Київський національний університет імені Тараса Шевченка

М.М. Мусієнко, О.П. Ольхович

МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ ВИЩИХ ВОДНИХ РОСЛИН

НАВЧАЛЬНИЙ ПОСІБНИКдо лабораторних занять з фізіології рослин

для студентів біологічного факультету

Видавництво поліграфічний центр“Київський університет”

2004

УДК 581.1Мусієнко М.М., Ольхович О.П. Методи дослідження вищих водних рослин. –

Київ: Видавництво поліграфічний центр “Київський університет”, 2004. – с.

Навчальний посібник до лабораторних занять з фізіології водних рослин для студентів біологічного факультету М.М. Мусієнка, О.П. Ольхович.

За редакцією М.М. Мусієнка д-ра біол. наук, проф.

Рецензенти: Серебряков В.В. д-р біол. наук, проф. Сакевич О.Й. д-р біол.наук, проф.

Затверджено Радою біологічногофакультету 13 травня 2003 року

2

Вступ

Важливе місце в контролі якості вод займають спостереження за станом вищої водної рослинності, яка чутко реагує на зміни довкілля. Так, під час забруднення водойм, змінюються видовий склад, біомаса та продукція фітоценозу; спостерігаються морфологічні , анатомічні та фізіологічні аномалії; відбувається зміна едифікаторів. У зв`язку з цим , під час контролю якості води і донних покладів особливої уваги надають видовому складу вищої водної рослинності, її кількості, фітомасі, життєвості, аномаліям, тривалості фенофаз та проективному покриттю. Дослідження вищої водної рослинності має важливе значення під час рекогносцирувального гідробіологічного огляду водних об`єктів, який проводять з метою екологічно зумовленого розміщення стаціонарних пунктів контролю забруднення.

Починаючи рекогносцирувальне та гідробіологічне обстеження водойми, насамперед, слід звернути увагу на водні рослини, які або підіймаються над водою, особливо на березі безперервною смугою чи групами, або пронизують товщу води, або плавають на її поверхні. Водно- болотні рослини називають “макрофітами”. Інколи цей термін ототожнюють з поняттям “вищі водні рослини”, але це не зовсім правильно, оскільки до макрофітів, разом з квітковими і вищими споровими рослинами, відносяться і харові водорості.

Своєрідність умов розвитку макрофітів у водному середовищі утруднює їх вивчення. У зв`язку з цим, загальній характеристиці основних особливостей розвитку водних рослин і будові їх угруповань, а також опису основних польових та лабораторних методів вивчення водної рослинності і присвячується ця книга.

3

Польові методи дослідження водних рослин.

Робота № 1. Визначення видів та екологічних груп вищих водних рослин.

Теоретичні передумови. Під час огляду рослинності водойм дослідник вивчає рослини різні за екологією щодо водного фактора: гідрофіти – справжні водні рослини, повністю, або більшою частиною занурені в воду, гігрофіти – рослини надмірного зволоження – і мезофіти- рослини достатнього (середнього) зволоження. Перехідною між ними групою є гідрогігрофіти – водно-болотні (земноводні) рослини, або гелофіти. Вони займають як водні, так і зволожені місця берегів.

Вологолюбні рослини – гігрофіти, а часто і мезогігрофіти – є звичайними компонентами рослинних угруповань прибережної зони. Вони дуже поширені у заплавах, на заболочених та сильно зволожених (мокрих) низинних ділянках берегів, де берегова смуга часто буває не чіткою, на купинах, або у воді на мілководдях серед заростей рослинності біля берега.

До флори водойм відносять справжні водні рослини – гідрофіти, водно-болотні (земноводні) рослини - гелофіти, що постійно ростуть у воді, та ті із вологолюбних рослин – гігрофітів, які мешкають серед заростей гелофітів, в прибережній смузі водойм, на заплавах, мокрих та заболочених берегах водойм або у воді. До власно водної флори будь-якої водойми відносять лише гідрофіти, гелофіти і ті із гідрофітів, які у воді утворюють стійкі довгоіснуючі угруповання.

В загальному списку флори водойми слід мати два розділи (списки): список водної флори водойми і список її гідрофільної флори.

Водні рослини це вторинноводні організми – наземні рослини, що пристосувалися до життя у водному середовищі. Їх види належать до найрізноманітніших і віддалених одна від одної родин. Більшість із них дуже поширені, а деякі є майже космополітатами або космополітами. Здебільшого, це кореневищні багаторічники, що відрізняються досить широкою екологічною амплітудою. Вони ростуть в найрізноманітніших і надзвичайних умовах: здатні жити як в прісних, так і солонкуватих водах, в водному середовищі і, у вигляді наземних форм, досить довгий час існувати у вологих місцях на суші. Однорічних видів серед водних рослин мало.

Більшість водних рослин квітує і плодоносить над водою. Рослин, квітки і плоди яких розвиваються під водою, небагато. Крім генеративного способу розмноження, часто придушеного, в них широко розвинене вегетативне розмноження за допомогою кореневищ, частин стебла, бруньок тощо. Деякі з них розмножуються лише вегетативним шляхом.

Визначення видів і екологічних груп рослин передує всім дослідженням рослин на природних водоймах.

Мета роботи – провести рекогносцирувальне обстеження водойм і з’ясувати належність виявлених біля водойми рослин до певних видів і екологічних груп. Зібрати рослини для гербарію. Скласти два списки флори водойм – список власне водної флори водойми і список її гідрофільної флори.

Матеріали і обладнання: визначник водних рослин, гербарна папка, фільтрувальний та крейдяний папір, журнал для записів.

Хід роботи. Проводять первинне ознайомлення з водоймою. Досліджують розповсюдження прибережної і власно водної рослинності взагалі. Визначають

4

ширину смуги, що зайнята водною рослинністю. Із різних заростей водних рослин беруть по декілька рослин, що складають певні зарості, і визначають їх видову належність за визначником водних рослин, який потрібно взяти з собою на екскурсію. Крім того, з’ясовують належність кожного виду рослин до певної екологічної групи. У журнал записують назву рослини, її екологічну групу, ширину заростей, яку вимірюють, щоб потім нанести площу, яку займають ці зарості на схематичну карту водойми. Разом з тим, у журналі позначають місцезнаходження певних заростей. Надалі, відмічають порівняльну щільність кожних заростей ( визначають - поодиноко, групами, або скупченнями ростуть певні види водних рослин) та глибину водойми.

Для кожних заростей заповнюють окремий листок за формою:1.Дата дослідження (число, місяць і рік).2.Видовий склад заростей та належність кожного виду до певної

екологічної групи.3.Орієнтовна площа заростей.4.Місцезнаходження заростей.5.Орієнтовне співвідношення різних видів рослин в заростях за площею,

яку вони займають та щільністю заростання.6.Глибина.Якщо неможливо визначити рослину під час екскурсії, або якщо потрібно

більш досконало вивчити рослини деяких видів, їх збирають до гербарію.Під час складання гербарію рослини збирають більш ретельно – так, щоб

були наявні всі важливі частини і органи рослини: корінь, стебло, листок та, якщо можливо, квітка і плід. Для цього потрібно мати з собою гербарну папку з сушильним папером (найкраще використовувати білий фільтрувальний папір).

Збирати власне водні рослини треба так:рослини виймають із води, попередньо промивають їх, обтирають насухо і

вміщують їх в звичайний папір для підсушування рослини. Ніжні водні рослини важко розправляти на папері, тому листок крейдяного паперу підкладають під рослину безпосередньо у воді, розправляють листки і обережно виймають листок з рослиною, при цьому рослина залишається розправленою на папері. Дають стекти воді і папір з рослиною вміщують у фільтрувальний папір. Далі сушать звичайним способом в гербарній папці, періодично (через 8-12 год.) замінюючи вологий папір на сухий. Папір замінюють обережно, намагаючись не пошкодити рослини.

Після висихання кожну рослину прикріплюють паперовими смугами до листка паперу. Рослина обов’язково повинна мати етикетку, на якій помічають таке:

1.Назву рослини (українською та латинською мовами, зазначаючи авторів).2. Дату збирання.3. Назву водойми.4. Місце збору.5. Глибину.6. Грунт.7. Характер заростання.Складають два окремих списки досліджених рослин – список водної і

гідрофільної флор.Роблять висновки.

5

Робота № 2. Вивчення характеру розподілу рослинності у водоймах залежно від факторів довкілля.

Теоретичні передумови. Склад, ступінь розвитку і розміщення рослинності у водоймі зумовлені неоднорідністю екологічних умов різних її частин і мають певні закономірності. Найважливішими умовами (факторами), що визначають наявність, склад та існування рослинності в природних озероподібних водоймах різних географічних зон, вважають: морфологічні особливості водойми (розміри, глибину, порізаність берегів –наявність заплав і захищених місць, наявність мілководних ділянок з глибиною 2,5-3 м, крутизну схилів днища), оптичні якості водних мас (прозорість і колір води), динамічні фактори (коливання рівня води, хвильову діяльність, течію), хімічні фактори (хімічний склад води, вміст біогенних елементів, концентрацію водневих іонів (рН), газовий режим), донні поклади (механічний і хімічний склад), температуру води, ступінь проточності водойми, затіненість берегів та ін. Великий вплив на рослинність водойм має діяльність людини, особливо забруднення стоками різноманітних виробництв, хімізація лісової промисловості та сільського господарства, будівництво тваринницьких комплексів поблизу водойм та на їх берегах, або антропогенного евтрофікування водойми.

Ступінь заростання водойм суттєво залежить від їхньої морфології. Досить сприятливі умови для розвитку водної рослинності створені, майже завжди, в невеликих мілких водоймах і в великих, які мають сильно порізані береги з заплавами і затишними місцями, широкою смугою захищених від вітру і хвилювання, мілководною та пологою літораллю з поступовим наростанням глибини від берега. Водної рослинності в таких місцях звичайно буває багато.

Несприятливі умови для поселення та існування рослин створені в великих, а також в невеликих глибоких водоймах, які мають відкриті слабкопорізані берегові смуги, вузьку літораль та круті схили дна від берега.

Від прозорості і кольору води залежить кількість і якість світлових променів, що потрапляють вглиб водної маси, які необхідні для нормальної життєдіяльності рослин.

Глибина, на яку розповсюджуються рослини, залежить від глибини проникання світла. Такі види гелофітів, як очерет і рогіз вузьколистий у водоймах звичайно ростуть не глибше 2-2,5 м, іноді 3 м.

Рослини, які невисоко підіймаються над водою, - стрілолист стрілолистий, частуха подорожникова, види їжачої голівки – мешкають, як правило, біля берегів на глибинах до 1 м. Вкорінені рослини, які мають плаваючі на поверхні листки ( латаття чистобіле, глечики жовті, рдесник плаваючий, гірчак земноводний) і занурені у воду, з квітками над поверхнею води (рдесник блискучий, рдесник пронизанолистий, водопериця колосиста) у водоймах з достатньо високою прозорістю води можуть заходити в воду не глибше 3-4 м. Те саме стосується і рослин, які квітують і плодоносять під водою (куширу зануреного, молодильнику озерного) і тих, що розмножуються лише вегетативним шляхом (елодеї канадської). В окремих випадках молодильник та елодея опускаються на глибини до 8-12 м, а харові водорості - навіть до 30 м. У водоймах з низькою прозорістю води занурених рослин майже немає. З прозорістю води сильно пов`язане флористичне різноманіття макрофітів у водоймі, склад видів за екологічними групами і, насамперед, склад групи

6

занурених у воду рослин. Чим прозоріша у водоймі вода, тим багатша її флора і різноманітніші рослинні угруповання.

Збільшення трофії водних мас і антропогенного евтрофікування водойм спричинює появу в них певних видів плаваючих рослин, які були відсутні, а в деяких випадках і активний розвиток їх.

Біля берегів глибоких водойм залежно від крутизни схилу дна ( із швидким або поступовим зростанням глибини від берега) і складу донних покладів рослини розміщені в екологічному ряду в певній послідовності – зонально або поясами, за ступенем пристосування до життя на різних глибинах за різних умов освітлення і на різних донних покладах.

Біля берегів водойм за сприятливих для життя рослин умов залежно від глибини розрізняють п`ять зон (поясів) рослинності. Кожна з них складена із угруповань (або окремих видів) характерних для неї рядів. Зони (пояси) рослинності розміщуються у водоймах нижче урізу води в напрямку від берега в наступному порядку: 1 – зона низьких надводних рослин; 2 – високих надводних рослин; 3 – рослин з плаваючими листками; 4 – високих занурених рослин; 5 – низьких занурених рослин (рис.1).

Рис. 1. Екологічні групи вищих водних рослин: 1- гелофіти, 2 – вкорінені плейстофіти, 3 – вкорінені гідатофіти, 4 – невкорінені або вільноплаваючі плейстофіти, 5 – невкорінені гідатофіти; а –грунт, б –вода, в – повітря.

Зона угруповань низьких і середньовисоких надводних рослин займає простір від урізу води до глибини 0,5-0,75 м. До її складу входять хвощ річковий, різні види осок, їжачої голівки, стрілолисту, частухи, сусака та ін. В цій зоні часто наявні гігрофіти.

7

Зона угруповань високих надводних рослин розповсюджена до глибини 1,5-2 м. Для неї типові зарості очерету, рогозів, комишу озерного, та інших гелофітів.

Зона угруповань плаваючих рослин розташована біля краю зони високих надводних рослин (з боку відкритого дзеркала водойми) до глибини близько 2,5-3 м. Для неї характерні угруповання глечиків, латаття, рдесника плаваючого та ін.

Зона угруповань високих занурених рослин розташована відразу за попередньою до глибини 3-3,5 м. Ця зона складається із угруповань великих рдесників – рдесників блискучого та пронизанолистого, а також водопериці колосистої та інших занурених рослин.

Зона низьких (придонних) занурених рослин тягнеться до нижньої межі розповсюдження рослинності. Вона буває чіткіше вираженою в озерах з прозорою водою і представлена угрупованнями молодильника озерного, лобелії Дортмана, ситнягу голчастого, елодеї канадської, харових водоростей та ін. У водоймах з низькою прозорістю води її немає.

Слід зазначити, що така послідовність зон (поясів) рослинності в водоймах в природі спостерігається не завжди. Здебільшого, залежно від прозорості води, крутизни схилів дна, донних покладів та інших факторів, які в сукупності зумовлюють ті або інші умови місцезростання на різних ділянках водойм, деякі зони не розвинені взагалі, або виражені досить слабко і практично відсутні. Чергування зон дуже добре простежується біля берегів невеликих, але глибоких заплавних водойм, в деяких затоках великих озер.

На розподіл і ступінь розвитку рослинності в річках впливають майже ті самі фактори, що і в озероподібних водоймах. Факторами, що визначають її розвиток в річках є швидкість течії, каламутність води та ступінь рухомості ґрунту. В річках, які мають сильну течію і легкорухомий ґрунт, рослинність осідає в заводях, найбільш затишних місцях плес та проток з послабленою течією і хоча б якоюсь мірою закріпленим ґрунтом. Особливо сприятливі умови для розвитку рослинності утворюються у старицях, річках та струмках зі слабкою течією та в дельтах річок. Вітрове хвилювання та течія негативно впливають на закріплення рослин в ґрунті та їх подальше життя.

Вплив на рослинність мінерального і біогенного складу води та інших хімічних сполук ще недостатньо вивчений. Відомо, що із збільшенням солоності води у водоймах значно збіднюється склад видів рослин, що їх населяють. Майже повністю зникають види плаваючих рослин.

Про зв`язок видів водних рослин з певним складом донних покладів відомо недостатньо. Відомо, що м`які, але в`язкі мулисті поклади, які багаті на органічну речовину, звичайно бувають рясно вкриті рослинністю. Піщані та глинисті, з різним ступенем замуленості донні поклади, також досить сприятливі для розвитку деяких видів рослин і звичайно інтенсивно заростають. На пухких органічних мулистих донних покладах оселяються головним чином рослини з плаваючим листям. Легкорухомі ґрунти (гравій, галька, крупний пісок) мало сприятливі для розвитку рослинності.

Із фізичних факторів довкілля на розвиток і склад рослинності берегової зони водойм посушливих областей впливають сезонні та річні коливання рівня води. Високі амплітуди коливання рівня води негативно впливають на розвиток рослин, особливо занурених у воду видів.

8

Мета роботи – провести обстеження природних водних об’єктів: річки, озера, водосховища, простежити за зональним розподілом водної рослинності і з’ясувати найважливіші фактори, що зумовлюють саме такий розподіл .

Матеріали та обладнання: журнал для записів, термометр, мотузок з тягарем для вимірювання глибини водойми, рулетка.

Хід роботи. Провести рекогносцирувальне обстеження водойми. На дослідній водоймі відібрати три точки з різним рослинним покривом. В цих точках зробити опис водної рослинності, враховуючи її зональний розподіл і звертаючи особливу увагу на наступні характеристики:

1.Назву і географічне положення водойми.2.Розмір водойми.3.Глибину водойми.4.Ступінь захищеності від вітру і хвиль.5.Прозорість або каламутність води та її колір.6. Наявність або відсутність течії.7.Фракційний склад ґрунту ( пісок, глина, каміння, мул).8.Температура повітря та води.9.Характер берега (пологий, крутий, обривистий).10.Наявність на березі рослинності та її протяжність.11.Однорідність складу рослинності.12.Характер розподілу рослинності: кількість ярусів, їх висота та ширина.Дані занести до журналу. Зробити висновок про характер розподілу

рослинності залежно від умов місцезростання.

Робота № 3. Вивчення складу і будови рослинних угруповань водних фітоценозів.

