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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE INGENIERÍA EN GEOLOGÍA, MINAS, PETRÓLEOS Y
AMBIENTAL
CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL
TÍTULO DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
APLICACIÓN DE POLÍMEROS NATURALES EN EL TRATAMIENTO DE
AGUAS RESIDUALES DOMÉSTICAS
AUTOR: CARLA ESTEFANÍA MEDINA SOLANO
TUTOR: Dr. CARLOS GILBERTO ORDOÑEZ CAMPAIN, MSc.
QUITO
2018
ii
© DERECHOS DEL AUTOR
Yo, Carla Estefanía Medina Solano, en calidad de autora del trabajo de investigación:
APLICACIÓN DE POLÍMEROS NATURALES EN EL TRATAMIENTO DE
AGUAS RESIDUALES DOMÉSTICAS, autorizo a la Universidad Central del Ecuador
hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta
obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los
artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
Asimismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de
conformidad a lo dispuesto en el Art.144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
En la ciudad de Quito, a los 25 días del mes de febrero de 2018
Carla Estefanía Medina Solano
C.C 1724590763
iii
iv
v
Dedicado con mucho amor para mis dos pilares de
ejemplo y lucha en lo que va de mi vida personal y
profesional, a ti mami Elizabeth Solano y a ti hermano y
amigo César Hidalgo, su apoyo y aliento ha sido
fundamental en el transcurso de mi carrera.
vi
AGRADECIMIENTO
El primer agradecimiento es a Dios por haberme brindado la vida y salud para continuar
en el logro de cada una de mis metas siempre de su mano.
A mi madre y hermano por estar pendientes de mis pasos a cada instante y no dejar que
ni por un momento me rinda dándome su apoyo y amor incondicional para poder
culminar esta etapa importante dentro de mi vida profesional.
A mis tíos Oscar y César que han sido como mis padres alentándome y guiándome por
un camino de constante esfuerzo; a mis tías Frineth y Mónica que siempre me cuidaron,
aconsejaron y corrigieron para ser la mujer que soy; y a todos mis primos que confiaron
en mí como un ejemplo a seguir. Los amo a todos.
Agradezco a la Ingeniera Ilia Alomía por brindarme su apoyo al principio del desarrollo
de mi investigación.
Agradezco enormemente al Doctor Carlos Ordoñez por la confianza, su paciencia y su
tiempo valioso dedicado a la investigación, motivándome a culminarla con su
experiencia y guía durante el desarrollo.
Agradezco a mis amigas y maravilloso amigo por ser parte de este recorrido que juntos
hemos caminado, por las experiencias vividas y momentos compartidos a nivel
académico. Gracias por su apoyo y amistad: Gaby Guacapiña, Alejandra Lasso y
Andrés Quishpe.
A ti Jennifer Solano que has sido como una hermana y siempre me has dado tu amor
incondicional, tu apoyo y palabras de aliento para cada tropiezo, para ser más fuerte y
afrontarlo, te amo bolita mía.
vii
ÍNDICE DE CONTENIDO
pág.
ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................................. i
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................................... i
RESUMEN ............................................................................................................................. ii
ABSTRACT .......................................................................................................................... iii
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1
1. MARCO TEÓRICO .................................................................................................... 2
1.1 Coagulación-Floculación ..................................................................................... 2
1.1.1 Teoría de Coagulación ...................................................................................... 2
1.2 Factores que intervienen en la coagulación ............................................................. 4
1.3 Tipos de coagulantes ............................................................................................ 5
1.4 Riesgos del uso de los coagulantes .................................................................... 14
1.5 Legislación ......................................................................................................... 15
2. MARCO METODOLÓGICO ................................................................................... 16
2.1 Muestreo ............................................................................................................. 16
2.2 Caracterización de las muestras ......................................................................... 18
2.3 Obtención de ayudantes de coagulantes ................................................................ 19
2.4 Pruebas de jarras................................................................................................. 21
2.5 Pruebas de sedimentación .................................................................................. 23
2.6 Caracterización de flóculos y ayudantes de coagulación ................................... 24
3. RESULTADOS ......................................................................................................... 25
3.1 Caracterización de las muestras .............................................................................. 25
3.2 Obtención de polímeros .......................................................................................... 25
3.3 Prueba de jarras .................................................................................................. 26
4. DISCUSIÓN .............................................................................................................. 42
5. CONCLUSIONES ..................................................................................................... 45
6. RECOMENDACIONES ........................................................................................... 47
7. BIBLIOGRAFÍA Y CITAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................... 48
ANEXOS .......................................................................................................................... 56
ÍNDICE DE TABLAS
pág.
Tabla 1. Riesgos del empleo de coagulantes y elementos químicos. .................................. 14
Tabla 2. Criterios de calidad de aguas para riego agrícola. ................................................. 15
Tabla 3. Métodos de análisis por parámetro. ....................................................................... 18
Tabla 4. Determinación del índice de Willcomb ................................................................. 24
Tabla 5. Caracterización de las muestras recogidas ............................................................ 25
Tabla 6. Dosis óptima de sulfato de aluminio ..................................................................... 26
Tabla 7. Agua Residual Doméstica, tratada con Sulfato de Aluminio ................................ 27
Tabla 8. Análisis del agua residual doméstica, tratada con almidón de maíz (una
hora) ..................................................................................................................................... 27
Tabla 9. Análisis completo de parámetros para la mejor dosis de almidón de
maíz ..................................................................................................................................... 28
Tabla 10. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez
con almidón de maíz. ........................................................................................................... 30
Tabla 11. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
almidón de maíz. ................................................................................................................. 30
Tabla 12. Análisis del agua residual doméstica, tratada con almidón de plátano
(una hora) ............................................................................................................................. 32
Tabla 13. Análisis completo de parámetros de la mejor dosis de almidón de
plátano ................................................................................................................................. 32
Tabla 14. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez con
almidón de plátano. ............................................................................................................. 35
Tabla 15. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
almidón de plátano. ............................................................................................................. 35
Tabla 16. Análisis del agua residual doméstica, tratada con Quitosano (una
hora) ..................................................................................................................................... 37
Tabla 17. Análisis completo de parámetros de la mejor dosis de quitosano. ...................... 37
Tabla 18. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez con
quitosano .............................................................................................................................. 40
ii
Tabla 19. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
quitosano .............................................................................................................................. 40
ÍNDICE DE FIGURAS
pág.
Figura 1. Composición química y estructura de la amilosa y amilopectina ..................... 8
Figura 2. Composición química del almidón (Thorton, 1998) ......................................... 8
Figura 3. Estructura del Quitosano (Rodriguez, et al., 2010) ......................................... 11
Figura 4. Mapa de ubicación de los puntos de muestreo ................................................ 17
Figura 5. Plan de muestreo ............................................................................................. 18
Figura 6. Quitosano obtenido (Hernández Cocoletzi, et al., 2009) ................................ 20
Figura 7. Dosificación con sulfato de aluminio .............................................................. 22
Figura 8. Porcentaje remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2 ........................................ 28
Figura 9. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2 ....................................... 28
Figura 10. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2 ................................. 29
Figura 11. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2 ...................................... 29
Figura 12. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y almidón de maíz
M2, P1 (Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2) ......................................................................... 31
Figura 13. Porcentaje de remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2 ................................. 33
Figura 14. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2 ...................................... 33
Figura 15. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2 ................................. 34
Figura 16. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2 ...................................... 34
Figura 17. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y almidón de plátano
M2, P1 (Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2) ......................................................................... 36
Figura 18. Porcentaje de remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2 ................................. 38
Figura 19. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2 ...................................... 38
Figura 20. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2 ................................. 39
Figura 21. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2 ...................................... 39
Figura 22. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y quitosano M2, P1
(Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2) ..................................................................................... 41
ii
TEMA: “Aplicación de polímeros naturales en el tratamiento de aguas residuales
domésticas”.
Autora: Carla Estefanía Medina Solano
Tutor: Dr. Carlos Gilberto Ordoñez Campain
RESUMEN
El presente trabajo de investigación evaluó la eficiencia de la aplicación de polímeros
naturales en el tratamiento de aguas residuales domésticas que se descargan al Río
Blanco, ubicado en el Cantón Cayambe.
En el desarrollo experimental se extrajo el almidón de plátano y quitosano, el almidón
de maíz se adquirió en el mercado local, y fueron aplicados junto con el sulfato de
aluminio a las aguas residuales domésticas recolectadas en las campañas de los meses
de junio, julio y septiembre del año 2017. Se registraron los valores de los parámetros
físico químicos de dichas aguas como el pH, turbidez, color, DQO, sulfatos, coliformes
fecales, sólidos suspendidos y aluminio.
Mediante el tratamiento de coagulación-floculación a nivel de laboratorio (test de
jarras), se determinó las dosis óptimas de Al2(SO4)3 y de los polímeros. Se evaluó
cuantitativamente los niveles de remoción con los coagulantes empleados. Los
resultados obtenidos muestran una remoción del 99.6 % en la turbidez, remoción del
97.9 % de sólidos suspendidos y 83.3 % de coliformes fecales, empleando 0.1 mg de
quitosano. En base a los resultados obtenidos, las aguas tratadas no pueden ser
destinadas para riego según el requerimiento de la normativa ambiental vigente.
PALABRAS CLAVE: /POLÍMEROS/ COAGULANTES NATURALES/ ALMIDÓN/
QUITOSANO/ COAGULACIÓN-FLOCULACIÓN.
iii
TITLE: “Natural polymers application in domestic waste water the treatment”.
Author: Carla Estefanía Medina Solano
Tutor: Dr. Carlos Gilberto Ordoñez Campain
ABSTRACT
The present research evaluated the efficiency of natural polymers application in
domestic wastewater treatment that is discharge in the Blanco River, located in
Cayambe canton.
In the experimental development, plantain and chitosan starch was extracted, corn's
starch was purchased in the local market, and were applied together with aluminum
sulphate to domestic wastewater collected in the campaigns of the months of June, July
and September of 2017. The values of the physical chemical parameters of these waters
were recorded, such as pH, turbidity, color, COD, sulphates, fecal coliforms, suspended
solids and aluminum.
By means of the coagulation-flocculation treatment at the laboratory level (jar test), the
optimal doses of Al2 (SO4) 3 and of the polymers were determined. The removal levels
were evaluated quantitatively with the coagulants used. The results obtained show a
removal of 99.6% in turbidity, removal of 97.9% of suspended solids and 83.3% of
fecal coliforms, using 0.1 mg of chitosan. Based on the results obtained, the treated
water can not be used for irrigation according to the requirements of current
environmental regulations.
