4. Analyse yon biologischem Material 235

titrimetrischen l~ethode ~ gut iibereinstimmen. Verff. geben ausfiihrliche Einzel- heiten einschlieBlich der Darstellung yon Lecithin und Lysoleeithin, die in der erforderliehen Reinhei~ nicht im ttandel sind, an. Sie haben die Methode fiir Duodenalsaft ausgearbeitet und empfehlen sie als 1%outinemethode. Versuche, das Verfahren aueh fiir Serum anzuwenden, sind im Gang. 1 j . Lab. Clin. Med. 68, 524--536 (1964). Lab. Cancer 1%es., Dept. Med., Veterans Hosp., Minneapolis, Minn. (USA). -- ~ Vo(~L, W. C., and L. ZlnvE: J. Clin. In- vest. 89, 1295 (1960). E. !~[/~LV.~, Wiirzburg

Fiir die Bestimmung der 1)roteinaseaktivit~it ist naeh C. E.MoDo~AL1) und L. L. C ~ 1 die Lowry-Modifikation der Fo]in-Methode geeignet. Beim enzymatischen Abbau entstandene Peptide, die Bur wenig odor kein Tyrosin bzw. Tryptophan enthalten, k5nnen mit dieser Methode dutch eine alkalische Kupfersulfatvor- behandiung bestimmt werden. Somit lassen sieh s~mtliche Stoffe, die eine positive Biuretreaktion ergeben, noeh erfassen. H~mog]obin, als Substrat, wird mit Weizen- proteinaso naeh Ax'ax-A~D~sox 2 abgebaut. Mit Trichloressigs[iure werden nicht- hydrolysierte Proteine gefgllt. Dureh zwei geringf/igige .~mderungen der Lowry- Methode a kSnnen die Fermentaktivit~ten bestimmt werden. Dazu wird 1 ml Tri- chloressigs~urefiltrat mit 5 ml 2 ~ NatriumearbonatlSsnng gemiseht, die 0,05 ml 2,70/0ige Natrium-Kalium-tartratl5sung, 0,05 ml l~ KupfersulfatlSsung und geniigend • enthglt, um die S~ure des l~iltrates sowie des Reagenses zu neutralisieren. Nach 10 rain werden 0,5 ml Folin-Ciocalteu-t)henolreagens (1 n in S~ure) zugesetzt und schnell vermiseht. Die entstehende Farbe wird bei 700 nm naeh 60 min Entwieklung bei 1%aumtemperatur gemessen. Die ~ethode ist dureh groBe Empfindlichkeit ausgezeichnet.

Analyt. Biochemistry 10, 175--177 (1965). Western Regional Res. Lab., Agri- culture 1%es, Servise U.S. Dept. of Agriculture, Albany, Calif. (USA). -- 2 MILLER, B.S.: J. Assoc. Off. Agrie. Chemists 80, 659 (1947). -- aLowRu N.J . 1%OS~B~OVG]t, A. L. F~ar and 1%. J. 1%A~D~LL: J. Biol. Chemistry 198, 265 (1951).

U. G ~ t ~ D ~

Serumadenosindesaminase wandelt unter Freisetzung yon Ammoniak Adenosin zu Inosin urn. Zur Aktivit~tsbestimmung wurde yon H. KA~K~ ~ auf dieser Grundlage folgende einfache Methode entwicke]t: 1 ml Substrat (800 mg Adenosin in 200 ml 0,62 m 1)hosloh~tpuffer vom ptt 6,4) werden mit 2 ml Serum vermiseht. 1 ml dieser Mischung wird sofort zu 2 ml 0,61 m Triehloressigsgurel6sung gegeben und dient als Leerwert. Die restliehen 2 ml werden bei 37 ~ C 60 min inkubiert. Darm wird ebenfalis 1 ml dieser LSsung in 2 ml 0,61 m Trieh]oressigs~ure gegeben und gut gesch~t~elt. Naeh 10 rain werden die Proben 10 min zentrifugiert. Jeweils 250 [zl der fiberstehen- den L5sung versetzt man mit 2500 ~zl Phenolfarbreagens (100 mg Nitroprussid- na~rium und 10 g Phenol mit entmineralisiertem Wasser auf 1000 ml aufffillen), 100 ~zl 1 n Natroulauge und 2500 ~ alkalische ]=[ypoehloritlSsung (5 g Natrium- hydroxid nnd 20 ml 2,10/0ige Hypochloritl5sung mit Wasser auf 1000 ml aufffillen) in dieser 1%eihenfolge und vermischt gut. Nach 20 rain wird die Farbe bei 660 nm gegen Wasser gemessen und mit Standardlbsungen vergliehen. Die Aktivit~t wird in l~ikrogramm entwiekeltes Ammoniak/60 rain und Milliliter Serum ausgedrfickt. Das pit-Optimum liegt bei 6,5. ~-ber 64~ nimmt die Fermentaktivit~t ab.

