ................................. 31
Figura 11 – Visitas a ETAR: (a) poço afluente, (b) vala de oxidação, (c) decantador biológico, (d) filtro de areia, (e) filtro de prensa, (f) desarenador, (g) vista geral 32
Figura 12 - Figura 12- Locais de colheita: (a) ponto de descarga vala de oxidação, (b) canal de parshall........................................................................................................... 33
Figura 13 - Instalação de respirometria .................................................................................. 34
Figura 14 - Setup do programa DATALOG (aquisição de dados) ......................................... 35
Figura 15 – (a) preparação de OUR, (b) disposição de sonda s::can ................................... 36
Figura 16 – Pontos de medição: vala de oxidação da ETAR (adaptado de Ribeiro, 2014a) 40
Figura 17 - Perfil de decréscimo de oxigénio registada na fase de desarejamento no respirómetro (adaptado de Kohler, 2008) ........................................................... 41
Figura 18 - Representação esquemática da utilização de substrato pelos microrganismos heterotróficos (adaptado de Spanjers et al., 1996)............................................. 43
Figura 19 – Exemplo de respirogramas obtidos no presente trabalho .................................. 49
Figura 20 - Localização na curva respirométrica de alguns parâmetros de modelação........ 53
Figura 21 – Resposta da biomassa heterotrófica a adição de acetato .................................. 54
Figura 22 - Pontos utilizados na estimativa de µHmáx ............................................................. 55
Figura 23 - Pontos utlizados na estimativa de bH ................................................................... 55
Figura 24 - Decomposição dos respirogramas nas frações de substrato biodegradável ...... 58
XII
Índice de quadros
Quadro 1 - Níveis de tratamento de fase líquida de ETAR (adaptado de Linsley et al., 1992). .................................................................................................................... 5
Quadro 2 - Classificação de processos intensivos de tratamento biológico (Linsley et al., 1992). .................................................................................................................... 6
Quadro 3 - Principais reações nas águas residuais de acordo com as condições ambientais (Ferreira, 2006). .................................................................................................. 13
Quadro 4 - Taxa de reação e constante de rendimento das bactérias nitrificante a 20ºC (adaptado de Henze et al., 1997). ...................................................................... 15
Quadro 5 - Descrição da campanha preliminar 1 (adaptado de Ribeiro, 2014a). ................. 39
Quadro 6 - Valor de CQO adicionado aos OUR .................................................................... 43
Quadro 7 – Informação sobre ensaios respirométricos ......................................................... 48
Quadro 8 - Valores estimados de parâmetros e variáveis do modelo ASM1 ........................ 59
Quadro 9 - Valores típicos dos parâmetros cinéticos e estequiométricos do modelo ASM1, para pH neutro de águas residuais domésticas (adaptado de Henze et al., 1987) ................................................................................................................... 61
Quadro 10 - Valores de CQO e eficiências de remoção ........................................................ 62
Quadro 11 – Análise das frações de CQO com os resultados da determinação analítica .... 64
XIII
Índice de figuras Anexo I
Figura A I- 1 Respirogramas de Abril a Outubro de 2014, ensaios de AR (apresentados do lado esquerdo da página); ensaios de AR+LM (apresentados do lado direito da página) ................................................................................................................ 79
Índice de quadros Anexo I
Quadro A I- 1 Valores utlizados na preparação dos OUR 09-04-2014 .................................. 80
Quadro A I- 2 Valores utlizados na preparação dos OUR 28-04-2014 .................................. 80
Quadro A I- 3 Valores utlizados na preparação dos OUR 14-05-2014 .................................. 80
Quadro A I- 4 Valores utilizados na preparação dos OUR 02-07-2014 ................................. 80
Quadro A I- 5 Valores utilizados na preparação dos OUR 16-07-2014 ................................. 81
Quadro A I- 6 Valores utlizados na preparação dos OUR 17-09-2014 .................................. 81
Quadro A I- 7 Valores utilizados na preparação dos OUR 07-10-2014 ................................. 81
Quadro A I- 8 - Valores utilizados na preparação dos OUR 15-10-2014 ............................... 81
Quadro A I- 9 Valores de SST e SSV da determinação analítica às amostras dos OUR e de licor misto da vala de oxidação nº1 .................................................................... 82
Quadro A I- 10 Valores de parâmetros analíticos na água residual ...................................... 83
XIV
XV
Notações e Abreviaturas
Símbolos – letras latinas
Símbolo Significado Dimensão
bH Taxa de decaimento T-1
CBO5 Carência bioquímica em oxigénio M.L-3
CQO Carência química em oxigénio M.L-3
CQOt Carência química em oxigénio total M.L-3
CQOf Carência química em oxigénio filtrado M.L-3
fp Fração da biomassa que conduz s produtos particulados --
kh Taxa específica máxima de hidrólise T-1
kLa Taxa de transferência de oxigénio dissolvido T-1
KNH Coeficiente de meia saturação de azoto amoniacal para M.L-3
Biomassa autotrófica
KO,A Coeficiente de meia saturação de oxigénio para Biomassa M.L-3
autotrófica
KO,H Coeficiente de meia saturação de oxigénio para Biomassa M.L-3
Heterotrófica
KS Coeficiente de meia saturação para biomassa heterotrófica M.L-3
Qaf Caudal de águas residuais afluente M-3.T-1
Qef Caudal de efluente tratado M-3.T-1
Qle Caudal de lamas extraídas M-3.T-1
Qlm Caudal de lamas extraídas M-3.T-1
Qlr Caudal de lamas recirculadas M-3.T-1
ro Taxa de utilização de oxigénio M.L-3.T-1
rs Taxa volumétrica de consumo de substrato rapidamente M.L-3.T-1
biodegradável na suspensão celular
rend Taxa de respiração endógena M.L-3.T-1
S Substrato M.L-3
Sl Matéria orgânica inerte solúvel M.L-3
SNH Azoto amoniacal M.L-3
SND Azoto orgânico biodegradável solúvel M.L-3
SNO Azoto na forma nítrica M.L-3
So Oxigénio dissolvido M.L-3
So_sat Oxigénio dissolvido (concentração de saturação) M.L-3
Ss Substrato rapidamente biodegradável M.L-3
SST Sólidos suspensos totais M.L-3
SSV Sólidos suspensos voláteis M.L-3
T Temperatura T
V Volume L3
XA Biomassa autotrófica M.L-3
XH Biomassa heterotrófica M.L-3
Xl Material orgânico particulado inerte M.L-3
XND Azoto orgânico biodegradável particulado M.L-3
Xp Produtos particulados inertes resultantes do decaimento M.L-3
XS Substrato rapidamente biodegradável M.L-3
YH Rendimento para biomassa heterotrófica M.M-1
XVI
Símbolos – letras gregas
Ө Tempo de retenção hidráulico T
Өc Tempo retenção de sólidos T
µAmáx Taxa específica máxima de crescimento para biomassa T-1
autotrófica
µHmáx Taxa específica máxima de crescimento para biomassa T-1
heterotrófica
Siglas e acrónimos
ADP Águas de Portugal
ASM Activated Sludge Model
DEMOCON Metodologia Descentralizar Monitorização e Controlo
ERSAR Entidade Reguladora de Serviços de Águas Residuais
ETAR Estação de tratamento de águas residuais
IST Instituto Superior Técnico
FCT Fundação para a Ciência e a Tecnologia
IWA Internacional Water Association
LNEC Laboratório Nacional de Engenharia Civil
OD Oxigénio dissolvido
OUR Oxygen Uptake Rate
PENSAAR Uma nova Estratégia para o Setor de Abastecimento de Água e Saneamento de
Águas Residuais
PEAASAR Plano Estratégico de Abastecimento de Água e Saneamento Residuais
RASARP Relatório Anual dos Serviços de Águas e Resíduos em Portugal
SimTejo Saneamento Integrado Municípios do Tejo e Trancão
SMM Sistemas Multimunicipais
Subscritos
ATU Aliltioureia
AR Águas residuais afluentes
LM Lamas mistas
1
1. Introdução
1.1 Enquadramento do problema e âmbito do estudo
A organização do setor ambiental em Portugal no final da década de 80 do século passado, a integração
na hoje União Europeia, a posterior criação do grupo Águas de Portugal (AdP) e de um conjunto de
Sistemas Multimunicipais (SMM), que são caracterizados pela elevada abrangência geográfica,
determinaram a configuração do setor da água tal como a conhecemos hoje. Os dados estatísticos
evidenciam que os níveis de atendimento em saneamento em Portugal e de cobertura dos serviços da
água no território nacional tiveram melhorias contínuas desde 1993 (ERSAR, 2012). A análise aos
recursos financeiros revela que a estrutura de financiamento das infraestruturas de serviços de águas
apresentou grande dependência dos fundos comunitários, tendo sido dada prioridade, numa primeira
fase, à construção de sistemas centralizados de tratamento de águas residuais. Foi privilegiado o
investimento em sistemas de grande cobertura a nível do território nacional, de forma a atingir o
equilíbrio entre custos per capita de população e a melhoria dos indicadores ambientais, para além da
redução do número de descargas no meio hídrico recetor. Porém, importa referir que uma parte
significativa da população reside em aglomerados de pequenas dimensão, vilas e aldeias do nosso
país, e as necessidades existentes em particular nas zonas de povoamento disperso ou marcadamente
rural, podem ser demasiado onerosas face à densidade populacional, colocando em causa as
economias de escala caraterísticas dos próprios sistemas centralizados. Numa altura particular em que
os conceitos de gestão sustentável e uso eficiente de água são denominadores comuns transversais a
entidades gestoras, técnicos do setor e consumidores final, é colocada a possibilidade de contar com
outras soluções alternativas. A aposta nos sistemas descentralizados que dispõem de uma diversidade
de soluções técnicas ou o uso de soluções naturais que possibilitam o uso eficiente da água são
exemplos que, integrados nos sistemas centralizados, podem constituir uma mais-valia para todos os
intervenientes.
Contudo, a gestão local de soluções de saneamento de pequena dimensão é condicionada na maioria
das vezes por questões operacionais e de problemas de sustentabilidade, associados a falta de
economias de escala de pequenos sistemas, o que tem levado à opção pela integração em sistemas
centralizados. Mas, esta perspetiva está a ser alterada recentemente e prova disso são as linhas
orientadoras nos documentos: PENSAAR 2020, a nova estratégia nacional para os serviços da água.
Anteriormente, no programa PEAASAR II, tinham sido estabelecidos as diretrizes para o período de
2007 a 2013, nos quais o conceito de sustentabilidade nas mais diversas vertentes é valorizado, tais
como, os princípios de universalidade no acesso, de continuidade e qualidade do serviço. Em termos
estatísticos a situação descrita faz parte do paradigma nacional levando a uma ausência de gestão e
monitorização responsável em ETAR de pequena dimensão conduzindo, nalguns casos, a uma
operação não controlada, e consequente não aproveitamento das potencialidades do ponto de vista da
saúde pública, sustentabilidade financeira e gestão integrada de recursos naturais. A aposta de futuro
2
passa pela monitorização contínua, modelação com apoio à decisão e gestão avançada de sistemas,
aproveitando o conhecimento científico e a disponibilidade de instrumentos tecnológicos.
As entidades gestoras responsáveis pelo funcionamento de ETAR têm como principal missão respeitar
os parâmetros de qualidade da água e obedecer às normas legais europeias de segurança ambiental.
A introdução de novas metodologias de gestão em sistemas urbanos de água de menor dimensão é
uma inovação e um desafio tecnológico, com objetivos definidos, de se melhorar o próprio sistema e
rentabilizar os custos de operação. O projeto DEMOCON é um exemplo prático que está a ser
desenvolvido no sentido de se ter um domínio de controlo do sistema de tratamento de águas residuais
com recurso a monitorização em linha das principais variáveis de controlo e posterior implementação
de um modelo computacional, que permita descrever o comportamento dinâmico e hidráulico de ETAR
descentralizadas (Ribeiro, 2011).
A ETAR de Bucelas serve um agregado populacional de cerca de 5.000 habitantes, tendo
implementado o processo convencional por lamas ativadas com arejamento prolongado. Representa
um exemplo das inúmeras ETAR de pequena dimensão existentes do nosso país, onde a depuração
biológica das águas residuais urbanas depende de sistemas de arejamento mecânico e, como tal,
apresentam um consumo energético importante. Os custos globais inerentes com o tratamento
secundário representam metade dos custos totais de operação da ETAR e a maior parcela corresponde
ao consumo de energia com os arejadores mecânicos, pelo que é de salientar que é considerado um
importante parâmetro de otimização e de controlo do funcionamento da ETAR (WEF 2009, citados por
Amand et al., 2012).
O controlo do processo de respiração dos microrganismos nos reatores de lamas ativadas é um dos
principais fatores de equilíbrio e de manutenção do sistema. Por este motivo, é de assinalar que a
aplicação de instrumentos relacionados com a monitorização de oxigénio dissolvido (e.g.,
respirometria) em sistema de lamas ativadas, tem vindo a consolidar-se na comunidade, como uma
ferramenta de apoio à modelação e simulação em processos de lamas ativadas (Novák et al., 1994).
Além disso, pode ter um papel essencial na estratégia de controlo e de tomada de decisão com base
nos resultados experimentais, e, neste sentido, o presente trabalho de mestrado pretende contribuir
para esse desígnio.
1.2 Objetivos
O objetivo do presente trabalho está relacionado com a compreensão da cinética de crescimento e de
decaimento das bactérias heterotróficas associadas à remoção da carga orgânica presente nas águas
residuais urbanas. Pretendeu-se reproduzir no laboratório condições experimentais que sejam
semelhantes ao tratamento biológico existente no caso de estudo. A componente experimental do
trabalho consistiu na realização de ensaios respirométricos à escala laboratorial, utilizando, para tal,
um respirómetro instalado no Laboratório Nacional de Engenharia Civil (LNEC).
3
Resumidamente e de um modo geral, o trabalho desenvolvido no período da dissertação (aplicação do
método experimental respirométrico) foi centrado nos seguintes aspectos:
Avaliação da biodegrabilidade de águas residuais urbanas.
Compreensão de processos microbiológicos envolvidos no processo de lamas ativadas.
Avaliação do enfeito de características específicas do afluente à unidade de tratamento
biológico, através da observação e análise qualitativa do respirograma.
1.3 Estrutura da dissertação
A tese de dissertação é composta por sete capítulos e o apêndice de anexo I, organizados conforme a
seguinte estrutura:
Capítulo 1: Enquadramento do tema de dissertação e breve referência à evolução da história do
saneamento em Portugal até ao presente. Perspetivas de outras soluções num futuro próximo.
Definição dos objetivos da tese.
Capítulo 2: Revisão Bibliográfica, descrição do tratamento realizado em ETAR, os processos biológicos
envolvidos no sistema por lamas ativadas. Breve introdução à modelação ASM1. A respirometria e a
sua utilidade no cálculo de variáveis na fase calibração do modelo matemático de tratamento biológico.
Capitulo 3: Descrição do caso de estudo - A ETAR de Bucelas. Parte do trabalho desenvolvido na
dissertação integrado no projeto DEMOCON.
Capitulo 4: Matérias e Métodos, descrição do trabalho desenvolvido no LNEC. A aplicação do método
respirométrico e a estratégia de cálculo utlizada na estimativa de alguns parâmetros de modelação,
incluindo as frações orgânicas presentes na composição das águas residuais afluentes à unidade de
tratamento biológico. Determinação de parâmetros analíticos da água residual.
Capitulo 5: Resultados e Discussão, apresentação dos resultados obtidos através da técnica de
respirometria, avaliação destes e comparação com os valores da determinação analítica feita à água
residual.
Capitulo 6: Apresentam-se as conclusões a respeito dos resultados obtidos e referidas perspetivas de
trabalho futuro.
Capitulo 7: Referências Bibliográficas.
Anexo I: Apresenta-se a informação completa dos respirogramas, das condições experimentais, e da
caracterização analítica de amostras.
4
2. Revisão do estado da arte
2.1 Tratamento Biológico
2.1.1 Enquadramento jurídico-institucional
Na publicação do Relatório Anual dos Serviços de Águas e Resíduos em Portugal (RASARP 2012),
com dados referenciados a 31 de Dezembro de 2011, é feita uma caracterização dos serviços de
abastecimento público de água, de saneamento de águas residuais urbanas e de gestão de resíduos
sólidos urbanos. O decreto-Lei nº277/2009, de 2 de outubro, introduziu um reforço da regulação do
setor, alargando a responsabilidade das competências de intervenção da Entidade Reguladora de
Serviços de Águas Residuais e Resíduos (ERSAR), a todas as entidades gestoras envolvidas nestes
serviços, independentemente do modelo de gestão se figurar em sistemas municipais, intermunicipais,
multimunicipais ou com participação de capitais privados sob forma de concessão público-privada
(estabelecido pelo Decreto-Lei nº 379/93) de 5 Novembro.
O enquadramento jurídico-institucional referente ao serviço de abastecimento público da água resulta
da aprovação da Lei n.º58/2005 de 29 de Dezembro (Lei da Água), que transpôs para o direito interno
a Diretiva-Quadro da Água (Diretiva 2000/60/CE) de 23 de Outubro de 2000, que visa lançar as bases
de atuação das entidades gestoras (cerca de 500 em Portugal, incluindo as de resíduos), para garantir
uma gestão sustentável das águas e dos serviços, por forma a evitar a degradação dos recursos e
garantir a sua proteção a longo prazo (ERSAR, 2012).
Em 2008 foram publicados os seguintes despachos interpretativos relativos a aplicação do Regime
Económico e Financeiro dos recursos hídricos (Decreto-Lei nº 97/2008) de 11 de junho, que define que
o “regime de tarifas aplicável aos serviços públicos de águas está subordinado aos princípios
genericamente estabelecidos pela Lei da Água e pelo presente diploma, devendo permitir a
recuperação dos custos associados à provisão destes serviços, em condições de eficiência (…),
garantir a transparência na formação da tarifa a pagar pelos utilizadores e assegurar o equilíbrio
económico e financeiro de cada serviço prestado pelas entidades gestoras”. De acordo com o definido
nos Decreto-Lei n.º 152/97 de 19 de Junho (transposição para o direito interno da Diretiva nº
91/271/CEE de 21 de Maio) e nº 236/98, de 1 de Agosto, são estabelecidos os objetivos de proteção
das águas superficiais, dos efeitos provocados pelas descargas de águas residuais urbanas no meio
aquático e definidos os requisitos de tratamento destas atendendo à sensibilidade do meio hídrico
recetor.
2.1.2 Descrição sumária do funcionamento de estações de tratamento de
águas residuais
Uma estação de tratamento de águas residuais (ETAR) é uma instalação de depuração de águas
residuais resultantes de consumo doméstico ou de atividade industrial, cuja função é cumprir com os
5
parâmetros exigidos na licença de descarga para posterior rejeição no meio hídrico recetor (mar, rios,
lagoas, ribeiras ou águas subterrâneas) (Decreto-Lei nº152/97 e Decreto-Lei nº236/98).
No processo de operação de uma ETAR é identificado duas fases distintas de tratamento, associadas
a fase líquida e a fase sólida, que corresponde, aos sólidos removidos das águas residuais da primeira
fase, de acordo com a Figura 1. A sequência de tratamento da fase líquida em geral apresenta a
seguinte ordem de etapas: preliminar, primário, secundário e terciário.
Figura 1 – Fases do tratamento de uma ETAR
Em cada fase do tratamento são utilizadas operações unitárias de natureza física, química ou biológica
descrito no Quadro 1, consoante aspectos técnicos e de gestão da própria ETAR.
Quadro 1 - Níveis de tratamento de fase líquida de ETAR (adaptado de Linsley et al., 1992).
Nível de tratamento da fase líquida
Descrição Geral
Preliminar
Processos físicos de remoção de sólidos grosseiros, óleos e areias presentes nas águas residuais. Proteção de equipamento e evitar obstrução do circuito hidráulico.
Função das operações unitárias físicas: gradagem (material sólido de dimensão elevada), tamisador (sólidos grosseiros), tanque de desengorduramento (óleos) e desareanador (areias).
Primário
Processos físicos ou físico- químicos para reduzir os sólidos em suspensão (70% do total) e redução matéria orgânica (20 % em CBO5).
Operações unitárias físico-químicas: decantação/sedimentação e flotação.
Primário Avançado
Aumento da eficiência da etapa primária por via da adição química com o objetivo de alterar o estado físico dos sólidos em suspensão.
Operação unitária química: precipitação química.
Secundário
Processos biológicos de redução da matéria orgânica biodegradável na forma coloidal, dissolvida ou suspensa e remoção de nutrientes; de azoto e de fósforo.
Operações unitárias biológicas: biomassa suspensa (e.g., lamas ativadas) ou biomassa fixa (e.g., filtros percoladores).
Terciário
Função de completar as etapas anteriores do tratamento, eliminar microrganismos patogénicos e proceder a desinfeção.
Operações unitárias químicas: stripping (azoto), precipitação química (fósforo), adição ozono/cloro (desinfeção).
Operação unitárias físicas: filtração (sólidos em suspensão), radiação ultravioleta (desinfeção).
Tratamento Preliminar
Tratamento Primário
Tratamento Secundário
Tratamento Terciário
Tratamento final das lamas
Físico Físico ou Físico-químico
Biológico Físico, Químico ou Biológico
Físico, Químico, Biológico
6
Na fase sólida, os sólidos gerados do tratamento da fase líquida (etapa primária e secundária),
apresentam um elevado índice de poluição. Procede-se à sua estabilização da carga orgânica e
simultaneamente são reaproveitados os recursos endógenos, tais como, nutrientes e a matéria
orgânica passíveis de transformar em produtos energéticos.
No tratamento das lamas são aplicados as seguintes operações unitárias:
1. As lamas acumuladas nos decantadores são extraídas do fundo dos mesmos e enviadas para
um espessador gravítico. O espessamento tem por objetivo reduzir o volume de água por supressão
de água intersticial (Metcalf & Eddy, 2004).
2. Estabilização das lamas, através da inibição da atividade microbiana e diminuição da
putrescibilidade e de odores. Existem várias operações unitárias disponíveis, por via química ou via
biológica, destacando-se a digestão anaeróbia, altamente valorizado pela produção de biogás.
3. Após a digestão das lamas, estas são submetidas a uma desidratação com o propósito de
reduzir a humidade ao ponto de apresentar um aspeto compacto de sólido granular. É empregue na
agricultura como fertilizante de solo, caso contrário, a sua deposição final é o aterro sanitário ou a
incineração.
2.1.3 O tratamento secundário e os diversos processos biológicos
O tratamento biológico secundário em ETAR é baseado na criação de condições ambientais e físicas
adequadas para promover o desenvolvimento de processos biológicos, por intermédio de
microrganismos específicos que permitam converter rapidamente a carga orgânica em matéria
estabilizada e, consequentemente, a sua remoção das águas residuais urbanas (Linsley et al., 1992).
Estes podem ser classificados com crescimento em suspensão, em suporte ou mistos.
Apresentam-se no Quadro 2, diversos sistemas intensivos disponíveis para o tratamento de águas
residuais. Segundo o relatório da ERSAR 2009 citado por Ribeiro (2011), não existe um tipo de sistema
predominante instalado nas ETAR em Portugal. A escolha de solução depende na maioria das vezes,
de condições específicas do aglomerado a servir.
