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Zikaden (A uchenorrhyncha)
in Oberbayern (Kendlmühlfilzn) und
Niederbayern
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3 et
Erste Staatsprüfung für das Lehramt an Gymnasien in Bayern
Prüfungstermin: Mihi ah c ¿OM (z.B. Frühjahr 1994) <J
Prüfungsort: München
Prüfungsteilnehmer(in):
Familienname: p r L ? v s i t c m
Vorname: 1/olh r l O / / / A «/rtAÄ / /
Thema: iema: ¿ l U a c k n ( A u r h a r m rrbuns hn V,n Abn kauft r>
Fach: " K o / o c y C S r TrcJ. TV. M/yüs s^hön, (2fr
Einsichtnahme durch Dritte gestattet. *) •) Bitte s t r e i c h e n , falls m i t Einsichtnahme durch D r i t t e nicht e i n v e r s t a n d e n .
Dozent(in)
INHALTSVERZEICHNIS
1. Einleitung 1
2. Einführung zur untersuchten Insektengruppe
2.1. Was sind Zikaden? 2
2.2. Lebensräume 3
2.3. Entwicklung und Lebenszyklus 4
2.4. Ernährung 5
2.5. Ökologische Bedeutung 6
2.6. Gesang 8
2.7. Fortbewegung 8
2.8. Bestimmungsmerkmale 9
3. Kendlmühlfilzn 3.1. Beschreibung des Untersuchungsgebietes
3.1.1. Lage 10
3.1.2. Habitate 11
3.2. Methoden 13
3.2.1. Insektensauggerät 13
3.2.2. Kescher 14
3.2.3. Bestimmung und Konservierung 14
3.3. Ergebnisse
3.3.1. Kommentierte Artenliste 15
3.3.2. Vergleich des Fangerfolgs von D-vac/Kescher 24
3.3.2.1. Vergleich der Individuenzahlen ...25
3.3.2.2. Vergleich der Artenzahlen 27
3.3.3. Verlauf aller Zikaden in den Habitaten... 28
3.3.4. Rote Liste 29
3.4. Diskussion 29
4. Niederbayern 31 4.1. Beschreibung der Untersuchungsgebiete 31
4.2. Methoden 32
4.2.1. Kescher ...32
4.2.2. Exhaustor 32
4.3. Ergebnisse 32
4.4. Diskussion 33
5. Dank 35
6. Zusammenfassung 36
7. Quellenverzeichnis 37
8. Anhang Tabelle 1: CICADELLIDAE 39
Tabelle 2: APHROPHORIDAE 41
Tabelle 3: DELPHACIDAE 42
Tabelle 4: CIXIIDAE 44
Tabelle 5: LARVEN 44
Tabelle 6a: D-vac 45
Tabelle 6b: D-vac 46
Tabelle 7a: Kescher 47
Tabelle 7b: Kescher 47
1. Einleitung
Zikaden sind vor allem durch ihren Gesang allgemein bekannt. Wen erinnert es nicht
an Urlaub am Mittelmeer, wenn man den lauten Gesang der bis zu fünf cm großen
Singzikaden hört? Ihr Zirpen bringt es auf der Richtskala auf bis zu 112 Dezibel. In
unseren Breiten allerdings findet man kaum Interesse an Zikaden, was
wahrscheinlich auf ihre geringe Größe (kaum größer als 1 cm, bzw. überwiegend um
5 mm) und den fehlenden Gesang zurückzuführen ist. Zikaden sind daher eine selbst
Biologen und Naturliebhabern oft weitgehend unbekannte Insektengruppe (Holzinger
et al., 2003), obwohl in Mitteleuropa zwischen 700 und 800 Arten leben und sie fast
in allen von Pflanzen besiedelten Lebensräumen anzutreffen sind. Sie konsumieren
einerseits pflanzliche Assimilate und Biomasse, andererseits sind sie selbst wichtige
Nahrungsgrundlage für Räuber und Parasitoide. Dadurch, dass sie hohe
Abundanzen (bis zu 5000 Individuen pro m2) aufweisen, müssen Zikaden als eine
sehr bedeutsame Komponente terrestrischer Tiergemeinschaften betrachtet werden.
Ein extremes Beispiel sind zum Beispiel die Singzikaden in Amerika. Von den sieben
Arten haben vier einen 13-jährigen, und drei Arten einen 17-jährigen Lebenszyklus.
Milliarden Zikaden schlüpfen dann gleichzeitig und entwickeln sich zu
Zikadenplagen, die jedoch lang nicht so dramatisch verlaufen wie die berüchtigten
Heuschreckenplagen (Universität Michigan 2008).
Ziel dieser Zulassungsarbeit an der Zoologischen Staatssammlung München ist es,
einen Einblick in die Großgruppe der Zikaden am Beispiel der im Rahmen einer
Diplomarbeit gesammelten Zikaden aus der Kendlmühlfilzn zu gewinnen (Christian
Wagner, 1999: Die Wiederbesiedelung renaturierter Hochmoorstandorte durch
Gliedertiere (Arthropoda), unter besonderer Berücksichtigung der Wanzen
(Heteroptera), dargestellt am Beispiel der Kendlmühlfilzn (Oberbayern)). Des
Weiteren wurde das wissenschaftliche Arbeiten, wie z.B. das Sammeln, Präparieren,
Mikroskopieren, Bestimmen, Archivieren und Beschriften erlernt.
Die Ergebnisse dieser Arbeit sollen einen Beitrag zur Kenntnis der Faunistik der
Zikaden in Bayern darstellen.
- 1 -
2. Einführung zur untersuchten Insektengruppe
2.1. Was sind Zikaden?
Zikaden (Auchenorrhyncha) sind hemimetabole Insekten, die erstmals im Perm, der
sechsten und jüngsten geochronologischen Periode vor 299 bis 251 Millionen Jahren
auftraten. Sie gehören zu den Schnabelkerfen (Rhynchota = Hemiptera). Die Zikaden
sind pflanzensaugende Insekten, deren Mundwerkzeuge besonders modifiziert sind:
ihr Maxillar- und Labialpalpus am Stechsaugrüssel sind völlig reduziert. Der
Stechsaugrüssel besteht nur aus vier Stechborsten, die vom Labium umschlossen
sind (Holzinger et al., 2003) (siehe Abb. 1).
Abb 1.: a: Ansatzstelle der Antenne; b: Facettenauge; c: Labrum; d: Rostrum (abgewandeltes Labium); e: mandibulare Stechborste; f: maxillare Stechborste (bei e und f wurden die Stechborsten aus dem Rostrum gebildet) http://images.google.de/imgres?imgurl^ ttp://wwwJnra.fr/interne^ =de&start=3&um=1 &tbnid=kOfJvyrRnVbv3M:&tbnh=124&tbnw=124&prev=/images%3Fq%3Dstylets%26um%3D1 %2 6hl%3Dde%26sa%3DG
Innerhalb der Schnabelkerfe gibt es fünf monophyletische Gruppen, die meist als
Unterordnungen zusammengefasst werden: Pflanzenläuse (Sternorrhyncha),
Spitzkopfzikaden (Fulgoromorpha), Rundkopfzikaden (Cicadomorpha), Wanzen
(Heteroptera) und Coleorrhyncha (Biedermann & Niedringhaus 2004).
Fulgoromorpha und Cicadomorpha werden als Auchenorrhyncha zusammengefasst,
aber die genaueren phylogenetischen Beziehungen sind noch unklar,
möglicherweise sind die Auchenorrhyncha nicht monophyletisch (Biedermann &
Niedringhaus 2004).
b
- 2 -
2.2. Lebensräume
Von den weltweit ca. 26.000 Zikadenarten werden 9.000 zu den Fulgoromorpha und
über 17.000 zu den Cicadomorpha gezählt (Biedermann & Niedringhaus 2004). Sie
leben weltweit in allen terrestrischen, mit Pflanzen besiedelten Lebensräumen, von
Salzwiesen, über Hochgebirge hin bis zu den Subtropen.
In Deutschland wurden bisher 623 Zikadenarten nachgewiesen. Erst im Jahre 2006
wurden in Baden-Württemberg zwei neue Arten entdeckt und beschrieben (Bueckle
& Remane 2006).
Fulgoromorpha
Familie Gattungen Arten
Cixiidae 7 20
Delphacidae 51 108
Achilidae 1 2
Dictyopharidae 1 1
Tettigometridae 1 8
Caliscelidae 1 1
Issidae 2 3
Cicadomorpha
Familie Gattungen Arten
Cicadidae 3 3
Cercopidae 2 4
Aphrophoridae 4 13
Membracidae 3 3
Cicadellidae 147 453
Die Artenzahlen innerhalb der verschiedenen Biotopkomplexe Deutschlands
differieren z.T. stark. Vor allem Offenlandbiotope mit artenreicher Grasvegetation
weisen hohe Artenzahlen auf, wohingegen in Salzwiesen und Röhrichten nur wenige
- 3 -
Arten vorkommen (Biedermann & Niedringhaus 2004). Neben dem Vorkommen der
entsprechenden Wirtspflanzen ist auch das Mikroklima und die Vegetationsstruktur
für die Artenverteilung maßgeblich (Wikipedia 1). Als Mikroklima bezeichnet man die
bodennahen Luftschichten bis etwa 2 m Höhe, die von der Bodenreibung des
Windes, Temperaturunterschieden, Pflanzenbewuchs und tektonischen Gegeben-
heiten beeinflusst werden (Wikipedia 2). Die Abundanz der Zikaden beträgt in der
Kraut- und Kronschicht oft 1000 Individuen pro m2 und mehr, aber auch der Boden
und die Streuschicht wird von bestimmten Arten oder bestimmten
Entwicklungsstadien einiger Arten genutzt (Holzinger et al., 2003).
2.3. Entwicklung und Lebenszyklus
Die Eier der Zikaden werden gewöhnlich im Boden oder im Pflanzengewebe
abgelegt. Eine Ausnahme stellen die Familie der Käferzikaden (Tettigometridae) dar,
die wegen ihres reduzierten Eiablageapparats die Eier frei ablegen. Die Entwicklung
der Eier ist abhängig von Photoperiode, Temperatur oder Feuchtigkeit. Dies führt
meist zu einer temporären Entwicklungshemmung, die Dormanz genannt wird
(Wikipedia 3). Die Dauer der Larvalentwicklung kann sehr stark variieren - nicht nur
zwischen verschiedenen Arten (von 7-8 Tagen bis zu mehreren Jahren), sondern
auch innerhalb einer Art (Remane & Wachmann 1993). Die aus den Eiern
schlüpfenden Larven entwickeln sich über fünf Stadien zur adulten Zikade (siehe
Abb. 2). Wie bei allen hemimetabole Insekten ist die Verwandlung während ihrer
Entwicklung unvollkommen.
Abb. 2: Hemimetabole Entwicklung einer Zikade (Cicadellidae) über 5 Larvenstadien (nach Walter 1975)
Wie viele Generationen pro Jahr entstehen ist artspezifisch und hängt zudem noch
von Witterungsverhältnissen und Höhenlagen ab. In Deutschland beheimatete
Zikaden bilden zu zwei Drittel eine, die restlichen Arten zwei Generationen. Einige
wenige Arten schaffen es bei günstigen Verhältnissen sogar zu drei Generationen.
