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IHSANE EL KADIRI
CONTRIBUTION À L’AMÉLIORATION DE
L’UTILISATION ALIMENTAIRE DU TOURTEAU DE
CANOLA : DÉCOLORATION PAR DU PEROXYDE
D’HYDROGÈNE ET IMPACT SUR LE PRODUIT
Mémoire présenté
à la Faculté des études supérieures et postdoctorales de l’Université Laval
dans le cadre du programme de maîtrise en génie agroalimentaire
pour l’obtention du grade de maître ès sciences (M.Sc.)
DÉPARTEMENT DES SOLS ET DE GÉNIE AGROALIMENTAIRE
FACULTÉ DES SCIENCES DE L’AGRICULTURE ET DE L’ALIMENTATION
UNIVERSITÉ LAVAL
QUÉBEC
2012
© Ihsane El Kadiri, 2012
Résumé
La croissance constante de la population mondiale exige l’élaboration de stratégies
alimentaires capables de soutenir les besoins nutritionnels des populations. Parmi les
moyens stratégiques mis en œuvre, nous pouvons citer l'utilisation des sous-produits de
transformation des aliments pour des besoins nutritionnels humains. En ce sens, l’industrie
de concassage des graines oléagineuses, produisant des huiles végétales, fournit des résidus
qui sont riches en fibres et en protéines. Ceci fait de ces résidus d’excellentes matières
premières pour le développement de nouveaux ingrédients pour l'industrie alimentaire. Le
tourteau de canola est un sous-produit du processus de broyage des graines de canola. En
2007 par exemple, la production du tourteau de canola au Canada était de l’ordre de 2050
tonnes métriques. Sur base sèche, le tourteau de canola contient environ de 12 à 20% (p / p)
de fibres et de 35 à 45% (p / p) de protéines. Sa composition en acides aminés est bien
équilibrée, ce qui rend du tourteau de canola une source potentielle de protéines pour
l'alimentation humaine. Toutefois, des niveaux élevés de facteurs antinutritionnels comme
les glucosinolates et les phytates ainsi que la présence de composés phénoliques limitent
l’utilisation du tourteau de canola dans des produits alimentaires. Les composés
phénoliques dans le tourteau de canola sont responsables de la couleur foncée, du goût
amer et de l’odeur désagréable des matrices alimentaires dans lesquelles le tourteau est
utilisé. Le niveau de composés phénoliques dans le tourteau de canola est plus élevé que
celui dans le tourteau de soja, et il doit être diminué avant d’utiliser le tourteau de canola
comme source d'ingrédients alimentaires. La couleur du tourteau doit également être
considérablement améliorée. Jusqu'à présent, il n'existe aucune technologie complètement
réussie pour diminuer la teneur en composés phénoliques dans le tourteau de canola et
améliorer son odeur, sa couleur et son goût. Dans le présent travail, nous avons développé
une nouvelle approche pour améliorer l'utilisation du tourteau de canola et de ses dérivés
(protéines et fibres) comme ingrédients dans des applications alimentaires humaines. Pour
ce faire, le tourteau de canola a été décoloré (blanchi) par des solutions de peroxyde
d'hydrogène. La couleur du tourteau a été considérablement améliorée et elle est passée de
L * = 45 à L * = 78. Le traitement au peroxyde d'hydrogène a permis aussi l'amélioration
de l'extractabilité de la matière sèche totale dans les solutions aqueuses. Cette extractabilité
ii
était d'environ 22% pour le tourteau initial, tandis que celle du tourteau traité avec du
peroxyde d'hydrogène est de 83%. La solubilité élevée de la matière sèche totale,
comprenant les protéines et les fibres, permettra d'améliorer la biodisponibilité de ces
ingrédients. La teneur en polyphénols totaux a été abaissée d'au moins 93%. Aussi, la
matière extraite à sec a été caractérisée par de très bons paramètres organoleptiques
(couleur, odeur et goût). Nous espérons que ce travail contribuera à résoudre des problèmes
nutritionnels à l’échelle mondiale.
Abstract
This research work was aimed to study the possibility of enhancing the use of canola meal
as a source of food ingredients. The main objectives of this research work were to discolour
the meal and to evaluate the product properties as well as the effect of the treatment on the
extractability of the total dry matter, protein profile, total polyphenolics content, and overall
acceptability of the end product.
The constant growth of world population requires governments in all countries to develop
food policies to support the nutritional needs of populations. Among the strategic means
adopted, we can found the use of by-products of food processing practices for human
nutritional needs. In this context, vegetable oils crushing industry provides residues which
are rich in fibres and proteins. This makes them excellent raw materials for the
development of new ingredients for the food industry. Canola meal is a by-product of de-
oiling process of canola seeds. For example, the production of canola meal in Canada in
2007 was estimated at 2050 metric tonnes. On a dry basis, canola meal contains
approximately 12-20% (w/w) carbohydrates and 35-45% (w/w) proteins. The well balanced
and favourable amino acid composition of the canola meal makes this latter a potential
source of proteins for human nutrition. However, high levels of antinutritional factors such
as glucosinolates and phytates and the presence of phenolics prevent canola meal from
being fully used in food products. Phenolics in canola meal are responsible of the dark
color of the food matrices in which they are used, bitter taste, and strong undesirable smell.
The level of phenolics compounds in canola meal is at least an order of magnitude higher
than in soybean meal, and has to be decreased before the meal can be used as a source of
food ingredients. The meal color must also be significantly improved. Enhancing the
overall quality of the canola meal would contribute to both higher nutritional and monetary
values of this material. Until now, there is no completely successful large scale technology
for decreasing the phenolic content in canola meal and for improving its color, bitterness,
and strong smell.
The prupose of the present work was to develop a novel approach to improve the use of
canola meal and its derivatives (proteins and fibres) as ingredients in food applications. The
canola meal was successfully discolored (bleached) following a treatment with hydrogen
ii
peroxide solutions. The meal color was significantly improved and passed from L* = 45 up
to L* = 78. The treatment with hydrogen peroxide allowed enhancing the extractability of
the total dry matter in aqueous solutions. The initial meal extractability was approximately
22% whereas the meal treated with hydrogen peroxide was characterized by an
extractability of the total dry matter of 83%. The increased solubility of the total dry matter,
including proteins and fibres, will enhance the bioavailability of these ingredients. Total
phenolic content was lowered by at least 93%. The extracted dry matter was characterized
by very good organoleptic parameters (color, smell, and taste). The output of this research
work will hopefully contribute to solving nutritional problems worldwide.
Remerciements
Je tiens à remercier particulièrement mon directeur de recherche, Pr. Mohammed
Aider, pour ses directives, ses orientations et conseils pertinents qui ont mené à bien ce
travail de maîtrise.
Mes vifs remerciements vont également à mon codirecteur de recherche, Pr.
Mohamed Khelifi, pour son aide et son encadrement durant mes études de maîtrise.
Mes remerciements vont aussi à Mademoiselle Loufine Estinfil et à Monsieur
Samuel De Tilly, stagiaires de premier cycle, qui m’ont aidé à accomplir certaines
expérimentations dans le cadre de ce projet de recherche.
Ma profonde reconnaissance va aussi au Pr. Moustafa Khalfe à l’Institut des
Nutraceutiques et des Aliments Fonctionnels (INAF), pour son aide avec la SDS-PAGE
des protéines.
De même, je tiens à remercier Madame Jocelyne Giasson, Madame Mélanie
Martineau, Madame Diane Gagnon et Monsieur Daniel Marcotte pour leur soutien
technique au laboratoire.
Enfin, je remercie tous ceux qui, d’une manière ou d’une autre, m’ont aidé à
accomplir ce travail.
Dédicaces
À mes très chers parents, qui ont toujours su être les meilleurs au monde
À mon époux qui ne cesse de me soutenir À ma sœur et mes frères dont l’affection remplit mon cœur
À toute ma famille Je dédie ce travail…
Avant-Propos
Ce mémoire de maîtrise, portant le titre « Contribution à l’amélioration de
l’utilisation alimentaire du tourteau de canola : décoloration par du peroxyde d’hydrogène
et impact sur le produit », est composé de trois chapitres principaux. Le premier chapitre
est une revue bibliographique détaillée qui présente d'abord des notions de base sur le
canola et les procédés industriels utilisés dans la trituration des grains de canola pour la
production d’huile végétale. La revue bibliographique enchaîne ensuite avec une
description du tourteau de canola qui est la matière résiduelle de l’industrie de production
de l’huile de canola. La composition du tourteau a été décrite en détail. La revue
bibliographique a permis non seulement de bien comprendre le potentiel du tourteau de
canola pour l’industrie alimentaire, mais aussi de bien identifier la problématique qui limite
l’utilisation du tourteau de canola comme additif ou source d’ingrédients essentiels pour
l’industrie alimentaire. Il s’agit de défauts organoleptiques comme la couleur foncée en
milieu aqueux, le goût amer et l’odeur désagréable. La revue bibliographique a permis
d’identifier le blanchiment (décoloration) par du peroxyde d’hydrogène comme étant un
moyen efficace et technologiquement faisable pour résoudre cette problématique qui limite
de façon très significative l’exploitation du potentiel du tourteau de canola dans l’industrie
alimentaire. Le deuxième chapitre a été consacré à définir l’hypothèse de recherche sur
laquelle est basé le présent projet de maîtrise, l’objectif principal de recherche et les
objectifs spécifiques qui permettront de confirmer ou d’infirmer l’hypothèse de recherche.
Le troisième chapitre est un article scientifique rédigé en anglais qui a été soumis pour
publication dans Journal of Biotechnology sous le titre suivant : « Enhancement of total dry
matter and protein extractability from hydrogen peroxide bleached canola meal residue
and process impact on product colour and protein profile ».
Madame Ihsane El Kadiri est la première auteure de l’article, soit l'auteur principal.
Cet article est inséré dans ce mémoire de maîtrise. En étroite collaboration avec son
directeur de recherche, Dr. Mohammed Aïder, et son codirecteur de recherche, Dr.
Mohamed Khelifi, c'est elle qui a pris en charge la conception, la planification et la
réalisation des protocoles expérimentaux du présent projet et qui a analysé les résultats
obtenus. Dr. Mohammed Aïder et Dr. Mohamed Khelifi sont tous deux coauteurs de
vi
l’article scientifique. Leurs commentaires, remarques et critiques tant pour l'élaboration des
protocoles que pour le traitement des données et la correction de l’article et de toutes les
autres parties du présent mémoire de maîtrise ont été d'une aide précieuse.
Le présent mémoire de maîtrise comporte une liste de références bibliographiques
pertinentes au sujet de recherche et une conclusion qui fait la synthèse des résultats et de
certaines perspectives de recherche pour maximiser l’utilisation du tourteau de canola
comme source d’ingrédients alimentaires.
Table des matières
Résumé .................................................................................................................................... i
Abstract ................................................................................................................................... i
Remerciements .................................................................................................................... iii
Avant-Propos ......................................................................................................................... v
Table des matières ............................................................................................................. vii
Liste des Tableaux ................................................................................................................ x
Liste des Figures ................................................................................................................... xi
INTRODUCTION .............................................................................................................. 13
CHAPITRE 1 : REVUE DE LITTÉRATURE ................................................................ 14
1.1 Mise en contexte ...................................................................................................... 14
1.2 Généralités sur le canola ........................................................................................ 14
1.2.1 Historique et distribution géographique du colza/canola ............................... 14
1.2.2 Biologie du canola .............................................................................................. 15
1.2.3 Culture du canola ................................................................................................ 17
1.2.4 Produits du canola .............................................................................................. 17
1.2.4.1 Huile de canola ........................................................................................................ 18
1.2.4.2 Tourteau de canola ................................................................................................. 18
1.2.4.3 Autres produits dérivés .......................................................................................... 19
1.3 Traitement des graines de canola .......................................................................... 19
1.3.1 Processus traditionnel de traitement ........................................................................ 20
1.3.1.1 Nettoyage des graines ............................................................................................. 20
1.3.1.2 Préconditionnement et écaillage des graines ........................................................ 21
1.3.1.3 Cuisson des graines ................................................................................................. 22
1.3.1.4 Extraction de l’huile ............................................................................................... 23
1.3.1.5 Élimination du solvant (désolvantisation) et grillage du tourteau ..................... 24
1.3.2 Processus de «double pressage» des graines de canola .......................................... 25
1.3.3 Raffinage de l’huile de canola ................................................................................... 26
1.4 Effets du traitement sur la qualité du tourteau ................................................... 27
viii
1.4.1 Température et humidité .......................................................................................... 27
1.4.2 Additifs ........................................................................................................................ 29
1.5 Composition nutritionnelle du tourteau de canola .............................................. 29
1.5.1 Protéines et acides aminés ......................................................................................... 30
1.5.2 Minéraux et vitamines ............................................................................................... 32
1.5.3 Glucides et fibres ........................................................................................................ 34
1.5.4 Huile ............................................................................................................................ 35
1.5.5 Composants antinutritionnels ................................................................................... 35
1.5.5.1 Glucosinolates .......................................................................................................... 36
1.5.5.2 Composés phénoliques ............................................................................................ 36
1.5.5.3 Autres substances antinutritionnelles ................................................................... 38
1.6 Blanchiment par le peroxyde d’hydrogène .......................................................... 39
1.6.1 Généralités sur le peroxyde d’hydrogène ................................................................ 39
1.6.2 Principes de blanchiment par le peroxyde d’hydrogène ........................................ 40
1.6.3 Applications du peroxyde d’hydrogène ................................................................... 41
CHAPITRE 2 : HYPOTHÈSE ET OBJECTIFS............................................................. 43
2.1 Formulation de l’hypothèse ......................................................................................... 43
2.2 Objectif principal .......................................................................................................... 44
2.3 Objectifs spécifiques ..................................................................................................... 44
CHAPITRE 3 : PARTIE EXPÉRIMENTALE, RÉSULTATS ET DISCUSSION ...... 45
Abstract ................................................................................................................................ 47
3.1 Introduction ................................................................................................................... 48
3.2 Materials and methods ................................................................................................. 51
3.2.1 Raw material and chemicals ..................................................................................... 51
3.2.2 Proximate analysis ..................................................................................................... 51
3.2.3 Color analysis ............................................................................................................. 52
3.2.4 Digital imaging ........................................................................................................... 53
3.2.5 Total phenolics content and measurement .............................................................. 53
3.2.6 Polyacrylamide gel electrophoresis (Native and SDS–PAGE) .............................. 54
3.2.7 Total dry matter and protein extractability ............................................................ 54
3.2.8 Protocol of meal bleaching ........................................................................................ 55
ix
3.2.9 Experimental design and Statistical analysis .......................................................... 55
3.3 Results and discussion .................................................................................................. 57
3.3.1 Canola meal bleaching (discoloration) ..................................................................... 57
3.3.1.1 Effect of canola meal concentration ...................................................................... 57
3.3.1.2 Effect of hydrogen peroxide concentration .......................................................... 60
3.3.1.3 Effect of pH .............................................................................................................. 65
3.3.2 Extractability of dry matter and nitrogen from bleached canola meal ................ 69
3.3.4 Bleaching effect on total phenolics ........................................................................... 75
3.3.5 Protein SDS-PAGE analysis ..................................................................................... 78
Conclusion ........................................................................................................................... 82
CONCLUSION GÉNÉRALE ............................................................................................ 83
ANNEXE 1: Analyse statistique des données par le logiciel Systat. .............................. 95
ANNEXE 2: Analyse statistique de la corrélation entre les variables indépendantes
(peroxyde d’hydrogène (HP) et concentration du tourteau de canola (CM)) et les
paramètres de couleur du tourteau par le logiciel Systat. ............................................. 109
Liste des Tableaux
Tableau 1.1 : Teneur en acides aminés dans le tourteau de canola (sur une base de 36% de
protéines brutes) (Newkirk, 2009) ................................................................................ 32
Tableau 1.2 : Teneur en minéraux dans le tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009) ........................................................................................ 33
Tableau 1.3 : Teneur en vitamines dans le tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009) ........................................................................................ 34
Tableau 1.4 : Composants glucidiques et fibres du tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009) ........................................................................................ 35
Tableau 1.5 : Teneurs en sinapine, tannins et acide phytique dans le tourteau de canola
(Bell, 1993) ................................................................................................................... 37
Table 3.1: Effects of pH and hydrogen peroxide on the canola meal color ......................... 67
Liste des Figures
Figure 1.1 : Fleur de Brassica napus. .................................................................................. 16
Figure 1.2 : Morphologie de la plante Brassica napus (www.gnis-pedagogie.org, consulté
en décembre 2011). ....................................................................................................... 17
Figure 1.3: Séparateur sous vide éliminant les impuretés des graines de canola (Kimseed,
2009). ............................................................................................................................ 21
Figure 1.4: Techniques d’écaillage des graines de canola (Ohlson, 1992). ........................ 22
Figure 1.5: Schéma du processus traditionnel de traitement des graines de canola
(Newkirk, 2009). ........................................................................................................... 25
Figure 1.6: Schéma récapitulant les différentes étapes de traitement des graines de canola
(www.prolea.com). ....................................................................................................... 26
Figure 1.7: Vue générale du tourteau de canola (Newkirk, 2009). ...................................... 30
Figure 3.1: Dependence of the L*, a* and b* color parameters from the canola meal and
hydrogen peroxide concentration. ................................................................................. 59
Figure 3.2: Dependence of the total colour change (E), Chroma index, Hue angle, and
Browning index parameters from the canola meal and hydrogen peroxide
concentration. ................................................................................................................ 63
Figure 3.3: Digital scanning of the bleached canola meal samples. Sample codes: # 1-
Initial canola meal; # 2 Minimally bleached meal (lowest L* value); # 3- Intermediate
bleached meal (intermediate L* value); # 4- Highly bleached meal (highest L* value).
