EVALUACION DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCION … · determinar el mejor residuos o residuos sobre el cual este hongo genera un crecimiento y una producción de alta calidad. Los sustratos

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EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus

ostreatus SOBRE DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL

DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA

RICARDO ALFREDO HERNÁNDEZ CORREDOR

CLAUDIA LILIANA LÓPEZ RODRÍGUEZ

TRABAJO DE GRADO

Presentado como requisito parcial para optar al titulo de

MICROBIÓLOGO INDUSTRIAL

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA

FACULTAD DE CIENCIAS

CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL

BOGOTÁ, D.C.

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NOTA DE ADVERTENCIA

Articulo 23 de la Resolución No. 13 de julio de 1946

“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus

alumnos en sus trabajos de grado solo velará porque no se publique nada

contrario al dogma y a la moral católica y porque la tesis no contenga

ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el

anhelo de buscar la verdad y la justicia.”

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APROBADO

CHRISTIAN SUÁREZ FRANCO

Microbiólogo industrial

Director

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Maria Ximena Rodríguez B Mónica Gutiérrez Pacheco

Microbióloga Microbióloga Agrícola y

Jurado veterinaria

Jurado

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APROBADO

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Dr. Luis David Gómez M.

Director de Carrera�

Dra. Angela Umaña

Decana académica

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AGRADECIMIENTOS

• A la empresa Agrosolidaria por facilitarnos sus equipos y

apoyarnos económicamente para el desarrollo de este trabajo.

• Christian Suárez Franco por su apoyo, dedicación y conocimientos

que favorecieron la culminación de este trabajo.

• A nuestras familias por su apoyo incondicional e interés que

permitió cumplir a cabalidad con este trabajo.

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TABLA DE CONTENIDO

Pág. RESUMEN 1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................1

2. MARCO TEÓRICO ..............................................................................................3

2.1. Generalidades ..........................................................................................3 2.1.1. Los Hongos Macromycetes.......................................................................3 2.1.1.1. Ascomycetes..........................................................................................4 2.1.1.2. Basidiomycetes......................................................................................5 2.1.1.2.1. Orden Agaricales………………………………………………....... .........5 2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes……..……………...... .........7

2.2.Los Hongos Comestibles cultivables.........................................................9 2.2.1. Historia del cultivo de los Hongos Comestible ........................................10 2.2.2. Etapas del Cultivo de los Hongos Comestibles.......................................11 2.2.2.1. Semilla .................................................................................................11 2.2.2.2. Inoculación...........................................................................................12 2.2.2.3. Incubación............................................................................................12 2.2.2.4. Fructificación........................................................................................12 2.2.2.5. Cosecha...............................................................................................12 2.2.3. Requerimientos nutricionales para el crecimiento de Hongos .................... Comestibles ............................................................................................13 �� 2.3. Pleurotus ostreatus 2.3.1. Generalidades.........................................................................................14 2.3.2. Clasificación y morfología .......................................................................15 2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus ..............................................16 2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus .....................................17 2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus ...............................................18 2.3.5.1. Condiciones de incubación ..................................................................19 2.3.5.2. Condiciones de fructificación ...............................................................19 2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus .....................19 2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles .............20 2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales ..........................20 2.4.1.1 Celulosa ................................................................................................20 2.4.1.2. Hemicelulosa .......................................................................................21 2.4.1.3. Lignina .................................................................................................21 2.4.1.4 Extractivos ............................................................................................22

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2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del Departamento de ...................... Cundinamarca.........................................................................................22 2.4.2.1. Cultivo de Uchuva................................................................................22 2.4.2.1.1. Producción del cultivo .......................................................................24 2.4.2.1.1.1. Capacho de uchuva .......................................................................25 2.4.2.2 Cultivo de Arveja...................................................................................25 2.4.2.2.1. Producción del cultivo .......................................................................26 2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja ..........................................................................27 2.4.2.3. Cultivo de Maíz ....................................................................................27 2.4.2.3.1. Producción del cultivo .......................................................................28 2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca ...........................................................................29 2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii) ...............................................30 �

3. JUSTIFICACIÓN ...............................................................................................32

4. OBJETIVOS ......................................................................................................33

4.1.OBJETIVO GENERAL ............................................................................33 4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ..................................................................33

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5. HIPOTESIS........................................................................................................34

6. MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................35

6.1 Diseño de la investigación.......................................................................35 6.1.1. Población de estudio...............................................................................35 6.1.1.1. Localización ........................................................................................35 6.1.1.2. Muestra ................................................................................................35 6.1.2. Variables del estudio...............................................................................36

6.2. Metodología............................................................................................36

6.2.1. Preparación del sustrato………………………………. .............................36 6.2.1.1. Deshidratación y adecuación de los residuos……… ...........................36 6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conforman el sustrato ...........................37 6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato ...............................................38 6.2.2. Inoculación..............................................................................................38 6.2.3. Incubación...............................................................................................39 6.2.4. Fructificación...........................................................................................40 6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos .......................................................40 6.2.6. Prueba sensorial .....................................................................................40 6.2.7. Análisis de Carbono y Nitrógeno total de los residuos agroindustriales.......................................................................................41 6.3 Análisis de la información ...........................................................................41 6.3.1. Diseño del análisis estadístico ................................................................41 6.3.1.1. Población a estudiar.............................................................................41

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6.3.1.2. Unidad experimental del estudio……………………………...................42 6.3.1.3 Estimación del tamaño muestral ...........................................................42 6.3.1.4. Variables a analizar .............................................................................42 6.3.1.5. Métodos estadísticos ...........................................................................43 6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaludos...................................................43 6.3.1.5.2. Análisis sensorial de los hongos cosechado de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ...........................................46�

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS ..........................................48

7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los

diferentes sustratos........................................................................................48

7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el sustrato control .......................................................................................48 7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados.................................................49 7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ..................................53 7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados................................................................55 7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados .................................................................................56 7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados ...................................60 7.1.7. Análisis del rendimiento de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados.......................................................................61 7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados....................................................63 7.2.1. Hongos en fresco....................................................................................63 7.2.2. Hongos salteados ...................................................................................64

8. CONCLUSIONES .............................................................................................65

9. RECOMENDACIONES......................................................................................67

10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...............................................................70

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LISTA DE TABLAS

Pág.

Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como Hongos

Comestibles.......................................................................................9

Tabla 2.2. Contenido nutricional del hongo comestible Pleurotus

Ostreatus........................................................................................18

Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva.......................................................24

Tabla 2.4. Producción nacional de arveja.........................................................27

Tabla 2.5. Producción de maíz amarillo del departamento de

Cundinamarca de 1996-2003...........................................................29

Tabla 2.6. Porcentaje de la composición del roble ...........................................31

Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus

Ostreatus.........................................................................................37

Tabla 7.1.Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos

Utilizados .........................................................................................58

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LISTA DE FIGURAS

Pág. Figura 2.1. Morfología de un Hongo Macromycete ............................................7

Figura 2.2. Ciclo de vida de un Basidiomycete ..................................................8

Figura 2.3. Pleurotus ostreatus ........................................................................14

Figura 2.4. Uchuva...........................................................................................23

Figura 2.5. Cáliz o capacho de uchuva ............................................................23

Figura 2.6. Arveja.............................................................................................25

Figura 2.7. Cáscara de arveja ..........................................................................25

Figura 2.8. Maíz ...............................................................................................28

Figura 2.9. Tusa de mazorca ...........................................................................28

Figura 6.1. Termohigrómetro en la etapa de incubación..................................39

Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida del micelio .........................................49

Figura 7.2. Corrida del micelio sobre el sustrato ..............................................49

Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus

en los diferente s sustratos evaluados ..........................................50

Figura 7.4. Formación de primordios en el sustrato control .............................53

Figura 7.5. Formación de cuerpos fructíferos en el sustrato control ................53

Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus

en cada sustrato evaluado .............................................................53

Figura 7.7. Medición del diámetro de los carpóforos........................................55

Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno

de los sustratos evaluados.............................................................55

Figura 7.9. Carpóforos cosechados pesados por bolsa ..................................57

Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada

uno de los sustratos evaluados.....................................................58 ��

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Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus

ostreatus generada en cada sustrato............................................60

Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada

sustrato evaluado..........................................................................62

Figura 7.13. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba

Sensorial ......................................................................................63

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LISTA DE ANEXOS

Pág.

Anexo 1. Resumen de la producción de Pleurotus ostreatus en cada

uno de los sustratos evaluados.........................................................78

Anexo 2. Análisis estadístico de los datos del crecimiento y producción

de Pleurotus ostreatus .......................................................................79

Anexo 3. Números aleatorios de la prueba sensorial.......................................89

Anexo 4. Formato de evaluación de la prueba sensorial .................................90

Anexo 5. Análisis estadístico de la prueba sensorial .......................................92

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RESUMEN

Se llevo a cabo la evaluación del cultivo de Pleurotus ostreatus, para

determinar el mejor residuos o residuos sobre el cual este hongo genera un

crecimiento y una producción de alta calidad. Los sustratos evaluados fueron

residuos agroindustriales del departamento de Cundinamarca (capacho de

uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca); teniendo como sustrato

control el aserrín de roble. Los mezclas a evaluar fueron empacados en

bolsas de 1 Kg. de sustrato, del cual el 78% era el residuo agroindustrial,

esterilizadas e inoculadas con 30 g de semillas de Pleurotus ostreatus,

adquiridas comercialmente. Luego, se llevaron al área de incubación y luego

al área de fructificación bajo condiciones estipuladas en cada una de ellas.

Se evaluó el tiempo de corrida del micelio, el diámetro de los carpóforos, el

número de hongos producidos por bolsa, el peso fresco, la eficiencia

biológica y el rendimiento de cada uno de los sustratos trabajados. El mejor

sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus fue el

capacho de uchuva ya que alcanzó una eficiencia biológica de 76.1% en un

periodo total de producción de 41 días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con

excelentes características organolépticas, considerándose así un sustrato

adecuado y eficiente para el cultivo de este hongo.

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1. INTRODUCCIÓN

Se estima que existen alrededor de 70.000 especies de hongos

Macromycetes conocidas e identificadas, de las cuales aproximadamente

5.000 son setas comestibles en algún grado y 2.000 son setas comestibles

de buena calidad. Se ha reportado que solamente 100 de estas especies

comestibles se han investigado experimentalmente, de las cuales solamente

50 se han desarrollado con fines económicos, y de estas solo 30 especies

comestibles se cultivan a escala comercial y 6 a escala industrial (Pire,

2001). Lo anterior indica que el mercado de producción de hongos

comestibles es muy amplio y que al nivel de experimentación y cultivo

todavía queda mucho por explorar.

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A nivel alimenticio, los hongos comestibles, poseen el doble del contenido de

proteínas que los vegetales y disponen de los nueve aminoácidos esenciales,

contando con leucina y lisina (ausente en la mayoría de los cereales). Así

mismo, poseen alta cantidad de minerales (superando a la carne de muchos

pescados), bajo contenido de calorías y carbohidratos. También se

caracterizan por tener conocidas y reportadas propiedades medicinales como

producir retardo en el crecimiento de tumores, disminuir los niveles de

colesterol en la sangre, poseer sustancias antioxidantes e

inmunomoduladoras (Romero y colaboradores, 2000). Son apetecidos

ampliamente por su excelente sabor en platos de comida gourmet, por ende

la producción de hongos actualmente moviliza cientos de millones de dólares

y miles de puestos de trabajo en toda América, particularmente en América

Latina ya que esta región tiene un gran potencial para el cultivo de las

especies comestibles por la variedad de climas que posee y la gran

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diversidad de residuos orgánicos que se genera en los diferentes cultivos

agrícolas (Torres, 2003).

Uno de los hongos comestibles que más se ha estudiado y cultivado durante

los últimos años es Pleurotus ostreatus debido a la facilidad de cultivo y a su

gran potencial económico y calidad nutricional. Este hongo se desarrolla en

la naturaleza preferiblemente sobre residuos de material leñoso o rico en

fibra como troncos, ramas y bagazos. Para su cultivo se pueden utilizar otro

tipo de materiales que contengan una composición similar a los residuos que

utiliza para crecer en su ambiente natural. Dentro de estos materiales se

encuentran los residuos agroindustriales, los cuales en la mayoría de los

casos no son reutilizados sino simplemente son quemados o arrojados a los

basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo lo que contribuye

al daño de los ecosistemas (Oei, 2003).

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2. MARCO TEÓRICO

2.1. Generalidades

Los hongos son organismos unicelulares, pluricelulares o dimórficos que

carecen de clorofila, por lo tanto son heterótrofos, es decir, obtienen sus

alimentos por absorción y el componente principal de sus paredes celulares

es la quitina. El talo o cuerpo vegetativo en los hongos filamentosos está

constituido por filamentos delgados llamados hifas, las que presentan

crecimiento apical y en conjunto integran el micelio.

Los hongos se dividen en microscópicos y macroscópicos. En el caso de los

hongos macroscópicos, el micelio está representado por la masa de

apariencia algodonosa y por lo regular blanquecina que forman un cuerpo de

reproducción. Dentro de los hongos macroscópicos se encuentran los

Ascomycetes y Basidiomycetes, los cuales presentan una reproducción

asexual y/o sexual. Los hongos macroscópicos son también llamados hongos

Macromycetes y presentan distribución cosmopolita debido a que pueden

desarrollarse en cualquier tipo de clima, existiendo variedad de géneros que

pueden crecer entre 4 y 60°C, desde el nivel del mar hasta por encima de los

4000 m.s.n.m. y en diferentes tipos de maderas (Koneman, 1997; Stamets,

2003).

2.1.1. Hongos Macromycetes

Los hongos Macromycetes están formados por largas hifas ramificadas que

se reúnen en cordones y cuerpos de reproducción visibles y medibles en

centímetros. Son saprófitos ya que crecen en materia descompuesta

absorbiendo la materia orgánica, en simbiosis con plantas formando

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ectomicorrizas o como parásitos sobre los árboles. Algunos son comestibles,

otros venenosos e incluso pueden producir efectos psicoactivos. Suelen

crecer en la humedad que proporciona la sombra de los árboles, pero

también en cualquier ambiente húmedo y con poca luz (Saldarriaga, 2001).

2.1.1.1. Ascomycetes

Los Ascomycetes pueden ser encontrados en gran variedad de hábitat como

suelos, aguas, coprófilos (en excrementos de herbívoros), saprobios de

animales y plantas, parásitos incluyendo al hombre. Se encuentran miembros

microscópicos y macroscópicos, por lo general son epígeos sin embargo,

existen miembros enteramente hipógeos (Koneman, 1997).

Estos hongos pueden ser unicelulares ó estar formados por un micelio con

hifas de paredes quitinosas, con septos transversales incompletos (presentan

un poro central). Las hifas, pueden ser uni ó multinucleadas, homocarióticas

ó dicarióticas ramificadas. La principal característica de estos hongos es que

como producto de su reproducción sexual, se forman unos sacos o bolsas

llamados ascos los cuales, contienen en su interior a las esporas de origen

sexual (ascosporas). Los cuerpos productores de ascos se denominan

ascocarpos. No existen células flageladas a ningún nivel. Algunas especies

se asocian con ciertas algas formando líquenes, conocidos como

ascolíquenes (Moore, 1996).��

En la gran mayoría de las especies se forman cuerpos fructíferos

macroscópicos ó microscópicos que contienen uno o muchos ascocarpos, sin

embargo algunas especies no forman cuerpos fructíferos ni ascocarpos y los

ascos quedan al descubierto y diseminados en el micelio (Saldarriaga, 2001).