Теоретичні передумови. Фітоценоз, або рослинне угруповання, є основною одиницею рослинності. Компоненти фітоценозу за ступенем їх участі в фітоценозі, головним чином за створенням фітомаси і проективного покриття поділяють на головні і другорядні види. Їх поділять на едифікатори (будівельники угруповання), які визначають його фітоценотичне середовище, і супутники, або супутні види (асектатори), які майже не впливають на створення середовища усередині угруповання. Домінантами називають види, що переважають в фітоценозі, або в його ярусах. Домінантів в фітоценозі може бути декілька видів. Другорядні домінанти і едифікатори називають субдомінантами та субедифікаторами.

У вертикальному розподілі водних рослинних угруповань розрізняють три основні яруси:

1) надводний, з під’ярусами за висотою: високих, середньовисоких та низьких надводних рослин (трав) першої, другої та третьої величини;

2) плаваючий, із плаваючих на поверхні води (плейстофітів) та з плаваючим листям;

3) підводний, з під’ярусами за висотою: високих, середньовисоких та маленьких придонних рослин (трав).

Для наочності ярус плаваючих рослин можна позначити цифрою 0 (нуль), під’яруси надводного ярусу позначити цифрами 1, 2 і т.ін., а під’яруси підводного ярусу – цифрами зі знаком мінус (-), наприклад, -1, -2 і т. Ін.

Рослинні угруповання водних рослин звичайно складаються з невеликої кількості видів, особливо в водоймах з низькою прозорістю води. Часто вони

9

побудовані лише з одного виду, або за невеликої участі інших видів. Це однорідні, або майже однорідні одноярусні фітоценози певного виду, які називають заростями.

Малочисельні у видовому відношенні угруповання, які просто побудовані, досить широко представлені серед усіх груп водних рослин, а у водоймах з низькою прозорістю води вони переважають над іншими угрупованнями, які побудовані більш складно. У водоймах з високою прозорістю води, крім одновидових, одноярусних ценозів, зустрічаються ценози з одним, або кількома домінуючими видами, до яких приєднується велика кількість супутніх видів, які складаються з кількох ярусів.

Мета роботи –вивчити склад і будову фітоугруповань природної водойми. Визначити види-асектатори та едифікатори, з’ясувати домінантні види. Скласти список водних рослин, враховуючи їх вертикальний розподіл за ярусами, характер розподілу у водоймі, проективне покриття та життєвість.

Матеріали та обладнання: визначник водних рослин, журнал для записів.Хід роботи. Проводять ознайомлювальне дослідження фітоугруповань

природної водойми, визначають їх рослинний склад, та з’ясовують внутрішню будову угруповань. Щоб визначити флористичний склад створюють повний список рослин, які є складовою частиною фітоценозу. До бланку опису вносять всі види, які виявлені на дослідній ділянці. Тим рослинам, назву яких дослідник не знає, присвоюють умовну назву. Цю назву зберігають за ними протягом всього періоду робіт. Такі види обов'язково беруть в гербарій і потім визначають їх правильну назву. Виявлення видів рослин з наступним записом їх до журналу, починають завжди з верхнього надводного ярусу, а закінчують нижнім підводним . За такою системою рослини у водних угрупованнях обліковують швидко і точно. Враховують також висоту рослин кожного ярусу.

Оцінюють характер розповсюдження (поодиноко, групами, плямами, рівномірно) та площу проективного покриття. Площа покриття або проективне покриття – це площа горизонтальних проекцій рослин на поверхню ґрунту (днища), яку виражають у відсотках від поверхні дослідної ділянки, яку приймають за 100 %. Проективне покриття визначають за допомогою квадратної рами або окомірно. Під час маршрутних досліджень широко застосовують окомірне визначення.

Визначають життєвість (пристосованість рослин до умов місцезростання), яку поділяють на наступні порядки:

5,4-надлишковий ріст та швидкий розвиток , що виходить за межі норми.3-види з повним циклом розвитку, нормального росту, квітують і

плодоносять,2-вегетативний розвиток нижче нормального, але здатність квітувати і

плодоносити не втрачена, 1-види явно пригнічені.Отримані дані аналізують та визначають роль кожного виду в

фітоугрупованні. Ці дані записують до таблиці:

10

Рос

лина

Яру

с

Вис

ота

Про

екти

вне

покр

иття

,%

Хар

акте

р ро

зпов

сюдж

ення

Жит

тєві

сть

Рол

ь ви

ду в

уг

рупо

ванн

і

Роблять висновки.

Робота № 4. Проведення еколого-фітоценологічної класифікації водної рослинності за А.П.Шенніковим.

Теоретичні передумови. В основу більшості еколого-фітоценологічних класифікацій водної рослинності покладено принципи, які розробив А.П.Шенніков для класифікації луків, тобто для угруповань, найбільш подібних до угруповань макрофітів. А.П.Шенніков запропонував наступний класифікаційний ряд: асоціація – група асоціацій – формація – група формацій – клас формацій – тип рослинності. Із них асоціація, формація і тип рослинності є основними класифікаційними одиницями рослинності.

Асоціація – це тип фітоценозу. Вона є найменшою таксономічною одиницею рослинності. До асоціації об`єднують фітоценози, подібні за складом домінантів і супутніх видів, будовою та іншими ознаками, а також за взаємозв’язком між рослинами та між ними і довкіллям. Назви асоціацій складають українською та, згідно з міжнародними правилами, обов`язково, латинською мовами. Асоціацію іменують за домінуючими в ній видами одного або кількох ярусів. В українських назвах прикметник ставлять на перше місце, а іменник на друге : ас.очеретяно-рогізна , тобто асоціація рогозу за участю очерету.

Є два способи складання латинських назв асоціацій, які широко використовують. В першому способі назву асоціації складають із іменника (назви основного виду – на першому місці) та прикметника (назви другорядного виду – на другому). До кореня родової назви головного виду приєднують суфікс -etum , а до кореня родової назви другорядного виду (стоїть на другому місці) – суфікс -osum (наприклад, Typhaetum phragmitosum). Якщо асоціація складається лише з одного виду, то під час утворення її назви беруть його родову назву (корінь) із закінченням -etum і до нього приєднують ще видову назву (наприклад, ас. Phragmitetum australis purum – ас. Очерету звичайного чиста). В другому способі назва асоціації складається із найменувань (родового і видового) домінуючих рослин. При цьому едифікатори і домінанти одного ярусу з`єднуються знаком плюс (+), а різних ярусів - знаком мінус (-), наприклад, ас. Phragmites australis + Typha angustifolia ; ac. Typha angustifolia – Nuphar lutea – Potamogeton lucens.

Цього правила ніколи не слід забувати і не з`єднувати домінантів різних ярусів знаком плюс.

11

Мета роботи –навчитися проводити класифікацію водної рослинності на природній водоймі. Визначити асоціації та скласти їх українські та латинські назви.

Матеріали та обладнання: визначник водних рослин, журнал для записів.Хід роботи. Провести обстеження кількох заростей природних водойм з

різним видовим складом рослин. Визначити домінантні і супутні види, скласти назви асоціацій одного і кількох ярусів українською та латинською мовами.

Назви асоціації записати в журнал.

Робота № 5. Збирання та якісний облік водної рослинності за допомогою інструментів та приладів.

Теоретичні передумови. Щоб дістати рослини з днища при глибині води, що не перевищує 2-3 м, використовують водяні грабельки три- та шестизубцеві (рис.2).

Рис. 2. Водяні грабельки.

Перші з них мають поперечну планку довжиною 13 см, довжину зубців 16 см, довжину загину зубців 6 см та втулку для жердини. Їх можна робити і довільних розмірів. Другі мають поперечну планку 0,5 см товщиною 1,5 см шириною і приблизно 15 см довжиною. Замість планки можна використати залізну трубку до 1 см діаметром. До планки на відстані 2,5 см один від одного міцно приварюють зубці та втулку для жердини. Довжина жердини залежить від максимальної глибини розповсюдження рослин у водоймі, але не повинна бути більше 3,5-4 м. Грабельки обов`язково одягаються на товстий кінець жердини.

Грабельки зручні для добування деяких видів, що підіймаються над водою та всіх занурених у воду рослин, а також рослин з плаваючим листям. Грабельками з човна користуються або під час його нерухомого положення, або на дуже легкій ході човна. Зручніше працювати з корми човна. Доцільно розмітити жердину з інтервалом 0,20-0,25 м, тоді можна поміряти і глибину водойми.

12

Щоб дістати придонну рослинність з глибин, що перевищують 2,5-3 м, використовують інструменти, які прив`язують до довгого мотузка, за допомогою якого їх можна волочити по днищу. Довжина мотузка повинна в декілька разів перевищувати глибину на якій працюють (не менше 5-6 разів).

Якірці-кішки – це невеликого розміру якірці (10-15 см у висоту разом з петлею) з різною кількістю зубців (3-10) і масою близько 0,5-1 кг (рис.3).

Рис. 3. Якірці-кішки.

Зубці в них можуть бути різної довжини. Довгі зубці мають чергуватися з короткими. Щоб краще утримати рослини на якірці рекомендують намотувати на зубці дротик або мотузок.

Щоб доставати рослини з днища на великих глибинах можна також використовувати моток колючого дроту з вантажем, який волочать по днищу на мотузці, а також драги різних конструкцій.

Драга Раменського має овальної форми раму з мішком (рис.4).

Рис. 4. Драга Л.Г.Раменського.

13

Раму виготовляють із залізної смуги шириною 5-7 см. Довжина рами 35 см, ширина в середній частині 20 см. Ручку висотою близько 15 см з петлею для прив`язування мотузка закріплюють на рамі рухомо на її вузьких кінцях. Біля місця прикріплення ручки до рами роблять спеціальні упори, які дають змогу ручці коливатися лише в межах 45 градусів. На нижньому боці рами є отвори для прикріплення мішка із рідкої тканини. До рами (на верхньому боці) можна приварити зубці довжиною 3-3,5 см, трошки відтягнуті назовні.

Щоб оглянути днище і підводні зарості при неспокійній водній поверхні або малій прозорості води використовують оглядову трубу. За допомогою цієї труби днище оглядають на глибину вдвічі більшу, ніж неозброєним оком, за будь-якого стану водної поверхні. Оглядову трубу виготовляють із металу, деревини або іншого матеріалу у формі конуса (рис.5) з малим отвором зверху і великим знизу.

Рис. 5. Оглядова труба. 1- металева; 2- дерев’яна.

Низ труби роблять важчим і до нього тісно приєднують скло. Цим кінцем прилад опускають в воду. Днище оглядають крізь верхній отвір. Розміри приладу довільні.

Мета роботи: За допомогою інструментів та приладів провести якісний облік зануреної водної рослинності водойм.

Матеріали та обладнання: Водяні грабельки, якірці-кішки, моток колючого дроту з вантажем, драга Раменського (або інша), оглядова труба, марля, журнал для записів.

Хід роботи. Використовуючи по черзі інструменти та прилади зібрати занурені водні рослини, визначити їх та скласти список гідрофільної флори водойми. З’ясувати фенологічні фази зібраних рослин: в – рослина лише вегетує (фаза вегетації), б – наявність бутонів (фаза бутонізації), к – наявність квіток (фаза квітування), п – наявність плодів (фаза плодоношення), з – загибелі (фаза відмирання).

Дані занести до журналу.

14

Форма журналу для реєстрування фенологічних спостережень.Дата________________Водойма (назва, географічне положення)_______________________________________________________________________________

Асоціація___________________№ ділянки_____________________Місцеположення___________________________________________Глибина (від________до_________)Донні поклади (візуально)___________________________________Назва рослини_____________________________________________Фенофаза ________________________________________________

Зробити висновки.

Робота № 6. Проведення кількісного обліку водних рослин.

Теоретичні передумови. Для кількісного обліку рослинності: підрахунку кількості стебел, визначення проективного покриття і відбирання укосів в угрупованнях всіх екологічних груп рослин широко використовують різного типу рами площею 1, 0,5 та 0,25 м2 та інших розмірів, які можуть бути квадратними, прямокутними, круглими. Їх виготовляють із дерева, легких металевих (алюмінієвих) та синтетичних труб та інших матеріалів, що мають плавучість.

Дерев`яні рами (рис.6) роблять з рейок шириною 2-5 см і товщиною 1,5-2 см.

Рис. 6. Дерев’яна рама з натягнутою масштабною сіткою.

15

Довжина рейок із внутрішньої сторони рами площею 1 м2 у квадратній рамі дорівнює 1 м, у прямокутній - довга сторона –2 м, а коротка 0,5 м, у рамі площею 0,5 м2 (прямокутній) довга сторона – 1 м, а коротка 0,5 м, а при площі в 0,25 м2 (квадратній) – 0,5 м. Рейки фарбують білою фарбою і розмічають чорною фарбою через 5 або 10 см. В місцях позначок на рейки натягують мотузки масштабної сітки.

Всі види робіт з рамою можливі лише до глибин, які не перевищують 2 м. На глибших водоймах облік рослинності за допомогою рами ненадійний. Облік та скошування рослинності на відкритих місцях водойми проводять під час тихої погоди. Вітер і хвилювання заважають, а інколи роблять неможливим облік рослинності за допомогою рами.

Вилка-рама складається із трьох металевих стрижнів, які насаджені на планку з ручкою. Довжина стрижня та відстань між крайніми стрижнями дорівнює 0,5 м. Площа, яку відмежовує вилка, дорівнює 0,25 м2 (рис.7).

Цю вилку-раму рекомендують для відбирання проб фітомаси. Працювати треба вдвох: один накладає вилку-раму на поверхню води, утримуючи її однією рукою, а другою рукою збирає до купи рослини, які ростуть в межах рами, а другий – зкошує зібрані рослини. Така вилка може замінити раму при роботі з угрупованнями надводних і занурених рослин з простим складом. В угрупованнях з дуже високим травостоєм і різноманітним видовим складом, де багато ярусів плаваючих і підводних рослин спосіб отримання укосів за допомогою вилки-рами мало придатний.

Рис. 7. Вилка-рама для отримання укосів.

Щоб відібрати проби на фітомасу використовують такі прилади та інструменти.

Косу з коротким лезом виготовляють із звичайної коси середнього розміру, у якої під кутом зрізають кінець леза і від всього леза залишається шматок довжиною від п`яти до кінця 20-25 см (рис.8).

Не слід використовувати для зрізання водних рослин з ділянок косу більшого розміру і, особливо, з не відрізаним кінцем леза. Великою косою важко добре викосити ділянку і, крім того, піднятий кінець леза високо підрізає рослини, залишаючи частину біомаси неврахованою. Жердина беруть довгий, гладенький і розмічають його через кожні 0,25 м. Щоб було зручно працювати з човна на глибині треба, щоб вільний кінець Жердини підіймався над водою не менше як на 1-1,5 м, за умови що коса дістає дна. Рослини скошують потрохи.

Коса призначена для зрізання рослин під час визначення фітомаси методом ділянок. Зрізати рослини косою з облікових ділянок можна приблизно до глибини 1,5-2 м, в глибших місцях косити дуже важко. На відкритих ділянках водойми працювати треба лише в затишну погоду. Коса – найпростіший і надійний прилад для зрізання рослин.

16

Рис. 8. Коса з коротким лезом.

Різні види кількісного обліку – вибирання і зрізання рослин для обліку фітомаси, підрахунку чисельності, зарисовування, визначення проективного покриття тощо в різних типах рослинних угруповань вимагають різні способи встановлювання рами.

Мета роботи: провести кількісну вибірку водних рослин з обмеженої рамою площі водойми, підрахувати чисельність видів та визначити проективне покриття водойми.

Матеріали та обладнання. Дерев’яна рама, вилка-рама, коса, міліметровий папір, марля, терези, фільтрувальний папір.

Хід роботи: Під час роботи в угрупованнях дрібних придонних рослин на невеликій глибині (до 0,2-0,3 м) при ручному збиранні водних рослин дерев’яну раму опускають на дно і накладають на угруповання. В угрупованнях занурених, плаваючих рослин і видів, що невисоко підіймаються над водою (до 1 м), раму також накладають зверху і в плавучому стані на поверхні води міцно закріплюють з двох протилежних кутів (по діагоналі) жердинами, які спеціально для цього зроблені з внутрішнього боку рами.

В угрупованнях рослин, які високо підіймаються над водою, раму (особливо з масштабною сіткою) зверху накладати не можна. Треба користуватися розбірною рамою і “вкладати” або “вставляти” її в травостій збоку. Закріплювати раму жердинами в угрупованнях надводних рослин не має потреби.

У водоймах з прозорою водою, в заростях занурених, але тих що не високо підіймаються над дном рослин, раму опускають під воду і встановлюють її над заростями трохи піднятою, на твердих ґрунтах на дні. На мулистих донних покладах та в дуже густих заростях з великою кількістю стебел, що переплелися опускати раму на дно не доцільно, її не буде видно.

Після того, як раму наклали, роблять укіс всієї рослинності яка знаходиться на ділянці, що обмежена рамою. Перед косінням ділянки великі незакріплені в ґрунті і вільноплаваючі на поверхні води рослини виймають руками або

17

водяними грабельками, а невеликі виловлюють сачком або решетом. Рослини укосу складають на поліетиленові плівки з вологими марлевими простирадлами, довжина яких повинна трохи перевищувати висоту рослин. Зрізані рослини складають цільними всі в однаковому порядку – нижніми кінцями стебел в один бік, верхівками в інший. Далі укіс вкладають у вологу марлю і плівку, перев’язують мотузками і в такому вигляді транспортують. Ламати рослини і класти їх аби як не можна – це ускладнить їх подальший обробіток. В укіс вкладають етикетку і реєструють в щоденнику.

Форма етикетки для реєстрації укoсів.