KEY WORDS: /POLYMERS/ NATURAL COAGULANTS/ STARCH/ CHITOSAN/
COAGULATION-FLOCCULATION.
1
INTRODUCCIÓN
El agua es el recurso más importante para la vida y para el desempeño de diversas
actividades como son: consumo, riego, industrial, eléctrica, entre otras (Calles, 2012).
Así como el manejo adecuado de ésta antes y después de su uso es de mucha
importancia.
El Cantón Cayambe cuenta con una gran cantidad de ríos dentro de su territorio,
algunos cauces atraviesan zonas urbanas, ganaderas, industriales y agrícolas; estas
fuentes naturales son utilizadas por los pobladores de las comunidades a diario. Sin
embargo, se puede observar algunas alteraciones sobre la calidad de estos ríos por una
inadecuada disposición final de este recurso después de su uso.
Por lo expuesto anteriormente, se seleccionó como caso de estudio al Rio Blanco porque
a simple vista se aprecian descargas directas de las aguas servidas domésticas a las
orillas del mismo, adicionalmente aguas abajo, se encuentra una captación para riego
por lo que es imprescindible determinar la calidad de esta fuente para su uso en las
actividades agrícolas y ganaderas de la zona.
El estudio presentado por Araujo (2013), nos brinda información de los análisis
realizados en dos puntos del Río Blanco para cuatro parámetros: DBO5, DQO, pH,
sólidos suspendidos totales; por otra parte en la investigación realizada por Paredes y
Cuaspud, (2017), es evidente la existencia de una severa contaminación por coliformes
fecales; estos estudios presentan valores, que están fuera de los límites permisibles
según norma de calidad ambiental y de descarga de efluentes: recurso agua TULSMA
(2015), lo que indica un deterioro de la calidad.
En el presente estudio se ha considerado la problemática de contaminación de esta
fuente, teniendo como finalidad mejorar la calidad del agua del Río Blanco, para lo cual
se analizaron las características de las aguas residuales para en el futuro tratarlas y así
disminuir la carga contaminante vertida al cauce del río. Esto se pretende alcanzar
mediante
1
la implementación de un tratamiento físico-químico que disminuya la turbiedad, el
color, los sólidos suspendidos y los microorganismos patógenos. Estas variables se han
tomado en cuenta considerando que en diferentes estudios tanto Damián y Silva (2016),
como Martinez (2012), los usan como: indicadores de mejora en la calidad de las aguas
residuales y crudas.
El proceso de tratamiento más común utilizado en la presente investigación es la de
coagulación-floculación, con el cual, a través de la prueba de jarras se emplean agentes
coagulantes y floculantes de origen natural o sintético (a base de aluminio); que según
Nieboer (1995), puede presentar problemas de salud y actuar como un agente
neurotóxico produciendo enfermedades, entre ellas el Alzheimer.
Además la presente investigación busca probar y reducir la cantidad de estos agentes
químicos como el sulfato de aluminio para usarlos conjuntamente con agentes naturales
que sean biodegradables y no tóxicos (almidones de maíz y plátano; y el quitosano
extraído a partir del exoesqueleto de camarón) estos se obtuvieron en la fase
experimental y fueron ensayados en la prueba de jarras conjuntamente con el sulfato de
aluminio Al2(SO4)3, determinando cual es la dosis óptima de los mismos, concluyendo
si estos son aptos o no para tratar aguas residuales domésticas.
2
1. MARCO TEÓRICO
1.1 Coagulación-Floculación
1.1.1 Teoría de Coagulación
Proceso que desestabiliza las partículas suspendidas o disueltas (partículas coloidales)
que se encuentran estables, mediante el empleo de sustancias químicas como las sales
de aluminio o hierro, las cuales neutralizan las fuerzas que las mantienen separadas;
rodeándolas, aglutinándolas y ganando peso específico superior al del agua para formar
flóculos (Cárdenas, 2000).
Dicho proceso se usa tanto para la remoción de turbiedad orgánica o inorgánica, color
verdadero y aparente, así como para la eliminación de bacterias patógenas y destrucción
de plancton (Arboleda, 2000).
Si se realizara otro tipo de proceso de tratamiento como la sedimentación este no
funcionaría bien y no resultaría económico pues no es viable que estas partículas
desciendan por si solas (Arboleda, 2000).
Para lograr la desestabilización de las partículas se puede optar por los siguientes
mecanismos de coagulación:
a) Compresión doble capa: los coloides cargados negativamente son
rodeados por una doble capa, la cual se encuentra formada por las cargas de
la partícula y las cargas contrarias del agua que se encuentran cercanas a la
superficie del coloide; con la adición de la concentración de un electrolito
la capa disminuye la magnitud de las fuerzas repulsivas, disminuyendo
distancias haciéndolas más cercanas y efectivas (Arboleda, 2000).
3
b) Adsorción y neutralización de cargas: los coloides tienen superficies
cargadas negativamente, estas cargas atraen a los iones positivos
provenientes del coagulante que se encuentra en solución dentro del agua
formando la primera capa adherida al coloide.
El potencial existente en el plano de deslizamiento entre la superficie
cargada y la disolución, es el potencial electrocinético (potencial ZETA),
definido como la energía requerida para atraer una carga unitaria desde el
infinito hasta el “plano de cizalla”, dando como resultado el desplazamiento
de coloides y la interacción mutua, anulando el potencial obtenido por la
adición de coagulantes o floculantes, requiriendo una energía
complementaria como una agitación mecánica (Cárdenas, 2000).
c) Atrapamiento de partículas en un precipitado: las partículas
desestabilizadas son atrapadas dentro de un floc, mediante la adición
suficiente de un coagulante que por lo general son sales de metales de
aluminio o de hierro, la unión de los aniones y las partículas coloidales
forman precipitados disminuyendo la turbidez.
d) Adsorción y puente: es un proceso más económico al utilizar un polímero
aniónico con partículas cargadas negativamente, pues las moléculas del
polímero muy largas contienen grupos químicos que pueden absorber las
partículas coloidales en una de sus extremidades y en sus partes libres otra
clase de partículas, por eso se dice que las moléculas de los polímeros
forman el “puente” entre partículas coloidales (Cárdenas, 2000).
1.1.2 Floculación
Es el proceso consiguiente de la coagulación en el que por medio de la agitación las
partículas desestabilizadas se unen para formar grandes partículas estables o
aglomerados, con el tamaño y peso necesario para sedimentar con facilidad. La
floculación se ve favorecida por la mezcla lenta que hace que las partículas individuales
enlazadas (floc) se junten, cuidando que no tengan un mezclado intenso que los rompa,
pues no volverán a formar en su tamaño y fuerza óptima antes alcanzada (Asano citado
en Damián y Silva, 2016).
4
Los tipos de floculación son:
a) Pericinética: se basa en las colisiones generadas por el movimiento natural de
las moléculas e inducida por la energía térmica (movimiento browniano).
b) Ortocinética: basada en las colisiones de las partículas debido al movimiento
del agua, inducido por la energía exterior a la masa del agua, que puede ser de
origen mecánico o hidráulico (Vargas, s.f.).
1.2 Factores que intervienen en la coagulación
Para que el proceso de coagulación sea óptimo hay que tomar en cuenta los siguientes
factores:
a) pH:
Factor muy importante que se deben tener en cuenta puesto que el
coagulante a usarse trabaja de manera eficiente en un intervalo
específico de pH, si este sobrepasa su rango se necesitará aumentar la
dosis aumentando costos (Cárdenas, 2000: 16).
b) Dosis del coagulante:
Si se adiciona poca cantidad de coagulante, la partícula no se
neutraliza totalmente produciendo una gran cantidad de microflóculos
los cuales forman más turbidez en el agua. Por el contrario, un exceso
de coagulante, genera una inversión de la carga de una partícula
formando microflóculos lo que también aumenta la turbidez del agua
(Cárdenas, 2000: 17).
c) Condiciones de mezcla: la mezcla de productos químicos se realiza en dos
etapas.
En la primera, la mezcla es enérgica y de corta duración (60 seg,
máx.) llamado mezcla rápida; esta mezcla tiene por objeto dispersar la
totalidad del coagulante dentro del volumen del agua a tratar, y en la
5
segunda etapa la mezcla es lenta y tiene por objeto desarrollar los
microflóculos.
o Mezcla Rápida: si esta es inadecuada y no genera una buena
homogenización del producto conlleva a que nos dé la impresión de
que necesite un aumento de productos químicos.
o Mezcla lenta: permite que exista el contacto entre los microflóculos,
esta debe tener una velocidad que no sea muy grande, ya que los
flóculos corren el riesgo de romperse y de igual manera si el tiempo
de empleo es demasiado (Cárdenas, 2000:18).
d) Temperatura:
La variación de 1°C en la temperatura del agua conduce a la variación de la
densidad del agua, afectando la energía cinética de las partículas en
suspensión haciendo su sedimentación más lenta; las temperaturas muy altas
desfavorecen a la coagulación (Cárdenas, 2000: 17).
1.3 Tipos de coagulantes
1.3.1 Sulfato de aluminio
Es un compuesto inorgánico que forma un floc ligeramente más pesado, entre los más
conocidos tenemos: el sulfato de aluminio o alumbre hidratado Al2(SO4)3 . 18H2O, es el
compuesto comercial más económico y es ampliamente usado como floculante en la
purificación de agua potable, además de este también se usa el sulfato de aluminio
amoniacal y el cloruro de polialuminio (Arboleda, 2000).
La alcalinidad en el agua actúa como un amortiguador que evita el brusco descenso del
pH, esto se debe cuidar, pues el rango del pH para las sales de aluminio va desde 6.5 a
8.0.
Este compuesto es usado en industrias como: papeleras, para tratamiento de efluentes,
en el tratamiento de aguas residuales y de agua potable, en la industria manufactura
química en la producción de jabones de aluminio, en la farmacéutica como astringente
en la preparación de drogas y cosméticos.
6
1.3.2 Policloruro de aluminio
Es un compuesto químico que presenta mayor efectividad al momento de reducir
sustancias orgánicas a comparación del tradicional sulfato de aluminio, no es afectado
por la temperatura y tiene una reacción más rápida en la formación de flóculos, produce
menos lodos, menor consumo, remoción de turbiedad, color y lo mejor, no necesita un
ajuste de pH para su reacción.
