Upload
lemien
View
218
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
0
UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS
Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel
Departamento de Ciência e Tecnologia Agroindustrial
Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos
Tese
Estabilidade química de azeites de oliva (Olea europaea L.) produzidos na
região Sul do Brasil
Mariângela Hoffmann Bruscatto
Pelotas, 2015
1
Mariângela Hoffmann Bruscatto
Estabilidade química de azeites de oliva (Olea europaea L.) produzidos na
região Sul do Brasil
Orientador: Prof. PhD. Rui Carlos Zambiazi (CCQFA-UFPEL)
Coorientadora: Dra. Carla Rosane B. Mendonça (CCQFA- UFPEL)
Tese apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência e Tecnologia de
Alimentos da Faculdade de Agronomia
Eliseu Maciel como requisito parcial à
obtenção do título de Doutor em Ciência e
Tecnologia de Alimentos.
2
3
Mariângela Hoffmann Bruscatto
Estabilidade química de azeites de oliva (Olea europaea L.) produzidos na região
Sul do Brasil
Tese aprovada, como requisito parcial, para obtenção do grau de Doutor em Ciência e Tecnologia de Alimentos, Programa de Pós-Graduação Ciência e Tecnologia de Alimentos, Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas.
Data da Defesa: 8 de outubro de 2015.
Banca examinadora:
Prof. Dr. PhD. Rui Carlos Zambiazi (Orientador). Doutor em Food and Nutritional Science, University of Manitoba, U.M., Canadá.
Profa. Dra. Carla R. B. Mendonça (Co-orientadora). Doutora em Química pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul, UFRGS, Brasil.
Dra. Fabiana Lemos Goularte Dutra. Doutora em Ciência e Tecnologia Agroindustrial pela Universidade Federal de Pelotas, UFPel, Brasil.
Profª. Drª. Tatiana Valesca Rodriguez Alicieo. Doutora em Engenharia Química pela Universidade Estadual de Maringá, UEM, Brasil.
Profª. Drª. Vanessa Pestana Bauer. Doutora em Ciência e Tecnologia Agroindustrial pela Universidade Federal de Pelotas, UFPel, Brasil.
4
Aos meus pais, pelos seus ensinamentos e amor incondicional.
Ao meu esposo pelo amor, paciência, incentivo, e apoio nesta trajetória.
A minha filha Sofia, razão e fonte de inspiração do meu viver...!!!
Aos meus irmãos pelo companheirismo e amizade.
Aos meus cunhados que me estimularam a olhar para frente buscando meus
objetivos.
Porém, acima de tudo, dedico a Deus pela fonte de vida, sabedoria e força maior...
Com carinho e gratidão,
Eu dedico!
5
Agradecimentos
Ao professor Dr. Rui Carlos Zambiazi, meu orientador, por quem tenho grande
admiração e respeito. Obrigada pela dedicação e contribuição desde a minha
formação acadêmica. Obrigada pela orientação, pela paciência e seus ensinamentos
que sem dúvida contribuíram muito para a realização deste trabalho.
A professora Carla Rosane Mendonça, minha co-orientadora, pelos seus
ensinamentos e disponibilidade durante esta trajetória. Sua amizade, dedicação e
apoio foram fundamentais para esta conquista.
À Universidade Federal de Pelotas pela realização do Curso, em especial, a
todos os professores do Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de
Alimentos, pelos ensinamentos e conhecimentos.
À Universidade Federal do Rio Grande do Sul, em especial ao Departamento
de Química pela possibilidade de realizar a analise no Rancimat. Agradeço a profa.
Dra.. Clarisse Piatnicki pela colaboração e auxílio.
Aos membros da banca de avaliação deste trabalho pelas contribuições
prestadas de imenso valor para o aperfeiçoamento do meu estudo.
A Roberta Manica pela amizade, colaboração e ensinamentos prestados para
a realização deste trabalho.
A todas as colegas do laboratório de Cromatografia do DCTA, Michele,
Josiane, Roseane, Fernanda, Cristina, Janice, Francine... Obrigada pelo convívio
amizade e apoio durante o andamento desta Tese.
Aos estagiários Naralice, Tássia, Tailise, Suzana, Bruna e Thiago que
ajudaram com as análises; o apoio de vocês foi fundamental para o desenvolvimento
do projeto.
Às colegas da URCAMP, Graciela Maldaner, Mônica Palomino, Reni
Rockenbach e Vera Bortolini pela amizade e carinho.
6
Aos laboratórios do Departamento de Ciência e Tecnologia de Alimentos,
laboratórios do Departamento de Ciência de Alimentos. À Embrapa Clima
Temperado pelo fornecimento das amostras.
À CAPES e FAPERGS, pelo auxílio financeiro.
E por fim, agradeço a todos que contribuíram de alguma forma para a
realização deste trabalho.
Muito Obrigada!
7
“Conhecimento não é aquilo que você sabe, mas o que você faz com aquilo que
você sabe”
Aldous Huxley
8
Resumo
BRUSCATTO, Mariângela Hoffmann. Estabilidade química de azeites de oliva (Olea europaea L.) produzidos no Sul do Brasil. 2015. 129f. Tese (Doutorado) – Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos. Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.
O azeite de oliva é um alimento considerado funcional devido aos benefícios à saúde proporcionados pela presença de compostos bioativos. Além do processo de extração, outros fatores podem contribuir para uma composição diferenciada, como a cultivar, condições edafoclimáticas, tipo de colheita, condições dos frutos e do armazenamento. O presente trabalho teve o objetivo de avaliar comparativamente as características físico-químicas dos azeites de oliva das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, cultivadas em uma região oleícola no Sul do RS/Brasil, assim como avaliar a estabilidade dos compostos bioativos e perfil de ácidos graxos após o tempo de armazenamento à temperatura ambiente, bem como, por meio de processo de oxidação acelerado, com utilização de micro-ondas e Rancimat. O estudo apresentado está estruturado em três capítulos. No capítulo 1 objetivou-se avaliar a estabilidade oxidativa do produto pelo teste acelerado através do Rancimat a 110 0C, estabelecendo comparação entre as quatro amostras, correlacionando a estabilidade à composição química. Para isso, as amostras foram analisados quanto ao teor de acidez, índice de peróxido, absorbância específica (K232 e K270), perfil de ácidos graxos, carotenoides, clorofilas, compostos fenólicos e tocoferois. No capítulo 2 avaliou-se a estabilidade destes mesmos azeites de oliva durante 12 meses de armazenamento em temperatura ambiente (+/- 200C) sob o abrigo da luz. Neste realizou-se as mesmas análises anteriormente citadas, mas com acréscimos das determinações de p-anisidina, Totox e fitosterois. No capítulo 3 objetivou-se avaliar as alterações relacionadas com o aquecimento acelerado por micro-ondas nas amostras mencionadas anteriormente. Para tanto, executou-se as mesmas avaliações referidas nos capítulos 1 e 2. Os azeites de oliva das cultivares Coratina e Frantoio diferem dos demais quanto aos parâmetros de identidade como teor de acidez, índice de peróxido, absorbância específica (K232 e K270), classificando-se como azeite extra virgem. O azeite oriundo da cultivar Coratina apresentou maior estabilidade medida em Rancimat à 1100C, maior estabilidade em temperatura ambiente, bem como, melhor estabilidade quando submetido ao aquecimento por micro-ondas. Os azeites oriundos das cultivares Arbequina e Frantoio apresentaram menor estabilidade nos três experimentos. A estabilidade está fortemente relacionada com a cultivar, à composição de ácidos graxos, a presença de compostos fenólicos, de carotenoides e de tocoferois, os quais foram responsáveis por diferenciar as quatro cultivares e influenciar diretamente na estabilidade oxidativa do produto.
Palavras-chave: índices de qualidade; ácidos graxos; compostos bioativos; indução oxidativa.
9
Abstract
BRUSCATTO, Mariângela Hoffmann. Chemical stability of in olive oils (Olea europaea L.) produced in South of Brazil. 2015. 129f. Doctoral Thesis Post-
Graduate Program in Food Science and Technology. Universidade Federal de Pelotas, Pelotas/RS. Olive oil is a food considered functional because of the health benefits provided by the presence of bioactive compounds. In the extraction process, other factors can contribute to a distinct composition, such as farming soil and climatic conditions, type of crop, the fruit conditions and storage. This study aimed to comparatively evaluate the physical and chemical characteristics of olive oils of Arbequina cultivars Coratina, Frantoio and Koroneiki cultivated in an olive-growing southern region in RS/Brazil, and to evaluate the stability of bioactive compounds after storage time at room temperature as well as by means of rapid oxidation process, using a microwave and Rancimat. The present study is divided into three chapters. In Chapter 1 aimed to evaluate the oxidative stability of product by the accelerated test by Rancimat at 1100C, establishing comparison between the four samples correlating stability to the chemical composition of oils. For this, the samples were analyzed for acidity, peroxide value, specific absorbance (K232 and K270), fatty acid profile, carotenoids, chlorophylls, phenolic compounds and tocopherols. In Chapter 2 we evaluated the stability of these same olive oils during 12 months of storage at room temperature (+/- 200C) under the shelter of light. This took place the same analyzes referred to above, but with increases in determinations of p-anisidine, Totox and phytosterols. In chapter 3 we aimed to evaluate changes related to the accelerated warming microwave in the samples mentioned above. To this end, we ran up the same assessments referred to in Chapters 1 and 2. The olive oils of Coratina and Frantoio cultivars differ from others as to the identity parameters such as acidity, peroxide value, specific absorbance (K232 and K270) being classified as extra virgin olive oil. The oil derived from the cultivar Coratina showed greater stability as Rancimat at 1100C, more stability at room temperature as well as improved stability when subjected to heating by microwaves. Oils derived from Arbequina and Frantoio cultivars showed less stability in all experiments. The stability is closely related to farming, the fatty acid composition, the presence of phenolic compounds, carotenoids and tocopherols, which accounted for differentiate the four cultivars and directly influence the oxidative stability of product.
Keywords: quality index; fatty acids; bioactive compounds; oxidative induction.
10
Lista de Figuras
Revisão bibliográfica
Figura 1
Azeitona da cultivar Arbequina………………………………….
20
Figura 2
Azeitona da cultivar Coratina..................................................... 21
Figura 3
Azeitona da cultivar Frantoio...................................................... 22
Figura 4
Azeitona da cultivar Koroneiki....................................................
23
Figura 5
Estrutura geral dos tocoferois.................................................... 28
Figura 6
Estrutura química do β–caroteno............................................... 31
Figura 7
Estrutura química das clorofilas a e b........................................
32
Figura 8
Estrutura química do tirosol, hidroxitirosol e oleuropeína..........
34
Figura 9
Estrutura do colesterol...............................................................
35
Figura 10
Estrutura do β–sitosterol, campesterol, sitostanol e campestanol...............................................................................
36
Capítulo II Figura 11 Parâmetros de qualidade dos azeites de oliva das cultivares
Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. Índice de acidez (A), índice de peróxidos - IP (B), absorção específica - A 232 nm (C) e A 270 nm (D), índice de p-anisidina - P-Av (E) e valor Totox (F)......................
78
Figura 12 Proporção relativa (%) dos ácidos graxos majoritários C16:0 (A): palmítico; C18:0 (B): esteárico; C18:1 (C): oleico; C18:2 (D): linoleico; C18:3 (E): linolênico em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses.............................................................
83
Figura 13 Teor total de ácidos graxos saturados (A) e insaturado (B) (%) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses.......
85
Figura 14 Teores de compostos fenólicos (A), clorofilas (B) e
11
carotenoides (C) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses.........................................................................................
87
Figura 15 Teores de α-tocoferol – (A), (gama+beta)-tocoferol (B), δ-tocoferol (C), e β-sitosterol (D) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses.............................................................
89
Capítulo III
Figura 16 Tempo de aquecimento no micro-ondas em diferentes tempos (1, 3, 5, 7 e 9 minutos) dos azeites de oliva em função da temperatura................................................................................
100
Figura 17 Acidez (% ácido oleico- A), IP (meq g O2 kg-1 - B), A 232 nm (C), A 270 nm (D), P-Av (E) e Totox (F) de azeite de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor) aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos)..............................................
105
Figura 18 Proporção relativa (%) dos ácidos graxos majoritários (C16:0 (A): palmítico; C18:0 (B): esteárico; C18:1 (C): oleico; C18:2 (D): linoleico; C18:3 (E): linolênico em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor) aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos)..............................................
110
Figura 19 Ácidos graxos saturados (A) e insaturados (B) (%) nos azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos)........................
113
Figura 20 Teores de compostos fenólicos (mg kg-1 EAG - MF - A), clorofilas (mg kg-1 MF - B), carotenoides (mg kg-1 β-caroteno - MF - C) de azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos)......................................................................................
115
Figura 21 Teores de alfa-tocoferol (A), gama+beta-tocoferol (B) e delta-tocoferol (C) e de β-sitosterol (D) (mg kg-1 MF) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos).....................................................................................
118
12
Lista de Tabelas
Revisão bibliográfica
Tabela 1 Homólogos dos tocoferois.................................................. 29
Capítulo I
Tabela 2 Características analíticas de azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS..........................................................................
55
Tabela 3 Teores de compostos bioativos (mg kg-1) nos azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS .....................................................
57
Tabela 4 Principais ácidos graxos (%) e estabilidade oxidativa em azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS........................
59
Tabela 5 Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes cultivares, Pelotas-RS.....................
64 Capítulo II
Tabela 6 Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes cutivares após armazenamento em temperatura ambiente sob abrigo da luz Pelotas-RS.........
92 Capítulo III
Tabela 7 Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes cultivares sob aquecimento em micro-ondas Pelotas-RS.....................................................
121
13
Sumário
Apresentação
1 Considerações iniciais............................................................................... 16
2 Revisão bibliográfica.................................................................................. 18
2.1 A oliveira................................................................................................... 18
2.1.2 Cultivares de olivas de expressão nacional..................................... 19
2.1.3 Arbequina.............................................................................................. 20
2.1.4 Coratina.................................................................................................. 21
2.1.5 Frantoio.................................................................................................. 22
2.1.6 Koroneiki................................................................................................ 23
2.2 Produção e consumo do azeite de oliva ............................................... 23
2.3 Composição do azeite de oliva.............................................................. 26
2.4 Compostos bioativos presentes no azeite de oliva.............................. 27
2.4.1 Tocoferois.............................................................................................. 28
2.4.2 Carotenoides......................................................................................... 30
2.4.3 Clorofilas................................................................................................ 32
2.4.4 Compostos fenólicos............................................................................ 33
2.4.5 Fitosterois.............................................................................................. 34
2.5 Testes de estabilidade do azeite de oliva.............................................. 37
3. Referências................................................................................................. 39
4 Capítulo I: Estabilidade oxidativa do azeite de oliva produzido na
região Sul do Brasil: influência da cultivar e da composição
química............................................................................................................
48
Resumo
4.1 Introdução……………………………………………………………………… 49
4.2 Material e Métodos………………………………………………….............. 50
4.3 Resultados e Discussão……………………………………………………. 54
4.4 Conclusões……………………………………………………………………. 65
14
Referências………………………………………………………………………… 66
5 Capítulo II: Estabilidade química de azeites de oliva armazenados em
temperatura ambiente ao abrigo da luz.......................................................
71
Resumo
5.1 Introdução……………………………………………………………………... 72
5.2. Material e Métodos.................................................................................. 73
5.3. Resultados e discussão......................................................................... 77
5.4 Conclusão................................................................................................. 93
Referências..................................................................................................... 94
6 CAPITULO III: Estabilidade química de azeites de oliva produzidos
no Sul do Brasil submetidos ao aquecimento por micro-ondas...............
97
Resumo
6.1 Introdução…………………………………………………………………….. 98
6.2. Material e métodos.................................................................................. 99
6.3 Resultados e discussão.......................................................................... 104
6.4 Conclusões............................................................................................... 122
Referências…………………………………………………………...................... 123
7. Considerações finais................................................................................. 126
15
Apresentação
O presente volume apresenta uma Tese do curso de pós-graduação em
Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos que pesquisou
a estabilidade de compostos químicos em azeites de oliva (Olea europaea L.).
O texto está organizado em três capítulos baseados nos desdobramentos que
se desenvolveu a investigação. Há as considerações iniciais, em que se aproxima o
leitor sobre a conceituação e definições sobre os azeites, compostos bioativos, entre
outros elementos que envolvem a presente Tese. Em seguida, desenvolvem-se os
capítulos como textos em formato de artigo. No capítulo 1 objetivou-se avaliar a
estabilidade oxidativa de azeites de oliva pelo teste acelerado através do Rancimat a
1100C, estabelecendo comparação entre as quatro amostras de azeites,
correlacionando a estabilidade à composição química dos azeites. Para isso, os
azeites foram analisados quanto ao teor de acidez, índice de peróxido, absorbância
específica (K232 e K270), perfil de ácidos graxos, carotenoides, clorofilas, compostos
fenólicos e tocoferois. No capítulo 2 avaliou-se a estabilidade destes mesmos
azeites de oliva durante 12 meses de armazenamento em temperatura ambiente (+/-
200C) sob o abrigo da luz. Neste realizou-se as mesmas análises anteriormente
citadas, mas com acréscimos das determinações de p-anisidina, Totox e fitosterois.
No capítulo 3 objetivou-se avaliar as alterações relacionadas com o aquecimento
acelerado por micro-ondas nas mesmas amostras mencionadas anteriormente.
16
1. Considerações iniciais
Os azeites de oliva virgem e extra virgem não são extraídos com solventes,
sendo obtidos por prensagem a frio do fruto da oliveira (Olea europaea L.). O
crescente uso desses azeites faz destes produtos muito populares, não só pelas
características sensoriais, mas também pela composição em ácidos graxos
monoinsaturados e pelos efeitos benéficos à saúde (MÉNDEZ; FALQUÉ, 2007).
O azeite de oliva virgem constitui uma das principais fontes de gordura da
Dieta Mediterrânea, que tem sido amplamente associada com a prevenção de várias
patologias; incluindo o câncer, doenças cardíacas, envelhecimento e estresse
oxidativo. Estas importantes propriedades são atribuídas principalmente à sua
composição em ácidos graxos monoinsaturados, predominando o ácido oleico
(C18:1,n9), além de quantidades significativas de componentes minoritários
presentes na fração insaponificável, os quais, exercem forte atividade antioxidante
(ALLOUCHE et al., 2007).
Os compostos bioativos presentes no azeite são capazes de proteger
sistemas biológicos contra a ação de espécies reativas de oxigênio, que são
responsáveis por danos oxidativos aos lipídeos, protegendo-os assim contra a ação
dos radicais livres, que iniciam e perpetuam a peroxidação lipídica, a qual consiste
na principal forma de degradação dos óleos vegetais (CASTELO-BRANCO;
TORRES, 2011). Desta forma, evidencia-se como um dos principais problemas na
conservação dos azeites o desencadeamento do processo oxidativo, que além de
perdas nutricionais, resulta na formação de compostos secundários e off flavor,
alterando as características sensoriais do produto e inclusive, tornando-o impróprio
ao consumo humano. Com isto, a presença e manutenção de compostos de ação
17
antioxidante nos azeites de oliva é de suma importância, tanto do ponto de vista da
ciência e tecnologia de alimentos quanto da área da saúde (CICERALE et al., 2013).
Com o crescente aumento no consumo de azeite de oliva no mundo, e por
consequência no Brasil, desperta o interesse em expandir a produção de oliveiras.
Algumas regiões do Brasil possuem condições climáticas adequadas para o cultivo
desta planta (PESTANA-BAUER, GOULARTE-DUTRA, ZAMBIAZI, 2011). Neste
contexto, surge o cultivo de oliveiras em territórios totalmente inovadores,
particularmente na Região Sul do Rio Grande do Sul, tornando-se uma boa
alternativa econômica para produtores rurais. As primeiras produções de azeite de
oliva oriundas destas regiões já estão sendo comercializadas, o que emerge o
interesse em obter maiores informações sobre a qualidade e estabilidade do azeite
de oliva oriundo do cultivo brasileiro.
Face a isto, observou-se a importância da obtenção de dados
complementares relacionados a composição química e a estabilidade desses
compostos presentes em cultivares de oliveiras de importância econômica cultivadas
na região Sul do RS, especialmente pela recente produção nacional de azeite de
oliva, além da carência de informações sobre o produto oriundo do cultivo brasileiro.
Considerando a importância do cultivo de oliveiras, este trabalho visa avaliar
comparativamente as características físico-químicas e a estabilidade oxidativa dos
azeites de oliva das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, cultivadas
em uma região oleícola no Sul do RS/Brasil, obtendo assim, informações sobre os
índices de qualidade e estabilidade dos compostos bioativos e perfil de ácidos
graxos após o tempo de armazenamento à temperatura ambiente, bem como, por
meio de processo de oxidação acelerado, com utilização de micro-ondas e
Rancimat.
18
2. Revisão de literatura
2.1 A oliveira
A oliveira (Olea europaea L.) é uma das plantas mais antigas cultivadas pelo
homem, juntamente com o trigo e a videira, onde seu cultivo remonta a mais de
6.000 anos. A oliveira apresenta mais de trinta e cinco espécies, apresentando
grande importância econômica por produzir azeitonas, que constituem a matéria-
prima para a produção de conserva e extração de azeite (EMBRAPA, 2009).
A planta é originária de uma região geográfica que ocupa desde o sul do
Cáucaso até as planícies do Irã, Palestina e a zona costeira da Síria, povoando
todos os países que margeiam o Mediterrâneo. Do fruto das oliveiras obtem-se o
azeite, que constitui um produto de grande importância econômica na região do
Mediterrâneo (TEMINE et al., 2008). As propriedades benéficas do azeite de oliva
extra virgem são conhecidas há muito tempo, sendo por isso, o azeite de oliva a
principal fonte de gordura na dieta destes povos (COVAS, 2007; MORELLO et al.,
2004).
O azeite de oliva extra virgem ocupa um lugar central na Dieta Mediterrânea,
e a literatura relata uma riqueza de evidências demonstrando que a população
mediterrânea tem menor risco de certas doenças crônicas (assim como
aterosclerose, doenças cardiovasculares e em particular alguns tipos de câncer), e
aumento da expectativa de vida quando comparada a outras populações geográficas
(CICERALE et al., 2013).
19
Com isto, o consumo do azeite de oliva continua crescendo no mundo,
principalmente devido as suas propriedades nutricionais e sensoriais (BOSQUE-
SENDRA et al., 2011), e também como consequência de sua progressiva
incorporação aos hábitos alimentares saudáveis, advindos da Dieta Mediterrânea a
qual também está aliada a um estilo de vida saudável (MANSOURI, et al., 2014).
O aroma, sabor e cor característicos, e as propriedades nutricionais do azeite
de oliva extra virgem são capazes de distingui-lo de outros óleos vegetais
comestíveis. Portanto, a manutenção dessas propriedades é um assunto de grande
preocupação para a indústria e consumidores de azeite (MORELLO et al., 2004).
2.1.2 Cultivares de olivas de expressão nacional
A oliveira (Olea europaea L.), planta angiosperma dicotiledônea da família
oleaceae, é uma espécie arbórea. Os frutos da oliveira também podem ser
denominados de drupas, por apresentarem somente uma semente, a qual esta
aderida ao endocarpo (EMBRAPA, 2009).
Embora o Brasil seja um país tropical, apresenta regiões com condições
edafoclimáticas favoráveis para o cultivo de espécies de clima temperado como as
oliveiras. Em 2006, pesquisadores da Embrapa Clima Temperado (Rio Grande do
Sul), em conjunto com a Embrapa Semi-Árido, EPAGRI, INIA (Uruguai), IAPAR,
EPAMIG, UFPEL, UCS, UERGS, Emater-RS, Câmara de Comércio Portuguesa no
Brasil-RS e Empresa Agromillora S.A., iniciaram várias ações de pesquisa para
avaliar a viabilidade do cultivo comercial da oliveira na região Sul do Brasil, a fim de
obter a implantação de cultivares de oliveira com qualidade comercial no estado
(EMBRAPA, 2009).
Portanto, o cultivo de oliveiras no Brasil é uma atividade agrícola recente e em
expansão, porém, devido isso, poucas informações estão disponíveis sobre o
manejo da cultura e os produtos resultantes (RICALDE et al., 2012). A importância
da olivilicultura está relacionada com a elaboração de azeitona em conserva e com a
produção de azeite de oliva.
Algumas cultivares se destacam mais para a produção de azeite, a
Arbequina, Picual, Koroneiki, Frantoio, Arbosana, Galega (Alto´Ouro) e Maria da Fé.
20
Outras cultivares são mais adequadas para a produção de conserva, como a
Ascolana, Cordovil de Serpa (Penafiel) e Manzanilla de Sevilla. Existem também
cultivares com dupla finalidade, como a Coratina e Hojiblanca (EMBRAPA, 2009).
A seguir estão relacionadas algumas cultivares cultivadas na região sul do
Brasil que merecem destaque, por apresentarem excelente adaptação a região e
elevada produtividade de azeite.
2.1.3 Arbequina
A cultivar Arbequina, de origem espanhola, é uma das principais cultivares de
oliveira cultivadas na Espanha (Figura 1) (MANSOURI, et al., 2014), devido as suas
características de vigor vegetativo, precocidade e resistência ao ataque de pragas e
doenças (OLIVEIRA et al., 2003). Esta cultivar apresenta alto rendimento e
excelente qualidade do azeite produzido (EMBRAPA, 2009), porém o azeite
apresenta baixa estabilidade oxidativa, devido ao pequeno conteúdo de
antioxidantes naturais e elevado conteúdo de ácidos graxos poli-insaturados
(MANSOURI et al., 2014).
Figura 1- Azeitona da cultivar Arbequina
Fonte: CAMPOSEO et al., 2010.
O azeite da cultivar Arbequina se caracteriza por sua fluidez e aroma, com
sabor ligeiramente amargo e um picante quase impercepitível (MANSOURI et al.,
2014). As azeitonas quando colhidas em estádios mais avançados de maturação
produzem azeite com característica a frutado maduro, com toque de maçã e
21
amêndoa, sendo ligeiramente doce. Porém, quando colhidas mais verdes, originam
azeites com características a frutado verde, com aroma de folhas e ervas
(EMBRAPA, 2009). O conteúdo de azeite das azeitonas é de 16 a 18%, com médio
a alto percentual de ácido palmítico e linoleico, e com médio a baixo percentual de
ácido oleico, quando comparada com outras cultivares. A relação de
monoinsaturados/poli-insaturados encontra-se entre 5 e 7% (EMBRAPA, 2012).
2.1.4 Coratina
Esta cultivar é de origem italiana, sendo difundida em Puglia, no sul da Itália.
A planta é de fácil adaptação a diferentes ambientes e a produtividade é elevada e
constante. As drupas amadurecem tarde e são de tamanho muito variável, sendo
alguns frutos adequados para a preparação de azeitonas verdes em salmoura
(Figura 2). Apresenta alto rendimento em óleo (SERVILI, 2015).
Figura 2 - Azeitona da cultivar Coratina
Fonte: EMBRAPA, 2009.
A Coratina se destaca de todas as outras cultivares de oliveira devido a sua
genética, por apresentar elevados níveis de compostos fenólicos (GAMBACORTA et
al., 2010; SERVILI, 2015). O elevado teor destes compostos contribui com suas
características de sabor, sendo que o “amargo e picante” proporcionados nem
sempre são bem aceitos pelos consumidores (GAMBACORTA et al., 2010). O azeite
apresenta aftertaste herbáceo com notas de amêndoas e alcachofra. A cor é
amarelada com reflexos verdes e o azeite apresenta média a elevada fluidez. Além
22
disso, possui uma composição em ácidos graxos com quantidades elevadas de
ácido oleico (73,42 a 80,80%), palmítico (9,18 a 14,94%) e linoleico (5,44 a 8,68%)
(OLIVO; OLIO, 2012), e um nível adequado de alfa-tocoferol (vitamina E), tal como
previsto no regulamento da UE 432/2012 (SERVILI, 2015).
2.1.5 Frantoio
Esta cultivar (Figura 3) também é de origem italiana (Toscana), com
produtividade elevada e constante, sendo muito apreciada pela sua capacidade de
adaptação a diferentes condições de clima e solo. Os frutos são de tamanho médio
(2,5g) e o rendimento em azeite é de médio a elevado. O azeite obtido é muito
apreciado pelas suas características sensoriais e pela sua maior estabilidade
(EMBRAPA, 2009).
Figura 3 - Azeitona da cultivar Frantoio
Fonte: EMBRAPA, 2009.
Os azeites são caracterizados sensorialmente por um nível médio de frutado,
com notas de amêndoa, alcachofra e tomate. Apresenta ainda notas intensas de
sabor amargo e picante de média a elevada intensidade. A coloração vai do verde
com destaques amarelos, além de elevada fluidez. Apresenta proporções
expressivas de ácido oleico (72,80 a 76,40%), ácido palmítico (12,47 a 15,22%) e
ácido linoleico (7,23 a 9,15%) (OLIVO; OLIO, 2012).
23
2.1.6 Koroneiki
Esta cultivar é originária da região de Kalamata na Grécia, representando
aproximadamente 60% da área de plantio no globo. É muito resistente à seca, mas
susceptível ao frio, sendo caracterizada por apresentar produtividade elevada e
constante, com maturidade precoce (Figura 4).
Figura 4 - Azeitona da cultivar Koroneiki
Fonte: CAMPOSEO et al., 2010.
Os frutos provenientes da cultivar Koroneiki são de tamanho pequeno e
alongado (1,1g em média), com elevado conteúdo de azeite (EMBRAPA, 2009). O
azeite é caracterizado por um sabor especial, o qual é muito apreciado por suas
características sensoriais, porém apresenta um leve picante e amargor
(KATSOYANNOS et al., 2015), o que o diferencia da cultivar Arbequina. Possui
excelente estabilidade e alto conteúdo em ácido oleico (EMBRAPA, 2009). Segundo
Katsoyannos et al. (2015), a cultivar Koroneiki apresenta uma elevada relação de
ácidos graxos monoinsaturados/poli-insaturados, a qual é particularmente importante
para a estabilidade do azeite.
2.2 Produção e consumo do azeite de oliva
O azeite de oliva extra virgem é obtido pela primeira prensagem a frio, e
desde os tempos antigos tem sido considerado um óleo nobre, ocupando um lugar
24
de destaque em relação aos demais óleos comestíveis. Embora receba diversas
classificações, dependendo da origem, da variedade do fruto e do grau de
prensagem, o azeite de oliva apresenta maior valor no seu estado bruto, devido às
suas características naturais de cor, sabor e aroma (ANTONIASSI et al., 1998).
A qualidade do azeite de oliva está diretamente relacionada às condições
fisiológicas das azeitonas. Após a colheita, a extração do azeite deve ser feita o
mais rápido possível para evitar a produção de calor e aumento da taxa respiratória
dos frutos, que podem resultar em elevadas taxas de oxidação e consequente
elevação da acidez (CLODOVEO et al., 2007).
Segundo Bertoncini (2012), a qualidade de um azeite depende em 30% do
sistema de extração, 30% da época da colheita, 20% do cultivar, 10% do tempo de
estocagem, 5% do sistema de transporte e 5% do método de colheita;
demonstrando assim, a importância do processo de extração na produção de azeites
de qualidade.
Entre as diferentes categorias comerciais de azeites, quatro deles são
destinados ao consumo humano: azeite extra virgem, azeite virgem, azeite de oliva e
azeite de bagaço de oliva, as quais foram definidos pela Instrução Normativa Nº 1,
de 30 de janeiro de 2012 (MAPA,2012). Segundo a IN, o azeite de oliva virgem é
classificado em três tipos: extra virgem, virgem e lampante, de acordo com os
parâmetros de qualidade estabelecidos pela Anvisa (2012).
O azeite de oliva do tipo extra virgem deve apresentar acidez livre menor ou
igual a 0,8 g/100 g, devendo ser obtido de azeitonas rigorosamente selecionadas e
colhidas com cuidados especiais. A partir da colheita, o produto deve ser extraído do
fruto da oliveira por processos mecânicos, sob controle de temperatura adequada,
mantendo-se a natureza original do produto. Este azeite tem sido reconhecido como
o produto com a mais alta qualidade entre as diferentes categorias comerciais de
azeites de oliva.
O produto designado por azeite de oliva do tipo virgem deve apresentar
acidez livre menor ou igual a 2,0 g/100 g, e pode ser obtido unicamente por
processos mecânicos, ou outros meios físicos, mantendo-se a natureza original do
produto.
O óleo de bagaço de oliva é o produto constituído pela mistura de óleo de
bagaço de oliva refinado com azeite de oliva virgem ou com azeite de oliva extra
virgem. A acidez livre deve ser menor ou igual a 1,0 g/100 g de ácido oleico.
25
O azeite de oliva do tipo lampante pode ser denominado de comum ou
corriente. A acidez livre é maior 2,0 g/100 g. Este azeite não pode ser destinado
diretamente à alimentação humana, porém poderá ser refinado e reclassificado no
grupo azeite de oliva refinado.
O azeite de oliva refinado é o produto proveniente técnicas de refino que não
provoquem alteração na sua estrutura glicerídica inicial. Este produto apresenta uma
acidez livre inferior às demais categorias (menor ou igual a 0,3 g/100 g).
A oliveira tem muitas cultivares que apresentam maiores ou menores
diferenças fenotípicas e genéticas. Atualmente, as diferenças no tamanho, cor, teor
de óleo, composição de ácidos graxos e outras propriedades são verificadas como
características de origem dos principais países que cultivam oliveiras (FOURATI et
al., 2002). Algumas regiões do Brasil possuem condições climáticas adequadas para
o cultivo de oliveiras. As primeiras mudas de plantas de oliveira no Brasil indicam
que essa pode se tornar uma alternativa econômica para os produtores rurais, pois
foram obtidos resultados satisfatórios referentes ao desenvolvimento vegetativo,
florescimento sistemático e produções regulares de frutos (PESTANA-BAUER;
GOULARTE-DUTRA; ZAMBIAZI, 2011).