Quadro 2 - Classificação de processos intensivos de tratamento biológico (Linsley et al., 1992).
Biomassa Suspensa Biomassa Fixa
Aeróbios Anaeróbios Aeróbios Anaeróbios
Lamas ativadas Digestão anaeróbia Filtro percolador Filtro Anaeróbio
Lagoas de estabilização Tanque Séptico Discos biológicos rotativos --
Digestão aeróbia UASB Leito bacteriano --
Vala de oxidação -- Biofiltro --
Os processos classificados como extensivos são outro conjunto diversificado de soluções, os quais,
apresentam uma menor carga orgânica e a velocidade de tratamento é menor (e.g., leito de macrófitas).
A aplicação de soluções naturais de tratamento no solo, plantas e em ambiente de zonas húmidas no
tratamento de águas residuais constitui uma alternativa aos processos intensivos, incidindo numa
7
abordagem centrada na sustentabilidade operacional e de ambiente, cumprido objetivos de qualidade
e baixos consumos de recursos, designadamente em termos de reagentes, matérias, energia e mão-
de-obra (Amaral et al., 2011). A principal desvantagem das soluções de tratamento extensivo prende-
se com a ocupação de grandes áreas de terreno e dependerem de especiais condições locais,
nomeadamente, a topografia, clima, geologia, caraterísticas físico-químicas e hidráulicas do solo e de
caraterísticas qualitativas e quantitativas das águas superficiais (Matos, 1985, citado por Amaral et al.,
2011).
Apresenta-se, seguidamente, uma descrição do processo biológico por lamas ativadas e das principais
variáveis de controlo do sistema.
2.1.4 Descrição geral do processo de lamas ativadas
O processo convencional instalado em ETAR com maior aplicação no tratamento biológico é o sistema
por lamas ativadas e, por isso, também é um dos mais estudados a nível da dinâmica e ação de sistema
de controlo (Vanrolleghem et al.,1999; Nuhoglu et al., 2005). A alta eficiência de rendimento verificada
no tratamento biológico, a ausência de odores e a boa qualidade de sedimentação das lamas
produzidas, são fatores favoráveis que estão na base da sua seleção. Dependendo da configuração do
equipamento e do nível de tratamento estabelecido, é possível reduzir o conteúdo orgânico presente
nas águas residuais, nomeadamente, a matéria carbonácea e promover os processos de nitrificação e
desnitrificação, com vista a eliminar os nutrientes; de azoto e de fósforo.
O esquema geral do sistema de tratamento é constituído por um tanque de arejamento, onde se
procede à alimentação da água residual na presença de uma cultura mista de microrganismos, de modo
a promover a depuração biológica em condições maioritariamente aeróbias. Da atividade microbiana
resulta a formação de vapor de água e dióxido de carbono e, produção de tecido celular, como parte,
do material orgânico incorporado na nova biomassa. O arejamento é fornecido por via mecânica ou por
difusores, viabilizando também o regime de mistura completa.
Ao fim de um período de tempo definido como tempo de retenção hidráulico (Ө), a massa líquida é
encaminhada a um separador de fase sólido-líquido localizado a jusante do tanque de lamas ativadas.
Do processo de decantação obtêm-se uma água clarificada que sai no topo e um caudal de lamas
espessadas que sedimenta na base do decantador gravitacional. Os sólidos que se depositam na forma
de flocos biológicos são constituídos, na sua maioria, por aglomerados de partículas orgânicas,
inorgânicas e de células vivas de densidade superior (comparado) ao do efluente.
O desenvolvimento dos microrganismos no tanque de arejamento, por vezes, é condicionado por
perturbações externas, fatores ambientais ou por sobrecargas hidráulicas. A afluência pluvial elevada,
por exemplo, pode ter como efeito a origem de fenómenos de wash-out (arrastamento da biomassa
ativa para fora do sistema de tratamento) ou o aumento do efeito de diluição. Para garantir a
concentração elevada da biomassa ativa no tanque de arejamento, é feita a recirculação das lamas
espessadas a partir do decantador secundário. O excesso de lamas produzidas associado ao
crescimento da biomassa pode ser extraído do sistema de tratamento, através de uma purga no fundo
do decantador, proporcionando a renovação e a melhoria na decantabilidade das lamas.
8
Variáveis: Legenda:
Qaf – caudal de águas residuais afluentes (m3.h-1)
Qef – caudal de efluente tratado (m3.h-1)
Qlm – caudal de licor misto (m3.h-1)
Qlr – caudal de lamas recirculadas (m3.h-1)
Qle – caudal de lamas extraídas (m3.h-1)
Caf – composição das águas residuais afluentes (g.m-3)
Cef – composição do efluente tratado (g.m-3)
Clm – composição do licor misto (g.m-3)
Clr – composição das lamas recirculadas (g.m-3)
Cle – composição das lamas extraídas (g.m-3)
– válvula de corte (comporta)
▼– sistema de bombagem
Figura 2 - Sistema de lamas ativadas
2.1.5 Principais variáveis do sistema das lamas ativadas
A operação de um sistema de tratamento biológico por lamas ativadas deve atender às variáveis, de
seguida identificadas, de modo a minimizar a função custo que relaciona o grau de eficiência do
tratamento biológico, com os gastos de manutenção e de operação em ETAR.
Os parâmetros operatórios mencionados de seguida têm um papel fundamental no funcionamento do
sistema de tratamento:
A carga mássica global ou razão de substrato/biomassa (razão S/X), representa um dado
importante no dimensionamento do sistema por lamas ativadas, sendo um indicador da razão
da disponibilidade de material orgânico (substrato), para uma determinada concentração de
biomassa.
S
X=So
ӨX (1)
So - Concentração de CQO afluente (g O2.m-3)
Ө – Tempo de retenção hidráulico (h ou d)
X – Concentração de biomassa ativa no tanque, MLSS (g SSV.m-3)
Tanque de arejamento
Decantador
secundário
Qaf Caf Qef Cef
Qlr Clr
QleClr
X
Qlm Clm
Tanque de arejamento
Decantador
secundário
Qaf Caf Qef Cef
Qlr Clr
QleClr
X
Qlm Clm
9
O tempo de retenção hidráulico (Ө), indicador do tempo de permanência das águas residuais
brutas no reator biológico.
𝜃 =𝑉
𝑄 (2)
V - Volume de licor misto no tanque de arejamento (m3)
Q – Caudal afluente de água residual (m3.h-1 ou m3.d-1)
A idade das lamas ou tempo de retenção de sólidos (Өc), indicador do tempo de permanência
média da biomassa ativa no reator biológico, desde que não se considere o caudal de lamas
recirculadas.
𝜃𝐶 =𝑉𝑋
𝑄𝑙𝑒𝐶𝑙𝑟+𝑄𝑒𝑓𝐶𝑒𝑓 (3)
Qef - Caudal de efluente tratado a saída do decantador secundário (m3.h-1 ou m3.d-1)
Cef - Concentração de biomassa no efluente final tratado (g SSV.m-3)
Qle - Caudal de lamas em excesso extraídas após espessamento no decantador secundário (m3.h-1 ou m3.d-1)
Clr - Concentração de sólidos suspensos voláteis das lamas recirculadas (g SSV.m-3)
Estes sistemas de tratamento desempenham funções para diferentes características na composição
de afluência à unidade de tratamento biológico, classificando-se, em sistemas de alta, média e baixa
carga orgânica.
Os sistemas de tratamento denominados por arejamento prolongado ou de baixa carga, desenvolvem-
se para um valor muito baixo de relação S/X e a rápida degradação de matéria orgânica por parte dos
microrganismos presentes, obriga a que o metabolismo aeróbio destes, se efetue por intermédio da
respiração endógena (auto-oxidação do próprio plasma microbiano). Além disso, é caracterizado por
elevados tempos de retenção hidráulico (Ө), o que geralmente se concretiza pelo
sobredimensionamento do tanque de arejamento na fase de projeto de construção da unidade. Ao nível
do tratamento biológico, é traduzido numa maior robustez do sistema, tornando-o menos sensível a
choques de carga orgânica e a nitrificação é altamente eficiente mas, em contrapartida, há um aumento
do custo de investimento e uma relação maior de utilização de oxigénio por unidade de carga orgânica
consumida (Ribeiro et al., 2012).
Os problemas de ineficiência podem surgir em períodos de baixa carga orgânica afluente, potenciando
o aparecimento das bactérias filamentosas, responsáveis pelo aparecimento de problemas ao nível
operacional em ETAR (“bulking filamentoso” ou “foaming filamentoso”), contudo, ainda há algumas
dúvidas, sobretudo no que diz respeito aos fatores que favorecem o aparecimento das diversas
espécies/tipos (Neto et al., 2010).
No tratamento em lamas ativadas, as lamas produzidas apresentam, normalmente, baixa carga, por
isso não necessário proceder a sua estabilização da matéria orgânica (etapa de digestão), após a
desidratação. Em geral, opta-se, por não instalar um decantador primário a montante do tratamento
secundário, assim, o caudal afluente passa a ser encaminhado diretamente das unidades de tratamento
físicas para unidade de tratamento biológico.
10
O parâmetro Өc tem um papel crítico no equilíbrio do sistema, uma vez que, afeta a variável S/X e,
consequentemente, a produção das lamas. A disposição dos reatores biológicos têm um importante
papel na manutenção de biomassa ativa e no final do processo, o objetivo é efetivamente reduzir a
produção das lamas.
2.1.6 Principais variáveis de controlo do sistema das lamas ativadas
A aplicação de ações de controlo a uma ETAR tem por objetivo ajustar a cada variável uma gama de
valores que permitam o normal funcionamento do sistema de tratamento. Normalmente, são sujeitos a
perturbações significativas relacionadas com fatores ambientais, nomeadamente, a afluência de
caudais pluviais, variações sazonais de temperatura das águas residuais e de variações cíclicas no
padrão de caudal e concentração dos seus constituintes (Ribeiro, 2011).
De entre as ações de controlo aplicáveis ao sistema de tratamento são de salientar as seguintes:
Controlo da quantidade e do tempo de residência da biomassa no reator biológico, através da
manipulação do caudal de extração de lamas. É necessário definir um valor mínimo de Өc, de
modo, a que se verifique a remoção da matéria orgânica presente na afluência e da
concentração de lamas (Vanrolleghem, 2002).
Controlo da concentração de oxigénio dissolvido no tanque de arejamento, através do ajuste
de ar fornecido, em função do sistema de arejamento instalado em ETAR. Definição da
quantidade de oxigénio dissolvido (OD) para as condições aeróbias, de modo, a viabilizar os
processos biológicos (crescimento celular, respiração endógena e nitrificação). O fornecimento
de oxigénio em condições inferiores ao OD (crítico) representa um fator limitante na capacidade
de tratamento biológico. Em défice promove o crescimento das filamentosas e não completa a
depuração biológica, em excedente, representa um custo acrescido de energia. A concentração
no reator biológico deve variar entre 1,5 a 2 mg/l de OD (Ferreira, 2006).
Controlo da altura do manto de lamas no decantador secundário, manipulando o caudal de
recirculação de lamas, esta ação tem por objetivos; amortizar as sobrecargas hidráulicas,
assegurar a distribuição de massa e sólidos ao longo do sistema de tratamento e minimizar o
arrastamento da biomassa para fora deste, wash-out. Além disso, os problemas de
sedimentação deficiente e de anaerobiose no decantador secundário irão diminuir (Ribeiro,
2011).
Os sólidos suspensos totais (SST), em concentração elevada no tratamento biológico representam uma
limitação significativa pela disponibilidade de oxigénio e, também, na capacidade de separação e de
recirculação de lamas no decantador secundário (Ferreira, 2006).
As águas residuais domésticas são ricas em uma variedade de componentes orgânicos e inorgânicos
necessários ao crescimento bacteriano. No tratamento biológico, para que ocorra uma boa remoção de
CBO5 é necessário ter uma razão de CBO5:N:P igual a 100:5:1 (Metcalf & Eddy, 2004).
11
2.2 Processos de depuração biológica
2.2.1 Introdução
O efluente à saída de uma ETAR, após ser tratado, é obrigatório que apresente na sua composição um
baixo índice de compostos orgânicos, por forma, a evitar a depleção de oxigénio dissolvido no meio
recetor onde é feita a rejeição. Caso contrário, pode potenciar os processos de biodegradação
(mineralização e biotransformação), levando ao desaparecimento total de oxigénio no meio em causa.
Contribuindo, assim, para a ocorrência de fenómenos de eutrofização e, também, para o aumento do
risco de saúde pública.
Neste enquadramento, são efetuados determinações analíticas à CQO e CBO5 com águas residuais,
no sentido de quantificar a carência em oxigénio na massa líquida. A Carência Bioquímica em Oxigénio
(CBO5), permite quantificar de forma indireta o consumo de oxigénio relacionado com a atividade
microbiana no processo de oxidação da matéria orgânica de origem carbonácea, durante 5 dias e a
20⁰ C.
A Carência Química de Oxigénio (CQO) é um parâmetro que representa todos os componentes de
natureza orgânica susceptíveis de oxidação. A possibilidade de realizar uma medição a matéria
orgânica presente nas águas residuais na forma de equivalente em carência de oxigénio, tem
contribuído, significativamente, para a modelação matemática de sistemas de tratamento biológico
(Wentzel et al., 1995).
2.2.2 Remoção de material orgânico
A comunidade microbiana num sistema de lamas ativadas é muito grande e variada, incluindo espécies
de bactérias, protozoários, fungos, metazoários e algas (Metcalf & Eddy, 2004). Existe um grupo
específico de bactérias (heterotróficas e autotróficas), que são responsáveis pelos processos biológicos
de remoção da CQO presente nas águas residuais urbanas e de matéria azotada. Além disso, outro
tipo de microrganismos designados por “consumidores” realiza a predação das bactérias dispersas ou
pequenas partículas, não estabelecidas ao nível dos flocos biológicos. Neste grupo, são incluídos os
protozoários e rotíferos, que contribuem para uma melhor qualidade do efluente e das condições de
sedimentação das lamas no decantador secundário.
Os microrganismos utilizam a energia produzida na respiração celular para realizar as reações
biocinéticas envolvidas na síntese celular.
As bactérias heterotróficas são responsáveis pela transformação da matéria orgânica em subprodutos
(H2O, CO2, biomassa heterotrófica e matéria particulada inerte). No processo de oxidação aeróbia das
heterotróficas, a matéria orgânica é similarmente usada como fonte de carbono e de energia, uma parte
desse substrato biodegradável é oxidado (4), o restante é incorporado no crescimento da biomassa por
processo de assimilação celular (5), consumindo a energia libertada no catabolismo oxidativo (4). Em
condições de anaeróbiose, por atividade das bactérias heterotróficas anaeróbias, podem ocorrer três
processos de degradação biológica: a redução de sulfato, a fermentação de matéria orgânica facilmente
12
biodegradável (e.g., álcoois, acetato ou outras moléculas simples), resultando na produção de ácidos
gordos voláteis, ou em alternativa, a metanogénese com a produção de metano (CH4). Esta reação não
ocorre em presença de oxigénio ou outro tipo recetor de eletrões (AGV). Pode, também, verificar-se o
processo de respiração endógena (manutenção de atividade celular), que decorre na ausência de
material exógeno disponível no meio, o metabolismo dos microrganismos recorre a auto-oxidação do
próprio material celular (6).
As reações 4,5 e 6 correspondem, respetivamente, a oxidação, síntese e respiração endógena (Metcalf
& Eddy, 2004).
𝐶𝑋𝐻𝑦𝑂𝑧 + (𝑥 +1
4𝑦 −
1
2𝑧)𝑂2
𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑥𝐶𝑂2 +
1
2𝑦𝐻2𝑂 + 𝑒𝑛𝑒𝑟𝑔𝑖𝑎 (4)
𝐶𝑥𝐻𝑦𝑂𝑧 +𝑁𝐻3 + (𝑥 −1
4𝑦 −
1
2𝑧 − 5)𝑂2 + 𝑒𝑛𝑒𝑟𝑔𝑖𝑎
𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝐶5𝐻7𝑂2𝑁 + (𝑥 − 5)𝐶𝑂2 +
1
2(𝑦 − 4)𝐻2𝑂 (5)
𝐶5𝐻7𝑂2𝑁 + 5𝑂2𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 5𝐶𝑂2 + 2𝐻2𝑂 + 𝑁𝐻3 + 𝑒𝑛𝑒𝑟𝑔𝑖𝑎 (6)
As bactérias autotróficas no que diz respeito a fonte de carbono celular utilizam o dióxido de carbono,
a semelhança das plantas. Denominadas, de quimioautotróficas, obtêm a sua fonte de energia para o
crescimento da biomassa, através da luz solar ou por reações de oxidação-redução de compostos
orgânicos e inorgânicos, nitrato ou nitrito (nitrificação), e/ou enxofre ou sulfureto de hidrogénio
(sulfuração). Em particular, num sistema de lamas ativadas, nas quais a concentração de matéria
orgânica já for escassa no reator biológico e, se a espécie oxidante presente (aceitador de eletrões),
for o oxigénio, então utilizam o nitrato e o nitrito como fonte energia (doador de eletrões), no processo
de nitrificação.
Em condições anóxicas, na ausência de oxigénio, outro tipo de bactérias, designadas por heterotróficas
facultativas, utilizam nitrato e o nitrito como espécie oxidante (aceitador de eletrões), reduzindo estes
compostos na forma oxidada ao azoto molecular gasoso como produto final do processo reacional de
redução de azoto das águas residuais, a desnitrificação.
13
No Quadro 3, é apresentado uma síntese das principais transformações da matéria orgânica na massa
líquida em função das condições em que ocorrem, incluindo o tipo de bactéria, de reação, fonte de
carbono e energia, aceitadores/doadores de eletrões, produtos formados e rendimento celular.
Quadro 3 - Principais reações nas águas residuais de acordo com as condições ambientais (Ferreira, 2006).
Em termos energéticos, os microrganismos autotróficos dispensam uma maior quantidade de energia
no processo de assimilação celular comparativamente às heterotróficas. O maior consumo de energia,
por parte das autotróficas, reflete-se numa menor taxa em rendimento celular, demonstrada na última
coluna do Quadro 3, (biomass yield). No tratamento biológico, é um fator a considerar, que pode ser
solucionado, por atuação no funcionamento do sistema de tratamento; no aumento do tempo da idade
das lamas (entre 8 a 10 dias) e na recirculação das lamas mistas do sistema, e assim, aumentar a
eficiência da estabilização da matéria orgânica, melhorar a nitrificação onde, essencialmente, atuam
bactérias autotróficas, e também, minimizar a competição que ocorre entre estas e as heterotróficas
pela mesma fonte de aceitador de eletrões (O2) (Ferreira, 2006).
2.2.3 Remoção de material azotado
O ciclo biológico do azoto é um dos mais importantes ciclos no ecossistema terrestre. Este elemento
químico é encontrado na natureza em diversos estados de oxidação em equilíbrio com a atmosfera: N2
(azoto molecular), nitrato (NO3-), nitrito (NO2
-), amónia (NH3) ou azoto amoniacal (NH4+). O
aparecimento destas espécies de compostos tem como fonte natural: fenómenos de pluviosidade,
produtos de excreção de seres vivos ou de depósitos de matéria de origem animal e vegetal. A atividade
humana também contribui, nomeadamente, em resultado, do uso de fertilizantes em terrenos agrícolas
ou da produção de rações para animais (Schlegel, 1992).
Algumas bactérias têm a capacidade por fixação biológica, de capturar moléculas simples de azoto
orgânico disperso na atmosfera e das modificar, convertendo-as, na forma de, NH3, NO3- ou NO2
-.
14
Em relação a nitrificação e desnitrificação, representam um importante papel no tratamento biológico
de uma ETAR, resultando na remoção de matéria azotada presente nas águas residuais. Em paralelo,
a não redução de amónia no sistema de tratamento, pode levar a toxicidade do meio, quando liberto
no meio hídrico recetor, além de reduzir o oxigénio presente na massa líquida.
Figura 3 – Diferentes formas de azoto na Natureza em resultado da ação de bactérias.
A amónia representa um risco para a vida marinha, nos cursos de água, devido ao efeito de toxicidade
nos peixes. O efluente descarregado, contém normalmente uma concentração de azoto orgânico e
azoto amoniacal. Em condições ambientais, tais como, temperatura elevada e pH superior a 7 são
favorecidos os processos químicos de dissociação de amónia, de acordo com a equação 7.
𝑁𝐻4+ ↔ 𝑁𝐻3 +𝐻
+ (7)
A remoção de azoto amoniacal pode ser feita através de tratamento químico por cloragem, ou através
de processos de separação - coluna de stripping, por introdução de uma corrente de ar, arrastando a
amónia solubilizada no caudal. No âmbito da tese, será dado enfâse ao processo de tratamento por via
biológica.
A remoção de azoto orgânico, por tratamento biológico, é feita com a participação das batérias
heterotróficas (aeróbias e facultativas) e autotróficas aeróbias, sendo eliminado das águas residuais
urbanas, sob a forma de azoto molecular gasoso, através dos seguintes processos biológicos:
Amonificação/Assimilação – O azoto orgânico é sujeito a hidrólise por baterias heterotróficas,
originando azoto amoniacal (amonificação). No processo de assimilação, parte do azoto
amoniacal é incorporado na biomassa heterotrófica, na forma de tecido celular.
Nitrificação – Oxidação de azoto amoniacal a nitrato em condições aeróbias.
Desnitrificação- Redução do nitrato a azoto molecular gasoso (em ausência de oxigénio e
presença de nitrato).
Nitrificação
Na nitrificação, por ação de bactérias autotróficas, a amónia é convertida a nitrato, em duas etapas
consecutivas, em condições aeróbias. As bactérias do género Nitrosomonas oxidam a amónia a nitrito,
N2
NH4
+
NO2
-
NO3
-
Fixação de N
Nitrificação Desnitrificação
15
seguidamente, por ação de bactérias do género Nitrobacter que oxidam o nitrito a nitrato (Hulle et al.,
2010).
𝑁𝐻4+ + 1,5𝑂2
𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑁𝑂2
− + 2𝐻+ + 𝐻2𝑂 + 275 𝑘𝑗 (8)
𝑁𝑂2− + 0,5𝑂2
𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑁𝑂3 + 75 𝑘𝑗 (9)
Quadro 4 - Taxa de reação e constante de rendimento das bactérias nitrificante a 20ºC (adaptado de Henze et al., 1997).
Taxa de reação Nitrosomonas Nitrobacter Unidades
Taxa máxima específica de crescimento 0.6-0.8 0.6-1.0 d-1
Constante de meia saturação 0.3-0.7 0.8-1.2 g NH4-N.m-3
Constante de meia saturação 0.5-1.0 0.5-1.5 g O2.m-3
Constante máxima de rendimento 0.10-0.12 0.05-0.07 g SSV. NO3- g-1 N
Constante de decaimento 0.03-0.06 0.03-0.06 d-1
As bactérias do gênero Nitrobacter são responsáveis pela oxidação de nitrito, apresentam uma taxa de
síntese superior em relação às Nitrosomonas devido a baixa energia envolvida na reação. A conversão
de nitrito a nitrato é por isso mais rápido, impedindo a acumulação de nitrito no sistema. A nitritação é
considerada a reação limitante da nitrificação.
