Análisis de la Presencia de Organismos …...Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) 5 Análisis de la Presencia de Organismos Genéticamente Modificados en Muestras de Alimentos

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Análisis de la Presencia de Organismos Genéticamente Modificados en Muestras de

Alimentos

Sesión nº 6

Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR)

M. Somma, M. Querci

Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) 2

Análisis de la Presencia de Organismos Genéticamente Modificados en Muestras de Alimentos Sesión nº 6

Índice

Sesión nº 6

Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR)

Introducción 3

Componentes, estructura y replicación del ADN 3 Principios de la PCR 9 Instrumentación y componentes para la PCR 12 Diseño de cebadores para la PCR 18 PCR especializada 22 La PCR en la práctica 24

Bibliografía 32



Introducción

La invención de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) por K. Mullis y sus

colaboradores en 1985 ha revolucionado la biología molecular y la medicina

molecular (Saiki et al., 1985). La reacción en cadena de la polimerasa es una técnica

in vitro utilizada para amplificar enzimáticamente una región determinada de ADN

situada entre dos regiones de ADN cuya secuencia se conoce. Mientras que antes

solo podían obtenerse cantidades mínimas de un gen específico, ahora incluso un

único ejemplar de un gen puede amplificarse con la PCR hasta un millón de

ejemplares en tan solo unas pocas horas.

Las técnicas de PCR se han hecho indispensables para muchos procedimientos

comunes, como la clonación de fragmentos específicos de ADN, la detección e

identificación de genes para diagnóstico y medicina legal, y en la investigación de

modelos de expresión de los genes. Más recientemente, la PCR ha permitido la

investigación de nuevos campos, como el control de la autenticidad de los alimentos,

la presencia de ADN modificado genéticamente y la contaminación microbiológica.

Para comprender los principios de la PCR y sus aplicaciones, debe atenderse en

primer lugar a la naturaleza de la molécula del ADN, por lo que en la sección

siguiente se describen la estructura y la replicación del ADN.

Componentes, estructura y replicación del ADN

Componentes. Una molécula de ADN consta de dos cadenas en hélice,

complementarias y antiparalelas, formadas por unidades alternantes de ácido

fosfórico y desoxirribosa, con uniones transversales de bases púricas y pirimidínicas,

lo que constituye una estructura helicoidal dextrógira, y lleva la información genética

codificada en la secuencia de las bases. En las células eucarióticas, la mayor parte

del ADN se encuentra en el núcleo y se conoce como ADN cromosómico. Está

separado del resto de la célula (citoplasma) por una membrana de dos capas

(membrana nuclear). Por otra parte, puede haber ADN extracromosómico en las

mitocondrias y cloroplastos.

Los elementos estructurales del ADN, llamados nucleótidos, son los siguientes:

• dATP, desoxiadenosina-trifosfato;

• dGTP, desoxiguanosina-trifosfato;

• dTTP, desoxitimidina-trifosfato;

• dCTP, desoxicitidina-trifosfato.



Para mayor facilidad, estos cuatro nucleótidos se denominan dNTP (por las siglas en

inglés de desoxinucleósido-trifosfato). Un nucleótido está formado por tres grandes

partes: una base púrica (adenina, A, o guanina, G), o una base pirimidínica (citosina,

C, o timina, T), un azúcar pentosa (desoxirribosa) y un grupo trifosfato. Como se

muestra en la figura 1, una base púrica o pirimidínica está unida a un anillo de

pentosa por un enlace N-glucosídico, y un grupo fosfato está unido al átomo de

carbono 5' del azúcar por un enlace diéster. En el ácido ribonucleico, ARN, la timina

está sustituida por el uracilo (U) y la molécula de desoxirribosa por la ribosa.

Figura 1. Componentes de los nucleótidos (imagen: Andy Vierstraete, 1999).

Estructura. La figura 2 indica cómo forman los nucleótidos una cadena de ADN. El

ADN se forma uniendo los nucleótidos entre el grupo fosfato de un nucleótido (que

se sitúa en el átomo de C nº 5 de la molécula de azúcar) y el hidroxilo del átomo de

C nº 3 de la molécula de azúcar del nucleótido anterior. Para efectuar este enlace,

se separa un grupo difosfato, con liberación de energía. Los nuevos nucleótidos se

añaden siempre en el extremo 3’ de la cadena. Como se indica en la figura 3, el

ADN es bicatenario (excepto en algunos virus) y las dos cadenas o hebras se

aparean entre sí de forma muy precisa. Cada base de una cadena se aparea con un

solo tipo de base de la cadena contraria, formando un par de bases (pb): A siempre

Nucleótido azúcar + fosfatoDesoxiadenosina - trifosfato = dATP

Desoxiguanosina - trifosfato = dGTP

Desoxicitidina - trifosfato : dCTP

Desoxitimidina - trifosfato = dTTP



se une con T mediante dos puentes de hidrógeno, y C siempre se une con G

mediante tres puentes de hidrógeno. De esta manera, las dos cadenas son

mutuamente complementarias y una de las cadenas puede servir de ADN molde

para formar la otra.

Figura 2. Formación de una cadena de ADN a partir de los distintos nucleótidos

(imagen: Andy Vierstraete, 1999).

Las bases forman un núcleo hidrófobo dentro de la doble hélice. Los azúcares y los

grupos fosfato (en su forma aniónica) constituyen la capa hidrófila exterior de la

molécula. En condiciones fisiológicas, la hélice de ADN bicatenario es más estable

que una hélice de ADN monocatenario.

Extremo 5’

Extremo 3’



Figura 3. Estructura del ADN de una célula (imagen: Andy Vierstraete, 1999).

Genoma= total de todos los cromosomas

Fragmento de cromosoma

Gen

Pares de bases de los nucleótidos

Cromosoma

Esqueleto de azúcar y fosfato

Puente de hidrógeno Base

Mitocondria Membrana plasmática Retículo endoplásmico Aparato de Golgi Citoesqueleto filamentoso Núcleo Lisosoma



Replicación. El ADN contiene toda la información genética que define la estructura

y la función de un organismo. Hay tres procesos diferentes encargados de la

transmisión de la información genética:

• replicación;

• transcripción;

• traducción.

Durante la replicación, un ácido nucleico bicatenario se duplica para formar copias

idénticas. Con este proceso se perpetúa la información genética. Durante la

transcripción, un segmento de ADN que constituye un gen se lee y se transcribe en

una secuencia monocatenaria de ARN. El ARN pasa del núcleo al citoplasma.

Finalmente, durante la traducción, la secuencia de ARN se traduce a una secuencia

de aminoácidos que forman una proteína (Alberts et al., 1983).