Асоціація_______________________№ укoсу___________________Водойма (назва та географічне положення)____________________

___________________________________________________________Фітоценоз________________________________________________Місце на водоймі__________________________________________Розмір облікової ділянки______________глибина_______________Донні поклади (візуально)___________________________________Спосіб відбирання (ручне відбирання, викошування, збирання приладом,

назва приладу) ____________________________________

Укіс доставляють в лабораторію для подальшого обробітку. Рослини при цьому 1-2 дні зберігаються свіжими (в прохолодному місці).

Використовуючи дерев’яну раму з масштабною сіткою замальовують плаваючі на поверхні водні рослини (плейстофіти) на міліметровому папері в масштабі 1:10 для визначення проективного покриття (%) водойми.

Роблять висновки.

Робота № 7. Визначення продуктивності водних рослинних угруповань.

Теоретичні передумови. Вивчення продуктивності водних рослинних угруповань починають з визначення зеленої (надземної) рослинної маси фітоценозів ваговим методом в період їх максимального розвитку (умовно вважають час масового квітування рослин). Максимальну фітомасу (фітомасу в період квітування) умовно прирівнюють до річної продукції (хоча ці величини не завжди збігаються і різниця між ними інколи досить значна). Отримання укосів (робота № 6) –найважча частина роботи під час визначення надземної фітомаси. Після взяття укосів рослини, наскільки це можливо, відмивають від бруду, очищають від обростання, попередньо розбирають за екологічними групами. Укіс обробляють в такій послідовності: очищають, розбирають за екологічними групами та видами, зважують в сирому вигляді, проводять біометричну обробку, сушать, зважують в повітряно-сухому та абсолютно-сухому станах. Подалі обробляють згідно з метою досліджень.

Мета роботи: розібрати укіс вищих водних рослин; визначити сиру, повітряно- суху та абсолютно суху маси водних рослин різних екологічних груп, порівняти їх між собою.

Матеріали та обладнання: Укіс водних рослин, лінійка, штангенциркуль, аналітичні терези, бюкси, ексикатор, марлеві мішечки, сушильна шафа.

18

Хід роботи. Розібрати укіс водних рослин за екологічними групами та окремими видами. Розібраний укіс вцілому, групи з яких він складається та окремі види рослин зважують в сирому стані з точністю до 5 г (зважують однією наважкою, а не частинами, щоб зменшити похибку). Надводні високі рослини перед зважуванням зв’язують снопиком (ламати їх не можна), а занурені і плаваючі, якщо їх багато, доводиться зважувати в полотняних мішечках або марлі. Після зважування сирих укосів, якщо потрібно, вимірюють висоту, діаметр стебла біля кореня, кількість листків, корінців та ін., обводять контури листків з метою визначення їх площі , залежно від того які дані треба отримати.

Рослини висушують (до повітряно-сухого стану) в приміщенні або на вулиці. Для цього цілісні укоси, або їх окремі частини вміщують у марлеві мішечки, у кожний мішечок вкладають етикетку і зав’язують. Рослини в мішечках повинні лежати вільно, набивати мішечки не можна, оскільки рослини в набитих мішечках пріють і гниють. На етикетці пишуть номер укосу, назву фітоценозу (групи, виду або частини рослини), дату відбирання та зважування, вказують сиру масу. Етикетки слід робити великих розмірів, на кольоровому папері, тоді їх легко можна знайти в масі рослин. Під час сушіння мішечки з рослинами слід перегортати і ворушити в них рослини.

Після повного висихання рослин, яке визначають візуально або шляхом постійного зважування (до сталої маси) під час сушіння, рослини знову ретельно зважують. Великі м’ясисті рослини можуть сохнути досить довго (до 1 місяця), занурені і плаваючі – значно швидше.

Щоб визначити абсолютно суху масу із великих укосів беруть середню пробу – кілька рослин, або певну величину наважки із подрібненого укосу, які сушать в сушильній шафі при температурі 105oС (останнім часом рекомендують сушити при температурі 80oС). Абсолютно-суху масу наважки потім перераховують на масу всього укосу. Фітомасу виражають в сирій, повітряно-сухій та абсолютно сухій масах на одиницю площі (відповідно в г/м2, кг/м2). Надійним показником є абсолютно-суха маса.

Дані записують в таблицю:

Вид рослини, або її частини

Кількість екземплярів

Маса , г

Сира Повітряно-суха

Абсолютно-суха

гДата

зважу-вання

гДата

зважу-вання

гДата зважу-вання

Роблять висновки, порівнюючи рослини різних екологічних груп.

Робота № 8. Якісний і кількісний облік кореневої системиводних рослин різних екологічних груп.

Теоретичні передумови. Кореневу систему досліджують у окремих рослин або в фітоценозах кількома методами. Преред вилученням кореневої системи рослин слід скласти характеристику умов, в яких перебуває рослина або

19

фітоценоз. Під час вивчення кореневої системи окремих рослин відмічають стан рослини (життєвість), вимірюють висоту і товщину стебла біля кореня; в фітоценозі роблять опис, підраховують кількість стебел, визначають проективне покриття основами. Після цього надземну частину рослини зрізають, або беруть укіс в фітоценозі, зважують зелену масу в сирому та сухому стані і обробляють надземну частину рослини залежно від завдань досліджень. Кореневу ж систему досліджують за допомогою таких методів:

1.Метод поступового видалення кореневої системи. Цей метод надає уявлення про морфологію та екологію підземної частини рослини. Для дослідження обирають середньорозвинені рослини. Кореневу систему обережно розкопують, виймають із субстрату, відмивають та очищають від ґрунту, який налип, та зайвих частинок. Проводять морфологічне описування, вимірювання, зважування, зарисовування та фотографування. Під час досліджень водної рослинності цей метод використовують досить часто при вивченні морфології і маси підземних органів, вважаючи його найбільш доступним і порівняно легким у виконанні. У водоймах з м’яким мулистим днищем рослини легко витягують разом з усією кореневою системою, як на мілководних, так і на більш глибоких ділянках водойм.

2. Метод траншей. За допомогою цього методу можна отримати дані про розподіл підземних органів та розташування кореневої системи в ґрунті. Під час вивчення кореневої системи водних рослин його можна використовувати лише при роботі на водосховищах після їх осушення, на ставках після їх спускання та на пересохлих озерах, тобто в місцях, де рослинність протягом деякого періоду залишається на поверхні. Щоб отримати вертикальний зріз, крізь підземну частину рослини або фітоценозу викопують траншею: довжина її залежить від об’єкту досліджень (найчастіше близько 2 м), глибина – від глибини проникнення коренів, ширина – не менше 80-90 см. Одна стінка траншеї повинна бути строго вертикальною і проходити поблизу основи досліджених рослин. ЇЇ згладжують, корені на ній оголяють (голкою, пінцетом, паличкою, відмивкою) і зарисовують. Рисунки роблять за допомогою прямокутної рами (50 х 50 см або 50 х 100 см) з натягнутою сіткою (5 х 5 см) на розлінованому на квадрати певного масштабу листку папера або за допомогою ризографу. Під час зарисовки раму ставлять вертикально, закріплюючи біля стінки траншеї. Якщо рослини розташовані на деякій відстані від стінки, їх кореневу систему препарують, заглиблюючись до стінки, або обрушуючи її. Під час роботи на досить вологому ґрунті є загроза запливання коренів на стінки і накопичення води у траншеї.

3.Метод горизонтальної розкопки. Цей метод надає уявлення про горизонтальний розподіл підземних органів рослин, їхні розміри, діаметр коренів та енергію вегетативного розмноження. Під час вивчення водної рослинності цей метод застосовують за тих самих умов, що і траншейний метод. У фітоценозі, який досліджують, закладають дослідну ділянку ( якщо було викопано траншею, то біля її стінки) розміром 50 х 50 см або інших розмірів, залежно від об’єкту і завдань дослідження (розміри ділянок можуть бути 50 х 30 см і, навіть, до 100 х 60 см). На ділянках описують рослинність, відзначають життєвість компонентів травостою, вимірюють висоту, діаметр (біля кореня), підраховують кількість особин. Надземні частини рослин зрізають. Ґрунт розпушують на глибину 4-5 см і очищають кореневу систему (ґрунт видаляють руками, ложкою, щіточкою, та іншими пристосуваннями).

20

Кореневу систему зарисовують за допомогою рами з масштабною сіткою, яку кладуть горизонтально, або за допомогою ризографу. Після зарисовування раму забирають і розкопування продовжують далі, оголяючи підземні частини рослин, що знаходяться глибше, їх також зарисовують, видаляють і розкопують далі до кінця проникнення коренів.

4. Метод монолітів. Цей метод належить до кількісних методів вивчення підземних частин рослин, його слід застосовувати у водних умовах на різних глибинах, в зонах які осушують та на берегах водойм. Щоб вивчити кореневі системи рослин шляхом відбирання великих монолітів на типовій ділянці фітоценозу, середній за щільністю травостою, закладають ділянку 50 х 50 см. Рослинність описують, обліковують чисельність, проективне покриття і зарисовують проекції основ рослин. Після цього надземну частину рослин зрізають. Ділянку обкопують ззовні за розміром 60 х 60 см і, безпосередньо, під час отримання зразка, очищають до потрібного розміру. Зразки відбирають пошарово, або спеціальними монолітними ящиками. Ґрунт виймають ножем або лопаткою і складають у мішечки. Щоб не обвалювався стовп ґрунту його обгортають тканиною на кілочках, а у воді – ящиком. Зразки відмивають на металевих ситах (найкраще використовувати сита з діаметром отворів 0,25 мм). Потім корені розбирають, живі зважують і визначають їх об’єм.

5. Метод дрібних зразків. В наземних умовах щоб отримати дрібні зразки підземної фітомаси, використовують звичайні ґрунтові, або спеціальні бури, що виймають від 500- 1000 до 15450 см 3 . Деякі з цих бурів використовують щоб дістати зразки в угрупованнях водних рослин на мілководдях. На берегах та на осушених після спаду води місцях (зона тимчасового затоплення водосховищ, спускні ставки та ін.) і на незначних глибинах зразки можна відбирати формами у вигляді циліндра з облямованим нижнім краєм; розміри довільні.

Мета роботи: Провести якісний і кількісний облік кореневої системи водних рослин різними методами.

Матеріали та обладнання: вкорінені водні рослини, рама з масштабною сіткою, ґрунтовий бур, або циліндр з облямованим нижнім краєм, металеве сито з діаметром отворів 0,25 мм, ніж, лопата, поліетиленові пакети, розлінований на квадрати папір.

Хід роботи. На природній водоймі визначають фітоценоз водних рослин або певні види, що слід дослідити. Перед вилученням кореневої системи рослин складають характеристику умов, в яких перебуває рослина або фітоценоз. У фітоценозі роблять опис, визначають чисельність видів, окремих рослин та проективне покриття основами. Роблять вертикальний зріз підземної частини методом траншей. Оголяють корені та зарисовують їх за допомогою прямокутної рами з масштабною сіткою (50х50 см) на розлінованому на квадрати папері. Для дослідження обирають середньорозвинені рослини кожного виду і обережно розкопують кореневу систему, дістають її із субстрату, відмивають та очищують від ґрунту, що налип, та зайвих частинок. Проводять морфологічний опис, вимірюють, зважують, зарисовують та фотографують. Відмічають стан рослини (життєвість), підраховують кількість коренів, зважують і визначають масу коренів, вимірюють товщину стебла біля коренів, довжину та об’єм кореня. Дані заносять до таблиці:

21

Вид

рос

лини

Жит

тєві

сть

Товщ

ина

стеб

ла б

іля

коре

ня, м

Кіль

кіст

ь ко

рені

в

Дов

жин

а ко

рені

в, м

Мас

а ко

рені

в, г

Об’

ємко

рені

в, м

3

Роблять висновки.

Робота № 9. Вимірювання відстаней та прокладання профілів та трансект на воді.

Теоретичні передумови. Відстані на водоймі вимірюють за допомогою мірного шнура. Мірний шнур виготовляють із різних синтетичних і натуральних мотузків або крученого пенькового шпагату. Шнур із пенькового шпагату, який правильно виготовлений ( вимочений, розтягнутий і висушений ) під час роботи на воді не плутається, не розтягується і позначки на ньому як в сухому, так і в вологому стані мають постійні відстані.

Шнурок зручно розмітити ганчірочками або прапорцями чорного, білого, синього і червоного кольорів. Чорними позначають непарні поділки, білими – парні, синіми – кожну п`яту, червоними – кожну десяту позначки.

Мірний шнур повинен бути довжиною близько 250- 300 м і складатися із кількох відрізків по 40-50 м кожний, які на кінцях мають карабіни для зчеплення.

При розтяганні шнура на водоймі під час прокладання профілів до нього через кожні 20 м прикріплюють поплавки із пінопласту чи іншого легкого матеріалу, або дерев`яні дощечки пофарбовані білою або червоною олійною фарбою. Поплавки можна не відчіпляти від шнура впродовж всієї роботи, намотуючи 40 або 50-метрові куски шнура на ці ж поплавки.

На маленьких водоймах (ставках, невеликих озерах, річках ) шнур легко розтягається з одного берега на інший і великих труднощів не викликає. На великих водоймах на мілководді, яке заростає, шнур розтягають трохи далі межі розповсюдження рослин. Шнур краще розтягати в напрямку з води на берег.

Мета роботи – навчитися вимірювати відстані та прокладати профілі і трансекти на водних об’єктах.

Матеріали та обладнання: човен, поплавок з вантажем, мірний шнур, журнал для записів.

Хід роботи. На середині водойми, за кілька метрів до межі розповсюдження водних рослин встановлюють поплавок з вантажем до якого причіплюють мірний шнур. На човні повільно рухаються з середини водойми до берега розмотуючи шнур і постійно вирівнюючи поплавки за його допомогою. На березі шнур міцно прив’язують. Мірним шнуром вимірюють протяжність заростей водних рослин за горизонтальним зональним

22

розподілом. Опис профілів починають з короткої характеристики прибережної рослинності, потім описують водну рослинність, виділяючи в її межах окремі фітоценози. Кількість профілів, які слід прокласти в тій чи іншій водоймі для опису, кількісного обліку і картування рослинності, залежить, насамперед, від характеру заростання водойми та її величини. В маленьких, мілководних водоймах з незначним різноманіттям біотопів і рослинності, можна прокласти 1-2 профілі. Після прокладання профілів описують та обліковують рослинність за профілями. Замальовують профілі ділянки водойми з водними рослинами. Роблять висновки.

Робота № 10. Проведення картування водної рослинності на водоймі.

Теоретичні передумови. Перед тим, як детально описувати та проводити картування рослинності на водоймі, слід провести рекогносціювальний об’їзд водойми (або її частини) на човні або обхід її з берега, для того, щоб ознайомитися з характером рослинності і загальними рисами розподілу її угруповань. Під час первинного аналізу відмічають характерні ділянки водойми, на яких буде проведено детальніші дослідження.

Для того, щоб мати змогу показати хоча б приблизно розподіл рослинності на водоймі і визначити площі, що займають окремі рослинні угруповання, потрібні великомасштабні карти, бажано такі, на яких були б нанесені і глибини. На картах далеко не завжди вдається відтворити дійсну картину розподілу окремих одиниць рослинності і визначити в подальшому площі, які вони займають. Тому, крім загальної картосхеми для деяких найбільш цікавих, щільно зарослих ділянок водойми, які зумовлюють інтерес в дослідників, складають плани великого масштабу ( навіть до 10 м в 1 см). На ці плани вже можна нанести і фрагменти фітоценозів, які займають зовсім незначні ділянки. При складанні картосхем і планів не можна обмежуватися нанесенням меж лише видимої рослинності. Слід також нанести межі розповсюдження не видимих зверху угруповань, занурених та невеликих придонних рослин, для виявлення яких треба користуватися відповідними приладами.

Складати картосхеми розподілу рослинності можна візуально з човна, вимірюючи відстані та протяжність різних типів рослинності гребками, мірним шнуром, або рулеткою (на березі).

Для оформлення картосхеми розподілу рослинності у водоймі для позначення різноманітних одиниць рослинності (асоціацій, формацій та ін., залежно від завдання дослідженнь), які наносять на карту, користуються умовними позначками – різними типами штриховок або знаками. Види рослин на картах, якщо це потрібно, можна позначити початковими буквами їхньої родової або видової назви.

Позначаючи штриховкою формацію надводних рослин використовують штриховку з нахилом вправо, плаваючих – хвилясту горизонтальну лінію або косу клітинку, занурених – вертикальну штриховку. Штриховки повинні бути рідкими, щоб надати можливість вписати в них букви, якими позначають види рослин.

Щоб провести глазомірну оцінку заростання водойми використовують схему для визначення ступеня заростання з наступними позначеннями:

+5 – заростання надмірне, рослинністю вкрито понад 50% поверхні водойми,

23

5 – дуже велике ( від 1/3 до 1/2 поверхні, 36-50 %), 4 – велике (від 1/5 до 1/3 поверхні, 21- 35%), 3 - середнє (від 1/10 до 1/5 поверхні, 11-20%), 2 – невелике (від 1/50 до 1/10 поверхні, 3 –10%), 1 – незначне (від 1/100 до 1/50 поверхні, 1-2%).За картами визначають площу, яка зайнята рослинністю у водоймі, а також

площу її окремих угруповань.Мета роботи – провести картування розподілу водної рослинності на

природній водоймі, скласти картосхеми водойм та плани великого масштабу з фітоценозами водних рослин.

Матеріали і обладнання: карта (або схема) досліджуваної водойми, визначник рослин, журнал для записів, мірний шнур або рулетка.

