UNIVERSIDAD NACIONAL DEL SANTA
FACULTAD DE CIENCIAS
E.A..P. BIOLOGIA EN ACUICULTURA
PRÁCTICA N° 10,11,12
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE CRUSTÁCEOS DE
IMPORTANCIA COMERCIAL; OBTENCION Y OBSERVACION DE GAMETOS EN
CRUSTACEOS DECAPODOS; ESTIMACION DE LA FECUNDIDAD EN
CRUSTACEOS – DISEÑO DEL FLUJO DE PRODUCCION DE SEMILLA
Alumno:
Jorge Vergaray Capristano
PRÁCTICA N° 10
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE CRUSTÁCEOS DE
IMPORTANCIA COMERCIAL
I) OBJETIVOS
Conocer y describir las principales características del aparato reproductor de
los crustáceos de interés comercial.
II) MATERIALES Y MÉTODOS
Proporcionados por el alumno:
- Crustáceos frescos (peneidos, brachiuros, carideos)
- Claves taxonómicas.
Proporcionado por el laboratorio:
- Microscopio
- Estereoscopio
- Estuche de disección
- Láminas porta y cubre objetos
- Placas petri
Agrupe los crustáceos de acuerdo a su Clase, identificándolos taxonómicamente.
Observe si existe dimorfismos sexual externo. Identifique accesorios sexuales.
Observe si existen hembras ovígeras.
Diseccione los organismos procurando no dañar los órganos internos, identifique
y observe el aparato reproductor femenino y masculino, con sus distintos
órganos.
Prepare muestras en fresco de las gónadas masculinas y femeninas y
obsérvelas al microscopio.
III) RESULTADOS
Realice esquemas de lo observado en la práctica.
Fig. 01 Morfología externa de una hembra de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”
Fig. 02 Morfología externa de una macho de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”
Telson
Embriones
Telson
Pleópodos
masculinos
Fig. 03 Morfología externa de Macrobrachium inca “Camarón de Rio”
Fig. 04 Ovocitos de Macrobrachium rosembergii “Camarón de rio”.
Fig. 05 A: Conductos deferentes; B observacion de gónadas masculinas en
Macrobrachium inca “Camarón de Rio”
IV) DISCUSION
Los decápodos tienen un caparazón bien desarrollado, que se extiende lateralmente cubriendo la base de las patas y encerrando las branquias en un par de cámaras branquiales. Anteriormente el caparazón suele estar prolongado en un rostro. El tórax o pereion se une a la cabeza para formar el cefalotórax. Los ojos son compuestos y pedunculados. Las anténulas son birrámeas (en algunos casos el flagelo externo se encuentra bifurcado) al igual que las antenas. En las formas nadadoras el exopodito de las antenas está modificado en una escama, en los macrura (ej. gamba) se reduce y se pierde en los cangrejos marinos. Las mandíbulas están bien desarrolladas y las maxílulas y maxilas son foliáceas y provistas de enditos. También tienen tres pares de maxilípedos provistos de epipoditos. Los cinco últimos pares de patas torácicas (pereiópodos) son de tipo locomotor, uni o birrámeas y con o sin epipoditos reducidos; también tienen branquias en la base o en las inmediaciones. Las primeras patas suelen presentar pinzas. El abdomen presenta un grado de desarrollo variable, en los animales “tipo gamba” el abdomen está bien desarrollado y es musculoso. Al final del abdomen se encuentra el abanico caudal formado por el telson y los urópodos. Por lo que en práctica se diferencio a los camarones de los cangrejos, debido a que los camarones no presentan región cardiaca, ni región ventral, diferenciándolo así de los cangrejos ya que estos si lo presentan.
El aparato reproductor masculino presenta externamente una estructura ubicada en el primer par de pleópodos llamada petasma, cuya función es la transferencia del espermatóforo durante el apareamiento. La forma y tamaño del petasma varía según la edad. Los gonoporos se encuentran en posición ventral, en la base del quinto par de pereiópodos que es el lugar por donde es expulsado el espermatóforo durante la cópula. El apéndice masculino se presenta como una modificación de los endopoditos del segundo par de pleópodos y su función es ayudar a la fijación del espermatóforo durante el apareamiento. Internamente, el sistema reproductivo masculino está constituido por un par de testículos situados dorsalmente en el cefalotórax con ocho pares de lóbulos, los que rodean el hepatopáncreas. Conectados a los testículos y a ambos lados del corazón, se encuentran los vasos deferentes, que son unos túbulos enrollados en
A
B
los que se distinguen cuatro partes: una sección proximal estrecha y delgada, una porción media más engrosada con una doble curvatura, una región distal que es un tubo largo y estrecho; y por último una región terminal muscular muy dilatada, que es un receptáculo terminal, llamado ámpula terminal. En esta última región es donde se forman y almacenan los espermatóforos, que son las estructuras que el macho transfiere a la hembra durante el apareamiento y que contienen los espermatozoides. Estas ámpulas terminales desembocan en los poros genitales, por donde se expulsan los espermatóforos. El espermatóforo es una estructura constituida por dos placas quitinosas en forma de vaina que cubren a la masa espermática. Esta estructura está compuesta en realidad por dos unidades que se encuentran en los receptáculos terminales del macho y se unen en el momento de su expulsión, está dotada a cada lado de la parte anterior de un proceso aliforme armado de una pequeña proyección triangular en el borde posterior. Tiene además, dos placas laterales en su porción posterior. Por medio de estas estructuras el espermatóforo se fija al télico de la hembra, ayudado por una sustancia gelatinosa que lo acompaña cuando es expulsado.
