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:Ministère de C'Ensefenement Supérieur et ae fa 'Recherche Scientifique République de Côte d'Ivoire·
Année Universitaire: 2012-2013
tJNIVF.RSITF.. NANGUIABROGOUA
UFR des Sciences de la Nature
MEMOIRE DE MASTER Il
OPTION : PROTECTION DES VEGETAUX ET DE L'ENVIRONNEMENT
' THEME DIVERSITE DE LA FLORE FONGIQUE DANS LES
SOLS DE LA RHIZOSPHÈRE DE CACAOYERS EN COTE D'IVOIRE
Présenté par :
YAO Kouassi Francis
Mémoire soutenu le lundi 16 décembre 2013, devant le jury composé de:
Mme DOGBO Denézon Odette Professeur Titulaire, UNA Président
Mme ATT A Taky Hortense épse DIALLO Maître de Conférences, UNA Directeur scientifique
Mme KOFFI Rose épse NEVR Y Maître de Conférences, UNA Examinateur
M. Y ahaya KA.RAMOKO Maître Assistant, UNA Examinateur
TABLES DES MATIERES
DEDICACE i
RE.MERCIEMENTS ii
LISTE DES FIGURES ET TABLEAUX iii
RÉSUMÉ iv
INTRODUCTION 1
CHAPITRE I : GÉNÉRALITÉS 3
1. Caractères généraux des champignons 3
1.1. Appareil végétatif: Le thalle 3
1.2. Cytologie du thalle 4
1.3. Biochimie de la paroi du thalle 4
1.4. Modalités et conditions de la croissance du thalle 4
2. Modes de vie des champignons du sol. 5
2.1. Les saprophytes 5
2. 2. Les parasites 6
2.3. Les prédateurs 7
2.4. Les symbiotes 7
3. Reproduction 7
3. 1. Reproduction asexuée 7
3.2. Reproduction sexuée 8
4. Importance économique des champignons du sol 8
5. Lutte contre les champignons pathogènes du sol 9
CHAPITRE Il: MATÉRIEL ET MÉTHODES 10
1. Site d'étude 10
2. MATERIEL 12
2.1. Matériel tellurique 12
2.2. Matériel végétal 12
2.3. Matériel technique ou milieu de culture 12
3. METHODES 13
3.1. Mode d'échantillonnage 13
3.2. Isolement des champignons du sol.. 13
3.2.1. Méthode de piégeage avec les cabosses de cacao vertes 13
3.2.1. Méthode de piégeage avec la pomme de terre 14
3.2.1. Méthode du sol lavé ou "Washing technic " 15
3.3. Purification des champignons isolés 15
3.4. Identification et conservation des champignons isolés 15
3.5. Fréquence d'isolement des champignons 16
3.6. Analyse des données 16
CHAPITRE fil : RÉSULTATS ET DISCUSSION 17
1. RÉSlJLTATS 17
1.1. Champignons isolés par méthode d'isolement.. 17
1.1.1. Champignons isolés par piégeage avec cabosses de cacao vertes 17
1.1.2. Champignons isolés par piégeage avec pomme de terre 22
1.1.3. Champignons isolés avec la méthode du sol lavé« Washing technic » 23
1.2. Champignons isolés par localité 23
1.2.1. Abengourou 23
1.2.2. Aboisso 23
1.2.3. Akoupé 23
1.2.4. Ayamé 23
1.2.5. Fresco 23
1.2.6. Lakota 24
1.2. 7. Niablé 24
1.2.8. San pédro 24
1.2.9. Yamoussoukro 24
1.3. Evaluation de la diversité des souches fongiques dans la rhizosphère du cacaoyer 26
1.4. Prépondérance des genres fongiques dans le sol.. 26
1.5. Evaluation de l'efficacité des méthodes d'isolement 27
2. DISCUSSION 29
CONCLUSION 33
REFERENCES BIBLIOGRAPIIlQUES 34
ANNEXE 38
A:
Mes sœurs : KONAN AV\A.Ol,11\, Marie et KOl.,.tADIO Adjoua odtLe,
MaLV\A.OU~, DIE; R.C.fissa: que Dteu Les béll\,lsse;
Mes 011\,C,LeS : ~E; 'R.e"'"-kj, KOL,{ASSI Pahice et KONAN LL<.Cl,fll\, aLll\,Sl,
que Leurs fa V\A.LLLes
Mes Dtrecteurs CïNLD : M.DIE; ~eajaV\A.LII\, et M. ~E; E;rtc
MOII\, -père : M. KOFFI Kouadw
REMERCIEMENTS
Les travaux présentés dans ce mémoire ont été réalisés au laboratoire de Biologie et
Amélioration de Productions Végétales (LBAPV) de l'Université Nangui Abrogoua (ex
Université d' Abobo-Adjamé).
Nous adressons nos vifs remerciements en premier lieu au:
Professeur TANO Yao, Président de l'Université Nangui Abrogoua;
Professeur DJE Yao, Doyen de l'Unité de Formation et de Recherche en Science de la
Nature (UFR-SN)
Professeur DOBGO Odette, Responsable de Master 2 de Protection des Végétaux et de
! 'Environnement (MASTER 2-PVE)
Nos reconnaissances vont particulièrement à l'endroit de Professeur Hortense ATTA epse
DIALLO, Responsable de l'Unité de Phytopathologie de l'Université Nangui Abrogoua
(Directeur scientifique) pour son aide, ses conseils et ses encouragements lors de la réalisation
de ce présent travail.
Nos remerciements vont également à l'endroit des Docteurs:
ASSIRI Elloh Patrice, SEKA Koutoua, KRA Daniel, BONI Clovis N'Dodo
Nos remerciements vont également à l'endroit des Doctorantes:
TOUAL Y Marie Noëlle, Y AH N'Guettia, KOFFI Marie Hélène.
Nous remercions les étudiants de Master: KOUAKOU Yadom Régis, BAMBA Barakissa,
SORO Kouo N'Golo, BELE Luc et tous les autres membres de l'Unité de Phytopathologie
pour leur soutien matériel, moral et leur assistance à mes travaux de mémoire.
Qu'en soit ensuite remercié les parents : Mon grand-père HOUPHOUET Konan, Chef du viUage de Assouakro s/p Djébonoua,
qui m'a vu naitre et qui a guidé mes premiers pas dans le tissu socio-éducatif.
Papa DIB Benjamin et famille pour leur soutien spirituel, moral, matériel et financier et
pour leurs conseils
Enfin, je ne saurais terminer sans remercier mes amis et collègues AKESSE Jean Vincent,
Y AO Kouadio, DIOMANDE Adama, HOUKP ATI Edern et à tous ceux qui, de près ou de loin,
ont contribué à l'élaboration de ce présent mémoire.
ii
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Carte des zones d'échantillonnage de sol de cacaoyer, en Côte d'Ivoire 11
Figure 2 : Matériel végétal utilisé 12
Figure 3: Piégeage des champignons du sol avec les cabosses de caco matures 14
Figure 4: Piégeage des champignons du sol avec la pomme de terre 14
Figure 5: Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec cabosses de cacao 19
Figure 6 : Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec la pomme de terre 22
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Description des caractères macroscopique et microscopique des souches isolées
avec les cabosses de cacao 17
Tableau 2 : Description des caractères macroscopique et microscopique des souches isolées
avec la pomme de terre 22
Tableau 3 : Champignons isolés en fonction des localités et des méthodes d'isolement 25
Tableau 4: Fréquences moyennes d'isolement des souches par échantillon de sol en fonction
des genres fongiques 26
Tableau 5: Fréquences moyennes d'isolement des souches en fonction des méthodes
d'isolement 28
Tableau 6: Fréquences moyennes d'isolement des souches en fonction des genres fongiques et
des méthodes d'isolement 28
iii
INTRODUCTION
Le Cacaoyer (Theobroma cacao L.) est l'une des cultures de rente les plus importantes
dans plusieurs pays d'Afrique centrale et de l'Ouest, plus particulièrement en Côte d'Ivoire (Kebe
et al., 2009).
