Universidade Federal do Rio Grande do Norte Departamento ... · 1.5.2.1 Constante de permeabilidade ... esféricas com dimensões que variam de 0,1 ... O tipo de mecanismo que controla

Universidade Federal do Rio Grande do Norte

Departamento de Química

Programa de Pós-Graduação em Química

PREPARO E CARACTERIZAÇÃO DE MEMBRANAS DE

QUITOSANA MODIFICADAS COM POLI(ÁCIDO ACRÍLICO)

Maria do Socorro Pereira de Lima

Dissertação realizada sob a orientação da Profa.

Dra. Márcia Rodrigues Pereira, apresentada ao Pro-

grama de Pós-Graduação em Química do Depar-

tamento de Química da UFRN em preenchimento

parcial dos requisitos para a obtenção do grau de

Mestre em Química.

Natal, novembro de 2006.

Dissertação de mestrado

PREPARO E CARACTERIZAÇÃO DE MEMBRANAS DE

QUITOSANA MODIFICADAS COM POLI(ÁCIDO ACRÍLICO)

Maria do Socorro Pereira de Lima

Profa. Dra. Márcia Rodrigues Pereira

Divisão de Serviços Técnicos

Catalogação da Publicação na Fonte. UFRN / Biblioteca Central Zila Mamede

Lima, Maria do Socorro Pereira de.

Preparo e caracterização de membranas de quitosana modificadas

com poli (ácido acrílico) / Maria do Socorro Pereira de Lima. – Natal

[RN], 2007.

89 f.

Orientador: Márcia Rodrigues Pereira.

Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do

Norte. Programa de Pós-Graduação em Química.

1. Quitosona - Dissertação. 2. Poli(ácido acrílico) - Dissertação. 3.

Permeabilidade da membrana – Dissertação. 4. Complexos

polieletrolíticos - Dissertação. I. Pereira, Márcia Rodrigues. II.

Universidade Federal do Rio Grande do Norte. III. Título.

RN/UF/BCZM CDU 547.995(043.3)

"A ciência não é uma ilusão, ilusão seria buscar em outro lugar o que ela

nos proporciona"

S. Freud

Agradecimentos

A Deus.

À Profa. Dra. Márcia Rodrigues Pereira e ao Prof. Dr. José Luís Cardozo Fonseca pela

orientação, dedicação, interesse e por compartilharem seus conhecimentos profissionais.

Ao Prof. Dr. Francisco Gurgel de Azevedo, in memorian.

Aos amigos, cuja colaboração e convívio possibilitaram a realização deste trabalho

A todos que fazem parte do Laboratório de Membranas e Colóides.

E, em especial, à minha amada família, João e Mateus, que representa a minha força, dedico

este trabalho.

Resumo

O propósito deste estudo foi produzir uma membrana assimétrica biocompatível e biode-

gradável de quitosana modificada pelo contato com uma solução de poli(ácido acrílico) em

uma de suas superfícies à temperatura ambiente e a 60◦C. As membranas de quitosana pura,

quitosana com poli(ácido acrílico) a 25◦C e quitosana com poli(ácido acrílico) a 60◦C foram

caracterizadas por: espectroscopia no infravermelho (FTIR-ATR) em ângulos de incidência

de 39◦, 45◦ e 60◦, ganho de massa em água, análise térmica (TG/ DTG), microscopia ele-

trônica de varredura (MEV) e, ainda, através dos ensaios de permeação in vitro utilizando

como fármaco modelo o metronidazol em solução aquosa nas concentrações de 0,1 e 0,2%.

Os resultados obtidos comprovaram a existência de interações iônicas entre os dois políme-

ros, através da formação dos chamados complexos polieletrolíticos. Também mostraram que

a reticulação foi mais efetiva a 60◦C , uma vez que essa temperatura está acima da tempera-

tura de transição vítrea da quitosana, o que facilita a difusão do poli(ácido acrílico) e que as

membranas resultantes são assimétricas, mais estáveis termicamente e menos permeáveis ao

metronidazol do que a membrana de quitosana pura.

Palavras-chave: membranas, quitosana, poli(ácido acrílico), complexos polieletrolíticos e

permeabilidade.

Abstract

The aim of this study was to generate an asymmetric biocompactible and biodegradable

chitosan membrane modified by the contact with a poly(acrylic acid) solution at one of its

sides at room temperature and 60◦C. The pure chitosan membrane, as well as the ones treated

with poly(acrylic acid) were characterized by infrared spectroscopy (FTIR-ATR) at angles of

39◦, 45◦ and 60◦ , swelling capacity in water, thermal analysis (TG/DTG), scanning electronic

microscopy (SEM) and permeation experiments using metronidazole at 0,1% and 0,2% as a

model drug. The results confirmed the presence of ionic interaction between chitosan and

poly(acrylic acid) by means of a polyelectrolyte complex (PEC) formation. They also showed

that such interactions were more effective at 60◦C since this temperature is above the chitosan

glass transition temperature wich makes the diffusion of poly(acrylic acid) easier, and that

the two treated membranes were asymmetrics, more thermically stable and less permeable in

relation to metronidazole than the pure chitosan membrane.

Key words: membrane, chitosan, poly(acrylic acid), polyelectrolyte complex, permeability.

7

Símbolos e abreviaturas

DL50 dose letal capaz de causar o óbito de 50 % das cobaias;

mL mililitro;

g grama;

◦C graus Celsius;

D coeficiente de difusão do soluto em água (cm2s-1);

t tempo;

V volume;

α coeficiente angular;

ε absortividade;

mu massa da membrana úmida;

ms massa da membrana seca;

λ comprimento de onda;

A absorbância;

c concentração;

b caminho óptico;

PAA Poli(ácido acrílico);

pH Potencial hidrogeniônico;

S área da superfície da membrana;

l espessura da membrana;

8

K coeficiente de partição;

P constante de permeabilidade;

Q quantidade de substância difundida;

F fluxo de substância através da membrana;

c1 e c2 concentrações nas duas superfícies da membrana;

C1 e C2 concentrações das soluções nos dois lados da membrana;

QUI membrana de quitosana pura;

QUIPAA25 membrana de quitosana tratada com poli(ácido acrílico) a 25 ◦C;

QUIPAA60 membrana de quitosana tratada com poli(ácido acrílico) a 60 ◦C.

9

Lista de Figuras

1.1 Estrutura química da quitina. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

1.2 Estrutura química da quitosana, com x representando o grau de acetilação. . 16

1.3 Estrutura química do poli(ácido acrílico). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21

1.4 Processo de policomplexação entre a quitosana e o poli(ácido acrílico). . . . 24

1.5 Estrutura química do metronidazol. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31

1.6 Célula de reflectância total atenuada76. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33

2.1 Sistema para tratamento superficial das membranas de quitosana. . . . . . . 42

2.2 Sistema de permeação in vitro. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45

3.1 Espectro no UV para uma solução aquosa de metronidazol. . . . . . . . . . 49

3.2 Curva de calibração do metronidazol. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50

3.3 Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana de quitosana pura

obtido a um ângulo de incidência de 45◦. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52

3.4 Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana tratada com poli(ácido

acrílico) à temperatura ambiente, obtidos a ângulo de incidência de 39◦, 45◦ e

60◦, respectivamente a, b e c. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 55

3.5 Espectros FTIR-ATR para ambas as faces da membrana tratada com poli(ácido

acrílico) a 60◦C, obtidos a ângulo de incidência de 39◦, 45◦ e 60◦ , respectiva-

mente a,b e c. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 56

10

Lista de Figuras

3.6 Espectros de FTIR-ATR para a membrana de quitosana pura, tratada com

poli(ácido acrílico) à temperatura ambiente e a 60◦C, obtidas a um ângulo

de incidência de 60◦. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57

3.7 Porcentagem de ganho de massa para membranas QUI, QUIPAA25 e QUI-

PAA60 em função do tempo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59

3.8 Curvas termogravimétricas (TG) das membranas QUI, QUIPAA25 e QUI-

PAA60 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62

3.9 Curvas termogravimétricas derivadas (DTG) das membranas QUI, QUIPAA25

e QUIPAA60 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63

3.10 Microscopia eletrônica da superfície da membrana QUI em contato com o ar

e em contato com a placa de Petri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66

3.11 Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana QUI-

PAA25 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67

3.12 Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana QUI-

PAA60 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68

3.13 Microscopia eletrônica da superfície tratada das membranas QUIPAA25 e

QUIPAA60 na magnitude de 5000x . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69

3.14 Curvas de absorbância em função de tempo para a permeação de metronidazol

em membranas QUI. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72

3.15 Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação do metronidazol

em membranas QUIPAA25. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73

3.16 Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação de metronidazol

em membranas QUIPAA60. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74

11

Sumário

1 Introdução 141.1 Quitosana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15

1.2 Membranas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18

1.2.1 Membranas de quitosana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19

1.3 Poli(ácido acrílico) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

1.4 Formação de complexos polieletrolíticos de quitosana e poli(ácido acrílico) . 21

1.5 Difusão . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

1.5.1 As leis de Fick . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26

1.5.1.1 Primeira lei de Fick . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26

1.5.1.2 Segunda lei de Fick . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

1.5.2 Difusão através de membranas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

1.5.2.1 Constante de permeabilidade . . . . . . . . . . . . . . . . 28

1.5.3 A permeabilidade da membrana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29

1.6 Metronidazol . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

1.7 Espectroscopia na região do infravermelho . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

1.8 Análise térmica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36

1.8.1 Análise termogravimétrica (TGA) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37

1.9 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38

2 Metodologia experimental 402.1 Materiais . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

2.2 Preparação das membranas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

2.2.1 Membranas de quitosana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

2.2.2 Membranas de quitosana/poli(ácido acrílico) . . . . . . . . . . . . . 41

2.3 Caracterização das membranas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42

2.3.1 Espectroscopia de absorção na região do ultravioleta . . . . . . . . . 42

2.3.2 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho . . . . . . . . 43

2.3.3 Ensaio de ganho de massa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

12

Sumário

2.3.4 Análise térmica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 432.3.4.1 Análise termogravimétrica . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

2.3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . . . . . . . . . . . . 442.3.6 Ensaio de permeação . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 442.3.7 Cálculo da permeabilidade das membranas . . . . . . . . . . . . . . 45

3 Resultados e discussão 483.1 Espectroscopia na região do ultravioleta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

3.1.1 Curva de calibração do metronidazol . . . . . . . . . . . . . . . . . . 483.2 Espectroscopia na região do infravermelho . . . . . . . . . . . . . . . . . . 513.3 Ensaio de ganho de massa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 573.4 Análise térmica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60

3.4.1 Termogravimetria . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 603.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 653.6 Ensaio de permeação . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70

4 Conclusões 77

5 Sugestões para futuras pesquisas 79

Referências Bibliográficas 80

13

1 Introdução

A tecnologia associada à modificação de preparações farmacêuticas para a liberação de

fármacos, tais como antibióticos, contraceptivos, enzimas e drogas contra o câncer, bem como

de moléculas de alta massa molar, como peptídeos e proteínas, sofreu um avanço notório nas

últimas décadas1.

Atualmente, além das formas farmacêuticas tradicionais, sólidas, pastosas e líquidas, pode-

mos destacar ainda cinco novas formas, que são: os comprimidos revestidos com membranas

semipermeáveis, em que se obtém um sistema de liberação de fármaco de forma controlada,

promovendo, assim, um aumento no tempo de permanência desse no organismo2; os adesivos

transdérmicos de liberação controlada utilizando membrana semi-permeável, que são fixados

sobre a pele sadia, funcionando como um sistema reservatório que possibilita ajustar e unifor-

mizar a liberação do fármaco, garantindo o fornecimento constante por um prolongado período

de tempo3; os implantes subcutâneos de liberação controlada, conhecidos como pellets, e que

são introduzidos na região subcutânea, possibilitando a liberação do fármaco lentamente, evi-

tando, desse modo, o uso das injeções que são usadas diariamente por pacientes de doenças

crônicas; as microesferas inaláveis, que consistem na combinação de um polímero degradável

com um fármaco, formando microesferas de 8 a 20µm de diâmetro, o que possibilita seu uso

através de inalação e reduz o uso das injeções diárias; e os lipossomas que são microvesículas

esféricas com dimensões que variam de 0,1 a 2,0µm constituídas de material lipossolúvel de

alta absortividade4. Essa inovação permite que fármacos que são adsorvidos com dificuldade

através de formas farmacêuticas convencionais tenham uma absorção completa.