Хід роботи. На природній водоймі окомірно провести оцінку заростання поверхні водойми та берегової смуги, визначити площу заростання у відсотках та балах. Створити картосхему дослідженої водойми та скласти плани великого масштабу найхарактерніших ділянок водойми, нанести на них фрагменти фітоценозів, позначивши штрихуванням різні екологічні групи рослин та умовними позначками (або літерами) окремі види водних рослин. За допомогою створених картосхем та великомасштабних планів визначити площу окремих угруповань водних рослин. Зробити висновки.

24

Лабораторні методи дослідження водних рослин.

Анатомічні методи дослідження водних рослин.

Робота № 11 . Особливості анатомічної будови водних рослин різних екологічних груп.

Теоретичні передумови. Відмінності фізико-хімічних властивостей середовища, в якому відбувається ріст і розвиток вищих водних рослин (води, ґрунту, повітря) створюють для них різкоконтрастні умови кисневого, світлового, температурного режимів, забезпечення елементами вуглецевого та мінерального живлення. Водне середовище, порівняно з атмосферою містить недостатньо вуглекислого газу і кисню, більшу густину та інший температурний режим. Фотосинтез водних рослин відбувається за невисокої інтенсивності світла та іншого спектрального складу у занурених у воду частинах рослин. Поверхневі шари води поглинають червоні промені і на значну глибину доходять лише сині.

Все це зумовлює виникнення у вищих гідромакрофітів цілого ряду зовнішніх і внутрішніх адаптацій, які супроводжуються відповідними змінами метаболізму і анатомо-морфологічної будови. Із збільшенням гідрофільності рослин, тобто в напрямку від групи повітряно-водних (гелофітів) до власно водних (гідатофітів), в рослинних тканинах збільшується частина повітряних каналів – аеренхіми, поступово відбувається редукція покривних, механічних тканин та провідної системи рослин, спрощується будова фотоасимілюючих органів, кореневої системи, інколи до повного її зникнення.

Деякі вищі гідромакрофіти повністю втрачають функціонально відокремлені вегетативні органи (листок, стебло, корінь), набуваючи вигляду так званих листеців, які мають дуже спрощену анатомо-морфологічну будову, але виконують всі фізіологічні функції втрачених органів. Перераховані зміни будови водних рослин спостерігаються не лише у різних видів, що ростуть в певних умовах (на березі, мілководді, або на значній глибині), а й у одного виду і, навіть, в різних органах однієї рослини, залежно від глибини місцезростання цієї рослини, тобто фактори довкілля виконують роль індукторів тих або інших змін в їх будові. Зовнішні і внутрішні адаптації водних рослин до умов життя у водоймі супроводжуються відповідними перебудовами і на рівні метаболізму.

Мета роботи – провести порівняльний аналіз анатомічної будови водних рослин різних екологічних груп.

Матеріали та обладнання: живі та фіксовані органи водних рослин різних екологічних груп (стебла, листки, корені, кореневища, столони); світловий мікроскоп, предметні і накривні скельця, препарувальні голки, леза; флороглюцин, соляна кислота.

Хід роботи. Роблять поперечний зріз органу рослини лезом безпечної бритви, обробляють зріз флороглюцином і соляною кислотою, розглядають його будову під світловим мікроскопом, відмічають особливості будови, які характерні для певної екологічної групи рослин і зарисовують схематично будову кожного органа.

25

Анатомічна будова органів очерету звичайного, як представника гелофітів.

Стебло. У очерета звичайного на поперечному розрізі можна побачити диференціацію стебла: шкірочку, кору і осьовий циліндр (рис.9).

Рис. 9. Стебло очерету звичайного (поперечний розріз, збільшення 80): 1- епідерма; 2- підепідермальний шар; 3- паренхіма; 4- кора; 5- склеренхімне кільце; 6- провідні пучки.

Під шкірочкою знаходиться первинна кора, яка складається з кількох шарів хлорофілоносних паренхімних клітин; внутрішній шар клітин представлений ендодермою. Осьовий циліндр має багатошаровий перицикл у вигляді склеренхімного кільця. На поперечних розрізах простежуються численні пучки, які розташовані рядами. У стеблі молодого очерету чітко видно три кільця досить великих пучків. У ксилемній частині пучків видно дві великі пористі судини, які розташовані симетрично. Між пучками лежать 1-2 великі судини. Ксилема розташована підковоподібно навколо флоеми, яка складається із правильно розташованих сітчастих трубок. Пучок має механічну обкладку – склеренхімну піхву. Арматура стебла очерету звичайного складається із товстостінної шкірочки, склеренхімного кільця і механічних обкладинок провідних пучків. Основна тканина в центральній частині стебла складається з великих тонкостінних клітин. Частина основної паренхіми руйнується і в дорослому стані стебло очерету звичайного стає порожнім, за винятком вузлів. У очерету звичайного в стеблі дорослої рослини в коровому шарі утворюються повітряні порожнини.

26

Кореневище. В кореневищі очерету раніше, ніж в надземних пагонах, набуває розвитку система покривних тканин у вигляді шарів клітин відносно товстої первинної кори ( рис.10).

Рис. 10. Багаторічне кореневище очерету звичайного (поперечний розріз, збільшення 48): 1- епідерма; 2- хлорофілоносна паренхіма; 3- тяжі; 4- кора; 5- повітряні порожнини; 6- центральна порожнина; 7- склеренхімне кільце; 8- провідні пучки.

Епідермис кореневища складається з коротких та довгих клітин з хвилястими стінками, що чергуються. В кореневищі чітко виражені ділянки первинної кори та осьового циліндру. Первинна кора має великі повітряні порожнини, які розділені між собою перегородками – тяжами. З віком ці тяжі збільшуються за рахунок збільшення кількості клітин, що їх складають. Потовщення оболонок клітин, які утворюють тяжі, збільшує пружність та стійкість кореневища.

Механічна система тканин сильно розвинена. Арматура кореневища у очерету звичайного представлена переферичним склеренхімним кільцем і механічними обкладинками провідних пучків. З віком відбувається потовщення прикорового склеренхімного кільця, а також утворюється друге склеренхімне кільце, що оточує внутрішню порожнину кореневища.

27

Провідні пучки розкидані в центральній частині, а в місцях закінчення тяжів розташовані так звані корові пучки.

Центральна частина кореневища, порівняно з коровою, розвинена особливо сильно. Це зумовлено тим, що вона виконує функцію вмістилища запасних речовин. На відміну від столонів, кореневища мають потовщені стебла і довше залишаються життєздатними.

Столони. На столонах розвиваються не лише бруньки, а й корені. Столони інколи поширюються на десятки метрів і розвиваються наземно. Для них характерний розвиток подовжених міжвузлів і мала товщина стебла. За анатомічною будовою столони подібні до стебел, але несуть деякі органи, які характерні для кореневищ, - додаткові корені.

Корінь. Кора кореня очерету звичайного складається із зовнішньої частини – екзодерми, внутрішньої частини – ендодерми і, розташованих між ними, паренхімних тонкостінних клітин з целюлозними стінками. В зовнішній частині кори ці клітини багатогранні і щільно зімкнені. В паренхімному шарі клітини округлі і розташовані правильними радіальними рядами. Між клітинами паренхіми, в результаті розщеплення клітинних стінок, утворюються великі міжклітинні повітряні канали. Ендодерма складається із щільно зімкнених паренхімних клітин з целюлозними стінками, що мають на поперечному розрізі форму прямокутників із закругленими кутами.

Всередину від ендодерми в корені розташований осьовий циліндр. Переферична його частина (перицикл) - це кільце живих паренхімних, потовщених та здерев’янілих клітин. Далі від перициклу розташована провідна система; це складний радіальний пучок, що складається із ділянок ксилеми і флоеми, які чергуються. Судини ксилеми розкидані між основною тканиною. З віком анатомічна будова кореня очерету залишається майже незмінною, за винятком склерифікації – потовщення та здерев’яніння оболонок клітин.

Кореневі волоски утворюються біля верхівки кореня з клітин епіблеми. Після відмирання кореневих волосків клітини епіблеми, які розташовані під волосками, також відмирають. В зоні кореня, де відмирає епіблема, в екзодермі відбуваються деякі зміни і вона стає захисним шаром.

Листок. Для лінійних листків очерету звичайного, як і взагалі для всіх злакових, характерний інтеркалярний ріст, тобто в базальній частині їх зберігається зона меристематичних клітин, поділ яких зумовлює витягування листка. Ззовні листок вкриває шкірочка – епідерміс (рис.11).

Одношарова кутикула верхнього епідермісу листка очерету, як і нижнього, порівняно товста. Продихи розташовані з обох боків листка, але з нижнього боку їх більше, ніж з верхнього. Очерет має злаковий тип продихового апарату, особливість якого полягає в тому, що клітини-замикачі продихів мають вигляд вузьких прямокутників гантелеподібної форми. Клітини шкірочки розташовані правильними, майже паралельними рядами з хвилястими поздовжніми стінками, причому в ряду чергуються довгі й короткі стінки.

У очерету звичайного в шкірочці і в верхніх шарах мезофілу розташовані пухирцеподібні (водоносні) клітини, які відіграють важливу роль під час згортання та розгортання листка. Ці клітини сильно відрізняються від клітин епідермісу не лише тонкими стінками і великими розмірами, а й тим, що в них клітинна порожнина сильно розширюється в напрямку від поверхні листка до його середини. Водоносні клітини розташовані долинці між ребрами листкової пластинки.

28

Рис. 11. Листок очерету звичайного (поперечний розріз, збільшення 185):1- кутикула; 2- верхня епідерма; 3- нижня епідерма; 4- паренхіма; 5- клітини

обкладки пучка; 6- провідний пучок (а- ксилема, б- флоема, в- механічна тканина); 7- повітряна порожнина; 8- шипик; 9- продихова щілина.

Великі провідні пучки проходять уздовж листка майже паралельно, з’єднуючись між собою перемичками. Елементи флоеми і ксилеми, які розташовані в центральній частині пучка оточені облямівкою з щільно зімкнених видовжених великих клітин, що являють собою систему активно асимілюючого апарата. У провідному пучку розташований склеренхімний тяж, який закінчується під шкірочкою. Значний шар склеренхімних клітин забезпечує механічну міцність листка. В листку очерету немає типових палісадної і губчастої хлоренхім, асиміляційна тканина складається з гіллястих паренхімних клітин.

Анатомічна будова органів глечиків жовтих, як представника вкорінених плейстофітів.

Кореневище. Стебло глечиків жовтих перетворено на товсте кореневище, яке розташоване горизонтально в донних покладах. Кореневище – це видозмінене стебло, що виконує функцію органа, в якому відкладаються запасні поживні речовини. Судин в кореневищах немає, а ксилема має кільчасті або спіральні трахеїди. В стеблах і кореневищах гарно розвинена система повітряних каналів. Механічні тканини розвинені гірше, ніж у гелофітів.

Листок. Водний спосіб життя цієї групи рослин, який постійно пов’язаний з дефіцитом світла і кисню, спричинив гетерофілію – утворення у багатьох з них листків двох типів – плаваючих і занурених. Мезофіл плаваючого листка з обох боків вкритий одношаровою епідермою (рис.12).

На верхньому боці її добре розвинена кутикула з восковим нальотом, завдяки чому поверхня листка не змочується і газообмін не порушується. Продихи є лише на верхній частині листка, вони завжди відкриті. У глечиків їх близько 400 на 1 мм2 листкової пластинки. У плаваючому на воді листку не

29

буває водного дефіциту, а тому й немає потреби регулювати транспірацію. Навпаки, постійне випаровування води захищає листок від перегрівання. На нижньому боці його можна побачити зкорковілі клітини – гідропоти, які, очевидно, сприяють кращому газообміну.

Рис. 12. Листок глечиків жовтих (поперечний розріз, збільшення 280): 1 – продих; 2 – восковий шар; 3 – верхня епідерма; 4 – мезофіл; 5 – опорні клітини; 6– повітряна порожнина; 7 – гідропота; 8 – нижня епідерма.

Мезофіл диференційований на багатошарову палісадну тканину майже без міжклітинників і губчасту з великими повітряними порожнинами, які безпосередньо прилягають до нижньої епідерми. Система повітряних порожнин в плаваючих на воді листках забезпечує їх плавучість та інтенсивний газообмін із зануреними у водне середовище частинами рослин.

Занурені листки серцеподібно-стрілоподібні. Листкові пластинки дуже тонкі, не мають кутикули і вкриті одношаровою епідермою. Мезофіл однорідний, складається лише з двох шарів клітин з великими міжклітинниками. В мезофілі утворюються повітряні порожнини, які прилягають, безпосередньо, до епідерми. В цьому відношенні вони дещо нагадують тіньові листки мезофітів, у яких кількість рядів палісадної тканини, порівняно з світловими, зменшується. Відсутність палісадної тканини в зануреному листку пов’язана із зниженням інтенсивності світла в товщі води.

В листках слабко розвинені механічні й провідні тканини.

Анатомічна будова органів ряски малої, як представника вільноплаваючих плейстофітів.

Листець. Під час еволюції найвищої гідрофільності серед плейстофітів досягли рослини з родини Ряскових. Це найменші квіткові рослини, які вільно плавають на поверхні води. Тіло у них не диференційоване на стебло і листок,

30

а являє собою особливу структуру, яка виконує функцію обох органів – так званий листець (рис.13).

Рис. 13. Листець (1) та корінець (2) ряски малої: а – міжклітинна порожнина; б – хлоренхіма; в – корінець; г – центральний циліндр.

Листець ряски малої вкритий тонким епідермісом, в якому на верхньому боці розташовано до 90-95 продихів на 1 мм2. У нижньому епідермісі продихів немає. Листеці складаються більшістю із паренхімних клітин хлоренхіми, які поділені великими міжклітинними порожнинами, що заповнені повітрям.

Корінь. У ряски малої лише один корінець, який не має кореневого чохлика. Провідної системи майже немає. Механічна система редукована. Всередені розташований центральний циліндр (рис.13). Ззовні корінець вкритий одношаровою епідермою.

Анатомічна будова рдесника, як представника гідатофітів.

Стебло. Під тонкостінною епідермою майже без кутикулярної плівки міститься однорідна асиміляційна паренхіма з великими повітряними порожнинами (рис.14).

Повітря заповнює понад 65 % об’єму міжклітинних ходів і внутрішніх порожнин, надаючи рослинам плавучості. Провідні тканини сконцентровані в центрі стебла і слабко розвинені порівняно з наземними рослинами. Механічних тканин у гідатофітів практично немає, бо вони існують у водній товщі, де висока щільність води гарно утримує їхні органи на плаву. Розташовані вони в центрі стебла. Така специфічна будова забезпечує рослинам міцність від можливих розривів і сприяє можливості чинити опір руйнівній силі водних течій.

Листок. У гідатофітів газообмін і мінеральне живлення відбуваються у водному середовищі під час всмоктування води, розчинених в ній речовин і газів всією поверхнею. У зв’язку з цим, необхідність в продихах, як в особливому апараті газообміну, зникла. Транспірації у гідатофітів немає. Виділення води листками відбувається крізь апікальні отвори, або так звані водні продихи (гідатоди). У гідатофітів змінена будова покривних тканин. Немає зовсім, або слабко розвинена кутикула. Кутикула і одношарова

31

епідерма занурених рослин в 5-20 разів більш проникні для газів, ніж у наземних рослин. Листки дуже тонкі, сильно розсічені. Така будова листків забезпечує найбільшу поглинальну поверхню. Під тонкою епідермою розташований одно-двошаровий недиференційований мезофіл (рис.15).

Рис. 14. Стебло рдесника (поперечний розріз, збільшення 80): 1 – епідерма; 2 – паренхіма; 3 – аеренхіма; 4 – провідні пучки.

Рис. 15. Листок рдесника (поперечний розріз, збільшення 160): 1 – верхня епідерма; 2 нижня епідерма; 3 аеренхіма; 4 – провідний пучок; 5– мезофіл.

В листках немає повітряних порожнин, але гарно розвинені міжклітинники. Характерною особливістю гідатофітів є наявність хлоропластів в епідермі, завдяки чому вона виконує не лише покривну, а й асиміляційну функцію. Механічна система дуже редукована, залишається лише в центральній жилці листка. Провідна система майже не розвинена.

32

Корінь. Коренева система цих рослин розвинена слабко, і, здебільшого відіграє роль прикріплення до субстрату. Галуження коренів незначне, кореневих волосків немає. Механічні й провідні системи дуже редуковані.

Методи цитофізіологічних досліджень водних рослин.

В процесі еволюції у клітинах всіх живих організмів вироблений механізм типового неспецифічного реагування –загальна неспецифічна реакція на пошкоджуючу дію, проявом якої є однотипні зміни: зменшення дисперсності колоїдів цитоплазми, збільшення спорідненості цитоплазми і ядра до ряду барвників, зміна клітинної проникності, підвищення кислотності цитоплазми, зміна здатності до гранулоутворення. Згідно денатураційної теорії всі ці прояви неспецифічної реакції зумовлені зворотною денатурацією протеїнів, які є складовою протоплазми клітин.

Сьогодні більшість положень денатураційної теорії уточнені та конкретизовані з позицій сучасних досягнень біології. Згідно цих уявлень, неспецифічна відповідь клітин на пошкоджуючий агент зумовлена загальними для них особливостями структурно-функціональної організації. Це, по-перше, нерівномірність просторового розподілу низькомолекулярних органічних сполук: цукрів, амінокислот, нуклеотидів, жирних кислот по всій клітині (компартменталізація); по-друге - неспецифічне інгібування біологічної активності макромолекул низькомолекулярними клітинними субстратами. Зсув рівноваги між активним транспортом низькомолекулярних сполук та їх дифузією, який спричинює декомпартменталізацію клітинних субстратів та інгібування ними метаболізму – основні фактори, які зумовлюють неспецифічну реакцію клітини [Александров В.Я., 1985].