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2.1.1.2. Basidiomycetes

Las esporas que dan nombre al grupo son las basidiosporas, producidas

exógenamente en órganos especiales, llamados basidios. En los

Basidiomycetes superiores se producen cuatro basidiosporas típicamente y

los basidios se encuentran en líneas aserradas o en las laminillas de los

grandes basiocarpos carnosos. Los Basidiomycetes inferiores tienen un ciclo

vital más complicado y su lugar en la clasificación no es muy seguro. Un

buen número de especies de Agaricales pueden desarrollarse en cultivos

artificiales (Stamets, 2003).

Una actividad muy importante de los Basidiomycetes es la descomposición

de la madera, papel y otros derivados de productos naturales. Estos

Basidiomycetes, por lo tanto, son capaces de producir celulasas o enzimas

capaces de catabolizar la lignina y utilizarla como fuentes de carbono y

energía. La descomposición de la lignina en la naturaleza es difícil y es

realizada por un reducido grupo de hongos basidiomycetes que producen la

llamada podredumbre de la madera. Existen dos tipos de podredumbre: la

marrón, en la que solamente se degrada la celulosa pero no la lignina y la

blanca, en la que ambos polímeros son degradados eficientemente (Stamets,

2003).

2.1.1.2.1. Orden Agaricales

Los hongos del orden Agaricales son hongos que se caracterizan por tener

esporas color café chocolate, presentar anillos diferentes a partir de un velo

parcial y laminillas o agallas libres. Este orden de hongos lo integran tanto

especies comestibles como venenosas. Son de gran importancia económica

para el hombre por sus diferentes usos, tanto en alimentación, medicina,

agricultura, industria, etc. Pueden ser saprófitos, parásitos o ectomicorrizicos.

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Las principales partes que componen un hongo Macromycete del orden

Agaricales (Solomon y colaboradores, 1996) son (Figura 2.1):

• Cutícula: Membrana exterior que recubre el sombrero y el pie.

Fundamental para determinar la especie, tanto por su estructura como

por su color. La cutícula puede ser lisa, rugosa, seca, viscosa,

presentar restos en forma de escama, verrugas, estrías y también

puede estar fuertemente adherida al sombrero, o ser fácilmente

separable.

• Píleo: La parte más ancha de la seta. Situado encima del pie, puede

presentar una amplia gama de colores y tiene la forma de un

paraguas, aunque con muy diferentes diseños: esféricos, acopados,

cónicos, acampanados, ramificados.

• Himenóforo: Parte inferior del sombrero, sostiene al himenio, donde

se encuentran las esporas de origen sexual.

• Pie: Sostiene el píleo, puede ser recto o curvado y comúnmente

cilíndrico.

• Anillo: Parte residual procedente del velo y situado bajo el sombrero

cuando éste se expande, tiene como misión proteger el himenio y

facilitar la maduración de las esporas.

• Volva: Parte subterránea y membranosa que rodea la base del pie de

algunas especies en forma de círculos, cónica o libres, de pie esférico.

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Fuente: Solomon y colaboradores, 1996

2.1.1.3. Ciclo de vida de los Hongos Macromycetes

Los hongos se reproducen por esporas, estas son lanzadas al exterior al

abrirse el píleo para la propagación de la especie. La espora es transportada

por el viento y depositada en un lugar favorable con condiciones adecuadas,

permitiendo que la espora germine formando un largo filamento de células

vivas denominado hifa. La hifa crece a partir de su extremo permitiéndole

deslizarse hacia adelante. El material vegetal encontrado en su camino es

descompuesto por medio de enzimas liberadas hacia el exterior de la hifa.

Los nutrientes liberados son absorbidos y utilizados para sustentar el

crecimiento y la fructificación (Pire, 2001).

De esta manera, cualquier alimento encontrado es eficientemente recogido y

la colonia se expande para localizar nuevas fuentes de alimento (Solomon y

colaboradores, 1996). La reiterada ramificación y el crecimiento de las hifas

forman la extensa red de células llamada micelio que es la parte vegetativa

del organismo fúngico, el cuerpo viviente del hongo. A la intemperie, los

micelios de la seta pueden observarse a menudo creciendo bajo la corteza

Figura 2.1. Morfología de un hongo Macromycete del orden Agaricales

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suelta que queda sobre los árboles caídos o dentro de pilas de hojas o de

broza del bosque, donde aparece como un crecimiento piloso de color blanco

(Pire, 2001).

En el caso de los hongos Basidiomycetes (Figura 2.2) los cuerpos fructíferos

contienen en la zona himenial láminas, poros o tubos en donde se

encuentran los basidios. Los basidios son células especializadas en forma de

bolsa, en cuyo extremo se desarrollan exteriormente 4 esporas o

basidiosporas. En la mayoría de las setas se forman cientos de miles de

basidios que producirán millones de esporas que son liberadas una vez han

madurado y posteriormente serán esparcidas por el viento (Navarro, 2005).

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Figura 2.2. Ciclo de vida de los Hongos Basidiomycetes

Fuente: Navarro, 2005

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2.2. Los Hongos Comestibles Cultivables

Los hongos comestibles son importantes debido no solo a su papel culinario,

sino también a su potencial como fuente de proteína que puede enriquecer la

dieta humana. Se caracterizan por poseer cuerpos fructíferos que pueden ser

cosechados fácilmente bajo condiciones especificas de cultivo dependiendo

del tipo de especie que sé este cultivando.

El cultivo de hongos comestibles es una actividad productiva que no posee

etapas o procesos que afecten el medio ambiente, por el contrario, en él se

utilizan materiales de origen vegetal y animal, y se simula lo que ocurre en la

naturaleza. Los materiales que se utilizan en la preparación del sustrato para

el cultivo de hongos, comúnmente son residuos que se obtienen de la

agroindustria como pajas de cereales, aserrín, papeles, cartones, etc, y de la

crianza de animales como estiércoles de caballo, pollos, conejos, entre otros.

Para la descomposición de estos materiales las mezclas de crecimiento de

los hongos cultivables necesitan igualmente suplementos nitrógenados como

sulfato de amonio, superfosfato, urea, etc (Regés, 1990).

Los hongos comestibles se caracterizan por contener nutrientes que

favorezcan la mejor calidad de vida del hombre por el consumo de estos

organismos, por lo cual muchos expertos aconsejan, incluir este tipo de

productos en la dieta diaria alimenticia (Tabla 2.1)

Tabla 2.1. Propiedades alimenticias de las setas como hongos comestibles

MINERALES HONGOS

FRESCOS

HONGOS

DESHIDRATADOS

PROPIEDADES

SODIO 30 26.31 * Participa en el equilibrio de fluidos en el organismo

COBRE 1.19 0.53 * Participa en la formación de glóbulos rojos y en el crecimiento

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MAGNESIO 86.42 151.25 * Forma parte de los dientes y huesos* Interviene en la transmisión de impulsos nerviosos y en la contracción muscular

HIERRO 1.86 1.16 * Forma parte de los glóbulos rojos - hemoglobina. *Aumenta las defensas del organismo

CALCIO 1.79 14.87 * Forma parte de los huesos y dientes.* Interviene en la contracción muscular y en la coagulación sanguínea.* Previene la presión arterial alta.

POTASIO 2180.4 2397.25 * Interviene en la contracción muscular, en la transmisión de impulsos nerviosos y en el equilibrio hídrico del cuerpo.* Previene la presión arterial alta

ZINC 5.47 4.41 * Forma parte de algunas enzimas y del metabolismo de las proteínas.* Aumenta las defensas

Fuente: Centro de información de Asohofrucol. 2005

2.2.1. Historia del cultivo de los hongos comestibles

El consumo de hongos comestibles es muy antiguo y hasta hace más de

cuatro siglos los hongos no se cultivaban sino que se recolectaban en los

bosques.

En la antigua Grecia se conocían por sus propiedades gastronómicas y se

recolectaban numerosas especies de hongos. Los romanos eran buenos

conocedores de sus propiedades gastronómicas, medicinales y tóxicas, y

otros pueblos como los celtas los empleaban no sólo como alimento, sino

también en celebraciones por las propiedades alucinógenas de algunas

especies. En la Edad Media había ciertos hongos cuyo consumo estaba sólo

otorgado como privilegio a los caballeros y solo hasta el siglo XVII se inicia

en Francia el cultivo controlado de algunas de ellos. Durante las últimas

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décadas, su producción ha experimentado una evolución extraordinaria y en

la actualidad se utilizan tanto métodos rústicos como modernos sistemas de

cultivo (Cabrera y colaboradores, 1998).

En Colombia se conoció muy poco de setas comestibles hasta 1950 y

seguramente los hongos cultivados que se consumieron en el país antes de

ese año fueron importados de Francia o Alemania. El champiñón, Agaricus

bisporus, fue el primer hongo que se cultivó en Colombia, posiblemente en

Cundinamarca, en el municipios de Cajicá, cerca a Bogotá, y se debe al

alemán Alfredo Beck quien trajo el inóculo al país, según informó él mismo en

1985. Años más tarde, diversificó su producción con el cultivo de Shiitake

(Lentinula edodes) con el fin de producir micofarina que se vende

actualmente en el mercado colombiano (Cardona, 2001).

2.2.2. Etapas del cultivo de hongos comestibles en bloques

esterilizados

2.2.2.1. Semilla

La semilla es la expansión de masa de micelio que busca potenciar

metabólicamente al hongo para que se encuentre en condiciones ideales y

así poder crecer eficientemente en los sustratos de producción (Stamets,

2000). El hongo se obtiene a partir de cultivos puros que se mantienen

criopreservados en agar o de un aislamiento a partir de la zona himenial de

un cuerpo fructífero. De estos cultivos se transfiere el micelio a tubos de

ensayo que contienen agares nutritivos, y de allí a cajas de Petri o botellas

planas que contienen agares nutritivos para hongos para incrementar el

micelio. Luego se prepara la semilla utilizando granos de cereales como trigo,

millo, cebada, sorgo o arroz. El procedimiento consiste en hidratar mediante

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calor el grano del cereal hasta una humedad del 45%, lo que en la práctica

se consigue lavando el grano para retirarle impurezas adicionar agua hasta

cubrirlo y hacer una cocción de 15 minutos aproximadamente. Luego de

obtener la humedad, el hongo crecido en agar se transfiere al cereal utilizado

y se le proporcionan las condiciones de incubación optimas de crecimiento

dependiendo de la especie que se quiera (Rodríguez y Gómez, 2001).

2.2.2.2 Inoculación

Consiste en adicionar la semilla del hongo al sustrato ya preparado y estéril,

y se debe realizar en un sitio cerrado sobre un mesón previamente

desinfectado para evitar que se presente contaminación en la fase del

establecimiento micelial (Rodríguez y Gómez, 2001).

2.2.2.3 Incubación

En la fase de incubación se busca que el micelio invada totalmente el

sustrato por medio de la optimización de las condiciones ambientales. Se

debe realizar en un cuarto cerrado y oscuro. Las bolsas pueden acomodarse

en estanterías metálicas o colocarse directamente en el suelo. Es necesario

que la temperatura en el sitio de incubación permanezca alrededor de 20 a

28 ºC, con una humedad relativa alrededor del 70 a 80% y escasa

iluminación, teniendo en cuenta que estas características pueden variar

dependiendo de la especie (Fernández, 2004).

2.2.2.4 Fructificación

La fase de fructificación comienza una vez el sustrato es invadido por el

micelio del hongo y se logran observar primordios o pines, los cuales

formarán el cuerpo fructífero. Para esta fase es necesario cambiar las

condiciones del cultivo aumentando la humedad relativa y las condiciones de

� �

luminosidad para inducir la formación de los hongos. Para optimizar la fase

de fructificación se debe manejar una temperatura diferente a la de

incubación que se asemeje a la temperatura del hábitat natural donde crece

el hongo (Fernández, 2004).

2.2.2.5 Cosecha

La cosecha es la fase en la cual se realiza la recolección de los cuerpos

fructíferos. Comúnmente, se realiza de forma manual haciendo un

movimiento de torsión sobre la base del estípe o utilizando una cuchilla

estéril para evitar contaminaciones posteriores en los puntos del sustrato

donde creció el hongo. Así mismo, la cosecha se divide en tres periodos, el

primero en el cual se recoge el 50% de la producción, el segundo en donde

se recoge el 30% y el tercer periodo solamente el 20% de la producción.

Habitualmente, en el cultivo de hongos no se recoge más de tres cosechas

ya que la productividad es muy baja y el riesgo de contaminación es más

frecuente (Oei, 2003).

2.2.3. Requerimientos nutricionales para el cultivo de Hongos

Comestibles

Debido a que no presentan requerimientos nutricionales complicados y a su

fácil adaptación a los ambientes de cultivo, los hongos requieren de técnicas

simples y económicas para su crecimiento. Los residuos agroindustriales

proveen las fuentes de carbono, nitrógeno, azufre y fósforo necesarias para

el desarrollo adecuado de la biomasa fúngica (Madigan y colaboradores,

1997).

La fuente de carbono es proporcionada en su totalidad por los residuos

agroindustriales por lo cual para la optimización del cultivo de los hongos se

han realizado amplias investigaciones acerca de diferentes mezclas de estos

residuos con el fin de incrementar la producción (Stamets, 2003)

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La fuente de nitrógeno utilizada por los hongos comestibles cultivables es

aportada en baja proporción por los residuos agroindustriales, los cuales

contienen mayor proporción de carbono que de nitrógeno. Para proporcionar

la cantidad de nitrógeno necesaria para el cultivo se adicionan suplementos

tanto orgánicos (salvado de trigo, cereal, arroz) como inorgánicos (sales de

ion amonio y sales de nitrato (Solomon y colaboradores, 1996).

2.3. Pleurotus ostreatus �

2.3.1. Generalidades

Pleurotus ostreatus es un hongo saprofítico o parásito débil, descomponedor

del grupo de la podredumbre blanca que crece de forma natural en árboles

como aliso, balso y arce, principalmente en los valles de los ríos. La palabra

Pleurotus viene del griego “pleuro”, que significa formado lateralmente o en

posición lateral, refiriéndose a la posición del estípite respecto al píleo. La

palabra ostreatus en latín quiere decir en forma de ostra y en este caso se

refiere a la apariencia y al color del cuerpo fructífero (Stamets, 2000).

Figura 2.3. Pleurotus ostreatus

Fuente: Keizer, 1997

� �

2.3.2. Clasificación y morfología

P. ostreatus se encuentra clasificado taxonómicamente de la siguiente

manera:

REINO: Fungi

SUBREINO: Fungi Superior

DIVISIÓN: Basidiomycota

SUBDIVISIÓN: Basidiomycotina

CLASE: Himenomycetes

ORDEN: Agaricales

FAMILIA: Tricholomataceae

GÉNERO: Pleurotus

ESPECIE: ostreatus

Pleurotus ostreatus es un típico hongo agarical, que a menudo se encuentra

recubierto de una capa micelial en la base (Mendoza y Díaz, 1981) y

presenta carne delgada y blanca. El píleo cuando madura adquiere forma de

concha, las láminas son blancas o de color crema en las cuales se disponen

los basidios no tabicados con cuatro basidiosporas blanquecinas elípticas de

8-11 x 3-4 mm.

El píleo es de superficie lisa, brillante y un poco viscosa en tiempo húmedo.

El estípite es corto de 1-4 x 1- 2 cm, las lámelas son blancas, decurrentes y

ampliamente espaciadas y las esporas en masa son blanquecinas o de color

gris-blanquecino (Cadavid y Cardona 1996).