Em todas estas formulações farmacêuticas, observa-se a necessidade de um biomaterial

14

1 Introdução

que controle a liberação do fármaco. Dentre os biomateriais, os hidrógeis biodegradáveis

têm emergido como uma importante classe devido a suas características biológicas, como

a biocompatibilidade, e pelo fato de seus produtos de degradação não serem imunogênicos,

carcinogênicos ou tóxicos ao ser humano5. Vários polímeros sintéticos e naturais têm sido in-

vestigados; dentre eles pode-se destacar o poli(ácido acrílico), o ácido hialurônico, o colágeno

e a quitosana. A taxa de liberação da droga nesses sistemas pode ser regulada por proprieda-

des poliméricas, tais como o inchamento, a degradabilidade, a porosidade e a permeabilidade

dos hidrógeis. O tipo de mecanismo que controla a liberação do fármaco também determina a

classificação dos sistemas, podendo ser: sistemas de difusão controlada, sistemas controlados

quimicamente, sistemas controlados por embebição e sistemas de liberação prolongada6.

Nesse trabalho foram obtidas membranas de quitosana pura e tratadas superficialmente com

uma solução aquosa de poli(ácido acrílico) a 25 e 60◦C com o objetivo de se estudar o seu po-

tencial uso em sistemas de liberação controlada. Para tanto, as interações ocorridas entre os

dois polímeros foram analisadas por diversas técnicas e também por ensaios de permeabili-

dade in vitro utilizando uma droga modelo. Os aspectos teóricos referentes aos materiais e às

técnicas utilizadas na pesquisa são relatados ainda na introdução desse trabalho. No segundo

capítulo, encontra-se descrita a metodologia experimental empregada na preparação, caracte-

rização e medidas de permeabilidade das membranas. No terceiro capítulo, são apresentados

e discutidos os resultados experimentais obtidos, no quarto capítulo, são apresentadas as con-

clusões alcançadas no trabalho e, por fim, no último capítulo, são descritas algumas sugestões

para futuras pesquisas.

1.1 Quitosana

A quitosana é um polímero natural, biodegradável, biocompatível e proveniente da reação

termoquímica alcalina de desacetilação parcial da quitina, um dos mais abundantes polissa-

carídeos de cadeia linear, constituído pela repetição de unidades β(1-4)-2-acetamida-2-deoxi-

15

1 Introdução

D-glicopiranose e que constitui a maior fração dos exoesqueletos de insetos e crustáceos,

tais como caranguejo, camarão e lagosta7. A estrutura da quitosana é muito similar à sua

precursora quitina (figura1.1), exceto pela substituição do grupo acetamido (NHCOCH3) na

posição 2 do anel glicopiranosídeo por grupos amino (NH2). Estruturalmente, é um polissa-

carídeo linear com um número variável (em função do grau residual de acetilação) de grupos

N-acetil-glucosamina, aleatoriamente localizados, podendo ser definida como um copolímero

de 2-amino-2-deoxi-D-glicopiranose e 2-acetamido-2-deoxi-D-glicopiranose, cujas unidades

são unidas por ligações β(1-4), (figura 1.2). O termo quitosana abraça uma série de polímeros,

que variam em massa molar (em torno de 10.000 a 1 milhão de Daltons), dependendo da fonte

e procedimentos de preparação, e em grau de desacetilação de 50 a 95%8.

Figura 1.1: Estrutura química da quitina.

Figura 1.2: Estrutura química da quitosana, com x representando o grau de acetilação.

A quitosana é insolúvel em valores de pH neutro e alcalino, mas forma sais solúveis em

água com ácidos inorgânicos e orgânicos fracos, incluindo ácido glutâmico, clorídrico, láctico

16

1 Introdução

e acético, resultando em soluções viscosas9. Em meio ácido, é um polieletrólito catiônico que

tem seus grupos aminos protonados (NH+3 ), conferindo à molécula cargas positivas10. Quanto

maior a quantidade destes grupos protonados na molécula, maior será a repulsão eletrostá-

tica entre as cadeias e também maior a solvatação em água. A quitosana é um biopolímero

susceptível à mudanças estruturais, devido à grande quantidade de grupos reativos como as

hidroxilas e, principalmente, pela presença de grupos aminos, que caracterizam a sua forte

afinidade por moléculas polares11. Como um policátion, a quitosana pode formar complexos

eletrostáticos com espécies carregadas negativamente, incluindo proteínas, certos polímeros

aniônicos, fármacos e outros ânions de baixa massa molar12. A quitosana exibe excelente

propriedade de retenção de água, ação bactericida e uma dose letal, DL50 encontrada na faixa

de 16g×kg−1 de peso corporal, quando administrada oralmente em ratos, caracterizando uma

baixa toxicidade. Essas propriedades são características importantes que podem influenciar

no desempenho da quitosana em muitas das suas aplicações13.

Atualmente, a quitosana tem despertado muito interesse para as aplicações médicas e far-

macêuticas, por ter propriedades farmacológicas, tais como, ação hipolipêmica, propriedades

de cicatrização de feridas e em virtude dos seus produtos de degradação, os oligômeros de

N-acetil-D-glucosamina, terem atividade antiúlcera, antiácida, antimicrobiana e de serem to-

talmente absorvíveis pelo organismo, sendo assim, considerada um material biodegradável14.

Além dessas propriedades mencionadas anteriormente, a quitosana e seus derivados têm se

destacado pela propriedade da bio/mucoadesividade, uma vez que seus grupos podem sofrer

protonação em certos pHs fisiológicos e, assim, interagir eletrostaticamente com as cargas

negativas na mucosa ou superfícies celulares, caracterizando a sua propriedade de bioadesivi-

dade. O potencial da quitosana para a aplicação bio/mucoadesiva foi reforçado pelo primeiro

relato de L. Illum et al.15 sobre a capacidade que a quitosana possui de promover a absor-

ção transmucosa de pequenas moléculas polares, bem como de drogas peptídicas e protéicas

para o epitélio nasal. Posteriormente, P. Artursson et al.16 relatou que a quitosana pode au-

17

1 Introdução

mentar a permeabilidade de drogas peptídicas via mucosa epitelial intestinal e se mostrar um

promissor material bioadesivo em pHs fisiológicos, por possuir grupos OH e NH2 que podem

promover pontes de hidrogênio, propriedade considerada essencial para a mucoadesão; termo

esse usado, porque a interação é restrita à camada mucosa17, 18. Assim, quando a quitosana

está exercendo a função de sistema carreador de fármaco, essa interação pode resultar em

um aumento no tempo de permanência desse sistema nos sítios específicos de absorção do

fármaco, liberando-o controladamente e melhorando a sua biodisponibilidade19. Esta caracte-

rística bio/mucoadesiva tem potencializado seu uso como carreador para a liberação contro-

lada e sustentada de agentes farmacêuticos, incluindo prednisolona20, albumina21, cisplatina22,

diclofenaco sódico23 e melantonina24 e, ainda, para a liberação sustentada de agentes quimi-

oterápicos25. Por tudo isso, a quitosana vem sendo considerada um promissor material para a

preparação das mais diferentes formas físicas de liberação controlada, tais como, micropartí-

culas26, microesferas27, nanoesferas28, géis e membranas29.

1.2 Membranas

De modo geral, uma membrana pode ser definida como uma barreira que separa duas fases

e restringe o transporte de várias espécies químicas de maneira específica. Uma membrana

pode também ser definida como uma película polimérica ou inorgânica que funciona como

uma barreira semi-permeável para uma filtração em escala molecular, separando duas fases e

restringindo, total ou parcialmente, o transporte de uma ou várias espécies químicas (solutos)

presentes na solução. Uma membrana pode ser homogênea ou heterogênea, simétrica ou as-

simétrica na estrutura, pode ser sólida ou líquida, pode ser neutra, carregar cargas positivas

ou negativas, ou pode ser bipolar. Quanto à configuração, pode ser densa ou porosa. Sua

espessura pode variar entre menos que 100nm e mais do que 1cm30. O termo "membrana" in-

clui uma grande variedade de materiais e estruturas, embora todos esses materiais apresentem

uma característica comum, que é restringir a passagem de várias espécies químicas de maneira

18

1 Introdução

muito específica30. A seletividade à passagem de solutos presentes em soluções homogêneas

está relacionada com as dimensões da molécula ou partícula, o tamanho dos poros da mem-

brana, a difusividade do soluto no material que constitui a membrana e as cargas elétricas

associadas.

Em relação ao transporte de massa através da membrana, esse pode ser causado por con-

vecção ou por difusão de moléculas individuais, induzido por campo elétrico, concentração,

pressão ou gradiente de temperatura. A principal força motriz responsável pelo transporte

de uma espécie em processos com membrana é o seu gradiente de potencial químico entre

os dois lados da membrana que se traduz em seu gradiente de concentração, pressão e ou

temperatura30.

1.2.1 Membranas de quitosana

As membranas de quitosana foram descritas e caracterizadas pela primeira vez por Muzza-

relli et al31. Membranas de quitosana são comumente usadas como barreira, imitando a pele,

em sistemas de liberação de droga transdérmica, em rotina de controle de qualidade de testes

de sistemas de liberação de fármacos32, na osmose reversa33, na pervaporação34 e na ultrafiltra-

ção35. A técnica mais simples para a preparação das membranas de quitosana é a evaporação

de solvente em uma solução de quitosana sobre uma placa de vidro que, geralmente, produz

membranas resistentes e transparentes36, com elevada absortividade à água e lenta degradação

enzimática pela lisoenzima, presente em tecidos e fluidos corporais de mamíferos37.

Diferentes formas de membranas de quitosana29, incluindo as reticuladas utilizando rea-

gentes bifuncionais e as obtidas por quelação com íons ou por complexação com polímeros

e proteínas, assim como redes interpenetradas, têm sido investigadas38. Membranas reticu-

ladas podem ser obtidas através da reticulação da quitosana com os mais utilizados agentes

reticulantes que são os dialdeídos, tais como o glioxal, o formaldeído e, principalmente, o

glutaraldeído39. Outros agentes que reticulam a quitosana têm sido investigados, dentre eles

19

1 Introdução

encontra-se o poli(ácido acrílico), o qual é uma alternativa para a obtenção de membrana po-

licomplexada através de interações iônicas e intermoleculares, que ocorrem entre as cargas

positivas presentes ao longo da cadeia polimérica da quitosana e as cargas negativas presentes

no poli(ácido acrílico). Membranas de quitosana reticuladas foram estudadas utilizando como

fármaco modelo a vitamina B1240. A reticulação é um processo em que as cadeias poliméricas

são unidas por ligações físicas fortes (reticulação iônica) ou químicas (reticulação química),

através das ligações covalentes, entre o agente reticulante e o polímero, ou entre dois polí-

meros distintos, objetivando modificar as propriedades moleculares do polímero, como, por

exemplo, aumentando a estabilidade química e térmica, alterando a permeabilidade, entre ou-

tras41. Deste modo, a permeação através das membranas de quitosana pode ser controlada

variando-se a natureza e/ou a concentração de comonômeros, ligações cruzadas e plastifican-

tes29, e, ainda, o grau de desacetilação e a massa molar da quitosana usada na preparação das

membranas42.

1.3 Poli(ácido acrílico)

O poli(ácido acrílico)(PAA) (figura 1.3) é um polímero sintético, solúvel em água, dioxano,

etanol, metanol e álcool isopropílico (bons solventes polares), e insolúvel em benzeno, acetona

e outros43, obtido pela polimerização via radicais livres do ácido acrílico. Possui em sua

estrutura grupos carboxílicos terminais que conferem um caráter polianiônico à sua molécula,

rendendo-lhe habilidade de trocas iônicas e complexação com íons de carga positiva44.

O poli(ácido acrílico) é caracterizado por uma compatibilidade com biomateriais, tendo

também extensas aplicações como agente espessante em tintas, no campo de adesivos, nas

formulações de produtos farmacêuticos, em cosméticos e na agricultura45. Desse modo, um

grande interesse tem sido mostrado na sua utilização em diversas aplicações e, dentre os usos,

os mais interessantes são a fabricação de olhos artificiais, lentes de contato e dentaduras arti-

ficiais, uma vez que não causa irritação nem sensibilização à pele e aos olhos46.

20

1 Introdução

Figura 1.3: Estrutura química do poli(ácido acrílico).

