UNIVERSITE D’ANTANANARIVO Option ...biblio.univ-antananarivo.mg/pdfs/zafilahyLeneryL_SN_M2...UNIVERSITE D’ANTANANARIVO FACULTE DES SCIENCES DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE FONDAMENTALE

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

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DEPARTEMENT DE BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE

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MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME D’ETUDES

APPROFONDIES EN SCIENCES DE LA VIE

Option : BIOTECHNOLOGIE - MICROBIOLOGIE

Présenté par :

ZAFILAHY Lenery Louis

Maître es-sciences

Soutenu publiquement le 24 juin 2013 devant les membres de jury :

Président

Rapporteurs

Examinateurs

: Professeur ANDRIANARISOA Blandine

: Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe

: Docteur RAMAMONJISOA Daniel

: Docteur RAZAFIARIMANGA Zara

Docteur RAZAFINDRAZAKA Vonimanitra

Symbiose fongique et microorganismes du sol termitière pour l’amélioration du rendement de la culture de tomate

(Solanum lycopersicum L.)

Symbiose fongique et microorganismes du sol termitière pour l’amélioration du rendement de la culture de tomate

(Solanum lycopersicum L.)

« […] il est possible de planifier le développement mais pas la recherche, […]. Rien ne serait plus stérilisant pour la recherche que de tenter de modeler l’avenir en fonction de la connaissance présente. L’important dans la recherche, c’est l’imprévisible ».

F.Gros ; F. Jacob et P. Royer (1979) Sciences de la vie et société Rapport présenté à M. le Président de la Republique

Je dédie ce travail à la mémoire de mes parents....

RemerciementsRemerciementsRemerciementsRemerciements Tout d’abord, je tiens à remercier ZAGNAHARY Tompon’ny maro, par sa beauté et sa

grâce, m’a permis de rencontrer des gens merveilleux qui m‘ont aidé à la réalisation de ce présent

mémoire.

Mes vifs remerciements, à Madame le Professeur RAKOTO Danielle A. Doll et à

Madame le Docteur RANDRIANIERENANA Ando Chef du Département se succédant au

Département de Biochimie Fondamentale et Appliquée et à Monsieur JEANNODA Victor,

Professeur titulaire, Responsable de la formation doctorale « Sciences de la vie », de nous avoir

donné la permission de soutenir ce mémoire.

Je voudrais adresser toute ma gratitude au Professeur ANDRINARISOA Blandine,

malgré ses nombreuses responsabilités, de me faire l’honneur d’être le Président de jury de ce

mémoire.

Mes sincères remerciements au Docteur RAZAFIARIMANGA Zara et Docteur

RAZAFINDRAZAKA Vonimanitra qui ont aimablement répondu à notre sollicitation de

siéger en tant que membres de ce jury.

Mes vifs remerciements au Docteur RAMAMONJISOA Daniel, Maître de Conférences

à l’université d’Antananarivo, rapporteur de ce mémoire, pour ses judicieux conseils et sa patience

durant le stage de formation et la réalisation de ce mémoire.

Un grand merci et respect au Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe,

Chercheur au Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement (CNRE), Co-rapporteur de ce

mémoire, de m’avoir proposé ce sujet ainsi que sa disponibilité, sa rigueur scientifique et ses

précieux conseils m’ont permis de travailler dans les meilleures conditions.

J’exprime ma plus profonde gratitude à Madame le Professeur REJO Félicitée et

Monsieur le Professeur RAVELONANDRO Pierre, Directeurs se succédant au Centre

National de Recherches sur l’Environnement (CNRE) de m’avoir accueillie au sein de cette

institution.

Ma plus profonde gratitude et mon plus grand respect au Professeur

RAMANANKIERANA Heriniaina, au Docteur RASOLOMAMPIANINA Rado, au

Docteur RANDRIAMBANONA Herizo, et au Docteur BAOHANTA Rondro

Harinisainana, Chercheurs au Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement (CNRE), ainsi

que toute l’équipe de l’unité 1 et unité 2 du LME pour avoir amicalement partagé leurs savoir

faire et expériences avec nous. Merci pour ce travail d’équipe exceptionnel.

Je remercie vivement mes amis avec qui j’ai partagé des moments inoubliables : Aina,

Berthin, Harmisa, Keila, Lionel, Sitraka et les Stagiaires doctorants du LME : Dina, Doret,

Jeff, Narindra et Tsoushima.

Je remercie Monsieur le Professeur MAHARAVO Jean, Directeur de recherche au

Ministère de recherche scientifique et enseignement supérieur, de m’avoir aidé et soutenue

moralement durant ce mémoire.

Je tiens à remercier Monsieur MAHOSINDRAHAJA Heriniaina (dit Babala), et

Monsieur RAZEFANIA Leonard pour m’avoir aidé toute au long de mon étude ici à

Antananarivo.

Je remercie tout particulièrement Madame RAZANABOLOLO FORTUNA Adolphe

et sa fille Mademoiselle TAHINDRAZA LIZA Mireille Larsia, qui m’a accordé leur soutien

moral et financière durant ce mémoire.

Je présente par avance mes excuses aux personnes que j’aurais oublié de remercier.

Mes reconnaissances s’adressent enfin spécialement à ma grande Sœur, Madame

FESTINE, pour son soutien moral et financier durant toute au long de mon étude.

Lenery Louis

Table des matières

TABLE DES MATIERES

GLOSSAIRE .............................................................................................................................. i

LISTE DES ABREVIATIONS .............................................................................................. iii

LISTE DES FIGURES ............................................................................................................ iv

LISTE DES TABLEAUX ........................................................................................................ v

ANNEXES ................................................................................................................................ vi

INTRODUCTION .................................................................................................................... 1

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................................................................... 4

I-1- Disponibilité du phosphate dans le sol ...................................................................................... 4

I-2- Bactéries solubilisant le Phosphate ........................................................................................... 5

I-2-1- Solubilisation des phosphates minérals ................................................................... 5

I-2-2- Solubilisation des phosphates organiques ................................................................ 6

I-2-3- Bactéries solubilisant le phosphate comme promoteurs de croissance des plantes . 7

I-2-4- Isolement des microorganismes solubilisant le phosphate ...................................... 8

I-3- Termite et sol termitière ............................................................................................................ 9

I-3-1- Les termites .............................................................................................................. 9

I-3-2- Sol termitière .......................................................................................................... 10

I-4- Interactions dans la rhizosphere ............................................................................................. 10

I-4-1- Interactions antagonistes entre la flore microbienne ............................................. 10

A. Antibiose ................................................................................................................ 11

B. Compétition ............................................................................................................ 11

I-4-2- Interaction entre Mycorhizes à Vésicules et à Arbuscules (MVA) et autres flores du sol ................................................................................................................................ 11

I-4-3- Interactions entre la plante et la flore rhizospherique ............................................ 12

A. Champignons mycorihiziens .................................................................................. 12

B. Mycorhize promoteur de la croissance de la plante hôte ....................................... 13

C. La colonisation des racines .................................................................................... 14

MATERIELS ET METHODES ........................................................................................... 15

II-1- Matériels .................................................................................................................................. 15

II-1-1- Matériel végétal .................................................................................................... 15

II-1-2- Les souches fongiques (mycorhizes à vésicules et arbuscules) ............................ 16

II-1-3- Les souches bactériennes ...................................................................................... 17

Table des matières

II-1-4- Sols et terrain d’expérimentation .......................................................................... 17

II-2-Méthodes................................................................................................................................... 17

II-2-1- Germination de la tomate ..................................................................................... 17

II-2-2- Entretien des souches de champignons endomycorhiziens .................................. 18

II-2-3- Isolement et caractérisation des bactéries solubilisant le phosphate du sol termitière .......................................................................................................................... 19

A. Isolement ................................................................................................................ 19

B. Caractérisation des bactéries .................................................................................. 20

a) Etude morphologique ............................................................................................. 20

i. Examen macroscopique .................................................................................... 20

ii. Examen microscopique : examen à l’état frais et coloration GRAM ............... 20

b) Etudes biologique et biochimique .......................................................................... 21

i- Mobilité des bactéries ....................................................................................... 21

ii- Type respiratoire des bactéries ......................................................................... 21

iii- Mise en évidence des enzymes respiratoires .................................................... 22

iii-1. Oxydases .................................................................................................. 22

iii-2. Catalases................................................................................................... 22

iv La fermentation du glucose par les bactéries .................................................... 22

v L’utilisation du lactose par les bactéries ........................................................... 23

vi Production d’enzyme thiosulfate réductase ...................................................... 23

vii Production d’enzyme citrate perméase ............................................................. 23

viiiProduction d’enzymes lysine-décarboxylase et lysine-désaminase ................. 24

ix Fermentation du MANNITOL par les bactéries ............................................... 24

x Production des enzymes lipolytiques................................................................ 24

II-2-4- Préparation des inocula et inoculation .................................................................. 25

A. Inoculum fongique ................................................................................................. 25

B. Inoculum bactérien ................................................................................................. 25

II-2-5- Déroulement de l’expérimentation ....................................................................... 26

A. Dispositif expérimental .......................................................................................... 26

B. Paramètres étudiés ................................................................................................. 28

a) Evaluation de la croissance des plantes ................................................................. 28

b) Evaluation du rendement de la culture ................................................................... 28

c) Effet des inocula sur les biomasses de la microflore totale cultivable et les bactéries solubilisant le phosphate ............................................................................. 28

Table des matières

d) Colonisation des racines par les champignons mycorhiziens (évaluation du taux de mycorhization) ........................................................................................................... 29

II-2-6- Analyses statistiques des données ........................................................................ 30

RESULTATS .......................................................................................................................... 31

III-1- Isolement et caractérisation des microorganismes solubilisant le phosphate .................. 31

III-2- Effets de l’inoculation avec les microorganisme solubilisant le phosphate , Glomus intraradices et Glomus mosseae sur la croissance et le rendement de la tomate ....................... 33

III-2-1- Croissance des plantes ......................................................................................... 33

III-2-2- Rendement des plantes ........................................................................................ 34

A. Taux de floraison ................................................................................................... 34

B. Effet des inocula sur les poids des fruits ................................................................ 36

C. Effet des inocula sur le diamètre des fruits ............................................................ 37

III-2-3- Qualité biologique du sol .................................................................................... 38

A. Colonisation des racines de tomate par les mycorhizes ......................................... 38

B. Impact des inocula sur la biomasse de la flore totale cultivable du sol ................. 39

C. Impact des inocula sur la biomasse des bactéries solubilisant le phosphate .......... 40

III-3- Analyse descriptive de l’impact des inoculations sur le développement de tomate et sur la qualité du sol ................................................................................................................................ 41

DISCUSSION ......................................................................................................................... 44

CONCLUSION ET PERSPECTIVES ................................................................................. 47

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ............................................................................. 49

ANNEXES ............................................................................................................................... 67

Glossaire

i

GLOSSAIRE

Abiotique : se dit d’un milieu qui ne permet pas la vie, ou d’un facteur qui ne concerne

pas directement la vie.

Arbuscule : siège des échanges avec la plante.

Biomasse : c’est la masse totale des organismes vivants mesurée dans une population.

Biotique : ce qui est relatif à la vie.

Fongique : ce qui est en rapport avec les champignons

Hôte : individu qui héberge un parasite ou un symbiote dont il a investi les tissus.

Dans le cas de symbioses fongiques ou bactériennes, il y a association avec

l’hôte

Humification : processus au cours duquel la matière organique se transforme en humus.

Hydromorphes : aspect que prennent certains horizons de sols sous l'action de l’eau.

Hyphe : organe principal des champignons se présentant comme de fins filaments,

capables d'explorer un très grand volume de sol.

Inoculation : apport contrôlé d’un germe, bienfaisant dans une culture végétale.

Inoculum : mycélium fongique destiné à l’inoculation.

Inositol : alcool à groupe polaire cyclique.

Exsudat : résultat d’une sorte de suintement à partir de végétaux.

Mycélium : appareil végétatif des champignons, formé de filaments (hyphes)

souterrains et ramifiés.

Mycorhization : production de mycorhize.

Mycorhize : symbiose entre plante et champignon

Propagule : fragment de l’appareil végétatif d’une plante apte à redonner une nouvelle

plante identique à la plante souche

Rhizosphère : sol à proximité immédiate des racines

Rhizosphérique : relatif à la zone du sol proche des racines des plantes.

Spore : cellule isolée, ou amas pluricellulaire pouvant contribuer, en germant, à la

Glossaire

ii

propagation d’une espèce par la voie végétative

Symbiose : association biologique de deux organismes

Liste des abréviations

iii

LISTE DES ABREVIATIONS ACP : Analyse en Composantes Principales

ANOVA : ANalyse Of Variance

BAM : Bactérie auxiliaire de mycorhization

CNRE : Centre National de Recherche sur l’Environnement

Df : Diamètre des fruits

E.D : Eau Distillée

FG : Flore totale cultivable

FOFIFA : FOibem-pirenena ho an'ny FIkarohana ampiharina ho Fampandrosoana ny eny Ambanivohitra

Gi : Glomus intraradices

Gm : Glomus mosseae

H 30j : Hauteur de la plante 30 jour après inoculation

H 90j : Hauteur de la plante 90 jour après inoculation

LME : Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement

LDA : Lysine- desaminase

LDC : Lysine- decarboxylase MSP : Microorganisme Solubilisant le phosphate

MANOVA : Multivariate ANalysis Of VAriance

MVA : Mycorhize Vésiculaire et à Arbuscule

NBRIP : National Botanical Research Institute’s phosphate

NF : Nombre de Fleurs

P : Phosphore

Pf : Poids des fruits

PGPR : Plant Growth Promoting Rhizobacteria

pH : potentiel Hydrogène

ppm : partie par million

PVK : Pivovskaya (milieu)

qsp : quantité suffisante pour

RFCP : Rhizobacteria Favorisant la Croissance des Bactérie des Plantes

S : Souche bactérienne solubilisant le phosphate

SP : biomasse des bactéries Solubilisant le Phosphate

TM : Taux de Mycorhization

TSA : Tryptic Soy Agar

UFC : Unité Formant Colonies

Liste des figures

iv

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Représentation schématique du cycle du phosphore dans le sol .............................. 5

Figure 2 : Illustration schématique des deux principaux types de mycorhizes ....................... 13

Figure 3 : Fruits de Solanum lycopersicum ............................................................................. 16

Figure 4 : Schéma de préparation de la suspension dilution à partir de l’échantillon du sol .. 21

Figure 5 : Schéma du dispositif en blocs randomisés de notre essai au champ ...................... 28

Figure 6 : Histogramme présentant la hauteur des plants de tomates pour chaque traitement 35

Figure 7 : Photo du champ de culture au moment de la floraison ........................................... 36

Figure 8 : Histogramme de nombre de fleurs apparues pendant 50 jours après la première

apparition .................................................................................................................................. 36

Figure 9 : Cinétique d’apparition des fleurs de plants de tomate à partir de 2 mois ............... 37

Figure 10: Histogramme des poids des fruits collectés ........................................................... 38

Figure 11 : Histogramme des diamètres des fruits collectés ................................................... 39

Figure 12 : Taux de colonisation des racines des plants de tomates par le mycorhize. .......... 40

Figure 13 : Nombre des colonies de la microflore totale des sols de chaque traitement après la

culture. ...................................................................................................................................... 41

Figure 14 : Effet de l’inoculation seule ou combinée de quatre microorganismes sur le

nombre de bactéries totales et solubilisant le phosphate. ......................................................... 42

Figure 15 : Plan factoriel à deux axes selon l’Analyse en Composante Principale (ACP)

effectuée sur les effets des différents inocula sur le développement de la tomate. .................. 44

Liste des tableaux

v

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Caractères physico-chimiques du sol de culture .................................................. 18

Tableau 2 : Caractères biochimiques des isolats de bactéries solubilisant le phosphate S1 et S2 .............................................................................................................................................. 33

Tableau 3 : Caractères morphologiques et macroscopiques des isolats de bactéries solubilisant le phosphate S1 et S2 ............................................................................................ 34

Tableau 4 : Matrice de corrélation entre les paramètres étudiés (Pearson (n)) ....................... 43

Liste des Annexes

vi

ANNEXES Annexe I : Composition des milieux de culture

Annexe II : Réactifs de coloration des racines

Annexe III : Coloration Gram

Introduction

1

INTRODUCTION

A l'heure actuelle la crise alimentaire, l’explosion démographique et les effets négatifs

des changements climatiques sur la productivité se font déjà tres ressentis, il est indispensable

pour l’amélioration de la production de restaurer et entretenir la fertilité des sols. Dans ce

contexte, Madagascar, face aux problèmes de la pauvreté et à une augmentation sans cesse de

la population, doit améliorer la production agricole pour assurer l’autosuffisance alimentaire.

En effet selon Institut National de la Statistique de Madagascar (INSTAT), le taux annuel de

la croissance démographique Malgaches atteignait 3% en 2011 et la population malgache était

estimée à 20 696 070 habitants avec une densité de 37,4 hab/km2. Alors que les terres

cultivables, d’environ 408 430 Km2, restent constantes (Andriamaniraka, 2009).

Outre les facteurs socio-économiques, la principale contrainte sont l’acidité des sols, et

de manière inhérente, le faible niveau d’azote et de phosphore (Lal, 1990 ; Formoso et Cerri,

1999). Par ailleurs, comme tous les sols tropicaux, les sols de Madagascar, déjà à l’origine de

mauvaise qualité, subissent des dégradations par la déforestation, le surpâturage et les

pratiques agricoles inappropriées, causant alors une faible production (Arrivets, 1998). Selon

Roederer (1971), les différents types des sols tropicaux sont rencontrés à Madagascar, entre

autres les sols ferrugineux tropicaux, les sols ferralitiques et les sols hydromorphes. Comme

dans d’autres pays tropicaux, ce sont les sols ferralitiques qui occupent la totalité de la surface

cultivable. En effet, environ 65% de la superficie de Madagascar est constituée par des sols

ferralitiques (Balbino et al, 2002). Les sols ferralitiques sont des sols argileux riches en fer et

aluminium sous forme hydratée (Boyer J, 1982 ). L'analyse donne des teneurs en éléments

totaux assimilables souvent très faibles. Il en résulte alors que l’alimentation phosphorique

des plantes qui y sont cultivées est déficiente. L’appauvrissement en phosphore soluble des

sols ferralitiques est dû en partie au taux de sorption de phosphore élevé, associé à des

niveaux élevés d'aluminium (Al) et d’oxydes de fer (Fe)( Boyer J, 1982 ; Rabeharisoa, 2004) .

