GUIAS DE LABORATORIO PARA LLEVAR A CABO METODOS

ANEXO 2

GUIAS DE LABORATORIO PARA LLEVAR A CABO METODOS NORMALIZADOS

PARA LA DETERMINACIÓN DE LOS PARAMETROS DBO5, DQO, NTK Y PT EN EL

LABORATORIO DE INGENIERÍA AMBIENTAL DE LA UNIVERSIDAD ANTONIO

NARIÑO

Laboratorio de ingeniería Ambiental Facultad de Ingeniería Ambiental Dirección: Cra 3 este No.47a - 15 Sede- Circunvalar

DEMANDA BIOQUIMICA DE OXIGENO

INCUBACIÓN 5 DÍAS - ELECTROMÉTRICO

1. FUNDAMENTO

Se define como D.B.O. de un líquido a la cantidad de oxígeno que los

microorganismos, especialmente bacterias, hongos y plancton, consumen durante la

degradación de las sustancias orgánicas contenidas en la muestra. Se expresa en

mg / L [1]

Es un parámetro indispensable cuando se necesita determinar el estado o la calidad

del agua de ríos, lagos, lagunas o efluentes. Cuanto mayor cantidad de materia

orgánica contiene la muestra, más oxígeno necesitan sus microorganismos para

oxidarla (degradarla) [1].

Como el proceso de descomposición varía según la temperatura, este análisis se

realiza en forma estándar durante cinco días a 20 º C; esto se indica como D.B.O5.

El oxígeno disuelto es medido al inicio y al final del periodo de incubación y la DBO5

es calculada de la diferencia entre estos [1].

Este valor se calcula por el método electrométrico (electrodo de membrana), basado

en la tasa de difusión del oxígeno molecular a través de una membrana plástica

permeable al oxígeno, que recubre el elemento sensible de un electrodo y actúa a la

vez como una barrera de difusión contra muchas impurezas que interfieren. En los

otros métodos para la determinación del OD. Bajo condiciones regulares, la "corriente

de difusión" es lineal y directamente proporcional a la concentración del OD [2].

Según las reglamentaciones, se fijan valores de D.B.O5 máximo que pueden tener

las aguas residuales, para poder verterlas a los ríos y otros cursos de agua. De

acuerdo a estos valores se establece, si es posible arrojarlas directamente o si deben

sufrir un tratamiento previo [2].

2. INTERFERENCIAS

Neutralización de muestras Llevar el pH entre 6.5 y 7.5 utilizando soluciones

de Ácido Sulfúrico 1N ó de Hidróxido Sódico 1N respectivamente. El volumen


añadido de ácido o base no debería diluir más 0,5% el volumen de la muestra.

Si es necesario utilizar soluciones más concentradas.

Eliminación de agentes desinfectantes Son agentes oxidantes y se

destruyen mediante adición de pequeños volúmenes de solución de Sulfito

Sódico 0.025 N. Las muestras desinfectadas requieren una siembra

bacteriana después de eliminar el desinfectante.

Eliminación de metales tóxicos Algunas aguas residuales industriales (e.j.

enchapados metálicos) contienen metales tóxicos. Si el pH de esas aguas

residuales se lleva a 8.5 la mayoría de los metales se precipitan como óxidos

o hidróxidos y se eliminan por filtración. El pH irá entonces entre 6.5 y 7.5 y se

añadirá una siembra bacteriana. En algunos casos puede obtenerse una

reducción de toxicidad mediante una simple dilución de la muestra. El

problema de la toxicidad en muestras normalmente requiere investigaciones

particulares.

Inhibición de la nitrificación Algunas veces se requiere para excluir de la

medición D.B.O. la contribución debida a la nitrificación; efluentes tratados

biológicamente, muestras sembradas con efluentes biológicamente tratados,

aguas de ríos. La nitrificación normalmente comienza después de 5 días a 20

ºC y además su influencia sobre la evaluación de la D.B.O. es mínima. Si las

bacterias nitrificantes están presentes en números grandes en la muestra a

examinar, su actividad puede ser inhibida mediante la adición de agentes

químicos. Este es obtenido mediante la adición para cada botella de D.B.O.

los siguientes volúmenes de una solución de 0.05 % de allythiourea.

Volumen de muestra Volumen de solución

inhibidora

100 mL 0,3 mL

150 mL 0,5 mL

250 mL 0,8 mL

400 mL 1,3 mL


El mismo resultado puede obtenerse mediante adición de los mismos volúmenes

mostrados de una solución 0.35% de 2-Chloro-6 (trichloromethyl) pyridine. Si se

utiliza un inhibidor de la nitrificación éste debe ser registrado y mostrado con los

resultados.

3. MATERIALES, EQUIPOS Y REACTIVOS.

3.1 MATERIALES

Botellas Winkler

Pipetas

Bureta

Aireadores

Beaker

Filtros (si se desea DBO soluble).

3.2 EQUIPOS

Incubadora a 20 °C 1°C, sin luz.

Oximetro

3.3 REACTIVOS

3.3.1 Reactivos generales.

- Cloruro de Hierro, férrico, hexahidratado (FeCl3 • 6 H2O).

- Cloruro de Calcio, anhídrido (CaCl2).

- Sulfato Magnésico, heptahidratado (MgSO4 • 7 H2O).

- Orto-Fosfato Potásico, bi-acido, (KH2PO4).

- Orto-Fosfato Potásico, monoácido (K2HPO4).

- Orto-Fosfato Sódico, monoácido, (Na2HPO4).

- Cloruro Amónico (NH4Cl).

3.3.2 Reactivos para soluciones especiales y patrón.

- Ácido Sulfúrico (H2SO4) solución 1N.

- Hidróxido Sódico (NaOH) solución 1N.

- Sulfito Sódico (Na2SO3).


