TÜRKİYE CUMHURİYETİ

ANKARA ÜNİVERSİTESİ

SAĞLIK BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ

ANKARA YÖRESİNDEKİ KÖPEKLERDE LEİSHMANİOSİSİN INDIREKT

FLORESANS ANTİKOR TESTİ (IFAT) İLE SEROPREVALANSININ

BELİRLENMESİ

Asiye KOÇAK

PARAZİTOLOJİ ANABİLİM DALI

DOKTORA TEZİ

DANIŞMAN

Prof. Dr. Ayşe Çakmak

2010- ANKARA

iii

İÇİNDEKİLER

İç Kapak i

Kabul ve Onay ii

İçindekiler iii

Önsöz v

Simgeler ve Kısaltmalar vii

Şekiller ix

Çizelgeler x

1. GİRİŞ 1

1.1. Leishmaniosisin Tanımı ve Etkenlerinin Sınıflandırmadaki Yeri 2

1.2. Leishmaniosis Etkenlerinin Morfolojik Özellikleri 3

1.2.1. Amastigot Form 3

1.2.2. Promastigot Form 4

1.2.3. Leishmania Soyundaki Etkenlerin Hayat Döngüsü 5

1.3. Leishmaniosisin Vektörü ve Vektörün Sınıflandırmaki Yeri 7

1.3.1. Vektörün Morfolojik Özellikleri 8

1.3.2. Vektörün Hayat Döngüsü 10

1.3.3. Dünya’da ve Türkiye’de Phlebotomus Türleri 11

1.4. Leishmaniosiste İmmunoloji 12

1.5. Leishmaniosisin Epidemiyolojisi 13

1.6. Dünya’da Leishmaniosis 15

1.7. Türkiye’de Leishmaniosis 18

1.8. Leishmaniosisin Patogenezi 19

1.9. Leishmaniosisin Teşhisi 22

1.9.1. Leishmaniosisin Klinik Teşhisi 22

1.9.2. Leishmaniosiste Mikroskobik Teşhis 23

1.9.3. Leishmaniosisin Serolojik Teşhisi 26

1.9.4. Leishmaniosiste Moleküler Teşhis 29

1.10. Leishmaniosiste Tedavi 30

1.11. Leishmaniosiste Korunma ve Kontrol 33

iv

2. GEREÇ VE YÖNTEM 37

2.1. Gereç 37

2.1.1. Köpekler 37

2.1.2. Cihaz ve Malzemeler 38

2.2. Yöntem 40

2.2.1. Köpek Sayısının Belirlenmesi 40

2.2.2. Köpeklerin Klinik Muayenesi ve Anamnez 40

2.2.3. Kan Örneklerinin Alınması, Serum Elde Edilmesi ve Saklanması 40

2.2.4. İndirekt Floresan Antikor Test 41

2.2.4.1. Antijen Hazırlanması 41

2.2.4.2. Tampon ve Solüsyonlar 42

2.2.4.3. İndirekt Floresan Antikor Testinin Uygulanması 43

2.2.4.4. Sonuçların Değerlendirilmesi 44

3. BULGULAR 45

4. TARTIŞMA 46

5. SONUÇ VE ÖNERİLER 50

ÖZET 52

SUMMARY 53

KAYNAKLAR 54

ÖZGEÇMİŞ 65

v

ÖNSÖZ

Köpeklerin rezervuarlığını yaptığı vektörler ile nakledilen hastalıkların oldukça fazla

sayıda olduğu bilinmektedir. Halk sağlığı açısından bu hastalıkların bir kısmı

zoonotik özellik taşımaktadır. Bunlar arasında protozoa (Babesia vogeli,

Leishmania infantum ve Trypanasoma cruzi), bakteriler (Anaplasma

phagocytophilum, Ehrlichia canis, Borrelia burgdorferi) ve bazı helmintler (Dirofilaria

immitis, Dirofilaria repens, Dipylidium caninum) bulunmaktadır. Bu hastalıkların

insanlara nakledilmesinde bit, pire, sivrisinek, tabanid ve yakarca gibi artropodlar rol

oynamaktadır. Halk sağlığı açısından bu hastalıkların etiyolojisinin, bulaşma

yollarının, yaygınlığının, risk faktörlerinin, tanı, kontrol, tedavi ve halk sağlığı

açısından önemlerinin belirlenmesi günümüzde giderek daha büyük bir önem

kazanmaktadır (Dantas- Torres., 2008; Tabar ve ark, 2009; Megat Abd Rani ve ark,

2010; Otranto and Dantas-Torres, 2010).

Leishmaniosis dünya geneline dağılım gösteren oldukça yaygın bir

enfeksiyondur. 20. yüzyılın başlarında keşfedilen insan leishmaniosisi, Eski ve Yeni

dünya’da birçok odakta ve çeşitli formlarda tanımlanmıştır. Gerek çocuklar gerekse

yetişkinler ile bağışıklık sistemi sorunları yaşayanlar hastalığa duyarlıdırlar. İnsan

visceral leishmaniosisi (VL) ciddi bir hastalık olup, bazı bölgelerde epidemi ve

yüksek mortaliteye neden olabilir (Dereure ve ark, 1999). Köpekler, Leishmania

infantum tarafından oluşturulan insan VL’nin en önemli rezervuarıdır. Hastalığın

köpekten köpeğe ve köpekten insana bulaşmasında, enfekte ve subklinik

köpeklerin rolü çok önemlidir (Vercammen ve ark, 1997).

Doktora eğitimim ve tez çalışmalarımdaki özverili katkılarından dolayı

danışman hocam Prof.Dr. Ayşe Çakmak’a, doktora eğitimim boyunca desteğiyle her

zaman yanımda olan Prof.Dr. Kadri Zafer Karaer’e; tez izleme komitesi üyesi

Prof.Dr. Günay Alçığır’a; Parazitoloji Anabilim Dalı Öğretim Üyesi, Prof.Dr. Serpil

Nalbantoğlu’na; bütün çalışmalarım sırasında bana inanan Dr. Ahmet Kiremitçi’ye;

Refik Saydam Hıfzısıhha Enstitüsü’ünde yapmış olduğum çalışmalar sırasında

bilimsel destek ve yardımlarını esirgemeyen Dr. Cahit Babür, Dr. Bekir Çelebi,

Doç.Dr. Ayşegül Taylan Özkan, Doç.Dr. Selçuk Kılıç, Mesut Mungan ‘a; örneklerin

toplanması sırasında yardımcı olan Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık

vi

Merkezi ve Fourvet Evcil Hayvan Hastanesi çalışanlarına; birlikte çalışmaktan

mutluluk duyduğum Kemal Ekdal, Zübeyde Kılıç, Levent Yılmaz, Tahir Demir’e; her

zaman yanımda olan değerli dostlarım Esin Güven, Sırrı Kar, Ömer Orkun’a çok

teşekkür ederim.

Hayatımın her döneminde olduğu gibi doktora eğitimim süresince de maddi

ve manevi olarak hep yanımda olan ve bana güç veren canım annem Ayfer Koçak,

sevgili babam Süreyya Koçak’a; kardeşlerim, bir tanelerim Emine Koçak ve Çağrı

Koçak’a teşekkür ederim.

vii

SİMGELER ve KISALTMALAR

VL Visceral Leishmaniosis

CL Cutaneous Leishmaniosis

MCL Mucocutaneous Leishmaniosis

DCL Diffuse Cutaneous Leishmaniosis

CanL Canine Leishmaniosis

ZCL Zoonotik Cutaneous Leishmaniosis

RES Retikülo Endotelial Sistem

µm Mikrometre

DNA Deoksiribonükleik asit

nm Nanometre

m Metre

mm Milimetre

LPG Lipofosfoglikan

gp Glikoprotein

IFN-γ İnterferon gamma

TNF-α Tumor necrosis factor alpha

IL- 2 İnterleukin 2

Th 1 T helper 1 cell

NO Nitrik Oksit

IgG İmmunglobulin G

MON Zymodeme (izoenzim )

PCR Polymerase Chain Reaktion (Polimeraz Zincir Reaksiyonu)

EF Exreting Factor

SM Splenomegali

LAP Lenfadenopati

HSM Hepatosplenomegali

ºC Degree Celcius (sıcaklık)

IFAT İndirek Floresan Antikor Testi

DAT Direkt Aglutinasyon Testi

ELISA Enzyme Linked Immunosorbent Assay

NNN Nicole-Novy- Mac Neal Medium

viii

i.v. İntravenöz

i.m. İntramusküler

gr Gram

ml Mililitre

dk Dakika

rpm Dakikadaki devir sayısı

DTH Delayed Type Hypersensitivity (Gecikmiş Tip Aşırı Duyarlılık)

AmpB Amphotericine B

DDT Diklorodifenol trikloroethan

FCS Fötal culf serumu

PBS Fosfat Tampon Solüsyonu (Phosphate Buffer Solution)

FITC Fluorescein isothiocyanate

lt Litre

ix

ŞEKİLLER

Şekil 1. Monosit hücreleri tarafından fagosite edilen promastigot 6

Şekil 2. Leishmaniosisin hayat döngüsü, Leishmania 7

promastigot ve amastigot formu

Şekil 3. Leishmania’nın vektörü olan Phlebotomus’un 10

erkeği ve dişisi

Şekil.4. Dünyada bazı Leishmania türlerinin coğrafik 17

dağılımı

Şekil 5. Monosit hücreleri içerisindeki amastigotlar 24

Şekil 6. Ankara ili haritası 38

Şekil 7. Serum örneklerinin sulandırılması 44

Şekil 8. Antijen kaplı lamlar 44

Şekil 9. Seropozitif örnek 45

Şekil 10. Seronegatif örnek 45

x

ÇİZELGELER

Çizelge 1. Eski dünyadaki leishmaniosis vektörleri ve bölgeleri 12

Çizelge 2. Akdeniz ülkelerinde canine leishmaniosisin 16

seroprevalansı ve izoenzim türleri

Çizelge 3. İlçelerdeki köpek ve kan örneği alınan köpek 37

sayıları

1

1. GİRİŞ

Leishmania soyundaki protozoon parazitlerin neden olduğu hastalıklara genel

olarak verilen isim leishmaniosisdir. Vektör Phelebotomus tarafından

bulaştırılan etkenin meydana getirdiği klinik bulgular ve yerleştiği organlara

göre leishmaniosis’in dört ana formu bulunmaktadır (Goddard, 1999). Dalak,

kemik iliği, karaciğer hücrelerini etkileyen visceral leishmaniosis (VL, kala

azar); deride küçük, kenarları sınırlı ve yavaş iyileşen ülserlerin görüldüğü

cutaneous leishmaniosis (CL, oriental sore, şark çıbanı, pianbois, alleppo

button, jericho boil, pendinsk ulcer, chiclero’s ulcer, alleppo boil); burun ve

ağız mukozasında lezyonların bulunduğu mucocutaneous leishmaniosis

(MCL, espundia) ve vücut yüzeyinin tamamında yaygın olarak görülen papül

ve nodüllerin bulunduğu hastalık ise diffuse cutaneous leishmaniosis (DCL)

olarak isimlendirilmektedir (Levine, 1985; Goddard, 1999; Anon, 2002a).

Deri, karaciğer ve dalakta lezyona yol açan visceral leishmaniosis, kala-

azar’ın yanı sıra infantile ya da akdeniz leishmaniosisi olarak da

isimlendirilmektedir (Taylor ve ark., 2007).

Asya’nın bir parçası olan Türkiye ve İran’da 1833 yılından beri endemik

cutaneous leishmaniosis (CL) vakaları bildirilmektedir. 1907 yılında GATA’ya

Şark Çıbanı üzerine araştırma yapmak için getirilen Reinhart ile Dr. Servet

Tevfik Bey 1910 yılında CL ile ilgili bir broşür hazırlamışlardır (Unat, 1981).

Türkiye’ de ise kala-azar’ın varlığını ilk bildiren Kristomonas’dır. İlk

visceral leishmaniosis olayı Trabzon’dan bildirilmiştir (Unat, 1981). Birinci

Dünya Savaşı sırasında Noyan tarafından Bağdat’taki 11 Osmanlı askerinin

dalak ve karaciğer biyopsilerinden Leishmania amastigotları tespit edilmiştir

(Onul, 1974; Ok ve ark., 2002).

Köpek leishmaniosisi ilk olarak İstanbul ve Bursa’da 1950 ‘lerin başında

Yaşarol tarafından tespit edilmiş olmasına rağmen, Türkiye’ de bu hastalığın

2

epidemiyolojisine ilişkin bilgiler son derece sınırlıdır (Volf ve ark., 2000;

Özensoy ve ark., 2005a).

1.1. Leishmaniosisin Tanımı ve Etkenlerinin Sınıflandırmadaki Yeri

Leishmaniosis, Leishmania soyundaki protozoonların neden olduğu, birçok

vertebralı konakta obligat olarak makrofajlarda bulunan ve konaktan konağa,

vektör kum sineklerinin kan emmesiyle bulaşan paraziter bir hastalıktır (Noli,

1999; Anon, 2002a; OIE, 2004). Bu hastalıkta köpekler ve kemirici en önemli

kaynak olarak kabul edilmektedir. Leishmania etkenleri vektör kum sinekleri

tarafından yayılmaktadır (Noli, 1999). Hastalık Orta Asya, Çin, Kuzey Afrika,

İran, Akdeniz ülkeleri ile Orta ve Güney Amerika’da yabani ve evcil

hayvanlarla insanlarda görülmektedir. Hastalık özellikle karnivor ve

kemiricilerde yaygın olup karıncayiyen, keseli hayvan, rakun, primat ve

kertenkelede de bulunmaktadır (Yaşarol, 1981).

Tenter ve Schnieder (2006)’e göre leishmaniosis etkenlerinin

sınıflandırılması aşağıda verilmiştir.

Alem : Animalia

Alem altı : Eukaryota

Kök : Euglenozoa

Kök altı : Kinetoplasta

Sınıf : Trypanosomatidea

Dizi : Trypanosomatida

Aile : Trypanosomatidae

Soy : Leishmania

Türler : L. donovani, L. infantum, L. tropica, L. aethiopica L. major,

L. chagasi, L. mexicana, L. braziliensis, L. enrietti, L. hertigi L. henrici, L.

tarentolae, L. ceramodactyli, L. chamaelonis, L. hemidactyli L. agamae, L.

adleri, L. deanei, L. aristidesi, L. garnhami, L. venezuelensis, L. forrantini, L.

lainsoni, L. shawi, L. naiffi, L. colombiensis, L. equatorensis, L. peruviana

3

Leishmania’lar 2-6 µ büyüklüğünde; omurgalıların doku ve kan hücreleri

içinde kamçısız biçimde yaşayan, biyolojik vektör artropod vücudunda ve

hücre kültürü ekimlerinde kamçılı ve hareketli olan tek hücreli canlılar olarak

tanımlanırlar (Orhan ve Yaşarol, 1981).

1.2. Leishmania Etkenlerinin Morfolojik Özellikleri

Leishmania soyuna giren türlerin birincil özelliği evrimleri sırasında iki ayrı

biçim değişikliği geçirmeleridir. Bu biçimlerden omurgalı konağın hücreleri

içindeki döneme amastigot, vektör kum sineklerinin sindirim sisteminde

geçen kısma ise promastigot, adı verilir (Orhan ve Yaşarol, 1981). Bu iki

dönem yanında paramastigot adı verilen bir geçiş formundan da

bahsedilmektedir (Yaşarol, 1981; Noli, 1999).

1.2.1. Amastigot Form

2-4 m büyüklüğünde yuvarlak veya oval şekle sahip olarak ışık mikroskobu

altında görülebilmektedir. Amastigotlar omurgalı konakta makrofajların

fagolizozomları içinde çoğalmaktadır. Doğal olarak amastigotlar makrofajlarda

hücre içi olarak bulunmasına rağmen dokulardan sürme preparat yapılırken

makrofajlar yırtılır, bu yüzden amastigotlar hücre dışında serbest olarak

bulunabilirler. Kamçısız ve hareketsizdirler. Giemsa ile boyanmış

preparatlarda sitoplâzma soluk mavi boyanır, içinde Ramonowsky boyası ile

pembe veya koyu kırmızı boyanan, arka uca yakın oldukça büyük bir çekirdek

ve ona bitişik kinetoplast görülmektedir. Çekirdek yuvarlak veya oval, 1-1,2 m

çapındadır. Çekirdekten daha yoğun olarak boyanan kinetoplast yuvarlak,

oval, çubuk gibi değişik şekillerde olabilir, çubuk şeklinde olan kinetoplast 0,5-

0,8 m boyunda ve 0,4-0,5 m genişlikte, yuvarlak olanın çapı ise 0,4-0,6 m

olarak değişmektedir (Mimioğlu ve ark., 1968; Onul, 1974; Altıntaş, 1995;

Roberts ve Janovy, 1996; Strauss-Ayali ve Baneth, 2001; Anon, 2002a).

4

Işık mikroskobik yapılarına bakılarak farklı Leishmania türlerinin

birbirinden ayırt edilmesi mümkün değildir. Sadece L. enrietti fark edilir

biçimde 64 m büyüklüğe ulaşabilir ve L. hertigi amastigotları da kese biçimli

ve uzamış görünümleriyle morfolojik olarak ayırt edilebilirler (Orhan ve

Yaşarol, 1981).

Kinetoplastın içerdiği fibrillerin düzeni türe göre değişmekle beraber,

2,5 nm çapındaki genişliği değişmemektedir. Çekirdek ve kinetoplastın her

ikisi de DNA içermektedir. Sitoplâzmada ayrıca mitokondri, vakouller, lizozom

ve golgi cihazı da bulunmaktadır (Altıntaş, 1995 ).

1.2.2. Promastigot Form

Phlebotomus’ların bağırsaklarında ve besi yerlerinde bulunan tipik hareketli

formlardır. 12-20 m uzunlukta, 1,5-2,5 m genişlikte olup, mekik şeklinde

vücudu ve yaklaşık aynı uzunlukta ön uçtan çıkan serbest bir kamçısı

bulunmaktadır (Altıntaş, 1995). Serbest flagellumun, amastigottaki rudimenter

rhizoplastından daha kuvvetli olarak görülmesi dışında, çekirdeğin,

sitoplâzmasının flagellumun, terminal ve subterminal kinetoplastın genel

boyanma özellikleri amastigotta anlatıldığı gibidir (Yaşarol, 1981).