No entanto, a produção de azeitona é liderada por países que compõem a
União Europeia (MANSOURI, et al., 2014). Até o ano de 2008 a área plantada de
oliveiras no mundo era de aproximadamente 10 milhões de hectares, sendo que
90% estavam localizados na costa do Mar Mediterrâneo (EMBRAPA, 2009).
A produção mundial na safra de 2009/2010 foi de 3,02 milhões de toneladas
de azeite, sendo que a produção de azeite de oliva na União Europeia representou
mais de 75% desta produção. Os principais países produtores da União Europeia de
azeite de oliva (percentagem na produção mundial) são: Espanha (40%), Itália
(22%), Grécia (14%), Síria, Turquia e Marrocos (somam 15%) e Portugal que
contribui com pouco mais de 1% (COI, 2011).
Os maiores plantios no Brasil estão localizados nos estados de Minas Gerais
(Maria da Fé), Rio Grande do Sul (Bagé, Cachoeira do Sul, Caçapava do Sul, Dom
Pedrito, Encruzilhada do Sul, Rio Grande, Santana do Livramento, e Vacaria) e
Santa Catarina (EMBRAPA, 2009). Atualmente cerca de 75 produtores estão
cultivando oliveiras no estado do Rio Grande do Sul (CAMPO; LAVOURA, 2014).
A produção de oliveiras no estado do Rio Grande do Sul está em expansão,
vai ganhando espaço e aos poucos suprindo a demanda do mercado interno. A
26
estimativa de colheita já chegou a 300 toneladas de azeitona, com uma produção de
aproximadamente 31 mil litros de azeite de oliva safra/2014 (UCHA, 2015). Segundo
a Emater, em 2005 eram apenas três produtores que investiam no cultivo no estado,
em um total de 10 hectares. Atualmente são cultivados 1,200 mil hectares de
oliveiras (CAMPO; LAVOURA, 2014).
Na safra de 2009/2010 os Estados Unidos liderava a importação de azeite de
oliva com 272.000 toneladas, seguido pelo Brasil com 54.000 toneladas, Japão
43.000 toneladas, Canadá 37.000 toneladas e Austrália 36.000 toneladas,
totalizando, para os cinco maiores importadores, um volume de azeite de mais de
400.000 toneladas (COI, 2011). Atualmente o consumo do azeite de oliva tende a
aumentar a cada safra, isto pode ser visto pelo crescente volume (37%) na
importação do azeite de oliva pelo Brasil safra 2012/2013 e pelos Estados Unidos
(14,31%) mais de 312.000 toneladas safra/2014 (COI, 2014).
Entre 1990/91 e 2014/15 o consumo mundial de azeite aumentou 1,7 vezes.
O aspecto mais saliente desta tendência é o crescimento regular do consumo nos
países não-membros do COI, cuja participação no consumo mundial se expandiu de
11% para 24% entre o período inicial e final da safra (COI, 2015).
Diante destes dados, fica evidente a importância da implantação da cultura e
produção do azeite de oliva no Brasil, não só para fortalecer a economia do país,
mas principalmente para adicioná-lo a dieta do brasileiro como alimento funcional, a
fim de contribuir para a redução do risco de várias doenças que acometem a
população brasileira.
2.3 Composição do azeite de oliva
Os óleos vegetais são compostos majoritariamente por triacilglicerois (acima
de 98 a 99%), e por pequena quantidade de diacilglicerois (BACCOURI et al., 2008;
VIOLA; VIOLA, 2009; MATA-ESPINOSA; BOSQUE-SENDRA; CUADROS-
RODRÍGUEZ, 2011), de quantidades variáveis de ácidos graxos livres que são
usados como parâmetros de qualidade do azeite (CLODOVEO et al., 2007) e de
outros componentes em quantidades minoritárias que fazem parte da fração
insaponificável (1-2%) (SABA et al., 2005; GARCÍA-GONZALEZ; APARÍCIO-RUIZ;
27
APARÍCIO, 2008; VIOLA; VIOLA, 2009). A fração não saponificável inclui os ésteres
não glicerídios, alcoois, esterois (fitosterois), hidrocarbonetos, flavonoides, fenois
hidrofílicos (fenois ácidos), tocoferois, carotenoides (β-caroteno luteína), compostos
fenólicos, pigmentos (clorofila) e compostos voláteis, os quais desempenham um
importante papel na qualidade, autenticidade e na rastreabilidade do azeite de oliva
(GARCÍA-GONZALEZ; APARÍCIO-RUIZ; APARÍCIO, 2008).
Em relação à sua composição em ácidos graxos o azeite de oliva apresenta
uma característica importante, elevada proporção de gordura monoinsaturada,
sendo o ácido oleico o majoritário perfazendo entre 55 a 83% do total (ANVISA,
2012; COI, 2012). Apresenta ainda quantidade significativa de ácidos graxos
saturados, com 7,5-20% de ácido palmítico e de 0,5-5,0% de ácido esteárico, além
de adequada quantidade de ácidos poli-insaturados com 3,5-21% de ácido linoleico
e no máximo de 1% de ácido α-linolênico (ANVISA, 2012; COI, 2012).
Contribuem para a estabilidade oxidativa do azeite de oliva extra virgem o alto
teor do ácido oleico (ALLOUCHE et al., 2007; CARDOSO et al., 2010;
POLAVARAPU et al., 2011; SUN-WATERHOUSE et al., 2011), o baixo teor de
ácidos graxos poli-insaturados (linoleico e linolênico) e a quantidade significativa de
compostos minoritários com forte atividade antioxidante, tais como: compostos
fenólicos, carotenoides, tocoferois e fitoesterois (GUTIÉRREZ; VILLAFRANCA;
CASTELLANO, 2002; ALLOUCHE et al., 2007).
2.4 Compostos bioativos presentes no azeite de oliva
O consumo de frutas e hortaliças torna-se cada vez mais popular pela
importância benéfica na manutenção da saúde, pois além de estarem fornecendo
componentes essenciais à dieta, também fornecem outros componentes
biologicamente ativos. Muitos destes compostos atuam como antioxidantes,
protegendo as células e órgãos da ação destrutiva dos radicais livres. No azeite de
oliva esses compostos incluem os carotenoides, tocoferois e compostos fenólicos
que atuam por diferentes mecanismos, conferindo um sistema de defesa efetivo
contra o ataque de radicais livres (MORELLÓ, 2004). Em função desta composição,
recomenda-se, para obter os efeitos benéficos, um consumo diário de 25 a 50 mL de
28
azeite de oliva extra virgem (COVAS, 2007; CORNWELL, 2008; CICERALE; LUCAS;
KEAST, 2010; CICERALE et al., 2013).
Vários óleos vegetais comestíveis produzidos a partir de sementes (incluídas
as de girassol, soja e canola) também contêm quantidades elevadas de ácidos
graxos monoinsaturados, e, no entanto não apresentam os mesmos benefícios do
azeite de oliva (AGUILERA et al., 2004; HARPER et al., 2006). Assim, fica evidente
que as propriedades benéficas do azeite de oliva não se devem somente pela
presença de ácidos graxos monoinsaturados, mas também pela presença de vários
compostos antioxidantes, os quais contribuem para a composição única do azeite
(GIMENO et al., 2002; BACCOURI et al., 2008; CORNWELL, 2008), e também são
responsáveis pelo sabor, pungência e amargor (COVAS, 2007; POLAVARAPU et
al., 2011).
Entre os compostos antioxidantes naturais, os tocoferois, o β-caroteno e os
compostos fenólicos têm um papel chave na prevenção da oxidação, estando
relacionados com a estabilidade do azeite virgem durante o armazenamento
(BACCOURI et al., 2008). Além destes, os fitosterois e as clorofilas também exercem
efeito sobre a qualidade e estabilidade dos azeites de oliva.
2.4.1 Tocoferois
A vitamina E, sintetizada pelos vegetais, compreende a classe de substâncias
químicas derivadas do deidrocromanol. O termo coletivo engloba oito diferentes
produtos, os quais podem ser divididos em duas classes: os tocoferois (Figura 5),
que possuem cadeia lateral saturada; e os tocotrienois que possuem cadeia lateral
insaturada (ARAÚJO, 2011).
Figura 5 - Estrutura geral dos tocoferois
Fonte: MARTINS, 2006.
29
Os tipos e sua ocorrência natural diferem entre si no grau de substituição do
anel aromático. Dependendo da posição dos grupos metil no anel, os tocoferois são
denominados alfa, beta, gama e delta (Tabela 1) (DAMODARAN; PARKIN;
FENNEMA, 2010; ARAÚJO, 2011).
Tabela 1: Homólogos dos tocoferois
Posição no anel
Nome trivial Nome químico R1 R2
α-tocoferol 5,7,8-trimetiltocol CH3 CH3
β-tocoferol 5,8-dimetiltocol CH3 H
γ-tocoferol 7,8-dimetil tocol H CH3
δ-tocoferol 8-metiltocol H H
Fonte: MARTINS, (2006).
Os tocoferois são encontrados em concentrações elevadas em azeites de
oliva (100 - 460 mg kg-1) (ALLOUCHE et al., 2007; MANSOURI et al., 2014),
enquanto que os tocotrienois foram identificados apenas em alguns tipos de óleos,
como de palma e de arroz.
Nos óleos vegetais, em geral as concentrações iniciais de tocoferois são
altas, entretanto, durante as várias etapas do processo de refinamento ocorre a
redução no teor destes compostos (31 a 47% da quantidade original) (ARAUJO,
2011). Nas olivas, o teor total de α-tocoferol também se reduz com o aumento do
grau de maturidade dos frutos (HARWOOD; SÁNCHEZ, 2003).
Os tocoferois são os antioxidantes naturais mais abundantes encontrados em
óleos vegetais, sendo reconhecidos por exercer efeitos biológicos e por atuarem nas
membranas celulares protegendo-as de doenças degenerativas associadas ao
envelhecimento, além de serem amplamente aplicados como meio para inibir a
oxidação lipídica, aumentando a estabilidade de óleos vegetais (ALLOUCHE et al.
2007).
Os tocoferois inibem a peroxidação lipídica por atuarem como captadores de
radicais lipídicos peroxila, evitando que estes radicais peroxila possam reagir com as
cadeias laterais de ácidos graxos adjacentes ou com proteínas de membranas. O
grupo–OH do α-tocoferol doa seu átomo de hidrogênio ao radical peroxila (LOO•),
30
formando um radical α-tocoferila (α-T•) e um hidroperóxido. Em uma reação
subsequente, o radical α-tocoferila (α-T•) reage com outro radical peroxil (LOO•)
formando um produto estável. Portanto, através deste mecanismo o α-tocoferol
interrompe a reação em cadeia da peroxidação lipídica (SCHNEIDER, 2005;
ALLOUCHE et al. 2007; PESTANA, 2007).
2.4.2 Carotenoides
Os carotenoides são pigmentos naturais, hidrossolúveis, que proporcionam
colorações vivas, variando do amarelo ao vermelho, em plantas e animais. Eles
também podem agir como antioxidantes, e alguns possuem atividade de vitamina A.
Uma característica que define os carotenoides é a estrutura química de suas
moléculas, a qual compreende uma cadeia polienoica de quarenta carbonos
derivada do isopreno (DAMODARAN; PARKIN; FENNEMA, 2010).
Os carotenoides são sensíveis à luz, ao calor excessivo e à exposição a
ácidos. Essa sensibilidade os torna muito vulneráveis durante o processamento e
armazenamento, o que faz com que vários cuidados devam ser tomados para
minimizar suas perdas (DAMODARAN; PARKIN; FENNEMA, 2010). Os principais
carotenoides presentes no azeite de oliva virgem são luteína e β-caroteno, embora
haja também outros compostos em menor quantidade (GANDUL-ROJAS;
MÍNGUEZ-MOSQUERA, 1996; PSOMIADOU; TSIMIDOU, 2001). Acredita-se que o
β–caroteno (Figura 6) exerça atividade antioxidante, já que ele exibe um
comportamento de captação de radicais livres, prevenindo formação de peróxidos, e
como atenuador do oxigênio singlete, evitando a reação em cadeia. Os carotenoides
inibem a peroxidação lipídica sob baixas pressões parciais de oxigênio. Essa
pressão parcial de oxigênio tão baixa é encontrada em tecidos sob condições
fisiológicas; no entanto, sob altas pressões parciais de oxigênio o β–caroteno perde
seu poder antioxidante, apresentando inclusive efeitos pró-oxidantes
(DAMODARAN; PARKIN; FENNEMA, 2010; ARAÚJO, 2011).
O sistema conjugado e rico em elétrons do polieno é responsável pela
atividade antioxidante dos carotenoides, tanto na absorção do oxigênio singlete
quanto de radicais livres, para interromper as reações em cadeia. A presença
31
dessas ligações também facilita a oxidação dos carotenoides o que provoca a perda
da coloração evidenciada pelo efeito pró-oxidante (MCNULTY et al., 2007).
Figura 6 - Estrutura química do β–caroteno
FONTE: DAMODARAN; PARKIN; FENNEMA, 2010.
A presença de radicais e peróxidos em alimentos, oriundos da oxidação
lipídica, aceleram a degradação oxidativa dos pigmentos carotenoides, com
formação de epóxidos. Os carotenoides possuem sistemas reativos ricos em
elétrons devido à insaturações sendo sensíveis à reação com compostos
eletrofílicos e exposição ao ar, luz, temperatura e acidez (ARAÚJO, 2011).
Os carotenoides, em conjunto com os tocoferois e os compostos fenólicos
podem contribuir para a estabilidade oxidativa do azeite, e sob condições favoráveis,
exercem um efeito antioxidante sinérgico (GIUFFRIDA et al., 2011). O teor desses
compostos no azeite de oliva virgem pode ser utilizado como um parâmetro de
qualidade e autenticidade para este produto, uma vez que a presença elevada
desses pigmentos, ou a detecção de um nível elevado de transformação de
carotenoides, são indicativos de práticas incorretas ou fraudulentas (GANDUL-
ROJAS; CEPERO, MÍNGUEZ-MOSQUERA et al., 2000).
Alterações nestes compostos, tais como isomerização e descoloração alteram
a qualidade do azeite e suas propriedades funcionais, sendo em geral decorrentes
de condições de armazenamento inadequadas, em elevadas temperaturas e ou
presença de luz (APARÍCIO-RUIZ; MÍNGUEZ-MOSQUERA, GANDUL-ROJAS,
2011).
A composição de carotenoides no azeite virgem está sujeita a variações
atribuidas às diferenças existentes entre as cultivares e grau de maturação do fruto,
condições ambientais, técnicas de processamento e condições de armazenamento
(GANDUL-ROJAS; MÍNGUEZ-MOSQUERA, 1996; GANDUL-ROJAS; CEPERO;
MÍNGUEZ-MOSQUERA, 2000; MORELLO et al., 2003; SALVADOR et al., 2003). A
composição qualitativa dos carotenoides é praticamente a mesma em todas as
32
cultivares de oliveira e não é modificada quando o fruto está em fase avançada de
maturação, no entanto, as principais diferenças se restringem a quantidade média
destes compostos, que deve estar entre 2 e 20 mg kg-1 de azeite (GANDUL-ROJAS;
CEPERO; MÍNGUEZ-MOSQUERA, 2000; PSOMIADOU; TSIMIDOU, 2001).
2.4.3 Clorofilas
As clorofilas (Figura 7) são pigmentos responsáveis pelos tons esverdeados
dos azeites de oliva. Existem na natureza vários tipos de clorofilas, sendo que “a” e
“b” são as mais importantes e abundantes, ocorrendo na proporção de 3:1 de “a” em
relação a “b”. A presença de clorofilas depende de fatores genéticos, estádio de
maturação dos frutos, condições ambientais, processo de extração e condições de
armazenamento.
Figura 7 - Estrutura química das clorofilas a e b
FONTE: STREIT et al., 2005.
O processo de extração faz com que haja perdas desses pigmentos devido à
transformação estrutural de clorofilas em feofitinas, pela substituição do íon Mg+2 por
íons H+ (PSOMIADOU; TSIMIDOU, 2001; GIUFFRIDA et al., 2011), as quais podem
acontecer em meio ácido ou sob o aquecimento (PSOMIADOU; TSIMIDOU, 2001). A
literatura reporta teores de clorofilas no azeite de oliva de 3,72 a 33,68 mg kg -1
(MALHEIROS et al., 2009; NAKBI et al., 2010; ARSLAN et al., 2013). Verifica-se que
33
a feofitina é encontrada em grandes quantidades no azeite (GANDUL-ROJAS;
MÍNGUEZ-MOSQUERA, 1996).
A clorofila é um fotossensor que pode absorver energia da luz, promovendo e
formando um estado excitado de oxigênio, denominado singlete (1O2), que é cerca
de 1500 vezes mais reativo que o oxigênio triplete (3O2), que é a forma de ocorrência
mais comum. O oxigênio singlete pode reagir diretamente com substratos, como
ácidos graxos insaturados, e formar hidroperóxidos que se decompõem e causam
reação de oxidação lipídica em cadeia (DAMODARAN, PARKIN; FENNEMA, 2010).
Assim, as clorofilas desempenham um importante papel na qualidade e estabilidade
oxidativa do azeite de oliva (GIUFFRIDA et al., 2011).
2.4.4 Compostos fenólicos
Os compostos fenólicos são substâncias aromáticas hidroxiladas, com grande
diversidade estrutural, variando de uma simples molécula a polímeros. Todos são
altamente instáveis e rapidamente transformados quando as células vegetais são
danificadas durante o processamento (ARAÚJO, 2011). A classe dos fenois inclui
uma série de substâncias diferentes, como o ácido vanílico, ácido gálico, ácido
cumárico, ácido cafeico, tirosol, hidroxitirosol e oleuropeína (Figura 8) (HARWOOD;
SÁNCHEZ, 2003), os quais são encontrados no azeite de oliva (ARAÚJO, 2011).
Os compostos fenólicos são responsáveis, em parte, pelo sabor picante,
amargo e adstringente do azeite de oliva (CLODOVEO et al., 2007; CONSTANTE,
2006), sendo que a intensidade do amargor do azeite de oliva tem sido diretamente
relacionada com a elevada quantidade destes compostos principalmente de
oleuropeína (GARCÍA et al., 2001). A natureza antioxidante dos compostos fenólicos
determina de maneira decisiva a estabilidade do azeite, ou seja, sua conservação e
sua resistência dependem da quantidade e o modo de atuação frente os processos
de oxidação (CONSTANTE, 2006; CLODOVEO et al., 2007). Os compostos
fenólicos são capazes de doar um átomo de hidrogênio ao radical lipídico formado
durante a fase de propagação da oxidação lipídica, além de possuírem a capacidade
de quelar metais (MORELLÓ et al., 2004; ALLOUCHE, et al., 2007).
34
Figura 8 - Estrutura química do tirosol, hidroxitirosol e oleuropeína
FONTE: FUENTE et al., 2004.
O teor de compostos fenólicos no azeite depende das condições
agronômicas, cultivar, origem, condições climáticas e do grau de maturação dos
frutos. A concentração de hidroxitirosol, tirosol e luteolina é maior quanto maior o
grau de maturidade das azeitonas. No entanto, o teor total em compostos fenólicos
se reduz com o grau de maturidade (HARWOOD; SÁNCHEZ, 2003). Geralmente
são encontradas quantidades que variam de 200 a 1500 mg kg-1 no azeite de oliva
(ALLOUCHE, et al., 2007). Porém, estas quantidades podem variar em função das
condições climáticas e cultivares. As cultivares Coratina e Frantoio se destacam por
apresentarem maiores quantidades de compostos fenólicos, sendo descritos teores
entre 336 a 1058 mg kg-1 e 290 a 972 mg kg-1, respectivamente (OLIVO; OLIO,
2012).
2.4.5 Fitosterois
Os fitosterois são estruturas compostas por 27 a 29 átomos de carbono,
sendo componentes essenciais às membranas das células, que estão presentes em
óleos vegetais (MOREAU, WHITAKER; HICKS, 2002; DOLINSKY, 2009). Estes
compostos apresentam similaridade estrutural com o colesterol (C-27) (MOREAU,
35
WHITAKER; HICKS, 2002; SIVAKUMAR, et al., 2006; CANABATE-DIAZ et al., 2007;
DOLINSKY, 2009; MARANGONI; POLI, 2010; LAMA-MUÑOZ et al., 2011;
BERASATEGI, et al., 2012), que é o esterol predominante nos tecidos animais
(Figura 9).
Figura 9 - Estrutura do colesterol
FONTE: MOREAU et al., 2002.
Esses componentes da fração lipídica apresentam três aneis de seis
carbonos e um anel de cinco carbonos que está ligado a uma cadeia alifática. Os
esterois têm uma hidroxila ligada ao carbono 3 do anel e são encontrados tanto em
plantas (fitosterois), quanto em animais (zooesterois) (DAMODARAN; PARKIN;
FENNEMA, 2010).
Estes compostos diferenciam-se do colesterol pelas configurações no núcleo
ou na cadeia lateral. As modificações geralmente estão relacionadas à adição de
substituintes alquil tais como metil e etil, ou a inserção da dupla ligação na posição
C-24. Apesar da similaridade, as células vegetais produzem quantidades
negligenciáveis de colesterol ou não o produzem (ABIDI, 2001), tendo como
substitutos vários tipos de fitosterois (MOREAU, WHITAKER; HICKS, 2002).
Existe uma grande variedade de fitosterois, sendo identificadas mais de
quarenta substâncias. A identificação do perfil destes compostos no azeite de oliva
constitui uma ferramenta primordial para a detecção de adulteração ou autenticidade
ou até mesmo para classificar o azeite de acordo com a sua variedade (TEMINE et
al., 2008).
Os fitosterois mais comumente presentes em fontes vegetais são o sitosterol
(β-sitosterol) e o campesterol (Figura 10), mas vários outros podem estar em
quantidades menores, como o sitostanol, campestanal, brassicasterol, estanois e
avenasterol (SIVAKUMAR et al., 2006; TEMINE et al., 2008; DOLINSKY, 2009).
36
(a) (b)
(c) (d)
Figura 10 - Estrutura do β–sitosterol (a), campesterol (b), sitostanol (c) e
campestanol (d)
FONTE: MOREAU et al., 2002.
Os fitosterois ocorrem na forma livre ou esterificada nos óleos vegetais; além
de poderem estar associados aos glicosídeos, os quais são removidos durante o
processo de refino de óleos vegetais (TOIVO et al., 2001). Assim sendo, como os
óleos vegetais normalmente contêm primariamente ésteres de fitosterois e traços de
glicosídeos, apenas a realização da hidrólise alcalina é suficiente para quebrar a
maior parte dos fitosterois conjugados. No azeite de oliva encontram-se quantidades
de β-sitosterol entre 1.130 - 2.650 mg kg-1 de produto (ALLOUCHE et al., 2007).
Os fitosterois contidos em óleos vegetais são conhecidos por apresentarem
propriedades hipocolesterolêmicas (ALLOUCHE et al., 2007; HARRABI et al., 2008;
KALOUSTIAN et al., 2008; MIRALIAKBARI; SHAHIDI, 2008; TEMINE et. al., 2008;
BERASATEGI et al., 2012), anticarcinogênicas, anti-inflamatórias, antiarterogênica e
antioxidantes (ALLOUCHE et al., 2007; DOLINSKY, 2009; BERASATEGI et al.,
2012), sendo considerados agentes potencialmente citostáticos em doenças
inflamatórias e tumorais (TEMINE et al., 2008; LAMA-MUÑOZ et al., 2011); além
disso, exercem ação antibacteriana, antifúngica e antiulcerativa (TEMINE et al.,
2008).
37
Os fitosterois e seus ésteres representam uma classe de alimentos funcionais
que tem despertado grande interesse científico (SIVAKUMAR et al., 2006;
DOLINSKY, 2009), principalmente em relação ao seu efeito redutor da fração de
LDL, sem interferir na fração do colesterol de lipoproteínas de alta densidade (HDL).
O mecanismo de ação na diminuição da colesterolemia se deve possivelmente, à
sua semelhança estrutural com o colesterol, o que favorece uma competição na
absorção intestinal, entre o colesterol e os ésteres de esterol (DOLINSKY, 2009;
MARANGONI; POLI, 2010).
2.5 Testes de estabilidade do azeite de oliva
O azeite de oliva se distingue de outros óleos vegetais por suas
características de aroma, flavor, cor, suas propriedades nutritivas e funcionais
(MORELLO et al, 2004). Por isto há um grande interesse da indústria em preservar
esse produto, evitando perdas destes atributos positivos (FREGAPANE et al, 2006).
A estabilidade oxidativa ou o prazo de validade do azeite constituem um
parâmetro fundamental de qualidade, a qual geralmente é avaliada pelo período de
indução até atingir um ponto crítico de oxidação, que está estritamente relacionado a
uma degradação química e sensorial do azeite (VELASCO; DOBARGANES 2002).
Para estimar a estabilidade oxidativa, os testes acelerados são os mais
utilizados, tendo em vista a possibilidade de obtenção de resultados confiáveis em
tempos reduzidos, os quais são úteis para predizer o tempo no qual um óleo ou
gordura apresentará condições de consumo, antes de se apresentar rançoso.
Basicamente baseiam-se em submeter à amostra a elevadas temperaturas,
pressões de oxigênio, luz ou a combinação destes fatores, para acelerar o processo
oxidativo, e medir as alterações decorrentes através de métodos físico-químicos ou
sensoriais (GARCÍA-MESA et al. 1993; APARICIO et al., 1999; ANTONIASSI, 2001;
ZAMBIAZI, 2003).
Um dos testes acelerados reconhecidos é o de Rancimat, por ser de fácil uso
e demonstrar boa reprodutibilidade (GARCIA-MORENO et al. 2013), pelo qual a
oxidação de uma amostra de óleo/gordura é induzida pela passagem de ar através
da amostra, mantida à temperatura constante. Os produtos voláteis da reação, os
38
quais são difundidos no ar, são coletados em água destilada e produzem uma
mudança na condutividade elétrica, medindo-se o tempo transcorrido para alcançar
uma elevação brusca deste parâmetro (ZAMBIAZI, 2003).
A partir desses resultados obtém-se como parâmetro o período de indução,
que é definido como o tempo para se atingir o nível de rancidez detectável ou
intensa mudança na taxa de oxidação (ANTONIASSI, 2001). O tempo necessário
para produzir um aumento súbito da condutividade, devido à formação de ácidos
voláteis, determina o índice de estabilidade oxidativa (OSI), o qual pode ser definido
como uma medida de resistência à oxidação do óleo ou gordura (ZAMBIAZI, 2003;
GARCIA-MORENO et al. 2013).
Outro procedimento muito utilizado como testes acelerados é a utilização das
micro-ondas. O calor proveniente do aquecimento por micro-ondas é dependente
das frequências aplicadas. Baixas frequências (comprimentos de onda mais longos)
permitem maior penetração, resultando em aquecimento mais rápido e uniforme
(CHAVAN; CHAVAN, 2010). Contudo, a geração de calor por micro-ondas nos
alimentos, distinguem-se por dois mecanismos: a condução iônica e a rotação de
dipolos. No primeiro caso, os íons presentes nos alimentos se deslocarão conforme
a direção do campo elétrico alternativo que se segue à interação da radiação micro-
onda. Durante o deslocamento desses íons colidirão com moléculas vizinhas,
transmitindo-lhes energia cinética, aumentando seu movimento e, finalmente,
gerando calor (ORDÓNEZ, 2005). Na rotação dos dipolos ocorre o choque e fricção
molecular de dipolos elétricos sob um campo elétrico oscilante de uma frequência
específica, que, assim como na condução iônica, incrementam a energia cinética e a
temperatura (ORDÓNEZ, 2005; CHIAVARO et al., 2009).
Os lipídios, por apresentarem calor específico baixo são facilmente
aquecidos, tornando-se sensíveis ao tratamento por micro-ondas (CHIAVARO et al.,
2009; EL-ABASSY; DONFACK; MATERNY, 2010). No entanto, a geração de calor
nos alimentos com umidade muito baixa depende da interação das micro-ondas com
os lipídios e os sólidos coloidais, embora se desconheçam os mecanismos
envolvidos (ORDÓNEZ, 2005).
A aplicação de testes rápidos para monitorar a estabilidade térmica e o grau
de oxidação de óleos vegetais, como a aplicação de micro-ondas, são requeridos
em função da rapidez, confiabilidade, precisão e economia de energia, resultando
ainda em baixo impacto ambiental (CHIAVARO et al., 2009).
39
3. Referências
ABIDI, S.L. Chromatographic analysis of plant sterols in foods and vegetable oils. Journal of chromatography, v.935, n.1, p.173-201, 2001. AGUILERA, C.M.; MESA, M.D.; RAMIREZ-TORTOSA, M.C.; NESTARES, M.T.; ROS, E.; GIL, A. Sunflower oil does not protect against LDL oxidation as virgin olive oil does in patients with peripheral vascular disease. Clinical Nutrition, v.23, n. 4, p.
673-681, 2004. ALLOUCHE, Y.; JIMÉNEZ, A.; GAFORIO, J.J.; UCEDA, M.; BELTRÁN, G.How heating affects extra virgin olive oil quality indexes and chemical composition.Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.55, n.23, p. 9646-
9654, 2007. ANTONIASSI, R.; PEREIRA, D.A.; SZPIZ, R.R.; JABLONKA, F.H.; LAGO, R.C.A. Avaliação das características de identidade e qualidade de amostras de azeite de oliva. Brazilian Journal Food Technology v.1, n.(1,2), p.32-43, 1998.
ANTONIASSI, R. Métodos de avaliação da estabilidade oxidativa de óleos e gorduras. Boletim do CEPPA, n.19, p.353- 380, 2001.
ANVISA. INSTRUÇÃO NORMATIVA, (2012), 13p. Disponível em: www.apta.sp.gov.br/olivasp/anexos/. Acesso em 24/07/2013. APARICIO, R.; RODA, L.; ALBI, M.A.; GUTIÉRREZ, F. Effect of various compounds on virgin olive oil estability measured by Rancimat. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.47, n.10, p.4150-4155, 1999. APARICIO-RUIZ, R.; MÍNGUEZ-MOSQUERA, M.I.; GANDUL-ROJAS, B. Thermal degradation kinetics of lutein, β-carotene and β-cryptoxanthin in virgin olive oils. Journal of Food Composition and analysis, v.24, n.6, p.811-820, 2011.
ARAÚJO, J.M.A. Química de alimentos: teoria e prática. 5 ed.Viçosa, MG.Ed.UFV, 2011. 601p. ARSLAN, D.; KARABEKIR, Y.; SCHREINER, M. Variations of phenolic compounds, fatty acids and some qualitative characteristics of Sariulak olive oil as induced by growing area. Food Research International, v.54, n.2, p. 1897–1907, 2013.
40
BACCOURI, O.; GUERFEL, M.; BACCOURI, B.; CERRETANI, L.; BENDINI, A.; LERCKER, G.; ZARROUK, M.; DAOUD BEN MILED, D. Chemical composition and oxidative stability of Tunisian monovarietal virgin olive oils with regard to fruit ripening. Food Chemistry, v.109, n.4, p. 743-754, 2008. BERASATEGI, I.; BARRIUSO, B.; ANSONERA, D.; ASTIASARÁN, I. Stability of avocado oil during heating: comparative study to olive oil. Food Chemistry, v.132, n.1, p.439-446, 2012. BERTONCINI, E. I. Cultivo de oliveiras no estado de São Paulo. Pesquisa &Tecnologia, v. 9, n. 2, p.10, 2012.
BOSQUE-SENDRA, J.M.; de la MATA-ESPINOSA, P.; CUADROS-RODRÍGUEZ, L.; GONZÁLIZ-CASADO, A.; RODRÍGUEZ-GARCÍA, F.P.; GARCÍA-TOLEDO, H. Stability for olive oil control materials. Food Chemistry, v.125, n.4, p.1418-1422, 2011. CAMPO E LAVOURA. Cultivo de oliveiras ganha força nas lavouras do Rio Grande do Sul. Disponível em: http://g1.globo.com/rs/rio-grande-do-sul/campo-e
lavoura/noticia/2014/04/cultivo-de-oliveiras-ganha-forca-nas-lavouras-do-rio grande-do-sul.html. Acesso em: 20/01/15. CAMPOSEO, S.; VIVALDI, G.A.; GALLOTTA, A.; BARBIERI, N.; GODINI, A.Valutazion e chimica e sensorial e deglioli di alcune cv di olivoalleviate in Puglia col modello superintensivo. DOSSIER OLIVO, Frutticoltura - n. 6, p. 80-83, 2010. CANABATE-DÍAZ, B.; CARRETERO, A.S.; FERNÁNDEZ-GUTIÉRREZ, A.; VEJA, A.B.; FRENICH, A.G.; VIDAL, J.L.M; MARTOS, J.D. Separation and determination of sterols in olive oil by HPLC-MS. Food chemistry, v.102, n.3, p.593-598, 2007.
CARDOSO, L.G.V.; BARCELOS, M.F.P.; OLIVEIRA, A.F.; PEREIRA, J.A.R.; ABREU, W.C.; PIMENTEL, F.A.; CARDOSO, M.G.; PEREIRA, M.C.A. Características físico-químicas e perfil de ácidos graxos de azeites obtidos de diferentes variedades de oliveiras introduzidas no Sul de Minas Gerais – Brasil. Semina, Ciências agrárias, v.31, n.1, p.127-136, 2010. CASTELO-BRANCO, V. N.; TORRES, A. G. Capacidade antioxidante total de óleos vegetais comestíveis: determinantes químicos e sua relação com a qualidade dos óleos. Revista Nutrição, Campinas, v.24, n. 1, p.173-187, 2011.
