Evaluation de la résistance aux antibiotiques des

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA

RECHERCHE

SCIENTIFIQUE

UNIVESITE LARBI BEN M’HIDI OUM EL BOUAGHI

FACULTE DES SCIENCES EXACTES ET DES SCIENCES DE LA NATURE

ET DE LA VIE

DEPARTEMENT DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

N° d’ordre………. N° de série………...

Mémoire de Fin de Cycle

En vue de l’obtention du diplôme

MASTER

En

BIOLOGIE

OPTION : MICROBIOLOGIE APPLIQUEE Thème

Soutenue le : 13 / 06 / 2018

Présenté par :

Hadjou Ilham & Sedrati Ibtissam

Devant le jury

Présidente : Mme Kouache Saliha M.A.A. Université OEB

Rapporteur : Mme Adoui Mounira M.A.A. Université OEB

Examinatrice : Mme Benslama Ouided M.A.A. Université OEB

Année universitaire : 2017-2018

Evaluation de la résistance aux antibiotiques

des entérobactéries : cas de β-lactamases à

spectre étendu (BLSE).

DEDICACE A mes chers parents :

Pour votre soutient morale et matérielle sans faille,

Pour vos mains qui ont tant travaillées,

Pour votre cœur qui m’a tant donné,

Pour votre sourire qui m’a tant réchauffé,

Pour vos yeux qui furent parfois mouillés,

Pour vous qui m’avez tant aimé.

Pour le bon déroulement de mes études. Sans votre aide, je ne serais pas ce que je suis aujourd’hui.

Et sur tout votre amour sans compter. Que ce modeste travail soit pour vous le fruit de tout votre

effort et l’expression de mon admiration et de ma profonde gratitude.

A mon frère Samir, pour l’exemple tu as toujours avec moi, merci de m’avoir guidé dans le

chemin de la réussite. Je te remercier également pour tes conseilles, je te souhaite le bon dans ta vie.

A ma belle sueur Lemis, merci pour tous les beaux moments passés.

A mes très cher petits frères : Abd ennour, Abd eldjalil et Abd elghafour, c'est à vous mon

adorable anges, ma joie, mon petits trésors qui a donné un sens différent à ma vie, vous resterez

toujours le rayon du soleil qui illumine ma vie. Je vous aime et je vous aimerez et je vous souhaite

tous le bonheur du monde.

A mon frère Karim, merci pour vous aides et conseilles je te souhaite le bon.

A mon ami d’enfance et chère sœur Rokia, merci pour votre sincère amitié et pour les bons

moments qu’on a passée ensemble durant notre enfance et notre jeunesse et pour tous ceux à venir .

Je t’aime ma belle.

A ma chère Bouchra, merci pour tous les merveilleux moments passés, je ne garde que les baux

souvenirs. Que cette amitié se poursuivre encoure longtemps. Je t’aime.

A mes belles amies Chaima, Yasmine, Meriem et Hadjer, qui ont toujours avec moi durant

les moments difficiles merci pour tous je vous aime.

A mes collègues Amir et Fares, qui ont toujours avec moi durant les années d’études, merci

pour vous aides et conseilles je vous souhaite le bon et le meilleurs.

A mon binôme Ibtissem, qui est toujours avec moi durant les moments difficiles et les

années d’études, merci pour tout ma belle, tes conseille, tes aides et ton amour je te souhaite le

meilleur ton ta vie. Je t’aime.

A toutes ma famille et tous ce m'ont aidé de loin ou de prés durant les moments difficiles. Je dédie

très chaleureusement ce modeste travaille.

ILHEM

Je dédie ce modeste travail.

A ma mère ; mon trésor, ma source de tendresse ; celle qui m’a transmis la vie,

l’amour et le courage.

A mon père celui qui a tout fait pour moi, pour sa confiance ; son soutien, pour

les sacrifices qu’il a consenti pour mon bien être.

Pour ma chère sœur Romaissa qui m’a donnée toujours espoir pour relever ce défi

et pour son temps précieux qu’elle m’accorde toujours.

A mes chères frères Aymen ; Abdelslam ; Sofiane ; Heitham et le petit Djawed

qui sont mon bonheur dans la vie que Dieu les garde pour moi.

A ma très chère cousine Joujou et ses sœurs Khadidja ;Nouzha ;Amina et Anissa.

Mes profondes dédicaces également à mon binôme ILHEM qui a été mon ombre

durant toutes les années des études et qui a veillé à m’encourager, à me donner

l’aide.

A mes deux proches Hadjer et Yassmin . A ceux qui sont chers à mon cœur que dieu les protège : Fatima ; meriem ; Amir ;

Fares .

Et un petit clin d’œil malicieux à tous ceux qui m’ont aidé de loin

Ibtissam

Remerciements :

Le plus grand merci revient d’abord à « Dieu » qui, lui seul, nous

a guidé dans le bon chemin durant notre vie et qui nous a donné le

courage, la volonté, et la force pour élaborer ce travail de

recherche.

Nous remercions notre directrice de thèse madame ADOUI

Monira qui a accepté avec toute modestie de nous encadrer,

malgré ses multiples charges, tout le long de ces années d’études.

Nous la remercions pour son aide, sa patience, ses compétences

scientifiques, sa confiance qu’elle nous a accordée et surtout pour

ses très grandes qualités humaine et sa gentillesse particulières et

ses conseils précieux qui ont conduit à l’achèvement ce travail.

Qu’elle trouve ici l’expression notre plus profond respect et nos

profondes gratitudes.

Nous remercions vivement les membres de jury :

*Madame Kouache Saliha, nous sommes très honorées que vous

acceptez la présidence du jury de ce mémoire. Trouvez ici

l'expression de nos sincères remerciements et soyer assuré de notre

profonde gratitude.

*Madame Benslama Ouided, votre revenu en tant

qu'examinatrice nous honore, nous vous sommes très

reconnaissantes et nous vous adressons nos vifs remerciements.

Un grand remerciement pour tous nos enseignants pour leurs contributions dans notre cursus universitaire, dans le département de Microbiologie, Université d’Oum el bouaghi. Un très grand merci, à l'ensemble du personnel du laboratoire et tous les employeurs de l’hôpital ZERDANI Sallah d’Ain Beida, pour leurs aides, leurs conseils et pour leurs complicités. Nous remercions également tous ceux qui ont contribué de prêt ou de loin à la réalisation de notre mémoire.

LISTE DES ABRVIATIONS

BLSE : β Lactamases à Spectre Etendue.

BMR : Bactéries Multi-Résistantes.

ATB : Antibiotique.

AK : Amikacine.

AMC : Amoxicilline +Acide clavulanique.

ATM : Aztreonam.

CZ : Cefazoline.

CAZ : Ceftazidine.

CTX : Cefotaxime.

AMP : Ampicilline.

AMX : Amoxicilline.

C1G : Céphalosporine de première génération.

C2G : Céphalosporine de deuxième génération.

C3G : Céphalosporine de troisième génération.

CIP : Ciprofloxacin.

GEN : Gentamycin.

C : Chloramphénicol.

IPM : Imipénème.

PI : Pipéracilline.

TTC : Ticarcilline + acide clavulanique.

TC : Ticarcilline.

NA : Acide Nalidixique.

TE : Tetracycline.

OX : Oxacilline.

K : Kanamycine.

TSI : Triple Sugar-Ironagar.

VP : Voges Proskawer.

RM : Rouge De Méthyle.

GN : Gélose Nutritive.

MH : Muller-Hinton.

MEVAG : Milieu d’étude voie d’attaque des glucides.

CASFM : Comité de l’antibiogramme de la société française de Microbiologie.

ADH : Arginine dihydrolase.

ODC : Ornithine décarboxylase.

LDC : Lysine décarboxylase.

ECA : Enterobacterial common antigen.

N° de

figure

Titre de figure La page

1 Principaux mécanismes de résistance aux

antibiotiques

8

2 Schéma représente la paroi cellulaire des bacilles à

GRAM négatif

11

3 Schéma réactionnel de l’ouverture du cycle β-

lactame

12

4 La circulation des souches entre les milieux

hospitalier et communautaire

17

5 La propolis pure 18

6 La disposition des disques d’antibiogramme pour le

test de synergie

31

7 Disposition des disques des antibiotiques selon le

test de rapprochement des disques

32

8 Schéma de détection des BLSE selon le test du

double disque

33

9 Méthodologie suivie pour la détection des souches

BLSE

34

10 Répartition des souches BLSE 42

N° de

tableau

Titre de tableau La page

1 Principales réactions de diagnostic utilisées pour la

distinction des principaux genres d’entérobactéries

4

Listes des figures

Liste des tableaux

2 Activité enzymatique des β-lactamase et leur

inhibiteur

13

3 les souches d’isolement clinique testées dans notre

étude

21

4 Les souches ATCC testées dans notre étude 21

5 La lecture de la galerie biochimique 26

6 Antibiotiques testées 29

7 Les caractères culturaux des bacilles à GRAM

négatif

36

8 Résultats de l’examen microscopique 38

9 Résultat de la galerie biochimique 39

10 Résultats de test de synergie 40

11 Résultats de test du rapproche 41

12 Cas des doubles disques positif 41

13 Résultats de l’activité antibactérienne de l’extrais de

la propolis

48

14 Résultats de la galerie biochimique des souches Annexe

15 Résultats de la sensibilité et la résistance

d’Escherichia coli aux antibiotiques

Annexe

16 Résultats de la sensibilité et la résistance de

Klebsiella aux antibiotiques

Annexe

17 Résultats de la sensibilité et la résistance de

Citrobacter aux antibiotiques

Annexe

18 Résultats du test de synergie Annexe

19 Résultats du test de rapproche des disques Annexe

20 Résultats du test des doubles disques Annexe

21 les Antibiotiques testés pour les entérobactéries et

les valeurs

critiques des diamètres des zones d’inhibition selon

la Comité De L’antibiogramme

De La Société Française De Microbiologie

Annexe

Liste des histogrammes

N°

d’histogramme

Titre d’histogramme La page

1 La Résistance des souches Escherichia coli aux

antibiotiques

43

2 La Résistance des souches Klebsiella sp aux

antibiotiques testés

45

3 La Résistance des souches Citrobacter sp aux

antibiotiques

46

Table des Matières

Introduction….......................................................................................................01

Chapitre I : Généralité sur les entérobactéries

a) Classification.....................................................................................................02

b) Habitat...............................................................................................................02

c) Caractérisation des espèces...............................................................................02

1) Les caractères bactériologiques..................................................................02

2) Les caractères culturaux.............................................................................03

3) Les caractères biochimiques........................................................................03

d) Répartition des genres........................................................................................03

1) Escherichia coli............................................................................................04

2) Klebseilla......................................................................................................05

3) Proteus..........................................................................................................05

4) Citrobacter....................................................................................................05

5) Enterobacter..................................................................................................05

6) Morganella....................................................................................................06

Chapitre II : La résistance aux antibiotiques

1) Généralité sur les antibiotiques...........................................................................07

1.1) Définition d’antibiotique..................................................................................07

1.2) La résistance bactérienne aux antibiotiques.....................................................07

1.2.1) La résistance naturelle....................................................................................07

1.2.2) La résistance acquise......................................................................................07

a) Résistance chromosomique..................................................................................07

b) Résistance extra chromosomique.........................................................................08

1.2.3) Les mécanismes de résistances bactériennes aux antibiotiques.....................08

2) La résistance des entérobactéries aux antibiotiques.............................................08

2.1) La résistance des entérobactéries aux béta lactamines......................................08

2.1.1) Définition des béta lactamines........................................................................09

Première partie : Revue bibliographique

2.1.2) La classification des ß-lactamines.................................................................09

a) Les pénicillines....................................................................................................09

b) Les cephalosporines.............................................................................................09

c) Monobactame.......................................................................................................10

d) Carbapénèmes......................................................................................................10

2.2) Mode d'action des ß-lactamines........................................................................10

3) Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux β-lactamines...................11

3.1) Définition de ß-lactamase..................................................................................11

3.2) Classification de ß-lactamase.............................................................................11

3.3) Mode d'action de ß-lactamase............................................................................12

4) Les inhibiteurs de ß-lactamase..............................................................................12

5) La résistance des entérobactéries aux différents antibiotiques..............................13

5.1) La résistance aux quinolones..............................................................................13

5.2) La résistance aux aminosides..............................................................................14

Chapitre III : les β-lactamase à spectre étendu (BLSE)

1) Définition des BLSE..............................................................................................15

2) Type des BLSE.......................................................................................................15

a) CTX-M……………………………………………………………………………15

b) TEM………………………………………………………………………………15

c) SHV………………...……...………………………...……………...………….... 16

3) Épidémiologie.........................................................................................................16

Chapitre IV : La propolis

1) Définition................................................................................................................18

2) Origine de la propolis..............................................................................................18

3) Utilisation de la propolis.........................................................................................18

4) Aspect et propriétés physicochimique de la propolis..............................................19

5) Les propriétés thérapeutiques..................................................................................19

5.1) Activité antimicrobienne......................................................................................19

a) Effet antibactérienne................................................................................................19

b) Effet antiviral...........................................................................................................20

c) Effet antifongique................................................................................................20

d) Effet antioxydant.................................................................................................20

Chapitre V : Matériel et méthode

Lieu de l’étude..............................................................................................................21

L’étude.........................................................................................................................21

1) Repiquage et identification des souches..................................................................21

1.1) Repiquage.............................................................................................................21

1.2) Identification des souches.....................................................................................22

1.2.1) Examen macroscopique.....................................................................................22

1.2.2) Examen microscopique......................................................................................22

a) Etat frais...................................................................................................................22

b) Coloration de GRAM...............................................................................................22