- Allylthiourea (Thiosinamina), C4H8N2S. ó 2-Cloro-6 (Triclorometil)

piridina, C6H3Cl4N (CTCMP, Servida N-). Aditivo para fertilizantes

minerales punteado para bajar las pérdidas de nitrógeno en suelos.

- Glucosa grado puro

- Acido glutámico grado puro

4. PREPARACIÓN.

4.1 Nutrientes:

Solución amortiguadora de fosfatos: Disolver 2,125 g de KH2PO4, 5,4375

g de K2HPO4, 8,35 g de Na2HPO4.7H2O ó 4,4236 g Na2HPO4 y 0,425 g de

NH4Cl en agua destilada y diluir a 250 ml. Verificar el pH (7,2 sin ajuste).

Si el pH no se encuentra en el rango, se debe disolver 10,625 g de KH2PO4

o 13,55g de K2HPO4 en aproximadamente 200 ml de agua destilada, se ajusta

el pH a 7,2 con NaOH 30% y se diluye a 250 ml.

Solución de sulfato de magnesio: Disolver 5,625 g de MgSO4.7H2O en

agua destilada y diluir a 250 ml.

Solución de cloruro de calcio: Disolver 6,875 g de CaCl2 en agua destilada

y diluir a 250 ml.

Solución de cloruro férrico: Disolver 0,0625 g de FeCl3.6H2O en agua

destilada y diluir a 250 ml.

4.2 AGUA DE DILUCIÓN AIREADA

Tomar agua destilada a 20°C y saturarla con Oxigeno bien sea agitando

fuertemente una botella parcialmente llena o por medio de aireación con piedra

difusora.

Añadir 1 ml de solución amortiguadora de fosfato, solución de sulfato de

magnesio, solución de cloruro de calcio y solución de cloruro férrico, por cada litro

de agua aireada.

4.3 INÓCULO

Puede ser utilizado como inoculo el efluente de un tratamiento biológico que no

haya sido desinfectado (utilizar inhibidor de nitrificación en este caso), licor mixto


diluido, aguas superficiales aguas abajo de un punto de descarga de aguas

residuales, sobrenadante de un agua residual domestica fresca después de

airearla y dejarla sedimentar mínimo una hora y máximo 36 horas o si se desea

de un cultivo especifico.

Si se trata de aguas residuales domésticas, no es necesario utilizar inóculo.

4.4 SOLUCIONES NEUTRALIZADORAS:

Solución de álcali 1,0 N: para neutralización de muestras acidas, se

adicionan 40 g de NaOH y se diluye a un litro con agua destilada.

Solución acida 1,0 N: para neutralización de muestras básicas, adicionar 28

ml de ácido sulfúrico concentrado en 500 mL de agua, agitar levemente y diluir

a un litro.

4.5 PATRÓN:

Solución glucosa - ácido glutámico: Secar la glucosa y el ácido glutámico,

los dos grado reactivo (103°C por 1 hora). Se Adicionan 150 mg de glucosa y

150 mg de ácido glutámico a agua destilada y se diluye a 1 litro. (vigencia de

5 refrigerar a 4°C)

4.6 SOLUCIONES ESPECIALES

Solución de desactivación de cloro sulfito de sodio: se disolver 1.58 g de

Na2SO3 por litro de agua destilada. La solución es inestable y debe utilizarse

durante el día.

Inhibidor de la nitrificación: Solución de 0.05 % de allythiourea (50 mg en

100 mL de agua) o solución 0.35% de 2-Chloro-6 (trichloromethyl) pyridine

(350 mg en 100 ml de agua).

5. PROCEDIMIENTO.

Para determinar DBO soluble se debe filtrar la muestra (papel fibra de virio y papel

0,45 micras).

Dejar aclimatar la muestra hasta 20 °C.


Se debe adicionar inoculo a muestras de aguas industriales, con cloro residual o

con pH extremo (>8 ó <6).

Alistar las botellas winkler previamente purgadas con agua destilada, incluyendo

una para blanco (agua de dilución aireada) tres replicas por cada muestra, si se

va inocular alguna muestra, una muestra para el blanco con inoculo.

Estimar como mínimo tres valores probables por muestra, por su procedencia o

por su valor de DQO, teniendo en cuenta la Tabla 1.

TABLA 1: Mililitros de muestra a adicionar dependiendo del rango de DBO esperada.

Mililitros de Muestra Rango de DBO Esperada

1 600-1.650

2 300-825

5 120-420

10 60-165

20 30-82

50 12-33

100 6-16,5

150 4-11

200 3-7

300 2-5,5

Si la concentración probable es mayor a 1600 mg /L se deben realizar diluciones de

la muestra, registrando su valor.

Llenar parcialmente cada botella con agua de dilución aireada.

Adicionar el volumen de la muestra según la Tabla 1 a la botella Winkler de 300 mL.

Si se adicionan más de 200 ml de la muestra, adicionar los nutrientes directamente

a la botella. Adicionar 0,30 ml de cada uno, terminar de llenar la botella con agua

destilada aireada y agitar.

Si se requiere el inoculo adicionar de 1ml a 3 ml si el inoculo utilizado son aguas

residuales crudas sedimentadas o efluente primario y de 1ml a 2 ml si se trata de


dilución 1:10 de licor mixto, el blanco debe llevar la misma cantidad de inoculo.

registrar el volumen adicionado.

Si se requiere adicionar el inhibidor de nitrificación, 3 mg de TCMP a cada botella de

300 ml.

Llenar la botella con agua de dilución hasta el inicio del esmerilado.

Medir el oxígeno disuelto inicial de cada una de las botellas con el oximetro.

Tapar herméticamente con sello de agua sin dejar burbujas de aire en la botella, si

queda algún espacio se debe completar con agua de dilución aireada.

Mezclar girando la botella manualmente varias veces.

Incubar durante 5 días a 20 °C ± 1°C.

Medir el oxígeno disuelto final con el oximetro, eliminando primero el sello de agua.