A possibilidade de acumulação de nitrato no sistema de tratamento biológico pode ocorrer em cenários
de arranque das operações ou em cenários de variação acentuada da carga orgânica afluente, por
haver a necessidade das bactérias se adaptarem às novas condições ambientais (aclimatização).
Por cada grama de NH4+ oxidado a NO3
- são consumidos 4,57 g de oxigénio, destruídos 7,14 g de
alcalinidade (expressa em CaCO3) e produzidos 2 moles de H+ por mol de nitrato formado (Ferreira,
2006).
O potencial reprodutivo das bactérias nitrificantes é respeitante aos seguintes fatores ambientais: a
concentração de oxigénio dissolvido deve ser superior a 2 mg/l; para valores inferiores a 0,5 mg/l ocorre
inibição, temperatura entre 25-35 ºC (temperatura ideal para o crescimento das bactérias mesófilas),
pH idealmente entre 7,5 e 8 e a alcalinidade na gama de 50 a 100 mg CaCO3/l, garantindo o efeito de
tampão (compensar a diminuição de pH durante a desnitrificação) (Ferreira, 2006).
Desnitrificação
A desnitrificação contempla, o último passo de remoção de azoto no sistema de tratamento biológico,
ocorre em ambiente anóxico, através das bactérias heterotróficas que transformam o nitrato em azoto
molecular gasoso, libertando energia e consumindo matéria orgânica rapidamente biodegradável
(equação 10):
16
𝐶𝑥𝐻𝑦𝑂𝑧 + (4𝑥+𝑦−2𝑧
5)𝐻+ + (
4𝑥+𝑦−2𝑧
5)𝑁𝑂3
−𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑥𝐶𝑂2 + (
2𝑥+3𝑦−2𝑧
5) 𝐻2𝑂 + (
4𝑥+𝑦−2𝑧
10) (10)
A desnitrificação integra uma sequência de reações de redução de azoto no estado oxidado (equação
11). Em primeiro, ocorre o mecanismo respiratório, o nitrato e o nitrito servem como recetores de
eletrões, produzindo compostos intermediários em estado gasoso, tais como, óxido nitroso (N2O),
monóxido de azoto (NO) e azoto (N2). Estes três últimos são compostos gasosos e podem ser libertados
para a atmosfera.
𝑁𝑂3− → 𝑁𝑂2
− → 𝑁𝑂 → 𝑁2𝑂 → 𝑁2 (11)
A desnitrificação pode ser afetada pelos seguintes fatores ambientais: temperatura, pH, concentração
de carbono orgânico e de nitrato ou de concentração de oxigénio dissolvido. Porém, o óxido nitroso
(N2O) é um subproduto da desnitrificação, na qual é favorecida a sua formação, nas seguintes
condições: reduzida relação de C/N, idade das lamas ou pH. Uma vez tratar-se de um gás poluente,
contribui para o efeito de estufa na atmosfera e, é em larga escala superior aos danos provocados pelo
CO2. (Ferreira, 2006).
Por cada grama de NO3- reduzido a N2 são consumidos cerca de 2,86 g de oxigénio e recuperados
3,57 g de alcalinidade (expressa em CaCO3). O pH ótimo de desempenho da desnitrificação encontra-
se entre 7 e 9. As bactérias desnitrificantes são abundantes e menos sensíveis em presença de
substâncias tóxicas, comparativamente às nitrificantes. E a concentração de oxigénio não deverá
exceder 0,2 mg/l (Ferreira, 2006).
2.2.4 Remoção de material fosfatado
O fósforo e os compostos fosfatados na forma ortofosfato (PO43-) ou polifosfato (P2O7) em meios
aquáticos têm contribuído para o crescimento das algas causando fenómenos de eutrofização.
A eliminação de fosfato à semelhança do azoto no sistema de tratamento é feita através de processos
químicos ou biológicos, optando-se em grande medida pela via biológica. A partir de 1980, o tratamento
por precipitação química, a adição de sais de ferro e de alumínio, foi sendo substituído pela depuração
biológica. Em resultado, verificou-se, melhorias na eficiência de remoção de CQO, de azoto e de
fósforo, redução de turvação e remoção de sólidos suspensos totais (SST) nas águas residuais brutas,
além de redução das lamas produzidas.
A remoção de fósforo é baseado num processo biológico que favorece o crescimento de
microrganismos acumuladores de fósforo (bio-P-bactérias), capazes de armazenar quantidades de
fósforo inorgânico muito superiores em relação à necessidade estequiométrica. Os microrganismos
responsáveis por esta acumulação, designados (em terminologia anglo-saxónica, “phosphorus
accumulating organisms” – PAO), pertencem normalmente ao género Acinetobacter.
A configuração do sistema de tratamento deve incluir um reator anaeróbio inicial seguido de um reator
aeróbio. Em condições anaeróbias, o fosfato é acumulado na forma de polifosfato na estrutura interna
celular. Neste processo, os microrganismos consomem a energia obtida pela clivagem das ligações do
polifosfato acumulado, libertando fósforo e outros compostos químicos em solução. Simultaneamente,
17
ocorre o consumo de matéria orgânica facilmente biodegradável (e.g., AGV), em resultado da
fermentação de matéria orgânica lentamente biodegradável. Em condições aeróbias, o fósforo é
acumulado na forma de polifosfato libertando-se energia, CO2 e H2O para a atmosfera (Ferreira, 2006).
No tratamento biológico, a remoção de fosfato das águas residuais à semelhança do que ocorre no
processo biológico de remoção de azoto, onde se faz uma distinção entre a nitrificação e a
desnitrificação, requer uma configuração específica separando a fase aeróbia da anaeróbia. No sistema
de tratamento (e.g., lamas ativadas), a combinação de processos biológicos de remoção de fósforo e
de azoto é usualmente considerado em fase de projeto de dimensionamento.
As reações de eliminação de fósforo são descritas estequiometricamente pelas seguintes equações 12
e 13, correspondendo a fase:
Anaeróbia
𝑃𝐴𝑂𝑠 + 𝑝𝑜𝑙𝑖𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜 𝑎𝑟𝑚𝑎𝑧𝑒𝑛𝑎𝑑𝑜 + 𝑀𝑔2+ + 𝐾+ + 𝑔𝑙𝑖𝑐𝑜𝑔é𝑛𝑖𝑜 + 𝐴𝐺𝑉
𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑃𝐴𝑂𝑠 +
𝑏𝑖𝑜𝑝𝑜𝑙𝑖𝑚𝑒𝑟𝑜𝑠 𝑎𝑟𝑚𝑎𝑧𝑒𝑛𝑎𝑑𝑜 + 𝑀𝑔2+ + 𝐾+ + 𝐶𝑂2 + 𝐻2𝑂 + 𝑃𝑂43− (12)
Aeróbia
𝑃𝐴𝑂𝑠 + 𝑏𝑖𝑜𝑝𝑜𝑙𝑖𝑚𝑒𝑟𝑜𝑠 𝑎𝑟𝑚𝑎𝑧𝑒𝑛𝑑𝑜 + 𝑀𝑔2+ + 𝐾+ + 𝑂2 𝑜𝑢 𝑁𝐻3
−𝑏𝑎𝑐𝑡é𝑟𝑖𝑎𝑠→ 𝑃𝐴𝑂𝑠 +
𝑝𝑜𝑙𝑖𝑓𝑜𝑠𝑓𝑎𝑡𝑜 𝑎𝑟𝑚𝑎𝑧𝑒𝑛𝑎𝑑𝑜 + 𝑀𝑔2+ + 𝐾+ + 𝐶𝑂2 + 𝐻2𝑂 + 𝑔𝑙𝑖𝑐𝑜𝑔é𝑛𝑖𝑜 (13)
2.3 Modelação matemática de processos biológicos
2.3.1 Introdução
A modelação dinâmica do comportamento de ETAR, especificamente, aplicada no sistema de lamas
ativadas representa um importante instrumento para melhorar o conhecimento dos processos
biológicos e compreender a especificação de grande número de componentes e interações (Deus et
al., 2012). A implementação do modelo tem por objetivo, permitir efetuar um diagnóstico operacional
do sistema de tratamento, considerando diferentes cenários operacionais e para ações alternativas de
controlo efetivas a introduzir, selecionar as que representam em maior benefício. Neste sentido, é de
referir que, a modelação matemática é uma ferramenta de apoio à tomada decisão - conferido às
entidades gestoras a possibilidade de criar um plano de gestão operacional, que minimize os custos
económicos e o impacto ambiental das rejeições em meio hídricos sensíveis (Ribeiro, 2011).
A introdução do ASM1 “Activated Sludge Model nº1” impulsionou bastante a simulação dinâmica de
sistemas por lamas ativadas, constitui a primeira opção, nos estudos de tratamento biológico, com
águas residuais domésticas, onde se efetua, a remoção de matéria carbonácea e de azoto. O modelo
ASM1 inclui na sua estrutura, o fracionamento da matéria orgânica, a produção da biomassa
heterotrófica e autotrófica, comportamento hidráulico do reator biológico e as propriedades de
sedimentação (Henze et al., 1987).
18
Os processos biológicos envolvidos podem ser representados numa estrutura matricial, simplificando
sua aplicação (Petersen, 1965, citado por Henze et al., 2000). São encontrados diversos problemas na
implementação de um modelo, principalmente na fase de calibração, por ser difícil em caracterizar o
afluente, além de existir um número elevado de variáveis que não podem ser medidas diretamente ou
determinadas por métodos analíticos. Para solucionar, foi considerado o método respirométrico que
permite obter alguns parâmetros a incluir na fase de calibração do modelo de tratamento biológico
(Spanjers e Vanrolleghem, 1995).
2.3.2 Modelo ASM1
Em 1983, a International Association on Water Pollution Research and Control - IAWPRC (atualmente
Internacional Water Association, IWA), formou um grupo de investigação com o objetivo de desenvolver
modelos matemáticos que permitam simular os processos biológicos na área do tratamento de águas
residuais. O resultado dos estudos práticos em sistema de lamas ativadas conduziu a publicação do
ASM1 (Henze et al., 1987).
O modelo matemático de lamas ativadas é formulado respeitando o princípio de conservação de massa.
A cada componente envolvido na transformação biológica, corresponde uma equação de taxa de
reação e uma equação de balanço de massa (Grau et al., 1982, citado por Henze et al., 2000). O
modelo ASM1, reflete o consumo de oxigénio em termos da taxa de respiração, associado a fenómenos
de oxidação de carbono orgânico e de matéria azotada, em processos de crescimento e de decaimento
da biomassa heterotrófica e nitrificante (Kappeler e Gujer 1992). O balanço de massa ao elemento
carbono é efetuado em termos da CQO, sendo o parâmetro consistente que traduz a utilização da
matéria orgânica com o crescimento da biomassa e o oxigénio consumido em termos de um valor da
CQO negativa. (Ferreira, 2006).
O modelo ASM1 apresenta uma abordagem baseada no fracionamento em diferentes categorias da
matéria orgânica. Os grandes grupos considerados são: a matéria orgânica biodegradável, a matéria
orgânica não biodegradável e a biomassa ativa (Wentzel et al., 1995; Wentzel et al., 1999; Henze et
al., 2000; Marcela et al., 2010).
𝐶𝑂𝐷 = 𝑆𝑆 + 𝑋𝑆 + 𝑋𝐼 + 𝑆𝐼 (14)
Ss - Substrato rapidamente biodegradável (g O2.m-3)
Xs - Substrato lentamente biodegradável (g O2.m-3)
XI - Material orgânico inerte particulado (g O2.m-3)
SI - Material orgânico inerte solúvel (g O2.m-3)
A matéria orgânica biodegradável, por sua vez, é dividida em duas frações: o substrato rapidamente
biodegradável, (SS) considerado como solúvel, e do material lentamente biodegradável (XS),
considerado como particulado (Choi et al., 2006).
A taxa de biodegradação dos substratos orgânicos presentes em águas residuais é sobretudo um
reflexo das caraterísticas físicas (solúvel ou particulada). O material orgânico na forma solúvel é
facilmente transferido através da parede celular, ao invés de na forma particulada ou coloidal. A
19
presença de material macromolecular complexo, implica a necessidade da ação de enzimas
extracelular, capazes de reduzir estes compostos a outros mais simples, i.e., o substrato lentamente
biodegradável aprisionado na matriz dos flocos biológicos é convertido em compostos de fácil
assimilação (Ss).
A matéria orgânica não biodegradável, inerte suspensa (Xl) e inerte solúvel (Sl) passa pelo sistema
tratamento sem sofrer qualquer alteração na sua forma. O Xl é em grande parte removido através da
purga de lamas, enquanto o Sl é removido com o efluente da ETAR.
O modelo ASM1 assenta no conceito de morte-regeneração da matéria carbonácea, introduzido na
década de 70 e 80 por Dold et al., (1980), citado por (Henze et al., 2000), para diferenciar as várias
reações ocorridas após a morte dos microrganismos, designadamente, das heterotróficas (Figura 4).
Figura 4 - Ciclo de remoção de substrato orgânico biodegradável (conceito ASM1) (adaptado de Vanrolleghem, 2002).
O ciclo apresentado na Figura 4, descreve segundo o conceito ASM1, o consumo de substrato
rapidamente biodegradável (Ss), com consumo de oxigénio em condições aeróbias, resultando na
síntese de biomassa heterotrófica (XH). Do decaimento da biomassa heterotrófica e reciclagem de parte
da biomassa inativa (Xl) segundo o conceito de morte-regeneração, que inclui o termo fp (fração da
biomassa de produtos particulados), é iniciado o processo de conversão do material lentamente
biodegradável (Xs). O ciclo é concluído, com a produção de Ss por hidrólise e consumo de Xs. A parte
remanescente de Ss é consumida no metabolismo energético das heterotróficas, por via do processo
bioquímico de formação metabólica de (ATP), desencadeada pela libertação de eletrões na cadeia
transportadora do material orgânico para o aceitador de eletrões final – o oxigénio.
O fracionamento do azoto orgânico é descrito a partir de Azoto Kjedahl total (TKN). O modelo inclui três
grandes grupos: azoto amoniacal (SNH), biomassa ativa (XNB) e azoto ligado à matéria orgânica na
forma solúvel e particulado.
Na Figura 5, é representado a transformação de amónia, segundo o conceito morte-regeneração,
proposto por Dold (1980).
Crescimento
Decaimento
Hidrólise Manutenção
20
Figura 5 - Ciclo da remoção de amónia conceito (ASM1) (adaptado de Deus, 2012).
No presente ciclo, o azoto amoniacal (SNH) é utilizado como fonte de energia para a síntese da biomassa
autotrófica (XA) e, também, na nitrificação. O SNH é formado a partir da amonificação de azoto orgânico
solúvel (SND). Do decaimento da biomassa autotrófica, são obtidas as frações de azoto lentamente
biodegradável (XS), matéria inerte (XP) e azoto orgânico particulado (XND). Para finalizar o ciclo, volta-
se a formar SNH, por processo de hidrólise de XND, baseado no conceito de morte-regeneração e
consumido SND durante a amonificação (Deus, 2012).
2.3.3 Modelação de processos biológicos, variáveis e parâmetros
O modelo ASM1 apresenta uma estrutura matricial baseada nos trabalhos de Peterson (1965), já
referido, e uma notação simplificada recomendada por Grau et al. (1982) (citado por Henze et al., 2000),
que permite representar a cinética e a estequiometria para cada processo, reconhecendo assim, a
componente associado a cada processo biológico. A continuidade dos coeficientes estequiométricos é
também assegurada e, assim, evitam-se incoerências nos cálculos aos balanços de massa.
O ASM1 inclui treze variáveis de estado de caracterização das águas residuais: sete associadas ao
material orgânico, quatro relativas ao azoto, uma referente ao oxigénio dissolvido e outra para a
alcalinidade (Henze et al., 1987). No modelo aplicado, são incluídos dezanove parâmetros; cinco dos
quais estequiométricos e catorze cinéticos. Os parâmetros estequiométricos introduzidos no modelo
fornecem a informação associada ao rendimento celular e a proporção de azoto na biomassa. Os
parâmetros cinéticos, refletem taxas de crescimento e decaimento dos microrganismos heterotróficos
e autotróficos envolvidos nos processos biológicos. Na modelação dos parâmetros cinéticos e
estequiométricos, é considerada a influência na velocidade específica de crescimento, descrita pela lei
Monod, por limitação de substrato orgânico.
XND
SND
SNH
SNO
XA
XS
XP
Hidrólise
Amonificação
Nitrificação Crescimento
Decaimento
O2 H2O
21
O ASM1 integra oito processos biológicos (Henze et al., 1987):
Crescimento aeróbio da biomassa heterotrófica.
Crescimento em condições anóxicas, da biomassa heterotrófica.
Crescimento aeróbio da biomassa autotrófica.
Decaimento de biomassa heterotrófica.
Decaimento de biomassa autotrófica.
Hidrólise da matéria orgânica particulada.
Hidrólise de material azotado particulado.
Amonificação de azoto orgânico solúvel.
2.3.4 Calibração do modelo ASM1
A calibração do modelo ASM1, visa estimar os valores iniciais para os parâmetros do modelo
matemático, através do melhor ajuste possível, entre os resultados da simulação e os valores medidos.
Um dos primeiros passos no desenvolvimento do modelo de tratamento biológico é a fase de calibração
e validação. Na literatura, existem diversos protocolos que disponibilizam os procedimentos a seguir
na fase de calibração do modelo (Ribeiro, 2011).
Os resultados obtidos através da medição respirométrica demonstram, a utilidade e a preponderância
na modelação de sistemas por lamas ativadas (Insel et al., 2002). Procedendo-se, normalmente, a
determinação das constantes de crescimento da biomassa heterotrófica e autotrófica, bem como, da
taxa hidrólise de substrato lentamente biodegradável e do rendimento em biomassa heterotrófica e
autotrófica (Spanjers e Vanrolleghem,1995). Conseguinte, o número de variáveis de estado na
calibração do modelo é então reduzido, por contribuição dos ensaios de respirométricos, sendo que na
sua maioria, não são diretamente mensuráveis, através dos vários dispositivos de medição instalados
no sistema de auto-controlo da ETAR (Ribeiro, 2011). Uma dos principais constrangimentos na
aplicação de monitorização e controlo dos processos biológicos, está na fiabilidade e robustez dos
sensores para medição online das principais variáveis, como a atividade da biomassa, percursores ou
produtos (CPPM, 2006).
A calibração de um modelo matemático deve ser limitada a alguns dos valores dos seus parâmetros,
cuja seleção é sustentada no efeito que apresentam, no ajustamento entre valores calculados e da
medição (Gujer, 2006).
A análise de sensibilidade, por fim, permite interpretar o efeito da variação de determinadas variáveis
na resposta do modelo. No presente caso, tratando-se de um modelo matemático, é expectável que os
processos biológicos mais lentos sejam efetivamente predominantes e que dependem em maior grau,
do decaimento da biomassa e hidrólise da matéria orgânica lentamente biodegradável. Por fim, o
modelo matemático deve ser validado comparando os resultados das simulações, com os valores
utilizados no ajustamento (Ribeiro, 2011).
22
2.4 Método respirométrico
2.4.1 Introdução
A respirometria por definição consiste na medição e interpretação da taxa de consumo biológico de
oxigénio (ro), em condições experimentais bem definidas (Spanjers et al., 1996).
O ensaio respirométrico consiste em monitorizar as quantidades de oxigénio consumido por unidade
de tempo e de volume, associado ao crescimento aeróbio da biomassa no processo de degradação
biológica de substrato orgânico biodegradável (Spanjers et al., 1996). O respirograma é uma
representação gráfica da taxa de consumo de oxigénio em função do tempo, cujo comportamento
permite indicar como a biomassa responde à presença do tipo de substrato disponível nas amostras
(Spanjers et al., 1999). Através da informação respirométrica, pode ser possível, obter uma estimativa
para os parâmetros biocinéticos, fracionamento orgânico e caracterização da biomassa ativa, com base
no parâmetro da CQO (Haandel e Catunda, 1982; Brouwer et al.,1998; Kappeler e Gujer, 1992; Novák
et al.,1994; Vanrolleghem et al., 1999; Mathieu e Etienne, 2000).
Hoje em dia, a respirometria representa uma importante ferramenta de suporte a modelação e controlo
de ETAR, particularmente na caracterização das águas residuais afluentes (Benes et al., 2002; Novák
et al.,1994; Munz et al., 1998).
Na Figura 6, são identificados os vários processos biológicos envolvidos na respirometria, as variáveis
diretamente mensuráveis, tais como, a concentração de oxigénio na mistura líquida/fase gasosa e a
fonte de carbono (substrato orgânico).
Figura 6 - Diagrama geral sobre respirometria (adaptado de Canudas, 2005)
2.4.2 Exemplos de aplicação de respirometria a casos de estudo em Portugal
e no estrangeiro
Em Portugal, existem alguns estudos realizados sobre respirometria, que a seguir se descrevem: caso
de estudo, referente a simulação do sistema de tratamento biológico instalado na ETAR da Maia e de
Verdelhos, respetivamente (Cheng et al., 1997; Ribeiro 2011). Caso de estudo, do intercetor da Costa
Biomassa
Gás Interface Líquido
Biomassa (crescimento celular)
Energia CO
2+H
2O
23
de Estoril, entre várias medições feitas no local, foi medida a concentração de oxigénio dissolvido
(Almeida e Butler, 2002; Mourato 2000). No campo da investigação, foi empregue a respirometria in-
situ, no sistema de tratamento por fitodepuração (Adreottola et al., 2005), no estudo da composição de
uma mistura de compostos orgânicos com diferentes cinéticas de biodegradação (Cogkor, et al., 2009),
ou no estudo de reabilitação de solos contaminados com compostos petrolíferos voláteis (BTEX) (Vila,
2004).
2.4.3 Condição experimental para a avaliação de respirograma
Spanjers et al., (1989) citados por Ferreira et al., (2002) referem que existe a necessidade de condições
ambientais e analíticas ótimas, para uma boa definição dos respirogramas, às quais, água residual e a
biomassa representam os elementos chave no ensaio biocinético. Foram identificados três atributos: a
fonte de biomassa, o tipo de substrato e o tempo de medição. Para além disso, no sistema de
respirometria, devem ser mantidas constantes as seguintes variáveis: temperatura, pH e a pressão.
Antes, no início de cada ensaio respirométrico, deve proceder-se a calibração do respirómetro.
Fonte de inóculo - O estado da biomassa, influência os resultados das medidas respirométricas,
existem diversas fontes; desde a biomassa presente no tanque de lamas ativadas (MLSS), proveniente
do sistema de recirculação das lamas ou relativo às águas residuais afluentes (Vanrolleghem e Lee,
2003). Este autor refere também que, dependendo do tipo de inóculo utilizado, este pode constituir um
fator crítico no desempenho da atividade da biomassa, e esse resultado, pode refletir-se ao nível da
qualidade do respirograma.