O caráter aniônico polimérico do poli(ácido acrílico) em valores de pH alto (pH ≥ 6) torna

este polímero adequado para a cobertura de sistemas de liberação oral16, tendo sido inves-

tigado como agente que promove absorção para a liberação peroral de drogas peptídicas47,

prolonga o tempo de residência e aumenta o tempo de contato com a mucosa no sítio de ab-

sorção da droga. Sua alta solubilidade, porém, limita seu uso como sistema de liberação de

droga transmucosa, pois pode ser dissolvido antes do tempo desejado de permeação da droga

através da membrana48. Já seu caráter aniônico favorece a sua capacidade de se complexar

com álcool polivinílico(PVA)49, poli(vinil pirrolidona)(PVP)45, poli(óxido de etileno)(PEO)45

e quitosana50, entre outros51, através de pontes de hidrogênio e interações eletrostáticas, origi-

nando, assim, misturas de aspectos homogêneos que possuem baixa solubilidade em água.

1.4 Formação de complexos polieletrolíticos de

quitosana e poli(ácido acrílico)

Novas tecnologias requerem materiais com combinação de propriedades que não são en-

contradas nos materiais convencionais. A escolha adequada dos constituintes de um material,

com propriedades físicas complementares, tem levado ao desenvolvimento de complexos po-

lieletrolíticos de materiais poliméricos que apresentam características de interesse científico e

21

1 Introdução

tecnológico.

Os complexos poliméricos são formados pela associação de dois ou mais polímeros comple-

mentares, surgindo de atrações eletrostáticas, interações hidrofóbicas, pontes de hidrogênio,

forças de van der Waals ou combinações dessas interações52. A formação destes complexos

depende diretamente do grau de ionização do polímero catiônico e aniônico (pH e força iônica

das soluções), densidades de suas cargas (conformações da cadeia) e suas concentrações53. Al-

guns estudos têm confirmado que polímeros com propriedades complexantes têm alcançado

importância em termos de suas aplicações potenciais na ciência dos materiais e são extensi-

vamente usados nas mais diversas formas54. Usualmente, complexos polieletrolíticos (PEC)

podem ser aplicados na forma de hidrogéis, filmes e membranas, e são formados quando

cargas opostas de polieletrólitos carregados de grupos catiônico ou aniônico são misturados,

interagindo via interações eletrostáticas e causando precipitação em meio aquoso55, de modo

que o precipitado compacto obtido na forma de filmes contínuos é aplicado para membranas

de processo de separação como diálise, ultrafiltração e osmose reversa56; tais membranas têm,

também sido usadas na desidratação de álcoois55.

Na literatura, são descritos vários trabalhos sobre as propriedades peculiares de comple-

xos polieletrolíticos (PEC) adequados para aplicações biomédicas57, dentre estes complexos,

destacam-se os de quitosana/poli(estireno sulfonado) e quitosana/PAA que tiveram suas sínte-

ses e características físico-químicas estudadas58 e cujas estruturas têm levado a um novo ma-

terial polimérico com propriedades especiais, potencialmente proveitoso em vários campos,

incluindo liberação de droga57. Estudos também relatam formas de complexos polieletrolíti-

cos entre a quitosana, o alginato, a pectina e ainda interações entre membranas polieletrolíticas

e várias soluções de NaCl e proteínas plasmáticas59.

Os complexos de quitosana e poli(ácido acrílico)(PAA) são formados com o objetivo de

reduzir a solubilidade do PAA em água. Estudos mostraram que a solubilidade do PAA pode

ser reduzida, enquanto sua propriedade mucoadesiva pode ser melhorada ou mantida, quando

22

1 Introdução

ocorre sua complexação com a quitosana60. A insolubilidade é gerada pelas fortes intera-

ções eletrostáticas entre os polieletrólitos, poli(ácido acrílico) e quitosana61. De acordo com

a literatura55, 62, os complexos polieletrolíticos entre a quitosana e o poli(ácido acrílico) po-

dem ser obtidos pela mistura física entre os dois polímeros sob fusão, pela dissolução dos

polímeros em um solvente com posterior evaporação deste ou através da polimerização. A li-

teratura61 também relata a formação de membranas de complexos polieletrolíticos (PEC) entre

quitosana-PAA construída pela difusão do poli(ácido acrílico), na superfície de membranas de

quitosana pura, variando-se temperatura, tempo de difusão e a massa molar do PAA, com o

objetivo de serem usadas em sistemas de pervaporação61.

A quitosana, quando dissolvida em meio aquoso ácido pH ≤ 6,5, exibe uma alta densidade

de carga positiva no grupo NH+3 , permitindo que esta se agregue a compostos polianiônicos

como o PAA. Observa-se ainda a presença dos grupos hidroxilas nos carbonos 3 e 6 que

também podem participar das interações através das pontes de hidrogênio permitindo obter-se

membranas com excelentes propriedades que são exploradas pela indústria farmacêutica63.

Estudos mostraram a ocorrência de interações iônicas na mistura de quitosana e PAA que

incluem reação iônica entre íons NH+3 da quitosana e íons carboxílicos (COO−) do PAA,

pontes de hidrogênio entre H da quitosana e OH do grupo carboxílico do PAA ou entre OH

da quitosana e o H do PAA (figura1.4). Essas interações iônicas são geralmente confirmadas

por FTIR64 e todas as três ligações têm mostrado afinidade por água e repulsão por molé-

culas orgânicas. As ligações iônicas entre o íon amônio e carboxilato são das mais fortes e

induzem entrecruzamentos, prevenindo a dissolução e o excessivo inchamento da matriz po-

limérica na presença de água64. Em alguns casos de hidrogéis polieletrolíticos, o equilíbrio

de inchamento e tamanho das formas obtidas foram principalmente governadas pela percenta-

gem dos componentes iônicos no polímero e grau de ionização da droga65. Desta forma, um

completo entendimento da complexação interpolimérica pode facilitar a aplicação industrial

dos complexos com propriedades funcionais específicas.

23

1 Introdução

Figura 1.4: Processo de policomplexação entre a quitosana e o poli(ácido acrílico).

24

1 Introdução

O mecanismo de formação do complexo entre a quitosana e o poli(ácido acrílico) irá de-

pender do pH do meio. De acordo com a literatura66 em valores de pH de 3, 4 e 5, o grau de

ionização da quitosana é alto (1,0; 0,95 e 0,85, respectivamente). Nas mesmas condições, o

grau de ionização do PAA é em torno de 0,1; 0,2 e 0,5, respectivamente. Em outras palavras,

na faixa de pH entre 3 e 5 a maior parte dos grupos NH2 da quitosana está sob a forma pro-

tonada (NH+3 ) enquanto que os grupos carboxílicos estão na forma de COOH. Nesse caso, o

mecanismo de formação do complexo sugerido é:

Q − NH+3 + P − COOH → Q − NH+

3−OOC − P + H+

Por outro lado, em pH = 6, o grau de ionização da quitosana é reduzido a cerca de 0,6

enquanto do PAA cerca de 0,8 ou seja, a maioria dos grupos amina está na forma de NH2

enquanto os grupos carboxila estão sob a forma de COO− . Isso sugere o seguinte mecanismo

de formação de complexo:

Q − NH2 + −OOC − P +H+−−→ Q − NH+

3−OOC − P

1.5 Difusão

De modo geral, entende-se por difusão o transporte de massa de moléculas individuais por

uma barreira ou espaço livre, que ocorre segundo um processo aleatório e depende de um gra-

diente de concentração ou pressão67. A difusão livre ou transporte passivo de uma substância

através de um líquido, de um sólido ou de membranas, é um processo de considerável impor-

tância na ciência farmacêutica. Exemplos de tópicos de fenômenos de transporte de massa

aplicados à farmácia são: dissolução de fármacos em tabletes, pós, grânulos, liofilização, ul-

trafiltração, liberação de fármacos de ungüentos e de bases de supositórios, passagem de vapor

de água, gases, aditivos ou fármacos atráves de filmes de revestimentos, cápsulas e paredes de

25

1 Introdução

embalagens3. É possível citar, ainda, a própria absorção passiva de fármacos pelo organismo

ou a distribuição de substâncias nos diferentes compartimentos fisiológicos do nosso corpo3.

A difusão é o principal meio de liberação de fármacos através de estruturas poliméricas,

tais como filmes e microesferas, nos quais a difusão acontece gradativamente, impedindo

a ocorrência de picos elevados na concentração plasmática e, com isso, os efeitos adversos

relacionados a muitos fármacos3.

A difusão também é conhecida como a tendência que as moléculas apresentam de migrar de

uma região de concentração elevada para outra região de concentração baixa em consequên-

cia direta do movimento browniano. O processo fundamenta-se em aspectos relacionados

com soluto e solvente, temperatura, pressão, potencial químico, entre outros68. O movimento

browniano das moléculas garante que o sistema passe de um estado inicial, sem equilíbrio,

para um estado final de energia livre mínima e entropia máxima e, portanto, em equilíbrio69.

1.5.1 As leis de Fick

1.5.1.1 Primeira lei de Fick

A difusão passiva rege-se pela primeira lei de Fick, a qual relaciona o fluxo com o gradiente

de concentração, sob condições de estado estacionário (Fin = Fex) , onde o fluxo interno é

igual ao fluxo externo, ou seja, o processo de difusão em que o gradiente de concentração(∂c∂t

)não varia com o tempo. O mecanismo de liberação é governado por essa lei, que pode

ser expressa pela equação 1.170, e que estabelece que o fluxo de matéria é proporcional à

variação da concentração (∂c) e inversamente proporcional à distância (∂x).

Fx = −D

(∂c

∂x

)(1.1)

em que Fx representa a quantidade de substância que se difunde no intervalo de tempo através

de uma área plana, e D é um coeficiente de difusão que se pode definir como sendo a quanti-

26

1 Introdução

dade de substância difundida por unidade de tempo através da unidade de superfície, quando

o gradiente de concentração(

∂c∂x

)é também unitário. O sinal negativo da equação significa

que a difusão ocorre na direção de diminuição da concentração do difusante. A maioria dos

métodos experimentais utilizados para estudar a difusão tem interesse na variação da concen-

tração com o tempo e a distância. Nesse caso, a primeira lei de Fick pode ser convertida em

uma equação diferencial parcial de segunda ordem, a segunda lei de Fick70.

1.5.1.2 Segunda lei de Fick

A segunda lei de Fick (equação 1.2) representa a velocidade de alteração da concentração

de soluto em função do tempo e do deslocamento, dois importantes fatores na determinação

do coeficiente de difusão de qualquer soluto em diferentes sistemas. A segunda lei de Fick

é usada no estado não estacionário, isto é, quando a concentração muda com o tempo, sendo

mais conhecida como equação da difusão:

∂c

∂t= D

∂2c

∂x2(1.2)

em que c é a concentração de substância difusora, t é o tempo, D é o coeficiente de difusão

e x é uma das direções em que o fluxo pode ocorrer em um corpo. Para qualquer situação, o

problema é encontrar uma solução apropriada para a equação 1.2. Diversos métodos para a

obtenção de soluções são encontrados no livro "The Mathematics of Difusion"70.

1.5.2 Difusão através de membranas

O estudo da difusão de uma dada substância pode ser desenvolvido usando uma membrana

de espessura l e coeficiente de difusão D, que separa dois compartimentos e cujas superfícies x

= 0 e x = l são mantidas à concentrações constantes c1 e c2, respectivamente. Depois de algum

tempo, o estado estacionário é alcançado e as concentrações permanecem constantes em todos

os pontos da membrana. Então, a partir da equação da difusão (equação 1.1), mantendo o

27

1 Introdução

coeficiente de difusão constante e integrando em relação a x, tem-se:

dc

dx= constante (1.3)

e, através de integração posterior, introduzindo as condições em que x = 0 e x = l:

c − c1

c2 − c1

=x

l(1.4)

As equações 1.3 e 1.4 mostram que as concentrações variam linearmente de c1 a c2 através

da membrana. Além disso, o fluxo de substância difusora é o mesmo através de todas as

seções da membrana e dado por:

F = −Ddc

dx= −D

(c2 − c1)

l(1.5)

Se a espessura l e as concentrações de superfícies c1 e c2 são conhecidas, D pode ser obtido

a partir de um valor observado de F usando a equação 1.5. No entanto, experimentalmente,

nem sempre os valores das concentrações c1 e c2 podem ser determinadas71.