6. CÁLCULO.

Para calcular la DBO5 cuando la muestra no fue inoculada se debe utilizar la siguiente

formula:

fVV

DDLmgDBO botella

muestra

215 /,

D1 = Oxígeno disuelto inicial (mg/L)

D2 = Oxígeno disuelto final (mg/L)

Vmuestra = volumen de muestra adicionado

Vbotella = volumen de la botella Winkler

f = factor de dilución (Volumen final/Volumen inicial) aplica si se realizó dilución

adicional, de lo contrario poner 1.

Para calcular la DBO5 cuando la muestra fue inoculada se debe utilizar la siguiente formula:

fV

V

BBDDLmgDBO botella

muestra

21215 /, :

D1 = Oxígeno disuelto inicial (mg/L)

D2 = Oxígeno disuelto final (mg/L)

Vmuestra = volumen de muestra adicionado

Vbotella = volumen de la botella Winkler



B1 = Oxígeno disuelto del control de inoculo antes de la incubación (mg/L)

B2 = Oxígeno disuelto del control del inoculo después de la incubación (mg/L)


Solo se deben reportar resultados que registren un oxígeno disuelto final de al

menos 1 mg/L, y consumo de oxigeno de al menos 1 mg/L.

Si varias diluciones cumplen este parámetro se reporta el promedio de los resultados.

Esto si la diferencia máxima entre estas es menor del 30%. Si no es así se deben

descartar los datos ya que es evidencia de anomalías.

En el caso de que todas las diluciones realizadas dependiendo la DBO esperada

tengan un oxígeno disuelto final < 1,0 mg/L se selecciona la botella con la mayor

dilución, es decir a la que se añadió menor volumen de muestra y se reporta su valor

como “> valor obtenido” y se especifica que no cumple criterio de calidad del método.

En el caso de que ninguna de las diluciones presente un consumo mayor a 1 mg/L,

y se haya incubado una botella con volumen de muestra de 300 mL, se debe reportar

la DBO como “menor al límite de detección”, si se incubaron valores menores a 300

ml de muestra se reporta la DBO que se obtuvo en la botella a la que se adicionó

mayor volumen de muestra con la siguiente especificación “no cumple criterio de

calidad del método”.

Si la muestra fue filtrada se reporta el resultado como DBO filtrada ó soluble.

Si se usó inhibidor de nitrificación, el resultado se debe reportar como DBOc5

7. VERIFICACIÓN

Control de blanco: El consumo de oxígeno disuelto no debe ser mayor de 0,20 mg/L y

preferiblemente menor de 0,10 mg/L. Si el valor es mayor de 0,20 mg/L se deben

descartar todos los datos de ensayos usando dicha agua o identificar claramente estas

muestras en el registro de datos, en el reporte de resultados se debe indicar que “no

cumple el criterio de control de calidad”.

La diferencia porcentual relativa entre los resultados de diferentes diluciones, no debe

ser mayor del 30%.

De la mezcla glucosa glutámico sembrar una solución al 2%, es decir 6 mL cuando el

volumen final es 300 mL, con duplicado la DBO debe ser de 198 30,5 mg/L ó promedio

± 3 ds (desviaciones estándares) con los últimos 20 datos del laboratorio. Se realizan

cartas de control.


REFERENCIAS

[1] M. Andreo, «Demanda Biológica de Oxígeno (D.B.O),» 2002.

[2] H. R. Quiroz Ruiz, «Microbiología acuática,» Lambayeque, 2012.


Diagrama de flujo – solución amortiguadora de fosfatos.

Diagrama de flujo – Solución de sulfato de magnesio.

Diagrama de flujo – Solución de cloruro de calcio


Diagrama de flujo – Solución de cloruro férrico.

Diagrama de flujo- Patrón glucosa- Acido glutámico


Diagrama de flujo Demanda Bioquímica de Oxígeno

SI NO

SI

NO

Llenar parcialmente la botella con agua de dilución

Adicione el volumen de muestra para cada

botella Winkler

La muestra presentaba pH

extremo, cloro, son

Inocule la muestra

Adicione inhibidor de nitrificación

Inoculo proviene de efluente de tto

biológico, licor mixto?

Llene la botella con agua de dilución

Mezclar

Incubar 20 1°C, 5d 6h

Medir OD inicial de 1 botella

Medir OD final (MT-PRE-65,111) de todas diluciones, blanco agua dilución, control

inoculo

Calcular DBO, con diluciones de abatimiento > 2 y ODf > 1 mg/L

B

A


DEMANDA QUÍMICA DE OXIGENO

INCUBACIÓN 5 DÍAS – MANOMÉTRICA

1. FUNDAMENTO.

Los microorganismos ya presentes o inoculados deliberadamente en una muestra de

agua que contiene materia orgánica biodegradable, usan oxígeno para sus procesos

bioquímicos y producen un volumen equivalente de dióxido de carbono. Si el proceso

se desarrolla en un sistema cerrado y el dióxido de carbono es absorbido por un

fuerte álcali, por ejemplo cal sodada (una mezcla de óxido de calcio e hidróxido de

sodio, con una capacidad de absorción de dióxido de carbono de un 20%) o potasa

cáustica, puede medirse un descenso progresivo de la presión interna

2. INTERFERENCIAS.

Neutralización de muestras Llevar el pH entre 6.5 y 7.5 utilizando soluciones

de Ácido Sulfúrico 1N ó de Hidróxido Sódico 1N respectivamente. El volumen

añadido de ácido o base no debería del 0,5% del volumen de la muestra. Si

es necesario utilizar soluciones más concentradas.

Eliminación de agentes desinfectantes Son agentes oxidantes y se

destruyen mediante adición de pequeños volúmenes de solución de Sulfito

Sódico 0.025 N.Las muestras desinfectadas requieren una siembra bacterial

después de eliminar el desinfectante.