La replicación del ADN es el proceso en que se basa la amplificación por PCR, y se

va a describir en detalle.

Durante la replicación, la molécula de ADN se desenrolla y cada cadena se convierte

en un ADN molde para la síntesis de una cadena complementaria nueva. Cada

molécula hija, consistente en una cadena nueva y una vieja de ADN, es una copia

exacta de la molécula madre.

Figura 4. La horquilla de replicación.

Hebra original Hebra nueva Cebador de ARN

Hebra adelantada

Las flechas indican la dirección de la replicación del ADN

Fragmento de Okazaki

Hebra retrasada



Para desenrollar la doble hélice y sintetizar una nueva hebra de ADN hacen falta

varias enzimas. La topoisomerasa y la helicasa se encargan de desenrollar el ADN

rompiendo la estructura superenrollada y cortando una sola hebra de ADN. A

continuación, una primasa (parte de un agregado de proteínas denominado

primosoma) une un pequeño cebador de ARN al ADN monocatenario, para actuar

como extremo 3'OH a partir del cual la ADN polimerasa inicia la síntesis. Este

cebador de ARN es eliminado finalmente por la ribonucleasa H y el hueco se rellena

mediante la ADN polimerasa I. En esta fase, la ADN polimerasa avanza a lo largo de

una molécula monocatenaria de ADN (una hebra sencilla), recogiendo dNTP libres

para unirlos mediante puentes de hidrógeno a los dNTP complementarios situados

en dicha hebra sencilla de ADN (A con T y G con C), y mediante un enlace

fosfodiéster covalente al nucleótido anterior de la propia hebra nueva. La energía

conservada en el trifosfato se utiliza para unir covalentemente cada nuevo nucleótido

a la segunda hebra en crecimiento. Hay diferentes formas de ADN polimerasa, pero

es la ADN polimerasa III la que se encarga de la síntesis progresiva de nuevas

hebras de ADN. La ADN polimerasa actúa solo desde el extremo 5’ hacia el 3’.

Como una de las hebras de la doble hélice tiene el sentido 5’-3’ y la otra el 3’-5’, la

ADN polimerasa sintetiza una segunda copia de la hebra 5’-3’ (hebra retrasada) a

tramos (fragmentos de Okazaki) (Ogawa y Okazaki, 1980). La síntesis de las nuevas

copias de la hebra 5’-3’ se muestra en la figura 4. La otra hebra, la hebra

adelantada, puede avanzar directamente con la síntesis, desde el extremo 5' al 3',

según se va desenrollando la hélice. La ADN polimerasa no puede empezar la

síntesis ex novo a partir de una hebra sencilla desnuda, sino que necesita la

presencia de un cebador con un grupo 3’OH libre al que pueda unir un dNTP.

Una ligasa cataliza la formación de un enlace fosfodiéster entre un extremo 3’OH y

un 5’fosfato, libres y adyacentes. Así puede rellenarse el hueco que queda cuando

se elimina el cebador de ARN. Ha de señalarse la importancia de la presencia de

proteínas de unión a ADN monocatenario para mantener la estabilidad de la

horquilla de replicación. El ADN monocatenario es muy lábil, o inestable, y estas

proteínas se unen a él mientras es monocatenario, protegiéndolo así de la

degradación.



Principios de la PCR

La PCR se basa en el mecanismo de la replicación in vivo del ADN: el ADN

bicatenario se desenrolla y pasa a ADN monocatenario, se duplica y se vuelve a

enrollar. Esta técnica consiste en ciclos repetitivos de:

• desnaturalización del ADN por fusión a temperatura elevada, a fin de convertir el

ADN bicatenario en ADN monocatenario;

• unión (anillamiento) de dos oligonucleótidos, utilizados como cebadores, al ADN

diana;

• extensión de la cadena de ADN por adición de nucleótidos a partir de los

cebadores utilizando ADN polimerasa como catalizador, en presencia de iones

Mg2+.

Los oligonucleótidos consisten normalmente en secuencias relativamente cortas,

que son diferentes entre sí y complementarias de los sitios de reconocimiento que

flanquean el segmento de ADN diana que debe amplificarse. Las fases de

desnaturalización del ADN molde, anillamiento del cebador y extensión del cebador

constituyen un «ciclo» del método de amplificación por PCR. La figura 5 ilustra las

tres fases principales del proceso de amplificación por PCR.

Figura 5. Fases de la amplificación por PCR (imagen: Andy Vierstraete, 1999).

30-40 ciclos de 3 fases

Fase 1: desnaturalización

Fase 2: unión

Cebadores directos e inversos

Fase 3: extensión

Sólo dNTPs



Tras cada ciclo, las hebras de ADN recién sintetizadas pueden servir de ADN molde

para el ciclo siguiente. Como se indica en la figura 6, el producto principal de esta

reacción exponencial es un segmento de ADN bicatenario cuyos extremos vienen

definidos por los extremos 5’ de los oligonucleótidos cebadores y cuya longitud viene

dada por la distancia entre los cebadores. Los productos de una primera ronda de

amplificación efectiva son moléculas de ADN de diferentes tamaños, cuyas

longitudes pueden superar la distancia entre los sitios de unión de los dos

cebadores. En la segunda ronda, estas moléculas generan hebras de ADN de

longitud definida que se acumulan de forma exponencial en rondas posteriores de

amplificación y constituyen los productos dominantes de la reacción. Así, la

amplificación, que es el número final de ejemplares de la secuencia diana, se

expresa con la siguiente ecuación:

(2n-2n)x (1)

donde n es el número de ciclos, 2n es el número de moléculas del primer producto

obtenidas tras el primer ciclo y de los segundos productos obtenidos tras el segundo

ciclo con longitud indefinida, x es el número de ejemplares del ADN molde original.

Teóricamente, al cabo de 20 ciclos de PCR habrá una amplificación de 220 veces,

suponiendo que cada ciclo tiene un rendimiento del 100 %. El rendimiento de una

PCR varía de un ADN molde a otra y depende del grado de optimización que se

haya conseguido.

En los párrafos siguientes se encuentra una descripción pormenorizada de las tres

fases de la amplificación por PCR (desnaturalización del ADN molde, anillamiento

del cebador y extensión) (Sambrook et al., 1989).

gen deseado

ADN plantilla

1er ciclo

2° ciclo

3er ciclo

4° ciclo

35° ciclo

68000 millones de ejemplares 4 8 16 32

ejemplares ejemplares ejemplares ejemplares

Figura 6. La amplificación exponencial del ADN mediante PCR.