Selon l’étude de Rabeharisoa (2004), le sol de Madagascar contient une forte quantité de

phosphore total (300 à 1200 mg P kg-1) mais seulement moins de 10 mg P kg-1 sont

disponibles pour les plantes. Ainsi, l’apport de phosphore soluble est nécessaire pour assurer

une croissance végétale et un rendement agricole normaux (Sanchez et Buol, 1975 ; Date et

al., 1995). Pour obtenir un accroissement significatif de la production, la plupart du temps, on

recourt à des engrais chimiques. Pourtant, commercialisé par des entreprises privées, le coût

devient trop élevé, ces engrais ne sont pas accessibles à tous les cultivateurs malgaches qui

Introduction

2

pratiquent souvent l’agriculture à l’échelle familiale. De plus, par la nature chimique des sols

tropicaux, la plus grande partie du phosphore ajouté sous forme soluble est rapidement

immobilisée peu après l'application et devient indisponible pour les plantes (Dey KB, 1988 ;

Yadav et al. 1997). Le phosphore ainsi ajouté est, soit adsorbé par le calcium présent sur le

complexe d’échange, soit précipité par les formes libres de fer ou d’aluminium qui se

retrouvent en quantités importantes dans les sols (Giroux, 2002, ).

Certains pays tropicaux, comme le Togo et le Mali, ont utilisé leurs engrais naturels,

par exemple les phosphates naturels, pour limiter le coût (Amadou, 2003). Cependant, dans la

pratique, le phosphate naturel s’est montré peu efficace, malgré sa solubilité moyenne

(Cescas, 1972). Il faut utiliser le phosphate naturel deux à trois années consécutives avant

d’observer un effet satisfaisant à la production. Et aussi, il faut en appliquer de 2 à 6 fois de la

quantité des phosphate soluble pour avoir des effets comparables (Cescas, 1972).

Certains microorganismes du sol peuvent rendre le phosphore plus disponible pour les

plantes (Koepper, 1994). En effet, ces microorganismes sont capables de dissoudre les

différentes formes de phosphates insolubles (phosphates complexes comme l’apatite par

exemple) libérant alors le phosphore assimilable par la plante (Yadav et al., 1997 ; Goldstein,

1986 ; Rodriguez et al., 2004). Selon certains auteurs, la solubilisation des phosphates

complexes est liée à la baisse du pH du milieu (Hedley et al., 1990 ; Hinsinger, 2001). En

effet, plusieurs souches de microorganismes tirent leur énergie de croissance en oxydant des

éléments chimiques, oxydation qui est toujours accompagnée par la production d’acides

(Swaby et Fedel, 1993).

Différentes études réalisées sur des sols termitières ont montré que les

microorganismes de ces sols sont parmi les décomposeurs efficaces de la matière organique

disponible dans le sol (Jones, 1990). Parmi ces microorganismes, nous trouvons entre autres

les microorganismes qui sont capables de solubiliser les phosphates complexes (Maldague,

1956 ; Razakatiana 2009).

Les champignons mycorhiziens qui se trouvent naturellement dans les sols, à travers la

symbiose avec les plantes, améliorent la croissance de ces plantes par différents mécanismes

tels l’amélioration de l’absorption des nutriments (Dommergues et Mangenot, 1970 ;

Gianinazzi-Pearson, 1982 ; Plenchette, 1982), la protection contre des agents pathogènes

Bartschi et al, 1981 ; Frey et al., 1997), et l’amélioration de la structure du sol (Tisdall et al.,

1982 ; Rillig et al., 2006).

Introduction

3

Les champignons mycorhiziens cohabitent avec d’autres microorganismes et dans

certains cas, le développement de ces champignons et l’efficacité de la symbiose sont

conditionnés par la présence d’une autre souche bactérienne appelée communément Bactérie

auxiliaire de Mycorhize (Daniels et al., 1980 ; Mayo et al., 1986 ; Duponnois, 1992 ; Garbaye,

1994).

Basé sur ces faits scientifiques, il est envisageable de gérer certains microorganismes

telluriques pour remédier à la mauvaise qualité nutritive du sol sans utiliser des engrais

chimiques. De ce fait, l’hypothèse sur laquelle repose ce travail est que l’inoculation de

Solanum lycopersicum par les souches de deux groupes de microorganismes (bactérie

solubilisant le phosphate et champignons endomycorhiziens) connus surtout par leur aptitude

à solubiliser les phosphates complexes et/ou à mobiliser les phosphates assimilables

améliorerait le rendement de cette plante.

L’objectif principal est donc d’améliorer le rendement de la tomate sans utiliser des

engrais chimiques mais en valorisant les ressources biologiques du sol. Les objectifs

spécifiques sont de cibler des souches de microorganismes capables d’améliorer le

développement de la tomate et d’étudier les interactions entre deux groupes de

microorganismes du sol vis-à-vis du développement de la plante.

Du coté technique, deux étapes ont été suivies pour réaliser ce travail. La première

étape consiste à isoler et à multiplier les bactéries du sol termitière solubilisant les phosphates

complexes parallèlement à l’entretien et à la multiplication des souches de champignons

endomycorhiziens. La deuxième étape est l’expérience proprement dite en inoculant les

plantules de tomate avec les inocula de ces deux groupes de microorganismes et en évaluant

l’effet de ces inoculations sur le rendement de la plante.

Le travail est présenté en quatre parties : la première partie formulera l’état des

connaissances et le bilan des techniques relatives à l’étude, la deuxième partie examinera les

matériels et méthodes utilisés, la troisième partie exposera les résultats obtenus, et la dernière

partie portera sur la discussion des résultats ainsi que sur la conclusion et les perspectives de

l’étude.

Chapitre I

Synthèse bibliographique

4

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE I-1- Disponibilité du phosphate dans le sol

Le phosphore (P) est l’un des principaux macronutriments essentiels à la croissance

biologique et aux développements des plantes (Ehrlich, 1990). Il joue un rôle essentiel dans le

transfert d’énergie et l’amélioration de la productivité. C’est un élément indispensable et

irremplaçable pour les besoins vitaux des plantes. Un kilogramme de sol peut en contenir de

400 à 1200 mg environ (Fernández et al., 1988). La concentration de phosphore soluble est

généralement très faible, normalement au niveau de 1ppm ou moins (10M de H2PO4-2)

(Goldstein, 1994) c’est-a-dire que 0,1% seulement est disponible pour les plantes (Scheffer et

al; 1988). Son cycle dans la biosphère peut être décrit comme « ouverte »ou « sédimentaire »

puisqu’il n’y a pas d’échange avec l’atmosphère. Les microorganismes jouent un rôle central

dans le cycle du phosphore naturel (Begon et al.,1990).

Les cellules peuvent assimiler plusieurs formes de phosphate, mais la plus grande

partie est absorbée sous forme de HPO4-2 ou H2PO4

-2(Beever et al.,1980). Pour améliorer la

production des plantes, le phosphore est apporté sous forme d’engrais solubles selon le cycle

de phosphore présenté par la figure 1. Cependant, la plus grande partie du phosphore appliqué

au sol sous forme soluble est rapidement immobilisé et devient indisponible pour les plantes

(Dey ,1988). En effet, le phosphore est adsorbé par le calcium présent sur le complexe

d’échange, ou bien précipité par les formes libres de fer ou d’aluminium qui se retrouvent en

quantités importantes dans les sols 0,2 à 0,7 % soit plusieurs tonnes par hectare (Giroux,

2002). Avec les 90% de roches phosphatées destinées à l’agriculture, seulement 20% d’entre

elles servent à la production des aliments (Cordell, 2010).


5

Figure 1 : Représentation schématique du cycle du phosphore dans le sol (source : www.gnb.ca)

I-2- Bactéries solubilisant le phosphate

I-2-1-Solubilisation du phosphate minéral

Plusieurs rapports ont montré la capacité de différentes espèces bactériennes à

solubiliser les composés phosphatés inorganiques insolubles, tels que le phosphate tricalcique,

le phosphate dicalcique, et l’hydroxyapatite. (Goldstein, 1986). Bien que ces bactéries soient

généralement liées à la surface des particules du sol, c’est surtout au niveau de la rhizosphère

que leur activité est la plus élevée (Katznelson et al, 1962; Raghu et, 1966 ;Andrade et al.,

1998 ; Kluepfel, 1993 ; Marschner et al., 1997). Ainsi, au niveau de la rhizosphère, les

exsudats racinaires, tels que les acides organiques, constituent d’excellentes sources

d’éléments nutritifs pouvant supporter la croissance des microorganismes (Hinsinger, 2001;

Singh et al., 1998). Ce qui explique la densité plus forte, de ces derniers, au niveau du sol

rhizosphérique que dans le sol non rhizosphérique (Hinsinger, 2001; Singh et al., 1998).

Cependant, il faut noter que la population et la distribution des microorganismes solubilisant

le phosphate au sein de la microflore totale varient d’un sol à l’autre (Chabot, et al., 1993;

Zoysa, et al., 1998).


6

Plusieurs chercheurs ont associé la solubilisation des phosphates à une baisse du pH

du milieu (Hedley et al., 1990 ; Hinsinger, 2001). En effet, certaines souches bactériennes

chimioautotrophes tirent leur énergie de croissance de l'oxydation de certains éléments

chimiques avec production d'acides (Pelmont, 1993; Swaby et al, 1973). Les acides ainsi

produits vont faire baisser le pH du milieu et ainsi dissoudre les phosphates naturels, réalisant

en quelque sorte une fabrication biologique du superphosphate (Narsian et Patel, 2000).

Les travaux d’Illmer et Schinner (1992) ont montré que la dissolution des phosphates

naturels n’est pas absolument liée à une baisse de pH. En effet, certains microorganismes

libèrent dans leurs milieux des acides organiques capables d’extraire le phosphate dit

‘assimilable’ en séquestrant les cations métalliques intervenant dans l’adsorption du

phosphore (Milagres et al., 1999 ; Sayer et al., 1995 ; Vazquez et al., 2000) et en libérant le

phosphore lié aux argiles et aux oxydes de fer et d’aluminium (Violante et al., 1996

L'acidification artificielle du milieu de culture par ajout d'acide minéral industriel, provoque

une dissolution inférieure à celle obtenue en utilisant les microorganismes. Ce qui suggère

que les acides organiques sont plus efficaces dans la dissolution des phosphates inorganiques

que les acides minéraux et permettent, par conséquent, une meilleure nutrition phosphatée des

plantes à partir des phosphates inorganiques (Amadou, 2003).

I-2-2-Solubilisation des phosphates organiques

La solubilisation des phosphates organiques, aussi appelé minéralisation du phosphore

organique, se produit dans le sol au détriment des restes végétaux et animaux (Rodriguez et

al., 1999). Le sol contient une large gamme de substrats organiques et peuvent être une source

de phosphore pour la croissance des plantes. Les phosphates organiques, représentés par les

phosphates d’inositol, les phospholipides, les acides nucléiques et d’autres formes

difficilement identifiables, constituent une fraction très importante du phosphore des horizons

superficiels du sol (Anderson, 1967). Pour rendre cette forme de phosphore disponible pour la

nutrition des plantes, il doit être hydrolysé en phosphate minéral (Rodriguez et al., 1999). La

minéralisation du phosphate organique en composé inorganique se fait en présence des

enzymes phosphatases (appelé aussi phosphohydrolases). De niveaux importants d’activité de

phosphatase microbienne ont été détectés dans différents types de sols (Kucharski et al, 1996 ;

Kirchner et al, 1993). En fait, la principale source d’activité de la phosphatase dans le sol est


7

considérée comme d’origine microbienne (Garcia et al, 1992 ; Xu et al, 1995). En particulier,

l’activité de la phosphatase est sensiblement élevée dans la rhizosphère (Tarafdar et al, 1987).

Le pH de la plupart des sols varie d’acide à des valeurs neutres. Ainsi, les phosphatases acides

doivent jouer un rôle majeur dans ce processus (Fox et al, 1992).

I-2-3- Bactéries solubilisant le phosphate comme promoteurs de croissance des plantes

Bien que plusieurs bactéries solubilisant le phosphate se multiplient dans le sol,

habituellement leur nombre n’est pas assez élevé pour rivaliser avec d'autres bactéries

communément établies dans la rhizosphère (Kloepper et al, 1988). Ainsi, la quantité de

phosphore qu’elles libèrent ne suffit généralement pas à augmenter de façon substantielle

dans la croissance des plantes in situ. Par conséquent, pour profiter de la propriété de

solubilisation du phosphate, conduit à une amélioration du rendement des plantes, il faut

l’inoculation bactérienne à une concentration bien plus élevée que celle normalement trouvé

dans le sol (Gaur et al, 1972 ; Subba ,1982).

Il y a eu un certain nombre de rapports concernant la promotion de la croissance des

plantes par des bactéries qui ont la capacité de solubiliser le phosphate inorganique et / ou

organique du sol, après leur inoculation dans le sol (Gerretsen, 1948 ; Kucey et al, 1989). La

production, par ces souches, d’autres métabolites bénéfiques pour les végétaux, tels que des

phytohormones, des antibiotiques, ou sidérophores, entre autres, a créé la confusion sur le rôle

spécifique de la solubilisation du phosphate dans la croissance des plantes et la stimulation du

rendement (Suslov ,1982 ; Kloepper, 1989). En effet, plusieurs expériences, réalisées en

serres et aux champs, ont montré une forte croissance et une augmentation intéressante de la

production des plantes inoculées avec les microorganismes solubilisant les phosphates. Ainsi,

Kucey et Leggett (1989), en inoculant le blé avec Penicillium bilaji, ont réussi à augmenter de

façon significative le rendement et l’absorption du phosphore. Chabot (1993), suite à une

expérience aux champs avec des isolats d’Enterobacter et Pseudomonas a obtenu, après 60

jours de croissance, des augmentations significatives (de 7 à 9%) de la croissance en longueur

des plants de maïs.

Une approche alternative d'utilisation de bactéries solubilisant le phosphate est

l'utilisation de cultures mixtes ou l’inoculation combinée avec d'autres microorganismes.

Plusieurs études ont montré l'influence bénéfique de l'inoculation combinée de bactéries


8

solubilisant le phosphate et Azotobacter sur le rendement, ainsi que sur l'azote (N) et

l'accumulation de phosphore dans différentes cultures (Monib et al, 1984 ; Kundu et al,1984).

Par exemple, par rapport à des inoculations séparées, l’inoculation combinée des souches de

Pseudomonas striata et d'Azospirillum brasilense, a entraîné une amélioration significative du

rendement de céréales, avec une augmentation concomitante d'absorption d’azote et de

phosphore, (Alagawadi et al, 1992). Aussi, Agrobacterium radiobacter solubilisant le

phosphate combiné avec Azospirillum lipoferum fixateur d'azote produit un rendement en

grains d’orge améliorée par rapport à des inoculations simples en pot et sur le terrain

d’expérimentation (Belimov et al, 1985).

D’autre part, plusieurs études ont montré que les bactéries solubilisant le phosphate

interagissent avec les mycorhizes à vésiculaires et arbuscules (MVA) et permettent de mieux

exploiter des sources de phosphore peu solubles (Ray et al, 1981 ; Piccini et al, 1987). Il est

montré que les phosphates solubilisés par les bactéries sont absorbés plus efficacement par les

plantes grâce à la présence des mycorhizes qui servent de médiation entre les racines et le sol

environnant (Jeffries et al, 1994 ; Dommergues et al., 1999). Ces mycorhizes constituent un

pont permettant à une translocation des nutriments du sol vers les plantes (Jeffries et al, 1994 ;

Dommergues et al., 1999). En fait, Toro et al. (1997), en utilisant le phosphore marqué, ont

montré que la bactérie solubilisant le phosphate associé à MVA améliore l'accumulation

minérale d’azote et de phosphore dans les tissus végétaux.

Des preuves considérables soutiennent le rôle spécifique des bactéries solubilisant le

phosphate dans le renforcement de la croissance des plantes. Mais, tous tests de laboratoires

ou essais de champ n’ont pas les mêmes résultats (Rodriguez, 1999). Par exemple,

l’inoculation de Bacillus megaterium var phosphoricum, a été appliquée avec succès dans

l'ancienne Union soviétique, en Inde, mais elle n'a pas montré la même efficacité dans le sol

des États-Unis (Smith, 1962). Sans aucun doute, l'efficacité de l'inoculation varie avec le type

de sol, le cultivar spécifique, et d'autres paramètres. La teneur en phosphore du sol est

probablement l'un des facteurs cruciaux dans la détermination de l'efficacité du produit.

I-2-4- Isolement des microorganismes solubilisant le phosphore

Les microorganismes de la rhizosphère sont régulièrement isolés par épuisement sur

gélose, avec comme milieu de base le milieu PVK (Pivovskaya, 1948). Dans le but d’isoler


9

des microorganismes dissolvant les phosphates inorganiques, plusieurs sources de phosphore

ont été utilisées. Ainsi, le test d’efficacité relative des isolats permet de sélectionner les

microorganismes les plus efficaces. Ce test consiste à sélectionner des microorganismes

capables de produire des zones claires autour des colonies. Ces zones claires sont dues à la

production d’acides organiques dans le milieu entourant les colonies en question (Asea et al.,

1988 ; Halvorson et al., 1990).

I-3- Termite et sol termitière

I-3-1- Les termites

Les termites, parfois appelé fourmis blanches, sont des insectes sociaux, qui vivent au

sein des colonies hiérarchisées et organisées en castes. Ils appartiennent à l'ordre des Isoptères

qui compte environ 281 genres et 2 600 espèces (Boyer, 1982, Kambhampati et al., 2000 ). Ils

se rencontrent surtout dans les pays chauds, où certaines espèces construisent de grands nids

en terre mâchée, les termitières, caractéristiques des plateaux tropicaux

(http://fr.wikipedia.org/wiki/Isoptera). Ce sont des insectes consommateurs de bois et ils

recyclent une bonne partie de la biomasse végétale surtout dans les régions intertropicales. La

plupart des termites vivent au sein d’une structure particulière : la termitière (Labat, 1989).

On distingue deux types de termites : les termites supérieurs et les termites inférieurs

(Labat, 1989 ; Cachan, 1950). Les termites supérieurs sont pourvus de champignons

eumycètes, de flagellés et de bactéries dans leur intestin, qui leur permettent de digèrer leurs

aliments. Ils ont donc un régime large (Cachan, 1950). Les termites inférieurs consomment

seulement du bois (Cachan, 1950). Pour ceux-ci, il est classiquement admis qu'ils possèdent

des symbiotes flagellés, eux-mêmes associés à des procaryotes (Yamin et al., 1979, Breznak,

1975, Eutick et al.,1978). Les flagellés sont essentiels pour la digestion de la cellulose qu'ils

transforment en acétate consommé par le termite (Labat, 1980).