Eliminación de metales tóxicos Algunas aguas residuales industriales (e.j.

enchapados metálicos) contienen metales tóxicos. Si el pH de esas aguas

residuales se lleva a 8.5 la mayoría de los metales se precipitan como óxidos

o hidróxidos y se eliminan por filtración. El pH irá entonces entre 6.5 y 7.5 y se

añadirá una siembra bacterial. En algunos casos puede obtenerse una

reducción de toxicidad mediante una simple dilución de la muestra. El

problema de la toxicidad en muestras normalmente requiere investigaciones

particulares.

Inhibición de la nitrificación Algunas veces se requiere para excluir de la

medición D.B.O. la contribución debida a la nitrficación; efluentes tratados

biológicamente, muestras sembradas con efluentes biológicamente tratados,


aguas de ríos. La nitrificación normalmente comienza después de 5 días a 20

ºC y además su influencia sobre la evaluación de la D.B.O. es mínima. Si las

bacterias nitrificantes están presentes en números grandes en la muestra a

examinar, su actividad puede ser inhibida mediante la adición de agentes

químicos. Este es obtenido mediante la adición para cada botella de D.B.O.

los siguientes volúmenes de una solución de 0.05 % de allythiourea.

Tabla 1: Volumen de solución inhibidor, según volumen de muestra.

Volumen de muestra Volumen de solución

inhibidora

100 mL 0,3 mL

150 mL 0,5 mL

250 mL 0,8 mL

400 mL 1,3 mL

El mismo resultado puede obtenerse mediante adición de los mismos volúmenes

mostrados de una solución 0.35% de 2-Chloro-6 (trichloromethyl) pyridine. Si se

utiliza un inhibidor de la nitrificación éste debe ser registrado y mostrado con los

resultados.

3. IMATERIALES, EQUIPOS Y REACTIVOS.

a. MATERIALES

Probeta

Pipeta

b. EQUIPOS

Sistema DBO de 10 plazas

Incubadora

c. REACTIVOS


i. Reactivo generales

Varias escalas de Hidróxido Potásico (KOH), de grado comercial (No

se necesita particularmente puro). ó • Cal Sodada no deslicuada,

gránulos de 1.0-1.7 mm.

Cloruro de Hierro, férrico, hexahidratado (FeCl3 • 6 H2O).

Cloruro de Calcio, anhídrido (CaCl2).

Sulfato Magnésico, heptahidratado (MgSO4 • 7 H2O).

Orto-Fosfato Potásico, bi-acido, (KH2PO4 ).

Orto-Fosfato Potásico, monoácido (K2HPO4).

Orto-Fosfato Sódico, monoácido, (Na2HPO4).

Cloruro Amónico (NH4Cl).

ii. REACTIVOS ESPECIALES

Ácido Sulfúrico (H2SO4) solución 1N.

Hidróxido Sódico (NaOH) solución 1N.

Sulfito Sódico (Na2SO3).

Allyl thiourea (Thiosinamina), C4H8N2S. ó 2-Cloro-6 (Triclorometil)

piridina, C6H3Cl4N (CTCMP, Servida N- ). Aditivo para fertilizantes

minerales punteado para bajar las pérdidas de nitrógeno en suelos.

Glucosa grado puro

Acido glutámico grado puro.

4. PREPARACIÓN.

4.1 NUTRIENTES

Solución de cloruro férrico: - 0.25 g de Cloruro Férrico Hexahidratado

(FeCl3 • 6 H2O) a 1 L de agua destilada.

Solución de cloruro de calcio: 27.5 g de Cloruro Cálcico anhídrido (CaCl2)

a 1 L de agua destilada.

Solución de sulfato de magnesio: 22.5 g de Sulfato Magnésico

Heptahidratado (MgSO4 • 7 H2O) a 1 L de agua destilada.


Solución amortiguadora de fosfatos: 8.5 g de Fosfato Potásico monobásico

(KH2PO4), 33.4 g de Fosfato di-Sódico Heptahidratado (Na2HPO4 • 7 H2O),

21.7 g de Fosfato Di-Potásico (K2HPO4), 1.7 g de Cloruro amónico, (NH4 Cl)

a 1 L de agua destilada.

PH final = 7.2.

Las muestras sin nutrientes con una D.B.O. menores a 800-900 ppm se les

añade con 1 mL de cada solución por cada litro de muestra.

4.2 AGUA DE DILUCION:

Cuando se va a diluir muestras se debe preparar un agua diluida mediante la

añadidura de nutrientes al agua destilada. A cada litro de agua destilada se le

añadirá 1 mL de cada solución. El agua de dilución debería tener una

D.B.O.520 no mayor a 0.2 ppm.

4.3 INOCULO

Por lo general, las aguas residuales municipales, después de 1-2 horas de

sedimentación, se utilizan como siembra. Estas contienen de 103-106 bacterias

por mL. Esta variabilidad hace necesaria un volumen de siembra del 3 al 30%

del volumen de la muestra. Generalmente se utiliza un volumen cercano al

10%.

Se debe realizar un blanco, adicionando la misma cantidad de inoculo, La

D.B.O obtenida de este blanco debe ser restada de los valores obtenidos con

las muestras sembradas.

5 PROCEDIMIENTO.

Estimar como mínimo dos valores probables por muestra, por su procedencia

o por su valor de DQO y escoger la escala según la tabla 2.

Si el valor esperado de DBO, supera las escalas, realizar diluciones con agua

de dilución (numeral 3), registrar el factor de dilución.

Poner dentro de las botellas un volumen de muestras de acuerdo a la escala

elegida (tabla 2) medido con una probeta graduada.


Introducir un imán de agitación en cada botella.

Llenar el depósito de álcalis de cada botella con una cantidad de absorbente

de dióxido de carbono (escamas de hidróxido potásico o gránulos de cal

sodada) hasta el borde sin que rebose por los agujeros de las paredes. En

caso de caer algo de absorbente en la botella, lavar bien antes de verter en él

otra muestra.