Malgré les efforts de diversification des spéculations agricoles, la Côte d'Ivoire reste
toujours dépendante du cacao qui représente 40 % des recettes d'exportation et surtout des
revenus agricoles et 20 % du PIB (Kouadjo et al., 2002; PEA., 2006; Anonyme, 2012). En
effet, la Côte d'Ivoire est passée en l'espace de 35 ans, du cinquième rang mondial avec une
production annuelle de 200 000 tonnes dans les années 1960, au premier rang avec plus d'un
million de tonne par an. Au cours de la campagne 2011/2012, le pays a produit 1,5 million de
tonne sur un total mondial de 4,3 millions de tonnes (Anonyme, 2012).
Le Centre-ouest et le Sud-ouest de la Côte d'Ivoire qui représentent les principales zones
de production actuelles sont caractérisés par la prédominance d'un grand nombre de petits
producteurs traditionnels (plus de 600 000). Dans ces différentes zones, le cacao est la principale
source de revenu, où il contribue à plus de 50 % au revenu des ménages (Kouadjo et al., 2002 ;
Janny et al., 2003). Le cacao constitue donc une matière première de soutien au développement
économique et de réduction de la pauvreté en milieu rural (Kouadjo et al., 2002).
Cependant, de lourdes menaces parasitaires pèsent actuellement sur la production de cette
culture. Parmi ces menaces figurent les bactéries, les virus, les nématodes, les insectes et les
champignons qui ont été signalés dans plusieurs zones productrices, ont un impact considérable
sur la production (Mpika et al., 2009). A cet effet, il est signalé que les maladies fongiques
d'origine tellurique, occupent une place prépondérante dans la chute drastique des rendements de
la culture du cacaoyer. C'est le cas de la pourriture brune des cabosses qui cause des pertes de
l'ordre de 80 % au Cameroun (Djocgoue et al., 2010) et 60 % dans certaines régions en Côte
d'Ivoire (Kebe et al., 2009). Les sols forestiers propices à la culture de cette plante hébergent des
espèces fongiques pathogènes et des conditions pédoclimatiques favorables à leur
développement déclenchent les maladies (Perrin, 1988). La Côte d'Ivoire, premier producteur
mondial, n'échappe pas à ces différentes infections. Pour lutter contre celles-ci, plusieurs
méthodes ont été envisagées. La lutte chimique (Azouaoui et al., 2007), la lutte agronomique et
la lutte biologique (Delamarre et al., 2011, Kébé et al., 2009).
En dépit de toutes ces méthodes de lutte, les dégâts des champignons telluriques
phytopathogènes sont en progression dans les vergers ivoiriens.
1
Cependant, une observation des symptômes et une identification correcte des
pathogènes aériens ne renseignent pas entièrement sur l'identité des agents responsables de ces
pathologies.
Dès lors, une connaissance minutieuse de la flore fongique de la rhizosphère de sol de
cacaoyers, s'avère nécessaire.
L'objectif général de ce travail est alors de connaître la biodiversité fongique des sols de
la rhizosphère de cacaoyers en Côte d'Ivoire. Il s'agira plus spécifiquement de :
Evaluer la diversité des souches fongiques dans le sol de la rhizosphère du cacaoyer
Déterminer les genres fongiques prépondérants dans ce sol.
Déterminer une méthode d'isolement des genres fongiques majoritaires dans le sol de la
rhizosphère du cacaoyer.
2
CHAPITRE I : GÉNÉRALITÉS
l. Caractères généraux des champignons
1.1. Appareil végétatif: Le thalle
Les champignons sont des organismes, sans chlorophylle dont l'appareil végétatif
dépourvu de tige, de racines et de feuilles est appelé thalle.
Le thalle peut être unicellulaire, dissocié et bourgeonnant (levures), filamenteux ou
pluricellulaire. Il est habituellement limité par une paroi rigide à l'exception du groupe
Gymnomycota composé d'organismes à structures végétatives nues et capables de se mouvoir à
l'aide de pseudopodes (Betton et al., 1990). Le thalle est généralement constitué d'un
mycélium : ensemble de filaments cylindriques (ou hyphes) ramifiés, à croissance apicale
linéaire, dont le diamètre est variable selon les espèces, allant de 1 à 2 µm et peut atteindre 50
µm (Lanier et al., 1978).
Les mycéliums des champignons du sol sont tantôt hyalins, continus chez les
Zygomycètes ou Oomycètes, septés chez les Ascomycètes, Basidiomycètes et Deutéromycètes.
Tantôt, ils sont fuligineux chez les Ascomycètes. Le dépôt de pigments sombres appelés
mélanines sur la paroi des hyphes favorisent la résistance du champignon à certains facteurs
adverses tels que les radiations lumineuses.
Les hyphes peuvent être solitaires ou diversement groupés. Ils sont alors soit des
cordonnets de teinte pâle ou vive. Ces hyphes sont formés simplement de filaments agrégés mais
non différenciés, soit des rhizomorphes dans lesquels les hyphes périphériques sont incrustés de
pigments sombres, jouant un rôle protecteur. Ceux du centre sont hyalines et vivantes
(Dommergues et Mangenot, 1970).
La paroi des hyphes est faite de chitine ou de cellulose plongée dans une matrice. Dans
des conditions particulières du milieu, le thalle de certaines espèces se fragmente en cellules
séparées, pourvues d'une paroi. C'est le cas chez les levures dont le thalle est toujours
unicellulaire. Cependant, il peut arriver chez certains genres, qu'il se développe un
pseudomycélium ou mycélium vrai par bourgeonnement d'autres cellules qui peuvent rester
associées à leur cellule-mère (Lanier et al., 1978). L'appareil végétatif des champignons du sol
développe plusieurs types d'organes :
les stolons qui sont des filaments aériens qui s'allongent et s'implantent à distance;
les appressorias sont des organes de fixation et de pénétration constitués de ventouses ;
les suçoirs se forment à l'intérieur de l'hôte parasité et assurent le prélèvement et le
transfert des substances nutritives.
3
1.2. Cytologie du thalle
Chaque compartiment mycélien peut renfermer un ou plusieurs noyaux. Ces derniers sont
souvent de petite taille, à faible nombre chromosomique. Le thalle est dit homocaryotique ou
hétérocaryotique selon que les noyaux sont identiques ou différents.
La paroi des champignons est généralement stratifiée et formée d'au moins deux
couches: une couche externe mince et réfringente (vagina), continue le long du filament et une
couche interne épaisse, hyaline (locula), qui seule participe à la différentiation éventuelle des
cloisons transversales, uniquement par sa partie interne (Lanier et al., 1978).
L'axe du siphon ou le centre de la cellule, est souvent occupé par une grosse vacuole qui
repousse le cytoplasme en position pariétale. Les réserves nutritives sont de nature diverses, mais
le plus souvent formées d'inclusions lipidiques dans le cytoplasme et de glycogène.
1.3. Biochimie de la paroi du thalle
La constitution chimique de la paroi du thalle varie chez les champignons. La paroi renferme 80
à 90 % de polysaccharides associés à des protéines enzymatiques ou non, des lipides, des dérivés
d'acides nucléiques et des polyuroniques.