1.2.3) Identification biochimique.................................................................................22

A) Etude des caractères biochimiques..........................................................................23

1) Etude de la voie d’attaque des glucides (MEVAG).................................................23

2) Test d’IMVIC …………………..…………………………………………………23

a) Test rouge de méthylène (RM)……………………………………….……………23

b) Test Voges Proskawer (VP)……………………………………….………………24

c) Utilisation du citrate de simmons.............................................................................24

3) Fermentation du mannitol (Mannitol Mobilité).......................................................24

4) Fermentation du lactose...........................................................................................24

5) Les acides aminés.....................................................................................................25

2) Détermination de la sensibilité aux antibiotiques....................................................28

2.1) Principe.................................................................................................................28

2.2) Réalisation pratique de l’Antibiogramme.............................................................29

2.2.1) Méthode de diffusion sur milieu solide.............................................................29

2.2.2) La détection des β-lactamase à spectre étendue.................................................31

1) Test de synergie.......................................................................................................31

Deuxième partie : Expérimentation

2) Test de rapproche des disques................................................................................32

3) Test de doubles disques..........................................................................................33

2.3) Etude in vitro de l’activité antibactérienne de la propolis...................................35

Chapitre VI : Résultats et discussion

1) Identification des souches étudiées..........................................................................36

1.1) Caractères morphologiques et culturaux...............................................................36

2) Identifications biochimiques des souches................................................................38

2.1) La galerie biochimique..........................................................................................38

Première expérience

3) Etude de la résistance aux antibiotiques..................................................................40

3.1) La détection des BLSE.........................................................................................40

a) Test de synergie........................................................................................................40

b) Test de rapproche des disques..................................................................................41

c) Test de doubles disques............................................................................................41

3.2) Répartition des souches BLSE..............................................................................42

3.3) Etude de la résistance des BLSE aux antibiotiques..............................................42

a) Escherichia coli.......................................................................................................43

b) Klebseilla.................................................................................................................44

c) Citrobacter..............................................................................................................46

Deuxième expérience

Activité antibactérienne de la propolis.........................................................................48

Conclusion

Référence bibliographiques

Annexe

Introduction

Introduction

1

Les antibiotiques ont été la plus grosse avancée thérapeutique de la médecine dans la

seconde moitié du XXe siècle. Ils ont permis de sauver d’innombrables contre les

maladies infectieuses donc les antibiotiques sont l’espoir chez les patients et les

médecins.

Depuis le début des années 60, cet espoir est disparu car nous assistons à une

augmentation du nombre de bactéries résistantes aux antibiotiques, surtout en milieu

hospitalier et à l’émergence de nouvelles résistances. Il s’agit d’un problème de santé

publique extrêmement préoccupant, qui affecte de nombreux pays, bien que les souches

résistantes soient souvent différentes d’un pays à l’autre. (MIRABAUD.M, 2003).

Les bacilles à Gram négatif constituent une part importante des bactéries isolées lors

du diagnostic bactériologique des infections humaines. Leur prédominance dans

l’intestin, leur mobilité, leur rapidité de multiplication, leur fréquente résistance aux

antibiotiques expliquent qu’elles soient les bactéries les plus impliquées en pathologie

infectieuse humaine.

Les β-lactamases à spectre étendu sont apparu au début des années 80 chez une souche

de Klebseilla pneumonie en Allemagne et constituent toujours le principal mécanisme

de la résistance naturelle et acquise aux β-lactamines, en particulier chez les bactéries

à Gram négatif. (El hani .D, 2012).

Depuis les années 90, les BLSE de type CTX-M sont de plus en plus fréquemment

retrouvées chez Escherichia coli et dans les infections communautaires. (Doit.C,

2010).

D’autre part, il existe une substance naturelle récolter à partir de la ruche à des activités

thérapeutiques antibactérienne naturelle que la nomme, la propolis.

Cette étude est basée dans le but d’étudier les mécanismes de résistance aux

antibiotiques par des souches à GRAM négatif productrice des BLSE. En premier lieu

et comme première parties dans ce contexte faire :

o Sélection et identification de ces souches d’isolement clinique ;

o Étude de la résistance de ces souches aux β-lactamine et autres antibiotiques.

En deuxième partie, l’étude est basée sur les effets antibactériens de la propolis vis-à-

vis de ces souches résistantes et multi résistantes.

Première partie :

Revue

bibliographique

Chapitre 1 : Généralité sur les

entérobactéries

Chapitre 1 généralité sur les entérobactéries

2

Généralité sur les entérobactéries

a. Classification

Actuellement les entérobactéries sont classées sur la base du séquençage des

ARN 5S et 16S dans (Delarras.C, 2014) :

Domaine : Eubacterie ;

Phylum XII : Proteobacterie ;

Classe : Cammaproteobacteria ;

Ordre des Enterobacteriales ;

Familles des Enterobacteriaceae.

b. Habitat

Les entérobactéries sont commensales du tube digestif de l’homme et l’animale soit

retrouvés en milieu extérieur (sol et eaux) (PERRAULT.G et al., 2016).

c. Caractérisation d’espèce

1) Les caractères bactériologiques

Les entérobactéries, sauf exceptions ont en commun les caractères suivants

(Delarras.C, 2014) :

Bacilles à Gram négatif ;

Mobiles par des cils pérutriches ou immobile (Klebseilla ; Shegella et Yersinia

à 37C°) ;

Oxydase négatif ;

Fermente le glucose avec ou sans production de gaz ;

Réduit le nitrate en nitrite sauf exception ;

Possèdent un antigène commun très spécifique appelé antigène de Kunin ou

ECA (enterobacterial common antigen).


3

2) Les caractères culturaux

Les entérobactéries aérobies anaérobies facultatives se développent facilement sur un

milieu ordinaire.

Sur un milieu gélosé, les colonies sont muqueuses, de taille très importante et sont

habituellement lisses, brillantes et de structure homogène (type « smooth : S »). Après

culture successive cet aspect changé vers des colonies sèches et rugueuses (type

« rough : R »).

Sur un milieu liquide comme un bouillon nutritif la croissance appariasse comme un

trouble homogène.

La température optimale de la croissance des entérobactéries est 37°C mais la culture

est possible entre 20° et 40°C (Niveau DCEM1, 2003).

3) Les caractères biochimiques

C’est sur l’étude des caractères biochimiques que repose en pratique le

diagnostic de genre et d’espèce qui ne doit être abordé qu’après que le diagnostic de

famille ait été établi avec certitude (Madigan et al., 2007).


4

Tableau n°1 : Principales réactions de diagnostic utilisées pour la distinction des

principaux genres d’entérobactéries (Madigan et al., 2007).

Genre H2S

(TSI)

Uréase VP Indol

e

Mobilité Gaz

sur

glucose

Β-

Galactosidase

Eschirichia - - - + + ou - + +

Enterobacter - - + - + + +

Shigella - - - + ou

-

- - + ou -

Edwardsiella + - - + + + -

Salmonella + - - - + + + ou -

Klebsiella - + +

ou

-

- - + +

Citrobacter + ou - - - - + + +

Proteus + ou - + - + ou

-

+ + ou - -

Providensia - - - + + - -

Yersinia - + - - +c - +

Hafnia - - + - + + + ou -

d. Répartition du genre

1) Escherichia coli

Escherichia coli est un membre typique des entérobactéries bacille à Gram négatif,

aéroanaérobie facultatif qui peut fermente les nitrates et qui possède pas d’oxydase,

fait une partie commensale du tube digestif de l’homme et les animaux (SAVOYE.F,

2011).

Escherichia est une cause majeure des maladies diarrhéiques, de péritonite, de colite,

de bactériémie, de mortalité infantile et d'infections des voies urinaires (Zachary.D,

2015).


5

2) Klebsiella

Genre bactérienne fait partie du groupe KES constitué de bacille à Gram négatif

toujours immobile, généralement capsulé et très fréquente dans la nature. Comporte

actuellement cinq espèces responsables d’infection opportuniste hospitalière dont les

localisations les plus fréquents sont respiratoires et urinaires (HAMBURGER.J,

1975 ; Delarras.C, 2010).

3) Proteus

Ce sont des bactéries très mobiles (pouvant envahir les milieux de culture) qui se

distinguent facilement des autres entérobactéries par leurs caractères biochimiques

(uréase +, tryptophane désaminase+) et leur résistance naturelle à la colistine. C'est un

commensal du tube digestif (Niveau DCEM1, 2003).

Proteus vient au second rang, après E.coli, dans l'étiologie des infections urinaires de

ville (10 % des cas). C'est une espèce bactérienne habituellement sensible aux

antibiotiques (Niveau DCEM1, 2003).

4) Citrobacter

Bactérie présente dans l’environnement, commensale de l’intestin de l’homme et de

l’animale, pouvant intervenir dans des gastroentérites (Delarras.C et al., 2010).

Les Citrobacter sont pathogène opportuniste responsable des infections nosocomiale

à l’hôpital (Delarras.C, 2014).

5) Enterobacter

Le genre Enterobacter comprend 8 espèces mais en médecin humain les 3 espèces

(Enterobacter cloacae, Enterobacter aerogenes et dans un moindre mesure

Enterobacter agglomerans) qui sont prédominants (Yernault.J et al., 1997).


6

Ces bactéries présentent en faible concentration dans la muqueuse gastro-intestinale et

responsable d’infection nosocomiale chez les patients dont l’immunité locale ou

générale est comprise après traitement par les antibiotiques à large spectre

(Yernault.J et al., 1997).

6) Morganella

Morganella appartient au groupe des entérobactéries, Il est décrit 2 sous espèces :

morganii et sibonii et au sein de chaque sous espèce il y a des biogroupes (A à G).

Elle est lactose-, Catalase +, oxydase –, glucose+, ONPG -, LDC-, ODC+, indole+,

VP-, H2S-, TDA+, urée + et –, Réduction des nitrates en nitrites (SENIOR.W, 1990 ;

Bactériologie 163, 2016).

Chapitre 2 : La résistance aux

antibiotiques

Chapitre 2 la résistance aux antibiotiques

7

1. Généralité sur les antibiotiques

1.1. Définition d’antibiotique

Une substance dite antibiotique si elle inhibe les bactéries à faible concentration et si elle n’est

pas toxique à cette dose pour l’homme, On réserve aussi ce terme antibiotique pour les

substances produites par des microorganismes et agissent sur des autres microorganismes

(Yvon.M, 2009).

1.2. La résistance bactérienne aux antibiotiques

1.2.1. La résistance naturelle

La résistance naturelle ou intrinsèque est un caractère d’espèce qui touche toutes les bactéries

de l’espèce considérée (Lozniewski.A et al., 2010). Elle est permanente, stable est

transmissible à la descendance (transmission verticale) lors de la division cellulaire, mais elle

n’est généralement pas transférable d’une bactérie à l’autre (transmission horizontale) comme

la résistance des bactéries à GRAM négatif à la vancomycine est naturelle (Pierrot.S, 2015).

1.2.2. La résistance acquise

Il s’agit d’un caractère qui ne concerne que quelques souches d’une espèce donnée(ou parfois

de nombreuses). La résistance acquise est moins stable, mais elle se propage souvent de façon

importante dans le monde bactérien. La résistance acquise résulte d’une modification du

capital génétique de la bactérie, lui permettant de tolérer une concentration d’antibiotique plus

élevée que celle qui inhibe les souches sensibles de la même espèce (LOZNIEWSKI.A et al.,

2010).

Elle peut donc se faire soit par mutation chromosomique soit par acquisition des gènes

transférés d’un autre micro-organisme (Moroh.J,2013).

a) La résistance chromosomique

Elle résulte d’une mutation. C’est un phénomène rare, Il n’est pas provoqué par la présence de

l’antibiotique (au hasard). Mais l’antibiotique révèle la mutation de résistance en

sélectionnant les bactéries mutantes résistante (ou plus exactement, en détruisant les autres

bactéries de l’espèce, celles restées sensibles à l’action de l’antibiotique). C’est un

phénomène indépendant c’est à dire l’apparition d’une mutation ne favorise pas l’apparition

d’autres mutations de résistance à d’autres antibiotiques (LOZNIEWSKI.A et al., 2010).


8

b) La résistance extra chromosomique

La résistance peut provenir de l'acquisition d'ADN étranger par le biais de plasmides,

de bactériophages ou de transposons. On parle de transfert horizontal de gènes de

résistance et les mécanismes utilisés sont la conjugaison, la transduction et la

transformation (KOUJANE.L, 2011).

1.2.3. Les mécanismes de résistances bactériennes aux antibiotiques

Les modes de résistance connus actuellement qui résultent de la pression de sélection exercée

par les ATB sont au nombre de quatre (Muylaert.A et al., 2012) :

L’inactivation enzymatique par la sécrétion d’une enzyme ;

L’efflux actif ;

La modification de la cible ;

La diminution de la perméabilité (porines) à l’antibiotique.

Une même bactérie peut présenter plusieurs de ces mécanismes de résistance (Muylaert.A et

al., 2012).

Figure N°1 : principaux mécanismes de résistance aux antibiotiques (Awa.N, 2015).

2. La résistance des entérobactéries aux antibiotiques

2.1. La résistance des entérobactéries aux béta lactamines


9

2.1.1. Définition des béta lactamines

Les béta lactamines constituent la famille d'antibiotiques la plus importante, aussi bien par le

nombre et la diversité des molécules utilisables que par leurs indications en thérapeutique et

en prophylaxie des infections bactériennes (ZENATI.F, 2016).

Les ß-lactamines ont une structure composée d’un noyau azètidinone qui contient la structure

carbonyle lactame indispensable pour l’activité de ces molécules (Ayad.A, 2011).