1.3.3 Sales de hierro
Los diferentes compuestos: FeCl3, Fe2(SO4)3, y FeSO4 que se utilizan son capaces de
formar un flóculo más pesado y por ende con mayor velocidad de sedimentación que las
sales de aluminio, de igual manera, reaccionan con la alcalinidad del agua formando
hidróxidos de hierro insolubles y forman precipitados.
1.3.4 Sulfato férrico
Al igual que el sulfato de aluminio este compuesto es empleado para el tratamiento de
agua para el consumo humano y otras industrias como: la industria minera para remover
metales pesados del agua, industria pesquera para la recuperación de sólidos, aceites y
grasas del agua.
1.3.5 Cloruro férrico
Es un compuesto que forma parte de las alternativas utilizadas en el tratamiento de
efluentes, en comparación con el sulfato de aluminio se requiere una cantidad menor de
cloruro férrico. Por esa razón, se utiliza como coagulante en la potabilización del agua
debido a que minimiza los residuos de aluminio en el agua tratada, evitando cierta
toxicidad por este metal y la consiguiente preocupación por parte de las comunidades
medicas de investigación.
7
El cloruro férrico tiene una alta velocidad de reacción, actúa en un rango de pH 3.5 –
7.0 y su capacidad de remoción de sustancias orgánicas, bacterias y plancton es mayor
(Damián y Silva, 2016).
1.3.6 Polímeros
Son sustancias formadas por unidades básicas, llamadas monómeras, que se encuentran
unidas por enlaces covalentes de manera repetida. Su grado de polimerización depende
del número de monómeros que conforman la cadena polimérica.
De acuerdo a su carga y monómero de partida se clasifican en:
o No iónicos: poliacrilamidas, polímeros del óxido de etileno
o Aniónicos: copolímero de acrilamida-acrilato, poliacrilamida parcialmente
hidrolizada, polisulfónicos.
o Catiónicos: polietilenamina, polimetacrilato, copolímero de acrilamida con
grupos de amonio cuaternarios.
1.3.7 Coagulantes naturales
Son sustancias solubles en agua, procedentes de materiales de origen vegetal o animal y
representan una fuente alternativa para la disminución o eliminación de los coagulantes
sintéticos, aglomerando las partículas en suspensión en aguas (Molina, 2016). Los de
mejor rendimiento e importancia en el uso de plantas de tratamiento de agua tenemos a
los compuestos algínicos, los derivados de la tuna y nopal, los almidones y semillas de
algunas plantas (Ojeda, 2012).
a) Almidón
El almidón es un polímero natural de α-glucosa, que se encuentra en
abundancia y es almacenado en raíces, tubérculos y semillas, los lugares en los
que la planta almacena energía (Ojeda, 2012). Este polímero se encuentra
constituido por dos moléculas de peso molecular elevado: la amilosa y la
amilopectina, su fórmula química es (C6H10O5)n (Thorton, 1998).
8
Figura 1. Composición química y estructura de la amilosa y amilopectina (Anon.,
2011)
Figura 2. Composición química del almidón (Thorton, 1998)
Propiedades
Es un polisacárido que está formado por la unión de carbohidratos sencillos y
se presentan en tubérculos, tales como: la papa, yuca, en los granos de semilla,
en las frutas y en los ribosomas de las plantas (Véjar, 2005).
Además puede estar organizado en capas concéntricas en los granos, por ello
la forma de los granos es una característica específica de los distintos
almidones. Entre otra de sus propiedades tenemos la relación de
amilosa/amilopectina, las cuales varían según su fuente y estas por lo general
tienen el 20% que representa a la fracción soluble que es la amilosa y el 80%
la fracción insoluble de amilopectina (Thorton, 1998).
9
Aplicaciones
Las aplicaciones del almidón son diferentes y va acorde a la transformación
química al que este haya sido sometido, como por ejemplo: almidón
pregelatinizado (solubles en agua fría) tiene la capacidad para formar geles
permitiéndole ser aplicado en la industria alimenticia, hidrolizados de almidón
(de baja solubilidad en agua fría) de igual manera son usados por la industria
alimenticia usándolos como espesantes, almidones eterificados se usan como
estabilizantes y espesantes en la industria textil y papelera (Vian, 2006).
También pueden ser utilizados en las instalaciones de tratamiento que
emplean los polímeros sintéticos o naturales como coagulantes o como
ayudantes de coagulación; sin embargo, estos presentan inconvenientes como
la adición de sustancias insolubles en los lodos y modificación de las
propiedades físico-químicas del agua clarificada. Puede presentar ventajas y
desventajas en su aplicación como la generación de materia orgánica
provocando una disminución de oxígeno haciendo necesaria una fase de
inyección de oxígeno a los lodos. Por otro lado el uso de estos compuestos
disminuye la toxicidad de las aguas tratadas con compuestos químicos.
Estudios previos con almidón
En el estudio de Ávila Castro (2016), se toman lixiviados que son aguas que
contienen alta carga contaminante, lo cual requiere mayor dosis de compuestos
químicos y de un tratamiento mucho más meticuloso y costoso para cumplir
los parámetros necesarios para poder descargar en cuerpos de agua dulce.
Además, realizaron una caracterización previa del pH, turbiedad, color y
alcalinidad del agua cruda, para obtener la dosis óptima que fue de 75 mg de
almidón y 40 mL de agua termal; sin embargo cabe recalcar que se obtiene una
mejor remoción de la turbiedad cuando se disminuye la cantidad de almidón y
se aumenta el agua termal. Una de las conclusiones que se menciona en este
estudio es que, la adición de coagulantes naturales, como ayudantes en la
coagulación, reduce significativamente la dosis del coagulante sulfato de
aluminio.
10
Este estudio fue considerado puesto que el lixiviado es un líquido con mayor
carga contaminante y se encuentra con un acompañante, llamando la atención
en aplicar el almidón de plátano a las aguas residuales domésticas pero en
compañía del coagulante químico más usado sulfato de aluminio, para ver si se
obtienen mejores resultados en la reducción de la turbidez.
El estudio propuesto por Mantilla Escalante (2013), hace mención del análisis
de los parámetros como la turbiedad, color, pH, alcalinidad, dureza, carga
microbiana y DQO para evaluar la efectividad del proceso.
De los distintos ensayos con los diferentes coagulantes y en varias dosis se
obtuvo un buen resultado con 15 ppm de almidón nativo y 25 ppm de almidón
modificado logrando una remoción de turbidez y color. Se determinó que no
existe la necesidad de modificar el almidón ni de gelificarlo, ya que son pocas
las diferencias estadísticas entre un tratamiento y otro para la mayoría de las
variables de respuesta.
El artículo planteado por Solís Silvan, et al., (2012), realiza el estudio de una
mezcla cuyo uso de químicos como el sulfato de aluminio sea reducido
mediante la adición de un coagulante natural como el almidón de yuca, para
purificar aguas superficiales las cuales son usadas para el consumo humano. El
ensayo de coagulación-floculación fue realizado una vez preparadas las
soluciones del sulfato de aluminio comercial y del almidón de yuca, ambas
soluciones preparadas al 2% de concentración, en la prueba de jarras se colocó
la muestra de agua superficial a tratar con siete dosis diferentes de la mezcla
entre sulfato de aluminio y almidón de yuca. El mejor resultado en la remoción
de color con 28 mL de sulfato de aluminio y dos mg/L de almidón de yuca y
para la remoción de turbidez los tratamientos que contienen sulfato de
aluminio puro, 28 mL de sulfato con dos mg/L de almidón y 26 mL de sulfato
con 4 mg/L de almidón se comportan de manera similar.
Los resultados obtenidos mostraron que las mezclas de sulfato de aluminio con
almidón de yuca tienen un potencial de coagulación-floculación y podrían
ayudar al tratamiento de las aguas superficiales, abriendo nuevas posibilidades
11
de investigación para poder aplicarlas en aguas residuales industriales así
como en las municipales.
b) Quitosano
Es un polisacárido compuesto de (β -(1,4)-2-amino-2-deoxi-D-glucosa), el
cual resulta ser producto de la desacetilación de la quitina, su diferencia se
observa en el carbono 2, en el cual encontramos el grupo amino (–NH2).
Figura 3. Estructura del Quitosano (Rodriguez, et al., 2010)
El quitosano es un polímero biodegradable de alto peso molecular, no tóxico
de fácil aplicación y amigable con el ambiente. Se encuentra de forma natural
en las paredes celulares de algunas plantas y hongos. Sin embargo, su mayor
fuente se encuentra mediante la desacetilación química o enzimática de la
quitina.
Propiedades
Estas dependen de su grado de desacetilación y su peso molecular promedio,
así como también su cristalinidad, el contenido de agua y de proteínas son
propiedades que se deben considerar para sus diferentes aplicaciones en
distintos campos.
El porcentaje de los grupos amino libres en la molécula del quitosano es a lo
que se le denomina grado de desacetilación, sin embargo, si este elimina al
menos un 50 % de los grupos acetilo ya es considerado quitosano y si llega a
un 100 % de desacetilación es quitosano puro.
Una de sus propiedades importantes es la solubilidad y este depende del
grado de desacetilación y degradación del polímero, por ello el quitosano es
fácilmente soluble en soluciones acuosas de los ácidos orgánicos e
12
inorgánicos con pH ˂ 6.5; además tiene una alta viscosidad, propiedad que
nos permite emplearlo como un espesante, estabilizante o agente de
dispersión Gacén y Gacén Esbec, (1996).
Por otra parte tiene la capacidad de absorber metales presentes y disueltos en
los medios acuosos dependiendo de los aspectos físicos como su forma
(hojuelas o de películas), el estado en el que se encuentre y el tiempo de
contacto con el medio a ser aplicado Nieto Orellana y Orellana Ulloa (2011).
Aplicaciones
El quitosano presenta diversas aplicaciones debido a sus propiedades, pues es
versátil en actividades biológicas y aplicaciones químicas. Entre las
principales tenemos: la agricultura usándolo como un fertilizante para activar
un mecanismo de defensa de las plantas; en medicina logrando
inmovilización de enzimas sensibles, homeostático y anticoagulante; en la
industria alimenticia como agente preservante y aditivo espesante, gelificante
y estabilizador; en cosmética, para eliminar la placa bacteriana, agente
hidratante para la piel, en la industria papelera y textil se lo usa para brindar
resistencia al deterioro microbiano o al quebranto, mayor impermeabilidad,
brillo, mejorar las propiedades de colorantes y tintas (Rinaudo, 2006).