Desnaturalización del ADN molde

Durante la desnaturalización, la hebra doble se funde, abriéndose para dar ADN

monocatenario, y se detienen todas las reacciones enzimáticas (es decir, la

extensión de un ciclo anterior). Las dos cadenas complementarias se separan por el

aumento de la temperatura, lo que se denomina desnaturalización. Para obtener la

desnaturalización del ADN, la temperatura suele aumentarse hasta unos 93 - 96°C.

De esta manera se rompen los fuertes puentes de H y aumenta el número de bases

desapareadas. La reacción se completa cuando todo el ADN bicatenario se

convierte en monocatenario. La temperatura a la que la mitad del ADN bicatenario

ha pasado a monocatenario se denomina temperatura de fusión, Tf. El proceso de

desnaturalización depende del tipo de disolvente, de la concentración salina y del pH

utilizado; por ejemplo, la temperatura de fusión desciende al bajar la concentración

salina, al subir el pH y en presencia de disolventes orgánicos como el formaldehído.

El valor de la Tf también se puede ver afectado por la concentración de G/C y T/A.

La Tf de una estructura de ADN que contiene una elevada proporción de G/C es más

alta que la de un ADN más rico en T/A. Por ejemplo, Serratia marcescens tiene

aproximadamente un 60 % de G/C y una Tf de unos 94 °C, mientras que

Pneumococcus tiene aproximadamente un 40 % de G/C y una Tf de unos 85 °C.

Anillamiento del cebador

La unión o rehibridación de las hebras de ADN se efectúa a una temperatura inferior

(generalmente, entre 55 y 65 ºC). Una vez se ha reducido la temperatura, las dos

hebras complementarias de ADN monocatenario tienden a formar de nuevo una

molécula de ADN bicatenario. En esta fase, los cebadores se mueven libremente y

es continua la formación y la ruptura de puentes de hidrógeno entre el cebador

monocatenario y el ADN molde también monocatenaria. Los enlaces más estables

duran un poco más (los cebadores que se corresponden exactamente con el ADN

molde) y es en ese pequeño fragmento de ADN bicatenario (ADN molde con

cebador) donde puede fijarse la polimerasa y empezar a copiar el ADN molde.

Cuando se han introducido unas cuantas bases, el enlace iónico entre el ADN molde

y el cebador es tan fuerte que ya no se rompe.

Extensión del cebador

En esta fase, los cebadores se extienden a lo largo de la secuencia diana utilizando

una ADN polimerasa termoestable (frecuentemente se trata de la ADN Taq

polimerasa) en presencia de dNTP, lo que produce la duplicación del material diana



inicial. La temperatura de trabajo ideal para la ADN polimerasa Taq es de 72 ºC.

Cuando los cebadores se han extendido unas cuantas bases, ejercen una atracción

iónica más fuerte sobre el ADN molde, lo que reduce la probabilidad de que se

invierta el proceso. Los cebadores que no se corresponden exactamente se vuelven

a soltar (debido a la temperatura elevada) y no dan lugar a la extensión del

fragmento. Las bases (complementarias del ADN molde) se unen al cebador en el

extremo 3’ (la polimerasa añade dNTP desde 5’ hacia 3’, leyendo el ADN molde

desde 3’ hacia 5’). La duración del tiempo necesario para las fases de extensión del

cebador puede aumentar si es larga la región de ADN que se va a amplificar; sin

embargo, en la mayoría de experimentos de PCR es suficiente un tiempo de 1 min

para conseguir una extensión completa.

Instrumentación y componentes para la PCR

Instrumentos

El proceso de la PCR ha podido automatizarse gracias a dos importantes avances:

a) el uso de ADN polimerasas termoestables, que resisten a la inactivación a

temperaturas elevadas; así pues, es posible que una alícuota inicial de

polimerasa se mantenga a lo largo de muchos ciclos del protocolo;

b) el desarrollo de baños termostatizados que pueden subir y bajar rápidamente su

temperatura de forma automatizada y programada; se denominan

termocicladores o máquinas de PCR.

Se utilizan diversos diseños de termocicladores como, por ejemplo, calentamiento y

refrigeración por fluidos, calentamiento por resistencia eléctrica y refrigeración por

fluidos, y calentamiento por resistencia eléctrica y refrigeración por semiconductores.

En la figura 7 se muestra un perfil típico de los ciclos de temperatura de un protocolo

de tres fases.



Figura 7. Perfil de ciclos de temperatura de la PCR.

Para que la PCR tenga éxito son fundamentales los parámetros ya mencionados de

los ciclos térmicos, en sus fases de desnaturalización, anillamiento del cebador y

extensión del cebador, así como los componentes utilizados y el número de ciclos

descritos en los párrafos siguientes.

ADN diana

En principio puede efectuarse la amplificación por PCR si está presente al menos un

ejemplar intacto del gen diana. Si el número de ejemplares del gen diana es mayor,

también lo será la probabilidad de que tenga éxito la amplificación del ADN.

Cualquier alteración, como una muesca en el ADN diana, puede bloquear la

amplificación por PCR. El tamaño de la secuencia diana puede variar entre < 0,1 y

unas cuantas kilobases. La cantidad total de ADN utilizada normalmente para la

PCR está entre 0,05 y 1,0 µg, lo que permite la detección de ejemplares solos de la

secuencia diana. Aunque las muestras no tienen que estar muy purificadas, sí es

necesario eliminar algunos contaminantes, como la heparina, el formol, los agentes

quelantes de Mg2+ o los detergentes, para evitar que inhiban el proceso de

amplificación.

Cebadores

Generalmente se utilizan cebadores de 16 a 30 nucleótidos de longitud, lo que

permite que la temperatura de anillamiento sea razonablemente elevada. Los

cebadores no deben tener tramos de secuencias con una polibase (p. ej., poli-dG) ni

Fase 1 : Desnaturalización de la ADN

Un « ciclo »

Minutos

Tem

pera

tura

(°C

)

Fase 3 : Extensión del cebador

Fase 2 : Hibridación del cebador



motivos repetidos, ya que podrían hibridarse de forma inadecuada con el ADN

molde. Deben evitarse las secuencias repetidas invertidas, a fin de prevenir la

formación de estructuras secundarias del cebador, que impedirían su hibridación con

el ADN molde. También deben evitarse las secuencias complementarias de otros

cebadores utilizados en la PCR, para prevenir la hibridación entre cebadores o la

formación de dímeros de cebadores (esto es especialmente importante en relación

con el extremo 3’ del cebador). Siempre que sea posible, conviene que el extremo 3’

del cebador tenga gran proporción de bases G y C para aumentar la hibridación del

extremo que se quiere extender. La distancia entre cebadores debe ser inferior a 10

kb en longitud. Normalmente se observa una importante reducción del rendimiento

cuando los cebadores se encuentran a más de unos 3 kb de distancia entre sí. La

concentración usual de oligonucleótidos para la PCR es de 1 µM. Esto resulta

suficiente para al menos 30 ciclos de amplificación. La presencia de oligonucleótidos

a una concentración superior puede provocar la amplificación no deseada de

secuencias distintas de la diana. Por el contrario, la PCR no es eficaz si la

concentración del cebador es limitante.