Fonte de substrato – A evolução da curva de respiração representada no respirograma, pode variar de
acordo, com a disponibilidade de substrato e da sua origem, como foi referido no subcapítulo 2.3.2
Em relação, a metodologia aplicada para realização de medidas respirométricas, descrevem-se os
seguintes:
Método instantâneo – realizado no próprio sistema em estudo (e.g., lamas ativadas), apenas
determinado a condição inicial da respiração.
Método de medição em intervalos – restringido apenas a determinação da taxa de respiração,
em intervalos de tempo específico.
Método para obtenção de respirogramas – representação gráfica da taxa de consumo de
oxigénio em função do tempo, por aplicação de uma regressão linear como metodologia base
no tratamento matemático, dos dados respirométricos.
2.4.4 O respirómetro
O respirómetro é o equipamento utilizado para avaliar a respirometria (Deus et al., 2012).
Habitualmente, apresenta a seguinte configuração: parte operativa constituída por reator biológico e
sensores de medição; OD, pH e de temperatura. Por um sistema de comando, onde é definido, a
programação das tarefas a ser executadas durante o período de medição e de um sistema operativo,
que permite transferir os dados experimentais provenientes da medição para um computador (aquisição
de dados).
24
2.4.5 Tipos de equipamento de respirometria
Segundo Ros (1993), citado por Ferreira et al., (2002), são indicados, seguidamente, as diversas
configurações de respirómetro utilizado:
Fechados, subdivididos em manométricos, volumétricos ou mistos. Não permitem trocas com
o exterior.
Abertos, subdivididos em contínuos ou descontínuos. Permitem trocas com o meio material
externo.
Na respirometria manométrica ou volumétrica, a medição da taxa de consumo de oxigénio é feita de
forma indireta, a partir da variação de OD em fase gasosa derivado da alteração de pressão, numa
célula de medição. A respirometria manométrica é constituída por uma câmara de mistura, interligada
a um manómetro em forma de “U”. O princípio de medição consiste em quantificar a quantidade de CO2
produzidas numa solução alcalina (e.g., hidróxido de potássio), quando se dá a oxidação dos
compostos orgânicos presentes na amostra. A variação de pressão, observada, pode depois ser
convertida no volume de gás (oxigénio) consumido, através da lei dos gases perfeitos (Baker e Herson,
1994).
Spanjers et al. (1998) citados por Ferreira et al., (2002) referem que para fins de pesquisa, ainda
prevalece o uso de equipamentos configurados como protótipos desenvolvidos em escala laboratorial,
baseados na medida da taxa de respiração por sensores eletroquímicos de OD (e.g., células-Clark).
Para além da configuração do biorreator, Spanjers et al. (1998) (citados por Ferreira et al., 2002), e
também a IWA (International Water Association), classificaram a técnica de respirometria, de acordo
com, os seguintes aspetos:
A fase de medição da concentração de oxigénio dissolvido - OD - G (gasosa) ou - L (líquida).
Condição de operação da corrente de entrada/saída de gás no volume de reator – F (fluxo) ou
S (estático).
Condição de operação da corrente de entrada/saída de líquido no volume de reator – F (fluxo)
ou S (estático).
Para a medição de OD em fase líquida é de salientar que existem oito tipos configurações distintas,
que são dependentes da configuração de respirómetro utilizado (Vanrolleghem, 2002a).
2.4.6 Descrição do cálculo da taxa de respiração em fase líquida
Para a estimativa da taxa de respiração num ensaio biocinético, normalmente, é realizado o balanço
de massa ao reator biológico. É necessário requerer a quantidade de oxigénio transferido da fase
gasosa para a fase líquida, e também parte desta, consumida na respiração da biomassa heterotrófica.
O balanço de massa ao oxigénio no biorreator em fase líquida e em regime de mistura perfeita é
apresentado pela equação 15. Os primeiros dois termos da equação 15 são referidos ao fluxo
advectivo, representando a concentração de oxigénio dissolvido no respetivo caudal de entrada e de
saída do sistema. O terceiro termo contempla o arejamento e está associado a transferência de gás
25
(oxigénio) na interface, entre a fase gasosa e a cultura mista de microrganismos. Por último, o termo
(ro), reflete a taxa de respiração ou velocidade específica de oxigénio consumido associado ao consumo
de substrato orgânico por parte da biomassa (equação 16).
𝑑 (𝑉𝐿𝑆0)
𝑑𝑡= 𝑄𝑒𝑆𝑜,𝑒 − 𝑄𝑠𝑆𝑜 + 𝑉𝐿𝐾𝐿𝑎(𝑆𝑜
∗ − 𝑆𝑜) − 𝑉𝐿𝑟𝑜 (15)
𝑟𝑜 = 𝑄𝑂2𝑋 (16)
Em que,
So – Concentração de OD em fase líquida (g.m-3)
So * – Concentração de saturação de OD em fase líquida (g.m-3)
So,e – Concentração de OD em fase líquida na corrente de alimentação (g.m-3)
Qe – Caudal de entrada de líquido no sistema (g.m-3)
Qs – Caudal de saída de líquido no sistema (m3.h-1)
VL – Volume da fase líquida (m3)
KLa – Coeficiente de transferência de oxigénio da interface gás-líquido do sistema (g.m-3.h-1)
ro – Taxa de respiração total (g.m-3.h-1)
Neste trabalho de dissertação, o método respirométrico aplicado veio facilitar a resolução do balanço
de massa, surgindo apenas o termo pretendido correspondente a taxa de respiração.
Existem dois fatores que dependendo do tipo de respirómetro (e.g., fluxo contínuo de gás) são
necessários para o cálculo da taxa de respiração, designadamente, o coeficiente volumétrico de
transferência de oxigénio, (KLa) e a concentração de saturação de OD na fase líquida.
2.4.7 Descrição do cálculo da taxa de respiração em fase gasosa
Admitindo um sistema idêntico ao anterior, o balanço de massa ao oxigénio em fase gasosa, é expresso
através da equação 17.
𝑑 (𝑉𝐺𝐶0)
𝑑𝑡= 𝐹𝑒𝐶𝑜,𝑒 − 𝐹𝑠𝐶𝑜 − 𝑉𝐿𝐾𝐿𝑎(𝑆𝑜
∗ − 𝑆𝑜) (17)
Onde,
So – Concentração de OD em fase líquida (g.m-3)
So * – Concentração de saturação de OD em fase líquida (g.m-3)
So,e – Concentração de OD em fase líquida na corrente de alimentação (g.m-3)
Qe – Caudal de entrada de líquido no sistema (m3.h-1)
Qs – Caudal de saída de líquido no sistema (m3.h-1)
2.4.8 Descrição dos processos biológicos a monitorizar
No capítulo 2.3 foram identificados os diversos processos biológicos que integram o modelo
matemático, foi feita uma descrição de acordo com o modelo ASM1, segundo o conceito de morte-
regeneração proposto por Dold (1980). Foi descrito o mecanismo de remoção de matéria carbonácea
26
e de azoto. No atual subcapítulo 2.4.8 são identificados as variáveis e parâmetros integrados nas
equações envolvidas nos processos biológicos.
Havendo a disponibilidade de substrato exógeno no meio reacional, a taxa de consumo de oxigénio é
composta de duas partes:
Taxa de respiração do substrato – que corresponde ao consumo de oxigénio associado à
degradação do mesmo e reflete-se no crescimento da biomassa.
Taxa de respiração endógena – que consiste no consumo de oxigénio necessário à obtenção
de energia necessário à obtenção de energia para manutenção das funções vitais das células,
sem que, no entanto, se dê a multiplicação celular.
A taxa de respiração endógena é praticamente independente da concentração de substrato, de tal
forma, que pode ser indicativa da atividade da biomassa no meio reacional (Spanjers, 1993).
A equação 18 traduz a contribuição dos diferentes tipos de utilização de oxigénio na taxa total de
respiração:
𝑟𝑜 = 𝑟𝑠 + 𝑟𝑒𝑛𝑑 (18)
Em que:
ro – Taxa total de respiração ( g.m-3.h-1)
rs – Taxa de respiração do substrato (respiração exógena) (g.m-3.h-1)
rend – Taxa de respiração endógena (g.m-3.h-1)
De acordo com o conceito de Dold (1980) a taxa de respiração exógena (rs) é apresentada na seguinte
equação:
𝑟𝑠 =1−𝑌𝐻
𝑌𝐻𝜇𝐻𝑋𝐻 +
4,57−𝑌𝐴
𝑌𝐴𝜇𝐴𝑋𝐴 (19)
Os parâmetros que podem ser avaliados correspondem a taxa de crescimento heterotrófica (μH) e de
rendimento em biomassa (YH), incluindo a concentração de biomassa ativa (XH).
A determinação dos valores de μH e μA são dependentes da concentração de substrato SS (orgânico
solúvel), SNH (azoto amoniacal) e de So (oxigénio dissolvido), assumindo que os parâmetros cinéticos
obedecem a lei Monod com limitação dupla por substrato e oxigénio, tal como, apresentam as equações
20 e 21:
μH = μHmáx 𝑆𝑆
𝐾𝑆+𝑆𝑆
𝑆𝑜
𝐾𝑂𝐻+𝑆𝑜 (20)
μA = μAmáx 𝑆𝑁𝐻
𝐾𝑁𝐻+𝑆𝑁𝐻
𝑆𝑜
𝐾𝑂𝐴+𝑆𝑜 (21)
Um dos pressupostos da respirometria consiste em assegurar a condição de não limitação de oxigénio
durante o período de ensaio. Seguramente, é simplificado o cálculo das variáveis, apresentadas nas
equações 20 e 21, dado que “switching function” So/So+Ko passa a tender para um valor
aproximadamente unitário, So>> Ko (Deus et al., 2012). Nestas condições os coeficientes de meia-
saturação: para o crescimento de biomassa heterotrófica em substrato facilmente biodegradável (KS),
27
autotrófica para o azoto amoniacal (KNH), e em utilização de oxigénio para a biomassa heterotrófica e
autotrófica (KOH e KNH) podem ser omissos das respetivas equações (20) e (21), consoante a população
microbiana, cuja taxa de respiração é pretendida medir e avaliar.
Na generalidade dos casos práticos, para ser medido em exclusivo a taxa de respiração das
heterotróficas, a biomassa autotrófica presente no meio reacional deve ter atividade insignificante
(optou-se por adicionar um inibidor de nitrificação (aliltioureia) nos ensaios de respirometria) e não
ocorra a desnitrificação.
Esta metodologia anunciada fez parte do trabalho posteriormente desenvolvido no âmbito da tese de
dissertação, de modo a obter os parâmetros que traduzem o rendimento e a cinética das bactérias
heterotróficas.
28
3. O projeto DEMOCON
3.1 Descrição sumária do projeto
A metodologia DEMOCON (DEcentralized MOnitoring and CONtrol) consiste num conjunto de
procedimentos baseados, em grande medida, na aquisição em linha de dados do processo e sua
utilização num modelo matemático para controlo do sistema de tratamento. Esta metodologia tem três
fases (Figura 7). A etapa de monitorização visa a obtenção de informação sobre o sistema de
tratamento através da realização de campanhas periódicas. A etapa de diagnóstico operacional tem
por objetivo a avaliação do funcionamento do sistema de tratamento e identificação de eventuais
problemas. A etapa de controlo consiste no desenvolvimento de estratégias para a melhoria do
funcionamento da ETAR e na aplicação das ações selecionadas. Um elemento chave no processo de
melhoria contínua é a condução de um trabalho de monitorização de seguimento, que permita
documentar o sucesso das medidas de controlo implementadas (Ribeiro, 2011).
Figura 7 - Metodologia DEMOCON (Ribeiro, 2011)
O projeto DEMOCON - Monitorização e controlo de estações de tratamento de águas residuais
descentralizadas (PTDC/AAG-TEC/4124/2012) é financiado pela Fundação para a Ciência e
Tecnologia e tem por objetivo melhorar a metodologia DEMOCON. Este projeto é coordenado pelo IST
e tem ainda como parceiros o LNEC e a empresa Simtejo (do grupo Águas de Portugal). O projeto
arrancou em Maio de 2013 e tem uma duração de 2 anos. As tarefas do projeto são:
a. Estudo de opções de monitorização e controlo operacional em sistemas descentralizados e seleção
crítica da base de trabalho a usar no estudo de caso;
b. Conceção de um modelo mecanístico não linear para simular o comportamento dinâmico da ETAR
estudada;
c. Calibração e validação da estrutura do modelo dinâmico, com dados experimentais da unidade à
escala real, parcialmente processados por sensores inferenciais;
Monito-
rização
Diagnóstico
operacionalControlo
Descrição
inicial do
sistema de
tratamento
Gestão
operacional
sustentável
de ETAR
Melhoria contínua
Etapa 1 Etapa 2 Etapa 3
29
d. Desenvolvimento de uma metodologia expedita para supervisão e controlo avançados duma ETAR
de pequena dimensão e sua aplicação e validação numa série de campanhas operacionais na ETAR
estudada.
3.2 Estudo de caso
O caso de estudo do projeto DEMOCON é a ETAR de Bucelas (Figura 8). Esta ETAR com capacidade
de 1575 m3/dia está em funcionamento desde 2004 e tem tratamento secundário por vala de oxidação
(Simtejo, 2009). Tem ainda um sistema de filtração e desinfeção das águas residuais tratadas (não são
visíveis na fotografia)
Figura 8 - ETAR de Bucelas (fonte: www.simtejo.pt)
As principais caraterísticas da ETAR de Bucelas são as seguintes:
• A ETAR serve a freguesia de Bucelas, com uma população próxima dos 4600 habitantes
(dados do Censos 2011).
• A operação da ETAR é assegurada através de visitas diárias efetuadas pelo pessoal técnico
de operação.
• As águas residuais afluentes têm origem essencialmente doméstica.
• O sistema de tratamento biológico é por lamas ativadas em duas valas de oxidação.
3.3 Integração do trabalho de mestrado no projeto
O trabalho desenvolvido no âmbito da presente tese de mestrado está integrado na tarefa 3 do projeto
DEMOCON (Figura 9) e foi desenvolvido nos seguintes moldes:
Realização de ensaios respirométricos relativo ao caso de estudo, a ETAR de Bucelas.
Obter informação sobre a composição das águas residuais afluentes à ETAR relativamente ao
seu fracionamento da componente orgânica, a partir da interpretação e análise de
respirogramas.
30
Estimar os parâmetros de modelação de lamas ativadas. Os parâmetros cinéticos e
estequiométricos: rendimento heterotrófico (YH), a taxa máxima de crescimento heterotrófico
(µHmáx), a taxa de decaimento (bH) e a taxa específica máxima de hidrólise de substrato
particulado ou lentamente biodegradável (kh), úteis para a tarefa de calibração e de validação
da estrutura do modelo dinâmico ASM1.
Foram realizadas várias determinações analíticas à composição das amostras de águas
residuais: CQOt, CQOf SST e SSV.
Colaborar em campanhas experimentais, no âmbito de outras tarefas do projeto DEMOCON.
Na Figura 9 apresenta-se o enquadramento do trabalho desenvolvido na presente tese no âmbito do
projeto DEMOCON.
Figura 9 - Fases do projeto DEMOCON, enquadramento da tese de dissertação
3.4 A ETAR de Bucelas
O esquema geral da ETAR de Bucelas é ilustrando na Figura 10, identificando as diversas unidades de
tratamento instaladas, segundo o nível de tratamento: preliminar, primário, secundário e terciário. O
percurso normal de circulação das águas residuais na ETAR tem início com o seu transporte desde o
poço de entrada até a operação de gradagem/tamisador, através do sistema de elevação (parafusos
de Arquimedes). Depois, de transitar pelo tanque de desengorduramento, o efluente é encaminhado
para o tratamento biológico em vala de oxidação (arejamento prolongado) seguindo-se a filtragem
através de filtros de areia e, por último, a desinfeção por radiação ultravioleta. O meio hídrico recetor
do efluente tratado é o rio Trancão.
Tarefa 1: Estudo de opções de monitorização e
controlo operacional e seleção da base de trabalho
a usar no estudo de caso
Tarefa 2: Conceção de um modelo mecanístico não
linear para simular o comportamento dinâmico da
ETAR estudada
Tarefa 3: Calibração e validação da estrutura do
modelo dinâmico, com dados experimentais da
ETAR
Tarefa 4: Desenvolvimento e validação da
metodologia expedita para supervisão e controlo
avançados na ETAR estudada
Foco da tese:
1 – Colaboração nas
campanhas experimentais na
ETAR estudada
2 – Realização dos ensaios
respirométricos
3 – Determinação de
parâmetros cinéticos e
estequiométricos do modelo
matemático
4 – Determinação das frações
de CQO no afluente à ETAR
Projeto DEMOCON
31
Figura 10 - Planta da ETAR de Bucelas (adaptado de Ribeiro 2014a)
Na Figura 11, incluem-se algumas imagens das visitas de Bucelas.
a b
32
Figura 11 – Visitas a ETAR: (a) poço afluente, (b) vala de oxidação, (c) decantador biológico, (d) filtro de areia, (e) filtro de prensa, (f) desarenador, (g) vista geral
.
c
e
d
f
g
33
4. Materiais e Métodos
4.1 Introdução
No âmbito da dissertação, o trabalho proposto foi dividido em duas partes. Numa parte, foi realizado
trabalho de campo, e de outra, onde se realizou ensaios laboratoriais. O trabalho de campo teve lugar
na ETAR de Bucelas. Consistiu na colheita de amostras de águas resíduas afluentes para a realização
de ensaios de respirometria, utilizando para tal, um respirómetro instalado no LNEC, concretamente no
Núcleo de Engenharia Sanitária (NES). Geralmente, as visitas técnicas à ETAR foram feitas no período
da manhã, ficando reservado para a tarde, o ensaio de respirometria. Esta atividade desenvolvida foi
integrada no projeto DEMOCON, teve o seu arranque oficial no dia 9 de Abril de 2014.
Nos dias 15/16 de Julho e 15/17 de Outubro de 2014, foram realizadas as campanhas experimentais
preliminares CP1 e CP2. O objetivo destas campanhas foi identificar os pontos de estudo e obter os
primeiros dados de monitorização das variáveis do sistema de tratamento biológico, descritas no
subcapítulo 4.5.
4.2 Colheita de amostras
As amostras (água residual e licor misto), destinadas à respirometria foram colhidas em dois locais
distintos na ETAR de Bucelas. Foi feita a recolha de 9 litros de água residual, a jusante do canal parshall
(zona de descarga) e depois colocado em garrafas de plástico escuro. A colheita realizou-se nos
períodos em que não se verificou recirculação interna de efluentes para o poço de entrada das águas
residuais brutas, resultante de algumas operações unitárias, nomeadamente, dos filtros de areia e de
banda. Contudo, esta situação pode alterar não só o estado físico e composição das mesmas, bem
como, a caracterização da componente orgânica presente. Na zona de descarga, numa das valas de
oxidação foi feita a recolha de 1 litro de licor misto (MLSS), durante o período em que esteve ligado o
sistema arejamento. Os ciclos de arejamento estão programados para funcionar intermitentemente em
intervalos de 1h.
Figura 12 - Figura 12- Locais de colheita: (a) ponto de descarga vala de oxidação, (b) canal de parshall
a b
34
4.3 Descrição do respirómetro utlizado
O respirómetro instalado no LABES (Laboratório de Engenharia Sanitária do LNEC) foi construído e
usado por Almeida (1999) e em Ribeiro (2011). O sistema de respirometria na variante LSS – efetua a
medição de oxigénio em fase líquida e em regime estático, também conhecida por “respirometria
fechada”. Este equipamento é constituído por um conjunto de quatro biorreatores (frascos de vidro) e
quatro sensores de oxigénio dissolvido - OD, instalados em cada unidade. Os reatores também
designados por OUR1, OUR2, OU3 e OUR4 são colocados numa cuba metálica com um sistema de
termostatização por banho de água controlada por um sensor de temperatura. Na base superficial foram
inseridas placas de agitação, que por ação de barras magnéticas colocadas em cada reator, promovem
a homogeneização contínua (300 rpm). O ar a injectar no conteúdo do reator é fornecido através de
uma garrafa de ar seco comprimido (com válvula de pressão), localizada nas imediações do
equipamento e acionado por controlador automático. O registo dos dados é feito através de um
computador interligado ao respirómetro.
Os reatores OUR têm uma capacidade de volume de 2,5 l. Na parte superior possuem estrutura de
material polimérico do tipo plexiglass. Esta estrutura dispõe de um orifício onde é introduzido o tubo de
alimentação de ar comprimido e de uma câmara de expansão, de modo, a evitar eventuais perdas de
conteúdo durante o fornecimento de ar, atendendo a forte agitação e formação de espuma durante os
ciclos de arejamento. Com objetivo de minimizar esses efeitos referidos e limitar as trocas gasosas com
o ambiente exterior devido a existência de um orifício no topo das câmaras de expansão, optou-se,
assim, por colocar pedras na base das mesmas e reforçar as juntas com braçadeiras de borracha. As
restantes junções constituintes do reator são isoladas com material de PVC para prevenir fugas de
matéria.
Figura 13 - Instalação de respirometria
O painel controlo do respirómetro aplica de modo automático os intervalos de valores definidos pelo
utilizador para injeção de ar, no período de arejamento. Para arranque e interrupção de ar no regime
de arejamento foi estabelecido um set-point, entre os valores de 60 a 85% de saturação de oxigénio
dissolvido. O oxigénio dissolvido é medido, em cada reator, através de uma sonda de OD da Danfoss
(OXY 1100). A termostatização do banho não se encontrava a funcionar na altura dos ensaios por
Câmara de
expansão
Banho
termoestático
Sonda de
oxigénio
Reactor
biológico
Barra
magnética
Placa de
agitação
Pedra difusora
Sensor de
temperatura
Terminal
controlo
Fornecimento
de ar
Registo de
dados
Termóstato
Câmara de
expansão
Banho
termoestático
Sonda de
oxigénio
Reactor
biológico
Barra
magnética
Placa de
agitação
Pedra difusora
Sensor de
temperatura
Terminal
controlo
Fornecimento
de ar
Registo de
dados
Termóstato
35
problemas técnicos. Segundo Almeida (1999) o set-point aplicado a temperatura do banho deve estar
entre 20º C, sendo medido através de um sensor de temperatura PT100. Na maioria das vezes, os
ensaios de respirometria foram realizados em dias quentes, para manter a temperatura do banho
aproximadamente a 20º C foi preciso adicionar placas de gelo.
O sistema de aquisição de dados interligado ao respirómetro - programa DATALOG - regista
continuamente os valores de concentração de oxigénio dissolvido, temperatura e de tempo no decorrer
do ensaio experimental.
Figura 14 - Setup do programa DATALOG (aquisição de dados)
4.4 Protocolo experimental no laboratório
O protocolo experimental seguido para este trabalho foi elaborado por Ribeiro (2014). E descreve de
forma sucinta, os passos a seguir na fase de preparação, no decorrer e término da atividade laboratorial
de modo a obter os respirogramas com a vista a estimar os parâmetros de modelação. É também
indicada toda informação relativa a reserva de amostras para a determinação analítica a ser efectuada,
no início e no final de cada ensaio de respirometria.