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Pleurotus ostreatus posee un píleo regularmente de 4 a 13 cm de diámetro,

aunque ocasionalmente puede presentar tamaños mayores de acuerdo a las

condiciones de fructificación. La superficie superior puede presentar color

variable según la intensidad de la luz, con tonos entre blanquecinos, grises o

azulados. Su margen es suave, delgado, ondulado y ocasionalmente

enrollado (Stamets, 2000; Cardona y Bedoya, 1996).

2.3.3. Historia del cultivo de Pleurotus ostreatus

No se conoce la fecha exacta de la implementación del cultivo de Pleurotus

ostreatus, sin embargo, se han reportado varias hipótesis al respecto.

Según Zadrazil en 1978, Pleurotus ostreatus se cultivó en varias partes de

Europa desde 1900 haciendo parte de las seis setas cultivadas

pertenecientes a los géneros Agaricus, Lentinula, Auricularia, Volvariella,

Flammulina y Pleurotus. Pero según García en 1987, Pleurotus ostreatus�no

se cultivó en Europa hasta después de 1960, aunque desde antes se

cosechaba para consumo pues se recogían de los troncos de los árboles en

descomposición que muchas veces se acercaban a las viviendas donde se

les proporcionaba condiciones para la producción de carpóforos.

Posteriormente, su cultivo se inició en Francia, Hungría, Italia y

Checoslovaquia sobre troncos que se incubaban en zanjas y luego se

sometían a riegos para obtener los cuerpos fructíferos.

A principios de los años 90, Pleurotus ostreatus ocupaba el segundo puesto

entre los hongos más cultivados en el mundo; cinco años después, el 24% de

la producción de hongos comestibles en el mundo correspondía a P.

ostreatus y otras especies relacionadas (Matsumoto, 1996). Según Miles y

Shang en 1997, la producción total de Pleurotus sp. en la última década del

siglo XX fue mayor a 250.000 toneladas

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En Colombia, el cultivo de Pleurotus ostreatus fue iniciado hacia 1990 en el

Laboratorio de Microbiología de la Universidad de Antioquia, gracias al

experto Fabio Pineda. Sin embargo, no fue sino en la última década del siglo

XX que se conocieron los primeros cultivos rústicos en Antioquia, Caldas y

Cundinamarca (Cabrera y colaboradores, 1998).

2.3.4. Composición nutricional de Pleurotus ostreatus

El contenido nutricional de Pleurotus ostreatus presenta un alto valor nutritivo

pues contiene minerales, vitaminas y proteínas (Tabla 2.2). Igualmente

presenta un sabor agradable que hace que sea apetecible en muchas

regiones del mundo. Por su alto contenido proteínico, a este hongo se le

llama "bistec vegetal", su proteína es asimilable y además presenta buenas

características organolépticas (Fennema, 2000).

Este hongo posee bajo contenido de grasa y sodio, unido al relativamente

alto contenido de potasio, lo cual hace que tenga también importancia para

padecimientos cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para

combatir la obesidad (Navarro, 2001). En él están presente todos los

aminoácidos esenciales, es una rica fuente de vitaminas y se han reportado

contenidos de ácido absórbico (vitamina C) en diferentes etapas de su

desarrollo. Es rico en ergosterol y vitamina D, así como en minerales como

fósforo, sodio, magnesio, calcio, hierro, manganeso, zinc y cobre (Potter,

1995).

También se ha podido observar que muchos animales se alimentan de este

hongo en épocas de apareamiento o enfermedad, por lo que se piensa que

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puede servir como estimulante sexual, como sedante o que cuando estén

enfermos ejerza su efecto positivo sobre ellos (Potter, 1995)

Tabla 2.2. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus

SUSTANCIA % Agua 92.20

Materia seca 7.80 Ceniza 9.50 Grasa 1.00

Proteína bruta 39.00 Fibra 7.50

Fibra cruda 1.40 Nitrógeno total 2.40

Calcio 33mg/100g Fósforo 1.34mg/100g Potasio 3793mg/100g Hierro 15.20mg/100g

Ácido ascórbico. Vit. C 90-144mg/100g Tiamina. Vit. B1 1.16-4.80mg/100g Niacina. Vit. B5 46-108.7mg/100g

Ácido fólico 65mg/100g Fuente: Romero y colaboradores, 2000

2.3.5. Etapas del cultivo de Pleurotus ostreatus

El cultivo del hongo Pleurotus ostreatus posee las mismas etapas que las del

cultivo de hongos comestibles en bloques estériles pero se diferencia

básicamente en las etapas de incubación y fructificación, puesto que se hace

necesario adecuar las condiciones ambientales del cuarto de producción,

permitiendo simular sus condiciones de crecimiento en la naturaleza.

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2.3.5.1. Condiciones de Incubación

La incubación tarda de 22 a 30 días y es necesario que la temperatura en el

sitio de incubación permanezca de 23 a 24 ºC (Granados, 2004). El área de

incubación debe ser un lugar oscuro, fresco y cerrado para mantener una

humedad relativa de 70 a 80% (Archila, 2004).

2.3.5.2. Condiciones de fructificación:

Se aumenta la humedad relativa de un 80 a 93% para inducir la formación de

los cuerpos fructíferos. Esta etapa se puede realizar en el mismo cuarto de

incubación, si todas las bolsas están cubiertas por el micelio, de lo contrario

debe destinarse un cuarto para esta etapa. Así mismo, se debe manejar una

temperatura de16-18ºC (Archila, 2004).

2.3.6. Sustratos utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus

Se han utilizado una gran cantidad de sustratos para el cultivo de Pleurotus

ostreatus. Los materiales más comúnmente utilizados como fuente de

carbono incluyen paja de trigo, de avena, de centeno, de sorgo y de algodón,

virutas de madera y cortezas, subproductos del algodón, heno, tallos de

plantas de maíz, plantas y desperdicios de café, tusa de mazorca, hojas de

té, cáscaras de maní, harina de soya, cáscaras de semillas de girasol,

desperdicios de alcaucil, desperdicios de yuca, ágave, residuos de la

industria papelera (diarios, cartones), hojas de plátano, cactus, yuca, pulpa

de cardamomo, fibra de coco, hojas de limón, tallos de menta, paja de arroz,

bagazo de caña, entre otros. (Stamets, 2003; Oie, 2000; Miles y Chang,

1997).

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También se pueden realizar cultivos sobre bloques o troncos sintéticos. Las

ventajas principales de utilizar estos sustratos en lugar de la producción en

troncos naturales, es que los tiempos se acortan y la eficiencia aumenta. Las

eficiencias biológicas varían de 75 a 125 % en troncos sintéticos (Miles y

Chang, 1997).

2.4. Residuos agroindustriales para el cultivo de hongos comestibles

Se llama residuo agroindustrial al material o elemento que después de haber

sido producido, manipulado o usado a nivel agroindustrial no tiene valor para

quien lo posee y por lo general se desecha no adecuadamente generando

contaminación en el ecosistema (Atlas y Bartha, 2002).

2.4.1. Composición química de los residuos agroindustriales

Los materiales utilizados para el cultivo de Pleurotus ostreatus, están

constituidos de compuestos ligninocelulolíticos, los cuales están formados

por celulosa y hemicelulosa enlazadas mediante lignina, un polimero

aromático altamente oxigenado, con un esqueleto de fenilpropano que se

repite. Sobre esta matriz se deposita una mezcla de compuestos de bajo

peso molecular llamados extractivos.

2.4.1.1. Celulosa

Es el compuesto más simple encontrado en el material lignocelulolítico de la

plantas, es el polímero más abundante en la biosfera. Esta compuesto por un

polímero de residuos de D-glucosa unidos por enlaces β-1,4. Debido a su

estructura las cadenas de celulosa esta unidas por puentes de hidrógeno

intermoleculares formando agregados (microfibrillas). La celulosa es una

molécula que da estructura y soporte a la planta y forma un cristal

empaquetado que es impermeable al agua, por lo cual es insoluble en agua y

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resistente a la hidrólisis (Atlas y Bartha, 2002). Los hongos Macromycetes

pueden degradar la celulosa por medio de la producción de enzimas como

son endo-�-1,4-gluacanasa, el complejo Cx y endo-�-1,4-glucosidasa

(Martin, 1981)

2.4.1.2. Hemicelulosa

La hemicelulosa esta formada por cadenas cortas y son polímeros

heterogéneos que contienen tanto hexosas (azúcares de 6 carbonos como

glucosa, manosa y galactosa) como pentosas (azúcares de 5 carbonos como

xilosa y arabinosa). Dependiendo de la especie de la planta estos azúcares

se asocian con ácidos urónicos formando estructuras poliméricas diversas

que pueden estar relacionadas con la celulosa y la lignina. Los tres polímeros

principales son los xilanos, mananos y arabinogalactanos (Atlas y Bartha,

2002; Mailer, 2000). Los hongos Macromycetes tienen la capacidad de

degradar la hemicelulosa por medio de la producción de enzimas como son

xilanasas, galactanasas, manasas, arabinasas y glucanasas (Martin, 1981).

2.4.1.3. Lignina

Es un polímero complejo tridimensional, globular, insoluble y de alto peso

molecular, formado por unidades de fenilpropano cuyos enlaces son

relativamente fáciles de hidrolizar por vía química o enzimática. Esta

molécula tiene diferentes tipos de uniones entre los anillos de fenilpropano

(Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000).

La lignina es la responsable de la rigidez de las plantas y de sus mecanismos

de resistencia al estrés y a ataques microbianos. En las plantas la lignina se

encuentra químicamente unida a la hemicelulosa y rodeando las fibras

compuestas por celulosa (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000). Los hongos

Macromycetes pueden degradar la lignina por medio de la producción de

� �

enzimas como son lacasa, lignina peroxidasa y manganeso peroxidasa

(Martin, 1981).

2.4.1.4 Extractivos

Son aquellas sustancias que se encuentran presentes en las diferentes fibras

vegetales, pero no son carbohidratos, tales como ácidos grasos, terpenos,

fenoles y resinas. Muchos de estos compuestos son solubles en agua o

disolventes orgánicos polares como metanol, etanol o acetona y algunos

pueden llegar a ser utilizados por los hongos Macromycetes (Atlas y Bartha,

2002; Mailer, 2000).

2.4.2. Residuos agroindustriales evaluados del departamento de

Cundinamarca

El departamento de Cundinamarca, específicamente en la sabana de Bogotá

existe un gran número de cultivos que generan residuos agroindustriales en

gran abundancia, los cuales en la mayoría de los casos no son reutilizados

sino simplemente son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y

ríos, sin ningún tratamiento previo, y contribuyen de esta manera a la

degradación del ecosistema (Atlas y Bartha, 2002; Mailer, 2000).

2.4.2.1. Cultivo de Uchuva

El nombre científico de este fruto es Physalis peruviana L (Figura 2.4) es

originaria de los Andes suramericanos y cuenta con más de 80 variedades

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que se encuentran en estado silvestre. Se caracteriza porque sus frutos se

encuentran encerrados dentro de un cáliz o capacho (Figura 2.5) (Centro de

Información de Asohofrucol��.

El cáliz gamosépalo o capacho está formado por cinco sépalos persistentes,

es velloso con venas salientes y con una longitud de unos 4 a 5 cm, cubre

completamente el fruto durante todo su desarrollo. Inicia su alargamiento

cuando ha pasado la fecundación del fruto. Durante los primeros 40 a 45 días

de su desarrollo es de color verde, con la maduración del fruto va perdiendo

clorofila volviéndose pergamino al final. Es importante porque protege el fruto

contra insectos, pájaros, enfermedades y situaciones climáticas extremas,

además de servir como una fuente indispensable de carbohidratos durante

los primeros 20 días del crecimiento del fruto. Separando el cáliz

completamente durante el comienzo del desarrollo del fruto, este retrasa su

crecimiento madurez, situación que no se presenta, cuando se elimina a

partir de los 25 días después del cuajamiento. Se ha observado que en la

cara interior (adaxial) del cáliz o capacho, ésta presenta una zona glandular

la cual produce una resina traslúcida que cubre parcialmente el fruto. Esta

sustancia es observable en el cáliz de frutos de 3.5 mm. En adelante,

probablemente ayude a impedir que el fruto sufra ataques de insectos

(Cabrera y colaboradores, 1998).

Figura 2.4. Uchuva

Figura 2.5. Cáliz o Capacho de Uchuva

Fuente: Cabrera y colaboradores, 1998 Fuente: Centro de Información de Asohofrucol, 2005

� �

El cáliz también protege el fruto contra un sobrecalentamiento, causado por

una alta radiación solar. Cuando se midió la temperatura del aire circundante

al cáliz fue de 30° C y dentro de este órgano se registraron 5°C menos.

2.4.2.1.1. Producción del cultivo

Con más del noventa por ciento de la producción, Cundinamarca es el

departamento que tiene mayor volumen de producción de esta fruta de

exportación, con una producción nacional de 8.934 toneladas al año, en un

área de 464 hectáreas, siendo los municipios de Granada y Silvana los que

obtiene mayor volumen (Tabla 2.3). Los principales residuos agroindustriales

de este tipo de cultivo son el cáliz o capacho de uchuva, el tamo o parte

vegetal resultante después de la cosecha, los frutos que estén reventados,

sobremaduros, que presenten daños por manipulación o con signos de haber

sido afectados por plagas o enfermedades y las malezas que crecen en el

borde del cultivo (Centro de Información de Asohofrucol, 2005).

Tabla 2.3. Producción nacional de uchuva

MUNICIPIO

Año 2003

Área Sembrada

(has)

Producción

(Ton)

Rendimiento

(Kg/ha)

Antioquia � ��

Boyacá ��

Cundinamarca ��

Norte de

Santander

��

Tolima ��

Valle ��

Total de uchuva 534 9.873 -

Fuente: Secretarias de Agricultura Departamentales - URPAS´s, UMATA´s, Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural��

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2.4. 2.1.1.1. Capacho de uchuva

En la producción de capacho de uchuva se estima que por tonelada de

uchuva que se produce en un cultivo, 100 Kg son capacho en peso fresco,

esto indicaría que aproximadamente el 10% del cultivo de uchuva son

residuos agroindustriales en forma de capacho (Hurtado, 2005).

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2.4.2. 2. Cultivo de Arveja

La arveja, Pisum sativum L. (Figura 2.6), es una especie dicotiledónea anual,

perteneciente a la familia de las fabáceas (papilionáceas). Es cultivada

fundamentalmente para la obtención de granos tiernos inmaduros; éstos

pueden destinarse directamente al consumo humano o procesarse, ya sea

para la obtención de producto congelado o enlatado. Los cultivos

pertenecientes a esta variedad botánica presentan, en su mayoría, flores de

color blanco. Entre los nombres comunes más importantes que se utilizan

para denominar a esta variedad están los siguientes: arveja, guisante, garden

pea, green pea, canning pea, pois, etc. (Faiguenbaum, 1990).

Figura 2.6. Arveja

Figura 2.7. Cáscara de arveja Fuente: Faiguenbaum, 1990�

Fuente: Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002�

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Las siembras en la zona se hacen escalonadas a lo largo del año iniciando

en mayo y presentando variantes de acuerdo a los periodos lluviosos.

Cuando el terreno se encuentra en condiciones aptas para la siembra, se

trazan los surcos a distancias que pueden variar entre 80 cm a 1,20 m y se

hacen hoyos distanciados a 30, 50 y hasta 70 cm, de acuerdo a la cantidad

de semillas depositadas. El número de semillas utilizadas por sitio puede

estar entre 4, 6 y 15 dependiendo de la calidad (especialmente el tamaño)

(Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia

Internacional, 2002).