4
Gemessen an der Gesamtdauer des larvalen Lebens ist die Lebensspanne der
erwachsenen Zikaden bei manchen Arten relativ gering. Außerdem sind die
Differenzen in der Adult-Lebensdauer verschiedener Arten verglichen mit der Dauer
ihrer Larvalstadien deutlich geringer. Die Lebensdauer von adulten Zikaden mit
kurzer Larvalentwicklung ist verglichen mit dieser folglich deutlich länger, als die
Lebensdauer von Zikaden mit langer Larvalentwicklung.
Im Normalfall werden adulte Zikaden, auch die überwinternden Arten, nicht älter als
ein Jahr, sondern eher deutlich weniger alt (Remane & Wachmann 1993). Die
meisten Arten überwintern allerdings nicht im adulten Stadium, sondern artspezifisch
entweder als Larve oder Ei (Biedermann & Niedringhaus 2004).
2.4. Ernährung
Zikaden sind im Bezug auf ihre Nahrungsaufnahme hochgradig spezialisiert: sie
erfolgt durch die stechend-saugenden Mundwerkzeuge. Sie sind damit auf flüssige
Nahrung angewiesen. Fast alle Zikaden sind phytophag. Von ein paar wenigen Arten
wird angenommen, dass sie sich von Pilzhyphen ernähren. Blutsaugende Zikaden
gibt es nicht, allerdings kommt es manchmal zu Probestichen durstiger Zikaden auf
schweißfeuchter Haut (Remane & Wachmann 1993).
Als Pflanzensaftsauger besaugen Zikaden unterschiedliche Pflanzenorgane. Es gibt
Arten, die sich entweder auf die Leitungsbahnen, die Zellverbände der Blätter
zwischen den Epidermisschichten (Mesophyll) oder die Wurzeln spezialisiert haben.
Unter den Zikaden, die an den Leitungsbahnen saugen, gibt es solche, die
(ausschließlich?) den im Xylem aufsteigenden Saft trinken und solche, die den
absteigenden des Phloems nützen. Der Saft der Wurzeln dürfte der chemischen
Zusammensetzung des Xylemsaftes entsprechen.
Die Pflanze transportiert in der Xylemflüssigkeit vorwiegend Wasser und
Mineralsalze (im Frühjahr auch Reservestoffe aus der Wurzel) nach oben, im
Phloemsaft dagegen Proteine, Cytoplasmasaft, Phytohormone, Salze und vor allem
synthetisierte Zucker nach unten. Da die chemische Zusammensetzung der Phloem-
bzw. Xylemflüssigkeit sehr unterschiedlich ist und eine relativ unausgewogen
zusammengesetzte Nahrung darstellt, muss die Zikade, um bestimmte Stoffe in
ausreichender Menge zu erhalten, andere Stoffe im Überschuss aufnehmen. Dies
erfordert spezielle Konstruktionen des Verdauungstrakts, zum Beispiel eine
Filterkammer. Diese befähigt vor allem Phloemsauger, überschüssiges Wasser und
- 5 -
Kohlenhydrate bereits im vorderen Darm abzufangen und in den Enddarm zu
befördern. Um nicht in ihrem eigenen klebrigen Kot zu ersticken, spritzen die Zikaden
ihn meistens möglichst weit weg. Doch dieser zuckrige Saft, den man an manchen
Tagen als feinen Sprühregen unter Bäumen zu spüren bekommt, ist durchaus noch
eine begehrenswerte Masse. Nicht nur Ameisen bedienen sich an diesem
Abfallprodukt der Zikaden, indem sie durch bestimmte Kontaktsignale die Zikaden
dazu bringen, den Kot als Tröpfchen austreten zu lassen und nicht zu verspritzen,
sondern auch manche Fliegen und Hautflügler, oder sogar in manchen Gebieten
auch der Mensch zur Zubereitung von "Manna" (Remane & Wachmann 1993).
Bei den Larven der Schaumzikaden (Aphrophoridae) hat der Kot noch eine andere
Funktion. Er wird mit Mucopolysacchariden versetzt und aufgeschäumt (siehe Abb.
3). Somit dient er den Larven als Schutz vor Austrocknung und Feinden.
Abb. 3. Schaumnest einer Aphrophoriden-Iarve (http://www.paros.de/HTMS/Fauna/lnsekten/auchenorrhyncha.htm)
2.5. Ökologische Bedeutung
Zikaden werden recht häufig als Schädlinge von Kulturpflanzen erwähnt und sind
auch wirtschaftlich von Bedeutung, insbesondere als Vektoren von Pflanzenviren und
Mykoplasmosen, sowie durch direkte Besaugung von Leitungsbahnen und
Geweben.
Zum Beispiel weisen ziehharmonikaartig gestauchte junge Blätter an den Spitzen
von Langtrieben der Johannisbeeren auf einen Schaden durch Zikaden hin (siehe
Abb. 4). Diese stechen die Blattrippen an und verursachen dadurch Veränderungen
im Wachstum. Die Schäden sind unbedeutend und haben keine Folgen für das
nächste Jahr.
- 6 -
Abb. 4.: gestauchte junge Blätter einer Johannisbeere http://www.fug-verlag.de/on1947
Abb. 6: Adulte Rhododendronzikade http://www.garnholz.de/Schaden/2ikade.html
Abb. 5: weiße Punktnekrosen an einer Tabakpflanze http://www.raiffeisenmarkt-lindlar.de/tipps/main.htm
Abb. 7: Abgestorbene, vertrocknete und nicht abgefallene Blütenknospe mit einem bis zu 2 mm hohen dunkelhaarigen Pilzrasen. http://www.garnholz.de/Schaden/Zikade.html
Typische Schadbilder z.B. an Arznei- und Gewürzpflanzen sind weiße Flecken auf
der Blattoberseite (siehe Abb. 5). Durch das Anstechen der Pflanzenzellen und
Aussaugen des Blattgewebes (Mesophyll) bilden sich weiße Punktnekrosen, die bei
starkem Befall bis hin zu einer großflächigen Weißfärbung des ganzen Blattes
zusammenfließen können. Zusätzlich kann es zu Wuchsdepressionen und
Missbildungen der jungen Triebe kommen. Die Nekrosen bleiben auch an den
getrockneten Blättern sichtbar. Stark befallene Blattware verliert oft an Farbe und
wird nach der Trocknung bräunlich.
Der Befall der Rhododendren durch die Rhododendronzikade (siehe Abb. 6) ist
vielen Hobbygärtnern ein Dorn im Auge. Er führt zum Ausbleiben oder zur
Verminderung der Blüten. Die Ursache ist eine Pilzinfektion (siehe Abb. 7), die durch
- 7 -
die Eiablage der Rhododendron-Zikade unter den Knospenschuppen von Juli bis
Ende September hervorgerufen wird.
2.6. Gesang
Zikaden besitzen ein ganz spezielles Stimmorgan. Der Aufbau ist ähnlich wie der
einer Blechdose und es klingt auch so, als würde man einen gewölbten, elastisch
biegsamen Deckel einer Blechdose rasch hintereinander eindrücken und wieder
zurückschnellen lassen. So verursachen die Zikaden eine Art trommelndes
Geräusch. Der Gesang ist unterschiedlich je nach Stärke, Wölbung und Dicke des
Klangkörpers (Weber, 1968). Auf diese Weise locken die Zikadenmännchen der
Cicadidae (Singzikaden) ihre Weibchen an.
Da der Gesang hauptsächlich von den Männchen ausgeht, veranlasste dies den
Dichter Xenarchos zu dem wenig höflichen Ausspruch: „Glücklich leben die Zikaden,
denn sie haben stumme Weiber
In Deutschland sind für die Menschen nur die Gesänge der drei Singzikadenarten
hörbar, da die Vibrationssignale anderer Zikaden nicht über die Luft, sondern über
die Pflanzenteile verbreitet werden (Biedermann & Niedringhaus 2004).
2.7. Fortbewegung
Die häufigste Fortbewegungsweise der Zikaden ist das Laufen. Die Beine der
adulten Tiere weisen den insektenüblichen Bau aus Coxa, Trochanter, Femur, Tibia
und drei Tarsengliedern auf, an denen 1 Paar Klauen sitzt. Im Unterschied dazu
besitzen Larven nur zwei Tarsenglieder.
Die Beinpaare übernehmen oft noch weitere Funktionen, z.B. durch die Umwandlung
der Vorderbeine zu Grabbeinen bei den unterirdisch lebenden Larven der
Singzikaden oder speziell umgewandelte Hinterbeine zum Springen. Das Springen
ist eine sehr markante Fortbewegungsweise der meisten Zikaden (Remane &
Wachmann 1993). Neueste Untersuchungen haben gezeigt, dass Zikaden
"Weltmeister im Springen" sind, d.h. dass sie im Verhältnis zu ihrem Körpergewicht
höher springen als Flöhe (Burrows 2003).
Große Distanzen werden durch Fliegen überwunden. Die Stammart aller Zikaden war
mit beiden Flügelpaaren flugfähig. Allerdings unterscheiden sich Vorder- und
Hinterflügel deutlich. Die in Ruhelage dachartig gestellten Vorderflügel sind stärker
skierotisiert als die Hinterflügel, andersartig gefärbt oder gemustert und verdecken
die letzteren. Geflogen wird zum Aufsuchen neuer Nährpflanzen, zur Ausbreitung,
- 8 -
zur Flucht oder zur Aggregation, was zu einem Genaustausch führen kann. Ein Teil
der Zikaden ist flugunfähig, da die Flügel verkürzt oder reduziert sind. Aber bei keiner
Zikadenart fehlen die Vorderflügel völlig.
2.8. Bestimmungsmerkmale
Um Zikaden bis zur Art bestimmen zu können, untersucht man in der Regel zuerst
die äußeren, dann die inneren Bestimmungsmerkmale, die erst nach einer
Präparation sichtbar werden. Für die inneren Bestimmungsmerkmale nimmt man
meist die Männchen und trennt die Hinterleibsspitze (Genitalkapsel) vom Abdomen.
Die Genitalien werden aus der Genitalkapsel herauspräpariert und die einzelnen
Bestandteile wie der Aedeagus und das Konnektiv dann auf Form und Habitus
untersucht. Anhand der Abbildungen und Bestimmungsschlüssel aus dem
hauptsächlich verwendeten Bestimmungsbuch Biedermann & Niedringhaus (2004)
kann die Art ermittelt werden.
- 9 -
3. Kendlmühlfilzn
3.1. Beschreibung des Untersuchungsgebietes
3.1.1. Lage
Die Kendlmühlfilzn ist ein ca. 900 Hektar großes Hochmoorgebiet, das sich vom
Rand der bayerischen Alpen bis zum Chiemsee erstreckt. Im Süden wird es von
Grassau begrenzt, vom Westerbuchberg im Norden. Die Ost-West-Ausdehnung wird
von Mietenkam im Osten und Rottau im Westen begrenzt (siehe Abb. 8).
Die Nord-Süd-Ausdehnung beträgt ca. drei Kilometer, die Ost-West-Ausdehnung im
Süden 3,5 km, im Norden 1 km. Die Höhe ü. NN wird mit ca. 530 m angegeben (Uni
Augsburg 2007).