Uno de los usos de gran interés debido a las características que presenta el
quitosano, es el tratamiento de aguas residuales, debido a que este se
encuentra cargado positivamente y esto permite asociarse fácilmente con
iones de metales disueltos en medios acuosos. También, presenta
características como agente coagulante primario en aguas de alta turbidez,
como agente floculante para la remoción de partículas coloidales sólidas,
aceites del pescado y residuos orgánicos. Cabe añadir que, su capacidad
inocua ante los seres vivos y hacia la naturaleza nos permite usarlos de las
maneras antes mencionadas Nieto Orellana y Orellana Ulloa, (2011).
Estudios previos con quitosano
En el estudio de Damián y Silva, (2016), realizan prueba de jarras para
medir el desempeño de los productos químicos, coagulantes, floculantes así
13
como su dosificación para la obtención de una buena calidad del agua
tratada, esta agua proviene de fuentes naturales. Este proceso es utilizado
porque permite ajustar el pH, variar las dosis de coagulantes o polímeros,
variando las velocidades de mezclado.
Para eliminar los coloides se hace uso de polímeros naturales cuya selección
se atribuye a su alto peso molecular así, almidón de plátano, látex del plátano
y el quitosano, estos compuestos han sido obtenidos por los autores; las dosis
óptimas de quitosano para remover turbidez son de 80 ppm y de 90 ppm
reduciendo el color en lo que respecta a aguas naturales; en aguas que
contienen petróleo la dosis óptima es de 80 ppm disminuyendo la cantidad de
sólidos suspendidos; por otro lado, la dosis óptima del almidón de plátano es
de 60 ppm disminuyendo la turbidez del agua cruda.
Como su conclusión de su estudio obtuvieron que, el quitosano es un
coagulante efectivo para el tratamiento de agua con remoción de sólidos
coloidales responsables de la turbidez y color del agua.
El estudio propuesto por Nieto Orellana y Orellana Ulloa, (2011), de gran
interés es la aplicación de quitosano como un descontaminante de aguas,
actuando como resina intercambiadora de iones debido a que se asocia
fácilmente a metales disueltos en medios acuosos, por otra parte, dentro de la
bibliografía revisada mencionan que tienen buenos resultados en la reducción
del material suspendido y de la demanda química de oxígeno.
Se ha usado el método convencional de prueba de jarras mediante el cual se
determinaron el tipo y la dosificación adecuada del coagulante y floculante,
así como el pH óptimo, tiempo y velocidad del mezclado. Las dosis
aprobadas del quitosano de concentración al 1% en el agua contaminada con
cromo fueron de 15, 30 y 60 mL y diferentes valores de pH de 5, 7 y 9. La
dosis que presenta un mayor rendimiento en la remoción del Cr6+ es la de 60
mL con un tiempo de floculación entre 5 y 15 min y un pH neutro.
Como conclusión obtuvieron que: el quitosano demostró gran eficiencia en la
floculación a los cinco minutos de su aplicación. Sin embargo, la agitación a
más de cinco minutos provoca rompimiento de los flóculos; por lo que los
14
sedimentos deben ser retirados cuanto antes. En este mismo tiempo se
observó que mientras mayor es la concentración de quitosano mayor es la
remoción del cromo.
1.4 Riesgos del uso de los coagulantes
El uso de coagulantes químicos en el tratamiento de aguas residuales genera ventajas,
sin embargo su empleo también presenta desventajas tanto al ambiente como al ser
humano, en la siguiente tabla se muestra los riegos que generan.
Tabla 1. Riesgos del empleo de coagulantes y elementos químicos.
Coagulantes Riesgos
Sulfatos
Estos iones pueden actuar como laxantes si se ingieren en elevadas cantidades
las cuales sobrepasen de la capacidad del intestino para absorberlas. Los grupos
más afectados son los niños en especial los recién nacidos por usar productos de
lactancia artificial con aguas con alto contenido de sulfatos. El criterio de
calidad del sulfato en el agua para consumo es hasta 500 mg/L.
Cloruros
Los cloruros pueden aumentar la conductividad provocando que ocurra
salinización.
Elementos Afecciones a la salud Afecciones al suelo
Hierro
El exceso de hierro en el cuerpo es
almacenado en forma de hemosiderina,
lo que conduce a una enfermedad
hemosiderosis (hemosiderina en el
hígado y en el bazo) y hemocratosis
(excesivos depósitos de Fe en los
tejidos).
Pues una dosis de 900 mg de Fe puede
ser fatal, aun con ingestas menores en
un rango de 250 a 300 mg al día.
Por lo general no existe una toxicidad
al suelo por el hierro pues este es un
micronutriente necesario para las
plantas, sin embargo se presenta un
estrés en la rizosfera, causado por la
deficiencia de varios nutrientes.
El contenido de Fe en las plantas
afectadas por lo general va de 300 –
2000 mg Fe/kg
Aluminio
El aluminio es neurotóxico y por
evidencias que muestran las
exposiciones este es causante de varias
enfermedades neurológicas, entre ellas
se tiene la enfermedad de Alzheimer,
debido a que se han encontrado altos
niveles de aluminio en personas que
han estado expuestas a este.
Según (FAO/OMS, 2008) la ingesta
semanal tolerable permisibles es de 1
mg/kg de peso corporal.
La alta concentración de Al3+ genera
estrés en las plantas cultivadas en
especial en las raíces disminuyendo
su volumen, reduciendo su capacidad
de tomar los nutrientes y el agua.
Fuente: Zamora, et al., (2008), Elcinto, (2000), Casierra, et al., (2007), Dobermann y Fairhurst, (2000)
15
1.5 Legislación
Como base legal para el cumplimiento de los requerimientos aplicables a esta
investigación, se ha tomado al Acuerdo Ministerial 097-A donde constan el Anexo 1
del Libro VI del Texto Unificado de Legislación Secundaria del Ministerio del
Ambiente (TULSMA): Norma de Calidad Ambiental y de Descarga de Efluentes al
Recurso Agua, allí se encuentra la Tabla 3: Criterios de Calidad de Aguas para Riego
Agrícola. Esta tabla contiene los lineamientos de los parámetros que se van analizar,
cumpliendo criterios de calidad para el uso de riego agrícola.
Tabla 2. Criterios de calidad de aguas para riego agrícola.
Parámetro Expresado como Unidad Criterio de
calidad
Aluminio Al mg/L 5.0
Coliformes fecales NMP NMP/100 mL 1000
pH pH 6 – 9
Sulfatos SO4 2- mg/L 250
DQO N.A
Turbidez N.A
Color N.A
Sólidos
suspendidos N.A
Fuente: TULSMA, (2015)
16
2. MARCO METODOLÓGICO
2.1 Muestreo
Se realizó el muestreo en dos puntos de descarga directa en el Río Blanco del Cantón
Cayambe, se recolectaron muestras compuestas debido a que no presentan un flujo
uniforme y su calidad es representativa en el tiempo y en el lugar de su recolección.
Las muestras se tomaron de 17:00 a 19:30 horas; la primera jornada fue el día 28 de
junio, la segunda, el día 24 de julio de 2017 y la tercera el día 11 de septiembre de 2017,
(esta última para confirmar la remoción de coliformes con el tratamiento). Se escogió en
este horario debido a que no existe actividad en las viviendas en el horario de la
mañana, esto se determinó mediante visitas previas al lugar.
Con el antecedente que no existe actividades continuas en el transcurso del día, la
muestra se considera compuesta aunque no haya sido recolectada las 24 horas, pues
cada desfogue de agua residual que se podía recolectar no evidenciaba una
homogeneidad de manera que si se recolectaba una sola descarga esta no sería
representativa.
La ubicación de los puntos de muestreo corresponde a la vía 21 de julio y Rocafuerte
(eje longitudinal), el primer punto de muestreo se lo ha denominado P1 con coordenadas
X: 818,259.965; Y: 10,005,352.158 metros y al segundo punto de muestreo P2 con
coordenadas X: 818,726.876; Y: 10,005,425.530 metros. Para una mejor comprensión
se pueden ubicar los puntos muestreados mediante un mapa, realizado con el programa
ArcGIS 10.1 usando la carta cartográfica del Cantón Cayambe, en la Figura 4.
Los puntos de recolección han sido elegidos en función a su accesibilidad y para su
conservación, para ello se siguieron los lineamientos de acuerdo a las Normas (INNEN
2176, 2013) e (INNEN 2169, 2013); por cada punto se recolectaron nueve litros; así
mismo, se recolectó la muestra para analizar coliformes fecales en recipientes
esterilizados, todas las muestras fueron etiquetadas y guardadas en un cooler con hielo,
para luego ser
17
trasladadas a las instalaciones del laboratorio en donde se realizaron las pruebas y
análisis correspondientes.
Los muestreos por punto han sido identificados en las tablas como: M1, P1 y M1, P2
para el primer muestreo; M2, P1 y M2, P2 para el segundo muestreo; M3, P1 y M3, P2
para el tercer muestreo.
Figura 4. Mapa de ubicación de los puntos de muestreo
18
A continuación se presentan los diagramas de flujo correspondientes a la fase del
muestreo y de análisis que se realizaron:
Figura 5. Plan de muestreo
2.2 Caracterización de las muestras
Las muestras fueron sometidas a análisis de laboratorio mediante la utilización de los
siguientes métodos y análisis:
Tabla 3. Métodos de análisis por parámetro.
Parámetros Método de análisis y equipos
Coliformes fecales Recuento por dilución en placas petriflim.
Demanda Química de
Oxígeno
PEE/A/02 Ref: Standard Methods 5220-D, utilizando el equipo
Espectrofotómetro Visible Hach DR 4000.
Potencial de hidrógeno PEE/A/03 Ref: Standard Methods 4500-H+, utilizando el equipo de
WTW pH 720.
Sólidos suspendidos
Ref: STANDARD METHODS 2540-B; utilizando la balanza electrónica
Sartorious BL 12OS
Turbidez Ref: STANDARD METHODS 2130 B; utilizando el Espectrofotómetro
Visible Hach DR 4000.
Color
Ref: STANDARD METHODS 2120 C; utilizando el equipo
Espectrofotómetro Visible Hach DR 4000
Temperatura
Ref: Standard Methods 2550 B; utilizando el termómetro de Mercurio.
Aluminio
Método estandarizado de análisis 3111 B (límite de detección 1.1 mg/L)
Sulfatos
4500-SO4 método E
Fuente: (Rice, et al., 2012)
19
2.3 Obtención de ayudantes de coagulantes
2.3.1 Almidón de maíz
La preparación va de acuerdo al siguiente procedimiento:
Se inicia con la selección de un maíz apropiado libre de impurezas que puedan contener
los granos tales como basura, insectos, hongos; se procede a macerar el maíz en agua
con SO2 disuelto. Esto se realiza con el fin de evitar contaminaciones bacterianas y
pardeamientos por oxidación.
