Embed Size (px)
Citation preview
INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA
DO TRIÂNGULO MINEIRO – Câmpus Uberaba
MESTRADO PROFISSIONAL EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE
ALIMENTOS
CELSO TADEU BARBOSA DOS SANTOS
AVALIAÇÃO MICROBIOLÓGICA DE Enterococcus E
Enterobacteriaceae DURANTE O PROCESSAMENTO DE
HORTALIÇAS FOLHOSAS EM UNIDADE DE ALIMENTAÇÃO E
NUTRIÇÃO DE UM HOSPITAL UNIVERSITÁRIO
UBERABA - MG
2015
CELSO TADEU BARBOSA DOS SANTOS
Avaliação microbiológica de Enterococcus e Enterobacteriaceae durante o processamento de hortaliças folhosas em Unidade de Alimentação e Nutrição
de um Hospital Universitário.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, do Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Triângulo Mineiro, como requisito para conclusão e obtenção do Título de Mestre em Ciência e Tecnologia de Alimentos.
Orientadora:
Profa. Dra. Carolina Rodrigues da
Fonseca
UBERABA – MG 2015
Ficha Catalográfica elaborada pelo Setor de Referência do IFTM –
Campus Uberaba-MG
Santos, Celso Tadeu Barbosa dos
S59a Avaliação microbiológica de Enterococcus e Enterobacteriaceae durante o
processamento de hortaliças folhosas em unidade de alimentação e nutrição de um
hospital universitário /
Celso Tadeu Barbosa dos Santos – 2015.
78 f. : il
Orientador: Profa. Dra. Carolina Rodrigues da Fonseca
Dissertação (Mestrado Profissional em Ciência e Tecnologia de Alimentos) Instituto Federal do Triângulo Mineiro- Campus Uberaba-MG, 2015.
1. Alface. 2. Micro-organismos. 3. Ambiente hospital. 4. Antimicrobianos. I. Santos, Celso Tadeu Barbosa dos. II. Fonseca, Carolina Rodrigues
da. III. Título.
CDD 664.001579
CELSO TADEU BARBOSA DOS SANTOS
AVALIAÇÃO MICROBIOLÓGICA DE ENTEROCOCCUS E ENTEROBACTERIACEAE DURANTE O PROCESSAMENTO DE HORTALIÇAS FOLHOSAS EM UNIDADE DE ALIMENTAÇÃO E NUTRIÇÃO DE UM HOSPITAL
UNIVERSITÁRIO.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, do Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Triângulo Mineiro, como requisito para conclusão e obtenção do Título de Mestre em Ciência e Tecnologia de Alimentos.
Aprovada em 31 de julho de 2015
Banca examinadora
__________________________________________________________________
Profa. Dra. Carolina Rodrigues da Fonseca (Orientadora) – IFTM, campus Uberaba
__________________________________________________________________
Profa. Dra. Fernanda Barbosa Borges Jardim – IFTM, campus Uberaba
__________________________________________________________________
Profa. Dra. Mônica Hitomi Okura – Universidade Federal do Triângulo Mineiro
UBERABA, MG
2015
Escolhe um trabalho de que gostes e não terás que trabalhar nem um dia da
tua vida.
Confúcio
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, o essencial.
Também à minha orientadora Dra. Carolina, que mesmo na circunstância de
entrar para o Instituto e já ter-me como Orientando acolheu-me de coração,
sobretudo, por suas diretrizes e correções no trabalho.
Ao meu co-orientador Dr. Anderson, pelo acompanhamento diário e a quem
de fato se deve a ideia deste trabalho.
Minha gratidão a todos os Funcionários e Coordenadores da Unidade de
Alimentação e Nutrição estudada, que sempre me receberam com muito carinho.
À Dra. Deborah e à Dra. Mônica por todas às correções e sugestões na
qualificação, imprescindíveis ao perfeito andamento deste trabalho.
À minha cunhada Fernanda por ter feito com todo cuidado todas as correções
linguísticas da qualificação.
À minha esposa Josiane, meu sustentáculo.
Às minhas filhas Ana Gabriele e Alessa Beatriz e meu filho Eric, razões para
viver e sonhar.
À minha sogra Dona Vera, que com sua dedicação nos permite crescer.
Aos meus Pais, que para comprar meus livros e os do meu irmão, de sol a sol
trabalharam, meu Pai de servente de pedreiro - em suas férias. Minha Mãe, lavando
malas de roupas para fora de casa. Profundamente grato sou por acreditar que
qualquer conquista, em se tratando de estudos, depende disto. A decorrência do
tempo não pode apagar isso.
Aos meus Familiares pelo incentivo contínuo.
À Dona Miguela, uma notável senhora aposentada, que trabalha como
voluntária ajudando a mim e a muitos para que continuem estudando.
À Sonia que resolve todos os problemas e nos tranquiliza para continuar.
Aos meus Colegas, Coordenadores, Professores e Servidores do Curso de
Pós-Graduação, onde tive a oportunidade de fazer novos amigos e aprender tanto
sobre alimentos em um curto espaço de tempo.
Ao diretor José Divino e meus Amigos da Escola Frei Eugênio, que fizeram
de tudo para que eu pudesse fazer o curso.
Ao Departamento de Formação Continuada da Secretaria de Educação,
nas pessoas de Fabiene e Wanilsen; minha sincera gratidão pelo apoio, inclusive
com a licença de trabalho.
Ao Dr. Paulo Roberto que me ajudou até mesmo com materiais e a Dra.
Adriana que cedeu as Cepas de referência.
A todos os Amigos da Microbiologia; da Disciplina e do Setor de Análises
Clínicas, pelo companheirismo, ajuda e amizade.
Aos meus atuais chefes Dra. Adriana, Dr. Anderson e Dr. André, que me
possibilitaram a realização deste trabalho. E a dois chefes de outrora que sempre
confiaram na minha capacidade profissional, Dr. César e Dr. Mário Léon.
Aos amigos que me repassaram seus conhecimentos sobre laboratório
imensamente agradeço representados por Dona Aparecida Azevedo, Dona
Aparecida Paixão, Elade, José Wilson, Pedro Henrique e Sebastião Rodrigues.
Aos meus amigos Renato e Luciano que nesta dissertação muito me
ajudaram.
RESUMO Avaliação microbiológica de Enterococcus e Enterobacteriaceae durante o processamento de hortaliças folhosas em unidade de alimentação e nutrição de um hospital universitário. Amostras de alface (Lactuca sativa) e chicória (Cichorium intybus) recebidas por uma Unidade de Alimentação Nutricional (UAN) de um Hospital Universitário do Triângulo Mineiro – MG foram coletadas, por 10 vezes em períodos distintos, em diferentes etapas do processo de preparo: logo após a recepção na UAN, logo após a lavagem com água corrente, logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio e pronta para o consumo pelos pacientes do hospital. Foram realizadas contagens das populações de bactérias aeróbias mesófilas, Enterococcus spp. e Enterobacteriaceae das amostras, comparando-se as populações ao longo do processo de preparo. Das populações encontradas nas amostras prontas para o consumo, ou seja, que sobreviveram ao processo de higienização, foram selecionadas ao acaso 10 colônias de Enterococcus spp. e 10 de Enterobacteriaceae de cada coleta, isolando-as para a identificação da espécie e do perfil de sensibilidade a diversos antimicrobianos largamente utilizados na área clínica. As populações de mesófilos das amostras logo após a recepção variaram entre 1,11 x 107 e 1,08 x 109 UFC.g-1, sendo reduzidas durante as etapas de lavagem e sanitização, alcançando valores entre 104-105 UFC.g-1. Os Enterococcus spp. estiveram em populações entre 5,1 x 103 e 1,86 x 106 UFC.g-1 nas amostras recém-recebidas e entre 2,20 x 102 e 9,28 x 104 UFC.g-1 nas amostras prontas para o consumo. As contagens das populações de Enterobacteriaceae apresentaram valores entre 9,00 x 104 e 8,80 x 106 UFC.g-1, reduzindo-se para populações entre 103-104 UFC.g-1 após a etapa de sanitização. Dos Enterococcus isolados, a maioria foi identificado como E. casseliflavus (72%) e 65% das bactérias deste gênero apresentaram resistência à eritromicina. Das Enterobacteriaceae, foram identificados com maior frequência Enterobacter cloacae (28%), Klebsiella pneumoniae (28%) e Pantoea agglomerans (20%). Dos isolados analisados, um E. clocae mostrou-se resistente a 7 dos antimicrobianos testados em Enterobacteriaceae. Concluiu-se que a contaminação das hortaliças pela UAN é muito elevada, não sendo o processo de higienização adequado para garantir populações mínimas dos micro-organismos estudados, que ao entrar em contato com os pacientes da UAN, muitas vezes em situação de baixa imunidade, podem comprometer as terapias utilizadas no ambiente hospitalar. Palavras-chave: alface, micro-organismos, ambiente hospitalar, antimicrobianos.
ABSTRACT
Microbiological evaluation of Enterococcus spp. and Enterobacteriaceae during leafy vegetables processing at one University Hospital’s Unit of Food and Nutrition (UFN). Samples of lettuce (Lactuca sativa) and chicory (Cichorium intybus) received by one Unit of Food and Nutrition of an University Hospital in Triangulo Mineiro - MG were collected 10 times, in different stages of the preparation process: upon receipt in UFN, after washing with water, after sanitization with sodium hypochlorite solution and ready for consumption by hospital patients. Samples populations counts were performed for mesophilic aerobic bacteria, Enterococcus spp. and Enterobacteriaceae, comparing the populations throughout the preparation process. Ten colonies of Enterococcus spp. and ten of Enterobacteriaceae populations found in each ready-to-eat samples, that is, which survived after the cleaning process, were randomly selected, isolated identified for species and analyzed for susceptibility to antimicrobial widely used in clinical field. The mesophilic populations of samples upon receipt varied between 1.11 x 107 and 1.08 x 109 cfu.g-1, being reduced during washing and sanitizing steps, reaching values between 104-105 cfu.g-1. Enterococcus spp. populations were between 5.1 x 103 and 1.86 x 106 cfu.g-1 in the UFN’s reception samples and between 2.20 x 102 and 9.28 x 104 cfu.g-1 in ready-to-eat samples. The counts of populations of Enterobacteriaceae had values between 9.00 x 104 and 8.80 x 106 cfu.g-1, reducing to between 103-104 cfu.g-1 after the sanitizing step. From Enterococcus isolates, most were identified as E. casseliflavus (72%) and 65% of this group of bacteria were resistant to erythromycin. Enterobacteriaceae were identified more often like Enterobacter cloacae (28%), Klebsiella pneumoniae (28%) and Pantoea agglomerans (20%). From isolates analyzed, one E. clocae was resistant to 7 of the antimicrobials tested in Enterobacteriaceae. It was concluded that contamination of the vegetables received by the UFN is very high, not being the cleaning process appropriate to ensure minimum populations of the studied microorganisms, which when in contact with patients of UFN, often in low immunity situation, can compromise the therapies used in the hospital environment. Keywords: lettuce, microorganisms, hospital environment, antimicrobial.
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
ABNT Associação Brasileira de Normas Técnicas
ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária
APHA American Public Health Association
APPCC Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle
ATCC American Type Culture Collection
BPF Boas Práticas de Fabricação
CCIH Comissão de Controle de Infecção Hospitalar
CDC Centers for Disease Control
CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute
DTA Doenças Transmitidas por Alimentos
E. coli Escherichia coli
ESBL Beta Lactamase de Espectro Estendido
EUA Estados Unidos da América
FAO Food and Agricultural Organization
FDA Food and Drug Administration
HLAR High-level Resistance to Aminoglycosides
IFTM Instituto Federal do Triângulo Mineiro
KPC Klebsiella pneumoniae produtora de carbapenemase
MG Minas Gerais
mg L-1 Miligrama por litro
mL Mililitro
MRSA Staphylococcus aureus resistente à meticilina
NMP Número Mais Provável
OMS Organização Mundial da Saúde
ONU Organização das Nações Unidas
OPAS Organização Pan Americana de Saúde
pH Potencial Hidrogeniônico
PIG Pigmento amarelo
PIR Piruvato
POS Procedimentos Operacionais de Sanitização
PYR L-Pirrolidonil-β-Naftilamida
RAF Rafinose
SAC Sacarose
SBT Sorbitol
SIM Sulfeto Indol motilidade
HUS Síndrome Urémica Hemolítica
SOR Sorbose
SPC Serviço de Patologia Clínica
STEC Escherichia coli produtora de toxina Shiga
TGI Trato Gastro Intestinal
THM Trialometano
UAN Unidade de Alimentação e Nutrição
UFTM Universidade Federal do Triângulo Mineiro
VRBG Violet Red Bile Glucose
VRE Vancomycin Resistant Enterococci
% Porcentagem
µm Micrometro
°C Grau Celsius
Nº Número
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 12
2. REVISÃO DA LITERATURA ................................................................................ 15
2.1 IMPORTÂNCIA DAS HORTALIÇAS NA SEGURANÇA ALIMENTAR ................ 16
2.2 SURTOS OCASIONADOS PELO CONSUMO DE HORTALIÇAS
FOLHOSAS ........................................................................................................ 18
2.3 PRESENÇA DE Enterococcus e Enterobacteriaceae EM HORTALIÇAS E
AMBIENTE HOSPITALAR. ................................................................................. 20
2.3.1 Gênero Enterococcus........................................................................................20
2.3.2 Família Enterobacteriaceae...............................................................................22
2.4 ETAPAS DO PROCESSO DE PREPARAÇÃO DE FOLHOSAS ........................ 23
2.4.1 Processo de sanitização de folhosas................................................................25
2.5 RESISTÊNCIA BACTERIANA A ANTIMICROBIANOS ...................................... 26
3. MATERIAL E MÉTODOS ..................................................................................... 29
3.1 UNIVERSO AMOSTRAL ..................................................................................... 29
3.2 ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS DAS AMOSTRAS DE HORTALIÇAS ............ 30
3.2.1 Contagem de micro-organismos.......................................................................30
3.2.2 Obtenção dos isolados de Enterococcus e Enterobacteriaceae...................... 31
3.2.3 Identificação de Enterococcus...........................................................................31
3.2.4 Identificação das Enterobacteriaceae...............................................................31
3.3 TESTE DE SUSCEPTIBILIDADE AOS
ANTIMICROBIANOS..................................................................................................32
3.4 ANÁLISE
ESTATÍSTICA......................................................................................33
4. RESULTADO E DISCUSSÃO ............................................................................ 334
4.1 OCORRÊNCIA DE MICRO-ORGANISMOS........................................................34
4.2 IDENTIFICAÇÃO DAS ESPÉCIES DE ENTEROCOCCUS SPP. E
ENTEROBACTERIACEAE........................................................................................51
5. CONCLUSÃO ....................................................................................................... 58
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 59
APÊNDICE A ............................................................................................................ 69
APÊNDICE B ............................................................................................................ 72
APÊNDICE C ............................................................................................................ 76
12
1. INTRODUÇÃO
As hortaliças estão sujeitas à contaminação microbiológica por uma série de
espécies microbianas, principalmente de origem entérica, devido à condução dos
processos e etapas para sua produção como a contaminação inicial no campo,
durante o contato destas com o solo. Do grupo de bactérias frequentemente
presentes nestes vegetais, destacam-se as bactérias do gênero Enterococcus e da
família Enterobacteriaceae.
Estes vegetais estão entre os alimentos mais consumidos pela população,
quando tratamos de uma dieta balanceada e equilibrada, estas obrigatoriamente
estão presentes. As Unidades de Alimentação e Nutrição (UANs) dos hospitais
ofertam diariamente aos pacientes hospitalizados hortaliças nas suas refeições,
desde que não haja uma prescrição médica restringindo o seu consumo.
As UANs hospitalares estão inseridas em um contexto no qual sugere-se uma
análise diferenciada em relação à outras UANs existentes. Devemos despender
esforços para compreensão deste ambiente e dos clientes que são atendidos por
seus serviços, como por exemplo: pacientes imunossuprimidos, introdução de
bactérias inócuas que poderão tornar-se patogênicas, o alimento propiciando uma
nova microbiota intestinal a pacientes em uso de antibióticos e sintomas oriundos de
Doenças Transmitidas por Alimentos (DTAs) que podem passar despercebidos
quando somados à doença que levou a internação do paciente.
As Enterobacteriaceae têm se mostrado o melhor grupo de bactérias
bioindicadoras para a avaliação do processo de sanitização em alimentos (SILVA et
al., 2007). Já o gênero Enterococcus embora não seja bom bioindicador do
processo de sanitização devido sua maior resistência, maior sobrevivência no solo e
não ter o trato gastrointestinal (TGI) como habitat exclusivo, mostra-se útil para
averiguação de práticas sanitárias inadequadas. Mais que bactérias bioindicadoras,
estes dois grupos têm chamado a atenção da comunidade cientifica em outro campo
de investigação, o qual trata de infecções hospitalares e dos danos que estas
bactérias podem ocasionar dentro de um hospital, tanto por sua potencial patogenia
ou pela capacidade de transferência de genes de resistência.
13
Os Enterococcus figuram como micro-organismos emergentes, com potencial
epidemiológico nos hospitais, embora tenham o dúbio comportamento de serem
utilizados inclusive como cultura iniciadora em muitos alimentos industrializados.
Inúmeros trabalhos apontam a presença de Enterococcus spp. nas mais variadas
fontes de alimentos, devido à sua capacidade de sobrepujar condições ambientais
extremas e de sanitização. Embora eles não possuam a mesma relevância nas
toxinfecções alimentares que outros micro-organismos, nos últimos anos os
Enterococcus, que até então eram tratados como comensais, passaram a figurar
como uma preocupação mundial devido à importância assumida de serem estes
uma das maiores causas de infecções adquiridas na comunidade e em hospitais,
com o agravante de serem carreadores de genes de resistência intra e
interespecíficas.