41
CHAVAN, R.S.; CHAVAN, S.R. Microwave baking in food industry: a review. International Journal of Dairy science, v.5, n.3, p.113-127, 2010.
CHIAVARO, E.; BARNABA, C.; VITTADINI, E.; RODRIGUEZ-ESTRADA, M.T.; CERRETANI, L.; BENDINI, A. Microwave heating of different commercial categorias of olive oil: Part II. Effect on thermal properties. Food Chemistry, v.115, n.4, p.1393-1400, 2009. CICERALE, S.; CONLAN, X. A.; BARNETT, N. W.; KEAST, R.S.J. Storage of extra virgin olive oil and its effect on the biological activity and concentration of oleo canthal. Food Research International, v.50, n.2, p. 597-602, 2013. CICERALE, S.; LUCAS, L.; KEAST, R. Biological Activities of Phenolic Compounds Present in Virgin Olive Oil. International Journal of Molecular Sciences, v.11, n.2, p.458-479, 2010. CLODOVEO, M. L.; DELCURATOLO, D.; GOMES, T.; COLELLI, G. Effect of different temperatures and storage atmospheres on Coratina olive oil quality. Food Chemistry, v.102, n.3, p. 571 - 576, 2007. CONSELHO OLEÍCOLA INTERNACIONAL (COI). El mercado mundial en cifras. Olivae, nº 115, 2011. CONSELHO OLEÍCOLA INTERNACIONAL (COI). Trade standart applying to olive oils andolive-pomace oils. COI/T.15/NC, 7, 1-16, 2012. CONSELHO OLEÍCOLA INTERNACIONAL (COI). Mercado Oleícola. Newsletter –
Nº 89 – Diciembre de 2014. 5p. CONSELHO OLEÍCOLA INTERNACIONAL (COI). Mercado Oleícola. Newsletter –
Nº 91 – Fevereiro de 2015. 7p. CONSTANTE, Enrique Graciani. Los Aceites y Grasas: Composición y Propiedades. 1. ed. Madrid, Mundi-Prensa, 2006. 316p. CORNWELL, D.G.; M.A, JIYAN. Nutritional Benefit of Olive Oil: The Biological Effects of Hydroxytyrosol and Its Arylating Quinone Adducts. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v.56, n.19, p.8774-8786, 2008.
42
COVAS, M.I. Olive oil and the cardiovascular system. Pharmacological Research, v.55, n.3, p.175-186, 2007. DAMODARAN,S.; PARKIN, K.L.; FENNEMA, O.R. Química de alimentos de Fennema. 4º Ed. Porto Alegre: Artmed, 2010, 900p.
DOLINSKI, M. Nutrição funcional. Roca, São Paulo. 2009. 204p. EL-ABASSY, R.M.; DONFACK, P.; MATERNY, A. Assessment of conventional and microwave heating induced degradation of carotenoids in olive oil by VIS raman spectroscopy and classical methods. Food Research International, v. 43, p.694-
700, 2010. EMBRAPA. Cultivo de oliveira (Olea europaea L.). Pelotas, RS. 2009. 126p. EMBRAPA. Cultivar de oliveira de ciclo precoce destinada à produção de azeite, na região Sul do Brasil, p. 2, 2012. Disponível em:
http://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/item/61951/1/folder-oliveira-arbequina.pdf, Acesso em: 07/01/2015. FREGAPANE, G.; LAVELLI, V. LEÓN, S.; KAPURALINB, J.; DESAMPARADOS, S.M. Effect of filtration on virgin olive oil stability during storage. European Journal of Lipid Science and Technology, v.108, n.2, p.134-142, 2006. FOURATI, H.; COSSENTINI, M.; KARRA, B. Classification of olive trees according to fruit and oil characterization. Acta Horticulturae, v. 586, p. 141 – 145, 2002. FUENTE, P.; CHAMORRO, P.; MORENO, M.; POZA, M.A. Propriedades antioxidants del hidroxitirosol procedente de la hoja de olivo (Olea europaea L.). Revista de Fitoterapia, v.4, n.2, p.139-147, 2004.
GAMBACORTA G, FACCIA M, PREVITALI MA, PATI S, NOTTE E LA, BAIANO A. Effects of olive maturation and stoning on quality indices and antioxidant Content of extra virgin oils (cv. Coratina) during Storage. Journal Food Science, v.75, n.3,p. 229- 235, 2010. GANDUL-ROJAS, B.; MÍNGUEZ-MOSQUERA, M. I. Chlorophyll and carotenoid composition in virgin olive oils from various Spanish olive varieties. Journal of the Science of Food and Agriculture, v. 72, n.1, p. 31-39,1996.
43
GANDUL-ROJAS, B.; CEPERO, M.; MÍNGUEZ-MOSQUERA, M. Use of chlorophyll and carotenoid pigment composition to determine authenticity of virgin olive oil. Journal of the American Oil Chemists Society, v.77, n.8, p.853- 858, 2000.
GARCIA, J.M.; YOUSFI, K.; MATEOS, R.; OLMO, M.; CERT, A. Reduction of oil bitterness by heating of olive (Olea europaea) fruits. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.49, n.9, p.4231-4235, 2001. GARCÍA-GONZALEZ, D.L.; APARÍCIO-RUIZ, R.; APARÍCIO, R. Virgin olive oil Chemicals implications on quality and health. European journal lipid Science Technology, v.110, n.7, p. 602-607, 2008.
GARCÍA-MESA, J.; LUQUE DE CASTRO, M.; VALCÁRCEL, M. Factors affecting the gravimetric determination of the oxidative stability of oils. Journal of the American Oil Chemists´ Society, v.70, n. 3, p. 245-247, 1993. GARCIA-MORENO, P. J.; PÉREZ-GÁLVEZ, R.; GUADIX, A. & GUADIX, E. E. Influence of the parameters of the Rancimat test on the determination of the oxidative stability index of cod liver oil. LWT – Food Science and Technology, 51, 303 -308,
2013. GIMENO, E.; CASTELLOTE, A. I.; LAMUELA-RAVENTÓS, R. M.; DE LA TORRE, M. C.; LÓPEZ-SABATER, M. C. The effects of harvest and extraction methods on the antioxidant content (phenolic, α-tocopherol, and β-carotene) in virgin olive oil. Food Chemistry, v.78, n.2, p. 207-211, 2002. GIUFFRIDA, D.; SALVO, F.; SALVO, A.; DUGO, G.; Pigments profile in monovarietal virgin olive oils from various Italian olive varieties. Food Chemistry, v.124, n.3, p.1119-1123, 2011. GUTIÉRREZ, F.; VILLAFRANCA, M.J.; CASTELLANO, J.M. Changes in the main components and quality indices of virgin olive oil during oxidation. JAOCS, v.79, n. 7,
p. 669-676, 2002. HARPER, C.R.; EDWARDS, M.C.; JACOBSON, T.A. Flaxseed oil supplementation does not affect plasma lipoprotein concentration or particle size in human subjects. Journal Nutrition, v.136, n.11, p. 2844-2848, 2006.
HARRABI, S.; ST-AMAND, A .; SAKOUHI, F.; SEBEI, K.; KALLEL, H.; MAYER, P.M.; BOUKCHINA, S. Phytostanols and phytosterols distributions in corn kernel. Food Chemistry, v.111, n.1, p. 115-120, 2008.
44
HARWOOD, J.; SÁNCHEZ J. La biosíntesis lipidicas en las aceitunas. In: Manual
del aceite de oliva: Madrid: Mundi-Prensa, 2003. p.73-88. KATSOYANNOS, E.; BATRINOU, A.; CHATZILAZAROOU, A.; BRATAKOS, S.M.; STAMATOPOULOS, K.; SINANOGLOU, V.J. Quality parameters of olive oil from stoned and non stoned Koroneiki and Megaritiki Greek olive varieties at different maturity levels. Grasas y Aceites, v.66, n.1, p. 1-10, 2015. KALOUSTIAN, J.; ALHANOUT, K.; AMIOT-CARLIN, M.J.; LAIRON, D.; PORTUGAL, H.; NICOLAY, A. Effect of water cooking on free phytosterol levels in beans and vegetables. Food Chemistry, v.107, n.4, p.1379-1386, 2008.
LAMA-MUÑOZ, A.; RODRÍGUEZ-GUTIÉRREZ, G.; RUBIO-SENENT, F.; GOMEZ-CARRETERO, A.; FERNANDEZ-BOLAÑOS, J. New Hydrothermal Treatment of Alperujo Enhances the Content of Bioactive Minor Components in Crude Pomace Olive Oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.59, n.4, p.1115-1123,
2011. MALHEIROS, R.; OLIVEIRA, I.; VILAS-BOAS, M.; FALCÃO, S.; BENTO, A.; PEREIRA, J.A. Effect of microwave heating with different exposure times on physical and chemical parameters of olive oil. Food and Chemical Toxicology, v.47, n.1,
p.92-97, 2009. MANSOURI, F.; BEN MOUMEN, A.; HOUMY, N.; RICHARD, G.; FAUCONNIER, M.L.; SINDI, M.; SERGHINI-CAID, H.; ELAMRANI, A. Evaluación de la estabilidad oxidative de los aceites de olive obtenidos a partir de la mezcla de aceite “Arbequina” con otros aceites de olive monovarietales. Revista Oficial Del Consejo Oleícola Internacional, OLIVAE, n.120, p.23-30, 2014.
MARANGONI, F.; POLI, A. Phytosterols and cardiovascular health. Pharmacological Research, v.61, n.3, p. 193-199, 2010.
MARTINS, Patrícia Fazzio. Estudos e experimentos para a concentração de tocoferóis e fitosteróis por meio da destilação molecular. Campinas, SP, 2006,
224f. Tese (Doutorado em Engenharia Química), Universidade estadual de Campinas, Faculdade de Engenharia Química. MATA-ESPINOSA, P.; BOSQUE-SENDRA, J.; CUADROS-RODRÍGUEZ, L. Quantification of triacylglycerols in olive oil using HPLC - CAD. Food Analytical Methods, v.4, n.4, p. 574-581, 2011.
45
MCNULTY, H.P.; BYUN, J.; LOCKWOOD, S.F.; JACOB, R.F.; MASON, R.P. Differential effects of carotenoids ou lipid peroxidation due to membrane interactions: X – Ray diffraction analysis. Biochimica et Biophysica Acta, v.1768, p.167-174, 2007. MÉNDEZ, A.I. FALQUÉ, E. Effect of storage time and container type on the quality of extra-virgin olive oil. Food Control, v.18, n.5, p.521-529, 2007.
MIRALIAKBARI, H.; SHAHIDI, F. Antioxidant activity of minor components of tree nut oils. Food Chemistry, v.111, n.2, p. 421–427, 2008.
MOREAU, R.A.; WHITAKER B.C.; HICKS, K.B. Phytosterols, phystanols, and their conjugates in foods: structural diversity, quantitative analysis, and health promoting uses. Progress in Lipid Research, v. 41, n.6, p.457-500, 2002. MORELLO, J.R.; MOTILVA, M.J.; TOVAR, M. J.; ROMERO, M.P. Changes in commercial virgin olive oil (cv Arbequina) during storage, with special emphasis on the phenolic fraction. Food Chemistry, v.85, n.3, p. 357–364, 2004.
MORELLO, J.R., MOTILVA, M.J., RAMO, T., ROMERO, M.P. Effect of freeze injuries in olive fruit on virgin olive oil composition. Food Chemistry, v.81, n.4, p.547-553,
2003. NAKBI, A.; ISSAOUI, M.; DABBOU, S.; KOUBAA, N.; ECHBILI, A.; HAMMAMI, M.; ATTIA, N. Evaluation of antioxidant activities of phenolic compounds from two extra virgin olive oils. Journal of Food Composition and Analysis, v.23, n.7, p.711-715,
2010. ORDONÉZ, J.A. Tecnologia de Alimentos: componentes e processos. Ed.
Artmed, 2005. 294p. OLIVEIRA, A.F.; PASQUAL, M.; CHALFUN, N. N. J.; REGINA, M. DE A.; RINCÓN, C. D .R. Influência do número de nós em estacas semilenhosas de oliveira (Olea europaea L.) no enraizamento sob câmara de nebulização. Ciência Agrotecnologia, v.27, n.2, p.332-338, 2003. OLIVO e OLIO. Catalogo degli oli monovarietali. Ed. edagrícole. Supplemento al
n. 6 giugno – ano XV, 48p. 2012. PESTANA, Vanessa Ribeiro. Avaliação da qualidade do óleo de arroz e do conteúdo de tocoferóis e orizanóis durante o processo de refino, Pelotas, RS.
46
74f. 2007. Dissertação (Mestrado em ciência e Tecnologia Agroindustrial), Universidade Federal de Pelotas, Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel. PESTANA-BAUER, V.R.; GOULARTE-DUTRA, F.L.; ZAMBIAZI, R. Caracterização do fruto da oliveira (variedade Corolea) cultivada na região Sul do Brasil. Alimentos e Nutrição, v. 22, n.1, p. 79-87, 2011.
POLAVARAPU, S.; OLIVER, C.M.; AJLOUNI, S.; AUGUSTIN, M.A. Physicochemical characterisation and oxidative stability of fish oil and fish oil–extra virgin olive oil microencapsulated by sugar beet pectin. Food Chemistry, v.127, n.4, p.1694-1705, 2011. PSOMIADOU, E.; TSIMIDOU, M. Pigments in Greek virgin olive oils: occurrence and levels. Journal of the Science of Food Agriculture, v.81, n.7, p.640-647, 2001.
RICALDE, M.P.; GARCIA, F.R.M.; NAVA, D.E.; LOECK, A.E.; DONATTI-RICALDE, M.G.; COUTINHO, E.F. Oxycenus maxwelli (Keifer) (Acari: Eriophyidae) danificando a cultura da oliveira, Olea europaea L., no Estado do Rio Grande do Sul. Ciência Rural, v.42, n.5, p.767-769, 2012.
SABA, A.; MAZZINI, F.; RAFFAELLI, A.; MATTEI, A.; SALVADORI, P. Identification of 9(E), 11(E) – 18:2 fatty acid methyl Ester at trace level in thermal stressed olive oils by GC coupled to acetonitrile CI-MS and CI-MS/MS, a possible marker for adulteration by addition of desodorized olive oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.53, n.12, p. 4867-4872, 2005. SALVADOR, M. D.; ARANDA, F.; GOMEZ-ALONSO, S.; FREGAPANE, G. Influence of extraction system, production year and area on Cornicabra virgin olive oil: a study of five crop seasons. Food Chemistry, v.80, n.3, p.359-366, 2003.
SERVILI, M. Her Majesty the Coratina olive. Disponível em: http://www.olioofficina.net/knowledge/oil/her-majesty-the-coratina-olive.htm. Acesso em: 17/03/15. SIVAKUMAR, G.; BATI, C.; BRICCOLI, C.; PERRI, E.; UCLLA, N. Gas chromatography screening of bioactive phytosterols from mono-cultivar olive oils. Food Chemistry, v. 95, n.3, p.525-528, 2006. SCHNEIDER, C. Chemistry and biology of vitamin E. Molecular Nutrition & Food Research, v.49, n.1, p.7-30, 2005. STREIT, N.M.; CANTERLE, L.P.; CANTO, M.W. do; HECKTHEUER, L.H.H. As Clorofilas. Ciência Rural, v.35, n.3, p.748-755, 2005.
47
SUN-WATERHOUSE, D.; ZHOU, J.; MISKELLY, G.M.; WIBISONO, R.; WADHWA, S.S. Stability of encapsulated olive oil in the presence of caffeic acid Food Chemistry, v.126, n.3, p.1049–1056, 2011.
TEMINE, S.B.; MANAI, H.; METHENNI, K.; BACCOURI, B.; ABAZA, L.; DAOUD, D.; CASAS, J.S.; BUENO, E. O.; ZARROUK, M. Sterolic composition of Che´toui virgin olive oil: Influence of geographical origin. Food Chemistry, v.110, n.2, p.368-374, 2008. TOIVO, J.; PHILLIPS, K.; LAMPI, A.M.; PIIRONEN, V., Determination of sterols in foods: recovery of free, esterified, and glycosidic sterols; Journal of Food Composition and Analysis, v.14, n.6, p.631-643, 2001. UCHA, D. Azeitonas e azeites, nova riqueza gaúcha. Disponível em: http://www.bosqueolivos.com.br/novidades/58/Azeitonaseazeitesnovariquezagaucha.html. Acesso em: 01/04/15. VELASCO, J.; DOBARGANES, C. Oxidative stability of virgin olive oil. European Journal of Lipid Science and Technology, v.104, n.9-10, p.661-676, 2002.
VIOLA, P.; VIOLA, M. Virgin olive oil as a fundamental nutritional component and skin protector. Clinics in Dermatology, v.27, n.2, p.159-165, 2009.
ZAMBIAZI, R.C. Tecnologia de óleos e gorduras. Apostila, Pelotas, 2003. 122p.
48
4 Capítulo I Estabilidade oxidativa do azeite de oliva produzido na região Sul
do Brasil: influência da cultivar e da composição química
Resumo
A composição química do azeite de oliva contribui para a estabilidade oxidativa do
azeite, sendo um dos parâmetros mais importantes para predizer sua durabilidade,
além disso, está associada a efeitos benéficos à saúde. Neste contexto, objetivou-se
avaliar a estabilidade oxidativa de azeites de oliva produzidos no Sul do Brasil,
estabelecendo a comparação entre quatro diferentes cultivares e correlacionando a
estabilidade à composição química. Avaliou-se nos azeites das cultivares Arbequina,
Coratina, Frantoio e Koroneiki, a estabilidade oxidativa, por Rancimat; o teor de
tocoferois por cromatografia líquida; o perfil de ácidos graxos, por cromatografia
gasosa; o teor de compostos fenólicos, o conteúdo de clorofilas e de carotenoides,
espectrofotometricamente; e ainda, parâmetros de qualidade, como índice de
acidez, índice de peróxidos e absorção específica. Verificou-se que a cultivar
Coratina apresentou maiores teores de pigmentos, seguida da cultivar Koroneiki. A
cultivar Coratina ainda apresentou maiores conteúdos de compostos fenólicos
1725,5 mg kg-1 e de tocoferóis 437,8 mg kg-1, respectivamente. O ácido graxo
majoritário em todas as amostras foi o oleico. Dentre as quatro cultivares analisadas,
verificou-se uma correlação entre o conteúdo de compostos minoritários e a
estabilidade dos azeites, sendo que a cultivar Coratina apresentou maior teor de
compostos minoritários e maior estabilidade oxidativa; por outro lado, a cultivar
Arbequina demonstrou menor estabilidade e conteúdo inferior em compostos
minoritários.
49
4.1 Introdução
O crescente consumo de azeite de oliva extra virgem tem sido motivado por
suas características sensoriais únicas e pelos efeitos benéficos à saúde
relacionados ao produto. O aroma característico, o sabor, a cor e as propriedades
funcionais do azeite de oliva extra virgem são capazes de distingui-lo de outros
óleos vegetais comestíveis (MORELLO et al., 2004; FADDA et al., 2012).
O azeite de oliva, assim como outros óleos e gorduras, além de contribuir na
qualidade de certos produtos alimentares, confere valor nutritivo, por representar
boa fonte de energia metabólica, prover ácidos graxos essenciais (ácido linoleico e
linolênico), bem como vitaminas lipossolúveis (A, D, E e K). Entretanto, este azeite é
bastante susceptível aos processos de oxidação lipídica, fenômeno espontâneo e
inevitável, com implicação direta no valor comercial de óleos e gorduras, seja do
produto puro ou daqueles que os contêm em suas formulações (alimentos,
cosméticos, medicamentos) (SILVA; BORGES; FERREIRA, 1999).
A composição em ácidos graxos é caracterizada pelo alto conteúdo de ácidos
monoinsaturados (oleico) e baixo conteúdo de ácidos poli-insaturados (linoleico e
linolênico) (KRICHENE et al., 2010; POLAVARAPU et al., 2011; WATERHOUSE et
al., 2011), associada aos destacados teores de compostos minoritários, que
contribuem para suas características sensoriais e atividade antioxidante, tais como:
tocoferois, compostos fenólicos, fitosterois (principalmente o β-sitosterol), e
pigmentos (clorofilas e carotenoides), os quais contribuem para manutenção da
estabilidade oxidativa do azeite de oliva (ALLALOUT et al., 2009; KRICHENE et al.,
2010; FREGAPANE; SALVADOR, 2013). Aos compostos minoritários, também são
atribuídas importantes funções, como participação na prevenção de doenças
cardiovasculares, cânceres, doenças degenerativas e obesidade (FADDA et al.,
2012; CICERALE et al., 2013).
Algumas cultivares de olivas introduzidas no Rio Grande do Sul/Brasil
despertam o interesse científico, devido as suas características adequadas para
produção de azeite destacando-se as cultivares Coratina, Frantoio e Koroneiki que
têm demonstrado frutificação efetiva apresentando produtividade elevada e
constante (EMBRAPA, 2009; SERVILI, 2015). Também a cultivar Arbequina, uma
das mais adequadas para produção de azeitona, apresenta boa adaptação ao solo
50
brasileiro e ainda possui características como vigor vegetativo, precocidade na
produção e elevado rendimento em azeite (OLIVEIRA et al. 2003; EMBRAPA, 2009).
Em virtude disto, busca-se conhecer um pouco mais sobre a qualidade, composição
química e estabilidade dos azeites produzidos no Rio Grande do Sul/Brasil.
Para estimar a estabilidade oxidativa, os testes acelerados são os mais
utilizados, tendo em vista a possibilidade de obtenção de resultados confiáveis em
tempos reduzidos. Nestes, o óleo ou gordura é submetido alternativamente a
elevação de temperatura, adição de metais, aumento da pressão de oxigênio,
estocagem sob luz e agitação, entre outros procedimentos, em que se observam
sinais de deterioração oxidativa (ANTONIASSI, 2001). Um dos testes acelerados
reconhecidos é o de Rancimat, por ser de fácil uso e demonstrar boa
reprodutibilidade (GARCIA-MORENO et al., 2013). O tempo necessário para
produzir um aumento súbito da condutividade, devido à formação de ácidos voláteis,
determina o índice de estabilidade oxidativa (OSI), o qual pode ser definido como
uma medida de resistência à oxidação do óleo ou gordura (ZAMBIAZI, 2003;
GARCIA-MORENO et al. 2013).
Neste contexto, objetivou-se com este trabalho avaliar a estabilidade oxidativa
de azeite de oliva produzido na região Sul do Brasil pelo teste de Rancimat,
estabelecendo comparação entre quatro diferentes cultivares e correlacionando a
estabilidade à composição química dos azeites.
4.2. Material e métodos
4.2.1 Amostras de azeites e reagentes
As amostras de azeites de oliva foram oriundas das cultivares Arbequina,
Coratina, Frantoio e Koroneiki. As oliveiras que deram origem aos azeites eram
plantas adultas de Olea europaea L., pertencentes à unidade experimental da
Embrapa Clima Temperado (CPACT), no município de Pelotas, Rio Grande do Sul
(Brasil) (52º 21 W e 31º 52'' S, e altitude média de 224 m), cultivo do ano agrícola de
2012. O solo da região é classificado como Luvissolo Hipocrômico órtico típico,
51
argiloso, pouco profundo (EMBRAPA-CNPS, 2006). O clima, conforme a
classificação de Köppen & Geiger (1928), é do tipo Cfa, temperado úmido com
verões quentes. A região possui temperatura e precipitação médias anuais de 18,4
°C e 1.582 mm, respectivamente.
A extração do azeite foi realizada por centrifugação através do equipamento
Abencor, com posterior decantação e filtração, na unidade experimental da Embrapa
CPACT. As amostras foram acondicionadas em vidros de cor âmbar e congeladas a
- 80 °C até o momento das análises. Os reagentes e solventes utilizados no
experimento foram de pureza PA e grau cromatográfico, adquiridos da Sigma-
Aldrich. Os padrões de ácido gálico, tocoferois e o mix de padrões de ácidos graxos
foram adquiridos da Sigma-Aldrich.
4.2.2 Índice de qualidade
Para avaliar a qualidade dos azeites determinou-se a acidez, o índice de
peróxidos e a absorção específica. A determinação da acidez foi realizada segundo
a metodologia da AOCS (Ca 5a - 40, 1998), sendo os resultados expressos em % de
ácido oleico. A determinação do índice de peróxido foi realizada segundo a
metodologia da AOCS (Cd8-53, 1998), expressando-se em meq g O2 kg-1 de
amostra. A absorção específica a 232 e 270 nm (K232 e K270) foi realizada de acordo
com método COI (2010).
4.2.3 Teor de tocoferois
As análises dos tocoferois foram realizadas de acordo com o método descrito
por Pestana et al., (2008), com pequenas modificações. Pesou-se aproximadamente
0,250 mg de azeite, que foram diluídas com isopropanol HPLC até completar o
volume de 5 mL. Procedeu-se a centrifugação por 6 minutos a 9000 g em
microcentrífuga (NT800 Nova Técnica), transferindo-se a fase orgânica para frasco
com capacidade de 1,5 mL. Injetou-se entre 10-20 µL de amostra no sistema de
52
cromatografia líquida de alta eficiência-HPLC (SHIMADZU), constituído por um
módulo de mistura dos solventes LC-10ATVP, desgaseificador FCV-10ALVP, bomba
reodine DGU-14A, sistema de controle SCL-10AVP, forno da coluna CTO-10ASVP e
amostrador automático SIL-10AF. A separação foi realizada em uma coluna analítica
de fase reversa, Shim-Pak CLC-ODS (3,9 cm x 150 mm x 4 µm), tendo como fase
estacionária grupamentos octadesil. Utilizou-se o detector fluorescência com
excitação de 290 nm e emissão a 330 nm. Os dados foram adquiridos e
processados com uso do software Class-VP. Utilizou-se como fase móvel inicial
acetonitrila:metanol:isopropanol nas proporção 50:40:10 (v/v/v) por 10 minutos;
alterando-se linearmente para acetonitrila:metanol:isopropanol 30:65:5, (v/v/v) até
atingir 12 minutos; e retornando linearmente para a fase móvel inicial até 15 minutos
de análise, o fluxo foi constante de 1 mL min-1. Para realizar a identificação e
quantificação dos tocoferois, utilizou-se curvas de calibração externa do α-, (β+γ)- e
δ- tocoferol. Os resultados foram expressos em mg kg-1.
4.2.4 Teor de compostos fenólicos
Os compostos fenólicos foram extraídos de acordo com o método descrito por
Montedoro et al. (1992), com modificações. Pesou-se 2,50 g de azeite e adicionou-
se 2,0 mL de metanol:água (70:30) e 2,0 mL de hexano. Agitou-se vigorosamente
por 1,0 minuto e manteve-se sob agitação por 20 minutos. Após este período
realizou-se a centrifugação das amostras a 7000 g a 4,0 ºC por 10 minutos em
centrífuga Eppendorf 5430R. A fase hidroalcóolica foi coletada e novamente
centrifugada a 7000 g e a 4,0 ºC por 4 minutos, após transferida para balão
volumétrico de 2,0 mL e avolumada com metanol:água (70:30).
A determinação do total de compostos fenólicos foi realizada pela reação
colorimétrica descrita por Gambacorta et al. (2010). A leitura das amostras foi
realizada em espectrofotômetro Jenway 6705 UV/VIS, utilizando o comprimento de
onda 750 nm. Para a quantificação, foi construída curva de concentração padrão de
ácido gálico, com leitura de absorbância a 750 nm. Os resultados foram expressos
em mg kg-1 de ácido gálico.
53
4.2.5 Análises de pigmentos
Determinou-se os teores totais de carotenoides e clorofilas segundo
metodologia descrita por Zambiazi (1997). Para a leitura dos carotenoides utilizou-se
comprimento de onda de 450 nm. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de β-
caroteno. Para determinação de clorofilas totais utilizou-se comprimentos de onda
de 630 nm, 670 nm e 710 nm usando como referência uma solução de iso-
octano:etanol (3:1). Os resultados foram expressos em mg kg-1. Ambas leituras
foram realizadas em um espectrofotômetro Jenway 6705 UV/VIS.
4.2.6 Composição de ácidos graxos
As amostras de azeites de oliva foram derivatizadas segundo método descrito
por Hartmann & Lago (1973). A análise dos ácidos graxos foi realizada em
cromatógrafo gasoso Perkin Elmer Clarus 500 equipado com detector FID e coluna
ID Carbowax 20 M de 0,25 µm e dimensões 30 m x 0,25 mm, revestida com
polietileno glicol. A temperatura inicial da coluna foi de 90 ºC, mantida por 1,0
minuto, com incremento linear de 12 ºC por minuto até atingir a temperatura de 160
ºC, mantida por 3,5 minutos, seguida de incremento linear de 1,2 ºC por minuto até a
temperatura de 190 ºC, ocorrendo então incremento linear de 15 ºC por minuto até a
temperatura de 230 ºC, que foi mantida por 15 minutos. O injetor e o detector foram
mantidos na temperatura de 250 ºC. Foi utilizado nitrogênio como gás de arraste a
1,5 mL min-1 (ZAMBIAZI, 1997). Os ácidos graxos foram identificados pela
comparação com os tempos de retenção dos padrões de ésteres metílicos. Os
resultados foram expressos em percentual relativo de ácidos graxos.
54
4.2.7 Estabilidade oxidativa
A estabilidade oxidativa dos azeites foi avaliada através do equipamento
Rancimat® (Metrohm), modelo 617, à temperatura de 110 °C e taxa de insuflação de
ar de 10 L h-1, seguindo a norma EN ISO14112 (CEN, 2003).
4.2.8 Análises estatística
O delineamento experimental utilizado foi completamente casualizado,
arranjado em esquema unifatorial, com três repetições. O fator de tratamento testou
os diferentes azeites de oliva. Os dados obtidos foram analisados quanto à
normalidade pelo teste de Shapiro Wilk; à homocedasticidade pelo teste de Hartley;
e, a independência dos resíduos por análise gráfica. Posteriormente, os dados foram
submetidos à análise de variância através do teste F (p≤0,05). Constatando-se
significância estatística, os efeitos das cultivares foram comparados pelo teste de
Tukey (p≤0,05). A presença de correlações entre as variáveis dependentes do
estudo foi analisada através do coeficiente de correlação de Pearson (SAS Institute,
2002).
4.3 Resultados e discussão
4.3.1 Caracterização físico-química dos azeites de oliva
Houve variação nos valores de acidez exceto nos azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki (Tabela 2). Pode-se observar que somente o azeite da cultivar
Arbequina apresentou-se fora dos padrões estabelecidos para a classificação de
azeite de oliva extra virgem (0,8 %), classificando-se como um azeite de oliva virgem
lampante, por ter acidez superior a 2 % (ANVISA, 2012).
55
Tabela 2 - Índices de qualidade dos azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS
Cultivares Acidez livre (g ácido
oleico por 100g-1
) Índice de Peróxido
(meq g O2 kg-1
) K232(nm) K 270 (nm)
Arbequina 2,22±0,01 a1 36,23±1,14 a 2,70±0,01 a 0,22±0,02 a
Coratina 0,49±0,01 c 11,20±1,20 c 1,71±0,03 d 0,15±0,02 b
Frantoio 0,79±0,03 b 13,91±1,18 c 2,03±0,01 b 0,14±0,01 b
Koroneiki 0,55±0,05 c 21,60±1,17 b 1,88±0,10 c 0,22±0,01 a
CV (%) 3,0 5,6 2,5 6,7
1/ Médias acompanhadas por mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste de Tukey (p≤0,05).
O índice de acidez elevado pode ser resultante do processo de colheita,
índice de maturação dos frutos, qualidade da azeitona, armazenamento, e a
extração do azeite, que segundo Cardoso et al. (2010) não deve ultrapassar quatro
horas. Cardoso et al (2010) relataram acidez elevada em azeites das cultivares
Ascolano (2,2 %) e Negroa (3,6 %) produzidos na EPAMING, MG, caracterizando o
final da safra.
Segundo Clodoveo et al. (2007), frutos armazenados em temperatura
ambiente por mais de 15 dias podem produzir azeites com acidez maior que 2 %.
Também o estádio de maturação avançado dos frutos, os quais ficam mais
susceptíveis a danos mecânicos, com consequente aumento da atividade das
enzimas lipolíticas, podem refletir no aumento da acidez livre no azeite (SALVADOR
et al., 2001; MENDOZA et al., 2013). Sabe-se também que a composição química
do azeite de oliva pode ser influenciada pela cultivar, técnicas utilizadas no processo
de extração e fatores edafoclimáticos (FADDA et al., 2012; MENDOZA et al., 2013).
Os resultados de índice de peróxidos dos azeites das cultivares Arbequina e
Koroneiki demonstraram-se acima dos limites permitidos para a classificação de
azeite de oliva extra virgem, segundo o Anvisa (2012) e Conselho Oleícola
Internacional (COI, 2012). Possivelmente, justificado pelo maior tempo de exposição
dos frutos antes da extração do azeite ou pela maior injúria causada aos frutos entre
a colheita e o processamento. Cardoso et al. (2010), também encontraram valores
elevados de peróxidos para o azeite da cultivar Negroa (25,5%), sendo portanto,
similares ao encontrado no azeite da cultivar Koroneiki.
O índice de peróxidos representa o grau de oxidação inicial do azeite, que
ocorre fundamentalmente pela aplicação de calor, presença de resíduos de metais,
incidência de luz e disponibilidade de oxigênio (MORELLO et al. 2004). Segundo
56
Kanavouras, Cert e Hernandez (2005), sob condições favoráveis, a oxidação ocorre
rapidamente, pela formação de radical livre e subsequente ataque na molécula
lipídica, com formação de hidroperóxidos (produtos primários) que podem se
decompor rapidamente, resultando em uma complexa mistura de compostos.