У відповідь на дію модельного токсиканту в клітині відбувається цілий комплекс змін, які характеризують її загальну неспецифічну реакцію. Деякі з цих змін можна вимірювати і, завдяки цьому, використовувати як маркери на дію токсичних речовин. Це, насамперед, зміни в’язкості цитоплазми, бубнявіння хлоропластів, зміни проникності мембран та зсув іонного балансу, зменшення дисперсності колоїдів цитоплазми, зміна форми клітини, збільшення спорідненості цитоплазми і ядра клітини до ряду барвників, зміна процесу грануловідкладання вітальних барвників та процес дифузного забарвлення протоплазми.

Всі ці неспецифічні реакції клітини, що легко реєструються під мікроскопом, за якими можна робити висновок про стан їхньої життєдіяльності і про пошкодження в його початковій оборотній фазі, мають суттєве значення в цитоекологічних дослідженнях.

Робота № 12. Визначення структурної в’язкості протоплазми плазмолітичним методом.

Теоретичні передумови. В’язкістю називають властиву для рідин здатність чинити опір переміщенню одних її часток, щодо інших. Вона зумовлена тертям між молекулами під час їхнього руху. На відміну від звичайних рідин, протоплазмі властива структурна в’язкість, під якою розуміють існування певної внутрішньої структури і взаємної орієнтації складових компонентів. Згідно з даними А.Фрей-Вісслінга, протоплазма одночасно має ознаки рідини (текучість) і твердого тіла (еластичність), що

33

проявляється в безперервній зміні сил зчеплення між біоколоїдами. Відповідно, протоплазма періодично стає або рідшою (золь), або густішою (гель). Ця властивість тісно пов’язана з процесами життєдіяльності клітини та її біохімічною активністю.

Про в’язкість протоплазми роблять висновок за часом, який пройшов з моменту занурення клітин у гіпертонічний розчин до появи опуклої форми плазмолізу. Чим більший цей час, тим вища в’язкість протоплазми. Незважаючи на недосконалість методу його широко використовують для первинної оцінки різних впливів на структуру протоплазми.

Мета роботи –виявити мінливість в’язкості протоплазми залежно від типу та віку клітин.

Матеріали та обладнання. Гілочки елодеї, 0,6 М розчин сахарози, лезо бритви, препарувальна голка, пінцет, мікроскоп, предметні та накривні скельця.

Хід роботи. Роботу зручно проводити з молодими листочками елодеї, оскільки у них чітко розрізняються чотири зони: в основі міститься зона поділу клітин (слабко забарвлена), вище зони поділу розташована зона розтягнення, ще вище – зона диференціації, а зелена верхівка листка складається з старих клітин, які закінчили ріст.

З верхівкової частини гілочки елодеї відбирають кілька листочків, що мають світло-зелену основу та інтенсивне зелене забарвлення у верхній частині. Їх занурюють у краплину розчину сахарози на предметному склі і накривають накривним скельцем. Записують час початку досліду. Через кожні п’ять хвилин ведуть спостереження за змінами, які відбуваються в клітинах. Визначають час плазмолізу, звертаючи увагу на швидкість процесу у різновікових клітинах елодеї.

Дані записують у таблицю:

Об’єкт, зона росту

Плазмоліз(час/форма)5 хв 10 хв 15 хв 20 хв

Угну

тий

Опу

клий

Угну

тий

Опу

клий

Угну

тий

Опу

клий

Угну

тий

Опу

клий

Елодея:Основа листкаЗона розтягненняЗона диференціаціїВерхівка листка

Роблять висновок про залежність в’язкості протоплазми від віку клітин.

34

Робота № 13. Визначення в’язкості протоплазми водних рослин методом центрифугування.

Теоретичні передумови. Однією з важливих фізико-хімічних властивостей цитоплазми є в’язкість. На відміну від в’язкості звичайних рідин в’язкість цитоплазми зумовлена внутрішньою організацією всіх її складових частин, її ультраструктурою. Опір, який чинять рухові частинок лабільні елементи структури рідини, називають структурною в’язкістю. В’язкість цитоплазми легко змінюється під впливом зовнішніх факторів: температури, вологості, мінерального живлення, тощо. За нею можна робити висновок про ступінь стійкості колоїдів цитоплазми. Іони кальцію і алюмінію підвищують в’язкість цитоплазми, а іони калію, навпаки, збільшуючи дисперсність колоїдів цитоплазми, зменшують її в’язкість.

В’язкість цитоплазми має велике значення для виживання рослин в умовах високих температур і нестачі води в навколишньому середовищі. Особливого значення вона набуває для гідрофітів під час тимчасового пересихання водойм.

В’язкість цитоплазми залежить від зовнішніх і внутрішніх факторів, віку, фази онтогенезу, характеру екотопу тощо. Її визначають різними способами. Одним із них є метод центрифугування. В основу методу центрифугування покладено рівняння Стокса. За цим рівнянням швидкість падіння кульки (при сталому радіусі) обернено пропорційна в’язкості рідини. Мірою структурної в’язкості цитоплазми може бути та мінімальна величина відцентрового прискорення в одиницях q, за якою центрифугування протягом 10-20 хв зумовлює зміщення хлоропластів у 50 % клітин.

Відцентрове прискорення визначають за відношенням відцентрової сили до сили тяжіння:

де N- кількість обертів центрифуги за секунду; r – радіус центрифуги; q –прискорення сили тяжіння (981 см/с2).

Для порівняння дослідів визначають відносну в’язкість цитоплазми. Мірою її може бути кількість обертів центрифуги, яка потрібна для однакового зміщення хлоропластів. У навчальних лабораторіях для цього зручно використовувати малогабаритні центрифуги ЦУМ-1 або ЦЛН-2.

Мета роботи. Визначити в’язкість цитоплазми в листках водних рослин за дії різних температур методом центрифугування.

Матеріали і обладнання: водні рослини – елодея, наяда, валіснерія; малогабаритна центрифуга, мікроскоп, предметні стекла і накривні скельця, бритва, пінцет, препарувальна голка, піпетки, прoбірки; етиловий спирт з кількома краплинами концентрованої оцтової кислоти, ефір.

Хід роботи. Для вивчення впливу температури на структурну в’язкість протоплазми по кілька листочків елодеї, наяди і валіснерії кладуть на 30 хвилин у скляночки з водою і вміщують: перші - в холодильник при температурі 2оС, другі - в термостат з температурою 30оС, а треті залишають при кімнатній температурі. Потім у центрифужні пробірки наливають води, кладуть по 4-5 листочків і центрифугують протягом 10 хв з різною швидкістю: 1000, 2000 і 3000 об/хв. Після центрифугування листочки виймають, швидко опускають у фіксуючу рідину (як фіксатор можна використовувати етиловий спирт з

35

кількома краплинами концентрованої оцтової кислоти), промивають водою і розглядають під мікроскопом. В тих листочках, де в результаті центрифугування в полі зору мікроскопа виявляють зміщення хлоропластів в 50 % клітин, обчислюють структурну в’язкість цитоплазми.

Переглянувши листочки під мікроскопом, знову кладуть їх на 10 хв у пробірки, наповнені водним розчином ефіру, і ще раз центрифугують протягом 15 хв. Під дією ефіру цитоплазма відмирає, в’язкість її при цьому різко знижується, що виявляється у дуже швидкому переміщенні хлоропластів.

З добутих результатів виводять середні показники, записують їх у таблицю за такою схемою:

Варіанти досліду

Час плазмо-лізу, хв

Процент зміщення хлоропластів після 10-хв. центрифугування Структурна

в’язкість1000 об/хв 2000 об/хв 3000 об/хв

Вид рослини елодея, наяда, валіснеріяТемпера-тура: кімнатна 2о С30о С

Роблять висновок про вплив температури на структурну в’язкість протоплазми та видову специфічність стійкості водних рослин до дії температури.

Робота № 14. Визначення швидкості руху хлоропластів в клітинах вищих водних рослин за методом Н.М.Смірнової, Л.Я.Сіренко .

Теоретичні передумови. Одним з показників, що характеризує забезпеченість клітини енергією (АТФ), є наявність руху цитоплазми. За сприятливих умов цитоплазма рослинних клітин постійно рухається. На зовнішні й внутрішні впливи клітина відповідає змінами цього руху, його швидкості. Зміни рухливості цитоплазми пов`язують із зміною проникності поверхневої мембрани до іонів, або інших токсичних сполук, які можуть бути активаторами або інгібіторами АТФ-ази і впливати на рівень АТФ у клітині. Вважають, що зміни внутрішньоклітинної концентрації АТФ, зумовлені дією пошкоджуючих агентів, впливають на організацію актиноподібних філаментів цитоплазми, що в свою чергу спричинює зміни в`язкості цитоплазми і швидкості її руху.

Для спостереження руху цитоплазми краще використовувати водні рослини (валіснерію, елодею, наяду ), які на препараті залишаються у своєму природному середовищі. Найбільш придатним для використання в якості цитофізіологічного показника є ротаційний рух протоплазми, який здійснюється уздовж клітинних стінок. Рухаючись, цитоплазма захоплює з собою великі органели – хлоропласти, а іноді і ядро, завдяки яким полегшується

36

спостереження за змінами швидкості цього руху. Характерною особливістю ротаційного руху є те, що цитоплазма рухається в одному напрямі, ніби обертається навколо центра клітини. Швидкість цього руху, як в нормі, так і під впливом токсичних речовин легко виміряти за допомогою секундоміра та окуляр-мікрометра. Лінійна швидкість руху під час ротації в нормі не висока: так у валіснерії при температурі 18 –23о С вона являє величину порядку 10-20 μ /с, елодеї –10-15 μ /с, наяди – 15-20 μ/с.

Рух у непошкоджених внутрішніх клітинах розпочинається не відразу після препарування, але розпочавшись, на препараті триває днями зберігаючи початкову швидкість до смерті клітини.

Для спостереження за рухом цитоплазми в клітинах гідрофітів не потрібно виготовляти зрізи, оскільки тканини цих рослин складаються лише з кількох шарів клітин, кожний з яких можна мікроскопіювати.

Метод може бути застосований неодноразово на тих самих клітинах, а це важливо при вивченні змін пошкодженої клітини в часі, тоді як багаторазове використання деяких інших методів неможливе, або може призвести до небажаного викривлення результатів ( наприклад багаторазовий плазмоліз).

Визначення наявності та швидкості руху цитоплазми не потребує довготривалості експерименту, його можна використати для вивчення первинної чутливості клітин.

Метод має кількісний вираз за п’ятибальною шкалою визначення ступеня токсичності водного середовища ( від нетоксичного до летального), який дає змогу градуювати токсичність водного середовища в межах п’яти груп по відношенню саме до біологічної складової водойми.

Мета роботи. Оцінити вплив різних концентрацій модельного токсиканта (біхромату калію) на швидкість руху хлоропластів в клітинах водних рослин.

Матеріали і обладнання. Водні рослини (валіснерія, елодея та наяда); біхромат калію; мікрометр, секундомір, світловий мікроскоп, склянки на 100 мл, предметні стекла та накривні скельця, піпетки на 10 мл, мірні колби на 100 мл.

Хід роботи. Дослідні рослини (валіснерія, елодея, наяда ) експонують в розчинах модельного токсиканту (К2Cr2O7) різної концентрації (0,01; 0,1; 1,0 мг/л, або ін.) на світлі протягом 1 год. Після закінчення експозиції з листків рослин готують тимчасові препарати і під світловим мікроскопом проводять спостереження. У рослин елодеї та наяди використовують верхівкові пагони, у валіснерії – частину рослини біля основи, де розташовані молоді клітини, що зберігають рух цитоплазми. Швидкість руху вимірюють за допомогою окуляр-мікрометра, фіксуючи час проходження хлоропластом однієї, або кількох поділок за допомогою секундоміра. Швидкість руху хлоропластів обчислюють за формулою:

V= S / t , де

V – швидкість руху хлоропластів, відносні одиниці / с,S – відстань яку проходить хлоропласт , відносні одиниці,t – час, за який хлоропласт проходить певну відстань, с.Про токсичну дію різних концентрацій модельного токсиканта роблять

висновок за відхиленням величини швидкості руху цитоплазми у рослин, проекспонованих у досліджуваній воді, від подібних значень у контрольних рослин.

Прояв токсичної дії визначають п`ятьма групами:37

Перша – немає токсичності (80-120%),Друга – слабка токсичність (59-80, 120-150 %),Третя – середня токсичність (20-50, 150-180 %),Четверта – висока токсичність (10-20,180-250 %),П’ята – летальна токсичність (0-10, більше 250 %).

Дані записують у таблицю:

Об’

єкт

досл

ідж

ень

Конц

ентр

ація

K2C

r 2O

7 , м

г/л

Час

рух

у хл

ороп

ласт

ів, с

Шви

дкіс

ть р

уху

цито

плаз

ми,

ві

дн. о

д./с

Шви

дкіс

ть р

уху

цито

-пл

азм

и, %

до

конт

ролю

Від

хиле

ння

від

конт

ролю

, %

Сту

пінь

ток

сичн

ості

Груп

а то

ксич

ност

і

Роблять висновки.

Робота № 15. Оцінка змін у прижиттєвому забарвленні клітин вищих водних рослин у відповідь на дію

модельних токсикантів.Теоретичні передумови. Більшість клітин позбавлені зручних функцій, що

легко реєструються під мікроскопом, за якими можна було б робити висновок про стан їхньої життєдіяльності і про пошкодження в його початковій оборотній фазі. Однією з таких функцій є здатність непошкоджених живих клітин відкладати у вигляді гранул багато речовин, як ті, що виробляються у самій клітині, так і ті, що проникають в неї ззовні. До таких речовин, зокрема, належать деякі прижиттєві барвники (нейтральний червоний, малахітовий зелений, метиленовий синій та ін.). Серед них особливою універсальністю і зручністю застосування характеризується нейтральний червоний, який належить до слабких основ. Барвники, що проникли у цитоплазму клітини, спочатку розташовані в ній дифузно, а потім клітина конденсує їх у області апарата Гольджі у вигляді гранул. Такі барвники називають гранулярними. Гранули нейтрального червоного і дифузний розподіл його добре видно під звичайним світловим мікроскопом. У міру накопичення барвника кількість і розміри гранул збільшуються, і вони, виходячи за межі зони апарата Гольджі, поширюються по всій цитоплазмі.

Відкладати гранули здатні лише здорові, повноцінні клітини. Наростання негативної дії будь-якої природи пригнічує цю функцію, аж до повного припинення її. Замість гранулярного відкладання у пошкодженій клітині барвник дифузно забарвлює цитоплазму і ядро. Повне пригнічення

38

гранулоутворення та інтенсивне дифузне забарвлення протоплазми у разі дії деяких агентів виявляють ще на зворотній фазі пошкодження, і, після усунення діючого агента, у клітині відновлюється нормальне грануловідкладання, а дифузно-забарвлена протоплазма знебарвлюється. Здатність до гранулоутворення може паралізувати токсична дія самих барвників, якщо їх використовують у дуже високих концентраціях.

Основні барвники при рН близькому до нейтрального, як правило, містяться у клітинній вакуолі. Залежно від складу вакуолярного соку, вакуоля забарвлюється дифузно, або відбувається відокремлення барвника і утворення в ній інтенсивно забарвлених краплин коацервату або грон гранул різної форми і калібру; іноді утворюються кристали барвника. Очевидно, що в рослинних клітинах сегрегація речовин у вакуолі захищає протоплазму від токсичної дії їх, бо при зв`язуванні в гранули знижується концентрація речовин, що можуть завдати шкоди клітині.

Механізми взаємодії вітальних барвників і клітини сьогодні інтенсивно вивчають. Значним успіхом досліджень цього плану стала ідентифікація цитоплазматичних органоїдів, які відповідають за процеси накопичення вітального барвника в гранулах. Останнім часом доведено, що гранули, які спостерігають під мікроскопом, є не чим іншим, як лізосомами, що акумулювали барвник. Відомо, що значення лізосом у розвитку будь-якої клітинної патології велике і різноманітне, що, навіть, важко відшукати патологічний процес, в якому б лізосомальний апарат не брав би активної участі. Встановлений, також, універсальний характер участі лізосом під час деструкції будь-якої речовини, що проникає до клітини. Ця властивість лізосом підсилює неспецифічність методу вітального забарвлення, який, по-суті, є методом візуалізації лізосом.

Не зважаючи на те, що метод мікроскопії прижиттєво забарвлених клітин не має простого кількісного вираження результатів спостереження і це перешкоджає його використанню як самостійного маркера під час моніторингових досліджень, його доречно використовувати як додатковий з іншими цитоекологічними методами.

Матеріали і обладнання. Водні рослини (валіснерія, елодея та наяда); біхромат калію, вітальний барвник – 0,01% нейтральний червоний; світловий мікроскоп, склянки на 100 мл, предметні та накривні скельця, піпетки на 10 мл, мірні колби на 100 мл.

Хід роботи. Готують серію концентрацій модельного токсиканта -K2Cr2O7. Дослідні рослини (валіснерія, елодея та наяда ) вміщують у скляні ємності об`ємом 100-200 мл і експонують їх в розчинах модельних токсикантів протягом 1 год. Після закінчення експозиції частину листків з дослідних рослин переносять у розчин барвника (0,1% розчин нейтрального червоного), в якому їх витримують ще 1 год. Із забарвлених рослин готують тимчасові препарати і під світловим мікроскопом проводять спостереження. У рослин елодеї та наяди використовують верхівкові пагони, у валіснерії – частину рослини біля основи, де розміщені молоді клітини. Другу частину рослини переносять у ємності з чистою водою і експонують їх ще 1 год для з`ясування концентрацій токсиканта при яких можливе відновлення здатності клітин до гранулоутворення. Після експозиції з них так само готують тимчасові препарати.