4.4.1 Preparação do ensaio respirométrico
Na preparação do ensaio de respirometria foi feito um duplicado com as amostras de água residual e
também com a adição de licor misto (MLSS) do tanque de arejamento. O volume total presente em
cada reator foi de 2 L. Nos ensaios em presença de inóculo, as condições experimentais são
influenciadas pela composição das águas residuais e, sobretudo, pela escolha da razão
substrato/biomassa (S/X), (g CQO.g SSV-1). Para se obter um respirograma representativo da cinética
de crescimento da biomassa heterotrófica, foi previamente fixada uma razão de (S/X)(g CQO.g SSV-1),
igual a 2. Esta razão foi mantida constante, à exceção do último ensaio realizado, onde foi considerado
o dobro da quantidade de inóculo. Foi adicionado um volume de inóculo (licor misto) com uma
concentração de sólidos totais voláteis (SSV) conhecida, de forma a manter constante o valor de S/X.
Os SSV é um valor estimado a partir da concentração de sólidos suspensos totais (SST), tendo como
36
referência os valores fornecidos pela Simtejo. Estes dados foram sendo continuamente atualizados
com base nas medidas feitas em laboratório, através de ensaios analíticos as amostras para determinar
os SST e SSV. Foi admitida uma gama de valores para os SSV no início de cada ensaio de
respirometria entre 3587 a 4165 g SSV.m-3. Por outro lado, foram obtidos valores da CQO e SST
através das medições da sonda s::can (espectofotómetro submersível), instalada no âmbito do projeto
DEMOCON. Esta sonda teve por objetivo monitorizar em contínuo a composição das águas residuais
afluentes, nomeadamente, os parâmetros de CQO, SST e azoto amoniacal, (Figura 15).
Figura 15 – (a) preparação de OUR, (b) disposição de sonda s::can
A atividade das bactérias nitrificantes foi inibida por adição de uma solução de aliltioureia (ATU), no
volume de biorreator. Assim, nos respirogramas é refletida apenas o consumo biológico de oxigénio
associado as bactérias heterotróficas.
4.4.2 Adição de substrato sintético
O crescimento das bactérias heterotróficas está associado à degradação de substrato exógeno
rapidamente biodegradável. À medida que decorre este processo biológico, verifica-se uma diminuição
contínua da taxa de consumo de oxigénio, derivado da disponibilidade ou limitação de substrato
presente. Na curva de respiração do respirograma é possível observar um patamar estável,
correspondendo, ao período de respiração endógena.
O método para determinar a taxa específica máxima de crescimento heterotrófico, consiste primeiro,
em identificar o período de respiração endógena, e depois, induzir um período de crescimento
exponencial não limitado da biomassa heterotrófica, através da adição de uma quantidade de substrato
sintético na forma solúvel rapidamente biodegradável.
O procedimento descrito por Almeida (1999) indica o fornecimento de acetato de sódio (CH3COONa),
numa quantidade igual a 0,27 g nos ensaios com água residual afluente e 0,34 g na presença de inóculo
a b
37
de lamas mistas. A disposição considerada foi OUR 1 e OUR 2 referido às amostras de águas residuais
(AR), e OUR 3 e OUR 4 inoculadas (AR+LM). Esta configuração foi depois alterada nos ensaios
realizados no dia 2-Julho-2014, e a partir de diante (OUR 1 e 3) passou a AR e (OUR 2 e 4) foi AR+LM.
A adição de acetato deve ser feita respeitando um intervalo de 24 h, após o arranque do ensaio
(aproximadamente a meio da atividade experimental). Pretendeu-se, que nesse momento, o consumo
de oxigénio esteja associado predominantemente à respiração endógena, possibilitando identificar
melhor o aumento da atividade microbiana.
No laboratório a adição de acetato foi efetuada aproveitando uma ciclo de (não) arejamento. Utilizando
uma pipeta volumétrica foi colhido um volume de amostra (30 ml) da mistura reacional do biorreator
para diluição prévia com acetato de sódio.
4.4.3 Determinação de parâmetros analíticos na água residual
Antes de iniciar o ensaio respirométrico e após a sua conclusão foram recolhidas amostras dos reatores
OUR 1, 2, 3, e 4 e posteriormente colocados em frascos de plástico de 250 ml. Em seguida foi feita a
caracterização analítica das respetivas amostras para determinar os seguintes parâmetros: CQO total
e CQO filtrado. Recorrendo a técnica de espectofometria de absorção molecular e uso de kits em cuvete
de LANGE:
LCK 114. Gama de medida: 150 – 1 000 gO2.m-3 (CQOt).
LCK 314. Gama de medida: 15 – 150 gO2.m-3 (CQOt e CQOf).
Para determinação de CQO filtrada, as amostras foram filtradas através da utilização de filtros seringa
com membrana 0,45 mm de material polipropileno.
Da colheita feita no tanque de lamas ativadas (subcapítulo 4.2), foi reservado um volume de amostra
de licor misto para a determinação dos sólidos suspensos totais (SST) e de sólidos suspensos voláteis
(SSV). No final de cada ensaio de respirometria, também, se reservou uma porção de amostra dos
OUR para efetuar o mesmo procedimento analítico. Os resultados obtidos serviram como uma base
para a preparação dos OUR, referido (subcapítulo 4.4.1).
Para determinar os sólidos suspensos totais (SST) e os sólidos suspensos totais voláteis (SSV), foi
seguida a metodologia descrita no Standard Methods of Examination of Water and Wastewater
(Clesceri et al., 1998, citados por Ribeiro, 2011). No caso de não ter sido logo feito a os ensaios
analíticos as amostras, foi preservada a sua composição por condicionamento em ambiente seco e
refrigerado numa câmara frigorífica.
38
4.5 Trabalho experimental feito na ETAR
4.5.1 Aspetos Gerais
O trabalho exeprimental realizado na ETAR de Bucelas teve a colaboração da entidade gestora
(SimTejo), em parceria com uma equipa técnica do IST e LNEC. Nos dias 15 e 16 de Julho de 2014,
realizou-se a campanha preliminar 1 e nos dias 15 e 17 de Outubro de 2014, a campanha preliminar 2.
Os objetivos porpostos, passaram por testar o plano de monitorização definido no projeto DEMOCON
e equacionar soluções técnicas para se obter as melhores condições de medição e de colheita de
amostras. Os resultados obtidos serão usados na calibração e validação de sensores do modelo
matemático, adaptado ao caso de estudo – A ETAR de Bucelas.
Nas ETAR de pequena dimensão é frequente observar-se dificuldades na instalação de equipamento
de monitorização em certos locais específicos devido a reduzida dimensão dos dispositivos, canais de
entrada e saída, requerendo em alguns casos obras de ampliação (Ribeiro, 2011).
A recirculação interna verificada na ETAR pode ter influenciado a avaliação feita à composição das
águas residuais, em particular, as destinadas à resporimetria. Por outro lado, esta limitação também
pode ser vista como um fator adicional, nas considerações obtidas através da aplicação da técnica
entre os períodos de Abril a Outubro de 2014.
4.5.2 Operação da ETAR em dias de campanha
Apresentam-se, algumas notas gerais sobre as condições de funcionamento da ETAR no dia 15 e 16
de Julho, descritas seguidamente:
No primeiro e segundo dia da (CP-1) registou-se: tempo seco, baixa humidade relativa e
temperatura média a rondar os 30ºC.
No tratamento biológico observou-se condições de funcionamento normais.
Nos dias de 15 a 17 de Outubro (2ª campanha), foram observadas melhorias na operação da
generalidade das unidades de tratamento em funcionamento.
39
4.5.3 Medições na ETAR
O trabalho de campo foi repartido entre os vários elementos que se deslocaram a Bucelas. No total são
11 as atividades, apresentam-se de seguida, (Quadro 5). A informação completa encontra-se descrita
no relatório técnico #2 (Ribeiro, 2014a).
Quadro 5 - Descrição da campanha preliminar 1 (adaptado de Ribeiro, 2014a).
Tarefa Descrição da Tarefa
T1 Montagem e preparação de equipamento monitorização, amostrados da ISCO e sonda YSI
para medição de perfil de arejamento em vala de oxidação.
T2 Recolha e preservação das amostras de águas residuais e de licor misto do tanque de
arejamento para a respirometria.
T3 Calibração local do specto::lyser.
T4 Medição da sedimentação do licor misto, teste de velocidade e do SVI (Sludge Volume Index).
T5 Medição de altura do manto de lamas no sedimentador.
T6 Monitorização de azoto no tanque de arejamento durante o perfil de arejamento.
T7 Monitorização de OD ao longo da vala de oxidação durante o perfil de arejamento.
T8 Medição do nível de líquido nos descarregadores da vala de oxidação.
T9 Verificação da programação de controlo da ETAR.
T10 Paragem de medições e retirada de equipamento.
T11 Ensaio de respirometria.
A Tarefa 11 consistiu na colheita de amostras para os ensaios de respirometria. Para as outras
atividades foi feito o acompanhamento, principalmente da T7, dado que a informação relativa ao
tratamento biológico constitui a base de desenvolvimento dos trabalhos relacionados com a
respirometria. No subcapítulo 4.5.4 é descrito o trabalho realizado para a tarefa (T7).
4.5.4 Monitorização de OD ao longo das valas oxidação T7
O sistema de arejamento na ETAR é assegurado por dois arejadores mecânicos, colocados em série
do tipo escova instalados à superfície do nível do líquido e funcionando de modo intermitentemente. O
reator biológico tem uma forma oblonga, possibilitando que o efluente circule lentamente. O primeiro
arejador fornece o O2 necessário a degradação de matéria carbonácea, o segundo tem por objetivo
promover a nitrificação (se a matéria orgânica já for escassa). Se os processos anteriores forem
eficientes na zona aeróbia e se existir ainda fonte de carbono junto com baixa concentração de O2,
pode ocorrer a desnitrificação na zona anóxica.
No âmbito do trabalho de mestrado, foi feito o acompanhamento da T7, e, é importante realçar o que
de mais significativo se fez nesta campanha.
40
No trabalho de campanha, procedeu-se a observação das condições de arejamento na zona aeróbia e
na zona anóxica da vala de oxidação nº1 da ETAR de Bucelas. O set-point definido para que ocorram
os processos de remoção biológica de matéria orgânica e a nitrificação estão estabelecidos por regra
heurística, a concentração de oxigénio dissolvido deve ser igual ou superior a 1,5 mg O2/l no seio do
licor misto (Metcalf & Eddy, 2004). Neste sentido foram realizadas marcações ao longo da vala de
oxidação nº1 (Figura 16), com o objetivo de monitorizar a concentração de oxigénio dissolvido em cada
ponto após o arranque do ciclo arejamento. A sonda YSI possibilitou medir a duas profundidades (1 e
2 m) registando-se valores na gama de 0,60 mg/l (ponto 7) e 2,22 mg/l (ponto 2).
Figura 16 – Pontos de medição: vala de oxidação da ETAR (adaptado de Ribeiro, 2014a)
4.6 Obtenção dos valores da OUR para construção dos respirogramas
Neste subcapítulo (4.6), apresenta-se o procedimento de cálculo seguido para a construção dos
respirogramas, a partir da informação adquirida do sistema de respirometria. A parte operativa do
respirómetro regista os valores de saturação em oxigénio dissolvido, temperatura e de tempo. De
seguida, foram transferidos os dados para o computador acoplado a parte operativa do sistema de
respirometria (programa DATALOG).
Em respirometria, os dados utilizados são apenas, os para os quais, se assegura a condição de
saturação por oxigénio (não-limitação OD), segundo o pressuposto referido no subcapítulo 2.4.8. A
solubilidade do oxigénio em fase líquida depende da temperatura. Durante as medições nos ensaios
de respirometria houve períodos de tempo com alguma variação da temperatura, em função disso
procede-se a sua correção. Deste modo, admitindo uma salinidade nula e a pressão padrão de 1
atmosfera, o efeito da temperatura na concentração de saturação de OD pode ser calculado, através
da equação 22 (Almeida,1999).
𝑆𝑂_𝑠𝑎𝑡 = (14,62 − 0,3898𝑇 + 0,00696𝑇2 − 5,897 × 10−5𝑇3) (22)
Assim, o primeiro passo no tratamento dos dados consistiu em converter os dados respirométricos
obtidos em (% do valor de saturação) em valor de concentração de oxigénio dissolvido, utilizando para
tal os valores de temperatura registados em simultâneo (equação 23).
𝑆𝑂 = (14,62 − 0,3898𝑇 + 0,00696𝑇2 − 5,897 × 10−5𝑇3) × 𝑆𝑜_𝑠𝑎𝑡 (23)
41
Sendo que:
SO_sat – Concentração de saturação de oxigénio dissolvido (g O2.m-3)
SO – Concentração de oxigénio dissolvido (g O2.m-3)
T – Temperatura (ºC)
Em seguida, para calcular a taxa de respiração foi feito, sequencialmente, para os diferentes períodos
de diminuição consecutiva do nível de oxigénio dissolvido, ou seja, para os diversos períodos de (não)
arejamento, um ajustamento linear aos pontos, cujo declive é um valor pontual da taxa de respiração,
identificado na Figura 17.
Figura 17 - Perfil de decréscimo de oxigénio registada na fase de desarejamento no respirómetro (adaptado de Kohler, 2008)
O painel de controlo associado ao respirómetro permite aplicar de modo automático os valores
estabelecidos pelo utilizador para o regime de arejamento dos reatores OUR. O set-point aplicado para
o arranque e a interrupção de ar foram iguais a 65% e 80% de saturação em oxigénio dissolvido,
respetivamente.
Optou-se, assim, por calcular a taxa de consumo de oxigénio para cada período contínuo de
decaimento OD considerando uma regressão linear aos valores de OD versus tempo, já referido. Foi
necessário eliminar todos os valores anómalos de So, considerados “outliers” antes de calcular ro. A
interferência verificada durante as medições de OD no ensaio, podem ser resultantes da existência de
bolhas de ar ou de gorduras na membrana das sondas.
𝑟𝑂 =𝑑𝑆𝑜
𝑑𝑡 (24)
Onde:
ro – Taxa de consumo de consumo de oxigénio, equivalente à taxa de respiração total (g O2.m-3.h-1)
So – Concentração de oxigénio dissolvido (g O2.m-3)
t – Tempo de medição de oxigénio dissolvido (h)
O método experimental aplicado neste trabalho é dependente do tipo de configuração de respirómetro
utilizado para avaliar a respirometria. Os sensores colocados em cada reator, efetuaram medições em
42
condições de ausência de entrada/saída de caudais no biorreator. Consequentemente, ao nível de
tratamento dos resultados, permitiu ter uma menor interferência no registo dos dados de OD e facilitou
os cálculos com o balanço de massa ao oxigénio em fase líquida no biorreator, aparecendo apenas o
termo associado à taxa de respiração dos microrganismos derivado dos processos biológicos (equação
16 e 24).
Os respirogramas são representações gráficas da taxa de respiração (ro) em função do tempo de ensaio
(t).
O consumo total de oxigénio acumulado ao longo do ensaio respirométrico pode ser calculado, através
da integração dos valores correspondentes a área subjacente da curva de respiração, de acordo com
equação 25.
𝑟0(𝑎𝑐𝑢𝑚𝑢𝑙𝑎𝑑𝑜) = ∫ 𝑟𝑂𝑑𝑡𝑡
𝑜 (25)
Sendo que:
ro(acumulado) – Consumo acumulado de oxigénio dissolvido ou carência em oxigénio dissolvido (g O2.m-3)
ro – Taxa de consumo de oxigénio, equivalente à taxa de respiração total (g O2.m-3.h-1)
t – Tempo de ensaio experimental (h)
A integração foi feita utilizando a regra dos trapézios.
4.7 Estimativa de parâmetros de modelação de lamas ativadas a partir
de respirogramas
O ASM1 foi o modelo de tratamento biológico selecionado para integrar o modelo matemático descritivo
do funcionamento da ETAR, de pequena dimensão. A sua aplicação requer a atribuição de valores
iniciais para alguns dos seus parâmetros, de processos biológicos associados à remoção de carga
orgânica presente nas águas residuais.
Os parâmetros de modelação a incluir na estrutura do ASM1, implica o conhecimento dos valores das
seguintes variáveis:
Rendimento da biomassa heterotrófica (YH) a partir do substrato rapidamente biodegradável,
parâmetro estequiométrico
Taxa específica máxima de crescimento heterotrófico (µHmáx) a partir de substrato rapidamente
biodegradável, parâmetro cinético
Taxa especifica máxima de decaimento de biomassa heterotrófica (bH), parâmetro cinético
Taxa específica máxima de hidrólise (kh1 e/ou kh2) do substrato lentamente biodegradável,
parâmetro cinético
Estimativa do fracionamento do conteúdo orgânico presente nas águas residuais afluentes:
Biomassa heterotrófica na água residual afluente (XH0 e XH2).
Substrato rapidamente biodegradável na água residual afluente (SS).
43
Substrato lentamente biodegradável na água residual afluente, designadamente as frações (XS1
e XS2).
Apresentam-se, de seguida, a estratégia de cálculo utilizada para a estimativa dos parâmetros e frações
de CQO a incluir na estrutura do ASM1, proposto para o caso estudo – A ETAR de Bucelas.
4.7.1 Rendimento Heterotrófico YH
O rendimento heterotrófico (YH) é um parâmetro estequiométrico, que reflete a razão existente entre a
quantidade de biomassa produzida (matéria celular) e a CQO degradada no processo aeróbio dos
microrganismos heterotróficos. Uma parte desse substrato é utilizado no metabolismo aeróbio
energético, traduzido no valor de (1-YH), o restante é encaminhado para a incorporação em nova
biomassa celular (YH) (Figura 18).
Figura 18 - Representação esquemática da utilização de substrato pelos microrganismos heterotróficos (adaptado de Spanjers et al., 1996)
O método de cálculo para a estimativa de YH, foi seguido do procedimento descrito por Almeida (1999).
Inicialmente consistiu em identificar na curva de respiração do respirograma, o período, no qual, o
consumo de oxigénio se apresentou com uma taxa estável e que possa ser atribuído, essencialmente,
a respiração endógena. Nesta fase, é feita a adição de uma certa quantidade conhecida de CQO
(acetato de sódio), designado por Ssacetato, sob a forma de substrato rapidamente biodegradável. Em
resultado ocorre um aumento pronunciado nos valores de taxa de respiração, traduzido por um pico no
respirograma.
A quantidade de substrato Ssacetato adicionado ao volume do biorreator é referido no Quadro 6.
Quadro 6 - Valor de CQO adicionado aos OUR
V (biorreator) Quantidade de acetato de
sódio adicionado (mg) Concentração de CQO (mg O2
acetato / V (biorreator)
OUR 1 0,277 108,5
OUR 2 0,277 135,6
OUR 3 0,347 108,5
OUR 4 0,347 135,6
Energia + CO2 + H2O
Biomassa formada
YH
1-YH
O2 H2O
44
A integração deste troço específico da curva respirométrica, ou seja, a área debaixo do pico identificado
na curva do respirograma (Aoacetato), corresponde a um consumo de oxigénio acumulativo nesse mesmo
período. Com base nesta informação, o valor de YH pode ser estimado a partir da seguinte equação:
𝑌𝐻 = 1 −𝐴𝑜𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜
𝑆𝑠𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 (26)
4.7.2 Taxa específica máxima de crescimento heterotrófico μHmáx
A estimativa da taxa específica máxima de crescimento heterotrófico (μHmáx) é feita a partir da mesma
resposta respirométrica à adição de acetato no biorreator. No intervalo de tempo imediatamente após
se verificar a adição na amostra.
A equação 27, segundo o modelo ASM1, significa o oxigénio consumido na taxa de respiração aeróbia
dos heterotróficos.
𝑟𝑜 =1−𝑌𝐻
𝑌𝐻𝜇𝐻𝑚á𝑥 𝑆𝑠
𝐾𝑠+𝑆𝑠.𝑆𝑜
𝐾𝑜+𝑆𝑜𝑋𝐻 (27)
ro – Taxa de consumo de consumo de oxigénio, equivalente à taxa de respiração total (g O2.m-3.h-1)
XH – Concentração de biomassa heterotrófica (g O2.m-3)
YH – Rendimento em biomassa heterotrófica (g CQO.g VSS-1)
μHmáx – Taxa específica máxima de crescimento heterotrófico (g O2.m-3)
Admitindo que nesse período, a taxa especifica máxima de crescimento é significativamente superior a
taxa de decaimento da biomassa heterotrófica, ou seja, μHmáx>>bH. O cálculo de μH
máx resulta da
evolução da taxa de respiração em escala logarítmica natural, ln (ro/r(t=0)) em t, sendo que o declive da
reta é equivalente a μHmáx.
𝑙𝑛𝑟𝑜
𝑟𝑜0 = 𝜇𝐻
𝑚á𝑥 𝑡 (28)
Em que ro0 é igual a taxa de consumo de oxigénio heterotrófico no momento da adição de CH3COONa
(sendo dado em gO2.m-3.h-1).
4.7.3 Taxa de decaimento de biomassa heterotrófica bH
O cálculo da constante de decaimento da biomassa heterotrófica (bH) é baseado no conceito de morte-
regeneração ou em alternativa de um modelo clássico (bH´). No primeiro é descrito o processo
decaimento da biomassa heterotrófica pelo modelo ASM1. No modelo clássico é considerado um
processo de geração de energia, em que parte da biomassa é oxidada gerando apenas produtos
particulados (Xp).
No primeiro, o decaimento não acarreta consumo de oxigénio, mas parte da biomassa inativa é
reconvertida em substrato rapidamente biodegradável através do processo de hidrólise, sendo que
depois é utlizado pela biomassa heterotrófica no processo de assimilação, acompanhado do
correspondente consumo de oxigénio.
45
Alternativamente, pode admitir-se que a variação do valor de bH com o de SS segue uma switching
function, aproximando-se de bHmáx apenas quando o valor de SS é muito inferior em relação a XH, esta
condição é visível na parte final do ensaio de respirometria, nas quais a biomassa ativa entra em
decaimento devido ao esgotamento de substrato exógeno, após ter estado em regime de respiração
endógena (valores de ro comparáveis aos iniciais).
𝑏𝐻 = 𝑏𝐻𝑚á𝑥 𝐾𝑏
𝐾𝑏+𝑆𝑆/𝑋𝐻 (29)
Neste período, também se pode relacionar bH’ e bH, pela equação 30, através do respetivo balanço de
massa a biomassa em condições de respiração endógena, i.e., em que não há aporte de substratos
externos.
𝑑𝑋𝐻
𝑑𝑡= −𝑑𝑒𝑐𝑎𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 = −𝑏𝐻
′ 𝑋𝐻 (30)
Por outro lado, na equação 31, salienta-se o facto de que a taxa de crescimento a partir de substrato
lentamente biodegradável (XS) é limitada pela taxa de produção deste último por decaimento,
considerando como sendo o processo mais lento.
𝑑𝑋𝐻
𝑑𝑡= −𝑑𝑒𝑐𝑎𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑝𝑎𝑟𝑎 𝑋𝑝 − 𝑑𝑒𝑐𝑎𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑋𝑆 + 𝑐𝑟𝑒𝑠𝑐𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 à 𝑐𝑢𝑠𝑡𝑎 𝑑𝑒 𝑋𝑆 (31)
Dividindo a equação (30) pela (31), deduz-se a expressão (32).