La producen 11 departamentos, pero Cundinamarca y Boyacá concentran la

mayor parte de esta producción, con 35%y 33% respectivamente. Existen

diversas variedades de arveja como la Piquinegra, la Parda, la Pajarito, la

Guatecana y la Bogotana. Es la hortaliza de mayor área cosechada en

Colombia con 24.620 hectáreas, es decir el 27% del área hortícola

cosechada total en el año 2000. Sin embargo su peso en la producción es

sustancialmente menor (Tabla 2.4) (Ministerio de Agricultura y Desarrollo

Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002).

Aunque el consumo interno de arveja tiene una tasa de crecimiento anual de

1,4%, sólo alcanza a ser abastecido en un 35% por la producción nacional,

ya que el 65% restante es importado. Esto se debe a la mayor demanda de

arveja seca, que representa el 50% del consumo de este producto y que se

importa especialmente desde Canadá (Ministerio de Agricultura y Desarrollo

Rural y Corporación Colombia Internacional, 2002).�

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Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son el tamo

de la arveja, la cáscara, los frutos que presenten daños por manipulación o

con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las

malezas que crecen en el borde del cultivo.

Tabla 2.4. Producción nacional de arveja

AÑO ÁREA COSECHADA

(Has)

RENDIMIENTO

(ton/ha)

1999 25 305.4 1.35

2000 24 159.9 1.5

2001 28 687.6 1.7

2002 39 619.5 1.8

Fuente: Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y Corporación Colombia

Internacional.

2.4.2.2.1.1. Cáscara de arveja

En la producción de cáscara de arveja, se estima que por tonelada de arveja

que se produce en un cultivo, 450 Kg. son cáscara de arveja en peso fresco,

esto indicaría que aproximadamente el 45% del cultivo de arveja son

residuos agroindustriales en forma de cáscara (Hurtado, 2005).

2.4.2.3. Cultivo de Maíz

Este cereal (Figura 2.8) de origen americano es base de la alimentación del

pueblo colombiano. Se produce en todos los pisos térmicos pero en las

tierras bajas y fértiles da tres cosechas al año. Sus hojas y granos sirven

también de alimento al ganado caballar y porcino. El maíz es además planta

industrial: de él se saca harina, salvado, aceites, bebidas y papel. Se

conocen muchas variedades de maíz, lo cual facilita la extensión de los

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cultivos. Los principales residuos de este cultivo son: las cáscaras que cubre

el fruto y la tusa, la cual es la mazorca desprovista de granos (Figura 2.9)

(Centro de Información de Asohofrucol, 2005).


Las más importantes zonas maiceras se hallan en los departamentos de

Antioquia, Boyacá, Cundinamarca, Córdoba, Meta, Magdalena y Valle del

Cauca, aunque el maíz se produce en todas partes del país, inclusive en las

tierras frías, donde demora algo más en crecer (Pérez y colaboradores,

2005).��

El maíz amarillo se siembra actualmente en todo el mundo, su producción

asciende a 482 millones de toneladas y el consumo mundial promedio es de

90 kilos persona año. Se estima que un 20% lo consume directamente en

preparaciones como arepas, tortillas, sopas, coladas, etc; un 66% se destina

para la alimentación animal y el restante 14% para usos industriales como

pegantes, glucosas, jarabes, licores, aceites y enlatados, entre otros (Pérez y

colaboradores, 2005).

Figura 2.8. Maíz Fuente: Pérez y colaboradores, 2005

Figura 2.9. Tusa de la mazorca Fuente: Panaramica, 2002

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En Colombia, el maíz amarillo se cultiva a lo largo y ancho de su geografía y

hace parte fundamental de la dieta y economía campesina. El 85% del área

maicera la cultivan pequeños agricultores en forma tradicional, generando

empleo para unas 190 mil familias (Pérez y colaboradores, 2005).

Los principales residuos agroindustriales de este tipo de cultivo son las tusas,

los tallos y hojas verdes restantes del cultivo, las brácteas (hojas de la

mazorca), las barbas, las mazorcas que presenten daños por manipulación o

con signos de haber sido afectados por plagas o enfermedades y las

malezas que crecen en el borde del cultivo (Pérez y colaboradores, 2005).

Tabla 2.5. Producción de Maíz amarillo en el Departamento de Cundinamarca de 1996 -

2003

PARÁMETRO 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003

SUPERFICIE

(Ha)

31.334 30.409 22.220 27.354 27.164 27.678 29.386 27.366

PRODUCCIÓN

(Ton)

42.649 40.827 32.303 41.356 55.077 69.217 66.627 38.661

RENDIMIENTO

(Ton/Hec)

1.361

1.343 1.454 1.512 2.028 2.501 2.267 1.413

Fuente: Pérez y colaboradores, 2005

2.4.2.3.1.1. Tusa de mazorca

En la producción de tusa maíz amarillo, se estima que por tonelada de maíz

que se produce en un cultivo, 700 Kg son tusa de maíz en peso fresco, esto

indicaría que aproximadamente el 70% del cultivo de maíz son residuos

agroindustriales en forma de tusa (Hurtado, 2005).

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2.4.2.4. Aserrín de Roble (Quercus humboldtii)

Los robles son árboles de gran porte, hasta de una altura de 40 m de fuste,

casi siempre recto y cilíndrico, a veces ramificaciones profusas desde la

base; la corteza inicialmente es lisa y luego exfoliable de color negruzco. La

copa es globosa y densa con presencia de yemas vegetativas de posición

lateral, protegidas por catáfilos o escamas ciliadas. Las hojas son simples,

alternas, enteras, lanceoladas, coriáceas y delgadas, y de ápice agudo

(Agudelo y Ramírez 1995).

El Aserrín de Roble posee una composición característica (Tabla 2.6) pero

mezclado con varias materias primas que se complementan entre sí, ha sido

utilizado a lo largo de la historia del cultivo de hongos comestibles como

sustrato para el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus, ya que es

un hongo lignocelulolítico que fácilmente puede utilizar este aserrín como

fuente de Carbono para su crecimiento y reproducción (García, 2005;

Fernández, 2004; Stamets, 2000).

En Colombia este género domina ciertas localidades entre 1.000 m y 2.800 m

de elevación. Quercus es un migrante reciente (340.000 años) en América,

de origen holártico y se debate que llegó por México. En Colombia, el número

de especies de Quercus se reduce y a pesar de todas las discusiones

taxonómicas sobre la especie se reconoce solo una, Quercus humboldtii. Se

encuentra ubicado en Nariño, Boyacá, Huila, Santanderes, Antioquia, Caldas,

Cauca, Caquetá, Cundinamarca, Risaralda, Tolima. Sin embargo, hoy en día

la presencia del roble se limita a fragmentos distribuidos a lo largo de las tres

cordilleras principalmente hacia las zonas más altas, pendientes y de suelos

rocosos, de las cuales en la cordillera Oriental se encuentran los fragmentos

de mayor tamaño (Rosselli y colaboradores, 2003).

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El Roble es una especie que ha sido objeto de acciones de conservación

desde tiempos pasados. En 1974 se decreta por parte del INDERENA la

veda al roble con el fin de aportar a su conservación y esta se modifica en

1975 (Solano y Roa, 2005).

Son varios los esfuerzos adelantados e igualmente los impactos en

conservación; sin embargo sigue vigente la discusión sobre qué instrumentos

son los más apropiados para adelantar efectivas acciones de conservación

en zonas aun no protegidas por el Estado, a la luz de leyes como la Ley

General Forestal. A pesar del gran interés sobre el tema se sigue discutiendo

si la información base existente es o no suficiente para arriesgarse a

modificar la Resolución 1408 de 1975, hacia la posibilidad de uso y

extracción forestal (Solano y Roa, 2005).

En Colombia el roble (Quercus humboldtii) está vedado para

aprovechamiento a través de la Resolución 0316 de 1974, por la cual se

veda indefinidamente y en todo el territorio nacional al aprovechamiento. Se

exceptúa de la veda a los departamentos de Cauca, Nariño y Antioquia. Un

año después la Resolución 1408 de 1975 del Inderena, modifica la

Resolución 0316/74, levantando la veda para los municipios de Ospina

Pérez, Cabrera, Pandi y San Bernardo en el Departamento de

Cundinamarca, siempre y cuando la especie sea aprovechada de acuerdo

con un adecuado plan de manejo (Solano y Roa, 2005).

Tabla 2.6. Porcentajes de la composición del Roble MATERIAL MATERIA

SECA

GRASA FIBRA N-

LIBRE

MINERALES

TOTALES

CALCIO NITRÒGENO

Roble (Hojas, en

vivo o seco)

93.8 9.3 2.7 29.9 45.3 6.6 1.49

� � � � � � � � (Stamets, 2000)

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3. JUSTIFICACIÓN�

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En Colombia existe una escasa tradición cultural y culinaria del consumo de

hongos comestibles, desconociendo sus propiedades medicinales, alta

calidad nutricional y sabor exótico apetecido y reconocido en otras culturas.

Las técnicas de cultivo en nuestro país son muy poco desarrolladas y

tecnificadas por lo cual el cultivo de hongos actualmente es considerado un

cultivo artesanal asequible a pequeños agricultores a partir de cualquier

residuo agroindustrial que se pueda utilizar como sustrato para el crecimiento

de los hongos comestibles.

En los procesos agroindustriales se generan residuos lignocelulolíticos que

pueden ser utilizados como fuente de carbono en el cultivo de este tipo de

hongo. El sustrato más usado y el registrado por la literatura para el cultivo

del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco de género Quercus humboldtii

(Roble), por su eficiencia biológica y excelente calidad de los carpóforos. Sin

embargo en Colombia, el roble se encuentra en vía de extinción, razón por la

cual no es posible implementar una producción de P. ostreatus a partir de

materiales de roble.

En el departamento de Cundinamarca no se ha valorado el potencial

ecológico y económico de muchos residuos agrícolas como lo son el capacho

de la uchuva, la cáscara de la arveja y la tusa de la mazorca, ya que son

sustratos abundantes en la región y de fácil acceso para el cultivo de

Pleurotus ostreatus. La producción y venta de este hongo introduce al

mercado un producto alimenticio de buena calidad nutracéutica, utilizando

residuos propios de los cultivos agrícolas de la región.

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4. OBJETIVOS

4.1. OBJETIVO GENERAL

Evaluar el crecimiento y producción de Pleurotus ostreatus sobre tres

residuos agroindustriales del departamento de Cundinamarca bajo

condiciones ambientales y nutricionales controladas.

4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

• Determinar cual de los residuos agroindustriales analizados (capacho

de uchuva, cáscara de arveja o tusas de mazorca) es más eficiente

para el crecimiento de Pleurotus ostreatus.

• Evaluar el posible efecto de los diferentes sustratos sobre las

características morfológicas y organolépticas del hongo Pleurotus

ostreatus.

• Evaluar el tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus sobre

los diferentes residuos agroindustriales evaluados.

• Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus determinando el

porcentaje de eficiencia biológica.

• Evaluar el rendimiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes

sustratos.

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5. HIPOTESIS

Hipótesis general

Se espera que la producción de Pleurotus ostreatus sea igual en los tres

sustratos evaluados (capacho de uchuva, cáscara de arveja, cáscara de

mazorca) al ser comparados con el cultivo control (aserrín).

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6. MATERIALES Y MÉTODOS

6.1 Diseño de la investigación

El presente proyecto está basado en un estudio experimental comparativo

que busca encontrar el mejor residuo para el cultivo de Pleurotus ostreatus,

es decir, aquel que promueva un mayor crecimiento teniendo en cuenta las

características morfológicas y organolépticas que debe tener este hongo. En

la experimentación se realizó un montaje de 3 residuos agroindustriales

diferentes (capacho de uchuva, cáscara de arveja y tusa de mazorca) con

diez replicas en cada uno, teniendo como cultivo control el aserrín de roble.

6.1.1. Población de estudio

6.1.1.1. Localización

La fase experimental se llevó a cabo en la casa de uno de los estudiantes

que desarrollan este trabajo y que cuenta con todos los requisitos básicos

para la elaboración del mismo. Los equipos necesarios para la realización de

dicho estudio fueron suministrados por Agrosolidaria, empresa encargada de

la producción de hongos comestibles y patrocinadora del proyecto.

6.1.1.2. Muestra

Durante el desarrollo de la investigación se manejaron como tamaño de

muestra 10 unidades experimentales en cada uno de los tratamientos a

evaluar. Cada tratamiento se mantuvo bajo condiciones ambientales

controladas y asegurándose de que estuvieran libres de contaminación.

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6.1.2. Variables del estudio

Se describen detalladamente más adelante en análisis de la información:

• Variable independiente: Los diferentes residuos agroindustriales.

• Variables dependientes: Tiempo de corrida del micelio, porcentaje de

eficiencia biológica, peso fresco total, tamaño de los carpóforos,

rendimiento de la producción.

6.2. Metodología �

La metodología busca encontrar una alternativa para el cultivo de hongos

comestibles, específicamente Pleurotus ostreatus, que permita disminuir el

tiempo y costos de producción.

6.2.1. Preparación del sustrato

Los materiales evaluados en este proyecto fueron tres residuos

agroindustriales y un montaje con aserrín de Roble como control, el cual fue

adquirido en Maderas Uno A. Los residuos agroindustriales analizados fueron

capacho de la uchuva, cáscara de la arveja y tusa de mazorca, adquiridos en

la central de Abastos de la ciudad de Bogotá.

6.2.1.1 Deshidratación y adecuación de los residuos

Todos los residuos fueron seleccionados y sometidos a un proceso de

secado mediante la exposición directa al sol hasta que se vieran físicamente

secos (García y Rollan, 1991).

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Posterior al proceso de deshidratación, se realizó un tratamiento de corte y

molido, con la ayuda de un molino industrial con motor de 4 ½ HP de energía

trifásica de la empresa Molinos Pulverizadores, para obtener un tamaño de

partícula 1,52 – 3,35 mm en todos los residuos (Miles y Chang, 1997).

6.2.1.2. Mezcla de los materiales que conformaran el sustrato de

crecimiento

Se realizó la mezcla de los componentes necesarios para el sustrato bajo la

formulación de la tabla 6.1 en iguales proporciones para cada uno de los

residuos y se realizó la prueba del guante para determinar la humedad

apropiada de cada mezcla de sustrato.

Tabla 6.1. Formulación del sustrato para el cultivo de Pleurotus ostreatus

MATERIALES PORCENTAJE DE LOS

COMPONENTES EN PESO SECO

Residuo agroindustrial

(Fuente de Carbono)

78 %

Salvado de trigo

(Fuente de nitrógeno)

20 %

Azúcar 1 %

Cal 1 %

Agua La necesaria para mantener una

humedad de 65% a 75%

(Miles y Chang, 1997).

El salvado de trigo, la cal y el azúcar blanco fueron comprados

comercialmente de marcas reconocidas.

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6.2.1.3. Elaboración de los bloques de sustrato

Posterior a la realización de la mezcla de cada uno de los sustratos, se

empacó en bolsas de polietileno de alta densidad, con dimensiones de 15 x

30 cm, con 1 Kg. de mezcla de sustrato en cada una. Cada bolsa se cubrió

con la ayuda de collares plásticos de tubos de PVC (5 cm de diámetro y 2 a 3

cm de largo) y papel periódico sin tinta (Miles y Chang, 1997).

Posteriormente las bolsas se sometieron a un proceso de esterilización por

30 minutos a 20 lb. de presión constante (Miles y Chang, 1997).

Para determinar la eficiencia del autoclave se colocó cinta indicadora de

esterilidad en las bolsas y así mismo se preparó una bolsa en cada uno de

los tratamientos sin la adición de semilla de Pleurotus ostreatus, como control

de esterilidad.

6.2.2. Inoculación

La inoculación se realizó en cada una de las bolsas, suministrando una sola

vez durante todo el proceso 30 g de semilla por cada bolsa de 1 Kg. de

sustrato evaluado (Fernández, 2004).