39

Оцінюють ступінь відокремлення барвника у клітинах досліджуваних рослин:

відсутність гранулоутворення (дифузне забарвлення ) – (-); слабке (поодинокі гранули) – (+); середнє (невеликі грона на фоні поодиноких гранул) – (++); інтенсивне (великі грона гранул) – (+++); та ступінь забарвлення: відсутність забарвлення - 0; слабке (світло-рожеве) – 1; середнє (інтенсивно-рожеве) - 2; інтенсивне (яскраво малинове) – 3.Результати записують у таблицю:

Вид рослини / концентрація токсиканта,

мг/л

Рослини після експозиції в розчинах токсикантів

Рослини з розчинів токсиканта після

експозиції в чистій водіГрануляр-не забарв-

лення

Дифузне забарв-лення

Гранулярне забарв-лення

Дифузне забарв-лення

Роблять висновки щодо зворотного і незворотного пошкодження клітин різними концентраціями модельного токсиканта.

Робота № 16. Визначення періоду фотовицвітання хлоропластів в нормі та під дією токсикантів за допомогою люмінесцентного

мікроскопа.Теоретичні передумови. Метод люмінесцентної мікроскопії відбиває

ураженість клітин водних рослин при дії токсичних речовин, а також специфічність процесів розвитку та розпадання клітин рослин в природних умовах. Ранні зміни в перебудові пігментного апарата рослинної клітини можна встановити, спостерігаючи за змінами флуоресценції хлорофілу.

Флуоресценція – один із шляхів розсіювання енергії, яка поглинається пігментом хлорофілом під час опромінення. Поглинувши квант світла молекула пігменту хлорофілу переходить з основного синглетного енергетичного стану у збуджений синглетний стан, який характеризується більшою енергією. У збудженому стані молекула перебуває незначний проміжок часу, а при поверненні у основний стан може випромінювати енергію у вигляді кванта світла – флуоресценції, за умови що вона не бере участі у фотоперенесенні електронів. Оскільки, за час існування у збудженому стані молекула втрачає частину енергії на коливання, то величина випромінюваного кванта флуоресценції менша, ніж енергія поглинутого, в результаті довжина хвилі флуоресценції більша за довжину хвилі поглинутого світла (закон Стокса).

Основним пігментом, що флуоресціює є хлорофіл а. Інші пігменти починають флуоресціювати лише тоді, коли не можуть передати енергію збудження хлорофілу а. Функціонування пігментного комплексу, зокрема хлорофілів, що флуоресціюють ( та інших пігментів, які потенційно здатні до цього), залежне від токсикантів різної природи. Різке зниження фотохімічної активності хлорофілу є наслідком пригнічення фотосинтетичної діяльності рослини.

40

Спектр флуоресценції хлорофілу знаходиться в червоній та ближній інфрачервоній областях (від 660 до 820 нм) і складається з кількох дискретних максимумів. Хлоропласти з флуоресціюючим хлорофілом мають вигляд яскравих червоних тілець на зеленому фоні клітини. Яскраво-червоні хлоропласти фотовицвітають під дією синьо-фіолетового концентрованого збуджуючого світла, що чітко реєструється зникненням червоної та появою білої флуоресценції пластид. Швидкість затухання червоної флуоресценції залежить від вмісту та стану хлорофілів, а період фотовицвітання хлорофілу може бути гарним цитофізіологічним показником на токсичний вплив, оскільки за наявності токсикантів, відповідно, зменшується період фотостійкості хлоропластів, який можна легко виміряти за допомогою секундоміра. Зміни рівня флуоресценції клітин дають змогу встановити первинну реакцію фотосинтетичного апарата клітини вже через 5-10 хвилин після контакту рослини з токсикантом. Оскільки занурені вищі водні рослини характеризуються постійністю кількісного вмісту хлорофілів незалежно від умов середовища, метод визначення періоду фотостійкості хлоропластів можна рекомендувати як показник фізіологічного стану як самої рослини, так і якості водного середовища, яке оточує цю рослину. Особливо зручно використовувати цей метод для виявлення екстремальних або одноразових випадків забруднення водойм. Якщо токсичні речовини швидко деградують у воді, то за відновленням рівня флуоресценції хлорофілу можна робити висновок про адаптаційні можливості фотосинтетичного апарата клітин водних рослин.

Мета роботи. Визначити період фотовицвітання хлоропластів в клітинах водних рослин під дією модельного токсиканта - К2Cr2O7.

Матеріали і обладнання: занурені водні рослини (валіснерія, елодея та наяда); біхромат калію; люмінесцентний мікроскоп, секундомір, склянки на 100 мл, предметні стекла та накривні скельця, піпетки на 10 мл, мірні колби на 100 мл.

Хід роботи. Дослідні рослини (валіснерія, елодея, наяда ) експонують в розчинах модельного токсиканта ( К2Cr2O7 ) різної концентрації (0,01; 0,1; 1,0 мг/л, або ін.) на світлі протягом 1 год. Як контроль використовують відстояну водопровідну воду, або воду з акваріума, в якій вирощені дослідні рослини. Після закінчення експозиції з листків рослин готують тимчасові препарати і під люмінесцентним мікроскопом проводять спостереження. У рослин елодеї та наяди використовують верхівкові пагони, у валіснерії – частину рослини біля основи, де розташовані молоді клітини.

Період фотовицвітання хлоропластів під дією люмінесцентного світла, який супроводжується зникненням червоної та появою білої флуоресценції пластид вимірюють за допомогою секундоміра.

Результати досліджень заносять до таблиці:

Вид рослини КонцентраціяК2Cr2O7, мг/л

Період фотовицвітанняхлоропластів, с

ЕлодеяНаядаВаліснерія

41

У висновку відмічають концентрації модельного токсиканта, що спричинили токсичний вплив і чутливість видів водних рослин за досліджуваним показником.

42

Фізіолого-біохімічні методи дослідження водних рослин.

Робота № 17. Визначення продукції та деструкції органічної речовини у водних рослин йодометричним

методом Вінклера .Теоретичне обґрунтування. Ідею щодо можливості вимірювання

швидкості новоутворення органічної речовини за зміною концентрації кисню в склянках після їх експозиції вперше висунув Пюттер в 1908 році. Згодом цей підхід став загальноприйнятим і сьогодні його широко використовують під час визначення продукції макрофітів та фітопланктону. Визначення продукції макрофітів кисневим методом базується на вимірюванні кількості виділеного під час фотосинтезу кисню, яка пов’язана з новоутвореною органічною речовиною прямою залежністю, як це видно із балансового рівняння фотосинтезу:

СО2 + 2Н2О = (СН2О)n + О2.При використанні цього методу проби досліджуваної води з водними

макрофітами в склянках експонують в умовах подібних до природних – “in situ”, або за штучного освітлення.

Концентрації кисню у воді найчастіше визначають методом Вінклера. Останнім часом широко розповсюдилися також електрохімічні методи визначення кисню у воді.

Йодометричний метод визначення кількості виділеного або поглинутого кисню (метод Вінклера) базується на послідовних хімічних реакціях.

Зв’язування кисню, що міститься в склянці, відбувається шляхом наступних реакцій:

2MnCl2 + 4NaOH = 2Mn(OH)2 + 4NaCl ,

2Mn(OH)2 + ½ O2 + H2O = 2Mn(OH)3 .

Подальше підкислення при наявності KJ призводить до виділення вільного J2 у кількості, еквівалентній зв’язаному кисню:

2Mn(OH)3 + KJ + 3H2SO4 = K2SO4 + 2MnSO4 + 6H2O + J2.

Йод, що виділяється відтитровують розчином гіпосульфіту відомої нормальності при наявності крохмалю в якості індикатора:

J2 + 2Na2S2O3 = 2NaJ + Na2S4O6.

Слід зазначити, що йодометричний метод визначення кисню дає гарні результати лише під час аналізу порівняно чистих вод, які не містять у великих кількостях нітратів, солей тривалентного заліза, сірководню, а також розчинених органічних сполук. Крім того, за методом Вінклера враховують лише кисень розчинений у воді. Кисень, який залишається у міжклітинних порожнинах і повітряних каналах водних рослин не враховують.

Матеріали і обладнання. Занурені водні рослини; колби з широким горлом на 100 мл з притертими пробками, піпетки, бюретка, колби Ейленмейєра.

Реактиви та їх приготування:43

1. Розчин MnCl2. 40 мг MnCl2 (або еквівалентну кількість MnSO4) розчиняють в дистильованій воді і доводять об`єм розчину до 100 мл. В разі появи каламуті розчин треба профільтрувати. Сіль марганцю не повинна містити заліза.

2. Розчин NaOH + KJ. 33 г NaOH (або еквівалентну кількість KOH ) розчиняють у дистильованій воді, додають 20 г KJ і доводять розчин до 100 мл. Якщо розчин мутний, його слід профільтрувати крізь скляний фільтр або скляну вату.

3. 0,1 н розчин Na2S2O3 (гіпосульфіт натрію). Розчин готують на воді, звільненій від CO2 кіп`ятінням, і зберігають у темній склянці. Для кращого зберігання в розчин додають кілька мл ксилолу або толуолу.

4. Чиста концентрована соляна або сірчана кислоти.5. 10%-ий розчин KJ (свіжеприготовлений).6. 1%-ий розчин крохмалю. 1 г крохмалю розчиняють в кількох мл

холодної води і вливають отриманий розчин в 100 мл киплячої води. Кип`ятять кілька хвилин, доки розчин не стане прозорим.

Хід роботи. Колби з широким горлом на 100 мл з притертими пробками заповнюють відстояною водопровідною водою з постійним вмістом кисню і вносять туди дослідні рослини – невкорінені гідатофіти (елодею, наяду, рдест, кушир або ін.).

Рослини підбирають подібні за зовнішнім виглядом, приблизно однакового розміру, без видимих пошкоджень. Перед зануренням їх в колби рослини зважують на аналітичних терезах.

Колби закривають таким чином, щоб в них не залишилося пухирців повітря, для цього дають змогу воді деякий час переливатися через край, і експонують їх в оптимальних умовах температури (20-27 оС) і освітлення (1800-2000 Лк) для визначення продукції, або в темряві – для визначення деструкції органічної речовини).

Одночасно з дослідними колбами експонують контрольні колби з водою або з досліджуваними рідинами (залежно від схеми досліду), але без рослин. Повторність має бути трикратною. Щоб визначити продукцію експозиція дорівнює 30-60 хв, для визначення деструкції вона має бути довшою – не менше 120 хвилин.

Після закінчення експозиції рослини із колб обережно виймають і довгою піпеткою вводять на дно колби по 1 мл 40%-го MnCl2 і 1 мл 30%-го NaOH (з додаванням 10 г KIO3 на 100 мл розчину), не струшуючи. Піпетку кожний раз занурюють спочатку до половини колби, а потім, у міру того як розчин виливається, піднімають її до верху. Кількість води, яка витискається цими розчинами (2мл), слід врахувати під час розрахунків вмісту кисню.

Знову ретельно закривають колбу, стежачи, щоб не було пухирців повітря. Розчин енергійно збовтують перевертаючи колбу, потім протягом 5-10 хвилин дають відстоятися білому осаду (осад, що утворився, повинен опуститися на дно ), після чого додають 2 мл концентрованої HCl, закривають і знов сильно струшують до повного розчинення осаду. Розчин буріє від йоду що звільнюється. Кількість рідини, яка витікає при додаванні кислоти, під час розрахунків не враховують, оскільки кисню в ній уже немає, він весь зафіксований в осаді.

В колби Ерленмейєра відбирають 25-30 мл розчину і титрують 0,1н розчином гіпосульфіту натрію майже до знебарвлення. Потім додають кілька

44

краплин 1%-го розчину крохмалю і титрують до зникнення синього забарвлення. З’ясовано, що 1 мл 0,1 н гіпосульфіту відповідає 0,8 мг або 0,558 мл кисню при температурі 0оС і тиску 760 мм рт. ст. Результати титрування трьох проб усереднюють і записують до таблиці.

Концентрації кисню в склянках обчислюють за формулою:

мг О2/ л = n К 0,08 1000/ V,

де К – поправка до титру, n – кількість гіпосульфіту, що витратили на титрування проби (мл), а V- об’єм проби, що титрують.

Так як титр розчину гіпосульфіту з часом змінюється, треба вводити поправку (К). Для цього в окрему колбу додають 2 мл 10 % KJ, 3 мл H2SO4 і 20 мл точно виготовленого розчину 0,02 н K2CrO4. Через 2-3 хвилини цю суміш відтитровують розчином гіпосульфіту при наявності крохмалю як індикатора. Поправку до титру гіпосульфіту розраховують за формулою:

К = 20 мл K2CrO4 / V мл Na2S2O3,

де V – кількість (мл) гіпосульфіту, яку витратили на титрування.Валову (Рg) і чисту (Рn) продукції а також деструкцію (D) розраховують за

формулами: Pg = (Vc – Vт)/ t ,Pn = (Vc – Vп)/ t ,D = (Vп - Vт )/ t ,

де Vп – початкова концентрація кисню в склянці; Vс - кінцева концентрація кисню в світловій склянці після експозиції; Vт -кінцева концентрація кисню в темновій склянці після експозиції; D - концентрація кисню в темновій склянці після експозиції; t – час експозиції, год.

Результати заносять до таблиці:

Проба V, млNa2S2O3

Конц. О2,

мг/л t, год. Продукція, мг O2 /л год.

Деструкція,мг О2 /л год.

Роблять висновки.

Робота № 18. Оцінка впливу зовнішніх умов наінтенсивність фотосинтезу гідрофітів.

Теоретичне обгрунтування. Відомо, що при попаданні у воду токсичних речовин і зміні інсоляційного режиму у макрофітів найчастіше спостерігається порушення процесу фотосинтезу. Зміна стану фотосинтетичного апарата чітко відбиває зміну загально-фізіологічного статусу рослин і може бути показником, що інтегрально відбиває стан водойм. Інгібування процесу фотосинтезу у водних рослин призводить до зниження первинної продукції і зменшення вмісту кисню, порушення процесів фотосинтетичної аерації води, що перешкоджає природному самоочищенню водойм.

Для визначення інтенсивності фотосинтезу водних рослин можна використати метод підрахунку пухирців кисню. На світлі в листках відбувається фотосинтез, продуктом якого є кисень, який накопичується в міжклітинниках.

45

Після зрізання стебла надлишок газу починає виділятися з поверхні зрізу у вигляді безперервного потоку пухирців, швидкість утворення яких залежить від інтенсивності фотосинтезу. Цей метод не досить точний, але простий і зручний у використанні. Крім того, за допомогою цього методу чітко реєструється залежність процесу фотосинтезу від зовнішніх умов.

Матеріали і обладнання: занурені водні рослини - елодея, наяда, роголисник, водопериця або ін.; двооксид соди, 1%-ий розчин К2Cr2O7, 4%-ий розчин CuSO4 5Н2О, насичений аміаком; кювета, пінцет, лезо бритви, пробірка, вставлена в колбу зі стоком внизу, лампа, секундомір, електроплитка, термометр, колби (3 шт), лінійка, спектроскоп, пробірки (2 шт).

Хід роботи. Помістити по гілці дослідних рослин з непошкодженою верхівковою брунькою в кювету з водою і гострою бритвою зробити зріз , щоб запобігти можливому закупорюванню шляхів проходження газів.

Занурити гілочки в пробірки з водою так, щоб зрізи розмістилися зверху. Воду попередньо збагачують діоксидом вуглецю шляхом розчинення невеликої кількості (на кінчику ножа) соди (NaHCO3).

Помістити пробірки з дослідними рослинами в певні умови, почекати, доки встановиться рівномірний потік пухирців і за допомогою секундоміру підрахувати кількість пухирців, що виділилися за певний проміжок часу.

Використовуючи як джерело світла лампу з потужністю 100-200 Вт, провести наступні досліди:

а) З’ясувати вплив освітленості. Налити воду, попередньо нагріту до 20o

С, в колбу або скляний циліндр зі стоком внизу і вставити в цю судину пробірку з гілочкою дослідної рослини. Підрахувати кількість пухирців кисню, що виділяються на різних відстанях від джерела світла (20 см, 40 см, 60 см).

б) З’ясувати вплив спектрального складу світла. Підрахувати кількість пухирців при освітленні білим світлом (пробірка занурена в судину з водою). Потім провести спостереження при червоному екрані, замінюючи воду в посудині розчином K2Cr2О7, який пропускає червоні, оранжеві та жовті промені і не пропускає синьо-фіолетові. Після цього визначити інтенсивність фотосинтезу при синьому екрані, наливши в судину розчин сірчано-аміачно-мідної солі, яка пропускає блакитні, сині та фіолетові промені, але затримує довгохвильову частину спектра.

Всі три спостереження проводять з розчинами однакової температури і на однаковій відстані від джерела світла. Спектральний склад світла, що пропускають забарвлені розчини, перевіряють за допомогою спектроскопу. Замість рідких екранів можна використати скляні світлофільтри, що пропускають промені певної довжини хвилі.

в) З’ясувати вплив температури. Налити в судину спочатку теплу, а потім холодну воду і провести підрахунки пухирців при однакових відстанях від джерела світла.

Результати записати в таблицю:

Об’єктДосліджень

Екран Відстань відджереласвітла, см

Темпера-тура, оС

Кількістьпухирцівкисню за5 хвилин

Білий

46

ЧервонийСиній

Зробити висновки про вплив досліджених факторів на інтенсивність фотосинтезу.