1.5.2.1 Constante de permeabilidade

Em alguns sistemas, quando as concentrações das superfícies c1 e c2 não podem ser ob-

tidas, mas somente as concentrações C1 e C2 das soluções nos dois lados da membrana são

conhecidas, o fluxo de transferência no estado estacionário é então descrito como72:

F = −P (C2 − C1)

l(1.6)

e a constante P é denominada de constante de permeabilidade do sistema. Sendo o coeficiente

de difusão D constante e existindo uma relação linear entre a concentração das soluções e

a concentração de equilíbrio na superfície da membrana, então as equações 1.5 e 1.6 são

28

1 Introdução

equivalentes, resultando em:

−D (c2 − c1)

l= −P (C2 − C1)

l(1.7)

assim tem-se:

P = D(c2 − c1)

(C2 − C1)(1.8)

Sabendo-se que o coeficiente de partição é dado por:

K =(c2 − c1)

(C2 − C1)(1.9)

Substituindo a equação 1.9 na equação 1.8, tem-se:

P = DK (1.10)

1.5.3 A permeabilidade da membrana

O cálculo da permeabilidade da membrana pode ser desenvolvido assumindo uma mem-

brana de espessura l e área S entre dois compartimentos com soluções em diferentes concen-

trações C1 e C2. Se inicialmente o sistema estiver livre de diferenças de concentração entre as

faces da membrana, ou seja, c1=c2, pode-se dizer que a concentração inicial de permeante na

membrana é zero. Após adicionar uma solução de concentração C1 em um dos compartimen-

tos da célula de permeabilidade, a quantidade de matéria Q que difunde deste compartimento

para um outro, considerando um comportamento linear quando t → ∞, é dada por70:

Qt =Dc1

l

(t − l2

6D

)(1.11)

em que D é o coeficiente de difusão e l é a espessura da membrana hidratada.

No estado estacionário a equação 1.1 pode ser aplicada, então, a quantidade de substância

29

1 Introdução

que atravessa a membrana de área S no tempo t é70:

Q = −SD(c2 − c1)

lt (1.12)

sabendo que o coeficiente de partição K dado na equação 1.9 se aplica a ambas as superfícies

da membrana, a equação 1.12 se torna:

Q = −SDK(C2 − C1)

lt (1.13)

como P = DK, tem-se:

Q = −SP (C2 − C1)

lt (1.14)

desse modo, o coeficiente de permeabilidade P pode ser determinado através da reta Q × t

no estado estacionário. Em muitos experimentos tem-se uma situação em que C1� C2, nesse

caso, a equação 1.14 pode ser simplificada para:

Q =SPC1

lt (1.15)

1.6 Metronidazol

O metronidazol (2-metil-5-nitroimidazol) (figura 1.5) é um pó, cristalino, branco, muito so-

lúvel em água a 25◦C (10,5 mg×mL−1) e ativo contra um amplo espectro de infecções para-

sitárias, protozoários e bactérias anaeróbicas (B. fragilis, B. melaninogênicos e Clostridium),

possuindo atividade particularmente elevada in vitro contra T. vaginalis (tricomoníase), E.

histolítica (amebíase) e Giardia lamblia (giardíase)73, sendo a molécula de DNA celular dos

microorganismos o principal alvo de sua ação biólogica. O metronidazol tem uma estrutura

heterocíclica, consistindo de núcleos baseados em imidazol com um grupo nitro na posição 5.

No perfil farmacocinético, esse fármaco tem sua absorção completa após administração oral,

30

1 Introdução

atingindo concentrações plasmáticas de cerca de 10 mg×mL−1 após 1h de uma dose de 500

mg73.

Figura 1.5: Estrutura química do metronidazol.

A meia-vida do metronidazol é de cerca de 8h, e sua ligação às proteínas plasmáticas é de

10%. O metronidazol é encontrado inalterado em vários tecidos e na urina, após administração

oral. Apesar de ser geralmente bem absorvido após administração oral, alguns pacientes não

respondem bem ao tratamento em virtude da baixa concentração sistêmica, sendo esse caso

uma questão aberta. O fígado é o principal local do seu metabolismo, sendo responsável por

mais de 50% da depuração sistêmica do metronidazol. O metronidazol pode causar desconfor-

tos gastrointestinais e, ainda, reação eritematosa com prurido e urticária. A sua administração

em altas doses pode causar distúrbios neurológicos. Sob aspecto clínico, os efeitos colaterais

apenas raramente foram suficientemente graves para causar interrupção da medicação. Toda-

via, pesquisas relataram que a droga metronidazol com anéis nitroimidazol em sua estrutura

é suspeita de ser carcinogênica e mutagênica74. O metronidazol foi escolhido para ser usado

nesse trabalho por ser um fármaco solúvel em água que possui absorção na região do UV e

por produzir solução aquosa saturada com pH = 5,8.

31

1 Introdução

1.7 Espectroscopia na região do infravermelho

A espectroscopia na região do infravermelho é freqüentemente aplicada como um dos mais

importantes métodos analíticos usados na determinação de moléculas orgânicas no estado lí-

quido, sólido e gasoso. A espectroscopia vibracional tem sido aplicada em determinações

qualitativas e quantitativas de materiais poliméricos, onde vários parâmetros podem ser in-

vestigados, incluindo grupos terminais, ramificações de cadeias, configuração e conformação,

assim como, isomerismo geométrico e estérico.

A espectroscopia de infravermelho é baseada nas vibrações dos átomos nas moléculas e

pode ser obtida passando radiação através da amostra e determinando que fração de radiação

incidente é absorvida em uma energia particular; a energia em que algum pico em um espectro

de absorção aparece correspondente à freqüência de vibração de uma parte da amostra da

molécula.

Diversos métodos podem ser utilizados na espectroscopia de infravermelho, dentre eles está

a espectroscopia de transmissão, a espectroscopia de reflectância externa, a espectroscopia de

reflectância difusa (DRIFT), a espectroscopia fotoacústica (PAS), a espectroscopia por elip-

sometria e a espectroscopia de reflectância total atenuada (ATR), sendo este último o mais

comumente utilizado pelos cientista depois da transmitância75.

A espectroscopia de reflexão total atenuada (ATR) utiliza o fenômeno de reflexão total

interna, figura 1.6 que permite a obtenção de espectros qualitativos de sólidos ou líquidos.

Esta técnica baseia-se no fato de que um feixe de luz refletido internamente pela superfície

de um meio transmissor penetra uma pequena distância além da superfície refletora e retorna

ao meio transmissor durante o processo de reflexão. Os cristais usados na célula de ATR são

feitos de materiais que têm baixa solubilidade em água e altíssimo índice de refração, como,

por exemplo, o seleneto de zinco (ZnSe), que é insolúvel em água, em solventes orgânicos e

em ácidos diluídos e bases, o que permite uma análise de amostras líquidas e sólidas76.

Quando a luz passa através de dois meios com diferentes índices de refração n1 e n2, (n1>

32

1 Introdução

n2) e que estão em contato entre si, sua trajetória é refratada. A magnitude dessa distorção

depende do ângulo de incidência, θ, e das densidades óticas de ambos os meios. A um ângulo

de 90◦ a luz é refletida e transmitida, a um ângulo θ < θcritico ela será refletida e refratada e

a um ângulo θ > θcritico ela será totalmente refletida. Esta é a base para a espectroscopia de

reflectância interna. O ângulo crítico é função do índice de refração dos materiais em contato,

sendo definido por77:

θc = sin−1 n21 (1.16)

em que:

n21 =n2

n1

(1.17)

n1 é o índice de refração do cristal de ATR e o n2 é o índice de refração da amostra.

Figura 1.6: Célula de reflectância total atenuada 76.

O fenômeno da reflexão interna total é familiar. Pode ser observado em um copo de água,

por exemplo. Se a parte do vidro, localizado abaixo da água é observada obliquamente através

da superfície da água, ela parecerá espelhada e não podemos ver nenhum objeto atrás deste

vidro. Isto ocorre porque a luz que incide na superfície do vidro é totalmente refletida e, por-

tanto, não atravessa esta superfície para iluminar o objeto. No entanto, tocando-se o vidro com

33

1 Introdução

um dedo, por exemplo, os padrões da pele tornam-se evidentes, o que indica que a reflexão

total foi destruída onde o contato foi feito. Isto pode ser explicado pela penetração do campo

eletromagnético no meio de menor densidade um pouco além da superfície refletora e, en-

tão, quando um objeto é colocado suficientemente próximo desta superfície, interage com este

campo eletromagnético destruindo a reflexão total. Este fenômeno é explicado pela formação

de uma onda estacionária no meio denso, perpendicular à superfície refletora e de um campo

evanescente no meio de menor densidade que decai exponencialmente com a distância a partir

da superfície. Portanto, no caso da espectroscopia de reflexão interna, a reflectividade é uma

medida de interação de uma onda evanescente com a amostra, resultando em seu espectro77.

A exploração do fenômeno da reflectância interna ou reflectância total atenuada para pro-

dução de espectros foi, inicialmente, desenvolvida por N. J. Harrick77 e J. Fahrenfort78. Após

isto, uma enorme quantidade de publicações com diferentes aplicações desta técnica tornaram-

na a segunda técnica de infravermelho mais utilizada, depois da transmissão.

Em um ensaio de ATR a amostra é colocada em contato com o elemento de reflexão in-

terna, conhecido como cristal de ATR, com alto índice de refração. A radiação infravermelha

é focalizada na extremidade do cristal, refletida através dele e depois direcionada para o de-

tector (figura 1.6). Como citado anteriormente, embora ocorra reflexão interna na interface

cristal/amostra, a radiação (onda evanescente) penetra a uma curta distância na amostra, onde

pode ser absorvida. É obtido então um espectro de absorção. O grau de penetração na amostra,

dp, foi definido por N. J. Harrick77 como sendo a distância necessária para que a amplitude da

onda evanescente decaia a um valor e−1 do seu valor inicial na interface.

A profundidade de penetração em ATR é uma função do comprimento de onda (λ), do

índice de refração do cristal e do ângulo de incidência de radiação (θ). A profundidade de

34

1 Introdução

penetração, dp, para uma absorbância nominal média é dada pela equação 1.18:

dp =

(λn1

)

2π

[sin2θ −

(n2

n1

)2] 1

2

(1.18)

O dp dá, portanto, uma idéia da faixa de espessura da amostra que está sendo analisada. De

acordo com a equação 1.18, uma das formas de se alterar o valor da dp é através da variação

no ângulo de incidência θ. O grau de penetração aumenta à medida que nos aproximamos do

ângulo crítico, de modo que várias profundidades podem ser atingidas, ajustando-se o ângulo

de incidência. No entanto, o número de reflexões, e, também, o dp irão diminuir à medida que

θ se aproxima de uma incidência rasa. O número de reflexões no cristal dá uma medida da

intensidade do espectro resultante e pode ser calculado através da seguinte equação77:

N =l × cotθ

t(1.19)

em que l é o comprimento do cristal e t sua espessura. Estes pontos foram enfatizados porque

frequentemente se deseja observar camadas finas da superfície através da variação destes pa-

râmetros (θ e n1), no entanto, isto possui sempre a desvantagem de diminuir a intensidade do

sinal.

Os espectrômetros modernos geralmente possuem acessório que permite a variação no ân-

gulo de incidência, θ. Observando-se a figura 1.6, verifica-se que o cristal possui a forma de

um paralelepípedo cortado para produzir um ângulo de 45◦. Caso o ângulo de incidência seja

diferente de 45◦, a radiação não será mais normal à superfície e, desse modo, ocorrerão perdas

por refração. Nesse caso, o ângulo efetivo pode ser calculado usando a lei de Snell e algumas

relações trigonométricas75. A relação obtida é :

θef = 45 − sen−1

[(n1

n2

)sen (45 − θescala)

](1.20)

35

1 Introdução

em que θef é o ângulo efetivo e θescala é o ângulo indicado na escala do acessório.

1.8 Análise térmica

Talvez nenhum campo de caracterização de polímeros tenha se expandido tão rapidamente

como as análises térmicas. Desde a introdução de modernos instrumentos em 1962, a popu-

laridade da grande variedade de técnicas de análise térmica tem crescido satisfatoriamente.

Análise térmica é um termo que abrange um grupo de técnicas que medem as propriedades

físicas e/ou químicas de uma substância e seus produtos de reação em função da tempera-

tura, com métodos que envolvem mudanças da massa e energia, à medida que a substância é

submetida a um programa de temperatura controlada79.

Na análise térmica, a amostra é aquecida ou resfriada à taxa constante ou mantida à tem-

peratura constante. Em diversos experimentos, a atmosfera é igualmente importante, podendo

ter um efeito significativo nos estágios de decomposição de uma amostra. Particularmente, ela

diferencia entre o uso de gases inertes e oxidantes.