...................................................................................................................................... 64
Figure 3.4: Total extractable dry matter from bleached canola meal by hydrogen peroxide.
The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 9; 4-6:
2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with 10% hydrogen peroxide at pH 3, 7,
and 9; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen peroxide at
pH 3, 7, and 9; 10-12: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen
peroxide at pH 3, 7, and 10. .......................................................................................... 71
Figure 3.5: Total extractable nitrogen from bleached canola meal by hydrogen peroxide as
function of pH and hydrogen peroxide concentration. ................................................. 72
xii
Figure 3.6: Digital scanning of the dried total extractable dry matter from bleached canola
meal. The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 9;
4-6: 2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with 10% hydrogen peroxide at pH
3, 7, and 9; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen
peroxide at pH 3, 7, and 9; 10-12: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with
3% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and 10. ................................................................... 73
Figure 3.7: Optical density at 755 nm (absorbance) of the ethanolic extracts from canola
meal. The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 10;
4-6: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen peroxide at pH 3,
7, and 10; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen
peroxide at pH 3, 7, and 10; 10-12: 2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with
10% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and 10. ................................................................. 78
Figure 3.8: SDS-PAGE of the canola proteins extracted from hydrogen peroxide bleached
meal. Samples codes: O: control (initial meal); a, b, c: meal bleached with 10%
hydrogen peroxide in a 2.5% (w/v) suspension and extracted at pH 3, 7, and 10,
respectively; d, e, f: meal bleached with 6% hydrogen in a 10% (w/v) suspension at
pH 3, 7, and 10, respectively; g, h: meal bleached with 3% hydrogen peroxide in a
10% (w/v) suspension at pH 3, 10, respectively. .......................................................... 80
Figure 3.9: FTIR spectra of the canola meal: (a) control; (b) Meal with the lowest L*
value; (c) Meal with the medium L* value; (d) Meal with the highest L* value. ........ 81
13
13
INTRODUCTION
Le canola est une variété des oléoprotéagineux dont les graines servent principalement à la
production d’une huile comestible de haute qualité; huile de canola. Le résidu qui résulte du
processus d’extraction d’huile, appelé « tourteau », est souvent destiné à l’alimentation
animale pour sa richesse en protéines et fibres (Ohlson, 1978). Cependant, malgré cette
richesse, le tourteau de canola, dans sa forme originale non transformée, ne peut être utilisé
comme ingrédient ou additif en industrie alimentaire humaine. Ceci est principalement dû à
sa couleur foncée et à son goût amer. Il est également caractérisé par une odeur
désagréable. Tous ces défauts organoleptiques font que le tourteau de canola est quasi
inutilisable dans l’industrie alimentaire. Ainsi, il parrait évident que pour tirer profit de la
valeur nutritionnelle du tourteau de canola, il est nécessaire de définir une nouvelle
approche de traitement de ce dernier pour une éventuelle utilisation comme ingrédient dans
des produits de l’alimentation humaine.
Comme le défaut majeur du tourteau de canola vient de ses propriétés organoleptiques, le
présent projet est principalement orienté à développer une approche efficace pour corriger
ces défauts et ainsi améliorer le potentiel d’utilisation alimentaire humaine du tourteau de
canola. La stratégie de blanchiment par un agent oxydant, le peroxyde d’hydrogène, a été
choisie pour la réalisation de cet objectif. Comme le peroxyde d’hydrogène pourrait avoir
un effet significatif sur les propriétés fonctionnelles du tourteau de canola et de ses
composantes (protéines et fibres), l’étude de l’effet du blanchiment par du peroxyde
d’hydrogène sur l’extractabilité de la matière sèche totale et des protéines du tourteau a
également fait objet d’une étude dans le présent projet.
La partie expérimentale, résultats et discussion, est présentée sous forme d’un article
scientifique qui sera publié dans une revue internationale avec comité de lecture.
14
14
CHAPITRE 1 : REVUE DE LITTÉRATURE
1.1 Mise en contexte
Dans ce chapitre, nous présenterons une revue de littérature qui porte sur le canola et son
utilisation actuelle en industrie. Ensuite, nous exposerons les composants nutritionnels du
tourteau de canola ainsi que les effets du traitement sur sa qualité. Enfin, nous clorons ce
chapitre par une description du peroxyde d’hydrogène et son potentiel comme agent de
décoloration.
1.2 Généralités sur le canola
Les oléoprotéagineux sont considérés comme les plus importantes cultures dans le domaine
agricole et agroalimentaire (Shahidi & Naczk, 1990). Le colza, dont la variété canadienne
est le canola, est l’un des plus importants oléoprotéagineux à l’échelle mondiale (Shahidi &
Naczk, 1992). Le Canada est le plus grand exportateur de graines de canola dans le monde
avec un volume annuel d’environ 3,2 millions de tonnes (Eskin & McDonald, 1991). Ses
principaux marchés d’exportation sont le Japon, le Mexique, les États-Unis et l’Union
Européenne1. Dans cette section, nous aborderons l’historique et la distribution
géographique du canola, la biologie du canola, sa culture et ses produits dérivés.
1.2.1 Historique et distribution géographique du colza/canola
Les anciennes civilisations de l’Asie et du long de la Méditerranée ont utilisé au début
l’huile de colza pour l’éclairage et par la suite, comme huile de cuisson. Des
enregistrements préliminaires indiquent que le colza a été cultivé en Inde depuis plus de
3000 ans et qu’il a ensuite été introduit en Chine et au Japon depuis environ 2000 ans
(Shahidi, 1990).
Bien que les premières cultures du colza en Europe datent du 13ème siècle, sa production et
son utilisation n’ont considérablement augmenté qu’en 1945, en particulier en Europe du
15
15
Nord (Shahidi, 1990). En 1974, M. Baldur Stefansson, un phytogénéticien à l’Université du
Manitoba, a développé la première variété de plantes « doublement faible », c’est-à-dire
pauvre à la fois en acide érucique dans l’huile et en glucosinolates dans le tourteau. La
variété Tower de Brassica napus a été la première à répondre aux exigences de qualité
particulières à une culture grandement améliorée connue sous le nom de canola (Goodwin,
2005).
Dès lors, le terme « canola » a été introduit afin de le différencier du colza. Certains pays,
notamment d’Europe, utilisent le terme « double zéro de colza » (faible teneur en acide
érucique et basse teneur en glucosinolates) pour identifier la « qualité canola » des graines,
de l’huile et du tourteau (résidu de la graine après extraction de l’huile) (Newkirk, 2009).
Les principaux producteurs du colza et de ses variétés sont : la Chine, le Canada, l’Inde, la
France, le Royaume-Uni et la Pologne (Shahidi, 1990).
Le Canada est considéré comme le centre mondial de recherche sur le canola. De
nombreuses améliorations dans le rendement, la résistance aux maladies des plantes et la
qualité continuent d’être réalisées par des développeurs de graines privés, le gouvernement
fédéral et les universités. Avec 60 000 agriculteurs décideurs, 13 usines de transformation
dans cinq provinces et plus de 2 800 personnes directement employées dans des emplois
hautement qualifiés et professionnels, l’industrie du canola contribue à plus de 13 milliards
de dollars annuellement dans l’économie canadienne2. Cette industrie se concentre
principalement dans la région des Prairies (Manitoba, Saskatchewan et Alberta), la région
de la rivière de la Paix (Alberta et Colombie-Britannique) et aussi en Ontario et au Québec
(ACIA, 1994).
1.2.2 Biologie du canola
Trois espèces correspondent à la définition du canola : Brassica napus (colza), B. rapa
(navet) et une moutarde de qualité canola, B. juncea. Elles appartiennent à la famille des
crucifères ou Brassicacées (Goodwin, 2005). Le mot « Crucifères » fait allusion à la forme
des fleurs dont les quatre pétales sont disposés en forme de croix (Musil, 1950). La Figure
1 Site web : www.soyatech.com (consulté en décembre 2011) 2 Site web : www.canolacouncil.org (consulté en décembre 2011)
16
16
1.1 illustre la forme spéciale des fleurs des crucifères3. La famille des crucifères inclut
d’autres espèces telles que les rutabagas, le chou, le chou-fleur et la moutarde (Barthet,
2009).
Figure 1.1 : Fleur de Brassica napus.
Le B. napus a des feuilles partiellement embrassantes, alternes, sessiles et lancéolées avec
un limbe découpé, de couleur verdâtre ou vert bleuâtre et de surface glabre ou avec
quelques poils4. La tige est caractérisée par des ramifications variables selon les variétés et
les conditions du milieu; chacune de ces ramifications se termine par une inflorescence
(Musil, 1950). L'inflorescence est de type grappe; elle est allongée de fleurs jaunes
rassemblées aux extrémités sans dépasser les bourgeons terminaux (Musil, 1950). Les
graines matures de canola sont petites et rondes, de 1 à 2 mm de diamètre, se trouvant dans
de petites siliques semblables aux gousses de pois, mais leur grosseur correspond au
cinquième seulement de celle des semences de pois (Goodwin, 2005). Ces graines sont
revêtues d'une mince enveloppe noire, brune ou jaune et contiennent en moyenne 43%
d'huile (Newkirk, 2009). La Figure 1.2 présente la morphologie du B. napus (colza/canola).
3 Site web : www.gnis-pedagogie.org (consulté en décembre 2011) 4 Site web : www.gnis-pedagogie.org (consulté en décembre 2011)
17
17
Figure 1.2 : Morphologie de la plante Brassica napus (www.gnis-pedagogie.org, consulté
en décembre 2011).
1.2.3 Culture du canola
La production du colza/canola occupe, depuis 1987, le troisième rang dans le monde et elle
se développe plus rapidement que toute autre culture oléagineuse (Shahidi, 1990). Au
Canada, le canola est généralement semé au printemps (en mai) et récolté entre août et
septembre. Les méthodes de semence et de récolte sont semblables à celles des céréales
(Barthet, 2010). En ce qui concerne la fertilisation des ovules de cette plante, elle se produit
dans la plupart du temps par autopollinisation (ACIA, 1994). Le pollen est transporté soit
par le vent (courte distance) ou par les insectes (les abeilles) s’il s’agit d’une grande
distance (ACIA, 1994).
1.2.4 Produits du canola
Les graines de canola sont utilisées pour la production d’une huile comestible de haute
qualité; « l’huile de canola ». Le résidu appelé « tourteau », qui résulte de cette extraction,
constitue une source importante de protéines de bonne valeur nutritionnelle et fonctionnelle
(Shahidi & Naczk, 1992).
18
18
1.2.4.1 Huile de canola
La plupart des pays qui importent les graines de canola l’introduisent principalement pour
extraire l’huile qui est considérée comme une huile végétale consommable de qualité
(Newkirk, 2009). En effet, l’huile de canola contient environ 61% d'acide oléique (C18:1),
qui est un acide gras mono-insaturé. L’acide oléique réduit les niveaux du cholestérol
sérique et du « mauvais » cholestérol (LDL) et il n’affecte pas les niveaux du « bon »
cholestérol (HDL)5. L’huile de canola contient aussi 22% d'acide linoléique (C18:2) appelé
également oméga-6 et 11% d'acide -linoléique (C18:3) connu sous le nom d’oméga-3. Ces
deux classes d’acides gras polyinsaturés sont essentielles, car elles ne peuvent pas être
synthétisées par le corps humain et doivent être fournies par l’alimentation.
Au Canada, une huile de canola à stabilité élevée a été développée par l'industrie du canola.
Cette nouvelle huile contient un taux plus élevé d’acide oléique (de 50 à 76%) et un taux
moins élevé d'acide -linoléique (de 1 à 15%) comparativement à l'huile de canola
conventionnelle (Barthet, 2009). L'acide -linoléique est un acide gras polyinsaturé
(possédant trois doubles liaisons), pouvant facilement s'oxyder sous haute température (ex.
friture). Cette oxydation génère des saveurs indésirables ainsi que la formation d'acides gras
trans. L’huile de canola est la plus faible en gras saturés par rapport aux autres huiles
comestibles6. Pour cette raison et grâce à son excellent équilibre en acides gras
polyinsaturés et mono-insaturés, sa large gamme de fonctionnalités et son goût léger,
l’huile de canola a trouvé une place importante dans les cuisines du monde, les entreprises
de transformation des aliments et les restaurants5.
1.2.4.2 Tourteau de canola
Le tourteau de canola, qui résulte du broyage des graines, est une source de protéines
largement utilisée dans les industries de l’aquaculture et de l’alimentation animale à
l’échelle mondiale (Newkirk, 2009). Il contient environ 40% de protéines sur une base
sèche (Naczk & al., 1998) et sa teneur en acides aminés est relativement bien équilibrée
(Shahidi & Naczk, 1992).
5 Site web : www.canolacouncil.org (consulté en décembre 2011) 6 Site web : www.soyatech.com (consulté en décembre 2011)
19
19
Malgré la richesse protéinique du tourteau de canola, son utilisation est encore non adoptée
par l’industrie alimentaire humaine. Ceci est dû essentiellement à son contenu élevé en
glucosinolates et en composés phénoliques comparativement aux autres graines
oléagineuses. Même si la teneur en glucosinolates dans le canola a été considérablement
réduite par rapport au colza, les variétés de canola contiennent encore des teneurs trop
élevées en glucosinolates (Naczk & al., 1998). Ces glucosinolates peuvent subir une
dégradation en des composés toxiques tels que les isothiocyanates, les nitrites et les
thiocyanates. Pour cette raison, des procédés ont été développés pour réduire leur teneur
dans le tourteau de canola (Naczk & al., 1998).
Quant aux composés phénoliques, ils sont présents en fortes quantités dans le tourteau de
canola. À titre d’exemple, ce dernier contient 30 fois plus de composés phénoliques que le
tourteau de soja (Shahidi & Naczk 1992). La présence de ces composés cause une couleur
foncée et une saveur amère au produit final lorsqu’ils sont intégrés dans des préparations
alimentaires, ce qui limite l’utilisation du tourteau de canola dans l’alimentation humaine
(Naczk & Shahidi, 1989).
1.2.4.3 Autres produits dérivés
Le canola est également utilisé comme source d’autres produits dérivés qui sont d’un grand
intérêt dans plusieurs domaines industriels. Il s’agit, entre autres, du biodiesel, de produits
cosmétiques, de détergents et savons, d’encres, d’engrais, de lubrifiants, de produits
pharmaceutiques, de produits plastiques, de surfactants, etc. (Casséus, 2009).
1.3 Traitement des graines de canola
Le traitement des graines de canola constitue une étape fondamentale qui conditionne la
qualité des produits dérivés de ces graines et plus particulièrement de l’huile comestible de
canola et du tourteau. Les graines de canola sont généralement traitées à l’aide de l’un des
deux processus suivants : 1) processus traditionnel de traitement et 2) processus de double
pressage. Par la suite, l’huile extraite à partir de ces graines subit un troisième processus de
traitement appelé « raffinage ».
20
20
1.3.1 Processus traditionnel de traitement
Les graines de canola sont traditionnellement comprimées par une presse puis
un solvant est utilisé pour en extraire l’huile et la séparer du tourteau. Ce processus, appelé
également « pre-press solvent extraction », comprend les étapes suivantes: 1) nettoyage des
graines, 2) préconditionnement et écaillage des graines, 3) cuisson des graines, 4)
extraction de l’huile, 5) élimination du solvant et grillage du tourteau (Newkirk, 2009).
1.3.1.1 Nettoyage des graines
Les graines de canola sont classées selon les normes définies par la Commission
Canadienne des Grains (Newkirk, 2009). Il s’agit notamment de spécifications concernant
la teneur en humidité maximale, les dommages des graines et la teneur en chlorophylle. Les
graines livrées à la station de concassage contiennent des impuretés qui sont éliminées par
les opérations de nettoyage avant le traitement (Newkirk, 2009). Ces impuretés sont isolées
à l’aide d’un séparateur sous vide qui élimine tout d’abord les impuretés légères et, par la
suite, celles qui sont plus lourdes (Kimseed, 2009). La Figure 1.3 montre la technique de
séparation sous vide.
21
21
Figure 1.3: Séparateur sous vide éliminant les impuretés des graines de canola (Kimseed,
2009).
1.3.1.2 Préconditionnement et écaillage des graines
Avant de procéder à l’écaillage des graines, ces dernières sont généralement préchauffées
avec des séchoirs à grains à environ 35°C. Ceci permet d’éviter l’éclatement qui peut se
produire lorsque les graines pénètrent dans l’unité d’écaillage (Unger, 1990).
Différentes techniques sont adoptées pour l’écaillage des graines de canola, à savoir la
percussion pneumatique (à choc), le fractionnement entre les rouleaux et le clivage par
22
22
déformation. Cette troisième technique donne les meilleurs résultats et cause le moins de
perte d’huile (Ohlson, 1992). La Figure 1.4 illustre ces différentes techniques d’écaillage.
Figure 1.4: Techniques d’écaillage des graines de canola (Ohlson, 1992).