Scand. J. clin. Lab. Invest. 16, 570--574 (1964). Dep. Clin. Chem.; Kommune- hospitalet, Arhus, and Surgical Univ. Dep. ; Arhus (D~nemark). U. GE~]~t~DT

Eine eolorimetrisehe Methode fiir die Bestimmung yon Serumchymotrypsin geben J. KALLOS, E. L. ARTmYR, D. R~ZOK und D. KAn-s ~ an. -- Arbeitsweise. Jeweils 0,25 ml N-Acetyl-r,-tyrosinhydrazid (ATIt, 2 mg/ml Trispuffer yon 0,05 m

236 Bericht: Spez. analytische Methoden: 4. Analyse von biologischem Material

und p t t 7,8) werden in zwei Zentrifugengl~ser pipettiert. (Die Darstellung yon ATH ans dem N-Acetyl-L-tyrosin~thylester-monohydrat wir4 beschrieben.) Zu der Testprobe werden 0,25 ml Serum hinzugeffigt und gut durchmischt. In dem anderen Glas ~ r d der Leerwert ermittelt. ~qach Inkubation bei 37~ fiir 30 min werden jeweils 4 ml dest. Wasser und 0,5 ml frisch bereitetes Ehrlichs Reagens hinzugesetzt und ebenfalls gut durehmlseht. Zu der Leerwertprobe kommen jetzt zus~tzlieh 0,25 ml Serum. Zwecks Farbentwieklung werden die Gl~ser bei 37~ t0 rain inkubiert. AnsehlieBend wird die optische Diehte bei 455 nm gemessen. Der absolute Wert wird aus Eichkurven entnommen. ATt t ist ein spezifisches Substrat ffir Chymotrypsin und wird nicht durch Trypsin hydrolytiseh gespalten.

Canad. J. Biochem. 43, 135--141 (1965). Dept. Pathol., St. Mary's Memorial ttosp., Montreal, Quebec (Canada). U. GERHAI~DT

Bei der enzymatisehen Bestimmung der Transaminaseaktiviti[t im optischen Test nach WAI~III~G tr i t t ill der 15slichen Proteinfraktion yon Mitoehondrien durch die reduktive Aminierung yon c~-Ketoglutarat zu Glutamat bei Gegenwart yon Glut- amatdehyclrogenase eine Aktivi~Etsbeeinflussung auf. Um das Einwirken der Glutamatdehydrogenase aus Rinderleber zu mlterbinden, kann diese, wie C. STI~EF- FEI~ 1 berichtet, spezifisch dureh 5- 10-5m Zn 2+ 100~ gehemmt werden, ohne dabei die Transarninaseaktivit~t zu beeinflussen. Die enzymatischen Testans~tze setzen sich wie folgt zusammen: a) Ghtamat-Oxalace~at-Transaminase, 30 mMol Tris-SalzsEurepuffer (pI-I 7,7), 0,25 mMol NADH, 3 mMol ~-Ketoglutarat, 6 I .U. Malatdehydrogenase, 6 mMol L-Aspartat. b) Glutamat-Pyruvat-Transaminase, Puffer, NADH und c~-Ketoglntarat wie unter a), 9 I .U. Lactatdehydrogenase mid 30 mMol D,L-Alanin. e) Glutamatdehydrogenase, Puffer, NADH und ~-Keto- glutarat wie unter a), 3 mMol Ammoniumacetat. ]:)as Gesamtvolumen betri~gt jeweils 3,3 ml. Gemessen wird bei der Wellen]Enge yon 366 nm. Die Hemmversuche mi~ Metallionen unterliegen einer Inkubationszeit yon 5 rain bei 25~

1 Bioehim. Biophys. Acta 92, 612--615 (1964). Radiolog. Inst., Univ. Freiburg i.Br. U. GERHARDT

Eine einfache und schnelle ~Iethode zur Bestimmung der Tyrosinhydroxylase- aktivit~t teilen T. I~AG~TSU, M. LV, WTT und S. U D E ~ I E ~ D ~ mit. Verff. verwenden mit Tritium markiertes L-Tyrosin und werten den Ablauf L-Tyrosin-3,5-T ~ 0,5 02

Tyrosinhydroxylase L-DOPA-5-T -~ T+; T + -{- H20-+ tt+ ~- THO aus, indem sie das titrierte Wasser im F]fissigkeitscintillationsz~hler bestimmen. Da sich aber T zu je 43--450/0 in Stellung 3 and 5 und zu 10--14~ in Stellung 2,6 und der Seitenkette befinde~, muB man vor ]eder Bestimmung den entspreehenden Korrekturfaktor ermit~eln. Einzelheiten sind angegeben.

Anal. Biochem. 9, 122--126 (1964). Lab. Clin. Biochem., Nat. Heart Inst., Bethesda, Md. (USA). E. M~LLE~, Wiirzburg

[3ber eine direkte photometrisehe Bestimmung der Ureaseaktiviti~t berichtet S. A. KATZ 1. Unter Anwendung einer kationempfindlichen Glaselektrode wird das w~hrend der Fermentreaktion in Freiheit gesetzte Ammoniak lootentiometrisch direkt bestimmt. Die Temperatur der LSsung wird auf 25 ~ C eingestellt. Ein Magnetrfihrer sorg~ fiir gute Durehmisehung der LSsung. Eine bestimmte Ureasemenge wird in 60 ml 0,1 m Trishydroxy-methylaminomethanpuffer vom pH-Wert 7,0 zur LSsung gebraeht. Naeh dem Eint~uchen der Elektroden in die LSsung wird das Potential gemessen. Durch Zug~be yon 10 ml 0,5 m H~rnstofflSsung wird die Reaktion aus- gelSst und die Potenti~lwerte w~hrend der n~chsten 5 rain erfaBt. An Hand yon