Der Name "Filze" kommt aus dem Bayerischen und bedeutet Hochmoor. Es gibt
mehrere Möglichkeiten zur Benennung der Filze, z.B. „das Kendlmühlfilzn" oder „die
Kendlmühlfilzn". Die Moore rund um den Chiemsee entstanden vor 15 000 Jahren
nach der Eiszeit. Damals war der Chiemsee noch deutlich größer als heute, aber er
verlandete durch das mitgebrachte Geröll der zufließenden Flüsse immer mehr. Auf
dem neuen Land bildeten sich zuerst Moose - also Flachmoore - und diese wurden
später (vor etwa 5 000 Jahren) dank vieler Niederschläge und dem sauren,
sauerstoffarmen Boden zu Hochmooren (Uni Augsburg 2007). Durch die
unvollständige Zersetzung von abgestorbenen Pflanzen, vor allem Sphagnum
(Torfmoosen), entstand eine bis zu acht Meter hohe Torfschicht. In den vergangenen
Jahrhunderten wurde dieser Torf in erster Linie von Bauern zur Gewinnung von Streu
Abb. 8: Gebiet der Kendlmühlfilzn
- 10-
Abb. 9: Blick auf die Kendlmühlfilzn http://de.wikipedia.org/wiki/Kendlm%C3%BChlfilzn
und Heizmaterial genutzt. Ab Mitte des 19. Jahrhunderts kam es auch zur
industriellen Gewinnung von Torf für die Produktion von Blumenerde. Die Zerstörung
des Moores wurde von Anwohnern und Umweltverbänden mit der Bürgerinitiative
Rettet die Kendlmühlfilzn bekämpft. Nach jahrzehntelangen Auseinandersetzungen
erfolgte 1988 die Einstellung des Frästorfabbaus und am 1. Februar 1992 die
Ausweisung als Naturschutzgebiet. Die Flächen wurden soweit möglich renaturiert.
Hochmoore sind extreme Lebensräume für Pflanzen und Tiere. Der Untergrund ist
sehr sauer, es fehlt an Nährstoffen, nur Wasser ist im Überfluss vorhanden. Aus
diesen drei Gründen kann beispielsweise auf einem Hochmoor kein Wald wachsen.
Nur einige verkrüppelte Kiefern und Birken finden ihr bescheidenes Auskommen. Wo
die Kendlmühlfilzn unberührt geblieben sind, ist dies noch schön zu beobachten.
Lediglich speziell angepasste Moorpflanzen können gut überleben.
3.1.2. Habitate
Die Kendlmühlfilzn lässt sich auf Grund ihrer unterschiedlichen Vegetation und
mehrerer abiotischer Standortfaktoren in sechs Habitate einteilen (Wagner 1999).
CRO: wechselnasse Fläche mit eudominantem Carex rostrata Bestand
(Schnabelsegge) (siehe Abb. 10)
ERB: wechselnasse Fläche mit Eriophorum vaginatum (scheidiges Wollgras) (siehe
Abb. 11) und Birkenjungwuchs (Betula carpatica) (siehe Abb. 12)
CAM: Trockene Fläche mit Calluna vulgaris (Heidekraut) (siehe Abb. 13) und Molinia
caerulea (blaues Pfeifengras) (siehe Abb. 14)
- 11 -
ERI: Wechselnasse Fläche mit Eriphorum vaginatum (scheidigen Wollgras) (siehe
Abb. 11) und offenem Torf
JCS: Dauerüberschwemmte Fläche mit Juncus effusus (Flatterbinse) (siehe Abb.
15), Carex rostrata (Schnabelsegge) (siehe Abb. 10) und Sphagnum-Rasen
(Torfmoose) (siehe. Abb. 16)
HMO: Hochmoorweite mit Bult-Schlenken-Komplex d.h. Reliefstruktur mit erhöhten
Kuppen aus Torf und Torfmoosen (Bülten) und daneben zum Teil wassergefüllte
Vertiefungen (Schienken) und Schnabelried-Ausbildung (Sauergräser) (siehe
Abb. 17)
Abb. 10: Carex rostrata http://www.ruhr-uni-bochum.de/boga/html/Carex_rostrat a_Foto.html
Abb. 11: Eriophorum vaginatum http://de.wikipedia.org/w/index.php ?title=Bild:Eriophorum_vaginatum _LC0042.jpg&filetimestamp=2007 0521165152
Abb. 12: Betula Carpatica http://www.m-klueber.de/f.php?tags=Betula%2Ccarpatica&p age=1 &photo=1522236276
Abb. 13: Calluna vulgaris http://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Bild: Calluna_vulgaris_1.jpg&filetimestamp=20050 211031226
Abb. 14: Molinia caerulea http://de.wikipedia.org/wiki/Bild :Molinia.jpg
Abb 15: Juncus Effusus http://de.wikipedia.org/wiki/Bild:Juncu sEftusus.jpg
- 12-
Abb 16: Sphagnum-Rasen Abb. 17: Bult-Schlenken-Komplex http://de.wikipedia.org/wikiATorfmoose http://de.wikipedia.org/wiki/Bult-Schlenken-Komplex
3.2. Methoden
Die Zikaden, die in dieser Arbeit untersucht wurden, hat Christian Wagner im Jahr
1998 in der Kendlmühlfilzn im Rahmen seiner Diplomarbeit mitgesammelt. Für seine
Insektenfänge lag eine artenschutzrechtliche Ausnahmegenehmigung zum Fangen
von Insekten und eine Ausnahme vom Betretungsverbot, ausgestellt durch die
Regierung von Oberbayern, vor. Es werden hier nur die Fangmethoden erläutert, bei
denen tatsächlich auch Zikaden gefangen wurden.
3.2.1. Insektensauggerät (D-vac)
Ein umgebauter Laubsauger erzeugte einen konstanten Einsaugluftstrom, mit
dessen Hilfe über einen beweglichen Schlauch Arthropoden in einem
auswechselbaren Netzbeutel aufgefangen wurden (siehe Abb. 18). Das Saugrohr
hatte einen Durchmesser von elf Zentimeter und laut Ausrüster eine
Ansauggeschwindigkeit von ca. 27 m/s. Der Fangbeutel hatte eine Maschenweite
von 0,2 mm.
Um einheitliche Messergebnisse zu garantieren, wurde über die zu beprobende
Parzelle ein Biozönometer mit einer Grundfläche von 0,8 x 0,8 Meter und einer Höhe
von insgesamt 1,05 Meter gestülpt. Die Auswahl der Parzellen erfolgte innerhalb der
Probefläche nach dem Zufalls- und Ausschlussprinzip. Es wurden an jedem Fangtag
andere Parzellen beprobt; am 18.8.1998 wurde ein neuer Durchgang gestartet.
Es wurden pro Fangtag und Probefläche sechs Saugvorgänge ausgeführt. Ein Fang
bestand aus dem Fangbeutelinhalt, der bei einer Biozönometerposition auf einer
- 13 -
Abb. 18: Modell eines Insektensauggerätes www.rinconvitova.com/d-vac.htm
Protective
Collecting cone (304) Adopter ho .e (306)
Special sampling cone (302)
Collection onit
Abb. 19: Kescher http://www.ehlert-partner.de/Kescher.htm
Parzelle während eines Saugvorgangs von 150 Sekunden eingesaugt wurden. Der
Fang wurde unmittelbar danach einen Plastikbeutel mit Essigsäureethylester
überführt.
3.2.2. Kescher
Zusätzlich zu den Saugproben wurden an drei Tagen auch Kescherfänge
unternommen, um die Fangergebnisse zwischen Kescher und D-vac vergleichen zu
können. Dazu wurde in unmittelbarer Nähe zu der mit dem D-vac beprobten Fläche
9 x 25 Kescherschläge nach folgenden Kriterien durchgeführt: Es wurde ein Kescher
mit 40 cm Durchmesser und einem Feintüll-Fangnetz verwendet.
Der Kescher war an einem 90 cm langen Holzstiel befestigt. Ein Fang bestand aus
25 Kescherschlägen von einem Meter Länge. Pro Probefläche wurden sieben Fänge
getätigt. Nach 25 Kescherschlägen wurde der Inhalt des Netzes in einen
Plastikbeutel, der mit Essigsäureethylester präpariert war, überführt.
3.2.3. Bestimmung und Konservierung
Der Inhalt der Beutel wurde von Christian Wagner im Labor über einer weißen
Unterlage aussortiert. Die Tiere wurden mit Hilfe eines Binokulars (Schott) mit 6-, 16-
und 40-facher Vergrößerung bis zur Ordnung, Unterordnung oder Familie bestimmt.
Die Zikaden wurden in Alkohol gelegt, bis 2008 in der Zoologischen
- 14-
Staatssammlung aufbewahrt und dann für die vorliegende Zulassungsarbeit
verwendet. Bestimmt wurden die Zikaden auf Artniveau mit Hilfe eines Binokulars
(bis zur siebenfachen Vergrößerung). Wenn notwendig, wurde eine Präparation des
Genitalapparats durchgeführt. Eine Bestimmung der Larven erfolgte nicht.
3.3. Ergebnisse
In der vorliegenden Arbeit wurden 3634 Zikaden bestimmt, die an elf Fangtagen in
der Kendlmühlfilzn gefangen wurden. An acht Tagen wurde mit dem Insektensauger
gearbeitet (D-vac) (siehe Anhang Tabelle 6a und 6b) und an den restlichen drei
Tagen wurden Fänge mit dem Kescher durchgeführt (siehe Anhang Tabelle 7a und
7b). Im Anhang Tabelle 1 bis 5 sind die Listen der gefangenen Arten, nach Familien
sortiert, zu finden.
3.3.1. Kommentierte Artenliste
Die Biologie und Ökologie der festgestellten Arten wurden im Folgenden, wenn nicht
anders angegeben, nach Herbert Nickel (2003) diskutiert. Alle Höhenangaben
beziehen sich auf den Meeresspiegel (m ü.M.)
Aphrodes makarovi Zachvatikin, 1984
(Wiesen-Erdzikade)
Die Wiesen-Erdzikade (siehe Abb. 20) ist weit verbreitet und kommt im Flachland bis
zu einer Höhe von 800 m vor. Man findet sie in nassen bis feuchten, sonnigen bis
schattigen Weiden und Wiesen, ebenso aber auch in hohen Grasständen und in
Wäldern von Flachmooren.
Aphrophora alni (Fallen, 1805)
(Erlen-Schaumzikade)
Die Erlen-Schaumzikade (siehe Abb. 21) ist gewöhnlich in der Nähe von Seen,
Tümpeln oder Flüssen an hölzernen Pflanzen finden. Adulte Tiere leben auf Büschen
und Bäumen wie Salix, Alnus, Betula, Prunus spinosa etc. Es handelt sich um eine
ebenfalls sehr weit verbreitete Zikadenart, die bis in Höhen 1500 m vorkommt.
- 15-
Abb. 20: Aphrodes makarovi http://www.gezieferwelt.de/Bilder/zikaden/aph rodes_makarovi0021 .jpg
Abb.21: Aphrophora alni http://popgen.unimaas.nl/~jlindsey/commanster/ Insects/Bugs/SuBugs/Aphrophora.alni.jpg Abb. 22: Aphrophora
major http://de.wikipedia.org/wiki/Alpensch aumzikade
Aphrophora major Uhler, 1896
(Alpen-Schaumzikade)
Die Alpen-Schaumzikade (siehe Abb. 22) kommt in feuchten bis nassen Gegenden,
in denen vereinzelt Bäume und Büsche stehen oder auch an Waldrändern vor. Oft
trifft man sie auch in Flachmooren oder moorigen Wiesen. Adulte Tiere findet man
meist auf Betula und Salix. In Deutschland wurden bisher nur wenige Exemplare
gefunden, davon die meisten in Bayern und Schwaben am Alpenrand in einer Höhe
von 500 bis 1000 m.