Se rompe la película que constituye el salvado y se separa el germen, una vez hecho
esto se proceder a triturar el germen con agua y SO2 obteniéndose una suspensión fina
del almidón junto con la fibra y proteínas. Mediante centrifugación se separan las fibras
y las proteínas y, finalmente se seca el almidón obteniendo un polvo blanco (Primo
Yúfera, 2007).
A pesar de tener el procedimiento este almidón fue adquirido en el mercado local,
previamente revisado las distintas marcas optando por el almidón nativo del mercado
local de Santa Clara.
2.3.2 Almidón de plátano
La preparación se realizó siguiendo el método usado por Mantilla Escalante (2013), con
algunas modificaciones como el tiempo de secado.
• Selección y pesado
• Lavar con agua potable y desinfectar con una solución de hipoclorito de
sodio durante 10 minutos.
• Pelar el fruto y rebanar en cortes de 4mm de espesor.
• Tratamiento químico: las rodajas de plátano se someterán a un tratamiento
con ácido cítrico al 3% en agua destilada durante 15 min.
• Secar a 40°C durante 18 horas en la estufa.
• Moler, tamizar y empacar.
20
2.3.3 Obtención de quitosano
Se utilizó el procedimiento descrito por Hernández Cocoletzi, et al., (2009), que fue
modificado en algunas fases:
• Los residuos de camarón fueron separados de sus caparazones, para ser lavados
meticulosamente con abundante agua, retirando los restos orgánicos (la carne de
las cabezas y colas) que pudieran estar presentes.
• Los exoesqueletos obtenidos, fueron secados en una estufa a 60-70 °C, durante
24h, para que estén totalmente deshidratados. Los exoesqueletos secos y libres
de cabeza, patas y cola se sometieron a un proceso de trituración y tamizados
para eliminar las partículas más grandes y obtener las partículas más pequeñas.
• A continuación se procedió con la desmineralización de los exoesqueletos, se
pesó cierta cantidad de caparazón triturado y se colocó en un vaso de
precipitación con una solución de HCl (0.6 N) en una relación 1:11 sólido-
líquido; se reguló la temperatura a 30 °C, se agitó por 3 horas, de forma manual.
• Posteriormente, se realizó la desproteinización de la muestra con una solución de
NaOH al 1% en una relación 1:6 sólido-líquido a una temperatura de 30°C en 2
periodos de tiempo (7 horas y 6 horas) con agitación manual cada 10 minutos
asegurando que exista una completa desproteinización.
• La quitina obtenida es sometida al proceso de desacetilación, para convertirse en
quitosano; para ello se pesó una cantidad de quitina obtenida y se mezcló con
una solución de NaOH al 50% en una relación 1:4 sólido-líquido en dos fases:
o Primero por 2 horas a 60 °C y
o Posteriormente por 2 horas a 100°C.
Figura 6. Quitosano obtenido (Hernández Cocoletzi, et al., 2009)
En cada una de las etapas mencionadas, el producto fue lavado reiteradamente con agua
destilada hasta obtener un pH estable, en nuestro caso el pH final fue de 10.2.
21
2.4 Pruebas de jarras
La prueba de jarras es una simulación a nivel de laboratorio de cómo funcionan las
plantas de tratamiento en la clarificación del agua. Sirven para determinar las dosis
óptimas de los productos químicos y otros parámetros como: pH, temperatura,
concentración de coagulante, secuencia de aplicación de sustancias químicas, grado de
agitación, tiempo de sedimentación.
El equipo para pruebas de jarras usado en este estudio fue de marca Phipps & Bird, que
consta de 4 paletas mecánicas las cuales se usan simultáneamente y permite regular la
velocidad de agitación (RPM) Yaniris Acosta (2006).
Este es un proceso de simulación y por ello es importante mantener algunas condiciones
controladas de operación como: el gradiente hidráulico, la aplicación de los reactivos y
el tiempo de mezcla lenta y rápida.
• Mezcla rápida: esta tiene como objetivo provocar la mezcla entre el químico
añadido y la muestra de agua a tratar, generando un movimiento turbulento que
garantiza su homogenización, de manera que se logre desestabilizar las
partículas y se aglomeren. El tiempo de mezcla rápida usado en los ensayos fue
de 150 RPM por un periodo de un minuto.
• Mezcla lenta: la velocidad de mezcla lenta fue de 60 RPM por un periodo de 10
minutos, el objetivo es generar una aglomeración masiva y más estable
facilitando su posterior sedimentación Mendez Novelo, et al., (2009).
• Reposo: el tiempo de reposo recomendable es de 30 minutos, pero para efecto
de conocer los tiempos y velocidades de sedimentación de nuestras aguas
tratadas, se las dejó reposar por el lapso de 1 hora en los conos de sedimentación
Yaniris Acosta (2006).
2.4.1 Determinación de dosis óptimas de sulfato aluminio
En la determinación de la dosis óptima de sulfato de aluminio, se procedió de la
siguiente manera:
- Tomar 250 mL de cada muestra recolectada y colocar en un vaso de
precipitación.
22
- Añadir diferentes dosis de la solución de sulfato de aluminio preparada al (2 %),
y con la ayuda del equipo de jarras homogenizar la muestra con la solución. La
prueba se realizó hasta que se evidenció la formación de flóculos y un horizonte
clarificado Solís Silvan, et al., (2012).
- La muestra tratada se dejó reposar por 30 minutos y se procedió a realizar un
ajuste de pH a 6 y análisis de turbidez, color y sólidos suspendidos.
o Cálculo del sulfato de aluminio de concentración 2% de mL a mg
2000 𝑚𝑔 𝐴𝑙2(𝑆𝑂4)3
1000 𝑚𝐿 𝐴𝑙2(𝑆𝑂4)3× 37.5 𝑚𝐿 𝐴𝑙2(𝑆𝑂4)3 = 75 𝑚𝑔 𝐴𝑙2(𝑆𝑂4)3
Este cálculo se llevó a cabo con cada dosis óptima de sulfato que se requería para las
diferentes muestras en cada punto de muestreo.
Figura 7. Dosificación con sulfato de aluminio
2.4.2 Determinación de las dosis óptimas de sulfato de aluminio con almidón de
maíz y plátano
Se tomó el mismo volumen (250 mL) de las muestras de cada uno de los puntos. Una
vez determinada la dosis óptima del sulfato de aluminio se continuó con la aplicación de
los polímeros y ver así su dosificación óptima. Adicionalmente, se realizaron varias
pruebas con el empleo extra de ceniza, zeolita y arcilla con el fin de acelerar la
sedimentación haciendo que los flóculos adquieran más peso.
La dosificación conjunta de estos elementos se realizó con la transformación de los
mililitros de sulfato en miligramos, para establecer una compensación en peso de lo que
23
se disminuya de sulfato de aluminio Solís Silvan, et al., (2012); para encontrar la
cantidad óptima de almidón, se adoptó el siguiente procedimiento:
- Tomar 250 mL de muestra en un vaso de precipitación.
- Pesar y añadir las cantidades de almidón conjuntamente con el sulfato.
- Ajustar el pH en un rango de 6 – 9.
- Dejar reposar durante una hora en los conos de sedimentación para conocer los
tiempos de sedimentación.
- Posterior a esto se realizaron los análisis de los parámetros seleccionados.
2.4.3 Determinación de las dosis óptimas de sulfato de aluminio con quitosano
Para encontrar la dosis óptima de quitosano se realizaron las siguientes actividades:
- Preparar la solución de quitosano al 1% de concentración, en ácido acético al
4%.
- Tomar 250 mL de muestra en un vaso de precipitación.
- La dosificación se hará compensado cierto volumen de sulfato de aluminio con
un volumen de la solución de quitosano.
- Ajustar el pH en un rango de 6 – 9.
- Dejar reposar durante una hora en los conos de sedimentación para conocer los
tiempos de sedimentación.
- Posterior a esto se realizaron los análisis de los parámetros seleccionados.
Ya con la ejecución de los ensayos probando la dosificación conjunta del producto
químico (sulfato de aluminio), con los diferentes polímeros (almidón de maíz, almidón
plátano y quitosano), se realizara una evaluación de su aplicación y finalmente una
comparación de cuál de ellos presenta un mejor resultado en la remoción de los
parámetros analizados.
2.5 Pruebas de sedimentación
Luego de la agitación a la que han sido sometidas las muestras tratadas, fueron
colocadas en conos de sedimentación dejándolas reposar, cada 4 minutos durante los
24
primeros 20 minutos se registra el volumen de sedimentación de los lodos, luego a la
media hora y finalmente a la hora, con estos valores se procedió a dibujar las curvas de
sedimentación. (Ver anexo B).
2.6 Caracterización de flóculos y ayudantes de coagulación
Fue notoria la diferencia en cuanto a la calidad de los flóculos usando solamente el
sulfato de aluminio y cuando fueron adicionados los diferentes polímeros usados en el
estudio, su consistencia y tamaño variaba mucho, presentando un mejor flóculo con la
adición exclusiva del sulfato de aluminio.
La calidad de los flóculos se evaluará a través del “Índice de Willcomb”.
Tabla 4. Determinación del índice de Willcomb
Índice Descripción
0 Ausente
Ningún signo de aglutinación
2 Visible
Floc muy pequeño, casi imperceptible para un
observador no entrenado.
4 Disperso
Floc bien formado pero uniformemente distribuido.
(Sedimenta muy lentamente o no sedimenta).
6 Claro
Floc de tamaño relativamente claro. Precipita con
lentitud.
8 Bueno
Floc que se deposita fácil pero no completamente.
10 Excelente
Floc que se deposita todo dejando el agua cristalina.
Fuente: Lozano Rivas, (2013)
25
3. RESULTADOS
3.1 Caracterización de las muestras
La caracterización de las muestras de las aguas residuales domésticas recolectadas
fueron analizadas en el laboratorio, los resultados se presentan en la Tabla 5, detallada a
continuación:
Tabla 5. Caracterización de las muestras recogidas
Muestreo Puntos (M1, P1) (M1, P2) (M2, P1) (M2, P2) (M3, P1) (M3, P2)
Parámetro Unidad Valor Valor Valor Valor Valor Valor
pH
7,30 6,95 5,76 5,88 5,61 5,37
Turbidez NTU 54,9 50,6 1633 686 1120 704,2
Color Pt-Co 1675 2150 4650 3425 4612,5 2675
DQO mg/L 1436 1972,5 2310 2000 2140 1795
Sulfatos mg/L 41,9 45,6 335 65 305 222,5
Coliformes Fecales Ufc/100
mL 95000 172500 48000 35500 7000 18000
Sólidos
Suspendidos mg/L 143 168 485 476 825 403
Aluminio mg/L ND ND ND ND ND ND
ND: no detectable por el método (E.A.A – llama) límite de detección de 1,1 mg/L.