La semilla fue adquirida en Champifung, lista para ser inoculada en cada uno

de los sustratos. La semilla venía empacada bajo condiciones de esterilidad,

cubierta en papel kraft. Se mantuvo bajo las condiciones estipuladas por la

casa comercial (refrigeración a 4 ºC) hasta el momento en que se realizó la

inoculación.

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6.2.3. Incubación

Esta etapa se realizó en un cuarto cerrado con un promedio de temperatura

de 24 ºC a 26 ºC y un rango de humedad relativa entre 70-80% sin

iluminación (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003).

Entre anaquel y anaquel se manejó una distancia de 90 cm para una mejor

manipulación en este proceso. En cada anaquel se manejaron cinco

bandejas entre las cuales había una distancia de 50 cm (Fernández, 2004).

Los bloques de sustrato de cada uno de los residuos agroindustriales a ser

evaluados se distribuyeron al azar dentro del cuarto de incubación en cada

uno de los anaqueles, de tal manera que todos los bloques de sustrato se

encontraran bajo las mismas condiciones ambientales de cultivo.

Tanto en la etapa de incubación como en la fructificación, la temperatura y la

humedad relativa del cuarto fue medida con un termohigrómetro digital

(Figura 6.1). La temperatura se mantuvo con la ayuda de un calentador de

ambientes y la humedad relativa con un humificador. Ambos equipos se

programaban para mantener las condiciones estipuladas durante cada etapa.

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Figura 6.1. Termohigrómetro en la etapa de incubación

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6.2.4. Fructificación

Durante esta etapa, se mantuvo la temperatura entre 18 a 20 ºC con un

rango de humedad relativa de 80-93% (Fernández, 2004). La luz se

suministró utilizando tubos fluorescentes, de intensidad lumínica de 60 a 500

unidades lux durante un período de 8 a 12 horas diarias (García, 2003).

6.2.5. Cosecha y pesaje de los carpóforos

La recolección se hizo de forma manual cortando con una cuchilla estéril y el

peso de los carpóforos se determinó inmediatamente después de su corte

por medio de la gramera analítica SSH modelo No.5005.�Este procedimiento

se realizó durante las tres cosechas estipuladas (Fernández, 2004).

6.2.6. Prueba sensorial

Los hongos producidos en los diferentes sustratos fueron evaluados en su

presentación en fresco y en forma salteada.

Se realizó una prueba sensorial discriminativa de ordenamiento con la

asesoría de la Nutricionista Dietista, Martha Lucia Borrero, docente de la

Facultad de Ciencias de La Universidad Javeriana.

La prueba se realizó suministrándoles a 30 catadores no entrenados tres o

más muestras que diferían en alguna propiedad y se les pedía que las

colocarán en orden creciente o decreciente a dicha propiedad (Anzaldua,

1994; Carpenter y colaboradores, 2002). Los catadores no entrenados eran

personas habituales o potenciales compradores de este tipo de alimento para

que de acuerdo a su criterio de preferencia las colocaran en orden

descendiente diligenciando un formato (Anexo 4).

La prueba sensorial se realizó en el Laboratorio de preparación de alimentos

de la Facultad de Ciencias. Para esto se diseñaron doce cubículos

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independientes, en los cuales se colocaron bandejas plásticas con ocho

vasos desechables numerados aleatoriamente (Anexo 3) de acuerdo al

residuo agroindustrial evaluado y cada uno contenía aproximadamente 1.5

cm2 de muestra del hongo cosechado. Cuatro de estos vasos contenían la

muestra de los hongos en fresco y los cuatro restantes contenían hongos

salteados. Los hongos salteados se sofrieron en mantequilla sin sal previo al

inicio de la prueba sensorial. Así mismo, se les proporciono agua y galletas

de soda como pasantes a los catadores no entrenados.

6.2.7. Análisis de carbono y nitrógeno total de los residuos

agroindustriales.

A los residuos agroindustriales analizados (capacho de uchuva, cáscara de

arveja y tusa de mazorca) se les realizó una prueba para determinar la

concentración de carbono total y nitrógeno total en el Laboratorio Analítica de

agua E.U.

6.3 Análisis de la información

6.3.1. Diseño del análisis estadístico

Para llevar a cabo este proyecto se realizó un análisis de tipo descriptivo con

la asesoría del estadístico Miguel Pinzón, docente de la Facultad de Ciencias

de la Universidad Javeriana, por medio del uso de programas estadísticos

como Biomates y Excel avanzado 2005.

6.3.1.1. Población a estudiar

El comportamiento del hongo Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos

agroindustriales evaluados.

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6.3.1.2. Unidad experimental del estudio

En este proyecto la unidad experimental es el bloque de sustrato en cada

uno de los residuos agroindustriales evaluados (Pinzón, 2006).

6.3.1.3. Estimación del tamaño muestral

El tamaño de la muestra para cada tratamiento y para el control fue de 10

bloques de mezcla de sustrato basándose en la ecuación para tamaño de

muestra para diseño de experimentos (Daniel, 1981; Pinzón, 2006)

6.3.1.4. Variables a analizar

Las variables analizadas son descritas como se muestra a continuación:

• Variable independiente: Residuos agroindustriales (Variable

discreta, cualitativa, nominal)

• Variables dependientes:

- Tiempo de corrida del micelio: Tiempo determinado en días en

el cual el hongo coloniza el sustrato, evidenciado con el cambio

de color a blanco y la compactación del bloque (Variable

continua, cuantitativa, de razón).

- Porcentaje de eficiencia biológica: Peso en fresco de hongos

cosechados sobre el peso del sustrato húmedo por cien de las

tres cosechas (Variable continua, cuantitativa, de razón).

- Peso fresco total: Peso en fresco de los cuerpos fructíferos en

gramos (g.) a partir de las tres cosechas (Variable continua,

cuantitativa, de razón).

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- Diámetro de los carpóforos: Diámetro de los carpóforos en

centímetros (cm) (Variable continua, cuantitativa, de razón).

- Cantidad total de hongos: Número de carpóforos cosechados

por sustrato durante las tres cosechas evaluadas (Variable

continua, cuantitativa de razón).

- Rendimiento: Peso en kilogramos (Kg.) en fresco en las tres

cosechas sobre el área ocupada por las bolsas (Variable

continua, cuantitativa de razón).

6.3.1.5. Métodos estadísticos

6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en

cada uno de los sustratos evaluados

Los datos recogidos durante el desarrollo de este trabajo (Anexo 1) se

analizaron para determinar las medidas de dispersión central, media y

varianza muestral, de cada una de las variables a estudiar.

Para determinar si los datos obtenidos procedían de una población con

distribución normal se llevó a cabo un análisis de contraste de normalidad

Shapiro-Wilks (Anexo 2), puesto que el tamaño de muestra a ser evaluado

era menor a 50. Posteriormente, se calculó el estadístico de contraste con un

nivel de significancia del 95%. Así, el contraste de normalidad planteado para

determinar si los datos registrados se comportan normalmente se define en

los siguientes términos:

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H0: "La muestra procede de una población normal"

Ha: "La muestra no procede de una población normal".

A continuación se realizó un análisis de varianza de un solo factor (ANOVA)

para comparar si los valores obtenidos en cada uno de los sustratos

utilizados son significativamente distintos entre ellos (Anexo 2). Así, el

análisis de varianza se utilizó para asociar una probabilidad (p) a la

conclusión de que la media de un grupo de valores es distinta de la media de

otro grupo de valores con un nivel de significancia del 95%. Para la

realización de dicha prueba se plantearon las siguientes hipótesis:

Ho: µi= µc

Ha: No todos los µi son iguales

Donde µµµµi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva,

cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µµµµc es el sustrato control (aserrín de

roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es

p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho.

Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el

sustrato control para determinar si existe diferencia significativa entre cada

uno de estos. Para esto se realizó una prueba t de Student para dos

muestras con varianzas desiguales con un nivel de significancia del 95%

(Anexo 2). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05

se concluye que hay diferencia entre los dos tratamientos, rechazando así la

Ho.

� �

Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos

evaluados en los siguientes términos:

µu : Media poblacional del capacho de uchuva

µar : Media poblacional de la cáscara de arveja

µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca

µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)

• Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. control:

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• Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. control:

��µ��µ��µ��µ��

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• Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. control:��

��µ��µ��µ��µ��

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6.3.1.5.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus

ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados

Al realizar una prueba sensorial de ordenamiento se pudo determinar cual de

las muestras evaluadas por los catadores no entrenados fue la de mayor

preferencia de acuerdo a su sabor, tanto en hongos frescos como en hongos

salteados. Para esto primero se llevó a cabo un análisis de varianza ANOVA,

la cual permitió comparar los datos obtenidos en cada uno de los sustratos y

posteriormente se realizó una prueba t de student suponiendo varianzas

desiguales, para comparar específicamente cada uno de los residuos

agroindustriales evaluados con el sustrato control.

Tanto para el análisis de varianza como para la prueba t de student se

manejó un nivel de significancia del 95 % con un margen de error del 0.5%,

Para el análisis de varianza, ANOVA, se plantearon las hipótesis bajo los

siguientes términos:

Ho: µi= µc

Ha: No todos los µi son iguales

Donde µµµµi es cualquiera de los sustratos evaluados (capacho de uchuva,

cáscara de arveja y tusa de mazorca) y µµµµc es el sustrato control (aserrín de

roble). Al desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es

p<0.05 se toma la decisión de aceptar la Ho.

Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el

sustrato control por medio de la realización de una prueba t de Student para

dos muestras con varianzas desiguales (Anexo 2). Al desarrollar la prueba se

� �

obtiene la probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre

los dos tratamientos, rechazando así la Ho.

Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos en los

siguientes términos:

µu : Media poblacional del capacho de uchuva

µar : Media poblacional de la cáscara de arveja

µtm : Media poblacional de la tusa de mazorca

µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)

• Planteamiento de hipótesis Capacho de uchuva Vs. Control para

la prueba sensorial:

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• Planteamiento de hipótesis Cáscara de arveja Vs. Control para la

prueba sensorial:

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• Planteamiento de hipótesis Tusa de mazorca Vs. Control para la

prueba sensorial:�

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7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en los

diferentes sustratos evaluados

7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Pleurotus ostreatus en el

sustrato control:

El sustrato más usado, de mejor rentabilidad, de fácil adquisición y que

genera carpóforos de excelente calidad reportado por la literatura para el

cultivo del hongo Pleurotus ostreatus es el tronco del género Quercus

humboldtii (Roble) por lo cual se utilizó como control para este estudio

(García, 2003; Fernández, 2004; Stamets, 2000).

En este estudio en el crecimiento de Pleurotus ostreatus sobre el aserrín de

roble se pudo observar que se generó un porcentaje de eficiencia biológica

de 70% (Figura 7.11), el cual al ser comparado con Shan y colaboradores

(2004), quienes reportan un porcentaje de eficiencia biológica de 64.69% y

Hami (1990) de 69.88% es un resultado similar. Se puede corroborar que la

utilización de aserrín de roble como control en este estudio arrojo resultados

similares a otros autores teniendo en cuenta que se manejaron las mismas

condiciones de cultivo, igual porcentaje de inoculación de semilla, la misma

proporción de mezcla de sustrato y la misma cantidad de cosechas (Miles y

Chang, 1997).

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7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus

en cada uno de los sustratos evaluados:

El tiempo de corrida del micelio hace referencia al tiempo que tarda el hongo

en colonizar el sustrato que se puede evidenciar con el cambio de color a

blanco y la compactación del bloque (Figura 7.2). Este momento precede la

formación de los primordios sobre el sustrato. Dicha cobertura se observó en

todos los sustratos evaluados, incluyendo el sustrato control, bajo las mismas

condiciones de temperatura (24ºC - 26º C), humedad relativa entre 70-80% y

oscuridad (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003).

.

Al observar el tiempo de corrida del micelio del hongo en cada uno de los

sustratos (Figura 7.3) se puede ver que el tiempo de corrida de micelio en el

capacho de uchuva, la cáscara de arveja y la tusa de mazorca fue mayor al

del control.

Figura 7.2. Corrida de micelio sobre el sustrato en tusa de mazorca

Figura 7.1. Sustrato antes de la corrida de micelio en tusa de mazorca

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TIEMPO DE CORRIDA DEL MICELIO DE Pleurotus ostreatus EN DIFERENTES

SUSTRATOS

2023

27

18

05

1015202530

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO

TIE

MP

O (D

ías)

Esto puede deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el

hongo esta habituado a crecer en la naturaleza indicando que no es un

sustrato desconocido para su crecimiento, por tal razón no se ve afectado el

metabolismo del hongo sobre el sustrato. Además, los hongos que realizan

la descompisición aeróbica de un sustrato requieren de una mayor presencia

de carbono que de nitrógeno para crear un ambiente óptimo para su

crecimiento y desarrollo, por lo tanto al observar la proporción de carbono y

nitrógeno total de los sustratos evaluados (Tabla 7.1) se puede observar que

el aserrín de roble posee una mayor proporción de carbono total (50%p/p)

seguido por el capacho de uchuva (28.31% p/p), la cáscara de arveja

(25.51% p/p) y por último la tusa de mazorca (18.66% p/p) lo que se ve

reflejado en los resultados correspondiendo al tiempo de corrida del micelio

(Mojica y Molano, 2006). Indicando que el porcentaje de carbono total influye

en la corrida del micelio puesto que a mayor cantidad de carbono el hongo se

adapta con mayor facilidad para la degradación del sustrato y lo usa para su

crecimiento y formación de biomasa.

Figura 7.3. Tiempo de corrida del micelio de Pleurotus ostreatus en los diferentes sustratos evaluados

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RESIDUO

AGROINDUSTRIAL

CARBONO TOTAL

(%p/p)

NITROGENO TOTAL

(%p/p)

ASERRÍN * 51 0.11

CAPACHO DE

UCHUVA **

28.31 1.10

CÁSCARA DE

ARVEJA **

25.51 9.18

TUZA DE

MAZORCA **

18.66 10.85

Sin embargo, hay que tener en cuenta que la biodegradabilidad de estos

residuos agroindustriales también es función del contenido relativo en

biomoléculas fácilmente degradables (azúcares solubles y de bajo peso

molecular, grasas, proteínas, almidón, hemicelulosa y celulosa) y

componentes de lenta degradación (ceras, ligninas y otros polifenoles), por

ende el hongo tiene que utilizar su variedad enzimática para degradar y

adaptarse al sustrato utilizándolo como fuente de carbono. Pleurotus

ostreatus posee una maquinaria enzimática muy compleja que le permite

degradar polímeros grandes como lignina y celulosa que componen en

mayor proporción estos residuos evaluados (Iriarte, 2003).

Se ha demostrado que la lignina no es una fuente aprovechable para el

crecimiento de los hongos sin la presencia de un cosustrato (Kirk y

colaboradores, 1987). Razón por la cual en la mezcla de preparación de los

sustratos se adicionó azúcar comercial (sacarosa) como fuente de carbono

simple, para que el hongo pueda comenzar su crecimiento y adaptar sus

Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados

* Fuente: Escobar, 2002. ** Fuente: Mojica y Molano, 2006

� �

enzimas a las fuentes de carbono complejas como lignina, celulosa y

hemicelulosa (Fernández, 2004).

Así mismo, se debe tener en cuenta que la concentración de carbono y

nitrógeno del residuo influye en el tiempo de corrida del micelio, puesto que

el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de energía y el

nitrógeno para formar componentes celulares y nuevas células, aumentando

así su población para la colonización del micelio (Escobar, 2002). Todo esto

lleva a suponer que el tiempo de corrida del micelio es directamente

proporcional a la concentración de carbono con respecto al nitrógeno del

residuo utilizado.