Parmi les constituants glucidiques, la chitine, constituée par des microfibrilles formées de
chaines de résidus de beta-1-4 acétylglucosamine, est sans doute le plus important. La chitine est
absente chez certains phycomycètes. La cellulose est moins fréquente chez les champignons.
Elle est souvent associée à d'autres glucanes (Oomycètes), à la chitine (Mucorales, Ceratocystis,
Rhizidomyces) ou même à du glucogène (Myxomycètes, Acrasiales). Les mannanes sont
particulièrement importants dans la paroi des levures (Davet, 1996).
Fréquemment, les parois cellulaires des champignons (en particulier des spores) sont de couleur
sombre. Cet aspect est dû à des composés de mélanine dérivés des phénols.
1.4. Modalités et conditions de la croissance du thalle
La croissance des filaments isolés ou associés des rhizomorphes s'effectue
essentiellement au niveau de leur apex sur une longueur d'environ 10 à 50 µm. Le filament
s'allonge de façon linéaire et à l'arrière de l'apex se forment des ramifications qui s'allongent
puis se divisent à leur tour, constituant ainsi un mycélium. La situation des ramifications par
rapport à l'apex et L'angle qu'elles forment avec l'hyphe principal sont des caractéristiques de
1' espèce (Davet, 1996). La paroi joue probablement un rôle dans ce mode de croissance en
s'organisant en un tube dans lequel le cytoplasme se trouve en quelque sorte maintenu.
Cette croissance est encore modifiée chez les filaments prédateurs de divers champignons qui
capturent des nématodes (Lanier et al., 1978). 4
Les conditions du milieu influent sur la croissance du mycélium. Celle-ci peut en général
s'effectuer entre O °C et 35 °C. La température optimale est souvent légèrement supérieure à
20°C. Des espèces sont soit thermophiles soit psychrophiles avec des températures optimales
plus élevées ou plus faibles (Lanier et al., 1978). La lumière n'est pas indispensable à la
croissance végétative du mycélium. Cette croissance peut néanmoins obéir à un rythme parfois
lié à la lumière mais qui peut aussi dépendre de la température. Chez les champignons la
croissance se déroule préférentiellement dans des milieux peu acides (pH proche de 6).
Un grand nombre d'éléments chimiques est nécessaire à leur croissance ; par ordre d'importance
pondérale décroissante, il s'agit de: carbone, oxygène, hydrogène, azote, phosphore, potassium,
magnésium, soufre, bore, manganèse, cuivre, fer, zinc, etc. Cependant, ces éléments ne doivent
pas être fournis dans n'importe quelles conditions. Ils doivent être parfois engagés dans des
liaisons chimiques précises qui sont nécessaires à leur croissance (Lanier et al., 1978).
2. Modes de vie des champignons du sol
Les champignons du sol présentent des structures et des caractéristiques biologiques
extrêmement diversifiées adaptées à leur mode de vie. L'antagonisme ou la symbiose régissent
les rapports entre microorganismes vue que dans le milieu, les ressources ont une croissance
lente alors que Jes populations ont une croissance très rapide (Dommergues et Mangenot, 1970).
Faute de chlorophylle, ces champignons sont tous incapables d'assimiler le gaz
carbonique par voie photosyntbétique et sont également incapables de le faire par voie chimio
synthétique. En conséquence, tous sont hétérotrophes pour le carbone, ce qui leur impose
d'exploiter des milieux organiques et par la suite leur fait jouer dans la nature un rôle très
important. Cette hétérotrophie leur confère quatre modes de vie (Zenda, 1990).
2.1. Les saprophytes Les saprophytes se nourrissent de matières organiques mortes. Ils exploitent les
substances organiques mortes dont ils provoquent leur décomposition. Ces microorganismes
prélèvent ainsi des substances alimentaires ou catalytiques exigées par leur métabolisme.
Les sources de carbone soumises à l'action des microorganismes du sol, principalement
les champignons sont groupées en trois catégories : les glucides, les composés aromatiques (la
lignine) et les constituants hydrophobes (protéines). Toutes ces sources de carbone sont
dégradées par des groupes d'organismes différents selon les enzymes qu'ils sont capables de
synthétiser. Les sucres simples (glucose, saccharose, etc.) et les oligosides (diholosides et
hétérosides) sont dégradés par les glucophiles tels que Penicillium sp. et les Mucorales (Davet,
1996).
5
Les sucres complexes comme la cellulose représentent 15 à 30 % des organes verts et 30
à 50 % des pailles et des bois. Cela correspond à 107 tonnes de carbones fixé annuellement par
les végétaux (Gilman, 1957). La biodégradation de cette masse de carbone en cellulose exige un
complexe de champignons au pouvoir de pénétration élevé. Les espèces puissamment
cellulolytiques sont les Basidiomycètes (Rhizoctones) et certains Deutéromycètes et
Ascomycètes (Penicillium, Fusarium, Myrothecium, Verticillium,etc).
La lignine, qui après la cellulose est le plus important composant des tissus végétaux, est
la plus récalcitrante. Sa décomposition est due à des champignons qui, en présence d'une
mycotl.ore glucidique peu active, consomment les polyosides tout en décapant les revêtements de
lignine qui protègent la cellulose. Dans les sols agricoles aussi bien que forestiers, les
Basidiomycètes sont probablement les agents les plus actifs de décomposition de lignine. Ils
provoquent la pourriture blanche (Hyménomycètes), alors que la pourriture molle est l'œuvre de
certains Ascomycètes et Deutéromycètes. Une des actions directes de la dégradation de la
matière organique est l'amélioration de la structure du sol par l'induction d'agrégats par les
polysaccharides libérés et les substances humiques dérivées (Davet, 1996).
2.2. Les parasites Les parasites utilisent les substances organiques d'autres êtres vivants, qu'ils rendent
malades et même tuent. Les champignons parasites sont les agents des mycoses des animaux et
des maladies cryptogamiques des plantes, si préjudiciables à l'agriculture. Les espèces parasites
se retrouvent dans tous les grands groupes de champignons et non pas seulement dans l'un des
phylums de ces cryptogames. Le parasitisme des champignons est alors d'origine
polyphylétique. Il est exploré comme voie de lutte biologique avec l'antibiose. Ainsi, le genre
Trichoderma dont l'action mycoparasitique est sans équivoque, est largement utilisé en lutte
biologique. Davet (1996) a montré que certaines espèces de Trichoderma : T. hanzianum et
T.hamatum parasitent les champignons pathogènes de cultures tels que Rhizoctonia solan.i et
Sclerotium roifosii. Mpika et al. (2009) ont également révélé, in vitro, l'activité antifongique de
Trichoderma sp sur Phytophthora palmivora : tous deux isolés de sol de cacao culture à
Abengourou.
Le parasitisme peut cependant connaitre des variantes :
Certains champignons sont des parasites facultatifs. Ils sont capables de vivre au dépend d'hôtes
(monophages ou polyphages) pendant une partie de leur existence et ensuite capable de vivre en
saprophyte, dans la nature (Perrin, 1988). Ils sont faciles ou assez faciles à cultiver au laboratoire
sur milieux organiques non vivants. C'est le cas des péronosporales avec les genres Pythium et
Phytophtora, qui vivent en saprophytes dans le sol et qui peuvent attaquer les plantes
6
supérieures. D'autres sont au contraire des parasites obligatoires, ne vivant dans la nature qu'en
parasites et très difficiles à cultiver au laboratoire sur milieux non vivants (Davet et Rouxel,
1997).