Balclutha calamagrostis Ossiannilsson, 1961
(Reitgras-Winterzirpe)
Die Reitgras-Wanderzirpe lebt an verschiedenen Arten von Reitgräsern
(calamagrostis - Arten) und ist in Deutschland weit verbreitet, aber nur durch wenige
Individuen vertreten und oft falsch identifiziert. In Bayern kommt sie bis in Höhen von
800 m vor.
Cicadella viridis (Linnaeus, 1758)
(Binsenschmuckzikade)
Die Binsenschmuckzikaden (siehe Abb. 23 und 24) sind von Juni bis Oktober in
nassen Wiesen (Sumpfwiesen) an Seggen und Binsen zu finden. Sie gelten als eine
recht häufig vorkommende Art und wurden bis in Höhen von 1200 m in den
bayerischen Alpen gefunden.
- 16-
Abb 23: weibliche Cicadella viridis http://www-biol.paisley.ac.uk/bioref/animalia_inverts/cicadella_viridis.html
Abb 24: männliche Cicadella viridis http://www.aramel.free.fr/INSECTES10-6.shtml
Cicadula frontalis (Herrich-Schäffer, 1835)
(Große Seggenzirpe)
Die große Seggenzirpe ist in sonnigen bis mäßig schattigen Gebieten beheimatet.
Außerdem sollte die Gegend feucht oder zumindest manchmal geflutet sein. Häufig
ist sie in Feucht-/Nasswiesen an Uferzonen an hochwüchsigen Carex-Arten
anzutreffen. Sie ist weitverbreitet, kommt im Gegensatz zu den anderen Cicadula-
arten aber nur bis max. 700 m Höhe vor.
Cicadula quadrinotata (Fabricius, 1794)
(Gemeine Seggenzirpe)
Die gemeine Seggenzirpe (siehe Abb. 25) ist von Mai bis September (Ossiannilsson
1983) in moorigen oder oft überfluteten bis mäßig trockenen Gegenden zu finden.
Verschiedene Carex-Arten werden von ihr als Wirtspflanzen genützt. Sie stellt eine
der dominierenden Arten in feuchten Habitaten dar und ist bis in Höhen von 2400 m
zu finden.
Cixius cunicularius (Linnaeus, 1767)
(Busch-Glasflügelzikade)
Die Busch-Glasflügelzikade (siehe Abb. 26) lebt meist in sonnigen Gegenden auf
Bäumen und Hecken, vor allem auf Birken und Ulmen. Sie ist weit verbreitet, wird
aber aufgrund der geringen Populationsdichte nur sehr selten gefunden.
- 17-
Abb. 25: Cicadula quadrinotata (ttp://www.uni-oldenburg.de/moorzikaden/zirpen.html)
Abb. 26: Cixlus cunicularius http://farm4.static.flickr.com/3145/2672885377_18a03 698d1.jpg?v=0
Abb. 27: Brachyptere (kurzflüglige) Conomelus anceps http://www.uni-oldenburg.de/moorzikaden/conomelus_anceps.html
Abb. 28: Makroptere (langflüglige) Conomelus anceps http://www.uni-oldenburg .de/moorzikaden/conomel us_anceps .html
Conomelus anceps (Germar, 1821)
(Gemeine Binsen-Spornzikade)
Die gemeine Binsen-Spornzikade (siehe Abb. 27 und 28) kommt in zeitweise
überschwemmten, sonnigen und mäßig schattigen Gegenden vor. Sie gehört zu den
geläufigen Zikadenarten, ist weit verbreitet und ist häufig an Juncusar\er\ zu finden.
Es gibt innerhalb einer Art, meist sogar innerhalb einer Population, langflügelige
(makroptere) und kurzflügelige (brachyptere) Formen. Die kurzflügeligen Tiere sind
flugunfähig (Uni Oldenburg).
Delphacodes capnodes (Scott, 1870)
(Weißlippen-Spornzikade)
Die Weißlippen-Spornzikade ist im Moor und in Sümpfen mit einzelnen Birken und
Kiefern an Schilfgras zu finden. Sie lebt in Bodennähe oft in Mooserhebungen und
wurde trotzdem sowohl mit D-vac als auch dem Kescher gefangen. Ihre
Wirtspflanzen sind vor allem die Seggen und Wollgräser. Obwohl sie sehr selten
vorkommt, ist sie weit verbreitet, aber nicht höher als 600 m anzutreffen.
- 18-
Abb. 29: Elymana sulphurella Abb. 30: Jassargus sursumflexus http://popgen.unimaas.nl/~jlindsey/commanster/lnsect http://www.uni-s/Bugs/SuBugs/Elymana.sulphurella.html oldenburg.de/moorzikaden/jassargus.html
Elymana sulphurella (Zetterstedt, 1828)
(Schwefel-Graszirpe)
Die Schwefel-Graszirpe (siehe Abb. 29) ist sowohl in feuchten, als auch trockenen
Gebieten auf Viehweiden, an Waldrändern, Wegrändern und sogar an Meeresküsten
zu finden. Sie lebt an verschiedenen Gräsern, wie zum Beispiel Calamagrostis-Arten,
Ho/ci/s-Arten und an Elymus repens. Sie gehört zu den häufig anzutreffenden und
weit verbreiteten Arten.
Euscelis incisus (Kischbaum, 1858)
(Wiesenkleezikade)
Sie ist in eher sonnigen Gebieten zu finden, hauptsächlich auf Wiesen, Viehweiden,
brachen Feldern, an Wegrändern, an Bächen oder auch in Gärten und Parks. Einige
ihrer wichtigsten Wirtspflanzen sind Trifolium-Arten. Die Wiesenkleezikade ist weit
verbreitet und bis in einer Höhe von 1000 m gefunden worden.
Forcipata citrinella (Zetterstedt, 1828)
(Ried-Blattzikade)
Die Ried-Blattzikade kommt in feuchteren, in geringerer Anzahl auch in trockenen
Gegenden vor. Ihre Wirtspflanzen sind langsam wachsende Carex-Arten.
Jassargus sursumflexus (Then, 1902)
(Ried-Spitzkopfzikade)
Die Ried-Spitzkopfzikade (siehe Abb. 30) ist hauptsächlich in sonnigen bis mäßig
schattigen, moorigen Gegenden, an Viehweiden und weiträumigen Wäldern
aufzufinden. Häufig befindet sie sich an Molinia caerulea (blaues Pfeifengras). Sie ist
- 19-
weit verbreitet, kommt aber eher selten vor, mit den größten Beständen in den Alpen
und am Alpenrand.
Limotettix atricapillus (Boheman, 1854)
(Schnabelriedzirpe)
Die Schnabelriedzirpe wurde bisher hauptsächlich in Moorgebieten Nord-
deutschlands, einige wenige aber auch um den Bodensee sowie im bayerischen
Voralpenland gesichtet. In Nordrhein-Westfalen, Sachsen-Anhalt, Hessen,
Thüringen, Rheinland-Pflalz wurde sie noch nicht nachgewiesen (Biedermann &
Niedringhaus 2004). Die Wirtspflanzen sind weitgehend unbekannt.
Macropsis margínate (Herrich-Schäffer, 1836)
(Bunte Maskenzikade)
Die bunte Maskenzikade lebt an Salix purpurea, immer in der Nähe von fließendem
oder stehendem Gewässer. Die Verbreitung in Deutschland ist nicht klar
dokumentiert, aber sie kommt durchaus häufig vor. Sie ist bis in 1300 m Höhe in den
Alpen zu finden.
Macrosteies ossiannilssoni Lindberg, 1954
(Moor-Wanderzirpe)
Die Moor-Wanderzirpe kommt in feuchten, gewöhnlich auch torfigen Gegenden vor.
Hauptsächlich Carex-Arten und Rhynchospora alba stellen ihre Wirtspflanzen dar,
ebenfalls aber auch Juncuns und Gräser. Vereinzelte Exemplare wurden bisweilen
aber auch weit weg von ihren natürlichen Habitaten gefunden. Bodenständige
Populationen existieren weit verstreut unter anderem in Bayern in Höhen bis 1500 m.
Macustus grisescens (Zetterstedt, 1828)
(Maskengraszirpe)
Die Maskengraszirpe kommt sowohl auf Gräsern in torfigen bis feuchten, sonnigen
bis leicht schattigen Gebieten vor, wie auch in hoch gewachsenen Riedgräsern.
Außerdem trifft man sie in Flachmooren, Sümpfen und moorigen Wäldern, sowie auf
Viehweiden, Feldern und offenen Wäldern an. Sämtliche Seggenarten stellen ihre
Wirtspflanzen dar. Die Maskengraszirpe ist in Deutschland weit verbreitet und in den
Alpen bis 1900 m Höhe zu finden.
- 2 0 -
Megamelus notula (Germar, 1830)
(Gemeine Seggen-Spornzikade)
Die gemeine Seggen-Spornzikade (siehe Abb. 31) lebt in hohen Riedgräsern in
gemäßigten Feucht- sowie gelegentlich überfluteten Gebieten. Ihre Wirtspflanzen
sind verschiedene Carex-Arten. In Deutschland ist sie an den geeigneten Standorten
häufig anzutreffen. In den Mittelgebirgen und Alpen findet man sie in Höhen von bis
zu 1500 m.
Muellerianella extrusa (Scott, 1871)
(Pfeifengras-Spornzikade)
Ihr Vorkommen beschränkt sich auf weitgehend feuchte Gegenden, Viehweiden,
sowie Randgebiete von Wäldern und zurückgebildete Moorflächen. Am meisten
verbreitet ist Muellerianella extrusa in den Alpen, im Voralpenland und auch in
Mittelgebirgen. Im Flachland hat die Art zahlenmäßig stark abgenommen, da ihr
Lebensraum durch Abwasser und Überdüngung negativ beeinflusst wurde.
Neophilaenus lineatus (Linnaeus, 1758)
(Gras-Schaumzikade)
Die Gras-Schaumzikade (siehe Abb. 32) ist in sonnigen bis schattigen und feuchten
bis mäßig trockenen Gebieten anzutreffen. Ihre Lebensräume sind hauptsächlich
verschiedene Arten von Mooren, Viehweiden und Wäldern. Besonders Poacea, aber
auch Cyperacea stellen ihre Wirtspflanzen dar. Sie wurde in den Alpen bis in 1800 m
Höhen gefunden.
Abb. 32: Neophilaenus lineatus http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/e/e 7/Neolin1 .jpg/800px-Neolin1 .jpg
Abb. 31: Megamelus notula http://www.discoverlife.org/mp/20p?see=LCRB203&res= 640
- 21 -
Neophilaenus campestris (Fallen, 1805)
(Feld-Schaumzikade)
Die Feldschaumzikade lebt in sonnigen und eher trockenen Wiesen. Ihre
Wirtspflanzen sind Poa compressa, Elymus repens, aber zum Teil auch Pinus und
andere hölzerne Pflanzen. In Deutschland ist sie weitverbreitet, aber eher in
wärmeren Gegenden anzutreffen.
Notus flavipennis (Zetterstedt, 1828)
(Gemeine Seggen-Blattzikade)
Notus flavipennis existiert in moderat feuchten bis teilweise überfluteten, auch
sonnigen Gebieten. Hauptsächlich findet man sie jedoch im Flachmoor mit
hochgewachsenen Seggen, außerdem auf vielen Viehweiden, entlang von Bächen
und an Randgebieten von Sumpflandschaften. Wirtspflanzen stellen diverse Carex-
Arten dar. In Deutschland sind sie weit verbreitet und eine der dominanten Arten
vieler Feuchtgebiete.