Les termites supérieurs peuvent être différenciés en trois groupes selon leur régime

alimentaire : les termites xylophages, humivores et champignonnistes (Boyer, 1982). Les

termites xylophages consomment du bois sec, plus ou moins dégradé par les champignons ou

les microorganismes du sol (Cachan, 1950 ; Labat, 1989). Les termites humivores

consomment des particules organiques trouvées en décomposition dans l'humus (Boyer, 1982,

Kambhampati et al., 2000). Les termites champignonnistes récoltent les feuilles brunes de la


10

litière afin d'alimenter des meules à champignons élaborées à l'intérieur de leurs nids.

I-3-2- Sol termitière

Les sols termitières sont reconnus parmi de bons décomposeurs de la matière

organique disponible dans le sol (Jones, 1990; Lavelle et al. 1994 ; Holt et al. 2000). Cette

propriété vient du fait que le sol termitière est particulièrement riche en microorganismes

présentant des activités telles que l’activité lipolytique et l’activité solubilisatrice de

phosphate (Maldague, 1956, Brauman et al. 1987 ; Razakatiana, 2009). En 2006, Lepage et

Duponnois ont avancé que la poudre de sol termitière s’avère très riche en microorganismes

décomposeurs d’éléments nutritifs tout en contenant une importante population

d’actinomycètes (Brauman et al. 1987 ) et de microorganismes connus pour la production de

molécules susceptibles de freiner la propagation de certains agents phytopathogènes.

Dans d’autres régions, le sol termitière est utilisé dans les itinéraires culturaux d’une

manière directe comme fertilisant (Watson, 1977 ; Kombele et al, 1992 ; Kombele, 2002,

López et al., 2006). Testée dans cinq villages du Burkina Faso, l’inoculation de poudre de

termitières dans des cultures de tomates a donné des résultats prometteurs (Amadou, 2003).

Par rapport à un plant témoin enrichi en terreau, le nombre de fruits relevé sur les plants

traités à la poudre de termitière est 150 à 300 % plus important. Wild (1952), en Zambie, a

montré que les sols termitières sont particulièrement fertiles et cette fertilité est surtout due à

des teneurs élevés en N, Ca, Mg, K, P2O5. En Thaïlande, Kalshoven(1941) a indiqué

également que la fertilité accrue des sols termitières résulte d’une teneur en éléments

minéraux plus élevée ainsi qu’à de meilleures conditions d’hydratation.

I-4- Interactions dans la rhizosphère

I-4-1- Interactions antagonistes entre la flore microbienne

Différentes interactions antagonistes s'installent entre les communautés de la flore

rhizosphérique qu'on peut résumer à l'antibiose, parasitisme et la compétition.


11

A. Antibiose

C'est une forme d'antagonisme qui a lieu quand une espèce bactérienne sécrète des

substances toxiques pour les espèces situées à sa proximité. Ainsi les substances antifongiques

peuvent induire un effet fongistatique, fongicide ou mycolytique. Les Pseudomonas

fluorescent produisent de nombreuses substances anti-fongiques telle que la pyoverdine,

pyoluteorine, phenazine, pyrrolnitrine, 2,4-diacetylchloro-glucinol… Ces substances peuvent

aussi être des substances volatiles. Howell et al. (1988) ont remarqué l'inhibition de Pythium

par Enterobacter cloacea, et ont suspecté l'implication de substances volatiles. Ce dernier a

été identifié comme l’ammoniac. Ces substances peuvent être des enzymes hydrolytiques.

Kobayashi et al. (1974) ont démontré la lyse de la paroi cellulaire in vitro par des chitinases

ou des ß-l,3 -glucanases bactériennes.

B. Compétition

II y a compétition, quand deux populations ou plusieurs sont limitées, en terme de

vitesse de croissance ou de taille de population, par une dépendance commune envers un

facteur externe nécessaire pour la croissance. L'antagonisme entre Fusarium ruseum var.

avenmeum et Rhizobium meliloti serait tributaire de la concentration de glucose (Johnston

1967).

I-4-2- Interaction entre Mycorhizes à Vésicules et à Arbuscules (MVA) et autres flores du sol

Plusieurs publications ont rapporté des interactions entre les microorganismes

solubilisant le phosphore et les mycorhizes (Singh et al., 1999 ; Vonderwell et al., 2000) . Les

microorganismes rhizosphériques, appelés rhizobactéries favorisant la croissance des plantes

(RFCP), sont capables de produire des substances phytohormonales, tels que les sidérophores

et l’acide indole acétique (Nair et al., 1991; Siquiera et al., 1991) ayant des actions

antagoniques contre les délétères et les champignons phytopathogènes et stimulant la

résistance des mycorhizes aux maladies (Ehteshmul et al., 1993; Yao et al., 2002). Cette

propriété est d’un intérêt particulier dans la rhizosphère (Beauchamp, 1992). En plus, des

substances phytohormonales, certains microorganismes rhizosphériques produisent des


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vitamines comme la thiamine, l’acide nicotinique, l’acide pantothénique et autres, qui

stimulent la croissance des plantes et des mycorhizes (Dommergues et al.,1999) .

En dépit de quelques interactions négatives, observées en cas de déficience nutritive,

les microorganismes dissolvant le phosphate et les champignons mycorhiziens co-existent

dans la rhizosphère des plantes (Whipps, 2001). En développant à ce niveau des interactions

ayant une signification particulière dans la productivité des cultures. Les mycorhizes en

s’établissant, induisent la sécrétion d’exsudats racinaires qui peuvent affecter la croissance et

l’activité des microorganismes du sol (Altmore et al., 1999 ; Singh et al., 1999). Ainsi,

utilisant trois variétés de champignons mycorhiziens (Glomus etunicatum, Glomus mosseae et

Glomus gigaspora), Schreiner et al. (1997) ont observé des différences entre les groupes de

bactéries Gram+ et Gram- en fonction du champignon qui colonise les racines du soja. La

plus forte production de hyphes externes a été observé avec Glomus mosseae, tandis

qu’aucune différence significative n’a été observée avec les deux autres. Glomus etunicum a

provoqué une stimulation des bactéries Gram+ et a, aussi, mieux amélioré la présence des

Gram - que Glomus mosseae. En plus, à cause de leurs connections avec les plantes, les

mycorhizes peuvent servir de médiateurs dans les relations entre une plante et les

microorganismes de la surface racinaire de la plante voisine (Jeffries et al., 1994 ;

Dommergues et al., 1999).

I-4-3- Interactions entre la plante et la flore rhizosphérique

A. Champignons mycorhiziens

Il y a deux types principaux de mycorhizes (figure 2): les endomycorhizes et les

ectomycorhizes (Smith et al., 1997).

Dans les endomycorhizes, les filaments mycéliens souterrains du champignon

(hyphes) ne forment pas de manchon autour de la racine mais franchissent les parois des

cellules racinaires, d’où leur nom d’ «endomycorhizes».

Dans les ectomycorhizes, les filaments mycéliens souterrains du champignon (hyphes)

entourent la racine pour former un manteau fongique. Ils pénètrent entre les cellules de la

racine en formant un réseau d’où les filaments partent explorer le sol.


13

Figure 2 : Illustration schématique des deux principaux types de mycorhizes

(Source : http://fr.wikipedia.org/wiki/Mycorhizique)

Les champignons mycorhiziens constituent une composante importante des

microorganismes du sol (Kim et al., 1997 ; Zhu et al. 2001 ; Schreiner et al. 1997). Ils peuvent

infecter les racines de certaines plantes et former des nodules ou mycorhizes (Mohammad et

al., 1998 ; Ruotsalainen et al., 2002). Ces mycorhizes favorisent l’absorption des éléments

nutritifs tels que le phosphore. Cette stimulation de l’absorption du phosphore des plantes

hôtes se fait par plusieurs mécanismes dont : l’exploration physique du sol qui diminue la

distance de diffusion des ions phosphates et augmente la surface d’absorption de ces ions, la

solubilisation du phosphate minéral par les ectomycorhizes et les endomycorhizes, le stockage

du phosphore absorbé, le transfert du phosphore aux racines et, l’utilisation du phosphore par

la plante (Bolan, 1991 ; Gulden et al., 2000 ; Vessey et al., 2001).

B. Mycorhize promoteur de la croissance de la plante hôte

En plus de la nutrition minérale, les mycorhizes stimulent la croissance et la

productivité des plantes hôtes (Chen et al., 2002 ; Hodge, 2000 ; Villegas et al., 2001 ; Omar,

1998 ; Vassilera et al., 1998). Ainsi, en étudiant l’effet de cinq champignons mycorhiziens sur

la croissance de 10 cultivars de blé sous l’influence de trois régimes de nutrition phosphatée,

Hetrick et al. (1996), ont montré l’existence d’une forte corrélation positive entre la biomasse

et le pourcentage de colonisation des racines chez les cultivars qui répondent bien à la

mycorhization et une corrélation négative entre la biomasse et le pourcentage de colonisation


14

chez les cultivars qui répondent négativement ou pas du tout à la mycorhization. Ils ont aussi

indiqué que l’ajout du phosphore n’a pas influencé cette relation. Vosatka et Gryndler (1999),

en inoculant la patate avec les champignons mycorhiziens à vésicules et arbuscules (MVA)

ont provoqué une forte stimulation de sa vitesse de croissance par l’apport de phosphore.

C. La colonisation des racines

Les mycorhizes colonisent les racines de plusieurs plantes. Pourtant, le développement

ou l’influence des mycorhizes dépend de l’espèce des plantes. Par exemple, au cours des

expériences aux champs effectuées pendant deux années consécutives, la croissance et la

production du maïs ont été significativement influencées par la culture d’autres plantes

précédentes (Arihara et al, 2000). En effet, il a été constaté que le rendement de maïs cultivé

après la culture de patate est plus élevé que celui du maïs cultivé après la culture de canne à

sucre (Arihara et al, 2000). La colonisation des plantes dépend également de plusieurs

facteurs comme les quantités de phosphore et d’azote du sol (Chabot et al., 1998 ; Ruan et al.,

2000 ; Ruotsalainen et al., 2002), le mode de gestion des cultures (Alvey et al., 2001 ; Arihara

et Karashawa, 2000 ; Grünzweig et al., 1999) ou la plante cultivée (Hetrick et al., 1996) .

Selon Aikio et al. (2002), les plantes mycorhizées sont montrées plus sensibles aux variations

de la concentration en éléments nutritifs du sol que les plantes non mycorhizées.

Jansa et al. (2002), en étudiant l’effet du labour sur la diversité et la structure des

champignons mycorhiziens ont découvert que, le labour a un effet significatif sur la

sporulation de certaines espèces de champignons mycorhiziens. Les champignons qui ne sont

pas dans le groupe de Glomus, apparaissent en plus grand nombre dans les sols non labourés.

Chapitre II

Matériels et méthodes

15

MATERIELS ET METHODES II-1- Matériels

II-1-1- Matériel végétal

La plante choisie pour l’étude est la tomate (Solanum lycopersicum L.) à cause de son

cycle de culture assez court (Naika et al. 2005). La première cueillette peut avoir lieu 45 à 55

jours après la floraison ou 90 à 120 jours après semis (Varela et al, 2003). De plus, cette

plante est facile à manipuler sur le champ de culture. En effet, on peut suivre facilement la

croissance de la plante, l’apparition des fleurs ou des fruits pour amener à terme les

expériences. C’est une plante annuelle qui peut atteindre plus de deux mètres de longueur.

Cependant, en Amérique du Sud, il est possible de récolter d’une même plante pendant

plusieurs années. La tomate (figure 3) est une espèce de plantes herbacées de la famille des

Solanaceae. Cette famille regroupe d’autres espèces qui sont également bien connues, telles

que la pomme de terre, le tabac, le poivron et l’aubergine. La position systématique de la

plante est la suivante selon Carl von Linné (1753 ) :

Règne : Plantae

Classe : Magnoliopsida

Sous-classe : Asteridae

Ordre : Solanales

Famille : Solanaceae

Genre : Solanum

Espèce : lycopersicum L

La tomate, avait été reconnue par les botanistes de la Renaissance et a été classée

scientifiquement par Linné en 1753 dans le genre, Solanum avec comme nom binomial

Solanum lycopersicum (Valimunzigha, 2005). En 1768, Philip Miller, considérant que la

tomate différait substantiellement des autres espèces du genre Solanum, telles la pomme de

Figure 3 : Fruits de Solanum lycopersicum L. (cliché : l’auteur)


16

terre et l'aubergine, la classa dans le genre Lycopersicon et la nomma Lycopersicon

esculentum Mill. (Cronquist, 1981).

Des récentes études génomiques indiquent que la tomate appartient au genre Solanum.

Le genre Lycopersicon n’est pas reconnu et est inclus au sein du genre Solanum, donnant ainsi

raison à Linné (Valimunzigha, 2005).

Le nom actuel est donc Solanum lycopersicum, bien que le nom donné par Miller soit

encore utilisé dans nombre de publications.

II-1-2- Les souches fongiques (mycorhizes à vésicules et arbuscules)

Deux souches de champignons mycorhiziens ont été utilisées pour toutes les

expériences : Glomus mosseae et Glomus intraradices. Ces souches sont entretenues en

permanence sous serre au LME sur des racines de mil (Pennicetum glaucum) cultivé sur du

sable fin stérilisé, étant donné que les champignons endomycorhiziens ne peuvent se

développer qu’en présence des plantes hôtes vivantes. Voici la position systématique de deux

champignons MVA utilisés :

Glomus est le seul genre dans la famille Glomeraceae, dans la division

Gloméromycètes. Autrefois, certains membres du genre ont été décrits comme des espèces

Sclerocystis mais ce genre a été entièrement transféré à Glomus.

(en.wikipedia.org/wiki/Glomus_(fungus)).

Règne : Fungi

Division : Glomeromycota

Classe : Glomeromycetes

Ordre : Glomerales

Famille : Glomeraceae

Genre/espèce

Glomus intraradices

Schenck et al.(1982)

Glomus mosseae

Tulasne et al. (1845)


17

II-1-3- Les souches bactériennes

Les bactéries utilisées pour l’inoculum bactérien ont été isolées à partir du sol de

termitière prélevé à Arivonimamo. Ces bactéries sont des bactéries qui ont la propriété de

solubiliser les phosphates complexes dont le phosphate tricalcique, non assimilés par la

plante.

II-1-4- Sols et terrain d’expérimentation

Le terrain d’expérimentation se situe à l’enceinte même du LME. Ce terrain est

constitué par des sols sablonneux. La composition physico-chimique de ce sol est présentée

dans le tableau 1. Ce tableau represente le taux des éléments assimilables dans le sol

d’experimentation. L’analyse du sol a été faite par FOFIFA Pour la détermination de la

biodisponibilité de phosphore est celle de Bray 1, tandis que les autres éléments ont été

analysé par la methode de Kjeldahl. Comme le montre le Tableau 1, son pH est legèrement

acide et sa teneur en matiere organique basse.

Tableau 1: Caractères physico-chimiques du sol de culture

pH

(eau)

N

(%)

C

(%)

P

(ppm)

K

(méq/100g)

C/N

Sol témoin 6,35 0,043 0.731 24.6 0.261 8.5

Analyse du sol fait par FOFIFA :

II-2-Méthodes

II-2-1-Germination de la tomate

Les graines de tomate ont été désinfectées en les plaçant dans de l’alcool éthylique

70% pendant 5 min, suivi de quatre lavages à l’eau distillée stérilisée à l’autoclave 120°C

pendant 20 min, ensuite dans de l’eau de javel (12 %) pendant 10 secondes et enfin elles ont

été rincées à 10 reprises par de l’eau distillée stérilisée. Les graines de tomate désinfectées

sont ensuite placées dans des pots en plastique contenant du sable fin préalablement stérilisé

pendant 40 min à 140°C (Duponois et al, 2002). Puis, le tout est incubé à 28°C à l’obscurité


18

jusqu’à l’obtention des radicelles de 1 à 2 cm de long.

II-2- 2- Entretien des souches de champignons endomycorhiziens

A partir des morceaux de racines et de sols de culture de mil mycorhizés au préalable

par chacune des souches de Glomus mosseae et Glomus intraradices, une nouvelle culture de

mil est préparée. Pour cela, les graines de mil sont désinfectées superficiellement avec de

l’alcool éthylique 70 % pendant une minute puis rincer 5 fois avec de l’eau distillée stérilisée.

Les graines désinfectées sont ensuite semées directement sur le mélange de morceaux de

racines de mil mycorhizées et de sol de culture dans des pots de 300ml de volume. La culture

est placée sous serre et arrosée 2 fois par semaine avec de l’eau distillée stérilisée. Après 4

semaines de culture, l’efficacité de l’entretien et la viabilité des souches de champignons

mycorhiziens sont évaluées en mesurant le taux de mycorhization des racines de mil. Pour

cela, la technique de coloration de Phillips et Hayman (1970) a été adoptée. Cette technique

est basée sur la coloration des hyphes et des vésicules fongiques intracellulaires par un

colorant acide qui est le bleu Trypan.

Avant d’appliquer le bleu Trypan, les cytoplasmes des cellules des racines fines ont

été vidés de leur contenu et de leurs pigments en utilisant la solution de KOH 10% (v/v).

Toutes les opérations sont effectuées à 90°C dans un bain-marie, pendant une heure pour

l’éclaircissement du cytoplasme et pendant une demi-heure pour la coloration des hyphes et

des vésicules.

Les racines colorées sont découpées en fragments de 1cm de long. Puis 100 fragments

sont observés sous microscope optique (40x) et la présence ou non des vésicules et/ou des

hyphes est notée pour chaque fragment. Une section de fragment est considérée comme

infectée par le champignon endomycorhizien lorsque des hyphes et/ou des vésicules sont

observés. Les hyphes et les vésicules qui se trouvent dans les cellules se colorent en bleu. Le

taux de mycorhization est le nombre de fragments de racines présentant d’hyphes, et/ou de

vésicules pour cent fragments observés (Bierman et Linderman, 1981).


19

II-2-3- Isolement et caractérisation des bactéries solubilisant le phosphate du sol termitière

A. Isolement

La méthode adoptée est la méthode (figure 4) décrite par Davet & Rouxel (1997).

C’est une méthode standard pour le dénombrement et l’isolement de la microflore tellurique.