2.1.2. La classification des ß-lactamine

Les β-lactamines sont classées selon leur structure chimique et leur activité antimicrobienne

en quatre familles : pénicillines, céphalosporines, monobactames et carbapénèmes

(Mouton.Y et al., 2000) :

a. Les pénicillines

Il s’agit d’une vaste famille de produit ayant en commun le noyau pinéme (Cavallo et al.,

2004).

Les pénicilles sont classés en 6 groupes : Pénicilline G, pénicillines M, pénicilline A,

pénicilline V, carboxy-pénicilline et uréido-pénicillines (Laizid.A, 2012). Sont active sur les

coques et les bacilles GRAM négatif (Marilyse.V, 2015).

b. Les cephalosporines

Ces β-lactamines sont toutes à large spectre et leur intérêt réside surtout dans leur activité sur

les bacilles à GRAM négatif, les céphalosporines classées en 4 groupes selon leur date de

mise sur le marché et leur spectre d’activité.

Première génération (C1G)

Sont efficace sur quelques entérobactéries ne produisant pas de céphalosporinases inductibles

comme Escherichia coli et Salmonella sp. Ce sont les moins stables vis-à-vis de l’hydrolyse

par les bêta-lactamases (Cavallo et al., 2004).

Deuxième generation (C2G)

Sont caractérisées par une meilleure résistance aux -lactamases et un spectre d'action plus

large. Elles sont utilisées dans un grand nombre d'infections, notamment respiratoires,

urinaires et ostéo-articulaires (ZENATI.F, 2016).


10

Troisième génération (C3G)

Telles que céfotaxime, ceftazidime, se distinguent pas un accroissement important de leur

spectre antibactérien et par leur stabilité à la plupart des β-lactamases comme les

pénicillinases et les céphalosporinases chromosomiques des entérobactéries (Cavallo et al.,

2004).

Quatrième génération (C4G)

Restent actives chez les enterobactéries ayant acquis une résistance aux C3G par

Hyperproduction d'une céphalosporinase, inactives en cas de béta-lactamase à spectre étendu

(Liazid.A, 2012).

c. Monobactame

Ces antibiotiques sont très actifs sur les entérobactéries. L’activité anti GRAM négatif de

l’aztréonam, chef de file de cette classe, est globalement comparable à celle des

céphalosporines de 3ème génération comme la ceftazidime. L’aztréonam présente une bonne

stabilité vis-à-vis des β-lactamases de spectre restreint. De plus, les monobactames constituent

les seules β-lactamines non hydrolysées par les métallo-β-lactamases (Merad.B, 2014).

d. Carbapénèmes

Les carbapénèmes possèdent le plus large spectre d'activité et la plus grande activité

antimicrobienne contre les bactéries à GRAM positif et GRAM négatif, ils sont utilisés lors d’un

traitement empirique ou dans le traitement d’infections par des bactéries à GRAM négatif

résistantes aux C3G. Les carbapénèmes sont les seules β-lactamines dont l'efficacité est prouvée

dans les infections graves dues aux bactéries productrices de β-lactamases à spectre étendu

(BLSE) (Marilyse.V, 2015).

2.2 Mode d'action des ß-lactamine

Les béta lactamines sont actifs sur des bactéries en phase de croissance et agissent en

inhibant la synthèse de la paroi bactérienne (synthèse du peptidoglycane) par

inactivation des principales enzymes impliquées dans cette construction : les PLP,

protéines liant les pénicillines (Awa.N, 2015).


11

Les β-lactamines possèdent un effet bactéricide. Ce sont des antibiotiques temps-dépendant

avec un effet post antibiotique court (bactéries à GRAM positif) voire inexistant (bactéries à

GRAM négatif) (Bousseboua, 2002).

Figure N°2 : Schéma représentant la paroi cellulaire des bactéries à GRAM négatif

(MARILYSE.V, 2015).

3. Les mécanismes de résistance des entérobactéries aux β-lactamines

La résistance aux ß-lactamines est basée sur la production d'enzyme appelée ß-lactamase

capable de les hydrolyser. Cette résistance peur être naturelle comme la production de beta

lactamase chez klebsiella sp et bactéries à GRAM négatif à la vancomycine est naturelle ou

acquise (Awa.N, 2015).

3.1. Définition de ß-lactamase

Les β-lactamases sont des enzymes bactériennes qui inactivent la plupart des béta lactamines

à l’exception des céphamycines et des carbapénèmes. (http//www.hcsp.fr).

3.2. Classification de ß-lactamase

Proposée en 1980 est basée sur la structure primaire de l'enzyme, cette classification permet

de regroupé les β-lactamases en quatre groupes (A à D) :(Bibbal, 2008).

les enzymes à sérine active réparties en classes A, C et D possèdent dans leur site

actif une sérine qui intervient dans le mécanisme d’acétylation au cours de l’hydrolyse

des bêta-lactamines.


12

les métallo-enzymes les enzymes de la classe B inclut les métallo-bêta lactamases

dont l’activité nécessite la présence d’ions métalliques Zn2+ catalysant leurs activités.

3.3. Mode d'action de ß-lactamase

Les β-lactamases catalysent de manière efficace et irréversible l'hydrolyse du pont

amide de l'anneau β-lactame des pénicillines, des céphalosporines, des monobactames;

pour donner un acylenzyme qui sera ensuite dégradé en acide inactif (Figure 3). Ainsi,

les pénicillines sont dégradées en acide pénicilloïque et les céphalosporines en acide

céphalosporoïque (LAGHA.N, 2015).

Figure N°3 : Schéma réactionnel de l’ouverture du cycle β-lactame (LAGHA.N, 2015).

4. Les inhibiteurs de ß-lactamase

Les inhibiteurs des β-lactamases possèdent une faible activité antibactérienne intrinsèque. En

se liant à la β-lactamase, ils permettent l’activité de la β-lactamine à laquelle ils sont

associés. Il en résulte une action synergique et une augmentation de l’activité de la β-

lactamine. Actuellement, sont disponibles l’association (ZENATI.F, 2016) :

Amoxicilline-acide clavulanique (Augmentin) ;

Pipéracilline-tazobactam (Tazocillin) ;

Sulbactam : En plus de son effet inhibiteur irréversible sur les β-lactamases,

le sulbactam a une activité antibiotique intrinsèque sur quelques germes, mais il


13

est toujours utilisé en association avec les antibiotiques détruisent par les β-

lactamases ;

Sulbactam+ampicilline est érifiée : Unacinm.

Tableau N°2 : Activité enzymatique des ß-lactamase et leur inhibiteur (Philippon.A et

al., 2005).

5. La résistance des entérobactéries aux différents antibiotiques

5.1.La résistance aux quinolones

Appelée aussi les fluoroquinolones sont des molécules obtenues par synthèse chimique

(Liazid.A, 2012).

Le support de résistance des entérobactéries aux quinolones est essentiellement en premier

lieux chromosomique puis en 1998 décrit la première souche de Klebsseilla pneumonie dans

le support est plasmidique (MARTINEZ-MARTINEZ et al., 1998).

Les mécanismes de résistance aux fluoroquinolones sont une altération de la cible fréquente

chez les bacilles à Gram négatif et/ou une diminution de la perméabilité membranaire, le plus

souvent par rapport à une diminution du nombre de porines (Archambaud.M, 2009).


14

5.2.La résistance aux aminosides

La cible principale des aminosides est le ribosome, et en particulier sa sous-unité 30S. La

plupart des aminosides se fixent aussi sur la sous-unité 50S. Cette fixation sur le ribosome

conduit à une altération de la synthèse des protéines incompatible avec la vie cellulaire

(Mimoz O, 2003).

Les bactéries peuvent acquérir une résistance aux aminosides par trois mécanismes principaux

(Mimoz.O, 2003) :

Altération de la cible ribosomale ;

Défaut de perméabilité cellulaire (essentiellement rencontré chez les staphylocoques

et Pseudomonas) ;

Inactivation enzymatique.

Ce dernier mécanisme est le plus fréquemment rencontré, les gènes codant ces enzymes

sont portés principalement par des plasmides et/ou des transposons, permettant une

diffusion horizontale entre espèces (Faure, 2009).

Chapitre 3 : Les betas lactamase à spectre

étendu (BLSE)

Chapitre 3 Les betas lactamase à spectre étendu (BLSE)

15

1. Définition des BLSE

La premiere BLSE (β-lactamase à spectre étendu) a été décrite en 1985 dans une

souche Klebseilla pneumonie en Allemagne (Cattoir, 2008). Ce terme est utilisé pour

définir les enzymes qui hydrolysent l’ensemble des pénicillines et les céphalosporines

C1G, C2G, C3G et l’aztréonam à l’exception des céphamycines (Doit C, 2010).

Enfin, les BLSE sont inhibées par les inhibiteurs de β –lactamases comme l’acide

clavulanique (BELBEL.Z, 2014).

2. Type des BLSE

Plus de 200 BLSE sont décrites et classé en 11 familles différentes : TEM, CTX,

HSV, OXA, FEC, BES, SFO, PER, VEB, GES, TLA (Cattoen.C, 2011).

Les 3 majeures familles sont :

a. CTX-M : C’est l’abréviation de (Cefotaximase-Munich) :

Le type le plus récent, leur dénomination de céfotaximase est liée à leur pouvoir

hydrolytique plus important envers le céfotaxime comparé à la cefatzidime et « M »

pour Munich indiquant leur premier lieu d'isolement en 1989 (BELBEL.Z, 2014).

Le gène de CTX-M a été retrouvé chez de nombreuses entérobactéries et tout

particulièrement chez Escherichia coli (MARILYSE.V, 2015).

b. TEM : c’est l’abréviation de Temoneira (nom du patient) :

Les BLSE de types TEM dérivent de TEM-1 et TEM-2(enzymes principalement

chromosomiques) par substitution d’un ou de plusieurs acides aminés (Bouazza.S,

2016).

Bien que les BLSE de type TEM fréquemment retrouvées chez Escherichia coli et

Klebseilla pneumoniae, aussi ils été rapportées parmi les autres membres de la

famille des entérobactéries tell que Enterobacter, Salmonella et Nessiria (Cattoir.V,

2008).


16

Jusqu’à 90% de la résistance à l’ampicilline chez Escherichia coli est due à la

production de TEM-1, qui est capable d’hydrolyser l’ampicilline, et à un degré

moindre l’oxacilline ou la céfalotine (Bouazza.S, 2016).

c. SHV : c’est l’abréviation de (Sulfhydryl Variable) :

Est une β-lactamase codée par le gène blaSHV chromosomique naturellement présent

chez les souches appartenant au phylogroupe Kp1 de l’espèce Klebsiella

pneumoniae, SHV-1 est responsable aussi de près de 20%de la résistance

plasmidique à l’ampicilline chez cette espèce (Elhani.D, 2012).

Parmi les entérobactéries les deux souches d’Escherichia coli (type TEM, CTX) et

Klebseilla pneumonie (type SHV) sont les plus fréquents (Razazi.K, 2012).

3. Épidémiologie

Depuis la première découverte de bactéries productrices de BLSE, on observe une

augmentation du nombre de patients colonisés et du nombre d’infections à ces

germes, ainsi qu’une très grande hétérogénéité de ces enzymes avec une nomenclature

complexe. Les BLSE type TEM et SHV ont été décrites en premier dans le milieu

hospitalier, en particulier chez Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli et d’autres

entérobactéries. Indépendamment, en milieu communautaire, ce sont les BLSE type

CTX qui sont apparues dans Escherichia coli, liées à des infections urinaires. Au

cours des dernières années, on a observé une circulation des souches entre les milieux

hospitalier et communautaire (Figure 3). Il est clairement établi que le développement

et la propagation de BLSE sont liés à l’utilisation des bêtalactamines, que la

colonisation du tube digestif joue un rôle important (Vora.S et al., 2009).


17

Figure N°4 : La circulation des souches entre les milieux hospitalier et

communautaire (Vora.S et al., 2009).

Chapitre 4 : La propolis

Chapitre 4 La propolis

18

1. Définition

Le mot propolis vient du grec pro qui signifie « en avant » et de polis qui signifie « la

ville ou la cité », aussi ce terme utiliser pour définir un produit naturel d’origine mixte

(animale et végétale) issu de la récolte par l’abeille (Brunau.E, 2015). Cette

substance qui ressemble à de la colle, généralement de couleur marron foncé et leur

composition diffère selon la plante que l'abeille a butinée (Bradbear.N, 2005).

Figure N°5 : La propolis pure

2. Origine de la propolis

La propolis est un mastic fabriqué par les abeilles à partir de résines, cires et baumes

végétaux. La récolte par l’abeille de ces résines végétales provenant de bourgeons de

feuilles, de tiges ou de fleurs, auxquelles elles ajoutent leurs propres sécrétions cire et

sécrétions digestives (Brunau.E, 2015 ; Leen.V, 2005).

3. Utilisation de la propolis

La propolis est utilisée par les abeilles pour boucher les trous, imperméabiliser les

parois pour éviter l’humidité, éviter le courant d’air et pour protéger contre les intrus,

parasites et pathogènes et pour créer un surface lisse pour la fixation des rayons de

miel, aussi la propolis joue le rôle d’un mécanisme immunitaire de la colonie

(Brunau.E, 2015 ; Sauvager.F, 2014 ; BAGHDAD.H, 2017).