L’écaillage des graines de canola vise la suppression de la majeure partie des fibres et des
pigments qui, autrement, baisseront la valeur nutritionnelle du tourteau. Si les téguments
sombres sont retirés avant extraction, l’huile obtenue aura une couleur plus claire et aura
besoin de moins de blanchiment (Ohlson, 1992).
L’objectif de l’écaillage est donc de séparer en un grand nombre possible les parois
cellulaires sans endommager la qualité de l’huile. Il est nécessaire de prévoir que
l’épaisseur des graines broyées soit entre 0,3 et 0,38 mm. Les graines plus minces que 0,2
mm sont très fragiles, tandis que les graines plus épaisses que 0,4 mm donnent un
rendement plus faible en huile (Newkirk, 2009).
1.3.1.3 Cuisson des graines
Les semences sont cuites et conditionnées par un passage à travers une série de fours
chauffés à la vapeur. La cuisson sert à la rupture thermique des graines destinées à l’huile
qui résultent de l’écaillage. Elle sert aussi à réduire la viscosité de l’huile, à promouvoir la
coalescence des gouttelettes d’huile et à dénaturer les enzymes hydrolytiques. La cuisson
Fractionnement entre
rouleaux
Clivage par déformation Percussion
pneumatique
23
23
permet également de régler l’humidité des semences, ce qui est important pour le succès de
la poursuite des opérations de prépressage (Newkirk, 2009).
Au début de cette étape, la température augmente rapidement à 80-90ºC, ce qui sert à
inactiver l’enzyme myrosinase présente dans le canola. Cette enzyme peut hydrolyser les
petites quantités de glucosinolates dans le canola, ce qui génère des produits de dégradation
importuns qui affectent à la fois la qualité d’huile et celle du tourteau (Newkirk, 2009).
Le cycle de cuisson dure de 15 à 20 minutes et les températures varient normalement entre
80 et 105ºC, avec un optimum d’environ 88°C. Dans certains pays, notamment la Chine,
des températures de cuisson de 120°C ont été traditionnellement utilisées lors du traitement
de colza à haute teneur en glucosinolates, et cela, afin de volatiliser une partie des
composés soufrés pouvant causer des odeurs indésirables dans l’huile. Cependant, ces
températures élevées peuvent négativement affecter la qualité des protéines du tourteau
(Newkirk, 2009).
1.3.1.4 Extraction de l’huile
Pour extraire l’huile de canola, deux étapes sont nécessaires à savoir l’élimination
mécanique d’une partie de l’huile par pressage et l’extraction du reste d’huile par solvant.
Cela dit, les graines cuites de canola sont d’abord pressées dans une série de presses.
L’objectif du pressage est d’enlever autant d’huile que possible, généralement 60% de la
teneur en huile, tout en produisant un tourteau idéal pour l’extraction par solvant. Le reste
d’huile est ensuite extrait par solvant puisque le pressage seul ne peut pas enlever toute
l’huile de la graine de canola. (Newkirk, 2009).
L’extraction par solvant consiste à solubiliser l’huile dans un solvant qui est généralement
de l’hexane (C6H16). Ce dernier présente deux avantages majeurs: il ne demande pas
beaucoup d’énergie pour être distillé et il n’est pas miscible dans l’eau. Étant apolaire,
l’hexane a alors une grande affinité pour les lipides. L’extraction par solvant (hexane)
consiste à faire couler le solvant sur le produit à extraire et par diffusion, le solvant se
charge en huile7.
7 Site web : www.creol.fr (consulté en décembre 2011)
24
24
Le mélange (solvant et huile) récupéré après extraction est séparé par distillation à 70°C
environ. La majeure partie du solvant s’évapore sous l’effet de la température et se sépare
de l’huile. Les dernières traces de solvant et d’eau sont éliminées par chauffage d’huile
sous vide à une température supérieure à 100°C en injectant de la vapeur d’eau1.
1.3.1.5 Élimination du solvant (désolvantisation) et grillage du tourteau
Le tourteau qui reste de la graine après extraction de l’huile doit aussi être débarrassé du
solvant (hexane). En effet, 98% de l’hexane est distillé facilement, mais les 2% résiduels
sont liés à la matière et exigent un traitement particulier1. Pour cela, le tourteau est traité à
l’aide d’un appareil constitué d’une série de compartiments ou de bouilloires, en le
chauffant sur une série de plaques chauffées à la vapeur d’eau. La vapeur d’eau a un effet
de déplacement et d’entraînement qui accélère la désorption du solvant1.
L’élimination finale (désolvantisation) du solvant est complétée par l’injection de vapeur
vive à travers le tourteau; ce processus est appelé « grillage ». Pendant la phase de
désolvantisation-grillage, le tourteau est chauffé à 95-115°C et l’humidité augmente à 12-
18%. En présence d’humidité, ce grillage cause un brunissement du tourteau1.
Le temps total passé dans le désolvanteur-grilleur est d’environ 30 minutes. Puis, le
tourteau est refroidi et séché à environ 12% d’humidité par soufflage d’air à travers le
désolvanteur-grilleur. Par la suite, il est uniformément broyé en utilisant un broyeur à
marteaux. Enfin, il est granulé ou envoyé directement au stockage sous forme de purée
(Newkirk, 2009). La Figure 1.5 résume le processus traditionnel de traitement des graines
de canola.
25
25
Figure 1.5: Schéma du processus traditionnel de traitement des graines de canola
(Newkirk, 2009).
1.3.2 Processus de «double pressage» des graines de canola
Le deuxième processus de traitement des graines de canola est appelé « double pressage ».
Au Canada, une faible proportion de graines de canola (environ 300 000 tonnes par an) est
traitée par ce processus. Dans ce cas, la graine est pressée à deux reprises pour extraire
l’huile plutôt que l’extraction par solvant. Le tourteau qui en résulte a une forte teneur en
huile qui peut aller de 8 à 11% si on le compare au tourteau (extrait par solvant) de la
prépresse traditionnelle.
Au cours du processus de double pressage, le tourteau n’est pas soumis à la
désolvantisation-grillage, mais il est encore soumis à des effets potentiels de la chaleur dus
au frottement généré par le pressage. Les températures du tourteau peuvent atteindre 160ºC,
mais en raison de la faible teneur en humidité et de la courte durée, la qualité des protéines
est généralement préservée (Newkirk, 2009).
26
26
1.3.3 Raffinage de l’huile de canola
Le raffinage de l’huile de canola comporte les étapes suivantes : la neutralisation, le
blanchiment (décoloration) et la désodorisation (Ohlson, 1992). La neutralisation du goût se
fait par élimination d’acides gras libres en utilisant une solution de soude. Les savons
formés au cours de cette opération sont séparés par centrifugation et l’huile est ensuite
lavée. Quant au blanchiment, il se fait par brassage à 90°C avec de la terre décolorante,
suivi d’un passage dans un filtre. Pour ce qui est de la désodorisation, elle est réalisée par
élimination des composés volatils à l’aide de la vapeur d’eau sous faible pression pour
mieux conserver la qualité de l’huile. Enfin, l’huile est refroidie sous vide avant stockage8.
La Figure 1.6 récapitule les différentes étapes de traitement des graines de canola jusqu’à
obtention d’une huile raffinée et d’un tourteau de qualité.
Figure 1.6: Schéma récapitulant les différentes étapes de traitement des graines de canola
(www.prolea.com).
8 Site web: www.prolea.com (consulté en décembre 2011)
27
27
1.4 Effets du traitement sur la qualité du tourteau
La qualité du tourteau dépend fortement des conditions de traitement dans la station de
concassage. Au Canada, la plupart des concasseurs suivent des conditions semblables de
traitement, ce qui rend la qualité du tourteau de canola peu variable. Cependant, il peut y
avoir dans certains pays des variations considérables dans les conditions de traitement
utilisées lors de la transformation du canola. Dans ces cas, les utilisateurs du tourteau de
canola doivent régulièrement mesurer la qualité des protéines du tourteau (Newkirk, 2009).
Dans cette section, nous présenterons les principaux facteurs influençant la qualité du
tourteau, à savoir la température, l’humidité et les additifs ajoutés au cours du traitement
des graines de canola. En ce qui concerne la teneur en protéines dans le tourteau de canola,
elle sera détaillée dans la section 5.
1.4.1 Température et humidité
La température et l’humidité sont deux facteurs déterminants dans les deux étapes de
cuisson et de désolvantisation-grillage. Les premières recherches menées par Youngs et
Wetter (1969) montrent que lors de la cuisson des graines, la température doit être portée à
80-90°C aussi rapidement que possible afin de minimiser l’hydrolyse des glucosinolates par
la myrosinase (enzyme catalysant cette réaction d’hydrolyse). On note que les
glucosinolates sont parmi les principaux composants antinutritionnels du tourteau de
canola.
La teneur en humidité de la graine influence également l’hydrolyse des glucosinolates.
Cette teneur doit être comprise entre 6 et 10%. Au-delà de 10% d’humidité, l’hydrolyse des
glucosinolates se déroule rapidement et au-dessous de 6% d’humidité, l’enzyme
myrosinase n’est que lentement inactivée par la chaleur (Newkirk, 2009).
La cuisson et la désolvantisation-grillage sont susceptibles d’affecter à divers stades de
traitement la qualité des protéines de différents produits intermédiaires du canola et
éventuellement celle du tourteau final. Plusieurs chercheurs ont démontré que le traitement
thermique réduit la solubilité des protéines des graines de canola (Deacon & al., 1988), du
tourteau intermédiaire (Jones, 1993) et du tourteau final (McKinnon & al., 1995). Aussi,
avant l’extraction de l’huile, le traitement n’a aucune influence sur la composition chimique
28
28
et la dégradabilité des protéines des graines de canola. Cependant, la répartition des
différentes fractions de protéines et, par conséquent, la dégradabilité des protéines du
tourteau final de canola sont grandement influencées par l’apport de la chaleur appliquée au
cours de la désolvantisation-grillage (Mustafa & al., 1999).
De plus, le traitement avant la désolvantisation-grillage n’a aucun effet sur la teneur en
acides aminés du tourteau. En entrant dans cette phase, le tourteau est de couleur jaune avec
des particules noires. Cependant, la désolvantisation-grillage change sa couleur en une
couleur brune indiquant la possibilité de réalisation des réactions de Maillard (Hurrell,
1984).
En outre, la teneur en lysine dans le tourteau est réduite lors de la désolvantisation-grillage,
ce qui soutient l’idée que le brunissement est dû à la formation de pigments bruns au cours
des réactions de Maillard (Figure 1.7). Ces réactions sont susceptibles à la température
élevée et à l’humidité, ce qui est le cas lors de la désolvantisation-grillage (Mauron, 1981).
Pendant cette phase, le tourteau est indirectement chauffé par les plaques chauffées et
directement par la vapeur d’aspersion. Cette dernière introduit la chaleur et l’humidité et
favorise donc les réactions de Maillard (Newkirk & al., 2003). La recherche de Newkrik
(2009) démontre que les températures couramment utilisées lors de l’étape de
désolvantisation-grillage dégradent la qualité des protéines. De plus, le grillage traditionnel
rend le tourteau plus foncé, ce qui cause un problème de qualité, surtout pour certains
fabricants d’aliments qui préfèrent utiliser des ingrédients de couleur claire afin de
satisfaire les préférences de la clientèle.
La phase de désolvantisation-grillage réduit la teneur en lysine, le coefficient de
digestibilité de la plupart des acides aminés et l’énergie métabolisable du tourteau de
canola. Le processus traditionnel de traitement des graines de canola est la méthode la plus
efficace d’extraction de l’huile de canola. Toutefois, la perte de la valeur du tourteau de
canola au cours de la phase de désolvantisation-grillage indique que le processus devrait
être modifié pour empêcher la destruction des acides aminés par les réactions de Maillard
(Newkirk & al., 2003).
29
29
1.4.2 Additifs
Lors du traitement des graines de canola, on a généralement recours à deux types
d’additifs : une matière phospholipidique nommée « gomme » et une pâte de neutralisation
appelée « soapstock ». La gomme provient du traitement de l’huile de canola brute et elle
est par la suite rajoutée au tourteau lors de la désolvantisation- grillage à un taux de 1 à 2%
(Newkirk, 2009).
En outre, le soapstock (pâte de neutralisation) acidulé peut être ajouté au tourteau à un taux
de 1 à 2%. Ces ajouts permettent de réduire l’empoussièrement du tourteau et surtout
d’augmenter sa teneur en énergie métabolisable.
Dans certains pays, les gommes et les soapstocks sont utilisés pour d’autres fins et ne sont
pas ajoutés au tourteau. C’est la principale raison pour laquelle le tourteau canadien de
canola a des niveaux plus élevés d’huile comparativement au tourteau de canola de
nombreux autres pays (Newkirk, 2009).
1.5 Composition nutritionnelle du tourteau de canola
La composition en nutriments du tourteau de canola est variée. Elle peut être influencée par
les conditions environnementales (pendant la culture et la croissance) et les conditions de
récolte et de traitement des graines et du tourteau.
Le tourteau de canola est considéré comme une source importante de protéines; il bénéficie
d’ailleurs d’un bon équilibre en acides aminés. Aussi, il est riche en minéraux essentiels, en
vitamines, en glucides et en fibres. Cependant, des composants antinutritionnels trouvent
place dans la composition en nutriments du tourteau de canola.
30
30
Figure 1.7: Vue générale du tourteau de canola (Newkirk, 2009).
1.5.1 Protéines et acides aminés
La teneur en protéines du tourteau de canola varie généralement entre 36 et 39% sur une
base sèche, parce que les conditions météorologiques et la nature du sol influent sur la
teneur en protéines dans la graine de canola. Les constituants majeurs des protéines du
tourteau de canola sont la napine et la cruciférine qui sont des protéines de stockage et
l’oléosine qui est une protéine structurale associée à la fraction d’huile (Uppstrom, 1995).
Cette particularité rend les protéines du tourteau un ingrédient potentiellement exploitable
dans l’industrie alimentaire. De nombreuses caractéristiques de ces protéines sont
favorables à la nutrition humaine (Aider & Barbana, 2011).
De plus, il a été démontré que les protéines du canola ont des propriétés fonctionnelles
intéressantes, ce qui favorise leur utilisation dans diverses matrices alimentaires (Khattab &
Arntfield, 2009). Naturelles et partiellement hydrolysées, ces protéines ont été largement
étudiées dans le but de les utiliser en industrie alimentaire afin de remplacer des ingrédients
classiques tels que le lactosérum du lait et le jaune d’œuf. Cette approche se justifie non
seulement par des considérations économiques, mais aussi par des possibilités d’allergie au
lactosérum et aux œufs chez quelques clients (Aider & Barbana, 2011). Cependant, certains
problèmes, y compris la couleur sombre de la solution des protéines de canola, devraent
être résolus avant que l’utilisation des protéines de canola puisse être étendue à des
formulations alimentaires (Aider & Barbana, 2011).
Aussi, les hydrolysats de protéines de canola ont été étudiés comme ingrédient dans les
formulations de la viande afin d’améliorer certaines propriétés organoleptiques. Ces
31
31
hydrolysats sont efficaces pour le renforcement des capacités de rétention d’eau et de
rendement à la cuisson dans un système modèle de la viande. Leur capacité à améliorer le
rendement à la cuisson de la viande est dépendante du type d’enzyme. Ces résultats
suggèrent donc que les hydrolysats de protéines du canola peuvent être utilisés comme
ingrédient alimentaire fonctionnel et que leur composition détermine leurs propriétés
fonctionnelles et par conséquent leurs applications potentielles en industrie alimentaire
(Cumby & al., 2008).
Le tourteau de canola présente également un bon profil en acides aminés, notamment en
lysine, méthionine et cystine (Tableau 1.1) (Newkirk, 2009).
32
32
Tableau 1.1 : Teneur en acides aminés dans le tourteau de canola (sur une base de 36% de
protéines brutes) (Newkirk, 2009)
Acides aminés Moyenne (%)
Alanine 1,57
Arginine 2,08
Aspartate + asparagine 2,61
Cystine 0,86
Glutamate + glutamine 6,53
Glycine 1,77
Histidine 1,12
Isoleucine 1,56
Leucine 2,54
Lysine 2,00
Méthionine 0,74
Phénylalanine 1,38
Proline 2,15
Sérine 1,44
Thréonine 1,58
Tryptophane 0,48
Tyrosine 1,16
Valine 1,97
1.5.2 Minéraux et vitamines
La plupart des références sur la teneur en minéraux du tourteau de canola utilise les valeurs
obtenues par Bell et Keith (1991) qui ont été confirmées dans une étude menée par Bell &
al. (1999). Cette étude a montré que le tourteau de canola est une source relativement riche
en minéraux essentiels par rapport à d’autres oléagineuses. Le tourteau de canola est riche
en sélénium et en phosphore. Concernant sa teneur en sodium, elle varie selon l’ajout des
soapstocks lors du raffinage du tourteau (Tableau 1.2). Pour ce qui est de la teneur en
33
33
vitamines du tourteau de canola, ce dernier semble être riche en choline, biotine, acide
folique, niacine, riboflavine et thiamine (Tableau 1.3).