𝑏𝐻 =𝑏𝐻′
1−𝑌𝐻(1−𝑓𝑝) (32)
Integrando a equação (32), entre o instante inicial de entrada em respiração endógena e qualquer outro
instante subsequente, obtêm-se:
𝑙𝑛𝑋𝐻
𝑋𝐻𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 = −𝑏𝐻
′ 𝑡 (33)
Segundo o modelo clássico da fase endógena e admitindo que, em cada instante, toda a biomassa XH
está em respiração ativa, a taxa de consumo de oxigénio é descrita através de:
𝑟𝑜 = 𝑏𝐻′ 𝑋𝐻 ou 𝑋𝐻 =
𝑟𝑜
𝑏𝐻′ (34)
Substituindo a equação (34) na (33), resulta a equação de uma reta de ln (ro/r(t=0)) em função de t, cujo
declive tem o valor de bH’ o que pode, por sua vez, ser convertido no valor de bH (ASM1) utilizando a
equação (35).
𝑙𝑛𝑟𝑜
𝑟𝑜𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 = −𝑏𝐻 𝑡 (35)
4.7.4 Taxa específica máxima de hidrólise kh
O processo de conversão em substrato facilmente biodegradável por hidrólise do substrato lentamente
biodegradável é considerado como dependente da concentração deste último, relativamente à
concentração de biomassa, através da seguinte lei de saturação:
46
𝑟ℎ = (1 − 𝑓𝑆𝑙)𝑘ℎ𝑋𝐻 = (1 − 𝑓𝑆𝑙)𝑘ℎ𝑚á𝑥
𝑋𝑆𝑋𝐻⁄
𝐾𝑜+𝑋𝑆
𝑋𝐻⁄𝑋𝐻 (36)
O oxigénio consumido associado a degradação biológica de substrato facilmente biodegradável é
descrito pela seguinte equação:
𝑟𝑠 =1
𝑌𝐻𝑟𝐻 =
1
𝑌𝐻𝜇𝐻𝑋𝐻 =
1
𝑌𝐻𝜇𝐻𝑚á𝑥 𝑆𝑆
𝐾𝑆+𝑆𝑆
𝑆𝑜
𝐾𝑜+𝑆𝑜𝑋𝐻 (37)
No biorreator, em termos respirométricos, a conversão de substrato facilmente biodegradável é
expressa pelo seguinte balanço de massa, equação (38).
𝑑𝑆𝑆
𝑑𝑡= 𝑓𝑜𝑟𝑚𝑎𝑑𝑜 𝑝𝑜𝑟 ℎ𝑖𝑑𝑟ó𝑙𝑖𝑠𝑒 − 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜 𝑝𝑒𝑙𝑎 𝑏𝑖𝑜𝑎𝑠𝑠𝑎 ℎ𝑒𝑡𝑒𝑟𝑜𝑡𝑟ó𝑓𝑖𝑐𝑎 = 𝑟ℎ − 𝑟𝑠 (38)
Após ocorrer o consumo do substrato facilmente biodegradável inicialmente fornecido à biomassa, a
disponibilidade deste para o crescimento heterotrófico, passa a depender da taxa de hidrólise de
substrato lentamente biodegradável. No início desta fase, pode ser admitido que a concentração SS se
mantém constante no tempo. Das equações (36), (37) e (38), resulta:
𝑑𝑆𝑆
𝑑𝑡≈ 0 ≈ (1 − 𝑓𝑆𝐼)𝑘ℎ −
1
𝑌𝐻𝜇𝐻 ou (1 − 𝑓𝑆𝐼)𝑘ℎ ≈
1
𝑌𝐻𝜇𝐻 (39)
Introduzindo-se a equação (27), correspondente ao consumo de oxigénio, segundo o modelo ASM1,
vem que:
𝑟𝑜 =1−𝑌𝐻
𝑌𝐻𝑟𝐻 =
1−𝑌𝐻
𝑌𝐻𝜇𝐻𝑋𝐻 ≈ (1 − 𝑌𝐻)(1 − 𝑓𝑆𝐼)𝑘ℎ𝑋𝐻 (40)
Se a fração inerte resultante da hidrólise for considerada insignificante face à fração rapidamente
biodegradável (fSI≈ 0), então a equação (40) é simplificada, sendo igual:
𝑘ℎ ≈𝑟𝑜ℎ
𝑋𝐻
1
1−𝑌𝐻 (41)
Esta equação permite estimar o valor de kh identificando na curva de respiração o ponto correspondente
ao esgotamento de substrato rapidamente biodegradável (roh). Se, nesse período, houver excesso de
substrato lentamente biodegradável em relação à biomassa heterotrófica (XS>>> XH), deste modo kh ≈
khmáx.
4.7.5 Estimativa da concentração biomassa heterotrófica XH
A fração de biomassa heterotrófica inicial (XHo) pode ser quantificada nas águas residuais, para isso, é
necessário conhecer o valor de rendimento em biomassa heterotrófico (YH) e da taxa específica máxima
de crescimento de biomassa heterotrófica (µHmáx). Além disso, é usado o valor da taxa de respiração
no instante de tempo inicial ro(t=0) (equação 42).
𝑋𝐻𝑜 ≈𝑌𝐻
1−𝑌𝐻
𝑟𝑜(𝑡=0)
µ𝐻𝑚á𝑥 (42)
Pode, igualmente, ser estimado o valor de concentração de biomassa heterotrófica no momento de
exaustão do substrato rapidamente degradável presente nas águas residuais (XH1) e de acetato
fornecido (XH2). Para este cálculo, é necessário substituir na equação 42, o valor da taxa de utilização
47
de oxigénio no início do ensaio pela taxa registada nesse momento específico (valor máximo do pico
associado ao Aoacetato).
4.7.6 Estimativa das frações de substrato SS, Aoacetato, XS1 e XS2
Para a estimativa das frações de substrato que constituem a carga orgânica das águas residuais foi
sugerido uma proposta de divisão das áreas do respirograma, nas demais diversas componentes
representadas, tais como, o substrato rapidamente biodegradável (SS), substrato lentamente
biodegradável (XS1) ou pela eventualidade de existir outro grupo de biodegradação lenta (Xs2).
É necessário conhecer o valor de YH, o rendimento heterotrófico é um indicador da fração de CQO
convertida em nova biomassa heterotrófica. Atendendo às equações (27) e (37), verifica-se:
𝑟𝑆 =1
1−𝑌𝐻𝑟𝑜 ou (
𝑑𝑆𝑆
𝑑𝑡)𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜 =
1
1−𝑌𝐻(−
𝑑𝑆𝑜
𝑑𝑡) (43)
O valor de substrato rapidamente biodegradável (SS) pode ser estimado por integração da curva de
respiração entre o intervalo de tempo em que SS começa a ser consumido até a retoma da respiração
endógena. A integração da curva do respirograma pertencente a este troço permite relacionar a área
na parte inferior da curva (Aoi) e a fração de CQO biodegradável.
𝑆𝑆𝑖 =
1
1−𝑌𝐻𝐴𝑜𝑖 (44)
Para as restantes frações identificadas, o procedimento é análogo ao referido anteriormente, para cada
fração i de CQO biodegradável identificada no respirograma é utilizada a seguinte expressão genérica
45.
𝑋𝑆𝑖 =
1
1−𝑌𝐻𝐴𝑜𝑖 (45)
No entanto, pressupõe segundo o modelo ASM1, que fSI≈0.
48
5. Resultados e Discussão
5.1 Nota introdutória
No subcapítulo 4.7 foram apresentados os parâmetros de modelação do sistema de lamas ativadas.
Algumas simplificações foram consideradas na estrutura do modelo ASM1, uma vez que se pretende
simular, apenas, os processos biológicos das bactérias heterotróficas associados a remoção da carga
orgânica presente nas águas residuais.
Apresentam-se, no presente capítulo, os resultados da técnica respirométrica e de alguns parâmetros
analíticos das amostras recolhidas na ETAR. É feita uma interpretação qualitativa dos perfis dos
respirogramas obtidos e demonstrados os procedimento de cálculo utlizados para a estimativa dos
valores para alguns parâmetros e variáveis do modelo ASM1. A validade dos ensaios respirométricos
é testada através do balanço à CQO. Para isso, foi considerado os valores acumulados da taxa de
consumo de oxigénio, correspondentes as áreas inferiores da curva de respiração do respirograma,
com os valores obtidos da caracterização analítica feita às amostras no início e no final de cada ensaio
de respirometria; estas campanhas foram distribuídas entre os períodos de Abril e Outubro de 2014.
No Quadro 7 é descriminado a calendarização das datas de visita à ETAR, o número de respirogramas
viáveis e a duração dos ensaios respirométricos respetivos.
Quadro 7 – Informação sobre ensaios respirométricos
Data de recolha Integrante em campanha
Número de respirogramas viáveis
Duração do ensaio (h) Momento da adição de substrato (h)
09-04-2014 Não 3 42 19
28-04-2014 Não 3 44 21
14-05-2014 Não 2 47 23
02-07-2014 Não 2 50 26
16-07-2014 Sim 2 51 27
17-09-2014 Não 3 34 24
07-10-2014 Não 3 48 24
15-10-2014 Sim 4 47 24
5.2 Respirogramas
5.2.1 Análise qualitativa dos respirogramas
Apresentam-se na Figura 19, alguns exemplos de respirogramas sendo os restantes disponíveis em
Anexo I. Foi também reportado para o anexo I os valores medidos da caracterização analítica relativa
a CQO dos OUR e dos SST e SSV das diferentes amostras.
49
Figura 19 – Exemplo de respirogramas obtidos no presente trabalho
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR2
respiração endógena0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR2
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140702_OUR3
r respiração endógena0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140514_OUR4
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
30
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR1
respiração endógena0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR3
respiração endógena
50
A diferença qualitativa que seria de esperar dos ensaios de respirometria, em condições de ausência e
em presença de inóculo de lamas mistas, não é traduzida numa diferença de comportamento da
biomassa heterotrófica, atendendo a evolução da curva de respiração observada, para ambos os tipos
de respirogramas (e.g., 20140428_OUR1; 20140428_OUR3). Este facto, também, pode ser confirmado
nos restantes respirogramas disponíveis no anexo I. Estes podem demonstrar que as águas residuais
afluentes ao sistema de tratamento biológico, já se encontravam inoculadas, logo de início dos ensaios
de respirometria. Este aspeto é evidenciado pela experimentação, indicando a existência de uma
elevada concentração de biomassa ativa presente na afluência, no mesmo local onde foi feita as
colheitas destinadas à respirometria. É uma conclusão deduzida de um aspeto operacional relativo ao
funcionamento da ETAR. Conseguinte, a qualidade do efluente biológico que transita dos decantadores
para os filtros da areia foi devidamente alterada devido a uma quantidade significativa de sólidos
presentes, na massa líquida.
O efluente biológico que passa nestas condições por tratamento de afinação em filtros de areia, causa
a rápida colmatação da unidade, implicando que funcionam, permanentemente, os ciclos de lavagem
das telas dos filtros de areia. As águas de lavagem utilizadas são depois recirculadas para o poço de
entrada afluente à ETAR, conduzindo aos resultados semelhantes obtidos através da respirometria,
como já foi referido.
Por análise e interpretação dos perfis dos respirogramas são feitas as seguintes apreciações:
As águas residuais afluentes apresentam baixa predominância de matéria orgânica
rapidamente biodegradável, o que é possível constatar pela altura e espaçamento curto do pico
relativo a Ss. O rápido consumo de Ss, usualmente verificado no padrão das águas residuais
domésticas, pode estar associado com a natureza orgânica solúvel dos seus componentes
presentes na sua composição, tais como, ácidos gordos voláteis, álcoois ou aldeídos.
Em alguns respirogramas, não foi possível associar nenhuma fração orgânica a Ss. É atribuída
a fração particulada ou lentamente biodegradável (Xs). Exemplificado nos respirogramas
(20141007_OUR2;20141015_OUR2), derivado da maior contribuição de material sólido
presente nas águas residuais.
Na generalidade dos respirogramas, foi observado que a evolução do patamar da taxa de
respiração após o esgotamento de Ss, seguiu uma tendência de declínio suave num extenso
período de tempo até estabilizar na hipotética linha da respiração endógena, o que pode
justificar o que foi referido antes.
Em alguns casos, em vez da presença do pico implícito a Ss, foi possível observar uma ligeira
bossa, o qual sugere a existência de um segundo grupo de Xs. Após o esgotamento progressivo
de substrato lentamente biodegradável, referente ao grupo (Xs1), é identificado um ponto de
inflexão subsequente na curva de oxigénio (roh). Pode indicar um período de limitação da taxa
de respiração por processo de hidrólise, dado que o segundo grupo de substrato (Xs2), tornado
disponível é constituído por um conjunto de componentes mais limitados à degradação
biológica, onde se incluem as gorduras que podem estar presentes, ainda que, em
percentagem residual.
51
No ensaio de 20140514_OUR4 pode ter ocorrido uma sobreposição do pico de Sac a Xs2, em
resultado da adição de acetato sódio durante o ensaio, antes do segundo grupo de substrato
lentamente biodegradável ter sido efetivamente consumido.
No ensaio 20140702_OUR3 é identificado a presença das frações orgânicas de Ss, Xs1 e também na
forma de Xs2. Este respirograma serviu de exemplo para demonstrar a metodologia aplicada na
estimativa dos parâmetros e variáveis do modelo ASM1.
A menor contribuição de substrato rapidamente biodegradável observado a partir das áreas
correspondentes ao pico Ss, identificado na maior parte dos respirogramas, pode estar relacionada com
a influência das condições ambientais durante o período em que foi realizado a colheita de amostras
(e.g., 20141015_OUR2; 20141007_OUR2). Considerando, que o efeito da pluviosidade tem
interferência no sistema de tratamento, o fator de diluição pode ter contribuído para a alteração da
composição da CQO presente nas águas residuais. Existem, também, outro tipo de fatores que podem
afetar a disponibilidade de Ss nas águas residuais brutas que chegam a uma ETAR, tais como, a própria
qualidade do afluente ou a existência de fenómenos de oxidação na rede de coletores da ETAR.
Nielsen et al., (2006) citado por Mourato (2000) salienta que, os processos biológicos que decorrem
durante o transporte nos coletores e a presença de sulfuretos devem ser controlados, a fim de evitar o
consumo biológico de Ss, no transporte da massa líquida e aparecimento de condições de septicidade.
5.2.2 Análise da evolução da taxa de respiração em função do tempo
A taxa de respiração endógena não foi determinada durante os ensaios de respirometria. Foi atribuído
a um valor identificado próximo da taxa de respiração mínima.
No período inicial dos ensaios, uma parte do substrato orgânico rapidamente biodegradável (Ss)
consumido pode estar relacionado com a concentração de biomassa heterotrófica inicial (XHo). Na curva
de respiração é traduzida num aumento significativo da taxa de consumo de oxigénio, assinalada com
a observação de um pico na fase inicial do respirograma, já referido.
O esgotamento do substrato exógeno de Ss pode ser detetado na curva respirométrica, com a alteração
do seu declive, atingindo, de seguida, um patamar estável, sendo os valores da taxa de respiração
aproximadamente constantes (dSs/dt≈0). Este facto resulta não só do consumo de matéria orgânica
rapidamente biodegradável, mas também do aumento da relação XH/Xs, que reflete uma saturação da
taxa de hidrólise por excesso de concentração de substrato em relação à de biomassa hidrolisante, de
modo semelhante ao observado em Ribeiro, 2011.
Assim, o processo de hidrólise limita a taxa de degradação biológica de substrato lentamente
biodegradável, significando, em termos de cinética bacteriana, que existe um período de aclimatização
dos microrganismos às novas condições do meio ambiente após o esgotamento de Ss. As bactérias
possuem capacidade de produzir enzimas extracelulares, em condições de difícil acesso ao grupo de
substrato, constituído, na sua maioria, por compostos orgânicos na forma particulado. Deste modo, a
remoção de Xs é mais lenta do que a esperada em relação a oxidação inicial de Ss, sobretudo, devido
52
ao mecanismo de hidrólise apresentar uma taxa cinética mais lenta comparada com a verificada no
crescimento heterotrófico à custa de Ss (Petersen, 2000, citado por Ribeiro 2011).
O protocolo experimental seguido sugere a adição de acetato de sódio às amostras de modo a induzir
o crescimento exponencial das bactérias heterotróficas. As quantidades adicionadas foram sempre
constantes, sensivelmente, introduzidas a meio do ensaio. Os valores máximos da taxa de respiração
variaram para os diversos ensaios. Apesar disso, foi possível estabelecer uma relação linear entre o
crescimento da biomassa heterotrófica e o consumo de oxigénio após a adição do acetato,
possibilitando, assim, o ajustar uma equação linear aos valores pontuais do par (ro;t), nesse intervalo
específico. Foram obtidos valores próximos de R≈1, para maioria dos ensaios de respirometria.
O trecho final da curva de consumo de oxigénio é, normalmente, associado à respiração endógena.
Contudo, há um aspeto adicional que importa referir nos ensaios (20140702_OUR3; 20141007_OUR2).
Após se verificar o consumo do substrato rapidamente biodegradável, sob forma de acetato de sódio,
Ssacetato, a taxa respiração estabilizou para valores um pouco acima da linha da respiração endógena
virtual (1,5 g O2.m-3.h-1). Pode ser sugerido, que, no final do processo de crescimento heterotrófico
induzido pela adição da quantidade de acetato, as disponibilidades de substrato, sendo já reduzidas,
tornou a que as bactérias heterotróficas diminuíssem progressivamente o oxigénio consumido até
entrar em fase de decaimento, fixando por fim, um novo patamar de respiração endógena.
Na Figura 20, apresenta-se a localização na curva de consumo de oxigénio, os valores da taxa de
respiração utilizados na estimativa das taxas específicas de hidrólise relativa aos dois grupos de
substratos lentamente biodegradáveis (kh1 e kh2), das concentrações de biomassa heterotrófica (XH0,
XH1 e XH2) e da taxa de decaimento heterotrófico (bH), nas diversas etapas dos ensaios respirométricos.
0
5
10
15
20
25
30
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR1
respiração endógena
XH2
kh1
XH1
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR3
respiração endógena
XH2
XH1
XH0
bH
kh1
53
Figura 20 - Localização na curva respirométrica de alguns parâmetros de modelação
5.3 Estimativa dos parâmetros de modelação do ASM1
Rendimento Heterotrófico YH
Para a estimativa de rendimento heterotrófico foi necessário identificar os valores da taxa de respiração
relativos ao pico pronunciado, em resultado da adição de acetato de sódio no biorreator. A metodologia
de cálculo adotada consistiu em integrar este troço específico da curva respirométrica, de forma a obter
a sua área inferior, Aoacetato (Figura 21). Para o cálculo foi utilizado a regra dos trapézios (equação 46),
entre os intervalos de tempo consecutivos, que correspondem aos pontos de aumento da taxa de
respiração até ao instante em que foi retomada a respiração endógena.
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140702_OUR3
r respiração endógena
kh2
kh1
XH0
XH2
bH
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140514_OUR4
respiração endógena
XH0
XH1
XH2
kh1kh2
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR2
respiração endógena
XH0
kh1
XH2
bH
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR2
respiração endógena
XH1
XH2
kh1bH
XH0
54
𝐴𝑜𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 =
(𝑟𝑜𝑖+1+𝑟𝑜𝑖
)
2× (𝑡𝑖+1 − 𝑡𝑖) (46)
Por outro lado, a quantidade de acetato de sódio adicionada (Ssacetato) corresponde a uma quantidade
de CQO conhecida. Nos ensaios com amostra de águas residuais, a adição de 0,27 mg de acetato de
sódio significou em termos teóricos, um valor adicional de carência em oxigénio, aproximadamente de
108,5 g O2.m-3. Nos ensaios com a adição de licor misto correspondeu a um acréscimo de 135,6 g
O2.m-3 nas amostras. Com base nesta informação, o valor de YH pode ser estimado a partir da equação
26.
Figura 21 – Resposta da biomassa heterotrófica a adição de acetato
𝐴𝑜𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 = 𝑆𝑠
𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜(1 − 𝑌𝐻) Ou 𝑌𝐻 = 1 −𝐴𝑜𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜
𝑆𝑠𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜
Para o ensaio de respirometria referente (20140702_OUR3), obteve-se um valor estimado de YH igual
0,76 g O2biomassa.(g O2
substrato)-1.
Taxa específica máxima de crescimento heterotrófico μHmáx
A estimativa da taxa específica máxima de crescimento heterotrófico (µHmáx) é feita a partir da mesma
resposta respirométrica, após adição do acetato. É estabelecida uma relação linear entre a taxa de
consumo de oxigénio, em função do tempo (no período de saturação da taxa específica de crescimento
pelo substrato adicionado).
Na Figura 22, é apresentado um gráfico em escala semi-logarítmica de razão (ro/r(t=0)), em função do
tempo (t). Aos valores empregues, correspondem, a razão entre taxas de respiração relativas ao
período já referido. Desta forma, foi obtido uma estimativa do valor da taxa específica de crescimento
heterotrófico (µHmáx).
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
respiração endógena
Aoacetato
µHmáx
55
Figura 22 - Pontos utilizados na estimativa de µHmáx
A tendência linear verificada permite o ajuste de uma regressão linear a estes pontos, cujo declive da
reta é, aproximadamente, o valor de µHmáx, neste caso para (20140207_OUR3) foi estimado um valor
igual a 0,24 h-1.
Taxa de decaimento heterotrófico bH
O procedimento de cálculo utilizado para determinar o valor da taxa de decaimento heterotrófico (bH) é
em semelhante ao realizado no cálculo anterior de μHmáx. São utilizados os (últimos) pontos da curva
de respiração, correspondente a fase de declínio para um ajuste linear de uma reta de declive negativo.
Para 20140207_OUR3 o valor de bH estimado é igual 0,07 h-1.
Figura 23 - Pontos utlizados na estimativa de bH
y = 0,2395x - 6,1304R² = 0,9817
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
25 26 27 28 29 30 31
ln(r
o/r t=
0)
Tempo (h)
y = -0,0735x + 2,7544R² = 0,9849
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0
0,2
36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48
ln(r
o/r t=
0)
Tempo (h)
56
Taxa específica máxima de hidrólise de substrato lentamente biodegradável kh
A determinação da taxa específica máxima de hidrólise de substrato lentamente biodegradável requer
o conhecimento do parâmetro estequiométrico YH e de um valor pontual de roh (ponto de inflexão),
identificado no respirograma após consumo de Ss. Além disso, depende do valor de concentração
heterotrófico XH. Para estimativa do valor de kh foi utilizado a equação 41.