19

4. Aspect et propriétés physicochimique de la propolis

La propolis est une substance résineuse, d’aspect hétérogène qui présente les

caractères suivants (FERHOUME.F, 2010) :

o Solubilité : très soluble dans l’eau, partiellement soluble dans l’alcool ;

o Couleur : elle varie selon leur provenance, allant de jaune claire à brun très

foncé ;

o Odeur : aromatique, agréable et douceâtre ;

o Densité : elle est de l’ordre 1.2 en moyenne ;

o Consistance : variable suivant la température :

à 15C° elle est dure ;

à 30C° elle est molle ;

entre 30 et 60C° elle est coulante et gluante.

5. Les propriétés thérapeutiques

La propolis est utilisée par l’homme sur le plan médical depuis millénaires. La

littérature scientifique a confirmé bon nombre de propriétés thérapeutiques, parmi ces

propriétés existe deux grands majeurs activité : activité antioxydant et

antimicrobienne.

5.1.Activité antimicrobienne

a. Effet antibactérienne

L’activité antibactérienne de la propolis et de ses constituants est l’une des propriétés

les plus largement étudiées. Cette activité à large spectre a été démontrée sur des

bactéries Gram positif et Gram négatif mais avec cependant une plus grande efficacité

sur les souches Gram positif (BOISARD.S, 2014).

Parmi les bactéries dont la croissance est inhibée, on retrouve principalement Listeria

monocytogenes, Escherichia Coli, et Helicobacter pylori pour les Gram négatif

(BOISARD.S, 2014).


20

b. Effet antiviral

Les études montrent que la propolis est ces constituants possèdent un effet efficace

contre nombreuses virus : myxovirus, poliovirus, coronavirus, rotavirus, adénovirus,

possèdent aussi un effet prophylactique contre le virus de la grippe (El houcini.N,

2013).

La propolis et certain de ces constituants ont un potentiel anti HIV, anti HCV et

inactive le virus du zona (Domergo.R et al., 2007).

c. Effet antifongique

Propolis de plusieurs origines est également à une activité antifongique sur des

cultures de Trichophyton mentagrophytes et Candida albicans avec une moindre

efficacité sur des cultures de Candida albicans (NICOLAŸ.J, 2015).

d. Effet antioxydant

La propolis est une substance constituée de nombreux composés antioxydants :

vitamines E et C et des polyphénols. Les études ont montré que l’activité antioxydant

de la propolis était positivement corrélée avec son contenu en polyphénols et qu’il

était capable de casser les réactions en chaines sur les lipides, d’inhiber les réactions

de chimioluminescences. Les nombreux oligoéléments et minéraux de la Propolis

favorisent également l’action antioxydant (Cardinault.N et al., 2012).

Deuxième partie :

Expérimentation

Chapitre 5 : Matérielles et

méthodes

Chapitre 5 Matérielles et méthodes

21

Lieu de l’étude

Notre travail est réalisé dans le laboratoire de la bactériologie, hôpital ZERDANI

Salah Ain Beida et le laboratoire du département science de la nature et de la vie.

L’étude

L’étude qu’on a faite basée sur des souches isolées cliniquement du CHU de

Constantine, Skikda et l’hôpital d’Ain Beida et Ain Fakroun.

Le nombre total des souches étudiées est 58 souches à GRAM négatif, 56 souches des

entérobactéries et 02 souches ATCC distribuées selon le tableau (3 et 4) :

Tableau N°3 : les souches d’isolement clinique testées dans notre étude :

Bactérie Lieux Nombre des bactéries

Eschirichia coli Ain Beida

28 Constantine

Ain Fakroun

Skikda

Klebseilla Ain Beida 13

Constantine

Citrobacter Constantine 6

Enterobacter Skikda 5

Proteus Constantine 3

Morganella Constantine 1

Tableau N°4 : Les souches ATCC testées dans notre étude :

Souche Code Hôpital

E.coli ATCC 25925 Constantine

E.coli ATCC 080616 Constantine

1. Repiquage et identification des souches

1.1.Repiquage

Nos souches sont repiquées sur un milieu sélectif pour les Entérobactéries : Hektoen.


22

Ce milieu est ensemencé et incubé à 37°C pendant 24 heures.

1.2.Identification des souches

1.2.1. Examen macroscopique

Dans cet examen on peut réaliser :

- La forme des colonies ;

- La taille des colonies par la mesure du diamètre ;

- La couleur de la colonie ;

- Le contour ;

- L’opacité ;

- Le type.

1.2.2. Examen microscopique

a. Etat frais

La forme et la mobilité sont des caractères déterminés dans cet examen.

Le principe consiste à mettre une goutte d’eau distillée et une colonie bien isolée de la

souche étudiée entre lame et lamelle.

L’observation se fait à grossissement X100 avec l’huile à émersion.

b. Coloration de GRAM

C’est une coloration complexe et différentielle permettent de voir la composition

chimique de la paroi des bactéries étudiées. Elle est également réalisée pour

déterminer la forme des cellules, le mode de regroupement ainsi que classer les

bactéries en deux grands groupes, les GRAM positif et les GRAM négatif selon la

base de perméabilité de paroi à l’alcool.

1.2.3. Identification biochimique

L’identification biochimique basée sur les tests qui étudient la fermentation des

sucres, la capacité d’utilisation le citrate comme une seule source de carbone, la

production de gaz, le type respiratoire et la mobilité.


23

L’identification des espèces des entérobactéries dans le laboratoire est plus facile par

l’utilisation de nombreuses galeries : la galerie classique et la galerie API 20E.

A. Etude des caractères biochimiques

1. Etude de la voie d’attaque des glucides (MEVAG)

Il existe deux voies métaboliques dans lesquelles les bactéries peuvent utiliser les

glucides :

Voie oxydative : en présence d’oxygène

Voie fermentative : en absence d’oxygène ou en faible tension de ce dernier

Pour la détermination de la voie d’attaque des glucides par les bactéries à GRAM

négatif (cas des entérobactéries) on utilise le milieu MEVAG (Milieu d’Etude du Voie

d’Attaque du Glucide).

On utilise deux tubes :

Tube 1 : incubé en aérobiose

Tube 2 : incubé en anaérobiose, ce dernier assurer par simple solidification en

surface crié par paraffine liquide

Après 24h d’incubation à 37°C on répartie les bactéries en 3 groupes :

Fermentantes : culture et acidification dans les deux milieux.

Oxydantes : acidification seulement en aérobiose.

Inactives : absence d’acidification dans les deux milieux.

2. Test d’IMVIC

Pour l’identification biochimique des bactéries on réalise le test de la galerie classique

IMVIC ce test permet d’identifier 4 caractères biochimiques (test d’indole, test Rouge

de Méthylène, Voges Proskauer et test citrate de Simmons).

a. Test rouge de méthylène (RM)

Le milieu utilisé est clarck et lubs .après ensemencement et l’incubation à 37°C

pendant 24-48h ajouter quelques gouttes de rouge de méthylène.

-L’apparition d’une couleur rouge :(RM +) c’est l’indicateur que la bactérie produit

les acides mixtes.


24

-Et la couleur jaune indique que le test est négatif :( RM –)

b. Test Voges Proskawer (VP)

Après incubation à 37° C pendant 24h d’un milieu clarck et lubs ensemencé, ajouter

10 gouttes de réactif et laisser agir en inclinant le tube pendant 15mn à 1h.

- Réaction VP (+) : couleur rouge

- Réaction VP (-) : couleur jaune

c. Utilisation du citrate de Simmons

Les bactéries possèdent un citrate perméase utilisent le citrate comme seule source de

carbone dans le milieu. Ce test permet de mettre en évidence la production d’un

citrate perméase ainsi que les enzymes du catabolisme du citrate, par certaines

souches bactériennes.

Le milieu utilisé est celui de citrate de Simmons. Ensemencer par stries la pente et

incuber à 37°C pendant 24 à 72 h (3à 5 jours).

L’utilisation du citrate se traduit par un développement bactérien accompagné d’un

virage delà couleur du milieu en bleu vert.

3. Fermentation du mannitol (Mannitol Mobilité)

Le milieu mannitol mobilité c’est un milieu semi solide (faible quantité d’agar)

permet de rechercher aussi bien la fermentation du mannitol que la mobilité

bactérienne.

Le milieu est ensemencé par piqure centrale puis incuber a 37°C pendant 18h.

Le virage de la couleur au jaune indique la fermentation du mannitol et cela par

acidification du milieu. Ainsi que la présence de stries diffuses tout au long de la strie

initiale indique la mobilité du germe.

4. Fermentation du lactose

Le milieu de TSI (Triple Suger Iron) est un milieu complexe, qui permet la recherche

de plusieurs caractères biochimiques. C’est un milieu coulé en pente et en culot

permet de mettre en évidence plusieurs enzymes capables de dégrader le glucose,


25

lactose et le saccharose ainsi que la production de gaz et de sulfure d’hydrogène

(H2S).

Le milieu est ensemencé par piqure centrale dans le culot puis par des stries dans la

pente puis incuber à 37° C pendant 24h.

La lecture :

o Fermentation du glucose : culot vire au jaune ;

o Production de gaz : décollement de la gélose du bas par la présence de gaz ;

o Fermentation du lactose : pente vire au jaune. ;

o Utilisation des acides aminés : la pente rouge ;

o Production de sulfure d’hydrogène : la pente et culot noirs.

5. Les acides aminés

La recherche des décarboxylases (LDC, ODC) et de l’arginine-dihydrolase (ADH) est

d’une grande importance taxonomique pour la différenciation des Entérobactéries et

autres bacilles Gram négatif.

Les deux types d’enzymes ont été rassemblés en un test parce que leurs techniques de

recherche sont identiques.

Légende :

ADH : Transformation de l’arginine (acide aminé) par l’arginine dés hydrolase.

LDC : Transformation de la lysine (acide aminé) par la lysine décarboxylase.

ODC : Transformation de l’ornithine (acide aminé) par l’ornithine décarboxylase.

TDA : Formation de l’acide indole pyruvique à partir du tryptophane (acideaminé).

Ensemencer chacun des trois tubes avec deux gouttes d’une suspension bactérienne

dense. Recouvrir la surface des milieux avec de la paraffine liquide pour satisfaire la

condition d’anaérobie (LDC, ODC, ADH).

Incuber à 37°C pendant 24 heures.

La lecture est réalisée à l’aide d’un tableau de lecture.


26

Tableau N°5 : la lecture de la galerie biochimique

Tube Substrat Caractère

recherché

Lecture

directe ou

indirecte

Résultat + Résultat -

ADH

Arginine Arginine

dihydrolase

Lecture

directe

LDC Lysine Lysine

décarboxylase

Lecture

directe

ODC Ornithine

Ornithine

décarboxylase

Lecture

directe

TDA Tryptophan

e

Tryptophane

désaminase

Lecture

indirecte

Test :

ajouter 1

goutte

de

Perchlorur

e de Fer

VP Pyruvate de

Sodium

Production

d’acétoïne

Lecture

indirecte

Test :

ajouter 1

goutte

de KOH et

d’α-

napthol


27

RM Rouge de

méthyle

Production des

acides mixtes

Lecture

indirecte :

ajouter

quelques

gouttes de

rouge de

méthylen

TSI Glucose

Saccharose

Lactose

Fermentation

des glucides

Production du

gaz

Lecture

directe

Mannitol

mobilité

Mannitol Utilisation du

mannitol

comme source

de carbone et

la mobilité

Lecture

directe

Citrate de

Simmons

Citrate Utilisation de

citrate comme

source de

carbone et

énergie

Lecture

directe

Eau

peptone

exempte

d’indole

Indole Dégradation

du triptophane

pour la

dégradation

d’indole

Lecture

indirecte :

Ajouter le

réactif de

Kovacs

Bouillon

nitraté

Nitrates(NO

3)

Nitrate

réductase

Lecture

indirecte

dans

la cupule

GLU

Test :


28

ajouter1

goutte

de réactif

de Griess

Ajouter de

la poudre

de

zinc en cas

de résultat

-

2. Détermination de la sensibilité aux antibiotiques

Pour la réalisation du test de sensibilité, on utilise 19 antibiotiques déterminé par la

méthode de diffusion sur gélose Mueller Hinton (MH) selon les recommandations du

Comité Français de l’Antibiogramme de la Société Française de Microbiologie (CA-

SFM).

2.1.Principe

Consiste à un ensemencement des boites de Mueller Hinton par écouvillonnage ou

inondation à partir d’une suspension bactérienne correspondant à 0.5 MC Ferland, ce

dernier réaliser par une souche jeune (18-24h) sur une gélose nutritive (GN).

Le dépôt des disques d’antibiotique est réalisé après 10-15mn d’écouvillonnage.

Les boites sont ensuite, incubées pendant 18 à 24 h à 37°C. À l’aide d’une règle on

mesure les différents diamètres des zones d’inhibition obtenus autour des disques

d’antibiotiques et l’interprétation en Sensible (S) Intermédiaire (I) ou Résistante (R)

est effectuée selon les critères définis par la CA-SFM.


29

Tableau N°6 : Antibiotiques testées.

Antibiotique Abréviation Charge du

disque

Famille

Céftazidime CAZ 30μg Céphalosporine

de 3ème

génération

β-

lactamines

Céfotaxime CTX 30μg

Céfazoline CZ 30μg

Céfalotine CF 30μg Céphalosporine

de 2ème

génération

Cefoxitine FOX 30μg

Amoxicilline-acide

clavulanique

AMC 20μg/10μg Aminopénicilline

s+ inhibiteur de

β-lactamase

Aztréonam ATM 5μg Monobactames

Imipénème IMP 10μg Carbapénèmes

Tobramycine TOB 30μg

Aminosides Amikacine AK 10μg

Gentamicine GN 10μg

Kanamycine K 10μg

Ofloxacine OFX 5μg

Quinolones

Norfloxacine NOR 5μg

Pefloxacine PEF 5μg

Acide Nalidixique NA 30μg

Ciprofloxacine CIP 5μg

Triméthoprime-

Sulfaméthoxazole

SXT 1,25μg/23,75

μg

Sulfamides

Colistine CS 50μg Polymyxines

Fosfomycine FOS 50μg Les acides fosfoniques

2.2.Réalisation pratique de l’Antibiogramme

2.2.1. Méthode de diffusion sur milieu solide

La technique d’antibiogramme exige des conditions expérimentales sont :


30

Le milieu

La technique est réalisée sur un milieu ordinaire tell que Muller-Hinton agar

(ordinaire pour les bactéries gram négatifs ou enrichi de sang pour les bactéries gram

positifs).