2.3. Les prédateurs Les prédateurs capturent des proies avant de les consommer. Ce phénomène est très rare,
et n'a lieu qu'à l'échelle microscopique. Cependant, à l'échelle submicroscopique, des
Oomycètes aquatiques (Zoophagus, Zommerstorffia) capturent des rotifères grâce à des
ampoules à mucus que portent leurs filaments. Puis l'ampoule forme des suçoirs digestifs dans le
corps de l'animal. Quelques Deutéromycètes (Dactyle/la sp et Arthrobotrys sp) vivant dans la terre forment des
hyphes contournés en anneau qui, lors du passage d'un nématode microscopique qui fourmillent
dans certains sols. se contractent brusquement comme un collet et exsudent des enzymes
digestifs (Dommergues et Mangenot, 1970).
2.4. Les symbiotes Les symbiotes vivent en symbiose avec d'autres êtres vivants qui les supportent sans
souffrir, ou même profitent de leur présence et de leurs activités. Les deux cas les plus
importants sont les lichens (association champignons et algues ou cyanophytes) et les
Mycorhizes (symbiose entre champignons et racines ou radicelles de plantes supérieures)
(Dommergues et Mangenot, 1970).
3. Reproduction La reproduction est la formation de nouveaux individus ayant les caractéristiques
typiques de l'espèce. Chez la plupart des champignons, deux modalités de reproduction sont
connues : la reproduction asexuée ou végétative et la reproduction sexuée.
3.1. Reproduction asexuée La reproduction asexuée (végétative ou imparfaite) résulte d'une fragmentation du thalle
ou d'une sporulation. Cette reproduction n'implique pas l'union des organes sexuels, ni de
noyaux. C'est une simple division cellulaire ou du thalle pour reconstituer de nouveaux
individus. La fragmentation est rendue efficace par la croissance continue des thalles, la
cicatrisation et la régénération des éléments détachés (Koffi, 2005). Cet auteur définit les
différents types de reproduction imparfaite d'après le mode de 1 ibération des spores. Certains
spores naissent à l'intérieur du sporocyste et sont libérés par rupture de la paroi de celui-ci
(spores endogènes). D'autres sont d'origine exogène.
7
Pour ces dernières, les sporocystes émettent un diverticule qui s'isole, reconstitue une paroi
propre et devient une spore dont la maturation s'effectue à l'extérieur du thalle.
Les spores issues de la reproduction végétative ou non se propagent principalement au moyen de
1' eau, du vent et des vecteurs naturels.
3.2. Reproduction sexuée La reproduction sexuée chez les champignons découle de deux noyaux compatibles. Elle
se fait généralement en trois phases distinctes. On distingue la phase de plasmogamie qui est la
fusion des cytoplasmes de deux gamètes. Elle est suivie de la caryogamie qui est la fusion des
noyaux correspondants et d'une méiose qui est une division réductionnelle. Le plus souvent ce
mode de reproduction assure la survie pendant la mauvaise saison (Simon, 1994). Il existe quatre
types de spores sexuées :
Oospore: elle résulte de l'union de gamètes de morphologie relativement identique. Elle
est caractéristique de la classe des Oomycètes.
Zygospore: elle résulte de l'union de deux gamètes isogames formés sur les filaments
parentaux de polarité+ et -. Elle est caractéristique de la classe des Zygomycètes.
Ascospore: elle est une endospore prenant naissance dans un organe particulier (asque).
Elle caractérise la classe des Ascomycètes.
- Basidiospore : elle est une spore exogène qui nait sur une cellule appelée baside. Elle
définit la classe des Basidiomycètes (Davet, 1996).
4. Importance économique des champignons du sol La microfaune fongique tellurique est connue pour ses nombreux dégâts en agriculture.
Le sol constitue un réservoir riche en espèces pathogènes très variées : Altemaria spp, Botrytis
cinerea, Cylindrocarpon destructans, Fusarium oxysporum, Fusarium solani, Phoma spp,
Phomopsis occulta, Pythium spp, Phytophthora spp, Rhizoctonia soiani. etc. La majorité de ces
espèces sont capables de survivre de nombreuses années dans le sol (Perrin, 1988). Ces
microorganismes sont à l'origine de nombreuses maladies chez les plantes et causent parfois de
graves dommages au niveau des rendements des cultures. C'est le cas:
Du mildiou de la pomme de terre, provoqué par Phytophthora infestans (Ristaino, 2002).
De la fonte des semis, sur un grand nombre de culture (céréales, betteraves, cultures
légumières, etc.) due au genre Pythium, à des fusarioses, etc.
Les pourritures des fruits qui sont l'œuvre de Fusarium sp, Geotrichum candidum,
Colletotrichum sp, Phytophthora sp (Simon, 1994).
Certaines espèces telles Pythium spp, Phytophthora spp, effectuant une partie de leur cycle en
phase liquide sont fréquemment véhiculées par les eaux de ruissellement et la boue.
8
Les champignons phytopathogènes sont également entraînés sur de longues distances par les
outils d'échantillonnage, le vent et surtout le matériel végétal ou la graine infesté (Perrin, 1988).
Hormis les dégâts de ces derniers, les champignons telluriques présentent une importance
capitale en matière de fertilisation du sol. L'action des champignons décomposeurs est
certainement la plus importante dans le sol. Ils favorisent la formation de l'humus, notamment
par la transformation des macroéléments cellulosiques et ligneux. Ils assurent sa libération à
partir des déchets protidiques de composés ammoniacaux que reprennent ensuite les bactéries de
la nitrification. Ainsi, avec les bactéries, les champignons saprophytes assurent le retour au
monde minéral des éléments chimiques de cette matière: carbone, azote, soufre, phosphore,
potassium, etc; directement assimilable par les plantes. C'est par eux et les bactéries que ces
éléments bouclent le cycle de leur évolution dans la biosphère (Davet, 1996).
5. Lutte contre les champignons pathogènes du sol
Pour lutter contre les champignons du sol causant des dégâts aux cultures, l'on pratique la
fumigation. Elle consiste à utiliser un gaz ou un produit chimique donnant naissance à un gaz
dans le sol en vue de détruire les microorganismes nuisibles qui y vivent. Ainsi le glyphosate
(herbicide total) a été utilisé contre des champignons telluriques phytopathogènes : Fusarium et
Pythium (Azouaoui et al., 2007). Des solutions alternatives autres que la désinfection chimique
ont été également proposées par Delarnarre et al. (2011 ). Ces dernières consistent à :
• Changer d'espèce, de variété ou allonger la rotation des cultures sur un sol donné.
• Choisir des solutions alternatives (plantes éradicantes, plantes pièges, engrais verts ... ).
• Utiliser des solutions biologiques quand elles existent (par exemple les champignons
antagonistes tels que Trichoderma spp ). • Améliorer les techniques culturales, le calendrier de production et la fertilité du sol.
Des extraits végétaux ont été également utilisés pour combattre les champignons du sol (Kra et
al., 2009).
9
CHAPITRE II: MATÉRIEL ET MÉTHODES
1. Site d'étude
Les échantillonnages ont été faits dans cinq régions de la Côte d'Ivoire où le cacaoyer est
le plus cultivé. Tl s'agit de l'Est, du Sud-est, du Sud-ouest, du Sud et du Centre de la Côte
d'Ivoire. Les échantillons de sol ont été ainsi prélevés dans des plantations à Abengourou, à
Akoupé et à Niablé (Est), à Aboisso et à Ayamé (Sud-est), à Fresco et à Lakota (Sud), à San
Pedro (Sud-ouest) et enfin à Yamoussoukro (Centre) (Figure 1).