Colocar las botellas en su posición dentro del equipo de agitación.

Introducir el equipo de agitación dentro de un refrigerador termostático a la

temperatura elegida para la medición de la D.B.O. Conectar el cable de

corriente al enchufe interior y encender el equipo con el interruptor situado en

el panel frontal.


Esperar de 20 a 30 min, ya que el equilibrio térmico entre las muestras y el

equipo a la temperatura elegida se alcanza en este tiempo.

Colocar los sensores de D.B.O. en cada botella girando y presionando.

Resetee cada sensor D.B.O para cancelar cualquier valor almacenado (oprimir

A y B al mismo tiempo), seleccione la escala más adecuada (oprimir A hasta

que aparezca la escala querida) e inicie el ciclo de medición.(oprimir B).

Incubar por 5 días

Para leer los valores de DBO diarios se oprime la tecla B prolongadamente,

hasta que aparezca el número 1, a continuación cada vez que se oprima la

tecla B aparecerá la secuencia de medición (2,3,4,5) y al oprimir la tecla A se

visualizará cada valor correspondiente al día..


Tabla 2: Volumen de muestra según escala elegida.

Escala Volumen de muestra

A: 0 ÷1000 mg O2/l 100 ml

B: 0 ÷ 600 mg O2/l 150ml

C: 0 ÷ 250 mg O2/l 250ml

D: 0 ÷ 90 mg O2/l 400ml

Las escalas dan directamente el valor del oxígeno consumido como mg O2/L,

después de un periodo de tiempo establecido. La posibilidad de medir muestras

diluidas extiende el rango de mediciones. Cuando son utilizados factores de dilución

altos (1:100, 1:1000) y existen dudas sobre el agua destilada utilizada para las

diluciones se sugiere medir también la D.B.O. del agua de dilución, cuyo valor se

restará del valor obtenido para la muestra diluida, antes de multiplicar el resultado

por el factor de dilución.

6 CÁLCULO.

Para calcular la DBO5 cuando la muestra no fue inoculada se debe utilizar la

siguiente formula:

𝑫𝑩𝑶𝒓𝒆𝒂𝒍 = 𝑫𝟏 ∗ 𝒇



D1= Valor DBO5 de la muestra

Para calcular la DBO5 cuando la muestra fue inoculada se debe utilizar la siguiente

formula:

𝑫𝑩𝑶𝒓𝒆𝒂𝒍 = 𝑫𝟏 ∗ 𝒇 − 𝑫𝟐




D1= Valor DBO5 de la muestra

D2= Valor DBO5 del blanco inoculado

7 VERIFICACIÓN.

La precisión del método puede ser evaluada mediante la utilización de soluciones con un

contenido conocido de Glucosa y Acido Glutámico, grado puro y previamente secado a 105

ºC durante 1 hora.

Las soluciones deben prepararse utilizando agua destilada de alta calidad, adicionadas con

nutrientes (1 mL/L de cada solución previamente descrita numeral 3.1) y sembradas con

bacterias.

Utilizar150 mg de Glucosa y 150 mg de Ácido Glutámico en 1 Litro de solución, se debe

obtener una D.B.O.5 20 = 220 ± 18 mg O2/L.

Para calcular este resultado se deben introducir 250 mL del patrón diluido 1:10 con agua

destilada en una botella de incubación, sembrada con 1 o 2 mL de lodo biológico. Después

de 5 días se debe leer una D.B.O. de 200 mg/L.

En otra botella se introduce la misma cantidad de agua destilada y lodo, después de 5 días,

se debe leer una D.B.O. de 15 mg/L (valor del blanco).

El valor real de la D.B.O., considerando la dilución de la muestra, es:

𝐷𝐵𝑂 𝑟𝑒𝑎𝑙 = (200 − 15) ∗ 10 = 1850 𝑚𝑔/𝐿


DIAGRAMA PARA ESTIMAR DBO5 POR EL METODO MANOMETRICO

Estimar dos valores

probables por

muestra

Poner dentro de las botellas

un volumen de muestras de

acuerdo a la escala elegida

(tabla 2) medido con una

probeta graduada.

El valor esperado

supera las

escalas de la

tabla 2

Diluir la muestra y

escoger una escala

según la dilución

Introducir un imán de

agitación en cada botella.

Llenar el depósito de álcalis

de cada botella con una

cantidad de absorbente de

dióxido de carbono

Colocar las botellas en su

posición dentro del equipo de

agitación.

Introducir el equipo de

agitación dentro de un

refrigerador termostático a

20°C

Esperar de 20 a 30 min Colocar los sensores de

D.B.O. en cada botella

girando y presionando

Resetear cada sensor de

D.B.O y escoger la escala

más adecuada, iniciar ciclo de

medición

Incubar por cinco días

SI

NO


NITROGENO TOTAL KJENDAHL

MÉTODO SEMI MICRO KJENDAHL

1. FUNDAMENTO.

Se utiliza ácido como oxidante y oxido de mercurio como catalizador, para convertir,

mediante digestión, el nitrógeno orgánico en bisulfato de amonio. Para la digestión

se utiliza una mezcla de ácido sulfúrico y sulfato de potasio. El sulfato de potasio se

añade para elevar el punto de ebullición. Una vez se complete la digestión, la forma

más común de determinar el nitrógeno es por destilación. Para destilar el amoniaco

es necesario neutralizar el exceso de ácido utilizando una solución de hidróxido de

sodio. El amoniaco es liberado como un gas junto con el vapor producido al ebullir la

muestra. El amoniaco es absorbido en ácido bórico. La cantidad de nitrógeno

amoniacal se mide a continuación por titilación con ácido sulfúrico. [1

El método consta de tres etapas: Digestión – Destilación y Titulación [2]

En la DIGESTIÓN se produce la descomposición del nitrógeno que contienen las

muestras orgánicas utilizando una solución de ácido concentrado. Esto se obtiene

haciendo hervir la muestra en una concentración de ácido sulfúrico. El resultado es

una solución de sulfato de amonio.