Couler les boites avec 4 mm d’hauteur de gélose.

Culture jeune

Se fait par l’ensemencement des boites de la gélose nutritive à partir d’une souche

bactériennes.

L’incubation pendant 18-24h à 37.

La suspension bactérienne

Préparer une suspension bactérienne dans l’eau physiologie stérile à partir de

quelques colonies bien isolées d’une culture jeune de 18 à 24h sur milieu gélosé de

manière à obtenir un trouble à peine visible de densité égale au point 0,5 sur l’échelle

de Mc Farland.

Ensemencement

Par écouvillonnage :

-A l’aide d’un écouvillon stérile trempé dans la suspension bactérienne ensemencer la

surface du milieu en tournant la boîte trois fois de 60° afin d’assurer une bonne

distribution de l’inoculum.

- Laisser la boite ensemencée sécher sur la paillasse pendant 15 min à température

ambiante pour la réalisation de la phase latence.

- La disposition des disques d’antibiotique par un distributeur.

Incubation

Incuber les boites renversées à 37°C pendant 24h.

Lecture et interprétation


31

La lecture et l’interprétation des résultats d’inhibition de la croissance bactérienne

(Résistance, Intermédiaire et Sensible) selon les diamètres du comité française de

l’antibiogramme (tableau 08 ; voir l’annexe).

2.2.2. La détection des β-lactamase à spectre étendue

1. Test de synergie

Le principe

La production de BLSE était déterminée en routine en utilisant la méthode de

diffusion en milieu gélosé selon les recommandations du Comité de l’Antibiogramme

de la Société Française de Microbiologie en plaçant les disques de céfotaxime, de

ceftazidime ou decéfazoline à 30 mm d’un disque contenant de l’acide

clavulanique.(Selon la figure N°6 suivant), l’incubation à 37°C pendant 24h.

Figure N° 6 : La disposition des disques d’antibiogramme pour le test de

synergie (Rehal.k, 2012)

La lecture

Il consiste à rechercher une image de synergie entre un disque d’antibiotique

contenant un inhibiteur de β-lactamase (Amoxicilline + Acide clavulanique) et un

disque C3G. L’image de synergie dite en bouchon de champagne est caractéristique

de la présence de BLSE.

30mm AMC

CZ

CAZ

ATM CTX


32

Toutefois, si les souches productrices de BLSE ont aussi d’autres mécanismes de

résistance aux β-lactamines comme l’hyperproduction de céphalosporinase, la

détection de l’image de synergie peut être facilitée par le rapprochement des disques

de céphalosporine, de celui du disque contenant de l’acide clavulanique (comité

française de l’antibiogramme, 2012).

2. Test de rapproche des disques

Le principe

Le test de rapproche des disques consiste le même principe de diffusion sur un milieu

gélosé placer les disques d’antibiotique, de céfotaxime, de ceftazidime ou de

céfazoline à différant diamètre d’un disque contenant l’acide clavulanique (ABID.F

et al., 2007) (Selon la figure N°7) :

Figure N°7 : Disposition des disques des antibiotiques selon le test de

rapprochement des disques (ABID.F et al., 2007)

AMC et l’ATM/C3G=30mm




ATM

CTX CZ AMC

CAZ

1

2

2 4

1

2

3

4


33

3. Test de doubles disques

Le principe

La détection de la béta lactamase à spectre étendu peut être confirmée par le test de

double disque. Ce teste consiste à recherche une augmentation de la zone d’inhibition

d’un disque de C3G, précéder par l’application d’un disque contenant l’association

amoxicilline-acide clavulanique (AMC), comparer à un autre disque portant la même

céphalosporine est placé cote a cote sur la gélose Muller Hinton.

Une suspension bactériennes d’une opacité égale à 0.5 MC Ferland a été préparée

partir d’une culture de 18h, une gélose Muller Hinton ensemencé selon la technique

de l’antibiogramme. Deux disque, l’un contenant l’AMC, l’autre une C3G (CTX)

(selon la figure N°8) (Rehal.K, 2005) :

1 Heure

Figure N°8 : Schéma de détection des BLSE selon le test du double disque

(Rehal.K, 2005)

La lecture : Le test du double disque est positif quand le diamètre de diffusion de

C3G(CTX) appliquée après diffusion d’AMC est égale ou supérieure à 5mm par

rapport le diamètre de diffusion de C3G(CTX) seulement (Rahal.k., 2005).

CTX AMC

CTX CTX

1 2


34

Figure N°9 : Méthodologie suivie pour la détection des souches BLSE : (Abid.F

et al., 2007)

Test de synergie

Absence de l’image de synergie Présence de l’image de synergie

Vrais négatif Faux négatif Vrais positif

Souche BLSE (-) Test a la cloxacilline

Présence de

l’image de synergie

Présence de

l’image de synergie

Absence de l’image

de synergie

Test du rapprochent des disques

Présence de

l’image de synergie Absence de l’image

de synergie

Souche BLSE (-)

Test du double disque (test espagnol)

Souche BLSE (-/+)


35

2.3.Etude in vitro de l’activité antibactérienne de la propolis

Selon le comité française de l’antibiogramme 2012, on utilise la technique de

diffusion en milieu gélosé de Muller Hinton en boites de pétri pour déterminer

l’activité antibactérienne de la propolis.

La technique faite dans une zone stérile :

Les disques de la propolis sont préparés préalablement en coupant le papier

Wattman N° 3 en disques de 6 mm de diamètre ; stériliser par l’autoclave

pendant 20 minutes à 120°C en versant une quantité d’eau distillée ; les

disques sont sécher au four Pasteur pendant 10 minutes.

Sur les boites ensemencées par les souches (souche ATCC, souche BLSE et

une souche sensible), faire un trou à l’aide d’une pipette pasteur.

A l’aide d’un pince stérile, déposé les disques de papier Wattman.

A l’aide d’une micropipette, déposé sur chaque disque et chaque trou 10 à 15

µl de l’extrait de la propolis.

Sur les mêmes boites déposé un disque d’acide clavulanique (AMC).

Incuber les boites à 37°C pendant 48 heures.

Chapitre 6 : Résultats et

discutions

Chapitre 6 Résultats et discutions

36

1. Identification des souches étudiées

1.1. Caractères morphologiques et culturaux

L’examen macroscopique des entérobactéries sur gélose Hektoen

Après culture des souches Escherichia coli, Enterobacter et Klebsiella, on observe

des colonies de grande taille, de couleur jaune à saumon et acidification du milieu due

à l’utilisation du lactose, à part le genre Klebsiella est caractérisé par des colonies

volumineuses, bombées, brillantes et très visqueuses.

-Proteus, Citrobacter et Morganella sont caractérisés par des colonies vertes sans

acidification du milieu.

Tableau N°7 : les caractères culturaux des bacilles à GRAM négatif

Souche Milieu Observation et aspect des colonies

Escherichia coli

Hekteon

-Petites colonies

saumon ;

-Sèche ;

-Acidification du

milieu.

Klebseilla -Grandes colonies

saumon ;

-Très muqueuses ;

-Acidification du

milieu.

Citrobacter -Colonies vertes

sans acidification

du milieu ;


37

Enterobacter -Colonies

saumon ;

-Virage de milieu

vert à orange.

Proteus -Des colonies

vertes envahissent

la surface ;

-Sans acidification

du milieu.

Morganella -Colonies vertes ;

-Sans

acidification du

milieu.

L’examen microscopique

à l’état frais : des genres Escherichia coli, Enterobacter sp, Proteus sp,

Citrobacter et Morganella permet la visualisation des bacilles très mobile.

- le genre klebseilla est immobile.

Coloration de GRAM : permet l’observation de bacilles ou des coccobacilles

à GRAM négatif avec différentes modes de regroupement (mono, diplobacille,

en chainette).


38

Tableau N°8 : Résultats de l’examen microscopique

La souche Etats frais Coloration de GRAM

Escherichia coli Mobile

Klebseilla Immobile

Citrobacter Mobile

Enterobacter Mobile

Proteus Mobile

Morganella Mobile

2. Identifications biochimiques des souches

2.1. La galerie biochimique

Les souches Klebsiella sont des bactéries qui fermentent le glucose et le

lactose avec production de gaz et H2S-, Citrate positif, VP+ et RM-,

mannitol+ et immobile, indole-, nitrate-, TDA, ADH, LDC et ODC-.


39

Les souches Escherichia coli sont des bactéries fermentent le glucose et le

lactose avec production de gaz et H2S-, Citrate négatif, VP- et RM+, mannitol

mobilité+, indole+, nitrate-, TDA, ADH, LDC et ODC-.

Les souches de Citrobacter sont Citrate positif, VP- et RM+, mannitol

mobilité+, indole et nitrate-, TDA, ODC-, ADH et LDC+.

Les souches d’Enterobacter sont Citrate positif, VP- et RM+, mannitol

mobilité, indole-, nitrate+, voie d’attaque des glucides en aérobiose et

anaérobiose est +, TDA et LDC -, ADH et ODC+.

Les souches de Proteus sont Citrate négatif, VP- et RM+, mannitol -,

mobilité+, indole et nitrate-, TDA et ODC-, LDC et ADH+.

Les souches de Morganella sont Citrate négatif, VP- et RM+, mannitol

mobilité-, indole et nitrate+, voie d’attaque des glucides en aérobiose et

anaérobiose est + TDA et ODC+, LDC et ADH-.

Tableau N°9 : Résultat de la galerie biochimique

Nitra

te

TS

I

H2

S

ga

z

Ind

ole

Citra

te

VP

RM

Ma

nn

itol

Mo

bilité

TD

A

AD

H

LD

C

OD

C

MEVAG

Aer

ob

ie

An

aer

ob

ie

E.coli

6 Ain Beida

- + - + + - - + + + - - - - / /

Klebseilla

4 Ain Beida

- - - + - + + - + - - - - - / /

E.coli BLSE

19399025

- + - + + - - + + - - - - - / /

Citrobacter

BLSE 16226

- - - - - + - + + + - + + - / /

Proteus

mirabilis

- + - - - - - + - + - + + - / /

Enterobacter + + - + - + - + + + - + - + + +

Morganella + + - + + - - + - - + - - + + +

18M

Constantine

- + - + + - - + + + - - - - + +


40

(+) : Test positif.

(-) : Test négatif.

Première expérience

3. Etude de la résistance aux antibiotiques

3.1. La détection des BLSE

a. Test de synergie

Selon le comité français de microbiologie (2012), la détection des BLSE est

confirmée par des images de synergie (bouchon de champagne) caractéristique entre

l’acide clavulanique et les céphalosporines de 3emeet 4emegénération.

Le test de synergie est positif dans notre étude pour 4 souches (E.coli BLSE 13571,

E.coli16204, E.coli CTX 10.05.2017, Citrobacter16226).

Tableau N°10 : Résultats de test de synergie

E.coli CTX

10.05.2017

E.coli BLSE 13571 Citrobacter CTX

16226

E.coli16204

Les souches restées ont montré une image de synergie négative. (Tableau n° Annexe)

L’hyperproduction de céphalosporinase est un mécanisme de résistance aux β-

lactamine qui peut masquer la détection de l’image de synergie, pour cela en applique

le test du rapprochement des disques (Abide.F et al., 2012).


41

b. Test du rapproche des disques :

On applique le test du rapproche des disques sur 25 souches. Les résultats sur le

tableau N°19 (Annexe).

Le résultat permit de détecter 2 souches BLSE.

Tableau N°11 : Résultats de test du rapproche

E.coli 6 Ain Beida Jean Jacker BLSE 14276

c. Test des doubles disques

Pour les souches qui ne présentent pas une image de synergie, on applique le test des

doubles disques pour confirmer la production des BLSE.

On applique ce test sur 23 souches et le résultat permet de détecter 20 souches BLSE.

Tableau N°12 : présente les cas des doubles disques positif

BLSE 19276 BLSE 9 BLSE 10


42

E.coli 4 Ain Beida 18M Constantine E.coli ECBU

3.2. Répartition des souches BLSE

A partir de notre étude, on détecte 23 souches des entérobactéries productrices de β-

lactamase à spectre étendu (BLSE), réparties comme suit : 13 Escherichia coli, 6

Citrobacter et 4 Klebseilla.

La distribution des souches BLSE isolées dans notre étude est présentée dans la

figure N°10. Pour Escherichia coli était l’espèce la plus isolée avec un pourcentage

de 57% suivit par Klebseilla avec un taux de 26% puis Citrobacter qui présente

17%.

Figure N°10 : Répartition des souches BLSE.

3.3. Etude de la résistance des BLSE aux antibiotiques

Les histogrammes dessous et les tableaux 15,16 et 17 (Annexe) représentent les

résultats de la sensibilité aux déférents antibiotiques.

56,52%26,08%

17,39%

BLSE

E,coli

klebseilla

citrobacter


43

a. Escherichia coli

L’histogramme suivant représente les résultats de la sensibilité et la résistance

d’Escherichia coli aux antibiotiques testés.

Histogramme N°1 : la Résistance des souches Escherichia coli aux antibiotiques.