3.2 Obtención de polímeros
a) Almidón de maíz: este fue adquirido previa observación de las diferentes
marcas que ofrece el mercado, optando por adquirirla en un depósito en el cual
no usaban ningún tipo de conservante más que el almidón nativo.
b) Almidón de plátano: este se lo obtuvo en el laboratorio basado en la
metodología previamente descrita partiendo de cuatro plátanos verdes o
conocido con su nombre científico Musa AAB (Cedeño, s.f.), se tomaron cuatro
plátanos con un peso de 2.64 libras en total, luego de ser deshidratados y
triturados se obtuvo un peso de 634.7 g.
26
c) Quitosano: para la extracción de este se consiguieron cinco libras de cáscaras de
camarón en el mercado de Iñaquito, de igual manera se realizó el procedimiento
antes mencionado obteniendo 221 g de cáscara limpia y deshidratada y ya
triturada teniendo 108.02 g de polvo de camarón. Para transformarlo en
quitosano se preparó soluciones de NaOH al 1% usando 10 g NaOH, para usarlo
en una relación 1:6 sólido-líquido; y NaOH al 50% usando 500 g NaOH, para
usarlo en una relación 1:4 sólido-líquido.
3.3 Prueba de jarras
A continuación se presentan las diferentes dosificaciones del sulfato de aluminio y de
los tres ayudantes de coagulación que fueron empleados en cada prueba de jarras, así
como los porcentajes de remoción para la mejor dosis por ayudante de coagulación.
Tabla 6. Dosis óptima de sulfato de aluminio
Punto de
muestreo
Volumen de la
muestra (mL)
Dosis óptima
de Al2(SO4)3
(mg/L) 2 %
Primer
muestreo
M1, P1 250 75
M1, P2 250 75
Segundo
muestreo
M2, P1 250 16
M2, P2 250 16
Tercer
muestreo
M3, P1 250 11
M3, P2 250 8
27
Tabla 7. Agua Residual Doméstica, tratada con Sulfato de Aluminio
Parámetros analizados
pH
Turbidez
(NTU)
% de
remoción
turbidez
Color
(Pt-
Co)
% de
remoción
color
Solidos
suspendidos
(mg/L)
% de
remoción
sólidos
suspendidos
Primer
muestreo
M1, P1 6.1 9.30 83.1 119 92.9 10 93.0
M1, P2 5.8 6.58 87.0 79 96.3 9 94.6
Segundo
muestreo
M2, P1 6.4 11.4 99.3 125.6 97.3 13 97.3
M2, P2 6.6 28.2 95.9 147.3 95.7 28 94.1
Tabla 8. Análisis del agua residual doméstica, tratada con almidón de maíz (una
hora)
Punto de muestreo
Dosis
de
almidón
(mg)
Parámetros analizados
pH Turbidez
(NTU)
% de
remoción
turbidez
Color
(Pt-
Co)
% de
remoción
Color
Primer
muestreo
M1, P1
5 6.05 18.8 65.8 316 81.1
10 6.19 35.8 34.8 300 82.0
15 6.51 18.6 66.1 133 92.0
20 6.53 20.9 61.9 199 88.1
25 6.90 24.5 55.4 107 93.6
M1, P2
5 6.79 11.2 77.8 64 97.0
10 7.06 8.30 83.6 60 97.2
15 7.11 16.3 67.8 61 97.2
20 6.90 9.90 80.3 58 97.3
25 6.83 9.80 80.6 141 93.4
Segundo
muestreo
M2, P1
2 6.31 7.20 99.5 93 98.0
4 6.34 13.2 99.1 116 97.5
6 6.65 22.6 98.6 194 95.8
8 7.24 51.8 96.8 225 95.2
10 7.30 74.3 95.5 1225 64.2
M2, P2
2 6.62 21.5 96.9 305 91.0
4 6.82 15.5 97.7 395 88.5
6 6.95 13.5 98.0 310 90.9
8 6.85 19.5 97.2 375 89.1
10 6.44 33.1 95.1 455 86.7
28
Tabla 9. Análisis completo de parámetros para la mejor dosis de almidón de maíz
Punto de muestreo
Dosis
óptima
mg
pH DQO Cf. Sulfatos S.s. Cnd. Al.
(mg/L) Ufc/mL mg/L mg/L µs/cm mg/L
Primer
muestreo
M1, P1 15 6.51 987 85000 1425 23 4.62 ND
M1, P2 10 7.06 1498 ---- 1862.5 27 3970 ND
Segundo
muestreo
M2, P1 2 6.34 310 46000 230 14 972 ND
M2, P2 6 6.95 651 31000 252.5 17 1259 ND
Cf: coliformes; S.s: sólidos suspendidos; Cnd: conductividad; Al: aluminio; ND: no detectable por el
método < 1.1 utilizado (E.A.A - llama)
Figura 8. Porcentaje remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2
La gráfica ocho indica que con la aplicación de 15 mg de almidón de maíz se tiene una
remoción de turbidez de un 66.1 % en M1, P1 y que con 10 mg de almidón de maíz se
obtuvo una remoción de turbidez de un 83.6 % para M1, P2.
Figura 9. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2
0
20
40
60
80
100
5 10 15 20 25 5 10 15 20 25
% r
emo
ció
n
mg almidón de maíz
M1,P1 M1, P2
707580859095
100
5 10 15 20 25 5 10 15 20 25
% r
emo
ció
n
mg almidón de maíz
M1,P1 M1, P2
29
En la gráfica nueve se puede observar que con 15 mg de almidón de maíz tenemos una
remoción de color de un 92.0 % en M1, P1 y que con 10 mg de almidón de maíz se
obtuvo una remoción de turbidez de un 97.2 % para M1, P2.
Figura 10. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2
En la gráfica 10 se puede observar que con dos mg de almidón de maíz tenemos una
remoción de turbidez de un 99.5 % en M2, P1 y que con seis mg de almidón de maíz se
obtuvo una remoción de turbidez de un 98.0 % para M2, P2.
Figura 11. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2
La figura 11 muestra que con dos mg de almidón de maíz tenemos una remoción de
color de 98.0 % en M2, P1 y que con seis mg de almidón de maíz se tuvo una remoción
de color de 90.9 % para M2, P2.
92
94
96
98
100
2 4 6 8 10 2 4 6 8 10
%re
mo
ció
n
mg almidón de maíz
M2, P1 M2, P2
0
20
40
60
80
100
120
2 4 6 8 10 2 4 6 8 10
% r
emo
ció
n
mg almidon de maiz
M2, P1 M2, P2
30
Tabla 10. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez con
almidón de maíz.
Dosis
P1 P2 Promedio
Desviación
estándar
Primer
muestreo
5 65.8 77.8 71.8 8.49
10 34.8 83.6 59.2 34.51
15 66.1 67.8 66.95 1.20
20 61.9 80.3 71.1 13.01
25 55.4 80.6 68 17.82
Segundo
muestreo
2 99.5 96.9 98.2 1.84
4 99.1 97.7 98.4 0.99
6 98.6 98 98.3 0.42
8 96.8 97.2 97 0.28
10 95.5 95.1 95.3 0.28
La tabla 10 muestra el promedio y la desviación estándar de los porcentajes de remoción
de turbidez existentes entre cada punto de muestreo con las diferentes dosis aplicadas,
siendo evidente que en el primer muestreo se obtienen apreciables desviaciones.
Tabla 11. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
almidón de maíz.
Dosis P1 P2 Promedio
Desviación Estándar
Primer muestreo
5 81.1 97 89.05 11.24
10 82 97.2 89.6 10.75
15 92 97.2 94.6 3.68
20 88.1 97.3 92.7 6.51
25 93.6 93.4 93.5 0.14
Segundo muestreo
2 98 91 94.5 4.95
4 97.5 88.5 93 6.36
6 95.8 90.9 93.35 3.46
8 95.2 89.1 92.15 4.31
10 64.2 86.7 75.45 15.91
La tabla 11 se muestran el promedio y la desviación estándar de los porcentajes de
remoción de color existentes entre cada punto de muestreo con las diferentes dosis
aplicadas, observando valores considerables de desviación.
31
Figura 12. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y almidón de maíz M2,
P1 (Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2)
La curva del ensayo uno muestra que en una hora descendieron los flóculos con mayor
peso mostrando una estabilidad, llegando a tener una altura de 35 mm de lodos
sedimentados. Mientras que la curva del ensayo dos muestra que en el mismo tiempo
los flóculos llegaron a tener una altura de 20 mm de lodos sedimentados.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 20 40 60 80
altu
ra (
mm
)
tiempo (min)
ensayo 1
ensayo 2
32
Tabla 12. Análisis del agua residual doméstica, tratada con almidón de plátano
(una hora)
Punto de
muestreo
Dosis de
almidón
(mg)
Parámetros analizados
pH Turbidez
(NTU)
% de
remoción
turbidez
Color
(Pt-Co)
% de
remoción
Color
Primer
muestreo
M1,
P1
5 7,77 15,0 72,7 243 85,5
10 7,89 12,6 77,0 246 85,3
15 7,97 26,1 52,5 268 84,0
20 8,00 18,3 66,7 310 81,5
25 7,13 20,4 62,8 275 83,6
M1,
P2
5 7,59 24,1 52,4 516 76,0
10 7,39 26,1 48,4 450 79,1
15 7,35 21,6 57,3 435 79,8
20 7,73 16,4 67,6 301 85,6
25 6,04 19,6 61,3 240 88,8
Segundo
muestreo
M2,
P1
2 6,08 14,1 99,1 173 96,3
4 7,23 29,2 98,2 326 93,0
6 6,93 18,1 98,9 172 96,3
8 7,59 50,4 96,9 715 84,6
10 7,27 28,2 98,3 805 82,7
M2,
P2
2 6,17 31,4 95,4 407 88,1
4 6,03 31,9 95,3 302 91,2
6 6,40 26,3 96,2 255 92,6
8 6,44 24,3 96,5 263 92,3
10 6,35 17,2 97,5 298 91,3
Tabla 13. Análisis completo de parámetros de la mejor dosis de almidón de plátano
Punto de muestreo
Dosis
óptima
mg
pH DQO Cf. Sulfatos S.s. Cnd. Al.