Não se sabe ainda o papel da contaminação ambiental na cadeia de
transmissão de bactérias multirresistentes. Sabe-se que a resistência aos
antimicrobianos vem sofrendo um incremento constante. Em ambientes
selecionadores os mecanismos evolucionários são claros. Mas o que trabalhos
recentes apontam, e aí os mecanismos ainda não foram identificados, é que em
ambientes selvagens sem exposição à drogas vem encontrando-se estirpe
bacterianas resistentes. A fim de minimizar a veiculação destes micro-organismos
pelos alimentos, é necessário ter um contínuo monitoramento em toda a cadeia
produtiva, evitar as pressões seletivas antrópicas para prevenir cepas
multirresistentes e entender o papel que os alimentos possuem na disseminação de
tais bactérias ou de seus genes. O trato gastrointestinal é um ambiente onde pode
ocorrer a transferência de genes entre micro-organismos, mesmo neste ambiente
inóspito são encontrados plasmídeos biologicamente ativos, podendo as bactérias
intestinais incorporá-los (WILCKS et al., 2004).
Os processos para alcançar a segurança alimentar envolvem uma
complexidade de fatores, sendo um grande desafio da atualidade. Entre estes
fatores devemos ter em mente que um mesmo alimento possa e deva ser avaliado
de maneiras diferentes em distintos contextos, como por exemplo, em um
restaurante, ou em uma cantina na universidade ou em um hospital sendo servido a
14
pacientes que estão hospitalizados; onde certamente encontraremos níveis
diferentes de imunidade.
O processo de sanitização é uma etapa muito importante para obtenção de
alimentos microbiologicamente seguros. Principalmente, em se tratando de
hortaliças, que estão expostas a uma elevada carga microbiana desde sua retirada
no campo e que são consumidas in natura. A sanitização será o último tratamento
para inativação ou eliminação de micro-organismos que estas hortaliças recebem
até que sejam consumidas.
Ao avaliar o processo de sanitização de um dos grupos de alimentos mais
consumidos e que não sofre nenhum tratamento térmico, é possível ter uma melhor
compreensão tanto do papel de uma UAN quanto destes micro-organismos contidos
nestes alimentos e da sua entrada para dentro do ambiente hospitalar.
Hipoteticamente, é possível que uma UAN possa fazer parte da cadeia
epidemiológica de entrada de micro-organismos potencialmente patogênicos,
principalmente para aqueles pacientes imunossuprimidos.
Diante deste contexto este trabalho tem como objetivo geral, avaliar a
ocorrência de bactérias do gênero Enterococcus e da família Enterobacteriaceae
das hortaliças folhosas alface e chicória nos diferentes pontos do processo de
preparação em uma UAN de um hospital universitário, determinando a espécie e o
perfil de sensibilidade a antibacterianos dos isolados que sobrevivam a este
processo. E como objetivos específicos: quantificar as populações de Enterococcus
spp., Enterobacteriaceae e aeróbias mesófilas nos vegetais em cada uma das
etapas do processamento das hortaliças; Identificar as espécies de
Enterobacteriaceae presentes nas hortaliças prontas para o consumo; Identificar as
espécies de Enterococcus presentes nas hortaliças prontas para consumo; avaliar a
eficácia do processo de sanitização dos vegetais com cloro; determinar o perfil de
sensibilidade de isolados contra os principais antimicrobianos utilizados na rotina
clínica.
15
2. REVISÃO DA LITERATURA
Embora já seja bem estudado os benefícios nutricionais que o consumo de
vegetais crus promovam a saúde; este consumo pode carrear uma série de micro-
organismos. Dentre as hortaliças de grande consumo no Brasil estão as hortaliças
folhosas, sendo a alface (Lactuca sativa) a mais consumida (SANTOS et al., 2001)
na forma in natura, comercializada geralmente em caixas (MORETTI, 2007). A
alface é uma planta originária da Ásia pertencendo à família Cichoriaceae, a mesma
da chicória, diferindo-se pela forma das folhas. É uma planta herbácea que requer
solo rico em matéria orgânica com nutrientes sempre disponíveis à planta que
possui sistema radicular pouco profundo. Seu caule é pequeno e rodeado a ele, as
folhas com coloração em tons variados de verde ou roxo (FILGUEIRA, 2008).
As hortaliças estão sujeitas à contaminação microbiológica por uma série de
espécies de micro-organismos, principalmente os de origem entérica, decorrente dos
processos e etapas para sua produção. A contaminação microbiológica pode ocorrer
em qualquer etapa na produção do alimento: no campo, durante o transporte e
dentro da unidade de processamento no momento do recebimento, armazenamento,
manutenção e distribuição (MOGHARBEL; MASSON, 2005).
Antes mesmo das hortaliças saírem do campo já podem apresentar
contaminação por algum patógeno. Ao saírem haverá uma longa cadeia de
manipulação que somente intensificará a possibilidade que isso ocorra caso não
haja uma apurada vigilância. Entre os vários fatores por toda a cadeia produtiva que
podem levar à contaminação microbiológica, dois se destacam com estas hortaliças
ainda no campo, antes mesmo de serem colhidas: os folhosos que são cultivados
rente ao solo entram em contato com micro-organismos patogênicos e o uso de
adubo orgânico (PACHECO et al., 2002), fatores que justificam a alta contaminação
microbiana encontrada nestes alimentos.
Outras variáveis se juntam a estas antes mesmo da coleta. Rodrigues et al.
(2014), analisando o sistema de gestão de três fazendas produtoras de alface
orgânica, detectou E.coli O157: H7 na água utilizada para irrigação por duas vezes
em 27 amostras coletadas, e Salmonella spp. em uma das 9 amostras de esterco.
Van Der Linden (2013) estudou a sobrevivência em longo prazo de patógenos
16
entéricos em sementes de alface e após o seu cultivo, constatando que após dois
anos os patógenos presentes nas sementes não somente tinham capacidade de se
restabelecer quanto a capacidade de proliferação nas plântulas quando estas
germinavam. Esta constatação implica que sementes e mudas também devem ser
consideradas como fontes de contaminação para cultivo de alface, principalmente as
cultivadas em estufas.
Durante e depois da colheita pode ocorrer contaminação por manuseio em
condições-higiênicas insatisfatórias ou por acesso de animais na propriedade.
Durante o transporte a contaminação pode também ocorrer na manipulação (ao
carregar ou descarregar sem os devidos cuidados), ou pelo uso de caixas
contaminadas ou por uso de veiculo inadequado não fechado, possibilitando a
exposição das hortaliças ao tempo (ALVES, 2007).
De fato, pesquisas realizadas demonstram que verduras podem estar incluídas
na cadeia epidemiológica de infecções microbianas que acometem o homem
(ANGELILLO et al., 2001) e que a prevenção de doenças de origem alimentar é um
grande desafio para saúde pública (DGA, 2010). Novais (2006), em seu trabalho
com Enterococcus isolados de pacientes saudáveis além de encontrar estirpes
multirresistentes indicou a possibilidade de propagação clonal pela cadeia alimentar.
Se não bastasse tudo isto, ao adentrar a UAN passará por inúmeras etapas
que visam a redução microbiana, mas não raro podem selecionar ou agregar micro-
organismos.
2.1 IMPORTÂNCIA DAS HORTALIÇAS NA SEGURANÇA ALIMENTAR
O conceito de segurança alimentar estende-se ao acesso aos alimentos em
quantidade suficiente, com regularidade e qualidade nutricional e microbiológica para
a população. A segurança microbiológica do alimento se destaca dos demais
aspectos, pois relaciona-se com a preservação da vida dos consumidores
(PROGRAMA ALIMENTO SEGURO, 2004). Quando se fala em qualidade, o objetivo
é ofertar alimentos livres de agentes que possam colocar em risco a saúde ou
mesmo a vida do consumidor. A segurança alimentar deve ser analisada sob o ponto
de vista de toda a cadeia alimentar, desde a matéria prima utilizada até a distribuição
17
final ao consumidor (SOLIS, 1999).
As DTAs afetam por ano um a cada seis estadounidenses, aproximadamente
48 milhões de pessoas, levando a mais de 300.000 internações hospitalares e mais
de 3000 indivíduos a óbito anualmente. Desde 1997, cepas de E.coli O157 tem
causado em torno de 50% das infecções. Salmonella é a bactéria mais comumente
envolvida nas DTAs com consequencias graves, levando a custos médicos na ordem
de 365 milhões de dólares somente nos Estados Unidos (CDC, 2011).
Diante do exposto anteriormente sobre os dados do CDC e diante das
estimativas da OMS de que por ano 1/3 da população mundial adoença vítima de
uma DTA. Fica evidente que embora expressivos, os números Brasileiros mostram
apenas uma pequena fração do real problema do número de surtos ocorridos em
nosso País. Entre os anos de 2000 e 2014, foram notificados 118 surtos DTAs
ocasionados pelo consumo de hortaliças. Neste mesmo período ocorreram 9.719
surtos de DTAs, com 192.803 doentes e 1.948.144 indivíduos expostos; sendo que 1
em cada 4 destes casos o agente etiológico associado ao surto era pertencente a
família Enterobacteriaceae. E 2,5% destes surtos de DTAs ocorreram em hospitais
ou unidades de saúde segundo Sistema de Informação de Agravos de Notificação
(BRASIL, 2014). Nos três últimos anos com relatórios já conclusivos temos que em
2011 foram notificados 795 surtos com 17.884 doentes; em 2012 foram notificados
863 surtos com 14.670 doentes; em 2013 foram notificados 800 surtos com 16.720
doentes. Devido o crescente aumento dos casos de DTAs no Brasil que foi
desenvolvido em 1999 o Sistema Nacional de Vigilância Epidemiológica das
Doenças Transmitidas por Alimentos.
Ter um contínuo monitoramento em toda cadeia produtiva do alimento é pré-
requisito para oferta de um produto seguro. Obviamente, isto implica custos que não
estão disponíveis para todo o setor. Em trabalho para avaliar as práticas de controle
de segurança alimentar na cadeia produtiva de vegetais frescos realizado em 39
restaurantes de comida rápida de Campinas-SP, dos quais 12 eram localizados em
hospitais, Rodrigues e Salay (2012) verificaram que, embora 53,8% deles fizessem
uso das Boas Práticas de Fabricação (BPFs); apenas 15,4% possuíam o sistema de
Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle (APPCC), e somente 26,7% faziam
controle de segurança alimentar junto a seus fornecedores. Este controle é o elo-
18
chave nesta ação de monitoramento. A maioria dos hospitais não avaliam os seus
fornecedores antes de assinar o contrato, visitando suas instalações. Schneider
(200) estudou 33 dos 36 hospitais de Porto Alegre, analisando os mesmos, a Central
de Abastecimento e Distribuição de Hortifrutigranjeiros e seus Distribuidores.
Verificou que 76% destes não visitavam os seus fornecedores antes do contrato,
72% não conheciam a proveniência dos produtos e se possuíam alguma certificação
e 64% não realizavam análise química e microbiológica. Além disso, o transporte
feito pelos fornecedores foi inadequado em todos os pesquisados.
Os novos rearranjos sociais e simbólicos que as sociedades globalizadas
vivem sempre espelham transformações nos hábitos alimentares. Vemos uma
padronização em nível mundial das comidas que as pessoas ingerem; uma
verdadeira massificação dos hábitos alimentares (MINTZ, 2001). Em meio a hábitos
perniciosos que ganham o mundo, como os da geração fast food, um contraponto se
instaura à procura por alimentos saudáveis. Pesquisas neste campo de estudo vêm
se intensificando nas duas últimas décadas. Tal busca prima essencialmente pela
qualidade de vida do ser humano, no que denominamos promoção da saúde
(FERREIRA; MAGALHÃES, 2007). As hortaliças atendem a esta demanda por
produtos saudáveis, sendo cada dia mais valorizadas por uma série de
propriedades. São fonte de fibras, minerais e vitaminas, podendo suprir uma grande
parte de alguns nutrientes recomendados diariamente. O processamento adequado
das hortaliças é essencial para preservação destes nutrientes (DELLA LUCIA et al.,
2008). Além disso, as hortaliças podem desempenhar papel importante na
prevenção de doenças crônicas não transmissíveis, na redução ou prevenção da
obesidade (ANDRADE; PEREIRA; SICHIERI, 2003), quando ingeridas
frequentemente, de preferência diariamente em porções como recomendados pela
Organização Mundial de Saúde (OMS).
2.2 SURTOS OCASIONADOS PELO CONSUMO DE HORTALIÇAS
FOLHOSAS
Em estudos realizados pela Food and Agriculture Organization (FAO)
observaram-se surtos de DTAs em vários países, ocasionados pelo consumo de
19
folhas verdes (WHO, 2008), as quais são consumidas preferencialmente cruas para
o melhor aproveitamento dos seus nutrientes, exigindo cuidado redobrado na
higienização para o controle de enteropatógenos no alimento. Há um aumento de
surtos de infecções humanas associadas ao consumo de vegetais crus. As
mudanças nas práticas de produção, o aumento do consumo e de consumidores
imunossuprimidos e a distribuição com maior abrangência de área são fatores
provavelmente envolvidos na observação de maior número dos casos de infecção
(BEUCHAT, 2002), mesmo sabendo-se que os números devam ser muito maiores,
sobretudo em países como o Brasil onde não há um sistema de notificação confiável
(RANTHUM, 2002).
Em 2008 ocorreu um surto de âmbito nacional de Salmonella enterica na
Finlândia, com 77 notificações. O alimento que provocou o surto foi alface pronta
para consumo (LIENEMANN, 2011). Em 2010, no mínimo 26 pessoas foram
infectadas ao comerem alface com E. coli O145 produtora de toxina Shiga (STEC)
nos EUA, sendo que três pacientes desenvolveram a síndrome urêmica hemolítica
(HUS). Em 2011, 60 pessoas foram infectadas com E. coli O157: H7 em 10 estados
do Estados Unidos, sendo a alface a provável fonte do surto, tendo a contaminação
ocorrida antes do produto chegar às lojas de varejo. Em 2012, 33 pessoas foram
infectadas em um surto com Escherichia coli O157: H7 a partir do consumo de
vegetais congelados oriundos de uma única fazenda em Massachusetts. Em 2013,
um surto pela estirpe STEC O157: H7 infectou 33 pessoas em 4 estados norte-
americanos, sendo a fonte salada pronta para o consumo. Em 2014, há o relato de
um surto envolvendo 19 pessoas contaminadas com Escherichia coli O121
produtora de toxina Shiga (STEC O121) a partir do consumo de couve (CDC, 2012).
Em relato de Passos et al. (2010), ocorreu um provável surto de toxi-infecção
alimentar em 10 funcionários de uma empresa no Guarujá-SP ao se alimentarem
com uma salada de alface com queijo em 2009, posteriormente verificando-se conter
uma contagem acima do limite de 102 UFC.g-1 estabelecido pela Resolução RDC
12/2001 da ANVISA para coliformes termo tolerantes (BRASIL, 2001). O mesmo
estudo cita que contaminação provavelmente ocorreu durante a manipulação das
hortaliças.
20
2.3 PRESENÇA DE Enterococcus E Enterobacteriaceae EM HORTALIÇAS E
AMBIENTE HOSPITALAR.
Dentre os micro-organismos frequentemente encontrados em hortaliças
folhosas, dois grupos se destacam: as bactérias do gênero Enterococcus e as da
família Enterobacteriaceae. Estes dois grupos vem ganhando um interesse da
comunidade científica porque possuem espécies que figuram como micro-
organismos frequentemente envolvidos em infecções nosocomiais (HÖRNER et al.,
2005; KONEMAN et al., 2008).
Enterococcus que até então eram tratados como comensais passaram a ser
concebidos como uma bactéria problema, figurando entre as bactérias que mais
causam infecções adquiridas na comunidade e em hospitais, com o agravante de
terem elementos móveis capazes de disseminarem genes de resistência
(GUERRERO et al., 2014). O que pouco se discute é, que além da patogenicidade
intrínseca dos micro-organismos associados às DTAs, muitos micro-organismos
considerados inócuos podem transmitir genes de resistência a bactérias patogênicas
(AMINOV; MACKIE, 2007; PALMER, 2010).
2.3.1 Gênero Enterococcus
O gênero Enterococcus é constituído por bactérias Gram positivas, com forma
de cocos arranjadas isoladas, aos pares ou em cadeias curtas, anaeróbias
facultativas e oxidase negativas, capazes de hidrolisar a esculina. Além disso, são
tolerantes aos sais biliares e sobrevivem em concentrações de 6,5% de cloreto de
sódio. Estas bactérias desenvolvem-se em ampla variação de pH e temperatura,
apresentando crescimento entre 10 ºC até 45 ºC. Estas características, além de
explicarem sua presença nos mais variados habitats, propiciam seu isolamento e
diferenciação (KONEMAM et al., 2001).
Os Enterococcus são micro-organismos que se encontram presentes em
águas, solos, plantas, no trato gastrointestinal de humanos e animais e, muito
especialmente, fazem parte da biota autóctone de numerosos alimentos (GIRAFFA;
21
OLIVARI; NEVIANI, 2000). Com o uso de técnicas genéticas e moleculares desde
meados da década de 80, a taxonomia deste grupo vem sofrendo mudanças
frequentes (KONEMAM et al., 2001).
As espécies bacterianas pertencentes ao gênero Enterococcus são importantes
tanto na microbiologia de alimentos quanto na microbiologia clínica. Do ponto de
vista estritamente alimentício, possui relevância ora pelas características positivas
que agregam aos alimentos, ora pelos aspectos negativos oriundos da sua
presença. Os Enterococcus proporcionam determinadas características sensoriais a
vários produtos fermentados, sendo frequentemente utilizados no processamento de
alimentos como culturas iniciadoras ou probióticos em queijos, além de algumas
cepas produzirem bacteriocinas ativas que inibem o desenvolvimento de outros
micro-organismos. Podem, entretanto, ser responsáveis pela deterioração de
determinados alimentos, não possuindo padrão microbiológico estabelecido, mas
alguns trabalhos abordam o limite de tolerância para alimentos destinados ao
consumo humano (GIRAFFA; OLIVARI; NEVIANI, 2000).
Os Enterococcus são resistentes aos processamentos tecnológicos recebidos
pelos alimentos, mesmo estes sendo submetidos a extremos de pH (inferiores a 3 e
superiores a 9), salinidade e temperatura. Resistindo aos sanitizantes, podem
multiplicar-se e deteriorar os alimentos, ou ainda desenvolver-se em equipamentos e
tanques de estocagem (GELSOMINO et al., 2002). Grande parte das cepas de
Enterococcus são produtoras de biofilme, o que protege estes micro-organismos da
ação de sanitizantes (TOLEDO-ARANA et al., 2001). Já na microbiologia clínica, o
risco potencial à saúde humana emerge do fato de algumas cepas de Enterococcus
apresentarem resistência a vários antibióticos. Os Enterococcus passaram a figurar
como uma preocupação mundial devido ao seu papel crescente como causadores
de infecções adquiridas na comunidade e em hospitais (DIEKEMA et al., 2004
HÖRNER et al., 2005, KONEMAN et al., 2008). Ainda podendo disseminar genes de
resistência. Em 2009 durante um trabalho de vigilância epidemiológica em hospital
Brasileiro foram confirmados mais de 50 pacientes colonizados por Enterococcus
VRE, alguns destes pacientes vindo a desenvolver infecção (MERLO, 2015). Em
estudo realizado em hospital universitário Brasileiro durante 4 anos, Conceição et al.