Tableau 1.2 : Teneur en minéraux dans le tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009)
Minéraux Moyenne
Calcium (%) 0,62
Phosphore (%) 1,06
Sodium (%) 0,10
Chlore (%) 0,10
Potassium (%) 1,20
Sulfure (%) 0,83
Magnésium (%) 0,53
Cuivre (mg/kg) 5,7
Fer (mg/kg) 162
Manganèse (mg/kg) 51
Zinc (mg/kg) 57
Sélénium (mg/kg) 1,1
34
34
Tableau 1.3 : Teneur en vitamines dans le tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009)
Vitamines Moyenne (mg/kg)
Biotine 0,96
Choline 6500
Acide folique 0,8
Niacine 156
Pyridoxine 7,0
Riboflavine 5,7
Thiamine 5,1
Vitamine E 13
1.5.3 Glucides et fibres
La matrice des glucides du tourteau de canola est assez complexe. Les niveaux d’amidon,
de sucres libres et de polysaccharides non amylacés sont importants (Tableau 1.4), ce qui
devrait se traduire par une contribution significative à l’énergie digestible. Cependant, il
semble que ces glucides sont protégés par des parois cellulaires et que leur contribution
réelle à l’énergie digestible est modeste (Bell, 1993; Slominski & Campbell, 1990).
Quant à la teneur en fibres brutes du tourteau de canola, elle est d’environ 11,7 %, ce qui la
rend supérieure à celle du tourteau de soja. En effet et contrairement au tourteau de soja, le
tégument de la graine de canola reste avec le tourteau; ce qui augmente la teneur en fibres
brutes dans ce dernier (Newkirk, 2009).
35
35
Tableau 1.4 : Composants glucidiques et fibres du tourteau de canola (sur une base de 12%
d’humidité) (Newkirk, 2009)
Composantes Moyenne (%)
Amidon 5,1
Sucres
Sucrose
Fructose + glucose
6,7
6,2
0,5
Cellulose 4,5
Oligosaccharides 2,2
Polysaccharides non amylacés 15,7
Fibres brutes 11,7
1.5.4 Huile
La teneur en huile du tourteau de canola canadien tend à être relativement élevée jusqu’à
3,5% par rapport à celle d’autres tourteaux de canola produits dans la plupart des autres
pays (1 à 2%) (Newkirk, 2009). Ceci est principalement dû au fait que les gommes sont
rajoutées au tourteau de canola canadien à un taux de 1 à 2%. Les gommes sont obtenues
lors du raffinage de l’huile de canola. Elles se composent de glycolipides, de
phospholipides et de quantités variables de triglycérides, de stérols, d’acides gras, etc.
L’addition de ces gommes au tourteau de canola augmente sa valeur énergétique. De plus,
il a été démontré que leur ajout n’a aucun effet néfaste sur la valeur nutritive du tourteau de
canola (Newkirk, 2009).
1.5.5 Composants antinutritionnels
Bien que la composition chimique, la valeur nutritive et les propriétés fonctionnelles du
colza/canola et de ses dérivés (concentrés de protéines et isolats) soient comparables à
celles de produits dérivés du soja, l’utilisation des produits protéiques du colza/canola en
industrie alimentaire humaine est limitée en raison de la présence de composants
36
36
antinutritionnels. Parmi ces composants, on cite les glucosinolates, les composés
phénoliques ainsi que d’autres substances antinutritionnelles.
1.5.5.1 Glucosinolates
La faible teneur du canola en glucosinolates, comparativement aux cultivars de colza,
constitue une amélioration importante de la qualité des tourteaux réalisée par les
sélectionneurs. Les glucosinolates sont considérés comme des matières antinutritionnelles,
car ils produisent lors de leur hydrolyse des nitriles, des hydroxynitrites, des
isothiocyanates et des thiocyanates qui sont responsables d’effets goitrigènes (Aider &
Barbana, 2011).
Les glucosinolates du canola peuvent être classés selon deux types principaux : aliphatique
et indole. Les glucosinolates aliphatiques représentent environ 85% des glucosinolates
présents dans le tourteau de canola et ceux indoles représentent les 15% restants (Newkirk
& al., 2003). La teneur totale en glucosinolates du tourteau de canola canadien est
d’environ 7,2*10-6
mol/g tandis que le tourteau de colza traditionnel en contient de 120 à
150*10-6
mol/g (Newkirk, 2009).
Il existe différentes approches qui permettent de réduire la teneur en glucosinolates des
graines ou du tourteau à des niveaux négligeables. On mentionne, entre autres, les
modifications chimiques et microbiologiques ainsi que les traitements physiques.
Récemment, la technique de la filtration sur membrane semble être prometteuse pour
réduire la teneur en glucosinolates dans les isolats de protéines du canola (Aider &
Barbana, 2011).
1.5.5.2 Composés phénoliques
Comme de nombreuses matières végétales, le tourteau de canola contient une quantité
considérable de composés phénoliques. Après oxydation, ces composés induisent le
développement de couleurs sombres au niveau des protéines du tourteau de canola (Aider
& Barbana, 2011).
La plupart des composés phénoliques identifiés dans le tourteau de canola sont des acides
phénoliques, des tannins condensés et de la sinapine. L’acide phytique constitue environ 3 à
37
37
6% du tourteau de canola. Les tannins sont présents à une teneur de 1,5 à 3% avec des
niveaux plus élevés pour les variétés à graines brunes que pour celles à graines jaunes. En
ce qui concerne la sinapine, elle est de l’ordre de 0,6 à 1,8% (Tableau 1.5) (Bell, 1993).
Tableau 1.5 : Teneurs en sinapine, tannins et acide phytique dans le tourteau de canola
(Bell, 1993)
Composés Teneur dans le tourteau de canola (%)
Sinapine 0,6 – 1,8
Tannins 1,5 – 3,0
Acide phytique 3 – 6
Les acides phénoliques sont présents dans les produits protéiques du canola sous trois
formes : libre, estérifiée et liée. Parmi ces acides phénoliques, on cite l’acide sinapique, le
p-hydroxybenzoïque, le vanillique, le gentisique, le protocatéchique, le syringique, le p-
coumarique, le cis-et tran-férulique et les acides caféique et chlorogénique en forme libre
(Naczk & al., 1998).
Quant aux tannins condensés, ils se trouvent dans les résidus du tourteau de colza/canola et
dans les protéines extraites de ce dernier. Ce sont des dimères, oligomères et polymères de
flavan-3-ols. Les unités consécutives des tannins condensés sont liées par des interliens
entre les atomes C-4 et C-8 ou C-6 des flavonoïdes. Les tannins condensés, lors de
l’hydrolyse acide, produisent les anthocyanidines. Ils sont donc également connus comme
des proanthocyanidines. Le tourteau de colza/canola peut contenir jusqu’à 3% de tannins
(Clandinin & Heard, 1968; Shahidi & Naczk, 1989).
Les composés phénoliques sont généralement considérés comme étant responsables de la
couleur foncée, de la saveur amère et de la baisse de la valeur nutritionnelle des produits du
colza/canola. La couleur foncée est l’un des facteurs limitant l’utilisation des protéines de
canola dans des applications alimentaires humaines. Ainsi, pour produire des concentrés de
protéines et des isolats à partir du tourteau de canola qui peuvent être utilisés dans des
formulations alimentaires, les composés phénoliques doivent être retirés de manière
38
38
efficace et économique (Aider & Barbana, 2011). Pour cela, certaines études ont tenté de
comprendre les types d’interactions entre les protéines de canola et les composés
phénoliques, afin de proposer des moyens pour éliminer de manière efficace ces matières
colorantes (Aider & Barbana, 2011). Concernant le goût indésirable des produits du
colza/canola, il est principalement dû à la présence des acides phénoliques sous forme libre
ou estérifiée (Aider & Barbana, 2011).
1.5.5.3 Autres substances antinutritionnelles
Il existe aussi quelques éléments mineurs dans le tourteau de canola qui peuvent avoir des
effets antinutritionnels (Bell, 1993); il s’agit des phytates et des fibres indigestes. En effet,
les protéines du canola contiennent jusqu’à 4% de phytates (Naczk, Diosady & Rubin,
1986). Ces phytates sont responsables de la diminution de la biodisponibilité des cations
divalents tels que Ca, Mg, Zn, Cu et Fe. Ils inhibent également la digestion de l’amidon.
Pour cette raison, certaines méthodes ont été développées pour éliminer l’acide phytique
des produits du colza/canola (Naczk & al., 1998). D’autre part, certaines études indiquent
que les phytates, à de faibles concentrations, peuvent posséder des effets antioxydants et
anticancérigènes (Rickard & Thompson, 1997).
Aussi, le tourteau de colza/canola contient de 20 à 30% de fibres indigestes sur une base
sèche. Ces fibres sont des sucres à faible poids moléculaire, des polysaccharides, des
pectines, de la cellulose et de la lignine. Généralement, elles sont complexées à des
protéines, des polyphénols, des glucosinolates et des minéraux. Ces niveaux élevés de
fibres limitent l’utilisation du tourteau de canola comme ingrédient alimentaire. Le
décorticage des graines de canola a été proposé; mais il n’est toujours pas efficace (Naczk
& al., 1998).
39
39
1.6 Blanchiment par le peroxyde d’hydrogène
1.6.1 Généralités sur le peroxyde d’hydrogène
Les composés phénoliques s’oxydent et causent la couleur foncée à différents types de
tourteau. Ils peuvent être éliminés par adsorption sur charbon actif ou par traitement à
l’ozone (Khadhraoui & al., 2009; Caqueret & al., 2008; Swaminathan & al. 2005). Une
autre alternative consiste à blanchir le tourteau et ses dérivés avec des agents décolorants.
Le peroxyde d’hydrogène est un agent de blanchiment qui peut être utilisé avec succès pour
décolorer le tourteau et ses dérivés (Aider & Barbana, 2011). En effet, les peroxydes sont
considérés comme d’importants réactifs de blanchiment des produits cellulosiques. Il a été
rapporté qu’en 1993, la consommation du peroxyde d’hydrogène en Amérique du Nord par
l’industrie des pâtes et du papier et par l’industrie textile était de 530 millions de livres et
de 60 millions de livres, respectivement (Reisch, 1995). Le peroxyde d’hydrogène et les
composés peroxy connexes sont les plus utilisés comme agents de blanchiment du textile en
particulier aux États-Unis (Vigo, 1994).
Le peroxyde d’hydrogène est un liquide incolore avec un goût amer et il est très soluble
dans l’eau (Aider & Barbana, 2011). Il a été découvert en 1818 par le chimiste français
Louis-Jacques Thénard. Ce dernier a inventé le fameux terme « eau oxygénée » pour
exprimer sa conviction que c’était de l’oxygène dilué dans l’eau (Arkema, 2005). Le
peroxyde d’hydrogène a par la suite été rapidement mis sur le marché et a principalement
été utilisé pour le blanchiment des chapeaux de paille. Depuis ce temps, la production a
augmenté de plus de trois millions de tonnes métriques par année avec une croissance
annuelle d’environ 3%. Ses principales applications sont le blanchiment des pâtes (50% de
la demande), la synthèse chimique et le blanchiment du textile (Arkema, 2005).
La forte électronégativité des deux atomes d’oxygène rend du peroxyde d’hydrogène un
agent oxydant puissant (Aider & Barbana, 2011). Quand il se décompose, le peroxyde
d’hydrogène forme de l’eau et libère de l’oxygène, ce qui le rend respectueux de
l’environnement, car c’est un oxydant propre (Arkema, 2005).
40
40
1.6.2 Principes de blanchiment par le peroxyde d’hydrogène
Le blanchiment (ou la décoloration) consiste en la neutralisation des chromophores se
trouvant dans les pigments des cellules végétales. Le chromophore est un ensemble
d’atomes formant une molécule possédant des chaînes étendues conjuguées d’une
alternance de liaisons simples ou doubles comprenant souvent des hétéroatomes. Ce
chromophore, en interagissant avec le rayon lumineux, est responsable de la couleur du
pigment (Joiner, 2006).
Il existe plusieurs procédés de blanchiment qui peuvent être classés en deux catégories :
décolorants oxydants et décolorants réducteurs. La première catégorie cause une rupture
des liaisons chimiques composant le chromophore, ce qui mène à sa destruction (Zeronian
& Inglesby, 1995). La deuxième catégorie réagit comme agent réducteur qui convertit les
doubles liaisons du chromophore en des liaisons simples, éliminant ainsi la capacité de ce
dernier à absorber la lumière visible (Zeronian & Inglesby, 1995).
Le peroxyde d’hydrogène se décompose, en particulier sous l’influence de catalyseurs
métalliques ou en milieu basique, en eau et en oxygène gazeux par une réaction de
dismutation exothermique (Aider & Barbana, 2011). La dismutation est une réaction qui
combine les propriétés oxydantes et réductrices d’un composé chimique. Pour le cas du
peroxyde d’hydrogène, la réaction de dismutation peut être définie comme suit (Le Bozec,
2000):
2 H2O2 (l) 2 H2O (l) + O2 (g)
Cette réaction de dismutation est composée des deux demi-équations d’oxydoréduction
suivantes :
H2O2 (l) + 2 H+ + 2 e
_ 2 H2O (l)
où H2O2 est l’oxydant qui se réduit en gagnant des électrons.
H2O2 (l) O2 (g) + 2 H+ + 2 e
_
où H2O2 est le réducteur qui s’oxyde en cédant des électrons.
Malgré que le peroxyde d’hydrogène présente les deux propriétés d’oxydation et de
réduction, il est rarement utilisé comme agent réducteur. Ce cas se présente lorsque le
41
41
peroxyde d’hydrogène est combiné avec des agents oxydants très puissants, dans une
réaction qui produit de l’oxygène gazeux (Arkema, 2005).
Néanmoins, dans le cas général, le peroxyde d’hydrogène est utilisé comme agent oxydant
fort pour le blanchiment de différents types de matériaux. En effet, la formation des
radicaux libres et de l’anion perhydroxyle est une condition qui favorise la réaction de
blanchiment par oxydation en utilisant le peroxyde d’hydrogène. Concernant l’anion
perhydroxyle, il cause une attaque nucléophile qui altère et détruit les groupes
chormophores. Pour ce qui est des radicaux libres, leur formation requiert le transfert d’un
électron d’un donneur au peroxyde. Il a été suggéré que HO.
et HO2. démobilisent les
électrons mobiles dans les systèmes de doubles liaisons conjugués présents dans les
chromophores et décolorent ainsi les composés (Aider & Barbana, 2011).
Le taux de décomposition du peroxyde d’hydrogène dépend de la température du milieu de
la réaction. Il est généralement convenu que le taux de décomposition du peroxyde
d’hydrogène double chaque fois que la température augmente de 10ºC (équation
d’Arrhenius). En outre, le taux de décomposition de H2O2 s’autoaccélère en raison de la
nature exothermique de la réaction (Arkema, 2005).
1.6.3 Applications du peroxyde d’hydrogène
Le peroxyde d’hydrogène est doté de plusieurs caractéristiques qui rendent son utilisation
très rentable dans divers domaines d’application. Son action oxydante est utilisée pour le
blanchiment, la fabrication de composés chimiques, la préparation d’autres oxydants ainsi
que la destruction de polluants et de substances toxiques. Il dispose également de propriétés
désinfectantes et antiseptiques exceptionnelles (Arkema, 2005). Parmi les principales
applications du peroxyde d’hydrogène, on cite :
Le blanchiment de la pâte de papier : ce produit sert à améliorer la blancheur de
divers types de pâtes sans altérer la lignine.
Le blanchiment des fibres textiles : le peroxyde d’hydrogène est utilisé pour donner
une blancheur chimique stable aux fibres naturelles et synthétiques sans
endommager les fibres elles-mêmes.
42
42
La fabrication de produits chimiques : le peroxyde d’hydrogène est utilisé en chimie
minérale pour produire les persels (perborate, percarbonate, etc.) ainsi que le
chlorite de sodium et le dioxyde de chlore. Aussi, il est utilisé dans de nombreuses
applications de chimie organique telles que la fabrication d’hydrate d’hydrazine,
d’hydroquinone, de produits époxy (huiles, latex), de peroxydes organiques, d’acide
peracétique, de dérivés de soufre, etc.
Le traitement des déchets environnementaux : le peroxyde d’hydrogène est
particulièrement adapté pour la désulfatation et la désodorisation des eaux usées
urbaines. Il freine la corrosion et la pollution causée par l’odeur d’hydrogène
sulfuré. Aussi, il est utilisé pour éliminer la pollution provenant d’effluents
industriels contenant des cyanures, des phénols, des sulfures et d’autres composés.
De plus, le peroxyde d’hydrogène offre une source pratique d’oxygène pour le
traitement biologique en aérobie comme dans le cas de la dépollution des sites
contaminés par hydrocarbures.
La désinfection en industrie alimentaire et médicale : le peroxyde d’hydrogène est
employé pour nettoyer et désinfecter les emballages en contact avec des produits
alimentaires. Ses propriétés aseptiques sont également efficaces dans la stérilisation
des paquets de boisson (lait, jus de fruits, etc.). De même, il est largement utilisé
dans des applications médicales pour ses propriétés désinfectantes (la désinfection
des instruments dentaires et chirurgicaux).
Le blanchiment dans le domaine cosmétique : le peroxyde d’hydrogène est appliqué
à la fois pour le blanchiment des cheveux, dans les lotions de décoloration des dents
et dans les rince-bouche.
Le nettoyage et la détergence : le peroxyde d’hydrogène est utilisé dans les
détergents et les agents de nettoyage pour maison et pour textile (Arkema, 2005).