Ces régions bénéficient d'un climat chaud, humide et pluvieux de type tropical humide.
Ce type de climat se caractérise par une abondance des précipitations avec une hauteur moyenne
de l'ordre de 1000 à 1300 mm de pluie observées sur ces dix dernières années (Kanohin et al.,
2012). Il est rythmé par quatre saisons. Le régime pluviométrique est de type bimodal avec deux
périodes de pluie et deux périodes de saisons sèches. La grande saison des pluies part d'avril à la
mi-juillet et la petite de septembre à novembre. La grande saison sèche part de décembre à mars
et la petite de la mi-juillet à septembre.
Les températures varient de 21 à 35 °C. Le sol est soit sablo-argileux, soit argilo-sableux
(mais profonds avec une bonne rétention d'eau) et comprend des zones de bas-fonds et de
marécages. Ils sont propices aux cultures pérennes, annuelles, vivrières, maraîchères, rizicoles et
bananières (Kouadjo et al., 2002).
Le relief, bien que dominé par les plaines et les plateaux, présente un caractère accidentel
par endroit. La végétation liée au type de climat, au relief et au sol, est celle de la forêt "dense".
Ces éléments physiques ainsi décrits font de ces régions d'échantillonnage, des zones
favorables à la culture du cacaoyer (Figure 1 ).
10
N
BURKINA-FASO
LIBERIA
I..EGENIDE
c:::J Savane arborée CHANA c:::] Mosaïque Forêt-savane - Forêt dense humide sémi-décidue
.•• Forêt dense humide sempervirente
Localité d'échantillonnage
OCEAN A'.ILANTIQUE
Figure 1 : Carte des zones d'échantillonnage de sol de cacaoyer, en Côte d'Ivoire
(Guillamet et Adjanohoun, 1971)
11
2. MATERIEL
2.1. Matériel tellurique
Le matériel tellurique est constitué d'échantillons de sols de la rhizosphère de cacaoyer
de neuf localités de la Côte d'Ivoire. Ce sol a été prélevé dans la rhizosphère immédiate du
cacaoyer. Dans chaque plantation, 5 échantillons de 1 kg chacun ont été prélevés autour de 5
différents cacaoyers et acheminés au laboratoire dans des sacs en plastiques stériles. Une seule
plantation a été visitée par localité.
2.2. Matériel végétal
Vingt-sept cabosses de cacao matures non mûres, de 3 mois et neuf tubercules de pomme
de terre ont été utilisés pour le piégeage des champignons telluriques. Les cabosses de cacao ont
été collectées sur le site de l'Université Nangui Abrogoua (ex Université d' Abobo-Adjamé) et
les tubercules de pomme de terre ont été obtenus dans le commerce (Figure 2).
2.3. Matériel technique ou milieu de culture
Le milieu de culture utilisé dans le cadre de nos travaux est le milieu PDA «Potato Dextrose Agar». La composition et le processus de préparation de ce milieu de culture figurent
en Annexe.
Figure 2 : Matériel végétal utilisé
A : Cabosses de cacao vertes matures B : Tubercule de pomme de terre
12
3.METHODES
3.1. Mode d'échantillonnage
Dans chacune des localités, les échantillons de sol ont été prélevés dans des plantations
de cacaoyer. Un échantillon de 1 kg de sol a été prélevé au pied de chaque cacaoyer (cinq au
total) portant des cabosses qui présentent des symptômes de pourriture brune. L'échantillonnage
s'est ainsi effectué autour de cinq différents arbres. Avant chaque prélèvement. la surface du sol
a d'abord été débarrassée des feuilles mortes et des débris végétaux. L'échantillonnage a été
ensuite effectué dans les couches superficielles (horizon de 30 à 40 cm de profondeur) selon la
méthode de Davet et Rouxel (1997). Pour éviter les contaminations d'un point de prélèvement à
un autre, les outils d'échantillonnage (Annexe) ont été flambés à l'alcool ou nettoyés avec de
l'hypochlorite de sodium. Les mains ont été également désinfectées à l'alcool 70°.
Les échantillons de sol prélevés ont été conservés dans des sachets plastiques transparents
renfermant des étiquettes portant les coordonnées des lieux de prélèvement. Ces échantillons ont
été ramenés au laboratoire pour l'isolement des différentes souches fongiques.
3.2. Isolement des champignons du sol Trois méthodes ont été utilisées pour l'isolement des champignons du sol de la
rhizosphère de cacaoyer. Il s'agit de la méthode de piégeage avec les cabosses de cacao décrite
par Mfegue (2012), la méthode de piégeage avec pomme de terre décrite par Huguenin et al.,
(1975) et de celle du sol lavé ou« Washing technic » décrite par Davet (1996).
3.2.1. Méthode de piégeage avec les cabosses de cacao vertes
La surface des cabosses de cacao vertes a été préalablement lavée à l'eau de robinet et a
subi une série de désinfection. Cette désinfection s'est effectuée d'abord à l'hypochlorite de
sodium à 10 % puis dans l'éthanol à 70° pendant 2 mn chacune, en vue d'éliminer les
microorganismes présents sur les cabosses. Elles ont été ensuite rincées trois fois à l'eau distillée
stérile (Kébé et al., 2009). Des cavités ont été ensuite ouvertes à l'aide de couteau stérile dans la
chaire de ces cabosses vertes. Ces cavités ont été remplies de bouillie de sol (50 mL d'eau
distillée stérile ont été ajoutés à 20 g de sol) des différents échantillons collectés, puis refermées
à l'aide d'un ruban de Scotch à papier selon la méthodologie de Mfegue (2012). Les cabosses
étiquetées ont été conservées dans des sacs en plastique et incubées à la température du
laboratoire, pendant 5 jours, à l'obscurité. Cinq explants (de 1 cm3 environ) issus de ta partie
infectée des cabosses de cacao ont été ensemencés sur milieu PDA acidifié à raison de trois
boîtes de Pétri par cabosse. Pour chaque échantillon de sol, trois cabosses de cacao vertes ont été
utilisées. Une autre cabosse contenant de l'eau distillée stérile, a servi de témoin (Figure 3).
13
Figure 3 : Piégeage des champignons du sol avec les cabosses de caco matures
A : Cabosse témoin B : Cabosse piège infectée
3.2.2. Méthode de piégeage avec pomme de terre
Vingt grammes de chaque échantillon de sol ont été prélevés séparément. A ces différents
échantillons, un volume de 50 mL d'eau distillée a été ajouté. Cinq explants d'environ 1 cm3
chacun ont été prélevés des tubercules sains de pomme de terre (soigneusement désinfectés
comme précédemment) et enfouis dans cette bouillie de sol selon la méthode décrite par
Huguenin et al. (1975). Après 24 heures, les explants portant des colonies fongiques ont été recueillis sur du papier buvard sous une hôte à flux laminaire, afin d'éliminer l'eau autour de ces
explants. Ces explants infectés ont été ensuite ensemencés sur milieu PDA solidifié dans des
boîtes de Pétri, pour leur isolement. Pour chaque échantillon de sol, trois boîtes de Pétri
contenant la bouillie de sol ont été utilisées.