(2011) avaliaram a evolução em amostras clínicas de cepas de Enterococcus spp.
22
quanto à resistência a antimicrobianos, constatando um aumento significativo de
Enterococcus faecium resistentes à ampicilina e vancomicina. Um aumento
dramático na resistência à antimicrobianos pelos Enterococcus vem ocorrendo em
todo o mundo nas duas ultimas décadas, tornando-se essencial o seu
monitoramento e a compreensão de sua ecologia, epidemiologia e virulência
(FISHER, 2009). Acreditando-se que estirpes clínicas possuam significativamente
mais determinantes de virulência que estirpes ambientais, comensais e presentes
em alimentos (SEMEDO, 2003).
2.3.2 Família Enterobacteriaceae
A família Enterobacteriaceae é composta por bactérias em formato de bacilo,
Gram negativas, citocromo oxidase negativas, muito conhecidas pelo fato de vários
de seus membros estarem implicados em algumas síndromes e doenças, podendo
estar envolvidos em qualquer doença infecciosa e serem isolados de qualquer
amostra clínica. Dentre os bastonetes Gram negativos, a família Enterobacteriaceae
é a de maior relevância clínica. Citrobacter spp., Escherichia coli, Enterobacter spp.,
Klebsiella oxytoca, Klebsiella pneumoniae, Salmonella spp., Serratia marcescens,
são espécies frequentemente envolvidas nestes processos infecciosos. É desta
família também várias das espécies envolvidas em DTAs: Salmonella spp., Shiguella
spp., E.coli, Yersinia enterocolitica (TORTORA; FUNKE; CASE, 2000).
Algumas espécies de Enterobacteriaceae são comprovadamente patogênicas
(enteropatógenos clássicos), sendo apontadas entre as principais responsáveis por
surtos alimentares (KONEMAN et al. 2008).
No ambiente hospitalar, tem aumentado progressivamente o número de
Enterobacteriaceae multirresistentes. Tal fato se deve, entre outros fatores, à
capacidade de transferência de genes de resistência entre elas, possibilitando raras
opções terapêuticas. A família possui vários fatores de virulência que lhes confere a
patogenicidade, além de alguns de seus membros possuírem fatores específicos
que determinarão a maior ocorrência destes em determinadas doenças. A
patogenicidade de uma cepa é dada principalmente por fatores de virulência
específicos como cápsula, produção de adesinas e toxinas. Um exemplo é o que
23
ocorre com algumas cepas de E. coli produtoras de adesinas, favorecendo o
desenvolvimento de doenças do trato gastrointestinal ou do trato urinário, enquanto
outras cepas produtoras de toxinas são envolvidas, por exemplo, em doenças
graves como Síndrome Hemolítica Urêmica (HSU) (MURRAY et al., 2006).
2.4 ETAPAS DO PROCESSO DE PREPARAÇÃO DE FOLHOSAS
Os micro-organismos são contaminantes naturais das hortaliças, pois vários
agentes que entra em contato com elas tem o potencial de contaminá-las (FDA,
2008). A contaminação das hortaliças na área de produção se dá principalmente
pela água utilizada, pela manipulação incorreta dos alimentos, pela adubação verde
com fezes de animais ou durante o transporte, que muitas vezes ocorre com
recipientes inadequados. Por serem produzidas facilmente, existe uma dificuldade
de monitoramento e fiscalização de todas as áreas de produção (MARZOCHI,1974;
VERDIM, 2006).
Todo processo de preparação do alimento, desde a produção no campo até o
prato do paciente, é importante para obtenção de um alimento livre de micro-
organismos patogênicos. Em cada etapa bem conduzida, haverá redução
logarítmica dos micro-organismos presentes, levando a um alimento considerado
seguro. Para reduzir os problemas oriundos das DTAs, sugere-se traçar dois tipos de
estratégias: uma reduzindo e outra eliminando a contaminação patogênica (DOYLE;
ERICKSON, 2012).
A qualidade da água utilizada para o cultivo da hortaliça é essencial para
obtenção de um produto seguro. Abreu (2010), ao analisar a qualidade
microbiológica de alfaces que receberam adubação química e orgânica, observou
que o problema não se encontrava na adubação, mas sim na água de irrigação,
encontrando contaminação de coliformes termotolerantes em 100% das amostras
analisadas.
No Brasil, é muito comum a utilização de adubação orgânica com esterco de
animais, prática que deve ser realizada com cautela. Gomes Neto et al. (2012)
encontraram elevada contaminação por bactérias mesófilas, coliformes totais e
termotolerantes tanto no cultivo tradicional como orgânico de alfaces, apresentando-
24
se as alfaces do cultivo orgânico ainda mais contaminadas.
O primeiro passo para a obtenção de uma hortaliça segura
microbiologicamente, quando estas chegam ao local de processamento, é o corte
correto com uma seleção criteriosa das partes, devendo as raízes, o talo e as folhas
mais externas que estiverem velhas ou requeimadas pelo sol serem descartados
(REGO et al., 2001).
A contaminação cruzada pode ocorrer quando não existe um planejamento
arquitetônico adequado que impossibilite que um alimento em fase final de
processamento entre em contato com um em fase inicial de processamento, seja
pelos manipuladores destes alimentos ou pela superfície. Mas, mais
frequentemente, a contaminação cruzada ocorre pela inadequada higienização de
superfícies que entram em contato as hortaliças (MORETTI, 2007). Jensen (2015),
simulando lavagem de alface feita em bacia de aço inoxidável em ambiente familiar
de pequena escala, utilizando E. coli O157:H7 para contaminação das alfaces;
demonstra a contaminação cruzada entre a alface e a água. Embora a lavagem em
água de torneira reduzisse os níveis de contaminação microbiana; esta
contaminação se espalha por folhas não contaminadas com a bactéria. A etapa de
lavagem contribui para redução microbiana, desde que realizada adequadamente.
Caso contrário, pode aumentar e difundir a contaminação microbiana.
O uso adequado de sanitizantes também contribui para redução de micro-
organismos, mas que pode se mostrar ineficaz para eliminação de micro-organismos
patogênicos (BRACKETT, 1992).
A sanitização é uma etapa essencial e crítica para garantir a qualidade
microbiológica em hortaliças. Mais que eficiência, um bom sanitizante não pode
deixar resíduos tóxicos (CAVALCANTE, 2007). Quando não realizada
adequadamente, a sanitização na indústria alimentícia está entre as principais
causas de alterações microbiológicas nos alimentos. Em se tratando de hortaliças,
pela peculiaridade do seu cultivo, a sanitização torna-se um elemento-chave para
disponibilizar um produto adequado para o consumo. Hortaliças carreiam em torno
109 UFC.g-1 de micro-organismos após sua colheita (MORETTI, 2007).
O aumento de micro-organismos após o corte das folhosas é explicado pela
grande liberação de líquido intersticial do tecido foliar, que servirá como substrato
25
para o crescimento dos micro-organismos ali presentes, sendo uma segunda
lavagem necessária justamente para remoção destes fluidos (AHVENAINEN, 1996).
Após isso, algum método de secagem deve ser incorporado ao alimento para que
não ocorra a recontaminação (OHTA; SUGAWARA, 1987).
O processo de sanitização é uma etapa fundamental para obtenção de
hortaliças seguras, que estão expostas a uma elevada carga microbiana já em sua
retirada no campo e que serão provavelmente consumidas in natura, sem sofrer
qualquer tratamento térmico. No caso de um alimento inseguro microbiologicamente,
ser servido à um paciente hospitalizado torna a situação mais grave, pois a
administração desse tipo de alimento pode chegar a pacientes debilitados ou mesmo
imunocomprometidos (BUZBY, 2002).
2.4.1 Processo de sanitização de folhosas
A sanitização visa inativar ou destruir micro-organismos presentes nos
alimentos, principalmente os patogênicos. O cloro, nas suas diversas formulações,
tornou-se o sanitizante mais usado na higienização de alimentos no Brasil e em
grande parte do mundo, por sua alta eficiência, praticidade e facilidade de obtenção;
tudo isto aliado ao baixo custo. Hortaliças devem ser imersas em água clorada com
pH de 6,5 e com concentração de cloro residual entre 150 e 200 mg.L-1, durante 5 a
10 minutos, realizando-se em seguida o enxágue com água. Depois desta etapa,
repete-se o procedimento de imersão em água clorada na concentração de 3 mg.L-1
e por fim, faz-se um segundo enxágue (MORETTI, 2007).
Santos et al. (2012) avaliaram a utilização da água sanitária nos domicílios da
maneira preconizada pela ANVISA, de 200 ppm de cloro ativo. Para isso analisaram
28 amostras coletadas diretamente de supermercados de Teresina, no Piauí,
constatando que o processo não foi eficiente para higienizar alfaces que estavam
contaminadas com coliformes totais e fungos e demonstrando assim, que a
formulação doméstica apregoada em cartilhas não é eficiente para o controle
microbiológico de alfaces e que outras variáveis devem estar presentes e devem ser
controladas na sanitização por cloro ativo.
Silva et al. (2003) estudaram vegetais que são normalmente consumidos crus,
avaliando sua resistência a sanitizantes, entre eles o hipoclorito de sódio, com
26
tratamentos de 100 e 200 ppm, obtendo mais de 5 reduções decimais nas
populações microbiológicas de Escherichia coli O157:H7.
Lund et al. (2005) realizaram comparação entre sanitizantes clorados na
redução de contaminação microbiana de mandioca minimamente processada. Após
o descascamento das raízes, estas foram imersas em solução de dicloro s-
triazinatriona sódica dihidratada e solução de hipoclorito de sódio em diferentes
concentrações e pHs, mostrando que as maiores reduções da contaminação
microbiana, com eliminação dos coliformes, foram obtidas quando se utilizou
hipoclorito de sódio a 100 ou 200mg.L-1, com pH ajustado em 6,0 e tempo de
exposição de 15 minutos.
Keskinen, Burke e Annous (2009) compararam a eficácia do cloro em
diferentes concentrações em alfaces inoculadas artificialmente com 8 log UFC.mL-1
de E. coli O157:H7, conseguindo maiores reduções (acima de 1 ciclo logarítmico)
utilizando 100 e 200 ppm de cloro livre.
2.5 RESISTÊNCIA BACTERIANA A ANTIMICROBIANOS
Os alimentos estão cada dia mais expostos a fatores selecionadores de
resistência à antimicrobianos. Em trabalho realizado por Schwaiger et al. (2011)
buscando elucidar o papel dos alimentos como reservatório e transportador de
bactérias resistentes a antibióticos, ficou claro que vegetais frescos podem atuar
como fonte para propagação de resistência antimicrobiana.
A resistência a antibióticos é um problema global, que despende esforços
multidisciplinares para minimização dos seus efeitos nefastos. Um padrão alarmante
de resistência a antimicrobianos esta prestes a emergir (PAPHITOU, 2013).
Enquanto na década de 60, a ideia presente era que a humanidade estaria livre de
todas as infecções pela confiança que depositava nos antimicrobianos da época; os
anos que seguiram foram de uma luta ferrenha dos cientistas contra as bactérias
que emergiram sob pressão seletiva, necessitando do desenvolvimento de novas
drogas. Fala-se na possibilidade de mortes maciças por micro-organismos que não
possuem drogas efetivas para eliminá-los. KPC (Klebsiella pneumoniae produtora de
Carbapenemase), ESBL (Beta Lactamase de Espectro Estendido) e MRSA
(Staphylococcus aureus resistente à meticilina) não são apenas siglas que começam
27
a fazer parte da mídia não especializada, mas que passam a ser alvo de pesquisas
em todo o mundo (BANNERMAN, 2003).
Staphylococcus aureus é o micro-organismo responsável pela maioria dos
óbitos oriundos de infecção hospitalar, em grande parte por causa de cepas MRSA,
que vem sendo frequentemente isoladas, as quais são resistentes a todos os
antimicrobianos β-lactâmicos. Alguns trabalhos sugerem a transmissão de
resistência através de plasmídeos de Enterococcus para MRSA. Escherichia coli e
Klebsiella pneumoniae produtoras de ESBL tem produzido falha terapêutica a todas
as cefalosporinas, penicilinase e monobactâmicos (PALMER; KOS; GILMORE,
2010).
Hoje, os laboratórios clínicos devem identificar em nível de espécie, no mínimo
as cepas mais prevalentes e relevantes. No Brasil, têm-se relatado isolamentos de
linhagens resistentes em ambientes hospitalares, com casos importantes de níveis
elevados de resistência a aminoglicosídeos, glicopeptídeos e β-lactâmicos em todas
as regiões do país (TAVARES, 2000). Cepas com alto grau de resistência aos
aminoglicosídeos, denominadas HLAR (High-level Resistance to Aminoglycosides),
são importantes de serem detectadas na rotina laboratorial. Usualmente utiliza-se
associação entre antimicrobianos β-lactâmicos e aminoglicosídeos para tratar
infecções graves por enterococos, notando-se que a presença de HLAR ocasiona a
perda de sinergismo entre estas drogas (BRASIL, 2013).
Atualmente, devido à resistência adquirida de alto nível dos aminoglicosídeos,
a comunidade médica foi obrigada a mudar sua terapêutica. Com a existência de
linhagens de Enterococcus resistentes à vancomicina (VRE), quase não existem
opções terapêuticas. E. faecalis e E. faecium são as espécies isoladas mais
frequentemente em infecções enterocócicas humanas, sendo a primeira encontrada
em 80 à 90% dos isolados, e segunda entre 10 à 15% (RIBOLDI et al., 2009). Além
disso, os Enterococcus são notórios produtores de biofilme, o que diretamente está
relacionado à cepas multirresistentes, além de aumentar a dificuldade da sanitização
das superfícies que entram em contato com os alimentos onde eles estão presentes
(MOLINOS et al., 2008).
Recentemente pesquisas tem relatado que o consumo de vegetais frescos,
como a alface, pode propiciar a aquisição de genes para produção de ESBL ou
28
Amp C. Caso estes vegetais contendo bactérias portadoras de tais genes sejam
consumidos, podem até gerar uma infecção no consumidor, ou este tornar-se um
reservatório de tais genes ao incorporar tais micro-organismos a sua flora intestinal
(BLAAK, 2014).
29
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1 UNIVERSO AMOSTRAL
Foram utilizadas para este estudo amostras de alface crespa e chicória,
oriundas de cultivo convencional, de uma Unidade de Alimentação e Nutrição (UAN)
de um hospital universitário de Minas Gerais, servidas à pacientes hospitalizados.
De dezembro de 2013 a maio de 2014, foram realizadas dez coletas, totalizando
quarenta amostras. Em cada uma das coletas, quatro amostragens eram realizadas
em diferentes pontos do processo de preparação, a saber:
Amostragem I: hortaliça in natura, logo após a recepção na UAN;
Amostragem II: hortaliça logo após a lavagem com água corrente;
Amostragem III: hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito
de sódio;
Amostragem IV: hortaliça fatiada no prato do paciente, pronta para consumo
em no máximo até uma hora após o preparo.
Figura 1. Fluxograma das etapas do processamento das folhosas na UAN
hospitalar.
30
Em cada etapa de amostragem, foram coletadas assepticamente cerca de 100
g da hortaliça alface ou chicória (400 g no total da coleta). As amostras, colocadas
em sacos plásticos estéreis e acondicionadas em caixas isotérmicas foram então
transportadas imediatamente ao Laboratório de Microbiologia da Universidade
Federal do Triângulo Mineiro (UFTM) para análises microbiológicas. Ainda durante
cada coleta, foram retiradas, logo após o preparo da solução aquosa do sanitizante
pelo funcionário responsável a UAN, duas amostras de 200 mL da solução utilizada
na higienização das hortaliças, para dosagem de cloro livre.
3.2 ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS DAS AMOSTRAS DE
HORTALIÇAS
3.2.1 Contagem de micro-organismos
Todas as metodologias das análises microbiológicas neste estudo seguiram os
métodos descritos no Compendium of methods for the microbiological examination of
Food da American Public Health Association – APHA (DOWNES; ITO, 2001). As
amostras foram fracionadas e delas retiradas porções de 25 g, diluindo-se em 225
mL de solução peptonada 0,1%, adicionada de 0,01% de tiossulfato de sódio, a fim
de neutralizar o sanitizante hipoclorito de sódio. As amostras foram homogeneizadas
manualmente por 3 minutos, obtendo-se assim a diluição 10-1, a partir da qual foram
preparadas as demais diluições decimais seriadas.
Para a enumeração dos mesófilos aeróbios totais, o plaqueamento foi
realizado em meio Plate Count Agar (PCA - Difco). Para a enumeração e isolamento
de Enterococcus spp., utilzou–se o meio Ágar KF Streptococcus (Difco)
suplementado com solução de cloreto de trifeniltetrazolium (TTC). Para a
enumeração e isolamento das Enterobacteriaceae, o plaqueamento foi realizado em
meio Ágar Vermelho Violeta Bile Glicose (VRBG – Difco). Para as análises de
mesófilos e Enterococcus spp., as placas inoculadas com as amostras foram
incubadas a 37ºC por 48 horas e para as análises de Enterobacteriaceae, foi
utilizada incubação a 37 ºC por 24 horas, para a posterior contagem das Unidades
Formadoras de Colônia (UFC), sendo o resultado expresso em UFC.g-1 de amostra.
31
3.2.2 Obtenção dos isolados de Enterococcus e Enterobacteriaceae
De cada uma das 10 coletas realizadas nos pratos a serem servidos
(amostragem IV), foram pinçadas dez colônias típicas de Enterobacteriaceae do
meio VRGB (colônias vermelhas de aproximadamente 5 mm com ou sem halo de
precipitação) e dez colônias típicas de Enterococcus do meio KF Streptococcus
(colônias vermelhas escuras ou róseas), totalizando 100 colônias isoladas de
Enterobacteriaceae e 100 colônias isoladas de Enterococcus, as quais foram
reisoladas em Ágar MacConkey e Ágar Bile Esculina, respectivamente. Logo após o
crescimento observou-se a morfologia e comportamento tintorial pelo método de
coloração de Gram e procedeu-se a identificação dos isolados.