Kamçı karakteristik aksonemal yapıdadır. Aksonem ise 2 merkezi, 9

periferal fibril çifti içermektedir. Kamçının bağlantı noktasında ‘’kamçı paketi’’

adı verilen ve sitostoma benzeyen bir invaginasyon vardır. Bazal cisimcik,

kinetoplastın önünde, kamçının dip kısmındadır ve bir membran ile izole

edilmiştir. Ön uçtan yaklaşık 2 m içeride yuvarlak veya at nalı şeklinde bir

kinetoplasta sahiptir. Nükleus parazit sitoplâzmasının ortasında bulunur

(Altıntaş, 1995).

Üzerindeki 7 nm kalınlığındaki nüklear membranda 60 -80 nm çapında

porlar bulunmaktadır. Merkezde 0,6-1 m çapında bir nukleolus vardır.

Sitoplazma içinde endoplazmik retikulum ve golgi apareyi bulunmaktadır ve

5

ana nüklear membranın endoplazmik retikulum ile bağlantılı olduğu

bildirilmiştir (Altıntaş, 1995).

1.2.3. Leishmania Soyundaki Etkenlerin Hayat Döngüsü

Dişi kum sineği hortumu ile kılcal damarı deler ve orada oluşturduğu kan

gölcüğünde beslenir. Bu beslenme sırasında Phelebotomus’un vücuduna

etkenin girmesinden sonra sindirim kanalındaki gelişimleri başlamaktadır

(Pearson ve ark., 2001).

Leishmania ile enfekte konaktan kan emme sırasında alınan

amastigotlar, şişmiş ve enfekte makrofajların parçalanmasıyla serbest kalır ve

alınan kan besininin etrafı abdominal mide hücreleri tarafından salgılanan

peritrofik membran ile çevrilir (Mehlhorn, 2001). Burada amastigotların bir

kısmı sindirilirken bir kısmı 1-2 kez bölünmektedir (Altıntaş, 1995).

Peritrofik membran içindeki amastigotların büyüklüğü arka midede

artar, vücudun uzaması ve kamçı gelişimi ile amastigotlar promastigotlara

dönüşürler; ayrıca torasik mideye geçen daha uzun ve ince yapıdaki

promastigotlara ''Nektomonad'' adı verilmektedir (Pearson ve ark., 2001).

Torasik midenin ön ucundaki stomadeal kapağa geldikleri zaman nektomonad

promastigotlar, kamçıları ile bağırsak epitel hücrelerinin mikrovilluslarına

tutunurlar ve bölünme devam eder (Altıntaş, 1995). Burada gelişen

promastigotlar (Haptomonad) , özel bir tropizm ya da kemotaksis etkisiyle ön

tarafa göç ederek özefagus ve farinksteki kıvrım ve yarıklara kamçılarını

sokarak kütikülar intimaya tutunurlar, lümeni tıkarlar (Altıntaş, 1995; Mehlhorn,

2001).

Promastigot formlar özefagustan ayrılarak daha küçük ve uzun

formlar halinde ağız parçalarına geçerler, bölünmezler, bağlanmazlar ve

omurgalı yaşama adapte olabilirler. Phlebotomus’un kan emmesinden sonra

7. günde hortum ve ağız parçalarında %20 oranında enfekte promastigotlar

6

bulunmakta ve bu oran 14. güne kadar gittikçe artmaktadır. Bu süre

Leishmania türüne, çevre koşullarına ve sıcaklığa göre değişmektedir.

Phlebotomus tarafından enfektif promastigotların memeli konağa

verilmesinden sonra bazıları ilk saatlerde makrofajlar tarafından fagosite

edilmektedirler (Şekil 1). Fakat kum sineklerinin tükürüğünde makrofajların

öldürücü mekanizmasını inhibe eden ve etknin enfektifliği artıran faktörler

bulunmaktadır (Altıntaş, 1995; Roberts ve Janovy, 1996; Pearson ve ark.,

2001).

Şekil 1. Monosit tarafından fagosite edilen promastigot (Scott, 2010)

Makrofaja girerek parazitofor vakuol içinde amastigot forma dönüştükten

sonra bölünmeye ve çoğalmaya devam eden parazit, sonunda hücreyi

patlatmaktadır. Hücrenin parçalanması sonucunda serbest kalan

amastigotlar yeniden makrofajları enfekte edebilmektedir (Şekil 2). Bu arada

visceral leishmaniosiste parazitler dalak, karaciğer, kemik iliği, pankreas,

lenf yumruları, böbrek, testisler ve göz gibi organlara dağılarak bu

organlarda çeşitli patolojik hasarların oluşmasına, cutaneous

leishmaniosiste ise parazitler deride girdiği yerde kalarak yayılmaz ve lokal

lezyonlara sebep olurlar (Gülanber ve ark., 2001; Mehlhorn; 2001).

7

Şekil 2. Leishmaniosisin hayat döngüsü

Leishmania promastigot ve amastigot formu (Anon, 2010)

1.3. Leishmaniosisin Vektörü ve Vektörün Sınıflandırmadaki Yeri

Nematocera grubunda yer alan Phlebotomidae ailesi içinde bulunan

Phlebotomus cinsi, eski dünyada olduğu gibi Türkiye’de de Leishmania cinsi

protozoonların biyolojik vektörlüğünü yapmaları sebebiyle tıbbi açıdan önem

taşımaktadır (Daldal ve Özbel, 1997). Her ne kadar bütün kum sinekleri

birbirine benzemekteyse de kuzey ve güney yarım kürede, eski ve

yenidünyada farklı epidemiyolojik durumlarından kaynaklanan biyolojik

farklılıkları da bulunmaktadır. Phlebotomus Yunanca’da ‘’phleps’’ kelimesine

dayanmaktadır, Phlebos’un anlamı kum sineklerinin kan emme

alışkanlıklarından dolayı ‘vein’ (damar) ve ‘refers’ (kana ait) kelimelerinden

gelmektedir (Anon 2002a).

8

Phlebotomidae ailesindeki altı cinsin içinde yaklaşık olarak 700 tür

tanımlanmıştır (Daldal ve Özbel, 1997). Bu cins içerisindeki Phlebotomus kum

sineklerinin dokuz türü bulunmaktadır ve bu türler köpek leishmaniosisin

deneylerle ispat edilen vektörleridir (Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999).

Ayrıca Phlebotomus’lar çeşitli bakteriyel, viral ve paraziter hastalıkları da

taşıyabilirler (Anon, 2002b).

Tenter ve Schnieder (2006)’e göre Leishmania vektörünün

sınıflandırılması aşağıda verilmiştir.

Alem : Animalia

Alem altı : Metazoa

Kök : Arthropoda

Kök altı : Mandibulata

Sınıf : Crustacea (Diantennata, Krebse)

Sınıf altı : Insecta (Insekten)

Dizi : Diptera

Aile : Phlebotomidae/ Psychoidae

Soy : Phlebotomus

Türler : P.ariasi, P.perniciosus, P.sergenti, P.papatasi, P.major,

P.alexandri, P.tobbi, P.perfiliewi, P.simici, P. halepensis, P. longiductus, P.

martini, P. alexandri, P. neglectus, P. langeroni, P.simirnovi, P. saevus, P.

pedifer, P. longipes, P. salehi, P. duboscqi

1.3.1. Vektörün Morfolojik Özellikleri

Vektör deniz seviyesinin altında bulunan alanlarda görülebildiği gibi Afganistan

gibi deniz seviyesinden 3300 m yukarıdaki rakımlarda da yaşayabilmektedir

(Anon, 2002b). Leishmaniosisin özellikle Akdeniz havzasında yaygın olarak

görülmesinin bir nedeni vektörün yaşaması için bu bölgenin oldukça elverişli

olmasıdır (Naucke ve ark., 2009). Dünyada ‘sandfly’ (kum sineği) adı verilen

9

Phlebotomus’lar, Türkiye’ de yapyakan, gürpdüşen, çetisineği veya yakarca

olarak adlandırılmaktadır (Daldal ve Özbel, 1997; Çiçek ve ark., 2005).

Yumurta: Bırakılan yumurtalar, uçları oldukça yuvarlak 300- 400 µm

uzunluğunda, 90- 150 µm genişliğinde olup bir tarafı konkav diğer tarafı

düzdür (Daldal ve Özbel, 1997).

Larva: Yumurtadan çıkan larva 2,5- 3,5 mm uzunluğunda ve toplam 12

segmentli olup, pupaya dönüşmeden önce dört gömlek değiştirmektedir

(Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999). Larvaların başlangıçta çiğneyici

ağız parçaları bulunmakta ve yaprak küfleri, böcek parçaları gibi organik

maddelerle beslenebilmektedir (Daldal ve Özbel, 1997).

Pupa: Pupa haline dönmeden önce dördüncü devre larva, mide içeriğini

boşaltmakta, beslenmesini durdurmakta ve torasik bölgede şişlik

oluşmaktadır. Karada yaşamalarına karşın larva ve pupalar kuruluğa

duyarlıdır. Pupa evrimini tamamladıktan sonra sırt ve ön kısmında ‘’T’’

şeklinde açılan yarıktan erişkin dışarı çıkmaktadır (Daldal ve Özbel, 1997)

Erişkin: Uzunluğu yaklaşık 2-5 mm, uzun antenli, 5 segmentli sarkık

palpleri olan, kahverengimsi, dar vücutlu, uzun bacaklı, bal peteği şeklindeki iri

gözleri, vücudun üzerinde dik duran yaprak şeklinde kanatlı ve kanatları dâhil

bütün vücudu tüylerle kaplı nematocer’lerdir (Altıntaş, 1995)

Phlebotomus’larda kan emici diğer dişi sineklerde oldukça fonksiyonel

olan ağız parçalarından mandibula, diğer türlere göre daha kısa olup, kan

emmeyen erkeklerde ise bulunmamaktadır (Doğan, 1981).

Vücuda oranla küçük olan baş, öne eğik, yandan ince uzun görünümde,

arka ve ön kısımları dar olup gözlerin bulunduğu orta bölge daha geniş (Şekil

3) olarak görülmektedir (Daldal ve Özbel, 1997).

10

Şekil 3. Leishmania’nın vektörü olan Phlebotomus’un erkeği ve dişisi (Beckthиk, 2006)

1.3.2. Vektörün Hayat Döngüsü

Vektörün biyolojisinde dişi Phlebotomus’lar alacakaranlıkta rüzgarın olmadığı

ya da az olduğu zamanlarda kan emmekte, gündüzleri ise karanlık, kuytu

yerlerde, taş ve tahta yarıklarında ayrıca bodrumlar ile kemirgen hayvan

yuvalarında bulunmaktadır. Özellikle yaz sezonunda aktif olan dişi

Phlebotomus’lar 3 hafta, erkekler ise 2 hafta yaşarlar (Doğan, 1981; Altıntaş,

1995; Daldal ve Özbel, 1997; Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999; Rossi

ve ark., 2008; Otranto ve Dantas-Torres, 2010).

Phlebotomus’lar ormanlık alanlarda, sürüngen ve kemirgen

yuvalarının bulunduğu kırsal alanlarda, yerleşim yeri çevresindeki enkazların

olduğu yerlerde yaşamaktadır (Pearson ve ark., 2001). Dişi kum sineği

larvalar için organik maddelerin fazlaca bulunduğu karanlık ve nemli alanlara

yumurtalarını bırakmaktadır. Bunun için en uygun alanlar ise ağaç kovukları,

hayvan yuvaları ve yere düşen yaprakların altıdır. Bu tür alanların bulunduğu

bölgeler Phlebotomus’lar için uygun yaşam alanlarını oluşturmaktadır

(Goddard, 1999).

Phlebotomus ve Lutzomyia ‘ların kan emmeleri sırasında konağa

enjekte edilen özel bir salgısı ortaya çıkarılmıştır. Buna göre bazı türlerin kan

11

emmesi oldukça ağrılı olmasına rağmen bazı türlerinki ise hissedilmemektedir.

Nedeni ise salgıda lokal anesteziklerin bulunup bulunmamasına bağlıdır. Bu

salgı kanın pıhtılaşmasını önleyici ve diğer bazı farmakolojik özelliklerde

maddeleri içermektedir. Salgıda bulunan Maxidilan adı verilen peptit, kan

emilimini kolaylaştırmak için vazodilatatör etki yaparak kanın göllenmesini

sağlar ve delinmeyi kolaylaştırır. Ayrıca kum sineğinin bu salgısının

immunsupresif özellikte olduğu deneysel olarak ispatlanmıştır (Killick-Kendrick

ve Killick-Kendrick, 1999).

Phlebotomus’ların sadece Leishmania promastigotlarını enjekte eden

bir mekanizmaya sahip olmadıkları, aynı zamanda salgıladığı tükürük ile

parazite, yeni ortamına karşı ilk andaki adaptasyon sürecinde yardımcı olduğu

görülmektedir. Beslenme sırasında dişi kum sineği tarafından inokule edilen

tükürüğe karşı konakta yüksek düzeyde antikor üretimi yapılmaktadır. Buna

karşın kum sineğinin ısırması sonucunda tavşan ve hamsterdan alınan kan

serumlarında türe özel tükürük antijenleri bulunmaktadır. Bu antijenler

Phlebotomus soyundaki üç türde (P. papatasi, P. perniciosus, P. halepensis)

belirlenmiştir. Özellikle bu türlerin tükürük bezlerindeki antijen

komponentlerinde önemli farklılıklar bulunmuştur (Daldal ve Özbel, 1997).

1.3.3. Dünya’da ve Türkiye’de Phlebotomus Türleri

Türkiye’de Phlebotomus’ların epidemiyolojisi üzerine yapılan çalışmalarda 19

Phlebotomus türü belirlenmiştir. Tespit edilen bu Phlebotomus türlerinden

dokuzunun Eski Dünya leishmaniosisinin muhtemel vektörü oldukları

kanıtlanmıştır (Çizelge 1)(Volf ve ark., 2000). Çoğunlukla Ege, Akdeniz ve

Güney Doğu Anadolu bölgelerinde, az miktarda da İç Anadolu bölgesinde

gerçekleştirilen bu çalışmalarda Phlebotomus’ların genel yayılma alanları

kısmen belirlenmiş olmasına rağmen bölgesel çalışmalar çok az olup, Türkiye

faunasını aydınlatacak nitelikte değildir (Volf ve ark., 2000; Çiçek ve ark.,

2005; Değer ve Yaman, 2005).

12

Çizelge 1. Eski dünyadaki leishmaniosis vektörleri ve bölgeleri ( Daldal ve Özbel, 1997).

Akdeniz ülkelerinde L.infantum’un vektörü P.ariasi ve P.perniciosus

olduğu rapor edilmektedir. Fakat Türkiye’de P.sergenti, P.papatasi, P.major,

P.alexandri, P.tobbi, P.perfiliewi ve P.simici’nin de L.infantum’un muhtemel

vektörü olabileceği hesaba katılmalıdır (Killick-Kendrick ve Killick-

Kendrick,1999; Ok ve ark., 2002).

İran’da Leishmania etkeninin tespit edildiği vektör Phlebotomus türleri

içerisinde en önemli tür Phlebotomus perfeliewi transcaucasicus olarak olarak

tespit edilmiştir (Oshaghi ve ark., 2009).

1.4. Leishmaniosiste İmmunoloji

Köpeklerdeki Leishmania enfeksiyonlarında, etken makrofaj hücresine girer.

Doğal savunma mekanizmasına rağmen yaşamına devam ederler. Hücreye

13

girerken kullanılan komplement reseptörleri, normal fagositoz da görülen

oksidatif olayların başlamasını sağlarken, aynı zamanda toksik oksijen

metabolitlerinin salınmasından korunmaya karşı yardımcı olur. Hücre zarı

yapısında yer alan lipofosfoglikan (LPG) ve diğer bazı moleküller, oksidatif

olayların inhibisyonunu sağlar. LPG yapı ve glikoprotein (gp) 63 (parazitin

salgıladığı protease) enzimi konak hücrenin enzim aktivitelerine karşı

dirençlidir ve etken için korunma sağlar. Konak hücre içinde etken parazitofor

bir vakuol içerisinde bulunur. Amastigotlar normal başlayan lizozomal

aktiviteden etraflarını çevreleyen bu fagolizozom sayesinde korunurlar (İça,

2007).

Hücresel bağışıklıkta Leishmania türlerine karşı oluşan immunite duyarlı

ve dirençli köpeklerde farklılıklar gösterir. Duyarlı ( semptomatik) köpeklerde

meydana gelen immunolojik değişiklikler, genellikle T hücrelerinde oluşan

reaksiyonlar ve sitokinlerle ilgilidir. Dirençli (asemptomatik) köpeklerde immun

yanıt gamma interferon (IFN-γ) ve interleukin 2 ‘nin (IL- 2) ve tumor necrosis

faktor-alpha (TNF-α) üreten Th1 (T helper) hücrelerinin aktivasyonu ile ilgilidir.

Bu maddelerin salınımı ile aktive edilen makrofajların ürettiği nitrik oksit (NO)

ile hücre içi amastigotlar yok edilmektedir (Roberts ve Janovy, 1996; Strauss-

Ayali ve Baneth, 2001; Chamizo ve ark., 2005; Day, 2007).

Özellikle duyarlı (semptomatik) köpeklerde baskılanmış bir hücresel

immunite, buna karşın oldukça kuvvetli bir humoral yanıt görülmektedir. Bu

nedenle IgG seviyesi önemli bir indikatördür. Anti-Leishmania antikorlarından

IgG1 duyarlı köpeklerde yüksek oranda görülürken, IgG2 dirençli köpeklerde

görülmektedir (Day, 2007; İça, 2007).

1.5. Leishmaniosisin Epidemiyolojisi

Leishmaniosis evcil hayvanlar arasında en fazla köpeklerde görülür.

Köpeklerdeki Leishmania enfeksiyonları özellikle tropikal, subtropikal ve ılıman

14

bölgelerde sıklıkla klinik semptoma neden olur. Hastalığın endemik olduğu

bölgelerde bulunan köpeklerde oldukça yaygın olmakla birlikte, kedilerden de

tespit edilmiştir. Kedilerde belirlenen hastalığın seroprevalansı düşük

olmasına rağmen özellikle endemik bölgelerde dikkate alınması gerektiği

bildirilmektedir (Strauss-Ayali ve Baneth, 2001; Nasareddin ve ark., 2008;

Diakou ve ark., 2009; Ready, 2010 ).

Eski dünyada köpek leishmaniosis hastalığı, Phlebotomus soyundaki

kum sinekleri ile yeni dünyada ise Lutzomyia soyundaki vektörler ile

nakledilmektedir (Strauss-Ayali ve Baneth, 2001).

Dünyada visceral ve cutaneous leishmaniosise neden olan türlerin

epidemiyolojisi önemli farklılıklar göstermektedir. Hastalığın yayılmasında

yükseklik, bitki örtüsü, nem, sıcaklık gibi faktörlerin etkili olduğu

bildirilmektedir. Epidemi süresince insanların da önemli bir rezervuar olacağı

düşünülmektedir (Desjeux, 2002).