ADN polimerasa

El método original de PCR utilizaba el fragmento Klenow de la ADN polimerasa I de

E. coli (Saiki et al., 1985). Sin embargo, esta enzima se desnaturaliza a

temperaturas inferiores a las necesarias para desnaturalizar la mayoría de ADN

molde bicatenario. Así pues, en los primeros experimentos era necesario añadir más

enzima a la reacción tras cada ciclo. Por otra parte, había que trasladar las muestras

desde un baño a una temperatura hasta otro a otra temperatura para permitir el

desarrollo de las distintas fases de desnaturalización, anillamiento y polimerización.

Evidentemente, el uso de una ADN polimerasa termorresistente ha facilitado el

proceso porque ha dejado de ser necesario añadir enzimas tras cada fase de

desnaturalización. En principio, las ADN polimerasas solo pueden incorporar

nucleótidos al extremo 3’ de un polinucleótido. La primera ADN polimerasa

termoestable utilizada fue la ADN polimerasa Taq, aislada de la bacteria Thermus

aquaticus (Saiki et al., 1988). Aunque esta enzima es probablemente la más utilizada

a efectos de la PCR, en el comercio pueden encontrarse algunas otras ADN

polimerasas. En el cuadro 1 se recogen las propiedades de algunas ADN

polimerasas termoestables que se utilizan actualmente para la PCR (Newton y

Graham, 1994).



Cuadro 1. Características de algunas ADN polimerasas utilizadas para la PCR.

Taq/ AmpliTaq Vent Deep-

Vent Pfu Tth UITma

Fuente Thermus aquaticus

Thermo-coccus litoralis

Pyrococcus GB-D

Pyrococcus furiosus

Thermus thermophilus

Thermotoga maritima

Aplicación

Taq: natural AmpliTaq: para ingeniería genética

Para ingeniería genética


Natural Para ingeniería genética


T½ de actividad a 95 ºC (min) 40 1380 400 >120 20 > 50a Actividad exonucleásica de 5’ a 3’

Sí

No

No

No

Sí

No

Actividad exonucleásica de 3’ a 5’

No

Sí

Sí

Sí

No

Sí

Procesividad 50-60 ? 7 ? 30-40 ? Velocidad de extensión (nt/s)

75 ? >80 60 >33 ?

Extremos de ADN resultantes

3’A > 95 % romos

> 95 % romos ? 3’A Romos

PM en kDa 94 ? ? 92 94 70

ADN polimerasa Taq/AmpliTaq. Como ya se ha indicado, esta enzima se aisló de

la bacteria Thermus aquaticus que vive en una fuente caliente del parque nacional

de Yellowstone, de EE.UU., a temperaturas próximas a los 85 ºC. La temperatura

óptima de funcionamiento de esta enzima es de 70 a 80 ºC, a la que la bacteria

sintetiza ADN a la velocidad de 35 – 100 nucleótidos/segundo. Se conoce como

procesividad el número medio de nucleótidos que incorpora una enzima al ADN

antes de separarse del ADN molde. La ADN polimerasa AmpliTaq es un enzima

modificada genéticamente expresada por E. coli. Como AmpliTaq es recombinante,

su pureza y reproducibilidad son superiores a las del tipo silvestre. Sin embargo, es

posible que durante la amplificación del ADN se produzca contaminación con

algunas secuencias homólogas de E. coli. En tal caso, se recomienda el uso de una

ADN polimerasa que no se haya expresado con E. coli como organismo hospedador.

Tanto la ADN polimerasa Taq como la AmpliTaq poseen actividad exonucleásica de

5’ a 3’, con lo que eliminan nucleótidos por delante de la cadena en crecimiento.



ADN polimerasas Vent, DeepVent, Pfu y UITma. Estas enzimas tienen actividad

exonucleásica de 3’ a 5’, que les permite eliminar los residuos mal apareados hasta

que se forme un extremo con bases correctamente unidas. Sin embargo, la actividad

exonucleásica de 3’ a 5’ puede provocar la degradación de los cebadores. Por tanto,

la enzima solo debería añadirse una vez iniciada la reacción, o bien habría que

utilizar cebadores modificados químicamente.

ADN polimerasa AmpliTaqGold. Esta enzima consiste en una ADN polimerasa

AmpliTaq, inactiva a temperatura ambiente, y que solo puede activarse durante un

periodo de incubación a 94 ºC. En este caso, el programa del termociclador debe

incluir un tiempo de pre-incubación a la temperatura de 92 – 95 ºC. En caso de PCR

con liberación gradual es posible suprimir el tiempo de pre-incubación, pero deben

efectuarse al menos 10 ciclos más que con la PCR clásica.

Tampones de reacción y MgCl2 en las PCR

Además de los reactivos que participan directamente en la reacción, la PCR necesita

un tampón adecuado, cuya composición depende del tipo y de las características de

la enzima utilizada. La mayoría de los proveedores proporcionan normalmente un

tampón 10x para utilizarlo con la enzima respectiva. El tampón de reacción más

común utilizado con la ADN polimerasa Taq/AmpliTaq contiene:

• Tris 10 mM, pH 8,3

• KCl 50 mM

• MgCl2 1,5-2,5 mM.

En la PCR es fundamental la presencia de cationes divalentes. La concentración de

MgCl2 en la mezcla final de reacción suele estar entre 0,5 y 5,0 mM, y la

concentración óptima se determina empíricamente (Innis y Gelfand, 1990).

Los iones Mg2+:

• forman un complejo soluble con los dNTP, lo cual es fundamental para la

incorporación de estos;

• estimulan la actividad polimerásica;

• aumentan la Tf de la interacción cebador / ADN molde (con lo que estabilizan la

interacción entre las dos cadenas).



Generalmente, una concentración baja de Mg2+ provoca un rendimiento bajo (o

incluso nulo), mientras que una concentración elevada de Mg2+ hace que se

acumulen productos inespecíficos (errores de cebado). Es importante evitar que en

la solución de ADN molde haya una concentración elevada de agentes quelantes,

como el EDTA, o de grupos iónicos con carga negativa, como el fosfato. En la

bibliografía actual se encuentran discusiones sobre diversos tampones y

suplementos de la PCR, como el DMSO, el PEG 6000, la formamida, el glicerol, la

espermidina y los detergentes no iónicos, utilizados para aumentar la especificidad o

el rendimiento de la reacción (Roux, 1995). Efectivamente, algunas ADN

polimerasas alcanzan su nivel óptimo de actividad solo en presencia de tales

suplementos (Rolfs et al., 1992).