En la etapa de DESTILACIÓN se libera amoniaco, el cual es retenido en una solución

con una cantidad conocida de ácido bórico. Inicialmente se realiza una destilación

con vapor por el método de arrastre de vapor de agua, mediante la cual acelera la

obtención del destilado.

Al final, se utiliza la TITULACIÓN para valorar finalmente la cantidad de amonio

presente en la muestra destilada.

2. INTERFERENCIAS.

Nitratos: en el proceso de digestión, los nitratos con una concentración mayor a

10mg/L pueden oxidar una parte de amonio del nitrógeno orgánico digerido, teniendo

como producto N2O y resultando una interferencia negativa. Cuando la materia


orgánica presente está en un bajo estado de oxidación, el nitrato puede ser reducido

a amonio y dar una interferencia positiva.

Sales inorgánicas y sólidos: Si la temperatura sube a más de 400°C por un alto

contenido de sales o sólidos inorgánicos, puede ocurrir una pérdida de nitrógeno por

pirolisis. Para evitar esto adicione más ácido sulfúrico a una relación de 1 ml H2SO4/

g de sal. Sin embargo demasiado ácido puede bajar la temperatura de digestión por

debajo de los 380°C y resultar en una digestión incompleta y baja recuperación.

Materia Orgánica:

Durante la digestión, el ácido sulfúrico oxida la materia orgánica a CO2 y H2O si hay

gran cantidad de materia orgánica se debe incrementar la cantidad de ácido en

relación de 10 ml H2SO4/3 g de DQO. Adicionalmente agregue, más solución básica

antes de la destilación.


3.1 MATERIALES

Bureta ( si no hay titulador automático)

Balón aforado de 50 ml

Perla de ebullición

Pipeta

3.2 EQUIPOS

Aparato de Digestión velp csientifica DK6 con su respectivo scrubber

Aparato de Destilación UDK 132

pHmetro

Titulador automático

3.3 REACTIVOS

Ácido Bórico

NaOH

H2SO4 concentrado

K2SO4

HgO

Cloruro de amonio

4 PREPARACIÓN.


Ácido Bórico al 4%: Añadir 4 g de ácido bórico a agua destilada y aforar a 100

ml.

NaOH al 35%: Añadir 35g de NaOH a agua destilada y aforar a 100 ml.

Solución de H2SO4 0,01 molar= añadir 0,53 ml de H2SO4 en agua destilada y

aforar a un litro.

Solución estándar de amonio 1000 mg/L-N: en 800mL de agua disuelva

3.819g de cloruro de amonio, el cual ha sido secado durante dos horas a 110

oC; diluya y mezcle muy bien.

4.1 PROCEDIMIENTO.

Agregar 50 ml de la muestra en tubo de digestión.

Añadir 7g de K2SO4, 350 mg de HgO y 10ml de H2SO4 concentrado.

Agregar una perla de ebullición para evitar la explosión violenta.

Poner a digestión con el primer set a 60 min a 200°C y el segundo a 120 min

a 370 °C de la siguiente manera:

El montaje para realizar la digestión consta de un tanque de agua (1) que

permita el recirculado de esta por medio de una bomba, una aspiradora de

gases (2), el scrubber (3) y el digestor DK 6 (4). La aspiradora debe contener

agua hasta donde indica, el scrubber consta de 2 frascos, se adiciona agua al

1 2

3

4


frasco de la izquiera, el otro se deja desocupado. Es necesario revisar que

todas las mangueras estén conectadas y permita un ciclo entre los equipos.

Dejar enfriar hasta 50° o 60°

Destilar programando el destilador por arrastre de vapor UDK132 de la

siguiente manera:

Prender el destilador y esperar a que se caliente.

Verificar las conexiones de agua potable, agua destilada (manguera

negra) y NaOH (manguera blanca).

Verificar las mangueras de salida, de agua potable ubicándola en el

desagüe y de residuos que debe dirigirlos a una caneca plástica

destinada para este propósito.

Oprimir la tecla esc, luego oprimir la tecla down hasta llegar a programa.

Oprimir la tecla enter, aparecerá programa 1, oprimir enter de nuevo,

oprimir la tecla down programar con la tecla up hasta llegar a 50 ml de

H2O luego oprimir enter, de igual manera se programa.

Medir el pH del ácido Bórico al 4% y registrar el resultado.


Recoger el destilado en 25 ml de Ácido bórico al 4%.

Titular hasta llegar al pH del ácido Bórico con H2SO4 0,01 molar.


5 CÁLCULO.

Se calcula el N total mediante la siguiente ecuación:

𝑚𝑔 𝑁𝐿⁄ =

𝑚𝑙 (𝐴 − 𝐵) ∗ 𝑁 ∗ 14,000 ∗ 𝐹

𝑚𝑙 𝑑𝑒 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎

A= Volumen de H2SO4 gastado en la titulación de la muestra, ml

B= Volumen de H2SO4 gastado en la titulación de la muestra, ml

N= normalidad

F= Factor de dilución

6 REFERENCIAS




Diagrama de flujo – Procedimiento NTK


FÓSFORO TOTAL

MÉTODO DE DIGESTIÓN POR PERSULFATO –

ÁCIDO FOSFO VANADO MOLIBDICO.