3.2.3 Identificação de Enterococcus
Os Enterococcus foram identificados através de testes bioquímicos propostos
por Koneman et al. (2008), utilizando-se as provas de ausência de produção da
catalase, crescimento em presença de 6,5% de cloreto de sódio, hidrólise da
esculina em presença de 40% de bile, hidrólise da L-pirrolidonil-β-naftilamida (teste
de PYR), motilidade em meio SIM (Sulfito de nitrogênio, Indol e Motilidade),
descarboxilação da arginina, detecção de pigmento amarelo, crescimento em caldo
telurito e fermentação em caldo BHI (Brain Heart Infusion) dos seguintes
carboidratos: manitol, sorbitol, arabinose, rafinose, melibiose, sacarose, xilose,
inulina e pela utilização piruvato a 1%. Os isolados foram então armazenados em
freezer -20 ºC em tubos contendo caldo BHI com 30% de glicerol para realização
posterior de testes de susceptibilidade aos antimicrobianos.
3.2.4 Identificação das Enterobacteriaceae
Para identificação da família Enterobacteriaceae, utilizaram-se as seguintes
provas bioquimicas: oxidase, formação de ácido a partir de glicose, lactose e
sacarose em meio ágar TSI (Triplo Açúcar Ferro), formação de gás, motilidade em
meio SIM, formação de sulfeto, testes de VM (vermelho de metil), indol e VP (Voges
32
Proskauer); descarboxilação dos aminoácidos lisina, arginina e ornitina; presença de
urease em Agar uréia; presença de fenilanina no meio Ágar fenilanina (KONEMAN et
al., 2008).
A partir dos resultados obtidos, classificaram-se os isolados de acordo com o
Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology (HOLT et al. 1994). Após a
observação dos isolados pertencerem aos gêneros de interesse, eles foram
armazenados em freezer a -20 ºC em tubos contendo caldo BHI com 30% de glicerol
para realização dos procedimentos subsequentes: identificação da espécie
bacteriana utilizando-se o painel para identificação de enterobactérias da Probac
(Probac-SP- Brasil) e testes de susceptibilidade aos antimicrobianos.
3.3 TESTE DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS
Para determinação da susceptibilidade dos isolados ao antimicrobianos, foi
utilizado o método de difusão em disco em placas contendo ágar Mueller Hinton
(Sigma-Aldric) pela técnica de Kirb-Bauer seguindo as recomendações
estabelecidas por Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, 2013).
Foram testados os 100 isolados do gênero Enterococcus e os 100 isolados da
família Enterobacteriaceae. Para os Enterococcus, utilizou-se um painel com os
seguintes antibióticos: penicilina 10 UN, ampicilina 10 µg, vancomicina 30 µg,
teicoplanina 30 µg, eritromicina 15 µg, tetraciclina 30 µg, cloranfenicol 30 µg,
linezolida 30 µg, gentamicina 120 µg e estreptomicina 300 µg. Para as
Enterobacteriaceae, utilizaram-se os seguintes antibióticos no painel: amoxacilina
com ácido clavulanico 20/10 µg, cefepime 30 µg, ceftriaxona 30 µg, aztreonam 30
µg, ceftazidima 30 µg, cefotaxima 30 µg, sulfametoxazol/trimetropim 25 µg,
meropenem 10 µg, gentamicina 10 µg, imipenem 10 µg e cefoxitina 30 µg.
Optou-se pelos fármacos de maior relevância clínica, e no caso das
Enterobacteriaceae, também por antibióticos marcadores que foram dispostos de
maneira a fazer uma triagem fenotípica da produção de enzimas de importância
clínica, sendo elas:
Beta Lactamase de Espectro Estendido (ESBL): para ESBL das classes A e D
de Ambler, utilizou-se a técnica de disco difusão dupla ou teste de aproximação, que
consiste em colocar um disco de amoxicilina com ácido clavulânico 20/10 µg central
33
rodeado a uma distância de 30 mm de centro a centro de discos de antibióticos
marcadores de cefalosporinas de 3ª e 4ª geração (cefotaxima 30 µg, ceftazidima 30
µg, ceftriaxona 30 µg, cefepime 30 µg) e aztreonam 30 µg (JARLIER et al., 1988),
sendo as placas incubadas por 16 a 18 horas a 37 ºC. A observação de zona de
sinergismo indica uma possível produção de β lactamase das classes A e D de
Ambler.
Beta-lactamase Amp C: utilizou-se a metodologia de aproximação de discos
modificada (YAN et al., 2002, YONG et al., 2005), onde um disco de cefoxitina 30 µg
e colocado próximo a um disco de Aztreonam 30 µg, incubando-se por 16 a 18 horas
a 37 ºC. No caso da formação de uma zona de entroncamento entre os dois discos,
é presuntivo de ESBL da classe C (Amp c).
Carbapenemase: Foi realizada através da incorporação dos discos de
meropenem 10 µg, ertapenem10 µg, imipenem 10 µg e incubando-se por 16 a 18
horas a 37 ºC, observando se algum isolado possuía halo de sensibilidade igual ou
inferior a 22 mm (BRASIL, 2013).
3.4 ANÁLISE ESTATÍSTICA
O teste utilizado na comparação entre as etapas do processamento foi a
análise de variância (ANOVA), seguida pelo teste de comparações múltiplas de
Bonferronni com o auxílio do software Statistica 10.0 (Statsoft, Tulsa, OK, 2011).
Todos os testes foram considerados significativos quando apresentaram um valor de
P≤ 0,05.
34
4. RESULTADO E DISCUSSÃO
4.1 OCORRÊNCIA DE MICRO-ORGANISMOS
Na Tabela 1 são apresentados os resultados encontrados para as populações
de bactérias aeróbias mesófilas nas amostras de hortaliças coletadas em diferentes
pontos do processamento.
Tabela 1. Populações de bactérias aeróbias mesófilas (UFC.g-1) em diferentes
etapas do processo de preparo de hortaliças folhosas em UAN hospitalar.
Coleta Etapas do Processo
I II III IV
1 4,40 x 10 7
(7,64) 3,80 x 106
(6,58) 5,40 x 105
(5,73) 3,20 x 105
(5,51)
2 2,13 x 107 9,20 x 106 2,71 x 105 2,49 x 105
(7,33) (6,96) (5,43) (5,40)
3 1,30 x 107 9,00 x 105 2,45 x 104 8,40 x 105
(7,11) (5,95) (4,39) (5,92)
4* 4,60 x 107 1,10 x 106 8,50 x 105 2,62 x 105
(7,66) (6,04) (5,93) (5,42)
5 3,90 x 10 7 2,29 x 106 3,60 x 105 3,70 x 105
(7,59) (6,36) (5,57) (5,57)
6 1,11 x 10 7 2,26 x 106 4,10 x 105 1,82 x 105
(7,05) (6,35) (5,61) (5,26)
7 8,10 x 10 7 5,26 x 106 2,05 x 106 2,39 x 106
(7,91) (6,72) (6,31) (6,38)
8* 9,40 x 10 7 2,98 x 106 2,16 x 105 1,54 x 106
(7,97) (6,47) (5,33) (6,19)
9** 1,08 x 10 9 8,80 x 107 7,90 x 105 6,90 x 105
(9,03) (7,94) (5,90) (5,84)
10 7,10 x 10 7 7,30 x 106 4,10 x 105 5,60 x 105
(7,85) (6,86) (5,61) (5,75)
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição. II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente. III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio. IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo. * Chicória. ** coleta realizada 24 horas após a entrega pelo fornecedor. Dados entre parênteses representam o log
UFC.g-1 da população.
Em 90% das coletas, a contaminação microbiana de mesófilos das hortaliças
na recepção situou-se entre 107 UFC.g-1; apresentando apenas a nona coleta uma
35
população de bactérias aeróbias mesófilas consideravelmente maior (1,08 x 109
UFC.g-1), fato este justificado pela referente coleta ter sido a única realizada 24
horas após a entrega pelo fornecedor. Tomou-se uma coleta assim, pois na UAN as
verduras são entregues de dois em dois dias e são também utilizadas as folhosas
após 24 horas de seu recebimento para confecção dos pratos, o que não seria
problema se estas fossem armazenadas em câmara fria sob temperatura adequada
imediatamente após a recepção. Entretanto, durante todo o período de estudo, a
câmara fria da UAN estava desativada por falta de manutenção, e não foram
realizados reparos para que a mesma voltasse a funcionar, ficando as verduras
dentro dela em uma temperatura superior a ambiente. Larson et al. (1997)
demonstraram a importância da temperatura no controle do crescimento microbiano,
detectando um aumento de 3 ciclos log (105 para 108 UFC.g-1) na população
microbiana após três dias de armazenamento de repolho minimamente processado
em temperatura de 12 ºC, temperatura inadequada para conservação deste produto.
Oliveira et al. (2010) encontraram, em estudo realizado na Espanha com 72
amostras de alface de 18 fazendas diferentes, uma média de aeróbios mesófilos
6,35 log UFC.g-1 em cultivo convencional. Na Tabela 1 percebe-se que a média (8,18
log UFC.g-1) foi 1,83 log UFC.g-1 superior à encontrada no trabalho do referido autor,
mostrando que a contaminação microbiana inicial das hortaliças deste estudo é alta,
ainda que esperada por se tratar de um país tropical.
Logo após a lavagem das hortaliças em água corrente, foi possível verificar
uma redução na contaminação por bactérias mesófilas, observando-se a diminuição
de 1 ciclo log na maioria das coletas realizadas. A única exceção foi observada na
coleta 2, na qual a redução da população foi inferior, passando de 2,13 x 107 para
9,20 x 106 UFC.g-1.
Assim como na etapa de lavagem, a sanitização das folhosas também permitiu
a redução da contaminação por mesófilos. Logo após esta etapa, foram observadas
população variando entre 2,45 x 104 UFC.g-1 (terceira coleta) e 2,05 x 106 UFC.g-1
(sétima coleta). Entretanto, não foi observada a mesma intensidade de redução
entre as coletas. Enquanto em algumas coletas a redução foi mínima entre a
lavagem e a sanitização, como por exemplo nas coletas 4 e 7, em que as
populações de mesófilos passaram de 1,10 x 106 para 8,50 x 105 UFC.g-1 e de
36
5,26 x 106 para 2,05 x 106 UFC.g-1, respectivamente (redução de 0,11 e 0,41 ciclos
log respectivamente), em outras, como por exemplo a coleta 9, a redução observada
foi de 2,04 ciclos log. É importante ressaltar que, microbiologicamente, as contagens
observadas de bactérias mesófilas nas folhosas após a higienização são elevadas, o
que pode representar risco ao paciente se for considerado que muitas das bactérias
potencialmente patogênicas possuem temperatura ótima de desenvolvimento na
faixa dos 35-37ºC. GOMES Neto et al. (2012), avaliando amostras de alface
cultivadas em sistema de cultivo tradicional obtidas de hipermercados, encontrou
valores médios para mesófilos 6,48 à 8,08 log UFC/g, e todas as contagens foram
superiores a 5,0 log UFC/g, o que representariam um perigo segundo o próprio
autor, levando-se em conta que a maioria das bactérias patogênicas são mesófilas.
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição. II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente. III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio. IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo.
Figura 2. Alteração das populações médias em UFC/g-1 de bactérias aeróbias
mesófilas durante as etapas de processamento das folhosas alface e chicória em
UAN hospitalar.
Para as populações médias de bactérias aeróbias mesófilas, na figura 2; da
etapa I para etapa II houve uma redução de 1,07 ciclos log, da etapa II para etapa III
a redução foi 1,05 ciclos log e da etapa III para etapa IV ocorreu um aumento de
0,14 ciclos log.
37
As amostras das hortaliças coletadas nos pratos a serem servidos aos
pacientes não apresentaram variações nas quantificações das populações de
mesófilos, exceto nas coletas 3 e 8, nas quais houve crescimento de 1,53 e 0,86
ciclos log, respectivamente. Embora as reduções nas demais coletas sejam
insignificantes estatisticamente.
Ao se fazer tal análise percebemos que nenhum dos três grupos do estudo
conseguiram resultados estatisticamente significativos na última etapa. Nos três
grupos, pelo contrário, houve um aumento médio de população microbiana, fugindo
ao esperado nesta etapa final que seria uma continua redução.
Estes dados indicam-nos uma possível falha no armazenamento das folhosas
após a higienização ou mesmo uma recontaminação ou contaminação cruzada,
vinda de outros alimentos que compuseram a refeição dos pacientes ou da
manipulação inadequada durante o preparo do prato, ou pelo corte ocorrendo
contaminação pela faca (ZILELIDOU, 2015), que na UAN deste estudo não sofria
higienização prévia com solução clorada como recomendada por Fonseca et al.
(2006). Outras hipóteses ainda podem ser levantadas como o extravasamento de
tecido intersticial que permite um aumento da população. Outra hipótese que se há
de levantar é que como a verdura era fatiada muito fina existe um aumento de área
superficial de contato com a solução diluidora, sem falar na possibilidade de
determinados micro-organismos habitarem o interior dos tecidos vegetais agora
expostos pelo corte. Em trabalho de Chitarra (2014), foi possível comprovar que
patógenos podem colonizar habitats menos favoráveis ao seu desenvolvimento.
E.coli possui a capacidade de se internalizar através do sistema radicular vascular e
manter-se dentro dos tecidos da alface enquanto esta se desenvolve. Depois de 60
a 80 dias, este patógeno pode ser recuperado em uma salada.
Silva et al. (2007), ao coletarem 56 amostras de hortaliças minimamente
processadas prontas para o consumo em supermercados de Porto Alegre durante
um ano, encontraram médias mensais variando entre 4,7 x 105 e 1,6 x 108 UFC.g-1
de aeróbios mesófilos, sendo as mais baixas populações observadas pelos autores
semelhantes às encontradas no presente estudo, como visto na Tabela 1. Gomes
Neto et al. (2012) encontraram elevada contaminação por bactérias mesófilas, tanto
em alfaces cultivadas tradicionalmente quanto no cultivo orgânico, sendo o último
38
ainda mais contaminado que o primeiro.
Em trabalho conduzido na Andaluzia em cinco diferentes hospitais que servem
mais de 1000 refeições por dia, situação semelhante à UAN hospitalar do presente
estudo, foram analisadas 15 amostras de salada de alface pronta para o consumo
de cada hospital, sendo encontradas populações entre 104 e 105 UFC.g-1 de aeróbios
mesófilos (RODRIGUEZ et al., 2011).
Em relação aos Enterococcus spp., foram observadas populações entre 5,10 x
103 UFC.g-1 na primeira coleta e 1,86 x 106 UFC.g-1 na sexta coleta nas amostras de
hortaliças in natura (Tabela 2).
Tabela 2. Populações de Enterococcus spp. (UFC.g-1) em diferentes etapas do
processo de preparo de hortaliças folhosas em UAN hospitalar.
Etapas do Processo
Coleta I II III IV
1 5,10 x 10 3 4,30 x 102 6,00 x 101 2,50 x 102 (3,71) (2,63) (1,78) (2,40)
2 1,70 x 104 5,00 x 102 7,00 x 101 1,42 x 103 (4,23) (2,70) (1,85) (3,15)
3 1,07 x 104 1,70 x 102 8,40 x 103 9,28 x 104 (4,03) (3,20) (3,92) (4,97)
4* 1,83 x 104 1,54 x 102 6,20 x 102 2,20 x 102 (4,26) (2,19) (2,79) (2,34)
5 9,70 x 10 4 7,70 x 103 3,50 x 102 1,40 x 103 (4,99) (3,89) (2,54) (3,15)
6 1,86 x 10 6 1,50 x 103 3,90 x 102 2,20 x 102 (6,27) (3,18) (2,59) (2,34)
7 4,40 x 10 4 1,90 x 103 1,40 x 102 2,35 x 103 (4,64) (3,28) (2,15) (3,37)
8* 4,30 x 10 4 9,60 x 102 1,20 x 102 1,31 x 103 (4,63) (2,98) (2,08) (3,12)
9** 6,20 x 10 5 1,10 x 105 1,40 x 102 2,40 x 102 (5,79) (5,04) (2,15) (2,38)
10 6,80 x 10 4 9,00 x 102 6,90 x 102 4,20 x 103 (4,83) (2,95) (2,84) (3,62)
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição,II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente, III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio,IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo. * Chicória. ** coleta realizada 24 horas após a entrega pelo fornecedor. Dados entre parênteses representam o log UFC/g da população.
39
Logo após a lavagem das folhosas, verificou-se a redução das populações
deste gênero de bactérias, com valores entre 1,54 x 102 e 1,10 x 105 UFC.g-1
(coletas 4 e 9, respectivamente). Diferente das populações de mesófilos (Tabela 1),
a redução de Enterococcus spp. foi consideravelmente maior em algumas das
coletas, alcançando níveis de redução de até 2,07 e 3,09 ciclos log destes micro-
organismos nas amostras das hortaliças logo após a lavagem (coletas 4 e 6,
respectivamente).
Para as populações médias de bactérias do gênero Enteroccus (Figura 3); da
etapa I para etapa II houve uma redução de 1,64 ciclos log, da etapa II para etapa III
a redução foi 0,64 ciclos log e da etapa III para etapa IV ocorreu um aumento de
0,52 ciclos log.
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição. II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente. III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio. IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo.
Figura 3. Alteração das populações médias em UFC/g-1 de Enterococcus spp.
durante as etapas de processamento das folhosas alface e chicória em UAN
hospitalar.
Mesmo após a sanitização com cloro, foram encontradas populações de
Enterococcus spp. nas amostras de todas as coletas. Em algumas delas, inclusive,
40
foram observadas populações deste gênero de bactérias mais elevadas que nas
hortaliças apenas lavadas em água, o que não era esperado. Enquanto algumas
amostras sanitizadas apresentaram contagens mínimas, de 6,00 x 101 e 7,00 x 101
no caso das coletas 1 e 2, respectivamente, outras apresentaram contagens acima
de 103 UFC.g-1, o que pode ser visto como preocupante, já que algumas cepas de
Enterococcus podem apresentar resistência a vários antibióticos (KONEMAN et al.