Desoxirribonucleósido-trifosfatos

Para la síntesis de ADN hacen falta desoxirribonucleósido-trifosfatos libres (dNTP).

La concentración de cada uno de los dNTP para la PCR debe estar entre 20 y

200 µM, y los cuatro dNTP deben utilizarse a concentraciones equivalentes para

minimizar los errores de incorporación (Innis et al., 1988). Hay varios fabricantes que

suministran dNTP de elevada pureza, bien como soluciones madre de cada uno de

los dNTP o bien como mezcla de los cuatro dNTP. Las soluciones madre de dNTP

(generalmente 100 mM) se deben ajustar a un pH de 7,0-7,5 con Na OH 1 M para

garantizar que el pH de la reacción final no baja de 7,1 (Sambrook et al., 1989); sin

embargo, ahora se suministran muchas soluciones madre de dNTP con el pH ya

ajustado.

Número de ciclos y efecto de meseta

El número de ciclos de amplificación necesarios para producir una banda visible en

un gel depende mucho de la concentración inicial del ADN diana. A fin de amplificar

50 moléculas diana se recomienda hacer entre 40 y 45 ciclos, mientras que para

amplificar 3x105 moléculas hasta la misma concentración es suficiente con entre 20 y

30 ciclos (Innis y Gelfand, 1990). Esta falta de proporcionalidad se debe al efecto

denominado de meseta, que es la atenuación de la velocidad exponencial de

acumulación del producto en las últimas etapas de una PCR, cuando el producto

alcanza la concentración de 0,3-1,0 nM. Puede deberse a una degradación de los



reactivos (dNTP, enzima), agotamiento de los reactivos (cebadores o dNTP: lo

primero con productos cortos y lo segundo con productos largos), inhibición por el

producto final (formación de pirofosfato), competencia por los reactivos por parte de

productos inespecíficos, competencia por la unión con el cebador mediante nueva

hibridación del producto concentrado (10 nM) (Innis y Gelfand, 1990). Si no se

obtiene el producto deseado tras 30 ciclos, debe tomarse una pequeña muestra (1

µl) del producto amplificado, la cual se mezclará y volverá a amplificar durante 20 o

30 ciclos en una nueva mezcla de reacción, en lugar de prolongar la tanda haciendo

más ciclos. En algunos casos en que es limitante la concentración del ADN molde,

esta nueva amplificación puede proporcionar un buen producto, mientras que la

extensión de los ciclos a más de 40 no lo hace.

Diseño de cebadores para la PCR

Es posible que el parámetro más crítico para tener éxito con la PCR sea el diseño de

los cebadores. A igualdad de todos los demás factores, un cebador mal diseñado

puede hacer que fracase una PCR. La secuencia del cebador determina varios

aspectos, como la posición y la longitud del producto, su temperatura de fusión y

finalmente el rendimiento (Innis y Gelfand, 1994). Un cebador mal diseñado puede

hacer que se consiga poco producto o incluso ninguno, debido a una amplificación

inespecífica o a la formación de dímeros de cebador, lo que puede llegar a competir

con la formación de producto hasta suprimirla. El objetivo de la presente nota de

aplicación es dar normas que deben seguirse en el diseño de cebadores para la

PCR. En otras publicaciones puede encontrarse un tratamiento más completo de

este tema (Dieffenbach et al., 1995).

Selección del cebador

Al diseñar cebadores para PCR hay que tener en cuenta diversas variables. Entre

ellas cabe destacar:

• la longitud del cebador;

• la temperatura de fusión (Tf);

• la especificidad;

• las secuencias complementarias del cebador;

• el contenido de G/C y los tramos de polipirimidina (T, C) o polipurina (A, G);



• la secuencia del extremo 3’.

En las secciones siguientes se habla de cada uno de estos elementos críticos.

Longitud del cebador

Dado que la especificidad, la temperatura y el tiempo de hibridación dependen en

parte de la longitud del cebador, este parámetro es crítico para que tenga éxito la

PCR. En general, los oligonucleótidos que tienen entre 18 y 24 bases presentan una

especificidad extrema de secuencia, siempre que la temperatura de hibridación sea

óptima. La longitud del cebador también influye en la eficacia de la hibridación. En

general, cuanto más largo sea el cebador, menos eficaz será la hibridación. Al

cebarse menos ADNs moldes en cada fase, esto puede hacer que disminuya de

forma significativa la cantidad de producto amplificado. No obstante, los cebadores

tampoco deben ser demasiado cortos, salvo que la aplicación lo exija

específicamente. Como se comenta más abajo, el objetivo debe ser diseñar un

cebador con una temperatura de anillamiento de al menos 50 ºC.

La relación entre temperatura de hibridación y temperatura de fusión es una de las

«cajas negras» de la PCR. Una regla empírica general es utilizar una temperatura de

hibridación inferior en 5 ºC a la temperatura de fusión. Con frecuencia es posible que

la temperatura de hibridación determinada de esta forma no sea óptima y haya que

efectuar experimentos de tanteo para determinar la verdadera temperatura óptima.

La manera más fácil de hacerlo es con un termociclador de gradiente.

Temperatura de fusión (Tf)

Es importante no olvidar que son dos los cebadores que se añaden a una PCR en

relación con un sitio o diana. Los dos cebadores oligonucleotídicos deben diseñarse

de forma que tengan temperaturas de fusión similares. Si los cebadores no se

ajustan bien en cuanto a su Tf, la amplificación será menos eficaz o incluso podrá no

darse en absoluto, ya que el cebador con la Tf más elevada funcionará mal a

temperaturas más bajas y es posible que el cebador con la Tf más baja no trabaje a

temperaturas más elevadas. La forma más precisa de calcular las temperaturas de

fusión de los oligonucleótidos es utilizar cálculos termodinámicos del vecino más

próximo con la fórmula:

Tfcebador = ∆H [∆S+ R ln (c/4)] -273,15°C + 16,6 log 10 [K+] (2)



donde H es la entalpía y S es la entropía de la formación de la hélice, R es la

constante molar de los gases y c es la concentración de los cebadores.

La forma más fácil de hacerlo es con paquetes de programas informáticos de

diseños de cebadores que existen en el mercado (Sharrocks, 1994).

Afortunadamente, con la fórmula siguiente puede calcularse una buena

aproximación de trabajo de este valor (válido generalmente para oligonucleótidos de

entre 18 y 24 bases):

Tf = 2(A+T) + 4(G+C) (3)

donde A, T, G y C son las bases púricas y pirimidínicas.