Figure 4 : Piégeage des champignons du sol avec la pomme de terre
14
3.2.3. Méthode du sol lavé ou "Washing technic "
Deux cent millilitres (200 mL) d'eau distillée stérile ont été ajoutées à 20 g de chaque
échantillon de sol. L'ensemble a été centrifugé à 100 tours/min pendant 10 minutes. Après
agitation, le surnageant a été versé et les particules ont été suspendues à nouveau dans 200 mL
d'eau distillée stérile et agitées comme précédemment selon la méthode décrite par Davet
(1996). Le sol prélavé a été filtré avec de l'eau distillée sur deux tamis superposés d'environ 5
mm et 1 mm de mailles, pendant 5 min. Les particules de différentes tailles ont été par la suite
recueillies sur du papier buvard préalablement séché, sous une hotte à flux laminaire en présence
d'une flamme à incandescence. Parmi ces particules, 6 ont été disposées, les unes séparés des
autres sur milieu PDA contenu dans les boîtes de Pétri amendé d'acide citrique.
3.3. Purification des champignons isolés
Après l'ensemencement sur milieu PDA des explants infectés ou des grains de sable, les
champignons apparus ont été repiqués sur un nouveau milieu PDA solidifié en boîtes de Pétri.
Les champignons isolés ont été purifiés par des repiquages successifs. Un fragment mycélien
d'environ 1 cm de diamètre a été prélevé sur le front de croissance de la culture et transféré dans
des boîtes de Pétri sur milieu PDA neuf jusqu'à l'obtention de souche pure selon la méthode de
Huguenin et Beccas (1971).
3.4. Identification et conservation des champignons isolés
Chaque culture pure a été identifiée à partir des caractères culturaux et microscopiques.
Dans un premier temps, un regroupement a été effectué selon les observations macroscopiques
des caractères culturaux tels que : la texture du thaJJe (velouté, laineux, poudreux, cotonneux,
floconneux, etc.), la couleur du thalle et le contour de croissance. Ensuite, une classification plus
fine a été effectuée au microscope optique de marque ZEISS au grossissement X400. Elle tient
compte du type de mycélium (présence ou absence de cloisons), de la forme et la couleur de la
conidie ou de la spore et enfin de sa présence ou non. Cette identification microscopique a été
faite grâce aux clés d'identification de Bush et al. (2006), de Kieffer et Morelet (1997), de
Betton et al. (1990) et de Barnett et Barry (1972). Chaque isolat identifié a été désigné par un
code. Ce code est constitué des premières lettres du nom du genre du champignon, suivi du nom
de la localité. La conservation de ces souches a été faite au réfrigérateur sur milieu gélose
composé de glucose et d'agar (Annexe).
15
3.5. Fréquence d'isolement des champignons
Le nombre d'isolement d'un genre fongique et le nombre total d'isolement des genres
fongiques de tous les échantillons de sol ont été déterminés pour chaque technique d'isolement.
Les fréquences d'isolement des genres fongiques ont été déterminées selon la formule de Walder
(1996):
FI(%)= li!_ X 100 NTI
FI: Fréquence d'isolement(%) NI: Nombre d'Isolements d'un genre fongique dans tous les échantillons de sol NTI: Nombre Total d'Isolement de tous les genres fongiques.
3.6. Analyse des données
Une série d'analyses statistiques a été effectuée par le logiciel STATISTICA 7.1. Une
analyse à un critère de classification (ANOVA I) a été utilisée pour comparer les fréquences
moyennes d'isolement des genres fongiques d'une part et d'autre part en fonction des localités et
des méthodes. En cas de différence significative, un test post ANOVA a été effectué pour déterminer les
différentes classes d'homogénéité, au seuil de 5 %.
16
CHAPITRE ID : RÉSULTATS ET DISCUSSION
1. RÉSULTATS
1.1. Champignons isolés par méthode d'isolement
1.1.1. Champignons isolés par piégeage avec cabosses de cacao vertes
La technique de piégeage avec les cabosses de cacao a permis d'obtenir 23 souches reparties en
09 genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (4), Fusarium sp. (4), Colletotrichum sp. (4),
Rhizoctonia sp. (2), Lasiodiplodia sp. (2), Pestalotiopsis sp. (2), Penicillium sp. (2),
Trichoderma sp. (2) et Mucor sp. (1). La fréquence d'isolement des souches par cette méthode
est de 76,67 %. La description des caractères macroscopique et microscopique est résumée dans
le Tableau 1. Une illustration de ces différentes souches est présentée à la Figure 2.
Tableau 1 : Description des caractères macroscopique et microscopique des souches isolées
avec les cabosses de cacao
Champignons Caractères macroscopiques Caractères microscopiques
Phytophthora sp. l
Sporange ovoïdes à apex arrondi.
Thalle blanc fibreux, aérien, d'aspect Pédicelle réduis
cotonneux Chlamydosporc terminal sphérique.
Mycélium ramifié et non cloisonné.
Phytophthora sp.2 Thalle blanc aérien, d'aspect cotonneux à Sporange sphéroïde à apex pointu.
croissance irrégulière Pédicelle long. Cblamydospore terminal sphérique
Phytophthora sp.3 Thalle blanc fibreux, aérien, d'aspect Sporange ellipsoïde à apex pointu.
cotonneux Oogones sphériques
Phytophthora sp.4
Sporange rare.
Thalle blanc vif, d'aspect floconneux, en Oogone ovoïdes avec une double membrane
masse très compact et aérien. externe. Présence d'anthéridie.
Mycélium non cloisonné
Fusarium sp. l
Macroconidies de grande taille, fusiformes,
Thalle blanc aérien dense et d'aspect incurvées, atténuées (pointues) aux deux
cotonneux. extrémités et pluriseptées (3 à 5 septa), Mycélium ramifié et cloisonné.
Trichoderma sp. l
TalJe vert foncé croissant en bande
concentrique (zoné).
Aspect poudreux
Structure sporifère pyramidale.
Conidiophore avec des phialJides courts
sous forme de bouteille.
Conidies globuleuses et lisses
17
Tableau 1 (suite) : Description des caractères macroscopique et microscopique des souches
isolées avec les cabosses de cacao
Trichoderma sp.2 Thalle vert d'aspect floconneux Phiallides incurvés et disposées aux
extrémités du conidiophore.
Spores globuleuses et lisses
Colletotrichum sp. 1 Thalle blanc d'aspect
Macrocorridies en bâtonnet et souvent
poudreux. incurvées.
Croissance circulaire et régulière. Présence de microconidies.
Absence de cloison des conidies.
Colletotrichum sp.2
Thalle blanc-gris d'aspect floconneux.
Croissance circulaire et régulière. Macroconidies en bâtonnet Microconidies
Présence de bandes concentriques de moins abondantes
couleur allant du blanc, marron clair au Mycélium cloisonné et ramifié
brun foncé.
Pestalotiopsis sp. l
Thalle blanc laineux et aérien; d'aspect Conidies fusoïdes et clavées, de couleur
poudreux. Croissance circulaire uniforme brun clair à brun foncé à la partie médiane
et régulière. et hyaline aux extrémités. Elles sont munies
d'au moins 3 appendices ramifiés et 4 septa,
Pestalotiopsis sp.2
Thalle fibreux aérien d'aspect cotonneux. Spores plus grandes. Septa moins larges et
Croissance circulaire uniforme et moins foncés que Pesta/otiopsis spl.
régulière.
Lasiodiplodia sp. l
Thalle blanc neige puis noir à l'état Conidie cylindrique et bicellulaire avec
adulte et tapissé sur milieu PDA présence de paraphyses et entourées d'une
Croissance circulaire et régulière avec un gaine dans la partie centrale. Elle est
rayonnement concentrique. arrondie à la base et très effilé au sommet.
Lasiodiplodia sp.2 Thalle blanc neige puis noir à l'état Conidie plus grande que Lasiodiplodia sp.l.
adulte et tapissé sur milieu PDA Sa base est large avec un sommet
Croissance circulaire et régulière. légèrement effilé
Penicillium sp.