2008; HÖRNER et al., 2005, DIEKEMA et al., 2004), apesar de ser considerado um
micro-organismo inócuo quando em populações menores, como a observada no
presente estudo.
Outra preocupação se deve ao desenvolvimento das populações de
Enterococcus spp. entre a etapa de higienização e da disponibilidade do alimento
para o consumo. Das 10 coletas realizadas, 8 apresentaram populações de
Enterococcus spp. maiores nos pratos preparados quando comparados à etapa
anterior do processamento, o que mais uma vez pode indicar falha na higienização
ou durante o armazenamento do alimento higienizado. A maior contagem foi
observada na coleta 3, que alcançou a população de 9,28 x 104 UFC.g-1 de
Enterococcus spp. na alface pronta para o consumo. Cabe salientar que, durante a
terceira coleta, foi observado que as folhas de alface estavam visivelmente
deterioradas, podendo este fato explicar o ocorrido. Apesar do descarte destas
folhas deterioradas antes da etapa de lavagem, a hipótese mais aceitável é que este
aumento logarítmico deva a estas folhas estragadas terem contaminado o restante
da hortaliça, já que algumas espécies de Enterococcus são deteriorantes de
alimentos.
Amponsah-Doku et al. (2010) avaliaram a ocorrência de Enterococcus spp. em
alfaces coletadas de fazendas, supermercados e comércio ambulante de alimentos
de Gana, encontrando populações de 3,9 x 101 a 1,0 x 106 UFC.g-1, 6,0 x 101 a 9,0 x
105 UFC.g-1 e 5,0 x 103 a 2,5 x 106 UFC.g-1, respectivamente, estando as
populações encontradas no presente estudo dentro da variação encontrada pelos
autores. O inesperado aqui foi não conseguir uma redução logarítmica significativa
em todas as etapas. Mais alarmante ainda, por vezes, a população microbiana
chegar em número maior que a etapa precedente, no prato pronto para consumo.
41
Na Tabela 3 é possível observar as contagens das populações de
Enterobacteriaceae. Mais uma vez, pode-se notar que as populações presentes na
matéria-prima foram elevadas, variando entre 9,00 x 104 e 8,80 x 106 UFC.g-1.
Tabela 3. Populações de Enterobacteriaceae (UFC.g-1) em diferentes etapas do
processo de preparo de hortaliças folhosas em UAN hospitalar.
Amostra Etapas do Processo
I II III IV
1 4,90 x 10 5 4,30 x 104 4,00 x 104 2,30 x 104 (5,69) (4,63) (4,60) (4,36)
2 1,30 x 106 5,00 x 105 2,00 x 104 1,23 x 105 (6,11) (5,70) (4,3) (5,09)
3 9,00 x 104 2,38 x 104 1,50 x 103 1,97 x 105 (4,95) (4,38) (3,18) (5,29)
4* 1,69 x 105 6,30 x 103 1,42 x 104 6,50 x 104 (5,23) (3,80) (4,15) (4,81)
5 5,50 x 105 7,10 x 104 4,40 x 103 1,29 x 104 (5,74) (4,85) (3,64) (4,11)
6 7,40 x 105 1,31 x 104 6,50 x 103 7,10 x 103 (5,87) (4,12) (3,81) (3,85)
7 2,50 x 106 8,20 x 105 5,50 x 104 1,11 x 105 (6,40) (5,91) (4,74) (5,05)
8* 8,80 x 106 5,50 x 105 4,10 x 103 1,89 x 105 (6,94) (5,74) (3,61) (5,28)
9** 6,70 x 106 2,60 x 105 1,84 x 104 4,60 x 104 (6,83) (5,41) (4,26) (4,66)
10 2,10 x 106 7,70 x 105 2,00 x 104 1,60 x 105 (6,32) (5,89) (4,30) (5,20)
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição, II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente, III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio., IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo. * Chicória. ** Coleta realizada 24 horas após a entrega pelo fornecedor. Dados entre parênteses representam o log UFC/g da população.
Após a etapa de lavagem, pôde-se observar uma leve redução nas populações
deste grupo de bactérias, em média de 0,88 ciclos log, com números variando de
0,43 ciclos na coleta 10 a 1,75 ciclos na coleta 6. A etapa de sanitização não foi
efetiva para a redução das populações de Enterobacteriaceae em algumas das
coletas, como por exemplo, as coletas 1, 4 e 6; nas quais elas se mantiveram
praticamente as mesmas. Já na coleta 8, houve redução de 2,13 ciclos log na
população destas bactérias. As hortaliças coletadas dos pratos a serem servidos aos
42
pacientes apresentaram populações variando entre 7,10 x 103 (coleta 6) a 1,97 x 105
UFC.g-1 (coleta 3). Se comparados às contagens de Entereobacteriaceae nas
hortaliças logo após a higienização, os resultados mostram que houve
desenvolvimento microbiano ou mesmo pós-contaminação das folhosas, com um
aumento médio de 0,7 ciclos log nas populações destas bactérias. Entretanto, houve
grande variação nos resultados encontrados, como nas coletas 3 e 8, nas quais foi
observado aumento de 2,11 e 1,67 ciclos log das populações. Por outro lado, em
outras coletas (1, 6, 7 e 9), as populações deste grupo permaneceram estáveis.
Dos três grupos estudados, este é o que nos causa maiores preocupações,
seja porque foi o que apresentou a maior média de aumento microbiano na última
etapa, quando necessitava de uma redução significativa, ou por ser de fato o grupo
em estudo que apresenta o maior número de espécies patógenas natas. As
hipóteses para o aumento microbiano são as mesmas utilizadas para descrever o
aumento em relação aos mesófilos e que se aplicam também para o aumento
microbiano de Enterococcus na última etapa. O que de fato nos credita a dizer que o
aumento tenha ocorrido por uma mesma causa, haja visto que o padrão de
crescimento manteve-se pelos três grupos de estudo.
I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição. II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente. III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio. IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo.
Figura 4. Alteração das populações médias em UFC/g-1 de Enterobacteriaceae
durante as etapas de processamento das folhosas alface e chicória em UAN
hospitalar.
43
Para as populações médias de Enterobacteriaceae, figura 4; da etapa I para
etapa II houve uma redução de 0,97 ciclos log, da etapa II para etapa III a redução
foi 0,98 ciclos log e da etapa III para etapa IV ocorreu um aumento de 0,71 ciclos log.
Até o presente momento, é o primeiro estudo na região de Uberaba a levantar
a ocorrência Enterococcus e Enterobacteriaceae como possíveis patógenos a serem
veiculados por alimentos dentro de um hospital através de alimentos servidos pela
própria UAN do próprio hospital. No Brasil, a Agência Nacional de Vigilância
Sanitária (ANVISA) é o órgão que estabelece os padrões sanitários e
microbiológicos para alimentos. A RDC 12, de janeiro de 2001 (BRASIL, 2001) não
estabelece limites para os grupos de micro-organismos conforme a metodologia
utilizada na presente pesquisa (mesófilos, Enterococcus spp. e Enterobacteriaceae).
No entanto, há limites estabelecidos para algumas espécies pertencentes à família
Enterobacteriaceae, como a exigência da ausência de Salmonella sp. em 25 g de
amostra e o limite máximo de 1x102 NMP.g-1 de coliformes termotolerantes em
hortaliças frescas in natura sanitizadas para consumo humano.
Os níveis elevados de contaminação encontrados nas folhosas eram
esperados na etapa I, pela natureza de seu cultivo, sendo sua microbiota um reflexo
deste cultivo. Cabe ressaltar que as hortaliças chegavam à UAN sem nenhum
tratamento, sendo entregues ainda molhadas pelo fornecedor. Em todas as coletas,
foi observada que a matéria-prima vinha com muitas sujidades. Tanto quanto
possível, é ideal que o folhoso chegue à UAN com a menor carga microbiana
possível. A qualidade final do produto depende em grande parte da qualidade do
produto que chega do campo. Holvoet (2014) fez um estudo quantitativo de
contaminação cruzada durante um processo de lavagem simulado em alface com
micro-organismos. Verificou a transferência bacteriana e viral através da água de
lavagem, relacionando-se os níveis de carga microbiana aos níveis de contaminação
cruzada. Portanto, quanto menor a carga microbiana presente nas folhosas ao
chegar na UAN menores os riscos em caso de alguma folha ou cabeça de alface
estarem contaminadas com um patógeno, este se espalhar para demais folhas do
lote. Em seu trabalho Hovoet também comprovou a importância do uso de um
sanitizante na higienização de alfaces. Sem eles o processo fica vulnerável a
contaminação cruzada pela água de lavagem.
44
Tabela 4. Médias observadas de cada etapa do processamento dos folhosos na
UAN hospitalar, separadas por grupo microbiano.
Grupo microbiano Etapa do
processamento
Log UFC/g-1 Valor-p*
(Média ± Desvio padrão)
Mesófilos I 7,71 ± 0,56 a <0,001
II 6,63 ± 0,56 b
III 5,58 ± 0,50 c
IV 5,72 ± 0,36 c
Enterococcus I 4,75 ± 0,81 a <0,001
II 3,11 ± 0,85 b
III 2,47 ± 0,63 b
IV 2,99 ± 0,59 b
Enterobacteriaceae I 6,01 ± 0,64 a <0,001
II 5,04 ± 0,79 b
III 4,06 ± 0,49 c
IV 4,77 ± 0,51 bc
* O valor-p se refere ao resultado de análise de variância (ANOVA) na comparação entre as etapas do processamento para cada grupo de micro-organismo. Médias com letras distintas indicam diferenças significativas (p<0,05) obtidas após o teste de múltiplas comparações de Bonferroni.
A Tabela 4 foi organizada separando-se os grupos microbianos tratados neste
trabalho, com as médias observadas de cada etapa do processamento dos folhosos
na UAN hospitalar, sendo que a transformação final em Log foi feita a partir da média
dos valores aritméticos. O teste utilizado na comparação entre as etapas do
processamento foi a análise de variância (ANOVA), seguida pelo teste de
comparações múltiplas de Bonferronni. Podemos observar que houve entre as
etapas I e II uma redução significativa nos três grupos microbianos tratados.
Redução esta oriunda da primeira lavagem. Entre as etapas II e III houve redução
significativa apenas entre os mesófilos e as Enterobacteriaceae. Enterococcus é um
grupo bacteriano que pode produzir vários fatores de resistência, dentre os vários
fatores um pode explicar a diferença estatística discrepante em relação aos dois
45
outros grupos estudados: potencial de formação de biofilme. Estratégia de
sobrevivência bem documentada em Enterococcus; mesmo em cepas ambientais e
isoladas de alimentos. Esta característica confere–lhes resistência aos mais
adversos ambientes (MACOVEI, 2009; GOMES, 2008). Biofilmes bacterianos são
difíceis de eliminar e são capazes de tolerar agentes sanitizantes. As bactérias são
expostas ao estresse em todos os elos para a produção de um alimento e grupos
diferentes de bactérias possuem respostas diferentes as mesmas condições
impostas, ou seja, cada micro-organismo tem uma tolerância inerente a um
determinado estresse (YOUSEF, 2003). Ainda que as concentrações de sanitizantes
estivessem abaixo do recomendado. Os mesófilos e as Enterobacteriaceae são mais
sensíveis à sua presença o mesmo não ocorrendo com Enterococcus. Mesmo
considerando como foi conferido ser, estatisticamente não significativo às
concentrações de cloro em relação ao decréscimo da população microbiana do
estudo, devemos lembrar-nos de duas outras características do gênero
Enterococcus, sua adaptação para flutuações de temperatura e salinidade (FISHER,
2009). Embora as concentrações de cloro livre não fossem significativas, apenas o
ato de mergulhar as folhosas em água por um determinado tempo foi suficiente para
redução das populações de mesófilos e as Enterobacteriaceae, em geral os
membros destes grupos são menos adaptados ao stress que Enterococcus. Um item
não contemplado neste trabalho, mas, que caberia um estudo posterior, seria em
relação às bactérias que sobreviveram ao processo de sanitização e sua relação
com fatores de resistência presentes nas mesmas; sabe-se que micro-organismos
que são expostos à estresse sub letais nos alimentos e conseguem sobreviver a tal,
são induzidas respostas adaptativas que os tornam ainda mais resistentes
possibilitando a esses micro-organismos adaptação que poderiam torna-lhes
patogênicos; constituindo potencial risco de saúde aos consumidores (YOUSEF,
2003). Inclusive sugere-se quando do uso de cepas iniciadoras ou pró bióticas
deva-se conhecer as mesmas profundamente, quanto a todos os determinantes de
virulência conhecidos. Que preferencialmente não abriguem nenhum destes
determinantes e que sejam sensíveis a todos os antimicrobianos clinicamente
relevantes (FRANZ, 2003).
46
Na UAN do hospital pesquisado, não ocorriam todas as etapas prescritas para
higienização dos folhosos. Em um primeiro momento, as folhas eram lavadas para
retirar as sujidades oriundas do solo do campo, embora nem todos os
manipuladores fizessem a higienização folha a folha. Logo após, eram colocadas em
um tanque de aço inoxidável adaptado com uma estrutura com orifícios que
mantinha a água corrente aberta durante todo o processo. O tanque, de
aproximadamente 100 litros, enchia e a água continuava saindo por um dreno. As
dez coletas foram realizadas com oito diferentes manipuladores e todos fizeram uso
deste recurso, mostrando que a provável falta de conhecimento técnico a respeito
das ações, pode levar a adoção de procedimentos mais práticos para condução dos
mesmos. Os diferentes manipuladores apresentavam condutas muito próximas: a
folhosa era enxaguada em água corrente em um tanque; depositado em outro
tanque ao lado, com circulação continua de água, que recebia o sanitizante apenas
no início do processo. Colocava-se o sanitizante a torneira era aberta e somente
fechada no fim de todas as etapas. Quando a primeira folha era jogada na maioria
das vezes a água com sanitizante já estava sendo drenada na parte de cima da
estrutura metálica, ou seja, quando a folha entrava em contato com a solução
sanitizante, sua concentração já estava muito abaixo do recomendado (Tabela 4).
Ação esta que corrobora a falta de conhecimento técnico por parte dos
manipuladores, no caso, sobre diluição. De fato, não houve sanitização de folhas.
Tabela 5. Concentração de cloro na água de imersão da etapa de sanitização.
Coleta Concentração de cloro (ppm)
1 109 2 28 3 3 4 38 5 17 6 23 7 10 8 0 9 129
10 86
47
Em uma das duas coletas nas quais a concentração de cloro estava acima de
100 ppm, Tabela 5; o manipulador sequer separava uma a uma as folhas, sendo
estas transferidas para o tanque de circulação em grupos de folhas juntas. Além
disso, quando a última folha era colocada no tanque com circulação contínua, não se
fazia cronometragem do tempo. Assim que a última folha era higienizada, o
manipulador esperava não mais que três minutos e todas as folhas eram retiradas e
levadas para serem cortadas e em seguida, realizar a preparação dos pratos, sem
haver qualquer prática de centrifugação ou drenagem das folhas para preparo do
prato, essenciais para não ocorrer desenvolvimento microbiano nem atividade
presente nas enzimas presentes nos vegetais (FONSECA et al. 2006).
Berbari, Paschoalino e Silveira (2001) observaram uma redução de 2 ciclos
log nas contagens coliformes totais de alfaces minimamente processas, imergindo-
as em solução de cloro com concentração de 70 mg.L-1. A concentração de cloro à
100 ppm foi eficiente para redução a níveis seguros para coliformes termotolerantes
em alface em estudo realizado por Santos et al. (2012).
Todas as etapas da higienização são imprescindíveis para se obter um
produto seguro, a ação do sanitizante sozinho não funciona sem as demais ações
(LEITÃO et al., 1981). O elevado número de micro-organismos encontrado neste
trabalho assemelha-se aos dados de outros autores da literatura (DHIRAPUTRA et
al., 2005, OLIVEIRA et al., 2010, AMPONSAH-DOKU et al., 2010, RODRIGUEZ et
al., 2011).
O cloro continua ainda a ser a opção mais utilizada de sanitizante por sua
praticidade, pelo seu preço e por sua eficiência quando utilizado corretamente. A
concentração de cloro recomendada é entre 150 e 200 ppm de cloro residual livre
(RICO et al., 2007). Soriano et al. (2000), analisaram cento e quarenta e quatro
amostras de alfaces de 16 restaurantes universitários, e comprovaram que quando
bem utilizado hipoclorito de sódio (70 ppm) pode reduzir de forma satisfatória
populações microbianas de aeróbios mesófilos, causando reduções de 2 unidades
logarítmicas neste grupo. Oliveira et al. (2007), trabalhando com protocolos de
sanitização de alfaces crespas adotados por restaurantes em Porto Alegre,
obtiveram uma maior redução (2,46 log para mesófilos aeróbios e 2,34 log para
coliformes totais) em solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm de cloro livre,
48
imergindo as folhas por 30 minutos nesta solução.
Através das análises de cloro livre no presente estudo, observou-se que em
todas as amostras analisadas, a solução utilizada para o tratamento dos folhosos
nunca atingiu 200 ppm de cloro ativo, nem tampouco o tempo adequado, o qual
deve ser contado a partir do momento da última folha imersa na solução.
Na Tabela 6, pode-se observar a análise de correlação entre os níveis de
cloro livre e as quantificações das populações de Mesófilos, Enterococcus spp. e
Enterobacteriaceae presentes logo após a sanitização (etapa III), nenhuma
população mostrou resultados significativos.
Tabela 6. Correlação entre os níveis de cloro e as populações microbianas logo
após a sanitização de hortaliças folhosas em uma UAN hospitalar.
Correlação Cloro Livre
r Valor-p
Mesófilos 0,347 0,326
Enterococcus spp. -0,319 0,368
Enterobacteriaceae 0,529 1,116
Smith et al. (2003) compararam a eficiência do uso da lavagem com água e
da sanitização com solução clorada na redução da contaminação microbiana em
alface usadas em uma UAN de um refeitório universitário, conseguindo redução de 2
log das populações iniciais, nos dois tratamentos, quando a contaminação
microbiana inicial era baixa. Porém, quando a contaminação microbiana encontrava-
se acima de 102 UFC.g-1, o produto clorado mostrou-se significativamente mais
efetivo reduzindo 1,8 log UFC.g-1, contra 0,8 log UFC.g-1 no tratamento apenas com
a lavagem em água. Lund et al. (2005), trabalhando com dois sanitizantes clorados,
verificaram a importância do ajuste do pH na eficiência do sanitizante. Na UAN
pesquisada não se realizava dosagem do cloro na água, nem do pH e não havia
controle da temperatura da água durante o processo de imersão das folhosas, todos
estes fatores essenciais no desempenho do processo de sanitização.