43
43
CHAPITRE 2 : HYPOTHÈSE ET OBJECTIFS
2.1 Formulation de l’hypothèse
Étant donné que :
1) Le tourteau de canola est caractérisé par une couleur foncée, un goût amer et une
odeur désagréable. Ces défauts sont des facteurs majeurs qui limitent son utilisation
comme ingrédient ou additif dans l’industrie alimentaire.
2) Les défauts mentionnés dans le point #1 sont causés par la présence de molécules
responsables de la coloration foncée (les chromophores), du goût amer et de l’odeur
désagréable. Ce sont principalement des molécules issues de l’oxydation des
polyphénols et de la condensation des quinones.
3) Les agents oxydants comme le peroxyde d’hydrogène sont capables de détruire ou
de modifier la structure des chromophores et de provoquer ainsi un changement de
couleur irréversible du substrat traité.
Hypothèse :
Considérant les points #1, #2 et #3, l’hypothèse de recherche suivante a été émise
pour la réalisation du présent projet de maîtriseintitulé: « l’utilisation du peroxyde
d’hydrogène comme agent de décoloration permettrait de détruire ou de modifier
la structure des chromophores présents dans le tourteau de canola, ce qui
permettrait de produire un tourteau de canola ayant un aspect organoleptique
nettement amélioré par rapport à un tourteau conventionnel ».
44
44
2.2 Objectif principal
L’objectif principal de ce projet de maîtrise est d’étudier la décoloration du tourteau de
canola par du peroxyde d’hydrogène (H2O2) sous différentes conditions opératoires et
d’évaluer l’effet du traitement de décoloration sur l’aspect organoleptique du produit
obtenu et sur l’extractabilité de la matière sèche totale et de l’azote (protéines) dans des
conditions aqueuses.
2.3 Objectifs spécifiques
Objectif 1 : Étudier l’effet de différentes variables indépendantes (concentration du
tourteau de canola, concentration du peroxyde d’hydrogène et pH) sur les
paramètres de couleur du tourteau de canola ; à savoir les valeurs L*, a*, b*, l’angle
de Hue, la saturation de la couleur, l’indice de brunissement et la variation globale
de la couleur du tourteau.
Objectif 2 : Étudier l’évolution de la teneur en polyphénols totaux dans le tourteau
de canola en fonction des conditions de décoloration par du peroxyde d’hydrogène.
Objectif 3 : Étudier l’extractabilité de la matière sèche totale et de l’azote à partir
du tourteau décoloré en fonction du pH (acide, neutre et basique).
Objectif 4 : Étudier par la technique SDS-PAGE (électrophorèse sur gel de
polyacrylamide) le profil moléculaire des protéines extraites à partir du tourteau
décoloré.
45
45
CHAPITRE 3 : PARTIE EXPÉRIMENTALE, RÉSULTATS ET DISCUSSION
Le présent chapitre est constitué de l’article ‘Bleaching of canola meal residue by hydrogen
peroxide: Impact on product colour, protein profile, total dry matter and nitrogen
extractability in aqueous media’. Son objectif principal est de présenter une nouvelle
méthodologie qui permettra l’utilisation du tourteau de canola à des fins alimentaires
humaines. Cette méthodologie consiste en l’utilisation du peroxyde d’hydrogène comme
agent de blanchiment qui servira à décolorer le tourteau de canola afin de rendre sa couleur
plus compatible avec les attentes des consommateurs. Aussi, cette nouvelle approche
augmentera la solubilité de la matière sèche totale du tourteau de canola. Dans cet article,
nous avons présenté les résultats de nos expérimentations qui montrent l’impact de la
méthodologie de décoloration proposée sur l’extractabilité de la matière sèche totale, la
teneur en polyphénols et le profil moléculaire des protéines extraites.
L’article qui constitue le corps de ce chapitre est référencé comme suit :
El Kadiri, I., Khelifi, M., & Aider, M. (2012). ``Enhancement of total dry matter and
protein extractability from hydrogen peroxide bleached canola meal residue and process
impact on product colour and protein profile`` etsoumis à International Journal of Food
Science and Technology.
.
46
46
Enhancement of total dry matter and protein extractability from
hydrogen peroxide bleached canola meal residue and process
impact on product colour and protein profile
Ihsane El Kadiri1, Mohamed Khelifi
1, Mohammed Aider*
1,2
1) Department of Soils and Agri-Food Engineering, Université Laval, Quebec, Qc,
G1V 0A6, Canada
2) Institute of Nutraceuticals and Functional Foods (INAF), Université Laval, Quebec,
Qc, G1V 0A6, Canada
*Corresponding author
e-mail: [email protected]
Tel: +1-418-656-2131 # 4051
47
47
Abstract
The objective of this research work was to study the bleachability of canola meal residue by
hydrogen peroxide and to understand how such treatment will affect total dry matter and
nitrogen extractability in aqueous media. The protein profile of the hydrogen peroxide
bleached meal was studied by SDS-PAGE. Canola meal suspensions at 2.5, 5, and 10%
(w/v) were treated in 3, 6, and 10% hydrogen peroxide solutions at different pH values (3,
7, and 10). Control bleached canola meal samples were extracted under acidic and alkaline
conditions. Obtained results showed a high bleaching effectiveness of canola meal by
hydrogen peroxide. The whiteness color parameter L* value was increased from 47.18
0.56 up to 86.80 1.05. The effect of pH was significant and the highly bleached meal was
obtained at pH 10. The extractability of the total dry matter and nitrogen (protein)
significantly increased when the meal was treated by hydrogen peroxide. The extractable of
dry matter was increased from 26.87 0.10% at 10 for the control meal up to 83.20
0.59% at pH 10 for the canola meal treated in 10% hydrogen peroxide in a 2.5% (w/v)
suspension. Similar trend was observed for the total nitrogen extractability. The SDS-
PAGE analysis showed a decrease of the high molecular weight proteins and a formation of
low molecular weight protein fractions. These observations well agree with the enhanced
total dry matter extractability in aqueous media.
Keywords: Canola meal; Proteins; Fibres; Bleachability; H2O2; Extractability; SDS-PAGE.
48
48
3.1 Introduction
Canola (Brassica napus L.) is one of the most important oilseed crops in many countries. It
is one of the most used crops in Canada for food grade vegetable oil production (Aider
Barbana, 2011). Traditionally, after oil extraction, the remaining meal is usually used as
food for animal nutrition and aquaculture. The main reason of this use is the high protein
content of the meal that makes it a valuable and cheep source of protein and fibre
containing material (Tan, Mailer, Blanchard, & Agboola, 2011b). However, for long term
consideration of the human nutrition, canola meal residue must be used as a source of
proteins and fibres to develop new food products and supplementing conventional foods
(Khattab & Arntfield, 2009).
There is a worldwide growing demand for vegetable oils, a fact that implies that more
oilseeds meal residues will be generated. The contribution of canola to this economic fact
will be significant if one considers that this crop is a highly important source of food grade
oil in many countries. The abundance of such a material must stimulate industrial and
academic researchers to find more effective ways to valorize this material. Therefore, there
is a real opportunity to enhance canola profitability through an integrated use of all its
constituents. The most promising way to improve the profitability of the canola culture is
the use of the residual meal for human nutrition. Indeed, canola meal residue is rich of
proteins and fibres which represent up to 35-40 and 12-15%, respectively, on meal dry
basis (Delisle, Amiot, Goulet, Simard, Brisson, & Jones, 1984). This use will increase the
market value of the meal and its derivatives. Canola meal residue is known as an alternative
source of proteins and fibres for human consumption. High biological value and protein
efficiency ratio of the canola proteins combined to a well balanced amino acid composition
makes this protein a potential ingredient for both adults and children nutrition. From
techno-functional point of view, it has been established by many researchers that canola
proteins and fibres are generally characterized by good technological and functional
properties that enable them to be used for different food matrices production (Aluko &
McIntosh, 2005).
Despite the numerous advantages of canola proteins and fibres for applications in human
foods, the presence of antinutritional factors such as glucosinolates, phytic acid, and
phenolic compounds significantly restricts the extend of the use of canola proteins and
49
49
fibres in food formulations (Yoshie-Stark, Wada, & Wäsche, 2008). Some research studies
reported some beneficial aspects of the presence of phytic acid in canola meal and
derivatives. This mainly includes the strong antioxidative properties of phytic acid that
make it able to reduce cancer risk (Song & Thornalley, 2007). The presence of phenolic
compounds in canola meal derivatives significantly lowers the use of these ingredients in
human food applications. The dark colour in aqueous media, the strong taste, and the smell
resulting from the presence of phenolics in canola proteins and fibres are a real challenge to
introduce these compounds as ingredients for food applications (Tan, Mailer, Blanchard, &
Agboola, 2011a).
Taking into account the aforementioned information on the limiting factors for the use of
canola meal residue and its derivatives in human food applications, we hypothesised that an
effective removing of the phenolic compounds responsible for the bitter test, strong
disagreeable smell, and dark colour of the canola meal will enable the production of highly
valuable ingredients (meal, proteins, and fibres) for food applications. Removal of
phenolics from canola meal residue or its derivatives is technologically difficult. Several
studies were proposed for this purpose. Indeed, an experimental procedure for the removal
of free phenolic compounds by diafiltering the alkaline extract prior to isoelectric
precipitation was reported in the literature (Xu & Diosady, 2002). According to the
mentioned study, the protein in 50 g defatted pre-pressed canola meal was first extracted by
means of strong alkaline aqueous NaOH at pH 12.0 and a water–meal ratio of 18. The
extraction procedure was conducted for 30 min. After the extraction, the meal residue was
separated by centrifugation at 4000×g during 15 min. The resulted supernatant was then
polished by filtration. The residual solids were washed twice with 6 volumes of distilled
water. The washing liquids were combined with the original extract. In this study, the
absolute recovery index is very low since the water/meal ratio was very high (18 times
dilution). It is obvious that such process will yield a very costly end product.
Polysaccharides from canola (rapeseed) were fractionated by ultrafiltration ( Sun, Qi, Xu,
Juan, & Zhe, 2011). The effect of molecular pore size and operation conditions on the
membrane performance was studied. According to their study, four membranes made of
polyvinylidene fluoride kynoar (PVDF) and polyether sulfone were used. First, rapeseed
was crushed, dehulled, defatted, homogenized, and deproteinized. The resulting solution
50
50
was subjected to ultrafiltration using three different molecular weight cut-off membranes
(3, 8, and 12 kDa). Transmembrane pressure and solution conditions such as pH, ionic
strength, and temperature were optimized versus permeate fluxes. Reported results
indicated that transmembrane pressures, solution pH, and temperature have significant
effect on permeate fluxes. The effect of ultrafiltration was evaluated in terms of yield
recovery and purity of the obtained polysaccharides. The membrane of 3 kDa MWCO gave
the highest recovery (95.1%) of polysaccharides with higher purity (51%). However, it is
important to mention that the purity index of 51% is a relative value based on a
comparative study between effects of membranes with different molecular weight cut-offs.
The authors did not mention how the used treatments affected the phenolics content, but
according to the purity index, one can assume that the used strategy did not affect phenolics
interaction with polysaccharides.
A promising strategy to improve the quality of the canola meal and its derivatives consists
of eliminating the pigments responsible of dark colour and bitter smell/taste. Among the
existing strategies, bleaching with hydrogen peroxide prior to further use of the meal is
highly promising (Tzanov, Costa, Gübitz, & Cavaco-Paulo, 2002). Indeed, hydrogen
peroxide is widely used in different technologies for preparation of materials aiming to
improve their performance in further finishing stages. The whitening effect of hydrogen
peroxide is achieved because of the ability of hydrogen peroxide to destroy the natural
pigments and matter present in the fibres. Also, nowadays the hydrogen peroxide, due to its
biodegradability, almost entirely replaced the conventional chlorine oxidizing chemicals
(Abdel-Halim & Al-Deyab, 2011). Moreover, dried apple pomace from a cider plant was
successfully bleached by hydrogen peroxide under alkaline conditions. Both pH and
concentration of hydrogen peroxide had very significant effects on bleaching, yield, and
swelling capacity of the end product. At high pH values and peroxide concentration, white
products were obtained. The alkaline peroxide treatment extracted polyphenols but also
pectic materials from the apple pomace, while hemicelluloses and cellulose remained in the
bleached material (Renard, Rohou, Hubert, Della Valle, Thibault, & Savina, 1997).
Recently, brow flaxseed meal was also successfully decolourized by dilute hydrogen
peroxide solution (Aider & Martel, 2011; Aïder, Martel, Ferracci, & de Halleux, ????).
Hydrogen peroxide is also authorized as a bleaching agent in annatto cheese whey
51
51
treatment. However, even if hydrogen peroxide is recognized as a GRAS substance by the
US FDA, the maximum treatment level for bleaching annatto-colored whey using hydrogen
peroxide is 0.05% (<500 ppm) of the whey (Kang, Campbell, Bastian, & Drake, 2010).
Based on the aforementioned information, the present research work was aimed to study the
effect of hydrogen peroxide on the bleaching of canola meal residue and to evaluate the
impact of such treatment of meal colour parameters, extractability yield of the proteins,
fibres, and SDS-PAGE profile of the protein fractions extracted from the bleached meal.
3.2 Materials and methods
3.2.1 Raw material and chemicals
Canola meal residue was graciously provided by Gunge Canada (St-Hyacinthe, Quebec,
Canada). The main characteristics of the raw meal are: total humidity 12 0.54%, total
crude protein 36 1.18%, total fat 3 0.26%, total crude fibre 12 0.84%, ash content 6
0.14%, phytic acid 4 0.37%, soluble sugars 8 1.23%, non-starch polysaccharides 16
1.86%, others phenolics and oligosaccharides 3 0.94%. Hydrogen peroxide (30% w/w)
was purchased from VWR (West Chester, PA, USA). Sodium hydroxide (NaOH) was
purchased from EMD Chemicals Inc. (Darmstadt, Germany). Concentrated hydrochloric
acid (HCl) was purchased from Laboratoire Mat Inc. (Montreal, Canada).
3.2.2 Proximate analysis
Total dry matter of the canola meal was determined by drying 5 g of sample in a Fisher
Isotemp Vacuum Oven (Fisher Scientific, Montreal, Quebec, Canada) for 24 h at 98°C,
based on the official method of the American Association of Cereal Chemistry (AACC
1983). Fat content was determined according to the American Association of Cereal
Chemistry method 30-25 (AACC 2003a) using a Soxtec apparatus (Foss Tecator Soxtec
System HT-6, 1043 extraction unit, Brampton, Ontario, Canada). Total protein content was
determined by Leco analysis (Leco FP-428, Leco Corp., St. Joseph, Mich., U.S.A.), using
the Dumas method (AOAC 1995) and a nitrogen conversion factor of 6.25. Ash content
was determined according to the AACC official methods 08-03 (AACC 2003b). All
52
52
analyses were replicated three times and average values were calculated. Total soluble
sugars were determined by the colorimetric potassium ferricyanide method, according to
Dolores Rodr guez-Sevilla, Villanueva-Suárez, & Redondo-Cuenca, 1999; and Soria, Sanz,
& Villamiel, 2009. Once the acid hydrolysis of sucrose performed, the aqueous solution
was neutralized and diluted with pure water; subsequently, the potassium ferricyanide was
added. The absorbance at λ=380 nm was read in a spectrophotometer (Ultrospec Plus.
Pharmacia LKB Biochrom Ltd, Cambridge, UK). The calibration curve was produced for
the range of 0 to 500 μg/mL. Control analysis for the total sugar content was carried out by
a spectrophotometric method using sulphuric phenol (Aider & Martel, 2011). The sample
solution (1 mL) was mixed with a 5% phenol solution (1 mL) and with concentrated
sulphuric acid (5 mL). The total sugar concentration was determined as a glucose
equivalent using a standard curve, based on standard glucose solutions with known
concentrations. The absorbance of the studied solutions was read at 490 nm. No significant
difference was found between the values obtained by the two methods.
3.2.3 Color analysis
Instrumental measurement of the colour is a widely recognized method to estimate the
colour of flours and foods (Bal, Kar, Satya, & Naik, 2011). The (L*, a*, b*) colour system
scale was used to estimate canola meal colour parameters. The L value represents the
lightness (brightness) on surface and ranges from 0 to 100. The a* and b* values are
chromatic components of redness if they are positive or of greenness and blueness and
yellowness if they are negative, respectively, (Pedreschi, León, Mery, & Moyano, 2006).
The colour of the control and hydrogen peroxide treated canola meal was measured with a
Chroma Meter CR-300 colorimeter (Minolta Co. Osaka, Japan), using the Space colour
CIE Lab system equipped with a 2 observer system and calibrated with a white tile and a
D-65 illuminant source. The L*, a* and b* colour parameters were considered as the
average value of three measurements. The total colour change (E) (eqn 1), Chroma index
(eqn 2), Hue angle (eqn 3) and Browning index (eqn 4) were also calculated from the
Hunter L*, a*, and b* values and was used to describe the colour change during bleaching
of the meal by hydrogen peroxide (Bal, Kar, Satya, & Naik, 2011):
53
53
2
0
2
0
2
0 *)*(**(*)*( bbaaLLE (eqn. 3.1)
5.022 )**( baChroma (eqn. 3.2)
*
*tan 1
a
bHue (eqn. 3.3)
17.0
)31.0(100
xBI (eqn. 3.4)
*012.3**645.5
*75.0*
baL
Lax
(eqn. 3.5)
3.2.4 Digital imaging
Prior to digital imaging scanning, canola meal samples (control and bleached) were placed
into transparent glass dishes (Aider & Martel, 2011). From each replicate, a sample was
randomly selected for digital scanning. Images in JPG format were acquired with a
Hewlett-Packard Deskjet F4280 Photo scanner (Hewlett-Packard Canada, Laval, Quebec,
Canada).