Os valores de absorção específica (K232 e K270) indicam, respectivamente, a
presença de produtos de oxidação primária e secundária, sendo os limites 2,50 e
0,22, respectivamente, para que o azeite classifique-se como extra virgem e 2,60 e
0,25 para que se classifique como azeite virgem (ANVISA, 2012; COI, 2012).
Nos azeites das cultivares Arbequina e Koroneiki foram observados valores
de absorção específica no limite para a classificação de azeite de oliva extra virgem.
Como o processo de obtenção do azeite foi o mesmo para todas as cultivares
assume-se que as diferenças neste parâmetro podem estar relacionadas as
características de cada cultivar. Dabbou et al. (2010), em seu estudo sobre a
capacidade antioxidantes de azeites de oliva encontrou valores de 2,47 e 1,81 para
as absorbâncias K232 e 0,21 e 0,22 para K270, respectivamente, para as cultivares
Arbequina e Koroneiki, sendo semelhantes aos obtidos neste estudo. De acordo
com Goméz-Alonso et al. (2007), a absorbância a 232 nm (K232) é o índice mais
importante para monitorar e determinar a categoria do azeite de oliva, pois em seu
estudo sob o armazenamento em temperatura ambiente por 21 meses foi o primeiro
parâmetro a exceder os limites estabelecidos para a categoria de azeite extra
virgem.
4.3.2 Compostos bioativos
Os resultados de compostos bioativos estão demonstrados na Tabela 3. Os
teores de tocoferois encontrados neste estudo variaram em função da cultivar. O
azeite da cultivar Coratina se destacou por ter apresentado os maiores teores de
todos os tocoferois identificados, sendo que o composto majoritário em todos os
azeites foi o α-tocoferol (> 90 %). Usando a coluna de fase reversa, não foi possível
separar γ e β-tocoferol, assim, expressou-se a soma de ambos.
57
Tabela 3 - Teores de compostos bioativos (mg kg-1) nos azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS
Cultivares β+γ-tocoferol
(mg kg-1
) α -tocoferol (mg kg
-1)
δ -tocoferol (mg kg
-1)
Arbequina 7,50±0,01 d 219,98±8,84 c 4,10±0,13 b
Coratina 22,52±0,41 a 410,31±6,27 a 5,01±0,03 a
Frantoio 8,92±0,12 c 181,77±3,47 d 1,98±0,05 c
Koroneiki 10,93±0,29 b 285,64±3,62 b 1,85±0,05 c
CV (%) 2,1 2,2 2,4
Cultivares Compostos Fenólicos (mg kg
-1 ácido gálico)
Carotenoides (mg kg
-1 β-caroteno)
Clorofilas (mg kg
-1)
Arbequina 651,74±6,90 b 3,97±0,01 c 0,84±0,02 c
Coratina 1725,53±4,27 a 9,39±0,06 a 1,94±0,01 a
Frantoio 468,06±2,91 c 3,93±0,04 c 0,53±0,02 d
Koroneiki 437,18±3,19 d 4,75±0,02 b 0,90±0,01 b
CV (%) 0,6 0,7 1,6 Médias acompanhadas por mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste de Tukey (p≤0,05). CV: coeficiente de variação.
Evidenciou-se que os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio
apresentaram menores teores de tocoferois, no entanto sabe-se que o teor destes
compostos é dependente da cultivar, e desempenham importante papel na
estabilidade do azeite. A literatura reporta valores de α-tocoferol no azeite de oliva
virgem entre 100 a 460 mg kg-1, chegando este composto a representar 96 % do teor
de tocoferois totais (ALLOUCHE et al., 2007; GAMBACORTA et al., 2010;
MANSOURI et al., 2014).
O teor de compostos fenólicos (Tabela 3) foi superior no azeite de oliva obtido
da cultivar Coratina (1725,54 mg kg-1), seguido dos azeites obtido da cultivar
Arbequina (651,74 mg kg-1), Frantoio (468,06 mg kg-1) e Koroneiki (437,18 mg kg-1).
Possivelmente a cultivar e o índice de maturação dos frutos, foram responsáveis
pelos diferentes teores observados neste estudo. De acordo com Clodoveo et al.
(2007), o conteúdo de compostos fenólicos tende a reduzir em azeites provenientes
de azeitonas mantidas em temperatura ambiente. Fregapane e Salvador (2013),
reportam uma redução sensível no conteúdo de compostos fenólicos devido ao alto
índice de maturação dos frutos, sendo a redução verificada, especialmente, no
conteúdo de hidroxitirosol e tirosol.
Os compostos fenólicos além de contribuírem para o aroma e flavor peculiar
do azeite de oliva, auxiliam de forma marcante para uma maior estabilidade
oxidativa em função de suas propriedades antioxidantes (CLODOVEO et al., 2007;
FREGAPANE; SALVADOR, 2013). Segundo a literatura uma mistura complexa de
58
compostos fenólicos podem variar em quantidades entre 50 a 1500 mg kg-1 no azeite
de oliva (ALLOUCHE, et al., 2007; OLIVO; OLIO, 2012), sendo que as variações são
dependentes de fatores como cultivar, clima, localização, grau de maturação,
condições de processamento (método de extração do azeite e método utilizado para
a extração de compostos fenólicos) (AGUILERA et al., 2005). Adicionalmente,
acredita-se que estes fatores podem influenciar de maneira marcante na
estabilidade do azeite.
Clorofilas e carotenoides são os principais pigmentos encontrados no azeite
de oliva. A cor dos azeites também sofre alterações dependendo da cultivar, do
índice de maturação e processo de extração. Novamente o azeite da cultivar
Coratina destacou-se dos demais por apresentar maiores teores (9,39 mg kg-1 de β-
Caroteno e 1,94 mg kg-1 de clorofila) (Tabela 3). Corroborando com este estudo,
Aparício-Ruíz, Gandul-Rojas e Roca (2009) relatam teores de β-Caroteno para
azeite da cultivar Coratina entre 4,04 e 5,41 mg kg-1, para azeite da cultivar
Koroneiki entre 3,89 e 6,26 mg kg-1, e em azeite da cultivar Frantoio entre 4,03 e
4,80 mg kg-1, próximos aos encontrados nos azeites das cultivares do Sul do Brasil.
Com relação ao teor de clorofilas, os mesmos autores encontraram valores
superiores, que variaram de 7,76 a 11,82 mg kg-1 para o azeite da cultivar Coratina,
de 3,32 a 16,88 mg kg-1 para o da cultivar Koroneiki e de 2,48 a 4,87 mg kg-1 para o
azeite da cultivar Frantoio.
Para a cultivar Arbequina, a literatura menciona teores de clorofilas que
variaram de 2,28 a 4,73 mg kg-1, para olivas cultivadas na Espanha (CRIADO et al.,
2008), e entre 4,71 e 14,60 mg kg-1 para olivas cultivadas na Argentina (TORRES;
MAESTRI, 2006). Ainda os mesmos autores encontraram teores de carotenoides
entre 2,43 a 5,26 mg kg -1. O processo de extração por centrifugação, o qual foi
utilizado na obtenção dos azeites, produz maiores perdas de pigmentos em relação
ao processo de prensagem (TORRES; MAESTRI, 2006).
4.3.3 Perfil de ácidos graxos
O perfil de ácidos graxos dos azeites de oliva estão apresentados na Tabela
4. Nos azeites avaliados, os ácidos graxos majoritários foram o oleico, palmítico e o
59
linoleico, sendo o ácido oleico o mais representativo em todas as amostras, com
teores significativamente superiores no azeite da cultivar Koroneiki (76,5 %), e
inferiores no azeite da cultivar Arbequina (59,2%) estando de acordo com os valores
preconizados pela legislação brasileira (ANVISA, 2012) e Conselho Oleícola
Internacional (COI, 2012). Dabbou et al. (2010) relatam percentuais 61,4 e 76,0 %
para ácido oleico em azeites da cultivar Arbequina e Koroneiki respectivamente,
produzidas no Sul da Tunísia. Daskalaki et al. (2009), descrevem valores de 75,1 a
78,5 %, para a cultivar Koroneiki produzida na Grécia. Assim, observa-se que
dependendo da cultivar e região de origem, varia o percentual relativo na
composição dos ácidos graxos.
Tabela 4 – Principais ácidos graxos (%) e estabilidade oxidativa em azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki, Pelotas-RS
Cultivares C16:0 C16:1 C18:0 C18:1
Arbequina 18,51±0,15 a 3,34±0,10 a 1,20±0,03 b 59,15±0,10 d
Coratina 14,19±0,06 c 0,58±0,00 c 1,66±0,06 b 72,11±0,29 b
Frantoio 15,12±0,01 b 1,34±0,01 b 1,59±0,02 b 66,11±0,01 c
Koroneiki 12,82±0,06 d 0,75±0,00 c 2,49±0,23 a 76,47±0,11 a
CV (%) 0,6 3,3 6,8 0,2
Cultivares C18:2 C18:3 C20:0 C20:1
Arbequina 15,79±0,07 a 0,76±0,03 c 0,39±0,02 b 0,27±0,00 b
Coratina 9,19±0,24 c 1,00±0,00 a 0,39±0,02 b 0,32±0,02 a
Frantoio 13,94±0,01 b 0,85±0,03 b 0,32±0,00 c 0,31±0,00 a
Koroneiki 5,52±0,03 d 0,75±0,00 c 0,46±0,00 a 0,32±0,00 a
CV (%) 1,1 2,7 3,9 3,8
Cultivares C24:0 Total saturado Total insaturado Estabilidade oxidativa (h)
Arbequina 0,18±0,00 b 20,51±0,20 a 79,49±0,20 c 3,22±0,06 d
Coratina 0,21±0,00 a 16,36±0,01 c 83,64±0,01 a 20,47±0,24 a
Frantoio 0,10±0,00 d 17,21±0,03 b 82,79±0,03 b 5,64±0,15 c
Koroneiki 0,13±0,00 c 16,07±0,16 c 83,93±0,16 a 11,81±0,06 b
CV (%) 4,5 0,7 0,1 1,4
Médias acompanhadas por mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste de Tukey (p≤0,05); CV: coeficiente de variação.
Resultados similares para o azeite da cultivar Arbequina foram encontrados
por Mello e Pinheiro (2012), os quais mencionam que, apesar desta cultivar ser
facilmente adaptável ao solo brasileiro e bastante indicada para produção de azeite,
apresenta desvantagem na obtenção de um azeite com teores inferiores de ácido
oleico, o que contribui parcialmente para uma menor estabilidade do azeite. Em
contrapartida, o azeite desta cultivar demonstrou os maiores conteúdos de ácido
60
graxos saturados, onde o teor de ácido palmítico foi significativamente superior (18,5
%), estando de acordo com o Anvisa (2012) e Conselho Oleícola internacional (COI,
2012) que estabelecem valores máximos de 20% para este ácido graxo.
Quanto aos teores de ácidos linoleico e linolênico, os azeites das cultivares
Frantoio e Arbequina destacaram-se, representando no somatório 14,8 e 16,6 %,
respectivamente. No entanto, sabe-se que a estabilidade de azeites à oxidação
lipídica correlaciona-se diretamente com o número de ligações duplas presentes na
cadeia, as quais são susceptíveis a oxidação. Por outro lado, o grupo desses
compostos, considerados essenciais, representados pelas séries ômega 6,
precursor do ácido araquidônico (20:4) e ômega 3 precursor do ácido
eicosapentaenoico EPA (C20:5) e docosa-hexaenoico DHA (C22:6), estão
relacionados com a prevenção de doenças cardiovasculares, contribuindo com a
regulação do metabolismo da lipoproteína de baixa densidade (LDL) (DOLINSKY,
2009; DOLINSKY, 2011).
Além dos ácidos graxos descritos na Tabela 4, foram identificados também
os ácidos mirístico (C14:0), heptadecanoico (C17:0), heptadecenoico (C17:1) e
behênico (C22:0), porém em pequenas quantidades (< 0,5%), as quais foram
consideradas na soma dos totais de ácidos graxos insaturados e saturados. Os
conteúdos encontrados estão de acordo com os preconizados pela Anvisa (2012) e
Conselho Oleícola Internacional (COI, 2012).
4.3.4 Estabilidade oxidativa
Com relação à estabilidade oxidativa observou-se diferenças significativas
entre os azeites das diferentes cultivares, sendo a maior estabilidade apresentada
pelo azeite da cultivar Coratina (Tabela 4), o qual apresentou proporções relativas
inferiores de ácidos graxos poli-insaturados e teores superiores de compostos
bioativos. No entanto, o azeite da cultivar Arbequina, apesar de apresentar um
conteúdo elevado de compostos fenólicos, demonstrou o menor período de indução,
o que pode estar relacionado ao menor teor de tocoferois e maior teor de poli-
insaturados.
61
Constatou-se haver uma relação direta entre a estabilidade oxidativa,
verificada no Rancimat, o índice de peróxidos, acidez e tocoferois das amostras. O
azeite proveniente da cultivar Arbequina apresentou a menor estabilidade à
oxidação e também os valores mais elevados de acidez, de índice de peróxidos e
menores teores de tocoferois (Tabela 2 e 3). Em contrapartida, o azeite da cultivar
Coratina apresentou menor acidez, índices inferiores de peróxidos e maiores teores
de compostos fenólicos e de tocoferois quando comparada com as demais
amostras.
O maior período de indução (20,47 horas), evidenciado pela amostra de
azeite da cultivar Coratina, pode estar relacionado ao maior teor de bioativos
encontrados nesta amostra, os quais poderiam ter atuado de maneira eficaz na
estabilidade oxidativa do azeite. Além de proporcionarem benefícios quanto ao valor
nutricional e propriedades sensoriais (FREGAPANE; SALVADOR, 2013;
GAMBACORTA et al., 2010).
Verificando o conteúdo de tocoferois e a composição dos ácidos graxos em
função da cultivar pode-se observar maiores teores de tocoferois e de ácido oleico
nos azeites das cultivares Coratina e Koroneiki (Tabelas 3 e 4). Possivelmente as
menores quantidades de ácido linoleico, tenham influenciado na maior estabilidade
oxidativa dos azeites oriundos destas cultivares. Segundo Polavarapu et al. (2011),
Waterhouse et al. (2011), a resistência à oxidação é geralmente atribuída a
composição de ácidos graxos, principalmente aos teores de ácido oleico. Contudo,
sabe-se que antioxidantes naturais influenciam no processo oxidativo, ampliando a
estabilidade oxidativa dos lipídeos por meio de diferentes mecanismos (APARÍCIO-
RUÍZ; GANDUL-ROJAS; ROCA, 2009; SILVA; BORGES; FERREIRA, 1999).
Allalout et al. (2009), em estudos sobre a caracterização de azeite de oliva
virgem produzidos no norte da Tunisia, verificaram a estabilidade oxidativa do azeite
de oliva virgem, por meio de Rancimat a 101,60C, e encontraram resultados que
variaram de 14,6 a 59,1 h para azeites das cultivares Arbequina e Koroneiki
respectivamente. Os autores mencionaram que os parâmetros analíticos foram
fortemente influenciados pela interação cultivar e ambiente.
Em estudos conduzidos por Salvador et al.(2001), para amostras de azeite de
oliva virgem safra 1994/95 e 1998/99 da variedade Cornicabra proveniente da região
de Toledo e cidade Real (Castilla – La Mancha), obtiveram períodos de indução a
1000C que variaram de 9 a 143 horas e 18 a 193 horas, respectivamente. Cert et al.
62
(1999) relatam que azeites oriundos das cultivares Cornicabra e Picual, ambas de
origem Espanhola, apresentam maior estabilidade à oxidação.
Teixeira et al. (2012), avaliaram a estabilidade oxidativa do óleo de girassol
através do Rancimat a 110 0C, adicionado de antoxidantes hidroxi-butil tolueno
(BHT), α-tocoferol e orizanol, demonstrando que os antioxidantes exerceram efeito
protetor à oxidação. O óleo adicionado de α-tocoferol demonstrou maior
estabilidade (6,36 horas) do que os demais. Estes dados contribuem com o presente
estudo, evidenciando-se que os azeites que demonstraram maior estabilidade
oxidativa também apresentaram maior teor de α-tocoferol.
Embora os azeites utilizados neste estudo contivessem quantidades
apreciáveis de antioxidantes, alguns poderiam ter sido extraídos de frutos com grau
de maturação diferenciado. Segundo Mendonza et al. (2013), azeites provenientes
de frutos com alto índice de maturação, são mais sensíveis ao processo de
oxidação. O grau de injúria, pode também ter contribuído para alguns dos baixos
períodos de indução encontrados. Contudo, o processo de oxidação ocorre por
diversos mecanismos, o que torna muito complexo a sua elucidação.
Em relação às correlações (Tabela 5), as variáveis conteúdo de carotenoides
e de (γ+β)-tocoferol evidenciaram elevado coeficiente de correlação positiva (r =
0,99, p<0,0001), representando que quando ocorre um aumento no teor de
carotenoides, igualmente é verificado um aumento no teor de (γ+β)-tocoferol. Nesse
contexto, outras correlações positivas foram relevantes: entre o conteúdo de
compostos fenólicos com o conteúdo de tocoferois, (γ+β)-tocoferol (r = 0,94,
p<0,0001), alfa-tocoferol (r = 0,87, p<0,0002) e delta-tocoferol (r = 0,84, p<0,0005).
Pode-se observar elevada correlação positiva do teor de clorofilas (r = 0,96,
p<0,0001) com as variáveis (γ+β)-tocoferol, α-tocoferol (r = 0,97 p< 0,0001), δ-
tocoferol (r = 0,78 p< 0,003), compostos fenólicos (r = 0,96 p< 0,0001), e
carotenoides (r = 0,98 p< 0,0001).
Outra correlação positiva que merece destaque é a estabilidade oxidativa no
Rancimat (RAN – Tabela 5) (r =0,83 < 0,012) com a absorbância K270, indicando que
quanto maior a concentração de produtos secundários, maior o grau de oxidação e
consequentemente, menor a estabilidade do azeite.
Neste estudo, não foi possível observar correlação entre a estabilidade
oxidativa e os compostos minoritários. No entanto, pelos resultados encontrados
observa-se que os compostos fenólicos, carotenoides, tocoferois e perfil de ácidos
63
graxos contribuem de maneira efetiva para a manutenção da estabilidade do azeite.
Evidenciou-se que o azeite da cultivar Coratina apresentou maior teor de compostos
bioativos e consequentemente maior estabilidade oxidativa.
64
Tabela 5: Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes cultivares, Pelotas-RS
Vari
áveis
AC 1/
(1) IP (2)
K 232 (3)
K 270 (4)
GTOC (5)
ATOC (6)
DTOC (7)
FT (8)
CT (9)
CLT (10)
C 16 (11)
C 18 (12)
C 18:1 (13)
C 18:2 (14)
C 18:3 (15)
TS (16)
TI (17)
RAN (18)
(1) 1,000
0,900*
<,0001**
0,981
<,0001
0,474
0,119
-0,583
0,047
-0,496
0,101
0,268
0,400
-0,283
0,372
-0,499
0,098
-0,356
0,256
0,958
0,0002
-0,508
0,198
-0,887
0,003
0,774
0,024
-0,485
0,223
0,969
<,0001
-0,969 <,0001
0,089 0,835
(2) 1,000
0,898 <,0001
0,788 0,002
-0,646 0,023
-0,442 0,151
0,077 0,811
-0,444 0,148
-0,574 0,051
-0,400 0,198
0,729 0,040
-0,083 0,845
-0,606 0,111
0,444 0,271
-0,753 0,031
0,765 0,027
-0,765 0,027
0,519 0,187
(3) 1,000
0,482 0,112
-0,704 0,011
-0,619 0,032
0,109 0,736
-0,429 0,164
-0,629 0,028
-0,499 0,099
0,942 0,0005
-0,497 0,210
-0,897 0,002
0,798 0,018
-0,562
0,147
0,961
0,0001
-0,961
0,0001
0,123
0,772
(4) 1,000
-0,452
0,140
-0,142
0,658
-0,124
0,700
-0,436
0,156
-0,412
0,183
-0,251
0,431
0,213
0,613
0,442
0,273
-0,023
0,957
-0,169
0,690
-0,714
0,047
0,244
0,560
-0,244
0,560
0,825
0,012
(5) 1,000
0,943
<,0001 0,623 0,030
0,938 <,0001
0,994 <,0001
0,955 <,0001
-0,462 0,249
-0,002 0,997
0,514 0,193
-0,470 0,240
0,888 0,003
-0,541 0,166
0,541 0,166
-0,485 0,224
(6) 1,000
0,626
0,030
0,873
0,0002
0,952
<,0001
0,967
<,0001
-0,448
0,266
0,162
0,701
0,570
0,140
-0,589
0,125
0,715 0,047
-0,524 0,182
0,524 0,182
-0,221 0,599
(7) 1,000
0,845
0,0005
0,697
0,012
0,781
0,003
0,395
0,333
-0,547
0,160
-0,276
0,508
0,229
0,585
0,604
0,112
0,305
0,462
-0,305
0,462
-0,533
0,173
(8) 1,000
0,964
<,0001 0,961
<,0001 -0,121 0,774
-0,306 0,461
0,188 0,656
-0,162 0,701
0,901 0,002
-0,215 0,608
0,215 0,608
-0,632 0,092
(9) 1,000
0,978
<,0001 -0,373 0,362
-0,065 0,878
0,441 0,275
-0,410 0,313
0,888 0,003
-0,458 0,254
0,458 0,254
-0,498 0,209
(10) 1,000
-0,266
0,524
-0,059
0,890
0,379
0,354
-0,390
0,340
0,806 0,016
-0,351 0,394
0,351 0,394
-0,398 0,329
(11) 1,000
-0,730
0,040
-0,969
<,0001
0,901
0,002
-0,259 0,536
0,992 <,0001
-0,992 <,0001
-0,195 0,643
(12) 1,000
0,800 0,017
-0,860 0,006
-0,354 0,390
-0,668 0,070
0,668 0,070
0,782 0,022
(13) 1,000
-0,979 <,0001
0,226
0,590
-0,966
<,0001
0,966
<,0001
0,313
0,450
(14) 1,000
-0,122 0,774
0,894 0,003
-0,894 0,003
-0,452 0,261
(15) 1,000
-0,340
0,410 0,340 0,410
-0,798 0,018
(16) 1,000
-1,000 <,0001
-0,124 0,770
(17) 1,000
0,124 0,770
(18) 1,000
* Coeficientes de correlação de Pearson. ** Valores de p. 1/ AC: acidez livre; IP: índice de peróxidos; FT: fenóis totais; CT: carotenoides totais; CLT: clorofilas totais; GTOC: γ+β –T: gama+beta-tocoferol; ATOC: α –T: alfa-tocoferol; DTOC: δ –T: delta-tocoferol; Ácidos graxos - C16:0: palmítico, C18:0: esteárico, C18:1: oleico, C18:2: linoleico, C18:3: linolênico, TS: total saturado, TI: total insaturado; RAN: estabilidade oxidativa em Rancimat®.
65
4.4 Conclusão
Os azeites das cultivares Coratina e Frantoio produzidos no Sul do Brasil
classificaram-se como extra virgem, de acordo com os parâmetros de qualidade
estabelecidos para o produto.
Os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio apresentaram menores
teores de tocoferois e de ácido oleico, maiores teores de ácidos graxos poli-
insaturados e menor estabilidade oxidativa.
Verificou-se influencia positiva do teor de compostos minoritários na
estabilidade oxidativa dos azeites. O azeite oriundo da cultivar Coratina apresentou
maior teor de compostos fenólicos, carotenoides e tocoferois, por consequência
maior estabilidade oxidativa medida em Rancimat.
A produção de azeite no Brasil ainda é pequena, porém de suma
importância para um impulso na olivicultura do país. Assim, este estudo contribuiu
provendo dados sobre os azeites obtidos das cultivares mais expressivas em
territórios inovadores, particularmente, na região Sul do Rio Grande do Sul, Brasil.
Nesse cenário, abrem-se muitas possibilidades e grande motivação para maiores
aprofundamentos investigativos.
66
4.5 Referências
AGUILERA, M. P.; BELTRAN, G.; ORTEGA, D.; FERNANDEZ, A.; JIMENEZ, A.; UCEDA, M. Characterization of virgin olive oil of Italian olive cultivars „„Frantoio‟‟ and„„Leccio‟‟ grown in Andalucía. Food Chemistry, v. 89, n.3, p.387-391, 2005.
ALLALOUT, A.; KRICHENÉ, D.; METHENNI, K.; TAAMALLI, A.; QUESLATI, I.; DAOUD, D.; ZARROUK, M. Characterization of virgin olive oil from super Intensive Spanish and Greek varieties grown in northern Tunisia. Scientia Horticulturae, v.120, n.1, p.77-83, 2009. ALLOUCHE, Y.; JIMÉNEZ, A.; GAFORIO, J.J.; UCEDA, M.; BELTRÁN, G.How heating affects extra virgin olive oil quality indexes and chemical composition.Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.55, n.23, p. 9646-9654, 2007. ANTONIASSI, R. Métodos de avaliação da estabilidade oxidativa de óleos e gorduras. Boletim CEPPA, v.19, n.2 353- 380, 2001.
ANVISA. Instrução Normativa, (2012). Capturado em 24 de julho de 2013. Online. Disponível em: www.apta.sp.gov.br/olivasp/anexos/ AOCS. (1998). Official Methods and Recommended Practices of the American Oil Chemists Society. 5. ed. Champaign, v. 1-2. APARÍCIO-RUÍZ, R.; GANDUL-ROJAS, B.; ROCA, M. Pigment profile in Non-spanish olive varieties (Olea europae L. var. Coratina, Frantoio and Koroneiki. Journal of agricultural and Food Chemistry, v.57, n.22, p.10831-10836, 2009.
CARDOSO, L.G.V.; BARCELOS, M.F.P.; OLIVEIRA, A.F.; PEREIRA, J.A.R.; ABREU, W.C.; PIMENTEL, F.A.; CARDOSO, M.G.; PEREIRA, M.C.A. Características físico-químicas e perfil de ácidos graxos de azeites obtidos de diferentes variedades de oliveiras introduzidas no Sul de Minas Gerais – Brasil. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v.31, n.1, p.127-136, jan./mar. 2010. CERT, A.; J.A.; CAMINO, M.C.; RUIZ, U.M.; HIDALGO, F.; MOREDA, W.; MOYANO, M.J. MARTINEZ, F.; TUBAILEH, R.; OLIAS, J.M. Influencia dos sistemas de extracción sobre las caracteristicas y los components menores del aceite de olive virgin extra. Olivae, n.79, p.41-50, 1999.
67
CICERALE, S.; CONLAN, X. A.; BARNETT, N. W.; KEAST, R.S.J. Storage of extra virgin olive oil and its effect on the biological activity and concentration of oleo canthal. Food Research International, v.50, n.2, p. 597-602, 2013.
CLODOVEO, M. L.; DELCURATOLO, D.; GOMES, T.; COLELLI, G. Effect of different temperatures and storage atmospheres on Coratina olive oil quality. Food Chemistry, v.102, n.3, p.571-576, 2007. CRIADO, M.N.; ROMERO, M.P.; CASANOVAS, M.;, MOTILVA, M.J. Pigment profile and colour of monovarietal virgin olive oils from Arbequina cultivar obtained during two consecutive crop seasons. Food Chemistry. v.110, n.4, p.873-880,
2008. DABBOU, S.; BRAHMI, F.; TAAMALI, A.; ISSAOUI, M.; OUNI, Y.; BRAHAM, M.; ZARROUK, M.; HAMMAMI, M. Extra virgin olive oil components and oxidative stability from olives grow in Tunisia. JAOCS, v. 87, n.10, p.1199-1209, 2010.
DASKALAKI, D.; KEFI, G.; KOTSIOU, K.; TASIOULA-MARGARI, M. Evaluation of phenolic compounds degradation in virgin olive oil during storage and heating. Journal of Food and Nutrition Research, v.48, n.1, p.31-41, 2009. DOLINSKY, M. Nutrição funcional. São Paulo, SP, Ed. Roca, 2009, 204p.
DOLINSKY, M. Recomendações nutricionais e prevenção de doenças. São Paulo, SP. Ed. Roca, 2011, 144p. EMBRAPA - Centro Nacional de Pesquisa de Solos (CNPS). Sistema Brasileiro de Classificação de Solos. 2a ed. Rio de Janeiro, Embrapa Solos. 2006, 412p.
EMBRAPA. Cultivo de oliveira (Olea europaea L.). Pelotas, RS. 2009. 126p. EUROPEAN COMMITTEE FOR STANDARDIZATION (CEN). Fat and Oil Derivatives. Fatty Acid Methyl Esters (FAME). Determination of Oxidative Stability (Accelerated Oxidation Test), EN 14112. European Committee for
Standardization (CEN): Brussels, Belgium, 2003. FADDA, C.; DEL CARO, A.; SANGUINETTI, A.M.; URGEGHE, P.P.; VACCA, V.; ARCA, P.P.; PIGA, A. Changes during storage of quality parameters and in vitro antioxidant activity of extra virgin monovarietal oils obtained with two extraction technologies. Food Chemistry, v.134, n.3, 1542-1548, 2012.
68
FREGAPANE, G.; SALVADOR, M.D. Production of superior quality extra virgin olive oil modulating the content and profile of its minor components. Food Research International, v.54, n.2, p.1,907-1914, 2013.
GAMBACORTA, G.; FACCIA, M.; PREVITALI, M.A.; PATI, S.; NOTTE, E. LA.; BAIANO, A. Effects of olive maturation and stoning on quality indices and antioxidant Conten of extra virgin oils (cv. Coratina) during Storage. Journal of Food Science, v.75, n.3, p.229-235, 2010.
GARCIA-MORENO, P. J.; PÉREZ-GÁLVEZ, R.; GUADIX, A.; GUADIX, E.E. Influence of the parameters of the Rancimat teston the determination of the oxidative stability índex of cod liver oil. LWT – Food Science and Technology, v.51, n.1, p. 303-308, 2013.
GOMÉZ-ALONSO, S.; MANCEBO-CAMPOS, V.; SALVADOR, M. D.; FREGAPANE, G. Evolution of major and minor components and oxidation indices of virgin olive oil during 21 months storage at room temperature. Food Chemistry, v.100, n.1, p.36–42, 2007. HARTMAN, L.; LAGO, B.C. A rapid preparation of fatty methyl esters from lipids. Laboratory Practice. v. 22, p.475-477, 1973.
INTERNATIONAL OLIVE OIL COUNCIL. Spectrophotometric investigation in the ultraviolet. COI/T. 20/Doc. n.19, p.1-11, 2010.
INTERNATIONAL OLIVE OIL COUNCIL. Trade standart applying to olive oils andolive-pomace oils. COI/T.15/NC, n.7, p.1-16, 2012.
KANAVOURAS, A.; CERT, A.; HERNANDEZ, R.J. Oxidation of Olive Oil under Still Air. Food Science and Technology International, v.11, n.3, p.183-189, 2005.
KÖPPEN, W.; GEIGER, R. (1928). Klimate der Erde. Gotha: Verlag Justus Perthes, Wall-map, 150 x 200 cm. KRICHENE, D.; ALLALOUT, A.; MANCEBO-CAMPOS, V.; SALVADOR, M.D.; ZARROUK, M.; FREGAPANE, G. Stability of virgin olive oil and behaviour of its natural antioxidants under medium temperature accelerated storage conditions. Food Chemistry, v.121, n.1, p.171-177, 2010.
69
MANSOURI, F.; BEN MOUMEN, A.; HOUMY, N.; RICHARD, G.; FAUCONNIER, M.L.; SINDI, M.; SERGHINI-CAID, H.; ELAMRANI, A. Evaluación de la estabilidad oxidative de los aceites de olive obtenidos a partir de la mezcla de aceite “Arbequina” con otros aceites de olive monovarietales. Revista Oficial Del Consejo Oleícola Internacional, OLIVAE, n.120, p.23-30, 2014.
MELLO, L.D.; PINHEIRO, M.F. Aspectos físico-químicos de azeites de oliva e de folhas de oliveira provenientes de cultivares do RS, Brasília. Alimentos & Nutrição,
v.23, n4, p.537-548, 2012. MENDOZA, M. F.; DE MIGUEL GORDILLO, C.; EXPÓXITO, J. M.; CASAS, J. S.; CANO, M. M.; VERTEDOR, D. M.; BALTASAR, N. F. Chemical composition of virgin oils according to the ripening in olives. Food Chemistry. v.141, n.3, p.2575-2581,
2013. MONTEDORO, G.; SERVILI, M.; BALDIOLI, M.; MINIATI, E. Simple and hydrolyzable phenolic compounds in virgin olive oil. 1. Their extraction, separation, and quantitative and semiquantitative evaluation by HPLC. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.40, n.9, p.1571-1576, 1992. MORELLO, J.R.; MOTILVA, M.J.; TOVAR, M. J.; ROMERO, M.P. Changes in commercial virgin olive oil (cv Arbequina) during storage, with special emphasis on the phenolic fraction. Food Chemistry, v.85, n.3, p. 357–364, 2004.
OLIVEIRA, A.F.; PASQUAL, M.; CHALFUN, N. N. J.; REGINA, M. DE A.; RINCÓN, C. D .R. Influência do número de nós em estacas semilenhosas de oliveira (Olea europaea L.) no enraizamento sob câmara de nebulização. Ciência Agrotecnologia, v.27, n.2, p.332-338, 2003.