En effet, à partir d’un échantillon de sol termitière broyé dans un mortier puis tamisé (mailles

4 mm), 10 g sont transférés dans un Ellen Meyer, puis diluée avec une quantité suffisante

pour (qsp) 90 ml d’eau distillée stérilisée. La solution de sol est ensuite mise en agitation

pendant 30 min pour obtenir une bonne dilacération des particules. Pour faciliter le

dénombrement des colonies, une série de dilutions est réalisée à partir de cette solution mère

dont la concentration est de 10-1 (Rapilly, 1968). Pour obtenir une solution à 10-2, 1 ml de la

solution mère (concentration 10-1) est transféré dans 9 ml d’eau distillée stérilisée et ainsi de

suite pour les autres dilutions allant de 10-2 à 10-4. Cent microlitres de chaque dilution sont

ensuite étalées dans des boîtes de Pétri contenant le milieu de culture PVK (Pivovskaya,

1948) où la seule source de phosphate est le phosphate tricalcique (annexe 1), puis incubées à

30°C pendant une semaine. Pour chaque dilution, 3 boîtes de Pétri sont ensemencées. Les

bactéries qui solubilisent le phosphate tricalcique créent une zone claire autour de leur

colonie. Cette zone claire ou halo de solubilisation est due à la solubilisation du phosphate

tricalcique contenu dans le milieu de culture. De ce fait, la taille du diamètre de halo

détermine l’intensité de la solubilisation du phosphate tricalcique. Les bactéries qui présentent

un diamètre élevé seront retenues et subiront un test de stabilité. Pour cela, les bactéries

retenues sont repiquées sur du milieu de culture PVK toutes les 72 h pendant 2 semaines et le

diamètre de halo de solubilisation de phosphate est mesuré. Ainsi, les bactéries qui présentent

un diamètre de halo invariable depuis son isolement jusqu’à la fin des repiquages successifs

(5 semaines) sont stables quant à la propriété de solubilisation du phosphate.


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Figure 4 : Schéma de préparation des suspensions de dilutions à partir de l’échantillon du sol.

(Source : Davet et al, 1997)

B. Caractérisation des bactéries

Les bactéries qui seront retenues pour les expériences sont caractérisées par des études

morphologique et biochimique.

a) Etude morphologique

i. Examen macroscopique

Les colonies obtenues par culture sur milieu solide (milieu PVK) sont observées à

l’œil nu. Cet examen permet de vérifier l’homogénéité des colonies et d’avoir une idée

générale sur les caractères culturaux des souches.

ii. Examen microscopique : examen à l’état frais et coloration GRAM

L’examen à l’état frais permet, à la fois, d’observer les bactéries en l’absence de toute

fixation ou coloration et d’étudier leur morphologie ou leur aspect, leur mobilité et leur mode

de regroupement. Pour cela, la colonie est montée entre lame et lamelle dans une goutte d’eau

distillée stérilisée puis observée sous microscope optique (x40 et x100).

La coloration de Gram doit son nom au bactériologiste danois Hans Christian Gram,

qui a mis au point le protocole en 1884 (Larpent et al, 1988). Cette technique est basée sur les

propriétés de la paroi bactérienne vis-à-vis de l’éthanol 90° (Vincent, 1970). Toutes les

bactéries présentent une paroi constituée d'une substance, la muréine qui est un


21

peptidoglycane (figure 16, annexe III). Chez les bactéries Gram positive, la paroi est riche en

cette substance (peptidoglycane) et cela constitue une barrière pour l’éthanol 90° (cf annexe

III). En effet, Le violet de gentiane qui se fixe sur les composants cytoplasmiques des

bactéries et qui colore les cellules bactériennes en violet va être décoloré par l’éthanol 90°

pour les bactéries à Gram négatif selon le principe de la coloration Gram (cf. annexe III).

Ainsi, après avoir colorées en violet de gentiane renforcé par le lugol iodo-ioduré puis,

laissées passer par l’alcool, les bactéries Gram plus ou positives apparaissent en violet et

celles Gram moins ou négatives, apparaissent en rose ou rouge orangé sous microscope

optique.

b) Etudes biologique et biochimique

i- Mobilité des bactéries

Après l’examen à l’état frais sous microscope optique, la mobilité des bactéries a été

déterminée par ensemencement par piqûres au fil droit dans un milieu semi-solide Mannitol-

mobilité (cf. annexe I). Après incubation de 24 h à 28°C, les bactéries mobiles tendent à

envahir le milieu et entérineront ainsi un trouble plus ou moins net. Les bactéries immobiles

se multiplient uniquement au niveau de la piqûre d’inoculation.

ii- Type respiratoire des bactéries

Il consiste à déterminer le caractère aérobie, anaérobie ou aéro-anaérobie des souches en

utilisant une gélose profonde de type Viande Foie (cf. annexe I). Le milieu est régénéré par

chauffage de 30 min au bain-marie bouillant pour abaisser son pH, puis refroidi jusqu’à 45°C

et ensemencé à l’aide d’une pipette pasteur plongée au fond du tube et remontée ensuite en

décrivant une spirale de façon à ensemencer uniformément le milieu sur toute sa hauteur.

Après refroidissement et solidification, le milieu est incubé à 28°C pendant 24 heures. Après

incubation, on peut reconnaître trois types de respiration principaux :

- Les germes aérobies stricts qui croissent uniquement dans la zone superficielle ;

- Les germes anaérobies stricts qui croissent uniquement dans la zone profonde ;

- Les germes aéro-anaérobies facultatifs qui se développent sur toute la hauteur du tube.


22

iii- Mise en évidence des enzymes respiratoires

iii-1 .Oxydases

L’oxydase est mise en évidence par sa propriété de catalyser la réaction d’un substrat

organique. Le substrat utilisé est l’oxalate de diméthylparaphénylène diamine. La réaction

s’effectue à partir d’une culture jeune (Steel, 1961).

La mise en évidence d’une oxydase est rendue facile par l’emploi de disque « ox ». Le

disque imprégné d’oxalate de diméthylparaphénylène diamine est placé sur une lame imbibée

d’une goutte d’eau. La culture est déposée à sa surface. Une coloration rose se manifeste en

quelques minutes en cas de réaction positive.

iii-2 .Catalases

Certaines bactéries peuvent dégrader le peroxyde d’hydrogène en eau et en oxygène

moléculaire selon la réaction :

2H2O2 2H2O + O2

Pour la mettre en évidence, on met au contact de la souche une solution fraîche d’H202

à 10 volumes. Une goutte d’H2O2 est placée sur une lame où un peu de culture jeune en milieu

solide est repartie. Un dégagement gazeux abondant sous forme de mousse ou de bulles

traduit la décomposition d’H2O2 sous l’action de la catalase (Mc Fadden, 1980).

iv- Fermentation du glucose par les bactéries

La mise en évidence de la fermentation du glucose par les bactéries est réalisée en les

cultivant sur un milieu de Hajna-Kligler. Ce milieu de culture permet en même temps

d’étudier l’utilisation du lactose et la production d’enzyme thiosulfate réductase. Le milieu de

culture est préparé sous forme gélose pente inclinée en tube. La gélose est ensemencée en

profondeur par piqûres et en surface par des stries serrées pour avoir une culture abondante.

La dégradation du glucose par voie de fermentation entrainera une acidification faisant

Catalase

Eau oxygénée Eau Oxygène moléculaire


23

virer l’indicateur coloré en jaune.

La production de gaz (H2, CO2) résultant des fermentations sucrées se traduit par

l’apparition de bulles, ou bien par la fragmentation de la gélose.

v- Utilisation du lactose par les bactéries

L’utilisation du lactose nécessite la présence de deux enzymes : la « lac-perméase » et

la « ß galactosidase ». La présence de ces enzymes peut être déterminée par deux réactions

caractéristiques. Ainsi, on a une bactérie lac + s’il y a virage de la moitié supérieure du milieu

en jaune, sinon on a une bactérie lac -. La « ß galactosidase » est révélée par test à l’ONPG

(Orthonitrophényl-galactopyraside), analogue du lactose.

Pour cela, un disque à l’ONPG est placé au-dessus d’une suspension de la culture sur

un milieu HAJNA-KLIGLER avec de l’eau distillée stérile. La réaction est positive si la

coloration devient jaune ; la bactérie est dite ONPG – si le disque ne change pas de couleur.

vi- Production d’enzyme thiosulfate réductase

Certaines bactéries possèdent la « thiosulfate réductase ». Ainsi, elles peuvent

catalyser la réduction du sulfate inorganique présent dans la peptone en sulfure d’hydrogène

(H2S). Cette réaction se traduit par un noircissement dû à la formation de sulfure de fer

joignant le culot à la pente du milieu Hajna-Kligler.

vii- Production d’enzyme citrate perméase

Le milieu de culture citrate de Simmons permet de préciser si la bactérie possède une

« citrate perméase », lui permettant de se développer sur un milieu qui ne contient comme

source de carbone que le citrate. Une bactérie est dite citrate-positive s’il y a développement

de la culture avec ou sans virage de l’indicateur coloré : le bleu de bromothymol.

L’ensemencement du milieu de culture se fait à partir d’une suspension bactérienne en

eau physiologique ou en eau distillée stérilisée par une ligne centrale et longitudinale le long

de la pente.


24

viii- Production d’enzymes lysine-décarboxylase et lysine-désaminase

Le milieu lysine-fer permet de mettre en évidence la présence :

D’une lysine-décarboxylase : L.D.C

D’une lysine-désaminase : L.D.A

La présence de la L.D.C est révélée par l’apparition d’une coloration violette du culot

ou de l’absence de la coloration jaune. La présence uniquement de L.D.A est indiquée par un

culot jaune et une pente rouge.

Le milieu est ensemencé en profondeur par piqûres et en surface par des stries serrées

de manière à avoir une culture abondante.

ix- Fermentation du MANNITOL par les bactéries

Le milieu Mannitol-mobilité permet de rechercher simultanément la fermentation du

mannitol et la mobilité des bactéries. Si la bactérie peut fermenter le mannitol, il y aura

acidification et virage de la coloration du milieu en jaune. La réaction est dite négative si le

milieu reste rouge.

x- Production des enzymes lipolytiques

La capacité des isolats sélectionnés à dissoudre des composés lipidiques est vérifiée

selon la méthode de Sierra (1975). Ainsi, chaque isolat est inoculé, à l’aide d’une anse, sur

une boîte de Pétri contenant le milieu de Sierra (annexe I) contenant comme seul substrat

lipidique le lauréate de sorbitane ou Tween 20. Ce milieu est autoclavé à 121oC pendant 20

minutes et refroidi au bain-marie jusqu’à 50oC. Les boites de Pétri sont incubées à 28°C

pendant 48 H. L’hydrolyse du substrat lipidique par les microorganismes est visualisée par

l’apparition de précipités de sels de lauréate de calcium en dessous et autour de la colonie

bactérienne.


25

II-2-4- Préparation des inocula et inoculation

A. Inoculum fongique

Les racines mycorhizées de mil de 2 mois, de chacune de souches de champignons

endomycorhiziens, sont découpées en morceaux de 1cm de long puis mélangées avec du sol

de sa culture et servant d’inoculum fongique. En effet, les contenus de ces morceaux de

racines et du sable de culture sont des propagules fongiques constitués par les spores, les

hyphes et les mycéliums qui sont prêts à germer en présence d’une autre plante hôte.

Le sol prélevé sur le champ de culture, préalablement tamisé (maille 4 mm) et stérilisé

(à l’autoclave 140°C pendant 40 mn), est placé dans des pots plastiques de volume de 300 ml

puis un trou de 5cm de profondeur et 3cm de diamètre est réalisé sur le sol de chaque pot.

Quinze grammes d’inoculum fongique sont déposés dans chaque trou puis le trou est bouché

avec le même sol de culture stérilisé. Sur ce trou, les tomates pré-germées sont repiquées à

raison d’une plantule par pot.

B. Inoculum bactérien

Les inocula bactériens sont produits selon la méthode décrite par Chabot et al. (1993).

Les bactéries sont cultivées dans des fioles Erlenmeyer de 250 ml contenant 50 ml de milieu

NBRIP (annexe I), sur un agitateur rotatif (New Brunswick) à 100 rpm par minute à 28oC

pendant 48 heures. Les cellules bactériennes sont ensuite concentrées par centrifugation à

5000 g pendant 15 minutes, lavées à trois reprises dans une solution de tampon phosphate, et

suspendues dans 500 ml d’eau distillée stérilisée afin d’obtenir une concentration bactérienne

de 1012 unités formant colonies (ufc) par millilitre. La densité de l'inoculum est ajustée à 106

ufc.ml-1 en utilisant une courbe d'étalonnage établie à une densité optique de 600 nm.

Comme dans le cas de l’inoculation fongique, des pots plastiques de volume 300 ml

sont remplis par du sol du champ de culture stérilisé puis les plantules pré-germées de tomate

sont repiquées dans les pots. Ces plantules sont inoculées en mettant directement sur leur

collet 5 ml de la suspension bactérienne.


26

II-2-5- Déroulement de l’expérimentation

Les plantules traitées sont élevées sous serre (photopériode de 12 h) pendant 2

semaines et arrosées une fois tous les jours avec de l’eau distillée stérilisée. Les traitements

suivant sont appliqués à ces plantules avec une répétition de 10 fois :

- Inoculation avec un isolat de bactérie solubilisant le phosphate

- Inoculation avec une combinaison de deux isolats de bactérie solubilisant le phosphate

- Inoculation avec la souche mycorhizienne Glomus mosseae

- Inoculation avec la souche mycorhizienne Glomus intraradices

- Inoculation avec la souche mycorhizienne Glomus mosseae combinée chacun des

isolats de bactérie solubilisant le phosphate

- Inoculation avec la souche mycorhizienne Glomus intraradices combinée chacun des

isolats de bactérie solubilisant le phosphate

- Plantules témoins sans inoculation mais traité avec 15g de mélange de morceaux

racine de mil avec du sable fin stérilisé (autoclave 120°C ; 45 min) ajoutés de 5 ml de

milieu de culture NBRIP (National Botanical Research Institute’s Phosphate growth

medium) liquide stérilisé.

A. Dispositif expérimental

Apres quatre semaines de culture en serre, nous avons mené la suite de l’expérience au

champ. Les plantes d’hauteur de 14 à 18 cm, sont transférées au champ. Les pots en plastique

de 300 ml sont déchirés pour ne laisser que la motte de terre entourant la racine. Les plantes

sont laissées dans les mottes afin de ne pas endommager les racines. Chaque plant est

transféré au champ d’expérimentation.

Pour cette expérience, un dispositif en blocs aléatoires complets (blocs randomisés)

est réalisé. Dans ce dispositif, chaque traitement ne figure qu’une seule fois dans chaque bloc.

Les traitements sont partagés de manière aléatoire à l’intérieur des blocs, qui jouent le rôle de

répétitions. Ainsi, le champ de culture est divisé en dix blocs. Chaque bloc mesure 1,5 m de

longueur et de 50 cm de large. Chaque bloc contient un pied de chaque traitement et une

plante témoin disposée de façon aléatoire. Chaque bloc est constitué de façon à avoir deux

rangées et cinq colonnes de plants de tomate et espacés de 30 cm chacun. Le schéma de ce


27

dispositif est présenté dans la figure 5.

Figure 5: Schéma du dispositif en blocs randomisé de notre essai au champ

Les numéros 1 à 10 représentes les dix traitements

La culture est arrosée une fois tous les jours avec de l’eau de robinet.

6 : Bactérie 1

7 : Bactérie 2

8 : Bactérie 1 + Bactérie 2

9 : G. mosseae

10 : G. intraradices

1 : G.mosseae + Bactérie 1

2 : G.mosseae + Bactérie 2

3 : G.intraradices + Bactérie 1

4 : G.intraradices + Bactérie 2

5 : Témoin


28

B. Paramètres étudiés

Pour évaluer l’influence de l’inoculation de la tomate sur son développement, deux

catégories de paramètres sont mesurées :

- La croissance des plantes : mesure de la hauteur des plantes

- Le rendement de la culture : le nombre des fleurs ; le poids et le diamètre des fruits

Quant à l’efficacité des inocula sur la qualité biologique du sol, les biomasses de bactéries

solubilisant le phosphate, de la flore totale cultivable et le taux de mycorhization des souches

endomycorhiziennes infectant la tomate sont évalués.

a- Evaluation de la croissance des plantes

Le développement des plante de tomate est évalué en mesurant régulièrement la

hauteur de chaque plante (du collet jusqu’au bourgeon terminal) tout les 30 jours.

b- Evaluation du rendement de la culture

Le rendement de plantes est évalué dès l’apparition de la première floraison en

comptant le nombre des fleurs apparues tous les 7 jours pour chaque traitement, puis le

nombre des fruits apparus. Puis les fruits mûrs sont récoltés et leurs poids et leurs diamètres

sont évalués.

c- Effet des inocula sur les biomasses de la microflore totale cultivable et

les bactéries solubilisant le phosphate

A la fin de la culture, trois échantillons de sols (10 g) sont prélevés sous les plants de

chaque traitement. Les plantes sous lesquelles les sols sont prélevés sont choisies au hasard.

Ces échantillons de sols sont utilisés pour le dénombrement de la flore totale cultivable et les

bactéries solubilisant le phosphate selon la méthode décrite auparavant (cf . paragraphe II.2-3,

p.20). Le milieu de culture utilisé pour le dénombrement de la flore totale cultivable est le


29

TSA (annexe I) et après incubation à 28°C, toutes les colonies de microorganismes apparues

sur le milieu de culture sont dénombrées après 24h, 48h et 72h. Il est fait de même pour les

bactéries solubilisant les phosphates. La biomasse microbienne est exprimée en unités

formant colonie (UFC) par gramme de sol selon la formule suivante :

Le nombre de colonies entre 30 et 300 par boîte de Pétri, et pour la dilution finale, est

pris en compte par cette formule.

d- Colonisation des racines par les champignons mycorhiziens

(évaluation du taux de mycorhization)

Dès l’apparition des fleurs, trois plantes pour chaque traitement sont aléatoirement

prélevés pour la détermination du taux de colonisation des mycorhizes. La colonisation des

racines par les mycorhizes est estimée par observation microscopique de segments de racines

de 1cm de long, colorés par le bleu trypan selon la méthode de Phillips et Hayman (1970) (cf

paragraphe II-2-2 p 19). Cent fragments de racines pour chaque traitement sont colorés par le

bleu trypan pour déterminer le taux de mycorhization(TM), qui est exprimé en pourcentage

des racines colonisées par rapport au nombre total de racines observées. Il est calculé selon la

formule suivante :


30

II-2-6- Analyses statistiques des données

Afin de comparer les résultats obtenus pour chaque traitement de la culture, ces

résultats sont analysés par analyse de variance ANOVA-MANOVA en appliquant le test de

comparaison de moyennes par paire de Newman Keuls au seuil de probabilité 0,05. Pour cela

le logiciel STATISTICA 5.5 est utilisé.