Visceral leismaniosis için köpekler, zoonotik cutaneous leismaniosis

(ZCL) için de kemiriciler ana rezervuardırlar (Ok ve ark., 2002). Bölgeden

bölgeye değişen rezervuar genel olarak köpek, bunun dışında tilki ve

çakallardır. Hastalığın kuluçka süresinin uzunluğu nedeniyle turistler, askeri

personel ve göçmenler etkeni başka ülkelere taşıyabilirler (OIE, 2004).

Köpek leishmaniosisi (CanL) özellikle kırsal bölgelerde rastlanan bir

hastalık olmasına rağmen yoğun kentleşmenin görüldüğü bölgelerde de

yaygınlık gösterdiği kabul edilmektedir (Dantas- Torres, 2009).

Nadiren, L.donovani’nin kan nakliyle ve konjenital olarak da bulaştığı

bildirilmektedir (Değer ve Yaman, 2005).

Özel önlem olarak küçük çocuklar ve immun sistemi zayıf kişilerin

enfekte köpeklerden uzak durmaları bu sayılan nedenlerden ötürü

önerilmektedir (Lopez-Velez, 2003).

15

Akdeniz havzasında insanlarda görülen leishmaniosis için köpekler

esas enfeksiyon kaynağı olsa da, diğer bir Leishmania türü olan L. tropica söz

konusu olduğunda, köpeklerin insanlar için enfeksiyon taşıyıcı olmak yerine

daha çok bu hastalığın kurbanı olduğu görülmektedir (Dereure ve ark., 1999).

1.6. Dünya’da Leishmaniosis

Leishmaniosis beş kıtada 88 ülkede (Şekil 4) endemiktir. Ayrıca toplamda 350

milyon insan da risk altındadır, VL ve CL‘in insanlardaki yıllık yeni vaka

sayısının sırasıyla 500 bin ve 1,5 milyon olduğu tahmin edilmektedir (KIT,

2005).

Endemik bölgelerde enfeksiyon oranı %40’a ulaşabilir. Enfeksiyon 40º

Kuzey, 40º Güney paralelleri arasında Kuzey Afrika, Orta ve Güney Amerika,

Güney Avrupa ve Asya’da, özellikle de Akdeniz havzasında (Çizelge 2)

bulunan ülkelerde endemiktir (Anon, 2002a).

Yeni dünya olarak da adlandırılan Amerika kıtasında leishmaniosise

L.braziliensis compleks (MCL ve CL), L.mexicana compleks (CL), L.peruviana

(CL) ve L.chagasi (VL ve CL) türleri; Eski dünya olarak adlandırılan Avrupa,

Asya ve Afrika kıtalarında ise L.donovani (VL), L.infantum (VL ve CL),

L.tropica (CL), L.major (CL) ve L.aethiopica (CL) türleri neden olmaktadırlar

(OIE, 2004; Assad, 2006).

Hastalık, yaygın olarak görüldüğü alanların dışında endemik bölgelerden

getirilen ve bu bölgeler arasında seyahat eden köpeklerde de görülmektedir.

Portekiz ve Akdeniz kıyılarındaki ülkelere tatile götürülen köpeklerin

%0.23’ünden fazlasının leishmaniosis ile döndüğü Hollanda’dan rapor

edilmektedir. Buna karşılık hastalık Avusturalya’da görülmemiştir (Anon,

2002a).

16

Çizelge 2. Akdeniz ülkelerinde canine leishmaniosisin seroprevalansı ve izoenzim türleri

(Dereure ve ark., 1999; Özensoy Töz ve ark., 2005c; Çanakçı, 2007)

Ülke Seroprevalans

%

İzoenzim türü (Zymodeme)

Cezayir 37,5 MON-1, MON-34, MON-77(L.infantum)

Güney Kıbrıs 17 MON-1 (L.infantum)

KKTC 3,6 -

Mısır 7 MON-98 (L.infantum)

Fransa 10-20 MON-1, MON-108(L.infantum)

Yunanistan 6,5-40 MON-1 (L.infantum)

İsrail 14,6 -

İtalya 4,6-12,4 MON-1, MON 27 (L.infantum)

Lübnan 2 -

Libya 1,4-1,7 -

Malta 17 -

Fas 4,2-23 MON-1 (L.infantum), MON-102, MON-113

(L.tropica)

Portekiz 9,4-37,8 MON-1 (L.infantum)

İspanya 24-26 MON-1, MON-11, MON-77, MON-105

(L.infantum)

Suriye 5/24 MON-1 (L.infantum), MON-76 (L.tropica)

Tunus 1,6-6,2 MON-1 (L.infantum)

Canine leishmaniosis Akdeniz Bölgesi’ndeki köpek populasyonu

içerisinde son derece yaygın bir hastalıktır (Özensoy ve ark., 2005a). Akdeniz

ülkelerinde köpek VL’in prevalansı konusunda bölgeden bölgeye büyük

değişimler görüldüğü ve etkeni taşıyan köpeklerin oranının %1 ile %37

arasında olduğu tespit edilmiştir (Dereure ve ark., 1999; Özbel ve ark., 2000;

Özensoy ve ark., 2005a).

17

Şekil 4. Dünya’ da bazı Leishmania türlerinin coğrafik dağılımı (Leishmania. org, 2006)

Azerbaycan’da leishmaniosis insanlarda sıtmadan sonra gelen en

yaygın ikinci hastalık durumundadır. 2000-2004 yılları arasında ülkenin farklı

bölgelerinde toplam 62 VL vakası bildirilmiştir (Bağırova ve ark., 2005).

Köpeklerin rezervuar hayvan olması sebebiyle Brezilya’da VL’nin

kontrolünde eskiden başıboş köpeklerin itlafı yapılmış, fakat köpek

popülasyonu içerisinde elde edilen düşük enfeksiyon oranı korunamamıştır.

Bu nedenle artık kullanılmamaktadır (Anon, 2002a).

Son yıllarda kayıtlı olayların sayısında ciddi bir artış vardır. 1984 ve

1994 yılları arasında Güney Sudan’ın epidemik bölgelerinde 280 bin insandan

yaklaşık 100 bin kişinin VL’den dolayı öldüğü tahmin edilmektedir.

Afganistan’da CL’in epidemisi insanlar arasında yüzlerce ve binlerce olayla

devam etmektedir (Ok ve ark., 2002). Güneybatı ve orta Asya’da görev yapan

18

Amerikalı askerlerde bile CL görülmüştür (CDC, 2006a). 2002- 2004 yılları

arasında Afganistan’a giden iki askeri personelde VL vakası bildirilmiştir

(CDC, 2006b). İnsanlarda leishmaniosis, Dünya Sağlık Örgütü’nün tanımladığı

dünyanın pek çok bölgesinde halk sağlığını tehdit eden, 5-6 hastalıktan biridir.

İnsanlarda rastlanan leishmaniosis olgularının 3/4’ü cutaneous, 1/4’ü ise

visceral formdur (Desjeux, 2002).

İtalya’da bir bölgede yapılan araştırmada L. infantum ile enfekte

asemptomatik köpekler incelendiğinde leishmaniosisin bölgede endemik

olduğu görülmüştür (Otranto ve ark., 2009). Yine İtalya’nın diğer bir

bölgesinde enfeksiyon riskinin belirlenmesi ve kontrol önlemlerinin faydalı olup

olmadığının değerlendirilmesi için yapılan çalışmada prevalans % 48,4 olarak

tespit edilmiştir (Paradies ve ark., 2006).

1.7. Türkiye’de Leishmaniosis

Türkiye, Asya ve Avrupa kıtaları arasında köprü durumunda olan Türkiye’de

leishmaniosisin epidemiyolojisinde önemli olan farklı ekolojik ve iklimsel

durumların önemli olduğu gözlenmektedir (Ok ve ark, 2002).

Bugüne kadar Türkiye’de Aydın, Ankara, Bursa, Eskişehir, Karabük,

Manisa ve Şanlıurfa illerine bağlı çeşitli yerleşim yerlerindeki köpeklerde %3,5

ile %20 arasında anti-Leishmania antikorları saptanmış ve bu bölgelerdeki

bazı köpeklerde klinik leishmaniosis olguları bildirilmiştir (Ok ve ark., 2002;

Vatansever ve İça, 2005).

Fakat insanlarda VL vakalarının bulunduğu Türkiye’nin Batı

bölgelerinde yapılan detaylı taramalarda, köpek populasyonu arasındaki

seropozitivite oranı ortalaması %5,3 olarak tespit edilmiştir ve bu seropozitif

köpeklerin %85 gibi çok belirgin bir oranı PCR incelemesi yapılarak tespit

edilmiştir (Özbel ve ark., 2000; Özensoy ve ark., 2005a).

19

Ege bölgesinde İzmir/Selçuk, Aydın/Merkez Aydın/Kuşadası,

Manisa/Turgutlu, Muğla /Bodrum, Muğla/Marmaris’te IFA testi yapılan bir

çalışmada seroprevalans %9 olarak belirlenmiştir (Atasoy ve ark., 2005).

Sakarya ilinde yine IFAT ile yapılan çalışmada 69 sokak köpeğinden bir tanesi

(%1,45) seropozitif bulunmuştur (Taylan Özkan ve ark., 2003). İstanbul sokak

köpeklerinde visceral leishmaniosisin IFAT ile incelemesi yapılmış ve

seropozitif köpek tespit edilmemiştir (Handemir ve ark., 2004). Çanakkale ili

Ayvacık ilçesinde 27 köpek IFA testi ile incelemiş, bölgede bulunan

Phlebotomus türleri belirlenmiş fakat seropozitifliğe rastlanmamıştır (Tok ve

ark., 2009). Konya, Bursa ve İzmir yörelerinde yapılan çalışmada 278 köpek

IFAT ile incelenmiş ve iki köpekte (%0,72) leishmania antikorları tespit

edilmiştir ( Kamburgil ve Dik, 1998). Kocaeli sokak köpeklerinde visceral

leishmaiosisin seroprevalansı çalışmasında ise 65 köpekten 3 tanesinde

(%3,07) seropozitilik saptanmıştır ( Sönmez Tamer ve ark., 2008). Şanlıurfa

yöresinde 80 sokak köpeği ile yapılan çalışmada, IFAT örneklerden hiçbirinde

seropozitiflik belirlenmemiştir (Babür ve ark.,2007). Diyarbakır bölgesinde

sokak köpeklerinde IFAT ile yapılan çalışmada ise 100 köpekten hiçbirinde

leishmania antikorları saptanmamıştır ( İçen ve ark.,2010).

Aslantaş ve ark. (2005) 116 sokak köpeği ile Ankara’da yaptığı

çalışmada, 3 köpeğin pozitif olduğu belirlenmiş ve seroprevalans %2,58 olarak

saptanmıştır. Fakat yapılan bu çalışmada kan örneği alınan köpeklerin tamamı

sokak köpeğidir ve kan örneklerinin hangi bölgelerden toplandığı

belirtilmemektedir.

1.8. Leishmaniosisin Patogenezi

Visceral leishmaniosiste omurgalı, enfekte vektör yakarca sinekleri tarafından

sokulduğunda promastigot formdaki etken deri içerisine girer. Sokulan yere en

yakında bulunan makrofajlarca fagosite edilen etken, amastigot forma

dönüşür. Burada haftalarca hatta aylarca kalabilir. Zamanla kan akımına

karışan makrofajlar içlerinde bulunan amastigotlar da dalak, kemik iliği, lenf

nodülleri, intestinal lenfatik dokular, submukoza ve diğer mononüklear

20

fagositoz sistem organlarına taşınır (Ak ve ark., 1995; Roberts ve Janovy,

1996; Pearson ve ark., 2001; Anon, 2002a).

İlk dikkati çeken bulgu patolojik olarak, dalak ve karaciğerde

mononükleer fagositik hücrelerin artışına bağlı olarak organlarda progresif bir

büyümenin oluşmasıdır. Dalakta lenfoid folüküllerde amastigotlu mononükleer

hücreler artmakta, karaciğer Kupffer hücrelerinde amastigotlar çoğalmaktadır.

Dalaktaki hipetrofiye bağlı olarak meydana gelen dalak büyümesi sonucunda

eritrosit, granülosit ve trombositler kısa sürede yıkımlanmakta ve gelişen

lökopeniye anemide eklenmektedir (Pearson ve ark., 2001; Anon, 2002a).

İnce bağırsaklarda özellikle Peyer plaklarının etrafında bulunan

submukozanın amastigotlar tarafından istila edilmesi sonucunda hastalarda

malabsorbsiyon ve özellikle albümin kaybı olduğu gözlenir. Kalbin

myokardında dejeneratif bozukluklar bulunur. Mononüklear fagositoz

sistemdeki bu yoğun istila sonucunda ‘’immunglobulin G (IgG)’’fazla sentez

edilir. Ancak sentez edilen IgG’lerin koruyucu bir özelliğinin bulunmadığı ve

hemen hepsinin otoantikor yapısında olduğu tespit edilmiştir. Fazla immun

kompleksler patolojik değişikliklerin oluşmasına katkı sağlar. Özellikle

böbreklere birikir (Anon; 2002a).

Makrofajlara giren parazitin nasıl olup da fagositozla sindirilemediği

cevaplanması gereken sorulardan biridir. Bilindiği gibi makrofajların içinde

bulunan oksijen metabolizması ara ürünü olan hidrojen peroksit (H2O2) ile

lizozomal hidrolaz enzimleri, düşük pH ve katyonik bazı proteinleri ile, hücre

içine alınan mikroorganizmaların sindirilmesini sağlamaktadır.

Leishmania’ların hücre içine alındıktan sonra tüm bu savunma

mekanizmalarına karşı koyduğu gözlenmektedir. Leishmania etkenlerinin bu

yeteneği ile ilgili bazı teorilerin varlığı bilinmektedir. Bunlardan biri, Leishmania

parazitinin yüzeyinde bulunan lipofosfoglikan (LPG) yapısındaki moleküllerinin

içerdikleri kuvvetli negatif yüke sahip olmaları onların fagozomal sindirimini

önlediğini savunur. Ayrıca parazitin sıvı besi yeri ortamında salgıladıkları LPG

21

ve Excreting Factor (EF) nötralizan etki göstererek lizozomal enzimlerin

etkisini ortadan kaldırdığı belirlenmiştir (Ak ve ark.,1995).

Visceral leishmaniosise karşı şekillenen direnç, spesifik hücresel

immuniteye bağlı olarak oluşmaktadır. Hücresel cevap yeterli olduğunda

sadece karaciğerde kendiliğinden iyileşen granulom oluşurken cevap yetersiz

olduğunda, optimal tedaviye rağmen %5-7 arasında ölüm oranı tespit

edilmiştir (Pearson ve ark., 2001).

Hastalık köpeklerdeki akut vakalarda yüksek ateş ve titremeyle

birlikte ani ve şiddetli olarak başlar. Subakut ve kronik vakalarda,

hepatosplenomegali (HSM) nedeniyle karında şişlikle ortaya çıkan sinsi bir

başlangıcı vardır. Ayrıca ateşe ek olarak güçsüzlük, iştah kaybı, kilo kaybı

olabilmektedir. Hastalığın semptomları haftalar hatta aylarca dikkati çekmeden

devam edebilmektedir (Roberts ve Janovy, 1996).

Ateşin yanında splenomegali (SM), lenfadenopati (LAP), malnütrisyon

ve deri değişiklikleri önemli klinik bulgular olarak sayılmakta, yüksek ateşli ilk

dönemi genellikle bir kaç gün süren ateşsiz bir periyot izler. Vakaların

%80’inden fazlasında ateş gün içinde 38-40 ºC ‘e varan iki pik yapan ve bu

açıdan Brucella’yı andıran dalgalı şekilde seyreder. Dalaktaki büyüme hızlı

olmadığı gibi dalağın boyutları da hastalık süresi ile ilişkili değildir. Pek çok

vakada sert olarak palpe edilen ancak hassas olmayan dalak büyür. Ancak

dalakta subkapsüler bir infarkt gelişirse hassasiyet tespit edilir. Dalağın

büyümesi ilk olarak hemotolojik bir bozukluğu veya schistosomiasis’i

düşündürür. Hassas olmayan karaciğer ise vakaların %20’sinde palpe

edilebilir ve dalaktan daha yavaş büyür (Ak ve ark., 1995).

22

1.9. Leishmaniosisin Teşhisi

1.9.1. Leishmaniosisin Klinik Teşhisi

Belirtilerin çeşitliliği ve bunların başka hastalıklarla karışması nedeniyle

oldukça zordur. Kesin tanı parazitolojik muayene, seroloji ve moleküler tanı

yöntemleri sayesinde kolaylıkla belirlenebilmektedir (Vatansever ve İça, 2005).

Fakat klinik belirti göstermeyen köpeklerde leishmaniosis göz ardı

edilmektedir (Dantas- Torres ve ark., 2006). Leishmaniosis dişi ve erkek fark

etmeden her iki cinste, pek çok ırkta ve bütün yaş gruplarında görülebilir. Son

yıllarda yapılan çalışmalarda dokuz aylıktan on beş yaşına kadar hastalığın

görülebildiği saptanmışsa da, ortalama beş yaşındaki köpeklerin enfekte

olabildiği belirlenmiştir. Ayrıca teşhiste anamnez çok önemlidir. Endemik

bölgelerde ya da vektörün bulunduğu alanlarla ilgili hikâyesi olan köpeklerde

leishmaniosis düşünülmelidir. (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon 2002a).

Bazı köpeklerde klinik belirti gözlenmeyebilir, bazıları ise teşhis için

gerekli olan klinik belirtilerden sadece birini ya da hepsini gösterebilirler. Vücut

ısısı değişken olabilir, fakat çoğunlukla normaldir (Ferrer, 1999). Hasta

hayvanların özellikle Akdeniz ülkelerindeki endemik bölgelerde bulunması

oldukça önemlidir. Klinik belirtiler arasında dalak büyümesi, hafif ılımlı

lenfadenopati, anemi, dermatit ve göz çevresinde tüy dökülmesi ve pullanma;

ayaklar, kuyruk, kulakların uçları, göz kapağı, dudaklar ve özellikle burunu

saran ülseratif nodüller, tırnak yapısında bozukluklar, göz lezyonları (keratitis,

korneal ödem, glaucoma), epistaksis, aralıklı topallayan polyartiritis, kilo kaybı,

pneumonia, renal yetmezlik, ishal, kronik kolitis ve sinirsel anomalilerdir

(Ferrer, 1999; Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; OİE, 2004;

Schallig ve ark., 2004).