49
Dados da literatura (LEITÃO, 1981; BERBARI, 2001; MAISTRO, 2001)
sugerem que para manter a eficiência dos tratamentos de lavagem de vegetais
consumidos frescos, deve ser realizada uma primeira lavagem para retirada da
matéria orgânica que reduziria a eficiência dos produtos químicos sanitizantes. Estes
sanitizantes podem reduzir de dez a cem vezes a contaminação microbiana. Em
seguida, o alimento deve ser mergulhado na solução sanitizante. Depois de um
tempo de contato estabelecido, uma segunda lavagem deve ser realizada para a
retirada parcial do sanitizante, que deve permanecer em uma baixa dosagem para
que não ocorra a proliferação de micro-organismos (CENCI, 2006).
A família Enterobacteriaceae e o gênero Enterococcus possuem entre os seus
membros várias espécies com cepas capazes de produzir biofilme, que as
protegerão não somente da ação de substâncias naturais e estresse ambiental, os
quais poderiam ser letais; mas também da ação de sanitizantes usados na produção
de alimentos. Neste aspecto, as folhosas, em sua maioria com superfície irregular,
propiciam a formação de biofilme. Muitos surtos de infecção e toxi-infecção
alimentar estão associados à formação de biofilme por parte das bactérias
envolvidas nestes surtos (SREY; JAHID; HA, 2013).
As folhas externas de alface possuem aproximadamente 1 ciclo log a mais de
carga microbiana dos que as folhas subsequentes. A sobrevivência de bactérias
após os processos de lavagem deve-se à formação de biofilme, a incrustação das
mesmas em dobras, internalização em estômatos e em bolsões hidrofóbicos de
proteção, evidências que podem ser observadas em microscopia de varredura
(SAPERS, 2003). O que explica, em parte, a ineficácia dos sanitizante é a
inacessibilidade do mesmo aos locais dentro dos tecidos e estruturas que albergam
os micro-organismos (BEUCHAT, 2002). A alface e a chicória pesquisados na UAN
do presente estudo possuíam folhas crespas, o que exige um cuidado ainda maior
com as folhas na etapa de lavagem. Nesta primeira lavagem as folhas devem ser
uma a uma esfregadas cuidadosamente para remoção destas “incrustações”. Pode
inclusive utilizar de detergente neutro líquido próprio para retirar sujeiras aderidas na
superfície de vegetais na pré-lavagem (FONSECA et al. ,2006). Também devemos
ter o cuidado para que esta água da remoção não entre em contato com as demais
folhas, para não ocorrer contaminação cruzada. Em trabalho de Jensen et al.
50
(2015), simulando um ambiente familiar, inocularam-se 5 cepas de Escherichia coli
O157:H7 em um pedaço de alface. Depois, misturou-se este pedaço contaminado a
outros 10 pedaços sem conter o micro-organismo em questão, comprovando a
transfêrencia bacteriana de uma folha para as demais. Embora a lavagem na água
de torneira possa reduzir os níveis de contaminação, eliminando mais de 90% das
células, a contaminação também se espalha através deste processo.
Analisando a qualidade microbiológica de hortaliças minimamente
processadas, coletadas junto a varejistas na cidade de São Paulo, Fröder et al.
(2007) encontraram populações de Enterobacteriaceae entre 105 e 106 UFC.g-1 em
42% das 133 amostras. Coliformes termotolerantes acima da legislação brasileira
foram encontrados em 73% das amostras e 3% das amostras estavam
contaminadas com Salmonellaspp.. Neste trabalho 50% das amostras coletadas dos
pratos dos pacientes (Tabela 7) estavam no mesmo patamar de contaminação por
Enterobacteriaceae encontrada pelo autor.
Tabela 7. Ocorrência de micro-organismos mesófilos, Enterococcus sp. E
Enterobacteriaceae em diferentes etapas do processo de preparo de hortaliças
folhosas em UAN hospitalar.
População (UFC.g-1)
(%) de amostras
Mesófilos Enterobacteriaceae Enterococcus
I II III IV I II III IV I II III IV
< 10 10 -102 20
102 - 103 60 70 40 103 - 104 10 40 10 10 30 10 50 104 - 105 10 10 40 60 40 70 10 105 - 106 10 80 80 40 50 50 10 10 106 - 107 80 10 20 50 10 107 - 108 90 10
> 108 10 I- Hortaliça in natura, logo após a recepção na Unidade de Alimentação e Nutrição, II- Hortaliça logo após a lavagem com água corrente, III- Hortaliça logo após a sanitização em solução de hipoclorito de sódio, IV- Hortaliça higienizada pronta para o consumo. * Chicória. ** Coleta realizada 24 horas após a entrega pelo fornecedor.
O número de bactérias que sobreviveram ao processo de higienização e que
chegaram ao prato dos pacientes é preocupante, não somente pela possibilidade de
51
transferência de determinantes de resistência dos dois grupos pesquisados (KELLY;
VESPERMANN; BOLTON, 2009), mas pela real possibilidade de patógenos
reconhecidos, mas não analisados especificamente nesta pesquisa estarem
presentes, como por exemplo Salmonella spp.
Os resultados obtidos no presente estudo mostraram que chega ao prato do
paciente número suficiente de micro-organismos para pensar na hipótese que, entre
eles, estejam micro-organismos patogênicos, os quais podem passar despercebidos
ao provocar quadro clínico que se “mistura” ao motivo da internação. Este erro
diagnóstico se dá porque os quadros característicos de DTA em pacientes
hospitalizados podem ser confundidos com uma série de outras doenças
(JOHANNESSEN; LONCAREVIC; KRUSE, 2002).
Um caminho para obter um alimento seguro é a reciclagem dos colaboradores
(TOKUÇ et al., 2009). Ficou claro que os procedimentos realizados incorretamente
são oriundos da falta de conhecimento técnico dos manipuladores da UAN estudada,
e também pela falta da busca de recursos para agilização de suas tarefas. Ainda que
esta UAN tenha nutricionistas para assegurarem a qualidade dos trabalhos, e que
uma de suas atribuições seja o controle para garantir um alimento seguro, o
tamanho da UAN estudada, o número de profissionais que ali trabalha e o volume e
a diversidade de alimentos ali processados, torna impraticável a supervisão em
tempo integral.
4.2 IDENTIFICAÇÃO DAS ESPÉCIES DE ENTEROCOCCUS SPP. E
ENTEROBACTERIACEAE
Nas Figuras 5 e 6, pode-se observar as espécies identificadas de
Enterococcus spp. e Enterobacteriaceae de isolados das hortaliças em pratos
prontos para o consumo dos pacientes atendidos pela UAN hospitalar. Enterococcus
casseliflavus foi a espécie mais encontrada (72% dos isolados de Enterococcus
spp), seguida de E. faecalis (9%). Outras espécies foram identificadas, como E.
durans (3%), E. pseudoavium (3%), E. gallinarum (3%), E. mundtii (3%) e E. faecium
(2%). Dos 100 isolados de Enterococcus spp., 5 não foram identificados em
espécies. McGowan (2006) estudando a prevalência de Enterococcus em vegetais,
frutas e carnes também encontrou uma predominância Enterococcus casseliflavus
52
em frutas e verduras. Em trabalho de Micallef (2013) estudando a distribuição,
diversidade e resistência à antimicrobianos de Enterococcus recuperados de folha e
fruto de tomates e de água e solo onde estes eram cultivados, em fazendas dos
EUA. Enterococcus ocorreu em todos os habitats e a colonização de tomates era
comum, sendo que Enterococcus casseliflavus foi predominante no solo, nas folhas
e nos frutos dos tomates; corroborando os dados encontrados em nosso trabalho.
Figura 5. Porcentagem de espécies de Enterococcus sp. isoladas das hortaliças dos
pratos de pacientes de hospital na região de Uberaba – MG.
Abriouel (2008), em estudo comparativo da diversidade genética, dos fatores
de resistência e virulência e da predominância de espécies Enterococcus em
diferentes habitats, (vegetais, água, solo e amostras clínicas); detectou diferença
significativa entre os diferentes ambientes, o número e predominância de espécies,
e entre os fatores de resistência e virulência. O estudo também mostrou que os
vegetais possuem uma resistência muito menor aos antimicrobianos testados
quando comparados as amostras clinicas.
Ronconi, Merino e Fernández (2002), ao isolarem Enterococcus spp. de
alface, encontraram mais frequentemente os Enterococcus faecium (32,61%) e
Enterococcus faecalis (21,74%), encontrando apenas 7,6% de Enterococcus
casseliflavus, a espécie mais identificada entre os isolados do presente estudo.
53
Figura 6. Porcentagem de espécies de Enterobacteriaceae isoladas das hortaliças
dos pratos de pacientes de hospital na região de Uberaba – MG.
Das Enterobacteriaceae isoladas, a maioria foram pertencentes ao gênero
Enterobacter, sendo a maioria das espécies deste gênero as da espécie E. cloacae
(28%), seguida por E. gergoviae (3%), E. sakazakii (3%) e E. aerogenes (2%). O
gênero Enterobacter spp. possui resistência natural a antimicrobianos
betalactâmicos como a ampicilina, amoxilina e cefalosporinas de primeira geração
(GONZÁLEZ-MEJÍA et al., 2006), o que torna sua ocorrência em ambiente hospitalar
bastante preocupante. E. sakazakii é um patógeno emergente de origem alimentar
para neonatos imunocomprometidos. Mesmo não fazendo parte do trato
gastrointestinal, tem sido relacionado a surtos e casos esporádicos envolvendo
fórmulas infantis a base de leite, causando infecção gastrointestinal, enterocolite
necrotizante, septicemia e meningite com alta mortalidade, sendo inclusive de
notificação compulsória ao CDC em caso de infecção invasiva em neonatos por este
micro-organismo (NAZAROWEC‐WHITE; FARBER, 1997; TAYLOR, 2012; MEDINA;
TREVIÑO; AGUILAR, 2014).
Foram também encontradas bactérias pertencentes ao gênero Klebsiella sp.
(32%), sendo prevalente a espécie K. pneumoniae (28%).
Dos 100 isolados de Enterobacteriaceae, 20 foram identificados como da
espécie Pantoea agglomerans, um micro-organismo raramente envolvido em casos
54
de diarreia e DTAs, mas que tem certa relevância clínica por sua habilidade em se
desenvolver em alguns fluidos administrados a pacientes hospitalizados (BICUDO et
al., 2007).
4.3 SUSCETIBILIDADE A ANTIMICROBIANOS
Dos isolados de Enterococcus, 100% mostraram-se sensíveis aos
antimicrobianos: vancomicina, teicoplanina, cloranfenicol, gentamicina e
estreptomicina (Figura 7). O antimicrobiano eritromicina foi o que apresentou maior
resistência por parte dos isolados de Enterococcus analisados, sendo 65% deles
resistentes, 3% de sensibilidade intermediária e 32% sensíveis à droga. O perfil da
suscetibilidade de cada isolado está detalhado no Apêndice A do presente trabalho.
Figura 7. Perfil de suscetibilidade a antimicrobianos de isolados de Enterococcus
spp. isolados de hortaliças prontas para o consumo em UAN hospitalar.
Embora o perfil encontrado de Enterococcus no presente trabalho não seja o
mesmo frequentemente observado de isolados de ambientes hospitalares, os quais
são mais resistentes a diversos antimicrobianos, o perfil encontrado bate com os
dados de McGowan (2006) os alimentos testado por este (legumes, frutas e carnes)
55
eram fonte de Enterococcus, todavia a resistência global aos agentes
antimicrobianos era relativamente baixa quando comparado a amostras clínicas,
embora já tenha sido relatados casos de amostras de alfaces cultivadas em
fazendas argentinas com alta resistência a antimicrobianos (RONCONI; MERINO;
FERNÁNDEZ, 2002). Cabe lembrar que a amostragem por coleta no prato do
paciente, 10 colônias selecionadas ao acaso, foi muito pequena e que poderiam
estar presentes cepas resistentes a outros antimicrobianos além da eritromicina.
Dos 100 isolados de Enterobacteriaceae, a grande maioria se mostrou
sensível aos antimicrobianos testados (Figura 8). Todos os 100 isolados foram
sensíveis para os antimicrobianos cefepime, meropenem e gentamicina. Entretanto,
foi verificado que 45% dos isolados apresentaram resistência à cefoxitina, 34% à
amoxacilina/ácido clavulânico, 8% ao imipenem, 7% ao aztreonam, 6% à
ceftazidima, 3 % à cefotaxima, 2% ao sulfametoxazol/trimetropim e 1% à ceftriaxona.
Figura 8. Perfil de suscetibilidade a antimicrobianos de isolados de
Enterobacteriaceae isoladas de hortaliças prontas para o consumo em UAN
hospitalar.
56
Enterobacter cloacae é um dos micro-organismos considerados problema da
atualidade, pois progressivamente vem aumentando sua resistência às drogas
utilizadas para o tratamento das infecções causadas. No presente estudo, 10 dos 28
isolados desta espécie foram multirresistentes; sendo um dos isolados resistente a 7
dos antibióticos testados: amoxacilina/ácido clavulânico, cefoxitina, imipenem,
aztreonam, ceftazidima, cefotaxima e ceftriaxona (Apêndice B). Klebsiella
pneumoniae mostrou-se sensível à maioria dos antimicrobianos testados, sendo
apenas três isolados resistentes a até três antimicrobianos (Apêndice B).
Wood et al. (2015), em trabalho realizado na Colúmbia Britânica com
amostras de alface, detectaram coliformes em 72% das amostras, sendo 13% das E.
coli isoladas e submetidas a teste de sensibilidade a antimicrobianos, 97%
apresentaram resistência a um ou mais dos antibióticos. Maffei (2013), estudando
amostras de alface encontrou 41,5% dos vegetais cultivados pelo método tradicional
contaminados com E. coli, e as contagens de coliformes totais em sua maioria
variaram entre 4 a 5 log UFC/g. No presente estudo no entanto, apenas um isolado
foi identificado como E. coli, mostrando-se sensível a todos os antimicrobianos
testados (Apêndice B).
Após a análise de produção fenotípica das enzimas ESBL, Amp C e
carbapenemases dos isolados de Enterobacteriaceae, somente foi detectada
produção de Amp C em 39% dos isolados, não sendo observadas produções de
ESBL e carbapenemases. Embora todos os isolados pertençam à espécies
produtoras de Amp C cromossomal, ou seja não foi detectada nenhuma enzima que
pudesse ser transferida através de elementos móveis, sabe-se que a produção
fenotípica destas enzimas está relacionada com a resistência de certas bactérias a
antimicrobianos (MEYER; PICOLI, 2011). É preocupante que a alimentação servida
pela UAN hospitalar contenha micro-organismos com certa resistência aos
antimicrobianos bastante utilizados na área clínica, ainda mais levando-se em conta
que os pacientes, muitas vezes, encontram-se imunologicamente deficientes.
Esperamos com este trabalho ajudar a promover melhorias na qualidade do
alimento servido aos pacientes do hospital estudado. Durante todo o trabalho ficou
claro que a maioria das pessoas envolvidas na higienização e preparação destes
alimentos, amavam o que estavam fazendo e os erros encontrados neste estudo
57
comprovam apenas não possuírem informações técnicas para uma melhor execução
das suas atividades tendo em vista a importância do que faziam, e as consequência
que poderiam gerar. Parte deste trabalho consistia em que toda a equipe da UAN
hospitalar viesse até o laboratório onde foram realizadas as análises depois do
termino destas, observassem in loco algumas placas com os micro-organismos
estudados, aqui seria realizada algumas aulas práticas e de reciclagem, seriam
apresentados os resultados e prováveis soluções para os problemas detectados.
Infelizmente duas semanas após ter sido efetuada a última coleta houve uma
reforma estrutural e a UAN foi terceirizada. Infelizmente também; a reforma se deu
apenas nas relações trabalhistas. Esperamos, contudo que os dados aqui
encontrados possam alertar aos responsáveis atuais para medidas que devem ser
tomadas.
58
5. CONCLUSÃO
De acordo com os resultados encontrados, pôde-se concluir que:
ao quantificarmos as populações de Enterococcus spp., Enterobacteriaceae e
aeróbias mesófilas nos vegetais em cada uma das etapas do processamento das hortaliças
os números esperados de uma redução logarítmica continua a cada etapa não foram
encontrados mostrando falha durante o processamento das folhosas na UAN hospitalar;
a qualidade das hortaliças recebidos pela UAN apresentam contaminação
microbiológica elevada e qualidade insatisfatória, devendo a UAN estabelecer limites
de contaminação da matéria-prima recebida junto aos fornecedores;
as etapas de lavagem e sanitização não obedecem ao protocolo de
higienização, comprometendo a eficiência do processo, sendo a implantação e o
controle de Boas Práticas necessários à UAN estudada, além de um constante
programa de aperfeiçoamento destinado aos funcionários;
Enterobacter cloacae um dos micro-organismos considerados problema da
atualidade foi a espécie mais isolada entre as Enterobacteriaceae, sendo que um
dos isolados fora resistente a 7 dos antibióticos testados;
Enterococcus casseliflavus foi a espécie mais encontrada;
o processo de sanitização dos vegetais com cloro mostrou-se ineficaz,
detectando-se grave erro na execução do mesmo, levando aos resultados
inesperados;
não foi detectada fenotipicamente nenhuma enzima que pudesse ser
transferida através de elementos móveis;
a grande maioria dos isolados foram sensíveis aos antimicrobianos testados,
não foi encontrado nenhum isolado de Enterococcus resistente a mais que dois
antibióticos, embora 13 isolados da família Enterobacteriaceae foram resistentes a 3
ou mais dos antimicrobianos testados
as populações de Enterococcus spp. e Enterobacteriaceae encontradas e a
ocorrência de cepas de Enterobacteriaceae a antimicrobianos alertam para o
cuidado que deve-se ter na higienização de folhosas servidas a pacientes
hospitalizados.