Oncopsis appendiculata W. Wagner, 1944
(Haken-Maskenzikade)
Die Haken-Maskenzikade lebt auf Betula pendula, selten auf Betula pubescens und
gewöhnlich auf einzeln stehenden Bäumen oder an Waldrändern. Sie kommt häufig
zusammen mit anderen Oncops/s-Arten vor. In Deutschland ist sie weitverbreitet,
aber selten anzutreffen.
Ophiola russeola (Fallen, 1826)
(Zwerg-Heidenzirpe)
Die Zwerg-Heidenzirpe kommt an kleinen Büschen, hauptsächlich an Calluna
vulgaris, Erica carnea, etc., auch an Weiden, in Wäldern, aber genauso an
Gewässern vor. In Deutschland ist sie weit verbreitet und in den Alpen bis zu einer
Höhe von 1200 m anzutreffen.
Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758)
(Wiesen-Schaumzikade)
Die Wiesen-Schaumzikaden (siehe Abb. 33) sind in torfigen bis trockenen, sonnigen
bis leicht schattigen Gebieten anzutreffen; ebenso auf Viehweiden, im Flachmoor, in
Wäldern und am Ufer von fließenden und stehenden Gewässern. Der von den
- 2 2 -
http://www.ne.jp/asahi/rhyncha/index/samE/aprdsam.h tml
Abb. 34; Stroggylocephalus agrestis
Abb. 33: Philaenus spumarius http://photo.net/photodb/photo?photo_id=2431185&siz e=lg
Larven produzierte Schaum ist meistens auf Viehweiden und Feldern mit
überwiegend dikotylen Kräutern, wie Silene flos-cuculi, Cirsium arvense, Urtica
dioica, Ranunculus repens, etc. zu finden. Sie treten in Deutschland häufig und weit
gestreut bis zu einer Höhe von 1800 m auf.
Stenocranus fuscovittatus (Stäl, 1858)
(Bunte Spornzikade)
Die bunte Spornzikade ist in leicht feuchten bis teilweise überfluteten, oligotrophen
bis leicht eutrophen Gegenden anzutreffen. Ihre Wirtspflanzen sind verschiedene
Arten von Seggen (Carex-Arten). Sie ist vor allem in Mittel- und Süddeutschland weit
verbreitet, im Norden Deutschlands gibt es nur wenige, verstreute Exemplare.
Stroggylocephalus agrestis (Fallen, 1806)
(Sumpf-Erdzikade)
Die Sumpf-Erdzikade (siehe Abb. 34) ist in Seggen verschiedener Feuchtgebiete
anzutreffen (zum Beispiel: Feuchtbiotope, Moorwälder, Flachmoore). Zugehörige
Wirtspflanzen sind in der Regel hochgewachsene Carex-Arten, aber auch
Bolboschoenus maritimus. In geeigneten Gegenden Deutschlands ist diese Art
häufig vertreten.
-23 -
Stroggylocephalus livens (Zetterstedt, 1840)
(Moor-Erdzikade)
Die Moor-Erdzikade lebt gewöhnlich in Flachmooren, aber auch Birkenmooren; dort
vermutlich an Carex und Eriophorum. Im Gegensatz zur Sumpf-Erdzikade ist diese
Art in Deutschland sehr selten.
Ulopa reticulata (Fabricius, 1794)
(Heidekraut-Zikade)
Die Heidekraut-Zikade ist in leicht trockenen, sonnigen bis leicht schattigen Gebieten
auf sauren Substraten anzutreffen. Meist ist diese Art im Heideland zu finden,
gewöhnlich aber auch in offenen Kiefer- und Eichenwäldern. Ihre Wirtspflanze ist
Calluna vulgaris. Ihre Verbreitung in Deutschland beschränkt sich größtenteils auf die
nordischen Ebenen und entlang des Alpenvorlandes bis in 1300 m Höhe.
Verdanus abdominalis (Fabricius, 1803)
(Schwarzgrüne Graszirpe)
Die Schwarzgrüne Graszirpe kommt in sonnigen, feuchten, gewöhnlich auch leicht
trockenen Gebieten auf Holcus lanatus und anderen Gräsern vor. Sie ist
deutschlandweit verbreitet und vor allem in den nordischen Ebenen, aber auch im
Mittelgebirge und in den Alpen bis 2050 m Höhe anzutreffen.
ZyginßJktmmigera (Geoffroy, 1785)
^Gemeine Feuerzikade)
Die Gemeine Feuerzikade ist auf verschiedenen Waldpflanzen, im Sommer
hauptsächlich auf Rosaceen anzutreffen. Ihre Wirtspflanzen sind meistens Prunus,
Malus, Crataegus und Sorbus. Die Art ist in den Niederungen Deutschlands häufig
anzutreffen, aber auch im Mittelgebirge und in den Alpen vertreten.
3.3.2. Vergleich des Fangerfolgs von D-vac und Kescher
Der D-vac wurde am 12.5., 22.5., 9.6., 22.6., 20.7., 18.8., 23.9. und 17.10 eingesetzt.
Der Kescher am 6.7., 1.9. und 1.10. Um ähnliche Fangbedingungen für eine
Auswertung zu gewährleisten, wurden drei Termine aus der D-vac-Reihe
- 2 4 -
ausgesucht, die möglichst zeitnah zu den drei Kescherfängen liegen. Die Auswahl
fiel auf den 20.7., den 23.9. und den 17.10..
3.3.2.1. Vergleich der Individuenzahlen
700
600
Z 500 CD
1 400 3 | 300
I 200
100
0
Abb. 35
An den für den Vergleich herangezogenen D-vac-Fangtagen wurden insgesamt 987
Individuen, bei den Kescherfängen 1302 Individuen gefangen. Die Abbildung 35 zeigt
die prozentuale Verteilung der Fangergebnisse für die drei Familien inklusive der
Larven, die nicht nach Familien aufgegliedert werden konnten. Die Familie der
Cixiidae wurde auf Grund der geringen Individuenanzahl dabei nicht berücksichtig.
Der Erfassungsgrad von D-vac und Kescher ist innerhalb einer Familie sehr
unterschiedlich. Auffällig ist, dass die Delphacidae und Larven besser mit dem D-vac
gefangen wurden, während die Aphrophoridae und Cicadellidae häufig mit dem
Kescher gefangen wurden. Besonders auffällig ist der Unterschied der gefangenen
Individuen bei den Aphrophoridae.
Die Abbildungen 36 bis 39 zeigen die genauen Fangerfolge innerhalb einer Familie
im Bezug auf Kescher und D-vac-Fänge.
Delphacidae Aphrophoridae Cicadellidae Larven
Familien incl. Larven
- 2 5 -
> O" CT CO 00
K> Ov
Larven
Juli September Oktober
Abb. 39
3.3.2.2. Vergleich der Artenanzahlen
Gattung Art D-vac 1 Kescher Aphrodes makarovi X
Aphrophora alni X
Aphrophora major X X
Balclutha calamagrostis X
Cicadella viridis X X
Cicadula frontalis X X
Cicadula quadrinotata X X
Cixius cunicularius X
Conomelus anceps X X
Delphacodes capnodes X X
Elymana sulphurella X
Euscelis incisus X
Ford pata citrinella X
Jassargus sursumflexus X X
Limotettix atricapillus X
Macropsis margínate X
Macrosteies ossiannilssoni X
Macustus grisescens X
Megamelus notula X X
Muellerianella extrusa X X
Neophilaenus lineatus X X
Neophilaenus campestris X
Notus flavipennis X
Oncopsis appendiculata X
Ophiola russeola X
Philaenus spumarius X
Stenocranus fuscovittatus X X
Stroggylocephalus livens X
Stroggylocephalus agrestis X
Ulopa reticulata X X
Verdanus abdominalis X
Zygina flammigera X
1 Summe 23 21
Abb. 40 - 2 7 -
In dieser Zulassungsarbeit wurden 32 Zikadenarten bestimmt. Mit dem Kescher
wurden 21 Arten, mit dem D-vac 23 Zikadenarten erfasst. Einige Arten wurden
entweder nur mit dem Kescher oder nur mit dem D-vac-Gerät gesammelt (siehe
Abb. 40). Bemerkenswert sind die Arten Limotettix atricapillus und
Stroggylocephalus livens, die jeweils mit D-vac und mit dem Kescher nachgewiesen
worden sind. Beide Arten sind von Bedeutung, da sie auf der Roten Liste verzeichnet
sind (siehe Abb. 42). Um ein möglichst aussagekräftiges und genaues Ergebnis zu
gewährleisten, muss man daher immer beide Methoden anwenden.
3.3.3. Häufigkeit der Zikaden in den Habitaten
Die Anzahl der Zikaden ändert sich über den Jahresverlauf. Die Abbildung 41 zeigt
die Individuenanzahl aller Zikaden (ohne Larven), die mit dem D-vac in den sechs
verschiedenen Habitaten an den 8 Fangtagen gefangen wurden.
Anzahl der gefangenen Individuen in den verschiedenen Biotopen
— • - - ERI
— m - -CRO
JCS
— * - CAM
— HMO
— -ERB
n> \y ¿V
Abb. 41
Die relativ hohe Anzahl an Individuen am ersten Tag der Messreihe im JCS Habitat
am 12.5. kommt aufgrund der hohen Populationsdichte von Macustus grisescens
zustande, die als eine der wenigen Arten schon im April zu adulten Tieren
heranreifen. Im CRO Habitat kommt am 12.5. bereits in großer Anzahl Delphacodes
capnodes vor, denn diese Art überwintert im adulten Zustand. Das auffällige
Maximum am 18.08. im JCS Habitat kommt durch ein massenhaftes Auftreten der Art -28-
Conomelus anceps zustande. Die Art Ulopa reticulata, die ebenfalls als adultes Tier
oder als Nymphe überwintert ist die Ursache für die relativ hohe Individuenzahl am
17.10.1998 im CAM Habitat. Viele andere Arten überwintern als Ei oder Nymphe und
so ist der Rückgang der Individuen in den anderen Habitaten im Herbst zu
begründen.
3.3.4. Rote Liste
Viele Zikaden sind stark gefährdet, weil sie eng an bestimmte seltene Wirtspflanzen
beziehungsweise an bedrohte Habitate gebunden sind. Unter den gesammelten
Zikaden gab es fünf Arten, die vom Aussterben bedroht (1) oder stark gefährdet (2)
sind. Von allen bestimmten Arten stehen 15% auf der Roten Liste (siehe Abb. 42).
Gattung Art Rote-Liste-Status
Aphrophora alpina* 2
Delphacodes capnodes 2
Limnotettix atricapillus 1
Paradelphacodes paludosa 2
Stroggylocephalus livens 2
Abb. 42
* A. alpina = Synonym für A. major
Für eine Art (Oncopsis appendiculata) ist Gefährdung anzunehmen, aber ihre
Häufigkeit und Gefährdung unbekannt. Von der Vorwarnliste sind noch Muellerianella
extrusa, Stenocranus fuscovitattus und Stroggylocephalus agrestis zu nennen. Unter
Berücksichtigung dieser Arten beträgt der Prozentsatz von Rote-Liste-Arten 28%.