Thalle à croissance modérée, formant des stries concentriques très dense et Conidiophore biverticillé symétrique avec
d'aspect floconneux; de coloration des conidies lisses et globuleuses ou ovales.
d'abord blanchâtre puis verdâtre.
Thalle aérien de coloration noirâtre et Sporocyste couronné d'une vésicule. Mucor sp. d'aspect fibreux Spore circulaire et noire.
Mycélium non cloisonné
Rhizoctonia sp. l ThalJe blanc vif à l'état jeune puis noir à Mycélium large, cloisonné, croissant soit à
l'état adulte; d'aspect poudreux, tapissé angle droit soit formant des renflements
et dense sur le milieu PDA. (bulbilles). Mycélium stérile.
Rhizoctonia sp.2 Thalle noir d'aspect poudreux. Tapissé et Mycélium cloisonné avec des renflements
dense sur le milieu PDA. (bulbilles). Absence de spores.
18
Cblamydospore sphérique
Mycélium
Oospore sphérique
Oogones
Anthéridie Mycélium siphonné
Sporange ovoïde à apex arrondi
Pédicelle court
Sporange sphéroïde à apex pointu
Long pédicelle
Sporange ellipsoïde à apex pointu
Oogones
Figure 5 : Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec cabosses de cacao vertes
G: X400
A: Phytophthora sp.1 ; B : Phytophthora sp.2; C : Phytophthora sp.3; D : Phytophthora sp.4
1 : Aspect macroscopique 2 et 3 : Aspect microscopique
19
Conidiopborc
Macroconidie
Phiallides
Conidiopbore
Phiallides
Microconidie
Macroconidie
Figure 5 (suite) : Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec cabosses de
cacao. G: X 400
E : Fusarium sp. l; F : Fusarium sp.2; G : Trichoderma sp. l; H : Trichoderma sp.2;
I: Colletotrichum sp. l; J: Colletotrichum sp.2
l: aspect macroscopique ; 2 : aspect microscopique
20
Conidie
Mycélium
Conidie cylindrique
Spores fusoïde
Spore munie d'appendices
Mycélium. cloisonné, ramifié à angle droit
BulbiJle
Mycélium cloisonné
Figure 5 (suite) : Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec cabosses de cacao.
G: X400
K : Lasiodiplodia sp.1 ; L : Lasiodiplodia sp.2 ; M : Pestalotiopsis sp.1
N: Pestalotiopsis sp.2 ; 0 : Rhizoctonia sp. l et P : Rhizoctonia sp.2
1: aspect macroscopique 2: aspect microscopique
21
1.1.2. Champignons isolés par piégeage avec pomme de terre
Le piégeage avec pomme de terre a permis d'isoler 4 souches fongiques appartenant à 3 genres.
TI s'agit de Colletotrichum sp. (2), Fusarium sp. (1) et de Mucor sp. (1). La fréquence
d'isolement des souches par cette méthode est 13,33 %. La description des caractères
macroscopique et microscopique est résumée dans le Tableau 2. Une illustration de ces
différentes souches est présentée à la Figure 3.
Tableau 2 : Description des caractères macroscopique et microscopique des souches isolées par
piégeage avec la pomme de terre
Champignons Caractères macroscopiques Caractères microscopiques
Colletotrichum sp.3
Thalle blanc laineux d'aspect
poudreux. Croissance circulaire
uniforme
Conidies de grande taille et fusiformes
incurvées, pointues aux deux extrémités et non
septées
Fusarium sp.2 Thalle blanc crème à kaki et d'aspect floconneux
Macroconidies fusiformes, atténuées aux
extrémités et abondants. Microconidies rares
Mucor sp. Thalle aérien de coloration noirâtre Sporocyste couronné d'une vésicule.
et d'aspect fibreux Spore circulaire et noire.
Microconidie
Macroconidie
Vésicule
Figure 6 : Champignons isolés avec la méthode de piégeage avec pomme de terre.
G: X400
A: Colletotrichum sp.3 et B: Mucor sp.
: aspect macroscopique 2 : aspect microscopique
22
1.1.3. Champignons isolés avec la méthode du sol lavé« Washing technic »
Avec cette méthode, seulement 3 différents souches ont été identifiées. Il s'agit de
Colletotrichum sp. (1), Rhizoctonia sp. (1) et Trichoderma sp. (1). La fréquence d'isolement des
souches par cette méthode est de 10 %. Ces genres ont été déjà isolés par la méthode de piégeage
avec cabosse de cacao (Tableau 1 et Figure 5).
1.2. Champignons isolés par localité
L'ensemble des champignons isolés en fonction des localités et des méthodes utilisées a été
résumé dans le tableau 3. Ainsi, en fonction des localités :
1.2.1. Abengourou Les échantillons de sol provenant d' Abengourou ont permis d'isoler 19 souches reparties en
9 genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (3), Fusarium sp. (3), Colletotrichum sp. (4), Rhizoctonia
sp. (3), Lasiodiplodia sp. (1), Pestalotiopsis sp. (1), Penicillium sp. (2), Trichoderma sp. (1) et
Mucor sp. (1).
1.2.2. Aboisso Les échantillons de sol provenant d' Aboisso ont permis d'isoler 14 souches reparties en 8
genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (1), Fusarium sp. (2), Colietotrichum sp. (4), Rhizoctonia
sp. (2), Lasiodiplodia sp. (1), Penicillium sp. (!),Mucor sp. (1) et Trichoderma sp. (2).
1.2.3. Akoupé Les échantillons de sol provenant d' Akoupé ont permis d'isoler 15 souches reparties en 7
genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (3), Fusarium sp. (3), Colletotrichum sp. (4), Rhizoctonia
sp. (2), Lasiodiplodia sp. (1), Pestalotiopsis sp. (1) etMucor sp. (1).
1.2.4. Ayamé
Les échantillons de sol provenant d' Ayamé ont permis d'isoler 14 souches reparties en 7
genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (1), Fusarium sp. (3), Colletotrichum sp. (5), Rhizoctonia
sp. (2), Lasiodiplodia sp. (1), Trichoderma sp. (1) etMucor sp. (1).
1.2.5. Fresco
Les échantillons de sol provenant de Fresco ont permis d'isoler 13 souches reparties en 7
genres. TI s'agit de Phytophthora sp. (2), Fusarium sp. (2), Colletotrichum sp. (3), Rhizoctonia
sp. (2), Lasiodiplodia sp. (1), Penicillium sp. (1) et Mucor sp. (2).
23
1.2.6. Lakota
Les échantillons de sol provenant de Lakota ont permis d'isoler 09 souches reparties en 5
genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (2), Fusarium sp. (1), Colletotrichum sp. (2), Rhizoctonia
sp. (2) et Mucor sp. (2).
1.2.7. Niablé Les échantillons de sol provenant de Niablé ont permis d'isoler 17 souches reparties en 7
genres. 11 s'agit de Phytophthora sp. (3), Fusarium sp. (3), Colletotrichum sp. (4), Rhizoctonia
sp. (3), Lasiodiplodia sp. (1), Trichoderma sp. (2) et Mucor sp. (1).
1.2.8. San pédro Les échantillons de sol provenant de San pédro ont permis d'isoler 12 souches reparties en 6
genres. Il s'agit de Phytophthora sp. (2), Fusarium sp. (2), Colletotrichum sp. (3), Rhizoctonia
sp. (2), Lasiodiplodia sp. (1) et Mucor sp. (2).