Робота № 19. Спектрофотометричне визначення та хроматографічне розділення пігментів

вищих водних рослин.Теоретичне обгрунтування. Відомо, що фотосинтетичний апарат

гідромакрофітів дуже чутливий до дії різних факторів довкілля і один з перших реагує на їх негативний вплив. У зв’язку з тим, що найважливішими компонентами фотосинтетичного апарата є фотосинтетично активні пігменти, вміст, стан і активність яких певною мірою визначають увесь комплекс процесів метаболізму організмів, безперечно, що зміни фотосинтетичної активності пігментного апарата можуть бути чутливим показником загального фізіологічного стану рослинного організму.

Пігментний комплекс рослин бере участь в утворенні багатьох специфічних речовин, які залежно від умов, можуть надавати ту чи іншу спрямованість процесам росту і розвитку рослин. Тому, можливість нормального існування водних рослин, збереження єдності цього комплексу з умовами водного середовища, здатність організму перебудовувати весь перебіг фізіолого-біохімічних процесів відповідно до змін цих умов найтісніше пов’язані з їх пігментним комплексом. У вищих водних рослин основну функцію фотоасиміляції виконують хлорофіли і каротиноїди.

Хлорофіл – добрий показник фізіологічного стану водної рослини. Відомо, що рослини, фотосинтез яких здійснюється в оптимальних умовах, містять більшу кількість хлорофілу а ніж хлорофілу в. Співвідношення цих пігментів у листках здорових рослин у нормі більше 1,0. Зміна співвідношення двох основних форм хлорофілу свідчить про зсув рівноваги у фотосинтетичній системі і значних порушеннях фізіологічного стану рослин, а зниження цього співвідношення до рівня менше одиниці вказує на переважання процесів деструкції органічної речовини над її продукцією.

Каротиноїди беруть участь у процесі фотосинтезу, росту, морфогенезу та розмноження і виконують ще багато різноманітних функцій в організмі. Так як відомо, що у гідрофітів порівняно з наземними рослинами підвищений вміст каротиноїдів – одна з адаптивних реакцій рослин, що забезпечує більш повне поглинання короткохвильової частини розсіяної у водній товщі променистої енергії, природно, що зменшення загальної кількості цих пігментів вплине на весь метаболізм рослини.

Для визначення концентрації фотосинтетичних пігментів водних рослин використовують різні методи: спектрофотометричний, флуориметричний та хроматографічний. Найпоширеніші з них –спектрофотометричний метод, який незважаючи на свою простоту, дає змогу в одній пробі визначити різні хлорофіли, продукти їхньої деградації, а також каротиноїди, та метод тонкошарової хроматографії.

Визначення концентрації фотосинтетичних пігментів водних рослин включає стандартні процедури : отримання наважки, подрібнення і

47

нейтралізацію матеріалу, екстракцію пігментів розчинником та вимірювання оптичної густини екстрактів.

1. Отримання наважки. Коли беруть наважку рослинного матеріалу необхідно враховувати дві важливі умови: кількість наважки та швидкість зважування. Кількість наважки залежить від вмісту в дослідному матеріалі пігментів. Так, наприклад, при роботі з нормальними зеленими листками беруть наважку 0,4-0,5 г, а для дослідження вмісту пігментів в ліофільно висушених хлоропластах достатньо 20 мг.

В деяких випадках потрібно провести порівняльні розрахунки вмісту пігментів не лише на одиницю маси, а й на одиницю площі поверхні, тоді слід робити висічки свердлом відомого діаметра і зважувати певну кількість висічок.

Швидкість зважування залежить від матеріалу. Фіксований сирий або сухий матеріал можно зважувати на аналітичних терезах, оскільки за час зважування наважки з нею не відбувається суттєвих змін. Якщо зважуванню передує фіксація, або рослини є власно гдрофітами то наважку потрібно робити швидко, користуючись при цьому торзійними терезами.

2.Подрібнення та нейтралізація матеріалу. Для швидкої та повної екстракції пігментів необхідно добре подрібнити матеріал. Свіжий матеріал подрібнюють у ступці (невеликі наважки), або в гомогенізаторі (великі кількості) з додаванням як абразивного компонента кварцевого піску, товченого скла або синтетичного алмазного порошку. Для нейтралізації клітинного соку додають крейду або соду.

3.Екстракція пігментів. Екстракцію пігментів проводять різними способами залежно від поставленої мети, характера матеріалу та природи розчинника. Так як пігменти в листках зв`язані з ліпопротеїнами, їх повну екстракцію можна провести лише після порушення цього зв`язку. Неполярні розчинники не порушують зв`язок хлорофілу з білком, тому для повного вилучення пігментів із сирих листків треба застосовувати полярні розчинники. Найчастіше використовують 80 %-ий ацетон і 96о-ий спирт (етанол або метанол). Щоб отримати прозорий розчин пігментів слід відокремити рідку фазу від твердої, яка складається з осаду мезги, абразивного матеріалу та нейтралізуючих агентів. Це досягається шляхом фільтрування під вакуумом за допомогою електронасосу або насосу Камовського через фільтр Шотта із пористого скла або центрифугуванням. Отриманий фільтрат доводять до риски в мірному посуді.

4.Розділення пігментів за допомогою тонкошарової хроматографії на пластинках “Silufol”. На пластинку наносять екстракт пігментів. Для отримання одномірної хроматограми не має значення ні кількість, ні форма плями, яку наносять. Розчин пігментів наносять піпеткою на відстані 2 см від нижнього краю пластинки. Щоб прискорити випаровування розчинника на пластинку направляють потік повітря від вентилятора.

Використовуючи різні розчинники та їх поєднання, на хроматограмі отримують будь-яке розміщення плям. Для розгонки пластинку з нанесеною плямою вміщують у хроматографічну камеру, на дно якої наливають невеликим шаром (1-1,5 см) окремі розчинники, або їх комбінації. Розчинник, підіймаючись до верху по пластинці, тягне за собою пігменти, розподіляючи їх на різних рівнях пластинки.

1.Чистий петролейний ефір видаляє каротин, який рухається разом з фронтом розчинника.

48

1.Суміш петролейного ефіру з бензолом (1:3) видаляє із плями всі пігменти в такій послідовності: з самого верху – каротин з фронтом розчинника, нижче лютеїн, віолоксантин, суміш хлорофілів (хлорофіл а і в не розділяються один від одного – вище розміщений хлорофіл а, нижче хлорофіл в), під хлорофілом в розіщений ксантофіл –неоксантин, який трохи замаскований хлорофілом в.

2.Подібну універсальну дію має суміш гексан-ацетон-метанол (15:5:0,5).3.Чистий петролейний ефір і суміш , яка складається з бензину-бензолу-

ацетону (40:10:1) видаляють каротин, який рухається разом з фронтом розчинника.

4.Щоб виділити ксантофіли використовують суміш бензин-ацетон-хлороформ (5:5:4).

5.Застосовуючи суміш розчинників, яка складається із петролейного ефіру і етанолу (20:1) можна відокремити неоксантин від інших пігментів.

Після того, як пігменти чітко відокремили один від одного, отриману хроматограму виймають із хроматографічної камери, висушують і розрізають її на смужки відповідно до положення кожного пігменту. Далі смужки з відповідними пігментами нарізають дрібними шматочками, розміщують в маленьких склянках і заливають невеликою кількістю спирту з ацетоном (1:3). Забарвлений розчин зливають до мірної посудини і відмічають об’єм. Після отримання екстракту кожного пігменту визначають його оптичну густину на спектрофотометрі.

5. Вимірювання оптичної густини екстрактів спектрофотометричним методом. Спектрофотометричний метод визначення пігментів базується на вимірюванні оптичної густини розчинів (D) пігментів в області спектрального максимуму поглинання світла. Оптична густина характеризує послаблення випромінювання в шарах різноманітних речовин.

D = lg Io / I ,де Io – інтенсивність випромінювання падаючого променя на поглинаючий

розчин, I – інтенсивність випромінювання , що пройшло крізь розчин променя.

Мета роботи. Вивчення якісного складу та кількісного вмісту пластидних пігментів методами хроматографії та спектрофотометрії.

Матеріали і обладнання: дослідні водні рослини різних екологічних груп; спектрофотометр, хроматографічні камери, аналітичні і торсійні терези, пластинки “Silufol”, ступки, фільтр Шотта, колба Бунзена, електронасос, мікропіпетки, свердло; розчинники (петролейний ефір, бензол, етанол, метанол, ацетон, гексан, бензин, бензол, хлороформ).

Хід роботи. Наважку рослинного матеріалу (0,3- 0,5 г) гарно розтирають в ступці з невеликою кількістю розчинника (96% -етанолу або 80%- ацетону)до однорідної маси. Розтерту гомогенну масу кількісно переносять до фільтра Шотта, змиваючи ступку і пестик невеликими порціями розчинника. Фільтрують під вакуумом, доводячи фільтрат до певного об’єму (10 мл).

Отриманий екстракт суміші пластидних пігментів використовують для кількісного визначення деяких з них (хлорофілів а, в, суми каротиноїдів) за допомогою спектрофотометра і хроматографічного розділення на складові компоненти.

На спектрофотометрі визначають оптичну густину розчину (D) за певною довжиною хвилі що відповідає максимумам поглинання досліджуваних пігментів.

49

Макимуми поглинання для 80%-го ацетону і 96%-го етанолу дорівнюють:Хлорофіл а –665 нм, Хлорофіл в –649 нм, Каротиноїди –440 нм.Кількісний вміст пігментів (мг/мл) після спектрофотометрії розраховують за

формулами:Са = 11,63 Da – 2,39Dв,

Св = 20,11Dв –5,18 Dа,Ca+в =6,45 Da + 17,72 Dв ,

С кар.= 4,695 Dкар. – 0,268 Са+в.Далі розраховують вміст пігментів на грам сирої або сухої речовини.

де А – вміст пігменту, мг/г; С – концентрація пігменту, мг/л; V –об’єм витяжки пігменту, мл; Р –наважка рослинного матеріалу, мг.

Дані заносять до таблиці:

Вид рослини

Наважка, мг

Об’єм витяжки,

млПігмент

Вміст пігменту,

мг/мл

Вміст пігменту, мг/г сирої речовини

Хлорофіл аХлорофіл вКаротиноїди

Роблять висновки.Хроматографування проводять на пластинках “Silufol”, на які за допомогою

мікропіпеток поступово (постійно підсушуючи теплим повітрям) наносять 0,05-0,2 мл екстракту у вигляді невеликих плям або смуг на відстані 2 см від нижнього краю. Для порівняння на одну пластинку наносять кілька екстрактів з різних видів водних рослин, але не більше п’яти. Роблять дві пластинки з однаковими варіантами.

Готують розчинники для хроматографії:1.Чистий петролейний ефір.2.Бензол з петролейним ефіром (1:3).3.Петролейний ефір з етанолом (20:1). Одну із двох пластинок вміщують в камеру на дно якої вже налитий

розчинник №1 і накривають склом з метою герметизації. Петролейний ефір відділяє каротин. Коли жовта смуга фронту розчинника дійде до верхнього краю пластинки, її виймають, підсушують і вміщують в камеру з розчинником № 2.

Другу пластинку вміщують в банку з розчинником № 3.Те саме роблять і з іншими розчинниками.Коли фронт розчинника дійде до верхнього краю, пластинки виймають,

підсушують і аналізують хроматограми, відмічаючи послідовність і колір плям.

50

Роблять висновки.

Робота № 20. Культивування водних рослин з родини ряскових.

Теоретичні передумови. Підбір мінеральних поживних середовищ для культивування водних рослин з метою їх подальшого використання в токсикологічних експериментах є важливим як для отримання потрібної біомаси, так і для підтримання культури протягом певного періоду. Водні рослини переважно культивують в акваріумах на рідких поживних середовищах, але інколи використовують і тверді агарізовані середовища.

В останні десятиліття ряскові розглядають як надзвичайно цінний експериментальний об’єкт для лабораторних досліджень багатьох фізіологічних процесів завдяки малим розмірам, швидкому росту, відносно простій будові, переважанню вегетативного розмноження, невибагливості до середовища і, пов’язаною з цим, легкістю вирощування в стерильних і водних культурах.

Розмножують ряскові переважно вегетативним шляхом. В сприятливих умовах вегетативні пагони надзвичайно швидко утворюють нові листеці, причому як приріст площини, так і приріст кількості листеців відбувається типовим класичним способом. Як водні рослини, мають перевагу в тому, що їх можна вирощувати в лабораторних умовах на синтетичному поживному середовищі з використанням світла і тепла певної інтенсивності.

Забеспечення оптимальних умов для лабораторного вирощування рясок робить дослідження незалежними від вегетаційного сезону в природних умовах і дає змогу проводити дослідження протягом року.

Мета роботи: Ознайомитися з методами культивування рясок, приготувати мінеральні поживні середовища для вирощування цих рослин.

Матеріали і обладнання: рослини родини ряскових ( ряска мала, ряска триборозенчаста, вольфія безкоренева, багатокорінник); кристалізатори, автоклав, термостат, мікробіологічна петля ; дистилят, 0,1 %-ий розчин сулеми, 50 %-ий спирт етанол, 0,05 %-ий NaOCl, 1 %-ий розчин сахарози, 0,01 %-ий аспарагін, цитрат залізу, 1,5 %-ий агар, KNO3, KH2PO4, MgSO4, CaCl2, MnCl2, H3BO3, NH4NO3, K2HPO4, Fe2Cl6, FeCl3, CaNO3, KCl.

Хід роботи. Матеріал зібраний в природних умовах підлягає стерилізації з метою отримання чистих культур, вільних від мікроорганізмів. Стерилізацію проводять шляхом занурення рослин в 0,1 %-ий розчин сулеми і 50 %-ий розчин спирту протягом 30-60 сек , або в розчині 0,05 % NaOCl протягом 60 сек.

Потім рослини промивають стерильною дистильованою водою і переносять до судин із стерильним поживним середовищем з додаванням 1 % сахарози та 0,01 % аспарагіну. Ці операції виконують в асептичних умовах, в спеціальних камерах для щеплення. Через кілька днів вирощування в термостаті (освітлення –1200 Люкс, температура –28о С) із гинучих материнських листеців регенерують спадкові листеці, які дають початок стерильній культурі. Нові отримані рослини можна пересадити на свіже поживне середовище вже без додаткової стерилізації і, безпосередньо, використовувати в дослідженнях.

Приготування рідких мінеральних поживних середовищ. Різні види родини ряскових (ряска мала, ряска триборозенчаста, багатокорінник, вольфія

51

безкоренева та ін.) можна виростити на різних мінеральних поживних середовищах з переважаючим вмістом вапняку. Стерильні культури гарно ростуть на чисто мінеральних сумішах, однак додавання сахарози значно прискорює ріст. Важливою складовою успішного культивування водних рослин є правильний підбір сольового складу середовища. Найчастіше використовують такі середовища:

Середовище Гапоненко-Стражецького:KNO3 – 0,4 г/л ,KH2PO4 – 0,2 г/л ,MgSO4 7 H2O – 0,3 г/л ,CaCl2 6H2O – 0,6 г/л ,MnCl2 4H2O – 0,3 мг/л ,H3BO3 – 0,5 мг/л ,Цитрат залізу – 5мг/л.

Середовище Бенеке:NH4NO3 – 0,2 г/л ,CaCl2 – 0,1 г/л ,K2HPO4 – 0,1 г/л ,MgSO4 -0,1 г/л ,Fe2Cl6 – 1 краплина 1% розчину.

Середовище Бейєринка:NH4NO3 – 0,05 г/л ,CaCl2 – 0,1 г/л ,K2HPO4 – 0,2 г/л ,MgSO4 -0,2 г/л ,FeCl3 – 1 краплина 1% розчину.

Середовище Кнопа:CaNO3 – 0,25 г/л ,KH2PO4 – 0,06 г/л ,MgSO4 -0,06 г/л ,KCl – 0,08 г/л ,Fe2Cl6 – 1 краплина 1% розчину.

Середовище автоклавують при 1,5 атм. протягом 20 хвилин.Важливою умовою культивування ряскових є правильне підбирання

освітлення. Оптимальний інтервал – 7-14 тис. лк. Бажано безперервне освітлення, винятком є ряска триборозенчаста, найкращий приріст якої спостерігається при 12-ти годинному освітленні з інтенсивнісю 1000 лк. Оптимальна температура вирощування дорівнює 22-37 оС, мінімальна 4-18 оС. Найтолерантнішим щодо температури є багатокорінник (може витримувати навіть температуру 50 оС протягом доби і 4 оС протягом двох тижнів). Росту ряскових сприяє нейтральна, або слабколужна реакція середовища. В природних водоймах ряска найкраще росте при рН 6,9-7,2, однак культивування в лабораторних умовах за цього рівня рН призводить до розвитку синьо-зелених водоростей. Попередня стерилізація листеців ряски 70о-м етиловим спиртом (протягом 2-3 сек.) з подальшим промиванням

52

стерильною водою і культивування за рН 6,3 перешкоджають розвитку синьо-зелених водоростей.

Приготування твердого агаризованого середовища. Для приготування твердого середовища використовують 1,5%-й агар, який готують на мінеральному середовищі (1/20 від повного). Автоклавують протягом 30 хвилин при 1 атм. Потім агар розливають на косяки. Ряску садять звичайним способом за допомогою мікробіологічної петлі. Підтримання культури ряски на косяках не спричинює складностей, оскільки пересаджують її раз у 2-3 місяці. Косяки гарно зберігаються за кімнатної температури на розсіяному світлі. Метод вирощування рясок на агарізованому середовищі можна використовувати для отримання безбактеріальної культури, оскільки регулярне пересадження (через 2-3 тижні) сприяє звільненню ряски від супутніх бактерій і водоростей. Вирощування ряскових на твердому середовищі дає змогу зберігати зібрані зразки протягом довгого терміну.