Pour affiner l’interprétation des résultats, une analyse en composante principale (ACP)

est réalisée avec le logiciel XLSTAT 2012. L’ACP est une méthode statistique qui a pour

objectif de présenter sous forme de graphique le maximum d’informations contenues dans le

tableau des données. Cette technique d’analyse est principalement descriptive et elle permet

de visualiser un espace à plusieurs dimensions à l’aide d’espaces de dimensions plus petites.

Chapitre III

Résultats

31

RESULTATS

III-1- Isolement et caractérisation des microorganismes solubilisant le phosphate

Les microorganismes solubilisant le phosphate sont isolés à partir d’échantillons de sols

termitières d’Arivonimamo. A partir de 10g de sol termitière, 998 colonies de bactéries

solubilisant le phosphate sont dénombrés pour les dilutions 10-1 jusqu’à 10-5. C’est à partir de

la dilution 10-2 qu’on a réalisé le calcul de l’Unité formant colonies de ces bactéries et on

trouve 0,3.104 UFC de bactéries solubilisant le phosphate par gramme de sol termitière. Parmi

les bactéries solubilisant le phosphate isolées, 44 colonies présentent un halo de plus de 2mm

(distance visible entre le contour de la colonie et celui du halo) au bout de 72 h. Parmi ces 44

colonies, 8 présentent un halo de plus 4 mm au bout de 72 h. Après 5 repiquages successifs

sur le milieu de culture PVK, seules deux colonies présentent un halo visible de plus de 4 mm.

Pour les autres colonies, le halo n’est pas stable, après quelques répiquages, soit il diminue de

diamètre, soit il n’existe plus. Ces deux colonies sont codées S1 et S2. Les caractères

morphologiques de ces deux colonies sont représentés par le tableau 3 tandis que les

caractères biochimiques sont représentés par le tableau 2. En examinant ces deux tableaux (2

et 3), nous constatons que les deux souches de bactéries présentent exactement les mêmes

caractères biochimiques pour les caractères analysés pour ce travail. Quant aux caractères

morphologiques, nous constatons qu’il y a un peu de différences entre les deux isolats. Ces

différences sont observées au niveau du diamètre de la colonie, de la couleur de la colonie et

des caractères du halo de solubilisation de phosphate (tableau 3).

Résultats

32

Tableau 2 : Caractères biochimiques des isolats de bactéries solubilisant le phosphate S1 et

S2¨

+ : test positif

- : test négatif

Réaction étudiée Souche S1 Souche S2

HAJNA KLIGLER

Fermentation du glucose + +

Mise en évidence :

d’une « lac perméase »

d’une « ß galactosidase »

-

-

-

-

Formation de gaz liée à l’existence de l’ « hydrogène »

- -

Formation de H2S liée à l’existence de « thiosulfate réductase »

- -

MANNITOL MOBILITE

Utilisation de mannitol - -

Mobilité des souches + +

Production de gaz - -

CITRATE DE SIMMONS

Métabolisme de citrate par la « citrate perméase »

+ +

LYSINE FER

Mise en évidence :

d’une « lysine décarboxylase »

d’une lysine désaminase »

-

+

-

+

METABOLISME RESPIRATOIRE

Etude du métabolisme respiratoire

d’une « catalase »

+

+

Etude du métabolisme respiratoire d’un « oxydase »

+ +

SIERRA Production des enzymes lipolytiques + +

VIANDE FOIE Respiration Aéro-anaérobie facultatif

Résultats

33

Tableau 3: Caractères morphologiques et macroscopiques des isolats de bactéries solubilisant le phosphate S1 et S2

Souches

Caractères S1 S2

Diamètre de la colonie ≤ 2mm ≤ 1mm

Diamètre du halo de solubilisation de phosphate à

partir du contour de la colonie

≤ 4mm ≤ 5mm

Caractère optique du halo Moins Net net

Surface de la colonie Lisse, humide lisse

Hauteur de la colonie bombée Légèrement bombée

Contour de la colonie Bord régulier Bord régulier

Consistance de la colonie muqueuse muqueuse

Caractère optique Translucide opaque Semi-translucide

Couleur de la colonie Blanc laiteux blanc

Croissance Rapide à 28°C Rapide à 28°C

Ciliature polaire polaire

Coloration Gram Gram - Gram -

III-2- Effets de l’inoculation avec les microorganismes solubilisant le phosphate,

Glomus intraradices et Glomus mosseae sur la croissance et le rendement de la

tomate

III-2-1- Croissance des plantes

Apres 90 jours d’inoculation, par rapport au témoin, tous les traitements entrainent une

augmentation significative de la hauteur des plantes excepté le cas du traitement avec l’isolat

de bactérie solubilisant le phosphate codé S1 (figure 6). En effet, le traitement avec l’isolat S1

semble inhiber cette croissance en hauteur des plantes, par rapport à celle des plantes témoins.

Mais par apport à tous les autres traitements, les plantes traitées, avec l’isolat de bactérie

solubilisant le phosphate S2 seul, et avec la combinaison de cet isolat S2 et la souche fongique

Résultats

34

Glomus intraradices ont les hauteurs les plus élevées (figure 6). Il n’y a pas de différence

significative entre les hauteurs des plantes traitées avec ces deux inocula.

Figure 6: Histogramme présentant la hauteur des plantes de tomate pour chaque traitement

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2 Gm : Glomus mosseae Gi : Glomus intraradices

Les traitements suivis d’une même lettre (a ou b ou c ou d) constituent un groupe statistiquement homogène, au

seuil de probabilité 0,05, selon le test de Newman-Keuls.

III-2-2- Rendement des plantes

A. Taux de floraison

A partir de l’apparition des fleurs (figure 7), le dénombrement des fleurs des plantes de

chaque traitement a montré qu’entre le nombre des fleurs des plantes témoins et celui des

fleurs des plantes traitées avec différents inocula, il n’y a pas de différences significatives.

Pourtant en examinant les histogrammes de nombre de fleurs apparues, ce sont les plantes

inoculées avec les isolats de bactéries solubilisant le phosphate combinés ou seuls qui

présentent les plus de fleurs (figure 8). Lors de cette expérience, il est constaté que les plantes

inoculée et des plantes témoins ont la même période de floraison mais les nombres de fleurs

sont différents selon les traitements (figure 9). Les premières fleurs sont apparues 2 mois

après la culture.

Résultats

35

Figure 7: Champ de culture au moment de la floraison

Figure 8: Histogramme de nombre de fleurs apparues pendant 50 jours après la première apparition.


Les lettres a et b constituent les traitements de même groupe statistique, seuil de probabilité 0,05, selon le test de

Newman-Keuls.

Résultats

36

Figure 9 : Cinétique d’apparition des fleurs de plants de tomate à partir de 2 mois


B. Effet des inocula sur les poids des fruits

Les différences entre les poids des fruits collectés sur les plantes traitées avec

différents inocula et ceux des fruits collectés sur les plantes témoins ne sont pas

significatives. Pourtant, selon les histogrammes présentés dans la figure 10, les fruits des

plantes traitées avec l’inoculum de Glomus mosseae combiné avec l’isolat S2, l’inoculum de

l’isolat S1 et l’inoculum de l’isolat S2 présentent des poids élevés. Toujours dans cette figure

(figure 10), il est constaté qu’il n’y a pas de différences significatives entre les poids des fruits

des plantes traitées par ces trois inocula mais par rapport au poids des fruits des plantes

traitées avec la souche fongique Glomus mosseae seule, leurs poids sont significativement

élevés.

Résultats

37

Figure 10: Histogrammes des poids des fruits collectés.

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2

Gm : Glomus mosseae Gi : Glomus intraradices


Newman-Keuls

C. Effet des inocula sur le diamètre des fruits

Les diamètres des fruits collectés sur les plantes traitées par l’isolat de bactéries

solubilisant le phosphate S2 et par la combinaison de cet isolat S2 avec la souche fongique

Glomus mosseae sont significativement élevés par rapport à ceux des fruits des plantes

témoins (figure 11). Quant aux diamètres des fruits des plantes des autres traitements, les

différences ne sont pas significatives. De même, il n’y a pas de différences significatives entre

les diamètres des fruits de ces plantes d’une part et ceux des fruits des plantes témoins d’autre

part (figure 11).

Résultats

38

Figure 11 : Histogramme des diamètres des fruits collectés.

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2

Gm : Glomus mosseae Gi : Glomus intraradices


Newman-Keuls

III-2-3- Qualité biologique du sol

A. Colonisation des racines de tomate par les mycorhizes

Les histogrammes présentés dans la figure 12 montrent les taux de mycorhization des

racines des plantes de tomate cultivées pendant les expériences, c’est- à- dire après les

différents traitements appliqués à la culture. Dans cette figure (figure 12), la colonisation par

des endomycorhizes des racines des plantes traitées avec les inocula préparés chacun avec

l’isolat de bactéries solubilisant le phosphate S2, la combinaison des isolats de bactéries

solubilisant phosphate S1 et S2, la combinaison de souche fongique Glomus intraradices et

l’isolat S2 et la combinaison de Glomus mosseae et S2 est significativement élevé par rapport

à celle des racines des plantes témoins. Entre ces quatre traitements, le traitement avec la

combinaison des deux isolats de bactéries solubilisant le phosphate S1 et S2 donne le taux de

colonisation par endomycorhizes des racines des plantes de tomate significativement faible

(figure 12).

Résultats

39

Figure 12: Taux de colonisation des racines des plants de tomate par le mycorhize.



seuil de probabilité 0,05, selon le test de Newman-Keuls

B. Impact des inocula sur la biomasse de la flore totale cultivable du sol

Le nombre des microorganismes cultivables du sol prélevé sous les plantes traitées

avec l’isolat de bactéries solubilisant le phosphate S2 est significativement élevé par rapport à

celui des microorganismes du sol prélevé sous les plantes témoins (figure 13). La

combinaison de cet isolat S2 avec l’isolat S1 d’une part et avec la souche fongique Glomus

mosseae d’autre part n’affecte pas la biomasse de la microflore totale du sol. En effet, il n’y a

pas de différence significative entre le nombre des microorganismes cultivables du sol prélevé

sous les plantes traitées avec chacune de ces deux combinaisons d’une part et celui des

microorganismes du sol prélevé sous les plantes témoins d’autre part (figure 13). Les autres

traitements entraînent la diminution significative du nombre des microorganismes du sol,

surtout dans le cas des traitements avec l’isolat S1 et sa combinaison avec chacune des deux

souches fongiques Glomus intraradices et Glomus mosseae (figure 13).

Résultats

40

Figure 13: Nombre des colonies de la microflore totale des sols de chaque traitement après la culture.

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2 ; Gm : Glomus mosseae ; Gi : Glomus intraradices


seuil de probabilité 0,05, selon le test de Newman-Keuls

C. Impact des inocula sur la biomasse des bactéries solubilisant phosphate

Les résultats illustrés par la figure 14 montrent bien que les bactéries solubilisant le

phosphate dans les sols de culture de tomate traités avec l’isolat S2 et les combinaisons de S2

avec S1 et avec la souche fongique Glomus mosseae sont significativement nombreuses. Les

autres traitements n’affectent pas le nombre des bactéries solubilisant le phosphate. En effet, il

n’y a pas de différence significative entre les nombres de bactéries solubilisant le phosphate

des sols de culture traités avec les autres inocula d’une part et le nombre des bactéries

solubilisant le phosphate du sol prélevé sous les plantes témoins d’autre part.

Résultats

41

Figure 14: Effet de l’inoculation seule ou combinée de quatre microorganismes sur le nombre de bactéries totales et solubilisant le phosphate.

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2 ; Gm : Glomus mosseae ; Gi : Glomus intraradices

Les lettres a et b constituent les traitements de même groupe statistique, seuil de probabilité 0,05, selon le test de Newman-Keuls

III-3- Analyse descriptive de l’impact des inoculations sur le développement de tomate et sur la qualité du sol

Les résultats traités par l’Analyse en composante principale (ACP) montrent qu’il y a

une corrélation forte et positive entre les différents paramètres étudiés (tableau 4) :

- les diamètres de fruits et les poids de fruits sont corrélés positivement et fortement

avec un coefficient de corrélation 0,765

- les hauteurs des plantes au bout de 30 jours et au bout de 90 jours (coefficient de

corrélation 0,779)

- la biomasse des bactéries solubilisant le phosphate et les diamètres de fruits

(coefficient de corrélation 0,739)

- la biomasse des bactéries solubilisant le phosphate et les taux de mycorhization des

racines (coefficient de corrélation 0,818)

Résultats

42

Tableau 4 : Matrice de corrélation entre les paramètres étudiés (Pearson (n))

Variables H 30j H 90j Pf Df TM NF SP FG

H 30j 1 0,769 0,007 -0,028 0,515 -0,034 0,103 0,165

H 90j 0,769 1 -0,114 0,116 0,639 -0,287 0,329 0,278

Pf 0,007 -0,114 1 0,765 0,477 0,378 0,318 0,092

Df -0,028 0,116 0,765 1 0,689 0,037 0,739 0,473

TM 0,515 0,639 0,477 0,689 1 -0,061 0,818 0,518

NF -0,034 -0,287 0,378 0,037 -0,061 1 -0,017 0,010

SP 0,103 0,329 0,318 0,739 0,818 -0,017 1 0,733

FG 0,165 0,278 0,092 0,473 0,518 0,010 0,733 1

Df : diamètres des fruits, Pf : poids des fruits,

NF: Nombre de fleurs, SP : biomasse des bactéries solubilisant phosphate,

H 30j: hauteur de la plante 30 jours après inoculation, FG: Flore totale cultivable

H 90j: hauteur de la plante 90 jours après inoculation

Selon la figure 15, le plan factoriel (F1x F2) absorbe 69,43% de la variance totale.

Le premier axe F1, qui absorbe 44,86% de l’inertie totale, est constitué essentiellement

par la flore totale cultivable (FG), la biomasse des bactéries solubilisant le phosphate (SP), le

taux de mycorhization (TM), les poids et diamètres des fruits (Pf, Df). En outre, Le deuxième

axe F2, qui absorbe les 24,58% des données, est constitué surtout par le nombre de fleurs

(NF), la hauteur de la plante 30 jours et 90 jours apres inoculation (H 30j, H 90 j).

Selon l’axe F1, les deux traitements : l’inoculation avec la bactérie solubilisant le

phosphate S2 et inoculation de cet isolat S2 avec G.mosseae sont positivement corrélées au

taux de mycorhization, à la flore totale cultivable, à la biomasse de bactérie solubilisant le

phosphate du sol, au poids et nombre de fruits avec de très fortes valeurs et nous pouvons

ainsi dire que la bactérie solubilisant le phosphate S2 est favorable pour tous les paramètres

mesurés.

Selon l’axe F2, le traitement avec G.intraradices combiné avec l’isolat S2 est

positivement corrélé aux hauteurs de la plante mesurés après 30 et 90 jours d’inoculation,

contrairement à l’isolat S1, qui est corrélé négativement à ces hauteurs. Cet isolat S1 possède

Résultats

43

une corrélation positive au nombre de fleurs, dans laquelle la valeur est très forte.

Figure 15 : Plan factoriel à deux axes selon l’Analyse en Composante Principale (ACP)

effectuée sur les effets des différents inocula sur le développement de la tomate.

S1 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 1 ; S2 : Bactérie solubilisant le phosphate n° 2 ;

Gm : Glomus mosseae ; Gi : Glomus intraradices.

Df : diamètres des fruits, Pf : poids des fruits,

NF: Nombre de fleurs, SP : biomasse des bactéries solubilisant phosphate,

H 30j: hauteur de la plante 30 jours après inoculation, FG: Flore totale cultivable

H 90j: hauteur de la plante 90 jours après inoculation

Chapitre IV

Discussion

44

DISCUSSION

Pour discuter des résultats obtenus, quatre points peuvent être relevés : (i) : tous les

inocula utilisés n’affectent pas le nombre des fleurs apparues et le poids des fruits produits ;

(ii) l’isolat S1 de la bactérie solubilisant le phosphate du sol termitière inhibe la croissance en

hauteur des plantes et cette inhibition est levée par sa combinaison avec chacune des souches

fongiques mycorhiziennes (Glomus intraradices et Glomus mosseae) ou avec l’autre bactérie

solubilisant le phosphate codé S2 ; (iii) :Glomus intraradices, Glomus mosseae et l’isolat de

bactérie solubilisant le phosphate codé S1 ne montrent pas d’effet positif sur le taux

d’infection mycorhizienne des plantes de tomate et sur la biomasse microbienne du sol

rhizosphérique ; (iv) : l’isolat S2 de la bactérie solubilisant le phosphate du sol termitière

affecte positivement le diamètre des fruits, le taux de mycorhization des plantes, la croissance

en hauteur des plantes et les densités de la flore totale cultivable et des bactéries solubilisant

le phosphate.

Les expériences sont menées au champ, ce qui entraine la considération des

microorganismes déjà présents dans le sol du champ. Il y a toujours des interactions entre les

groupes microbiens du sol. L’effet de ces interactions peut être neutre, positif ou négatif pour

la plante (Whipps, 2001). D’après les résultats obtenus, il est clair que l’apport des inocula

biologiques sur le sol du champ d’expérimentation n’affecte pas le nombre des fleurs

apparues et le poids des fruits produits. Makus (2004) a obtenu les mêmes résultats en

effectuant des expériences de mycorhization de tomates avec Glomus intraradices sur sol non

stérilisé. Pourtant l’auteur a constaté une amélioration significative du rendement lors de la

deuxième et la troisième récolte (Makus, 2004). Le travail de Cavagnaro et al, (2006) suggère

que la mycorhization de la tomate affecte plutôt la qualité nutritionnelle des fruits que leurs

nombres ou leurs poids. Siriporn et al, (2011), en inoculant la tomate avec différentes souches

de champignons mycorhiziens dont Glomus mosseae, ont trouvé que l’effet de Glomus

mosseae sur le rendement (poids de fruits par plante) est neutre. Pourtant, ils ont trouvé que le

poids de chaque fruit récolté sur les plantes inoculées par Glomus mosseae est

significativement élevé par rapport à celui de chaque fruit récolté sur les plantes témoins non

inoculées. De même pour le diamètre de chaque fruit (Siripon et al., 2011).