1. FUNDAMENTO

El fósforo es de gran importancia en los estudios de agua ya que influye sobre los

procesos de productividad acuática, reduce la eficiencia de los procesos de

coagulación, es difícil de remover mediante tratamientos convencionales para

obtener bajas concentraciones, forma gran variedad de compuestos y posee la

característica de cambiar de una forma a otra en determinadas condiciones [1]

El fosforo se encuentra en las aguas naturales y en las aguas servidas casi

exclusivamente en la forma de fosfatos. Los fosfatos se clasifican a su vez en:

ortofosfatos, fosfatos condensados (piro-, meta- y otros polifosfatos) y fosfatos

orgánicamente ligados [1]

La determinación de fósforo total incluye dos pasos principales, el primero consiste

en la conversión a ortofosfato disuelto de todas las diferentes formas de fósforo

presentes, incluido el fósforo reactivo, el fósforo ácido hidrolizable y el fósforo

orgánico. El segundo paso consiste en la detección colorimetrica del ortofosfato en

solución por algún método cuantitativo [2]

A través de una digestión con persulfato se convierten todas las formas de fosforo a

ortofosfatos estos en condiciones acidas reaccionan con el molibdato de amonio para

formar heteropoliácido. En presencia de vanadio se forma un complejo amarillo de

ácido fosfovanado molibdico, cuyo color es proporcional a la cantidad de fósforo

presente.; la intensidad del color desarrollo es proporcional a la concentración de

fósforo en la muestra y es medida por método colorimétrico a una longitud de onda

entre 400 y 470 nm [2]

2. INTERFERENCIAS

El sílice y el arsénico causan interferencias positivas, solo si la muestra se

calienta.

Las interferencias negativas son causadas por arsenatos, flururos, torio

bismuto, sulfuro, tiosulfato, tiocianto o exceso de molibdato.


El color azul es causado por el ión ferroso pero este no afecta los resultados

si el Fe (II) se encuentra en concentraciones menores de100 mg/L.

La interferencia por sulfuros puede removerse mediante oxidación con agua

de bromo. Los iones que no interfieren en concentraciones superiores a 1000

mg/L. son Al, Fe (III), Mg, Ca,Ba, Sr. Li, K, Na, NH4+,Cd. Mn, Hg (II), Hg (I),

Sn( II ) , Cu, Ni, Ag, U, Zr, AsO3-, Br -, CO3-2,ClO4,CN-, IO3-,SiO4,

NO3,NO2,SO4-2, pirofosfatos, molibdato, tetraborato, selenato, benzoato y

salicilato.

Si el HNO3 se usa en la determinación, el ion cloruro aportado por el ácido

clorhídrico interferirá a concentraciones de 75mg/L.


3.1 Equipos y materiales

Espectrofotómetro, pasa uso entre 400 y 490nm, celdas de 1 cm.

Balanza

Plancha de calentamiento

Balón aforado

Pipeta

Reloj de vidrio

3.2 Reactivos para la Digestión

Ácido sulfúrico concentrado

Ácido clorhídrico concentrado

Fenolftaleína

Persulfato de amonio (NH4)2S2O8 sólido

Solución ácida: Tome 300 ml de ácido sulfúrico concentrado y adiciónelo en

aproximadamente 600 ml de agua destilada a temperatura ambiente y lleve a

un litro

Hidróxido de sodio NaOH 6N. 240 g de NaOH por cada litro de solución.

3.3 Reactivos para el desarrollo del color Colorimetría

Reactivo vanadio- molibdato


Solución A. Disolver 25 g de molibdato de amonio (NH4)6Mo7O24.4H2O,

en 300 mL de agua destilada

Solución B Disolver 1,25 g de metavanadato de amonio NH4VO3, por

calentamiento hasta ebullición en 300 ml de agua destilada. Enfriar y

agregar 330 ml de HCl concentrado en baño de agua como se observa

en la siguiente imagen.

Enfriar la solución B a temperatura ambiente, y agregar la solución A,

mezclar y diluir a un litro.

4 PREPARACIÓN.

Todo el material utilizado en este método debe ser lavado con una solución HCL 1+1

(Adicionar la misma cantidad de HCL que de agua destilada). Incluyendo el material

para filtración, sistema de vacío y celdas espectrofotométricas. No se deben utilizar

materiales plásticos y afines.

Antes de comenzar el ensayo, preparar los reactivos para la digestión y para el

desarrollo del color Colorimetría.

5 PROCEDIMIENTO.

Este método se compone de dos partes, la primera es la digestión con persulfato y

la segunda es la determinación colorimétrica.

5.1 Digestión con persulfato


Tener en cuenta que siempre se debe realizar con todo el proceso un patrón de

2 mg/L para la celda de 1 cm.

- Tomar 100 ml de la muestra en un balón aforado.

- Luego adicionarle 1 ml de la solucion ácida y 0,4 g de persulfato de amonio.

- Colocar los recipientes en la plancha de calentamiento precalentada a una

temperatura de 280°C hasta que la muestra llegue a un volumen final de 10 ml.

- Dejar enfriar la muestra, filtrar en el papel cualitativo y agregar 20 ml de agua

destilada.


- Agregar una gota de solución indicadora de fenolftaleína y luego neutralizar con

NaOH &N, hasta un rosado suave.

- Se redisuelve en condiciones ácidas neutralizando con 1 mL de HCl 1 + 1 (Se

verifica la neutralización con solución indicadora de fenoftaleina hasta que

desaparezca el color rosado).


5.2 Determinación colorimétrica

- La muestra se lleva a 100 ml. Se toman 35 ml de este aforado en un balón

volumétrico de 50 ml.

- Se adicionan 10 ml del reactivo vanadio-molibdato y se afora a 50 ml con agua

destilada.

- Después de 10 minutos, realizar un barrido espectrofotométrico de absorbancia

con la celda de 1 cm a 400, 420 y 470 nm.

6 CURVA DE CALIBRACIÓN.

Se disuelven 219,5 mg de KH2PO4 anhidro en agua destilada y se diluye a 1 litro; 1

ml es equivalente a 50 microgramos de P. = 50 ppm-P para curva.


Se preparan soluciones del patrón como se muestra en la tabla 1.

Tabla 1. Preparación para la curva de calibración.