El cuadro 2 muestra los valores correspondientes a cebadores de diversas

longitudes que se han calculado mediante esta ecuación (denominada fórmula de

Wallace) y suponiendo un contenido de GC del 50 % (Suggs et al., 1981).

Cuadro 2. Cálculo de la longitud de los cebadores con la ecuación de Wallace.


Tf = 2(A+T) + 4(G+C)


Tf = 2(A+T) + 4(G+C)

4 12°C 22 66°C

6 18°C 24 72°C

8 24°C 26 78°C

10 30°C 28 84°C

12 36°C 30 90°C

14 42°C 32 96°C

16 48°C 34 102°C

18 54°C 36 108°C

20 66°C 38 114°C

Las temperaturas calculadas según la fórmula de Wallace son imprecisas en los

extremos de este cuadro. Al calcular las temperaturas de fusión de los cebadores,

ha de velarse por que la temperatura de fusión del producto sea suficientemente

baja como para obtener el 100 % de fusión a 92 ºC. Este parámetro ayuda a



conseguir una PCR más eficaz, aunque no siempre es necesario para que la PCR

tenga éxito. En general, los productos que tienen entre 100 y 600 pares de bases se

amplifican de forma eficaz en muchas PCR. En caso de duda, la Tf del producto

puede calcularse con la fórmula siguiente:

Tf =81,5 + 16,6 (log10 [K+] + 0,41 (% G+C)-675/longitud (4)

Especificidad

Como ya se ha indicado, la especificidad del cebador depende al menos

parcialmente de su longitud. Es evidente que hay muchos más oligonucleótidos

distintos con 24 bases que con 15. Dicho esto, los cebadores han de elegirse de

forma que tengan una secuencia única dentro del ADN molde que debe amplificarse.

Un cebador diseñado con una secuencia muy repetitiva dará como resultado un

borrón al amplificar ADN genómico. Sin embargo, el mismo cebador puede dar una

sola banda si se amplifica un solo clon de una genoteca. Como la ADN polimerasa

Taq es activa en una amplia banda de temperaturas, la extensión del cebador se

producirá a las temperaturas inferiores de hibridación. Si la temperatura es

demasiado baja, podrá darse un cebado inespecífico, que podrá ser extendido por la

polimerasa si hay una corta homología en el extremo 3’. En general, los mejores

resultados se obtienen con una temperatura de fusión de 55 a 72 ºC (lo que

corresponde a una longitud del cebador de entre 18 y 24 bases, según la regla de

Wallace).

Secuencias complementarias del cebador

Es absolutamente necesario que el diseño de los cebadores no incluya ninguna

homología interna del cebador de más de 3 pares de bases. Si un cebador tiene

alguna de estas zonas de auto-homología, pueden formarse estructuras con

cambios bruscos u horquillas, parcialmente bicatenarias, capaces de interferir con la

hibridación al ADN molde. Otro peligro relacionado es la homología entre cebadores.

Una homología parcial en las regiones centrales de dos cebadores puede interferir

con la hibridación. Si la homología se produce en el extremo 3’ de cualquiera de los

cebadores, pueden formarse dímeros de cebadores, que en general impiden la

formación del producto deseado por un mecanismo de competencia.



Contenido de G/C y tramos de polipirimidina (T, C) o polipurina (A, G)

La composición de bases de los cebadores debe ser de entre un 45 y un 55 % de

GC. La secuencia del cebador debe elegirse de forma que no haya tramos de poli-G

ni poli-C que puedan favorecer la hibridación inespecífica. También deben evitarse

los tramos de poli-A y poli-T, ya que pueden «respirar» y abrir tramos del complejo

cebador-ADN molde, lo que puede reducir la eficacia de la amplificación. También

deben evitarse los tramos de polipirimidina (T, C) y polipurina (A, G). Lo ideal es que

el cebador tenga una mezcla casi aleatoria de nucleótidos, un contenido de GC del

50 % y una longitud aproximada de 20 bases. De esta manera, la Tf estará en la

banda de 56 – 62 ºC (Dieffenbach et al., 1995).

Secuencia del extremo 3’

Se ha visto claramente que la posición terminal 3' de los cebadores de la PCR es

fundamental para evitar errores de cebado. Ya se ha explorado el problema de las

homologías de cebadores en estas regiones. Otra variable importante es la inclusión

de un residuo de G o C en el extremo 3’ de los cebadores. Este «cepo de GC»

contribuye a que sea correcta la unión en el extremo 3’, debido a la mayor fortaleza

del puente de hidrógeno de los residuos de G/C. Esto también ayuda a mejorar la

eficacia de la reacción por minimizar las eventuales aberturas que pudiera haber.

PCR especializada

Además de la amplificación de una secuencia diana de ADN por los procedimientos

normales de PCR que se han descrito, se han desarrollado varios tipos

especializados de PCR para aplicaciones específicas.

PCR anidada

Pueden utilizarse conjuntos anidados de cebadores para mejorar el rendimiento de

la PCR de la secuencia diana de ADN (Newton y Graham, 1994). La PCR con



cebadores anidados se efectúa haciendo entre 15 y 30 ciclos con un primer conjunto

de cebadores y después otros 15 a 30 ciclos con un segundo conjunto de cebadores

respecto a una región interna del producto de ADN amplificado en primer lugar. Así

pues, el fragmento más largo producido en la primera ronda de PCR se utiliza como

ADN molde para la segunda PCR. El método de PCR anidada puede aumentar

espectacularmente la sensibilidad y la especificidad de la amplificación del ADN.

Mejora particularmente la especificidad porque esta técnica elimina casi siempre los

eventuales productos de amplificación inespecíficos que perturban el proceso. Esto

se debe a que tras la primera ronda de PCR es poco probable que los eventuales

productos inespecíficos sean suficientemente complementarios de los cebadores

anidados y puedan servir de ADN molde para la amplificación posterior, y así lo que

se amplifica preferentemente es la secuencia diana. No obstante, un inconveniente

de esta extrema sensibilidad es el mayor riesgo de contaminación, y deben

extremarse las precauciones cuando se realiza esta PCR, sobre todo en un

laboratorio de diagnóstico.

PCR Múltiplex

Mientras que la PCR normal utiliza en general un solo par de cebadores para

amplificar una secuencia específica, la PCR Múltiplex utiliza múltiples pares de

cebadores para amplificar muchas secuencias simultáneamente. La presencia de

muchos cebadores de PCR en un solo tubo puede causar muchos problemas, como

el aumento de la formación de productos de PCR con errores de cebado, dímeros de

cebadores y la discriminación de la amplificación de fragmentos más largos de ADN

(Atlas y Bey, 1994).