3.4. Diskussion
Beim Vergleich von D-vac und Kescherfängen kann man sehen, dass sich vor allem
die Familie der Aphrophoridae im Gegensatz zum Beispiel zu den Delphacidae viel
besser mit dem Kescher fangen lässt. Eine Erklärung dafür könnte sein, dass adulte
Tiere der Aphrophoridae in die Strauch- bzw. sogar Baumschicht aufsteigen
(Wikipedia 4) und somit für den Kescher leichter zu fangen sind, als am Boden
lebende Arten. Da Exemplare der Aphrophoridae - im Vergleich zu den Delphacidae
- in der Regel relativ groß sind, könnte man sich vorstellen, dass sie kräftiger sind
- 2 9 -
und der Saugkraft eines D-vac-Saugers leichter widerstehen, den mechanischen
Kräften mit den Schlägen eines Keschers aber nicht standhalten können.
Aufgrund der Verteilungsverhältnisse von D-vac und Kescherfängen kann man nicht
sagen, dass der D-vac-Sauger grundsätzlich vorteilhafter als der Kescher wäre.
Vielmehr ist der Fangerfolg der verschiedenen Arten unterschiedlich.
Bei den Kescherfängen wurden auch mehr Zikadenarten erfasst als bei den D-vac-
Fängen. Dies scheint auf den ersten Blick verständlich, da im Durchschnitt mehr
Individuen mit dem Kescher gefangen werden konnten als mit dem D-vac, obwohl
dieselbe Fläche verwendet wurde.
Anhand des Diagramms, das über die Anzahl der Zikaden in den sechs
verschiedenen Habitaten an acht verschiedenen Tagen im Jahr Auskunft gibt, kann
man deutlich dicht besiedelte und nicht so stark besiedelte Habitate erkennen. Das
Habitat JCS ist laut Diagramm das am dichtesten besiedelte Habitat. Als nächstes
wäre das ERB Habitat zu nennen, aber dazu sollte man erwähnen, dass ERB zwar
dicht besiedelt ist, aber, wie aus Tabelle 6a und 6b (im Anhang) zu entnehmen, sehr
artenarm. Am dünnsten besiedelt ist das ERI Habitat. Diese wechselnasse Torffläche
bietet den Zikaden als Nahrung fast ausschließlich Eriphorium vaginatum und daher
ist sie spärlich besiedelt. JCS ist das artenreichste Habitat, aber nur mit mäßiger
Individuendichte. Dies lässt sich durch die größte Auswahl an Pflanzen erklären, die
den Zikaden dort zur Verfügung stehen.
Generell ist ein Anstieg aller Zikaden bis zum Hochsommer zu sehen, danach
beginnen die Zahlen wieder zu sinken. Warum in allen Habitaten ein Einbruch im
Juni zu sehen ist, kann nicht geklärt werden. Eventuell könnten feuchte
Wetterbedingungen die Fangquote erniedrigt haben, da die Tiere sich verkrochen
haben.
- 3 0 -
4. Niederbayern
Im Rahmen der Insektenexkursion im SoSe 08 mit Herrn Dr. Schönitzer nach
Kaikenried (im Bayerischen Wald) wurden für diese Zulassungsarbeit zusätzlich
Zikaden gefangen. Das Ziel lag darin, nicht nur tote, in Alkohol konservierte Tiere zu
bearbeiten, sondern sie auch lebendig und in ihrem natürlichen Lebensraum zu
sehen, die Fangmethoden selbst auszuprobieren und die Artenvielfalt der
Arthropoden kennenzulernen. Alle gefangenen und bestimmten Zikaden wurden
genadelt und etikettiert der Zoologischen Staatssammlung übergeben.
4.1. Beschreibung der Untersuchungsgebiete
a) Umgebung von Plattling, Isardamm bei Kleinweichs am 30.06.2008
Der Isardamm (siehe Abb. 43) ist eine naturbelassene, artenreiche, feuchte Wiese.
In direkter Umgebung befindet sich ein Mischwald.
b) Heugstatt/Schareben 1260 m am 01.07.2008
Der Heugstatt ist ein Berg im Bayerischen Wald oberhalb des Ortes Schareben, in
der Nähe von Bodenmais. Unser Untersuchungsgebiet, eine Bergwiese, lag auf ca.
1260 m. In der Vegetation kam die Blaubeere sehr häufig vor.
c) Zachenberg, Kuckuckshöhe am 01.07.2008
Das Untersuchungsgebiet Kuckuckshöhe liegt mitten im Bayerischen Wald in 750 m
Höhe auf 37°94,81,,0/54°33,05MN.
d) Am Bach bei Achslach am 02.07.2008
In direkter Umgebung von Achslach (im Bayerischen Wald) gibt es einen kleinen
Bach namens Perlmuschelbach. Da die Flußperlmuschel (Margeritifera margeritifera)
vom Aussterben bedroht ist, liegen die umliegenden Felder brach und dürfen nicht
bewirtschaftet werden. Das Untersuchungsgebiet bezog sich auf das Bachufer und
die Wiesen um den Bach.
e) Hollerberg, Kaikenried am 02.07.2008
Anhöhe oberhalb des Ortes Kaikenried (im Bayerischen Wald), lichter Bergmisch-
wald mit relativ vielen Kiefern.
-31 -
Abb. 43: Isardamm bei Kleinweichs Abb. 44: Exhaustor (Google Earth) http://www.hydro-kosmos.de/klforsch/werkzeug.htm
4.2. Methoden
4.2.1. Kescher
Zu den Kescherfängen siehe 3.2.2.
4.2.2. Exhaustor
Der Vorteil bei der Verwendung eines Exhaustors (siehe Abb. 44) liegt darin, dass
man gezielt Tiere fangen kann. Dazu nimmt man das Mundstück in den Mund, führt
das Plastikrohr knapp über das Tier und zieht schnell die Luft ein. Durch den
Unterdruck wird das Tier eingesaugt und das ist gerade bei den schnell springenden
Zikaden sehr praktisch.
Alle Tiere landen in dem verdickten Rohr, können aber nicht weiter eingesaugt
werden, weil ein feines Netz über das Rohr gespannt ist. In diesem Gefäß kann man
über einige Zeit hin Tiere gefangen halten, bis es sich lohnt, die Tiere in einen
Kolben mit Essigsäureethylester („Essigäther") zu überführen.
4.3. Ergebnisse
a) Isardamm
Gattung Art Anzahl Centrotus corrutus 1
Aphrophora alni 1
Philaenus spumarius 1 Aphrodes diminuta 3 Allygidius commutatus 2
- 3 2 -
b) Hengstätt/Schareben 1260m
Gattung Art Anzahl Jassargus spec. 1 Verdanus abdominalis 13 Rholpalopyx vitripennis 4
c) Kuckuckshöhe
Gattung Art Anzahl Aphrophora alni 1
d) Achslach
Gattung Art Anzahl Philaenus spumarius 5 Cicadula quadrinotata 2 Cicadella viridis 2 Verdanus abdominalis 8 Delphacidae spec. 1
e) Kaikenried, Hollerberg
Gattung Art Anzahl Issus coleoptratus 1
4.4. Diskussion
Da im Bayerischen Wald ohne System Zikaden gesammelt wurden, sind die
Individuenzahlen der Arten zu vernachlässigen und nicht aussagekräftig. Dennoch
sind die Fänge interessant, weil dadurch das Artenspektrum der vorliegenden Arbeit
deutlich erweitert werden konnte. Bemerkenswert war, dass Vertreter zweier
Familien nachgewiesen werden konnten, die nicht in den Kendlmühlfilzn gefunden
wurden. Neben den sehr weit verbreiteten und häufigen Arten, die fast überall
anzutreffen waren, gehören zum Beispiel: Verdanus abdominalis und Philaenus
spumarius. Ein ganz besonders hübsches Exemplar dagegen war die Buckelzikade
Centrotus cornutus. Sie ist in dieser Arbeit das einzige Tier aus der Familie der
Membracidae (Buckelzikaden). Diese Art wurde etwas weiter donauabwärts bei
- 3 3 -
Halbmeile (Landkreis Deggendorf) und im Bayerischen Wald Landkreis Regen
nachgewiesen (Schönitzer und Oesterling 1998).
Ebenso bereicherte Issus coleoptratus die vorliegende Arbeit erheblich. Sie ist das
einzige Exemplar aus der Familie der Issidae (Käferzikaden).
Bei dem Versuch Zikaden nachts durch eine Lichtfalle anzulocken, wurde kein
einziges Exemplar gefangen, obwohl dort Zikaden vorhanden waren. Offensichtlich
lassen sich Zikaden durch Licht nicht anziehen.
- 3 4 -
5. Dank
An erster Stelle möchte ich hier Herrn Prof. Dr. Klaus Schönitzer für die Betreuung
meiner Zulassungsarbeit danken. Er zeigte viel Geduld, hatte stets ein offenes Ohr
und nahm sich viel Zeit, um mir bei der Lösung von Fragen und Problemen zu helfen.
Frau Tanja Kothe (ZSM) sei herzlich gedankt für die Bereitstellung jeglichen
Materials zu jeder Zeit und für die vielen Gänge durch die Alkohol- oder
Trockensammlung um Vergleichsmaterialien zu holen, ihre Hilfe beim Etiketten
drucken und bei den Fundortrecherchen.
Ebenso möchte ich mich bei Herrn Dr. Roland Achtziger bedanken, der mich sehr
spontan, unkompliziert und schnell bei der Bestimmung sehr ähnlicher Exemplare
unterstützte und mir alle weiteren Fragen freundlich, äußerst engagiert und rasch
beantwortete.
- 3 5 -
6. Zusammenfassung
Im Rahmen dieser Zulassungsarbeit wurden Zikaden aus zwei verschiedenen
Untersuchungsgebieten bestimmt.
In der Kendlmühlfilzn (Oberbayern) handelte es sich um 3634 Zikaden aus sechs
verschiedenen Habitaten. Sie wurden sowohl mit dem Kescher, als auch mit dem D-
vac-Sauger gefangen. Insgesamt wurden 32 Arten bestimmt, von denen sechs in der
Roten Liste aufgeführt werden. Dies betrifft Aphrophora alpina, Delphacodes
capnodes, Limotettix atricapillus, Paradelphacodes capnodes und Stroggylocephalus
livens. Weitere drei Arten sind in der Vorwarnliste aufgenommen und für eine Art
nimmt man eine Gefährdung an. Somit stehen 28% der bestimmten Arten auf der
Roten Liste. Die Fangerfolge aller Individuen mit Kescher und D-vac wurden
ausgewertet und anschließend diskutiert, ebenso die unterschiedliche
Besiedelungsdichte der Habitate zu verschiedenen Zeitpunkten im Messzeitraum.
Das zweite Untersuchungsgebiet befindet sich Niederbayern. Im Rahmen einer
Exkursion wurden Zikaden an fünf verschiedenen Orten gefangen und anschließend
bestimmt. Es konnten 12 Arten festgestellt werden. Einen besonderen Fang stellte
ein Exemplar aus der Familie der Membracidae (Centrotus cornutus) und ein
Exemplar aus der Familie der Issidae (Issus coleoptratus) dar.
Das Bestimmen von Zikaden ermöglichte einen Einblick in die Biologie der Zikaden
und die Ergebnisse sind ein Beitrag zur Faunistik der Zikaden in Bayern.