3.2.5 Total phenolics content and measurement
Ethanolic extraction (95%, v/v) of the canola meal was performed by extracting with 95%
(v/v) ethanol for 60 min using a reflux system, based on the procedures described in
Amarowicz, Naczk, & Shahidi, 2000; and Hassas-Roudsari, Chang, Pegg, & Tyler, 2009,
with some slight modifications. Fifty grams of canola meal was placed in a 1000 mL
conical flask, and 600 mL of 95% (v/v) ethanol was added. The contents of the flask were
heated for 60 min in a water bath equipped with a temperature controller set at 80C
(Precision Scientific, Chicago, IL). After 60 min, the slurry was filtered under a slight
vacuum through a Buchner funnel lined with Whatman #4 filter paper. The same procedure
was repeated twice with the remaining solid residue. The ethanolic extracts were pooled
and the solvent was removed using a rotary evaporator (Buchi Rotavapor 114, Flawil,
Switzerland) equipped with a water bath (Buchi Model B-480) and an Oakton Model WP-
15 aspirator pump (Metex Corp., Toronto, ON) at 55C. The dried samples were weighed,
transferred to an air-tight vial, flushed with nitrogen and then stored at -20C until
54
54
analyzed. The total phenolic content of canola meal was evaluated by a colorimetric
method as described by Amarowicz, Pegg, Rahimi-Moghaddam, Barl, & Weil, 2004. The
absorbance was measured spectrophotometrically at a wavelength of 755 nm (Ultraspec
2000, Amersham Pharmacia Biotech, Buckinghamshire, UK). Caffeic acid was used as the
standard.
3.2.6 Polyacrylamide gel electrophoresis (Native and SDS–PAGE)
Native and sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS–PAGE)
were performed according to the method of Achouri, Boye, Belanger, Chiron, Yaylayan, &
Yeboah, 2010 in a Protean II electrophoresis apparatus (Bio-Rad Laboratories, Hercules,
CA, USA). Ready Gel precast gels of 7.5% (w/v) and 12.5% (w/v) acrylamide,
respectively, were used. First, samples containing 1 mg of pure protein were prepared in
62.5 mM Tris–HCl buffer at pH 8.8 for native-PAGE. For the SDS–PAGE analysis, the
same buffer was used but was added of 2% SDS and 2% β-mercaptoethanol. All samples
were heated in boiling water for 5 min. The SDS–PAGE test was conducted at a constant
voltage of 200 V in a Tris–glycine buffer containing 0.1% SDS. The gels were then stained
with Coomassie Brilliant Blue R-250. Molecular weights of the proteins were estimated by
using high (67–669 kDa) and low (14.4–97 kDa) molecular weight calibration kits for
native and SDS electrophoresis.
3.2.7 Total dry matter and protein extractability
After the bleaching treatments were finalised, three treated canola meal samples were
selected for total dry matter and protein extractability study. The selection of the samples
was based on the L* colour parameter and samples with the lowest, medium and highest L*
values were selected. The extractability was conducted as follows: for all canola meal
samples, a 5% (w/v) solution was prepared by dissolving 5 g of meal in water. The solution
pH was adjusted to 3, 5, and 10 by adding 1 N NaOH or HCl solution. The pH value was
measured by means of SympHony SB90M5 pH-meter (VWR, West Chester, PA).
Thereafter, the samples were continuously mixed by a magnetic bar during 60 min. The
extraction procedure was conducted at ambient (24 2C). Finally, the samples were
centrifuged at 3200xg during 30 min in a Backman Coulter centrifuge (Model Allegra-6R,
55
55
Palo-Alto, CA, USA). The partition coefficient and extractability index were calculated as
the ratio of total dry matter or protein content in the supernatant to their content in the feed
solution (Fishman, 1980; Tani, Suzuki, Matsuda, & Kamidate, 2001).
3.2.8 Protocol of meal bleaching
The bleaching of canola meal was conducted in two experimental blocks as follows: for the
first set of the experiments, raw canola meal solutions at concentrations of 2.5, 5, and 10%
(w/v) were prepared by mixing the meal with appropriate hydrogen peroxide solutions of
the following concentrations 3, 6, and 10% (w/v). After mixing the two components, the
resulted suspension (solution) was stirred with a magnetic bar for 60 min. Thereafter, the
solutions were placed in an oven with air-forced circulation mode at 60C for 24 h for
complete drying (Econotem Incubator, Model 55D, Fisher Scientific, Montreal, Canada).
After drying, the samples were moved from the oven and cooled in a desiccator for 1 h.
After that, the dried meals treated with hydrogen peroxide were ground and stored at room
temperature for further analyses. All experiments were replicated three times. At this first
experimental block, the solution pH was not adjusted but kept as it and was approximately
at pH 6. After the first block of experiments, further experiments were carried out to study
the effect of pH on the bleaching performance of canola meal by hydrogen peroxide
solution. The same procedure was followed as for the first experimental block except the
pH which was adjusted to 3, 7, and 10 by 1 N HCl or NaOH. For the two experimental
blocks (sets), a complete experimental factorial design was used.
3.2.9 Experimental design and Statistical analysis
Bleaching of the canola meal was evaluated as function of the following independent
variables: canola meal concentration (2.5, 5, and 10% (w/v), hydrogen peroxide solution
concentration (3, 6, and, 10% w/v), controlled pH of the reaction medium (pH 3, 7, and 10).
At each step of this work, a complete factorial experimental design was used. All tests were
replicated three times and values were expressed as the mean ± standard deviation.
Analysis of variance (ANOVA) was performed with Systat software (Systat version
12.02.00, IL, USA). The mean comparisons were carried out using Tukey’s test at a 95%
56
56
confidence level and were performed using the statistical software Prism 5 (GraphPad
Software, Inc., La Jolla, CA, USA).
57
57
3.3 Results and discussion
3.3.1 Canola meal bleaching (discoloration)
Canola meal was bleached as 2.5, 5, and 10% (w/v) suspension. Obtained color parameters
were statistically analyzed in order to determine if the meal concentration at each fixed
hydrogen peroxide concentration was significant. The later (hydrogen peroxide) was tested
at 3, 6, and 10% concentration. At the same time, the significance of the hydrogen peroxide
concentration on canola meal bleaching was evaluated at each fixed canola meal
concentration. Before analyses, we expected that the couple canola meal (CM)*hydrogen
peroxide (HP) will be significant and the results will be interpreted in this way.
3.3.1.1 Effect of canola meal concentration
The effect of canola meal concentration on L*, a* and b* color parameters is shown in
Figures 3.1a-c. The L* color parameter is the most important in this study since it is a
direct indication of the color change of the bleached canola meal. At 95% confidence level,
the statistical analysis of the obtained data when 2.5 and 5% (w/w) canola meal
concentrations were used showed that the effect of the canola meal concentration was not
significant on the L* color parameter (P=0.264, >0.05). Indeed, the dependence of this
color parameter from the meal and hydrogen peroxide concentration can be described by
the following equation: CMHPL 53.054.268.47* (eqn. 3.6) with R2=0.91 and
where HP and CM are the hydrogen peroxide and canola meal concentration, respectively.
The obtained results indicated that at each fixed hydrogen concentration, the effect of
canola meal on the evolution of L* parameter was negligible. Regarding the a* color
parameter which indicates the tendency to the green (if a*<0) or red (if a*>0) coloration,
the statistical analysis of the data also showed that canola meal effect on the evolution of
this parameter was not significant (P=0.247, >0.05). The dependence of the a* parameter
from hydrogen peroxide and canola meal concentration can be described by the following
equation: CMHPHPa 18.025.096.179.3* 2 (eqn. 3.7) with R2=0.936.
Regarding the b* color parameter, statistical analysis of the data also showed that canola
meal effect on the evolution of this parameter during the bleaching treatments was not
58
58
significant (P=0.415, >0.05). Similarly to the basic color parameters (L*, a* and b*), other
color parameters were measured such as total colour change (E) (P=0.639, >0.05),
Chroma index (P=0.401, >0.05), Hue angle (P=0.122, >0.05), and Browning index
(P=0.357, >0.05) (Figure 3.2a-d). In all cases, statistical analysis of the recorded data
showed the non significance of the canola meal concentration at each fixed hydrogen
peroxide concentration. As the canola meal concentration was increased up to 10% (w/v),
its effect on color parameters at fixed hydrogen peroxide concentration was significant
(P<0.001) and the corresponding values were lower than those recorded when canola meal
was used at 2.5 and 5% (w/v).
The non significance of the canola meal at 2.5 and 5% (w/v) concentration on all the
measured color parameters can be explained as follows: the canola meal was bleached with
hydrogen peroxide solution of 3, 6, and 10% concentration and the non significance of the
meal concentration at each fixed hydrogen peroxide concentration indicates that this
concentration is enough to destroy sufficient amount of chromophores present in the meal
so as to yield in similarly bleached meals. In supporting this statement, we previously
studied the effect of hydrogen peroxide on the bleaching of brown flaxseed meal. The
tested meal concentrations were 2.5, 5, and 10% in hydrogen peroxide solutions of 1, 2, and
3%. The results indicated that 3% hydrogen peroxide solution was the most efficient. In the
present study, the minimal hydrogen peroxide concentration was 3% and could be the
minimal needed to reach the plateau of bleaching efficiency (Aider & Martel, 2011; Aïder,
Martel, Ferracci, & de Halleux, 2011). Also, it has been reported that brightness of
bleached organic material was depending on the H2O2 consumed when the applied peroxide
was varied from 1 to 4% on dry material and that the net brightness gain per unit weight
(%) of H2O2 applied appeared to linearly increase with the peroxide consumption initially
but the gain became insignificant when the H2O2 consumption exceeded 2% which was
lower than our minimal tested concentration which was set at 3% (Bhardwaj & Nguyen,
2005).
59
59
Figure 3.1: Dependence of the L*, a* and b* color parameters from the canola meal and hydrogen peroxide concentration.
60
60
3.3.1.2 Effect of hydrogen peroxide concentration
The effect of the hydrogen peroxide concentration was highly significant (P<0.001) on all
color parameters (Figures 3.1a-c). The initial canola meal was characterized by the
following basic color parameters: L* = 45.78 0.55, a* = 4.40 0.26, and b* = 20.23
1.23. At the canola meal concentration of 2.5% (w/v), the L* parameters was increased up
to 48.30 1.29, 58.82 1.24, and 75.68 0.81 when it was treated by 3, 6, and 10%
hydrogen peroxide solution, respectively. The best result showed that the meal whiteness
was increased by 65% compared to the control sample. At 5% (w/v) canola meal, the L*
value of the meal treated with 3% hydrogen peroxide solution was not significantly
different from the L* value of the control sample. However, as the hydrogen peroxide
concentration was increased up to 6 and 10%, the L* value was also increased up to 64.74
1.95 and 69.91 0.64, respectively. In the case when the canola meal concentration was
increased up to 10% (w/v), the meal treated with 3% hydrogen peroxide showed L* value
lower than that of the control sample with an average value of 41.60 0.79. By increasing
the hydrogen peroxide concentration up to 6 and 10%, the meal whiteness (L* value)
significantly increased with average values of 60.76 1.33 and 67.36 1.86, respectively.
On the basis of the aforementioned results, it seems that the highest whitening effect was
the ratio of the lowest canola meal concentration to the highest hydrogen peroxide which
was 2.5/10 (Figure 3.1a). The a* color parameter was also significantly (P<0.001) affected
by the bleaching procedure. The initial meal was characterized by a value of the a* of 4.40
0.26. At a fixed meal concentration of 2.5% (w/v), the a* value increased up to 8.28
0.44 when it was treated with 3% hydrogen peroxide solution, but significantly decreased
down to 2.83 0.59 and -3.42 032 when 6 and 10 hydrogen peroxide solutions were
used, respectively. Similar behavior was recorded when 5% (w/v) canola meal was used.
When the canola meal was used at a concentration of 10% (w/v), no significant difference
(P>0.05) was observed between the effect of 3 and 6% hydrogen peroxide solutions on the
a* value. However, at the hydrogen peroxide concentration of 10%, the a* value
significantly decreased down to 1.61 0.42 (Figure 3.1b). In the case of the b* color
parameter which indicates the blueness (if b*<0) or yellowness (if b>0*), the effect of the
hydrogen peroxide concentration at each fixed meal concentration was significant
61
61
(P<0.001). Compared to the initial canola meal, the sample treated with 3% hydrogen
peroxide solution showed an increase of its b* value which reached a mean value of 29.70
0.96. No significant difference was observed between the effect of 3 and 6% hydrogen
peroxide concentration on meal b* value when 2.5% meal concentration was used. As the
hydrogen peroxide concentration was increased up to 10%, the b* value of the 2.5% (w/v)
canola meal significantly decreased down to 15.67 2.08. Similar behavior was recorded
when 5% canola meal was used. The highest b* value was obtained when 6% hydrogen
peroxide concentration was used (Figure 3.1c). The other color parameters (Colour change,
Chroma index, Hue angle and Browning) are all derived from the basic L*, a*, and b*
parameters. The obtained results showed that hydrogen peroxide concentration was highly
significant on the absolute color change E. All the treated canola meal samples showed an
increase of this parameter and the highest value was obtained when 2.5% (w/v) canola meal
was treated with 10% hydrogen peroxide solution. The corresponding (E) value in this
case is 31.24 0.57 (Figure 3.2a). The Chroma index which reflects the color saturation
was the lowest in the case of 2.5 and 5% (w/v) canola meal treated with 10% hydrogen
peroxide solution. The decrease of this parameter under these conditions was in good
agreement with the lowest corresponding a* and b* parameters (Figure 3.2b). The Hue
angle color parameter increased when the meal was treated with 3% hydrogen peroxide
solution and then significantly decreased as the hydrogen peroxide concentrations of 6 and
10% were used (Figure 3.2c). The recorded measurements on the Hue angle parameter
were in good agreement with the appearance of the yellowish color as the canola meal was
bleached. The browning index (B.I) was also measured and the results are shown in Figure
3.2d. The effect of the hydrogen peroxide concentration on the browning index was also
highly significant. The control sample was characterized by a browning index value of
63.90 1.26. At 2.5% (w/v) canola meal, the browning index increased up to 102.75 2.14
and 75.59 0.27 in 3 and 6% hydrogen peroxide solution, respectively. When the meal was
bleached in 10% hydrogen peroxide solution, the browning index significantly decreased
down to 19.17 0.28, a value which corresponded to the mostly bleached (whitened)
canola meal. Similar behavior was recorded when 5% canola meal was used. The highest
browning index was recorded with 3% hydrogen peroxide with a mean value of 99.09
2.19. The value of the browning index decreased down to 69.56 1.23 and 25.17 0.37
62
62
when the meal was bleached in 6 and 10% hydrogen peroxide, respectively. The meal at
10% concentration bleached in 3 and 6% hydrogen peroxide solutions showed high
browning index values (95.59 2.12 and 89.34 2.47, respectively). As the hydrogen
peroxide concentration was increased up to 10%, the meal was most bleached, a fact which
was confirmed by the lower browning index of 66.21 2.13 in comparison with the meal
treated with 3 or 6% hydrogen peroxide solutions. The bleached canola meal samples were
scanned and the obtained results well corroborated with the obtained data from the
colorimetric measurements (Figure 3.3).Indeed, organic peroxides, such as hydrogen
peroxide, benzoyl peroxide, and bromates are oxidizing bleaches used for different organic
matter bleaching such as whey and flour. Hydrogen peroxide bleaching is an oxidizing
bleaching process. The portion of a molecule that emits color is called a chromophore
(Kang, Campbell, Bastian, & Drake, 2010). From a chemical resistance point of view, the
chromophore is usually the weakest part of the molecule. Hence, by destroying the
chromophore part of a colored molecule it will be possible to obtain colorless molecule
(Ghodbane & Hamdaoui, 2010). Oxidizing agents such as hydrogen peroxide can easily
destroy or oxidize the double bonds of a chromophore. It has been established that this kind
of chemical reaction is able to transform the colored molecule into a different substance in
which the chromophore does not exist or exists only as a shorter chromophore which will
absorb light of a shorter wavelength than visible light. As a result of such transformation, it
will not appear colored (Winter, Ilbert, Graf, Özcelik, & Jakob, 2008). Moreover, the
adsorptions of hydrogen peroxide molecules or ions onto the meal fibre walls and proteins
are site specific. Hydrogen peroxide molecules have excess electron(s) and can be
chemisorbed to the sites where electrons can be accommodated. Therefore, the active sites
for chemisorptions of hydrogen peroxide contain electron acceptors, like phenolic groups
and α-carbonyl groups. Since these groups also contribute to the color of the material
(meal) and thus are called chromophores as well, the interaction with hydrogen peroxide in
sufficient ratio leads to the improvement of the meal whiteness (Shijie, 2003). Also, it has
been reported that a hydrogen concentration of 3% was sufficient and highly effective to
discolour olive tree residues pulp which is well known to contain high amounts of
chromophoric compounds (López, Eugenio, Díaz, Pérez, & Jiménez, 2002).