En las hembras inequívocamente, a la presencia de huevos en los pleópodos es señal de haber alcanzado la madurez. Este criterio es algo inexacto si se quiere conocer el momento exacto de la primera maduración gonadal, ya que la presencia de huevos en el abdomen puede tener lugar varios meses después de la primera gametogénesis. Los ovarios tienen forma de H, constituidos por dos largos lóbulos paralelos que ocupan, cuando son maduros, todo el cefalotórax, llegando incluso hasta el telson en algunas especies de peneidos. El oviducto desciende desde cada lóbulo hacia las aberturas genitales, situadas en el segundo par de periópodos (coxa) o en el tercer somito cefalotorácico esternal en braquiuros.
V) REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
- BARNES, R. 1989. Zoología de los invertebrados. 5ta Edic. Edit.
Interamericana – Mc Graw Hill. México.
- CAYCIT. 1987. Reproducción en acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los
Monetros y Labarte Editores. Madrid.
- HIKCMAN, C; BERTS, L & A, LARSON. 1994. Zoología. Principios Integrales.
9a Edic. Edit. Interamericana – Mc Graw Hill. España
PRÁCTICA N° 11
OBTENCION Y OBSERVACION DE GAMETOS DE CRUSTACEOS DECÁPODOS
I. OBJETIVOS
Obtener y observar ovocitos frescos desde ejemplares maduros de damron
de rio.
Obtener y observar espermatóforos y espermatozoides desde ejemplares
maduros.
II. MATERIALES Y MÉTODOS
Proporcionados por el alumno:
Crustáceos decápodos vivos, y maduros, hembras y machos
Agua de mar
Proporcionado por el laboratorio:
Microscopio
Estereoscopio
Estuche de disección
Láminas porta y cubre objetos
Placas petri
Obtención de ovocitos:
Con ayuda de una tijera, se corta el cefalotórax en la región dorsal, realizando
una ventana. Se extrae el trozo del caparazón y se dejan expuestas las
estructuras internas del cefalotórax. En ejemplares maduros se observaran dos
ovarios que se extienden desde la parte posterior de los pedúnculos oculares
hasta el extremo distal posterior del cefalotórax. En camarones cuando el
ovario está maduro se extiende hasta el segundo segmento abdominal o más
allá de este. En la región media por encima de los ovarios se puede observar el
corazón.
Mediante una pinza, extraiga el tejido conjuntivo que rodea a los ovarios. Si los
ovocitos a punto de ser desovados, los observará libres, si aún no lo están,
permanecerán unidos al tejido ovárico.
Observe la coloración y diámetro de los ovocitos
Observe el cambio que presentan los ovocitos después de estar en contacto
con el agua de mar
Note la diferencia entre ovocitos inmaduros y ovocitos maduros
Obtención de espermatozoides:
En camarones, separe el cefalotórax del abdomen, mediante tracción. Con
ayuda de una pinza de punta fina ubique los dos conductos deferentes en el
cefalotórax, cuya porción distal se encuentra adosado a la pared lateral del
cefalotórax y desemboca en el gonoporo ubicado en la base del 5° par de
periópodos.
Extraiga los conductos cortando el extremo distal cercano al gonoporo y el
extremo cercano al testículo ubicado en la región dorsal del cefalotórax. Los
testículos al igual que los ovarios se extienden desde la región posterior de los
pedúnculos oculares hasta el extremo distal posterior del cefalotórax. En
camarones el par de testículos se extiende hasta el segundo segmento
abdominal.
Ponga el conducto deferente en una placa petri con agua de mar y corte en
pequeños trozos para que el cordón espermatofórico o los espermatóforos
salgan al exterior. Si no salen espontáneamente estruje con la pinza el
conducto.
Observe la presencia de espermatóforos o cordón espermatofórico según la
especie que está trabajando. Por lo general los anomuras tienen
espermatóforos en forma de botella, los carideas presentan un cordón
espermatofórico y los braquiuros, espermatóforos esféricos. Observe los
cambios al entrar en contacto con el agua de mar.