OLIVO e OLIO. Catalogo degli oli monovarietali. Ed. edagrícole. Supplemento al n. 6 giugno – ano XV, 48p. 2012. PESTANA, V.R.; ZAMBIAZI, R.C.; MENDONÇA, C.R.; BRUSCATTO, M.H.; LERMA-GARCIA, M.J. RAMIS-RAMOS, G. Quality Changes and Tocopherols and γ-Orizanol Concentrations. Journal of American Oil Chemists’ Society, v.85, n.11, p.1013-1019, 2008. POLAVARAPU, S.; OLIVER, C.M.; AJLOUNI, S.; AUGUSTIN, M.A. Physicochemical characterisation and oxidative stability of fish oil and fish oil–extra virgin olive oil microencapsulated by sugar beet pectin. Food Chemistry, v.127, n.4, p.1694-1705, 2011.
70
SALVADOR, M. D.; ARANDA, F.; GÓMEZ-ALONSO; FREGAPANE, G. Cornicabra virgin olive oil: a study of Five crop seasons. Composition, quality and oxidative stability. Food Chemistry, v74, n.3, p.267-274, 2001.
SAS Institute. (2002). SAS system for Windows, version 9.1. Cary: SAS Institute. SERVILI, M. Her Majesty the Coratina olive. Disponível em:
http://www.olioofficina.net/knowledge/oil/her-majesty-the-coratina-olive.htm. 17/03/15. SILVA, F.A.M.; BORGES, M.F.M.; FERREIRA, M.A. Métodos para avaliação do grau de oxidação lipídica e capacidade antioxidante. Química Nova, v.22, n.1, p.94-
103, 1999. TEIXEIRA, A.M.; PINTO, E.P.; SILVA,.P.; PIATNICKI, C.M., MENDONÇA, C.R.B. Avaliação da estabilidade oxidativa de óleo de girassol adicionado de antoxidantes por teste de rancimat. 4 Simpósio de segurança Alimentar, 2012.
TORRES, M.M.; MAESTRI, D.M. Chemical composition of arbequina virgin olive oil in relation to extraction and storage conditions. Journal of the Science of Food and Agriculture, 86 2311 – 2317, 2006. WATERHOUSE, D.S.; ZHOU, J.; MISKELLY, G.M.; WIBISONO, R.; WADHWA, S.S. Stability of encapsulated olive oil in the presence of caffeic acid. Food Chemistry , 126, 1049–1056, 2011. ZAMBIAZI, R.Z. The role of endogenous lipid components on vegetable oil stability. ManiItoba/Canadá, 1997. 304p. Tese (Doutorado em Fisiologia), Food as
end Nutritional Sciences Interdepartmental Program, University of Manitoba.
71
5 Capítulo II. Estabilidade química de azeites de oliva armazenados em
temperatura ambiente ao abrigo da luz
Resumo
Avaliou-se os efeitos do armazenamento em quatro diferentes azeites produzidos no
sul do Brasil, com o intuito de verificar a estabilidade pelo período de 12 meses,
quando submetidos à temperatura ambiente e ao abrigo da luz. A deterioração
oxidativa dos azeites das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki foi
analisada periodicamente através da acidez, índices de peróxido e de p-anisidina,
além de valor Totox e de absorção específica (K232 e K270). A composição de ácidos
graxos e o conteúdo de compostos bioativos também foram analisados. Os
resultados demonstraram alterações nos parâmetros de qualidade em todos os
azeites durante o armazenamento, bem como na composição de ácidos graxos.
Reduções consideráveis foram verificadas na proporção de ácidos graxos linoleico
nos azeites das cultivares Coratina (2,6%) e koroneiki (4,3%) e no teor de ácido
linolênico nos azeites das cultivares Coratina (11,1%) e Arbequina (15,6%). Entre os
biocompostos, verificaram-se perdas significativas no conteúdo de clorofilas (39,1 -
62,3%) e de carotenoides (10,0 - 24,7%), sendo as mais pronunciadas no azeite da
cultivar Arbequina. Os dados produzidos contribuem com informações sobre as
características de azeites de oliva obtidos de cultivo brasileiro, e podem servir de
base para avanços tecnológicos no setor.
72
5.1 Introdução
O azeite de oliva é um produto de importância econômica na região do
Mediterrâneo (TEMINE et al., 2008). Pesquisas epidemiológicas demonstram que o
consumo do azeite tem reduzido o risco de certas doenças crônicas nas populações
nesta região, tais como aterosclerose, doenças cardiovasculares e determinados
tipos de cânceres, refletindo no aumento da expectativa de vida destes indivíduos
em comparação com populações de outras regiões geográficas (CICERALE et al.,
2013; BRENES et al., 2002).
Com o crescente aumento no consumo de azeite de oliva no mundo, e por
consequência no Brasil, desperta o interesse em expandir a produção de oliveiras.
Algumas regiões do Brasil possuem condições climáticas adequadas para o cultivo
desta planta (PESTANA-BAUER, GOULARTE-DUTRA, ZAMBIAZI, 2011). Neste
contexto, surge o cultivo de oliveiras em territórios totalmente inovadores,
particularmente na Região Sul do Rio Grande do Sul, tornando-se uma boa
alternativa econômica para produtores rurais. As primeiras produções de azeite de
oliva oriundas destas regiões já estão sendo comercializadas, o que emerge o
interesse em obter maiores informações sobre a qualidade e estabilidade do azeite
de oliva oriundo do cultivo brasileiro.
Os processos oxidativos que ocorrem nos lipídios representam uma das
principais causas da redução do tempo de validade dos produtos alimentícios. Deste
modo, a estabilidade e a tentativa de prever o tempo de validade nos azeites, torna-
se uma das formas de controle não só para a indústria, mas também para os
consumidores que estão cada vez mais exigentes em relação à qualidade dos
alimentos. Essa expectativa é uma consequência não apenas do alimento
permanecer seguro, mas também da necessidade de minimizar as alterações
indesejadas na qualidade funcional do azeite (MORELLÓ et al., 2004).
A oxidação lipídica pode tornar o azeite inaceitável sensorialmente pelo
desenvolvimento de rancidez e “off flavors”, bem como produzir substâncias
potencialmente tóxicas (TABEE et al., 2008), estando relacionada com perdas
nutricionais e de compostos que beneficiam a saúde (LERMA-GARCIA et al., 2009).
73
Diante do exposto, objetivou-se avaliar a estabilidade, durante 12 meses de
armazenamento em temperatura ambiente sob o abrigo da luz, de azeites de oliva
de diferentes cultivares produzidos na região Sul do Brasil.
5.2. Material e Métodos
As amostras de azeites de oliva das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e
Koroneiki foram produzidas e cedidas pela Embrapa Clima Temperado, no município
de Pelotas, RS (Brasil). Essas amostras foram acondicionadas em vidros
transparentes e estocadas em temperatura ambiente (20 °C ± 2 e 85% de umidade
relativa do ar) por 12 meses, ao abrigo da luz. As alíquotas para as análises foram
retiradas no tempo zero, e a cada três meses até completar um ano. Posteriormente
foram acondicionadas em vidros de cor âmbar e congeladas a - 80 °C até o
momento de serem analisadas.
O delineamento experimental utilizado foi completamente casualizado
arranjado em esquema bifatorial, com três repetições. O fator de tratamento A testou
diferentes azeites de oliva obtidos das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e
Koroneiki e, o fator B os tempos de armazenamento (0, 3, 6, 9 e 12 meses). Os
reagentes e solventes utilizados no experimento foram de pureza p.a e grau
cromatográfico, adquiridos da Vetec, Synth e Sigma-Aldrich. Os padrões de ácido
gálico, fitosterois, tocoferois e o mix de padrões de ácidos graxos foram adquiridos
da Sigma-Aldrich.
5.2.1 Índices de qualidade
A determinação da acidez dos azeites foi realizada segundo método da AOCS
(Ca 5 a - 40, 1998), sendo os resultados expressos em % de ácido oleico. A
determinação do índice de peróxido foi realizada segundo método da AOCS (Cd8-
53, 1998), onde os resultados foram expressos em meq g O2 kg-1 de amostra. A
determinação da absorção específica a K232 e K270 nm foi realizada de acordo com o
74
método preconizado pelo COI (2010). A determinação de p-anisidina e valor do total
de oxidação (Totox) seguiram o método proposto pela AOCS (Cd 18-90, 2004).
5.2.2 Perfil de ácidos graxos
Para a determinação do perfil de ácidos graxos, as amostras foram
derivatizadas segundo método descrito por Hartmann e Lago (1973). A análise dos
ácidos graxos foi realizada em cromatógrafo gasoso Perkin Elmer Clarus 500
equipado com detector FID e coluna ID Carbowax 20 M de 0,25 µm e dimensões 30
m x 0,25 mm, revestida com polietileno glicol. A temperatura inicial da coluna foi de
90 ºC, mantida por 1,0 minuto, com incremento linear de 12 ºC por minuto até atingir
a temperatura de 160 ºC, mantida por 3,5 minutos, seguida de incremento linear de
1,2 ºC por minuto até a temperatura de 190 ºC, ocorrendo então incremento linear
de 15 ºC por minuto até a temperatura de 230 ºC, que foi mantida por 15 minutos. O
injetor e o detector foram mantidos na temperatura de 250 ºC. Foi utilizado nitrogênio
como gás de arraste a 1,5 mL min-1 (ZAMBIAZI, 1997). Os ácidos graxos foram
identificados pela comparação com os tempos de retenção dos padrões de ésteres
metílicos. Os resultados foram expressos em percentual relativo de ácidos graxos.
5.2.3 Compostos bioativos
Os compostos fenólicos foram extraídos de acordo com o método descrito por
Montedoro et al. (1992), com modificações. Pesou-se 2,50 g de azeite e adicionou-
se 2,0 mL de metanol:água (70:30) e 2,0 mL de hexano. Agitou-se vigorosamente
por 1,0 minuto e manteve-se sob agitação por 20 minutos. Após este período
realizou-se a centrifugação das amostras a 7000 g a 4,0 ºC por 10 minutos em
centrífuga Eppendorf 5430R. A fase hidroalcóolica foi coletada e novamente
centrifugada a 7000 g e a 4,0 ºC por 4 minutos, após transferida para balão
volumétrico de 2,0 mL e avolumada com metanol:água (70:30). A determinação do
total de compostos fenólicos foi realizada pela reação colorimétrica descrita por
75
Gambacorta et al. (2010). A leitura das amostras foi realizada em espectrofotômetro
Jenway 6705 UV/VIS, utilizando o comprimento de onda 750 nm. Para a
quantificação, foi construída curva de concentração padrão de ácido gálico, com
leitura de absorbância a 750 nm. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de
ácido gálico.
Determinaram-se os teores totais de carotenoides e de clorofilas segundo
método descrito por Zambiazi (1997). Para a leitura dos carotenoides utilizou-se
comprimento de onda de 450 nm, e os resultados foram expressos em mg kg-1 de β-
caroteno. Para determinação de clorofilas totais utilizaram-se comprimentos de onda
de 630, 670 e 710 nm usando uma mistura de isooctano:etanol (3:1, v/v) como
referência, sendo os resultados expressos em mg kg-1. Ambas leituras foram
realizadas em espectrofotômetro (Jenway 6705 UV/VIS).
A análise dos tocoferois foi realizada de acordo com o método descrito por
Pestana et al. (2008). Pesaram-se aproximadamente 0,250 mg de azeite, que foram
diluídas com isopropanol HPLC até completar o volume de 5 mL. Procedeu-se a
centrifugação por 6 minutos a 9000 g em microcentrífuga (NT800 Nova Técnica),
transferindo-se a fase orgânica para frasco com capacidade de 1,5 mL. Injetou-se
entre 10-20 µL de amostra no sistema de cromatografia líquida de alta eficiência-
HPLC (SHIMADZU), constituído por um módulo de mistura dos solventes LC-
10ATVP, desgaseificador FCV-10ALVP, bomba reodine DGU-14A, sistema de
controle SCL-10AVP, forno da coluna CTO-10ASVP e amostrador automático SIL-
10AF. A separação foi realizada em uma coluna analítica de fase reversa, Shim-Pak
CLC-ODS (3,9 cm x 150 mm x 4 µm), tendo como fase estacionária grupamentos
octadesil. Utilizou-se o detector fluorescência com excitação de 290 nm e emissão a
330 nm. Os dados foram adquiridos e processados com uso do software Class-VP.
Utilizou-se como fase móvel inicial acetonitrila:metanol:isopropanol nas proporção
50:40:10 (v/v/v) por 10 minutos; alterando-se linearmente para
acetonitrila:metanol:isopropanol (30:65:5, v/v/v) até atingir 12 minutos; e retornando
linearmente para a fase móvel inicial até 15 minutos de análise. Utilizou-se fluxo
constante de 1 mL min-1. Para realizar a identificação e quantificação dos tocoferois,
utilizaram-se curvas de calibração externa do α-, (γ+β)- e δ- tocoferol. Os resultados
foram expressos em mg kg-1 de amostra.
A análise de fitosterois foi realizada com base no método de Zambiazi (1997)
com adaptações. Foram pesadas 0,25 g de amostra em tubo de ensaio com tampa,
76
as quais foram saponificadas com 5 mL de KOH alcóolico (1,5 mol L-1). Agitou-se a
mistura a cada 15 minutos durante uma hora, mantendo-se na ausência de luz por
18 horas. Após este período foram acrescentados 10 mL de água destilada e 10 mL
de éter etílico ao tubo de ensaio. Após a separação das fases, coletou-se a fase
orgânica para outro tubo de ensaio, onde foi adicionado 10 mL de água destilada. Ao
tubo contendo a fase aquosa adicionou-se 10 mL de éter etílico. As fases superiores
foram coletadas e evaporadas com nitrogênio líquido a 40 ºC por 8 minutos. O
resíduo foi avolumado a 2 mL com metanol:etanol (1:1) grau HPLC. Uma alíquota de
20 μL foi injetada em cromatográfo HPLC-Shimadzu, utilizando eluição isocrática de
metanol grau HPLC, com fluxo de 0,8 mL min-1, utilizando detector UV-Vis ajustado
para o comprimento de onda de 205 nm. A identificação foi realizada pela
comparação entre o tempo de retenção dos padrões e a quantificação foi realizada
pela relação entre a área do pico de interesse e a curva de calibração previamente
construída. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de amostra.
5.2.4 Análise Estatística
Os dados foram analisados quanto à normalidade pelo teste de Shapiro Wilk;
à homocedasticidade pelo teste de Hartley; e a independência dos resíduos por
análise gráfica. Posteriormente, os dados foram submetidos à análise de variância
através do teste F (p≤0,05). Constatando-se significância estatística, os efeitos dos
azeites de oliva foram comparados pelo teste de Tukey (p≤0,05) e, quando presente
a interação dos fatores de tratamento, a DMS do teste foi plotada no gráfico, as
diferenças entre os níveis do tratamento foram consideradas significativas quando
não houve sobreposição entre as barras verticais. Os efeitos dos tempos (meses)
foram avaliados por modelos de regressão (p0,05), conforme segue: y = yo + ax ; y
= yo + ax + bx2, onde: y = variável resposta; yo = variável resposta correspondente ao
ponto mínimo da curva; a = valor máximo estimado para a variável resposta; b =
declividade da curva; x = tempo de armazenamento (meses). A presença de
correlações entre as variáveis dependentes do estudo foi analisada através do
coeficiente de correlação de Pearson.
77
5.3. Resultados e discussão
5.3.1 Índices de qualidade
Para todos os índices de qualidade ocorreram interações significativas entre
os fatores de tratamento, azeites e tempo de armazenamento (Figura 11).
Os dados de acidez ajustaram-se adequadamente ao modelo de regressão
polinomial quadrático, com R2 de 0,89 para o azeite da cultivar Koroneiki, e para os
demais azeites ajustaram-se a modelos lineares. Nas demais variáveis ocorreram
ajustes de modelos lineares, exceto para K232 nos azeites das cultivares Arbequina,
Frantoio e Koroneiki, para os quais ajustaram-se modelos de regressão polinomiais
quadráticos.
Ao realizar a comparação dos azeites dentro do tempo zero para a variável
acidez (Figura 11A), os azeites das cultivares Coratina e Koroneiki não diferiam
entre si, mas apresentaram diferenças significativas em relação aos demais azeites.
Aos 3 meses foi possível verificar diferenças no parâmetro avaliado entre todas as
amostras. Porém aos 6, 9 e 12 meses os azeites das cultivares Frantoio e Koroneiki
não diferiram entre si.
Pela comparação entre os tempos de armazenamento, o azeite da cultivar
Arbequina nos tempos 3 e 12 meses, apresentou acréscimos, de forma lenta, nos
teores de acidez, respectivamente de 23,8 e 95,3% quando comparados ao tempo
zero. Comportamento semelhante foi verificado para os demais azeites, porém com
acréscimo de acidez mais acentuada. O azeite da cultivar Koroneiki foi o que exibiu
aumento mais rápido na acidez até os 3 meses de armazenamento. No final do
armazenamento os azeites das cultivares Frantoio e Coratina evidenciaram maior
aumento no percentual de acidez, seguido pelo azeite da Koroneiki. No entanto,
todos os azeites apresentaram valores de acidez acima de 2%, sendo superiores
aos limites estabelecidos para a classificação de azeite extra virgem (máximo de
0,8%) e virgem (menor ou igual a 2%).
78
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Acid
ez
(% d
e á
cid
o o
leic
o)
0
1
2
3
4
y (Arb) = 2,14 + 0,17x R2 = 0,84
y (Cor) = 0,63 + 0,14x
R2 = 0,74
y (Fra) = 0,96 + 0,22x R2 = 0,86
y (Kor) = 0,80 + 0,64x - 0,04x2 R
2 = 0,89
A
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
IP
(meq g
O2 k
g-1
)
10
20
30
40
50
60
70
y (Arb) = 34,06 + 2,73x R2 = 0,92
y (Cor) = 10,19 + 0,41x R
2 = 0,87
y (Fra) = 12,90 + 1,61x R2 = 0,95
y (Kor) = 20,39 + 1,28x R2 = 0,94
B
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
A 2
32 n
m
(% d
e ó
leo)
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
y (Arb) = 2,71 - 0,01x + 0,002x2 R
2 = 0,77
y (Cor) = 1,71 + 0,04x R2 = 0,73
y (Fra) = 1,91 + 0,16x - 0,011x2 R
2 = 0,70
y (Kor) = 1,94 + 0,21x - 0,015x2 R
2 = 0,84
C
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
A 2
70 n
m
(% d
e ó
leo)
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
y (Arb) = 0,20 + 0,02x R2 = 0,87
y (Cor) = 0,14 + 0,01x R
2 = 0,73
y (Fra) = 0,12 + 0,009x R2 = 0,88
y (Kor) = 0,23 + 0,01x R2 = 0,90
D
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
p-A
V
0
2
4
6
8
y (Arb) = 0,80 + 0,34x R2 = 0,95
y (Cor) = 7,48 + 0,11x R
2 = 0,96
y (Fra) = 0,87 + 0,18x R2 = 0,99
y (Kor) = 0,96 + 0,23x R2 = 0,99
E
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
TO
TO
X
25
50
75
100
125
150
y (Arb) = 68,79 + 5,84x R2 = 0,93
y (Cor) = 27,86 + 0,93x R
2 = 0,90
y (Fra) = 26,67 + 3,39x R2 = 0,96
y (Kor) = 41,74 + 2,79x R2 = 0,95
F
Figura 11 - Parâmetros de qualidade dos azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. Índice de acidez (A), índice de peróxidos - IP (B), absorção específica - A 232 nm (C) e A 270 nm (D), índice de p-anisidina - P-Av (E) e valor Totox (F). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
79
Gambacorta et al. (2010) relataram aumento no teor de acidez (28,6%) para o
azeite extra virgem da cultivar Coratina, durante 12 meses de armazenamento, sob
ausência da luz, o que poderia estar relacionado com a menor acidez inicial da
amostra (0,21%). A hidrólise dos triacilglicerois ao longo do armazenamento resulta
na elevação da acidez, sendo um processo catalisado por ácidos e afetado pelo
tempo, aumento de temperatura ou da atividade enzimática (SALVADOR et al.,
2001; CLODOVEO et al., 2007; CAPONIO et al., 2013).
Em relação ao índice de peróxidos (Figura 11B) os azeites demonstraram
diferenças significativas entre si, em todos os tempos de armazenamento. Ao
comparar os tempos de armazenamento o azeite da cultivar Coratina quando nos
tempos 3 e 12 meses apresentou acréscimos no índice de peróxido,
respectivamente de 12,1 e 48,3%, comparativamente ao período inicial. O mesmo
comportamento foi verificado para os demais azeites, porém com maiores
percentuais de acréscimo. O aumento mais acentuado nos teores de peróxidos foi
observado no azeite da cultivar Frantoio, seguido das cultivares Arbequina e
Koroneiki.
No entanto, neste trabalho evidenciou-se menor índice de peróxidos no azeite
da cultivar Coratina, apresentando valor predito pelo modelo no final do
armazenamento de 15,1 meq g O2 kg-1, sendo inferior aos limites estabelecidos pela
legislação (20 meq g O2 kg-1). Resultados semelhantes foram observados em
estudos com azeite da cultivar Coratina em Puglia, Sul da Itália, durante o
armazenamento pelo período de 12 meses (GAMBACORTA et al., 2010). Índices
superiores de peróxidos foram observados no final do armazenamento para os
azeites das cultivares Arbequina (66,8 meq g O2 kg-1), Koroneiki (35,7 meq g O2 kg-1)
e Frantoio (32,2 meq g O2 kg-1). Comportamento similar foi observado quando o
produto da cultivar Lianolia cultivada na região de Preveza (Grecia), foi exposto a luz
pelo período de 6 meses (OKOGERI; TASIOULA-MARGARI, 2002). O índice de
peróxido apresentou correlação positiva com a variável acidez (r = 0,78, p<0,0001) e
negativa com as variáveis compostos fenólicos (r = - 0,58, p<0,0001), clorofila (r = -
0,62, p<0,0001), α-tocoferol (r = - 0,65, p<0,0001), carotenoides (r = - 0,67,
p<0,0001) e (γ+β)-tocoferol (r = - 0,68, p<0,0001) (Tabela 6).
Quanto aos valores do coeficiente de absorção específica K232 (Figura 11C),
não ocorreu diferença significativa entre as amostras das cultivares Frantoio e
Koroneiki no tempo zero; porém, observaram-se diferenças dessas em relação às
80
demais. No tempo 3 e 6 meses não ocorreram diferenças entre os azeites das
cultivares Arbequina e Koroneiki, mas essas apresentaram diferenças entre as
demais amostras. Aos 12 meses de armazenamento os azeites das cultivares
Coratina e Frantoio não diferiram, mas demostraram diferenças significativas em
relação aos outros azeites. Todos os azeites exceto, da cultivar Arbequina,
apresentaram valores preditos pelo modelo inferiores a 2,50, estando de acordo com
os limites estabelecidos pela legislação (ANVISA, 2012; COI, 2012). Ao comparar o
período inicial e o final ocorreu pequeno acréscimo no coeficiente de absorção (6,2
%) para o azeite da cultivar Arbequina, atingindo o valor predito pelo modelo, de 2,9
no final do período.
Para K270 (Figura 11D), os azeites das cultivares Coratina e Frantoio não
diferiram entre si nos tempos zero, 3, 6 e 9 meses de armazenamento, porém
diferiram dos demais azeites. O mesmo comportamento foi observado para os
azeites das cultivares Arbequina e Koroneiki até 6 meses de armazenamento. No
final do armazenamento (12 meses) o azeite da cultivar Arbequina apresentou
diferenças significativas em relação aos demais azeites.
O azeite da cultivar Koroneiki apresentou valor inicial (tempo zero) predito
pelo modelo para K270 de 0,23, valor esse superior ao limite estabelecido pela
legislação para o azeite extra virgem que é de 0,22. Da mesma forma, todos os
azeites atingiram valores preditos pelo modelo superiores aos estabelecidos para a
classificação de azeite extra virgem e virgem no final do armazenamento. Para todas
as amostras, durante os 12 meses de armazenamento foram observados aumentos
superiores a 50% para essa variável, ao comparar com o período inicial. Os maiores
acréscimos foram evidenciados, em ordem crescente, nos azeites das cultivares
Arbequina, Frantoio, Coratina e Koroneiki. Os parâmetros de absorção específica
em K232 e K270 apresentaram correlação positiva com a variável acidez (Tabela 6),
obtendo coeficiente de correlação de 0,84 (p<0,0001) e 0,75 (p<0,0001),
respectivamente; e, com o índice de peróxido, de 0,79 (p<0,0001) e 0,77 (p<0,0001),
respectivamente. O elevado teor inicial de acidez nos azeites justifica, pelo menos
parcialmente, as correlações com os parâmetros de absorção específica, uma vez
que os ácidos graxos livres estão associados com as reações de oxidação.
Corroborando com os dados dessa pesquisa, Gómez-Alonso et al. (2007)
relataram aumento para os índices de qualidade (peróxido, absorção específica K232
e K270) durante 21 meses de armazenamento de azeite de oliva virgem em
81
temperatura ambiente na ausência de luz. De acordo com os mesmos autores, o
valor de K232 foi o primeiro parâmetro a exceder o limite superior estabelecido para o
azeite de oliva extra virgem e, portanto, parece ser o índice mais relevante na
análise e acompanhamento para determinar a categoria comercial do azeite.
Com relação ao índice de p-anisidina (Figura 11E), os azeites das cultivares
Arbequina, Frantoio e Koroneiki não apresentaram diferenças significativas nos
tempos zero e 3 meses. Enquanto que aos 6 e 9 meses somente os azeites das
cultivares Arbequina e Koroneiki não apresentaram diferenças. Aos 12 meses foi
possível verificar diferenças entre todos os azeites. O azeite da cultivar Coratina, nos
tempos 3 e 12 meses, apresentou acréscimos nos teores de p-anisidina,
respectivamente de 4,4 e 17,6%, comparativamente ao inicial. O mesmo
comportamento foi verificado para os demais azeites, porém com maiores
percentuais de acréscimos. O menor incremento deste índice no azeite da cultivar
Coratina está relacionado ao maior teor de compostos fenólicos presentes neste
azeite, o que contribuiu de maneira eficaz em menor formação de produtos
secundários da oxidação lipídica, durante o período de armazenamento (Figura
14A). No entanto, todos os azeites apresentaram valores de p-anisidina inferiores a
10 ao longo do período avaliado, o que indica a boa qualidade dos mesmos,
segundo o parâmetro avaliado.
Não se observaram diferenças significativas no valor Totox (Figura 11F) entre
os azeites das cultivares Coratina e Frantoio nos tempos zero e 3 meses de
armazenamento, porém esses diferenciaram-se dos demais azeites. A partir de 6
meses foi possível verificar diferenças significativas entre todos os azeites. Ao
realizar a comparação entre os tempos de armazenamento, o azeite da cultivar
Coratina nos tempos 3 e 12 meses de armazenamento obteve menores acréscimos,
de 10,0 e 40,1%, respectivamente. O azeite da cultivar Arbequina no final do
armazenamento demonstrou os maiores valores de Totox. O valor Totox (Tabela 6)
apresentou elevada correlação positiva com a variável peróxido (r = 0,99, p<0,0001)
e média correlação com as variáveis K270 (r = 0,79, p<0,0001), acidez (r = 0,78,
p<0,0001) e K232 (r = 0,77, p<0,0001) .
O azeite da cultivar Coratina no geral, foi o que demonstrou menores
alterações nos parâmetros de qualidade ao longo do armazenamento,
provavelmente, por efeito protetor dos compostos presentes nesse azeite ou pela
menor atividade enzimática até o momento da obtenção do mesmo. Por outro lado,
82
as maiores alterações ocorreram no azeite da cultivar Arbequina, com exceção do
índice de p-anisidina, indicando uma ação hidrolítica e oxidativa mais acentuada.
Estes dados estão de acordo com a literatura, a qual relata aumento significativo em
todos os parâmetros de qualidade para o azeite da cultivar Arbequina, ainda
sugerem que a estabilidade deste azeite é afetada pelo sistema de extração, tipo de
embalagem e condições de armazenamento (TORRES; MAESTRI, 2006). O prazo
de validade dos azeites das cultivares Coratina e Frantoio em relação à acidez
obtido a partir da derivação da equação foi de 5 e 4 meses, respectivamente.
5.3.2 Perfil de ácidos graxos
Todos os ácidos graxos apresentaram interações significativas entre os
fatores de tratamento azeites e tempo de armazenamento (Figura 12). Todos os
dados ajustaram-se adequadamente ao modelo de regressão polinomial linear.
Ao comparar os azeites ao longo do tempo de armazenamento, no período
inicial observou-se que todas as amostras apresentaram diferenças significativas
nos teores de C16:0 até o final do armazenamento (12 meses) (Figura 12A). No
entanto, os azeites das cultivares Coratina e Frantoio não apresentaram diferenças
significativas nos teores de C18:0, porém diferiram dos demais azeites no final do
período. O azeite da cultivar Koroneiki diferiu dos demais durante o período de
armazenamento (Figura 12B). Os maiores acréscimos foram encontrados para o
ácido palmítico (C16:0) nos azeites das cultivares Frantoio e Arbequina,
respectivamente de 4,8 e 3,9 %, quando comparados ao tempo zero. Estudos com
azeites de oliva das cultivares Arbequina cultivados na Espanha e Chemlali
cultivados na Tunísia, também reportaram aumento na proporção do C16:0 de 2,2 e
11,34%, respectivamente, durante o armazenamento em temperatura ambiente
(MORELLÓ et al., 2004; BOUAZIZ et al., 2008).
83
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
C 1
6:0
(%
)
12
14
16
18
20
y (Arb) = 18,41 + 0,06x R2 = 0,87
y (Cor) = 14,20 + 0,02x R
2 = 0,94
y (Fra) = 15,13 + 0,06x R2 = 0,99
y (Kor) = 12,81 + 0,02x R2 = 0,81
A
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
C 1
8:0
(%
)
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
y (Arb) = 1,21 + 0,003x R2 = 0,91
y (Cor) = 1,65 + 0,002x R
2 = 0,70
y (Fra) = 1,58 + 0,003x R2 = 0,99
y (Kor)
B
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
C 1
8:1
(%
)
55
60
65
70
75
80
y (Arb)
y (Cor) = 72,13 + 0,008x R2 = 0,92
y (Fra)
y (Kor)
C
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
C 1
8:2
(%
)
4
6
8
10
12
14
16
18
y (Arb) = 15,83 - 0,05x R2 = 0,94
y (Cor) = 9,19 - 0,02x R
2 = 0,98
y (Fra) = 13,92 - 0,04x R2 = 0,98
y (Kor) = 5,50 - 0,02x R2 = 0,91
D
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
C 1
8:3
(%
)
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
1,1
y (Arb) = 0,77 - 0,01x R2 = 0,93
y (Cor) = 0,97 - 0,009x R2 = 0,86
y (Fra) = 0,86 - 0,01x R2 = 0,92
y (Kor) = 0,77 - 0,01x R2 = 0,91
E
Figura 12 - Proporção relativa (%) dos ácidos graxos majoritários C16:0 (A): palmítico; C18:0
(B): esteárico; C18:1 (C): oleico; C18:2 (D): linoleico; C18:3 (E): linolênico em azeites de
oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante
o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. As barras verticais representam a
DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
84
Em todos os azeites o ácido graxo majoritário foi o ácido oleico (C18:1),
sendo encontrado no azeite da cultivar Coratina (72,1%). Durante o tempo de
armazenamento observou-se que o azeite desta cultivar demonstrou pequeno
aumento no teor de ácido oleico (0,1%). Para as demais amostras, não houveram
ajustes das retas (Figura 12C).
Em relação ao ácido C18:2, todos os azeites apresentaram diferenças
significativas, exceto no tempo 3 meses, no qual os azeites das cultivares Arbequina
e Frantoio não diferiram entre si. Todos os azeites apresentaram decréscimos
significativos nos teores do ácido linoleico ao longo do período de armazenamento.
As menores perdas verificadas para o C18:2 (Figura 12D) foram observadas nos
azeites das cultivares Coratina (2,6%), Frantoio (3,5%) e Arbequina (3,8%).
Resultados semelhantes a estes foram encontrados por Gómez-Alonso et al.
(2007) no teor de ácido C18:2 (2,1 a 3,8 %) no azeite da variedade Cornicabra
quando submetido ao armazenamento por 21 meses em temperatura ambiente. A
redução no teor do ácido linoleico durante o armazenamento também foi reportada
em azeites das cultivares Arbequina e Chemlali procedentes da Espanha e Tunísia,
respectivamente de 14,4 e 2,5% (MORELLÓ et al., 2004; BOUAZIZ et al., 2008).
Em relação ao ácido C18:3, observou-se que os azeites das cultivares
Arbequina, Frantoio e Koroneiki não apresentaram diferenças significativas entre si
no tempo zero e 12 meses, porém diferiram do azeite da cultivar Coratina (Figura
12E). Somente no tempo 9 meses não houve diferenças significativas entre os
azeites. Dentre os ácidos graxos insaturados, o ácido linolênico foi o que apresentou
maior redução, justificável por ser o que contém mais insaturações. No azeite da
cultivar Coratina observou-se menores perdas deste ácido graxo durante os 12
meses (11,1 %). Gómez-alonso et al. (2007) relataram perdas similares a este
estudo (5,8 a 10,0%) para o C18:3 em azeites da cultivar Cornicabra durante 21
meses de armazenamento em temperatura ambiente. Morelló et al., (2004)
encontraram perdas maiores (71,1%) para o C18:3 no azeite da cultivar Arbequina
procedente da Espanha, armazenado em temperatura ambiente por 12 meses. No
presente estudo, para o azeite desta mesma cultivar encontrou-se perdas de 15,6%
deste ácido graxo, após 12 meses de armazenamento quando comparados ao
tempo zero.