Les résultats montrent que l’isolat bactérien solubilisant le phosphate codé S1 affecte

négativement la croissance en hauteur de la tomate. Certes, S1 est une bactérie pouvant

Discussion

45

solubiliser le phosphate complexe et peut être bénéfique pour la croissance en hauteur de la

plante, mais il se peut que cette bactérie entre en concurrence avec la plante ou les autres

microorganismes du sol pour les autres nutriments au détriment de la qualité nutritionnelle de

la plante (Kennedy et al., 2007). Nos résultats ont montré que la combinaison de S1 avec

d’autres souches n’affecte pas la croissance en hauteur de la tomate. Cela suggère que la

présence de ces autres souches microbiennes (G.mosseae ; G.intraradices ; bactérie S2) ne

favorise pas le développement de S1, en d’autre terme, S1 n’est pas compétitif vis-à-vis de ces

autres souches quant à la colonisation de la rhizosphère. Sur ce point, Artursson et al (2005)

ont mentionné que les champignons mycorhiziens ont un impact sur la composition de la

communauté microbienne rhizosphérique et Christensen et Jakobsen (1993) ont montré que le

changement de la communauté bactérienne est dû à la compétition pour les nutriments

inorganiques entre les champignons mycorhiziens et les bactéries.

L’apport de G.mosseae, G.intraradices et S1 n’affecte positivement ni le taux

d’infection mycorhizienne de la plante ni les biomasses microbiennes du sol (flore totale

cultivable et bactérie solubilisant le phosphate). Les résultats montrent que le taux d’infection

mycorhizienne de la racine des plantes ainsi que la biomasse des bactéries solubilisant le

phosphate restent inchangeables. Cela suggère que l’introduction de ces souches de

microorganismes n’affecte pas la capacité de la plante à héberger les souches fongiques par

voie indirecte ou par voie directe, de même pour le développement des bactéries solubilisant

le phosphate de la rhizosphère. Pourtant, dans le cas de la biomasse de la microflore totale

cultivable, l’introduction de G.mosseae, G.intraradices et S1 provoque la diminution du

nombre de la colonie de ces bactéries cultivables, ce qui suggère que l’interaction de ces

souches avec certaines bactéries cultivables soit négative pour ces dernières. En effet, selon

Artursson et Al (2005), certaines bactéries peuvent être stimulées spécifiquement par des

exsudats des hyphes des espèces fongiques spécifiques entraînant alors le changement au

niveau de la composition de la communauté microbienne rhizosphérique (Christensen et

Jakobsen, 1993). Aussi, certains groupes de bactéries peuvent produire des produits

abiotiques inhibant le développement d’autres groupes de bactéries (Bashan et Holguin,

1998 ; Schippers et al., 1987; Loper, 1988; Paulitz et Loper, 1991; Dwivedi et Johri, 2003).

Discussion

46

Sur l’ensemble des paramètres étudiés quant au développement des plantes de tomate,

l’isolat de bactérie solubilisant le phosphate S2 se montre efficace. Plusieurs travaux

antérieurs ont montré une efficacité d’une bactérie isolée de la rhizosphère quant au

développement de la plante (Edwards et al. 1998; Galleguillos et al. 2000 ; Kloepper, 1994;

Glick, 1995; Cleyet-Marcel et al. 2001). Ces bactéries sont appelés communément PGPR

(Plant Growth Promoting Rhizobacteria) et selon Kloepper et Schroth (1981), les PGPR sont

des microorganismes compétitifs pour la colonisation de la rhizosphère et peuvent stimuler le

développement de la plante. Dans le cas de l’isolat S2, cet isolat solubilise le phosphate

complexe pour libérer le phosphate assimilable par la plante. S2 entraîne l’augmentation

significative de la biomasse de la flore totale cultivable et des bactéries solubilisant le

phosphate de la rhizosphère de la plante. Cela suggère que S2 colonise mieux la rhizosphère.

L’introduction de S2 dans la rhizosphère entraîne une augmentation significative du taux

d’infection mycorhizienne de la racine de la plante. Selon plusieurs auteurs, l’interaction entre

les PGPR et les champignons mycorhiziens sont bénéfiques pour les plantes (Meyer et

Linderman, 1986 ; Von Alter et al. 1993 ; Kloepper, 1994). D’autres auteurs ont montré des

effets neutres de l’interaction (Andrade et al. 1997;Walley and Germida, 1997). C’est le cas

de l’isolat de bactérie solubilisant le phosphate S1 pour notre travail. Les PGPR peuvent

affecter positivement la germination des souches fongiques mycorhiziennes (Mosse, 1959 ;

Daniel et Trappe, 1980 ; Mayo et al., 1986), ou bien, ils peuvent influencer la physiologie de

la plante par l’amélioration de la perméabilité des cellules de la racine entraînant alors

l’infection massive de la racine (Linderman, 1988 ; Garbaye, 1994; Vivas et al., 2003). Les

bactéries qui favorisent le développement des champignons mycorhiziens et l’infection

mycorhizienne d’une plante sont considérées comme bactéries auxiliaires de la mycorhization

ou BAM (Duponnois, 1992 ; Garbaye, 1994). Pourtant, en général, les BAM n’affectent pas

positivement la croissance de la plante en absence du champignon mycorhizien (Duponnois et

Garbaye, 1991; Duponnois et al., 1993).

Conclusion et perspectives

47

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Les travaux de recherche que nous avons menés sur l’amélioration du rendement de la

culture de tomate en exploitant les interactions entre plante-microorganismes nous ont permis

de :

- nous familiariser avec les techniques et méthodes usuelles en microbiologie et

biotechnologie

- de maîtriser les techniques d’expérimentation sur les interactions plante-

microorganismes telluriques qui nous ont permis de montrer des résultats prometteurs

quant au développement de la plante

- d’isoler des souches microbiennes solubilisant le phosphate complexe issu du sol

termitière

Il est dégagé de nos résultats que :

- le sol termitière collecté à Arivonimamo est une source de microorganismes capables

de solubiliser le phosphate complexe de façon stable et durable, c’est –à- dire, même

après plusieurs cultures successifs au laboratoire, cette capacité reste inchangeable.

Cela est un atout majeur pour la multiplication de la souche performante au laboratoire

ainsi que pour son exploitation sans massacrer les termites

- la souche bactérienne solubilisant le phosphate isolée à partir de 10 g de ce sol

termitière d’Arivonimamo se montre compétitive vis-à-vis des microorganismes

rhizosphériques de tomate sur notre champ de culture et améliore le développement et

le rendement de la plante ainsi que la qualité biologique du sol dont l’amélioration de

l’infection mycorhizienne en faveur du développement de la plante.

Malgré les résultats prometteurs, cette étude est loin d’être finie car elle est limitée sur la

comparaison des plantes inoculées avec les plantes non inoculées cultivées sur un seul type de

sol, sans l’identification des microorganismes responsables du développement de la plante ou

bien sans le suivi du devenir des microorganismes introduits (inocula). Ainsi dans l’avenir,

nos travaux seront axés sur :

- les expériences utilisant différents types de sols rencontrés à Madagascar et

différentes espèces de plante de culture de rente

Conclusion et perspectives

48

- l’identification moléculaire de tous les microorganismes du sol impliqués dans le

développement de la plante, y compris la souche étudié après l’inoculation.

- la mise au point d’une technique standard pour la production d’inoculum des souches

performantes pour différents types des sols ou de plantes, pouvant être utilisé pour des

cultures à grande échelle.

Références bibliographiques

49

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

Aikio, S., Ruotsalainen, A. L. (2002). The modelled growth of mycorrhizal and non-

mycorrhizal plants under constant versus variable soil nutrient concentration. Mycorrhiza. 12:

257-261.

Alagawadi, AR, Gaur AC. (1992) Inoculation of Azospirillum brasilense and phosphate-

solubilizing bacteria on yield of sorghum [ Sorghum bicolor (L.) Moench] in dry land. Trop

Agric 1992;69:347–50.

Altmore, C., Norvell, W. A., Björkman, T., Harman, G. E. (1999). Solubilization of

phosphate and micronutrients by the plant-growth-promoting and biocontrol fungus

Tricoderma harzianum Rifai 1295-22. Applied and Environmental Microbiology. 65 (7):

2926-2933.

Alvey, S., Bagayoko, M., Neumann, G., Buerkert, A. (2001). Cereal/legume rotations affect

chemical properties and biological activities in two west African soil. Plant and soil. 231: 35-

54.

Amadou, H. B. (2003). Mise au point d’un inoculant biologique pour le blé irrigué du Mali,

thèse de doctorat, université de Québec. 110p

Anderson, G. (1967). Nucleic acids, derivates, and organic phosphates. In : Soil

Biochemistry, 1 / A.D. Mc Laren, G.H. Peterson Eds. — New-York : Marcel Dekker, 1 — pp.

67-90.

Andrade, G., Linderman, R. G., Bethlenfalvay, G. J. (1998). Bacterial association with the

mycorrhizosphere and hyphosphere of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae.

Plant and soil. 202: 79-87.

Andrade, G., Mihara, K.L., Linderman, R.G., and Bethlenfalvay, G.J. (1997) Bacteria

from rhizosphere and hyphosphere soils of different arbuscular-mycorrhizal fungi. Plant Soil

192: 71–79.

Andriamaniraka, J. H.(2009) Etude et modélisation de la biodisponibilité du phosphore

dans un sol cultive de Madagascar en fonction des pratiques culturales. Ecole Supérieure des

Sciences Agronomiques d’Antanarivo. Thèse de Doctorat en sciences agronomiques. 146p

Arihara, J., Karasawa, T. ( 2000). Effect of crops on arbuscular mycorrhizal formation and


50

growth of succeeding Maize. Soil Sci. Plant Nutr. 46 (1): 43-51.

Arrivets, J .(1998) Réflexion sur la fertilité des sols à Madagascar. CIRAD-CA Programme

Cultures Alimentaires D’après aide mémoire d’une mission effectuée pour le Centre

d’investissement de la FAO.

Artursson, V., Finlay, R.D., and Jansson, J.K. (2005) Combined bromodeoxyuridine

immunocapture and terminal restriction fragment length polymorphism analysis highlights

differences in the active soil bacterial metagenome due to Glomus mosseae inoculation or

plant species. Environ Microbiol 7: 1952–1966.

Asea, P. E. A., Kucey, R.M.N., Stewart, J.W.B. (1988). Inorganic phosphate solubilization

by two Penicillium species in solution culture and soi. Soil. Biol. Biochem. 20: 459-464.

Balbino, L. C.; Brossard, M.; Leprun, J. C.; Bruand, A. (2002) Mise en valeur

desFerralsols de la région du Cerrado (Brésil) et évolution de leurs propriétés physiques : une

étude bibliographique. Étude et Gestion des Sois, Paris, v. 9, p. 83-104.

Bartschi, H.,Gianinazzi-Pearson V, Vegh I. (1981). Vesicular-arbuscular mycorrhizal

formation and root rot disease ( Phytophthora cinnamomi) development in Chamaecyparis

lawsoniana. Phytopathology 102 :213-218.

Bashan, Y. and Holguin, G. (1998). Proposal for the division of plant growth promoting

rhizobacteria into two classifications: biocontrol-PGPB (plant growth-promoting bacteria) and

PGPB. Soil Biol. Biochem. 30:1225-1228

Beauchamp, C. J. (1992). Mode d'action des rhizobactéries favorisant la croissance des

plantes et potentiel de leur utilisation comme agent de lutte biologique. Phytoprotecton. 74:

19-27.

Beever, RE et Burns D.J.W. (1980). Phosphorus uptake, storage and utilization by fungi.

Adv Bot Res ;8:127–219.

Begon, M, Harper, J.L, Townsend CR.(1990). Ecology: Individuals, Populations and

Communities, 2nd ed. Blackwell Scientific Publications USA,

Belimov AA, Kojemiakov AP, Chuvarliyeva CV. Interaction. (1995). between barley and

mixed cultures of nitrogen fixing and phosphate-solubilizing bacteria. Plant Soil; 173:29–37.

Biermann, B. J. & Linderman, R. G. (1981). Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae:


51

a proposed method towards standardization. New Phytologist, 87, 63-67.

Bolan, N. S. (1991). A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of

phosphorus by plants. Plant and Soil. 134: 189-207.

Boyer, J., (1982). Les sols ferrallitiques. Facteurs de fertilité et utilisation des sols. Tome X.

Paris, ORSTOM, I.D.T., n° 52. 384p

Boyer, P. (1982). Quelques aspects de l'action des termites du sol sur les argiles. Laboratoire

d'Ecologie des Sols Ecologic Générale et Appliqude, Universit de Paris. Clay Minerals.

17:453-462

Brauman, A., Labat M., et Garcia J. L. (1987). Contribution à l’étude de la microflore

hbthrotrophe de termítes supérieurs 8 régimes alímentaíres différenciés. Laboratoire de

Microbiologie , Université de Provence. 55p

Breznak, J.A. (1975) Symbiotic relationship between termites and their íntest.inat

microbiota. In Symblbsls, D.H. Jennings and D,L. Lee, eds, Cambridge IJniversity Press

Cachan, P. (1950). Les termites de Madagascar et leurs dégâts. L’institut de recherche

scientifique .Tananarive -Tsimbazaza. 26 p

Cavagnaro, TR, Jackson LE, Six J, Ferris H, Goyal S, Asami D, Scow KM (2006)

Arbuscular mycorrhizas,microbial communities, nutrient availability, and soil aggregates in

organic tomato production. Plantand Soil 282 : 209-225

Cescas, M. P. (1972). Valeur agronomique comparative de phosphates naturels d’origine

diverses. Rapport de recherches. Contribution numéro 150. Faculté des sciences de

l’Agriculture et de l’Alimentation, Université Laval, 58 pages. Compte rendu du congrès

mondial des hyperphosphatiers, La Bretèche, France.

Chabot, R., Antoun, H., Cescas, M. P. (1993). Stimulation de la croissance du maïs et de la

laitue romaine par des microorganismes dissolvant le phosphore inorganique. Can. J.

Micribiol. 39: 941 - 947.

Chabot, R., Beauchamp, C. J., Kloepper, J. W. Antoun, H. (1998). Effect of phosphorus

on root colonozation and growth promotion of maize by bioluminescent mutants of

phosphate-solubilizing Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli. Soil Biol. Biochem. 30

(12): 1615-1618.


52

Chen, C. R., Condron, L. M., Davis, M. R., Sherlock, R. R. (2002). Phosphorus dynamics

in the rhizosphere of perennial reygrass (Lolium perenne L.) and radiate pine (Pinus radiate

D. Don.). Soil biology and biochemistry. 34 : 487 - 499.

Christensen, H., and Jakobsen, I. (1993) Reduction of bacterial growth by a vesicular-

arbuscular mycorrhizal fungus in the rhizosphere of cucumber (Cucumis sativus L.). Biol Fert

Soils 15: 253–258.

Cleyet-Marcel, J.C., Larcher, M., Bertrand, H., Rapior, S., Pinochet,X. ( 2001). Plant

growth enhancement by rhizobacteria. In: Morot-Gaudry, J.-F. (Ed.), Nitrogen Assimilation

by Plants: Physiological,Biochemical, and Molecular Aspects. Science PublishersInc.,

Plymouth, UK, pp. 185–197

Cordell, D. (2010). The Story of Phosphorus : Sustainability implications of global

phosphorus scarcity for food security (PhD thesis). Linköping Studies in Arts and Science, ,

n° 509, Department of Water and Environmental Studies, Linköping University, Suède, 240

p.

Cronquist, A. (1981). An Integrated System of Classification of Flowering Plants. Columbia

University Press.

Daniels, B.A. & Trappe, J.M. (1980). Factors affecting spore germination of the

vesiculararbuscular mycorrhizal fungus, Glomus epigaeus. Mycologia 72, 457-471.

Date, R.A., Grundon, N.J., Rayment, G.E. and Probert, M.E. (Eds). (1995). Plant-soil

interactions at low pH: principles and management. Developments in Plant and Soil Sciences,

64. Kluwer Academic Publishers: Dordrecht, the Netherlands, Vol. 64, 822 pp.

Davet, P. & Rouxel, F. (1997). Détection et isolement des champignons du sol. Eds. INRA,

Paris.France.194 p.

Dwivedi, D., Johri, B.N. (2003). Antifungals from fluorescent pseudomonads:biosynthesis

and regulation. Curr. Sci. 12, 1693– 1703.

Dey, K. B. (1988). Phosphate solubilizing organisms in improving fertility status. In: Sen SP,

Palit P, editors. Biofertilizers: Potentialities and Problems. Calcutta: Plant Physiology Forum,

Naya Prokash,. pp. 237–48.

Dommergues, Y., Mangenot F. (1970). Ecologie microbienne du sol. Paris : Masson, 76p.


53

Dommergues, Y., Duhoux E., Diem H. G. (1999). Les arbres fixateurs d’azote :

caractéristiques et rôle dans l’aménagement des écosystèmes méditerranéens et tropicaux.

Paris : Editions espaces, 489p

Duponnois, R., Founoune H., Lesueur D. (2002). Influence of the controlled dual

ectomycorrhizal and rhizobial symbiosis on the growth of Acacia mangium provenances, the

indigenous symbiotic microflora and the structure of plant parasitic nematode communities.

Geoderma; 109: 85-102

Duponnois, R. & Garbaye J. (1991). Mycorrhization helper bacteria associated with the

Douglas-fir - Laccaria laccata symbiosis: Effects in aseptic and in glasshouse conditions. -

Annales des Sciences Forestieres 48: 239-251

Duponnois, R. (1992). Les bacte´ries auxiliaires de la mycorhization du Douglas Fir

(Pseudotsuga menziesii (Mirb.) Franco) par Laccaria laccata souche S238, l’Universite´ de

Nancy, France.

Edwards SG, Young JPW, Fitter AH. (1998). Interactions between Pseudomonas

fluorescens biocontrol agents and Glomus mosseae, an arbuscular mycorrhizal fungus, within

the rhizosphere. FEMS Microbiol Lett 166:297–303

Ehrlich HL . (1990). Mikrobiologische und biochemische Verfahrenstechnik. In: Einsele A,

Finn RK, Samhaber W, editors. Geomicrobiology, 2nd ed. Weinheim: VCH

Verlagsgesellschaft,.

Ehteshamul-haque S., Ghaffar A. (1993). Use of rhizobia in the control of root rot diseases

of sunflower, okra and mungbean. J. Phytopathol. 138 : 157 – 163.

Eutick, M.L., Veivers P., O'Brien R.W. & slaytor m. (1978 ). Dependance of the higher

termite Nasutitermes exitiosus and the lower temite Coptotermes /actem on their gut flora. J

/flSect PhYSiioL, 24 :33-368.

Fernández, C, Novo R. Vida. (1988). Microbiana en el Suelo, II. La Habana: Editorial

Pueblo y Educación,.

Formoso, M.L.L. and Cerri, C.C. (1999). Workshop on Tropical Soils. Rio de Janeiro,

Brazil, Brazilian Academy of Sciences, 192 pp.