O respirograma 20140702_OUR3, apresenta dois valores de kh1 e de kh2, localizados na curva de
consumo de oxigénio, significando a existência de uma segunda taxa de hidrólise relativamente a um
segundo grupo adicional, presente, de substrato lentamente biodegradável (Xs2). Devido ao facto do
mecanismo de hidrólise limitar o processo de degradação biológica das bactérias heterotróficas, é
possível observar o aparecimento de um segundo patamar estável na curva de consumo de oxigénio
(respirograma). Refletindo, o oxigénio biológico consumido associado ao substrato solúvel
disponibilizado através da hidrólise, que, no caso de kh1, se refere a oxidação total de Ss e de kh2 à custa
de Xs1 e assim sucessivamente, se existirem mais frações biodegradáveis.
Foram, ainda, estimados as constantes cinéticas de hidrólise (kh1 e kh2) para 20140702_OUR3 igual a
0,17 h-1 e 0,07 h-1, respetivamente através da expressão 41. O valor de kh2 é praticamente insignificante
face a kh1, demonstrando que a contribuição do segundo substrato lentamente biodegradável presente
é desprezável face a Xs1.
Este padrão específico de composição das águas residuais afluentes foi verificado para a maioria dos
ensaios de respirometria efetuados com águas residuais simples e inoculadas.
Para simplificação do modelo é considerado apenas uma taxa de hidrólise (kh) e uma única fração de
substrato lentamente biodegradável (Xs).
Concentração de biomassa heterotrófica XH
No respirograma 20140702_OUR3 é identificado a fração de biomassa heterotrófica inicial (XHo) e de
outra, associada ao fornecimento de acetato (XH2).
A concentração de biomassa heterotrófica inicial (XHo) pode ser quantificada a partir do conhecimento
do valor de rendimento heterotrófico (YH) e da taxa específica máxima de crescimento heterotrófico
(µHmáx). Sendo, também, utilizado o valor de ro no instante inicial do ensaio de respirometria, de acordo
com a equação 42.
O valor de XH1 está relacionado com o consumo de substrato rapidamente biodegradável (Ss) presente
nas águas residuais e o valor de XH2 com a adição de acetato Ssacetato. Para efeitos de estimativa, pode-
se utilizar a equação 42. Porém, é necessário substituir o valor da taxa de respiração no instante em
que se verificou o pico máximo de consumo de oxigénio do substrato associado, que, no caso, de XH1
corresponde a Ss, e de XH2 é de Ssacetato. Para 20140702_OUR3 foram estimados valores de XHo, XH1 e
de XH2 iguais a 173, 171 e 245 g O2biomassa.m-3, respetivamente.
57
Estimativa das frações de substrato (Ss, Aoacetato,Xs1, Xs2)
A análise das características da curva da taxa de respiração permite, sob pressupostos razoáveis,
propor a separação dos respirogramas em componentes individuais, relativos à matéria orgânica
biodegradável presente nas águas residuais urbanas.
É necessário conhecer o valor de YH para ter uma estimativa da quantidade consumida de Ss e Xs,
atendendo a equação 43.
A integração da equação 43 para os sucessivos troços da curva respirométrica, permite relacionar as
áreas A0i e as várias frações de CQO identificadas no respirograma, excluindo-se a sua fração não
biodegradável (inerte).
A proposta de fracionamento da CQO biodegradável presente na composição das águas residuais pode
ser assim estimada, aplicando a equação 45.
O processamento dos dados respirométricos foi feito no sentido de ser estimado separadamente a
concentração de cada um dos tipos de substrato (Ss, Xs1 e Xs2).
Apresentam-se, na Figura 24, a decomposição dos respirogramas nas frações orgânicas Ss, Xs1 e Xs2
e respetivo à fração de CQO associado ao acetato adicionado, Aoacetato.
0
5
10
15
20
25
30
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR1
respiração endógena
Aoacetato
Xs1
Ss
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR3
respiração endógena
XS1
Aoacetato
SS
58
Figura 24 - Decomposição dos respirogramas nas frações de substrato biodegradável
Para os restantes respirogramas reportados no Anexo I, o procedimento de cálculo seguido para a
estimativa dos parâmetros e variáveis do modelo ASM1 foi idêntico ao efetuado no exemplo anterior.
Apresentam-se, no Quadro 8, os valores estimados dos parâmetros e variáveis do modelo ASM1 por
ordem cronológica no tempo. Foi considerada uma divisão para apresentação dos resultados no
Quadro 8, respeitantes, às amostras simples com águas residuais afluentes e com inoculação de lamas
mistas.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140514_OUR4
respiração endógena
Ss
Xs1
Xs2
Aoacetato
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140702_OUR3
r respiração endógena
Aoacetato
Xs1 Xs2
Ss
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR2
respiração endógena
Aoacetato
Xs1
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR2
respiração endógena
Aoacetato
Xs1
Quadro 8 - Valores estimados de parâmetros e variáveis do modelo ASM1
Colheita de amostra
Tipo de ensaio (Inóculo
adicionado) ID_Ensaio
YH
(g CQO.g CQO-1) H
máx
(g O2.m-3)
kh1
(h-1) kh2
(h-1) bh
(h-1) XH0 (g O2.m-3) XH1 (g O2.m-3) XH2 (g O2.m-3) SS (g O2.m-3) XS1 (g O2.m-3) XS2 (g O2.m-3)
Dia-Mês-Ano Sim/Não Substrato Acetato Acetato XS1 XS2 -- -- -- -- -- -- --
09-04-2014 Não OUR2 0,69 0,21 0,16 -- -- 20 -- 138 -- 45 --
28-04-2014 Não OUR1 0,70 0,36 0,36 -- -- 46 55 165 5 58 --
02-07-2014 Não OUR3 0,76 0,24 0,17 0,07 0,07 173 -- 245 11 58 20
16-07-2014 Não OUR3 0,73 0,16 0,05 -- 0,09 128 -- 224 -- 32 --
17-09-2014 Não OUR1 0,76 0,21 0,23 -- -- 41 -- 173 -- 18 --
07-10-2014 Não OUR2 0,62 0,22 0,34 -- 0,03 18 21 133 2 40 --
15-10-2014 Não OUR1 0,78 0,16 0,13 -- 0,06 33 41 187 -- 36 --
15-10-2014 Não OUR3 0,72 0,16 0,16 -- 0,05 30 32 164 -- 35 --
09-04-2014 Sim OUR3 0,78 0,21 0,05 0,10 -- 33 41 222 1 12 15
09-04-2014 Sim OUR4 0,77 0,22 0,17 -- -- 26 -- 212 -- 23 --
28-04-2014 Sim OUR3 0,70 0,23 0,21 -- 0,07 56 65 201 4 32 --
28-04-2014 Sim OUR4 0,72 0,25 0,24 -- 0,07 54 62 197 4 46 --
14-05-2014 Sim OUR3 0,75 0,17 0,06 0,05 0,05 226 234 354 10 74 211
14-05-2014 Sim OUR4 0,45 0,19 0,25 0,14 -- 84 93 166 23 29 85
02-07-2014 Sim OUR4 0,81 0,21 0,04 -- 0,08 260 261 360 -- 92 --
16-07-2014 Sim OUR2 0,75 0,18 0,06 0,05 0,07 129 -- 254 12 8 27
17-09-2014 Sim OUR2 0,65 0,26 0,29 -- -- 24 -- 127 -- 10 --
17-09-2014 Sim OUR4 0,66 0,26 0,29 -- -- 23 -- 138 -- 11 --
07-10-2014 Sim OUR1 0,69 0,22 0,20 -- -- 23 -- 119 -- 25 --
07-10-2014 Sim OUR3 0,69 0,25 0,22 -- 0,02 19 20 117 -- 16 --
15-10-2014 Sim OUR2 0,72 0,19 0,12 -- 0,03 35 -- 180 -- 43 --
15-10-2014 Sim OUR4 0,70 0,18 0,12 -- 0,03 31 -- 176 -- 8 --
Relativamente aos ensaios simples com águas residuais, apresentam-se, seguidamente, uma análise
a estes valores:
Foram obtidos um conjunto de valores de YH acima 0,70 g O2biomassa.(g O2
substrato)-1, sendo que
alguns autores sugerem valores entre 0,55 e 0,67 g O2biomassa.(g O2
substrato)-1, (Quadro 9). Com
Kappeler e Gujer (1992) indicando que estes são independentes da temperatura. Contudo,
durante os ensaios de respirometria verificou-se algumas oscilações da temperatura,
frequentes em dias quentes, tendo (Almeida, 1999) citado que, na prática pode depender das
condições de crescimento da biomassa, tais como, a razão de S/X selecionada para o ensaio.
Além disso, durante o tratamento da informação respirométrica, o cálculo associado ao Aoacetato,
também pode ter subestimado o valor real de YH.
Kappeler e Gujer (1992) referiram que o parâmetro cinético de μHmáx depende da temperatura,
da configuração do reator e pode estar relacionada com o tempo de retenção de sólidos. Os
valores obtidos de μHmáx apresentaram pouca variação quando comparados com os valores da
bibliografia; este aspeto pode indicar um crescimento lento da população heterotrófica na
cultura, derivado da natureza do próprio substrato consumido.
Observando os valores das frações orgânicas de Ss, face aos valores de Xs, pode-se constatar
que existe uma menor contribuição do substrato rapidamente biodegradável em relação à
fração de lenta biodegradação.
Não foi possível estimar μHmáx à custa de Ss por falta de valores pontuais de ro.
Os valores de kh1 e kh2 refletem a limitação da disponibilidade de substrato orgânico
biodegradável presente nas águas residuais; estes apresentam valores superiores comparados
com os dados apresentados na bibliografia. Kappeler e Gujer (1992) referiram que estes são
independentes da temperatura, mas que podem depender da concentração da biomassa
heterotrófica XH. Note que existe uma elevada quantidade de biomassa ativa presente na
composição das águas residuais, já referido (subcapítulo 5.2.1).
A taxa de decaimento da biomassa heterotrófica apresenta valores entre (0,05 a 0,09 h-1). Foi
verificado uma tendência linear de declínio lento da taxa de respiração após o esgotamento de
substrato exógeno. Conclui-se que as bactérias heterotróficas possuem alguma resistência a
ambientes adversos, em particular, nas condições de falta de “substrato exógeno” ou de
substâncias inibitórias, presentes no meio reacional (Insel et al., 2002).
Na estimativa de XHo e XH1 houve alguma incerteza associada ao cálculo efetuado, por terem sido
utilizados os valores pontuais de ro nos instantes iniciais dos ensaios sujeitos a alguma instabilidade do
sistema de respirometria. O cálculo realizado para estimar as frações da CQO (Ss e Xs), também,
apresentou algum grau de incerteza, uma vez que, dependem do valor estimado de YH e da proposta
definida para o fracionamento da CQO, a partir das áreas do respirograma.
Dos ensaios de respirometria com amostras inoculadas não se verificaram alterações significativas nos
parâmetros de modelação, casos de, YH, μHmáx,kh1, kh2, bH. Este tipo de ensaio serviu, essencialmente,
para visualizar as diferenças da resposta da biomassa heterotrófica à degradação de substrato
61
orgânico, traduzido na curva ou forma dos respirogramas, que, como foi referido anteriormente, não foi
objetivamente concretizado.
Em relação a concentração de biomassa heterotrófica XH, os valores variaram consoante os ensaios,
mas é de salientar que uma parte significativa da biomassa pode apresentar uma elevada concentração
de produtos inertes particulados, em resultado do decaimento heterotrófico, a qual é fundamentada nos
seguintes aspetos observados: elevado tempo de retenção das lamas no sistema de tratamento
biológico e apreciação do perfil dos respirogramas, e, sobretudo, da pouca diferença registada entre
valores de concentração de biomassa heterotrófica inicial (XHo), relativamente aos ensaios com águas
residuais simples e inoculadas.
Em princípio, a concentração de XHo deveria ser superior, contudo no presente caso, o conteúdo em
SSV das amostras conta provavelmente com uma maior quantidade de substrato particulado (Xs) não
relacionada com a biomassa heterotrófica ativa (XH).
Quadro 9 - Valores típicos dos parâmetros cinéticos e estequiométricos do modelo ASM1, para pH neutro de águas residuais domésticas (adaptado de Henze et al., 1987)
Os valores do Quadro 8 são, assim, considerados como uma base de informação para o processo de
calibração do modelo. No Quadro 9, são apresentados os valores de parâmetros modelação
encontrados na bibliografia especializada.
*Valores médios dos parâmetros do modelo ASM1 (8 ensaios com águas residuais)
62
5.4 Análise as frações de CQO através de respirograma
Apresenta-se no Quadro 10, os resultados da determinação analítica realizada à composição das águas
residuais (OUR), no início e no final de cada ensaio respirométrico.
No Quadro 10, também são indicados as eficiências de remoção obtidas para os ensaios de
respirometria.
Utilizando os valores de CQO e contabilizando a carência química em oxigénio para cada OUR, relativo
ao início e após término do ensaio de respirometria, é possível calcular a sua eficiência de remoção,
através da expressão 47. Note que, foi preciso incluir a fração do acetato adicionado (Ssacetato) para
efeitos de cálculo.
%𝑅𝑒𝑚𝑜çã𝑜 = 1 −𝐶𝑄𝑂𝐹𝑖𝑛𝑎𝑙
𝐶𝑄𝑂𝐼𝑛í𝑐𝑖𝑜+𝑆𝑠𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 . 100 (47)
Quadro 10 - Valores de CQO e eficiências de remoção
Colheita de amostra
Tipo de ensaio
ID_Ensaio CQOtotal CQOfiltrado
Data Inoculado Unidades Início Ssacetato Final Remoção Início Ss
acetato Final Remoção
Dia-Mês-Ano Sim/Não Substrato g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 % g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 %
09-04-2014 Não OUR2 119 108,5 83 64 48 108,5 32 80
28-04-2014 Não OUR1 310 108,5 175 64 112 108,5 62 72
02-07-2014 Não OUR3 437 108,5 242 56 96 108,5 70 66
16-07-2014 Não OUR3 250 108,5 158 56 83 108,5 52 73
17-09-2014 Não OUR1 144 108,5 130 49 84 108,5 45 76
07-10-2014 Não OUR2 250 108,5 212 41 60 108,5 58 66
15-10-2014 Não OUR1 <150 108,5 -- -- 69 108,5 -- --
15-10-2014 Não OUR3 <150 108,5 -- -- 70 108,5 -- --
09-04-2014 Sim OUR3 167 135,6 67 78 52 135,6 45 76
09-04-2014 Sim OUR4 167 135,6 70 77 52 135,6 45 76
28-04-2014 Sim OUR3 325 135,6 245 47 102 135,6 53 78
28-04-2014 Sim OUR4 325 135,6 181 61 102 135,6 55 77
14-05-2014 Sim OUR3 776 135,6 500 45 133 135,6 74 72
14-05-2014 Sim OUR4 776 135,6 474 48 133 135,6 85 68
02-07-2014 Sim OUR4 751 135,6 445 50 96 135,6 70 70
16-07-2014 Sim OUR2 287 135,6 218 48 67 135,6 39 81
17-09-2014 Sim OUR2 264 135,6 250 37 74 135,6 35 83
17-09-2014 Sim OUR4 321 135,6 300 34 69 135,6 43 79
07-10-2014 Sim OUR1 459 135,6 358 40 46 135,6 40 78
07-10-2014 Sim OUR3 439 135,6 394 31 53 135,6 44 77
15-10-2014 Sim OUR2 257 135,6 -- -- -- 135,6 -- --
15-10-2014 Sim OUR4 251 135,6 -- -- -- 135,6 -- --
63
Relativamente aos valores incluídos no Quadro 10, apresentam-se as seguintes considerações:
As águas residuais afluentes apresentaram valores médios de carga orgânica, dada em termos
de CQO total e de CQO filtrada, iguais a 226 g O2.m-3 e 77 g O2.m-3. São valores típicos de
concentração para águas residuais pouco concentradas e a razão entre a fração filtrada e
solúvel foi igual a 0,34, indicando, portanto, que a maior parte da carência química em oxigénio
pode estar associada ao material sólido.
Observando os valores de remoção CQO total e filtrado, desde os meses de Abril até Julho,
coincidindo com alterações das condições climatéricas entre dias húmidos e chuvosos, para
dias quentes, pode constatar-se que existiu uma diminuição deste valor, passando de uma
percentagem de remoção de 64% para 41% e de 80% a 66%, respetivamente.
No Quadro 11, são apresentados os resultados da avaliação feita ao fracionamento da carga orgânica
pela proposta de divisão das áreas do respirograma, por comparação com os valores do balanço à
CQO realizado no reator OUR, segundo as equações 48 e 49.
𝐶𝑄𝑂𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 + 𝑆𝑠𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 = 𝐶𝑄𝑂𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙 + 𝐶𝑄𝑂𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜 (48)
𝐶𝑄𝑂𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 + 𝑆𝑠𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 = 𝐶𝑄𝑂𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙 + (𝑋𝐻𝑜 + 𝑆𝑠 + 𝑋𝑠1 + 𝑋𝑠2 + 𝐴𝑜
𝑎𝑐𝑒𝑡𝑎𝑡𝑜 + 𝑟𝑒𝑠𝑝𝑒𝑛𝑑ó𝑒𝑛𝑎) (49)
Procedendo a comparação dos valores da determinação analítica com os valores globais obtidos das
áreas dos respirograma, verificou-se para a maioria dos ensaios, um grande desvio, sugerindo que os
valores das várias frações orgânicas podem ter sido subestimados, o que impossibilitou a quantificação
e a atribuição de valores exatos a cada fração orgânica de Ss, Xs1 e Xs2.
Importa referir que durante o ensaio de respirometria, as quantidades adicionadas de acetato, podem
ter sido exageradas, face à real quantidade de CQO preservada na composição das águas residuais.
Além disso, o crescimento heterotrófico foi, também, considerável, com valores de YH superiores a 0,70
para a maioria dos ensaios de respirometria, pelo qual houve um considerável incremento em nova
biomassa que é traduzida numa maior contribuição para a CQO inicial. A interferência do acetato foi
nítida, levando a que os valores estimados respeitantes ao fracionamento da CQO do respirograma
tivessem uma variação bastante acentuada, sempre que fosse considerada uma nova forma para a
divisão das áreas da curva respirométrica
Contudo, observando a coluna de CQO filtrado relativo aos ensaios em duplicado identificados no
Quadro 11 por exemplo, (09-04-2014 OUR1 e 09-04-2014 OUR3), (28-04-2014 OUR3 e 28-04-2014
OUR4) e (17-09-2014 OUR2 e 17-09-2014 OUR4) constatou-se que as áreas estimadas relativas às
frações Ss e Aoacetato, não apresentaram uma significativa discrepância, comparativamente a outros
ensaios realizados.
Quadro 11 – Análise das frações de CQO com os resultados da determinação analítica
Colheita de amostra
Tipo de ensaio
ID_Ensaio CQOtotal CQOfiltrado
Data Inoculado Unidades Início Ssacetato Final
CQO consumo
(A)
XHo+Ss+Xs1+ Xs2+Ao
acetato+
resp_end (B) Δ (A)-(B) Início Ss
acetato Final CQO
consumo (A)
Ss+ Aoacetato
(B) Δ (A)-(B)
Dia-Mês-Ano Sim/Não Substrato g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2/m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3
09-04-2014 Não OUR2 119 108,5 83 144,5 123,3 21,2 48 108,5 32 156,5 34 90,5
28-04-2014 Não OUR1 310 108,5 175 243,5 192,2 51,3 112 108,5 62 158,5 37 121,5
02-07-2014 Não OUR3 437 108,5 242 303,5 373 -70 96 108,5 70 134,5 37 97,5
16-07-2014 Não OUR3 250 108,5 158 200,5 247,8 -47,8 83 108,5 52 139,5 29 110,5
17-09-2014 Não OUR1 144 108,5 130 122,5 129 -6,5 84 108,5 45 147,5 32 115,5
07-10-2014 Não OUR2 250 108,5 212 146,6 158 -11,4 60 108,5 58 110,5 53 57,5
09-04-2014 Sim OUR3 167 135,6 67 235,6 115,38 120,2 52 135,6 45 142,6 31 111,6
09-04-2014 Sim OUR4 167 135,6 70 232,6 105,4 127,2 52 135,6 45 142,6 31 111,6
28-04-2014 Sim OUR3 325 135,6 245 215,6 175,2 40,4 102 135,6 53 184,6 45 139,6
28-04-2014 Sim OUR4 325 135,6 181 279,6 187,1 92,5 102 135,6 55 182,6 42 140,6
14-05-2014 Sim OUR3 776 135,6 500 411,6 651,4 -239,8 133 135,6 74 194,6 44 150,6
14-05-2014 Sim OUR4 776 135,6 474 437,5 493 -55,5 133 135,6 85 183,6 92 91,6
02-07-2014 Sim OUR4 751 135,6 445 441,6 440,2 1,4 96 135,6 70 161,6 26 135,6
16-07-2014 Sim OUR2 287 135,6 218 204,6 262,9 -58,3 67 135,6 39 163,6 46 117,6
17-09-2014 Sim OUR2 264 135,6 250 149,6 108,5 41,1 74 135,6 35 174,6 38 136,6
17-09-2014 Sim OUR4 321 135,6 300 156,6 106,9 49,7 69 135,6 43 161,6 37 124,6
07-10-2014 Sim OUR1 459 135,6 358 236,6 122,7 113,9 46 135,6 40 141,6 33 108,6
07-10-2014 Sim OUR3 439 135,6 394 180,6 109,7 70,9 53 135,6 44 144,6 34 110,6
65
6. Conclusões e Recomendações
As ETAR que servem pequenos aglomerados estão sujeitas a fatores específicos que condicionam o
desempenho do sistema de tratamento, decorrentes em particular das variações bastante pronunciadas
de caudal e de concentração na afluência de águas residuais. De acordo com as circunstâncias, a
opção pelo processo de tratamento biológico por lamas ativadas com arejamento prolongado tem sido
apontado como, uma das principais soluções a implementar em ETAR, destacando-se pela sua
capacidade de depuração biológica. Cada vez mais, é de interesse em geral, uma gestão operacional
e sustentável da ETAR, quer a nível da qualidade dos serviços prestados à população, quer ao nível
da defesa do meio ambiente e da eficiência do processo de tratamento. Desta forma, é considerado
relevante a modelação aplicada a simulação dos processos biológicos, que descrevem o
funcionamento de uma ETAR.
É, neste contexto e relacionado com a área da modelação matemática de processos biológicos, que
está a ser desenvolvido o projeto DEMOCON – referente ao caso de estudo - A ETAR de Bucelas,
disponibilizado pela Simtejo (do grupo Águas de Portugal). O trabalho desenvolvido no âmbito da
presente dissertação é integrado numa das tarefas do projeto DEMOCON e consistiu na realização de
ensaios de respirometria, com o objetivo de avaliar o efeito de características específicas do afluente à
unidade de tratamento biológico, através da observação e análise qualitativa do respirograma.
Correspondente, a avaliação da biodegradabilidade de águas residuais afluentes e a compreensão de
processos microbiológicos envolvidos na unidade tratamento biológico.
A partir dos ensaios respirométricos foram obtidos valores para os seguintes parâmetros de modelação
de sistema por lamas ativadas: YH (0,72 g O2biomassa/ g O2
substrato), μHmáx (0,22 h-1), kh (0,2 h-1) e bH (0,06
h-1). Os valores estimados podem, assim, ser considerados como uma base para a atribuição de valores
iniciais a parâmetros do modelo ASM1, necessários ao processo de calibração, a partir de dados
experimentais da ETAR.