85
Evidenciou-se que tanto em relação ao total de ácidos graxos saturados/
insaturados, o azeite da cultivar Arbequina apresentou diferenças significativas em
relação às demais amostras de azeites quando comparadas ao tempo zero.
Observou-se acréscimo no teor total de ácidos graxos saturados em todos os
azeites até o final do período de estocagem (Figura 13A). O aumento de ácidos
graxos saturados é decorrente da redução percentual no teor de ácidos graxos
insaturados, decorrente da susceptibilidade às reações oxidativas que
comprometem as insaturações (MÈNDEZ; FALQUÉ, 2007). Em todos os azeites
ocorreram reduções nos teores de ácidos graxos insaturados, sendo as maiores
reduções verificadas nos azeites das cultivares Arbequina e Frantoio (1,1 - 1,0%)
(Figura 13B).
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
Tota
l de á
cid
o g
raxo
satu
rado (
%)
16
18
20
22
y (Arb) = 20,41 + 0,07x R2 = 0,89
y (Cor) = 16,43 + 0,04x R2 = 0,86
y (Fra) = 17,22 + 0,07x R2 = 0,98
y (Kor) = 16,03 + 0,03x R2 = 0,83
A
Tempo (meses)
00 33 66 99 1212
Tota
l de á
cid
o g
raxo
in
satu
rado (
%)
78
80
82
84
86
y (Arb) = 79,59 - 0,07x R2 = 0,89
y (Cor) = 83,57 - 0,04x R2 = 0,86
y (Fra) = 82,78 - 0,07x R2 = 0,98
y (Kor) = 83,97 - 0,03x R2 = 0,83
B
Figura 13 - Teor total de ácidos graxos saturados (A) e insaturado (B) (%) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. As barras
verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
No geral, o azeite da cultivar Coratina apresentou melhor estabilidade de
ácidos graxos insaturados durante o armazenamento, o que pode ser evidenciado
pela elevada relação entre o ácido oleico / linoleico. Pelos resultados do decréscimo
do total de ácidos graxos insaturados e o aumento dos índices de peróxido, K232,
K270, p-anisidina e Totox, foi possível evidenciar a relação com o maior aumento de
oxidação para os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio, quando comparado
com os demais azeites.
86
A presença de antioxidantes naturais no azeite de oliva poderia exercer
maior ação protetora dos ácidos poli-insaturados. Nesse estudo, os azeites das
cultivares Coratina e Koroneiki apresentaram o maior teor em tocoferois (Figuras
15A, 15B e 15C). Diante das evidencias, parece que os tocoferois se relacionaram
com as menores perdas de total de insaturados nos azeites destas cultivares, e
possivelmente possa também ter ocorrido um efeito sinérgico com os compostos
fenólicos. Os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio apresentaram conteúdos
inferiores de α-tocoferol, demonstrando também maiores perdas de ácidos graxos
insaturados. O azeite da cultivar Arbequina apresentou quantidades consideráveis
de compostos fenólicos, no entanto, não esteve associado às menores perdas de
ácidos graxos insaturados.
5.3.3 Compostos bioativos
Os biocompostos apresentaram interações significativas entre os fatores de
tratamento azeites e tempo de armazenamento (Figura 14). Os dados ajustaram-se
adequadamente ao modelo de regressão polinomial linear. Observou-se que os
azeites das cultivares Frantoio e Koroneiki não apresentaram diferenças
significativas ao longo do período de armazenamento (Figura 14A). Os azeites das
cultivares Arbequina, Frantoio e Koroneiki não apresentaram diferenças
significativas nos tempos 9 e 12 meses de armazenamento. No entanto, o azeite da
cultivar Coratina apresentou diferenças significativas das demais amostras em todos
os tempos de armazenamento (0 a 12 meses).
O teor inicial de compostos fenólicos predito pelo modelo estatístico foi
superior no azeite de oliva obtido da cultivar Coratina (1690,7 mg kg-1), seguido da
Arbequina (658,3 mg kg-1), Frantoio (461,2 mg kg-1) e Koroneiki (435,9 mg kg-1). O
azeite da cultivar Arbequina apresentou os maiores decréscimos nos teores de
compostos fenólicos, representando 46,8 % de redução no final do período. Para os
azeites das cultivares Coratina, Frantoio e Koroneiki, as reduções foram com menor
intensidade, respectivamente de 23,4, 13,7 e 12,7%. Gambacorta et al. (2010)
reportaram perdas de 20,3% no teor de compostos fenólicos em azeite da cultivar
Coratina, sendo similares aos resultados encontrados neste estudo para o azeite da
87
mesma cultivar. A maior perda evidenciada no azeite da cultivar Arbequina pode
estar relacionada aos parâmetros de qualidade inicial, que poderiam ser
responsáveis pelos prejuízos nos compostos fenólicos. Perdas significativas de
compostos fenólicos foram relatadas por Morelló et al. (2004) em azeite da cultivar
Arbequina quando armazenado em temperatura ambiente por 12 meses. Observou-
se elevada correlação positiva de α-tocoferol (r = 0,86, p<0,0001), carotenoides (r =
0,96 p< 0,0001), (γ+β)-tocoferol (r = 0,95 p< 0,0001) e clorofilas (r = 0,88 p< 0,0001)
com a variável compostos fenólicos (Tabela6).
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Fenóis
tota
is
(mg k
g-1
EA
G )
300
600
900
1200
1500
1800
y (Arb) = 658,30 - 25,66x R2 = 0,99
y (Cor) = 1690,74 - 32,91x R
2 = 0,96
y (Fra) = 461,18 - 5,27x R2 = 0,94
y (Kor) = 435,87 - 4,60x R2 = 0,99
A
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Clo
rofila
s tota
is
(mg k
g-1)
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
y (Arb) = 0,77 - 0,04x R2 = 0,93
y (Cor) = 1,84 - 0,08x R2 = 0,94
y (Fra) = 0,52 - 0,02x R2 = 0,97
y (Kor) = 0,92 - 0,03x R2 = 0,97
B
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Caro
tenoid
es tota
is
(mg k
g-1
ß-c
aro
teno )
2
4
6
8
10
y (Arb) = 3,88 - 0,08x R2 = 0,94
y (Cor) = 9,34 - 0,09x R2 = 0,92
y (Fra) = 3,90 - 0,06x R2 = 0,91
y (Kor) = 4,78 - 0,04x R2 = 0,96
C
Figura 14 - Teores de compostos fenólicos (A), clorofilas (B) e carotenoides (C) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
88
Em relação ao teor de clorofilas, ao comparar as amostras no período inicial
(Figura 14B) verificou-se que os azeites das cultivares Arbequina e Koroneiki não
apresentaram diferenças significativas, porém diferenciaram-se das demais
amostras. No entanto, ao longo do armazenamento (6, 9 e12 meses), os azeites das
cultivares Arbequina e Frantoio não apresentaram diferenças significativas, porém
diferiram dos demais azeites. O azeite da cultivar Coratina apresentou diferenças
significativas em relação aos demais azeites ao longo dos períodos de
armazenamento (zero a 12 meses), sendo que o azeite desta cultivar apresentou
maiores teores iniciais preditos pelo modelo para o teor de clorofilas (1,84 mg kg-1).
Evidenciaram-se perdas acentuadas deste pigmento em todos os azeites durante o
período de estocagem; no entanto, o azeite da cultivar Arbequina, novamente,
apresentou maiores perdas (62,3%), seguido pelos azeites das cultivares Coratina
(52,2%), Frantoio (46,2%) e Koroneiki (39,1%). Cecchi et al. (2010) mencionaram
perdas de 52,9% no teor de clorofilas quando o azeite de oliva extra virgem foi
submetido ao armazenamento na ausência da luz, sendo portanto, similares aos
resultados encontrados no azeite da cultivar Coratina.
As maiores perdas evidenciadas pelo azeite da cultivar Arbequina podem ter
sido influenciadas pelas variações dos ácidos linoleico, linolênico e carotenoides
durante o armazenamento. O teor de clorofilas apresentou elevada correlação
positiva (r = 0,88, p<0,0001) com a variável compostos fenólicos (Tabela 6).
Os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio, não diferiram ao longo do
armazenamento em relação ao teor de carotenoides. No entanto, apresentaram
diferenças significativas dos demais azeites (zero a 12 meses) (Figura 14C). Todos
os azeites apresentaram perdas de carotenoides, porém menos pronunciadas que
as perdas de clorofilas. O azeite da cultivar Arbequina demonstrou perdas de 24,7%,
e os demais azeites de 18,5, 11,6 e 10,0%, respectivamente para as cultivares
Frantoio, Coratina e Koroneiki. Estudos realizados por Criado et al. (2008),
encontraram perdas de 11,9% para o azeite da cultivar Arbequina, produzido na
Catalunha/Espanha após 6 meses de armazenamento. Perdas mais acentuadas de
58,4% no teor de carotenoides foram relatadas por Cecchi et al. (2010) em azeites
de oliva extra virgem armazenados durante 13 meses em temperatura ambiente sob
a ausência de luz, portanto superiores às mostradas pelos azeites obtidos do cultivo
nacional. De acordo com Zeb & Murkovic (2011), devido a seus níveis de
insaturação, os carotenoides são susceptíveis a degradação durante o
89
processamento, armazenamento e tratamento térmico. De acordo com as
correlações, pode-se observar que a variável teor de carotenoides apresentou
elevada correlação positiva (r = 0,96, p<0,0001) com as variáveis compostos
fenólicos (r = 0,91, p<0,0001) e clorofilas (Tabela 6).
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Alfa -
tocofe
rol
(mg k
g-1
)
100
200
300
400
y (Arb) = 224,01 - 7,59x R2 = 0,91
y (Cor) = 408,06 - 3,61x R2 = 0,98
y (Fra) = 182,73 - 3,25x R2 = 0,99
y (Kor) = 285,51 - 2,54x R2 = 0,99
A
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212G
am
a+beta
- tocofe
rol
(mg k
g-1
)
5
10
15
20
25
y (Arb) = 7,55 - 0,04x R2 = 0,92
y (Cor) = 22,53 - 0,10x R
2 = 0,98
y (Fra) = 9,01 - 0,04x R2 = 0,72
y (Kor) = 11,00 - 0,04x R2 = 0,86
B
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
Delta -
tocofe
rol
(mg k
g-1
)
0
2
4
6
y (Arb) = 4,10 - 0,01x R2 = 0,93
y (Cor) = 4,96 - 0,01x R
2 = 0,70
y (Fra) = 1,98 - 0,005x R2 = 0,97
y (Kor) = 0,00 R2 = 1,00
C
Tempo (meses)
000 333 666 999 121212
ß-S
itoste
rol
(mg k
g-1)
200
400
600
800
1000
1200
y (Arb) = 380,89 - 3,88x R2 = 0,96
y (Cor) = 874,02 - 6,45x R
2 = 0,91
y (Fra) = 502,24 - 5,16x R2 = 0,92
y (Kor) = 987,20 - 7,96x R2 = 0,90
D
Figura 15 - Teores de α-tocoferol – (A), (gama+beta)-tocoferol (B), δ-tocoferol (C), e β-sitosterol (D) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), durante o armazenamento em temperatura ambiente, por 12 meses. As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
Ao comparar os azeites em relação aos tempos de armazenamento (Figura
15A), verificou-se que todos os azeites apresentaram diferenças significativas no
teor de α-tocoferol ao longo do período de armazenamento (0 e 12 meses). No
entanto, os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio não apresentaram diferenças
significativas entre si nos tempos 9 e 12 meses de armazenamento.
90
O azeite da cultivar Coratina apresentou maiores quantidades preditas pelo
modelo para α-tocoferol (408,1 mg kg-1), seguido pelos isômeros (γ+β) e δ-tocoferol,
como demonstrado na Figuras 15A, 15B e 15C. As maiores perdas observadas no
final do período para o α-tocoferol foram evidenciadas nos azeites das cultivares
Arbequina e Frantoio de 40,7 e 21,3 %, respectivamente. Nos azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki as perdas foram similares, de 10,6 e 10,7 %, respectivamente.
Os maiores decréscimos no teor de α-tocoferol evidenciados no azeite da cultivar
Arbequina podem ser devidos ao estádio avançado da oxidação lipídica dos ácidos
graxos insaturados.
Perdas maiores no teor de α-tocoferol (62%) foram relatadas por Okogeri e
Tasioula-Margari (2002) durante 12 meses de armazenamento de azeites protegidos
da luz. Morello et al. (2004), observaram perdas de 100% de α-tocoferol em todas as
amostras de azeites da cultivar Arbequina produzidos na Espanha, quando
estocados por 12 meses em temperatura ambiente. Gambacorta et al. (2010),
também relataram perdas de tocoferois em azeites de oliva extra virgem da cultivar
Coratina, porém com menor intensidade durante o armazenamento em temperatura
ambiente na ausência de luz. Segundo Okogeri & Tasioula-Margari (2002), o maior
responsável pela rápida degradação do α-tocoferol é o seu efeito inibidor físico-
químico do oxigênio durante a foto-oxidação.
Pode-se observar elevada correlação positiva entre o teor de α-tocoferol (r =
0,86, p<0,0001), (r = 0,93, p<0,0001), (r = 0,95, p<0,0001) e os teores de compostos
fenólicos, clorofilas e de carotenoides (Tabela 6). O possível efeito protetor do α–
tocoferol, dos compostos fenólicos e dos carotenoides, pode ter favorecido uma
maior manutenção destes compostos durante o armazenamento nos azeites das
cultivares Coratina e Koroneiki.
Quanto ao teor dos isômeros (γ+β) e δ-tocoferol (Figuras 15B e 15C), todos
os azeites apresentaram diferenças significativas ao longo do armazenamento (zero
a 12 meses). Todas as amostras apresentaram pequenas perdas destes tocoferois
durante o armazenamento. O (γ+β) - tocoferol apresentou elevado coeficiente de
correlação positiva com as variáveis compostos fenólicos (r = 0,95, p<0,0001),
clorofilas (r = 0,90, p<0,0001), carotenoides (r = 0,99, p<0,0001) e α-tocoferol (r =
0,93, p<0,0001) (Tabela 6).
O grau de degradação dos tocoferois apresentou a ordem de α > (β + γ) > δ-
tocoferol, sendo portanto, o α-tocoferol o isômero com a menor estabilidade.
91
Gambacorta et al. (2010), relatam que compostos fenólicos se oxidam mais
rapidamente que os tocoferois, e elevados tempos de armazenamento afetam o teor
destes antioxidantes. Lavelli, Fregapane e Salvador (2006) mencionam que os
processos de auto-oxidação e de hidrólise reduzem o teor de antioxidantes nos
azeites, desta forma evidencia-se que a qualidade inicial do azeite contribui de
maneira eficaz na manutenção de antioxidantes.
Em relação ao teor de β-sitosterol (Figura 15D), evidenciou-se diferenças
significativas em todas as amostras ao longo do armazenamento. Ao final do período
de armazenamento verificaram-se perdas superiores a 8% para todas as amostras
de azeites. As menores perdas foram observadas nos azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki. Bouaziz et al. (2008) relatam perdas de 23,8% do β-sitosterol
em azeite de oliva refinado, durante 6 meses de armazenamento a 50 °C. Com isto,
observa-se que, mesmo em pequenas quantidades, o β - sitosterol pode contribuir
para a estabilidade do azeite.
Correlações negativas foram observadas com as variáveis ácido palmítico
(C16:0, r = - 0,92, p<0,0001), total de ácidos graxos saturados (r = - 0,87, p<0,0001)
e ácido linoleico (C18:2) (r = - 0,97, p<0,0001) com o teor de β-sitosterol (Tabela 6).
No entanto, o ácido oleico (C18:1) apresentou uma correlação positiva (r = 0,96,
p<0,0001) com a variável β-sitosterol, denotando a importância destes compostos.
A maior concentração de compostos encontrados nos azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki pode ter exercido influência na estabilidade, provavelmente
devido à sua composição rica em ácido oleico e menor teor de poli-insaturados,
além de apresentar maior teor de carotenoides, α-tocoferol e β-sistosterol, os quais,
além de exercerem efeitos benéficos à saúde contribuem para a estabilidade
oxidativa do azeite.
Pelas evidências, os teores de compostos minoritários exercem influência na
ação antioxidante de azeites. O índice de peróxido apresentou baixas correlações
negativas (r = - 0,58, p<0,0001) com as variáveis compostos fenólicos (r = - 0,62,
p<0,0001), clorofilas (r = - 0,67, p<0,0001), carotenoides (r = - 0,65, p<0,0001), e α-
tocoferol e (β + γ)-tocoferol (r = - 0,67, p<0,0001) (Tabela 6). Em relação aos demais
parâmetros de qualidade, evidenciaram-se também baixas correlações negativas
com os compostos bioativos, o que parece indicar que o grau de degradação dos
azeites está associado ao teor de compostos bioativos.
92
Tabela 6: Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes variedades após armazenamento em temperatura ambiente sob abrigo da luz, Pelotas-RS
Variáveis
depend
ente
s
Fenóis
tota
is
Clo
rofila
s tota
is
Caro
tenoid
es
tota
is
β-s
itoste
rol
Alfa -
tocofe
rol
Gam
a -
tocofe
rol
Delta -
tocofe
rol
Acid
ez
PV
A 2
32
A 2
70
p-A
v
TO
TO
X
C 1
6:0
C 1
8:0
C 1
8:1
C 1
8:2
C 1
8:3
Tota
l de á
cid
o g
raxo
satu
rado
Tota
l de á
cid
o
insatu
rado
(1) (2) (3) (4) (5) (6) (7) (8) (9) (10) (11) (12) (13) (14) (15) (16) (17) (18) (19) (20)
(1) 1,000
0,882*
<0,0001** 0,961
<0,0001
0,138 0,291
0,862 <0,0001
0,946 <0,0001
0,705 <0,0001
-0,559 <0,0001
-0,577 <0,0001
-0,613 <0,0001
-0,361 0,004
0,857 <0,0001
-0,514 <0,0001
-0,088 0,591
-0,034 0,834
0,063 0,697
-0,037 0,822
0,330 0,038
-0,116 0,477
0,116 0,477
(2) 1,000
0,910
<0,0001
0,153 0,244
0,928 <0,0001
0,866 <0,0001
0,406 0,001
-0,649 <0,0001
-0,618 <0,0001
-0,624 <0,0001
-0,374 0,003
0,633 <0,0001
-0,575 <0,0001
-0,085 0,603
0,008 0,962
0,089 0,585
-0,082 0,615
0,188 0,246
-0,090 0,579
0,090 0,579
(3) 1,000
0,147 0,261
0,950 <0,0001
0,991 <0,0001
0,514 <0,0001
-0,583 <0,0001
-0,666 <0,0001
-0,672 <0,0001
-0,317 0,014
0,848 <0,0001
-0,606 <0,0001
-0,102 0,529
0,023 0,886
0,101 0,536
-0,089 0,583
0,188 0,244
-0,111 0,495
0,111 0,495
(4) 1,000
0,170 0,194
0,152 0,247
0,031 0,815
-0,233 0,073
-0,121 0,358
-0,220 0,0905
-0,022 0,868
0,095 0,469
-0,116 0,378
-0,915 <0,0001
0,835 <0,0001
0,964 <0,0001
-0,972 <0,0001
0,335 0,035
-0,871 <0,0001
0,871 <0,0001
(5) 1,000
0,932
<0,0001 0,315 0,014
-0,557 <0,0001
-0,653 <0,0001
-0,612 <0,0001
-0,241 0,064
0,722 <0,0001
-0,604 <0,0001
-0,116 0,474
0,059 0,716
0,128 0,429
-0,127 0,435
0,106 0,513
-0,113 0,487
0,113 0,487
(6)
1,000
0,487
<0,0001 -0,536
<0,0001 -0,675
<0,0001 -0,667
<0,0001 -0,302 0,019
0,874 <0,0001
-0,613 <0,0001
-0,108 0,507
0,034 0,836
0,109 0,504
-0,098 0,547
0,163 0,313
-0,115 0,481
0,115 0,481
(7)
1,000
-0,193 0,139
-0,009 0,944
-0,138 0,291
-0,122 0,352
0,656 <0,0001
0,049 0,712
0,022 0,894
-0,144 0,374
-0,081 0,618
0,106 0,515
0,495 0,001
-0,025 0,879
0,025 0,879
(8)
1,000
0,784
<0,0001 0,843
<0,0001 0,754
<0,0001 -0,183 0,161
0,785 <0,0001
0,244 0,129
-0,166 0,306
-0,222 0,169
0,190 0,239
-0,182 0,262
0,254 0,114
-0,254 0,114
(9)
1,000
0,788
<0,0001 0,771
<0,0001 -0,293 0,023
0,996 <0,0001
0,106 0,513
-0,066 0,687
-0,131 0,421
0,120 0,460
-0,009 0,954
0,109 0,504
-0,109 0,504
(10)
1,000
0,619
<0,0001
-0,398
0,002
0,770
<0,0001
0,335
0,035
-0,299
0,061
-0,297
0,063
0,244
0,129
0,018
0,914
0,330
0,037
-0,330
0,037
(11)
1,000
0,052 0,692
0,792 <0,0001
0,070 0,667
0,002 0,988
-0,055 0,734
0,020 0,901
-0,132 0,416
0,096 0,557
-0,096 0,557
(12)
1,000
-0,210 0,107
-0,050 0,761
-0,028 0,868
0,034 0,833
-0,023 0,888
0,217 0,180
-0,063 0,699
0,063 0,699
(13)
1,000
0,106 0,516
-0,071 0,664
-0,132 0,417
0,122 0,452
0,010 0,950
0,107 0,512
-0,107 0,512
(14)
1,000
-0,870
<0,0001 -0,978
<0,0001 0,910
<0,0001 -0,309 0,053
0,983 <0,0001
-0,983 <0,0001
(15)
1,000
0,890
<0,0001 -0,913
<0,0001 -0,120 0,462
-0,772 <0,0001
0,772 <0,0001
(16)
1,000
-0,972
<0,0001 0,253 0,115
-0,941 <0,0001
0,941 <0,0001
(17)
1,000
-0,131 0,419
0,838 <0,0001
-0,838 <0,0001
(18)
1,000
-0,433 0,005
0,433 0,005
(19)
1,000
-1,000
<0,0001
(20)
1,000
* Coeficientes de correlação de Pearson: fenóis totais; clorofilas totais; carotenoides totais; α -tocoferol; γ + β - tocoferol; δ -tocoferol; : acidez livre; IP: índice de peróxidos; p-anisidina ; K232; K270 ;; TOTOX; Ácidos
graxos - C16:0: palmítico, C18:0: esteárico, C18:1: oleico, C18:2: linoleico, C18:3: linolênico, TS: total saturado, TI: total insaturado .
93
5.4 Conclusão
O período de armazenamento em temperatura ambiente exerceu influência
em todos os parâmetros de qualidade dos azeites, os quais apresentaram aumento
de acidez, índice de peróxido, na absorção específica K232, K270, no teor de p-
anisidina e no valor de Totox.
Ocorreram perdas consideráveis dos ácidos graxos poli-insaturados,
principalmente do ácido linolênico durante o armazenamento. A menor redução na
proporção relativa deste ácido graxo no azeite da cultivar Coratina coincide com o
maior conteúdo de compostos fenólicos, carotenoides e de tocoferois em relação às
demais amostras de azeites.
Evidenciou-se maior manutenção no teor de carotenoides, α-tocoferois,
compostos fenólicos e de β-sitosterol nos azeites das cultivares Coratina e
Koroneiki. Diante disto, evidencia-se, que a estabilidade do azeite está fortemente
relacionada com a cultivar à composição em ácidos graxos e a interação de
compostos bioativos no processo de oxidação. Os dados produzidos contribuem
com informações sobre as características de azeites de oliva obtidos de cultivo
brasileiro e podem servir de base para avanços tecnológicos no setor.
94
5.5 Referências
ANVISA. Instrução Normativa, (2012). Capturado em 24 de julho de 2013. Online. Disponível na internet: www.apta.sp.gov.br/olivasp/anexos/. AOCS. (1998). Official Methods and Recommended Practices of the American Oil Chemists Society. 5. ed. Champaign, v. 1-2. AOCS. 2004. Official methods and recommended practices of the American Oil Chemists’ Society. Champaign: American Oil Chemists‟ Society. BOUAZIZ, M.; FKI, I.; JEMAI, H.; AYADI, M.; SAYADI, S. Effect of storage on refined and husk olive oils composition: Stabilization by addition of natural antioxidants from Chemlali olive leaves. Food Chemistry, v. 1008, n.1, p.253-262, 2008. BRENES, M.; GARCIA, A.; DOBARGANES, M.C .; VELASCO, J. ROMERO, C. Influence of termal treatments simulating cooking processes on the polyphenol contente in virgin olive oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, nº 50, p. 5962-5967, 2002. CAPONIO, F.; PARADISO, V.M.; BILANCIA, M.T.; SUMMO, C.; PSQUALONE, A.; GOMES, T. Diacylglycerol isomers in extra virgin olive oil: effect of different storage conditions. Food Chemistry, v.140, n.4, p.772-776, 2013.
CECCHI, T.; PASSAMONTI, P.; CECCHI, P. Study of the quality of extra virgin olive oil stored in PET bottles with or without an oxygen scavenger. Food Chemistry, v. 120, n.3, p.730-735, 2010. CICERALE, S.; CONLAN, X. A.; BARNETT, N. W.; KEAST, R.S.J. Storage of extra virgin olive oil and its effect on the biological activity and concentration of oleocanthal. Food Research International, v.50, n.2, p. 597-602, 2013.
CLODOVEO, M. L.; DELCURATOLO, D.; GOMES, T.; COLELLI, G. Effecto od different temperatures and storage atmospheres on Coratina olive oil quality. Food chemistry, v.102, n.3, p. 571 – 576, 2007. CRIADO, M.N.; ROMERO, M.P.; CASANOVAS, M.;, MOTILVA, M.J. Pigment profile and colour of monovarietal virgin olive oils from Arbequina cultivar obtained
95
during two consecutive crop seasons. Food Chemistry. v.110, n.4, p.873-880,
2008. GAMBACORTA, G.; FACCIA, M.; PREVITALI, M.A.; PATI, S.; NOTTE, E.LA; BAIANO,A. Effects of olive maturation and stoning on quality índices and antioxidante contente of extra virgin oils (cv. Coratina) during storage. Journal of Food Science, v.75, n.3, p. 229-235, 2010. GÓMEZ-ALONSO, S.; MANCEBO-CAMPOS, V.; SALVADOR, M.D.; FREGAPANE, G. Evolution of major and minor componentes and oxidation índices of virgin olive oil during 21 months storage at room temperature. Food Chemistry, v.100, n. p.36-42,
2007. HARTMAN, L.; LAGO, B.C. A rapid preparation of fatty methyl esters from lipids. Laboratory Practice. v.22, n.8, p. 475 – 476, 1973. INTERNATIONAL OLIVE OIL COUNCIL. (2010). Spectrophotometric investigation in the ultraviolet. COI/T. 20/Doc.19, 1-11. INTERNATIONAL OLIVE OIL COUNCIL. Trade standart applying to olive oils andolive-pomace oils. COI/T.15/NC, n.7, p.1-16, 2012. LAVELLI, V.; FREGAPANE, G.; SALVADOR, M.D. Effect of storage on secoiridoid and tocopherol contentes and antioxidante activity of monovarietal extra virgin olive oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.54, n.8, p.3002 -3007, 2006.
LERMA-GARCÍA, M.J.; SIMÓ-ALFONSO, E.F.; CHIAVARO, E.; BENDINI, A.; LERCKER, G.; CERRETANI, L. Study of chemical changes produced in virgin olive oils with diferente phenolic contentes during na accelerated storage treatment. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.57, n.17, p.7834-7840, 2009.
MÉNDEZ, A.I.; FALQUÉ, E, Effect of storage time and container type on the quality of extra-virgin olive oil. Food Control, v.18, n.5, p.521-529, 2007.
MONTEDORO, G.; SERVILI, M.; BALDIOLI, M.; MINIATI, E. Simple and hydrolyzable phenolic compounds in virgin olive oil. 1. Their extraction, separation, and quantitative and semiquantitative evaluation by HPLC. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.40, n.9, p.1571-1576,1992.
96
MORELLO, J.R.; MOTILVA, M.J.; TOVAR, M. J.; ROMERO, M. P. Changes in commercial virgin olive oil (cv Arbequina) during storage, with special emphasis on the phenolic fraction. Food Chemistry, nº 85, p. 357–364, 2004.
OKOGERI, O.; TASIOULA MARGARI-M. Changes occurring in phenolic compounds and alpha-tocopherol of virgin olive oil during storage. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.50 n.5, p.1077-1080, 2002. PESTANA-BAUER, V. R.; GOULARTE-DUTRA, F. L.; ZAMBIAZI, R. Caracterização do fruto da oliveira (variedade Corolea) cultivada na região Sul do Brasil. Alimentos & Nutrição, v. 22, n.1, p. 79-87, 2011.
PESTANA V.R, ZAMBIAZI RC, MENDONÇA CR, BRUSCATTO MH, LERMA-GARCIA MJ, RAMIS-RAMOS G. Quality Changes and Tocopherols and γ-Orizanol Concentrations. Journal of American Oil Chemists’ Society , v.85, n.11, p.1013-1019, 2008. SALVADOR, M.D.; ARANDA, F.; GÓMEZ-ALONSO, S.; FREGAPANE, G. Cornicabra virgin oil: a study of five crop seasons. Composition, quality and oxidative stability. Food Chemistry, v.74, n.3, p. 267-274, 2001. TABEE, E.; AZADMARD-DAMIRCHI, S.; JAGESTAD, M.; DUTTA, P. C. Lipids and phytosterol oxidation in comercial French fries commonly consumed in Sweden. Journal of Food Composition and Analysis, v. 21, n. 2, p. 169-177, 2008.
TEMINE, S.B.; MANAI, H.; METHENNI, K.; BACCOURI, B.; ABAZA, L.; DAOUD, D.; CASAS, J.S.; BUENO, E. O.; ZARROUK, M. Sterolic composition of Che´toui virgin olive oil: Influence of geographical origin. Food Chemistry, v.110, n.2, p.368-374, 2008. TORRES, M.M.; MAESTRI, D.M. Chemical composition of arbequina virgin olive oil in relation to extraction and storage conditions. Journal of the Science of Food and Agriculture, 86 2311 – 2317, 2006. ZAMBIAZI, R.Z. The role of endogenous lipid components on vegetable oil stability. ManiItoba/Canadá, 1997. 304p. Tese (Doutorado em Fisiologia), Food as end Nutritional Sciences Interdepartmental Program, University of Manitoba. ZEB, A.; MURKOVIC, M. Carotenoids and triacylglycerols interactions during thermal oxidation of refined olive oil. Food Chemistry, v.127, n.4, p. 1584-1593, 2011.
97
6 CAPITULO III. Estabilidade química de azeites de oliva produzidos no Sul do
Brasil submetidos ao aquecimento por micro-ondas
Resumo
Foi avaliado o efeito de diferentes tempos de aquecimento no micro-ondas de
azeites de oliva produzidos no Sul do RS, Brasil. As amostras foram aquecidas
durante 1, 3, 5, 7 e 9 minutos. A temperatura dos azeites foi medida imediatamente
após a exposição ao aquecimento pela inserção do termômetro digital no centro
geométrico das amostras. Os parâmetros de qualidade de acidez, índice de
peróxidos, absorção específica em K232 e K270 nm, índice de p-anisidina, Totox, perfil
de ácidos graxos e o teor de compostos fenólicos, clorofilas, carotenoides, tocoferois
e β-sitosterol foram determinados em amostras de quatro cultivares de azeites de
oliva (Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki). Todos os parâmetros de qualidade
e o teor de compostos bioativos foram afetados pelo tempo de exposição ao
aquecimento por micro-ondas. No geral, o aumento do tempo de aquecimento afetou
consideravelmente os parâmetros de qualidade de todas as amostras de azeites,
havendo acréscimos nos teores de acidez, absorbância em K232 e K270 e no índice de
p-anisidina. Perdas consideráveis foram evidenciadas no teor de compostos
bioativos. Os resultados indicam que o aquecimento por micro-ondas acelera o
processo de oxidação, produzindo perdas na qualidade dos azeites de oliva. Estes
dados contribuem com informações sobre os azeites oriundos do cultivo brasileiro,
enfatizando o perfil de biocompostos e sua correlação com a estabilidade. Salienta-
se que a continuidade dos estudos possibilitará investigar os mecanismos de
atuação dos principais antioxidantes naturais presentes no azeite de oliva quando
submetidos ao aquecimento.
98
6.1 Introdução
O azeite de oliva é uma das mais importantes fontes de lipídios na dieta
mediterrânea, sendo reconhecido por proporcionar redução de doenças associadas
ao estilo de vida moderno, especialmente as cardiovasculares (MANSOURI et al.
2014; COVAS, 2007). Além de suas propriedades benéficas à saúde, seus atributos
sensoriais também estão relacionados com a composição do azeite. Entre os
componentes majoritários presentes no azeite de oliva encontramos o ácido oleico
(C18:1; ω9), e quantidades razoáveis de ácidos graxos considerados essenciais
como os ácidos graxos linoleico (C18:2; ω6) e linolênico (C18:3;ω3), os quais são
muito susceptíveis as reações de oxidação.
A oxidação lipídica tem sido extensivamente estudada no azeite de oliva,
devido às alterações provocadas, as quais têm implicações indesejadas no apelo
nutricional do produto. Dentre as alterações ocorridas, destaca-se a perda de ácidos
graxos essenciais e a formação de compostos voláteis, os quais são responsáveis
pelas alterações sensoriais e formação de produtos que podem ser potencialmente
tóxicos. Além disto, a oxidação pode provocar perdas nutricionais consideráveis de
compostos como carotenoides, α-tocoferol, compostos fenólicos e β-sitosterol, os
quais desempenham papel fundamental na preservação das características
benéficas do azeite.