Робота № 21. Підготовка зразків водних рослин для аналізу вмісту мінеральних елементів в тканинах рослин .

Теоретичне обґрунтування. Аналіз рослинних тканин на вміст в них різних елементів включає декілька стадій: збирання зразків, їх підготовку, фіксацію, приготування розчинів, лабораторний аналіз, а також проведення розрахунків і інтерпретації отриманих результатів.

Необхідні частини рослини слід зібрати і очистити від забруднень, вони не повинні мати механічних пошкоджень. Кількість рослин повинна бути достатньо великою, щоб забезпечити можливість правильного відбирання середніх проб і отримання справжніх закономірностей.

При вирощуванні рослин в водних культурах, в кліматичних камерах, акваріумах частини рослин можна зібрати і використати для аналізів без будь-якої попередньої обробки. В разі збирання рослин в природних умовах не завжди можна отримати зразки рослинної тканини вільні від часток пилу, ґрунту, мулу та водоростей. В таких випадках перед аналізом зразок треба відмити. Інколи відмивання рослин супроводжується видаленням елементів із тканин, наприклад забруднення ґрунтом сильно викривлює результати вмісту заліза і майже не впливає на результати визначення бору, міді, марганцю або цинку.

В деяких випадках рекомендують протирати листки вологою тканиною, що особливо ефективно для гладеньких листків. Для листків, що мають опушення під час відмивання використовують розчин 0,5-1% -го м’якого детергенту з наступним ополіскуванням дистильованою водою.

Якщо аналіз проводять не відразу, зразки рослинного матеріалу висушують після фіксації їх паром або високою температурою. В останньому випадку зібрані тканини розміщують в чашках або коробках із міцного паперу в термостаті при температурі 105о С на 15-20 хвилин, а потім підсушують за більш низької температури (60-80о С), так як висушування при 100о С може призвести до викривлення дійсної маси тканини за рахунок летких властивостей частини органічних сполук .

Після висушування тканини подрібнюють. Спосіб подрібнення сухої тканини також обирають залежно від завдання досліджень. Так, механічні подрібнювачі з металевими частинами можуть забруднювати зразки залізом та

53

міддю, тому при визначенні цих елементів слід користуватися пластмасовими або стальними подрібнювачами.

Для отримання гомогенатів із великих наважок свіжих рослинних тканин можна використовувати лабораторний подрібнювач ЛИ –1. Невеликі наважки розтирають у фарфорових ступках, однак і в цьому випадку гомогенат може бути забруднений деякими елементами, що присутні в глазурі ступки та товкачика. Найкраще в цих випадках використовувати ступки із органічного скла або тефлону. При найточніших аналізах (особливо при визначенні заліза) рослини краще розтирати в агатових ступках.

Слід, також, враховувати і контролювати розмір гомогенізованих часток. Подрібнення повинно бути рівномірним, а зразки рослинних проб гарно перемішаними. Так, наприклад, з’ясовано, що великі частинки тканини містять значно більше цинку, ніж дрібні .

Зразки після висушування залишаються гігроскопічними, тому для їх зберігання потрібні герметично закриті контейнери. Під час довгого зберігання краще використовувати ексикатори, а також тримати рослинний матеріал в темряві при низькій температурі (близько 0о С ).

Визначенню вмісту будь-якого хімічного елементу в рослині передує стадія розкладення (дигестії) зразка. В практиці біохімічного аналізу використовують в основному два методи – сухе та мокре озолення. В обох випадках забезпечується мінералізація всіх елементів, тобто перехід їх в форму, розчинну в тому або іншому неорганічному розчиннику.

Метод сухого озолення застосовують для аналізу вмісту в рослинному матеріалі майже всіх макро- і мікроелементів. Зазвичай сухе озолення рослинних зразків проводять в електричній муфельній печі у фарфорових, кварцових або металевих тиглях (або чашках) при температурі 450 –500о С.

Відносно низька температура під час спалювання і правильний вибір матеріалу тиглю дають змогу уникнути втрат внаслідок утворення погано розчинних в соляній кислоті окислів елементу, що визначають.

Перед озоленням наважку рослинного зразка мілко подрібнюють в гомогенізаторі або ступці і однорідні проби (після висушування при 105о С) зважують разом з тиглями на аналітичних терезах. Оскільки вміст різних мікроелементів в рослинних тканинах неоднаковий, величина наважки залежить від того, який із мікроелементів буде визначатися. Для визначення окремих елементів, як правило, беруть наступні кількості сухого рослинного матеріалу, або відповідні їм кількості свіжого: для заліза – 50-100 мг; міді – 200-500 мг; цинку – 50-200 мг; молібдену – 1-3 г; бора – 25-700 мг.

Перед тим як помістити матеріал в муфельну піч, його обвуглюють під інфрачервоним опромінювачем. Якщо для аналізу використовують сирий матеріал, його обвуглюють за допомогою етилового спирту (ректифікату), який підпалюють, додаючи невеликими порціями (0,5- 1 мл) безпосередньо до тиглю доти, доки його вміст не перетвориться на однорідну чорну масу. Для повного озолення тигель витримують в муфелі протягом 4-6 годин.

Значну роль під час сухого озолення грає ступінь ущільнення матеріалу, тому важливо вибирати тигель відповідного розміру. Наважка повинна бути насипана на дно рихлим шаром, щоб забезпечити доступ кисню до тканин що озоляють. Тиглі ставлять в холодний муфель, потім закривають дверцята, вмикають муфель і поступово нагрівають. Після завершення обвуглювання, дверцята краще відкрити (хоча б ненадовго, щоб збільшити кількість повітря).

54

Спалювання можна прискорити, додаючи до тиглю з обвугленим матеріалом речовину, що окислює рештки органіки, наприклад концентровану азотну кислоту ( 1-2 мл кислоти наливають в тигель, підсушують на плитці під витяжкою), після чого тигель ще на годину поміщають в муфель. Для окислення органічних речовин використовують також 30% Н2О2 ( 1-2 мл перекису водню додають в тигель і випаровують до сухого стану на водяній бані).

Після спалювання зола повинна мати рівномірне сірувате (інколи бурувате) забарвлення, без чорних вкраплень, не слід, також, допускати спікання.

Після охолодження до золи повільно приливають 5-20 мл 6 н НСl і розчиняють неорганічні солі під час нагрівання на киплячій водяній бані протягом 30 хвилин. Розчин в тиглі, накритим часовим склом, декілька разів обережно перемішують. Потім вміст тигля переносять в центрифужні пробірки і після центрифугування (1000-1500 g) чистий розчин деканують в скляну мірну колбу з притертою пробкою.

Солянокислу витяжку або безпосередньо використовують для визначення мінеральних елементів (бору, молібдену, міді, цинку, марганцю), або розводять в 5-10 разів водою (при визначенні фосфору, калію, кальцію, магнію та заліза).

Замість центрифугування розчин можна профільтрувати через фільтр Нуча (№ 4), або міцний паперовий беззольний фільтр. В цьому випадку фільтрат кількісно переносять в мірну колбу потрібного об’єму (25-50 мл) і вже розведений розчин, безпосередньо, використовують для аналізу.

Для розчинення золи замість розведеної HCl інколи використовують концентровану HCl (1-2 мл). Отриманий розчин після додавання до нього 5-10 мл води фільтрують в мірну колбу (25 –50 мл).

Кількісне перенесення витяжки досягається багаторазовим змиванням тигля і фільтра невеликими порціями води. Після доведення розчину в мірній колбі водою до риски його ретельно перемішують. Такий розчин готовий для визначення вмісту із вихідної проби багатьох мінеральних елементів різними хімічними і фізико-хімічними методами.

Мокре озолення передбачає окислення рослинного матеріалу сумішшю кислот. Мокре озолення – процес більш швидкий, ніж сухе озолення, однак пов’язаний з постійним спостереженням за ходом дигестії. Як сильні окислюівачі використовують концентровані кислоти: сірчану, соляну, азотну та ін.

Зазвичай мокре озолення проводять в колбах Кьєльдаля за допомогою концентрованої сірчаної кислоти із розрахунку 1-2 мл на 1 г наважки і азотної кислоти з щільністю 1,4 ( 1-2 мл на 1 мл сірчаної кислоти). Вміст нагрівають, обережно струшуючи, щоб не допустити утворення піни і залишають стояти на спеціальних плитках до припинення виділення парів азотної кислоти. Плитка не повинна бути дуже гарячою, оскільки азотна кислота швидко розкладається і летить, не встигнув окислити органічні сполуки. Після повного окислення органіки рідина стає безбарвною. Якщо окислення не повне – в рідині є тверді включення або вона має забарвлення – в охолоджену колбу знову додають азотної кислоти і нагрівають до повного видалення бурих парів.

Після повного озолення рослинного матеріалу колби охолоджують повітрям або водою, переносять кількісно їх вміст в мірну колбу на 50 або 100 мл,

55

залежно від вмісту елемента що визначають в наважці і обраного методу аналізу, і використовують для визначення елементів.

Паралельно з дослідними колбами ставлять контроль на реактиви, щоб запобігти неврахованих кількостей аналізованих елементів із кислот, які можуть бути забрудненими. В контрольні (без наважки рослин) колби Кьєльдаля додають ті ж самі кількості реактивів, що і в дослідні із зразками рослин і піддають їх тим самим процедурам, що і дослідні колби.

Якщо в розчині залишилося багато силікатів, які утворюють білий осад на дні колби, його фільтрують через паперовий беззольний фільтр. Фільтр з осадом вміщують в платиновий тигель, висушують та обвуглюють в муфелі або на плитці. Обвуглену масу змочують декількома краплинами води, додають краплю сірчаної кислоти і кілька мл плавикової кислоти і нагрівають на плитці під витяжкою до майже повного випаровування рідини. Золу, що залишилася розчиняють в соляній кислоті і з’єднують з вихідним фільтратом.

Мета роботи – ознайомитися з методами підготовки та аналізу рослинних тканин на вміст мінеральних елементів, провести сухе та мокре озолення водних рослин.

Матеріали і обладнання: водні рослини; аналітичні терези, муфель, термостат, електроплитка, водяна баня, центрифуга, ексикатор, колби Кьєльдаля, ступки, фарфорові або кварцеві тиглі, мірні колби на 25, 50 або 100 мл з притертими пробками; етиловий спирт, концентровані азотна , сірчана та соляна кислоти, Н2О2.

Хід роботи. Сухе озолення рослинного матеріалу. Наважку сухого рослинного матеріалу зжигають в тиглях, бажано кварцових, або фарфорових неглазурованих. Спалювання проводять в муфелях при температурі 450-500о

С. Спалюють доти, доки в золі не залишиться чорних включень. Після спалювання наважки вміст тиглів переносять до мірних колб.

Золу змочують, додають по стінках чашки 2 мл конц. НСl (якщо є значний об’єм кремнієвої золи – 3-4 мл) і 0,3-0,4 мл (6-8 крапель) 30% Н2О2. При слабкому нагріванні випарюють до сухого стану. До сухого залишку ще раз додають 1,5- 2,0 мл конц. НСl, 2-3 краплі Н2О2 і знову випарюють до сухого залишку.

Сухий залишок розчиняють додавши 1,5 мл НСl і 10 мл гарячої дистильованої води, яка підкислена НСl (1:100). Після остаточного фільтрування першої порції розчину золи, чашку, а потім і фільтр 2-3 рази знову промивають гарячою водою із промивалки. Кожну порцію промивають окремо. Розчин доводять до риски водою, яка підкислена НСl. Для контролю в чашці випарюють такі ж кількості кислот і Н2О2 , які брали для аналізу.

Мокре озолення рослинного матеріалу. Наважку сухого рослинного матеріалу занурюють в колби Кьєльдаля і додають конц. сірчаної кислоти із розрахунку 1-2 мл на 1 г наважки і азотної кислоти з щільністю 1,4 ( 1-2 мл на 1 мл сірчаної кислоти). Вміст нагрівають, обережно струшуючи, щоб не допустити утворення піни і залишають стояти на спеціальних плитках ( не дуже гарячих) до припинення виділення парів азотної кислоти. Після повного окислення органіки рідина стає безбарвною. Якщо рідина містить тверді включення або вона має забарвлення – в охолоджену колбу знову додають азотної кислоти і нагрівають до повного видалення бурих парів.

Після повного озолення рослинного матеріалу колби охолоджують повітрям або водою, переносять кількісно їх вміст в мірну колбу на 50 або 100 мл,

56

залежно від вмісту елемента що визначають в наважці і обраного методу аналізу, і використовують для визначення елементів.

Паралельно з дослідними колбами ставлять контроль на реактиви, щоб запобігти неврахованих кількостей аналізуємих елементів із кислот, які можуть бути забрудненими. В контрольну колбу (без наважки рослин) додають такі ж кількості реактивів, що і в дослідні із зразками рослин і піддають їх тим самим процедурам, що і дослідні колби.

Отримані розчини аналізують на атомно-адсорбційному спектрофотометрі. Роблять висновки.

57

Список літератури.

Александров В.Я. Клетки, макромолекулы и температура.–Л.,1975. 329 с.Гідроекологічна токсикометрія та біоіндикація забруднень: Теорія, методи,

практика використання./ За ред. Олексіва І.Т., Брагінського Л.П. –Львів: Світ, 1995. –440 с.

Дубына Д.В.,Гейны С., Гроудова З. Макрофиты – индикаторы изменений природной среды.К.: Наук.думка, 1993, 436 с.

Катанская В.М. Высшая водная растительность континентальных водоемов СССР.Методы изучения. –Л.: наука, 1981, 187 с.

Лукина Л.Ф., Смирнова Н.Н. Физиология высших водных растений.-К. Наук.думка, 1988, -186 с.

Методы фенологических наблюдений при ботанических исследованиях. –М.-Л. Наука,1966, 103 с.

Мусієнко М.М., Серебряков В.В., Брайон А.В. Екологія. Охорона природи. Словник-довідник. К.:Знання, 2002, 552 с.

Мусієнко М.М. Фізіологія рослин. – К.:Фітосоціоцентр, 2001. – 392 с.Руководство по методам гидробиологического анализа поверхностных вод

и донных отложений./ Под ред.В.А.Абакумова, Л.:Гидрометеоиздат, 1983, 240 с.

Смирнова Н.Н., Сиренко Л.А. Цитофизиологический метод экспресс-оценки токсичности природных вод // Гидробиол. журн. – Т.29, №4, 1993. С.95-101.

Фрей-Висслинг А. Сравнительная органелография цитоплазмы. –М., 1976. 144 с.

Шенников А.П. Введение в геоботанику. –Л.: Изд-во ЛГУ, 1964.

58

ЗМІСТВступ…………………………………………………………………………… 3Польові методи дослідження водних рослин………………………….. 4Робота № 1. Визначення видів та екологічних груп вищих водних

рослин……………………………………………………………………………... 4Робота № 2. Вивчення характеру розподілу рослинності у

водоймах залежно від факторів довкілля…………………………………… 6Робота № 3. Вивчення складу і будови рослинних угруповань

водних фітоценозів……………………………………………………………… 9Робота № 4. Проведення еколого-фітоценологічної класифікації

водної рослинності за А.П.Шенніковим……………………………………… 11Робота № 5. Збирання та якісний облік водної рослинності за

допомогою інструментів та приладів…………………………………………. 12Робота № 6. Проведення кількісного обліку водних рослин…………. 15Робота № 7. Визначення продуктивності водних рослинних

угруповань………………………………………………………………………… 18Робота № 8. Якісний і кількісний облік кореневої системи водних

рослин різних екологічних груп………………………………………………... 19Робота № 9. Вимірювання відстаней та прокладання профілів та

трансект на воді………………………………………………………………….. 22Робота № 10. Проведення картування водної рослинності на

водоймі. 20Лабораторні методи дослідження водних рослин……………………... 25Анатомічні методи дослідження водних рослин……………………….. 25Робота № 11 . Особливості анатомічної будови водних рослин

різних екологічних груп…………………………………………………………. 25Цитофізіологічні методи дослідження водних рослин………………… 33Робота № 12. Визначення структурної в’язкості протоплазми

плазмолітичним методом……………………………………………………… 33Робота № 13. Визначення в’язкості протоплазми водних рослин

методом центрифугування…………………………………………………….. 35Робота № 14. Визначення швидкості руху хлоропластів в клітинах

вищих водних рослин за методом Н.М.Смірнової, Л.Я.Сіренко………… 36Робота № 15. Оцінка змін у прижиттєвому забарвленні клітин

вищих водних рослин у відповідь на дію модельних токсикантів………. 38Робота № 16. Визначення періоду фотовицвітання хлоропластів в

нормі та під дією токсикантів за допомогою люмінесцентного мікроскопу………………………………………………………………………… 40

Фізіолого-біохімічні методи дослідження водних рослин……………. 43 Робота № 17.Визначення продукції та деструкції органічної

речовини водних рослин йодометричним методом Вінклера …………… 43

Робота № 18. Оцінка впливу зовнішніх умов на інтенсивність фотосинтезу гідрофітів………………………………………………………… 45

Робота № 19. Спектрофотометричне визначення та хроматографічне розділення пігментів вищих водних рослин…………... 47

Робота № 20. Культивування водних рослин з родини ряскових. 51Робота № 21. Підготовка зразків водних рослин для аналізу вмісту

59

мінеральних елементів в тканинах рослин…………………………………. 53

60