1. Les β-lactamine

Les souches d’Escherichia coli testées sont totalement résistantes aux ticarcilline (TC

100% des cas), ticarcilline/amoxicilline + acide clavulanique (TCC/AMC 100% des

cas), ampicilline (AMP 100% des cas), amoxicilline (AMX 100% des cas), oxacilline

et pipéracilline (PI 100% des cas).

Pour l’imipenème (IMP 0% des cas).

Aussi, pour les céphalosporines 1ere générations céfazoline(CZ 92% des cas),

céphalosporines 2eme génération cephotaxime(CTX 92% des cas), céphalosporines

3ème génération aztreonam (ATM 83%) et cephtazidine (CAZ 92%).

2. Les quinolones

Acide nalidixique (NA 100% des cas) ;

Ciprofloxacine (CIP 91.66% des cas).

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

TCC TC AMP AMX PI AMC CZ CAZ CTX ATM OX IMP CIP NA GEN K AK C TE

100%

92%

83%

0%

91,66%

83%

41,66%

50%

92%


44

3. Les aminosides

Amikacine (AK 41.66% des cas) ;

Kanamycine (K 83% des cas) ;

Gentamicine (GEN92% des cas).

4. Autres

Chloramphénicol (C 50% des cas) ;

Tétracycline (TE 92% des cas).

Les souches d’Escherichia coli se caractérisent par une résistance élevée aux

β-lactamines surtout aux ticarcilline (TC), ticaricilline/amoxicilline + acide

clavulanique (TCC/AMC), ampicilline (AMP), amoxicilline (AMX) et pipéracilline

(PI) avec un pourcentage de 100%. Ainsi la plupart des souches sont résistantes aux

C1G (CZ), C2G (CTX) et C3G (CAZ) avec 92% et pour (ATM) 83 %.

Un taux de résistance important est obtenu pour les quinolones, acide nalidixique

(NA) avec 100% et Ciprofloxacine (CIP) avec 91.66%.

Une résistance importante est enregistrée pour les aminosides, la gentamicine (GEN)

avec 92%, kanamycine (K) avec 83% et résistance diminuée vis-a-vis l’amikacine

(AK) avec 41.66%.

En fin les souches Escherichia coli testées ont enregistré une résistance assez

importante pour chloramphénicol (C) avec 50%.

Cependant, plusieurs auteurs signalent que l’imipenème reste l’inhibiteur des souches

d’Escherichia coli donc c’est l’antibiotique de choix.

b. Klebseilla

L’histogramme ci-dessous représente les résultats de la sensibilité et la résistance du

Klebseilla sp aux antibiotiques testés.


45

Histogramme N°2 : la Résistance des souches Klebsiella sp aux antibiotiques

testés.

1. Les β-lactamine

Les souches de Klebseilla présentent également un taux de résistance très important

aux β-lactamines surtout aux ticarcilline (TC), ticaricilline/amoxicilline + acide

clavulanique (TCC/AMC), ampicilline (AMP), amoxicilline (AMX), oxacillin (OX)

et pipéracilline (PI) avec un pourcentage de 100%. Ainsi le totalement des souches

sont résistantes aux C1G, C2G, C3G et aztreonam (ATM) avec 100%.

Pour l’imipinéme avec un taux très faible 0%.

2. Les quinolones


Ciprofloxacine (CIP 100% des cas).

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

100%

0%

100%

80%

60%

100%

klebseilla


46

3. Les aminosides

Amikacine (AK 60% des cas) ;


Gentamicine (GEN 100% des cas).

4. Autres



Les souches Klebseilla sp produisent naturellement du β-lactamase donc elles

présentent une résistance chromosomique aux aminopénicillines et

céphalosporines (100% des cas) par production pénicillinase. (Lozniewski.A,

2010).

c. Citrobacter

L’histogramme suivant représente les résultats de la sensibilité et la résistance du

Citrobacter aux antibiotiques testés.

Histogramme N°3 : la Résistance des souches Citrobacter sp aux antibiotiques.

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%

TCC TC AMP AMX AMC CZ CAZ CTX ATM IMP PI OX CIP NA K AK GEN C TE

100%

80%

0%

80% 80%

20%

80%

Citrobacter


47

1. Les β-lactamine

Les souches de Citrobacter sont totalement résistantes tous les β-lactamines :

AMC/TCC, TC, AMP, AMX, OX et PI. Ainsi que toutes les souches sont

résistantes aussi aux céphalosporines de 1ere et 2eme génération (100% des cas).

Pour les C3G présentent une résistante assez importante (80% des cas).

Aucune résistance n’a été notée pour l’imipenème avec un pourcentage 100% des

souches sensibles.

2. Les quinolones


Ciprofloxacine (CIP 80% des cas).

3. Les aminosides

Amikacine (AK 20% des cas) ;


Gentamicine (GEN 80% des cas).

4. Autres



Les souches Citrobacter sp sont sensibles à l’imipenème avec 0% des cas ce qui

signifier que les carbapénemes sont les antibiotiques de choix qui inhibent la

croissance de toutes les souches de Citrobacter sp.

Selon Rahal.K la résistance des entérobactéries aux C3G se fait selon deux

principaux mécanismes :

Production de β-lactamase à spectre étendu (BLSE) ;

Hyperproduction de céphalosporinase et pénicillinase.


48

Deuxième expérience

Activité antibactérienne de la propolis

L’activité antibactérienne de la propolis est testée vis-à-vis des souches sélectionnées

précédemment comme résistantes, sensibles et souches BLSE.

Les résultats enregistrés montrent que la propolis testée au cours de notre étude n’a

pas un effet antibactérien vis-à-vis des souches étudiées. Ce résultat confirme les

travaux de plusieurs auteurs (Sauvager F, 2014) qui signalent que la propolis ne

possède pas une activité antibactérienne contre les bactéries GRAM négative.

Tableau N°13 : Résultats de l’activité antibactérienne de l’extrais de la propolis

E.coli 01 E.coli 13571 E.coli ATCC 080614

E.coli 02 E.coli BLSE ECBU E.coli ATCC 25925

Conclusion

Conclusion

Une importante augmentation de la résistance aux antibiotiques a été constatée ces

dernières années chez les bacilles à Gram négatif, en particulier chez les entérobactéries

vis-à-vis les déférents familles des antibiotiques et surtout aux β-lactamine.

Selon nos résultats de l’antibiogramme de 58 souches d’entérobactéries on a

sélectionné 23 souches BLSE soit de 39.65% qui appartiennent aux trois espèces :

Escherichia coli, Klebseilla et Citrobacter.

Cette résistance des entérobactéries aux β-lactamine est due à trois mécanismes : soit

à une faible affinité des PLP, soit au phénomène d’imperméabilité, mais surtout par

l’inactivation enzymatique par la sécrétion de β-lactamases.

Une résistance très élevée des souches BLSE sélectionnées est enregistrée : 100% aux

acide clavulanique avec inhibiteur de β-lactamine (AMC), ampicilline (AMP),

amoxicilline (AMX) et ticarcilline + acide clavulanique (TCC).

Une résistance très élevé est enregistrée aussi avec les autres familles d’antibiotiques :

les aminosides, les quinolones et le chloramphénicol.

Cependant, les souches d’entérobactéries restent sensibles aux carbapénèmes

(imipenéme). L’imipenème au cours de notre étude reste l’antibiotique de choix pour

le traitement des infections dues aux BLSE.

La propolis est une substance résineuse, gommeuse, balsamique, récoltée par les

abeilles sur l’écorce et les bourgeons de certaines plantes ou arbres. Cette substance est

un médicament dit naturelle.

L’étude del’activité antibactérienne de cette substance vis-à-vis de nos souche BLSE

montre que la propolis n’a aucun effet antibactérienne vis-à-vis toutes les souches

étudiées.

Enfin la diffusion des souches résistantes productrice de β-lactamase à spectre étendu

constitue une menace de santé public par ce qu’elle réduit le traitement contre les

infections sévères. Ce problème de santé publique nécessite une surveillance attentive

et la mise en œuvre d'une politique d'utilisation des antibiotiques aussi bien au sein de

la communauté qu’à l’hôpital.

En perspective, cette étude doit être complétée par d’autres études comme :

La détection des phénotypiques des souches BLSE ;

détection moléculaire par la technique du PCR..

liste de

référence

A

Abid.f et al., (2007). Klebseilla pneumonie productrice de beta lactamase a spectre

élargi (BLSE) isolées dans les hôpitaux de la ville d’Annaba, Algérie

Archambaud.M., (2009). Laboratoire bactériologie-Hygiène CHU Rangueil

Toulouse.

Ayed.A, (2011)., Etude de la résistance aux antibiotiques des entérobactéries au CHU

de Tlemcen. Thèse de doctorat présenté en université Abou baker Belgayed Tlemcen.

B

Bactériologie-Fiche technique,. 163. EN.FTBAC. 07-09-17.01

BAGHDAD.H., (2017). ETUDE DE LA COMPOSITION CHIMIQUE ET

EVALUATION BIOLOGIQUE DE LA PROPOLIS DE PLUSIEURS REGIONS DE

TLEMCEN (ALGERIE). Université de Tlemcen.

BELBEL.Z., (2014). Evaluation de la résistance aux antibiotiques des souches de

Klebsiella pneumoniae isolées dans les hôpitaux de la ville d’Annaba. Thèse de

doctorat de l’université Badji Mokhtar-Annaba.

BEVILACQUA.S., (2011). Evaluation de l’impact d’une équipe opérationnelle en

infectiologie sur la consommation et le cout des antibiotiques au CHU de Nancy.

(Essai d’intervention contrôlé). Thèse de doctorat soutenu à l’université HENRI

POINCARE.

Bibbal.D., (2008). Impact des β-lactamines sur l’emergence d’entérobactéries

résistantes dans la flore digestive chez le porc : caractérisation et stratégie. Thèse en

vue de l’obtention du Doctorat de l’université de Toulouse).

BOISARD.S., (2014). Caractérisation chimique et valorisation biologique d’extraits

de propolis. Thèse de doctorat, Université d’Angers.

Bouazza.S., (2016). Recherche des entérobactéries productrices de β-lactamases à

spectre élargi dans la viande rouge. Université de Tébessa.

Bousseboua.H., (2002). Eléments de Microbiologie générale. Editions d’Université

de Mentouri Constantine. P : 168 à 172.

Bradbear.N., (2005). Apiculture et moyens d'existence durables. Rome.

Brunau.E., (2015). La propolis, un cadeau de la ruche. Lauvin, P : 3.

C

Camille.D et al., (2010). Surveillance sanitaire et microbiologie des eaux, 2eme

édition, Paris. P : 89

Camille.D., (2014). Pratique en microbiologie de laboratoire recherche des bactéries

de levures et moisissures, Paris. P : 233-267.

Cardinault.N et al., (2012). La propolis : origine, composition et propriétés.

Phytothérapie 10:298–304 © Springer-Verlag France 2012 DOI 10.1007/s10298-012-

0733-y.

CA-SFM., (2010). Comité de l'antibiogramme de la Société Française de

Microbiologie. Communiqué 2010. Société Française de Microbiologie, Paris,

France : http://www.sfm.asso.fr

CATTOEN.C., (2011). BLSE Bêta lactamases à spectre étendu, CHU Valenciennes.

D.U.A.C.A.I

Cattoir.V., (2008). LES NOUVELLES BETA-LACTAMASES A SPECTRE

ETENDU (BLSE). Unité INSERM U914, CHU Bicêtre, AP-HP, Faculté de Médecine

de Paris-Sud, Université Paris XI, Le Kremlin Bicêtre, France

CHAUMET.R., (1993). Pharmacologie, France. P : 68

http://www.sfm.asso.fr/

D

Doit.C et al., (2010). Entérobactéries productrices de bêta-lactamases à spectre

étendu. Elsiver ; Volume 17, Supplement 4, Pages S140-S144.

Domergo.R et al., (2007). Les remèdes de la ruche (Miel, pollen, propolis, gelée

royale), Monaco, P ; 33 et 75.

Dromigy.E., (2012). Les critères microbiologiques des denrées alimentaires

Réglementation-Agents microbiens-Autocontrôle, Lavoisier. P : 226-227.

E

El housseini.N., (2013). Intérêt et application clinique de la propolis en médecin

bucco-dentaire. Université de Nantes

Elhani.D., (2012). Les bêta-lactamases à spectre étendu : le défi s’accentue The

widening challenge of extended spectrum bêta-lactamases. Ann Biol Clin ; 70 (2) :

117-40

F

Faure.S., (2009). Les aminosides actualisés en pharmacie. N°482.

FERHOUME.F., (2010). Analyse physicochimique de la propolis locale selon les

étages bioclimatiques et les deux races d’abeille locale (Apis mellifica intermissa et

Apis mellifica sahariensis).

G

Gourreau.J et al., (2011). Guide pratique des maladies bouvins, Paris. P : 45.

Grosjean.J et al., (2016). Bactériologie et virologie pratique, 3 eme édition, Louvain

la Neuve. P : 128.

Guessenud et al., (2008). Résistance aux quinolones de type qnr chez les

entérobactéries. Pathologie Biologie Volume 56, n° 7-pages 439-446.

H

HAMBURGER.J., (1975). Dictionnaire de médecine Flammarion, Paris. P : 418

I

Institut de l’élevage. (2008). Maladies des bovins, 4 eme édition, Paris. P : 56.

J

Jean-Luc.M., (2014). Résistance bactérienne et phytomolècules antimicrobiennes

issues de Morinda morindiodes. Université de Bretagne occidentale – Brest.