Otro factor que puede afectar la corrida del micelio es la compactación del

bloque de sustrato y según los resultados obtenidos, se observó que tanto en

la cáscara de arveja como en la tusa de mazorca se tomó más tiempo la

corrida del micelio que en el control y en el capacho de uchuva, esto pudo

deberse a que al preparar la mezcla de los sustratos se observó la formación

de apelmazamientos en la cáscara de arveja y en la tusa de mazorca. A

pesar de que todos los sustratos fueron sometidos al mismo proceso de

molido, esto pudo generar una baja difusibilidad de oxígeno en el sustrato,

importante para el desarrollo y crecimiento del micelio (Hami, 1990). En

contraparte, el sustrato control y el capacho de uchuva presentaban una

contextura más fibrosa que no permitía la formación de apelmazamientos

durante la preparación de la mezcla.

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7.1.3. Análisis del número de hongos producidos por bolsa de Pleurotus


Pasado el tiempo de corrida del micelio se da la formación de los primordios,

(se denomina primordio al primer estadio del desarrollo de un hongo) (Figura

7.4), seguida por la formación de cuerpos fructíferos (Figura 7.5).

.

El número de hongos cosechados por bolsa en promedio en cada sustrato

(Figura 7.6) se determinó a partir de las tres cosechas evaluadas a lo largo

de esta investigación.

HONGOS COSECHADOS DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS

6551.4

34.5

58.9

0

20

40

60

80

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO

NÚ

ME

RO

DE

HO

NG

OS

Figura 7.6. Cantidad de hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado

Figura 7.4. Formación de primordios en el sustrato control

Figura 7.5. Formación de cuerpos fructíferos en el sustrato control

� �

Según los datos obtenidos en el número de hongos producidos por bolsa en

promedio en cada uno de los sustratos se pudo determinar por medio de

ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya

que se obtuvo una probabilidad igual a 2.9653 x 10-12 y con la prueba t de

student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son

capacho de uchuva (p=0.028), cáscara de arveja (p=0.011) y tusa de

mazorca (p=) supero al cultivo control ya que no existió diferencia

estadísticamente significativa entre estos. Todo esto indica que la fuente de

carbono no influye en el número de hongos que se producen por bolsa.

Según Magae y colaboradores (1995), el número de hongos producidos por

bolsa no tiene tanta relevancia como su peso fresco, además el número de

hongos producidos debe estar en un rango de 58 a 65 hongos en bloque de

sustrato de 1 Kg. para que se pueda considerar un sustrato adecuado y

rentable para su cultivo.

Sin embargo, aunque no exista diferencia estadísticamente significativa entre

los sustratos evaluados, se puede ver que tanto el sustrato con capacho de

uchuva como el sustrato control se encuentran dentro del rango reportado en

la bibliografía de hongos producidos por bolsa, considerándolos así sustratos

adecuados y rentables para la producción de este hongo. Esto puede

deberse a que el sustrato control es el mismo medio en el cual el hongo esta

habituado a crecer y el reportado en varios estudios según la bibliografía por

ende es de esperarse que el sustrato se encontrara dentro de este rango de

producción. En cuanto al capacho de uchuva, se puede decir que por su

contenido alto en lípidos puede verse incrementada la producción de

carpóforos ya que según Bonzom y colaboradores (1999) al adicionar

materiales lipídicos al sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la

producción del carpóforos.

� �

7.1.4. Análisis del tamaño de carpóforos de Pleurotus ostreatus en cada

uno de los sustratos evaluados

La determinación del tamaño de los carpóforos se llevó a cabo por medio de

la medición del diámetro (Figura 7.7).

Para la medida del tamaño de los carpóforos se obtuvo un promedio de todos

los hongos producidos en cada bolsa de cada residuo agroindustrial

analizado (Figura 7.8).

TAMAÑO DE LOS CARPÓFOROS DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS

5.81 5.47 5.53 5.77

0

2

4

6

8

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO ANALIZADO

DIA

ME

TRO

(cm

)

Figura 7.8. Tamaño de los carpóforos producidos en cada uno de los sustratos

�Figura 7.7 Medición del diámetro de los carpóforos

� �

Según los datos obtenidos del tamaño de los carpóforos se pudo determinar

(Anexo 2) por medio de ANOVA que no hubo diferencia estadísticamente

significativa ya que se obtuvo una probabilidad igual a 0.359 y con la prueba t

de student se determinó que ninguno de los residuos analizados como son

capacho de uchuva (p=0.437), cáscara de arveja (p=0.120) y tusa de

mazorca (p=0.180) supero al cultivo control ya que no existió diferencia

estadísticamente significativa entre estos, indicando que el sustrato no influyó

en el desarrollo del diámetro de los carpóforos. Sin embargo según Magae y

colaboradores (1995), el diámetro de los carpóforos de los hongos

producidos por bolsa no es relevante como su peso fresco, ya que lo

importante de un sustrato es el rendimiento y la productividad en cuanto al

peso fresco que este pueda generar. Aun así es necesario observar el

tamaño y forma de los carpóforos ya que se sabe que el crecimiento de este

hongo sobre cierto tipos de sustrato puede llegar a generar deformaciones

del carpóforo, sin embargo en este estudio no se evidenció este evento. En

este estudio se observó que el tamaño de los carpóforos en todos los

residuos evaluados eran similares entre sí, aproximadamente de 5 a 6 cm, y

que no existía una diferencia estadísticamente significativa con respecto al

de los producidos en el sustrato control al realizar la prueba t de student.

7.1.5. Análisis del peso fresco de Pleurotus ostreatus en cada uno de

los sustratos evaluados

El peso fresco registrado es el promedio de cada bolsa por sustrato evaluado

(Figura 7.9) teniendo en cuenta que el valor obtenido fue el dado por los

carpóforos.

� �

En cuanto al peso fresco obtenido se pudo determinar por medio de ANOVA

que no hubo diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) ya que se

obtuvo una probabilidad igual a 7.393 x 10-08 y con la prueba t de student se

determinó que ninguno de los residuos analizados como son capacho de

uchuva (p=0.0004), cáscara de arveja (p=0.007) y tusa de mazorca

(p=0.001) supero al cultivo control ya que no existió diferencia

estadísticamente significativa entre estos. Sin embargo a pesar de que de

acuerdo a los método estadísticos utilizados no existió diferencia significativa,

se pudo observar (Figura 7.10) que el tratamiento con capacho de uchuva

produjo mayor cantidad de gramos en peso fresco, indicando que este

residuo suministra una fuente de carbono apropiada para el crecimiento y

desarrollo del hongo sin afectar las características físicas, incrementando así

la cantidad de gramos en peso fresco con respecto al control.

Figura 7.9. Carpóforos cosechados pesados por bolsa

� �

PESO FRESCO OBTENIDO DE Pleurotus ostreatus A PARTIR DE LOS DIFERENTES

SUSTRATOS

761686

567700

0

200

400

600

800

1000

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO ANALIZADO

PE

SO

(g.)

Además al observar los análisis realizados a cada uno de los residuos

agroindustriales para determinar el carbono y nitrógeno total (Tabla 7.1) se

pudo observar que entre los tres residuos agroindustriales utilizados, el

capacho de uchuva es el que posee una mayor proporción de carbono total

(28.31% p/p). Indicando que en este sustrato existe mayor proporción de

carbono que puede ser utilizado por el hongo para su crecimiento y

formación de biomasa. Seguido por la cáscara de arveja (25.51% p/p) y por

último la tusa de mazorca (18.66% p/p) (Mojica y Molano, 2006). Así mismo,

la explicación a un alto peso fresco del capacho de uchuva podría estar

relacionada con el posible alto contenido de lípidos que posee este sustrato

ya que aunque no se conoce la composición exacta de lípidos de este

residuo se observó una alta consistencia lipídica en el momento del molido

del material seco (Bock y colaboradores 1995).

En general, el hongo utiliza principalmente el carbono como fuente de

energía y formación de biomasa, y el nitrógeno para formar componentes

celulares como proteínas y ácidos nucleicos. De acuerdo a las necesidades

Figura 7.10. Peso fresco obtenido de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados

� �

metabólicas de los hongos ligninocelulolíticos se necesita más carbono que

nitrógeno, pero si hay excesiva cantidad de carbono y al agotarse el

nitrógeno, se disminuirá el crecimiento y reproducción del hongo. Sin

embargo no se considera en el estudio que exista limitación de nitrógeno

pues a la formulación de todas las mezclas del sustrato se adicionó salvado

de trigo como suplemento orgánico de nitrógeno el cual contiene un 9.7% de

nitrógeno en su composición, suficiente para suplir las necesidades

metabólicas de este tipo de hongos (Oei, 2003).

Así, los resultados de los porcentajes de carbono y nitrógeno total de los

residuos coinciden con la producción obtenida, indicando que el porcentaje

de carbono total que posee un sustrato es directamente proporcional a la

producción de hongos comestibles que se desee obtener (Escobar, 2002).

RESIDUO

AGROINDUSTRIAL

CARBONO TOTAL

(%p/p)

NITROGENO TOTAL

(%p/p)

ASERRÍN * 51 0.11

CAPACHO DE

UCHUVA **

28.31 1.10

CÁSCARA DE

ARVEJA **

25.51 9.18

TUZA DE

MAZORCA **

18.66 10.85

* Fuente: Escobar, 2002. ** Fuente: Mojica y Molano, 2006

Tabla 7.1. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados

� �

7.1.6. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Pleurotus


El porcentaje de eficiencia biológica permite evaluar la producción midiendo

el peso en fresco de hongos cosechados sobre el peso del sustrato húmedo

por cien en cada uno de los residuos evaluados durante tres cosechas. Así,

de acuerdo a los resultados obtenidos se pudo observar que no existió

diferencia estadísticamente significativa (Anexo 2) entre los residuos

agroindustriales analizados y asimismo se observó que el porcentaje de

eficiencia biológica (Figura 7.11) obtenido es directamente proporcional al

peso fresco generado en cada uno de los sustratos. Los resultados muestran

que el capacho de uchuva fue más eficiente que los demás residuos con un

valor de 76.1% seguido por el aserrín con 70%, la cáscara de arveja con un

68.6% y finalmente la tusa con 57.8%.

PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES

SUSTRATOS

76.10 68.6056.70

70.00

0.00

20.0040.00

60.0080.00

100.00

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO ANALIZADO

EFI

CIE

NC

IA

BIO

LÓG

ICA

(%)

Figura 7.11. Porcentaje de eficiencia biológica de Pleurotus ostreatus generada en cada sustrato evaluado

� �

La explicación a un alto porcentaje eficiencia biológica del capacho de

uchuva podría estar relacionada con el posible alto contenido de lípidos que

posee este sustrato ya que aunque no se conoce la composición exacta de

lípidos de este residuo se observó una alta consistencia lipídica en el

momento de molido del material seco (Bock y colaboradores 1995).

Nair y colaboradores en 1989, han reportado que los lípidos estimulan el

crecimiento del micelio y la producción de cuerpos fructíferos de Pleurotus

ostreatus. Además se observa que al adicionar materiales lipídicos al

sustrato se logra un incremento del 20 al 60% de la producción de carpóforos

(Bonzom y colaboradores, 1999). Los niveles relativamente bajos de lípidos

durante el crecimiento del hongo indican su rápida utilización durante la

formación de los cuerpos fructíferos, lo cual demuestra el efecto estimulador

que los lípidos tiene en el desarrollo de P. ostreatus (Nair y colaboradores,

1989).

Así mismo, se puede deducir que la cáscara de arveja y la tusa mazorca no

poseen un alto porcentaje de lípidos, 1.4% y 0.4% (Stamets, 2003), en su

composición y un porcentaje de carbono total menor al del sustrato control

(tabla 7.1). Esto explica porque no se genera un porcentaje de eficiencia

biológica rentable para el cultivo de este hongo sobre estos sustratos.

7.1.7. Análisis de�� rendimiento�de Pleurotus ostreatus en cada uno de

los sustratos evaluados

Del rendimiento obtenido en cada uno de los sustratos (Figura 7.12) se

puede observar que es directamente proporcional al peso fresco obtenido y

por ende al porcentaje de eficiencia biológica registrada en cada uno de los

sustratos. El sustrato que presentó mayor rentabilidad fue aquel hecho con

capacho de uchuva superando al cultivo control en aproximadamente 3 Kg.

� �

Indicando que si las bolsas de 1 kilo ocuparan un espacio de un m2, se

generan en promedio 39.03 Kg de hongo en peso fresco por ende se

recomienda el capacho de uchuva como el adecuado para el cultivo de

Pleurotus ostreatus. El sustrato con mejor rendimiento que le sigue es el del

control con un promedio de 35.90 Kg/m2, seguido por la cáscara de arveja

con un promedio de 29.08 Kg/m2 y finalmente la tusa de mazorca con un

promedio de 29.08 Kg/m2.

RENDIMIENTO DE Pleurotus ostreatus EN LOS DIFERENTES SUTRATOS

39.0335.18

29.0835.90

0.00

20.00

40.00

60.00

CAPACHO DEUCHUVA

CASCARA DEARVEJA

TUSA DEMAZORCA

CONTROL

SUSTRATO

RE

ND

IMIE

NTO

(Kg/

m2)

Así mismo se puede estimar que a escala industrial la cáscara de arveja y la

tusa mazorca producirían, aproximadamente de 4 a 6 Kg. menos que el

sustrato control, lo cual no evidenciaría la rentabilidad del cultivo del hongo

sobre estos residuos a gran escala.

Figura 7.12. Rendimiento estimado de Pleurotus ostreatus en cada sustrato evaluado

� �

7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus

ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados:

�

En la prueba sensorial realizada (Figura 7.13) por catadores no entrenados

para el consumo de Pleurotus ostreatus se pudo determinar por medio del

análisis de ANOVA que tanto en los hongos en fresco como en los hongos

salteados no existió diferencia significativa al comparar la aceptabilidad y

palatabilidad dada al producto en todos los sustratos a la vez, indicando que

las características de sabor y textura del carpoforo no varían por la

composición de los sustratos.

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

�

7.2.1. Hongos en fresco

Al observar la prueba t de student (Anexo 5), que permite comparar la

aceptabilidad y palatabilidad del producto dependiendo del sustrato evaluado

con respecto al sustrato control, se pudo determinar que en Pleurotus

ostreatus en fresco tuvieron mayor preferencia las obtenidas a partir de

capacho de uchuva y tusa de mazorca, indicando que el producto cambia su

sabor de acuerdo al sustrato en el que se cultive. Los hongos cultivados en

�Figura 7.13. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba sensorial

� �

cáscara de arveja no superaron la aceptabilidad comparadas a las obtenidas

a partir de sustrato control, por ende este sustrato aunque pueda ser

considerado eficiente no asegura permanencia en el mercado de acuerdo a

la aceptación del producto.

7.2.2. Hongos salteados

En cuanto a las muestras de Pleurotus ostreatus salteadas (Anexo 5), se

pudo observar que los catadores no entrenados no encontraron diferencia

alguna en la palatabilidad del producto indicando que en las muestras

salteadas no se ve afectado el sabor por el sustrato en el que haya sido

cultivadas, puesto que estas absorben el sabor del elemento con el cual

estas se estén preparando, como lo es en este caso la mantequilla sin sal,

influenciando la degustación del producto.

De todas maneras, cabe reconocer que como es un producto poco conocido

en el mercado colombiano los catadores no entrenados no pueden tener un

punto de comparación o de referencia y por ende la prueba sensorial solo

pudo ser realizada en cuanto a la aceptación y palatabilidad, sin evaluar

características importantes como son olor, color, presencia de defectos, las

cuales permitirían corroborar aun más la aceptación del producto para su

consumo en la sociedad colombiana.