Hiperproteinemi, hiperglobulinemi ve hipoalbuminemi kan tablosunda

görülen bulgulardır. Glomerulonefritis ve poliartiritis gibi böbrek ve eklem

belirtilerinin immun kompleks birikimi ile ilgili olduğu bildirilmektedir. Bu

23

bulguların saptanmasının enfeksiyonun seyri ile ilişkili olduğu düşünülmektedir

(Ferrer, 1999; Megat Abd Rani ve ark, 2010).

Köpek leishmaniosiste klinik olarak, lenfadenopati %65-90, deri

bulguları %81-89, solgun mukoz membranlar %58, gözde belirtiler %18,

kaşeksi %10-47, dalak büyümesi %9-53, ateş %4-36, burun kanaması %6-10.

eklem bozuklukları %3-4, asites %1-3 oranında karşılaşılan bulgulardandır.

Deride görülen bulgulardan ise dermatitis %56-64, ülserasyonlar %34-40,

tırnak yapısında bozulmalar %20-30, burunda hiperkeratoz %18, ayaklarda

hiperkeratoz %14, nodüller %2-6 oranlarında görülmektedir (Strauss- Ayali ve

Beneth, 2001).

Ayrıca kalp kasında atrofi ve dejenerasyonun görülebileceği

belirtilmiştir. Nadir görülen bir bulgu olmasına rağmen mononükleer hücre

infiltrasyonunun bulunduğu miyokardit tespit edilebilmektedir (López- Peña ve

ark., 2009).

Bütün bu olguların birleştirilmesiyle enfekte köpeklerin %60- %90’ı

belirlenebilmektedir (Anon, 2002a; Vatansever ve İça, 2005).

1.9.2. Leishmaniosiste Mikroskobik Teşhis

Tedavi görmemiş vakalarda Leishmania etkenleri kanda hemen her zaman

görülebilir. Kandan hazırlanan yayma ve kalın damla kan preparatlarının %5

Giemsa ile boyanıp incelenmesi sonucunda monosit ve diğer lökositler içinde

Leishmania etkenleri (Şekil 5) görülebilir. Kandan hazırlanan preparatlarda

etkenler görülmediğinde kemik iliği, dalak, karaciğer veya lenf bezlerinden

punksiyonla alınan materyal aynı şekilde mikroskopta incelenmektedir

(Roberts ve Janovy, 1996; Özensoy ve ark., 1998; Güneş ve ark., 2004).

24

Şekil 5. Monosit hücreleri içerisindeki amastigotlar (CDC, 2010)

Parazitolojik muayenede hastalıktan şüpheli hayvanların lenf yumrusu,

dalak veya kemik iliği aspiratlarından hazırlanan sürme preparatların Giemsa

ya da May-Grunwald ile boyanması gerekir. Çubuk biçimindeki kinetoplastı

koyu boyanan ve kırmızıdan mora değişen renkte bir hücre çekirdeği bulunan,

oval şekilli amastigotların belirlenmesiyle yapılabilir. Preparatlardaki

amastigotlar makrofajların içerisinde makrofajların yırtılması sonucu serbest

olarak görülebilirler (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; Vatansever

ve İça, 2005).

Ayrıca, göz çevresindeki ya da diğer bölgelerdeki deri lezyonlarından

hazırlanan preparatlarda da etken tespit edilebilmektedir (Strauss- Ayali ve

Beneth, 2001; OİE, 2004; Vatansever ve İça, 2005).

Bazı durumlarda serolojik yöntemler kullanılarak leishmaniosis tespit

edildiğinde bile punksiyon ile alınan örneklerde etkene rastlanılmamaktadır

(Hassan ve ark., 2009).

Kemik iliği punksiyonu: Bu yöntem karaciğer punksiyonundan daha iyidir ve

vakaların yaklaşık % 54-80’inde pozitif sonuç verdiği bildirilmektedir. Sternum

yerine tibia ve ikinci bel omurunun processus spinosus’u gibi belirgin ve yüzlek

25

kemikler de kullanılabilmektedir. Ayrıca tedavi edilen vakalarda parazitler en

son kemik iliğinden kaybolmaktadır (Altıntaş, 1995).

Lenf bezi punksiyonu: Lenf bezi aspirasyonu veya biyopsisi ile tanı, ancak

büyük nodüller varsa konulabilir. Koltuk altı, kasık ya da boyun lenf

düğümlerinden steril ve kuru bir iğne ile materyal alınır (Assad, 2006).

Karaciğer ve dalak ponksiyonu: Kuru bir enjektör ve iğne ile yapılan dalak

punksiyonundan elde edilen preparatlarda %95- 98 kadarında veya bu

materyalle yapılan kültür üretiminin hemen hemen %100’ünde pozitif sonuç

alındığı bildirilmektedir Karaciğer punksiyonu daha az tehlikeli olduğu için

bazıları tarafından tercih edilmektedir. Bu yöntemle de vakaların %77’sinde

olumlu sonuç alındığı bildirilmektedir (Altıntaş, 1995).

Punksiyonla alınan materyal temiz bir lam üzerine yayılarak Giemsa

yöntemi ya da Romanovski boyalarından biri ile boyanır ve immersiyon

objektif ile mikroskopta incelenir (Altıntaş, 1995).

Besi yerine ekim: Alınan punksiyon materyallerinin ya da kanın NNN (Nicole-

Novy- Mac Neal) besi yerine ekiminin yapılmasıdır. Bu besi yeri agar, NaCl, ve

distile su ile hazırlanmaktadır. Parazitin izolasyonu için yapılan

inokulasyondan sonraki 2-3 gün sonra üreme kontrol edilmektedir ( Daldal ve

ark., 1997; Güneş ve ark., 2004; Arcari ve ark., 2006).

Leishmania promastigotları %10-20 Fetal buzağı serumu (FCS) ve

antibiyotik eklenmiş bazı besi yerlerinde de üremektedir. Bunlar arasında

RPMI 1640, Medium 199, ve Nutrient Broth sayılabilir ( Daldal ve ark. 1997;

Güneş ve ark., 2004).

Deney hayvanlarına inokulasyon Alınan punksiyon materyallerinin

laboratuarda deney hayvanlarına inoküle edilmesi sonucunda, bunların iç

organlarında Leishmania’ları görmekle tanıya gidilebilirse de, bu yöntemle

sonuç alınması uzun sürdüğünden pek fazla önerilen bir yöntem değildir.

26

Deney hayvanı olarak en çok hamster kullanılır (Altıntaş, 1995). Fakat

leishmaniosisin teşhisi için özellikle hamsterlere yapılan inokulasyonun yanıt

verebilmesi için haftalar ya da aylar geçmesi, besi yerinde kültüre edilmesi

içinde 30 gün beklenmesi gerekmektedir (OİE, 2004).

Bu yöntemler özellikle etken izolasyon ve identifikasyonu açısından

önemli olmasına rağmen kullanımı uzun zaman almasından dolayı rutin

teşhiste tercih edilmez (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Vatansever ve İça,

2005). Etkenin in vitro olarak kültüre edilmesinde Nicole-Novy- Mac Neal

medium ya da modifiye Schneider’s Drodphila insect medium ile ekimi

yapılarak promastigot formların üremesi beklenir. Bu yöntemler dışında elde

edilen bütün aspiratlar in vivo ve in vitro olarak ekimleri yapılarak üretilebilirler

(Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; OİE, 2004; Vatansever ve İça,

2005).

1.9.3. Leishmaniosisin Serolojik Teşhisi

Hastalığın serolojik teşhisinde spesifik anti-Leishmania antikorlarını teşhis

etmek için çeşitli yöntemler geliştirilmiştir (Altıntaş, 1995). Serolojik muayene

de visceral leishmaniosis ile klinik ya da subklinik enfekte köpeklerin

belirlenmesinde daima spesifik humoral yanıt belirlenerek hastalık teşhis

edilmektedir. Bundan dolayıdır ki anti-Leishmania antikorlarının belirlenmesi

için İndirek Floresan Antikor Testi (IFAT), Direkt Aglutinasyon Assay (DAT),

Enzyme- Linked İmmunosorbent Assay (ELİSA) gibi çeşitli serolojik yöntemler

geliştirilmiştir (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).

Klinik bulgular ve parazitin direkt tanımlanmasındaki zorluklar nedeniyle

hastalığın prevalansı serolojik tanı yöntemleri ile belirlenmektedir (Vercammen

ve ark, 1997, Gradoni, 1999). Avrupa’da 1988-1999 yılları arasında CanL’in

seroprevalansıyla ilgili yapılmış 43 çalışmanın 24’ünde IFAT kullanılmıştır

(Gradoni, 1999).

27

ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) Yöntemi: Genel

olarak serolojik testler içerisinde en spesifik ve hassas yöntem olma özelliğini

kazanmış durumdadır. Promastigot veya amastigot formlardan hazırlanmış

eriyik antijeni kullanılmaktadır (Ak, 1997; Roberts ve Janovy, 1996).

Competitive- ELISA, Dot-ELISA; slide-ELISA; iso-type spesific ELISA

ve Western Blotting etken konak humoral yanıtının belirlenmesinde kullanılan

diğer yöntemler olarak belirtilmektedir (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).

İndirekt İmmuno Fluoresan Yöntemi: Uzun yıllardır kullanılmakta

olup, leishmaniosis tanısında güvenilir yöntemlerden biridir. Antijenler NNN

besiyerinden izole edilen Leishmania promastigotlarından hazırlanmaktadır.

Besi yerinden alınan sıvı örneği parazit üremesi açısından kontrol edildikten

sonra 3 kez santrifuj edilmektedir. Sediment 40’lık objektifte her sahada en az

5 promastigot olacak şekilde sulandırılmaktadır. Bu şekilde antijen lamların

üzerine yayılarak, oda sıcaklığında kurutularak, kullanılıncaya kadar – 20 oC

de saklanmaktadır. Test antijen üzerine eklenen şüpheli serumda eğer anti-

Leishmania antikoru var ise reaksiyona girmelerini sağlamaktır. Bu amaçla

nemli ortam sağlanarak lamlar 37 oC de 30 dk bekletilmektedir. Etüvden

çıkarılan lamlar PBS solüsyonu ile birkeç kez yıkandıktan sonra kurutulur.

Tamamen kuruyan lam üzerine reaksiyona girmiş olan antijen-antikor

kompleksini görünür kılacak olan konjugat eklenmektedir. Yine etüve alınan

örneklere süre sonunda kapatma solüsyonu konularak lamel kapatılır ve

floresan mikroskop altında değerlendirilmesi yapılır ( Özcel ve ark., 1997;

Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).

Test yapılırken Leishmania antikorlarının sıtmalı hastalarla çapraz

reaksiyon verebildiği bildirilmektedir. Kuvvetli pozitif hastalarda testin pozitif

sulandırmasının 1: 800 dilüsyonu aştığı belirlenmiştir. Leishmaniosis tanısında

zayıf pozitif durumlarda sonuçların diğer serolojik yöntemler ile desteklenmesi

önerilmektedir (Özcel ve ark., 1997).

28

Bu yöntemle enfekte hastaların yaklaşık %90’ında Leishmania’ya

karşı oluşmuş antikorlar saptanabilmektedir. Özellikle ileri yaşlardaki

köpeklerde etkenle karşılaşma oranı arttığından endemik bölgelerde IFA

testinde seropozitiflik oranlarında artış görülmektedir (Altıntaş, 1995; Roberts

ve Janovy, 1996; Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).

Leishmania’nın Deri Testi (Montenegro Testi): İlk kez Montenegro

tarafından formalinize edilmiş L. donovani kültür antijenlerinin (Promastigot

formların) deri içine inoküle edilmesiyle uygulanmış bir alerjik deri testidir.

Epidemiyolojik çalışmalar için değerleri olabileceği ancak aktif visceral

leishmaniosisin tanısında değeri olmadığı bildirilmektedir. Çünkü bu testle

Leishmania antikorları bulunsa bile titreleri tespit edilememektedir. Ayrıca

hastalık iyi olmaya başladıktan sonra ve tedavi sonrası da pozitif sonuç

alınabildiği belirtilmektedir (Altıntaş, 1995; OİE, 2004).

İmmunokromatografik Dipstick Testi: Son yıllarda leishmaniosisin

teşhisi için mevcuttur. Bu testte L.infantum ve L.donovani amastigotlarında

baskın bir protein olan recombinant rK39 kullanılmaktadır. Oldukça hızlı ve

duyarlı bir testtir (Reithinger ve ark., 2002; Mettler ve ark., 2005).

Latex Aglutinasyon Testi: Visceral leishmaniosisli hastaların idrarında

Leishmania antijeninin belirlenmesi için yeni geliştirilmiş bir yöntemdir (Attar ve

ark., 2001).

Kompleman Birleşmesi, Hemaglütinasyon ve Aglütinasyon Testleri:

Bu testlerin her birinin antijen olarak kullanılan Leishmania türlerine ve

antijenlerin hazırlanma yöntemlerine bağlı olarak değişen değerlendirmeleri

vardır. Fakat bu testler Lepra, Chagas hastalığı, schistosomiasis ve cutaneous

leishmaniosis ile çapraz reaksiyonlar verebilirler (Altıntaş, 1995).

Gecikmiş tip Aşırı Duyarlılık Testi (Delayed Type Hypersensitivity

=DTH): Kolaylıkla uygulanabilen bir deri testidir. Yapılan diğer testler ile

kandaki Ig G1 ve Ig G2 spesifik humoral yanıtları ölçülebilirken DTH ile

29

hücresel immun yanıt belirlenebilmektedir. Fakat DTH deri testi diğer serolojik

testler ile beraber değerlendirilmelidir (Cardoso ve ark., 2007).

1.9.4. Leishmaniosiste Moleküler Teşhis

Leishmania türlerini sadece morfolojik kriterlere dayanarak tanımlamak

mümkün değildir ve yakın zamana dek sınıflandırma yapılamıyordu (Dereure

ve ark., 1999). Leishmaniosisin bulaşması ve epidemiyolojisinin anlaşılması

için Leishmania etkenlerinin karakterizasyonu ve identifikasyonu büyük önem

arz etmektedir. Son yıllarda geliştirilen yeni DNA tanı yöntemleri, izoenzim

analizleri ve polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) gibi tekniklerin hastalığın erken

teşhis edilmesine olanak sağlayacakları ve hata payını da en aza

indirgeyecekleri düşünülmektedir (Alkan ve ark., 1997; Arcari ve ark., 2006).

Kum sineğinden alınan örneklerde bu yöntem kullanılarak, Leishmania

etkeninin DNA’sını tespit etmek mümkün olmaktadır. Bu amaçla test etkenin

kinetoplast DNA’sının belirlenmesinde kullanılmaktadır. Bu yöntemde lenf

nodülü aspirantlarının duyarlılığı % 100 olmasına rağmen, kan örneklerinde bu

oranın %80-85’e düştüğü tespit edilmiştir. Aynı primerlerle köpeklerden alınan

deri biyopsilerinde de etken identifikasyonu yapılabilmiştir. (Strauss- Ayali ve

Beneth, 2001; Oshaghi ve ark., 2009; Ottanto ve ark., 2009).

Leishmania etkenlerinin enzim profilleri sayesinde net bir şekilde

tanımlanması ve zimodemler olarak isimlendirilen sınıflandırma birimlerine

bölünmesi mümkün olabilmiştir. Bu izoenzim analizleri sayesinde insanlardan,

rezervuar köpeklerden ve Phlebotomus türlerinden alınan Leishmania etkenini

kesin olarak tanımlaması yapılabilmektedir (Dereure ve ark., 1999).

30

1.10. Leishmaniosiste Tedavi

Pentavalent Antimoniyal Bileşikler: Pentavalent antimonun organik tuzları

altmış yıldan daha fazla süredir Leishmania etkeninin bütün türlerine karşı

tedavide kullanılmaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003). Cutaneous

leishmaniosis ve visceral leishmaniosis tedavisinde kullanılan ilk trivalan

antimoniyal bileşik olan (tartar emetik), alımı zor ve toksik özelikte iken tartar

emetik ve diğer trivalan arsenikle, zamanla fenilstibonik asidin pentavalan

antimoniyal deriveleri (beş değerli antimon bileşikleri) ile yer değiştirmiş ve beş

değerli antimoniyal bileşikleri aynı etkilere sahip olup daha az toksisite

göstermeleri nedeniyle daha yüksek dozlarda ve daha kısa süreli tedavi

rejimlerinde kullanılmaktadır (Özensoy Töz, 2005c). Temelde µ-oxy-bis

[gluconato(3-)0².0³.04-hydroxo-antimony] disodium tuzu olan antimoniyaller

Leishmania parazitlerin özellikle yağ asidi ve glikoliz oksidasyonunda

kullanmış olduğu enzimleri inhibe etmek suretiyle etki gösterirler (Stratu Ayali

ve Beneht, 2001; Özensoy Töz, 2005c; Vatansever ve İça, 2005).

Piyasada pentavalent antimoniyaller iki şekilde bulunmaktadır:

Sodyum stibogluconate (Pentostam®) ve Meglumine antimonate

(Glucantime®) Sodyum stibogluconate 100 mg/ml antimoniyal içerir ve

genellikle İngilizce konuşan ülkelerde kullanılır (Anon, 2002a; Rosenthal ve

Marthy, 2003). Meglumine antimonate ise 85 mg/ml antimoniyal içerir ve

genelde Fransızca konuşan ülkelerde kullanılırken i.v. (intravenöz) ya da i.m.

(intramuslüler) uygulanabilirler (Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a;

Vatansever ve İça, 2005). Fakat i.m. kullanılmaları kas nekrozu ve apse

oluşumuna neden olmaktadır (Vatansever ve İça, 2005).

Meglumine antimonate Avrupa kıtasındaki köpeklerde leishmaniosisin

tedavisi için lisanslı tek ilaçtır. Bu ilaçların kullanımı oldukça pahalı ve ağrı

verici olmakta ve başta böbrek bozuklukları olmak üzere elektrokardiografik

anormallikler, inatçı öksürük, bulantı, kusma, deri döküntüleri, çarpıntı, ateş,

ishal, aritmi, kollaps, miyalji, pankreatitis, ve anaflaktik şok gibi pek çok yan

31

etkiye neden olabilmektedirler (Altıntaş, 1995; Anon, 2002a; Rosenthal ve

Marthy, 2003; Güneş ve ark., 2004; Vatansever ve İça, 2005;).

Allopurinol: 1980’li yılların başında kullanılmaya başlanmış bir xantin oxidase

inhibitörü olup, insan hekimliğinde aşırı ürik asit seviyesini düşürmek için

tercih edilmektedir (Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça, 2005).