- 3 6 -
7. Quellenverzeichnis:
Biedermann, R., Niedringhaus R., (2004): Die Zikaden Deutschlands; Wissenschaftlich akademischer Buchvertrieb-Fründ, Scheeßel
Bueckle, C., Remane, R. (2006): Ergänzungen und Anmerkungen zum Zikadenbestand Baden-Württembergs - Mitteilungen Entomologischer Verein Stuttgart, 41, 39-54
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Nickel, H. (2003a): The Leafhoppers and Planthoppers of Germany; (Hemiptera, Auchenorrhyncha) Patterns and strategies in a highly diverse group of phytophagous insects; Pensoft Publ., Sofia
Nickel, H. (2003b): Rote Liste der Zikaden (Homoptera, Auchenorrhyncha) Bayerns. Schriftenreihe Bayer. Landesamt f. Umweltschutz, (166), 73-81
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Wagner, C. (1999): Die Wiederbesiedelung renaturierter Hochmoorstandorte durch Gliedertiere (Arthropoda), unter besonderer Berücksichtigung der Wanzen (Heteroptera), dargestellt am Beispiel der Kendlmühlfilzen (Oberbayern) -Diplomarbeit am Lehrstuhl für Vegetationsökologie der Technischen Universität München, Graching, unveröffentlicht
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Walter, S. (1975): Larvenformen mitteleuropäischer Euscelinen (Homoptera, Auchenorrhyncha) -Zool . J. Syst 102,
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Wikipedia 4: Aphrophoridae http://de.wikipedia.org/wiki/Aphrophoridae (Abruf: 25.9.2008)
- 3 8 -
8. Anhang Tabelle 1: CICADELLIDAE Familie Cicadellidae Gattung Ä i Ü l ä S : Anzahl Fanqweise Biotop Datum Macustus grisescens 36 D-Vac CRO 12.05.1998 Macustus grisescens 66 D-Vac JCS 12.05.1998 Macustus grisescens 25 D-Vac JCS 27.05.1998 Macustus grisescens 13 D-Vac CRO 27.05.1998 Ulopa reticulata 6 D-Vac CAM 27.05.1998 Ulopa reticulata 2 D-Vac HMO 27.05.1998 Oncopsis flavicollis 1 D-vac ERB 27.05.1998 Ophiola russeoia 1 D-vac ERI 27.05.1998 Cicadula quadrinotata 8 D-Vac CRO 09.06.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac JCS 09.06.1998 Macustus grisescens 23 D-Vac CRO 09.06.1998 Macustus grisescens 12 D-Vac JCS 09.06.1998 Ulopa reticulata 1 D-Vac HMO 09.06.1998 Ulopa reticulata 15 D-Vac CAM 09.06.1998 Cicadula quadrinotata 4 D-Vac JCS 22.06.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac CRO 22.06.1998 Jassargus sursumflexus 2 D-Vac CAM 22.06.1998 Macrosteies spec. 6 D-Vac HMO 22.06.1998 Macustus grisescens 5 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Macustus grisescens 1 D-Vac CRO 22.06.1998 Macustus grisescens 3 D-Vac CRO 22.06.1998 Ulopa reticulata 12 D-Vac CAM 22.06.1998 Ulopa reticulata 2 D-Vac CAM 22.06.1998 Zygina flammigera 1 D-Vac JCS 22.06.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CRO 06.07.1998 Cicadella viridis 3 Kescher JCS 06.07.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CAM 06.07.1998 Cicadula quadrinotata 47 Kescher CRO 06.07.1998 Cicadula quadrinotata 3 Kescher JCS 06.07.1998 Jassargus sursumflexus 6 Kescher CAM 06.07.1998 Limotettix atricapillus 234 Kescher ERI 06.07.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher CAM 06.07.1998 Macropsis margínate 1 Kescher ERB 06.07.1998 Notus flavipennis 29 Kescher CRO 06.07.1998 Ulopa reticulata 21 Kescher CAM 06.07.1998 Macrosteies spec. 15 Kescher HMO 06.07.1998 Oncopsis appendiculata 2 Kescher ERB 06.07.1998 Ophiola russeoia 1 Kescher HMO 06.07.1998 Cicadella viridis 3 D-Vac CRO 20.07.1998 Cicadella viridis 4 D-Vac JCS 20.07.1998 Cicadula quadrinotata 4 D-Vac CRO 20.07.1998 Cicadula quadrinotata 5 D-Vac JCS 20.07.1998 Euscelis incisus 1 D-Vac JCS 20.07.1998 Jassargus sursumflexus 20 D-Vac CAM 20.07.1998 Macustus grisescens 7 D-Vac CRO 20.07.1998 Macustus grisescens 4 D-Vac JCS 20.07.1998 Ulopa reticulata 36 D-Vac CAM 20.07.1998
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Ulopa reticulata 8 D-Vac HMO 20.07.1998 Limotettix atricapillus 104 D-Vac ERI 20.07.1998 Cicadella viridis 1 Kescher CRO 06.08.1998 Cicadula frontalis 7 Kescher JCS 06.08.1998 Limotettix atricapillus 13 Kescher ERI 06.08.1998 Notus flavipennis 115 Kescher CRO 06.08.1998 Ulopa reticulata 3 Kescher HMO 06.08.1998 Ulopa reticulata 21 Kescher CAM 06.08.1998 Ulopa reticulata 20 Kescher CAM 06.08.1998 Ulopa reticulata 20 Kescher CAM 06.08.1998 Balclutha calamagrostis 1 Kescher CAM 06.08.1998 Forcipata citrinella 3 Kescher JCS 06.08.1998 Cicadella viridis 1 D-Vac CRO 18.08.1998 Cicadula quadrinotata 1 D-Vac JCS 18.08.1998 Cicadula frontalis 8 D-Vac JCS 18.08.1998 Jassargus sursumflexus 1 D-Vac CAM 18.08.1998 Limotettix atricapillus 5 D-Vac ERI 18.08.1998 Ulopa reticulata 10 D-Vac CAM 18.08.1998 Aphrodes makarovi 1 Kescher SBI 01.09.1998 Cicadella viridis 4 Kescher CRO 01.09.1998 Cicadula quadrinotata 1 Kescher HMO 01.09.1998 Cicadula quadrinotata 3 Kescher SBI 01.09.1998 Jassargus sursumflexus 3 Kescher CAM 01.09.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher ERI 01.09.1998 Macrosteies ossiannilssoni 47 Kescher HMO 01.09.1998 Notus flavipennis 89 Kescher CRO 01.09.1998 Ulopa reticulata 1 Kescher HMO 01.09.1998 Macrosteies spec. 37 Kescher HMO 01.09.1998 Macrosteies spec. 2 Kescher CRO 01.09.1998 Verdanus abdominalis 9 Kescher HMO 01.09.1998 Ulopa reticulata 28 D-Vac HMO 23.09.1998 Ulopa reticulata 42 D-Vac CAM 23.09.1998 Ulopa reticulata 23 D-Vac CAM 23.09.1998 Ulopa reticulata 19 D-Vac HMO 23.09.1998 Ulopa reticulata 43 D-Vac HMO 23.09.1998 Elymana sulphurella 3 D-vac JCS 23.09.1998 Cicadella viridis 5 Kescher JCS 01.10.1998 Cicadula quadrinotata 10 Kescher CRO 01.10.1998 Cicadula quadrinotata 31 Kescher JCS 01.10.1998 Cicadula frontalis 12 Kescher JCS 01.10.1998 Jassargus sursumflexus 1 Kescher CAM 01.10.1998 Limotettix atricapillus 2 Kescher ERI 01.10.1998 Ulopa reticulata 4 Kescher CAM 01.10.1998 Cicadella viridis 1 D-Vac CRO 17.10.1998 Cicadula quadrinotata 2 D-Vac CRO 17.10.1998 Ulopa reticulata 89 D-Vac CAM 17.10.1998
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Tabelle 2: APHROPHORIDAE
Gattung Art Anzahl Fangweise Biotop Datum Neophilaenus lineatus 2 D-vac JCS 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 2 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 3 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERB 22.06.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac ERI 22.06.1998 Aphrophora alni 1 Kescher CRO 06.07.1998 Aphrophora major 85 Kescher JCS 06.07.1998 Aphrophora major 3 Kescher ERI 06.07.1998 Aphrophora alni 8 Kescher CAM 06.07.1998 Aphrophora major 17 Kescher CAM 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 54 Kescher ERI 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 34 Kescher ERB 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 18 Kescher JCS 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 20 Kescher CAM 06.07.1998 Neophilaenus lineatus 6 Kescher HMO 06.07.1998 Philaenus spumarius 4 Kescher ERB 06.07.1998 Aphrophora major 1 D-vac JCS 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 8 D-vac ERB 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 5 D-vac JCS 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac HMO 20.07.1998 Neophilaenus lineatus 28 D-vac ERI 20.07.1998 Aphrophora major 23 Kescher JCS+CAM 06.08.1998 Aphrophora major 10 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 6 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 22 Kescher JCS 06.08.1998 Aphrophora major 24 Kescher JCS+CAM 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher HMO 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher HMO 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 23 Kescher CAM 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 5 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 12 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 9 Kescher ERB 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 102 Kescher ERI 06.08.1998 Neophilaenus lineatus 1 Kescher CRO 06.08.1998 Philaenus spumarius 7 Kescher CRO 06.08.1998 Aphrophora major 8 D-vac JCS 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac CRO 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 12 D-vac ERB 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 7 D-vac ERI 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 27 D-vac ERI 18.08.1998 Neophilaenus lineatus 19 Kescher ERI 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 32 Kescher HMO 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 18 Kescher ERB 01.09.1998 Neophilaenus lineatus 14 Kescher ERI 01.09.1998 Aphrophora major 2 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 48 Kescher SBI 01.10.1998 Aphrophora alni 4 Kescher SBI 01.10.1998 Aphrophora alni 2 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 5 Kescher CAM 01.10.1998 Aphrophora major 14 | Kescher JCS 01.10.1998
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Aphrophora major 1 Kescher ERI 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 4 Kescher CAM 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 15 Kescher SBI 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 7 Kescher CAM 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 3 Kescher CRO 01.10.1998 Neophilaenus campestris 1 Kescher CRO 01.10.1998 Neophilaenus lineatus 1 D-vac JCS 17.10.1998
Tabelle 3: DELPHACIDAE