As vantagens da análise térmica podem ser resumidas como as seguintes:

• a amostra pode ser analisada em larga faixa de temperatura, usando-se vários programas

de temperatura;

• qualquer forma física de amostra (sólida, líquida ou gel), pode ser acomodada, usando

uma variedade de porta-amostras;

• é necessário somente uma pequena quantidade de amostra;

• a atmosfera do ensaio é padronizada (inerte, oxidante ou uma composição de gases);

• flexibilidade no tempo de ensaio, podendo levar desde alguns minutos até várias horas.

Existem várias técnicas em análise térmica e cada uma delas apresenta respostas específi-

cas do comportamento dos materiais diante da variação de temperatura, como é mostrado na

36

1 Introdução

tabela 1.1. Nesse trabalho, foi utilizada a análise termogravimétrica (TGA) para analisar a

estabilidade térmica das membranas de quitosana e quitosana/PAA.

Tabela 1.1: Técnicas de análise térmica.

Análise Sigla Propriedades

Análise termogravimétrica TGA Variação de massa em função da temperatura

Análise termogravimétrica diferencial DTG Velocidade de variação da massa em

função da temperatura

Análise térmica diferencial DTA Mudança na quantidade de calor liberado ou absorvido

Calorimetria diferencial de varredura DSC Medida quantitativa das mudanças de entalpia

em função da temperatura e do tempo

Análise dinâmico mecânica DMA Variação de módulo dinâmico e/ou amortecimento

de uma substância sob uma carga oscilatória em

em função da temperatura e frequência

Dilatometria ou análise TMA Variação da dimensão linear em função da temperatura

termomecânica e medida de coeficiente de expansão térmica sob carga

não oscilatória

1.8.1 Análise termogravimétrica (TGA)

O termo análise termogravimétrica (TGA) é comumente empregado, particularmente, em

polímeros, no lugar de TG, por ser seu precendente histórico e para minimizar a confusão

verbal com Tg, abreviação da temperatura de transição vítrea. A análise termogravimétrica é

usada para determinar alterações da massa de amostras em função da temperatura ou de tempo

a uma temperatura constante, usando uma microbalança. A aplicação típica desta técnica está

na avaliação da estabilidade térmica e temperatura de decomposição. Em uma TGA, há um

grande número de fatores que afetam a natureza e a precisão dos resultados experimentais,

37

1 Introdução

sendo de natureza instrumental (taxa de aquecimento do forno, atmosfera do forno, geome-

tria do porta-amostra e do forno, entre outras) ou dependentes das características da amostra

(quantidade, solubilidade dos gases envolvidos na amostra, tamanho da partícula, calor de

reação, empacotamento da amostra, condutividade térmica, entre outras). A análise termo-

gravimétrica também pode ser usada para se obter algumas informações sobre distribuição de

seqüência de copolímeros, da composição de polímeros carregados e para analisar a cinética

dos processos físico-químicos que ocorrem nas amostras80.

A análise termogravimétrica geralmente é realizada de três formas:

1. Termogravimetria isotérmica, em que as variações de massa da amostra são medidas em

função do tempo, a uma temperatura constante;

2. Termogravimetria quase-isotérmica, em que a variação de massa da amostra é medida

em função do tempo a várias temperaturas constantes;

3. Termogravimetria dinâmica, em que o registro de variação de massa da amostra é feito

em função da temperatura, a uma taxa de aquecimento pré-determinada e preferencial-

mente constante, sendo essa a técnica utilizada nesse trabalho.

A termogravimetria derivada (DTG) é uma técnica que fornece a derivada primeira da curva

termogravimétrica (TG), e esta é caracterizada por apresentar a variação de massa em função

da temperatura ou em relação ao tempo sob a forma de picos, sendo útil nos casos em que a

análise da TG apresenta sobreposições, permitindo distinguir com maior facilidade o ínicio e

o fim de um processo. A aréa sob a curva da DTG é proporcional à variação de massa, o que

permite análises quantitativas precisas81.

1.9 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)

Em 1965, o equipamento de microscopia eletrônica de varredura (MEV) tornou-se comerci-

almente disponível e imprescindível nas mais diversas áreas: eletrônica, geologia, ciência dos

38

1 Introdução

materiais, ciência da vida, entre outras, uma vez que o desenvolvimento de novos materiais

tem exigido um número de informações bastante detalhado de características só possíveis de

serem observadas no MEV. Essa técnica é utilizada para analisar a morfologia de materiais

sólidos, pois permite uma caracterização rápida e precisa da superfície e de suas subestrutu-

ras. A área a ser analisada é bombardeada por um fino feixe de elétrons de alta voltagem,

que são direcionados na superfície da amostra coberta por um filme condutivo. Como resul-

tado da interação do feixe de elétrons com a superfície da amostra em análise ponto a ponto,

uma série de radiações é emitida, e, quando captada corretamente, fornece informações da

natureza topográfica da amostra, cujas imagens se apresentam com aparência natural em três

dimensões82.

Na microscopia eletrônica de varredura, as amostras em análise devem ser recobertas com

uma fina camada de material condutor (Au, Pd, C), para evitar que estas se alterem ou mesmo

queimem, devido a alta voltagem empregada para a aceleração dos elétrons e, também, pelo

fato de alguns materiais serem maus condutores de elétrons, como, por exemplo, as membra-

nas preparadas a partir de materiais poliméricos. Pode-se também usar uma baixa voltagem

de aceleração no feixe de elétrons. Para a maioria dos materiais, o uso de voltagem entre 1 e

3kV não produz alteração na amostra82.

39

2 Metodologia experimental

2.1 Materiais

A quitosana em pó (Polymar Ltda, Brasil) usada neste trabalho apresenta grau de desace-

tilação em torno de 90,47%, segundo o fabricante. Sua massa molar média (M v = 2,2×105

Daltons) foi determinada pelo método de viscometria, utilizando a equação de Mark-Howink-

Sakurada, cujos valores das constantes específicas a e K são 0,76 e 3,5×10−4, respectiva-

mente83. O fármaco metronidazol (MM = 171, 15g×mol−1, Aldrich, USA), o Poli(ácido

acrílico) (MM = 250.000 Da, Aldrich, USA), o ácido acético (P. A., Reagen Quimibrás

Ltda, Brasil) e o hidróxido de sódio (P.A., Vetec Ltda, Brasil) foram utilizados sem qualquer

purificação prévia.

2.2 Preparação das membranas

2.2.1 Membranas de quitosana

A quitosana foi dissolvida em solução aquosa de ácido acético 2 % v/v, e mantida sob

agitação constante durante 24h, em temperatura ambiente, de modo a se obter uma solução

1,5 % m/v do polímero. Após esse período, a solução foi filtrada, sendo esse procedimento

realizado em duas etapas. Na primeira, foi utilizado um filtro com tela de náilon a fim de

eliminar resíduos sólidos derivados do processo de obtenção da quitosana. Na segunda, foi

40


utilizado um filtro Millex Millipore R© com diâmetro de poros de 41µm. Em seguida, o filtrado

foi deixado em repouso por cerca de 6h para permitir o desaparecimento de bolhas de ar. Um

volume de 25mL da solução de quitosana foi colocado em placas de Petri, que foram deixadas

em repouso por cerca de 1h para eliminar as bolhas e, em seguida, colocadas em estufa a

50◦C por 24h para evaporação do solvente. Depois de retiradas da estufa, as membranas

foram neutralizadas com uma solução de NaOH 5 % por 2h e lavadas com água destilada

repetidamente para a remoção dos resíduos da solução alcalina. Após o estiramento e secagem,

à temperatura ambiente, por 24h, foram obtidas membranas de quitosana denominadas (QUI)

com espessura na faixa de 32 a 42µm (micrômetro digital Check-line DCF 900).

2.2.2 Membranas de quitosana/poli(ácido acrílico)

As membranas de quitosana/poli(ácido acrílico) foram preparadas a partir de membranas de

quitosana pura obtidas como descrito na subseção 2.2.1, entretanto, antes do processo de se-

cagem em extensor à temperatura ambiente, as membranas foram fixadas em suporte ilustrado

na figura 2.1. Um volume de aproximadamente 50mL de uma solução aquosa de poli(ácido

acrílico) na concentração de 2,0g×L−1 e (pH 3,2) foi colocado em contato com a camada su-

perior das membranas fixadas ao suporte e mantidas em duas diferentes temperaturas: 25◦C

e a 60◦C. A temperatura de 60◦C foi obtida utilizando-se um banho termostático (Tecnal-TE

184), pré-aquecido. Em ambos os casos, o tempo de tratamento foi de 2h. Depois do tra-

tamento com o poli(ácido acrílico)(PAA), as membranas foram cuidadosamente retiradas do

suporte e lavadas em água destilada para a remoção dos resíduos de PAA. Após isso, foram

estiradas e secadas à temperatura ambiente por 24h, obtendo-se assim, membranas de quito-

sana/poli(ácido acrílico) denominadas QUIPAA25 e QUIPAA60, com espessura na faixa de

44 a 48µm, respectivamente (micrômetro digital Check-line DCF 900).

41


Figura 2.1: Sistema para tratamento superficial das membranas de quitosana.

2.3 Caracterização das membranas

2.3.1 Espectroscopia de absorção na região do ultravioleta

A curva de calibração do metronidazol foi obtida a partir de soluções de metronidazol

na faixa de concentração de 0,006g×L−1 a 0,028g×L−1, em comprimento de onda (λ) de

320nm por espectrofotometria na região de UV, em espectrofotômetro Varian, modelo Cary

100UV/Visível. Todas as medidas foram feitas em duplicatas. A espectrofotometria é funda-

mentada na Lei de Lambert-Beer (equação 2.1), utilizada nesse experimento para a obtenção

do valor da absortividade do metronidazol, o qual é um dos parâmetros utilizados para o

cálculo da permeabilidade das membranas. Para medidas de absorção de radiação em deter-

minado comprimento de onda, tem-se a equação 2.1:

A = εbc (2.1)

em que A é a absorbância, ε é a absortividade molar, b é o caminho óptico da célula do

espectrofotômetro e c a concentração da solução absorvente.

42


2.3.2 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho

As medidas espectroscópicas na região do infravermelho das membranas obtidas, como

descrito na seção 2.2, foram realizadas com um espectrofotômetro FT-IR Thermo Nicolet

Nexus 470. As membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 foram analisadas pela técnica de

reflexão total atenuada (ATR) em cristal de ZnSe, com comprimento de 50mm e a espessura

de 3mm, utilizando-se ângulos de incidência de 39◦, 45◦ e 60◦.

2.3.3 Ensaio de ganho de massa

A porcentagem de ganho de massa por intumescimento das membranas foi determinada pela

imersão destas individualmente em becker de 250mL contendo água destilada a temperatura

ambiente. O procedimento foi realizado no período de tempo de 15min a 48h, usando uma

balança analítica B-TEC-U210A Tecnal. A porcentagem de água absorvida foi calculada,

através da equação 2.2:

% =

(mu − ms

ms

)× 100 (2.2)

onde mu e ms representam, respectivamente, as massas das membranas úmidas e secas.

2.3.4 Análise térmica

2.3.4.1 Análise termogravimétrica

As membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 foram analisadas em um analisador termo-

gravimétrico DTG-60 de marca SHIMADZU que consiste de uma balança eletrônica acoplada

a um forno tipo mufla de temperatura máxima de trabalho de 1500◦C e com um controle de

temperatura que permite a aplicação de taxas de aquecimento de 0,1 até 25◦C×min−1. As aná-

lises foram feitas com amostras de 5mg submetidas à uma razão de aquecimento de 10◦C×min−1 em uma atmosfera dinâmica de N2 (30mL× min−1) e em uma faixa de temperatura de

43


25 a 800◦C.

2.3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)

Para a realização das análises, foram retirados fragmentos de 0,5cm do centro de cada mem-

brana. As fotomicrografias das amostras das membranas de QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60

foram obtidas de sua superfície, de modo a se observar a morfologia externa. As membranas

foram fixadas com fita adesiva em suportes de alumínio próprios para o MEV, sendo pos-

teriormente recobertas com uma fina camada de ouro de 20nm de espessura. Usou-se um

microscópio eletrônico de varredura da marca Phillips-XL30, operando com feixe de elétrons

secundários com aceleração 2kV e que permite visualização morfológica da amostra em dife-

rentes magnitudes.