Özellikle oral yolla verildiğinde Leishmania’lar tarafından metabolize edilmekte

ve parazitin nükleik asit ve protein sentezini bozmaktadır (Anon, 2002a;

Vatansever ve İça, 2005)

Ucuz ve uygulanmasının kolay olması ayrıca yan etkilerinin fazla

olmaması nedeniyle leishmaniosisin tedavisinde tek başına ya da pentavalent

antimoniyal bileşikleri ile kullanılmaktadır (Strauss Ayali ve Beneth, 2001;

Anon, 2002a; Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça,2005). Fakat

günümüzde Hindistan’da allopurinol leishmaniosis tedavisinde tek başına

kullanılmamaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003). Köpeklerde 30 mg/kg günlük

dozlarda ömür boyu kullanılabilir ama nadiren xantine taşları oluşturabilir

(Vatansever ve İça,2005).

Amphotericine B: Amphotericine B (AmpB) desoxycholate özellikle

antifungal etkisiyle mantar enfeksiyonlarında sıklıkla kullanılan, Streptomyces

nodosus türü tarafından üretilen bir polyene makrolit türevi bir antibiyotiktir

(Rosenthal ve Marthy, 2003, Vatansever ve İça, 2005). Amfoterik özellikte bir

madde olup, hem asit hem de bazik ortamlarda eriyebilen tuzlar oluşturur. Bu

bileşik günümüzde kullanılan AmpB preparatlarının içindeki etkin maddeyi

teşkil eder ve optimal etkili olduğu pH 6.0-7.5 arasındadır, bunun dışındaki pH

değerleri, ışık, ısı ve oksijen AmpB ‘nin aktivitesinde azalmaya ve bozulmaya

neden olur (Akova, 1993).

Diğer polyene türevlerinde de (Örneğin Nistatin) olduğu gibi AmpB ‘de

de esas etki olarak hücre membranındaki ergosterole bağlanmasıyla

membran permeabilitesinin değişmesi sonucu ortaya çıkar, ancak hücre

membranının yapısındaki karakteristik sterol olan ergosterolun yanı sıra,

32

AmpB memeli hücre membranında bulunan ve membran stabilitesini sağlayan

kolesterole de bağlanır. Tedavi amacıyla kullanım sırasında sıklıkla görülen

toksik yan etki bunun sonucunda ortaya çıkmaktadır. Protozoa ve memeli

hücrelerinin yanı sıra fungus, helmint, bazı mikoplazma türleri ve viruslerde

AmpB-kolesterol etkileşiminde zarar görebilirler bu nedenle ilacın tedavide

kullanılabilir olması ergosterole affinitesinin kolesterole kıyasla çok daha fazla

olmasından kaynaklanmaktadır (Akova, 1993; Rosenthal ve Marthy, 2003).

Farmakokinetik olarak AmpB ağız yoluyla alındığında gastrointestinal

sistemden çok az absorbe olur (<%5), ayrıca mukozayı da tahriş edici etki

gösterir. Benzer şekilde kas içi enjeksiyon yoluyla verildiğinde de

absorbsiyonu kötüdür. Serum düzeyleri, verilen doz, verilme sıklığı ve

infüzyon hızıyla orantılı olarak yükselir ve sonunda AmpB başta dalak ve

akciğer olmak üzere karaciğer, böbrek, kas, deri ve adrenal bez dokularına

dağılır. AmpB infüzyonundan yarım saat kadar önce i.v. antihistaminik,

antipiretik ve antiemetik uygulamaları ile premedikasyon yapılması genel bir

uygulama olmasına karşın, bu konuda yapılmış güvenilir kontrollü bir klinik

çalışma yoktur. Sayılan ilaçlara ek olarak premedikasyon sırasında parenteral

kortikosteroid verilmesi önerilmekteyse de, steroidlerin AmpB ile kompleks

oluşturarak antiparaziter etkinliğinin azalabileceği göz ardı edilmemelidir.

İnvitro çalışmalarda kortikosteroidlerin AmpB’yi antagonize ettiği gösterilmiştir

(Opperdoes, 2006).

Pentamidine: Özellikle 1940 ile 1959 yıllarından beri bilinmektedir.

Pentavalan antimoniyal bileşiklerine karşı VL hastalığında direnç gelişmesi

halinde kullanılabilirler. Pentamidine (Lomidine) miyalji, kusma, baş ağrısı, geri

dönüşümsüz diabet ve de hipoglisemi gibi yan etkilere neden olmaktadır.

Haftada üç kez 4 mg/kg dozlarında altı hafta süre ile kas içi olarak

uygulanmaktadır (Opperdoes, 2006).

Günümüzde leishmaniosis mücadelesinde başarı sağlama şansı

oldukça düşüktür. Bu yeterli vektör kontrolünün yapılamaması, açlık ve

yetersiz beslenme, yeterli bağışıklığı olmayan bireylerin göçü, teşhis

33

araçlarının yetersiz kalması ve mevcut olmayan ya da etkisi az olan ilaçlar gibi

sebeplerden dolayı gerekli kontrollerin tam olarak sağlanamamasından

kaynaklanmaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça, 2005).

Köpeklerde leishmaniosisin tedavisinde insanlarda olduğu gibi

pentavalent antimoniyaller, lipozomal amphoterisin B ve allopurinol tercih

edilmektedir. Bu ilaçların yanında aminosidine, pentamidine, miltefosine,

promomycin (aminosidin), ketokonozole, intrakonazole, flukanozole,

terbinafine, metronidazole, dapson, diamidine ve sitomaquine gibi ilaçlarda

kullanılmalarına rağmen bir önceki grup kadar tercih edilmemektedir. Nedeni

ise diğer ilaçlara göre yan etkilerinin daha fazla ve geri dönüşümsüz olmasıdır

(Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; Rosenthal ve Marthy, 2003).

1.11. Leishmanosiste Korunma ve Kontrol

Leishmaniosisin oluşmasını sağlayan nedenler içerisinde Leishmania

etkenlerinin varlığı, konağın enfekte Phlebotomus’lar tarafından ısırılması,

insanın rezervuar konağın yanında bulunması ve çevrenin iklim yapısının (

nem, hava hareketleri, ısı ve ışık faktörleri) etkisi olduğu bilinmektedir. Bu

faktörlerin her biri hastalığın oluşması için son derece gerekli olup, eşit öneme

sahiptirler. Bu nedenle mücadele özellikle hastalığın endemik olduğu

bölgelerde rezervuarların ve kum sineklerinin kontrolü esasına dayanılarak

yapılmaktadır (Altıntaş, 1995; Roberts ve Janovy,1996).

Phlebotomus’ların taş binaların yarık ve çatlaklarında, nispeten

karanlık ve fazlaca rutubetli köşelerinde bulunması kırsal yörelerimizdeki,

özellikle Güneydoğu Anadolu bölgesindeki daha çok kerpiçten yapılan evleri

Phlebotomus’lar için son derece elverişli habitatlar haline getirmektedir

(Altıntaş, 1995). Vektör kontrolü amacıyla kum sineklerinin barınma, çoğalma

alanları olan su birikintileri, pencere pervazları, duvar aralıkları, bulundukları

bitkilerin insektisitler ile ilaçlanması ve kontrolsüz suların drenajının yapılması

34

sinek populasyonunu azaltabilir. Ayrıca pencerelere sık delikli tel takılması,

evlerde cibinlik kullanılması gibi mekanik önlemler de alınabilir (Anon, 2002a).

Leishmaniosisin yabani rezervuarlarının insan ve evcil köpeklerin

yerleşim yerlerinden uzak tutulması ve insan yerleşim yerlerindeki evcil

rezervuarlarla mücadele edilmesi gerekmektedir. Bu nedenle rezervuar olan

evcil hayvanların tedavisi ya da itlafı yapılmalıdır (Anon, 2002a).

Kimyasal olarak ferdi korunma yöntemlerinin başında böcek kaçırıcı

ilaçlar gelmektedir. Bu ilaçlar vücudun açık kısımlarına tavsiye edilen

konsantrasyonlarda uygulanır ve bu şekilde böcek ilaçlarının uzaklaştırıcı

kokusu yüzünden kum sinekleri insana saldırmaz (Strauss Ayali ve Beneth,

2001; Assad, 2006). Phlebotomus’lara karşı toksik etkileri ve anti-feeding

effect sağlayan biocid etkili ilaçlar ile hayvan ve insanları korumada

kullanılabilmektedir (Maroli, 2005).

Kum sineğinden korunmak için, kalıcı insektisit spreyler ile yapılan ilk

mücadele 1944 yılında DDT (dikloro difenol trikloroethan) ile denenmiştir. Aynı

şekilde Hindistan‘da da yapılan DDT uygulamaları ile VL vakalarında azalma

sağlanmıştır. Malarya kontrol metodlarından biri olan insektisit emdirilmiş

tuzakların kullanımı ucuz ve etkili bir yöntemdir. Özellikle erişilemeyen ya da

vektörün belirlenemeyen yaşam alanları çevresinde bu tuzaklar başarıyla

kullanılabilir. Bu amaçla kullanılan pyrethroidler, yüksek insektisit etkisi, ucuz

fiyat ve makul memeli toksisitesi gibi kombine özelliklere sahiptir (Maroli,

2005).

Mücadelede özellikle kum sineklerinin ısırma faaliyetlerinin aktif olduğu

gün batımı ve gün doğumu sırasında tehlike altındaki bireylerin önce kapalı

alanlara alınması, en önemli konak olan köpeklerin kum sineğine karşı

korunması etkin bir yoldur. İnsanlarda kişisel korunma metotları içerisinde

pencere ve kapı girişlerinin gözenekleri küçük sinekliklerle kaplanması ya da

cibinlik kullanılması sayılabilir (Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002b).

35

Ayrıca leishmaniosis ile mücadele edebilmenin en önemli şartlarından

biri bu hastalığı iyi şekilde tanıyan, hastaları teşhis ve tedavi edebilecek bu

konuda eğitilmiş uzmanların yetiştirilmesi ve hastalığın bulunduğu bölgelerde

görev yapmaları sağlanmasıdır (Altıntaş, 1995).

Köpeklerin kum sineği istilalarına karşı korunmasında en etkili metot

insektisit emdirilmiş tasmaların kullanılmasıdır (Strauss Ayali ve Beneth, 2001;

Anon, 2002b; Vatansever ve İça, 2005). Mesken dışındaki alanlarda mevcut

tedbirler arasında en etkili olanıdır (Maroli, 2005). Bu amaçla piyasada

bulunan ve kullanımı en yaygın olan deltametrin (Scalibor®) içerenlerdir

(Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002b; Vatansever ve İça, 2005).

Deltametrinin bir kompleksini depo şeklinde içeren plastik bir köpek tasmasıdır

ve köpeğin derisindeki lipitlere Triphenylphosphate ile ilaç yavaş yavaş salınır

(Anon, 2002b). Ayrıca sentetik pyrethroid içeren farklı ürünlerle deltametrin

(Scalibor®) içeren tasmalar karşılaştırıldığında bunları daha kısa bir süre

içinde etkili oldukları görülmüştür (Anon, 2002b).

Bunların dışında %65 permethrin içeren topikal solüsyonlar (EXspot®)

ve %2 permethrin ile % 0,02 pyroproxyfene içeren ve kum sineklerinin

beslenmesini önleyen bir sprey de mevcuttur (Anon, 2002b).

Son yıllarda geliştirilmiş yeni bir piperidine karışımı olan ve KBR 3023

olarak isimlendirilen molekülün etkinliği Phlebotomus duboscqi, P.papatasi ve

P.pernicious vektörlerine karşı kanıtlanmıştır (Maroli, 2005).

Henüz çok yeni ve yüksek maliyetli olmakla beraber glikoprotein

kompleksten oluşan bir aşı (Leishmune®) Brezilya’daki köpeklerde

kullanılmaya başlanmış ve %90 koruyucu olduğu bildirilmiştir. Ancak aşı

üzerinde yapılan araştırmalara halen devam edilmektedir (Ward, 2003;

Vatansever ve İça, 2005; Aline de Andrade ve ark., 2007).

Bu araştırmada, Ankara’ nın kültürel ve çoğrafik özellikler bakımından

birbirinden farklı bölgelerinden temin edilen, sahipli ya da sokaklarda serbest

36

yaşayan köpeklerden alınan kan örneklerinde visceral leishmaniosise neden

olan Leishmania etkeni ile karşılaşma oranının serolojik olarak saptanması

amaçlanmıştır.

37

2. GEREÇ VE YÖNTEM

Araştırma, Ankara Üniversitesi Veteriner Fakültesi Parazitoloji Anabilim Dalı,

Protozooloji ve Entomoloji Laboratuvarları ile Sağlık Bakanlığı Refik Saydam

Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı, Salgın Hastalıkları Araştırma Müdürlüğü,

Parazitoloji Laboratuvarlarında yürütülmüştür.

2.1 Gereç

2.1.1 Köpekler

Bu çalışma Ankara’nın merkez ilçeleri olan Altındağ, Çankaya, Etimesgut,

Gölbaşı, Mamak, Sincan ve Yenimahalle ilçelerinden gelen ya da getirilen

köpeklerden (Çizelge 3) kan örnekleri alınarak yapılmıştır. Ankara, 39°58’ N-

32°51’E koordinatlarında, Orta Anadolu’da bulunan, denizden yüksekliği 891

m olan bir şehirdir (Şekil 6) Subtropikal özellik gösteren bölgede step iklim

görülmektedir. Yaz ayları sıcak ve kurak, kış ayları ise soğuk ve kar yağışlıdır.

Ortalama sıcaklık 11,7°C, ortalama yağış ise 350 mm kadardır. 2008-2009

yıllarında farklı yaş, vücut büyüklüğü, ırk ve cinsiyette, rastgele seçilen 225

sokak köpeği ve 25 sahipli köpek ile yürütüldü.

Çizelge 3. İlçelerdeki köpek ve kan örneği alınan köpek sayıları

İlçe Köpek Sayısı Örnek Sayısı

Altındağ 2800 23

Çankaya 1800 18

Etimesgut 4000 33

Gölbaşı 3344 46

Mamak 12500 68

Sincan 225 22

Yenimahalle 3000 40

38

Köpekler ırk özelliklerine göre Alman Kurdu (10; %4), Coccer (8; %3,2),

Dalmaçyalı (1; %0,4), Doberman (1; %0,4), Golden Retriever (6; %2,4), Kangal

(5; %2), Husky (1; %0,4), Terrier (28; %11,2), Setter (4; %1,6) ve Melez (186;

%74,4) olmak üzere sınıflandırıldı. Dişi (141; %56,4) ve erkek (109; %43,6)

köpeklerin bulunduğu gruplar 1yaş (36;%14,4), 2 yaş (91; %36,4), 3 yaş (80;

%32) 4 yaş (26; % 10,4), 5 yaş (12; %4,8), 6 yaş ve üzeri (5; %2) olmak üzere

belirlendi. Boyutlarına göre Küçük (35; %14), Orta (194; %77,6) ve Büyük (21;

%8,4) ırk olarak üç grupta toplandı.

Şekil 6. Ankara ili haritası

2.1.2 Cihaz ve Malzemeler

Kan alma işleminde elastik turnike, alkol, holder ve çift yönlü kanül (Precision

Glide, Becton Dickinson, 0,8x38mm, REF: 360213) kullanıldı. Serolojik tanı

amacıyla kan örneği alınmasında silikonlu, plastik, 5 ml’lik BD Vacutainer® kan

tüpleri kullanıldı.

39

Testin uygulanması sırasında serum sulandırmaları için mikroplate, 10-

100 µl otomatik pipet ve uygun pipet ucu, yıkamada kullanılmak üzere şale, 37

˚C’lik etüv, antijen kaplı teflon lamlar ve preparatların üzerini kapatmak için

20×40 lamel kullanılmıştır.

Testin değerlendirilmesi için floresan mikroskobu(Olympus BHS50)

kullanılmıştır.

40

2.2 Yöntem

2.2.1 Köpek Sayısının Belirlenmesi

Ankara bölgesinde yapılan bu çalışmada köpek sayıları bu bölgeyi temsil

edebilecek miktarda ve Ankara Üniversitesi Deney Hayvanları Etik Kurulu’dan

07. 11. 2007 tarihinde alınan B.30.2. ANK.0.70.00.00/ sayılı izin ile sayı 250

olarak belirlenmiştir. Bu amaçla Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan

Sağlık Merkezi’nde çalışmanın yürütülebilmesi için Ankara Büyükşehir

Belediyesi Sağlık İşleri Daire Başkanlığı, Veteriner Şube Müdürlüğü’nden

gerekli izin belgesi alınarak bu çalışma yapılmıştır.

2.2.2 Köpeklerin Klinik Muayenesi ve Anamnez

Köpeklerin tamamının yaş, cinsiyet, vücut büyüklüğü gibi bazı bireysel

özellikleri belirlendi. Bunu takiben çalışmaya alınan köpeklerin tamamının, tüm

sistemlerinin klinik muayeneleri gerçekleştirildi. Kan örnekleri alınacak

köpeklerin tamamı vücut sıcaklığı normal, solunum ve dolaşım sistemi sorunu

olmayan, deri ve kıl örtüsü düzgün yani klinik olarak sağlıklı hayvanlardan

seçildi.

Sahipli köpeklerin ırk, cinsiyet yaş gibi bilgileri alınarak kayıtları alındı.

Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık Merkezine kısırlaştırma

ameliyatı için getirilen sokak köpeklerinin bilgi ve kayıtları için merkezdeki

muayene kayıt defterindeki bilgiler esas alınmıştır.

2.2.3. Kan Örneklerinin Alınması, Serum Elde Edilmesi ve Saklanması

Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık Merkezine ameliyat için

getirilen sokak köpekleri ve sahipli köpeklerden kan örnekleri alındı.

Köpeklerin zaptırapta alınmasından sonra kan örnekleri toplandı. Kan alınacak

41

bölgeye turnike uygulanmasını takiben, alkol ve batikon kullanılarak kan

alınacak bölgenin asepsi ve antisepsisi sağlandı.

Kan örnekleri Vena cephalica antebrachi ‘den alındı. IFAT ile çalışılmak

üzere 250 köpekten, antikoagulantsız, silikonlu, plastik, 5 ml’lik tüplere kan

örnekleri alındı. Alınan kan örnekleri +4oC saklanarak en geç beş saat

içerisinde, 3000 rpm’de 10 dakika santrifüj edilerek üstte kalan serumları

ayrıldı. Alınan kan örneklerinden ayrılan serumlar, serum tüplerine alınarak

numaralandırıldı ve serolojik çalışma yapılıncaya kadar -20oC de derin

dondurucu içerisinde saklandı

Kan örneklerinden sağlanan her bir serum örneği anti-Leishmania

antikorunun serolojik olarak belirlenmesi amacıyla Sağlık Bakanlığı Refik

Saydam Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı, Salgın Hastalıkları Araştırma

Müdürlüğü, Parazitoloji Laboratuvarlarında ve Ankara Üniversitesi Parazitoloji

Anabilim Dalı, Protozooloji ve Entomoloji Laboratuvarlarında IFAT yöntemi

kullanılarak incelendi.