Así mismo, los catadores no entrenados al no tener conocimiento profundo

del producto no pueden inclinarse por preferencias nutricionales y/o

alimenticias que pudieran afectar los resultados de la prueba, es decir que

estos datos reflejan a la gran mayoría de posibles consumidores de Pleurotus

ostreatus (orellanas) en Colombia.�

�

�

� �

�

CONCLUSIONES

�

�

��El mejor sustrato para el desarrollo y producción de Pleurotus

ostreatus es el capacho de uchuva ya que alcanzó un porcentaje de

eficiencia biológica de 76.1% en un periodo total de producción de 41

días y una rentabilidad de 39.03 Kg/m2 con excelentes características

organolépticas, considerándose así un sustrato adecuado y eficiente

para el cultivo de este hongo.

��La cáscara de arveja, aunque produjo un porcentaje de eficiencia

biológica de 68,6% demoró 23 días para la corrida del micelio y en

consecuencia un periodo total de producción de 49 días, lo cual indica

que puede ser un sustrato utilizable, sin embargo, la aceptación del

producto en la prueba sensorial realizada no fue la esperada y los

hongos obtenidos a partir de este sustrato fueron considerados una de

las de menor aceptabilidad.

��La tusa de mazorca fue el sustrato que produjo el menor porcentaje de

eficiencia biológica, obteniendo un valor de 57% y periodo total de

producción de 52 días, lo cual hace que no se pueda recomendar

como un sustrato rentable y eficiente para el cultivo de este hongo

para una producción a gran escala, ya que la aceptabilidad del

producto no asegura un buen posicionamiento en el mercado.

��El aserrín de roble utilizado como control fue más eficiente que la

cáscara de arveja y la tusa de mazorca, con un periodo total de

producción de 39 días., corroborándolo como un sustrato eficiente,

rentable para la producción del hongo y utilizable como cultivo control.

� �

��Se demostró que a gran escala el capacho de uchuva genera una

rentabilidad de 39.03 Kg/m2, superando al sustrato control en

aproximadamente 3 Kg, lo cual lo hace considerarse un residuo

adecuado y competente para el cultivo de Pleurotus ostreatus.

��Se demostró que el tipo de sustrato de residuo agroindustrial utilizado

como fuente de carbono influye significativamente sobre la producción

y crecimiento de Pleurotus ostreatus.

�

��Se confirmó que la metodología realizada durante el desarrollo de

investigación es la adecuada para el cultivo de Pleurotus ostreatus

teniendo en cuenta que se manejen los rangos óptimos de

temperatura, humedad y luz durante el desarrollo de cada etapa del

proceso.

� �

9. RECOMENDACIONES

��Realizar análisis detallados de la composición química y estructural de

cada uno de los residuos, y así determinar la posible interferencia en

el crecimiento y desarrollo de Pleurotus ostreatus por parte de algún

compuesto del residuo.

�

��Desarrollar estudios en la composición química del capacho de

uchuva para determinar el factor exacto que incrementa la producción

del producto de Pleurotus ostreatus.

��Efectuar mezclas de diferentes sustratos variando el tamaño de la

partícula de los residuos que se vayan a utilizar como fuente de

carbono para establecer si tiene influencia en el porcentaje de

eficiencia biológica en la producción del hongo Pleurotus ostreatus.

��Realizar un análisis químico de la composición de los carpóforos

obtenidos a partir de cada uno los sustratos para determinar si el

residuo en el que se cultiva influye en esta característica.

�

� �

10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

• AGUDELO, J. RAMÍREZ, A. 2002. [En Línea]: Robledales en

Colombia. http://www.monografias.com/trabajos11/roco/roco.shtml �

[Consulta: 09 Feb. 2006]

• ANZALDUA, A. 1994. La evaluación sensorial de los alimentos en la

teoría y la práctica. Editorial Acribia, S.A. Zaragoza, España.198 págs.

• ARIAS, T. 1993. Manejo y consumo de leña en un municipio rural de

subsistencia: Alcozauca, Guerrero. Tesis de Licenciatura. Facultad de

Ciencias, UNAM. México.

• ATLAS, R. BARTHA, R. 2002. Ecología microbiana y microbiología

ambiental. Cuarta Edición. Editorial Adisson Wesley. Madrid, España.

677 págs.

• ARGUIÑANO, L. 2004. Estudio de la velocidad de crecimiento del

micelio de monocariontes e híbridos dicariontes obtenidos de los

mismos en Pleurotus ostreatus. Trabajo de grado. Universidad

Pública de Navarra. Pamplona, España.

• AZCON-BIETO, J. TALON, M. 1993. Fisiología y Bioquímica Vegetal.

Primera Edición. McGraw-Hill Interamericana. Madrid, España. 476

págs.

• BONZOM, P. NICOLAOU, A. BALDEO, W. 1999. NMR lipid profile of

Pleurotus ostreatus. Phytochemestry. 50: 1311-1321.

• BOCK, M. SACHEZ-PILCHER, J. MCKEE, L. ORTIZ, M. 1995.

Selected nutritional and quality analyses of tomatillos (Physalis

ixocarpa). Plant Foods of Human Nutrition. Septiembre. 48:127-133.

• CABRERA T., J. CASAS, F., ROJAS, C. Y VIVEROS, S. 1998.

Alimentos en la naturaleza. Algunas plantas comestibles, silvestres

arvenses y ruderales. SEMARNAP. México, D.F. 245 págs.

� �

• CARDONA, L. F. 2001. Anotaciones acerca de la bromatología y el

cultivo del hongo comestible Pleurotus ostreatus. Revisión

bibliográfica. Crónica forestal y del medio ambiente. 16: 99-119

• CARPENTER, R. LYON, D. HASDELL, T. 2002. Análisis sensorial en

el desarrollo y control de la calidad de alimentos. Editorial Acribia.

Zaragoza, España. 191 págs.

• CENTRO DE INFORMACIÓN DE ASOHOFRUCOL. 2005. [En Línea]:

Más vida, salud y sabor. Disfruta ya de las frutas. Uchuva

<http://frutasyhortalizas.com.co/portal/Business/product_view.php>

[Consulta: 15 Nov. 2005]

• CENTRO DE INFORMACIÓN DE ASOHOFRUCOL. 2005. [En Línea]:

Orellana. Más vida, salud y sabor.

http://frutasyhortalizas.com.co/portal/includej/hongos_orellana.php


• COLCIENCIAS. 2004. [En Línea]: Una alternativa productiva y

alimenticia. La seta de la esperanza.

http://www.colciencias.gov.co/agenda/pn96.html [Consulta: 26 Nov.

2005]

• CURVETTO, N. 2004. Biotecnología en hongos superiores. Parte I.

Revista AgroUNS. No. 2. Año I: 12-15

• DANIEL, W. 2002. Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias

de la salud. Cuarta Edición. Editorial Limusa. México. 153 págs.

• DANIEL, W. 1981. Estadística con aplicaciones a las ciencias sociales

y a la educación. Capitulo 6. Editorial McGraw Hill. México. 504 págs.

• ESCOBAR, J. 2002. [En Línea]: Programa especial de Seguridad

Alimentaria en coordinación INTECAP-FAO-PESA. Cooperación

Española. Jovotan. http://www.fao-

sict.un.hn/documentos_interes/19_permacultura_aplicada.pdf#search=

%22Programa%20especial%20de%20Seguridad%20Alimentaria%20e

� �

n%20coordinaci%C3%B3n%20%2B%20INTECAP%20%2B%20FAO%

22 . [Consulta: 16 May. 2006]

• FAIGUENBAUM, H. 1990. Morfología, crecimiento y desarrollo de la

arveja (Pisum sativum L.). Proyecto docente. Pontificia Universidad

Católica de Chile, Santiago, Chile.

• FENNEMA, O. 2000. Química de los alimentos. Segunda Edición.

Editorial Acribia S.A. Zaragoza, España. 1258 págs.

• FERNANDEZ, F. 2004. Guía Práctica de producción de Setas

(Pleurotus spp.). Fungitec Asesorias. Guadalajara, Jalisco. México.

Marzo.

• GAITAN, R. 2000. Obtención de Carpóforos de Lentinula sp. y

Pleurotus sp. en residuos de la madera de pino y bagazo de la caña

de azúcar. Trabajo de maestría. Instituto de Ecología. México.

• GARCIA, M. ROLLAN, M. 1991. Cultivo de setas y trufas. Editorial

Mundi-Prensa. Madrid. España. 239 págs.

• GRANADOS, S. 2004. Orellana Sajor. Manual cultivo de setas

comestibles tropicales. Armenia. Colombia.

• GUZMÁN. G. 1980. [En Línea]: Un gran desconocido: el hongo.

México desconocido No. 48. Noviembre 1980.

http://www.mexicodesconocido.com.mx/espanol/naturaleza/flora/detall

e.cfm?idpag=3458&idsec=10&idsub=31 [Consulta: 26 Nov. 2005]

• GUZMÁN G. MATA G. 1993. El cultivo de los hongos comestibles, con

especial atención a especies tropicales y subtropicales en esquilmos y

residuos agro-industriales. Trabajo de grado. Instituto Politécnico

Nacional. México.

• HAMI, H. 1990. Cultivation of Oyster Mushroom. (Pleurotus spp.) on

sawdust of different woods. M.Sc. Thesis. Departament of Plant

Pathology, University of Agriculture. Faisalabad, Pakistán.

� �

• HERNÁNDEZ-IBARRA, H. SANCHEZ-VASQUEZ, J. CLAVO-BADO,

L. 1995. Estudio de 5 cepas nativas de Pleurotus de la región de

Tapachula, Chiapas, México. Revi. Mex Micol. 11:29-38

• HERRERA, T. ULLOA, M. 1990. El reino de los hongos. Micología

básica y aplicada. UNAM y FCE. México. 552 págs.

• HURTADO, H. 2005. [Comunicación personal]: Administrador

agropecuario de las plantaciones de la Escuela de Tecnologías de La

Universidad Católica de Colombia. Kilómetro 21 Vía Carrera 7. La

Caro. Chía, Cundinamarca. Colombia [Consulta: 30 Nov. 2005]

• IRIARTE, C. 2003. Estudio de la producción y secreción de enzimas

celulolíticas en micelios rápidos y lentos de P. ostreatus. Trabajo de

grado. Ingeniero Técnico Agrícola. Universidad Pública de Navarra.

Pamplona, España.

• KHAN, S. SIDDIQUI, M. 1989. Some studies on the cultivation of

Oyster Mushroom (Pleurotus spp.) on lignocellulosic by products of

textile industry. Mushroom Science. 12: 121-128

• KEIZER, G. 1997. [En Línea]: Pleurotus ostreatus.

Paddestoelenencyclopedie. Rebo Productions.�

http://home.hccnet.nl/andre.biemans/zwamstart.html [Consulta: 27

Nov. 2005]

• KIRK, T. FARRELL, R. 1987. Enzymatic “combustion”: the microbial

degradation of lignin. Annual Review of Microbiology. 41:465-505.

• KONEMAN, E. 1997. Micología: práctica de laboratorio. Tercera

Edición. Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. 221 págs.

• KUES, U. LIU, Y. 2000. Fructing body production in Basidiomycetes.

Applied Microbiology and Biotechnology. 54: 141 – 152

• LEVEAU, J.Y. BOUIX, M. 2000. Microbiología Industrial: Los

microorganismos de interés industrial. Editorial Acribia S. A. Zaragoza,

España.

� �

• MADIGAN, M.T. MARTINKO, J.M. PARKER, J. 1997. Brock Biology of

microorganisms. 8th Edition. Editorial Prentice Hall. New Yersey,

U.S.A. 986 págs.

• MAGAE, Y. KAKIMOTO, Y. KASHIWAGI, Y. SASAKI, T. 1995.

Fructing body formation from regenerated mycelium of Pleurotus

ostreatus protoplasts. Applied and environmental Microbiology. Feb

49: 441-442.

• MAILER, R. 2000. Enviromental Microbiology. Editorial Academic. San

Diego, California. 346 págs.

• MARTIN, A. 1981. Introducción a la microbiología del suelo. AGT

editores, México. Páginas 47-61.

• MILES, P. CHANG, S. 1997. Mushroom biology, Concise Basics and

current development. First Edition. Ed. World scientific. Singapore.

• MINISTERIO DE AGRICULTURA Y DESARROLLO RURAL y

CORPOPRACIÓN COLOMBIA INTERNACIONAL. 2002. [En Línea]:

Principales productos hortofrutícolas. Mapas - Arveja.

http://www.cci.org.co/Manual%20del%20Exportador/Desempeno_prod

/princ_prod_mapas/princ_prod11.htm [Consulta: 26 Nov. 2005]

• MOJICA, J. MOLANO, C. 2006. Determinación de carbono total y

nitrógeno total del capacho de uchuva, la cáscara de arveja y la tusa

de mazorca. Laboratorio Químico Analítica de Agua. E.U. Marzo.

Bogota, Colombia

• MOORE, E. 1996. Fundamental of the Fungi. 4th Edition. Prentice-Hall.

New Yersey, U.S.A. 1455 págs.

• NAIR, N. SONG, C. JIANG, J. CHO, K. 1989. Lipid profile of Pleurotus

spp. Annual Applied Biology. 114:165-176.

• NAVARRO, J. M. 2005. [En Línea]: Hongos En Aragón.

http://www.aragonesasi.com/natural/hongos/ [Consulta: 17 Nov. 2005]�

� �

• OEI, P. 2003. Mushroom cultivation. Tercera edición. Backhuys

Publishers. Leiden, Holanda ��

• PANARAMICA. INC. 2002. [En Línea]: Bollos de maíz nuevo (50

unidades). http://www.chorrera.com/info/comidas/default.asp?id=001


• PEREZ, J. C. URREA, R. CARABALLO, U. NAVAS, A. 2005. [En

Línea]: Manejo del cultivo de maíz en la costa Atlántica de Colombia.

Centro de investigación Turipana. Corpoica.

http://www.turipana.org.co/mane_maiz.htm [Consulta: 17 Nov. 2005]

• PIRE, D.V. 2001. [En Línea]: Las asombrosas setas. Mayo 15.

Argentina.

http://agronet.com.mx/cgi/articles.cgi?Action=Viewhistory&Article=1&T

ype=A&Datemin=2001-05-01%2000:00:00&Datemax=2001-05-

31%2023:59:59 [Consulta: 15 Nov. 2005]

• PINZÓN, M. 2006. [Comunicación personal]. Asesoría en aplicaciones

estadísticas a los trabajos de grado. Facultad de Ciencias. [Consulta:

12-25 May. 2006]

• POTTER, N. H. HOTCHKISS, J. H. 1995. Ciencia de los alimentos.

Editorial Acribia S.A. Zaragoza, España. 667 págs.

• QUIMIO, T. H. 1990. Technical guidelines for mushroom growing in the

tropics. FAO. 155 págs.

• REGÉS, R. 1990. [En Línea]: El cultivo de hongos la ecología y la

situación actual. C.D.E.E.A. Enero.

http://www.cdeea.com/loshongosylaecologia.htm [Consulta: 26 Nov.

2005]

• RODRÍGUEZ-VALENCIA, N. GOMEZ-CASTRO, F. 2001. Cultivo de

hongos comestibles en pulpa de café. Programa de investigación

científica. Avances técnicos 285. Cenicafe. Marzo: Págs. 1-8.

� �

• RODRIGUEZ, S. FERNANDEZ, M. BERMUDEZ, R. C. MORRIS, H.