2.3.6 Ensaio de permeação

A medida de permeabilidade do fármaco é outro método importante na caracterização de

membranas. A determinação é simples e não destrutiva para a membrana. O experimento

foi realizado com as membranas de QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60, previamente imersas em

água destilada, à temperatura ambiente, por aproximadamente 24h.

As membranas foram colocadas entre dois compartimentos A e B de uma célula de perme-

abilidade em formato de ”U”, feita de PVC. A superfície tratada ficou sempre voltada para o

lado A da célula. No compartimento B foi colocado um volume de 230mL de solvente puro

(água destilada) e no compartimento A igual volume de uma solução aquosa de metronidazol

nas concentrações de 0,1 e 0,2%. O solvente e a solução foram submetidos à agitação mecâ-

nica constante sincronizada. Todo o sistema foi mantido em banho termostático à temperatura

constante de 30 ± 0,1 ◦C (figura 2.2).

Uma bomba peristáltica (Micronal B 332 II), ligada através de duas mangueiras ao compar-

timento B e à cubeta do espectrofotômetro (Varian Cary 100 UV/visível), coletou amostras de

44


metronidazol que difundiram do compartimento A para o compartimento B em intervalos de

tempo regulares de 5min e a absorbância foi medida no comprimento de onda (λ) de 320nm;

a alíquota retirada foi devolvida automaticamente ao compartimeno de origem, após análise.

Todos os experimentos foram feitos em duplicata e duraram em torno de 3h.

Figura 2.2: Sistema de permeação in vitro.

2.3.7 Cálculo da permeabilidade das membranas

Os valores de permeabilidade foram determinados utilizando o modelo descrito por Crank70

para o fluxo através de membrana. Assumindo que a membrana possui inicialmente concen-

tração (c0 = 0) e que a concentração em uma das faces da membrana é muito maior que a

outra, isto é, c1 � c2, tem-se que c1 − c2 ≈ c1. Nesse caso, a quantidade total de substância

Q que difunde através da membrana de área S no tempo t é dada pela equação 2.3 mostrada,

abaixo:

Q =Dc1

l

(t − l2

6D

)(2.3)

45


em que D é o coeficiente de difusão e l é a espessura da membrana hidratada. Como a quan-

tidade de fármaco que passa através da membrana foi determinada espectroscopicamente, Q

pode ser dado por:

Q =V c

S(2.4)

pela equação 2.1, lei de Lambert-Beer, a concentração é dada por:

c =A

εb(2.5)

portanto, substituindo a equação 2.5 na equação 2.4, tem-se:

Q =V A

εbS(2.6)

em que V é o volume da célula de difusão, A é a absorbância, ε é a absortividade calculada

a partir do coeficiente angular da curva de calibração, b é o caminho ótico da célula e S é a

área de superfície da membrana. Igualando a equação 2.6 com a equação 2.3 e rearranjando,

obtém-se:

A =Dc1εbS

V lt − c1lεbS

6V(2.7)

em que c1 é a concentração inicial da substância difusora na superfície da membrana, D é o co-

eficiente de difusão e l a espessura da membrana. Entretanto, como as membranas em análise

são relativamente finas, a determinação da concentração do fármaco na superfície da mem-

brana, necessária para a determinação do valor de D, é muito difícil. Dessa forma, substitui-se

o cálculo do coeficiente de difusão D pelo cálculo da permeabilidade, utilizando-se para isto

a equação 1.10 que mostra a relação existente entre estes dois fatores. Substituindo a equação

46


1.10 na equação 2.7, obtém-se:

A =PC1εbS

V lt − c1lεbS

6V(2.8)

Desse modo, o coeficiente de permeabilidade pode ser determinado através da inclinação

da curva gerada pelo gráfico de absorbância versus tempo no estado estacionário, em que:

α =PC1εbS

V l(2.9)

47

3 Resultados e discussão

Neste capítulo são apresentados os resultados experimentais referentes à preparação das

membranas poliméricas, sua caracterização morfológica, térmica e espectroscópica, assim

como o comportamento dessas membranas em relação à permeação do fármaco metronida-

zol.

3.1 Espectroscopia na região do ultravioleta

3.1.1 Curva de calibração do metronidazol

A figura 3.1 mostra o espectro de ultravioleta obtido para a solução aquosa de metronida-

zol a 0,022g×L−1. De acordo com a figura 3.1, observa-se a existência de três bandas de

absorção. A banda com máximo localizado em λ= 320nm foi escolhida para ser usada na ela-

boração da curva de calibração por apresentar maior intensidade. De acordo com a literatura84

o metronidazol apresenta tal absorção na faixa de 200 a 350nm.

A figura 3.2 apresenta o gráfico com os valores de absorbância versus concentração usados

na curva de calibração. Considerando a relação existente entre a absorbância e a concentração

da solução dada pela lei de Lambert-Beer, equação 2.1, tem-se que o coeficiente angular da

reta gerada fornece o valor de absortividade (α=εb). O valor obtido para a absortividade do

metronidazol foi ε= 54806g−1×cm2.

Com o valor da absortividade e da variação da absorbância da solução com o tempo no com-

48


partimento B da célula de permeação, os valores de permeabilidade das diferentes membranas

puderam ser calculados em relação ao metronidazol.

Figura 3.1: Espectro no UV para uma solução aquosa de metronidazol.

49


0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

0.005 0.01 0.015 0.02 0.025 0.03

Ab

sorb

ânci

a

C (g/m3)

Figura 3.2: Curva de calibração do metronidazol.

50


3.2 Espectroscopia na região do infravermelho

A técnica FTIR-ATR com ângulo variável foi utillizada nesse trabalho com o objetivo de,

através da variação no ângulo de incidência, obter-se espectros mais representativos da su-

perfície das membranas. Para se determinar a faixa de ângulo a ser utilizada, a primeira

providência foi determinar o ângulo crítico de acordo com a equação 1.16. Utilizando um

valor de 1,50 para o índice de refração da quitosana85, 86 e 2,40 para o cristal de seleneto de

zinco (ZnSe)76, foi obtido um valor de ângulo crítico de 38,7◦. A partir desse valor, os ângulos

escolhidos foram 39◦, 45◦e 60◦.

A tabela 3.1 fornece algumas informações características de cada ângulo utilizado, como

valores de profundidade de penetração (dp), número de reflexões e ângulo efetivo, que foram

calculados utilizando-se as respectivas equações 1.18, 1.19 e 1.20, já descritas na seção 1.7.

Tabela 3.1: Características de cada ângulo utilizado na técnica FTIR-ATR.

θescala θefetivo n◦ de reflexões dp(µm) p/ ν = 1.600 cm−1

39◦ 41,2◦ 19,0 5,3245◦ 45,0◦ 16,6 1,2560◦ 54,0◦ 12,1 0,69

Observa-se que, quanto maior o ângulo de incidência, menor o número de reflexões e o

grau de penetração na amostra; e conclui-se que, utilizando-se um ângulo de incidência de

60◦com grau de penetração de 0,69µm, é possível se obter um espectro mais representativo da

superfície das membranas hidratadas, em relação a um ângulo de incidência de 39◦, com grau

de penetração de 5,32µm. Deve-se citar que as membranas hidratadas possuem espessura na

faixa de 69 e 72µm.

A figura 3.3 apresenta os espectros da quitosana pura obtidos usando os dois lados da mem-

brana, a um ângulo de incidência de 45◦. O lado A refere-se à face inferior da membrana, que

secou em contato com a placa de Petri, enquanto o lado B refere-se à face superior que secou

em contato com o ar. O objetivo desse experimento foi demonstrar a semelhança inicial das

51


duas faces. A primeira observação que pode ser feita está relacionada à qualidade dos espec-

tros obtidos. Observa-se que a face A produz espectros de melhor qualidade e com nível de

ruído consideravelmente pequeno, já a face B produz um espectro com bandas menos intensas

e com um ruído maior. Com esse experimento, demonstra-se a semelhança espectral das duas

faces. Em relação à posição e/ou surgimento de novas bandas, pode-se afirmar que as super-

fícies são praticamente idênticas e que a diferença observada na qualidade dos espectros está

relacionada, provavelmente, à diferença de rugosidade nas faces. Nesse caso, a face B (em

contato com o ar) deve ser um pouco mais rugosa do que a face A, o que prejudica o contato

entre a membrana e o cristal e, assim, a qualidade do espectro. Resultados semelhantes foram

obtidos para os ângulos de 39◦ e 60◦ para a membrana QUI.

Figura 3.3: Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana de quitosana pura ob-tido a um ângulo de incidência de 45◦.

52


Outra observação importante a ser feita é que, inicialmente, tentou-se obter os espectros a

partir das membranas secas. Os espectros obtidos, todavia, não apresentaram boa qualidade,

provavelmente devido à dificuldade de se obter um bom contato da membrana-cristal, causada

pela rigidez da membrana seca. Por esse motivo, optou-se pelo uso de membranas hidratadas.

A literatura55 tem nos mostrado que a água possui efeito plastificante nas membranas de qui-

tosana, tornando-as mais macias, o que facilita o contato membrana-cristal. Além disso, as

informações sobre as membranas hidratadas são também muito valiosas, visto que durante o

seu uso nas medidas de permeabilidade estas estão sempre hidratadas.

A partir dos espectros da figura 3.3, as principais absorções relativas à quitosana foram

caracterizadas e encontram-se descritas na tabela 3.2. Comparando os espectros da figura 3.3

com os espectros encontrados na literatura87, observa-se que as principais diferenças surgem

na região entre 3000-3600 cm−1 e a 1640 cm−1, devido à presença de água nas membranas.

Na primeira região tem-se as deformações axiais simétricas (3490 cm−1) e assimétricas (3280

cm−1) das ligações O-H da água; em 1640 cm−1, tem-se a deformação angular da mesma

ligação, tornando estas bandas mais intensas do que no espectro da quitosana seca.

Tabela 3.2: Bandas de absorção no FTIR-ATR para membrana QUI.

Número de onda (cm−1) Atribuição3300 deformação axial de O-H e N-H do grupo NH2

2920 e 2880 deformação axial de C-H de grupos CH2 e CH3

1640 deformação axial de C= O (amida I)1593 deformação angular N-H do grupo NH2 (amida II)1420 e 1323 deformação angular de O-H e deformação angular

de C-H do anel glicosídico1380 deformação angular do C-H de CH3

1150,1074 e 1031 deformação axial do C-O da ligação éter

A partir da diferença de qualidade dos espectros obtidos em lados diferentes da membrana,

optou-se por realizar o tratamento com o PAA sempre na face A (inferior) da membrana.

A figura 3.4 apresenta os espectros de ambas as faces de uma membrana tratada com PAA à

temperatura ambiente, obtidos a partir de ângulos de 39◦, 45◦ e 60◦, (a,b e c) respectivamente.

53


A faixa de número de onda mostrada é, de acordo com a literatura,59 a região onde se observa

as bandas referentes à formação do complexo entre o poli(ácido acrílico) e a quitosana. O

restante do espectro não apresentou nenhuma variação para os três ângulos utilizados.

A análise da figura 3.4 (a) mostra que, para o ângulo de 39◦, ambos os lados da membrana

produzem praticamente o mesmo espectro. Já os espectros obtidos em ângulos de 45◦e 60◦,

mostrados nas figuras 3.4 (b e c), evidenciam o surgimento de uma nova banda, próximo a

1560 cm−1 que, de acordo com a literatura62, corresponde à absorções características dos gru-

pos NH+3 e COO−, evidenciando, assim, a formação do complexo61, 62. O não surgimento

dessa banda no espectro obtido a 39◦ pode ser explicado pelo fato de que, nesse ângulo, o

grau de penetração do campo evanescente na amostra é bem maior, como mostra a tabela 3.1,

e, portanto, o espectro obtido é característico do volume da amostra e não de sua superfície.

Já os espectros obtidos nos ângulos de 45◦ e 60◦ são os que possuem a menor profundidade

de penetração, sendo os mais característicos para análise da superfície da membrana. A partir

desses resultados, confirma-se que o tratamento com o PAA foi apenas superficial e que a pro-

fundidade de penetração do PAA foi de apenas alguns micrômetros e, portanto, as membranas

obtidas são assimétricas.