63
63
Figure 3.2: Dependence of the total colour change (E), Chroma index, Hue angle, and Browning index parameters from the canola
meal and hydrogen peroxide concentration.
64
64
Figure 3.3: Digital scanning of the bleached canola meal samples. Sample codes: # 1-
Initial canola meal; # 2 Minimally bleached meal (lowest L* value); # 3- Intermediate
bleached meal (intermediate L* value); # 4- Highly bleached meal (highest L* value).
65
65
3.3.1.3 Effect of pH
The effect of the pH on the canola meal color was highly significant (P<0.001). The
effectiveness of the bleaching treatment was the highest at pH 10 compared to pH 7 and 3.
No significant difference was observed between the bleaching effect of the hydrogen
peroxide at pH 3 and 7 whatever the concentration used (Table 3.1). These results are in
good agreement with those found in the literature and related to the use of hydrogen
peroxide as bleach for organic matters such as pulps which are well known to contain high
levels of chromophores. Indeed, canola meal is a plant material resulting from oil crushing
industry and thus it is obviously logic to state that there are many chromophoric units and
functional groups in the meal as material or in its derivatives. The aforementioned
chromophores are originating predominantly from phenolic compounds which are bonded
through different mechanisms with the proteins and fibres or the meal (Xu & Diosady,
1997, 2000). At the same time, hydrogen peroxide as an excellent bleaching reagent is
active toward most of the chromophores in alkaline media. It is able to bleach the free
chromophores as well as the chromophoric groups bonded to carbohydrates and proteins.
However, it is highly important to mention that the reactivity of hydrogen peroxide toward
canola meal is different in acidic and alkaline conditions. This is mainly originated from the
differences in the quantity and quality of the hydrogen peroxide decomposition products.
The peroxide activity is also dependent from the presence of catalysts and stabilizers.
Indeed, catalysts are usually added when hydrogen peroxide is used in the acidic media
whereas stabilizers are used under the alkaline conditions. Lowering of the canola meal
whiteness (lightness) after treatment under acidic conditions at pH 3, suggests that
hydrogen peroxide decomposition products may create new chromophoric structures
including carbonyl groups (Sikorska, Khmelinskii, Krawczyk, Oliveira, Ferreira, Wójciak,
& al., 2006). Thus, from practical point of view, the use of acidic conditions can result in
lowering the brightness values as compared to the alkaline treatment. It has been previously
reported that the drop in brightness at the acidic hydrogen peroxide treatment of pulp
depends on the pH of the bleaching slurry and that this effect becomes stronger at pH < 2.5,
which suggests an incidental creation of new chromophores during the acidic treatment. At
higher pH values, the growing tendency of hydrogen peroxide to dissociate into an ionic
form correlates with the higher brightness (Wójciak, Kasprzyk, Khmelinskii, Krawczyk,
66
66
Oliveira, Ferreira, & al., 2007). The pH was also reported to be always the most influential
variable in the discoloration/bleaching of organic matters such as pulps. The product
brightness was found to increase as pH increases (Villaverde, Ligero & Vega, 2009). This
effect was reported to be more important in the pH range 10 < pH < 11, a value that well
corresponds to our experimental conditions at pH 10. The synergic effect between pH and
hydrogen peroxide concentration was also observed for pH and peroxide concentration
levels above 11 and 7%, respectively. At the same time, it has been shown that no
significant effect was observed at lower pH and peroxide concentrations. All these results
show that pH and peroxide load must be set at high alkaline level and sufficient hydrogen
peroxide concentration which at least must be 7%, respectively, to obtain a well bleached
organic matter containing polysaccharides and fibres. Moreover, in the study of Salam,
Reddy & Yang (2007), it has been reported that the bleaching power and the stability of
hydrogen peroxide are dependent on the pH and that a pH of 10-11 is the most convenient
condition for an optimal bleaching ability of hydrogen peroxide. The authors reported that
at very low pH values, the hydrogen peroxide bleachability is very weak, whereas at
extremely high pH (>11), it is unstable. Considering the aforementioned information, it can
be concluded that the pH 10 used in our study was correctly selected.
67
67
Table 3.1: Effects of pH and hydrogen peroxide on the canola meal color
Control canola meal
L* a* b*
47.18 0.56 4.61 0.27 20.79 1.26
Experimental conditions Canola meal basic color parameters (L*, a*, and b*)
pH HP % CM % L* a* b*
3
3
2.5 49.27 1.32e 8.44 0.45
a 30.23 0.98
c
5 50.43 2.81e 8.83 0.11
a 30.08 1.15
c
10 42.43 0.82f 8.53 0.49
a 24.19 0.27
d
6
2.5 60.07 1.29d 2.88 0.63
b 31.72 1.07
c
5 66.04 1.99c 2.56 0.38
b 33.04 0.69
b
10 61.98 1.35d 8.12 0.26
a 37.74 1.48a
10
2.5 77.19 0.83a -3.49 0.33
e 15.98 2.12
e
5 71.30 0.65b -1.04 0.14
d 16.84 0.49
e
10 68.70 1.89b 1.65 0.43
c 33.55 1.29
b
7
3
2.5 49.96 1.33f 8.73 0.45
a 30.69 0.99
c
5 51.93 2.89f 8.92 0.11
a 30.58 1.09
c
10 42.96 0.82g 8.81 0.71
a 24.53 0.69
d
6
2.5 60.79 1.28de
2.61 0.61b 32.24 1.05
b
5 66.92 2.01c 2.79 0.43
b 33.47 0.73
b
10 62.79 1.39d 8.50 0.37
a 38.32 1.53
a
10
2.5 78.06 0.91a -3.42 0.37
e 16.34 2.11
e
5 71.92 0.67b -1.15 0.19
d 17.02 0.71
e
10 69.59 1.93b 1.76 0.34
c 33.98 1.05
b
10
3
2.5 55.66 1.53f 9.81 0.58
a 34.14 1.26
c
5 57.59 3.16f 10.05 0.18
a 34.29 1.14
c
10 49.80 1.11g 9.76 0.67
a 27.12 0.59
d
6
2.5 68.00 1.81de
3.52 0.72b 36.18 1.18
b
5 75.54 2.19c 2.99 0.51
bc 37.09 1.19
b
10 71.77 1.67d 9.73 0.34
a 43.10 1,59
a
10
2.5 86.80 1.05a -4.11 0.41
f 18.18 1.96
e
5 81.30 0.76b -1.15 0.16
d 19.07 1.06
e
10 79.70 2.18b 1.89 0.51
de 38.18 1.11
b
Means followed by the same letter are not significantly different at 95% confidence level.
68
68
Table 3.2: L*, a*, and b* color parameters of the powders obtained after lyophilising the
total extracted dry matter from the selected canola meal samples treated with hydrogen
peroxide
Sample
code
Type of the sample L* a* b*
1 Control CM at pH 3 82.12 0.51 1.96 0.06 17.61 0.15
2 Control CM at pH 6 83.58 0.47 -0.21 0.03 23.23 0.06
3 Control CM at pH 10 63.54 1.12 -0.42 0.08 22.27 0.12
4 2.5% CM in 10% H2O2 at pH 3 94.16 0.81 -1.01 0.03 12.32 0.35
5 2.5% CM in 10% H2O2 at pH 6 94.14 0.24 -2.06 0.05 15.35 0.24
6 2.5% CM in 10% H2O2 at pH 10 82.21 0.42 2.67 0.08 24.47 0.15
7 10% CM in 6% H2O2 at pH 3 89.07 0.33 -0.06 0.01 21.69 0.06
8 10% CM in 6% H2O2 at pH 6 89.10 0.26 -0.57 0.02 23.01 0.12
9 10% CM in 6% H2O2 at pH 10 63.85 0.90 4.55 0.31 18.61 1.13
10 10% CM in 3% H2O2 at pH 3 79.81 0.12 3.51 0.01 28.03 0.04
11 10% CM in 3% H2O2 at pH 6 87.23 0.15 1.34 0.04 21.07 0.12
12 10% CM in 3% H2O2 at pH 10 67.01 0.31 3.81 0.02 22.01 0.07
*CM: Canola meal.
**1-3: control canola meal; 4-6: 2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with 10%
hydrogen peroxide; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen
peroxide; 10-12: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen peroxide.
3.3.2 Extractability of dry matter and nitrogen from bleached canola
meal
After the experimental block on the bleachability of canola meal by hydrogen peroxide,
three samples were selected for the second step of the project which consisted of the
extraction of dry matter and evaluation of nitrogen (protein) behaviour. The selection was
based on the L* color parameter and the selected samples were those with the lowest,
middle and highest L* value. Treatment of the canola meal by hydrogen peroxide had a
significant effect (P<0.001) on both the total extractable dry matter and the total
extractable nitrogen. Regarding the total extractable dry matter (Figure 3.4), it appears that
at similar extraction pH, the higher the meal bleachability the higher the extractability was.
The extractability of the total dry matter for the raw (untreated, samples 1-3) canola meal
was pH-dependent and increased as the pH was increased from 3 or 6 to 10 but with no
significant difference between the extractabilities at pH 3 and 6. Mean values of
extractable dry matter were 15.29 2.38, 16.91 0.02, and 26.87 0.10% for pH 3, 6,
and 10, respectively. The extraction of the total dry matter (TEDM) as function of pH
followed this second order polynomial equation: 69.1897.128.0 2 pHpHTEDM
(eqn. 3.8) with R2=1. For the sample with the highest L* value (the most bleached, samples
4-6), the extraction of total dry mater was also pH-dependent and followed a linear
behaviour as follows: 86.2922.5 pHTEDM (eqn. 3.9) with R2=0.985. The highest
extractability of the total dry matter was obtained with this sample with a mean value of
83.20 0.59% at pH 10. The extraction of total dry matter from the other two samples (7-9
and 10-12) was also pH-dependent. However, in the case of the samples (7-9) which were
characterized by middle bleachability, the extraction at pH 3 did not significantly differ
from that at pH 6 and was the highest at pH 10. The total dry matter extractability followed
a linear behaviour: 69.2455.3 pHTEDM (eqn. 3.10) with R2=0.961. Contrarily to this
sample, those with the lowest L* value (samples 10-12) showed more interesting behaviour
with the lowest extractability at pH 6 and the highest at pH 10 with mean values of 20.48
0.25 and 35.58 1.89%, respectively. The average extractability at pH 3 was 26.85
70
70
0.13%. The behaviour of the extractability as function of pH at these conditions was a
second order polynomial equation: 37.4871.984.0 2 pHpHTEDM (eqn. 3.11) with
R2=1. The extraction of total nitrogen was similar to that of the total dry matter (Figure
3.5). The extrcation process was pH and hydrogen peroxide concentartion dependent. The
highest extractability of the total nitrogen was observed for the most bleached canola meal
samples when the extraction was performed under alkaline conditions at pH 10. The color
parameters of the extracted and lyophilized dry matter from the selected bleached canola
meal samples are shown in Table 3.2. The whiteness of the extracted dry matter was
significantly affected by the hydrogen peroxide concentration, extraction pH, and canola
meal concentration. The highest L* values were obtained when canola at a concentration of
2.5% (w/v) was bleached in 10% hydrogen peroxide solution and then extracted at pH 3 or
6. Extraction under alkaline conditions (pH 10) yielded lower L* values compared to the
result obtained at the aforementioned pH values. The extracted dry matter from bleached
and control canola meal at different conditions were digitally scanned and the obtained
images well corroborated with the instrumental color measurements (Figure 3.6).
71
71
10
20
30
40
50
60
70
80
90
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Code of the canola meal sample
Tota
l extr
acta
ble
dry m
att
er,%
Figure 3.4: Total extractable dry matter from bleached canola meal by hydrogen peroxide.
The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 9; 4-6: 2.5%
(w/v) canola meal suspension bleached with 10% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and 9; 7-9:
10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and 9;
10-12: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen peroxide at pH 3, 7,
and 10.
72
72
0,02
0,07
0,12
0,17
0,22
0,27
Control 3% HP 6% HP 10% HP
Bleaching conditions
To
tal
ex
tra
cta
ble
nit
ro
gen
,%
pH 3 pH 6 pH 10
Figure 3.5: Total extractable nitrogen from bleached canola meal by hydrogen peroxide as
function of pH and hydrogen peroxide concentration.
73
73
Figure 3.6: Digital scanning of the dried total extractable dry matter from bleached canola
meal. The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 9; 4-6:
2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with 10% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and
9; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen peroxide at pH 3, 7,
and 9; 10-12: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen peroxide at
pH 3, 7, and 10.
74
74
The low solubility (extractability) of the raw canola meal is mainly due to its high content
of insoluble fibres which are strongly bonded to proteins or which are able to form a
network that entraps proteins inside. It has been reported that hydrogen peroxide is able to
depolymerize high molecular weight polysaccharides and by this way it is possible to
obtain soluble low molecular weight polysaccharides (Tian, Liu, Hu, & Zhao, 2003, 2004).
Indeed, it was shown by these authors that water-soluble chitosan with low molecular
weight was prepared by the depolymerisation of chitosan with aqueous H2O2 solution. By
the mean of the infra-red and 1H-NMR studies, it was possible to verify that the
depolymerization of this insoluble polysaccharide leads to the breakage of 1,4-β-D-
glucoside bonds of the macromolecule. At the same time, it has been shown by X-ray
analysis that the depolymerization takes place at the surface of the chitosan in crystal
region by a peeling-off process while the amorphous portion is depolymerised by
penetrating pattern of the hydrogen peroxide (Tian, Liu, Hu, & Zhao, 2003). Moreover, it
has been reported by Taherzadeh & Karimi (2008) that alkaline peroxide is an effective
method for pre-treatment of organic biomass containing high level of insoluble fibre. The
lignocelluloses are soaked in aqueous medium at pH 11-12 in which H2O2 was added. This
process has been proven to improve the enzymatic hydrolysis by delignification. Also, by
using alkaline peroxide solutions, wheat straw was converted to fermentable sugars with
high yield of 97% by enzymatic saccharification (Saha & Cotta, 2006). Furthermore, it has
been proven that diluted alkaline peroxide treatment with 7.5% H2O2 at pH 11.5 and 35°C
was an effective tool for pre-treatment of rice hulls which resulted in conversion up to 96%
of rice hulls to sugars after enzymatic hydrolysis. In another study, it has been shown that a
combination of NaOH with H2O2 allowed improving the enzymatic hydrolysis of water
hyacinth and water lettuce which are known for their high content of insoluble
polysaccharides (Mishima, Tateda, Ike & Fujita, 2006). Wheat straw fibre was also
successfully delignified by a treatment in 2% H2O2 at 50°C for 5 h under alkaline
conditions at pH 11.5 (Sun, Xu, Sun, Fowler, & Baird, 2005). The treatment resulted in a
significant decrease in total hemicelluloses content, and 81-88% of the initial lignin was
removed by the alkaline peroxide post-treatment of the wheat straw which is an organic
75
75
matter containing high level of insoluble fibres. Also and in supporting our findings that
total dry matter extractability was significantly enhanced by treating canola meal in a
combination of hydrogen peroxide and alkaline conditions at pH 10, it has been shown that
wet oxidation by hydrogen peroxide significantly enhanced the susceptibility of cane
bagasse to enzymatic hydrolysis and that about 50% of the lignin and most hemicellulose
were solubilized by treating the biomass with 2% H2O2 at 30°C within 8 h. The treatment
resulted in 95% efficiency of glucose production from cellulose enzymatic hydrolysis
(Azzam, 1989; Pandey & Kim, 2011). By enhancing the solubility of the polysaccharides
contained in the canola meal, hydrogen peroxide treatment combined to the alkaline
conditions resulted in improved total nitrogen extractability, since the proteins were
liberated from the entrapping network. In this context, it has been reported that rapeseed
flour extracted from dehulled/defatted seeds by means of 7% hydrogen peroxide solution at
a ratio 1:6 was characterized by total protein content of 62.4% versus control flour which
contained 47.2% total protein. The control rapeseed flour was extracted by water
(Anderson, Li, Jones, & Bender, 1975). The increased total nitrogen extractability in the
hydrogen peroxide treated canola meal samples could also be attributed to the fact that
hydrogen peroxide is capable of breaking peptides bonds and as result hydrophilic sites are
more exposed; a phenomenon which enhances interactions with water. The ability of
hydrogen peroxide to attack peptide bonds can also result in low molecular proteins which
are more water soluble (Alexander, Carter, & Earland, 1951).