59
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABREU, I.O. Qualidade microbiológica e produtividade de alface sob adubação química e orgânica. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 30, n. Supl. 1, p. 108-118, 2010.
ABRIOUEL, Hikmate et al. Comparative analysis of genetic diversity and incidence of virulence factors and antibiotic resistance among enterococcal populations from raw fruit and vegetable foods, water and soil, and clinical samples. International journal of food microbiology, v. 123, n. 1, p. 38-49, 2008.
ALVES, SL da C.; NEVES, MCP; COSTA, J. R. Avaliação da contaminação
microbiológica de alface orgânica e convencional em diferentes pontos de
comercialização. Embrapa Agrobiologia. Comunicado Técnico, 2007.
AHVENAINEN, R. New approaches in improving the shelf life of minimally processed fruit and vegetables. Trends in Food Science & Technology, v. 7, n. 6, p. 179-187, 1996.
AMINOV, R. I.; MACKIE, R. I. Evolution and ecology of antibiotic resistance genes. FEMS Microbiology Letters, v. 271, n. 2, p. 147-161, 2007.
AMPONSAH-DOKU, F. et al. Bacterial contamination of lettuce and associated risk factors at production sites, markets and street food restaurants in urban and periurban Kumasi, Ghana. Scientific Research and Essays, v. 5, n. 2, p. 217–223, 2010.
ANDRADE, R. G.; PEREIRA, R. A.; SICHIERI, R. Consumo alimentar de adolescentes com e sem sobrepeso do Município do Rio de Janeiro. Cadernos de Saúde Pública, v. 19, n. 5, p. 1485-1495, 2003.
ANGELILLO, I. F. et al. HACCP and Food Hygiene in Hospitals Knowledge, Attitudes, and Practices of Food-Services Staff in Calabria, Italy. Infection Control, v. 22, n. 06, p. 363-369, 2001.
ANVISA. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Medidas de prevenção e controle de infecções por enterobactérias multirresistentes. Nota Técnica nº 01/2013. Disponível em <http://portal.anvisa.gov.br>. Acesso em: 13 ago13.
BANNERMAN, T. L. Staphylococcus, Micrococcus, and other catalase-positive cocci that grow aerobically. In: Murray et al. Manual of Clinical Microbiology. Washington, DC: American Society for Microbiology, 2003, pp. 384–404.
BERBARI, S.A.G; PASCHOALINO, J.E.; SILVEIRA, N.F.A. Efeito do cloro na água de lavagem para desinfecção de alface minimamente processada. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 21, n. 2, p. 197-201, 2001.
60
BEUCHAT, L. R. Ecological factor influencing survival and growth of humans pathogens on raw fruits and vegetables. Microbes and Infections, v. 4, p. 413-423, 2002.
BICUDO, E.L, et al. Nosocomial outbreak of Pantoea agglomerans in a pediatric urgent care center. Brazilian Journal of Infectious Diseases, v. 11, n. 2, p. 281-284, 2007.
BLAAK, Hetty et al. Extended spectrum ß-lactamase-and constitutively AmpC-
producing Enterobacteriaceae on fresh produce and in the agricultural
environment. International journal of food microbiology, v. 168, p. 8-16, 2014.
BRACKETT, R.E. Shelf stability and safety of fresh produce as influenced by sanitation and disinfection. Journal of Food Protection, v.55, n.10, p.808-814, 1992.
BRASIL. Resolução RDC ANVISA/MS nº. 12, de 02 de janeiro de 2001. Regulamento Técnico sobre os Padrões Microbiológicos para Alimentos. Diário Oficial da União, Brasília, DF, 10 jan. 2001.
BRASIL. Ministério da Saúde. Sinan.Sistema de Informação de Agravos de Notificação. DATASUS. Intoxicação Exógena. Notificações registradas no Sinan/Net. Período: 2014
BUZBY, J. C. Older adults at risk of complications from microbial foodborne illness. Food Review, v. 25, n. 2, p. 30-35, 2002.
CAVALCANTE, D. A. Avaliação do tratamento com água ozonizada para higienização de alface (Lactuca sativa). Dissertação (mestrado). Universidade Estadual de Campinas. Faculdade de Engenharia de Alimentos, 2007. Disponível em: <http://www.fea.unicamp.br/alimentarium/ver_documento.php?did=417>. Acesso em: 14fev13.
CDC. Centers for Disease Control and Prevention Investigation. Multistate outbreak of E. coli O157:H7 infections linked to romaine lettuce, 2011. Disponível em <http://www.cdc.gov/ecoli/2011/ecoliO157/romainelettuce/120711/>. Acesso em 12mai15.
___ Multistate Outbreak of Shiga Toxin-producing Escherichia coli O157:H7 Infections Linked to Organic Spinach and Spring Mix Blend, 2012. Disponível em <http://www.cdc.gov/ecoli/2012/O157H7-11-12/index.html?s_cid=>. Acesso em 12mai15.
CENCI, S. A. Boas práticas de pós-colheita de frutas e hortaliças na agricultura familiar. In: NETO, F.N. Recomendações Básicas para a Aplicação das Boas Práticas Agropecuárias e de Fabricação na Agricultura Familiar. 1a ed. Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, p. 67-80, 2006.
61
CHITARRA, Walter et al. Potential uptake of Escherichia coli O157: H7 and Listeria
monocytogenes from growth substrate into leaves of salad plants and basil grown in
soil irrigated with contaminated water. International journal of food microbiology,
v. 189, p. 139-145, 2014.
CLSI. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing. CLSI document M100-S23. Informational Supplement, 2013.
CONCEIÇÃO, N. et al. Evolução da resistência aos antimicrobianos entre isolados clínicos de enterococos em um hospital terciário brasileiro: um estudo de 4 anos. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 44, n.2, p. 177-181. 2011.
DELLA LUCIA, C.M. et al. Controle de perdas de carotenóides em hortaliças preparadas em unidade de alimentação e nutrição hospitalar. Ciência e Saúde Coletiva, v. 13, n. 5, p. 1627-1636, 2008.
DHIRAPUTRA, C. et al. Bacterial contamination of vegetables served in hospitals. Journal of Medical Association of Thailand, v. 88, n. 10, p. 42-48, 2005.
DIEKEMA, D.J. et al. Antimicrobial resistance trends and outbreak frequency in United States hospitals. Clinical Infectious Diseases, v. 38, n. 1, p. 78-85, 2004.
DOWNES, F.P.; ITO, K. (eds.) Compendium of methods for the microbiological examination of food. 4.ed. APHA Press, Washington: DC, 2001.
DOYLE, M. P.; ERICKSON, M. C. Opportunities for mitigating pathogen contamination during on-farm food production. International journal of Food Microbiology, v. 152, n. 3, p. 54-74, 2012.
FDA. Food and Drug Administration. Guidance for Industry: Guide to minimize microbial food safety hazards of fresh-cut fruits and vegetables, 2008. Disponível em: <http://www.fda.gov/Food/GuidanceRegulation/GuidanceDocumentsRegulatoryInformation/ProducePlantProducts/ucm064458.htm> Acesso em: 16 jun 2013.
FERREIRA, V. A.; MAGALHÃES, R. Nutrição e promoção da saúde: perspectivas atuais. Cadernos de Saúde Pública, v. 23, n. 7, p. 1674-1681, 2007.
FILGUEIRA, F. A. R. Novo manual de olericultura: Agrotecnologia moderna na produção e comercialização de hortaliças. 3ª edição. Viçosa, UFV. 2008, 421p.
FISHER, Katie; PHILLIPS, Carol. The ecology, epidemiology and virulence of
Enterococcus. Microbiology, v. 155, n. 6, p. 1749-1757, 2009.
FONSECA, M.J.O. et al. Preparo de Frutas e Hortaliças Minimamente Processadas em Bancos de Alimentos. Rio de Janeiro: Embrapa Agroindústria de Alimentos, 2006. 27p.
62
FRANZ, Charles MAP et al. Enterococci in foods—a conundrum for food
safety. International journal of food microbiology, v. 88, n. 2, p. 105-122, 2003.
FRÖDER, H. et al. Minimally processed vegetable salads: microbial quality evaluation. Journal of Food Protection, v. 70, n. 5, p. 1277-1280, 2007.
GELSOMINO, R. et al. Source of enterococci I a farmhouse raw-milk cheese. Applied and Environmental Microbiology, v.68, p.3559-365, 2002.
GIRAFFA, G; OLIVARI, A.M; NEVIANI,E. Isolation of vancomycin resistant Enterococcus faecium from Italian cheeses. Food Microbiology, v.17, p.671-677, 2000.
GOMES, Bruna C. et al. Prevalence and characterization of Enterococcus spp.
isolated from Brazilian foods. Food Microbiology, v. 25, n. 5, p. 668-675, 2008.
GOMES NETO, N.J. et al. Bacterial counts and the occurrence of parasites in lettuce (Lactuca sativa) from different cropping systems in Brazil. Food Control, v. 28, n. 1, p. 47-51, 2012.
GONZÁLEZ-MEJÍA, E.B. et al. Resistance to Cefepime in Enterobacter cloacae isolates from hospitals in Bogotá, Colombia. Revista de Salud Pública, v. 8, n. 2, p. 191-199, 2006.
GUERRERO, P. P. et al. Infecciones por enterobacterias. Medicine - Programa de Formación Médica Continuada Acreditado, v. 11, n. 55, p. 3276-3282, 2014.
HOLT, J. G.; KRIEG, N. R.; SNEATH, P. H. A.; STALEY, J. T.; WILLIAMS, S. T. Bergey's manual of determinative bacteriology. 9. ed. Baltimore: Williams & Wilkins, 1994. 787 p.
HÖRNER, R. et al. Suscetibilidade antimicrobiana entre amostras de Enterococcus isoladas no Hospital Universitário de Santa Maria. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial, v. 41, n. 6, p. 391-5, 2005.
JARLIER, V. et al. Extended broad-spectrum b-lactamases conferring transferable resistance to newer b-lactam agents in Enterobacteriaceae: hospital prevalence and susceptibility patterns. Reviews of Infection Diseases, v. 10, p.867-878, 1988.
JENSEN, D. A. et al. Cross contamination of Escherichia coli O157: H7 between lettuce and wash water during home-scale washing. Food microbiology, v. 46, p. 428-433, 2015.
JOHANNESSEN, G. S.; LONCAREVIC, S.; KRUSE, H. Bacteriological analysis of fresh produce in Norway. International Journal of Food Microbiology, v. 77, n. 3, p. 199-204, 2002.
63
KELLY, B. G.; VESPERMANN, A.; BOLTON, D. J. Gene transfer events and their occurrence in selected environments. Food and Chemical Toxicology, v. 47, n. 5, p. 978-983, 2009.
KESKINEN, L. A., BURKE, A., ANNOUS, B. A. Efficacy of chlorine, acidic electrolyzed water and aqueous chlorine dioxide solutions to decontaminate Escherichia coli O157:H7 from lettuce leaves. International Journal of Food Microbiology, v.132, p. 134-140, 2009.
KONEMAN, E. W. et al. Diagnóstico microbiológico. 5. ed. Rio de Janeiro; MEDSI, 2008. 1465p.
LARSON, A.E. et al. Evaluation of the botulism hazard from vegetables in modified atmosphere packaging. Journal of Food Protection, v. 60, n. 10, p. 1208-1214, 1997.
LEITÃO, M. et al. Effects of chemical desinfectants for reducing bacterial contamination in lettuce (Lactuca sativa L). Boletim do Instituto de Tecnologia de Alimentos, v. 19, p. 201-226, 1981.
LIENEMANN, T. et al. Iceberg lettuce as suggested source of a nationwide outbreak
caused by two Salmonella serotypes, Newport and Reading, in Finland in
2008. Journal of Food Protection, v. 74, n. 6, p. 1035-1040, 2011.
LUND, D.G. et al. Uso de sanitizantes na redução da carga microbiana de mandioca minimamente processada. Ciência Rural, v. 35, n. 6, p. 1431-1435, 2005.
MCGOWAN, L. L. et al. Prevalence and antimicrobial resistance of enterococci isolated from retail fruits, vegetables, and meats. Journal of Food Protection®, v. 69, n. 12, p. 2976-2982, 2006.
MACOVEI, L. et al. Enterococcus faecalis with the gelatinase phenotype regulated by
the fsr operon and with biofilm‐forming capacity are common in the agricultural environment. Environmental microbiology, v. 11, n. 6, p. 1540-1547, 2009.
MAFFEI, Daniele Fernanda; DE ARRUDA SILVEIRA, Neliane Ferraz; CATANOZI, Maria da Penha Longo Mortatti. Microbiological quality of organic and conventional vegetables sold in Brazil. Food Control, v. 29, n. 1, p. 226-230, 2013.
MAISTRO, L.C. Alface minimamente processada: uma revisão. Revista Nutrire, v.
14, n. 3, p. 219-224, 2001.
MARZOCHI, M.C.A. Estudo epidemiológico da poluição por enteroparasitas em áreas de horticultura da cidade de Ribeirão Preto, SP, Brasil. Tese de Doutorado, Universidade Estadual de Londrina, Londrina, PR, 1974. 115p.
MEDINA,G.AL., TREVIÑO, A.L., AGUILAR, C.N. Cronobacter sakazakii: A Food Borne Emergent Pathogen. Revista Científica de la Universidad Autónoma de Coahuila, v. 6, n. 12, p. 24-29, 2014.
64
MERLO, T.P.; DABUL, A.N.G.; CAMARGO, I.L.B.C. Different vanA elements in E.
faecalis and in E. faecium suggest at least two origins of Tn 1546 among VRE in a
Brazilian Hospital. Microbial Drug Resistance, v.3, p. 320-328, 2015.
MEYER, G., PICOLI, S.U. Fenótipos de betalactamases em Klebsiella pneumoniae de hospital de emergência de Porto Alegre. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial, v. 47, n.1, p. 25-31, 2011.
MICALLEF, Shirley A. et al. Diversity, distribution and antibiotic resistance of
Enterococcus spp. recovered from tomatoes, leaves, water and soil on US Mid-
Atlantic farms. Food microbiology, v. 36, n. 2, p. 465-474, 2013.
MINTZ, Sidney. Comida e antropologia: uma breve revisão. Revista Brasileira de Ciências Sociais, v. 16, n. 47, p. 31-41, 2001.
MOGHARBEL, A.; MASSON, M.L. Perigos associados ao consumo da alface (Lactuca sativa) in natura. Alimentos e Nutrição, v. 16, n. 1, p. 83-88, 2005.
MOLINOS, A.C. et al. Detection of ebp (endocarditis- and biofilm-associated pilus) genes in enterococcal isolates from clinical and non-clinical origin. International Journal of Food Microbiology, v.126, p. 123–126, 2008.
MORETTI, C. L. Manual de processamento mínimo de frutas e hortaliças. Brasília: SEBRAE/EMBRAPA HORTALIÇAS, 2007. 531p.
MURRAY, P. R. et al. Microbiologia médica. 5. ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2006. 979 p.
NAZAROWEC‐WHITE, M.; FARBER, J. M. Thermal resistance of Enterobacter sakazakii in reconstituted dried‐infant formula. Letters in Applied Microbiology, v. 24, n. 1, p. 9-13, 1997.
NOVAIS, C. et al. Antimicrobial resistance among faecal enterococci from healthy individuals in Portugal. Clinical microbiology and infection, v. 12, n. 11, p. 1131-1134, 2006.
OHTA, H., SUGAWARA, W. Influence of processing and storage conditions on quality stability of shredded lettuce. Journal of Japanese Society Food Science and Technology, v.34, n.7, p.432, 1987.
OLIVEIRA, A. et al. Comparação de diferentes protocolos de higienização de alface (Lactuca sativa) utilizados em restaurantes de Porto Alegre-RS. Nutrire, v. 32, p. 280-280, 2007.
OLIVEIRA, M. et al. Microbiological quality of fresh lettuce from organic and conventional production. Food Microbiology, v. 27, n. 5, p. 679-684, 2010.
65
PACHECO, M.A.S.R. et al. Condições higiênico-sanitárias de verduras e legumes comercializados no Ceagesp de Sorocaba-SP. Higiene Alimentar, v. 16, n. 101, p. 50-55, 2002.
PALMER, K L.; KOS, V. N.; GILMORE, M. S. Horizontal gene transfer and the genomics of enterococcal antibiotic resistance. Current Opinion in Microbiology, v. 13, n. 5, p. 632-639, 2010.
PAPHITOU, Niki I. Antimicrobial resistance: action to combat the rising microbial challenges. International Journal of Antimicrobial Agents, v. 42, p. S25-S28, 2013.
PAS. PROGRAMA ALIMENTO SEGURO. Análise de Riscos na Gestão da Segurança de Alimentos. Brasília, DF: Ações Especiais PAS Análise de Riscos, 2004.
PASSOS, E.C. et al. Provável surto de toxinfecção alimentar em funcionários de uma empresa no litoral da região sudeste do Brasil. Revista do Instituto Adolfo Lutz, v. 69, n. 1, p. 136-140, 2010.
RANTHUM, M.A. Subnotificação e alta incidência de doenças veiculadas por alimentos e seus fatores de risco: causas e consequências no município de Ponta Grossa-Paraná. (dissertação de mestrado). Rio de Janeiro (RJ): Escola Nacional de Saúde Pública, 2002. 97p.
REGO, J.C. et al. Proposta de um programa de boas práticas de manipulação e processamento de alimentos para unidades de alimentação e nutrição. Higiene Alimentar, v. 15, n. 89, p. 22-27, 2001.
RIBOLDI G.P. et al. Antimicrobial resistance profile of Enterococcus spp. isolated from food in southern Brazil. Brazilian Journal of Microbiology, v. 40, p. 125–128, 2009.
RICO, D. et al. Extending and measuring the quality of fresh-cut fruit and vegetables: a review. Trends in Food Science & Technology, v. 18, n. 7, p. 373-386, 2007.
RODRIGUES, K. R. M.; SALAY, E. Food safety control practices in in-house and outsourced foodservices and fresh vegetable suppliers. Food Control, v. 25, n. 2, p. 767-772, 2012.
RODRIGUES, R.Q. et al. Microbiological contamination linked to implementation of good agricultural practices in the production of organic lettuce in Southern Brazil. Food Control, v. 42, p. 152-164, 2014.