2.2.4. İndirekt Floresan Antikor Test

2.2.4.1 Antijen hazırlanması

Daha önce pozitif bir köpekten izole edilmiş ve NNN (Nicole-Novy- Mac Neal)

besiyerinde çoğaltılmış ve ardarda pasajlarla Sağlık Bakanlığı Refik Saydam

Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı Salgın Hastalıkları Araştırma Müdürlüğü,

Parazitoloji Laboratuvarlarında sürekliliği sağlanan Leishmania infantum

MON-1 (MCAN/TR/99/EP33) suşundan antijen hazırlanarak testte

kullanılmıştır.

Antijen hazırlanacağı zaman, %20 fetal buzağı serumu (FCS, Sigma

Cat No: S1632) ve %2 antibiyotik solüsyonu (Sigma Cat No: P3539) içeren

RPMI 1640 (Biological Industries Cat No: 01-106-1A) besiyeri hazırlandı ve 25

42

cm2’lik flasklara 5 ml konuldu ve üreme durumuna göre bir veya iki günde bir

aynı besiyerinden ilave edildi. NNN besiyerindeki promastigotlardan, RPMI

1640 besiyerinin bulunduğu flask’e 4-5 damla aktarıldı ve 26oC’de saklanarak

iki günde bir araştırma mikroskobu ile kontrol edildi. Bir hafta sonra

promastigotlar bol olarak ürediğinde antijen hazırlamak için besi yeri üzerine 2

ml kadar serum fizyolojik konuldu ve pipet ile geri çekilerek tüp içerisine alındı.

Gerekli görüldüğünde bu işlem tekrarlandı. Tüp içerisindeki promastigotlar

2500 rpm’de 10 dakika santrifüj edilmek suretiyle dip tarafta toplandı. Dipte

kalan promastigot paketi üzerine serum fizyolojik eklenerek aynı şartlarda

santrifüj yapıldı ve bu yıkama işlemi 7 kez tekrar edildi.

Test antijeni için en son yapılan yıkama işleminden sonra elde edilen

çökelti, 1 ml serum fizyolojik ile sulandırıldı ve promastigotlar Thoma Lamı’nda

sayılarak, 2×106 promastigot/ml olacak şekilde tekrar sulandırıldı. IFAT

lamlarının her çukuruna 10 μl antijen konuldu ve havadar, kuru bir yere

alınarak kurutulduktan sonra pelur kağıtlara sarılarak kullanılıncaya kadar –

20oC’de saklandı.

2.2.4.2 Tampon ve Solüsyonlar

PBS tampon (pH 7,2):

NaCl 38,25 gr

Na2HPO4 3,62 gr

NaH2PO4 1,05 gr

Distile su 5 lt

Gliserin tampon (kapatma solüsyonu):

Gliserin tampon 9 hacim saf gliserin içine 1 hacim PBS tampon (pH 7,2)

karıştırılarak hazırlanır. Bu karışım ağzı kapalı şişelerde saklanabilmektedir.

Fakat her ay yeniden hazırlanmıştır.

Konjugat, FITC işaretli goat anti-dog IgG (KPL Fluorescein-Labeled

Affinity Purified Antibody To Dog IgG) (Catalog No: 02-19-06) kullanılmıştır.

43

2.2.4.3 İndirekt Floresan Antikor Testinin Uygulanması

Teste başlamadan daha önce hazırlanan antijen kaplı lamların herbir gözüne

hangi örneğin, hangi sulandırmanın geleceği ile ilgili bir kağıt üzerinde şablon

oluşturulmuştur. Bu şablon özellikle lamlara sulandırılmış serum örneklerinin

konulması sırasında kullanılmıştır. Şablon üzerinde sadece örnekler için değil

testin düzgün çalışıp çalışmadığının da belirlenmesi için Pozitif kontrol, Negatif

kontrol, PBS kontrol ve Konjugat kontrol içinde lam üzerinde boş alan

ayrılmıştır. Pozitif kontrol bölümüne daha önceden pozitif olduğu belirlenmiş

bir serum örneği konulmuştur. Negatif kontrol bölümüne de pozitifte olduğu

gibi negatif olduğu bilinen örnek damlatılmıştır. Konjugat kontrol bölümüne

sadece konjugat, PBS kontrol bölümüne de sadece PBS eklenmiştir. Testin

değerlendirilmesine pozitif, negatif, PBS ve konjugat kontrol alanları yardımcı

olmaktadır.

Köpeklerden alınan serum örneklerinden 10 µl’lik örnekler sulandırma

plaklarına alınmıştır. Üzerine 70 µl PBS konularak serum öneklerinin 1:8

sulandırması yapılmıştır. Daha sonra bu örneklerin herbirinin yarı yarıya PBS

ile karıştırılması ile 1:16, 1:32, 1:64, 1:128, 1:256, 1:512, 1:1024, 1:2048

oranlarında sulandırılmaları tamamlanmıştır. (Şekil 7) Yapılan sulandırmaların

1:128, 1:256, 1:512, 1:1024, 1:2048 oranında olanlardan 10 µl’ lik miktarlar,

antijenle kaplı lamlardaki (Şekil 8) şablonda belirlenen yerlerine aktarılmıştır.

İçerisinde nemli ortam oluşturulan kapalı kaplara alınan örnekler sıcaklığı 37

oC olarak ayarlanan etüv içerisine konulmuştur. 30 dakikalık süre sonunda

etüvden çıkarılan kaptaki örneklerin herbiri PBS yıkama solüsyonu ile 5’er kez

yıkanmıştır. Yıkama sonrasında havadar bir yere alınan lamlar kurutulmuştur.

Daha önceden 1:200 oranında sulandırılan konjugat lam üzerindeki örneklere

10 µl konulmuştur. Konjugatın da eklenmesinin ardından reaksiyonun

şekillenmesi için lamlar nemli ortamda tekrar 37oC de 30 dakika bekletilmiştir.

Etüvden çıkarılan örnekler PBS ile 5 kez yıkanmıştır.

44

Şekil 7. Serum örneklerinin sulandırılması Şekil 8. Antijen kaplı lamlar

Yıkanan antijen lamlarının üzerine daha önceden hazırlanan gliserin

tampon kapatma solüsyonundan damlatılarak örneklerin bulunduğu alanlar

lamel (24×60 mm) ile kapatılmıştır.

Karanlık odada lamlar, floresan mikroskobunda neofluar X 20 objektifte

(ışık kaynağı olarak HBO 50 civa buharlı ampul ve mavi band filtre

kullanılarak, uyarma filtresi 490, engelleme filtresi 510 nm dalga boyunda)

değerlendirilmiştir.

2.2.4.4 Sonuçların Değerlendirilmesi

Lamlar floresan mikroskobu altında incelenirken öncelikle pozitif kontrol ve

negatif kontrol serumlarının bulunduğu sahalara bakılarak testin düzgün

çalışıp çalışmadığı tespit edilmiştir. Ardından herbir örneğin sulandırılması

incelenerek pozitif olan örnekler belirlenmiştir.

Parlak, sarı-yeşil floresan ışımanın görülmesi pozitif (Şekil 9) olarak

değerlendirilirken; sarı-yeşil floresan görülmediği mat, soluk görünüm negatif

(Şekil 10) olarak değerlendirilmiştir. Temel titre 1:128 ve üstü sulandırmalar

seropozitif olarak kabul edilmiştir (Abranches ve ark., 1991).

45

3. BULGULAR

Bu çalışma Ankara’nın Altındağ, Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak,

Sincan ve Yenimahalle ilçelerinden gelen ya da getirilen köpeklerden kan

örnekleri alınarak, 2008-2009 yıllarında farklı yaş, vücut büyüklüğü, ırk ve

cinsiyette, rastgele seçilen 225 sokak köpeği ve 25 sahipli köpek ile yürütüldü.

Bu çalışmada 250 köpekten alınan kan serum örneklerinin IFAT ile

kontrolünde 1 köpekte (% 0,4) anti-Leishmania antikoru tespit edildi. Pozitif

bulunan köpek serumunda 1:2048 antikor titresi saptandı.

Seropozitif köpek Yenimahalle Belediyesi sınırlarında yaşayan, 5

yaşında, kangal ırkı bir erkek köpektir. Alınan anamnezde köpek sahibi,

köpeği iki yıldır araba tamirhanesinde bekçilik etmesi için beslediğini ve

aşılarını yaptırdığını belirtmiştir. Köpeğin seropozitif olarak belirlenmesinden

sonra trafik kazası sonucu öldüğü tespit edilmiştir. Köpek sahibi Leishmania

etkeni ile ilgili bilgilendirilmiş, sağlık kuruluşuna başvurması önerilmiştir.

Şekil 9. Seropozitif örnek Şekil 10. Seronegatif örnek

46

4. TARTIŞMA

Leishmaniosis dünyanın çeşitli bölgelerinde görülen oldukça yaygın bir

enfeksiyondur. 20. yüzyılın başlarında keşfedilen insan leishmaniosisi, Eski ve

Yeni dünyada birçok odakta ve çeşitli formlarda tanımlanmıştır. Gerek

çocuklar, gerekse yetişkinler ile bağışıklık sistemi sorunları yaşayanlar

leishmaniosise duyarlıdırlar. İnsan VL’si ciddi bir hastalık olup, bazı bölgelerde

epidemi ve yüksek mortaliteye neden olabilir (Dereure ve ark, 1999).

Köpekler, L.infantum tarafından oluşturulan insan VL’nin en önemli

rezervuarıdır. Hastalığın köpekten köpeğe ve köpekten insana bulaşmasında,

enfekte ve subklinik köpeklerin rolü çok önemlidir (Vercammen ve ark, 1997).

Etkenin endemik olduğu ülkelerde köpeklerde ve insanlardaki klinik ve

subklinik leishmaniosis seroprevalansı birlikte değerlendirilmektedir

(Papadopoulou ve ark., 2005). Leishmaniosiste etkeni taşıdığı kesin olarak

ispatlanmış köpeklerin büyük bir bölümünde herhangi bir klinik semptom

görülmemektedir. Bu da çevresindekiler ve daha önemlisi halk sağlığı

açısından büyük tehdit oluşturmaktadır (Özensoy Töz ve ark., 2005a).

Avrupa topluğu içerisinde, diğer ülkelerden gelen ve seyahat eden

köpeklerin sayısı artmaktadır. Bazı bakteriler, flaria’lar ve ayrıca Leishmania

gibi protozoer etkenler de bu köpeklerle taşınmaktadır. Almanya’da yapılan bir

çalışmada ülke dışına seyahat hikâyesi bulunan köpeklerde Leishmania

seropozitif köpek sayısı % 17,7 olarak tespit edilmiştir (Hirsch ve Pantchev,

2008). Sadece Leishmania değil Babesia, Ehrlichia, Hepatozoon, Borrelia ve

Rickettsia gibi vektörler ile nakledilen diğer hastalıklar için de bu riskin varlığı

bildirilmiştir (Menn ve ark, 2010; Idexx Laboratories, 2010). Etkeni yurt

dışından alan köpeklerin Güney Amerika’dan özellikle de Latin Amerika

ülkelerinden geldiği bildirilmektedir ( Harms-Zwingenberger ve Bienzle, 2007).

Ülkemiz için de bu tehlikeler söz konusudur. Bazı bölgelerde vektör

Phlebotomus bulunmakta iken henüz hastalık tespit edilmemiştir. İlerleyen

zamanlarda bu bölgelere Leishmania etkenini taşıyan bir insan ya da

47

rezervuar bir köpeğin gelmesiyle ileride hastalığın yaygınlığının bu bölgede

artması mümkündür. Bu ihtimal sadece leishmaniosis için değil, halk sağlığı

açısından tehdit oluşturan zoonoz bazı hastalıklar için de bu tehlike vardır ve

göz ardı edilmemelidir. Fakat Hollanda’da yapılan bir araştırmada ise seyahat

eden köpeklerin Leishmania etkeni ile enfekte olma riskinin çok az olduğu

belirtilmektedir (Teske ve ark., 2002).

Akdeniz’e sınırı olan ülkelerin tamamında CanL’e endemik olarak

rastlanmakla birlikte gerek ülkeler arasında, gerekse aynı ülke içindeki

bölgeler arasında hastalığın prevalansı farklılıklar göstermektedir. Bu sonuç

Akdeniz ve çevre ülkelerde daha önce yapılmış seroprevalans çalışmalarında

ortaya çıkan sonuçlarla benzerlik göstermektedir (Dereure ve ark., 1999).

Doğal ortam, çevre koşulları, bölgedeki köpek ve kum sineği

populasyonunun yoğunluğu CanL’in oluşumu için hayati koşullardır

(Ciaramella ve ark., 1997). Bosna-Hersek, Hırvatistan, Güney Kıbrıs, Fransa,

Yunanistan, İtalya, Malta, Portekiz ve İspanya stabil CanL’in görüldüğü Avrupa

ülkeleridir. Leishmaniosisin stabil olarak görülmesi yörelerin coğrafi ve nüfüs

dağılımı gibi özellikleriyle ilişkilidir. Bu özellikler şöyledir: yörenin kırsal veya

şehirleşmiş olması, ılıman iklime sahip tepelik bir bölge olması, yörenin rakımı,

kuvvetli rüzgarların olmaması ve bitki örtüsünün yeterli düzeyde bulunmasıdır

(Gradoni,1999).

Ankara’nın bazı bölgeleri modern kentleşmiş yapı göstermesine

rağmen halen merkez ilçelere bağlı köyler de bulunmaktadır. Bu köylerde,

çöplük çevresinde, neredeyse şehir merkezinde kalmış olan ağaçlık alanlarda

hem başı boş köpekler, hem de vektör Phlebotomus’lar yaşam için elverişli

alan bulmakta ve hastalık açısından risk oluşturmaktadır. Bu koşullar göz

önüne alındığında seropozitif köpeklerin hem diğer köpekler hem de insan

sağlığı açısından önemli risk oluşturduğu şüphesizdir ve gerekli önlemlerinin

alınması gerekmektedir.

48

Köpek leishmaniosisinde yaşın herhangi bir predispozisyon

oluşturmadığı fakat seroprevalansın 7-8 yaşa kadar artış gösterdiği, bundan

sonra düşüşe geçtiği bildirilmektedir. Köpeklerin yaşlılığa bağlı ölümleri ve

yaşın ilerlemesiyle Phlebotomus’lara maruz kalma oranının artması yaşlılıkla

seroprevalans arasındaki pozitif ilişkiyi açıklamaktadır. Yapılan çalışmalarda

enfeksiyona maruz kalan köpeklerin 5 ay-15 yıl gibi çok geniş bir yaş aralığına

sahip olduğu, bununla birlikte yaş ortalamalarının 4-5 olduğu bildirilmektedir

(Fisa ve ark., 1999). Bu çalışmada da seropozitif bulunan köpeğin yaşının

literatürlerdeki enfekte hayvan yaş ortalaması ile uyumlu olduğu görülmüştür.

Köpekler ile yapılan bir çalışmada, vücut büyüklüğü, kıl uzunluğu ve

ırkın CanL’de herhangi predispozisyon yaratmadığını belirlenmiştir. Benzer

şekilde CanL’de cinsiyetin enfeksiyon oluşumunda herhangi bir

predispozisyon yaratmadığı, enfeksiyonun her iki cinsiyette de görülme

olasılığının eşit olduğu bildirilmiştir (Fisa ve ark., 1999). Bu çalışmada

enfeksiyona tek bir köpekte rastlanması, predispozisyon ve direnç

oluşturabilecek faktörler açısından enfeksiyonu değerlendirmeye olanak

vermemiştir.

Dünyada vektörler ile nakledilen hastalıkların kontrolü, tanısı ve

epidemiyolojisine ilişkin bilgiler parazit ve vektörler için uygun iklim bileşenleri

ve fazlasıyla sokak köpeği bulunmasına rağmen oldukça sınırlıdır. Vektör

arthropodlar ile nakledilen zoonoz köpek hastalıklarına karşı yapılacak olan

mücadele ve kontrol çalışmalarında başarı sağlanması için öncelikle bu

hastalıkların yaygınlığının belirlenmesi gerekmektedir. Ancak bu bilgilere

ulaşıldığında hastalıkların halk sağlığı açısından öneminin belirlenmesi ile

yapılacak kontrol ve mücadele yöntemlerinin tespiti yapılabilmektedir (Megat

Abd Rani ve ark., 2010).

Ankara’nın mücavir alanına dahil yedi ilçesinde gerçekleştirilen bu

çalışmada, Yenimahalle ilçesinden alınan kan serum örneklerinden birinde L.

infantum seropozitifliği tespit edilirken, diğer ilçelerden alınan serum

örneklerinin hiçbirinde seropozitiflik saptanmamıştır. Bu sonuç dikkate

49

alındığında daha önce Ankara’da yapılan çalışma ( Aslantaş ve ark., 2005) ile

klinik olarak sağlıklı köpeklerde leishmaniosisin varlığı kesin olarak

belirlenmiştir.

Ankara’da Büyükşehir Belediyesi tarafından düzenli şekilde çevrede

insektisit uygulaması yapıldığı, bu uygulamaların her yıl Mayıs ayı içerisinde

başladığı ve Eylül ayının sonuna kadar sürdüğü, uygulamanın gün doğumu ve

gün batımında gerçekleştirildiği belirlenmiştir. Bu ilaçlamaların belediye

bünyesindeki Belpa Şirketi tarafından yapıldığı kendilerinden gelen yazı ile

belirtilmiştir. Bu araştırmada seroprevalansın düşük çıkmasına sokak

köpeklerinin hastalığın naklinde önemli rol oynayacak kadar uzun süre

yaşayamaması ve Ankara bölgesinde yapılan başarılı vektör mücadelesinin,

alt yapı çalışmalarının neden olduğu düşünülmektedir.

50

5. SONUÇ VE ÖNERİLER

Türkiye’ nin başkenti olan Ankara’da oldukça fazla sayıda sahipli ve sokakta

yaşayan köpek bulunmaktadır. Sokak köpekleri özellikle bazı bölgelerde halk

sağlığı açısından tehdit oluşturmaktadır.