Gattung I Art Anzahl Fangweise Biotop Datum Muellerianella extrusa 18 D-vac JCS 12.05.1998 Stenocranus fuscovittatus 3 D-vac JCS 12.05.1998 Stroggylocephalus livens 1 D-vac CRO 12.05.1998 Stroggylocephalus livens 6 D-vac JCS 12.05.1998 Paradelphacodes paludosa 5 D-vac CRO 12.05.1998 Delphacodes capnodes 14 D-vac CRO 12.05.1998 Muellerianella extrusa 63 D-vac JCS 27.05.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 D-vac JCS 27.05.1998 Paradelphacodes paludosa 2 D-vac CRO 27.05.1998 Paradelphacodes paludosa 32 D-vac JCS 09.06.1998 Delphacodes capnodes 2 D-vac CRO 22.06.1998 Megamelus notula 1 D-vac CRO 22.06.1998 Pseudodelphacodes flaviceps 17 D-vac JCS 22.06.1998 Stroggylocephalus livens 1 D-vac JCS 22.06.1998 Delphacodes capnodes 9 D-vac JCS 22.06.1998 Conomelus anceps 1 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 85 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 9 Kescher CAM 06.07.1998 Conomelus anceps 1 Kescher ERB 06.07.1998 Conomelus anceps 1 Kescher ERB 06.07.1998 Conomelus anceps 1 D-vac CRO 20.07.1998 Conomelus anceps 94 D-vac ERB 20.07.1998 Conomelus anceps 38 D-vac JCS 20.07.1998 Megamelus notula 8 D-vac CRO 20.07.1998 Megamelus notula 6 D-vac JCS 20.07.1998 Muellerianella extrusa 1 D-vac ERB 20.07.1998 Muellerianella extrusa 33 D-vac JCS 20.07.1998 Stroggylocephalus livens 2 D-vac JCS 20.07.1998 Conomelus anceps 78 D-vac ERB 18.08.1998 Conomelus anceps 335 D-vac JCS 18.08.1998 Delphacodes capnodes 1 D-vac CRO 18.08.1998 Megamelus notula 9 D-vac JCS 18.08.1998 Stenocranus fuscovittatus 4 D-vac CRO 18.08.1998 Stenocranus fuscovittatus 20 D-vac JCS 18.08.1998 Stroggylocephalus agrestis 24 D-vac CRO 18.08.1998 Stroggylocephalus livens 2 D-vac CRO 18.08.1998
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Stroggylocephalus livens 6 D-vac JCS 18.08.1998 Stroggylocephalus agrestis 4 D-vac JCS 18.08.1998 Paradelphacodes paludosa 36 D-vac JCS 18.08.1998 Conomelus anceps 14 Kescher ERB 01.09.1998 Delphacodes capnodes 1 Kescher CRO 01.09.1998 Muellerianella extrusa 1 Kescher SBI 01.09.1998 Stroggylocephalus agrestis 6 Kescher CRO 01.09.1998 Conomelus anceps 17 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 5 D-vac ERB 23.09.1998 Conomelus anceps 19 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 12 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 11 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 10 D-vac JCS 23.09.1998 Delphacodes capnodes 15 D-vac JCS 23.09.1998 Delphacodes capnodes 14 D-vac JCS 23.09.1998 Megamelus notula 6 D-vac CRO 23.09.1998 Megamelus notula 7 D-vac JCS 23.09.1998 Megamelus notula 7 D-vac JCS 23.09.1998 Stenocranus fuscovittatus 8 D-vac JCS 23.09.1998 Conomelus anceps 19 Kescher CAM 01.10.1998 Conomelus anceps 42 Kescher CAM 01.10.1998 Conomelus anceps 17 Kescher JCS 01.10.1998 Conomelus anceps 4 Kescher SBI 01.10.1998 Megamelus notula 1 Kescher CAM 01.10.1998 Megamelus notula 6 Kescher CRO 01.10.1998 Megamelus notula 2 Kescher JCS 01.10.1998 Muellerianella extrusa 1 Kescher JCS 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 Kescher CRO 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 8 Kescher JCS 01.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 1 Kescher SBI 01.10.1998 Conomelus anceps 5 D-vac ERB 17.10.1998 Conomelus anceps 1 D-vac JCS 17.10.1998 Megamelus notula 1 D-vac CRO 17.10.1998 Muellerianella extrusa 2 D-vac CRO 17.10.1998 Stenocranus fuscovittatus 2 D-vac JCS 17.10.1998 Stroggylocephalus indet 1 D-vac CRO 17.10.1998 Stroggylocephalus livens 4 D-vac CRO 17.10.1998 Delphacodes capnodes 5 D-vac ERB 17.10.1998
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Tabelle 4: CIXIIDAE
Art Ü Ä h ' t - / " ' Fangweise Btotfoir%;t Datum Cixius cunicularius 1 Kescher CAM 06.08.1998 Cixius cunicularius 1 Kescher ERB 06.08.1998
Tabelle 5: LARVEN
Anzahl Fangweise Biotop Datum 2 D-vac CRO 12.05.1998 2 D-vac JCS 12.05.1998 2 D-vac CRO 27.05.1998 5 D-vac JCS 27.05.1998
13 D-vac CAM 09.06.1998 8 D-vac CRO 09.06.1998 1 D-vac ERB 09.06.1998 1 D-vac HMO 09.06.1998 3 D-vac CAM 22.06.1998 2 D-vac CAM 22.06.1998
41 D-vac CRO 22.06.1998 1 D-vac ERI 22.06.1998 1 D-vac JCS 22.06.1998 1 D-vac JCS 22.06.1998 2 D-vac JCS 22.06.1998 7 D-vac HMO 06.07.1998 2 Kescher CAM 06.07.1998 5 Kescher CAM 06.07.1998 7 Kescher ERI 06.07.1998 3 Kescher JCS 06.07.1998
15 D-vac CAM 20.07.1998 82 D-vac CRO 20.07.1998 38 D-vac ERB 20.07.1998
2 D-vac ERI 20.07.1998 4 D-vac HMO 20.07.1998
14 D-vac JCS 20.07.1998 8 Kescher CAM 06.08.1998 1 Kescher CAM 06.08.1998
47 Kescher CRO 06.08.1998 9 D-vac CRO 18.08.1998 1 D-vac ERI 18.08.1998 3 D-vac JCS 18.08.1998 2 Kescher HMO 01.09.1998
45 D-vac CAM 23.09.1998 61 Kescher CRO 01.10.1998 20 Kescher JCS 01.10.1998
4 D-vac CRO 17.10.1998 3 D-vac JCS 17.10.1998
- 4 4 -
Tabelle 6a:
D-vac
D-vac ERI
12.5. Macustus qrisescens 36 Macustus grisescens 66
Stroggylocephalus livens 1 Stroggylocephalus livens 6 Larven 2 Stenocranus fuscovitattus 3
Paradelphacodes paludosa 5 Muellerianella extrusa 18
Delphacodes capnodes 14 Larven 2
27.5. Ophiola russeola 1 Macustus qrisescens 13 Macustus grisescens 25 Larven 2 Muellerianella extrusa 63
Paradelphacodes paludosa 2 Stenocranus fuscovitattus 1
Larven 5
09.06. Cicadula quadrinotata 8 Cicadula quadrinotata 2
Macustus grisescens 23 Macustus grisescens 12
Larven 8 Paradelphacodes paludosa 32
22.06. Neophilaenus lineatus 1 Cicadula quadrinotata 2 Cicadula quadrinotata 4
Larven 1 Macustus grisescens 4 Macustus grisescens 7
Delphacodes capnodes 2 Zygina flammingera 1 Megamelus notula 1 Pseudodelphacodes flaviceps 17
Larven 41 Stroggylocephalus livens 1
Neophilaenus lineatus 2 Delphacodes capnodes 9
Larven 4
20.07. Neophilaenus lineatus 28 Cicadella viridis 3 Cicadella viridis 4 Larven 2 Cicadula quadrinotata 4 Cicadula quadrinotata 5
Macustus grisescens 7 Euscelis incisus 1 Conomelus anceps 1 Macustus grisescens 4
Megamelus notula 8 Conomelus anceps 38
Larven 82 Megamelus notula 6 Muellerianella extrusa 33 Stroggylocephalus livens 2
Aphrophora major 1 Neophilaenus lineatus 5
Larven 14
18.08. Limotettix atricapillus 5 Cicadella viridis 1 Cicadula quadrinotata 1 Neophilaenus lineatus 7 Delphacodes capnodes 1 Cicadula frontalis 8 Larven 1 Stenocranus fuscovitattus 4 Conomelus anceps 335
Stroggylocephalus livens 2 Megamelus notula 9 Stroggylocephalus agrestis 24 Stenocranus fuscovitattus 20
Neophilaenus lineatus 1 Stroggylocephalus livens 6 Larven 9 Stroggylocephalus agrestis 4
Aphrophora major 3
Paradelphacodes paludosa 36
Larven 3
23.9. Megamelus notula 6 Conomelus anceps 52
Delphacodes capnodes 29
Megamelus notula 14
Stenocranus fuscovitattus 8
17.10. Cicadella viridis 1 Conomelus anceps 1
Cicadula quadrinotata 2 Stenocranus fuscovitattus 20 Conomelus anceps 1 Neophileanus lineatus 1 Muellerianella extrusa 2
Stroggylocephalus indet. 1
Stroggylocephalus livens 4 Larven 4
- 4 5 -
Tabelle 6b:
D-vac
D-vac CAM HMO ERB
12*5.
D-vac
27.5. Ulopa reticulata 6 Ulopa reticulata 2 Oncopsis flavicollis 1
09.06. Ulopa reticulata 15 Ulopa reticulata 1 Larven 1 Larven 13 Larven 1
22.06. Larven 5 Macrosteies spec. 9 Neophilaenus lineatus 8
20.07. Jassargus sursumflexus 20 Ulopa reticulata 8 Conomelus anceps 94 Ulopa reticulata 36 Neophilaenus lineatus 1 Muellerianella extrusa 1 Larven 15 Larven 4 Neophilaenus lineatus 8
Larven 38
18.08. Jassargus sursumflexus 1 Conomelus anceps 78 Ulopa reticulata 10 Neophilaenus lineatus 12 Conomelus anceps 9
23.9. Ulopa reticulata 65 Conomelus anceps 46 Larven 45
17.10. Ulopa reticulata 89 Conomelus anceps 5 Delphacodes capnodes 5
- 4 6 -
Tabelle 7a:
Kescher
l i Ö i f c l S I B i l CRO JCS
06.07.1998 Limotettix atricapillus 234 Cicadella viridis 1 Cicadella viridis 3
06.08.1998
Aphrophora major 3 Cicadula quadrinotata 47 Cicadula quadrinotata 3
06.08.1998
Neophilaenus lineatus 54 Notus flavipennis 29 Aphrophora major 85
06.08.1998
Larven 7 Aphrophora alni 1 Neophilaenus lineatus 18
06.08.1998
Larven 3
06.08.1998 06.08.1998 Limotettix atricapillus 13 Cicadella viridis 1 Cicadula frontalis 7
Neophilaenus lineatus 119 Notus flavipennis 115 Forcipata citrinella 3
Neophilaenus lineatus 1 Aphrophora major 38
Philaenus spumarius 7 Larven 47
01.09.1998 Limotettix atricapillus 2 Cicadella viridis 4
Neophilaenus lineatus 33 Notus flavipennis 89 Macrosteies spec. 2 Delphacodes capnodes 1
Stroggylocephalus agrestis 6
Tabelle 7b:
Kescher Kescher CAM HMO ERB
06.07.1998 Cicadella viridis 1 Macrosteies spec. 15 Macropsis marginate 1
Jassargus sursumflexus 6 Ophpiola russeola 1 Oncopsis appendiculata 2
Limotettix atricapillus 2 Neophilaenus lineatus 6 Neophilaenus lineatus 34
Ulopa reticulata 21 Larven 7 Philaenus spumarius 4
Aphrophora major 17 Conomelus anceps 2
Aphrophora alni 8 Neophilaenus lineatus 20 Conomelus anceps 86
Larven 7
06.08.1998 Ulopa reticulata 61 Ulopa reticulata 3 Neophilaenus lineatus 9
Balclutha calamagrostis 1 Neophilaenus lineatus 5 Aphrophora major 47 Larven 2 Neophilaenus lineatus 23
Conomelus anceps 85 Larven 9
01.09.1998 Jassargus sursumflexus 3 Cicadula quadrinotata 1 Neophilaenus lineatus 18
Macrosteies ossiannilssoni 47 Conomelus anceps 14
Ulopa reticulata 1 Macrosteies spec. 37
Verdanus abdominalis 9 Neophilaenus lineatus 32
Larven 2
- 4 7 -