A figura 3.5 mostra a mesma sequência de espectros da figura 3.4, só que, agora, usando

membranas tratadas com PAA a 60◦C. Nesse caso, percebe-se que, mesmo a um ângulo de

39◦ na figura 3.5, já é possível se observar o surgimento da banda de absorção referente à

formação do complexo e, à medida que o ângulo de incidência aumenta, essa absorção torna-

se mais evidente. Esses resultados indicam que, com o aumento da temperatura, o processo

de formação do complexo ocorre não apenas próximo à superfície, mas também à camadas

mais internas da membrana. Uma provável explicação para isto seria o fato de que, a 60◦C,

a quitosana já passou pela sua temperatura de transição vítrea (em torno de 50◦C)88 estando,

agora, no estado borrachoso, em que existe uma maior mobilidade das cadeias, o que facilitaria

a penetração das moléculas de poli(ácido acrílico).

54


Figura 3.4: Espectros de FTIR-ATR para ambas as faces da membrana tratada com poli(ácidoacrílico) à temperatura ambiente, obtidos a ângulo de incidência de 39◦, 45◦ e 60◦,respectivamente a, b e c.

55


Figura 3.5: Espectros FTIR-ATR para ambas as faces da membrana tratada com poli(ácidoacrílico) a 60◦C, obtidos a ângulo de incidência de 39◦, 45◦ e 60◦ , respectivamentea,b e c.

56


Figura 3.6: Espectros de FTIR-ATR para a membrana de quitosana pura, tratada compoli(ácido acrílico) à temperatura ambiente e a 60◦C, obtidas a um ângulo de inci-dência de 60◦.

A figura 3.6, por sua vez, apresenta os espectros de quitosana pura (60Q_A), tratada à

temperatura ambiente (60QPAA_25_T) e a 60◦C (60QPAA_60_T), obtidos a um ângulo de

incidência de 60◦. Observa-se, aqui, que a 60◦C, a banda de absorção referente à formação do

complexo torna-se ainda mais evidente do que à temperatura ambiente, confirmando que com

o aumento da temperatura ocorre também aumento no grau de complexação. Os resultados

obtidos a 39◦ e 45◦, embora menos evidentes, também apresentaram a mesma tendência.

3.3 Ensaio de ganho de massa

O ganho de massa devido à sorção de água pelas membranas de QUI, QUIPAA25 e QUI-

PAA60 foi analisado através da imersão dessas em água destilada por diferentes intervalos de

tempo. A figura 3.7 e a tabela 3.3 apresentam os resultados obtidos nesses experimentos.

A análise da figura 3.7 permite observar que as três membranas analisadas apresentam ga-

57


nhos de massa superiores a 90%, o que é uma indicação da forte afinidade desses polímeros,

quitosana e poli(ácido acrílico), pela água. No caso da quitosana, sabe-se que esta hidrofilici-

dade é consequência da presença de grupos amino e hidroxila em sua estrutura, enquanto que,

no caso do poli(ácido acrílico), é devido à presença dos grupos carboxílicos, que tornam esse

polímero solúvel em água.

Outra observação que pode ser feita é quanto à velocidade com que a água é retida pelas

membranas. No caso da membrana de quitosana pura, observa-se que o processo de intumes-

cimento ocorre muito rapidamente tendendo a um valor de equílibrio. De acordo com a tabela

3.3, a variação no percentual de ganho de massa entre o tempo inicial de 15 minutos e o final

de 48 horas é de apenas 3,0%. Já no caso das membranas tratadas com PAA, observa-se que o

mesmo processo ocorre de forma mais gradual e não parece ainda ter atingido seus valores de

equílibrio, isso pode ser consequência do tratamento na superfície das membranas. De acordo

com a literatura54, a interação entre os grupos NH+3 da quitosana e COO− do PAA induz à

reticulação iônica na camada superficial da membrana, fazendo com que haja uma redução na

velocidade de retenção de água pela membrana. De acordo com a tabela 3.3, a variação no

percentual de ganho de massa entre os tempos inicial e final nas membranas tratadas com o

PAA é de cerca de 6,4%.

Uma última observação refere-se à quantidade de água retida pelas membranas. Neste caso,

a figura 3.7 mostra que as membranas tratadas com poli(ácido acrílico) têm uma maior capaci-

dade de retenção de água do que a membrana de quitosana pura. Este resultado é inicialmente

supreendente, visto que, como já relatado, a reticulação deveria dificultar a absorção de água,

entretanto pode ser explicado considerando que os sítios iônicos formados pela reticulação exi-

bem grande afinidade pela água, assim como também o poli(ácido acrílico) adicionado para

o tratamento. Além disso, deve-se considerar que as membranas utilizadas são relativamente

finas, o que significa dizer que suas superfícies possuem grande influência em seu compor-

tamento. Mais adiante serão analisadas as imagens de microscopia eletrônica de varredura

58


Figura 3.7: Porcentagem de ganho de massa para membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60em função do tempo.

59


das membranas usadas neste experimento. Desde já, pode-se adiantar que as superfícies trata-

das com poli(ácido acrílico) são substancialmente diferentes da superfície da membrana não

tratada. Com isso, sugere-se que o tratamento produz uma modificação na superfície da mem-

brana, aumentando sua área superficial e, consequentemente, permitindo uma maior adsorção

de água nesta superfície. Estima-se que, no caso das membranas tratadas, o aumento na quan-

tidade de água retida na membrana foi de 8% para QUIPAA25 e 14% para QUIPAA60 e está

mais relacionado a um fenômeno de superfície, ou seja, as moléculas de água estariam distri-

buídas na superfície da membrana (adsorvidas) além de fixadas em seu interior (absorvidas).

Tabela 3.3: Porcentagem de ganho de massa pelas membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60.

Tempo (h) QUI (%) σn−1 QUIPAA25(%) σn−1 QUIPAA60 (%) σn−1

0,25 98 2 103 3 108 30,50 99 2 106 3 109 3

1 98 2 107 3 108 22 99 2 107 4 109 23 100 3 107 4 111 24 100 2 106 3 112 25 99 2 104 3 111 46 103 3 105 3 112 27 101 2 106 4 112 28 100 2 106 4 112 224 100 2 108 3 114 348 101 2 109 3 115 2

3.4 Análise térmica

3.4.1 Termogravimetria

As curvas termogravimétricas (TG) e as curvas termogravimétricas derivadas (DTG) das

membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 são mostradas nas figuras 3.8 e 3.9, respectiva-

mente. O termograma da quitosana exibe um comportamento típico para esse polissacarídeo,

60


apresentando dois estágios distintos de decomposição. O primeiro estágio inicia-se a 31◦C e

vai até cerca de 150◦C, com pico máximo em torno de 52,6◦C, correspondendo a uma perda

de massa de 10,3%. O segundo estágio tem início próximo a 200◦C indo até 400◦C, com

pico máximo em torno de 300◦C e perda de massa de 49,5%. As curvas TG e DTG das

membranas QUIPAA25 e QUIPAA60 também apresentam dois estágios de degradação. A

membrana QUIPAA25 apresenta o primeiro estágio na faixa entre 31 e 200◦C, com pico má-

ximo a 58,9◦C e perda de massa de 7,6%, e um segundo estágio na faixa entre 200 e 400◦C,

com pico máximo a 300◦C e perda de massa de 35,0%. Na membrana QUIPAA60, observa-se

que o primeiro estágio ocorre entre 31 e 200◦C , com pico máximo a 59,2◦C e perda de massa

de 6,8%, enquanto o segundo estágio ocorre entre 200 e 400◦C , com pico máximo a 300◦C e

perda de massa de 34,6%.

De acordo com a literatura57, 89, 90, a primeira perda de massa (1◦estágio) para as membra-

nas de quitosana está relacionada à perda de moléculas de água que estariam associadas aos

grupos aminos e hidroxilas deste polímero, através de pontes de hidrogênio. Portanto, varia-

ções nesse estágio estão relacionadas tanto com as intensidades das interações polímero-água

quanto com a capacidade de retenção de água pelo material. Comparando o termograma da

figura 3.9 para as membranas de quitosana pura e tratada, observa-se que a temperatura de

saída da água é praticamente a mesma para as três membranas, indicando, portanto, que as

interações polímero-água são semelhantes para os três materiais. No entanto, observa-se uma

redução na perda de massa para a membrana QUIPAA25 e outra ainda maior para a QUI-

PAA60. Estes resultados são uma forte indicação de que o tratamento superficial ocorreu

como esperado. Ou seja, as membranas foram ionicamente reticuladas a partir de uma super-

fície e, como consequência, tiveram sua capacidade de absorção de água reduzida, visto que

alguns grupos aminos, que funcionavam como sítios de absorção de água, estão agora proto-

nados, formando complexos polieletrolíticos com o poli(ácido acrílico). Observa-se também

que na membrana tratada a 60◦C a perda de massa é ainda menor, indicando que o processo

61


20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 100 200 300 400 500 600 700 800

Mas

sa (

%)

Temperatura (°C)

QUIQUIPAA25QUIPAA60

Figura 3.8: Curvas termogravimétricas (TG) das membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60

62


−15

−10

−5

0

0 100 200 300 400 500 600 700 800

DT

G (

%/

mim

)

Temperatura (°C)

QUIQUIPAA25QUIPAA60

Figura 3.9: Curvas termogravimétricas derivadas (DTG) das membranas QUI, QUIPAA25 eQUIPAA60

63


de reticulação, neste material ocorreu em maior extensão como já mostrado nos resultados do

infravermelho. Os resultados obtidos com a membrana ”seca” confirmam também a hipótese

levantada anteriormente de que o elevado ganho de massa apresentado pelas membranas tra-

tadas com o poli(ácido acrílico), quando imersas em água, estava relacionado apenas com um

efeito de superfície e não propriamente com o aumento de hidrofilicidade.

A segunda perda de massa para a quitosana, que ocorre a 300◦C, é atribuída a um complexo

processo de decomposição que tem início através da quebra aleatória das ligações glicosídi-

cas seguida de decomposição das unidades acetiladas e desacetiladas do polímero57, 89. Nesse

estágio, observa-se mais uma vez uma redução na perda de massa para a membrana QUI-

PAA25 e outra ainda maior para a QUIPAA60. Estes resultados confirmam mais uma vez

a reticulação iônica que ocorre através da formação dos complexos polieletrolíticos entre a

quitosana e o PAA e que este processo ocorre em maior extensão a 60◦C. A consequência da

formação destas atrações iônicas seria o aumento da estabilidade térmica desses materiais. A

pequena diferença observada entre as membranas QUIPAA25 e QUIPAA60 deve-se ao fato

do tratamento ter sido apenas na superfície da membrana.

A tabela 3.4 mostra a perda percentual de massa das membranas em cada estágio e a quan-

tidade de resíduo de massa após 500◦C. O resíduo de massa comprova que as membranas

tratadas possuem uma maior estabilidade térmica devido às interações iônicas ocorridas entre

a quitosana e o poli(ácido acrílico).

Tabela 3.4: Perda de massa das membranas QUI, QUIPAA25, QUIPAA60 em dois estágios

distintos e quantidade de resíduo após 500oC .

Membranas 1oestágio 2oestágio ResíduoT◦C Perda de massa % T◦C Perda de massa % após 500◦C

QUI 52,6◦C 10,3% 300◦C 49,5% 40,2%QUI/PAA25 58,9◦C 7,6% 300◦C 35,0% 57,3%QUI/PAA60 59,2◦C 6,8% 300◦C 34,6% 58,6%

64


3.5 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)

As micrografias das superfícies das membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 são apre-

sentadas nas figuras 3.10, 3.11 e 3.12, respectivamente, e ainda na figura 3.13 onde pode ser

observada a superfície das membranas tratadas com o poli(ácido acrílico) na magnitude de

5000x. Nas três primeiras figuras são mostrados os resultados obtidos em ambos os lados,

na magnitude de 2000x, com o objetivo de verificar a existência ou não de diferenças signi-

ficativas entre os dois lados. Os resultados apresentados na figura 3.10 mostram que, para a

quitosana pura, não existem diferenças significativas entre o lado superior da membrana seca

em contato com o ar e o lado inferior, que estava em contato com a placa de Petri. Ambas

as superfícies apresentam-se homogêneas e, pelo menos na magnificação utilizada, não se

observa a presença de poros.

No caso das membranas tratadas, QUIPAA25 e QUIPAA60, os resultados obtidos são bas-

tante diferentes. A figura 3.11 mostra que a superfície tratada à temperatura ambiente é signi-

ficativamente diferente da superfície não tratada, apresentando agora um padrão mais rugoso.

Na figura 3.12 que representa a membrana tratada a 60◦C, estas diferenças são mais evidentes.