A partir da interpretação da curva respirométrica e da proposta de divisão das áreas dos respirogramas,
que permitiu relacionar com as frações orgânicas presentes na composição das águas residuais
afluentes, foi possível constatar que a matéria orgânica presente nas águas residuais apresenta uma
baixa concentração de substrato rapidamente biodegradável (Ss), sendo a maior parte atribuída ao
substrato constituído por matéria orgânica lentamente biodegradável (Xs). No entanto, os resultados
obtidos relativamente às estimativas efetuadas para quantificar a carga orgânica através das áreas do
respirograma tiveram pouca consistência, podendo a interferência, verificada, estar relacionada com o
facto de terem sido adicionadas, eventualmente, quantidades exageradas de acetato face à CQO
preservada inicialmente nas águas residuais brutas. Adicionalmente, a informação obtida, através dos
valores da caracterização analítica realizada às águas residuais (CQOtotal, CQOfiltrado, SST e SSV),
demonstraram que, para os dois primeiros valores, o grau de biodegrabilidade nas amostras
efetivamente veio a diminuir ao longo do tempo (relativo aos períodos entre Abril e Outubro de 2014).
Da colheita feita a biomassa ativa do tanque de arejamento que serviu para determinar os valores de
66
SST e SSV, cruzando com os resultados respirometria permitiu concluir que, uma parte significativa
desta biomassa pode apresentar uma elevada concentração de produtos inertes ou particulados,
possivelmente em resultado do decaimento heterotrófico registado.
Dos ensaios de respirometria realizados com amostras inoculadas, não se verificaram alterações
significativas nos parâmetros de modelação (e.g., YH, μHmáx,kh1, kh2, bH). Este ensaio serviu
essencialmente para estudar as diferenças da resposta da biomassa heterotrófica à degradação de
substrato orgânico relativamente aos ensaios simples.
Para futuras aplicações do método aplicado, seria de interesse considerar, simultaneamente, o
crescimento das bactérias autotróficas, incluindo os parâmetros cinéticos e estequiométricos de
modelação na estrutura do modelo ASM1 e criar um histórico das medições ao longo do tempo, de
modo a avaliar o efeito da taxa de hidrólise relativa à degradação biológica para diferentes cargas
orgânicas na afluência. Segundo Ribeiro (2011), o parâmetro kh apresenta a maior influência nos
resultados do modelo.
67
7. Referências bibliográficas
Amand, L., Carlsson, B. (2012). Optimal aeration control in nitrifying activates sludge process. Wat. Sci.
Tech., 46, 2101-2110.
Amaral, R., Ferreira, F., Galvão, A., Matos, J, Inocêncio, P. (2011). Avaliação de soluções naturais para
o tratamento de excedentes poluídos – estudos referenciados em sistema pseudo-separativo, em
Portugal. 10º SILUSBA, 26-29 Setembro, Porto Galinhas.
Almeida, M. (1999). Pollutant transformation processes in sewers under aerobic dry weather flow
conditions. Tese de Doutoramento, Imperial College of Science, Technology and Medicine, London,
422 p (citado em Ribeiro, 2011).
Almeida, M., Butler, D. (2002). In-sewer wastewater characterisation and model parameter
determination using respirometry. Water Environment Research, 70(3), 295-305.
Andreottola, G., Oliveira, E., Foladri, P., Dallago, L., Peterlini, R., Cadonna, M. Método respirométrico
para o monitoramento de processos biológicos. Eng. Sanit. Ambient, 10(1), 14-23.
Baker, K., Herson, D., (1994). Bioremediation. McGraw-Hill, Inc, Environmental Microbiology
Associates, Inc. Harrisburg, Pennsylvania, 375 p.
Benes, O., Spanjers, H., Holba, M. (2002). Respirometry techniques and ativated sludge models. Wat.
Sci. Tech., 46(4-5), 1-6.
Bjerre, H. (1996). Transformation of wastewater in a open sewer: the Emscher River, Germany.Tese de
Doutoramento, Alborg University, Denmark. 23-41 p, (citado por (Mourato 2000))
Brouwer, H., Klapwijk, A., Keesman, J. (1998). Identification of ativated sludge and wastewater
characteristics using respirometric batch-experiments. Wat. Sci. Tech., 32(4), 1240-1254.
Canudas, A. (2005). Modelling biological organic matter and nutrient removal processes from
wastewater using respirometric and titrimetric techniques. Tese de Doutoramento, Universitat autonoma
de Barcelona, Barcelona.13 p.
Catunda, S., Deep, G., Haandel, A., Freire, R. (1998). Métodos alternativos para a medição da taxa de
consumo de oxigénio em sistemas de lodo ativado. SBA Controle & Automação (9)2.
Cheng, C., Ribarova, I., Abreu, A. (1997). Simulação Matemática do processo de tratamento biológico
da estação de tratamento de águas residuais de Parada, Maia. Resultados de 1ª fase.
Choi, E., Klapwijk, B., Mels, A., Brouwer, H. (2006). Evaluation of wastewater characterization methods.
Wat. Sci. Tech., 52(10), 61-88.
Clesceri, L., Greenberg, A., Eaton, A. (Eds.) (1998). Standard Methods for the examination of
Wastewater. 20th Ed., Washington DC, 1325 p (citado em Ribeiro, 2011).
Cokgor, E. U., Insel, G., Aydin, E., Orhon, D. (2009). Respirometric evaluation of a mixture of organic
chemicals with different biodegradation kinetics. J. Hazard. Mat, 161, 35-41 p.
68
Deus, G. Automação de um sistema de respirometria. (2012). Tese de mestrado, UTL, Instituto Superior
Técnico, Lisboa. 11 p.
Deus, G., Ferreira, F., Pinherio, H., Oliveira, P. (2012). Desenvolvimento, implementação e automação
de um sistema de respirometria. Instituto Superior Técnico, 1 p.
Dold P., Ekama, G., Marais, G. (1980). A general model for the Ativated Sludge process. Prog. Wat.
Technol., 12, 47-77 (citado em Henze et al.,2000).
ERSAR (2012). Relatório anual do setor de águas e resíduos em Portugal (2012) Volume 1 –
Caracterização geral do setor. Entidade Reguladora de Serviços de Aguas e Resíduos, 19- 36 p.
Ferreira E., Soares, S., Bernardes R. (2002). Uso da respirometria para a caracterização de esgotos
domésticos: aplicação, limites e apresentação de método simplificado. Congresso Interamericano de
Engenharia Sanitária e Ambiente, Cancún, México.
Ferreira, F. (2006). Modelação e gestão integrada de sistemas de águas residuais. Tese de
Doutoramento, UTL, Instituto Superior Técnico, Lisboa. 39-93 p.
Gujer, W. (2006). Activated sludge modelling: past, present and future. Wat. Sci. Tech., 53(3), 111-
119.
Grau, P., Sutton, P., Henze, M., Elmaleh, S., Grady, C., L, Jr., Gujer, W., Koller, J. (1982).
Recommended notation for use in the decription of biological wastewater treatment processes. Wat.
Res., 16, 1501-1505 (citado por Henze et al., 2000).
Haandel, V., Catunda, P. (1982). Determinação da taxa de consumo de oxigénio em sistemas de
tratamento de esgotos. Engenharia Sanitária, vol. 21, 4, 481-788 (citados em Catunda et al., 1998).
Henze, M., Gujer, W., Mino, T., Loosdrecht, M. (2000). Ativated Sludge models ASM1, ASM2, ASM2d
and ASM3, IWA Publishing, London, 1-39 p.
Henze, M., Grady, C., Gujer, W., Marais, G., Matsuo, T. (1987). Ativated Sludge Model No. 2, IAWPRC
Publishing, London, 33 p (citados por Henze et al., 2000).
Henze, M., Gujer, W., Mino, T., Marais, G., Matsuo, T., Wentzel T. (1995). Ativated Sludge Model No.
2, Sci. Tech. Report. ISSN 1025-0913 (citado por Mourato, 2000).
Henze, M., Harremoes, P., Jasen, J., Arvin, E. (1997) Basic Biological Processes. In wastewater
treatment biological and chemical processes. 2nd (Springer-Verlag, Berlim), 55-112 p.
Hulle, S., Vandeweyer, H., Meesschaert, B., Vanrolleghem, P., Dejans, P., Dumoulin, A. (2010).
Engineering aspects and pratical application of autotrophic nitrogen removal from nitrogen rich streams.
J. Environ. Eng. Sci,162, 1-20.
Insel, G., Gul, O., Orhon, D., Vanrolleghem, P., Henze, M. (2002). Important limitations in the modeling
of activated sludge: biased calibration of the hidrolysis process. Wat. Sci. Tech., 45(12), 23-36.
Kappeler, J., Gujer, W. (1992). Estimation of kinetic parameters of heterotrophic biomass under aerobic
conditions and characterization of wastewater for ativated sludge modeling. Wat. Sci. Tech., 25(6), 125-
139.
69
Kohler, C. (2008). COD fractions dynamics: Respirometric analysis & modelling sewer processes. Tese
de mestrado, Technische Universität Dresden, 32 p.
Linsley, R., Franzini, J., Freyberg, D., Tchobanoglous, G. (1992). Water-Resources engineering (4th).
McGraw-Hill.
Lopez, A. (2006). On-line monitoring in na aerobic batch biorreator employing a robust soft sensor.
Chemical Product and Process Modeling, Vol. 1, Iss. 1, Art. 7. Universidad Autónoma Metropolitana,
Ciudad de Mexico, Mexico.
Marcela, N., Francisca, García-Usach., Aurora, S., Ferrer, J. (2010). Wastewater COD characterization:
analysis of respirometric and physical-chemical methods for determining biodegradable organic matter
fractions. J Chem Tec. Bio., 85, 536–544.
Mathieu, S., Etienne, P. (2000). Estimation of wastewater biodegradable COD fractions by combining
respirometric experiments in various SO/XO ratios. Wat. Sci. Tech., 34(4), 1233-1246.
Matos, J. (1985). Informação base para o dimensionamento e seleção de soluções. Curso sobre
dimensionamento de sistemas de tratamento de águas residuais no solo. LNEC, Lisboa.
Metcalf & Eddy (2004), Wastewater engineering: treatment, disposal and reuse (4th). McGraw-Hill.
Mourato, S. (2000). Simulação de redução de poluentes biodegradáveis em sistemas de drenagem de
águas residuais. Tese de mestrado, UTL, Instituto Superior Técnico, Lisboa.
Munz, G., Gori, R., Cammilli, C., Lubello C. (2008). Characterization of tannery wastewater and biomass
in a membrane biorreator using respirometric analysis. Bio. Res., 99, 8612-8618.
Neto, M., Santos, L., Mina, I., Lima, N., Mota, M., Nicolau, A. (2010) PROTOFILWW: Contribuição do
estudo ecológico dos sistemas de lamas ativadas para a avaliação do desempenho do tratamento
biológico. Monitorização Ambiental, 77 p.
Nielsen, P., Raunkjaer, K., Norsker, N., Jensen, N., Hvitved, J. (1992). Transformation of wastewater in
sewer systems – a Review. Wat. Sci. Tech., 25(6), 17-31.
Novák, L., Larrea, L., Wanner, J. (1994). Estimation of maximum specific growth rate of heterotrophic
and autotrophic biomass a combined technique of mathematical modeling and batch cultivations. Wat.
Sci. Tech., 30(11), 171-180.
Nuhoglu, A., Keskinler, B., Yiliz., (2005) Mathematical modelling of the ativated sludge process- the
Erzincan case. Process Biochemistry, (40), 2467-2473.
Petersen, B. (2000). Calibration, identifiability and optimal experimental design of activated sludge
models. Tese de Doutoramento, Unversitait de Gent, Gent, 362 p (citado por Ribeiro (2011))
Petersen, E. (1965). Chemical reactions analysis. Prentice-Hall, Englewood Cliffs, NJ (citados por
Henze et al. 2000).
Ribeiro, R. (2011). Avaliação e controlo da eficiência do tratamento de águas residuais. Aplicação a
sistemas de pequena dimensão. Tese de Doutoramento, UTL, Instituto Superior Técnico, Lisboa, 1-113
p.
70
Ribeiro, R., Pinheiro, C., Pinheiro, H., Almeida, M. (2012). Potencialidades da monitorização em linha
na melhoria do funcionamento de ETAR de pequena dimensão. 15º ENASB,APESB, Évora, 10-12
Outubro 2012, 3 p.
Ribeiro, R. (2014). Crescimento Heterotrófico – Ensaio de respirometria. Departamento Hidráulico e
Ambiente, LNEC, 24 de Junho, Lisboa.
Ribeiro, R. (2014a). Nota técnica #2 – Trabalho experimental na ETAR de Bucelas. Departamento
Hidráulico e Ambiente, LNEC, 15 e 16 de Julho, Lisboa.
Ros, M. (1993). Respirometry of ativated sludge. Technomic Publishing Company, Inc., Lancaster
(citados por Fereira et al., 2002).
Sara, P. Contribution to dynamic simulation of ativated sludge wastewater treatment plants. Tese de
Mestrado, UTL, Instituto Superior Técnico, Lisboa, 47 p
Schlegel, H. (1992). General Microbiology (7th). Cambridge University Press.
SimTejo. (2009). Relatório de Sustentabilidade. Av. Defensores de Chaves, nº45-5, Lisboa.
Spanjers, H., Takács, I., Brouwer, H., (1999). Direct parameter extraction from respirograms for
wastewater and biomass characterization. Wat. Sci. Tech., 39(4), 137-145.
Spanjers, H. (1993). Respirometry in ativated sludge. Tese de Doutoramento, Wageningen Agricultural
University, Wageningen, Netherlands, 8 p.
Spanjers H., Vanrolleghem, P., Olsson, G., Dold, P. (1996). Respirometry in control ativated sludge
process. Wat. Sci. Tech., 34(3-4), 117-126.
Spanjers, H., Vanrolleghem, P., Olsson, G., Dold, P.L (1998). Respirometry in control of ativated sludge
process: Principles, IAWQ Publishing, London, 201 p. (citado em Henze et al., 2000).
Spanjers, H., Vanrolleghem. (1995). Respirometry as a tool for rapid characterization of wastewater and
ativated sludge. Wat. Sci. Tech., 31(2), 105-114.
Tanaka, N. Aerobic / Anaerobic process transition and interactions in sewers. Tese de Doutoramento,
Alborg University, Alborg, 37-p (citado por (Mourato 2000))
Vanrolleghem, P., Lee, D. (2003). On-line monitoring equipment for wastewater treatment processes:
state of the art. Wat. Sci. Tech., 47(2), 1-34.
Vanrolleghem, P., Spanjers H., Petersen, B., Ginestet., P., Takacs, Imre. (1999). Estimating
(combinations of) ativated sludge model no.1 parameters and components by respirometry. Wat. Sci.
Tech., 39(1), 195-214.
Vanrolleghem, P. (2002). Control of ativated sludge wastewater treatment by using respirometry.
Universiteit de Gent, Belgium, 5 p.
Vanrolleghem, P. (2002a). Principles of respirometry in ativated sludge wastewater treatment.
Universiteit de Gent, Belgium, 3 p.
71
Vila, M., (2004). Reabilitação de solos observada através da respirometria – análise de sinal em
sistemas biológicos. Tese de Doutoramento, Faculdade de Engenharia da Universidade do Porto,
Porto.
WEF. (2009). Energy conservation in wastewater treatment facilities- Manual of Practice. Water
Environment Federation, (32), VA, USA, (citado em Amand et al., 2012).
Wentzel, M., Mbewe, A., Ekama, G. (1995). Batch test for measurement of readily biodegradable COD
and active organism concentrations in municipal waste waters. Water SA, 21(2), 117-124.
Wentzel, M., Mbewe, A., Lakay, M., Ekama, G. (1999). Batch test for characterization of the
carbonaceous materials in municipal wastewater. Water SA, 25(3), 327-335.
Legislação
Decreto-lei n.º 152/97, de 19 de Junho. Relativo ao tratamento de águas residuais urbanas (transpõe
para o direito interno a Directiva n.º 91/271/CEE).
Decreto-Lei n.º 236/98, de 1 de Agosto. Estabelece normas, critérios e objetivos de qualidade com a
finalidade de proteger o meio aquático.
Decreto-Lei nº 58/2005 de 29 de Dezembro. Aprova a Lei da Água, transpondo para a ordem jurídica
nacional a Directiva n.º2000/60/CE, do Parlamento Europeu e do Conselho, de 23 de Outubro, e
estabelecendo as bases e o quadro institucional para a gestão sustentável das águas.
Decreto-Lei n.º 97/2008, de 11 de Junho. Estabelece o regime económico e financeiro dos recursos
hídricos, disciplinando a taxa de recursos hídricos, as tarifas dos serviços públicos de águas e os
contratos-programa em matéria de gestão dos recursos hídricos.
Decreto-Lei n.º 379/93, de 5 de Novembro. Estabelece o regime de exploração e gestão dos sistemas
multimunicipais e municipais de captação, tratamento e distribuição de água para consumo público, de
recolha, tratamento e rejeição de efluentes e de recolha e tratamento de resíduos sólidos.
O Decreto-Lei nº277/2009, de 2 de outubro. Estabelece o regime de manutenção e restruturação do
Instituto Regulador de Águas e Resíduos, I.P (IRAR, I.P), redenominado Entidade Reguladora dos
Serviços de Águas e Resíduos, I.p. (ERSAR, I.P).
72
73
Anexo I ETAR de Bucelas - Respirogramas & Determinação analítica das águas residuais
75
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140409_OUR2
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
30
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR1
respiração endógena 0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR3
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140409_OUR4
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140409_OUR3
respiração endógena
76
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140514_OUR3
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140514_OUR4
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140428_OUR4
respiração endógena
77
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140702_OUR4
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140716_OUR2
respiração endógena
0
5
10
15
20
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140917_OUR1
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140917_OUR2
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140702_OUR3
r respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140716_OUR3
respiração endógena
78
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20140917_OUR4
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR1
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR2
respiração endógena
79
Figura A I- 1 Respirogramas de Abril a Outubro de 2014, ensaios de AR (apresentados do lado esquerdo da página); ensaios de AR+LM (apresentados do lado direito da página)
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR2
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141007_OUR3
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR4
respiração endógena0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR3
respiração endógena
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
OU
R(g
.m-3
.h-1
)
Tempo (h)
20141015_OUR1
respiração endógena
80
Quadro A I- 1 Valores utlizados na preparação dos OUR 09-04-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 240
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 4165
Valor base de X0 (g SSV) 120
Volume de LM por litro de AM (L) 0,029
Volume de LM por OUR (L) 0,066
Quadro A I- 2 Valores utlizados na preparação dos OUR 28-04-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 294
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 4165
Valor base de X0 (g SSV) 147
Volume de LM por litro de AM (L) 0,035
Volume de LM por OUR (L) 0,035
Quadro A I- 3 Valores utlizados na preparação dos OUR 14-05-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L.1) 294
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 4165
Valor base de X0 (g SSV) 147
Volume de LM por litro de AM (L) 0,035
Volume de LM por OUR (L) 0,081
Quadro A I- 4 Valores utilizados na preparação dos OUR 02-07-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 414
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 4165
Valor base de X0 (g SSV) 207
Volume de LM por litro de AM (L) 0,050
Volume de LM por OUR (L) 0,114
81
Quadro A I- 5 Valores utilizados na preparação dos OUR 16-07-2014
Condições Experimentais (Campanha Preliminar 1)
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 295
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 3587
Valor base de X0 (g SSV) 148
Volume de LM por litro de AM (L) 0,041
Volume de LM por OUR (L) 0,095
Quadro A I- 6 Valores utlizados na preparação dos OUR 17-09-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 190
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 3587
Valor base de X0 (g SSV) 95
Volume de LM por litro de AM (L) 0,026
Volume de LM por OUR (L) 0,061
Quadro A I- 7 Valores utilizados na preparação dos OUR 07-10-2014
Condições Experimentais
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 2
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 450
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 4000
Valor base de X0 (g SSV) 225
Volume de LM por litro de AM (L) 0,056
Volume de LM por OUR (L) 0,152
Quadro A I- 8 - Valores utilizados na preparação dos OUR 15-10-2014
Condições Experimentais (Campanha Preliminar 2)
Relação S0/X0 (g O2.g SSV-1) 1
Estimativa CQO_AF (g O2.L-1) 160
Estimativa SSV_LM (g SSV.L-1) 3750
Valor base de X0 (g SSV) 160
Volume de LM por litro de AM (L) 0,043
Volume de LM por OUR (L) 0,096
82
Quadro A I- 9 Valores de SST e SSV da determinação analítica às amostras dos OUR e de licor misto da vala de oxidação nº1
Código de Amostra SST (g.m-3) SSV (g.m-3)
OUR_LM_09042014 40 30
LM_09042014 210 160
OUR_LM_28042014 150 140
LM_28042014 1640 1100
OUR_LM_14052014 1980 1630
LM_14052014 2920 2000
OUR_LM_02072014 310 260
LM_02072014 6220 4220
OUR_LM_16072014 130 110
LM_16072014 2200 1500
OUR_LM_17092014 110 80
LM_17092014 5900 4070
OUR_LM_07102014 -- --
LM_07102014 3900 2670
OUR_LM_15102014 -- --
LM_15102014 4120 2720
83
Quadro A I- 10 Valores de parâmetros analíticos na água residual
Colheita de amostra
Tipo de ensaio
ID_Ensaio CQOtotal CQOfiltrado
Data Inoculado Unidades Início Final CQO
consumo Início Final
CQO consumo
Dia-Mês-Ano Sim/Não Substrato g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3 g O2.m-3
09-04-2014 Não OUR2 119 83 36 48 32 16
09-04-2014 Sim OUR3 167 67 100 52 45 7
09-04-2014 Sim OUR4 167 70 97 52 45 7
28-04-2014 Não OUR1 310 175 135 112 62 50
28-04-2014 Sim OUR3 325 245 80 102 53 49
28-04-2014 Sim OUR4 325 181 144 102 55 47
14-05-2014 Sim OUR3 776 500 276 133 74 59
14-05-2014 Sim OUR4 776 474 302 133 85 48
02-07-2014 Não OUR3 437 242 195 96 70 26
02-07-2014 Sim OUR4 751 445 306 72 44 28
16-07-2014 Sim OUR2 287 218 69 67 39 28
16-07-2014 Não OUR3 250 158 92 83 52 31
17-09-2014 Não OUR1 144 130 14 84 45 39
17-09-2014 Sim OUR2 264 250 14 74 35 39
17-09-2014 Sim OUR4 321 300 21 69 43 26
07-10-2014 Sim OUR1 459 358 101 46 40 6
07-10-2014 Não OUR2 250 212 38 60 58 2
07-10-2014 Sim OUR3 439 394 45 53 44 9
15-10-2014 Não OUR1 <150 -- -- 69 -- --
15-10-2014 Sim OUR2 257 -- -- 56 -- --
15-10-2014 Não OUR3 <150 -- -- 70 -- --
15-10-2014 Sim OUR4 251 -- -- 66 -- ---