Para este tipo de amplificación por PCR, se eligen cebadores con temperaturas de

hibridación similares. Las longitudes de los productos amplificados deben ser

similares; si hay grandes diferencias entre las longitudes de los ADN diana se

favorece la amplificación de la diana más corta respecto a la más larga, lo que

implica diferencias en el rendimiento de los productos amplificados. Por otra parte,

los tampones de PCR Múltiplex contienen un aditivo de la polimerasa Taq, que

reduce la competencia entre amplicones y la discriminación de fragmentos más

largos de ADN durante la PCR Múltiplex.

Los productos de la PCR Múltiplex pueden seguir hibridándose con una sonda

específica del gen con fines de verificación.



La PCR en la práctica

Como ya se ha visto en secciones anteriores, la utilización de la PCR está muy

difundida porque se trata de una técnica potente de análisis y preparación. No

obstante, dada la naturaleza de este procedimiento, es posible que cantidades traza

de ADN contaminante sirvan de ADN molde, lo que provocaría la amplificación de un

ácido nucleico distinto del diana (falsos positivos). Así pues, resulta fundamental

realizar la amplificación por PCR en un entorno libre de ADN. El riesgo de

contaminación se reduce si se dispone de zonas de trabajo físicamente separadas y

dotadas de su propio material. El requisito previo más importante para reducir al

mínimo la tasa de falsos resultados positivos es el cumplimiento estricto de las

normas de descontaminación (descontaminación de ácidos nucleicos, prevención de

la formación de aerosoles, etc.). La contaminación de la PCR puede deberse a

fuentes diversas, como las siguientes:

• mesas de laboratorio, equipos y pipetas, que pueden estar contaminados con

preparados anteriores de ADN, o con fragmentos de restricción purificados;

• contaminación cruzada entre muestras;

• productos de amplificaciones anteriores por PCR.

Esta sección recoge algunas recomendaciones, con el fin de definir los requisitos

normales para el establecimiento y mantenimiento de un entorno limpio para

cualquier sistema de ensayo con PCR, independientemente del número de muestras

tratadas (Roth et al., 1997).

Métodos físicos de prevención

Instalaciones de los laboratorios. Para evitar la contaminación, debe disponerse

de zonas de trabajo separadas físicamente de la forma siguiente:

1. Zona de preparación de muestras

Esta sala consiste de una zona en que se efectúan todas las fases previas a la

amplificación del ADN molde (p. ej., aislamiento y purificación del ADN).

2. Sala de disposición de la PCR

Esta sala «limpia» se dedica a los procesos de preparación de la PCR en sí (p.

ej., mezcla maestra, diluciones de cebadores, etc.).

3. Zona post-PCR

Esta zona se reserva a la amplificación de la secuencia del ADN diana, y a la

detección y análisis de los productos de la PCR.



Por otra parte, han de seguirse las normas generales siguientes:

• Todas las salas deben contener su propio material (batas, guantes, reactivos y

suministros).

• Los reactivos y demás material deben etiquetarse con el nombre del contenido y

la fecha de preparación.

• Ha de utilizarse un sistema de flujo unidireccional, es decir, nunca se han de

trasladar materiales, muestras ni equipos de las zonas post-PCR a lugares pre-

PCR.

• Deben utilizarse tubos de reacción para PCR desechables, libres de

desoxirribonucleasa y de ribonucleasa.

• Han de utilizarse puntas de pipeta especiales, que impidan la formación de

aerosoles, y los juegos de pipetas serán exclusivos (se utilizarán solo para la

PCR) y, de preferencia, del tipo de desplazamiento positivo.

• Siempre que sea posible, prepárese la PCR en una campana extractora dotada

de luz UV. En la campana extractora hay de poner una microcentrifuga y guantes

desechables que se utilizarán exclusivamente para la PCR.

• Las mesas y estantes se lavarán periódicamente con lejía al 10 %, seguida de

etanol al 70 %.

Manipulación de las muestras

• Utilícense técnicas estériles y llévense puestos guantes recientes siempre que se

trabaje en las zonas antes descritas. Hay que cambiarse de guantes con

frecuencia, sobre todo si se sospecha que se han contaminado con soluciones

que contengan ADN molde.

• Para preparar los reactivos de la PCR y el ADN molde han de utilizarse siempre

materiales de vidrio, de plástico y pipetas nuevos o esterilizados.

• Pasar por autoclave todos los reactivos y soluciones que puedan sufrir este

tratamiento sin que se vean afectadas sus propiedades. Por supuesto, no deben

pasar por autoclave los cebadores, los dNTP ni la ADN Taq polimerasa.

• Debe disponerse de un conjunto propio de reactivos y soluciones de PCR que

solo se utilizarán con este fin, y dichos reactivos se almacenarán en pequeñas

cantidades.

• Cuando se pipetea el ADN, ha de evitarse la formación de aerosoles que puedan

transportar contaminantes.



• Siempre han de efectuarse reacciones de control, como por ejemplo un control

negativo («sin ADN»), que contenga todos los componentes de la reacción

excepto el ADN molde, y un control positivo que se haya utilizado con éxito en

PCR anteriores.



Métodos bioquímicos de prevención

Uracil-ADN glucosilasa. La reacción en cadena de la polimerasa (PCR) puede

amplificar una sola molécula más de mil millones de veces. Así, es posible amplificar

una cantidad incluso minúscula de un contaminante, lo que daría lugar a un falso

positivo. Tales contaminantes suelen ser productos de anteriores amplificaciones por

PCR (contaminación por arrastre). Por tanto, se han elaborado métodos para evitar

esta contaminación.

Una estrategia frecuente es sustituir el dTTP por dUTP durante la amplificación por

la PCR, para formar ADN que contenga uracilo (U-ADN) (Longo et al., 1990). El U-

ADN contaminante de la muestra se eliminará tratando las mezclas de PCR

posteriores con uracil-ADN glucosilasa (UNG) antes de la amplificación por PCR y

descomponiendo después los polinucleótidos pirimidínicos a temperatura elevada

(95 ºC) en condiciones alcalinas (durante la fase de desnaturalización inicial) (véase

la figura 8).

Figura 8. Reacción de la uracil-ADN glucosilasa.

Por supuesto, este método exige que todas las PCR del laboratorio se realicen con

dUTP en lugar de con dTTP.