(mg/L) Ufc/mL mg/L mg/L µs/cm mg/L
Primer
muestreo
M1, P1 10 7.89 605 47500 1650 29 3980 0.95
M1, P2 20 7.73 753 62500 1325 34 439 0.40
Segundo
muestreo
M2, P1 2 6.08 563 15000 252.5 28 1661 ND
M2, P2 10 6.35 699 28000 177.5 31 864 ND
Cf: coliformes.; S.s: sólidos suspendidos; Cnd: conductividad; Al: aluminio; ND: no detectable por el
método < 1.1 utilizado (E.A.A - llama)
33
Figura 13. Porcentaje de remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2
La figura 13 indica que con 10 mg de almidón de plátano tenemos una remoción de
turbidez de 77.0 % en M1, P1 y que con 20 mg de almidón de plátano se obtuvo una
remoción de turbidez de un 67.6 % para M1, P2.
Figura 14. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2
La figura 14 muestra que con la aplicación de 10 mg de almidón de plátano se obtiene
una remoción de color de 85.3 % en M1, P1 y que con 20 mg de almidón de plátano se
obtuvo una remoción de color de 85.6 % para M1, P2.
0
20
40
60
80
100
5 10 15 20 25 5 10 15 20 25
% r
em
oci
ón
mg almidón de plátano
M1, P1 M1, P2
65
70
75
80
85
90
5 10 15 20 25 5 10 15 20 25
% r
em
oci
ón
mg almidón de plátano
M1, P1 M1, P2
34
Figura 15. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2
En la gráfica se puede observar que con dos mg de almidón de plátano tenemos una
remoción de turbidez de 99.1 % en M2, P1 y que con 10 mg de almidón de plátano se
obtuvo una remoción de turbidez de un 97.5 % para M2, P2.
Figura 16. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2
En la gráfica se puede observar que con dos mg de almidón de plátano tenemos una
remoción de color de 96.3 % en M2, P1 y que con 10 mg de almidón de maíz se obtuvo
una remoción de color de 91.3 % para M2, P2.
93
94
95
96
97
98
99
100
2 4 6 8 10 2 4 6 8 10
% r
em
oci
ón
mg almidón de plátano
M2, P1 M2, P2
75
80
85
90
95
100
2 4 6 8 10 2 4 6 8 10
% r
em
oci
ón
mg almidón de plátano
M2, P1 M2,P2
35
Tabla 14. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez con
almidón de plátano.
Dosis P1 P2 Promedio
Desviación estándar
Primer muestreo
5 72.7 52.4 62.55 14.35
10 77 48.4 62.7 20.22
15 52.5 57.3 54.9 3.39
20 66.7 67.6 67.15 0.64
25 62.8 61.3 62.05 1.06
Segundo muestreo
2 99.1 95.4 97.25 2.62
4 98.2 95.3 96.75 2.05
6 98.9 96.2 97.55 1.91
8 96.9 96.5 96.7 0.28
10 98.3 97.5 97.9 0.57
La tabla 14 muestra el promedio y la desviación de los porcentajes de remoción de
turbidez existentes entre cada punto de muestreo en función de las distintas dosis
aplicadas, siendo notorio que en el primer muestreo se pueden encontrar valores
apreciables de desviación, así como mínimos.
Tabla 15. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
almidón de plátano.
Dosis P1 P2 Promedio
Desviación Estándar
Primer muestreo
5 85.5 76 80.75 6.72
10 85.3 79.1 82.2 4.38
15 84 79.8 81.9 2.97
20 81.5 85.6 83.55 2.90
25 83.6 88.8 86.2 3.68
Segundo muestreo
2 96.3 88.1 92.2 5.80
4 93 91.2 92.1 1.27
6 96.3 92.6 94.45 2.62
8 84.6 92.3 88.45 5.44
10 82.7 91.3 87 6.08
La tabla 15 indica los valores del promedio y de la desviación estándar de los
porcentajes de remoción de color existentes entre cada punto de muestreo en función de
las distintas dosis aplicadas, obteniendo valores de desviación pequeños.
36
Figura 17. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y almidón de plátano
M2, P1 (Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2)
La figura 17 indica las curvas del ensayo uno mostrando una estabilidad de los flóculos,
llegando a tener una altura de 29 mm de lodos sedimentados. Mientras que en el ensayo
dos llegan a tener una altura de 15 mm de lodos sedimentados.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 20 40 60 80
altu
ra (
mm
)
tiempo (min)
ensayo 1
ensayo 2
37
Tabla 16. Análisis del agua residual doméstica, tratada con Quitosano (una hora)
Punto de muestreo
Dosis de
quitosano
(mg)
Parámetros analizados
pH Turbidez
(NTU)
% de
remoción
turbidez
Color
(Pt-Co)
% de
remoción
Color
Primer
muestreo
M1, P1 0.25 6.01 4.75 91.3 58 96.5
0.5 6.02 5.45 90 65 96.1
0.75 6.02 5.17 90.6 62 96.3
1 6.02 5.53 89.9 63 96.2
1.25 6.00 23.1 57.9 72 95.7
M1, P2 0.25 6.02 1.87 96.3 52 97.6
0.5 6.02 2.06 95.9 42 98
0.75 6.02 10.75 78.8 51 97.6
1 6.03 1.54 97 38 98.2
1.25 6.03 1.34 97.4 25 98.8
Segundo
muestreo
M2, P1
0.1 6.14 6.14 99.6 138 97
0.2 6.28 6.28 99.6 145 96.8
0.3 6.17 22.3 98.6 250 94.6
0.4 6.21 45.1 97.2 453 90.3
0.5 6.00 60.1 96.3 750 83.9
M2, P2
0.1 6.15 6.34 99.1 20 99.4
0.2 6.11 7.84 98.6 47 98.6
0.3 6.18 8.42 97.8 77 97.8
0.4 6.35 8.10 97.5 87 97.5
0.5 6.14 6.10 98.1 65 98.1
Tercer
muestreo
M3, P1 0.1 6.02 71.0 93.7 61 98.7
M3, P2 0.3 5.98 82.5 87.9 121 95.5
Tabla 17. Análisis completo de parámetros de la mejor dosis de quitosano.
Punto de muestreo
Dosis
óptima
mg
pH DQO Cf. Sulfatos S.s. Cnd. Al.
(mg/L) Ufc/mL mg/L mg/L µs/cm mg/L
Primer
muestreo
M1, P1 0,25 6,01 991 ---- 1382,5 20 1913 N. D
M1, P2 1,25 6,03 1650 ---- 1662,5 17 1294,8 N. D
Segundo
muestreo
M2, P1 0,1 6,14 520 8000 32.1 10 2110 N. D
M2, P2 0,1 6,34 785 14000 242,5 9 1561 N. D
Tercer muestreo
M3, P1 0,1 6,02 745 1000 340 251 1788 N. D
M3, P2 0,3 5,98 755 4000 70 360 1555 1,40
Cf: coliformes; S.s: sólidos suspendidos; Cnd: conductividad; Al: aluminio; ND: no detectable por el
método utilizado (E.A.A - llama)
38
Figura 18. Porcentaje de remoción de turbidez M1, P1 y M1, P2
En la gráfica 18 se puede observar que con 0.25 mg de quitosano tenemos una remoción
de turbidez de 91.3 % en M1, P1 y que con 1.25 mg de quitosano se obtuvo una
remoción de turbidez de un 97.4 % para M1, P2.
Figura 19. Porcentaje de remoción de color M1, P1 y M1, P2
La figura 19 muestra que con 0.25 mg de quitosano tenemos una remoción de color de
96.5 % en M1, P1 y que 1.25 mg de quitosano se obtuvo una remoción de color de 98.8
% para M1, P2.
0
20
40
60
80
100
120
0,25 0,5 0,75 1 1,25 0,25 0,5 0,75 1 1,25
% r
em
oci
ón
mg quitosano
M1,P1 M1, P2
94
95
96
97
98
99
0,25 0,5 0,75 1 1,25 0,25 0,5 0,75 1 1,25
% r
em
oci
ón
mg quitosano
M1,P1 M1, P2
39
Figura 20. Porcentaje de remoción de turbidez M2, P1 y M2, P2
La figura 20 muestra que con la aplicación de 0.1 mg de quitosano se alcanza una
remoción de turbidez de 99.6 % en M2, P1 y que con 0.1 mg de quitosano se obtuvo
una remoción de turbidez de un 99.1 % para M2, P2.
Figura 21. Porcentaje de remoción de color M2, P1 y M2, P2
En la figura 21 se observa que 0.1 mg de quitosano alcanza una remoción de color de
97.0 % en M2, P1 y que 0.1 mg de quitosano puede remover color en un 99.4% para
M2, P2.
94
95
96
97
98
99
100
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5
% r
em
oci
ón
mg quitosano
M2, P1 M2, P2
75
80
85
90
95
100
1 2 3 4 5 1 2 3 4 5
% r
em
oci
ón
mg quitosano
M2, P1 M2, P2
40
Tabla 18. Valores de promedio y desviación de las remociones de turbidez con
quitosano
Dosis M1P1 M1P2 Promedio
Desviación
estándar
Primer
muestreo
0.25 91.3 96.3 93.8 3.54
0.5 90 95.9 92.95 4.17
0.75 90.6 78.8 84.7 8.34
1 89.9 97 93.45 5.02
1.25 57.9 97.4 77.65 27.93
Segundo
muestreo
0.1 99.6 99.1 99.35 0.35
0.2 99.6 98.6 99.1 0.71
0.3 98.6 97.8 98.2 0.57
0.4 97.2 97.5 97.35 0.21
0.5 96.3 98.1 97.2 1.27
La tabla 18 muestra el promedio y la desviación estándar de los porcentajes de
remoción de turbidez existentes entre cada punto de muestreo en función de las distintas
dosis aplicadas, siendo evidente que se obtienen valores pequeños en el segundo
muestreo.
Tabla 19. Valores de promedio y desviación de las remociones de color con
quitosano
Dosis M1P1 M1P2 Promedio
Desviación Estándar
Primer muestreo
0.25 96.5 97.6 97.05 0.78
0.5 96.1 98 97.05 1.34
0.75 96.3 97.6 96.95 0.92
1 96.2 98.2 97.2 1.41
1.25 95.7 98.8 97.25 2.19
Segundo muestreo
0.1 97 99.4 98.2 1.70
0.2 96.8 98.6 97.7 1.27
0.3 94.6 97.8 96.2 2.26
0.4 90.3 97.5 93.9 5.09
0.5 83.9 98.1 91 10.04
La tabla 19 muestra el promedio y la desviación estándar de los porcentajes de
remoción de color existentes entre cada punto de muestreo en función de las distintas
dosis aplicadas, siendo notorio valores mucho más confiables.