Con ayuda de un par de pinzas de punta fina, rompa los espermatóforos para
liberar los espermatozoides al agua de mar. Observe los cambios producidos.
III. RESULTADOS e INTERPRETACION:
Fig. 1 Obtención y Observación de gameto de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”
Fig. 2 Obtención y Observación de gametos (ovocitos) de Macrobrachium inca “Camarón de
Rio”
Fig. 3 Obtención y Observación de conductos deferentes de Macrobrachium inca “Camarón
de rio”.
IV. DISCUSION
Alfaro (1993) describe que la maduración de los machos de L. stylirostris tiene al menos
tres niveles independientes. El primero es la maduración de los testículos, los cuales
producen células inmaduras (espermátidas). El segundo es la maduración de los vasos
deferentes, en los cuales se completa la maduración de los espermatozoides con la
formación del ¨spike¨. El tercer nivel es la síntesis del espermatóforo en las ámpulas
terminales, donde el producto final se completa. Todo este proceso está sujeto a diversos
factores, entre ellos, el grado de desarrollo del animal (edad y tamaño), el ambiente y la
nutrición, que pueden afectar el proceso de maduración gonádica y por lo tanto la calidad
espermática. Así mismo a diferencia de las hembras, la maduración gonádica de los
machos no se ha descrito con la asignación de estadios de desarrollo a partir de la
visualización macroscópica de los cambios en cuanto a forma, tamaño y coloración. Su
maduración se ha asociado principalmente con cambios en la estructura de los genitales
externos, con cambios histológicos que ocurren en los testículos y ámpulas terminales de
los vasos deferentes y con el grado de desarrollo del espermatóforo. En práctica pudimos
observar que los conductos deferentes eran inmaduros debido a que no presentaba
espermatóforos en su interior, deduciendo así que el camarón utilizado era inmaduro.
El conocimiento de los factores que inducen o favorecen la ovoposición, sería muy útil
para estudios de acuicultura y maricultura en crustáceos. Aiken (1968-69) comprueba
que agua más caliente y fotoperíodo diurno más largo inducen ovoposición. La sujeción
de los huevos en los pleópodos puede realizarse de varias formas; siendo la primera
mediante la prolongación de los folículos envolventes de los huevos, los cuales se
enrollan en las sedas. También gracias a una substancia pegajosa segregada por la
“glándula del cemento”, situada en la parte interna de las pleuras abdominales y en los
endopoditos de Homarus. Así mismo debido a una secreción de la capsula de los huevos,
producida después de la fertilización. Las principales funciones de estas substancias
serían facilitar la fecundación, endurecer posteriormente la membrana del huevo y sujetar
los huevos a los pleópodos.
El éxito de la sujeción de los huevos depende de los movimientos y colocación de la
hembra en el momento de la deposición. Posteriormente se van perdiendo huevos bien
por desprendimiento, bien por canibalismo o parasitismo (Caycit, 1987).
La nutrición es importante en la maduración de crustáceos (Cahu 1998). En peneidos, se
emplean dietas secas, con calamar, ostras (Gómez y Arellano 1987), almejas (Millanema
y Quinito 2000), poliquetos (Wouters et al. 2001), logrando incrementar la frecuencia de
maduración, el número de huevos y larvas por desove y la eclosión. El empleo de estos
tipos de alimento no se ha investigado en C. caementarius. Por lo que aquí en la practica
aunque hubo dos diferentes tamaños de hembras de Macrobrachium rosenbergii
“Camarón de rio”, ambas presentaban el mismo tamaño de ovocitos siendo de 1.7 a
1.8, debido quizá a como cita este autor, la alimentación influye mucho en ello.
Conclusiones:
Se observo ovocitos de Macrobrachium inca “Camarón de rio”.
Se observo conductos deferentes de Macrobrachium inca“Camarón de río”.
Se llevo a diferencias los gametos de machos y hembras de Macrobrachium
inca“Camarón de río”.
V. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
http://sisbib.unmsm.edu.pe/bvrevistas/biologia/v16n2/pdf/a11v16n2.pdf
Alfaro, J., 1993. Reproductive quality evaluation of male Penaeus stylirostris from
a grow-out pond. J. World Aquacult. Soc. 24: 6-11.
Caycit.1987. Reproducción en Acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los
Monteros y Labarte Editores. Madrid.
PRÁCTICA N° 12
ESTIMACION DE LA FGECUNDIDAD EN CRUSTACEOS – DISEÑO DEL FLUJO
DE PRODUCCION DE SEMILLA
I. OBJETIVOS.
Estimar la fecundidad en crustáceos.
Elaborar un flujo de producción de semilla.
II. MATERIALES Y METODOS
Proporcionado por el alumno.