Ha de tenerse en cuenta lo siguiente cuando se utilicen productos de PCR que

contengan dU en aplicaciones posteriores:

A=Adenina U=Uracilo G=Guanina

Calor ─► pH alcalino

Uracil-ADN ─► Glucosilasa



• los productos de PCR que contienen dU funcionan tan bien como los que

contienen dT cuando se utilizan como dianas de hibridación o como ADN moldes

para la técnica del didesoxi;

• los productos de PCR que contienen dU pueden clonarse directamente si se

transforman en hospedadores bacterianos UNG-;

• un sustrato que contenga dU es digerido fácilmente por ciertas enzimas de

restricción comunes (p. ej., EcoR I y BamH I), mientras que otras (p. ej., Hpa I,

Hind II, Hind III) presentan una actividad reducida sobre estos sustratos;

• no se recomienda utilizar ADN con dU en estudios sobre la unión a proteínas ni

sobre la interacción del ADN con proteínas.

Desoxirribonucleasa I, exonucleasa III. Otros métodos bioquímicos se basan en el

tratamiento del ADN contaminado con desoxirribonucleasa I, exonucleasa III o con

una enzima de restricción que contenga una secuencia de reconocimiento dentro del

ADN diana. Sin embargo, dadas las condiciones desfavorables en que debe

efectuarse la reacción, estas enzimas presentan el inconveniente de reducir la

eficacia de la amplificación por PCR.

Preparación de la mezcla para la PCR (mezcla maestra)

Los reactivos fundamentales para la PCR son agua, el tampón de reacción, una

ADN polimerasa termoestable, cebadores oligonucleotídicos, desoxinucleótidos

(dNTP) y ADN molde (diana), así como iones de magnesio (Mg2+). En general, todos

los reactivos (excepto el ADN molde) se mezclan en un solo tubo, con un volumen

suficiente según el número de reacciones que se vaya a realizar (mezcla maestra).

La mezcla maestra se reparte a continuación en alícuotas en varios tubos y se

añade el ADN molde. El uso de una solución maestra reduce el riesgo de

contaminación y mejora el rendimiento de la PCR por los motivos siguientes:

• se garantiza una calidad uniforme de la solución respecto a todos los reactivos

para una serie de análisis;

• disminuye el riesgo de contaminación de la solución original y de las resultantes;

• pueden pipetearse volúmenes mayores;

• hay menos etapas de pipeteado, con lo que se ahorra tiempo.

El éxito en la amplificación de la región de interés depende de la cantidad y de la

calidad del ADN molde. La cantidad de ADN molde necesaria es función de la

complejidad de la muestra de ADN. Teniendo en cuenta que el tamaño del genoma



nuclear varía según los organismos, la concentración de ADN debe mantenerse

constante (generalmente 10 ng/µl). El cuadro 3 muestra una comparación del

tamaño del genoma de varias especies vegetales utilizadas con frecuencia en la

transformación vegetal, así como el número correspondiente de ejemplares de

genoma en una cantidad definida de ADN.

Cuadro 3. Comparación del tamaño del genoma de varias especies vegetales y

número correspondiente de ejemplares de genoma en una cantidad definida de

ADN.

Muestra Tamaño del

genoma

Ejemplares de genoma en

1 µg ADN

Ejemplares de genoma

en

1 ng ADN

Maíz 5 x 109 pb 1,85 x 105 185

Soja 1,55 x 109 pb 5,98 x 105 598

Tabaco 3,8 x 109 pb 2,43 x 105 245

Arroz 4 x 108 pb 2,31 x 106 2310

Por ejemplo, en un plásmido de 4 kb con un inserto de 1 kb, la diana de interés es el

25 % del ADN aportado. A la inversa, un gen de 1 kb en el genoma del maíz (5 x 109

pb) representa alrededor del 0,00002 % del ADN aportado. Hace falta

aproximadamente un millón de veces más ADN del genoma del maíz para mantener

el mismo número de ejemplares de la diana por reacción. Para optimizar los

resultados, deben utilizarse > 104 ejemplares de la secuencia diana como ADN

molde inicial para obtener una señal al cabo de 25 o 30 ciclos. Aunque en la práctica

es posible amplificar menos de 10 ejemplares de una secuencia diana, en este caso

podría ser necesario un número mayor de ciclos de PCR para detectar una señal por

electroforesis en gel. Los protocolos generales aplicados habitualmente consideran

un número de ciclos entre 30 y 40. Debe vigilarse un aumento del número de ciclos,

ya que entonces podría incrementarse la amplificación inespecífica.

Controles

Como se señalaba en la sección anterior, se encuentran fuentes posibles de

contaminación por todo el laboratorio. Tanto las muestras como el personal de

laboratorio, el sistema de aire acondicionado, el equipo y los reactivos pueden ser



fuente de contaminación. Entre los agentes contaminantes pueden citarse los

siguientes:

1. contaminación por arrastre de ADN diana amplificado en PCR anteriores;

2. contaminación cruzada entre muestras, lo que supone la transferencia de ADN

diana de una muestra a otra;

3. ADN genómico de preparados de muestras anteriores;

4. degradación de productos por reacciones de descontaminación.

Mientras que las tres primeras formas de contaminación producen falsos positivos, el

último tipo produce falsos negativos. Esta forma de contaminación, observada en

primer lugar por Niederhauser y colaboradores en 1994, provoca la inhibición de las

PCR (Niederhauser et al., 1994). De hecho, la descontaminación con el método

UNG favorece la formación de complejos con los cebadores.

Para obtener resultados fiables, con las PCR siempre hay que utilizar controles tanto

positivos como negativos. El cuadro 4 indica algunos de los controles más utilizados

para garantizar el resultado de los procedimientos de amplificación de ácido

nucleico.

Cuadro 4. Controles que deben introducirse en los ensayos con PCR.

Control Método

Contaminación de los reactivos con el ADN diana

Control negativo de la PCR sin ADN molde (solo mezcla maestra)

Especificidad de la reacción Controles para detectar productos secundarios e inespecíficos

Desarrollo y sensibilidad de la reacción

Controles positivos y negativos para verificar que se cumplen las condiciones y rendimientos buscados

Integridad de la mezcla de PCR PCR con control positivo de ADN

Controles positivos

Hay que comprobar mediante controles positivos la eficacia de la extracción y

amplificación del ADN. Lo ideal es dar límites de detección en equivalentes

genómicos, lo que permitiría la producción de controles de sensibilidad definidos,

con pequeños números de ejemplares. Como norma, debe disponerse de un



preparado de referencia que contenga una concentración conocida del ADN diana

estudiado.

Controles negativos

Puede darse contaminación (arrastre de productos amplificados o ácidos nucleicos)

durante el aislamiento y la purificación del ADN diana, así como durante la

preparación de la mezcla de reacción para la amplificación. Por tanto, es necesario

introducir un control negativo con la mezcla de reacción para la amplificación.



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