41
Figura 22. Curva de sedimentación con sulfato de aluminio y quitosano M2, P1
(Ensayo 1) y M2, P2 (Ensayo 2)
La curva representa resultados del ensayo uno mostrando que en una hora descendieron
los flóculos con mayor peso mostrando una estabilidad, llegando a tener una altura de
54 mm de lodos sedimentados. Por otro lado la curva del ensayo dos muestra que en una
hora los flóculos alcanzan una altura de 37 mm de lodos sedimentados.
0
20
40
60
80
100
120
0 20 40 60 80al
tura
(m
m)
tiempo (min)
ensayo 1
ensayo 2
42
4. DISCUSIÓN
Uno de los parámetros analizados para utilizar las aguas tratadas en el riego es la
presencia de microorganismos patógenos, la presencia de estos en los cultivos es un
tema de gran preocupación por parte de la OMS y en el análisis de Véliz Lorenzo, et al
(2009) indican los límites aceptables para riego con aguas residuales domésticas
teniendo como un valor de 1000/100 mL de coliformes fecales, estos en varios casos
son superiores. Y en estudios ya analizados demuestran que la mayor remoción de
coliformes es usando un tratamiento con lagunas de estabilización, para este estudio se
empleó el tratamiento de coagulación-floculación usando como ayudante el quitosano
debido a sus características antibacterianas logrando una gran disminución d 83.3 %, sin
embargo este no es suficiente para cumplir con la norma.
En el estudio realizado por Véliz Lorenzo, et al (2010), establecieron al proceso de
coagulación-floculación como único tratamiento, mostrando que no es suficiente para
lograr una desinfección debido a que la etapa no resulta eficiente en la eliminación de
coliformes fecales pues solo logra remociones entre 40 y 60 %, requiriendo una etapa de
desinfección y remociones de parámetros físico-químicos entre 63 y 97 %. Aplicando
un proceso adicional como la ozonización, mostrando mejores resultados de un 98 %,
para los parámetros físico químicos y teniendo una eliminación de coliformes de 99.97
%.
Los resultados para la DQO obtenidos en esta investigación arrojan un valor de 86.6 %
de remoción con el almidón de maíz, 75.6 % con almidón de plátano y 77.5 % para el
quitosano, los cuales son superiores a los obtenidos en el estudio realizado por Gurdían
López y Coto Campos, (2011), removiendo 43.5 % de DQO, la semilla de tamarindo es
eficiente en la remocion de aguas residuales con alto contenido de turbidez mostrando
ser un sustituto de los coagulantes convencionales.
43
Los valores obtenidos para la remoción de turbidez por el almidón de maíz es de 99.5
%, almidón de plátano 99.1 % y quitosano 99.6 %; usándolos conjuntamente con el
sulfato de aluminio, son muy significativos. Sin embargo, Herrera (2015) indica que el
almidón de papa nativo muestra beneficios apreciables para la calidad del agua tratada
teniendo valores muy próximos a los hallados con el sulfato de aluminio solo.
De igual manera, el estudio de Caldera, et al (2009), hace referencia que el factor pH es
importante en el proceso de coagulación-floculación, debido a los efectos que este
presenta en la remoción de coloides, de acuerdo con el origen de las aguas de
producción de petróleo estas tienen un pH de 8.41, las cuales van acorde a los valores de
pH donde el quitosano es efectivo, pues este actúa en rangos superiores a 5.25 unidades.
Mientras que las aguas residuales domésticas se las ensayó con un ajuste de pH a un
rango de seis a siete, debido a que su empleo fue como ayudante de coagulación, más no
como coagulante.
Se dieron valores aceptables en cuanto a la remoción de turbidez en aguas crudas
sintéticas, esto sucede empleando bajas dosis de quitosano alcanzando valores de 80.32
% antes de filtrar y después de filtrar 98.22%. Fuentes, L. et al., (2008); observó el
mismo comportamiento utilizando bajas dosis de quitosano como ayudante de
coagulación, consiguiendo 99.6 % de remoción de turbidez, esto en aguas residuales
domésticas.
Los porcentajes de remoción de turbidez en las aguas residuales domésticas tratadas con
almidón de plátano fueron de 52.5 % y 67.6 %, con 15 y 20 mg de almidón
respectivamente, valores cercanos a los obtenidos por Másmela, A. y Aguilar N. (2017),
que, con 18.5 mL de coagulante obtuvo una eficiencia de 60.9 % de turbidez.
Según Carrasquero, S. et al., (2017) , usando los residuos de plátano como coagulante
en aguas con altos valores de turbidez se alcanzan porcentajes mayores a 89% de
remoción, antes de filtrar y 99% después de filtrar, con dosis de 25 mg/L. Por otro lado,
con el almidón obtenido del fruto de plátano se llega a 99.1 % con una dosis de 2
mg/250 mL de almidón.
44
Según Castañeda, A. (2015), se obtienen porcentajes altos de remoción de color cuando
se trata el agua con almidón de plátano, cal y alumbre, alcanzando un 90% de remoción
de color y un 72% de remoción de hierro, lo cual no es suficiente para cumplir la norma
colombiana de agua potable; teniendo un parámetro en común con la aplicación del
almidón, podemos decir que existe una concordancia, pues en el presente trabajo se
obtienen valores en un rango de 90-98 % en la remoción de color de las aguas residuales
domésticas.
45
5. CONCLUSIONES
• De los tres coadyuvantes aplicados, el que mejores resultados proporciona en la
remoción de la carga contaminante de las aguas residuales domesticas es el
quitosano, este presenta una mejor remoción de turbidez, sólidos suspendidos y
coliformes fecales, en comparación con el uso del sulfato de aluminio sin
ayudante de coagulación. De acuerdo a los resultados obtenidos se puede
concluir que las aguas residuales domésticas ensayadas en el presente trabajo, no
cumplen con los límites permisibles según el criterio de calidad para riego. Así
tenemos 8000 Ufc/100 mL por encima de norma que requiere 1000 Ufc/100 mL.
• La obtención del almidón de maíz al ser comercial y al no encontrar una fuente
primaria fue adquirido en el mercado local, mientras que el almidón de plátano
conocido con su nombre científico Musa AAB se obtuvo del fruto, un peso total
de 634.7 g de almidón nativo. Por otro lado, para la extracción de quitosano se
consiguieron cinco libras de cáscaras de camarón, obteniendo 221 g de cáscara
limpia y deshidratada y ya triturada teniendo 108.02 g de polvo de camarón.
• Los resultados presentados en este trabajo fueron sobre la evaluación puntual de
nueve parámetros físico químicos incluido el microbiológico; los cuales
permitieron conocer las condiciones de las aguas residuales domésticas que son
vertidas al cauce del Río Blanco, determinando su contribución a la
contaminación de esta fuente.
• El quitosano presenta buenos resultados para valores de pH cercanos a 6,
obteniéndose remoción de 83.3 %, esto sucede con 0.1 mg, logrando además la
reducción de los coliformes fecales de 48000 a 8000 Ufc/100 mL presentes en
las aguas tratadas al cabo de 48 horas; sin embargo, estos valores superan los
límites máximos permisibles de la Tabla 3 del TULSMA.
• Los tres agentes empleados acabo de 30 minutos presentan una estabilidad en la
sedimentación de lodos no muy diferentes al transcurrir una hora después de su
tratamiento; esto representa una ventaja al reducir los tiempos de retención de
lodos.
46
• El uso del sulfato de aluminio comercial para el tratamiento de las aguas
residuales resulta práctico para la clarificación y reducción de la carga
contaminante de las mismas alcanzando una remoción de 99.3 % en lo que se
refiere a turbidez y un 97.3 % en la remoción de color. Sin embargo, el almidón
de maíz como ayudante de coagulación para valores de pH cercanos a 7 es
efectivo; se obtuvo remoción de turbidez de 99.5 % y una remoción de turbidez
de 98 %, esto con dos mg de almidón.
• Las dosis óptimas de los almidones tienen una relación con el pH en el que se
encuentran, requiriendo mayor dosis si se trabaja en pH entre 6.50- 7.30, por
otro lado si son empleados en pH menores a 6.30 estos no actúan con eficiencia,
causando turbidez en las aguas tratadas
• Los análisis en cuanto a los valores de sulfatos al final del tratamiento en el
primer muestreo superan los requeridos dentro de la normativa, por ello se aplicó
diferentes arcillas para ayudar a la sedimentación de sulfatos. Sin embargo, al no
tener buenos resultados en el segundo muestreo se aplicó cloruro de bario
ajustando los sulfatos dentro de la normativa para el posible uso de aguas de
riego.
47
6. RECOMENDACIONES
• Realizar más estudios aplicativos con el quitosano, pues este biopolímero es
nuevo y por sus propiedades antibacterianas sería de gran ayuda en el cuidado
del ambiente por la propagación de microorganismos patógenos.
• De acuerdo con los ensayos con quitosano se recomienda trabajar en pH básico,
puesto que mostró mejores resultados en la formación de flóculos más estables,
esto quizás se debe a que el producto obtenido alcanzo un pH aproximado de 10.
• Si el objetivo del empleo del quitosano es de carácter antibacterial se
recomienda probar con otras dosis.
• Se sugiere la aplicación del quitosano en ensayos de coagulación-floculación
para probarse en aguas residuales industriales, para observar cómo actúa según
sus diversas propiedades y no solo la referente a su capacidad antibacterial.
48
7. BIBLIOGRAFÍA Y CITAS BIBLIOGRÁFICAS
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56
ANEXOS
57
ANEXO A: REGISTRO FOTOGRÁFICO
Figura 23. Preparación de quitosano
Figura 24. Preparación de almidón
58
Figura 25. Toma de muestra en el Río Blanco
Figura 26. Prueba de jarras
Figura 27. Preparacion de placas petrifilm Figura 28. Placa petrifilm para el conteo
de coliformes fecales
59
ANEXO B: PRUEBAS DE SEDIMENTACIÓN
Figura 29. Prueba de sedimentación en conos (Imhoff) al inicio
Figura 30. Prueba de sedimentación en conos (Imhoff) al final (una hora)