Sahipli köpeklerin bir kısmı sadece aşılamalar esnasında veteriner

hekim kontrolünden geçmektedir. Ankara’da klinikte çalışan veteriner

hekimlerin pekçoğu leishmaniosis hakkında çok az bilgiye sahiptir. Bunun

nedeni olarak Leishmania etkeninin daha çok Akdeniz, Ege ve Güneydoğu

Anadolu bölgelerinde görüldüğü ve Ankara’da bulunan köpekler için risk

taşımadığı düşünülmekte, teşhise yönelik yapılan klinik ve laboratuvar

muayenelerinde hastalık ile ilgili hiçbir uygulama yapılmamaktadır. Özellikle

deri rahatsızlıklarıyla veteriner hekime başvuran pek çok hastada

leishmaniosis akla gelmemektedir. Bu nedenle veteriner hekimlerin bu konuda

bilgilendirilmesi oldukça önemlidir.

Ankara Büyükşehir Belediyesi ile Çevre ve Orman Bakanlığı’ndan elde

edilen bilgilere göre: Mamak Belediyesi’nde Mamak çöplüğü ve civarının

sahipsiz köpeklerin barınmasına elverişli olması nedeniyle 12500;

Yenimahalle Belediyesi’nde sadece 150 köpeğin bulunduğu bir barınak

olmasına karşın 3000; Altındağ Belediyesi’nde özellikle çarpık kentleşmenin

yaygın olarak görüldüğü bölgelerde yoğun olmak üzere 2800, Sincan

Belediyesi’nde 225; Gölbaşı Belediyesi’nde özel bir vakfa ait bir barınakta

3000den fazla köpek barındırılmasına rağmen ilçe genelinde toplam 3344;

Etimesgut Belediyesi’nde 4000; Keçiören Belediyesi’nde 2700; Kazan

Belediyesi’nde 1100; Çankaya Belediyesi’nde 500 köpeklik bir barınak ve

Oran Sitesi ile ODTÜ ormanı çevresinde yoğun olarak 1800 evcil ve sahipsiz

köpek bulunduğu ilgili belediyeler tarafından bildirilmesine rağmen bu sayıların

gerçek ile bağdaşmadığı görülmektedir. Bazı rakamlar, olduğundan daha az

bazıları ise çok yüksek verilmiştir. Öncelikle bölgemiz için sokak hayvanı

51

sayılarının belirlenerek bunların kayıt altına alınmaları leishmaniosis ve halk

sağlığını tehdit eden diğer hastalıklar açısından oldukça önemlidir.

Fransa’da yapılan bir çalışmada köpek leishmaniosis ile ilgili önceki

yıllara ait olan bütün literatürler incelenerek geriye dönük bir veri tabanı

taraması yapılmıştır. Yapılan bu taramanın sonucunda hem Fransa’nın rapor

edilen leishmaniosis vakalarının bir haritası yapılmış, hem de ileriye dönük

olarak bir risk haritası çıkarılmıştır (Chamaille ve ark, 2010). Buna benzer

çalışmaların Türkiye’de de yürütülmesi hastalığın ileride daha büyük bir tehlike

oluşturmasını engelleyeceği düşünülmektedir.

52

ÖZET

Ankara Yöresindeki Köpeklerde Leishmaniosisin İndirekt Floresan

Antikor Testi (IFAT) ile Seroprevalansının Belirlenmesi

Köpek leishmaniosisi (CanL) Phelebotomus kum sinekleri tarafından

nakledilen, Leishmania infantum etkeninin oluşturduğu, zoonoz bir hastalıktır.

Bu çalışmada sağlıklı olduğu belirlenen 250 köpekten serum örneği alınarak

L.infantum antikorları için indirekt floresan antikor testi (IFAT) uygulandı.

Köpek kan örnekleri Altındağ, Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak, Sincan,

Yenimahalle gibi farklı ilçelerinden toplandı.

Bu çalışmada, amaç Ankara’daki köpek leishmaniasis’in

seroprevalansının belirlenmesidir. Yapılan inceleme sonunda bir köpek (%0,4)

L. infantum için seropozitif olarak bulundu. Seropozitif kan örneği Yenimahalle

ilçesinden alınmıştır.

Ankara yöresindeki 250 köpekten bir tanesi L. infantum için seropozitif

olarak bulundu. Bu sonuç bize Ankara yöresinde köpek leishmaniosisin

seroprevalansının düşük olduğunu gösterdi. Köpeklerde L.infantum’un

seroprevalansının düşük olmasına rağmen asemptomatik hayvanların

hastalığın yayılması için bir rezervuar olduğu göz önünde bulundurulmalıdır.

Anahtar Kelimeler: Ankara, Köpek, Leishmania infantum, IFAT

53

SUMMARY

Detection of Canine Leishmaniosis Seroprevalance by Indirect

Fluorescent Antibody Test (IFAT) in Ankara Region

Canine leishmaniosis (CanL) is a zoonotic disease caused by Leishmania

infantum, a protozoan parasite transmitted by phlebotomine sandflies. In

present study A total number of 250 dog sera, which were collected from

apperantly healthy dogs, were tested for L. İnfantum antibodies by IFAT. The

blood samples were collected in different districts of Ankara such as Altındağ,

Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak, Sincan, Yenimahalle.

In this study, our aim was the detection of the seroprevalance of canine

leishmaniosis in Ankara. At the end of the examination, one of the dogs

(0,4%) was found to be seropositive for L.infantum. In particular, the

seropositive blood sample was collected from Yenimahalle district.

This result pointed out the low seroprevalance of canine leishmaniosis in

Ankara region. Although the seroprevalance of L.infantum in dogs is low, it

should be considered that the asymptomatic animals are a reservoir for the

spread of the disease

Key Words: Ankara, Dog, Leishmania infantum, IFAT

54

KAYNAKLAR

.

ABRANCHES, P., SILVA-PERERIA, M.C., CONCEICAO-SILVA, F.M.,

SANTOS-GOMES, G.M., JANZ, J.G. (1991). Canine leishmaniasis:

pathological and ecological factors influencing transmission of infection. J.

Parasitol. 77: 557-561.

AK, M. (1997) .Enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) Parazit

Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern.

Yayın. No:15, 241-259.

AK, M., ÖZBEL, Y., ÖZENSOY, S.,TURGAY,N. (1995). Visceral Leishmaniosis.

İmmun Yetmezlikte Önemi Artan Parazit Hastalıkları. (Ed.)M. Ali Özcel.

Türkiye Parazitoloji Derneği Yayınları No:12. p:69-119.

AKOVA, M. (1993). Sistemik fungal enfeksiyonların tedavisinde amfoterisin B ve

liposomal amfoterisin B kullanımı. ANKEM Dergisi; 7, p:179-184

ALINE de ANDRADE R., REİS A.B., GONTİJO C. M. F., BRAGA L. B., ROCHA

R. D. R., ARAÚJO M. S. S., VİANNA L. R., MARTİNS- FİLHO O.A. (2007).

Clinical value of anti- Leishmania ( Leishmania) chagasi IgG titers

detected by flow cytometry to distinguish infected from vaccinated dogs.

Veterinary Immunology and Immunopathology, 116: 85- 97.

ALKAN, Z., ÖZBEL,Y., ÖZENSOY,S., ATAMBAY, M.(1997) Moleküler biyolojik

yöntemler. Parazit Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş.

Türkiye Parazitol. Dern. Yayın. No:15, 373-411.

ALTINTAŞ, N. (1995). Leishmania’ların Sınıflandırılması ve Tarihçesi. GAP

Projesini Tehdit Eden Parazit Hastalıkları (Ed) Prof. Dr. M. Ali Özcel.

T.Parazitoloji Derneği Yayını. p:97-131.

ANON. (2002a). Canine Leishmaniasis. Vetstream Limited Leishmaniasis Web

Site http://www.leishmaniasis.info/leishmaniasis_2.htm Erişim:06.10.2005

ANON. (2002b). Phlebotomine sand flies. Vetstream Web Site.

http://www.leishmaniasis.info/sandfly_2.htm. Erişim Tarihi: 06.10.2005.

55

ANON. (2010). Sun Yat-Sen University. Bilingual Teaching Courses. Medical

Parasitology http://www.jpkc.sysu.edu.cn/jscx/textbook/six-4.html Erişim

Tarihi:08.06.2010

ARCARİ, M., BAXENDİNE, A., BENNETT, C.,E. (2006). Babesia,

Trypanosoma,& Leishmania. Volume 11, p:1-6

ASLANTAŞ,Ö., ÖZDEMİR,V., KİLİÇ,S., BABÜR,C. (2005). Seroepidemiology of

leptospirosis, toxoplasmosis and leishmaniosis among dogs in Ankara,

Turkey. Vet Parasitol;129: 187-191.

ASSAD, P. (2006).Leishmaniasis.http://www.the-travel-

doctor.com/leishmaniasis.htm Erişim Tarihi: 11.10.2006.

ATASOY, A., PASA, S., OZENSOY TOZ, S., ERTABAKLAR, H. (2010)

Seroprevalance of canine visceral leishmaniasis around the aegean cost

of Turkey. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16: 1-6.

ATTAR,Z.J., CHANCE,M.L., El- SAFİ, S., CARNEY,J., AZAZY,A., El- HADİ,M.,

DOURADO, C.,HOMMEL,M. (2001). Latex agglutination test for the

detection of urinary antigens in visceral leishmaniasis. Acta Tropica., 78,

Issue 1,p: 11-16.

AYDENİZÖZ, M., YAĞCI, B. B., TAYLAN ÖZKAN,A., YASA DURU, S.,

GAZYAĞCI, A.N. (2010) Kırıkkale’deki köpeklerde mikrokültür yöntemi ve

IFAT ile visceral leismaniosisin prevalansının araştırılması. Türkiye

Parazitol. Derg., 34: 1-5.

BABÜR, C., ALTAŞ, G.M., ÇELEBİ, B., SEVGİLİ, M., TAYLAN ÖZKAN, A.,

GÖKÇEN, A.( 2007) Şanlıurfa yöresi sokak köpeklerinde toxoplazmosis,

leishmaniosis ve listeriosis’in seroprevalansı. Türk. Hij. Den. Biyol. Derg.,

64 (3): 11-16.

BAĞIROVA, M.İ., FARAMAZOV, A.Z., QARAYEV, Z.Ö. (2005). Azerbaycan’da

Leishmaniosis.XIV. Ulusal Parazitoloji Kongresi İzmir. Özet Kitabı. p:249-

251.

BECTHИK (2006). News of Infectology and Parasitology

http://www.infectology.ru/nosology/infectious/viral/pappataschi.aspx

BIGLINO,A., BOLLA,C., CONCIALDI,E., TRISCIUOGLIO,A., ROMANO,A.,

FERROGLIO,E. (2010). Asymptomatic Leishmania infantum in an area of

56

northwestern Italy (Piedmont Region) where such infections are

traditionally nonendemic. J.Clinic. Microbiol; 48: 131-136.

CARDOSO, L., SCHALLING, H.D.F.H., CORDEIRO- DA- SILVA, A., CABRAL,

M., ALUNDA J.M., RODRIGUES M. (2007). Anti- Leishmania humoral and

cellular immune responses in naturally infected symptomatic and

asymptomatic dogs. Vet. Immun. Immunopathol., 117: 35-41.

CDC (2006b). Two case of visceral leishmaniasis in U.S. military personel

Afghanistan, 2002—2004. MMWR. Weekly./53(12); 265-268.

http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a5.htm Erişim

tarihi:01.03.2006

CDC (2010). Leishmania amastigotes in monocytes.

http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a7.htm Erişim

tarihi:12.06.2010

CDC.(2006a) Cutaneous leishmaniasis in U.S. military personel southwest

/Central Asia,2002--2004.MMWR Weekly./ 53 (12); 264-265.

http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a4.htm Erişim

tarihi:01.03.2006.

CHAMAILLE,L., TRAN,A., MEUNIER, A., BOURDOISEAU, G., READY,

P.,DEDET, J.P. (2010). Environmental risk mapping of canine

leishmaniasis in France. Parasites& vectors, 3, p:1-24.

CHAMIZO, C., MORENO, J., ALVAR, J. (2005). Semi-quantitative analysis of

cytokine expression in asymptomatic canine leishmaniasis. Vet. Immun.

and Immunopathol; 103: 67-75.

ÇANAKÇI, T. (2007) Kuzey Kıbrıs Türk Cumhuriyeti’nde Köpeklerde Visseral

Leishmaniasis’in Klinik ve Serolojik Olarak Araştırılması. Doktora Tezi.

Ankara Üniv. Sağlık Bil. Enst.

ÇİÇEK, H., YAMAN, M., YAĞCI, Ş., KARAER, Z., (2005) Afyon yöresi

Phlebotomus (Diptera: Psychodidae) türleri. Ankara Üniv. Vet. Fak. Derg.,

52: 49-51.

DALDAL, N., ÖZBEL,Y. (1997). Phlebotomus spp. vektörlükleri ve kontrolu.

Artropod Hastalıklar ve Vektörler. M.A., Özcel; N. Daldal (Ed) Türkiye

Parazitol. Dern. Yayın; No:13,47-56

57

DALDAL, N., ÖZENSOY, S., AKSOY, Ü., AKISÜ, Ç. (1997). Besiyerleri ve

hayvan inokulasyonları. Parazit Hastalıklarında Tanı. (Ed) M.A. Özcel,

N.Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın., No: 15. 149-182.

DANTAS- TORRES, F., FELINTO DE BRITO, M.E., BRANDÃO- FILHO, S.P.

(2006). Seroepidemiological survey on canine leishmaniasis among dogs

from an urban area of Brazil. Vet. Parasitol.,140: 54-60.

DANTAS-TORRES, F. (2008). Canine vector-borne diseases in Brazil.

Parasites & Vectors, 1: 25 p:1-17

DANTAS-TORRES, F. (2009). Canine leishmaniosis in South America.

Parasites & Vectors, 1:25,p:1-17

DAY,M.J. (2007). Immunoglobulin G subclass distribution in canine

leishmaniosis: A review and analysis of pitfalls in interpretation. Vet.

Parasitol., 147: 2-7.

DEĞER, S., YAMAN, M. (2005). Van yöresi Phlebotominae

(Diptera:Psychodidae) türleri .YYÜ.Vet.Fak.Der,16: 55-59.

DEREURE, J., PRATLONG, F., DEDET, J. P. (1999). Geographical distribution

and the identification of parasites causing canine leishmaniasis in the

Mediterranean Basin. Proceedings of the International Canine

Leishmaniasis Forum. Barcelona. Spain. p:18–25

DESJEUX, P. (2002). Urbanization an increasing risk factor for leishmaniasis.

Weekly Epidemiol. Rec., 44, 365-371.

DIAKOU, A., PAPADFOPOULOS, E., LAZARIDES, K. (2009). Spesific anti-

Leishmania spp. antibodies in stray cats in Greece. J. Feline Med. Surg.,

11: 728-730.

DOĞAN, F. (1981). Leishmania enfeksiyonlarının epidemiyolojisi,

leyişmanya’ların rezervuar ve vektörleri. Leishmaniasis. (Ed) Ş. Yaşarol,

Türkiye Parazitol. Dern. Yayın No:2 ;25-50.

Erişim Tarihi: 12.11.2006.

FERRER, L. M. (1999). Clinical aspects of canine leishmaniasis. Proceedings of

a Canine Leishmaniasis Forum, Barcelona (Sitges) ,pp 6-10.

FISA, R., GALLEGO, M., CASTİLLEJO, S., AİSA, MJ., SERRA, T., RİERA, C.,

CARRİO, J.,GALLEGO, J., PORTUS, M. (1999). Epidemiology of canine

58

leishmaniasis in Catalonia (Spain) the example of the Priorat focus. Vet.

Parasitol. 83(2): 87-97.

GODDARD, J. (1999). Bug Vectors. Leishmaniasis. Infect Med 16(9):566-569

GRADONI, L. (1999). Epizootiology of canine leishmaniasis in southern Europe.

Canine Leishmaniasis: an update. Proceedings of the International Canine

Leishmaniasis Forum. Barcelona. Spain. p:32 -39.

GÜLANBER, A., ARUN, S. S., ESATGİL ULUTAŞ, M. (2001). İstanbul’da Bir

Köpekte Visceral Leishmaniosis Olgusu. İ. Ü.Vet. Fak. Der., 2:20

ErişimTarihi:15.06.2006.http://www.istanbul.edu.tr/fakulteler/veteriner/vetfa

kdergi/yayinlar/2001-2/Makale-

GÜNEŞ,A. M., SEVİNİR, B., BAYTAN, B., GÜNAY, Ü., ÇALIŞKAN-AYNACI,D.

(2004). Kala-azar ve lipozomal amfoterisin B ile tedavi. Çocuk Sağlığı ve

Hastalıkları Dergi., 47: 103-106.

HANDEMİR,E., ÖNCEL, T.,KAMBURGİL K. (2004) İstanbul sokak köpeklerinde

visseral leishmaniasis seroprevalansı. Türkiye Parazitol. Derg., 28: 123-

125.

HARMS- ZWINGENBERGER, G., BIENZLE, U. (2007). Leishmaniasis in

Germany. Dtsch Arztebl; 104 (45): 3108-13.

HASSAN, M.M., OSMANO, F., EL-RABA’A, F.MA., SCHALLİNG H.DFH.,

ELNAİEM D.A. (2009). Role of the domestic dog as a reservoir host of

Leishmania donovani in eastern Sudan. Parasites & Vectors , 2: 26, p:1-7

HIRSCH, M., PANTCHEV, N. (2008). Vorkommenshäufigkeit der

Reisekrankheiten Leishmaniose, Ehrlichiose, Babesiose und Dirofilariose

bei in Deutschland lebenden Hunden. Kleintierpraxis 53, p:154-165.

IDEXX LABORATORİES. (2010). Reisekarnkheiten in Europa. Verbreitung,

Nachweismöglichkeiten, Prophylaxe und Therapia. Leishmaiose. IDEXX

Vet Med Labor. www.idexx.de Erişim Tarihi: 08.03.2010.

İÇA, A. (2007). Köpek Leishmaniosis’inde İmmunite. Tıbbi ve Veteriner

İmmunoparazitoloji. M. Ali Özcel, Abdullah İnci, Nevin Turgay, Ergun

Köroğlu (Ed).Türkiye Parazitol Dern Yayın No: 21. 468-473.

İÇEN, H., BABÜR, C., BADEMKIRAN, S., ÇELEBİ, B., ŞİMŞEK, A.,

ÖZYURTLU, N. (2010) Diyarbakır bölgesinde sahipsiz köpeklerde

59

toxoplazmosis, leishmaniasis ve listeriozisin seroprevalansı. Türkiye

Parazitol. Derg., 34: 6-10.