Camarones o cangrejos hembra con huevos
Proporcionado por el laboratorio.
Microscopio
Balanza analítica
Estuche de disección
Placas petri
Determinación de la fecundidad por conteo de huevos fertilizados
Pese y mida al organismo con el que se va trabajar.
Extraiga la totalidad la carga ovígera con la ayuda de pinzas, colóquela en una
placa petri y pesarla. Extraiga una sub muestra de 0.1g aproximadamente y
cuente el numero de huevos presentes. Realice el cálculo matemático
correspondiente para expresar la fecundidad de ese organismo en número de
huevos por gramo
Diseño de flujo de producción de semilla:
Con los datos obtenidos realice un diseño de flujo para producir una tonelada
de producto teniendo, como datos lo siguiente.
- Del paso de ovas embriones hasta larvas existe una mortalidad de 30%
- Del paso de larvas a post larvas existe una mortalidad de 20%
- Del paso de post larvas a juveniles existe una mortalidad de 20%
- Del paso de post larvas a adultos existe una mortalidad de 15%
III. RESULATDOS E INTERPRETACION
Fig. 1 Obtención de sub muestra de la carga ovígera de Platixantus orbigni “Cangrejo
violaceo”
Para estimar la fecundidad se tomo los siguientes datos
Peso cangrejo = 148 gr.
Peso gónada = 22 gr.
0.1 g = 1330 huevos
Peso Camarón = 3.7 gr.
Peso gónada = 0.4 gr.
En 0.1 gr. = 1604 huevos
Lo mismo se hizo para le caso de
Macrobrachium inca “Camarón de Rio” de
cual se extrajo toda la carga ovígera y se
saco una sub muestra par el conteo de
huevos
Fecundidad para camarón
0.1g -------------- 1604 huevos
3.7g--------------- X
X = 3.7g x 1604 huevos X = 59 348 huevos
La fecundidad para camarón de rio Macrobrachium inca es de 16040 huevos/g
Fecundidad para cangrejo
0.1g -------------- 1330 huevos
148g--------------- X
X = 148g x 1330 huevos X = 1 968 400 huevos
La fecundidad para cangrejo violáceo Platixantus orbigni es de 13300 huevos /g
Diseño de flujo de producción de semilla:
Calculo para plantel de reproductores de camarón de rio Macrobrachium inca la
meta es 1000 kilos de camarón con un peso de 25 gr c/individuo.
Estado Embriones Larvas post
larvas Juveniles
Adultos
cantidad 105 050 73532 58 825 47 060 40 000
Mortalidad
supervivencia
Para producir una tonelada de camaron se necesita 105 050 embriones
0.1g
0.1g
30% 20% 20% 15%
70% 80% 80% 85%
IV. DISCUSION.
El potencial reproductor se determina generalmente contando el número de
huevos fertilizados o transportados por las hembras, el número de óvulos
producidos por las gónadas o el número de larvas eclosionadas. Cada uno de
los métodos depende de si las hembras incuban o no los huevos en el
abdomen o si son susceptibles de eclosionar en laboratorio.
La estimación la fecundidad también puede realizarse por métodos
volumétricos, método de filtrado o mediante contadores electrónicos. Para el
caso de nuestra practica la estimación de la fecundidad se realizo con el conteo
de huevos de los cuales se obtuvieron resultados de la fecundidad para
camarón de rio Macrobrachium inca siendo de 16040 huevos g-1 y la
fecundidad para cangrejo violáceo Platixantus orbigni fue de 13300 g-1
huevos por cada individuo respectivamente
Estudios realizados por Walter et al (2005) indica que el número de huevos
(2627 huevos g-1) y de larvas (2566 larvas g-1) en las hembras de cryphiops
rosembergi alimentadas con poliqueto; seguida por pota (1377 huevos g-1 y
1364 larvas g-1), balanceado (924 huevos g-1 y 896 larvas g-1) y almeja (355
huevos g-1 y 333 larvas g -1
Loa valores de fecundidad absoluta para pleoticus muelleri (BATE, 1888)
oscilan entre 129 000 y 477 000 por hembra La fecundidad del camarón nylon
(hectocarpus reedi) para las tallas de 20 a 36 mm se encontró que el número
total de huevos varía entre 1912 9837 dependiente de la talla. Para el caso de
nuestra especie en estudio el numero de huevos por hembra fue de 59 348
huevos por hembra
V. BIBLIOGRAFIA.
Magali Bazán1, Silvia Gámez1 y Walter Eduardo Reyes (2005)Rendimiento reproductivo de hembras de Cryphiops caementarius (Crustacea: Palaemonidae) mantenidas con alimento natural.
CAYCIT. 1987. Reproducción en acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los
Monetros y Labarte Editores. Madrid.
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