Os testes que aceleram a oxidação lipídica são os mais utilizados para estimar
a estabilidade oxidativa, tendo em vista, a possibilidade de obtenção de resultados
confiáveis em tempos reduzidos, os quais são úteis para predizer o tempo no qual
um óleo ou gordura apresentará condições de consumo, antes de apresentar
alterações oxidativas (GARCÍA-MESA; LUQUE DE CASTRO; VALCÁRCEL, 1993;
APARÍCIO et al. 1999; ANTONIASSI, 2001; ZAMBIAZI, 2003).
A utilização de testes analíticos para monitorar o grau de oxidação de óleos
vegetais pela combinação de aquecimento utilizando micro-ondas são muito
requisitados em função da rápida aplicação, confiabilidade, precisão, além de
resultar em baixo impacto ambiental (CHIAVARO et al., 2009). Os lipídios, por
apresentarem calor específico baixo são facilmente aquecidos, tornando-se
sensíveis ao tratamento por micro-ondas (CHIAVARO et al., 2009; EL-ABASSY;
DONFACK; MATERNY, 2010).
99
Diante disto, o objetivo deste estudo foi avaliar as alterações relacionadas com
o aquecimento por micro-ondas em amostras de azeite de oliva, principalmente,
sobre as degradações hidrolíticas, oxidativas, bem como no perfil de ácidos graxos e
no teor de compostos bioativos.
6.2. Material e métodos
6.2.1 Amostras
As amostras de azeites de oliva das cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e
Koroneiki foram cedidas pela Embrapa Clima Temperado (CPACT), no município de
Pelotas, RS (Brasil) (52º 21 W e 31º 52'' S, e altitude média de 224 m), cultivo do
ano agrícola de 2012. O solo da região é classificado como Luvissolo Hipocrômico
órtico típico, argiloso, pouco profundo (EMBRAPA-CNPS, 2006). O clima, conforme
a classificação de Köppen & Geiger (1928), é do tipo Cfa, temperado úmido com
verões quentes. A região possui temperatura e precipitação médias anuais de 18,4
°C e 1.582 mm, respectivamente.
Os reagentes e solventes utilizados no experimento foram de pureza P.A. e
grau cromatográfico, adquiridos da Vetec, Synth e Sigma-Aldrich. Os padrões de
ácido gálico, fitosterois, tocoferois e o mix de ácidos graxos foram adquiridos da
Sigma-Aldrich.
6.2.2 Aquecimento no micro-ondas
Para o aquecimento das amostras, utilizou-se um forno micro-ondas
doméstico (marca Consul). Uma alíquota (90 mL) de cada azeite foi colocada em
béquer de 250 mL na placa giratória do forno, e a seguir foram expostos a uma
frequência de 2450 Hz com potência média de 800 W. As amostras foram
aquecidas durante 1, 3, 5, 7 e 9 minutos. A temperatura dos azeites foi medida
100
imediatamente após a exposição ao aquecimento pela inserção do termômetro
digital no centro geométrico das amostras. Construiu-se um gráfico em relação a
temperatura medida em função do tempo observando-se tendência de aumento
linear. À medida que o tempo foi aumentando houve elevação da temperatura do
produto. Esse comportamento se reproduziu da mesma forma para todas as
amostras, conforme Fig. 16.
Tempo (minutos)
11111 33333 55555 77777 99999
Tem
pera
tura
(°C
)
100
150
200
250
300
y = 100,97 + 22,59x R2 = 0,93
Figura 16 - Tempo de aquecimento no micro-ondas em diferentes tempos (1, 3, 5, 7 e 9 minutos) dos azeites de oliva em função da temperatura.
Todos os azeites aquecidos foram resfriados a temperatura ambiente, e após
congelados para serem posteriormente analisados. O delineamento experimental
utilizado foi completamente casualizado arranjado em esquema bifatorial, com três
repetições. O fator de tratamento A testou diferentes azeites de oliva obtidos das
cultivares Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki e, o fator B os tempos de
aquecimento no micro-ondas (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos).
6.2.3 Índices de qualidade
A acidez e índice de peróxidos dos azeites foram determinados segundo
método da AOCS (Ca 5 a - 40 e Cd8-53, 1998, respectivamente). A absorção
específica em 232 e 270 nm foi realizada de acordo com método preconizado pelo
101
COI (2010). A determinação de p-anisidina e valor do total de oxidação (Totox)
segundo o método proposto pela AOCS (Cd 18-90, 2004).
6.2.4 Perfil de ácidos graxos
O perfil de ácidos graxos das amostras de azeite de oliva foi determinado
segundo método descrito por Hartmann e Lago (1973). A análise dos ácidos graxos
foi realizada em cromatógrafo gasoso Perkin Elmer Clarus 500 equipado com
detector FID e coluna ID Carbowax 20 M de 0,25 µm e dimensões 30 m x 0,25 mm,
revestida com polietileno glicol. A temperatura inicial da coluna foi de 90 ºC, mantida
por 1,0 minuto, com incremento linear de 12 ºC por minuto até atingir a temperatura
de 160 ºC, mantida por 3,5 minutos, seguida de incremento linear de 1,2 ºC por
minuto até a temperatura de 190 ºC, ocorrendo então incremento linear de 15 ºC por
minuto até a temperatura de 230 ºC, que foi mantida por 15 minutos. O injetor e o
detector foram mantidos na temperatura de 250 ºC. Foi utilizado nitrogênio como gás
de arraste a 1,5 mL min-1 (ZAMBIAZI, 1997). Os ácidos graxos foram identificados
pela comparação com os tempos de retenção dos padrões de ésteres metílicos. Os
resultados foram expressos em percentual relativo de ácidos graxos.
6.2.5 Compostos bioativos
Os compostos fenólicos foram extraídos de acordo com o método descrito por
Montedoro et al. (1992), com modificações. Pesou-se 2,50 g de azeite e adicionou-
se 2,0 mL de metanol:água (70:30) e 2,0 mL de hexano. Agitou-se vigorosamente
por 1,0 minuto e manteve-se sob agitação por 20 minutos. Após este período
realizou-se a centrifugação das amostras a 7000 g a 4,0 ºC por 10 minutos em
centrífuga Eppendorf 5430R. A fase hidroalcóolica foi coletada e novamente
centrifugada a 7000 g e a 4,0 ºC por 4 minutos, após transferida para balão
volumétrico de 2,0 mL e avolumada com metanol:água (70:30). A determinação do
total de compostos fenólicos foi realizada pela reação colorimétrica descrita por
102
Gambacorta et al. (2010). A leitura das amostras foi realizada em espectrofotômetro
Jenway 6705 UV/VIS, utilizando o comprimento de onda 750 nm. Para a
quantificação, foi construída curva de concentração padrão de ácido gálico, com
leitura de absorbância a 750 nm. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de
ácido gálico.
Determinou-se os teores totais de carotenoides e clorofilas segundo
metodologia descrita por Zambiazi (1997). Para a leitura dos carotenoides utilizou-se
comprimento de onda de 450 nm. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de β-
caroteno. Para determinação de clorofilas totais utilizou-se comprimentos de onda
de 630 nm, 670 nm e 710 nm usando como referência uma solução de iso-
octano:etanol (3:1). Os resultados foram expressos em mg kg-1. Ambas leituras
foram realizadas em um espectrofotômetro Jenway 6705 UV/VIS.
As análises dos tocoferois foram realizadas de acordo com o método descrito
por Pestana et al., (2008), com pequenas modificações. Pesou-se aproximadamente
0,250 mg de azeite, que foram diluídas com isopropanol HPLC até completar o
volume de 5 mL. Procedeu-se a centrifugação por 6 minutos a 9000 g em
microcentrífuga (NT800 Nova Técnica), transferindo-se a fase orgânica para frasco
com capacidade de 1,5 mL. Injetou-se entre 10-20 µL de amostra no sistema de
cromatografia líquida de alta eficiência-HPLC (SHIMADZU), constituído por um
módulo de mistura dos solventes LC-10ATVP, desgaseificador FCV-10ALVP, bomba
reodine DGU-14A, sistema de controle SCL-10AVP, forno da coluna CTO-10ASVP e
amostrador automático SIL-10AF. A separação foi realizada em uma coluna analítica
de fase reversa, Shim-Pak CLC-ODS (3,9 cm x 150 mm x 4 µm), tendo como fase
estacionária grupamentos octadesil. Utilizou-se o detector fluorescência com
excitação de 290 nm e emissão a 330 nm. Os dados foram adquiridos e
processados com uso do software Class-VP. Utilizou-se como fase móvel inicial
acetonitrila:metanol:isopropanol nas proporção 50:40:10 (v/v/v) por 10 minutos;
alterando-se linearmente para acetonitrila:metanol:isopropanol 30:65:5, (v/v/v) até
atingir 12 minutos; e retornando linearmente para a fase móvel inicial até 15 minutos
de análise, o fluxo foi constante de 1 mL min-1. Para realizar a identificação e
quantificação dos tocoferois, utilizou-se curvas de calibração externa do α-, (β+γ)- e
δ- tocoferol. Os resultados foram expressos em mg kg-1.
A análise de fitosterois foi realizada com base no método de Zambiazi (1997)
com adaptações. Foram pesadas 0,25 g de amostra em tubo de ensaio com tampa,
103
as quais foram saponificadas com 5 mL de KOH alcóolico (1,5 mol L-1). Agitou-se a
mistura a cada 15 minutos durante uma hora, mantendo-se na ausência de luz por
18 horas. Após este período foram acrescentados 10 mL de água destilada e 10 mL
de éter etílico ao tubo de ensaio. Após a separação das fases, coletou-se a fase
orgânica para outro tubo de ensaio, onde foi adicionado 10 mL de água destilada. Ao
tubo contendo a fase aquosa adicionou-se 10 mL de éter etílico. As fases superiores
foram coletadas e evaporadas com nitrogênio líquido a 40 ºC por 8 minutos. O
resíduo foi avolumado a 2 mL com metanol:etanol (1:1) grau HPLC. Uma alíquota de
20 μL foi injetada em cromatográfo HPLC-Shimadzu, utilizando eluição isocrática de
metanol grau HPLC, com fluxo de 0,8 mL min-1, utilizando detector UV-Vis ajustado
para o comprimento de onda de 205 nm. A identificação foi realizada pela
comparação entre o tempo de retenção dos padrões e a quantificação foi realizada
pela relação entre a área do pico de interesse e a curva de calibração previamente
construída. Os resultados foram expressos em mg kg-1 de amostra.
6.2.6 Análise Estatística
Os dados obtidos foram analisados quanto à normalidade pelo teste de
Shapiro Wilk; à homocedasticidade pelo teste de Hartley; e, a independência dos
resíduos por análise gráfica. Posteriormente, os dados foram submetidos à análise
de variância através do teste F (p≤0,05). Constatando-se significância estatística, os
efeitos dos azeites foram comparados pelo teste de Tukey (p≤0,05) e, quando
presente a interação dos fatores de tratamento, a DMS do teste foi plotada no
gráfico, as diferenças entre os níveis do tratamento foram consideradas significativas
quando não houve sobreposição entre as barras verticais. Os efeitos dos tempos
(minutos) foram avaliados por modelos de regressão (p0,05), conforme segue:
y = yo + ax
y = yo + ax + bx2, onde: y = variável resposta; yo = variável resposta correspondente
ao ponto mínimo da curva; a = valor máximo estimado para a variável resposta; b =
declividade da curva; x = tempo de aquecimento no micro-ondas (minutos). A
presença de correlações entre as variáveis dependentes do estudo foi analisada
através do coeficiente de correlação de Pearson.
104
6.3 Resultados e discussões
6.3.1 Índices de qualidade
Para todos os índices de qualidade ocorreram interações significativas entre
os fatores de tratamento azeites e tempo de aquecimento em micro-ondas (Figura
17). Os dados de acidez ajustaram-se adequadamente ao modelo de regressão
polinomial quadrático (Figura 17A).
Ao fazer a comparação dos azeites no tempo zero, observou-se que não há
diferença significativa no teor de acidez entre os azeites das cultivares Coratina e
Koroneiki. A partir de um minuto de aquecimento verificou-se que não houve
diferenças significativas na acidez entre os azeites das cultivares Frantoio e
Koroneiki, porém a acidez destes azeites difere das demais amostras ao longo dos
períodos de aquecimento. Comparando os tempos de aquecimento no micro-ondas
5 e 9 minutos, observou-se para o azeite da cultivar Arbequina acréscimos no teor
de acidez de 44,9 e 51,4%, respectivamente quando comparados ao tempo zero.
Aumento de acidez em mais de 75% foi evidenciado para os demais azeites
(Coratina, Frantoio e Koroneiki), demonstrando rápido aumento para estas amostras.
No entanto, a acidez do azeite da cultivar Coratina obteve o menor valor predito pelo
modelo no final do aquecimento (9 minutos).
Ocorreu aumento significativo no teor de acidez, indicando alteração
hidrolítica sob o aquecimento em todos os azeites analisados. Os maiores teores
finais de acidez no azeite da cultivar Arbequina pode ser justificado em função do
conteúdo superior de acidez inicial neste azeite. Observou-se que a acidez
apresentou baixa correlação negativa com os compostos bioativos e médias
correlações negativas com a variável α-tocoferol (r = -0,75, p<0,0001) e com (β+γ)-
tocoferol (r =- 0,74, p<0,0001) (Tabela 7).
105
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Acid
ez
(% d
e á
cid
o o
leic
o)
0
1
2
3
4
y (Arb) = 2,45 + 0,32x - 0,02x2 R
2 = 0,74
y (Cor) = 0,65 + 0,20x - 0,01x2 R
2 = 0,75
y (Fra) = 1,20 + 0,55x - 0,05x2 R
2 = 0,71
y (Kor) = 1,02 + 0,59x - 0,05x2 R
2 = 0,70
A
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
IP
(meq g
O2 k
g-1
)
0
10
20
30
40
y (Arb) = 34,89 - 7,70x + 0,48x2 R
2 = 0,97
y (Cor) = 9,64 - 0,61x
R2 = 0,79
y (Fra) = 13,67 - 2,32x + 0,15x2 R
2 = 0,98
y (Kor) = 20,08 - 3,65x + 0,20x2 R
2 = 0,91
B
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
A 2
32 n
m
(% d
e ó
leo)
1,5
2,0
2,5
3,0
y (Arb)
y (Cor) = 1,62 + 0,11x R
2 = 0,91
y (Fra) = 2,03 + 0,08x R2 = 0,90
y (Kor) = 1,99 + 0,05x R2 = 0,75
C
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
A 2
70 n
m
(% d
e ó
leo)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
y (Arb) = 0,10 + 0,28x - 0,02x2 R
2 = 0,94
y (Cor) = 0,09 + 0,06x
R2 = 0,93
y (Fra) = 0,14 + 0,06x R2 = 0,93
y (Kor) = 0,19 + 0,07x R2 = 0,93
D
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
p-A
V
05
101520253035
y (Arb) = 1,86 + 4,15x R2 = 0,92
y (Cor) = 6,20 + 1,56x R2 = 0,96
y (Fra) = 2,66 + 2,24x R2 = 0,85
y (Kor) = 0,50 + 1,85x R2 = 0,96
E
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
TO
TO
X
20
30
40
50
60
70
80
y (Arb) = 67,23 - 7,56x + 0,56x2 R
2 = 0,77
y (Cor)
y (Fra)
y (Kor) = 39,08 - 4,51x + 0,31x2 R
2 = 0,67
F
Figura 17 - Acidez (% ácido oleico- A), IP (meq g O2 kg-1 - B), A 232 nm (C), A 270 nm (D), P-Av (E) e Totox (F) de azeite de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor) aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
106
Segundo a literatura, o aquecimento do azeite de oliva por micro-ondas
provoca um ligeiro aumento na quantidade de ácidos graxos livres (COSSIGNANI et
al., 1998; BRENES et al., 2002; CAPONIO; PASQUALONE; GOMES et al., 2002;
MALHEIRO et al., 2009). Cerretani et al. (2009) relataram um acentuado aumento no
teor de acidez no azeite de oliva extra virgem após 12 minutos de aquecimento no
micro-ondas em temperaturas maiores de 300°C.
Em relação ao índice de peróxido, ao confrontar os resultados no tempo zero,
observou-se diferenças significativas entre todas as amostras (Figura 17B). A partir
de 5 minutos de aquecimento todos os azeites não apresentaram mais diferenças
significativas no índice de peróxidos até o final do período de aquecimento (9
minutos). Ao examinar as diferenças ocorridas entre os tempos de aquecimento,
observou-se que antes do aquecimento, somente duas amostras apresentaram
índice de peróxido de acordo com o máximo permitido pela legislação brasileira (20
meq g O2 kg-1 de azeite). Após o primeiro minuto de aquecimento, já foi possível
observar um decréscimo no conteúdo de peróxidos para todas as amostras 6,3;
15,8; 17,9 e 20,7%, respectivamente para os azeites das cultivares Coratina,
Frantoio, Koroneiki e Arbequina, quando comparados ao tempo zero. Diante disto,
pode-se evidenciar que a velocidade de degradação dos peróxidos apresentou a
seguinte ordem nos azeites: Arbequina > Koroneiki > Frantoio > Coratina. Observa-
se que a velocidade de degradação foi maior para os azeites que apresentaram
maior índice de peróxido.
Aos 5 minutos de aquecimento todos os azeites apresentaram valores
preditos pelo modelo para índice de peróxidos praticamente constante, variando
entre 5,8 a 8,4 meq g O2 kg-1. O menor decréscimo (56,9%) foi evidenciado pelo
azeite da cultivar Coratina no tempo de 9 minutos ao ser comparado com o tempo
zero. O mesmo comportamento foi observado por Cerretani et al. (2009) ao analisar
três categorias de azeites de oliva destinados ao consumo (azeite extra virgem,
azeite de oliva e azeite de bagaço de oliva). De acordo com os mesmos autores, o
rápido aquecimento pela exposição em micro-ondas diminui a disponibilidade de
oxigênio, deslocando o sentido da reação. Diante disto, fica evidente que o
aquecimento por micro-ondas promoveu uma rápida transformação de produtos
primários em secundários, o que contribui para o off-flavors dos azeites.
107
Para o K232 todos os azeites (tempo zero), apresentaram diferenças
significativas entre si. No tempo 5 minutos, evidenciou-se que a absorbância em K232
dos azeites das cultivares Arbequina e Frantoio não apresentaram diferenças
significativas entre si, porém diferiram das demais amostras. O mesmo
comportamento foi demonstrado pelos azeites das cultivares Coratina e Koroneiki.
No final do período do aquecimento (9 minutos), somente se detectou diferença nos
valores de K232 entre os azeites da cultivar Arbequina em relação aos demais (Figura
17C).
O valor do K232 aumentou gradualmente à medida que o tempo de exposição
às micro-ondas foi elevado, para todos os azeites, indicando a presença de dienos
conjugados, os quais se formam a partir da oxidação por estresse térmico. Após 9
minutos de aquecimento foi possível observar aumento do valor de K232 de mais de
22% para os azeites das cultivares Coratina, Frantoio e Koroneiki quando
comparados ao tempo zero. Conforme predito pelo modelo, esses azeites no tempo
de 9 minutos atingiram valores acima de 2,50, demonstrando processo de
degradação acelerado, que só não ocorreu no azeite da cultivar Koroneiki (K232 =
2,44). Observou-se que o valor de K232 obteve correlação positiva (r = 0,76,
p<0,0001) com a variável acidez, o que pode ser justificável pelos maiores teores de
acidez iniciais encontrados nos azeites, uma vez que os ácidos graxos livres
também contribuem para o processo oxidativo. No entanto, correlações negativas
foram observadas com os compostos bioativos.
Para o valor de K270 (Figura 17D), ao verificar a comparação entre azeites em
cada tempo, observou-se que no tempo zero não houve diferenças significativas
entre as amostras. Porém no tempo 5 minutos verificou-se que as cultivares Frantoio
e Koroneiki não apresentaram diferenças no valor de K270, mas diferiram
significativamente das demais amostras. Em 9 minutos de aquecimento somente o
azeite da cultivar Arbequina demonstrou diferenças significativas em comparação
aos demais azeites. Aumento de mais de 300% no valor de K270 foi evidenciado em
todas as amostras no final do aquecimento. A velocidade de aumento neste índice
foi maior para o azeite da cultivar Arbequina, seguido dos azeites das cultivares
Coratina, Frantoio e Koroneiki. No entanto, todos os azeites apresentaram valores
de K270 preditos pelo modelo acima de 0,4 em apenas 5 minutos de aquecimento, e
o azeite da cultivar Arbequina revelou maior valor ao final do aquecimento (1,0).
Possivelmente, a fricção molecular durante o aquecimento no micro-ondas
108
promoveu maior formação de produtos secundários, indicando um forte processo
oxidativo com formação de compostos tóxicos. Estes dados corroboram aos
relatados por Albi et al. (1997), Caponio, Pasqualone e Gomes (2003) e Malheiro et
al. (2009). Ainda assim, o aumento no valor de K270 está relacionado com a
presença de trienos conjugados e compostos carbonílicos, devido à isomerização e
conjugação das duplas ligações dos produtos da oxidação do ácido linoleico e
produtos secundários, assim como aldeídos e cetonas (BENDINI et al., 2009). O
valor de K270 apresentou correlações positivas (r = 0,69, p<0,0001) com a variável
K232 e acidez (r = 0,65, p<0,0001). Baixas correlações negativas foram observadas
com o conteúdo de compostos bioativos (Tabela 7).
Quanto ao índice de p-anisidina (Figura 17E), observou-se ao realizar a
comparação dos azeites no tempo zero, que somente o azeite da cultivar Coratina
apresentou diferenças significativas dos demais azeites. No tempo 5 minutos
somente os azeites das cultivares Coratina e Koroneiki não apresentaram diferenças
significativas. No tempo 9 minutos, os azeites das cultivares Coratina e Frantoio não
apresentaram diferenças significativas, porém diferiram das demais amostras. Na
comparação entre os tempos 0 e 9 minutos de aquecimento, observou-se aumento
de mais de 200% no índice de p-anisidina em todas as amostras, com aumento
progressivo com o tempo de aquecimento, indicando maior formação de produtos
secundários da oxidação lipídica. Os azeites das cultivares Arbequina, Koroneiki e
Frantoio demonstraram maior velocidade de aumento para este índice, enquanto
que, o azeite da cultivar Coratina apresentou menor velocidade. Estes resultados
estão de acordo com Cerretani et al. (2009) e Malheiro et al. (2009), que concluíram
que o índice de hidroperóxidos e peróxidos tende a diminuir, enquanto o índice de p-
anisidina tende a aumentar durante várias sessões consecutivas de aquecimento ao
micro-ondas. Em relação às correlações, verificou-se que o índice de p-anisidina
obteve elevada correlação positiva (r = 0,93, p<0,0001) com a variável K270 (Tabela
7), o que está relacionado com o grau avançado da rancidez oxidativa.
O estado oxidativo de todos os azeites também foi avaliado pelo índice Totox
(Figura 17F), verificando assim a tendência oxidativa das amostras. No tempo zero,
5 e 9 minutos, os azeites das cultivares Coratina e Frantoio não apresentaram
diferenças significativas no índice de Totox, porém diferiram das demais amostras.
Ao comparar os valores deste parâmetro nos tempos inicial e final, foi possível
observar um decréscimo de mais de 30% para os azeites das cultivares Arbequina e
109
Koroneiki, o que está associado a menor formação de peróxidos. O valor Totox
(Tabela 7) apresentou elevado índice de correlação positiva (r = 0,81, p<0,0001)
com a variável índice de peróxido, o que justifica as tendências oxidativas
encontradas nos azeites. Segundo Malheiro et al. (2009) vários fatores interferem na
oxidação lipídica, como a composição de ácidos graxos, ácidos graxos livres,
exposição ao oxigênio, luz e traços de metais, sendo que a temperatura é o mais
importante.
6.3.2 Perfil de ácidos graxos
Para todos os ácidos graxos analisados ocorreu interação significativa entre
os fatores de tratamento azeites e tempo de aquecimento no micro-ondas (Figuras
18 e 19). Os dados ajustaram-se adequadamente ao modelo de regressão
polinomial linear.
No tempo zero ocorreram diferenças significativas entre todos os azeites na
proporção do ácido palmítico (C16:0) (Figura 18A). Enquanto que, no tempo 1
minuto não ocorreram diferenças significativas entre os azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki, mas diferenças foram observadas em relação ao azeite da
cultivar Arbequina. No tempo 3 minutos, observou-se o mesmo comportamento. A
partir de 5 minutos de aquecimento todos os azeites apresentaram diferenças
significativas entre si na proporção de ácido palmítico (C16:0), exceto para o tempo
9 minutos em que os azeites das cultivares Coratina e Koroneiki não apresentaram
diferenças significativas, porém diferenciaram-se dos demais.
Ao proceder a comparação entre os tempos de aquecimento no micro-ondas,
constatou-se que azeites das cultivares Arbequina e Frantoio, quando submetidos
aos tempos de 5 e 9 minutos, apresentaram acréscimos nos teores de ácido
palmítico (C16:0) de 12,3 e 22,1% e, 10,0 e 18,1%, quando comparados ao tempo
zero, respectivamente.
110
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
C 1
6:0
(%
)
12
14
16
18
20
22
y (Arb) = 18,31 + 0,45x R2 = 0,94
y (Cor) = 14,13 + 0,13x R
2 = 0,91
y (Fra) = 14,87 + 0,30x R2 = 0,92
y (Kor) = 12,78 + 0,19x R2 = 0,94
A
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
C 1
8:0
(%
)
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
y (Arb) = 1,22 + 0,02x R2 = 0,83
y (Cor) = 1,67 + 0,01x R
2 = 0,90
y (Fra) = 1,56 + 0,01x R2 = 0,69
y (Kor) = 2,47 + 0,01x R2 = 0,89
B
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
C 1
8:1
(%
)
55
60
65
70
75
80
y (Arb) = 59,15 - 0,06x R2 = 0,86
y (Cor) = 72,11 - 0,02x R2 = 0,99
y (Fra) = 66,11 - 0,03x R2 = 0,98
y (Kor) = 76,48 - 0,05x R2 = 0,95
C
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
C 1
8:2
(%
)
4
6
8
10
12
14
16
18
y (Arb) = 16,18 - 0,42x R2 = 0,94
y (Cor) = 9,21 - 0,08x R
2 = 0,97
y (Fra) = 14,21 - 0,24x R2 = 0,92
y (Kor) = 5,55 - 0,10x R2 = 0,98
D
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
C 1
8:3
(%
)
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
y (Arb) = 0,77 - 0,05x R2 = 0,98
y (Cor) = 1,00 - 0,04x R2 = 0,95
y (Fra) = 0,90 - 0,05x R2 = 0,90
y (Kor) = 0,74 - 0,05x R2 = 0,97
E
Figura 18 - Proporção relativa (%) dos ácidos graxos majoritários (C16:0 (A): palmítico; C18:0 (B): esteárico; C18:1 (C): oleico; C18:2 (D): linoleico; C18:3 (E): linolênico em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor)
111
aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
Com relação ao ácido esteárico (C18:0) (Figura 18B), a partir do tempo zero,
os azeites das cultivares Coratina e Frantoio não apresentaram diferenças
significativas ao longo do aquecimento, porém demonstraram diferenças
significativas em relação as demais amostras de azeite. A exceção foi no tempo 7
minutos em que os azeites das cultivares Arbequina, Coratina e Frantoio não tiveram
diferenças significativas, porém diferiram do azeite da cultivar Koroneiki. Ao fazer a
comparação entre os tempos de aquecimentos, evidenciou-se menores acréscimos
no teor de ácido esteárico (C18:0) para o azeite da cultivar Koroneiki (3,6%) e
maiores acréscimos no azeite da cultivar Arbequina (14,7%) no tempo de 9 minutos.
Mahmoud et al. (2009) relataram acréscimos de 6,8% para o ácido palmítico (16:0) e
maiores acréscimos para o ácido esteárico 13,8% em azeite de oliva extra virgem
submetido a 30 minutos de aquecimento em micro-ondas utilizando 500W e
2450MHz.
Os azeites demonstraram diferenças significativas entre si, em todos os
tempos de aquecimento no micro-ondas, em relação ao conteúdo de ácido oleico
(C18:1) (Figura 18C). Constatou-se que o ácido oleico (C18:1) foi o ácido majoritário
em todos as amostras de azeites. Os maiores teores preditos pelo modelo foram
encontrados nos azeites das cultivares Coratina e Koroneiki, 72,1 e 76,4%,
respectivamente, no tempo zero. Os menores teores também, preditos pelo modelo,
foram evidenciados pelo azeite da cultivar Arbequina (59,1%). No entanto, verificou-
se degradação deste ácido em todos os azeites em todos os tempos, com maiores
decréscimos observados no azeite da cultivar Arbequina (0,9%), enquanto que, o
azeite da cultivar Coratina demonstrou menores perdas (0,2%) no final do período.
Para o conteúdo de ácido linoleico (C18:2) (Figura 18D) evidenciaram-se
diferenças significativas entre todos os azeites, exceto entre os azeites das
cultivares Arbequina e Frantoio nos tempos 7 e 9 minutos, mas ambos diferiram dos
demais azeites. Novamente ao comparar os tempos de aquecimento 5 e 9 minutos,
constatou-se que o azeite da cultivar Arbequina exibiu os decréscimos mais
acentuados deste ácido (12,9 e 23,3%) e o azeite da cultivar Coratina os menores
decréscimos (4,3 e 7,8%).
112
Em relação ao conteúdo de ácido linolênico (C18:3) (Figura 18E) observou-se
que os azeites das cultivares Arbequina, Frantoio e Koroneiki não apresentaram
diferenças significativas entre si no tempo zero, porém diferiram do azeite da cultivar
Coratina. Entretanto, no tempo 9 minutos constatou-se que os azeites das cultivares
Arbequina e Koroneiki não apresentaram diferenças entre si, mas diferiram das
demais amostras. Pode-se verificar que o ácido linolênico (C18:3) apresentou
maiores perdas no final do aquecimento em todos os azeites, justificável por ser o
ácido graxo com o maior número de insaturações. As menores perdas foram
observadas para os azeites das cultivares Coratina (36%) e Frantoio (50%) e as
maiores, nos azeites das cultivares Arbequina (58,4%) e Koroneiki (60,8%), quando
comparados ao tempo zero. Mahmoud et al. (2009) relataram perdas de 0,1% para o
ácido oleico (C18:1), de 12% para o ácido linoleico (C18:2) e de 30,7% para o ácido
linolenico (C18:3), em azeite de oliva extra virgem submetido a 30 minutos de
aquecimento em micro-ondas utilizando 500W e 2,450MHz. Nas mesmas condições,
esses autores encontraram no azeite de oliva refinado aumento de 0,7% para o
ácido oleico (C18:1), e perdas de 11,4% para o ácido linoleico (C18:2) e de 22,9%
para o ácido linolênico (C18:3). Cossignani et al. (1998) encontraram reduções de
18,2% para o ácido linoleico (C18:2) e de 50,0% para o ácido linolenico (C18:3) em
azeite de oliva submetido a 10 minutos de aquecimento no micro-ondas utilizando
potencia de 750W e frequência de 2,450MHz.
De acordo com os dados, observa-se neste estudo que o azeite da cultivar
Coratina destacou-se dos demais por demonstrar menores perdas de ácidos graxos
monoinsaturados e poli-insaturados, o que pode ser em função do maior teor de
compostos antioxidantes presentes na fração insaponificável do azeite;
principalmente de compostos fenólicos e de tocoferois, os quais podem ter exercido
uma ação protetora parcial nos lipídios. Entretanto, diante das evidencias, fica
notório que os efeitos do aquecimento por micro-ondas exercem influência na
qualidade nutricional dos azeites.
Com relação ao teor total de ácidos graxos saturados (Figura 19A), ao
verificar os azeites ao longo do aquecimento, não observou-se diferenças
significativas na composição de ácidos graxos dos azeites das cultivares Coratina e
Koroneiki, porém estas foram constatadas em relação aos demais azeites, exceto
nos tempos 1, 3 e 5 minutos, que não diferiram do azeite da cultivar Frantoio.
113
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Tota
l de á
cid
o g
raxo
satu
rado (
%)
16
18
20
22
24
y (Arb) = 22,22 + 0,46x R2 = 0,95
y (Cor) = 16,42 + 0,16x R2 = 0,92
y (Fra) = 16,91 + 0,31x R2 = 0,92
y (Kor) = 16,05 + 0,20x R2 = 0,94
A
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Tota
l de á
cid
o g
raxo
in
satu
rado (
%)
74
76
78
80
82
84
86
y (Arb) = 79,78 - 0,46x R2 = 0,95
y (Cor) = 83,57 - 0,13x R2 = 0,70
y (Fra) = 83,08 - 0,31x R2 = 0,92
y (Kor) = 83,91 - 0,20x R2 = 0,94
B
Figura 19 - Ácidos graxos saturados (A) e insaturados (B) (%) nos azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
Pode-se evidenciar que os menores acréscimos do teor de ácidos graxos
saturados no final do período de aquecimento (9 minutos), foram apresentados pelos
azeites das cultivares Coratina e Koroneiki, 8,7 e 11,2%, respectivamente.