2003. Tratamiento de efluentes industriales coloreados con Pleurotus

spp. Centro de estudios de biotecnología industrial. Santiago de Cuba,

Cuba. Rev Iberoam Micol. 20:164-168.

• ROMERO, J. RODRIGUEZ, M. PÉREZ, R. 2000. Pleurotus ostreatus.

Importancia y tecnología de cultivo. Universidad de Cienfuegos “Carlos

Rafael Rodríguez”. Cuatro caminos, Ciudad de Cienfuegos. 155 págs.

• ROSSELLI, P. BETANCUR, J. FERNÁNDEZ, L. 1997. Diversidad

florística en dos bosques sub-andinos del sur de Colombia. Caldaria

Vol. 19. No.1-2: 205- 2034

• SALDARRIAGA, Y. 2001. Manual de micología aplicada. Primera

edición. Universidad de Antioquia

• SHAN, Z. ASHRAF, M. ISHTIAQ, C. 2004. Comparative study on

cultivation and yield performance of Oyster Mushroom (Plreurotus

ostreatus) on different substrates (Wheat Straw, Leaves, Saw dust).

Pakistan Journal of Nutrition. Vol 3. No. 3: 158-160.

• SOHI, H. UPADAHYAY, R. 1989. Effect of the temperature on mycelial

growth of Pleurotus species and their yield performance on selected

substrates. Mushroom Science. Vol 12: 49-56

• SOLANO, C. ROA, C. 2005. El Roble, ¿Veda o no veda?. Documento

de apoyo. Fundación Natura. Colombia.

• SOLOMON, E.P. BERG, L. R. MARTIN, D. W. VILLEE, C. 1996.

Biología de Villee. Tercera Edición. Ed. Interamericana McGRaw-Hill.

Mexico, D.F.

• STAMETS, P. 2000. Growing gourmet and medicinal mushrooms.

Third Edition. Ten Speed Press. Berkeley, Toronto.

• STAMETS, P. 2003. Mycomedicinal: an information booklet on

medicinal mushroom. Editorial Olympia

� �

• TORRES, M. G. 2003. Potencial de la microbiota nativa comestible y

medicinal en el municipio de Quibdo. Investigadora asociada.

Universidad Tecnológica del Chocó.

• WAINWRIGHT, M. 1995. Introducción a la biotecnología de los

hongos. Editorial acribia s.a. zaragoza, España.

• ZANOTTI-CAVAZZONI, J. C. 2000. Screening de hongos comestibles

que crecen en paraguay. Facultad de Ciencias Química, Universidad

Nacional de Asunción. Revista de Ciencia y Tecnología. Paraguay.

Vol. 1 No. 2.

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ANEXO 1

RESUMEN DE LA PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus EN CADA

UNO DE LOS SUSTRATOS EVALUADOS

VARIABLE ANALIZADA

CAPACHO DE UCHUVA

CÁSCARA DE ARVEJA

TUSA DE MAZORCA

ASERRÍN DE ROBLE

Tiempo total de cultivo (Días) 41 49 52 39

Corrida del micelio (Días) 20 23 27 18

No. de hongos producidos 65 51.4 34.5 58.9

Diámetro promedio por

bolsa (cm) 5.87 5.47 5.53 5.77

Peso fresco (g) 761 686 567 700

Eficiencia biológica % 76.1 68.6 56.7 70

RENDIMIENTO (Kg/cm2) 7.43 6.7 5.54 6.84

Los valores reportados son el promedio de las diez bolsas cultivadas en cada sustrato.

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ANEXO 2

ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS OBTENIDOS DEL

CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus

• ANÁLISIS DEL NÚMERO DE HONGOS PRODUCIDOS EN CADA SUSTRATO

Análisis de Varianza

Análisis de varianza de un factor

RESUMEN Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

CAPACHO DE UCHUVA 10 650 65 32.2222222

ASERRÍN DE ROBLE 10 589 58.9 56.3222222

CÁSCARA DE ARVEJA 10 514 51.4 29.8222222

TUSA DE MAZORCA 10 345 34.5 36.7222222

ANÁLISIS DE VARIANZA

Origen de las variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad Valor crítico

para F

Entre grupos 5224.1 3 1741.36667 44.9127382 2.9653E-12 2.86626556

Dentro de los grupos 1395.8 36 38.7722222

Total 6619.9 39

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Prueba t de student

Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas desiguales

CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE

Media 65 58.9 Varianza 32.22222222 56.32222222 Observaciones 10 10

Diferencia hipotética de las medias 0

Grados de libertad 17 Estadístico t 2.049977887 P(T<=t) una cola 0.028058652 Valor crítico de t (una cola) 1.739606716

P(T<=t) dos colas 0.056117304

Valor crítico de t (dos colas) 2.109815559


CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE

Media 51.4 58.9 Varianza 29.82222222 56.3222222 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0

Grados de libertad 16 Estadístico t -2.555333721 P(T<=t) una cola 0.010586816 Valor crítico de t (una cola) 1.745883669

P(T<=t) dos colas 0.021173632

Valor crítico de t (dos colas) 2.119905285

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• ANÁLISIS DEL TAMAÑO DE LOS CARPOFOROS PRODUCIDOS EN CADA

SUSTRATO


Análisis de varianza de un factor RESUMEN

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 10 58.6 5.860.26488889 ASERRÍN DE ROBLE 10 57.7 5.770.27788889 CÁSCARA DE ARVEJA 10 54.7 5.470.35344444 TUSA DE MAZORCA 10 55.3 5.53 0.369 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de libertad

Promedio de los cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos 1.05075 3 0.350251.10731536 0.35881846 2.86626556Dentro de los grupos 11.387 36 0.31630556 Total 12.43775 39

Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE

Media 5.8100 5.7700 Varianza 0.3477 0.2779 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 18 Estadístico t 0.1599 P(T<=t) una cola 0.4374 Valor crítico de t (una cola) 1.7341 P(T<=t) dos colas 0.8747 Valor crítico de t (dos colas) 2.1009

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Media 5.47 5.77 Varianza 0.35 0.28 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 18 Estadístico t -1.19 P(T<=t) una cola 0.12 Valor crítico de t (una cola) 1.73 P(T<=t) dos colas 0.25 Valor crítico de t (dos colas) 2.10


TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE

Media 5.53 5.77 Varianza 0.369 0.277888889 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0

Grados de libertad 18

Estadístico t -0.94 P(T<=t) una cola 0.18 Valor crítico de t (una cola) 1.73

P(T<=t) dos colas 0.36 Valor crítico de t (dos colas)

2.10

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• ANÁLISIS DEL PESO FRESCO PRODUCIDO EN CADA SUSTRATO



Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 10 7610 761 1521.11111 ASERRÍN DE ROBLE 10 7000 700 511.111111 CÁSCARA DE ARVEJA 10 6860 686 293.333333 TUSA DE MAZORCA 10 5670 567 10690 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad Promedio de los cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos 197570 3 65856.6667 20.2393717 7.3929E-08 2.86626556

Dentro de los grupos 117140 36 3253.88889 Total 314710 39

Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE Media 761 700 Varianza 1521.111111 511.1111111 Observaciones 10 10

Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 14 Estadístico t 4.279019218 P(T<=t) una cola 0.000381974 Valor crítico de t (una cola) 1.761310115 P(T<=t) dos colas 0.000763948 Valor crítico de t (dos colas) 2.144786681

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CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media 686 700 Varianza 293.3333333 511.1111111 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 17 Estadístico t -1.560917707 P(T<=t) una cola 0.0068482589 Valor crítico de t (una cola) 1.739606716 P(T<=t) dos colas 0.136965179 Valor crítico de t (dos colas) 2.109815559


TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE Media 567 700 Varianza 10690 511.1111111 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 10 Estadístico t -3.973938011 P(T<=t) una cola 0.001313284 Valor crítico de t (una cola) 1.812461102 P(T<=t) dos colas 0.002626569 Valor crítico de t (dos colas) 2.228138842

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• ANÁLISIS DE LA EFICIENCIA BIOLÓGICA OBTENIDA EN CADA SUSTRATO



Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 10 761 76.1 15.2111111 ASERRÍN DE ROBLE 10 700 70 5.11111111 CÁSCARA DE ARVEJA 10 686 68.6 2.93333333 TUSA DE MAZORCA 10 567 56.7 106.9 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


para F Entre grupos 1975.7 3 658.566667 20.2393717 7.3929E-08 2.86626556 Dentro de los grupos 1171.4 36 32.5388889 Total 3147.1 39

Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE Media 76.1 70 Varianza 15.21111111 5.111111111 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 14 Estadístico t 4.279019218 P(T<=t) una cola 0.000381974 Valor crítico de t (una cola) 1.761310115 P(T<=t) dos colas 0.000763948 Valor crítico de t (dos colas) 2.144786681

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CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media 68.6 70 Varianza 2.933333333 5.111111111 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 17 Estadístico t -1.560917707 P(T<=t) una cola 0.0068482589 Valor crítico de t (una cola) 1.739606716 P(T<=t) dos colas 0.136965179 Valor crítico de t (dos colas) 2.109815559


TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE Media 56.7 70 Varianza 106.9 5.111111111 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 10 Estadístico t -3.973938011 P(T<=t) una cola 0.001313284 Valor crítico de t (una cola) 1.812461102 P(T<=t) dos colas 0.002626569 Valor crítico de t (dos colas) 2.228138842

� �

�� ANÁLISIS DEL RENDIMIENTO OBTENIDO EN CADA SUSTRATO



Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 10 74.34 7.434 0.14413778 ASERRÍN DE ROBLE 10 68.39 6.839 0.05001 CÁSCARA DE ARVEJA 10 67.02 6.702 0.02819556 TUSA DE MAZORCA 10 55.37 5.537 1.01917889 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


para F Entre grupos 18.89914 3 6.29971333 20.2967397 7.1635E-08 2.86626556 Dentro de los grupos 11.1737 36 0.31038056 Total 30.07284 39

Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE Media 7.434 6.839 Varianza 0.144137778 0.05001 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 15 Estadístico t 4.27022495 P(T<=t) una cola 0.000335414 Valor crítico de t (una cola) 1.753050325 P(T<=t) dos colas 0.000670827 Valor crítico de t (dos colas) 2.131449536

� �



Media 6.702 6.839 Varianza 0.028195556 0.05001 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 17 Estadístico t -1.549179582 P(T<=t) una cola 0.069876688 Valor crítico de t (una cola) 1.739606716 P(T<=t) dos colas 0.139753376 Valor crítico de t (dos colas) 2.109815559


TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE Media 5.537 6.839 Varianza 1.019178889 0.05001 Observaciones 10 10 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 10 Estadístico t -3.98183964 P(T<=t) una cola 0.001296623 Valor crítico de t (una cola) 1.812461102 P(T<=t) dos colas 0.002593247 Valor crítico de t (dos colas) 2.228138842

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ANEXO 3

NÚMEROS ALEATORIOS DE LA PRUEBA SENSORIAL

PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO

(HONGOS COMESTIBLES)

4507: CAPACHO DE UCHUVA

1703: ASERRÍN DE ROBLE

2575: CÁSCARA DE ARVEJA

7721: TUSA DE MAZORCA

PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS (HONGOS COMESTIBLES)

4507: CAPACHO DE UCHUVA

1703: CÁSCARA DE ARVEJA

2575: ASERRÍN DE ROBLE

7721: TUSA DE MAZORCA

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ANEXO 4

FORMATO DE EVALUACIÓN DE LA PRUEBA SENSORIAL

FECHA: . NOMBRE: . OCUPACIÓN: .

PRODUCTO: ORELLANAS EN FRESCO (HONGOS COMESTIBLES)

Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras.

Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra.

Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.

Más me gusta

Menos me gusta

MUCHAS GRACIAS

Comentarios:

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FECHA: . NOMBRE: . OCUPACIÓN: .

PRODUCTO: ORELLANAS SALTEADAS (HONGOS COMESTIBLES)

Sobre la mesa encontrara cuatro vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cuatro muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras.

Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra.

Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.

Más me gusta

Menos me gusta

MUCHAS GRACIAS

Comentarios:

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ANEXO 5

ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LA PRUEBA SENSORIAL

• ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS EN FRESCO



Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 30 12,36 0,412 0,52013379 ASERRIN DE ROBLE 30 -0,86 -0,02866667 0,36008782 CÀSCARA DE ARVEJA 30 -7,12 -0,23733333 0,50354437 TUSA DE MAZORCA 30 -28,11 -0,937 0,08880103 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


para F Entre grupos 28,4532492 3 9,48441639 25,7629468 7,6192E-13 2,682809415 Dentro de los grupos 42,7044433 116 0,36814175 Total 71,1576925 119

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Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRIN DE ROBLE Media 0,412 -0,028666667 Varianza 0,520133793 0,360087816 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 56 Estadístico t 2,572615102 P(T<=t) una cola 0,006385746 Valor crítico de t (una cola) 1,672522304 P(T<=t) dos colas 0,012771491 Valor crítico de t (dos colas) 2,003240704


CÀSCARA DE ARVEJA ASERRIN DE ROBLE Media -0,237333333 -0,028666667 Varianza 0,503544368 0,360087816 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 56 Estadístico t -1,229841933 P(T<=t) una cola 0,111949078 Valor crítico de t (una cola) 1,672522304 P(T<=t) dos colas 0,223898156 Valor crítico de t (dos colas) 2,003240704

TUSA DE MAZORCA ASERRIN DE ROBLE Media -0,937 -0,02866667 Varianza 0,088801034 0,36008782 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 42 Estadístico t -7,425684104 P(T<=t) una cola 1,79984E-09 Valor crítico de t (una cola) 1,681952358 P(T<=t) dos colas 3,59969E-09

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Valor crítico de t (dos colas) 2,018081679

ANÁLISIS DE LA ACEPTABILIDAD DE ORELLANAS SALTEADAS



Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza CAPACHO DE UCHUVA 30 7.51 0.25033333 0.5304654 ASERRIN DE ROBLE 30 -5.92 -0.19733333 0.5884892 CÀSCARA DE ARVEJA 30 -2.06 -0.06866667 0.42301885 TUSA DE MAZORCA 30 -29.44 -0.98133333 0.03430161 ANÁLISIS DE VARIANZA


Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los


para F

Entre grupos 24.6250558 3 8.20835194 20.8297452 7.2578E-11 2.68280941 Dentro de los grupos 45.7119767 116 0.39406876 Total 70.3370325 119

Prueba t de student


CAPACHO DE UCHUVA ASERRÍN DE ROBLE Media 0.25033333 -0.19733333 Varianza 0.5304654 0.5884892 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 58 Estadístico t 2.31797716 P(T<=t) una cola 0.01199924 Valor crítico de t (una cola) 1.67155276 P(T<=t) dos colas 0.02399848 Valor crítico de t (dos colas) 2.00171747

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CÁSCARA DE ARVEJA ASERRÍN DE ROBLE Media -0.06866667 -0.19733333 Varianza 0.42301885 0.5884892 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 56 Estadístico t 0.70071596 P(T<=t) una cola 0.24319084 Valor crítico de t (una cola) 1.6725223 P(T<=t) dos colas 0.48638168 Valor crítico de t (dos colas) 2.0032407


TUSA DE MAZORCA ASERRÍN DE ROBLE Media -0.98133333 -0.19733333 Varianza 0.03430161 0.5884892 Observaciones 30 30 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 32 Estadístico t -5.44133663 P(T<=t) una cola 2.7501E-06 Valor crítico de t (una cola) 1.6938887 P(T<=t) dos colas 5.5002E-06 Valor crítico de t (dos colas) 2.03693333

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EVALUACION DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCION … · determinar el mejor residuos o residuos sobre el cual este hongo genera un crecimiento y una producción de alta calidad. Los sustratos