RODRIGUEZ, M. et al. Hygienic conditions and microbiological status of chilled ready-to-eat products served in Southern Spanish hospitals. Food Control, v. 22, n. 6, p. 874-882, 2011.
RONCONI, M.C.; MERINO, L.A.; FERNÁNDEZ, G. Detección de Enterococcus resistentes a altos niveles de aminoglucósidos y resistentes a glucopéptidos en
66
Lactuca sativa (lechuga). Enfermedades Infecciosas y Microbiologia Clinica, v. 20, n. 8, p. 380-383, 2002.
SANTOS, H.S. et al. Avaliação da eficácia da água sanitária na sanitização de alfaces (Lactuca sativa). Revista do Instituto Adolfo Lutz, v. 71, n. 1, p. 56-60, 2012.
SANTOS, R. H et al. Efeito residual da adubação com composto orgânico sobre o crescimento e produção de alface. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v. 36, n. 11, p. 1395-1398, 2001.
SAPERS, G.M. Washing and sanitizing raw materials for minimally processed fruit and vegetable products. CRC Press: Boca Raton, FL, London, New York, Washington, DC, 2003.
SCHWAIGER, K. et al. Antibiotic resistance in bacteria isolated from vegetables with regards to the marketing stage (farm vs. supermarket). International Journal of Food Microbiology, v. 148, p.191-196, 2011.
SEMEDO, Teresa et al. Virulence factors in food, clinical and reference enterococci:
a common trait in the genus?. Systematic and Applied Microbiology, v. 26, n. 1, p.
13-22, 2003.
SILVA, N. et al. Ocorrência de Escherichia coli O157:H7 em vegetais e resistência aos agentes de desinfecção de verduras. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 23, n. 2, p. 167-173, 2003.
SILVA, S. R. et al. Microbiological quality of minimally processed vegetables sold in Porto Alegre, Brazil. Brazilian Journal of Microbiology, v. 38, n. 4, p. 594-598, 2007.
SMITH, S. et al. Efficacy of a commercial produce wash on bacterial contamination of lettuce in a food service setting. Journal of Food Protection, v. 66, n. 12, p. 2359-2361, 2003.
SOLIS, C.S. Gestão e certificação da qualidade de sistemas alimentares integrados. Higiene Alimentar, v. 13, n. 61, p. 91-8, 1999.
SORIANO, J. M. et al. Assessment of the microbiological quality and wash
treatments of lettuce served in University restaurants. International journal of food
microbiology, v. 58, n. 1, p. 123-128, 2000.
SREY, S; JAHID, I.K.; HA, S.D. Biofilm formation in food industries: a food safety concern. Food Control, v. 31, n. 2, p. 572-585, 2013.
TAVARES, W. Bactérias gram-positivas problemas: resistência do estafilococo,do enterococo e do pneumococo aos antimicrobianos. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 33, n. 3, p.281-301, 2000.
67
TAYLOR, C. J. Health Professionals Letter on Enterobacter sakazakii Infections Associated With Use of Powdered (Dry) Infant Formulas in Neonatal Intensive Care Units. U.S. Food and Drug Administration, 2012. Disponível em <http://www.fda.gov/Food/RecallsOutbreaksEmergencies/SafetyAlertsAdvisories/ucm111299.htm>. Acesso em 22ago13.
TOKUÇ B. et al. Knowledge, attitudes and self-reported practices of food service staff regarding food hygiene in Edirne, Turkey. Food Control, v. 20, p. 565-568, 2009.
TOLEDO-ARANA, A. et al. The enterococcal surface protein, Esp, is involved in Enterococcus faecalis biofilm formation. Applied and Environmental Microbiology, v. 67, n. 10, p. 4538-4545, 2001.
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 6. Ed. Porto Alegre: Artes Médicas Sul, 2000. 729p.
VAN DER LINDEN, Inge et al. Long-term survival of Escherichia coli O157: H7 and
Salmonella enterica on butterhead lettuce seeds, and their subsequent survival and
growth on the seedlings. International journal of food microbiology, v. 161, n. 3,
p. 214-219, 2013.
VERDIM, S.E.F. Isolamento e carcterização genética de Listeria sp. Proveniente de hortaliças folhosas minimamente processadas comercializadas em Porto Alegre-RS. Dissertação de mestrado, UFRGS, Porto Alegre, 2006.Disponível em: <http://www.lume.ufrgs.br/handle/10183/7941?locale=pt_BR>. Acesso em 18ago13.
WHO. WORLD HEALTH ORGANIZATION. Foodborne disease outbreaks: guidelines for investigation and control. World Health Organization, 2008. Disponível em:<http://www.who.int/foodsafety/publications/foodborne_disease/outbreak_guidelines.pdf> Acesso em 12fev15.
WILCKS, A. et al. Persistence of DNA studied in different ex vivo and in vivo rat models simulating the human gut situation. Food and Chemical Toxicology, v. 42, n. 3, p. 493-502, 2004.
WOOD, J. L. et al. Microbiological Survey of Locally Grown Lettuce Sold at Farmers' Markets in Vancouver, British Columbia. Journal of Food Protection, v. 78, n. 1, p. 203-208, 2015.
YAN, J.J. et al. Emergence of Klebsiella pneumoniae isolates producing inducible DHA-1 β-lactamase in a university hospital in Taiwan. Journal of Clinical Microbiology, v. 40, n. 9, p. 3121-3126, 2002.
YONG, D. et al. Plasmid-mediated, inducible AmpC β-lactamase (DHA-1)-producing Enterobacteriaceae at a Korean hospital: wide dissemination in Klebsiella pneumoniae and Klebsiella oxytoca and emergence in Proteus mirabilis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease, v. 53, n. 1, p. 65-70, 2005.
68
YOUSEF, Ahmed E.; COURTNEY, Polly D. Basics of stress adaptation and
implications in new-generation foods. Microbial stress adaptation and food safety,
v. 1, p. 2-3, 2003.
ZILELIDOU, Evangelia A. et al. Modeling transfer of Escherichia coli O157: H7 and
Listeria monocytogenes during preparation of fresh-cut salads: Impact of cutting and
shredding practices. Food microbiology, v. 45, p. 254-265, 2015.
69
APÊNDICE A – PERFIL DE SENSIBILIDADE A ANTIMICROBIANOS DE
Enterococcus spp. ISOLADOS DE HORTALIÇAS PRONTAS PARA O CONSUMO
EM UAN HOSPITALAR
nº Micro-organismo PEN 10UN
AMP 10µG
VAN 30µG
TEC 30µG
ERI 15µG
TET 30µG
CLO 30µG
LNZ 30µG
GEN 120µG
EST 300µG
1 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
2 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
3 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
4 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
5 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
6 E. faecalis S S S S INT S S S S S
7 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
8 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
9 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
10 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
11 E. faecalis S INT S S RES INT S INT S S
12 E. faecalis S INT S S RES INT S INT S S
13 Enterococcus sp. S S S S INT S S S S S
14 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
15 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
16 E. durans RES RES S S S INT S S S S
17 E. durans RES RES S S S S S S S S
18 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
19 Enterococcus sp. S S S S INT S S S S S
20 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
21 E. durans S S S S S S S S S S
22 E. faecium S S S S S S S S S S 23 E. faecium S S S S S S S S S S
24 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
25 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
26 E. pseudoavium S S S S S INT S S S S
27 E. pseudoavium S S S S S INT S S S S
28 E. pseudoavium S S S S S INT S S S S
29 E. faecalis S S S S S S S S S S
30 E. faecalis S S S S S S S S S S
31 E. faecalis S S S S S S S S S S
32 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
33 E. gallinarum S S S S INT S S S S S
34 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
35 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
36 E. gallinarum S S S S INT S S S S S
37 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
38 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
39 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
40 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
41 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
42 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
...continua
70
43 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
44 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
45 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
46 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
47 E. faecalis RES S S S INT S S S S S
48 E. faecalis S S S S INT S S S S S
49 E. casseliflavus S S S S RES S S INT S S
50 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
51 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
52 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
53 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
54 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
55 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
56 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
57 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
58 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
59 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
60 Enterococcus sp. RES S S S INT S S S S S
61 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
62 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
63 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
64 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
65 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
66 E. gallinarum S S S S INT S S S S S
67 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
68 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
69 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
70 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
71 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
72 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
73 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
74 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
75 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
76 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
77 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
78 E. casseliflavus S S S S S S S S S S
79 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
80 E. casseliflavus RES S S S S S S S S S
81 E. mundtii S S S S INT S S S S S
82 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
83 E. mundtii S S S S INT S S S S S
84 Enterococcus sp. S S S S INT S S S S S
85 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
86 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
87 Enterococcus sp. S S S S INT RES S S S S
88 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
89 E. mundtii S S S S INT S S S S S
90 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
...continua
71
91 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
92 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
93 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
94 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
95 E. faecalis S S S S S S S S S S
96 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
97 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
98 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
99 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
100 E. casseliflavus S S S S INT S S S S S
PEN = penicilina; AMP = ampicilina; VAN = vancomicina; TEC = teicoplanina; ERI = eritromicina; TET = tetraciclina; CLO = cloranfenicol; LNZ = linezolida; GEN = gentamicina; EST = estreptomicina. S = sensível; INT = sensibilidade intermediária; R = resistente.
72
APÊNDICE B – PERFIL DE SENSIBILIDADE A ANTIMICROBIANOS DE
Enterobacteriaceae ISOLADAS DE HORTALIÇAS PRONTAS PARA O CONSUMO
EM UAN HOSPITALAR
nº Micro-organismo
AMX/AC 20/10µG
CPM 30 µG
CRO 30 µG
ATM 30µG
CAZ 30µG
CTX 30 µG
SUT 25 µG
MPM 10 µG
GEN 10 µG
IPM 10 µG
CFO 30µg
101 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
102 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
103 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
104 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
105 Enterobacter sp.
S S S S S S S S S S S
106 Enterobacter sp.
RES S S S S S S S S S RES
107 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
108 Enterobacter sp.
S S S S S S S S S S RES
109 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
110 Pantoea agglomerans
RES S S S S INT INT S S RES RES
111 Klebsiella pneumoniae
S S S S S INT S S S INT S
112 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
113 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
114 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
115 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
116 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S RES RES
117 Enterobacter cloacae
RES S RES RES RES RES S S S RES RES
118 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
119 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S INT RES
120 Enterobacter sp.
RES S S S S S S S S S RES
121 Enterobacter gergoviae
S S S S S S S S S S S
122 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S RES
123 Enterobacter gergoviae
S S S S S S S S S S S
124 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
125 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
126 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
127 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
...continua
73
128 Klebsiella pneumoniae
RES S S S S S S S S S S
129 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
130 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
131 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
132 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
133 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
134 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
135 Enterobacter cloacae
RES S S RES RES S S S S S RES
136 Enterobacter cloacae
RES S S RES RES S S S S S RES
137 Klebsiella pneumoniae
S S S RES RES S S S S S RES
138 Enterobacter sakasakii
RES S S RES RES S S S S S RES
139 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
140 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
141 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
142 Enterobacter cloacae
RES S INT S INT RES S S S INT RES
143 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
144 Klebsiella sp. RES S INT S S S S S S INT S
145 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S INT S
146 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S RES S S S S
147 Enterobacter cloacae
RES S S S S S RES S S RES RES
148 Klebsiella sp. S S S S S S INT S S S S
149 Klebsiella pneumoniae
S S S RES RES S S S S S RES
150 Klebsiella pneumoniae
RES S S S S S S S S RES S
151 Klebsiella oxytoca
S S S S S S S S S S INT
152 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
153 Enterobacter aerogenes
RES S S S S S S S S RES RES
154 Enterobacter sakasakii
INT S S S S S S S S INT RES
155 Citrobacter sp. RES S S S S S S S S INT RES
156 Enterobacter sakasakii
S S S S S S S S S S RES
157 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S RES RES
158 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S INT RES
159 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S RES RES
...continua
74
160 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
161 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
162 Escherichia coli S S S S S S S S S S S
163 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
164 Enterobacter sp.
RES S S S S S S S S S RES
165 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
166 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
167 Enterobacter cloacae
RES S S S S INT S S S S RES
168 Enterobacter gergoviae
RES S S S S S S S S S S
169 Enterobacter sp.
S S S RES S INT INT S S S RES
170 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
171 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
172 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
173 Enterobacter sp.
INT S S S S S S S S S RES
174 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
175 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
176 Enterobacter aerogenes
INT S S S S S S S S S INT
177 Citrobacter sp. RES S S S S S S S S S RES
178 Enterobacter aerogenes
S S S S S S S S S S S
179 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
180 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
181 Klebsiella oxytoca
S S S S S S S S S S S
182 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
183 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
184 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
185 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
186 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
187 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
188 Klebsiella pneumoniae
INT S S S S S S S S S S
189 Enterobacter cloacae
RES S S S S S S S S S RES
190 Klebsiella pneumoniae
RES S S S S S S S S S S
191 Enterobacter cloacae
S S INT S S INT S S S S RES
...continua
75
192 Pantoea agglomerans
S S S S S RES S S S S S
193 Klebsiella pneumoniae
S S S S S S S S S S S
194 Enterobacter sp.
S S S S S S S S S S S
195 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
196 Pantoea agglomerans
S S S S INT INT S S S S S
197 Pantoea agglomerans
S S INT S INT S S S S INT S
198 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
199 Pantoea agglomerans
S S S S S S S S S S S
200 Enterobacter cloacae
S S S S S S S S S S RES
AMX/AC = amoxacilina/ácido clavulanico; CPM= cefepime; CRO = ceftriaxona; ATM = aztreonam; CAZ = ceftazidima; CTX = cefotaxima; SUT = sulfametoxazol/trimetropim; MPM = meropenem; GEN = gentamicina; IPM = imipenem; CFO = cefoxitina = S = sensível; INT = sensibilidade intermediária; R = resistente.
76
APÊNDICE C – PERFIL FENOTÍPICO DA PRODUÇÃO DE ENZIMAS
CLINICAMENTE IMPORTANTES POR Enterobacteriaceae ISOLADAS DE
HORTALIÇAS PRONTAS PARA O CONSUMO EM UAN HOSPITALAR
Nº Micro-organismo ESBL AMPc CARBAPENEMASE
101 Enterobacter cloacae - + -
102 Enterobacter cloacae - + -
103 Enterobacter cloacae - + -
104 Enterobacter cloacae - + -
105 Enterobacter sp. - - -
106 Enterobacter sp. - + -
107 Pantoea agglomerans - - -
108 Enterobacter sp. - + -
109 Pantoea agglomerans - - -
110 Pantoea agglomerans - + -
111 Klebsiella pneumoniae - - -
112 Enterobacter cloacae - + -
113 Klebsiella pneumoniae - - -
114 Klebsiella pneumoniae - - -
115 Klebsiella pneumoniae - - -
116 Enterobacter cloacae - + -
117 Enterobacter cloacae - + -
118 Pantoea agglomerans - - -
119 Klebsiella pneumoniae - - -
120 Enterobacter sp. - + -
121 Enterobacter gergoviae - - -
122 Klebsiella pneumoniae - - -
123 Enterobacter gergoviae - - -
124 Klebsiella pneumoniae - - -
125 Pantoea agglomerans - - -
126 Klebsiella pneumoniae - - -
127 Klebsiella pneumoniae - - -
128 Klebsiella pneumoniae - - -
129 Klebsiella pneumoniae - - -
130 Klebsiella pneumoniae - - -
131 Pantoea agglomerans - - -
132 Pantoea agglomerans - - -
133 Pantoea agglomerans - - -
134 Pantoea agglomerans - - -
135 Enterobacter cloacae - + -
136 Enterobacter cloacae - + -
137 Klebsiella pneumoniae - - -
138 Enterobacter sakazakii - - -
139 Pantoea agglomerans - - -
140 Enterobacter cloacae - + -
141 Enterobacter cloacae - + -
...continua
77
142 Enterobacter cloacae - + -
143 Enterobacter cloacae - + -
144 Klebsiella sp. - - -
145 Klebsiella pneumoniae - - -
146 Klebsiella pneumoniae - - -
147 Enterobacter cloacae - + -
148 Klebsiella sp. - - -
149 Klebsiella pneumoniae - - -
150 Klebsiella pneumoniae - - -
151 Klebsiella oxytoca - - -
152 Pantoea agglomerans - - -
153 Enterobacter aerogenes - + -
154 Enterobacter sakazakii - + -
155 Citrobacter sp. - + -
156 Enterobacter sakazakii - - -
157 Enterobacter cloacae - + -
158 Enterobacter cloacae - + -
159 Enterobacter cloacae - + -
160 Pantoea agglomerans - - -
161 Enterobacter cloacae - + -
162 Escherichia coli - - -
163 Klebsiella pneumoniae - - -
164 Enterobacter sp. - +’ -
165 Klebsiella pneumoniae - - -
166 Klebsiella pneumoniae - - -
167 Enterobacter cloacae - + -
168 Enterobacter gergoviae - - -
169 Enterobacter sp. - - -
170 Enterobacter cloacae - + -
171 Enterobacter cloacae - + -
172 Pantoea agglomerans - - -
173 Enterobacter sp. - + -
174 Enterobacter cloacae - + -
175 Klebsiella pneumoniae - - -
176 Enterobacter aerogenes - - -
177 Citrobacter sp. - + -
178 Enterobacter aerogenes - - -
179 Klebsiella pneumoniae - - -
180 Klebsiella pneumoniae - - -
181 Klebsiella oxytoca - - -
182 Enterobacter cloacae - + -
183 Klebsiella pneumoniae - - -
184 Enterobacter cloacae - + -
185 Klebsiella pneumoniae - - -
186 Pantoea agglomerans - - -
187 Enterobacter cloacae - + -
188 Klebsiella pneumoniae - - -
189 Enterobacter cloacae - + -
...continua
78
190 Klebsiella pneumoniae - - -
191 Enterobacter cloacae - + -
192 Pantoea agglomerans - - -
193 Klebsiella pneumoniae - - -
194 Enterobacter sp. - + -
195 Pantoea agglomerans - - -
196 Pantoea agglomerans - - -
197 Pantoea agglomerans - - -
198 Pantoea agglomerans - - -
199 Pantoea agglomerans - - -
200 Enterobacter cloacae - + -
ESBL = beta-lactamases de espectro estendido; AMPc = beta-lactamase classe C; (-) = negativo; (+) =
positivo.