K

Keyvan.R., (2012). Clinical impact and risk factors for colonization with extended

spectrum b-lactamase producing bacteria in the care unit. Intensive Care Med 38:

1769-1778 DOI 10.1007/s00134 -012-2675-0.

L

Leen.V et al,. (2005). L’apiculture dans les zones tropicales, 6eme édition.

Wageningen, P : 56-57.

LOZNIEWSKI.A et al., (2010). RESISTANCE BACTERIENNE AUX

ANTIBIOTIQUES. CCLIN Sud-Est.

M

Mandell.G et al., (2009). Principles and practice of infectious diseases.6eme edition.

Elservier Churchill Livingstone éditeur, USA.

MARILYSE.V., (2015). RÉSISTANCE AUX BETA-LACTAMINES À LARGE

SPECTRE CHEZ LES BACTÉRIES À GRAM NÉGATIF. Épidémiologie et

diagnostic, Canada.

MARILYSE.V., (2015). RÉSISTANCE AUX -LACTAMINES À LARGE

SPECTRE CHEZ LES BACTÉRIES À GRAM NÉGATIF. Épidémiologie et

diagnostic. Université LAVAL. Canada.

MARTINEZ-MARTINEZ et al, (1998). Quinolones resistance from transferable

plasmide. Lancet. Mar 14 ; 351(9105) :797-9.

Médecin science, (2000). Les intégrons : un système original de capture de gènes

chez les bactéries. 16 : 255-9.

Mimoz.O., (2003). Impact des résistances bactériennes. Conférence d’actualisation,

Elsevier SAS.665-672.

MIRABAUD.M., (2003). ENTEROBACTERIES A BETA-LACTAMASES A

SPECTRE ELARGI EN PEDIATRIE EN 1996. Thèse présentée à la Faculté de

Médecine de l’Université de Genève pour obtenir le grade de Docteur en médecine.

MUYLAERT A et al, (2012). Résistances bactériennes aux antibiotiques : les

mécanismes et leur « contagiosité », Liège. Ann. Méd. Vét., 2012, 156, 109- 123

N

NDIR.A., (2015). Epidémiologie et impact médicaux-économique des infections

hospitalières causées par les entérobactéries productrices de béta lactamase a spectre

étendu au Sénégal. Université Pierre et Marie curie.

NICOLAŸ.J., (2015). Perspectives d’avenir en Apithérapie à l’officine.

Niveau DCEM1., (2003). Bactériologie. Université Pierre et Marie Curie, Paris. P :

72.

O

OUAKHZAN.B., (2011). Profil de resistance aux antibiotiques des principales

entérobactéries isolees des infections urinaires au laboratoire de microbiologie de

l’hôpital militaire d’instruction mohamed v. Thèse présente de la faculté de medecin

de du pharmacie-RABAT- pour l'obtention du Doctorat en Pharmacie.

P

PERRAULT.G et al., (2016). Les Entérobactéries UE8-De l’agent infectieux à

l’hôte.

Philippon.A et al., (2006). β-Lactamases de bacilles à Gram négatif : le mouvement

perpétuel. Ann Biol Clin. 64(1) : 37-51.

PIERROT.S., (2015). Portage de bactéries multi résistantes en structures d’accueil

pour personnes âgées : évaluation d’une politique de dépistage cible en fonction des

facteurs de risque. Université de LORRAINE.

R

Rahal.k., (2005). Standardisation de l’antibiogramme en médecine humaine 4eme

édition.

S

Sauvager Françoise., (2012). Propolis : le « super aliment de la ruche ».

Sauvager.F., (2014). La propolis : définition, récolte, propriétés et utilisation

SAVOYE Fanny., (2011). Optimisation du protocole de recherche des Escherichia

coli Producteurs de Shiga-toxines (STEC) dans les aliments. THÈSE Pour obtenir le

grade de Docteur de l’Université de Bourgogne.

SENIOR.W., (1990). Protein profile typing-a new method of typing Morganella

morganii strains. J. Med. Microbiol. - Vol. 33, 259-264.

Sussman.M., (1997). Escherichia coli mechanisms of virulence, Cambridge. P : 3-4.

v

Vora.S et al., (2009). Que signifie « bêtalactamases à spectre élargi » en pratique ?

Rev Med Suisse ; volume 5. 1991-1994.

Y

Yernault.J et al., (1997). Infection respiratoire pour le spécialiste, Louvain

(Belgique). P : 48.

Yves.M., (2000). Antibiotique antiviraux anti-infectieux, Paris. P : 73.

Yvon.M., (2009). Une histoire de la résistance aux antibiotiques, Paris. P : 35.

Z

Zachary.D, (2015). The unexhausted potential of E. coli. 10.7554/eLife.05826

Zenati.F, (2016). Effet inhibiteur des huiles essentielles de trois plantes aromatiques

sur Escherichia coli (BLSE) responsable d’infection urinaire d’origine hospitière.

Thèse de doctorat soutenu en université d’ABOU BAKER BELGAID. Tlemcen.

Les sites d’internet :

http:// www.sante.dz/aarn

http://www.sante.dz/aarn

Annexe

Annexe 01 :

Le matériel utilisé dans notre travail :

Une étuve à 37°C, un bain marie, un four pasteur, bec benzène, un autoclave,

vortex, microscope optique, balance ;

Des boites pétries, pipettes pasteur, micropipette, spatule ;

Des écouvillons stérile, des flacons et tubes à essai stérile, des lames et

lamelles, verre de montre, papiers Wattman, pince et des anses de platine.

Pour la coloration de GRAM : Violet De Gentiane, Lugol, Alcool et Fushine ;

Eau distillée et l’eau physiologique ;

Des disques d’antibiotiques ;

Etalon de turbidité Mac Farland0.5 (106 UFC/ml) ;

Réactif de KOVACS, VP1, VP2 ;

Réactif de Griess et la poudre de zinc.

Matériel du Laboratoire

Produits chimiques et réactifs

culture Composition théorique

(en g/l d’eau distillée)

Gélose nutritif

(GN)

Chlorure de sodium……………5g

Gélose…………………………15g

Peptone…………………………10g

Extrait de viande…………………5g

(PH=7,2)

Hekteon extrait de levure.................3g

lactose.....................12g

saccharose ....................12,0 g

Sels biliaires inhibiteur...................9g

Bleu de bromothymol : indicateur de

pH.....................0,065g

Chlorure de sodium...............5g

Agar..........................................14g

(PH = 7,6)

Muller Hinton

(MH)

Extrait de viande……………….2g

Gélose………………………….10g

Amidon……………………….1,5g

Hydrolysat acide de caséine…..17,2g

(PH=7,4)

Milieux de culture

Annexe 02 :

Tableau N°14 : Résultats de la galerie biochimique des souches

Citrobacter BLSE CTX-M

E.coli 6 Ain Beida

E.coli 19399025

Klebseilla 4 Ain Beida

Proteus mirabilis

Enterobacter

18M Constantine

Morganella

Annexe 03 :

Les résultats de la sensibilité et la résistance des BLSE aux antibiotiques.

Tableau N°15 : les résultats de la sensibilité et la résistance d’Escherichia coli aux

antibiotiques.

La famille de

l’antibiotique

Les betas lactamines Les aminosides Les

quinolones

Divers

ATB

La souche

TCC TC AMP AMX

IMP OX PI

GEN

CIP

K

NA AK

TE

C

BLSE 1 R R R R S R R R R R R S R R

BLSE 3 R R R R S R R R R R R S R S


BLSE 5 R R R R S R R R R R R S S S

BLSE 6 R R R R S R R R R R R R R S

E.coli 16204 R R R R S R R R S R R S R S

E.coli 6Ain

Beida

R R R R S R R R R S R R R R

E.coli ECBU R R R R S R R R R R R S R R

E.coli 13571 R R R R S R R R R R R R R R

18M

Constantine

R R R R S R R R R R R S R R

E.coli 4 Ain

Beida

R R R R S R R R R R R R R R

Jaen jacker R R R R S R R R R R R R R R

Tableau N°16 : les résultats de la sensibilité et la résistance de Klebsiella aux

antibiotiques.

La famille

d’antibiotique

Les betas lactamines Les aminosides Les

quinolones

Divers

ATB

La souche

TCC TC AMP AMX IMP OX PI GEN CIP K NA AK TE C

BLSE 2 R R R R S R R R R R R R R R

BLSE 10 R R R R S R R R R S R S R R

Klebsiella

13098


Klebsiella

pneumonie


Klebsiella 3

Ain Beida


Tableau N°17 : les résultats de la sensibilité et la résistance de Citrobacter aux

antibiotiques.

La famille

d’antibiotique

Les beta lactamines Les aminosides Les

quinolones

Divers

ATB

La souche

TCC TC AMP AMX IMP OX PI GEN CIP K NA AK TE C

Citrobacter

CTX

R R R R S R R S S S R S R R

06

Constantine


BLSE 7 R R R R S R R R R R R R R R


BLSE 9 R R R R S R R R R R R S R R

Tableau N°18 : Les résultats du deuxième test de synergie (28.02.2018).

ATB

La

souche

testée

AMC AT CAZ CTX CZ

BLSE 15346 15mm

(R)

13mm

(R)

16mm 12mm

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli BLSE CTX-

M

1939902

9mm(R) 28mm

(S)

14mm 11mm

(R)

Aucune zone

(R)

Jean Jacker BLSE

1704-19276

20mm

(I)

18mm

(R)

13mm Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli 102 SK

BLSE

11mm

(R)

14mm

(R)

36mm 20mm

(R)

Aucune zone

(R)

18M Constantine 18mm

(I)

20mm

(R)

18mm 15mm

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE Ain fakroune 7mm 15mm 13mm 9mm Aucune zone

L’antibiotique

La

souche

testée

Amoxicilline+

acide

clavulanique

aztréonam Cefotaxime Ceftazidim Cefazoline

AMC AT CTX CAZ CZ

06 Constantine 18mm

(I)

29mm

(S)

28mm

(S)

23mm

(I)

12mm

Jean jacker BLSE 4mm

(R)

14mm

(R)

Aucune zone

(R)

8mm

(R)

Aucune zone

(R)

Citrobacter BLSE

CTX-M 16226

17mm

(I)

22mm

(I)

11mm

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

Klebsiella

pneumonie BLSE

SK 101

Aucune zone

(R)

20mm

(R)

11mm

(R)

19mm

(I)

Aucune zone

(R)

BLSE 11346 16mm

(I)

20mm

(R)

30mm

(S)

30mm

(S)

Aucune zone

(R)

BLSE Ain

fakroune

7mm

(R)

15mm

(R)

9mm

(R)

9mm

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

CTX

18mm

(I)

35mm

(S)

33mm

(S)

28mm

(S)

16mm

Escherichia coli

BLSE 97

Aucune zone

(R)

16mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

BLSE

CTX-M

12mm

(R)

33mm

(S)

30mm

(S)

25mm

(I)

14mm

Escherichia coli

17185

19mm

(I)

17mm

(R)

11mm

(R)

16mm

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

BLSE Jean Jacker

16204

8mm

(R)

17mm

(R)

7mm

(R)

12mm

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

13571 BLSE

16mm

(I)

25mm

(I)

20mm

(R)

25mm

(I)

Aucune zone

(R)

Klebseilla BLSE 15mm

(R)

17mm

(R)

Aucune zone

(R)

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE Bernard

15346

15mm

(R)

33mm

(S)

27mm

(S)

25mm

(I)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

BLSE 1704-13571

Aucune zone

(R)

31mm

(S)

21mm

(R)

25mm

(I)

Aucune zone

(R)

Klebsiella sp

BLSE

Aucune zone

(R)

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

1704-30194

chanelle

9mm

(R)

20mm

(R)

14mm

(R)

Aucune zone

(R)

17 mm

Citrobacter

CTX-M 16226

19mm

(I)

22mm

(I)

14mm

(R)

23mm

(R)

Aucune zone

(R)

Citrobacter 16226 18mm

(R)

21mm

(I)

12mm

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

Klebsiella

pneumonie

05D1175

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

15mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

16204

19mm

(I)

30mm

(S)

27mm

(S)

22mm

(I)

12mm

Citrobacter BLSE

226

17mm

(I)

24mm

(I)

11mm

(S)

24mm

(I)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

102 SK BLSE

11mm(R) 23mm

(I)

13mm

(S)

15mm

(R)

Aucune zone

(R)

Klebsiella

pneumonie 13098

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

Aucune zone

(R)

Escherichia coli

BLSE CTX-M

1939902

Aucune zone

(R)

18mm

(R)

Aucune zone

(R)

18mm

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE CTX-M

Escherichia coli

Aucune zone

(R)

21mm

(I)

Aucune zone

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

Citrobacter 1704-

6226 1505

Aucune zone

(R)

20mm

(R)

11mm

(R)

19mm

(I)

Aucune zone

(R)

Klebsiella

pneumonie BLSE

101. 249

Aucune zone

(R)

20mm

(R)

11mm

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

18M Constantine Aucune zone

(R)

14mm

(R)

6mm

(R)

9mm

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE 19276 Aucune zone

(R)

14mm

(R)

Aucune zone

(R)

10mm(R)

Aucune zone

(R)

(R) (R) (R) (R)

E.coli BLSE 1124

N=26

16mm

(I)

13mm

(R)

8mm 19mm

(R)

Aucune zone

(R)

Klebsiella 13098 7mm

(R)

14mm

(R)

15mm 8mm

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli BLSE 79 8mm

(R)

13mm

(R)

9mm Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE Bernard

15346

10mm

(R)

8mm

(R)

Aucune zone Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

06 Constantine 21mm

(S)

37mm

(S)

22mm 30mm

(S)

Aucune zone

(R)

Citrobacter 16226 19mm

(I)

35mm

(S)

18mm 15mm

(R)

25mm

Klebsiella

pneumonie

13mm

(R)

12mm

(R)

11mm 7mm

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli BLSE 1704-

13571

22mm

(S)

33mm

(S)

25mm 27mm

(S)

Aucune zone

(R)

E.coli 17185 16mm

(I)

6mm

(R)

11mm 8mm

(R)

Aucune zone

(R)

Citrobacter 16226 17mm(S) 21mm(R) 15mm 18mm

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli CTX-M 15mm(R) Aucune zone 30mm Aucune zone

(R)

13mm

(R)

Citrobacter CTX-

M 16226

16mm(I) 14mm

(R)

11mm 13mm

(R)

Aucune zone

(R)

Les résultats de 3eme test de synergie :( l’hôpital).