3.3.4 Bleaching effect on total phenolics
This study was aimed to bleach canola meal by treatment with hydrogen peroxide under
different conditions of canola meal and hydrogen peroxide concentrations. The canola
meal color was improved by the action of the hydrogen peroxide on phenolic compounds
of the meal which are the main responsible factor of the dark color of the meal. Therefore,
it was expected that the treated meal by hydrogen peroxide will show lower total phenolics
content in comparison with the initial meal. The established research hypothesis was
confirmed and total phenolics contents was correlated with the L* color values of the
76
76
canola meal (control and treated). Total phenolics evolution as function of the canola meal
type is shown in Figure 3.7. Samples 1-3 corresponding to the control canola meal
extracted in 95% ethanol at pH 3, 7, and 10 showed optical densities (absorbance) at 755
nm of 0.711 0.021, 0.732 0.011 and 0.681 0.023, respectively. Samples 4-6 are from
the canola meal treated by hydrogen peroxide solution characterized by the lowest L* color
value (the lesser bleached). The optical densities of the ethanolic extracts at pH 3, 7, and 10
of this meal sample were significantly lower than those of the control meal. Mean values of
the optical densities of the ethanolic extracts were 0.496 0.027, 0.508 0.037, and 0.428
0.017 for pH 3, 7, and 10, respectively. According to these results, total phenolics of this
meal was decreased by 32.53 3.91%. The canola meal with the intermediate L* color
value was used for phenolics extraction in 95% ethanol (samples 7-9). The measured
optical densities of these extracts were significantly lower than those of the samples 4-6,
indicating that this canola meal contains less phenolics. In this case, total phenolics in the
meal with middle L* value was decreased by 66.62 3.34, depending on the pH used (3, 7,
or 10). Similar tendency was observed when canola meal with the highest L* color value
was used for ethanolic phenolics extraction. In this case, the lowest optical densities were
obtained, indicating that the highest the bleaching efficacy of the meal the lowest the
phenolics content was. Depending on the extraction pH (3, 7, or 10), total phenolics
content in the mostly bleached meal was decreased by 85.19 4.54%.
In canola meal, the dark color is a result of polyphenlic compounds oxidation followed by
a condensation phenomenon. Moreover, phenolic compounds form chromophores by
complex formation with metals. At the same time, hydrogen peroxide is well known as a
strong chromophore disrupter agent, mainly of quinone type. Hence, a contact between
these two components resulted in a bleach of the canola meal. Like other phytochemicals,
canola phenolics are sensitive to the action of bleaching agents such as hydrogen peroxide.
In this context, Seeram, Zhang, Henning, Lee, Niu, Lin, & al., (2006) reported a study in
which pistachio shells containing high level of phenolics were bleached in hydrogen
peroxide solutions of different concentrations (from 0.1 up to 50%). They showed that the
levels of all of the phenolics decreased on bleaching, and that the anthocyanins were the
77
77
most sensitive chemical markers to this bleaching treatment. The authors explained these
observations by the flavylium cationic structure of anthocyanins, which causes these
compounds to be more sensitive to the effect of hydrogen peroxide, pH, and temperature
compared to other classes of flavonoids. They showed that bleaching with hydrogen
peroxide starting at a minimal level of 0.1% decreased anthocyanin levels from 905 to 653
μg/g for raw nuts and from 549 to 145 μg/g for roasted nuts. Furthermore, canola meal
contains approximately 160-165 mg/kg iron. This active metal can easily participate in the
Fenton process which is based on an electron transfer between H2O2 and Fe2+
acting as
homogenous catalyst. The process generates hydroxyl radicals as follows:
OHOHFeOHFe 3
22
2
The generated (・OH) radicals have an oxidizing potential of 2.6V and are capable of
degrading a wide range of organics, including phenolic compounds (Siedlecka &
Stepnowski, 2005). Moreover, 4-aminophenol was successfully degraded by enzyme/H2O2
treatment (Sun, Yao, You, & Gao, 2007). These authors proposed a degradation pathway
of 4-aminophenol and showed that during the earlier part of the process, 4- aminophenol
was initially converted to p-benzoquinone and NH3; later, the ring was cleaved with the
formation of maleic acid, fumaleic acid and oxalic acid; finally, the organic acids were
further oxidized to CO2 and H2O. The action of the hydrogen peroxide was highly
significant in this process.
78
78
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Canola meal sample
Ab
sorb
an
ce,
755 n
m
Figure 3.7: Optical density at 755 nm (absorbance) of the ethanolic extracts from canola
meal. The samples were coded as follows: 1-3: control canola meal at pH 3, 7, and 10; 4-6:
10% (w/v) canola meal suspension bleached with 3% hydrogen peroxide at pH 3, 7, and
10; 7-9: 10% (w/v) canola meal suspension bleached with 6% hydrogen peroxide at pH 3,
7, and 10; 10-12: 2.5% (w/v) canola meal suspension bleached with 10% hydrogen
peroxide at pH 3, 7, and 10.
3.3.5 Protein SDS-PAGE analysis
The effect of H2O2 on canola protein profiles is shown in Figure 3.8. The obtained results
were in good agreement and well correlated with the total nitrogen and dry matter
solubility which significantly increased after canola meal treatment with hydrogen
peroxide solution.
79
79
The effect of hydrogen peroxide on protein depolymerisation is not readily understood.
However, an explanation can be made on the basis that H2O2 can react with ferric iron of
the meal to produce superoxide anion and ferrous iron, according to the following reaction:
2H O Fe OH Fe 2
2
22
3
Ferrous iron, thus formed, may then promote the formation of hydroxyl radical and cause
the depolymerization of proteins (Saari, Konttinen, Friman, & Sorsa, 1993). Moreover, it
has been reported that hydrogen peroxide can cause the backbone scission of
polysaccharides, generating smaller fragments (Duan & Kasper, 2011), thus we expected
that the same action can be done toward high molecular weight proteins. H2O2 is poorly
reactive by itself. However, in the presence of reduced transition metal ions like as Fe+2
and Cu+1
, it can form hydroxyl ('OH) radicals by a Fenton's type reaction. This radical is
highly reactive, and is capable of causing protein denaturation and scission (Scandalios,
1993). It can also increase proteolytic susceptibility in a number of animals and
chloroplastic proteins (Casano, Lascano, & Trippi, 1994; Davies, 1987). According to the
aforementioned information, we deduced that the effect of H2O2 on the canola proteins
depolymerisation (degradation) could be due to oxidations by 'OH induced by hydrogen
peroxide contact with transition metals. To support this statement, Gomez, Casano, &
Trippi (1995) reported a study in which they performed experiments in which H2O2 was
used to evaluate degradation of extracellular fluid proteins. The proteins were subjected to
SDS-PAGE. Results from scavenging experiments suggest that H2O2-driven denaturation
and degradation of proteins is mediated by free 'OH radicals. Like other proteins, canola
proteins contain many basic amino groups which are able to increase/enhance the
instability of H2O2. This instability will then lead to the formation of 'OH radicals which
will attack the substrate; including high molecular weight proteins. The 'OH radical is a
powerful oxidant. However, the reactions involving HO radicals are not selective and
several studies showed that hydroxyl radical reacts also with carbohydrates and proteins,
abstracting a C-bonded H atom according of the general
equation: OHRHOHR 2 . The formed radical R then undergoes other
80
80
unspecific reactions (Qin, Du, & Xiao, 2002). These observations were in good agreement
with the FTIR analyses (Figure 3.9).
Figure 3.8: SDS-PAGE of the canola proteins extracted from hydrogen peroxide bleached
meal. Samples codes: O: control (initial meal); a, b, c: meal bleached with 10% hydrogen
peroxide in a 2.5% (w/v) suspension and extracted at pH 3, 7, and 10, respectively; d, e, f:
meal bleached with 6% hydrogen in a 10% (w/v) suspension at pH 3, 7, and 10,
respectively; g, h: meal bleached with 3% hydrogen peroxide in a 10% (w/v) suspension at
pH 3, 10, respectively.
Figure 3.9: FTIR spectra of the canola meal: (a) control; (b) Meal with the lowest L* value; (c) Meal with the medium L*
value; (d) Meal with the highest L* value.
a b
c d
Conclusion
The present study showed the effectiveness of hydrogen peroxide to bleach (discolour)
canola meal residue. Such treatment significantly enhanced the visual appearance of the
meal. The whiteness of the meal expressed through the L* color parameter was increased
from 47.18 0.56 up to 86.80 1.05. Treatment of the canola meal residue with hydrogen
peroxide had a net positive impact on the extractability of the total dry matter; including
total nitrogen. The increased extractability will be a key factor in the enhancement of the
bioavailability of canola meal compounds when the meal will be used as an ingredient in
food formulations. Total content of phenolics was also significantly lowered by treating the
canola meal in hydrogen peroxide solution. The strong smell of the canola meal was thus
also significantly lowered.
For more objective targeting of the use of bleached canola meal as food ingredient, further
studies are required to understand how such treatment will affect the functional properties
of the whole meal and its derivatives, the thermal behaviour of proteins and fibres, and the
proteins nutritional value.
Acknowledgments
The financial support of the ``Faculté des Sciences de l’Agriculture et de l’Alimentation``
of the Université Laval is heartily acknowledged. The financial support of the SPLA-
Université Laval is sincerely acknowledged. The authors are also grateful to Miss. Loufine
Estinfil, Dr. Moustafa Khalf, and Mr. Samuel De Tilly for the precious technical support.
83
83
CONCLUSION GÉNÉRALE
Le présent projet de maîtrise a eu comme objectif principal de contribuer à
améliorer le potentiel d’utilisation alimentaire du tourteau de canola via des modifications
rationnelles de deux paramètres importants ; à savoir la couleur du tourteau et le taux
d’extractabilité (solubilité) de sa matière sèche totale.
Pour réaliser l’objectif principal de ce projet, une approche novatrice a été proposée
et qui consiste à traiter le tourteau de canola avec des solutions de peroxyde d’hydrogène
sous différentes conditions opératoires. Les variables indépendantes mises à l’étude dans
ce projet sont la concentration du tourteau de canola (2.5, 5 et 10%), la concentration du
peroxyde d’hydrogène (3, 6 et 10%) et le pH (3, 7 et 10). Ces variables sont choisies sur la
base d’une étude détaillée de la revue de littérature en lien avec la présente problématique
de recherche.
Les résultats obtenus ont montré que le peroxyde d’hydrogène est très efficace pour
décolorer le tourteau de canola. L’analyse statistique des données obtenues a montré que
l’effet de la concentration du peroxyde d’hydrogène était très significatif et augmentait à
mesure que la concentration augmente. Le ratio concentration du peroxyde d’hydrogène
par rapport à la concentration du tourteau de canola est très significatif, car la décoloration
du tourteau de 2.5% avec du peroxyde d’hydrogène de 10% a donné les meilleurs
paramètres de couleur du tourteau. Pour ce qui est de la concentration du tourteau de
canola, l’analyse statistique des données a montré qu’à une concentration fixe du peroxyde
d’hydrogène, aucun effet significatif de la concentration du tourteau n’a été observé.
Les résultats du présent projet ont également montré que le traitement du tourteau
avec du peroxyde d’hydrogène a eu un impact significatif sur le taux d’extraction de la
matière sèche totale et des protéines (azote) du tourteau. Ceci est valable tant en milieu
acide, neutre que basique. Cependant, le meilleur taux d’extraction a été observé à pH 10.
Des analyses SDS-PAGE et FTIR ont confirmé cette augmentation du taux d’extraction
suite au traitement du tourteau de canola avec du peroxyde d’hydrogène.
84
84
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ANNEXE 1: Analyse statistique des données par le logiciel
Systat.
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 3 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable L
N 12
Multiple R 0,940
Squared Multiple R 0,883
Adjusted Squared Multiple R 0,857
Standard Error of Estimate 4,324
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 45,866 3,095 0,000 . 14,820 0,000
HP___ 2,753 0,337 0,930 1,000 8,159 0,000
T_C___ -0,476 0,400 -0,136 1,000 -1,190 0,264
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 1 271,055 2 635,528 33,996 0,000
Residual 168,248 9 18,694
Durbin-Watson D-Statistic 1,380
First Order Autocorrelation 0,301
Information Criteria
AIC 73,741
AIC (Corrected) 79,455
Schwarz's BIC 75,681
96
96
97
97
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 4 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable A
N 12
Multiple R 0,704
Squared Multiple R 0,496
Adjusted Squared Multiple R 0,384
Standard Error of Estimate 3,037
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 5,092 2,174 0,000 . 2,342 0,044
HP___ -0,641 0,237 -0,640 1,000 -2,704 0,024
T_C___ 0,348 0,281 0,293 1,000 1,239 0,247
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 81,592 2 40,796 4,424 0,046
Residual 82,999 9 9,222
Durbin-Watson D-Statistic 1,645
First Order Autocorrelation 0,161
Information Criteria
AIC 65,262
AIC (Corrected) 70,976
Schwarz's BIC 67,201
98
98
99
99
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 4 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable B
N 12
Multiple R 0,294
Squared Multiple R 0,087
Adjusted Squared Multiple R 0,000
Standard Error of Estimate 7,554
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 21,296 5,407 0,000 . 3,939 0,003
HP___ 0,206 0,589 0,111 1,000 0,350 0,735
T_C___ 0,598 0,699 0,272 1,000 0,855 0,415
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 48,706 2 24,353 0,427 0,665
Residual 513,508 9 57,056
Durbin-Watson D-Statistic 1,733
First Order Autocorrelation 0,115
Information Criteria
AIC 87,131
AIC (Corrected) 92,845
Schwarz's BIC 89,070
100
100
101
101
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 3 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable DELTA_E
N 12
Multiple R 0,965
Squared Multiple R 0,931
Adjusted Squared Multiple R 0,915
Standard Error of Estimate 3,246
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 1,983 2,323 0,000 . 0,853 0,416
HP___ 2,778 0,253 0,964 1,000 10,968 0,000
T_C___ -0,146 0,301 -0,043 1,000 -0,485 0,639
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 1 270,049 2 635,025 60,271 0,000
Residual 94,826 9 10,536
Durbin-Watson D-Statistic 1,049
First Order Autocorrelation 0,410
Information Criteria
AIC 66,860
AIC (Corrected) 72,574
Schwarz's BIC 68,800
102
102
103
103
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 3 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable CHROMA
N 12
Multiple R 0,292
Squared Multiple R 0,085
Adjusted Squared Multiple R 0,000
Standard Error of Estimate 7,649
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 21,986 5,475 0,000 . 4,015 0,003
HP___ 0,147 0,597 0,078 1,000 0,246 0,811
T_C___ 0,624 0,708 0,281 1,000 0,882 0,401
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 49,027 2 24,513 0,419 0,670
Residual 526,620 9 58,513
Durbin-Watson D-Statistic 1,709
First Order Autocorrelation 0,128
Information Criteria
AIC 87,433
AIC (Corrected) 93,148
Schwarz's BIC 89,373
104
104
105
105
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 4 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable HUE
N 12
Multiple R 0,842
Squared Multiple R 0,709
Adjusted Squared Multiple R 0,644
Standard Error of Estimate 5,593
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 12,109 4,004 0,000 . 3,025 0,014
HP___ -1,901 0,436 -0,784 1,000 -4,355 0,002
T_C___ 0,884 0,518 0,307 1,000 1,706 0,122
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 684,433 2 342,216 10,939 0,004
Residual 281,549 9 31,283
Durbin-Watson D-Statistic 1,659
First Order Autocorrelation 0,163
Information Criteria
AIC 79,919
AIC (Corrected) 85,634
Schwarz's BIC 81,859
106
106
107
107
HP : Hydrogen peroxide (peroxyde d’hydrogène).
TC: Tourteau de canola (canola meal).
IMPORT successfully completed. Processed 3 variables and 12 cases.
▼General Linear Model (GLM)
Dependent Variable B_I
N 12
Multiple R 0,545
Squared Multiple R 0,297
Adjusted Squared Multiple R 0,141
Standard Error of Estimate 25,190
Regression Coefficients B = (X'X)-1X'Y
Effect Coefficient Standard Error Std. Coefficient
Tolerance t p-Value
CONSTANT 72,866 18,031 0,000 . 4,041 0,003
HP___ -3,326 1,966 -0,473 1,000 -1,692 0,125
T_C___ 2,263 2,332 0,271 1,000 0,970 0,357
Analysis of Variance
Source Type III SS df Mean Squares F-Ratio p-Value
Regression 2 414,836 2 1 207,418 1,903 0,205
Residual 5 710,808 9 634,534
Durbin-Watson D-Statistic 1,499
First Order Autocorrelation 0,231
Information Criteria
AIC 116,037
AIC (Corrected) 121,751
Schwarz's BIC 117,977
108
108
109
109
ANNEXE 2: Analyse statistique de la corrélation entre les
variables indépendantes (peroxyde d’hydrogène (HP) et
concentration du tourteau de canola (CM)) et les paramètres de
couleur du tourteau par le logiciel Systat.
Session Start: Wednesday, February 22nd, 2012, 12:47:22 PM.
IMPORT successfully completed. Processed 9 variables and 12 cases.
▼Correlation: Pearson
Number of Non-Missing Cases: 12
Pearson Correlation Matrix
HP CM L* a* b* E CHROMA HUE B-I
HP 1.000
CM 0.000 1.000
L* 0.930 -0.136 1.000
a* -0.640 0.293 -0.779 1.000
b* 0.111 0.272 0.027 0.497 1.000
E 0.964 -0.043 0.946 -0.570 0.225 1.000
CHROMA 0.078 0.281 -0.017 0.546 0.998 0.195 1.000
HUE -0.784 0.307 -0.910 0.956 0.338 -0.760 0.384 1.000
B-I -0.473 0.271 -0.627 0.949 0.717 -0.386 0.756 0.866 1.000
110
110
Scatter Plot Matrix
HP
___
T_C
___
LA
BD
ELT
A_E
CH
RO
MA
HU
E
HP___
B_I
T_C___ L A B DELTA_E CHROMA HUE B_I
HP CM L* a* b* E Chroma Hue B-I
HP
C
M
L*
a*
b*
E
*
Ch
rom
a
Hu
e B
-I