Esses resultados confirmam que o tratamento com o PAA foi realmente superficial, ou seja, o

polímero, mesmo a 60◦C, não se difundiu completamente pela membrana de quitosana, desta

forma não atingiu o outro lado da membrana, como pode ser visto na microscopia eletrônica

de varredura. Isto deve-se provavelmente a sua alta massa molar, que dificulta sua mobili-

dade. Como consequência, podemos afirmar que as membranas obtidas são assimétricas, ou

seja, possuem uma camada formada pelo complexo polimérico quitosana-poli(ácido acrílico)

e o restante do volume formado por quitosana pura. Os resultados mostram também que o

tratamento feito a 60◦C é mais efetivo, causando maiores modificações na superfície da mem-

brana. Estes resultados estão de acordo com os discutidos anteriormente para os espectros de

infravermelho e o ensaio de ganho de massa.

65


Figura 3.10: Microscopia eletrônica da superfície da membrana QUI em contato com o ar eem contato com a placa de Petri

66


Figura 3.11: Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana QUI-PAA25

67


Figura 3.12: Microscopia eletrônica da superfície não tratada e tratada da membrana QUI-PAA60

68


Figura 3.13: Microscopia eletrônica da superfície tratada das membranas QUIPAA25 e QUI-PAA60 na magnitude de 5000x

69


3.6 Ensaio de permeação

O fármaco modelo escolhido para ser permeado foi o metronidazol, em virtude de algumas

de suas características físico-químicas, como solubilidade em água e absorção na região do

ultravioleta e, ainda, por formar solução com pH igual a 5,8. A permeabilidade foi determi-

nada em membranas de quitosana pura e tratadas com poli(ácido acrílico). As concentrações

do metronidazol utilizadas foram de 0,1 e 0,2%, enquanto as espessuras das membranas secas

variaram entre 42 e 48µm.

Os resultados dos ensaios de permeação das membranas QUI, QUIPAA25 e QUIPAA60 em

relação ao metronidazol 0,1 e 0,2% podem ser vistos nas figuras 3.14, 3.15 e 3.16, respecti-

vamente. Todos os experimentos foram feitos em duplicata e apresentaram boa reprodutibili-

dade. O tempo de duração dos experimentos foi determinado a partir dos resultados obtidos

com a membrana de quitosana pura. Conforme visto na figura 3.14, a um tempo aproximado

de 200 minutos, o valor da absorbância medido no compartimento A do sistema de perme-

ação atinge um valor próximo a 2,0 para as concentrações de metronidazol de 0,1 e 0,2%.

Sabendo-se que, de acordo com a lei de Beer, valores de absorbância acima de 2,0 significam

menos de 1% de luz transmitida chegando ao detector, optou-se por limitar o tempo de todos

os experimentos a 200 minutos para efeito comparativo com a membrana de quitosana pura.

Observa-se, a partir das figuras 3.14, 3.15 e 3.16, que os experimentos apresentam um com-

portamento bastante linear para o período de tempo e concentrações utilizadas, indicando que

o estado estacionário é atingido rapidamente e que a permeabilidade pode ser obtida a partir

de valores de coeficiente angular das retas, como já descrito na subseção 2.3.7 da metodologia.

De acordo com a literatura70, 71, algumas vezes este estado estacionário leva algum tempo para

ser estabelecido, produzindo um comportamento inicial conhecido como tempo de retardo

(time lag), que pode ser definido como o tempo necessário para que o sistema alcance o seu

estado estacionário. No caso dos experimentos aqui relatados, a ausência do tempo de retardo

pode estar relacionada a pequena espessura das membranas usadas em relação aos seus valores

70


de permeabilidade. Outra observação importante a ser feita é que o comportamento linear está

geralmente relacionado à ausência de fortes interações entre o fármaco e a membrana63, 91.

A tabela 3.5 apresenta os valores de permeabilidade calculados para as três membranas

estudadas. Os valores podem ser analisados de duas formas: influência do tratamento feito na

membrana e influência da variação na concentração do fármaco. Analisando-se a influência

do tratamento feito nas membranas, verifica-se que para ambas as concentrações de fármacos

utilizadas (0,1% e 0,2%) ocorreu uma grande redução nos valores de permeabilidade para

as duas membranas. Para a membrana QUIPAA25, a redução no valor de permeabilidade foi

cerca de cinco vezes para ambas as concentrações, enquanto que para a membrana QUIPAA60

foi de 36 vezes para a concentração de 0,1% e 56 vezes para a concentração de 0,2%. Os

resultados mostram que o tratamento, embora apenas superficial, influenciou grandemente a

permeabilidade das membranas.

Para compreender estes resultados, deve-se recorrer aos modelos existentes na literatura

para a permeação em membranas92. Dentre os vários existentes, podem ser destacados o mo-

delo de poros e o modelo do volume livre. No primeiro, assume-se a presença de poros na

membrana, enquanto no segundo considera-se a membrana compacta ou homogênea. Como

mostrado nas imagens do MEV, as membranas preparadas nesse trabalho não possuem poros,

sendo membranas densas com alguma rugosidade na superfície. Portanto, o modelo aplicável

é o do volume livre. Nesse modelo, a membrana é considerada como sendo uma rede ho-

mogênea hidratada. A difusão ocorre por ”saltos” sucessivos por entre estes espaços vazios

(volume livre) que seriam maiores do que o soluto. A difusão é dependente da quantidade

desses espaços vazios. No caso das membranas tratadas, pode-se considerar que as interações

quitosana-poli(ácido acrílico) estariam produzindo uma estrutura mais compacta e densa com

redução do volume livre e, consequentemente, redução de permeabilidade. A maior redução

para a membrana tratada a 60◦C está coerente com os resultados mostrados anteriormente,

que indicaram que o aumento na temperatura aumenta a profundidade da camada reticulada,

71


0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

2

2.2

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220

Ab

sorb

ânci

a

Tempo (min)

QUI(0,2%)QUI(0,2%)QUI(0,1%)QUI(0,1%)

Figura 3.14: Curvas de absorbância em função de tempo para a permeação de metronidazolem membranas QUI.

72


0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220

Ab

sorb

ânci

a

Tempo (min)

QUIPAA25(0,2%)QUIPAA25(0,2%)QUIPAA25(0,1%)QUIPAA25(0,1%)

Figura 3.15: Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação do metronidazolem membranas QUIPAA25.

73


0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220

Ab

sorb

ânci

a

Tempo (min)

QUIPAA60(0,2%)QUIPAA60(0,2%)QUIPAA60(0,1%)QUIPAA60(0,1%)

Figura 3.16: Curvas de absorbância em função do tempo para a permeação de metronidazolem membranas QUIPAA60.

74


Tabela 3.5: Cálculo do coeficiente de permeabilidade para as diferentes membranas estudadas.

(P± σn−1) × 105cm2.min−1

MEMBRANA METZ (0,1%) METZ (0,2%)

QUI 3,5±0,1 3,4±0,2

QUIPAA25 0,695±0,003 0,652±0,005

QUIPAA60 0,098±0,003 0,061±0,003

causando, com isso, uma maior redução da permeabilidade. Os resultados estão também co-

erentes com a hipótese levantada na discussão dos resultados de ganho de massa, de que o

aumento na massa das membranas hidratadas deve estar relacionado à água adsorvida na su-

perfície das mesmas e não distribuídas em seu interior, visto que um aumento na quantidade

de água no interior da membrana deveria levar a um aumento de permeabilidade e não uma

redução, como foi observado experimentalmente.

Com relação à influência da concentração, observa-se uma redução nos valores de perme-

abilidade com o aumento na concentração do fármaco para as três membranas estudadas e,

mais uma vez, percebe-se que essa redução é mais acentuada na membrana tratada a 60◦C.

Aparentemente, esse não era o resultado esperado a partir das figuras 3.14, 3.15 e 3.16. Nes-

sas, observa-se que ocorre sempre um aumento no valor do coeficiente angular das retas com

o aumento da concentração. De acordo com a equação 2.9, o valor da permeabilidade tam-

bém deveria aumentar, mas a mesma equação 2.9 também mostra que a permeabilidade é

inversamente proporcional à concentração, ou seja, à medida que a concentração aumenta, a

permeabilidade deve diminuir. Observa-se, portanto, que nesses experimentos, as variações

de concentrações foram predominantes na determinação dos valores de P, visto que estas va-

riações foram provavelmente maiores do que as variações nos valores de α. Essa situação fica

bastante clara na figura 3.16 obtida para a membrana QUIPAA60 que mostra que os valores

75


de α são muito próximos para as duas concentrações usadas, já os valores de permeabili-

dade são significantemente diferentes (causados pelo aumento na concentração). Do ponto de

vista químico, essa diminuição da permeabilidade deve estar relacionada com a saturação da

membrana pelo fármaco, dificultanto, assim, o transporte através desta. Conclui-se, portanto,

que o tratamento superficial apresenta-se como uma alternativa bastante simples e rápida,

mas que produz diferenças significativas nas características de permeação nas membranas de

quitosana, estabelecendo uma camada reticulada ionicamente e provocando uma resistência

adicional além daquelas já oferecidas pela membrana.

76

4 Conclusões

Para este estudo de caracterização de membranas policomplexadas, foram estudadas três

tipos de membrana: a primeira sem a presença do PAA (membrana de quitosana pura), que

serviu como parâmetro de comparação para as demais membranas, a segunda tratada com

PAA na temperatura ambiente e a terceira tratada com PAA a 60◦C . Com base nos resultados

obtidos para cada membrana estudada pode-se concluir que:

1. É possível promover uma reticulação gradual na membrana de quitosana controlando-se

a temperatura da solução de PAA a ser difundido.

2. O processo de difusão do PAA na superfície da membrana de quitosana pura levou a for-

mação de um complexo polieletrolítico como mostram os resultados da espectroscopia

de infravermelho utilizando o acessório de reflectância total atenuada (ATR) com vari-

ação do ângulo de incidência que evidencia o aparecimento de uma banda de absorção

na região de 1560 cm−1 correspondente à formação do complexo.

3. O aspecto macroscópico das membranas policomplexadas como coloração e formato foi

preservado, mas o aspecto morfológico superficial comparando os dois lados da mem-

brana na microscopia eletrônica de varredura foi alterado, obtendo-se uma membrana

assimétrica, isto também pode ser comprovado pela técnica de ATR, que mostrou banda

de absorção na região de 1560 cm−1 apenas no lado tratado da membrana.

4. Avaliando conjuntamente todos os ensaios estudados (FTIR-ATR, análise térmica (TG

77

4 Conclusões

e DTG), ganho de massa e ensaio de permeação para as três membranas estudadas,

conclui-se que a presença de PAA aumentou a capacidade de ganho de massa de água

nas membranas tratadas, e que esse aumento no ganho de massa está relaciondado com

a superfície da membrana, pois, possivelmente, ocorreu uma maior adsorção de água na

camada superficial tratada.

5. Os valores de permeabilidade nas membranas tratadas foram menores do que os da

membrana de quitosana pura, em virtude do aumento da quantidade de interações ocor-

ridas na superfície da membrana.

6. O aumento na concentração do fármaco leva a uma diminuição na permeabilidade das

membranas tratadas possivelmente devido a uma saturação destas.

7. O maior grau de reticulação iônica entre a quitosana e poli(ácido acrílico), ocorreu na

temperatura de 60◦C, uma vez que essa temperatura está acima da temperatura de tran-

sição vítrea da quitosana, o que facilita a difusão do poli(ácido acrílico).

8. As membranas tratadas são promissores materiais para a permeação de fármacos para

períodos longos de tratamento.

78

5 Sugestões para futuras pesquisas

O presente trabalho constitui-se em uma base para futuras pesquisas sobre membranas de

quitosana pura modificadas com poli(ácido acrílico). A investigação mais acurada das pro-

priedades dessa nova membrana leva à necessidade de se aprofundar os estudos relacionados

com a permeação in vitro utilizando-se novos fármacos modelos.

Novas pesquisas deverão ser orientadas no intuito de averiguar a eficiência de ensaio de

permeação in vitro com novos fármacos modelos, tendo em vista a tendência atual da procura

de material biocompatível e biodegradável de liberação controlada, que possa liberar fármacos

em níveis esperados e com reduzida toxicidade.

Deve-se averiguar, também, a influência da temperatura corporal, tempo de reação, massa

molar e concentração do PAA, procurando determinar a possível influência desses parâmetros

nos ensaios de permeação in vitro.

79

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Universidade Federal do Rio Grande do Norte Departamento ... · 1.5.2.1 Constante de permeabilidade ... esféricas com dimensões que variam de 0,1 ... O tipo de mecanismo que controla