ATB

La

souche

testée

AMC CTX CAZ CZ AT

E.coli BLSE97 9mm

(R)

9mm

(R)

12mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli 102

BLSE SK

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli BLSE 1124

N°26

11mm

(R)

13mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Citrobacter

BLSE 225

19mm

(I)

10mm

(R)

16mm

(R)

Aucune zone

(R)

8mm

(R)

Klebsiella

Ain Baida

8mm

(R)

17mm

(R)

15mm

(R)

Aucune zone

(R)

18mm

(R)

BLSE

Ain Fakroun

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

10mm

(R)

Aucune zone

(R)

10mm

(R)

E.coli CTX-M

1939902

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

18mm

(R)

E.coli BLSE

CTX-M

7mm

(R)

11mm

(R)

19mm

(I)

Aucune zone

(R)

17mm

(R)

E.coli BLSE

1124 N°26

17mm

(I)

Aucune zone

(R)

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE Bernard

15346

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

11mm

(R)

BLSE19276 8mm

(R)

8mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

E.coli BLSE

Jean Jacker

16204

8mm

(R)

10mm

(R)

15mm

(R)

14mm

(I)

15mm

(R)

18M

Constantine

8mm

(R)

Aucune zone

(R)

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

12mm

(R)

Klebsiella sp

BLSE

8mm(R) 10mm

(R)

11mm

(R)

Aucune zone

(R)

15mm

(R)

Klebsiella 15

BLSE

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

20mm

(I)

Aucune zone

(R)

19mm

(R)

Klebsiella

BLSE SK 101

9mm

(R)

16mm

(R)

17mm

(R)

Aucune zone

(R)

17mm

(R)

06 Constantine 14mm

(R)

25mm

(I)

19mm

(I)

Aucune zone

(R)

30mm

(S)

Citrobacter

BLSE

1704.16226

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

17

(R)

Aucune zone

(R)

14mm

(R)

E.coli CTX-M Aucune zone

(R)

37mm

(S)

32

(S)

14mm

(I)

35mm

(S)

E.coli BLSE79 Aucune zone

(R)

9mm

(R)

13mm

(R)

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

BLSE 15346 15mm(R) 19mm(R) 28mm(S) Aucune zone

(R)

25mm

(I)

Jean Jacker

BLSE 19276

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

BLSE 1 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

14mm

(R)

Aucune zone

(R)

12mm

(R)

BLSE2 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

15

(R)

Aucune zone

(R)

13mm

(R)

BLSE 3 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

10mm

(R)

BLSE 4 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

18

(I)

Aucune zone

(R)

23mm

(I)

BLSE 5 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

20

(I)

Aucune zone

(R)

22mm

(I)

BLSE 6 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE 7 Aucune zone

(R)

09mm

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE 8 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

13

(R)

Aucune zone

(R)

14mm

(R)

BLSE 9 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

BLSE 10 Aucune zone

(R)

Aucune zone

(R)

10mm

(R)

Aucune zone

(R)

10mm

(R)

Tableau N°19 : Les résultats du rapproche des disques (03/04/2018) :

ATB

La

souche

AMC

CAZ

CTX

ATM

CZ

Klebsiella

pneumonie

175D1175

R 11mm

(R)

R 12mm

(R)

R

09mm

(R)

10mm

(R)

R 08mm

(R)

08mm

(R)

Citrobacter

CTX 16226

R 15mm

(R)

R 14mm

(R)

07mm

(R)

R 18mm

(R)

R 15mm

(R)

R

13mm 23mm 30mm 12mm 12mm

E.coli CTX

10.5.2017

(R) (I) (S) (R) (R)

R 20mm

(I)

R 18mm

(R)

R

E.coli ECBU

301911

R 11mm

(R)

R 11mm

(R)

R

R 15mm

(R)

R 18mm

(R)

R

E.coli BLSE

16204

R 10mm

(R)

08mm

(R)

13mm

(R)

R

R 18mm

(R)

25mm

(I)

10mm

(R)

12mm

(R)

BLSE 19276

R 10mm

(R)

R 11mm

(R)

R

R 09mm

(R)

R 12mm

(R)

R

E.coli 2 Ain

Beida

R 15mm

(R)

R 15mm

(R)

R

R R R 15mm

(R)

R

E.coli BLSE

17185

08mm

(R)

11mm

(R)

R 13mm

(R)

07mm

(R)

13mm

(R)

10mm

(R)

09mm

(R)

14mm

(R)

R

10mm

(R)

11mm

(R)

16mm

(R)

14mm

(R)

10mm

(R)

E.coli BLSE

CTX-M

1939902

R 16mm

(R)

R 12mm

(R)

R

R 08mm

(R)

R 11mm

(R)

R

Jean jacker

BLSE 19276

R 10mm

(R)

R 11mm

(R)

R

R 08mm

(R)

08mm

(R)

10mm

(R)

12mm

(R)

E.coli BLSE

31571

R

20mm

(I)

10mm

(R)

22mm

(I)

R

R 15mm

(R)

08mm

(R)

19mm

(R)

R

Bernard BLSE

15346

R 07mm

(R)

R 07mm

(R)

R

R R R R R

18M

Constantine

R 09mm

(R)

R 11mm

(R)

R

06

Constantine

R 25mm

(I)

26mm

(S)

32mm

(S)

08mm

(R)

E.coli 6 Ain

Beida

17mm

(I)

20mm

(I)

22mm

(R)

23mm

(I)

16mm

(R)

Klebsiella 3

Ain Beida

R 12mm

(R)

R 15mm

(R)

R

BLSE 1 R 14mm

(R)

R 12mm

(R)

R

BLSE 2 R 15mm

(R)

R 13mm

(R)

R

BLSE 3 R R R 10mm

(R)

R

BLSE 4 R 18mm

(R)

R 23mm

(I)

R

BLSE 5 R 20mm

(I)

R 22mm

(I)

R

BLSE 6 R R R R R

BLSE 7 R R R R R

BLSE 8 R 13mm

(R)

09mm

(R)

14mm

(R)

R

BLSE 9 R R R R R

BLSE 10 R 10mm

(R)

R 10mm

(R)

R

Tableau N°20 : Les résultats des doubles disques (08/05/2018) :

La souche testée CTX CTX+AMC

BLSE 1 R 07mm

BLSE 2 R 07mm

BLSE 3 R 08mm

BLSE 4 R 08mm

BLSE 5 10mm 16mm

BLSE 6 R 09mm

BLSE 7

12mm 10mm

R 07mm

BLSE 8 R 10mm

BLSE 9

R 07mm

R 07mm

BLSE 10 R 10mm

R 07mm

BLSE Berbard 08mm 10mm

E.coli BLSE 19276 R 10mm

E.coli 4 Ain Beida 08mm 13mm

R 07mm

Klebsiella pneumonie 13098 08mm 10mm

Klebsiella 3 Ain Beida 27mm 24mm

R 08mm

18 Constantine 7mm 10mm

R 09mm

E.coli ECBU 30194 10mm 15mm

R 12mm

E.coli 5 Ain beida 22mm 21mm

E.coli BLSE 17158 30mm 28mm

Klebsiella pneumonie

175D1125

09mm 26mm

06 Constantine 14mm 28mm

E.coli BLSE 13571 15mm 19mm

Tableau N°21 : les Antibiotiques testés pour les entérobactéries et les valeurs

critiques des diamètres des zones d’inhibition selon la Comité De L’antibiogramme

De La Société Française De Microbiologie (Recommandations 2012)

Annexe 04 :

Résultats de l’antibiogramme

1. Profile de résistance

BLSE 1

BLSE 2

BLSE 3



BLSE 7

BLSE 8

BLSE 9

BLSE 10

E.coli 13571

BLSE Bernard

Jean Jacker BLSE

BLSE 16204

18M Constantine

Klebseilla pneumonie 175D1125

Citrobacter CTX-M 16226

E.coli 6 Ain Beida

Citrobacter CTX 16226

E.coli 6 Ain Beida

E.coli 4 Ain Beida

E.coli BLSE 13571

E.coli ECBU

E.coli 2 Ain Beida

Klebseilla 3 Ain Beida

2. Test de synergie

06 Constantine Jean Jacker BLSE 1704 Citrobacter BLSE

CTX-M 16226

Klebseilla pneumonie

101

E.coli 15346 BLSE Ain Fakroun

E.coli CTX 10.05.2017 E.coli BLSE 79 E.coli BLSE CTX-M

E.coli 17185 E.coli Enterobacter BMR

E.coli BLSE 124 n° 26 18M Constantine Klebseilla pneumonie

101

E.coli 2263 SK Morganella E.coli 16204

BLSE 19276 Citrobacter 174 E.coli CTX 1939902

Proteus horsie 15354 Citrobacter CTX Klebseilla oxytoca


13098

Citrobacter 1746226

1505CM

Proteus 30.06.2016

BLSE 15346 E.coli BLSE 97 Citrobacter BLSE 225

Klebseilla 15 BLSE Klebseilla sp BLSE Bernard 15346

Klebseilla Ain Beida Klebseilla BLSE E.coli Chanelle 1704

30194

3. Test du rapprochement des disques :




BLSE 10 E.coli 6 Ain Beida Klebseilla pneumonie

175D1125

E.coli BLSE 13571 E.coli BLSE 17185 BLSE Bernard 15346

E.coli BLSE 16204 Jean Jacker 19276 E.coli CTX 10.05.2017

BLSE 19276 Citrobacter CTX 16226 E.coli BLSE1939902

E.coli ECBU 301911 Klebseilla 3 Ain Beida Klebseilla pneumoni

13098

BLSE 15346 18M Constantine

4. Test des doubles disques :

06 Constantine BLSE 3 BLSE 5


13098

Klebseilla 3 Ain Beida 18 M Constantine

E.coli ECBU Citrobacter CTX Jean Jacker BLSE

14276

E.coli 4 Ain Beida BLSE 7 BLSE 1


E.coli 6 Ain Beida E.coli 4 Ain Beida BLSE 19276


175D1125

Citrobacter CTX 16226 E.coli BLSE 17185

E.coli BLSE 16204 BLSE 9 BLSE 10

5. La propolis

E.coli 1 E.coli 13571 E.coli ATCC 08.06.14

E.coli 2 E.coli ECBU E.coli ATCC 25925

الملخص:

الهدف من دراستنا هو عزل ودراسة البكتيريا العصوية سالبة الغرام المقاومة للمضادات

الحيوية من خلال انتاج انزيم بيتا لاكتاماز واسع المجال.

هذه البكتيريا سالبة الغرام المقاومة للمضادات الحيوية تعتمد على انتاج بيتا لاكتاماز لمقاومة بيتا

.لا كتامين

بكتيريا من مستشفيات مختلفة: قسنطينة، سكيكدة، عين 85خلال دراستنا قمنا بعزل من

البيضاء وعين فكرون.

الحيوية للمضادات التثبيط مناطق قياس خلال من يكونالكشف عن بيتا لاكتاماز واسع المجال

.وسيفالوسبورين لا كتامين بيتا عائلة من

بكتيريا سالبة الغرام مكنتنا 85ت الحيوية لمجموع دراسة مقاومة وحساسية البكتيريا للمضادا

وهي %26.33بكتيريا معتمدة عل انتاج بيتا لاكتاماز واسع المجال بنسبة 32من تحديد

كالاتي:

Escherichia coli, Citrobacter, Klebseilla

المجال واسع لاكتاماز بيتاالكلمات المفتاحية: بكتيريا سالبة الغرام،

Nom : Hadjou

Prénom : Ilham

Nom : Sedrati

Prénom : Ibtissam

Date de soutenance : 13/06/2018

Résumé

Notre objectif est basé sur l’isolement et l’étude des bacilles à GRAM négatif

résistantes aux antibiotiques : cas des BLSE.

Les BGN sont de plus en plus résistantes aux antibiotiques. La résistance aux β-

lactamines est principalement due à la production des β-lactamases à spectre étendu

(BLSE).

Les tests de recherche de BLSE que nous avons utilisé sont : le test

de synergie et des tests complémentaires tels que le test du rapprochement des

disques et le test du double disque.

L’étude de la résistance et la sensibilité aux antibiotiques d’un total de 58 BGN a

permis de sélectionner 23 souches BLSE appartiennent aux trois espèces

(Escherichia coli, Klenseilla et Citrobacter) soit de 39.66%.

Mots clés : bacille a GRAM négatif (BGN), β-lactamase a spectre étendu (BLSE).

Laboratoire de recherche : laboratoire de Microbiologie université d’Oum El

Bouaghi et le laboratoire de Bactériologie de l’hôpital ZERDANI Saleh (Ain

Beida).

Présidente : Mme Kouache Saliha M.A.A. Université OEB.

Rapporteur : Mme Adoui Mounira M.A.A. Université OEB.

Examinatrice : Mme Benslama Ouided M.A.A. Université OEB.

Documents

Evaluation de la résistance aux antibiotiques des