54

Fox, T. R, Comerford NB. (1992). Rhizosphere phosphatase activity and phosphatase

hydrolysable organic phosphorus in two forested spodosols. Soil Biol Biochem ;24:579–83.

Frey P., Frey-Klett P., Pierrat J.C., and Garbaye, J. (1997). Location and survival of

mycorrhiza helper Pseudomonas fluorescens during establishment of ectomycorrhizal

symbiosis between Laccaria bicolor and Douglas-fir. Appl. Environ. Microbiol. 63: 139–144.

Galleguillos C., Aguirre, C., Barea J. M., and Azcón, R. (2000). Growth promoting effect

of two Sinorhizobium meliloti strains (a wild type and its genetically modified derivative) on a

non-legume plant species in specific interaction with two arbuscular mycorrhizal fungi, Plant

Sci. 159: 57-63.

Garbaye J. (1994). Helper bacteria: a new dimension to the mycorrhizal symbiosis. New

phytologist 128, 197-210.

Garcia C, Fernandez T, Costa F, Cerranti B, Masciandaro G. (1992). Kinetics of

phosphatase activity in organic déchets. Soil Biol Biochem;25:361–5.

Gaur AC, Ostwal KP. (1972). Influence of phosphate dissolving Bacilli on yield and

phosphate uptake of wheat crop. Indian J Exp Biol;10:393–4.

Gerretsen, F.C. (1948). The influence of microorganisms on the phosphate intake by the

plant. Plant and Soil. 1: 51-81.

Gianinazzi, S., Gianinazzi-Pearson, V., and Trouvelot, A., eds. (1982). Les mycorhizes,

partie intégrante de la plante: biologie et perspectives d'utilisation. Les Colloques d'INRA, N°

13, Paris, 395 pp.

Giroux, M ., Cantin, J., Rivest, M., Tremblay, G. (2002). L'évolution des teneurs en

phosphore dans les sols selon leur fertilité, leur richesse en phosphore et les types de sol.

Colloque sur le phosphore : une gestion éclairée. Drummonville.

Glick, B.R. (1995). The enhancement of plant growth by free-living bacteria. Can. J.

Microbiol. 41, 109–117.

Goldstein, AH. (1994). Involvement of the quinoprotein glucose dehydrogenase in the

solubilization of exogenous phosphates by gram-negative bacteria. In: Torriani-Gorini A,

Yagil E, Silver, S, editors. Phosphate in Microorganisms: Cellular and Molecular Biology.

Washington, DC: ASM Press,. pp. 197–203.


55

Goldstein, AH. (1986). Bacterial solubilization of mineral phosphates: historical perspective

and future prospects. Am J Altern Agri; 1: 51–7.

Grünzweig, J. M., K., J., Ben-Tal, Y., Rabinowitch, H.D. (1999). The role of mineral

nutrients increased growth response of tomato plants in solarised soil. Plant and Soil. 206 :

21-27.

Gulden , R. H., Vessey J. K. (2000). Penicillium bilaii inoculation increases root-hair

production in field pea. Can. J. Plant Sci. 80: 801-804.

Halvorson H. O., Keynan A., Komberg, H. L. (1990). Utilisation of calcium phosphate for

microbial growth at alkaline pH. Soil Biol. Biochem. 22: 887 - 890.

Hedley, M. J., Hussin, A, Bolan, N. S. (1990). New approaches to phosphorus fertilisation.

Phosphorus requirements for sustainable agricultura in Asia and Oceania. Proceedings of a

symposium, 6-10 March 1989.: pp. 125-142.

Hetrick , B.A.D., Wilson, G.W.T. and Todd, T.C. (1996) Mycorrhizal response in wheat

cultivars: relationship to phosphorus. Canadian Journal of Botany 74, 19-25.

Hinsinger, P. (2001). Bioavailability of soil inorganic P in the rhizosphere as affected by root

induced chemical changes: a review. Plant and soil. 237: 173-195.

Hodge, A. (2000). Microbial ecology of the arbuscular mycorrhiza. FEMS Microbiology

Ecology. 32: 91-96.

Holt, JA, Lepage, M . (2000) .Termites and soil properties. In: Abe T, Bignell DE, Higashi

M (eds) Termites: evolution, sociality, symbioses, ecology. Kluwer, Dordrecht, pp 389–407

Howell, C. R., Beier R.C. et R. D. Stipanovic. (1988). Production of ammonia by

Enterobacter cloacea and its possible role in the biological control of Pythium preemergence

darnping-off by the bacterium. Phytopatholoa, 7 8, 1075- 1078.

Illmer, P., Schinner, F. (1992). Solubilisation of inorganic phosphates by microorganisms

isolated from forest soils. Soil Biol. Biochem. 24: 389-395.

Jansa, J., Mozafar, A., Anken, T., Ruh, R., Sanders, I. R. Frossard, E. (2002). Diversity

and structure of AMF communities as affected by tillage in a temperate soil. Mycorrhiza. 12:

225-234.

Jeffries, P., Barea, J.M.( 1994). Bioeochemical cycling and arbuscular mycorrhizas in the


56

sustainability of plant-soil système. In: Gianinazzi S, Schüepp H, editors. Impact of

Arbuscular Mycorrhizas on Sustainable Agriculture and Natural Ecosystems. Basel,

Switzerland: Birkhäuser Verlag, 1. pp. 101–15.

Jones, L. A. (1990). Termites, soil fertility and carbon cycling in dry tropical africa, a

hypothesis. Journal of Tropical Ecology, 6 : 291-305.

Johnston, H. W. (1967). Potential of the Rhizobium-Fusarizun interactions on the incidence

of alfalfa root rot. Ph.D. Thesis, Universiq of Rhodes Island.

Kalshoven, I. G. E. (1941). La teneur en matières organiques de quelques terres de

termitières Tectona, 34 : 568-582

Kambhampati, S. and P. Eggleton, (2000). Taxonomy and phylogeny of termites. In

Termites: evolution, sociality, symbioses, ecology, T. Abe, D.E. Bignell and M. Higashi, eds.

(Berlin: Academic Press), pp. 488

Katznelson, H, Peterson EA, Rovatt JW. (1962); Phosphate dissolving microoganisms on

seed and in the root zone of plants. Can J Bot 40:1181–6.

Kennedy, P.G., Hortal, S., Bergmann, E.S., Bruns, D.T. (2007). Competitive interactions

among three ectomycorrhizalfungi and their relation to host plant performance. Journal of

Ecology 95: 1338-1345.

Kim, K. Y., Jordan, D., Krishnan, H. B. (1997). Rahnella aquatilis, a bacterium isolated

from soybean rhizosphere, can solubilise hydroxyapatite. FEMS Microbiology letters. 153:

273-277.

Kirchner MJ, Wollum AG, King LD.( 1993). Soil microbial populations and activities in

reduced chemical input agroecosystems. Soil Sci Soc Amer J;57:1289–95.

Kloepper, J.W. (1994) Plant growth-promoting rhizobacteria (other systems). In

Azospirillum/Plant Associations. Okon, Y. (ed.). Boca Raton, FL, USA: CRC Press, pp. 111–

118.

Kloepper, JW, Lifshitz K, Zablotowicz RM. (1989) Free-living bacterial inocula for

enhancing crop productivity.Trends Biotechnol;7:39–43.

Kloepper, JW, Lifshitz K, Schroth MN . (1988). Pseudomonas inoculants to benefit plant

production. ISI Atlas SciAnim Plant Sci pp. 60–4.


57

Kloepper, J.W., Schroth, M.N. (1981). Relationship of in vitro antibiosis of plant growth-

promoting rhizobacteria to plant growth and the displacement of root microflora.

Phytopathology 71, 1020–1024.

Kluepfel, D. A., McInnis T. M., and Zehr E. I. (1993). Involvement of rootcolonizing

bacteria in peach orchard soils suppressive of the nematode Criconemella xenoplax.

Phytopathology 83:1240–1245

Kobayashi. Y., Tanaka. H. and O. Gasawara. (1974). Purification and properties of Fla, a

p-glucanase which is highly lytic toward cell walls of Pirîculonaoryzae E. Agric.Biol.

Chem.pp. 3 8; 973-978.

Kombele, B.M. ( 2002). Caractéristiques pédologiques comparées de termitières sous forêts

primaires du plateau de Yangambi en cuvette centrale congolaise. Bruxelle : Tropicultura. 20

(2) :76-82

Kombele, B.M., Litucha, B.M. & Mambani, B., (1992). Perspective d’utilisation des

termitières dans l’amélioration de la fertilité des sols tropicaux: cas d’une expérimentation en

pots de végétation à Yangambi. Bruxelles: Tropicultura, 10 (2), 51-54.

Kucey, R.M.N.et Leggett, M.E. (1989). Increased yields and phosphorus uptake by

Westarcanola (Brasssica napus L.) inoculated with a phosphatesolubilizing isolate of

Penicillium bilaji.Canadian Journal of Soil Science, 69: 425-432.

Kucharski, J., Ciecko, Z, Niewolak, T., Niklewska-Larska T. (1996). Activity of

microrganisms in soils of different agricultural usefulness complexes fertilized with mineral

nitrogen. Acta Acad Agric Technicae-Olstenensis; 62:25–35.

Kundu, BS, Gaur AC. (1984).Rice responce to inoculation with N2-fixing and P-

soluvilizing microorganisms. Plant Soil ; 79:227–34.

Labat, M . (1989). Termites et méthane, Conférence d’ ORSTOM ; Laboratoire de

Microbiologie Congo Brazaville.

Lal, R. (1990). Soil Erosion in the Tropics: Principles and Management. McGraw- Hill, Inc.,

New York, USA.

Larpent, J.P., Larpent-Gourgaud, M., Boissonne, B.(1988).Travaux pratiques et dirigés de

microbiologie. Smer edition. 223 pp


58

Lavelle, P, Dangerfield M, Fragoso C, Eschenbrenner V, López-Hernández D,

Brussaard L (1994) The relationship between soil macrofauna and tropical soil fertility. In:

Woomer OL, Swift MJ (eds) The biology management of tropical soil fertility. TSBF: A

Wiley-Sayce Publication, New York, USA, pp 137–169.

Lepage, M., Duponnois, R. (2006). De la poudre de termitières pour les jardins. Sciences au

Sud,35 : 11.

Linderman, R.G. (1988) Mycorrhizal interactions with the rhizosphere microflora: the

mycorrhizosphere effect. Phytopathology 78: 366–371.

Linné, C.V. (1753).Species plantarum, p558, http://www.botanicus.org/title/b12069590,

http://www.gutenberg.org/ebooks/20771

Loper, J. E. (1988). Role of fluorescent siderophore production in biological control of

Pythium ultimum by a Pseudomonas fluorescens strain. Phytopathology 78 :166-172

López-Hernández. D., Brossard M., Fardeau J. C. , Lepage M. (2006). Effect of different

termite feeding groups on P sorption and P availability in African and South American

savannas. Biol Fertil Soils . 42: 207–214

Marschner, P., Crowley, D. E., Sattelmacher, B. (1997). Root colonization and iron

nutrional status of a Pseudomonas fluorescens in different plant species. Plant and soil. 196:

311-316.

Makus, D.J.( 2004). Mycorrhizal Inoculation of Tomato and Onion Transplants Improves

Earliness. ISHS. Acta Hort. 631

Maldague, M. E. (1956) .Rapport de mission à Bambesa, Biblioth. Yangambi, pp. 1-43

Mayo, K., Davis, R.E. & Motta, J. (1986). Stimulation of germination of spores of Glomus

versiforme by spore-associated bacteria. Mycologia 78, 426-431.

Mc Fadden. (1980). Biochemical tests for identification of Medical bacteria. Williams and

Wilkins, Baltimore, USA: 51-54.

Meyer, J.R., and Linderman, R.G. (1986) Response of subterranean clover to dual

inoculation with vesiculararbuscular fungi and a plant growth-promoting bacterium,

Pseudomonas putida. Soil Biol Biochem 18: 185–190.


59

Milagres, A. M. F., Machuca, A., Napoleao, D. (1999). Detection of siderophore production

from several fungi and bacteria by a modification of chrome azurol S (CAS) agar plate assay.

Journal of Microbiological Methods. 37: 1-6.

Mohammad, M. J., Pan, W. L., Kennedy, A. C. (1998). Seasonal mycorrhizal colonization

of winter wheat and its effect on wheat growth under dryland field conditions. Mycorrhiza. 8:

139-144.

Monib, M, Hosny I, Besada YB. (1984). Seed inoculation of castor oil plant ( Ricinus

communis ) and effect on nutrient uptake. Soil Biol Conserv Biosphere; 2:723–32.

Mosse, B. (1959) The regular germination of resting spores and some observations on the

growth requirements of an Endogone sp. causing vesicular-arbuscular mycorrhiza. T Brit

Mycol Soc 42: 273–286.

Nair, M. G., Safir, G. R. Siquiera, J.O. (1991). Isolation and identification of vesicular-

arbuscular mycorrhiza-stimulatory compounds from clover (Trifolium ripens) roots. Appl.

Environ. Microbiol. 57:434-439

Naika, S . van Lidt de J. J., Marja de G., Hilmi M., van Dam B. (2005). La culture de la

tomate : production, transformation et commercialisation. van Dam B ed , 5e edit Agrodok

17 : . Pays-Bas. 90 :8573-044-9

Narsian, V., Patel, H. H. (2000). Aspergillus aculeatus as a rock phosphate solubilizer. Soil

Biol. Biochem. 32: 559-565.

Omar, S. (1998). The role of rock-phosphate-solubilizing fungi and vesicular-arbuscular-

mycorrhiza (VAM) in growth of wheat plants fertilized with rock phosphate. World J.

Microbiol. Biotechnol. 14: 211-218.

Paulitz, T. C., and Loper, J. E. (1991). Lack of a role fluorescent siderophore production in

the biological control of Pythium damping-off of cucumber by a strain of Pseudomonas

putida. Phytopathology 81 :930-935.

Pelmont, J. (1993). Bactéries et environnement. Presse Universitaire de Grenoble: 899 pages.

Piccini, D, Azcón R. (1987). Effect of phosphate-solubilizing bacteria and versicular

arbuscular mycorrhizal (VAM) on the utilization of bayoran rock phosphate by alfalfa plants

using a Sand-vermiculite medium. Plant Soil; 101:45–50.


60

Pikovskaya, R. I. (1948). Mobilization of phosphates in soil in connection with the vital

activities of some microbial species. Mikrobiologia. 17: 362 – 370

Phillips, J.M. and Hayman, D.S. (1970). Improved procedures for clearing roots and

staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of

infection. Trans. Brit. Mycol. Soc,. 55: 158-161.

Plenchette, C., (1982). Recherches sur les endomycorhizes à vésicules et arbuscules.

Influence de la plante hôte, du champignon et du phosphore sur l’expression de la symbiose

endomycorhizienne. Ph.D. thesis, Université Laval, Québec, Canada, 182 pp.

Rabeharisoa, L. (2004). Gestion de la fertilité et de la fertilisation phosphatée des sols

ferralitiques des hautes terres de Madagascar. Thèse de Doctorat de l’Université

d’Antananarivo, Spécialité : science du sol ; 202p.

Raghu K, MacRae IC. (1966). Occurrence of phosphate-dissolving microorganisms in the

rhizosphere of rice plants and in submerged soils. J Appl Bacteriol 29: 582-6.

Rapilly, F., (1968). Les techniques demycologie en pathologie végétale.Annales. des Sci.

Nat. 6 (1) : 71 82.

Ray J, Bagyaraj DJ, Manjunath A. (1981);Influence of soil inoculation with versicular

arbuscular mycorrhizal (VAM) and a phosphate dissolving bacteria on plant growth and 32P

uptake. Soil Biol Biochem 13:105–8.

Razakatiana, A.T. E. (2009). Algue marine et microorganisme du sol termitière : source

potentielle de fertilisant biologique .DEA Biotechnologie, Université d’Antananarivo. 53p

Rillig, M.C., Mummey, D.L. (2006). Mycorrhizas and soil structure. New Phytol. 171: 41-

53.

Rodriguez H, Gonzalez T, Goire I, Bashan Y (2004) Gluconic acid production and

phosphate solubilization by the plant growth-promoting bacterium Azospirillum spp.

Naturwissenschaften 91:552–555

Rodriguez, H., Fraga, R. (1999). Phosphate solubilizing bacterie and their role in plant

promotion. Department of Microbiology, Biotechnology Advances 17. 21 : 319–339

Roederer P. (1971). Les sols de Madagascar, Sciences de la terre, Pédologie, 5, ORSTOM,

Paris ,56 p.


61

Ruan, J., Zhang, F., Wong, M. H. (2000). Effect of nitrogen form and phosphorus source on

the growth, nutrient uptake and soil rhizosphere property of Camellia sinensis L. Plant and

Soil. 223: 63-71.

Ruotsalainen, A. L., Väre, H. Vestberg, M. (2002). Seasonality of root fungal colonization

in low-alpine herbs. Mycorrhiza. 12: 29-36.

Sanchez, P.A. and Buol, S.W. (1975). Soils of the tropics and the world food crisis. Science

188: 598-603.

Sayer, J. A., Raggett, S. L., Daad, G. M. (1995). Solubilization of insoluble metal

compounds by soil fungi: development in mutagenesis. J. Chem. Tech. Biotechnol. 32: 354-

364.

Schenck, N.C. and Smith, G.S. (1982). Responses of six species of vesicular-arbuscular

mycorrhizal fungi and their effects on soybean at four soil temperatures. New Phytologist,

92:193-201.

Scheffer, D. J., Henricks, E. E. and Kerster, H. W. (1988). Ecosystem health: Measuring

ecosystem health. Environmental Management, 12: 445-455.

Schippers B., Bakker, A.W., Bakker, P.A.H.M. (1987). Interaction of deleterious and

beneficial rhizosphere microorganisms and the effect of cropping practices. Annu. Rev.

Phytopathol. 25, 339– 358.

Schreiner, R. P., Mihara, K. L., McDaniel, H., Bethelenfalvay, G. J. (1997). Mycorrhizal

fungi influence plant and soil functions and interactions. Plant Soil. 188: 199-209.

Sierra, G. (1957). A simple method for the detection of lipolitic activity of microorganisms

and some observations on the influence on the contact between cells and fatty substrates.

Antonie Meeuwenhoek Ned Tijdschr Hyg, 23 : 15-22.

Singh, C. P., Amberger, A. (1998). Organic acids and phosphorus solubilization in straw

composted with rock phosphate. Biorource Technology. 68: 13-16.

Singh S. and Kapoor K. K. (1999). Inoculation with phosphate-solubilizing microorganisms

and a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus improves dry matter yield and nutrient uptake

by wheat grown in a sandy soil. Biol. Fertil. Soils 28, 139-144.