KAMBURGİL, K., DİK, B.(1998) Köpeklerde visseral leishmaniosis’in indirekt

fluoresan antikor testi ( IFAT) ile tespiti. Türkiye Parazitol. Derg., 22: 348-

353.

KILLICK-KENDRICK,R., KILLICK-KENDRICK,M. (1999). Biology of sand fly

vectors of Mediterranean canine leishmaniasis. Proceedings of a Canine

Leishmaniasis Forum, Barcelona, Spain, p: 26-31.

KIT (2005). Biomedical Research. KIT (Royal Tropical Institute) Leishmaniasis.

http:/www.kit.nl/biomedical_research/html/leishmaniasi.aspn Erişim

tarihi:13.10.2005.

LEISHMANIA, ORG. (2006). Mappa leishmaniosi. http://www.leishmania.it/

Erişim tarihi:17.09.2006

LEVINE, N. (1985). Veterinary Protozoology. Genus Leishmania, First Edition.

p:48-53

LÓPEZ- PEÑA, M., ALEMAÑ, N., MUÑOZ, F., FODEVİLA, D., SUÁREZ, M. L.,

GOİCOA, A., NİETO, J. M. (2009). Visceral leishmaniasis with cardiac

involvement in a dog: a case. Acta Vet. Scan., 51, p:1-3.

LOPEZ-VELEZ, R. (2003). The impact of highly active antiretroviral therapy

(HAART) on visceral leishmaniasisi in Spanish patients who are co-

infected with HIV. Ann. Trop. Med. Parasitol., 97: (suppl.1) 143-147.

MAROLI, M. (2005). General perspective of control and protective measure in

leishmaniasis. 14. Ulusal Parazitoloji Kongresi.İzmir.Özet Kitabı.p:36-42.

MEGAT ABD RANI, P.A., IRWIN, P.J., GATNE, M., COLEMAN, G.T., TRAUB,

R.J. (2010). Canine vector-borne diseases in India: a review of the

literature and identification of existing knowledge gaps. Parasites &

Vectors, 3, p:1- 28.

MEHLHORN, H. (2001). Encyclopedic Reference of Parasitology. Biology,

Structure, Function Second Edition..p: 334-336.

MENN, B., LORENTZ, S., NAUCKE, T.J. (2010). Imported and travelling dogs

as carriers of canine vector-borne pathogens in Germany. Parasites &

Vectors, 3, p:1-5.

60

METTLER,M., GRIMM,F., CAPELLI,G., CAMP,H., DEPLAZES,P. (2005).

Evaluation of enzyme- linked immunosorbent assay, an

immunofluorescent- antibody test, Two Rapid Tests

(Immunochromatographic- Dipstick of symptomatic and asymptomatic

Leishmania infections in dogs. J. Clin. Microbiol., 43: 5515-5519.

MİMİOĞLU,M.,GÖKSU,K.,SAYIN,F. (1968). Veteriner ve Tıbbi Protozooloji.

Ankara Üniv. Vet. Fak. Yayın, 232, Ders Kitabı:13,349-379.

NASAREDDIN, A., SALANT, H., ABDEEN, Z. (2008). Feline leishmaniasis in

Jarusalem: Serological investigation. Vet. Parasitol., 158: 364- 369.

NAUCKE, T.J., MENN, B., MASSBERG, D., LORENTZ, S. (2009). Sandflies

and leishmaniasis in Germany. Parasitol. Res, (Suppl. 1) 103: 65- 68.

NOLI, C., (1999). Canine leishmaniosis. Waltham Focus; 9, p:16-24.

OIE (Office International des Epizooties) (2004). Leishmanasis (cutaneus and

visceral) The Center for Food Security & Public Health . Last

Updated:Jun.2004

OK, Ü. Z., BALCIOĞLU, İ. C., ÖZKAN ,T. A., ÖZENSOY, S., ÖZBEL, Y. (2002).

Leishmaniasis in Turkey. Acta Tropica, 84: 43-48.

ONUL, B. (1974). İnfeksiyon Hastalıkları. Beşinci Baskı Ankara. Üniv. Tıp Fak.

Yayın:309, 910-916.

OPPERDOES, F. (2006). The Leishmaniasis.

http:/www.icp.ucl.ac.be/~opperd/parasites/leish5.htm Erişim tarihi:

25.06.2006

ORHAN,V.,YAŞAROL,Ş. (1981). Leishmania’ların Morfolojisi, Fizyolojisi ve

Evrimi. Ş. Yaşarol. (Ed) Leishmaniasis. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın

No:2, 11-24.

OSHAGHI, M.A., RAVASAB, N.M., JAVADIAN, E., MOHABALI, M., HAJJARAN

H., ZARE Z., MOHTARAMI, F., RASSI, Y. (2009). Vektor incrimination of

sand flies in the most important visceral leishmaniasis focus in Iran. Am. J.

Trop. Med. Hyg., 81, p: 572-577.

OTRANTO, D., DANTAS-TORRES, F. (2010). Canine and feline vector-borne

diseases in Italy: current situation and perspectives. Parasites & Vectors .

3: 2, p:1-12

61

OTRANTO, D., PARADIES, P., CAPRARIIS, D.D., STANNECK, D., TESTINI,

G., GRIMM, F., DEPLAZES, P., CAPELLI, G. (2009). Toward diagnosing

Leishmania infantum infection in asymptomatic dogs in an area where

leishmaniasis is endemic. Clin. Vac. Immunol.,16: 337-343.

ÖZBEL,Y., OSKAM,L., OZENSOY,S.,TURGAY,N., ALKAN,M.Z., JAFFE,C.L.,

ÖZCEL,M.A. (2000). A survey on canine leishmaniasis in western Turkey

by parasite, DNA and antibody detection assays. Acta Tropica, 74: 1-6.

ÖZCEL,M.A., ÜNER, A., ERTUĞ, S.(1997) Immunofloresans yöntem. Parazit

Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern.

Yayın. No:15, 373-411.

ÖZENSOY, S., ÖZBEL, Y., TURGAY, N., ALKAN. M. Z., GÜL., K., GILMAN-

SACHS, A.,CHANG, REED, S. G., ÖZCEL, M.A. (1998). Serodiagnosis

and epidemiology of visceral leishmaniasis in Turkey. Am. J. Med. Hyg.,

59: 363-369.

ÖZENSOY, TÖZ,S., (2005). Pentavalan Antimoniyaller. Tıbbi Parazitolojide

Tanı. Ed: Ç. Akısü, M. Korkmaz. Koordinatör: M. A. Özcel. Türkiye

Parazitol. Dern. Yayın. No:20, 209-218.

ÖZENSOY, TÖZ,S., ERTABAKLAR,H., ÖZBEL,Y., BALCIOĞLU,C.İ.,

YILDIZLI,N., ALKAN,M.Z. (2005a). Seroprevalance of canine visceral

leishmaniasis in Kuşadası, Turkey. Turk J. Vet Anim. Sci., 29: 23-26.

ÖZENSOY, TÖZ,S., ERTABAKLAR,H., RASTGELDİ,S., AKTOLGALI,K.,

KORUDAĞ,E., ÖZBEL,Y. (2005c). Kuzey Kıbrıs’ta köpeklerde

leishmaniasis araştırması. XIV. Ulusal Parazitoloji Kongresi. İzmir.Özet

Kitabı, p:251.

ÖZENSOY, TÖZ,S., ÖZBEL,Y., ERTABAKLAR, H., YILDIZLI,N., KORKMAZ,M.,

ALKAN,M.Z. (2005b). Comparisons of clinical findings and serological

data in the diagnosis of canine leishmaniosis. Turk J. Vet. Anim. Sci., 29:

269-273.

PAPADOPOULOU, C., KOTOULA, A., DIMITRIOU, D., PANAGIOU, A.,

BOBOJIANNİ, C., ANTONIADES, G. (2005). Human and canine

leishmaniasis in asymptomatic and symptomatic population in

Northwestern Greece. J. Infect., 50, p:53-60.

62

PARADIES, P., CAPELLI, G., CAFARCHIA, C., CAPRARIIS, D.D., SASANELLI,

M., OTRANTO, D. (2006). Incidences of canine leishmaniasis in an

endemic area of southern Italy. J. Vet. Med., 53: 295-298.

PEARSON, R.D., JERONIMO,S.M.B., SOUSA, A. Q., (2001). Principles and

Practice of Clinical Parasitology. Leishmaniasis. Edited by Gillespie, S.H.,

Pearson, R.D., 287-313.

READY, P.D. (2010). Leishmaniasis emergence in Europe. Eurosurveillance,15:

11

REITHINGER, R., QUINNELL, R. J., ALEXANDER, B., DAVIES, C. R. (2002).

Rapid detection of Leishmania infantum infection in dog: comparative

study using an immunochromatographic dipstick test, enzyme- linked

immunosobent assay, and PCR. J. Clini. Microbiol., 40: 2352-2356.

ROBERTS,L. S., JANOVY, J.,JR., (1996). Foundatıons of Parasitology. Gerald

d. Schmidt & Larry s. Roberts. Fifth Edition p:68-76.

ROSENTHAL, E., MARTY, P. (2003). Recent understanding in the treatment of

visceral leishmaniasis. J. Postgraduate Med.(JPGM)., 49: 61-68.

ROSSI, E., BONGIORNO, G., CIOLLI, E., DI MUCCIO, T., SCALONE, A.,

GRAMICCIA, M., GRADONI, L., MAROLI, M. (2008). Seasonal

phenology, host- blood feding preferences and natural Leishmania

infection of Phlebotomus perniciosus (Diptera, Psychodidae) in a high-

endemic focus of canine leishmaniasis in Rome province, Italy. Acta

Tropica, 105: 158-165.

SCHALLIG, H. D. F. H., CARDOSO, L., HOMMERS, M., KROON, N., BELLING,

G., RODRIGUES, M., SEMIĂ-SANTOS, S. J. AND VETTER,H. (2004).

Development of a dipstick assay for detection of Leishmania –specific

canine antibodies. J.Clin. Microbiol., 42 :193-197.

SCOTT, P. (2010). Cell and Molecular Biology. Immunology.Description of

Research Expertise.

http://www.med.upenn.edu/apps/faculty/index.php/g20000320/p4382139.

Erişim Tarihi: 08.06.2010

SHARMA, N. L., SOOD, A., ARORA, S.K., KANGA, A., MAHAJAN V.K., NEGI,

A.K., SHARMA A.K. (2009). Characteristics of Leishmania spp. isolated

63

from a mixed focus of cutaneous and visceral Leishmaniasis in Himachal

Pradesh (India) . The Internet Journal of Third World Medicine., 7 :2-4.

SÖNMEZ TAMER,G., POLAT,E., ÖZENSOY TÖZ, S., ALTAŞ,K.(2008) Kozaeli

okak köpeklerinde visseral leishmaniasis seroprevalansı. Türkiye

Parazitol. Derg., 32: 183-186.

STANFORD EDU. (2006). Classification and Morphology.

http://www.stanford.edu/class/humbio103/ParaSites2003/Leishmania/Clas

s520and%... Erişim Tarihi: 29.03.2006.

STRAUSS-AYALI,D., BANETH,G. (2001). Canine visceral leishmaniosis. L.

Carmichael, (Ed),Recent Advences in Canine Infectious Diseases. Ithaca:

International Veterinary Information Service. http://www.ivis.org/,

Document No.A0107.0300.

TABAR, M-D., FRANCINO, O., ALTET, L., SÁNCHEZ, A., FERRER, L.,

ROURA, X. (2009). PCR survey of vectorborne pathogens in dogs living in

and around Barcelona an area endemic for leishmaniosis. Vet. Rec.,164:

112-116.

TAYLAN ÖZKAN,A., BABÜR, C., KILIÇ, S., ÖRGEV, C., ÖZENSOY TÖZ, S. (

2003) Sakarya sokak köpeklerinde visseral leishmaniasis’in indirekt

fluoresan antikor (IFAT) yöntemi ile araştırılması. Türkiye Parazitol. Derg.,

27: 97- 101.

TAYLOR, M.A., COOP, R.L., WALL, R.L. (2007). Leishmania donovani

infantum. Parasites of dogs and cats.. Veterinary Parasitology.Third

Edition. p:407-409.

TENTER, T., SCHNIEDER (2006). Erreger von Parasitosen: Taxonomie,

Systematik und allgemeine Merkmale. In: Veterinarmedizinsche

Parasitologie. Begründet von Josef Boch und Rudolf Supperer. Ed: T

Schnieder. 6., vollst�ndig überarbeitete und erweiterte Aulage, Parey,

Stuttgart. p: 26-72.

TESKE, E., VAN KNAPEN, F., BEIJER E. G. M., SLAPPENDEL, R. J. (2002).

Risk of infection with Leishmania spp. in the canine population in the

Netherland. Acta Vet. Scan.,43, p:195- 201.

TOK, H., SEVİL,N., ÖZENSOY TÖZ, S., ERTABAKLAR, H., BALCIOĞLU İ. C.,

DEMİR, S., ÖZBEL, Y., COŞKUN,M.( 2009) Çanakkale ili Ayvacık

64

bölgesinde zoonotik visseral leishmaniasisin serolojik ve entomolojik

olarak araştırılması. Türkiye Parazitol. Derg., 33: 109-113.

UNAT, E. K. (1981). Leyişmanyazların Tarihçesi. Leishmaniasis. (Ed): Ş.

Yaşarol Türkiye Parazitol. Dern. Yayın no:2, 1-10.

VATANSEVER, Z., İÇA, A. (2005). Köpek ve kedilerin parazit hastalıklarında

tedavi. Burgu, A., Karaer, Z. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın No:19 ,113-

117.

VERCAMMEN, F., BERKVENS, D., LE RAY, D., JACQUET, D., VERVOORT,

T. (1997). Development of a slide ELISA for canine leishmaniasis and

comparison with four serological tests. Vet Rec., 141: 328–330.

VOLF,P., OZBEL,Y., AKKAFA,F., SVOBODOVA,M., VOTYPKA,J., CHANG,K.P

(2000). Sand Flies (diptera: Phlebotominae) in Sanliurfa, Turkey:

relationship of phlebotomus sergenti with the epidemic of anthroponotic

cutaneous leishmaniasis. J. Med. Entomol.,39: 12-15.

WARD, D. E. (2003). Study of leishmania parasite may lead to vaccine, new

treatment. http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a4.htm

ErişimTarihi:01.03.06.

YAŞAROL, Ş.(1981). Leishmaniasis. T. Parazitol. Dern. Yayın. Yayın No:2

65

ÖZGEÇMİŞ I- Bireysel Bilgiler

Adı : Asiye Soyadı : KOÇAK Doğum yeri ve tarihi :Kızılcahamam,23/04/1979 Uyruğu : T.C. Medeni durumu : Bekar İletişim adresi ve telefonu :Hasankadı Tarım Merkezi Hasankadı Beldesi BARTIN GSM: 0 532 2209280

II- Eğitimi

Kayseri Erciyes Üniversitesi Veteriner Fakültesi (2002) Ankara KeçiörenFatih Sultan Mehmet Lisesi (1996) Ankara Keçiören Hüseyin Güllüoğlu Ortaokulu (1993) Ankara Altındağ Taşça İlkokulu (1990) Yabanci dil: İngilizce (ÜDS: 50)

III- Ünvanları

Veteriner Hekim (2002) IV- Mesleki Deneyimi

Onur Veteriner Kliniği (2005) Meliha Yılmaz Doğal Hayatı Koruma Vakfı (2003-2004) Ankara Büyükşehir Belediyesi Kurtuluş Evcil Hayvan Sağlık Merkezi (2004-2005) Ankara Büyükşehir Belediyesi Sokak Hayvanları Kısırlaştırma Projesi (2005-2006) Fourvet Hayvan Hastanesi (2006-2008) Tarım ve Köyişleri Bakanlığı Hasankadı Tarım Merkezi (2010)

V- Üye Olduğu Bilimsel Kuruluşlar

Türkiye Parazitoloji Derneği

66

VI- Bilimsel İlgi Alanları

Yayınlar

Dergilerde yayınlanan makaleler: 1-Karaer, Z., Pınar, Z., Kar, S., Güven, E., Çakmak, A., Nalbantoğlu, S., Koçak, A., Alçığır, G., Emre, Z. (2009). Kanatlı coccidiosisine karşı oocystlerin irradiye edilmesi esasına dayalı aşı üretimi I-Tavuk coccidiosisinde altlıklardaki dışkılarda bulunan oocystlerin kantitatif olarak belirlenmesi ve sporlandırılması ile ilgili çalışmalar. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 15 (5): 795-800. 2-Kar Z., Karaer Z., Güven E., Nalbantoğlu S., Çakmak A., Ekdal K., Koçak, A. (2010). Kanatlı Coccidiosisine Karşı Oocystlerin İrradiye Edilmesi Esasına Dayalı Aşı Üretimi III- Eimeria spp. ve Eimeria maxima ile Enfekte Edilen Civcivlerde Oocystlerin Atılım Karakteristiği. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16 (1): 91-96. 3-Güven, E., Nalbantoğlu, S., Orkun, Ö., Akçay, A., Koçak, A. (2010). Kırşehir İli Mucur Yöresinde Sığırlarda Görülen Eimeria Türlerinin Yaygınlığı. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16 (3): 483-486.

Sözlü Bildiriler: 1-Karaer, Z., Güven, E., Kar, S., Nalbantoğlu, S., Koçak, A., Çakmak, A., Akçay, A. (2009). Ankara’da Kırım-Kongo Kanamalı Ateşi hastalığı ile ilgili olarak, 01.03.2008-.01.03.2009 tarihleri arasında insanlardan kan emen kenelerin farklı yönlerden yapılan değerlendirmeleri. 16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, Adana. 2-Koçak, A., Nalbantoğlu, S., Güven, E., Ekdal, K., Orkun, Ö., Karaer, Z., Çakmak, A. (2009). Ankara’da evcil hayvan parkı ve hayvanat bahçesindeki çeşitli hayvanlarda coccidia türlerinin araştırılması. 16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, Adana.

VII- Bilimsel Etkinlikleri

Katıldığı Sempozyumlar ve Kongreler 1-16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, 1 -7 Kasım 2009, ADANA 2-II. Türkiye Zoonotik Hastalıklar (Kene Kaynaklı Enfeksiyonlar) Sempozyumu 27-28 Kasım 2008, Ankara 3- 15. Ulusal Parazitoloji Kongresi, 18-23 Kasım, 2007, KAYSERI

VIII- Diğer Bilgiler

Ankara Bölgesi Veteriner Hekimler Odası