Para o teor total de ácidos graxos insaturados (Figura 19B), observou-se que
os azeites das cultivares Coratina, Frantoio e Koroneiki apresentaram o mesmo
comportamento, mas diferiram da cultivar Arbequina nos tempos 1, 3 e 5 minutos de
aquecimento em micro-ondas. No entanto, ao verificar as diferenças entre os tempos
5 e 9 minutos, observou-se menores decréscimos dos ácidos graxos insaturados
para os azeites das cultivares Coratina e Koroneiki (0,7 e 1,4%; 1,2 e 2,1%,
respectivamente). Os decréscimos mais acentuados foram evidenciados nos azeites
das cultivares Arbequina e Frantoio com 2,9 e 5,2; 1,8 e 3,4%, respectivamente,
quando comparados ao tempo zero.
Com relação ao total de ácidos graxos insaturados, observou-se correlações
negativas com alguns parâmetros de qualidade, (r = - 0,77, p<0,0001) com K232, (r =
- 0,73, p<0,0001) K270, (r = - 0,68, p<0,0001) com a variável p-anisidina e (r = - 0,60,
p<0,0001) com o valor Totox. Elevada correlação negativa (r = - 0,98, p<0,0001)
também foi observada entre o ácido palmítico (C16:0) e o total de ácidos graxos
insaturados. Por outro lado, o total de ácidos graxos insaturados apresentou elevada
correlação positiva com o conteúdo de β-sitosterol (r = 0,84, p<0,0001) (Tabela 7).
114
O total de ácidos graxos insaturados e as variações dos índices de peróxido,
K232, K270, p-anisidina e Totox, evidenciaram aumento de oxidação, originando
maiores perdas no total de ácidos graxos insaturados nos azeites das cultivares
Arbequina e Frantoio quando comparados aos demais azeites. Estes resultados
podem estar relacionados ao menor teor de tocoferois encontrados nestes azeites.
Com base nisto, pode-se inferir que uma série de fatores podem estar relacionados
com a estabilidade de ácidos graxos, como a quantidade e interação dos tocoferois
e de compostos fenólicos, frente ao processo de aquecimento por micro-ondas.
Segundo relatos da literatura, são poucos os autores que têm verificado a influência
do aquecimento por micro-ondas no perfil de ácidos graxos. No entanto, todos
afirmam uma redução nas frações de ácidos graxos monoinsaturados e poli-
insaturados de uma maneira mais intensa, quando comparados com o aquecimento
convencional (CAPONIO; PASQUALONE; GOMES et al., 2003; COSSIGNANI et al.,
1998; MAHMOUD et al., 2009).
6.3.3 Compostos bioativos
Para todos os compostos bioativos, os quais se encontram em quantidades
minoritárias nos azeites, ocorreram interações significativas entre os fatores de
tratamento, azeites e tempo de aquecimento em micro-ondas (Figuras 20 e 21).
Com relação às diferenças entre os azeites em cada tempo para a variável
compostos fenólicos (Figura 20A), observou-se que azeites das cultivares Frantoio e
Koroneiki apresentaram comportamento semelhante, não diferindo entre si em todos
os tempos de aquecimento. No entanto, o azeite da cultivar Arbequina não
apresentou diferenças significativas em relação aos azeites das cultivares Frantoio e
Koroneiki, nos tempos 5, 7 e 9 minutos; porém, o conteúdo de compostos fenólicos
de todos os azeites diferiram significativamente do azeite da cultivar Coratina ao
longo do aquecimento.
O conteúdo de compostos fenólicos reduziu em todos os azeites com o
aumento do tempo de aquecimento por micro-ondas. Pequenas perdas no teor dos
compostos fenólicos foram observadas no primeiro minuto de aquecimento em todas
as amostras, porém perdas maiores foram evidenciadas no azeite da cultivar
115
Arbequina, o qual demonstrou decréscimos de 36,3 e 65,4% respectivamente nos
tempos 5 e 9 minutos, relativamente ao inicial. As elevadas perdas destes
compostos neste azeite podem estar relacionadas à maior quantidade de ácidos
graxos poli-insaturados, visto que, os compostos fenólicos poderiam ter atuado
efetivamente doando o hidrogênio aos radicais lipídicos, quebrando a sequência de
reações da oxidação dos ácidos graxos e consequentemente, se degradando com
maior intensidade.
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Fenóis
tota
is
(mg k
g-1
EA
G)
300
600
900
1200
1500
1800
y (Arb) = 657,53 - 47,78x R2 = 0,99
y (Cor) = 1740,81 - 70,13x R
2 = 0,98
y (Fra) = 464,10 - 23,74x R2 = 0,98
y (Kor) = 443,58 - 22,29x R2 = 0,97
A
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Clo
rofila
s tota
is
(mg k
g-1)
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
y (Arb) = 0,85 - 0,07x R2 = 0,93
y (Cor) = 1,97 - 0,12x R2 = 0,85
y (Fra) = 0,53 - 0,04x R2 = 0,93
y (Kor) = 0,91 - 0,07x R2 = 0,93
B
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Caro
tenoid
es tota
is
(mg k
g-1
ß-c
aro
teno)
0
2
4
6
8
10
y (Arb) = 4,13 - 0,24x R2 = 0,85
y (Cor) = 10,01 - 0,66x R2 = 0,91
y (Fra) = 3,46 - 0,29x R2 = 0,88
y (Kor) = 4,99 - 0,35x R2 = 0,90
C
Figura 20 - Teores de compostos fenólicos (mg kg-1 EAG MF - A), clorofilas (mg kg-1 MF - B), carotenoides (mg kg-1 β-caroteno MF - C) de azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
116
O azeite da cultivar Coratina apresentou a menor perda (36,2%) destes
compostos, enquanto que, os azeites das cultivares Koroneiki e Frantoio
apresentaram perdas similares no final do período, de 45,2 e 46% respectivamente.
Cerretani et al. (2009) relataram perdas maiores que 40% em 6 minutos de
aquecimento do azeite de oliva, após 15 minutos de aquecimento no micro-ondas os
mesmos autores observaram perdas de 100% no conteúdo de compostos fenólicos.
Em contrapartida, as diferentes temperaturas atingidas, poderiam conduzir a uma
diversificada disponibilidade de oxigênio, e consequentemente a concentração de
oxigênio, afetando assim a oxidação lipídica de um modo diferente, devido à ação de
antioxidantes como os compostos fenólicos.
Em relação ao teor de clorofilas (Figura 20B), observou-se que azeites das
cultivares Arbequina e Koroneiki não apresentaram diferença significativa entre si,
porém diferiram dos demais azeites no tempo zero. A partir de 1 minuto de
aquecimento, verificou-se que o conteúdo de clorofilas nos azeites Arbequina,
Frantoio e Koroneiki diferiram significativamente do azeite da cultivar Coratina.
Ao verificar as diferenças ocorridas no teor de clorofilas nos azeites entre os
tempos de aquecimento, observou-se que durante os primeiros minutos de
aquecimento no micro-ondas ocorreu redução drástica no teor de clorofilas, e essa
redução tendeu a acentuar-se com o tempo de exposição ao calor nos azeites
analisados. O azeite da cultivar Coratina apresentou menor redução no teor de
clorofilas (54,8%) no final do período de aquecimento. Esta perda inferior pode estar
associada ao maior teor de carotenoides, tocoferois e de compostos fenólicos, os
quais poderiam estar exercendo efeito protetor nas clorofilas, impedindo a
degradação destes compostos. Os demais azeites apresentaram perdas maiores
que 60% no teor de clorofilas, seguindo a ordem de degradação destes compostos
nos azeites, Arbequina > Frantoio > Koroneiki. Em relação às correlações (Tabela
7), evidenciou-se que o conteúdo de clorofilas apresentou elevada correlação
positiva com o conteúdo de compostos fenólicos (r = 0,92, p<0,0001).
As diferenças ocorridas no teor de carotenoides entre os azeites ao longo do
tempo de exposição ao aquecimento por micro-ondas estão apresentados na Figura
20C. Ao efetuar a comparação dos azeites no tempo zero, evidenciou-se que não
houve diferença significativa no teor de carotenoides entre os azeites das cultivares
Arbequina e Frantoio, porém diferiram das demais amostras. No tempo 5 minutos, o
teor de carotenoides de todos os azeites apresentaram diferenças significativas; no
117
entanto, não houve diferença significativa entre azeites no final do aquecimento
(tempo 9 minutos). Os teores de carotenoides preditos pelo modelo nos azeites não
aquecidos (tempo zero) foram em ordem crescente de 3,4, 4,1, 4,9 e 10,0 mg kg-1
para os azeites das cultivares Frantoio, Arbequina, Koroneiki e Coratina,
respectivamente.
No final do período de aquecimento verificaram-se perdas maiores que 50%
no teor de carotenoides em todas as amostras, comparativamente ao inicial. No
entanto, as menores perdas foram constatadas para os azeites das cultivares
Arbequina (52,3%) seguido do azeite da cultivar Coratina (59,3%). Possivelmente, o
efeito protetor dos compostos fenólicos influenciou positivamente na manutenção
deste composto. Com relação às correlações, o teor de carotenoides apresentou
elevada correlação positiva com as variáveis compostos fenólicos (r = 0,91,
p<0,0001) e clorofilas (r = 0,95, p<0,0001) (Tabela 7). Malheiro et al. (2009)
observaram um decréscimo no teor de clorofilas e de carotenoides em azeites de
oliva até 15 minutos de exposição ao micro-ondas. Estes resultados confirmam que
clorofilas e carotenoides são pigmentos termolábeis e o aquecimento por micro-
ondas induz uma diminuição, aumentando sua perda com o aumento do tempo de
exposição. Assim, os dados obtidos neste estudo corroboram os reportados na
literatura (ALBI et al. 1997; MALHEIRO et al. 2009).
Ao comparar o comportamento dos azeites nos tempos de aquecimento, em
relação ao teor de α-tocoferol (Figura 21A), constatou-se que os azeites
demonstraram diferenças significativas em todos os tempos, exceto os azeites das
cultivares Arbequina e Frantoio aos 7 minutos de aquecimento.
Ao verificar as diferenças ocorridas entre os tempos de aquecimento no
micro-ondas, percebeu-se que os azeites apresentaram um comportamento
semelhante ao observado com o teor de compostos fenólicos, diminuindo
gradualmente até o final do aquecimento. No entanto, essas perdas se
intensificaram a partir de 3 minutos. Ao final, comparativamente ao inicial o azeite da
cultivar Coratina apresentou a menor perda deste tocoferol (33,3%), o que aparenta
estar relacionado a maior proteção exercida pelos compostos fenólicos neste azeite,
os quais mostraram maior degradação que o α-tocoferol. Enquanto os azeites das
cultivares Koroneiki e Frantoio apresentaram perdas similares, de 45,3% e 48,3%,
respectivamente e, o azeite da cultivar Arbequina novamente foi o que demonstrou
as mais elevadas perdas (65,7%).
118
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Alfa -
tocofe
rol
(mg k
g-1)
100
200
300
400
y (Arb) = 233,42 - 17,06x R2 = 0,93
y (Cor) = 398,53 - 14,75x R2 = 0,96
y (Fra) = 168,64 - 9,05x R2 = 0,85
y (Kor) = 282,38 - 14,22x R2 = 0,98
A
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Gam
a+beta
- toco
fero
l
(mg k
g-1
)
5
10
15
20
25
y (Arb) = 7,14 - 0,14x R2 = 0,82
y (Cor) = 22,49 - 0,45x R
2 = 0,92
y (Fra) = 8,72 - 0,18x R2 = 0,91
y (Kor) = 11,09 - 0,22x R2 = 0,91
B
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
Delta -
tocofe
rol
(mg k
g-1
)
0
2
4
6
y (Arb) = 4,11 - 0,06x R2 = 0,88
y (Cor) = 5,04 - 0,07x R
2 = 0,84
y (Fra) = 1,98 - 0,03x R2 = 0,97
y (Kor) = 0 R2 = 1,00
C
Tempo (minutos)
000 111 333 555 777 999
ß-S
itost
ero
l
(mg k
g-1)
200
400
600
800
1000
1200
y (Arb) = 369,22 - 11,41x R2 = 0,94
y (Cor) = 846,86 - 18,82x R
2 = 0,87
y (Fra) = 508,30 - 15,43x R2 = 0,83
y (Kor) = 956,85 - 24,38x R2 = 0,94
D
Figura 21 - Teores de alfa-tocoferol (A), gama+beta-tocoferol (B) e delta-tocoferol (C) e de β-sitosterol (D) (mg kg-1 MF) em azeites de oliva das cultivares Arbequina (Arb), Coratina (Cor), Frantoio (Fra) e Koroneiki (Kor), aquecidos em micro-ondas em diferentes tempos (0, 1, 3, 5, 7 e 9 minutos). As barras verticais representam a DMS do teste de Tukey (p≤0,05).
Ruiz-Lopes et al. (1995) constatou perdas de 49 e 62% no conteúdo de α-
tocoferol no processo de aquecimento em micro-ondas (2450MHz) e fritura,
respectivamente. Brenes et al. (2002), encontraram perdas de α-tocoferol de 62,2 e
de 80,8% em azeites de oliva das cultivares Picual e Arbequina, respectivamente,
quando submetidos a 10 minutos no micro-ondas a uma frequência de 2450 MHz.
Segundo Brenes et al. (2002) e Allouche et al. (2007), os compostos fenólicos são
estabilizadores do α-tocoferol durante o aquecimento do azeite, e as taxas de
degradação devem ser parcialmente atribuídas aos diferentes compostos fenólicos;
119
no entanto, diferenças na composição de ácidos graxos também poderiam exercer
influência na estabilidade do azeite.
O teor de α-tocoferol correlacionou-se positivamente com as variáveis
compostos fenólicos (r = 0,87, p<0,0001), clorofilas (r = 0,93, p<0,0001),
carotenoides (r = 0,93, p<0,0001) e β-sitosterol (r = 0,72, p<0,0001) (Tabela 7).
Em relação ao teor de δ-tocoferol e dos isômeros (γ+β) (Figuras 21B e C),
constatou-se diferenças significativas entre todos os azeites em todos os períodos
de aquecimento. Entretanto, observou-se apenas pequena degradação, de 12,5 a
17% em todas as amostras no final do período de aquecimento, respectivamente
para δ e (γ+β)-tocoferol. A degradação dos tocoferois demonstrou a seguinte ordem:
α- > (γ+β) > δ-tocoferol, sendo o α-tocoferol o composto menos estável quando
submetido ao aquecimento por micro-ondas, possivelmente por ser degradado por
sua ação antioxidante. Verificou-se que o teor de (γ + β)–tocoferol mostrou elevada
correlação positiva com a variável compostos fenólicos (r = 0,94 p<0,0001), clorofilas
(r = 0,87, p<0,0001), carotenoides (r = 0,86, p<0,0001) e de α-tocoferol (r = 0,88,
p<0,0001) (Tabela 7).
Com relação ao teor de β-sitosterol (Figura 21D), ao avaliar as diferenças
entre os azeites nos tempos de aquecimento, verificou-se que todos os azeites
exibiram diferenças significativas ao longo do tempo de aquecimento, exceto aos 9
minutos de aquecimento entre os azeites das cultivares Coratina e Koroneiki.
Observou-se pequena degradação no teor de β-sitosterol em todas as
amostras de azeites até 3 minutos de aquecimento. Os azeites das cultivares
Coratina e Koroneiki mostraram menores perdas, denotando uma retenção predita
pelo modelo de 677,4 e 737,4 mg kg-1 no final do período de aquecimento. Enquanto
que, os azeites das cultivares Arbequina e Frantoio, demonstraram perdas maiores
que 27% ao final do aquecimento. Evidencia-se uma maior resistência à degradação
do β–sitosterol quando comparado ao outros compostos bioativos presentes no
azeite de oliva; ainda que, este composto esteja presente em pequenas
quantidades, pode estar contribuindo para a estabilidade oxidativa do azeite de oliva.
Bouaziz et al. (2008) encontraram perdas de 23,8% do β-sitosterol em azeite
de oliva refinado, durante 6 meses de armazenamento a 50 0C. Allouche et al.
(2007) encontraram elevada estabilidade de fitosterois sob o aquecimento a 180 0C
em forno convencional; no entanto, Boskou (1998) enfatiza que ocorre a formação
120
de produtos oriundos da oxidação dos fitosterois sob condições de elevada
temperatura e presença de ar.
O teor de β-sitosterol apresentou baixas correlações com as variáveis
clorofilas (r = 0,56, p<0,0001) e carotenoides (r = 0,56, p<0,0001). Em relação aos
ácidos graxos percebeu-se que o ácido palmítico (C16:0), total de ácidos graxos
saturados e o ácido linoleico (C18:2) (r = - 0,90, p<0,0001; r = - 0,84, p<0,0001 e r
= - 0,88, p<0,0001) apresentaram elevadas correlações negativas com o teor de β-
sitosterol. No entanto, o ácido oleico (C18:1) (r = 0,95, p<0,0001) e o total de ácidos
graxos insaturados (r = 0,84, p<0,0001) apresentaram correlações positivas com o
teor de β-sitosterol (Tabela 7).
Ainda assim, alguns parâmetros de qualidade apresentaram medias e baixas
correlações negativas, (r = - 0,73, p<0,0001) K232, (r = - 0,66, p<0,0001) acidez ( r = -
0,51, p<0,0001) o totox (r = - 0,50, p<0,0001) e p-anisidina com a variável β-
sitosterol (Tabela 7).
A partir da derivação da equação do gráfico, os tempos considerados ainda
adequados para a manutenção do teor de compostos fenólicos, foram de 13,7 min;
24,8 min; 19,5 min; e de 19,9 min. respectivamente, para os azeites das cultivares
Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki. Para o teor de α-tocoferol foram de 13,6
min; 27,0 min; 18,6 min; e 19,8 min. respectivamente, para os azeites das cultivares
Arbequina, Coratina, Frantoio e Koroneiki. Pelas evidências foi possível verificar que
em relação aos compostos bioativos, o azeite da cultivar Coratina novamente
destacou-se dos demais apresentando maior teor destes compostos e elevada
estabilidade.
121
Tabela 7: Coeficientes de correlação de Pearson e valores de p entre as variáveis dependentes de azeites de oliva obtidos de diferentes cultivares sob
aquecimento em micro-ondas, Pelotas-RS
* Coeficientes de correlação de Pearson: fenóis totais; clorofilas totais; carotenoides totais; α -tocoferol; γ + β - tocoferol; δ -tocoferol; acidez livre; IP: índice de peróxidos; p-anisidina ; K232; K270 ; TOTOX; Ácidos
graxos - C16:0: palmítico, C18:0: esteárico, C18:1: oleico, C18:2: linoleico, C18:3: linolênico, TS: total saturado, TI: total insaturado.
Variáveis
depend
ente
s
Fenóis
tota
is
Clo
rofila
s tota
is
Caro
tenoid
es
tota
is
β-s
itoste
rol
Alfa -
tocofe
rol
Gam
a -
tocofe
rol
Delta -
tocofe
rol
Acid
ez
PV
A 2
32
A 2
70
p-A
v
TO
TO
X
C 1
6:0
C 1
8:0
C 1
8:1
C 1
8:2
C 1
8:3
Tota
l de á
cid
o
gra
xo s
atu
rado
Tota
l de á
cid
o
insatu
rado
(1) (2) (3) (4) (5) (6) (7) (8) (9) (10) (11) (12) (13) (14) (15) (16) (17) (18) (19) (20)
(1) 1,000
0,918*
<0,0001** 0,907
<0,0001
0,416 0,0003
0,870 <0,0001
0,937 <0,0001
0,721 <0,0001
-0,651 <0,0001
-0,040 0,776
-0,532 <0,0001
-0,424 0,0002
-0,201 0,090
-0,199 0,097
-0,306 0,034
-0,189 0,197
0,245 0,0937
-0,119 0,419
0,689 <0,0001
-0,382 0,007
0,392 0,005
(2) 1,000
0,949
<0,0001
0,559 <0,0001
0,925 <0,0001
0,866 <0,0001
0,539 <0,0001
-0,678 <0,0001
0,106 0,455
-0,637 <0,0001
-0,536 <0,0001
-0,377 0,0011
-0,135 0,258
-0,423 0,003
-0,014 0,924
0,362 0,011
-0,253 0,082
0,695 <0,0001
-0,474 0,0007
0,478 0,0006
(3) 1,000
0,559
<0,0001 0,930
<0,0001 0,857
<0,0001 0,527
<0,0001 -0,683
<0,0001 0,111 0,432
-0,706 <0,0001
-0,563 <0,0001
-0,403 0,0005
-0,152 0,203
-0,382 0,007
-0,044 0,765
0,313 0,030
-0,209 0,154
0,723 <0,0001
-0,437 0,002
0,442 0,002
(4) 1,000
0,719
<0,0001 0,646
<0,0001 -0,297 0,011
-0,664 <0,0001
-0,099 0,486
-0,727 <0,0001
-0,490 <0,0001
-0,499 <0,0001
-0,512 <0,0001
-0,896 <0,0001
0,785 <0,0001
0,947 <0,0001
-0,877 <0,0001
0,298 0,039
-0,843 <0,0001
0,842 <0,0001
(5) 1,000
0,882
<0,0001 0,392 0,0007
-0,750 <0,0001
0,167 0,237
-0,683 <0,0001
-0,588 <0,0001
-0,494 <0,0001
-0,169 0,157
-0,568 <0,0001
0,164 0,266
0,509 0,0002
-0,396 0,005
0,677 <0,0001
-0,599 <0,0001
0,604 <0,0001
(6)
1,000
0,487
<0,0001 -0,741
<0,0001 -0,224 0,110
-0,631 <0,0001
-0,419 0,0002
-0,210 0,076
-0,431 0,0002
-0,535 <0,0001
0,123 0,405
0,540 <0,0001
-0,424 0,003
0,583 <0,0001
-0,577 <0,0001
0,587 <0,0001
(7)
1,000
-0,147 0,299
0,076 0,589
0,050 0,676
0,009 0,938
0,219 0,065
0,274 0,020
0,409 0,004
-0,764 <0,0001
-0,468 0,0008
0,491 0,0004
0,421 0,003
0,309 0,033
-0,295 0,041
(8)
1,000
-0,085 0,551
0,760 <0,0001
0,652 <0,0001
0,526 <0,0001
0,285 0,040
0,682 <0,0001
-0,223 0,128
-0,579 <0,0001
0,378 0,008
-0,671 <0,0001
0,733 <0,0001
-0,739 <0,0001
(9)
1,000
0,051 0,721
-0,477 0,0003
-0,629 <0,0001
0,814 <0,0001
0,070 0,636
-0,226 0,123
-0,283 0,052
0,343 0,017
0,346 0,016
0,044 0,764
-0,051 0,729
(10)
1,000
0,687
<0,0001 0,580
<0,0001 0,493
<0,0001 0,746
<0,0001 -0,384 0,007
-0,643 <0,0001
0,462 0,0009
-0,656 <0,0001
0,775 <0,0001
-0,769 <0,0001
(11)
1,000
0,931
<0,0001 0,136 0,255
0,670 <0,0001
-0,140 0,344
-0,393 0,005
0,107 0,467
-0,797 <0,0001
0,738 <0,0001
-0,733 <0,0001
(12)
1,000
0,011 0,925
0,658 <0,0001
-0,270 0,064
-0,396 0,005
0,156 0,288
-0,637 <0,0001
0,691 <0,0001
-0,681 <0,0001
(13)
1,000
0,609
<0,0001 -0,501 0,0003
-0,672 <0,0001
0,561 <0,0001
-0,064 0,665
0,602 <0,0001
-0,604 <0,0001
(14)
1,000
-0,718
<0,0001 -0,917
<0,0001 0,712
<0,0001 -0,429 0,002
0,986 <0,0001
-0,983 <0,0001
(15)
1,000
0,877
<0,0001 -0,924
<0,0001 -0,257 0,078
-0,597 <0,0001
0,590 <0,0001
(16)
1,000
-0,928
<0,0001 0,121 0,409
-0,851 <0,0001
0,851 <0,0001
(17)
1,000
0,174 0,2354
0,600 <0,0001
-0,600 <0,0001
(18)
1,000
-0,553
<0,0001 0,554
<0,0001
(19)
1,000
-0,998
<0,0001
(20)
1,000
122
6.4. Conclusões
O aquecimento por micro-ondas produziu consideráveis perdas na qualidade
dos azeites. Todos os parâmetros de qualidade foram afetados significativamente de
forma negativa pelo tempo de aquecimento em todos os azeites. Em relação ao
valor de K270 todos os azeites apresentaram valores acima do limite (0,2) em apenas
3 minutos de aquecimento. O índice de p-anisidina apresentou valores acima de 10
em 5 minutos de aquecimento, denotando elevada oxidação dos azeites.
Os compostos bioativos foram afetados pelo tempo de exposição às micro-
ondas em todos os azeites. A perdas são maiores quando o tempo de exposição
aumenta. O azeite da cultivar Coratina foi o que apresentou maior retenção de
compostos durante o aquecimento.
Desta forma demonstra-se que o aquecimento por micro-ondas pode ser
eficiente para monitorar a estabilidade térmica dos azeites e que para fins de
cocção/aquecimento de alimentos que o contenham, o tempo de exposição deve ser
reduzido ao mínimo, a fim de evitar a degradação de componentes importantes,
como carotenoides, compostos fenólicos, tocoferois, β-sitosterol e ácidos graxos
essenciais, que estão associados ao efeito benéfico do consumo destes azeites.
123
6.5 Referências
ALBI, T.; LANZÓN, A.; GUINDA A.; PERÉZ-CAMINO, M.C.; LEÓN, M. Microwave
and conventional heating effects on some physical and chemical parameters of edible fats. Journal Agricultural and Food Chemistry, v.45, n.8, p.3000-
3003,1997. ALLOUCHE, Y.; JIMÉNEZ, A.; GAFORIO, J.J.; UCEDA, M.; BELTRÁN, G. How heating affects extra virgin olive oil quality indexes and chemical composition. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.55, n.23, p. 9646-9654, 2007.
ANTONIASSI, R. Métodos de avaliação da estabilidade oxidativa de óleos e gorduras. Boletim CEPPA, v.19, n.2 353- 380, 2001.
AOCS. (1998). Official Methods and Recommended Practices of the American Oil Chemists Society. 5. ed. Champaign, v. 1-2.
AOCS. 2004. Official Methods and Recommended Practices of the American Oil Chemists’ Society. Champaign: American Oil Chemists‟ Society.
APARICIO, R.; RODA, L.; ALBI, M.A.; GUTIÉRREZ, F. Effect of various compounds on virgin olive oil estability measured by Rancimat. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.47, n.10, p.4150-4155, 1999.
BENDINI, A.; VALLI, E.; CERRETANI, L.; CHIAVARRO, E.; LERCKER, G. Study on the effects of heating of virgin oil blend with mildly deodorized olive oil: focus on the hydrolytic and oxidative state. Journal of Agricultural Food Chemistry, v.57, n.21, p. 10055-10062, 2009. BOSKOU, D. Frying temperatures and minor constituints of oils and fats. Grasas y Aceites, v.49, n.3-4, p.326-330, 1998.
BOUAZIZ, M.; FKI, I.; JEMAI, H.; AYADI, M.; SAYADI, S. Effect of storage on refined and husk olive oils composition: Stabilization by addition of natural antioxidants from Chemlali olive leaves. Food Chemistry, v. 1008, n.1, p.253-262, 2008. BRENES, M.; GARCIA, A.; DOBARGANES, M.C .; VELASCO, J. ROMERO, C. Influence of thermal treatments simulating cooking processes on the polyphenol content in virgin olive oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, n. 50, p.
5962-5967, 2002.
124
CAPONIO, F.; PASQUALONE, A.; GOMES, T. Effects of conventional and microwave heating on the degradation odf olive oil. European Food research and Technology, v. 215, n.2, p.114-117, 2002.
CAPONIO, F.; PASQUALONE, A.; GOMES, T. Changes in the fatty acid composition of vegetable oils in model doughs submitted to conventional or microwave heating. International Journal of Food Science and Technology, v. 38, n.4 p. 481-486, 2003. CERRETANI, L.; BENDINI, A.; RODRIGUEZ-ESTRADA, M. T.; VITTADINI, E.; CHIAVARO, E. Microwave heating of different commercial categories of olive oil: part i. effect on chemical oxidative stability indices and phenolic compounds. Food Chemisttry,v.115, n.4, p. 1381-1388, 2009.
CHIAVARO, E.; BARBANA, C.; VITTADINI, E.; RODRIGUEZ-ESTRADA, CERRETANI, L.; BENDINI, A. Microwave heating of different commercial categories of olive oil: part II. Effect on thermal properties. Food Chemistry, v.115, n.4, p.1393-1400, 2009. COSSIGNANI, L.; SIMONETTI, M.S.; NERI, A.; DAMIANI, P. Changes in olive oil composition due to microwave heating. JAOCS, v.75, n.8, p.931-937. 1998.
COVAS, M.I. Olive oil and the cardiovascular system. Pharmacological Research, v.55, n.3, p.175-186, 2007. EL-ABASSY, R.M.; DONFACK, P.; MATERNY, A. Assessment of conventional and microwave heating induced degradation of carotenoids in olive oil by VIS raman spectroscopy and classical methods. Food Research international, v. 43, p.694-700, 2010. GAMBACORTA, G.; FACCIA, M.; PREVITALI, M.A.; PATI, S.; NOTTE, E.LA; BAIANO,A. Effects of olive maturation and stoning on quality indices and antioxidante content of extra virgin oils (cv. Coratina) during storage. Journal of Food Science, v.75, n.3, p. 229-235, 2010.
GARCÍA-MESA, J.; LUQUE DE CASTRO, M.; VALCÁRCEL, M. Factors affecting the gravimetric determination of the oxidative stability of oils. Journal of the American Oil Chemists´ Society, v.70, n. 3, p. 245-247, 1993. HARTMAN, L.; LAGO, B.C. A rapid preparation of fatty methyl esters from lipids. Laboratory Practice. v.22, n.8, p. 475 – 476, 1973.
125
INTERNATIONAL OLIVE OIL COUNCIL. (2010). Spectrophotometric investigation in the ultraviolet. COI/T. 20/Doc.19, 1-11. MAHMOUD, E.M; DOSTÁLOVÁ, J.; POKORNÝ, J.; LUKESOVÁ, D.; DOLEZAL, M. Oxidation of olive oils during microwave and conventional heating for fast food preparation. Czech Journal of Food Science, v. 27, p.173-177, 2009.
MALHEIRO, R.; OLIVEIRA, I.; VILAS-BOAS, M.; FALCÃO, S.; BENTO, A.; PEREIRA, J.A. Effect of microwave heating with different exposure times on physical and chemical parameters of olive oil. Food and Chemical Toxicology, v.47, n.1 p.92-97, 2009. MANSOURI, F.; BEN MOUMEN, A.; HOUMY, N.; RICHARD, G.; FAUCONNIER, M.L.; SINDI, M.; SERGHINI-CAID, H.; ELAMRANI, A. Evaluación de la estabilidad oxidative de los aceites de olive obtenidos a partir de la mezcla de aceite “Arbequina” con otros aceites de olive monovarietales. Revista Oficial Del Consejo Oleícola Internacional, OLIVAE, n.120, p.23-30, 2014. MONTEDORO, G.; SERVILI, M.; BALDIOLI, M.; MINIATI, E. Simple and hydrolyzable phenolic compounds in virgin olive oil. 1. Their extraction, separation, and quantitative and semiquantitative evaluation by HPLC. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.40, n.9, p.1571-1576,1992. PESTANA V.R, ZAMBIAZI RC, MENDONÇA CR, BRUSCATTO MH, LERMA-GARCIA MJ, RAMIS-RAMOS G. Quality Changes and Tocopherols and γ-Orizanol Concentrations. Journal of American Oil Chemists’ Society , v.85, n.11, p.1013-
1019, 2008. RUIZ-LOPES, M.D.; ARTACHO, R.; PINEDA, M.A.F.; GARCIA DE LA SERRANA, H.L.; MARTINEZ, M.C.L. Stability of α – tocopherol in virgin olive oil during microwave heating. LTW, v.28, n.6, p.644 – 646, 1995.
ZAMBIAZI, R.C. Tecnologia de óleos e gorduras. Apostila, Pelotas, 2003. 122p. ZAMBIAZI, R.Z. The role of endogenous lipid components on vegetable oil stability. ManiItoba/Canadá, 1997. 304p. Tese (Doutorado em Fisiologia), Food as end Nutritional Sciences Interdepartmental Program, University of Manitoba.
126
7 Considerações finais
Os azeites de oliva das cultivares Coratina e Frantoio diferiram dos demais
quanto aos parâmetros de identidade como acidez, índice de peróxido e absorbância
específica (K232 e K270), sendo classificados como azeites extra virgens.
Os azeites apresentaram comportamento diferenciado com variações
temporais de estabilidade (em horas) quando submetidos ao teste medido em
Rancimat. O azeite da cultivar Coratina apresentou maior período de indução (20,5
horas), seguido pelo azeite da cultivar Koroneiki (11,8 horas). Os azeites das
cultivares Frantoio (5,6 horas) e da cultivar Arbequina (3,2 horas) apresentaram
menores períodos. O azeite da cultivar Coratina também apresentou maior
estabilidade quando aquecido em micro-ondas.
A composição rica em ácido oleico, o menor teor de ácidos graxos poli-
insaturados, e o maior teor de compostos fenólicos, carotenoides e α-tocoferol,
encontrados no azeite da cultivar Coratina, também esteve relacionada a maior
influência na estabilidade que os demais azeites quando foi submetido ao
armazenamento em temperatura ambiente.
Portanto, a cultivar, o teor de compostos fenólicos, de carotenoides, de
tocoferois, assim como o perfil de ácidos graxos, são características responsáveis
por diferenciar os azeites oriundos das quatro cultivares e influenciar diretamente na
estabilidade oxidativa dos azeites.