Mg/L – PO4 – P /

volumen final de

100 ml

Ml de solución

madre

(50 ppm)

0,5 1

1 2

2 4

3 6

4 8

5 10

7,5 15

10 20

15 30

18 36

Se lleva a cabo el procedimiento mencionado.

8 CÁLCULO

Se realizan los cálculos de fosforo teniendo en cuenta las curvas de calibración y la

siguiente formula:

𝑚𝑔𝐿⁄ − 𝑃 =

(𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 − 𝑏)

𝑦∗ 𝐹

b= intercepto curva de calibración

y= pendiente de la curva de calibración

F= Factor de dilución


Se toma el intercepto de curva de calibración (b) y la pendiente de curva de

calibración (y) de cada una de las curvas leídas a las correspondientes longitudes

de onda (400, 420 y 470).

Se obtendrán 3 concentraciones de fosforo diferentes, se debe tomar la que se

acerque más al punto medio de su rango de operatividad.

Rango de P (mg/L) Longitud de onda (nm)

1,0-5.0 400

2,0-10 420

4,0-18 470

Ejemplo:

Obteniendo los siguientes resultados

Longitud de Onda (nm) Concentración (mg P/L)

400 1,35

420 0,96

470 1,04

El resultado que más se acerca al punto medio del rango de operatividad de la

respectiva longitud de onda es 1,35 mg P/L.

7 REFERENCIAS




DIAGRAMA DE FLUJO – PATRÓN FOSFORO

DIAGRAMA DE FLUJO – REACTIVO VANADIO-MOLIBDATO

Disolver 219,5 mg de

𝐾𝐻2𝑃𝑂4 anhidro en agua

destilada

1ml= 50 ppm de P


DIAGRAMA- DETECCION DE FOSFORO


DEMANDA QUIMICA DE OXIGENO

MÉTODO COLORIMÉTRICO DE DICROMATO A REFLUJO CERRADO.

1. FUNDAMENTO.

La Demanda Química de Oxígeno (DQO) se define como la cantidad de un oxidante

específico que reacciona con una muestra bajo condiciones controladas. La cantidad

de oxidante consumida se expresa en términos de su equivalencia en oxígeno:

mgO2/L. El método colorimétrico se basa en la oxidación de la materia orgánica por

medio de un oxidante fuerte como el dicromato, el cromo Cr +6 de color naranja

presente en la solución de análisis se reduce a Cr +3 de color verde, la reducción del

cromo depende directamente de su reacción con la materia orgánica total existente

en la muestra Fuente especificada no válida..

2. INTERFERENCIAS.

Los compuestos orgánicos volátiles se oxidan totalmente en el sistema cerrado,

porque hay un mayor contacto con el oxidante.

Es necesario verificar que los viales se encuentren sin roturas, ni ralladuras.

Especies inorgánicas reducidas como el hierro, sulfuro, manganeso, etc. se

oxidan cuantitativamente bajo las condiciones del ensayo.

La materia suspendida insoluble o los compuestos coloreados generan

interferencias por la absorción de luz visible.


Bloque de calentamiento –Termoreactor para DQO a 150 2°C

Fotómetro HI 83099.

Viales de DQO Hanna 93754B – 25.

Rejilla porta viales.

Pipeta.

Adaptador DQO para el fotómetro HI 83099.

4. PREPARACIÓN.

Los viales a utilizar son debidamente etiquetados y el fotómetro ajustado para método

de Demanda química de oxigeno RM. Precalentar el fotómetro.


5. PROCEDIMIENTO.

Para este método se requiere una buena homogenización de muestras conteniendo

sólidos suspendidos para obtener resultados reproducibles. Por lo tanto es necesario

filtrar las muestras.

Seleccionar los viales que serán utilizados en el análisis.

Agregar 2ml de la muestra a evaluar en el vial con una inclinación de 45°. Agregar

2 ml de agua destilada en un vial para blanco.

Girar de arriba a abajo los viales para homogenizar la muestra. Tener mucho

cuidado porque los viales se calientan.

Colocar los viales a digestión en el termoreactor, 120 minutos a 150°C.

Cuando termine la digestión, esperar aproximadamente 20 minutos a que la temperatura

llegue a 120°C, cuando esto suceda sacar los viales con mucho cuidado y girarlos de

arriba abajo dos veces.

Colocar los viales en la rejilla hasta que se alcancen la temperatura ambiente.


Colocar el adaptador para viales de DBO en el fotómetro.

Comenzar la lectura de los viales en el fotómetro, colocando como cero el vial del blanco.

6. VERIFICACIÓN

Patrón de ftalato hidrógeno potásico: pese 0,425g de biftalato de potasio previamente seco

a 110°C y diluya a 500 mL con agua destilada. Esta solución es estable cuando se refrigera,

pero no indefinidamente. Se recomienda preparar semanalmente.

REFERENCIAS



[3] Universidad de los Andes. Laboratorio Ambiental, «Nitrogeno total kjeldahl,» Bogotá, 2010.

[4] Grupo selecta, «Método kjeldahl».


DIAGRAMA DEL PROCEDIMIENTO

Agregar 2ml de la muestra en los

viales y 2 ml de agua destilada

para el blanco

Colocar los viales a digestión, 120

minutos a 150°C.

Cuando termine la digestión, esperar

aproximadamente 20 minutos a que baje

la temperatura a 120°C, cuando esto

suceda sacar los viales con mucho cuidado

y girarlos de arriba abajo dos veces.

Girar de arriba a abajo los viales.

Tener mucho cuidado porque se

calientan

Colocar los viales en la rejilla hasta

que se alcancen la temperatura

ambiente.

Colocar el adaptador para viales de

DBO en el fotómetro.

Ajustar el Fotómetro para la

lectura de DQO.

Comenzar la lectura de los viales

en el fotómetro, colocando como

cero el vial del blanco.

Documents

GUIAS DE LABORATORIO PARA LLEVAR A CABO METODOS