Siquiera J.O., Safir, G. R., Nair, M. G. (1991). Stimulation of vesicular arbuscular


62

mycorrhiza formation and growth of white clover by favonoid compound. New Phytol. 118 :

87 – 93

Siriporn, S., Pisan, S., and Yuvadee M. (2011) .Arbuscular mycorrhizal fungi on

growth,fruit yield, and quality of cherry tomato under glasshouse conditions. Suranaree J. Sci.

Technol. 18(4):273-280

Subba, R. NS. (1982). Advances in agricultural microbiology. In: Subba Rao NS, editor.

Studies in the Agricultura and Food Sciences. London: Butterworth Scientific,. pp. 295–303.

Smith, S.E. & Read, D. J., (1997). Mycorrhizal symbiosis, 2nd edition, UK: Academic

Press. London.

Smith JH, Allison FE, Soulides DA. (1962). Phosphobacteria as a soil inoculant. Tech US

Dept Agricult Bul; 1:63–70

Steel, K.J. (1961). The oxidase reaction as a toxic tool. Journal of General Microbiology, 25:

297.

Suslov TV. (1982). Role of root-colonizing bacteria in plant growth. In: Mount MS, Lacy

GH, editors. Phytopathogenic Prokariotes. London: Academic Press,. pp. 187–223

Swaby R. J., Fedel, F. (1973). Microbial production of sulphate and sulphide in some

Australian soils. Soil Biol. Biochem. 5: 773-781.

Tarafdar JC , Junk A. (1987). Phosphatase activity in the rhizosphere and its relation to the

depletion of soil organic phosphor. Biol Fertil Soil; 3:199–204

Tisdale, S. L., Nelson, W. L., Beaton, J. D. (1985). Soil and fertilizer phosphorus. Dans soil

fertility and fertilizers, 4e ed. ; Chapitre 8:189-248.

Toro, M., Azcon, R., Barea, J.M. (1997). Improvement of arbuscular mycorrhiza

development by inoculation of soil with phosphate-solubilizing rhizobacteria to improve rock

phosphate bioavailability (32P) and nutrient cycling. Appl. Environ. Microbiol. 4408-4412.

Tulasne & Tulasne C. (1845). MycoBank. International Mycological Association

http://www.mycobank.org/Biolomics.aspx?Table=Mycobank&MycoBankNr_=20244

Valimunzigha C. K. (2005). Étude du comportement physiologique et agronomique de la

tomate (Solanum lycopersicum L.) en réponse à un stress hydrique précoce. Thèses UCL.

Presses universitaires de Louvain n°85. 196 p


63

Varela, A. M., Seif, A. and Lohr, B. (2003). A Guide to IPM In Tomato Production in

Eastern and Southern Africa ICPE.

Vassileva, N., Vassilev, N., Azcon, R. (1998). Rock phosphate solubilization by Aspergillus

niger on olive cake-based medium and its further application in a soil-plant system. Vorld J.

Microbiol. Biotechnol. 14 : 281 – 284

Vazquez, P., Holguin, G., Puente, M. E., Lopez-Cortes, A., Bashan, Y. (2000). Phosphate

solubilizing microorganisms associated with the rhizosphere of mangroves in a semiarid

coastal lagoon. Biol. Fertil. Soils. 30: 460-468.

Vessey, J. K., Heisinger, K. G. (2001). Effect of Penicillium bilaii inoculation and

phosphorus fertiliosation on root and shoot parameters of field-grown pea. Can. J. Plant Sci.

81: 361-366.

Villegas, J., Fortin, J., A. (2001). Phosphorus solubilization and pH changes as a result of the

interactions between soil bacteria and arbuscular mycorrhizal fungi on a medium containing

NH4+ as nitrogen source. Can. J. Bot. 79: 865-870.

Vincent, J.M. (1970).A Manual for the practical study of Root-Nodule Bacteria, Blackwell

Scientific, Oxford. I.B.P Handbook, 15.

Violante, A., Rao, M. A., De Chiara, A., Gianfreda, L. (1996). Sorption of phosphate and

oxalate by synthetic aluminium hydroxysulphate complex. Eur. J. Soil Sci. 47 : 241 – 247.

Vivas, A., Azcon, R., Biro, B., Barea, J.M., and Ruiz-Lozano, J.M. (2003) Influence of

bacterial strains isolated from lead-polluted soil and their interactions with arbuscular

mycorrhizae on the growth of Trifolium pratense L. under lead toxicity. Can J Microbiol 49:

577–588.

Von Alten, H., Lindermann, A., and Schonbeck, F. (1993) Stimulation of vesicular-

arbuscular mycorrhiza by fungicides or rhizosphere bacteria. Mycorrhiza 2: 167–173.

Vonderwell, J. D., Eneback, S. A. (2000). Differential effects on rhizobacterial strain and

dose on the ectomycorrhizal colonization of loblolly pine seedlings. Forest Science. 46 (3)

437 – 441.

Vosatka, M. Gryndler, M. (1999). Tratment of culture fractions from Pseudomonas Putida

modifies the development of Glomus fistulosum mycorrhiza and the response of potato and


64

maize plants to inoculation. Appl. Soil Ecol. 11 : 245 – 251.

Watson, JP (1977) The use of mounds of the termite Macrotermes falciger (Gerstacker) as a

soil amendment. J Soil Sci 28:664– 672

Walley, FL, Germida JJ. (1997). Response of spring wheat (Triticum aestivum) to

interactions between Pseudomonas species and Glomus clarum NT4. Biol Fertil Soils 24:365–

371

Whipps, JM (2001) Microbial interactions and biocontrol in the rhizosphere. J Exp Bot

52:487–512

Wild, H . (1952). The vegetation of South Rhodesian termitaria. Rhod. agric, 49: 1-280.

Xu JG, Johnson RL. (1995). Root growth, microbial activity and phosphatase activity in oil-

contaminated, remediated and uncontaminated soils planted to barley and field pea. Plant

Soil;173:3–10.

Yao, M. K., Tweddell, R. J. Désilets, H. (2002). Effect of two vesicular-arbuscular

mycorrhizal fungi on the growth of micropropagated potato plantlets and on the extent of

disease caused by Rhizoctonia solani. Mycorrhiza. 12: 235-242.

Yadav K. S. and Dadarwal K. R. (1997), Phosphate solubilization and mobilization through

soil microorganisms. In: Biotechnological Approaches in Soil Microorganisms for

Sustainable Crop Production (Dadarwal R. K., ed.). Scientific Publishers, Jodhpur, India, pp.

293-308

Yamin, M.A. & Trager, W. (1979). Cellulolytic activity of axenically-cultivated termite

flagellate Trichumitupsis termupsidis. J Gen. Microbio/, 113 :417-420.

Zhu, Y.-G., Smith, S. E., Barritt, A. R., Smith, F. A. (2001). Phosphorus (P) efficiencies

and mycorrhizal responsiveness of old and modern wheat cultivars. Plant and Soil. 237: 249-

255.

Zoysa, A. K. N., Loganathan, P, Hedley, M. J. (1998). Phosphate rock dissolution and

transformation in the rhizosphere of tea (Camellia sinensis L.) compared with other plant

species. European Journal of Soil Science. 49 (3): 477-486.

http://www.instat.mg/

http://fr.wikipedia.org/wiki/Isospera


65

http:// fr. wikipedia.org/wiki/Mycorhizique

http://fr.worldstat.info/Asia/Madagascar/Land

http://en.wikipedia.org/wiki/Glomus_(fungus)

http://www.unige.ch/cyberdocuments/theses2001/BisognanoC/these_front.html

ANNEXES Annexe I : Composition des milieux de culture

Milieu PVK (phosphate tricalcique) pour 1litre

NH4Cl …………………………………………………………...5 g

NaCl ……………………………………………………………..1 g

MgSO4 …………………………………………………………..1 g

Ca3(PO4)2 ……………………………………………………...4 g

Glucose ......…………………………………………….............10 g

Agar …………..………………………………………..............20 g

Eau Distillée ….. ….……………………………………….1000 ml

pH : 7,2

Composition TSA (Tryptic Soy Agar) pour 1 litre :

Peptone de caséine ………………………………………………...15 g

Peptone de soja……………………………………………………...5 g

Chlorure de sodium…………………………………………………5 g

Agar………………………………………………………………..15 g

pH :7,3

Milieu NBRIP ( National Botanical Research Institute’s Phosphate growth medium) pour 1 litre

Glucose…………………………………………………………….10 g

Chlorure de magnésium…………………………………………….5 g

Sulfate de magnésium…………………………………………...0,25 g

Chlorure de potassium……………………………………………0,2 g

Sulfate d'ammonium……………………………………………...0,1 g

Agar……………………………………………………………….15 g

pH : 7,2

Viande foie pour 1 litre :

Base viande-foie …………………………………………………..30 g

Glucose……………………………………………………………...2 g

Agar…………………………………………………………………6 g

pH :7,4 à 7,6

Milieu Sierra pour 1 litre :

Peptone…………………………………………………………….10 g

NaCl ……………………………………………………………..l 5 g/L

Chlorure de Calcium dihydraté………………………………….0,1 g/L

Agar………………………………………………………………20 g/L

Tween 20 (substrat lipidique) ………………………………1 pour mille

pH :6

Hajna-Kligler pour 1 litre :

Peptone ............................................................................................15 g

Extrait de viande ...............................................................................3 g

Extrait de levure ................................................................................3 g

Peptone pepsique de viande ..............................................................5 g

Glucose .............................................................................................1 g

Lactose ............................................................................................10 g

Rouge de phénol ...........................................................................25 mg

Chlorure de sodium ...........................................................................5 g

Sulfate ferreux.................................................................................0,2 g

Thiosulfate de sodium ………..........……………………………..0,3 g

Agar..................................................................................................11 g

pH :7,4

Mannitol mobility pour 1 litre :

Peptone trypsique de viande….……………………………………20 g

Nitrate de potassium………………………………………………...2 g

Mannitol…………………………………………………………….2 g

Rouge de phénol à 1 % …………………………………………..4 mL

Agar ………………………………………………………………..4 g

pH :7,4

Le milieu lysine-fer pour 1 litre :

Peptone de gélatine………………………………………………..5,0 g

Extrait de levure …………………………………………………..3,0 g

L-lysine…………………………………………………………..10,0 g

Glucose …………………………………………………………...1,0 g

Citrate de fer III ammoniacal …………………………………….0,5 g

Bromocrésol pourpre…………………………………………..20,0 mg

Thiosulfate de sodium…………………………………………40,0 mg

Agar …………………………………………………………….13,5 g

pH:6,7

Citrate de Simmons pour 1 litre :

citrate de sodium ………………………………………………….1,0 g

sulfate de magnésium ……………………………………………..0,2 g

Hydrogénophosphate de potassium………………………………..1,0 g

Dihydrogénophosphate d'ammonium……………………………...1,0 g

Chlorure de sodium ………………………………………………..5,0 g

Bleu de bromothymol……………………………………………..0,08 g

Agar……………………………………………………………….15,0 g

pH:7,1

Annexe II : réactifs de coloration des racines

Bleu trypan (1L)

Acide acetique ( vinaigre blanc 5%)…………………………….100 ml

Eau Distillé………………………………………………………900 ml

Bleu trypan ………………………………………………………..0,5 g

Potasse hydroxyde

KOH……………………………………………………………….200g

Eau distillée qsp…………………………………………………2000ml

Annexe III : Coloration Gram

Coloration et réactif de Gram

- Violet de gentiane,

- Solution iodée de gram ou logol,

- Solution de safranine ou de Fuschine pour Gram,

- Décolorant : alcool acétone ou alcool à 90°

Méthode coloration gram

Voici succinctement les différentes étapes de cette coloration :

1. Coloration par le violet de gentiane ou cristal violet. Laissez agir de 30 secondes à 1

minute rincer à l'eau

2. Mordançage au lugol (solution d'iode iodo-iodurée) : étalez le lugol et laissez agir le

même temps que le violet de gentiane ; rincez à l'eau déminéralisée.

3. Décoloration (rapide) à l'alcool (+acétone) est l'étape la plus importante de la

coloration : versez goutte à goutte l'alcool ou un mélange alcool-acétone sur la lame

inclinée obliquement, et surveillez la décoloration qui doit être rapide.

4. Le filet doit être clair à la fin de la décoloration. Rincez abondamment avec de l'eau

déminéralisée pour stopper la décoloration. Attention, l'utilisation abusive de l'alcool

aura pour conséquence de rendre toutes les bactéries gram négatif.

5. Recoloration à la safranine ou à la fuchsine. Mettez de l'eau distillée sur la lame et

quelques gouttes de Fuchsine. Laissez agir de 30 secondes à 1 minute. Lavez

doucement à l'eau déminéralisée. Séchez la lame sur une platine chauffante à 50°C.

6. Observez avec une goutte d'huile à immersion objectif 100 (grossissement ×1000).

Principe

7. Les étapes 1 et 2 colorent en violet le contenu de la bactérie. Le violet de gentiane se

fixe sur les composants cytoplasmiques de toutes les bactéries. Le lugol permet de

fixer cette coloration interne.

8. L'étape 3 (alcool) sert à décolorer le cytoplasme des bactéries qui seront dites « Gram

négatives ». En effet, celles-ci ont une paroi pauvre en peptidoglycanes - donc plus

fine - qui va laisser passer l'alcool (molécule hydrophile) ou le mélange alcool-

acétone, et qui décolorera le cytoplasme en éliminant le violet de gentiane. Au

contraire, pour les bactéries dites « Gram positif » la paroi constitue une barrière

imperméable à l'alcool car elle est composée d'une « couche » de peptidoglycanes plus

importante, donc de ce fait plus épaisse. Elles resteront alors de couleur violette

9. L'étape 4 est une contre-coloration ayant pour but de donner aux bactéries Gram

négatives précédemment décolorées une teinte rose permettant de les visualiser au

microscope. Les bactéries à Gram positif restées violettes seront évidemment

insensibles à cette contre-coloration plus pâle que le violet imprégnant leur

cytoplasme.

La paroi cellulaire chez les bactéries Gram + et Gram –

Figure 16 : Structures de la membrane et de la paroi de peptidoglycane chez les bactéries Gram+/Gram

(Source : http://www.unige.ch/cyberdocuments/theses2001/BisognanoC/these_front.html)

Name : ZAFILAHY

First name : Lenery Louis

Title : Fungal symbiosis and microorganisme of termite mound soil to improve the yiel of

tomate cultivation (Solanum lycopersicum L.)

ABSTRACT

With the aim to improve crop yield exploiting plant-microbe interation, tomato plants

(Solanum lycopersicum) were inoculated with mycorrhizal fungi and phosphate solubilizing

bacteria.

Depending on the intensity of tricalcium phosphate solubilisation in PVK medium,

phosphate solubilizing bacteria were isolated from termite mound soil, while mycorrhizal

fungi (Glomus mosseae and Glomus intraradices) grow on the roots of millet and maitained at

greenhouse before use. Two bacteria isolate named S1 and S2 showed high intensity of

phosphate solubilization and are selected for inoculation of tomate plants. Inoculums were

consisted of one or the combination of S1 and S2 with each of the two mycorrhizal strains. To

complete the experiments, some tomato plants are single inoculated with one of the two

mycorrhizal strains and the other plants received no inoculums and are considered as

witnesses.

The results showed that : (i) all inoculums used do not affect neither tomate flowers

number nor fruit weigth, (ii) S1 isolate inhibits growth in plant heigt and this inhibition is

lifted by its combination with each of mycorrhizal strains or with S2 isolate (iii) : Glomus

intraradices, Glomus mosseae and S1 isolat do not show a positive effect on mycorrhizal plant

rate and microbial biomass in the rhizosphere (iv) S2 isolate positively affects diameter of

fruit, mycorrhizal plants rate, plant height growth and the density of total cultivable flora and

phosphate solubilizing bacteria.

These resuts are promising for the search of an alternative to the use of chimical

fertizers for improving soil quality and crop yield.

Keywords : Solanum lycopersicum ; mycorhizal strains ; phosphate solubilization ;

inoculation efficiency.

Advisors : Docteur RAMAMONJISOA Daniel

Docteur RAKOTORIMANGA Nirina Christophe

Nom : ZAFILAHY

Prénoms : Lenery Louis

Titre : Symbiose fongique et microorganismes du sol termitière pour l’amélioration du

rendement de la culture de tomate (Solanum lycopersicum L.)

RESUME

Dans l’objectif d’améliorer le rendement de la culture en exploitant l’interaction

plantes-microorganismes telluriques, les plants de tomate (Solanum lycopersicum) sont

inoculés avec des champignons mycorhiziens et des bactéries solubilisant le phosphate.

Les bactéries solubilisant le phosphate sont isolées à partir du sol termitière selon

l’intensité de la solubilisation du phosphate tricalcique sur le milieu de culture PVK, tandis

que les champignons mycorhiziens (Glomus mosseae et Glomus intraradices) se développent

sur les racines de mil et entretenus sous serre avant leur utilisation. Deux isolats de bactérie

nommés S1 et S2 ont montré une intensité de solubilisation de phosphate élevée et ils sont

sélectionnés pour l’inoculation des plants de tomate, seuls ou combinés entre eux ou avec

chacune des deux souches mycorhiziennes. Pour compléter les expériences, des plants de

tomate ont reçu l’inoculum préparé uniquement avec chacune des deux souches

mycorhiziennes tandis que d’autres plants n’ont reçu aucun inoculum et servent de témoins.

Les résultats ont montré que : (i) tous les inocula utilisés n’affectent pas le nombre des

fleurs apparues et le poids des fruits produits ; (ii) l’isolat S1 inhibe la croissance en hauteur

des plantes et cette inhibition est levée par sa combinaison avec chacune des souches

mycorhiziennes ou avec l’autre isolat S2 ; (iii) :Glomus intraradices, Glomus mosseae et

l’isolat S1 ne montrent pas d’effet positif sur le taux de mycorhization des plantes et sur la

biomasse microbienne du sol rhizosphérique ; (iv) : l’isolat S2 affecte positivement le

diamètre des fruits, le taux de mycorhization des plantes, la croissance en hauteur des plantes

et les densités de la flore totale cultivable et des bactéries solubilisant le phosphate.

Ces résultats sont prometteurs quant à la recherche d’alternative à l’utilisation des

engrais chimiques pour l’amélioration de la qualité du sol et du rendement de la culture.

Mots clés : Solanum lycopersicon ; souches mycorhiziennes ; solubilisation de phosphate ;

inoculation ; rendement.

Encadreurs : Docteur RAMAMONJISOA Daniel

Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe

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