1.2.9. Yamoussoukro
Les échantillons de sol provenant de Yamoussoukro ont permis d'isoler 15 souches reparties
en 7 genres. Il s'agit de Il s'agit de Phytophthora sp. (1), Fusarium sp. (2), Colletotrichum sp.
(5), Rhizoctonia sp. (3), Lasiodiplodia sp. (1), Trichoderma sp. (2) etMucor sp. (1).
24
Tableau 3 : Genres de champignons isolés en fonction des localités et des méthodes d'isolement
Abengourou Aboisso Akoupé Ayamé Fresco Lakota Niablé San pédro Y ameusseukre
Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 Pl P2 P3 T
Phytophthora 3 0 0 l 0 0 3 0 0 1 0 0 2 0 0 2 0 0 3 0 0 2 0 0 l 0 0 H
sp. Fusarium sp. 2 l 0 1 l 0 2 l 0 2 1 0 l l 0 0 1 0 2 l 0 l 1 0 l 1 0 21
Colletotrichum 2 2 0 2 2 0 2 2 0 3 2 0 l 2 0 l l 0 2 2 0 2 l 0 2 2 l 34
sp. Rhlzoctonla sp. 2 0 l 2 0 0 2 0 0 2 0 0 2 0 0 2 0 0 2 0 l 2 0 0 2 0 l 21
Laslodlplodl« l 0 0 l 0 0 l 0 0 l 0 0 l 0 0 0 0 0 l 0 0 1 0 0 1 0 0 8
sp.
Pestalotiopsls l 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2
sp. Penlclllium sp. 2 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 l 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4
Mucorsp. 0 1 0 0 1 0 0 1 0 0 1 0 l 1 0 l 1 0 0 1 0 l 1 0 0 1 0 12
Trichoderma l 0 0 2 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 1 0 l 8
sp.
Total 14 4 1 10 4 0 11 4 0 10 4 0 9 4 0 6 3 0 12 4 1 9 3 0 8 4 3
Pl: Méthode de piégeage avec les cabosses de cacao vertes
P2 : Méthode de piégeage avec la pomme de terre PJ : Méthode du sol lavé ou « washing technic»
25
1.3. Evaluation de la diversité des souches fongiques dans la rhizosphère du cacaoyer
Une grande diversité de souches fongiques a été isolée d'une localité à une autre et d'une
méthode à une autre. 23 souches ont été isolées par piégeage avec les cabosses de cacao vertes, 4
et 3 souches ont été isolées respectivement par piégeage avec la pomme de terre et par la
« washing technic ». Certaines souches sont récurrentes à toutes les méthodes alors que d'autres en sont spécifiques.
1.4. Prépondérance des genres fongiques dans le sol
L'analyse des fréquences moyennes d'isolement a montré une différence significative
(p<0,05) entre les genres fongiques. Le test LSD de fisher a permis de déterminer six (6)
différentes classes homogènes. Ainsi, Colletotrichum sp., Rhizoctonia sp. et Fusarium sp. ont été
les plus isolés contrairement à Pestalotiopsis sp. et Penicillium sp. qui ont été les moins isolés
(Tableau 4). Colletotrichum sp. le genre prépondérant dans la rhizosphère de cacaoyers a été
isolé à Ayamé et à Yamoussoukro.
Tableau 4: Fréquences moyennes d'isolement des souches par échantillon de sol en
fonction des genres fongiques.
Statistiques
Genres fongiques Fréquences moyennes
(%)
Pestalotiopsis sp. 0,07 ±0,05 d
Penicillium sp. 0,15 ±0,09 d
Lasiodiplodia sp. 0,30 ±0,09 cd
Trichoderma sp. 0,30 ±0.12 cd
Mucor sp. 0,44±0,10 bcd
Phytophthora sp. 0,67±0,21 be
Fusarium sp. 0,78±0,13 b
Rhizoctonia sp. 0,78±0, 18 b
Colletotrichum sp. 1,26±0, 18 a
F p
8,46 0,00
Les moyennes affectées de la même lettre sont statistiquement identiques (Test LSD de Fisher à 5 %).
26
1.5. Evaluation de l'efficacité des méthodes d'isolement
Les trois différentes méthodes ont permis de collecter une diversité de souches fongiques.
Certains genres fongiques sont spécifiques à chaque méthode. C'est le cas de Phytophthora sp. qui a
été isolé uniquement avec les cabosses de cacao. Les résultats des analyses statistiques montrent
que la fréquence d'isolement des genres fongiques varie de manière significative (p<0,05), en
fonction de la méthode d'isolement. Une différence hautement significative a été ainsi révélée
entre la fréquence d'isolement des genres fongiques et les trois méthodes utilisées (p<0,05). La
fréquence moyenne d'isolement la plus élevée a été obtenue avec la méthode de piégeage avec
les cabosses de cacao ; alors que la méthode de sol lavé ou « washing technic » a enregistré la
fréquence moyenne la plus faible (Tableau 5).
Une relation entre la méthode d'isolement la plus efficace et le genre fongique le plus isolé
a été établie. Les résultats révèlent que Phytophthora sp., Rhizoctonia sp. et Colletotrichum sp.
ont été majoritairement isolés avec la méthode de piégeage avec les cabosses de cacao
(Tableau 6).
L'analyse des fréquences d'isolement des genres fongiques n'a révélé aucune différence
significative entre les échantillons de sol de la rhizosphère de cacaoyers. Ce test montre que les
champignons isolés sont significativement identiques dans le sol de la rhizosphère de cacaoyers
en Côte d'Ivoire.
27
Tableau 5: Fréquences moyennes d'isolement des souches en fonction des méthodes
d'isolement
Statistiques
Méthodes d'isolement Fréquences moyennes(%) F p
Washing
Pomme
Cabosse
0,06±0,03 C
0,42±0,07 b
1,10±0, 1 a
52,05 0,00
Les moyennes affectées de différentes lettres sont significativement différentes (Test LSD de Fisher au
seuil de 5 %).
Tableau 6: Fréquences moyennes d'isolement des souches en fonction des genres
fongiques et des méthodes d'isolement
Statistiques
Méthodes d'isolement Genres fongiques Fréquences moyennes
(%)
Washing Colletotrichum sp. 0, 11±0, 11 ef
Washing Trichoderma sp. 0, 11±0, 11 ef
Cabosse Pestalotiopsis sp. 0,22±0, 15 ef
Cabosse Mucor sp. 0,33±0, 17 ef
Washing Rhizoctonia sp. 0,33±0, 17 ef
Cabosse Penicil/ium sp. 0,44±0,24 de
Cabosse Trichoderma sp. 0, 78±0,28 cd
Cabosse Lasiodiplodia sp. 0,89±0,11 C
Pomme Fusarium sp. 1,00±0,00 be
Pomme Mucor sp. 1,00±0,00 be
Cabosse Fusarium sp. 1,33±0,24 b
Pomme Colletotrichum sp. 1,78± 0,15 a
Cabosse Colletotrichum sp. l,89± 0,20 a
Cabosse Rhizoctonia sp. 2,00±0,00 a
Cabosse Phytophthora sp. 2,00±0,29 a
F p
16,77 0,00
Les moyennes affectées de la même lettre sont statistiquement identiques (Test LSD de Fisher à 5 %)
28
2. DISCUSSION
Les échantillons de sol de la rhizosphère de cacaoyers provenant de neuf localités de la
Côte d'Ivoire ont été soumis à des tests, en vue de connaître leur diversité fongique. Les trois
méthodes utilisées ont permis l'isolement d'une grande diversité fongique issue de ces sols.
Cette diversité pourrait être due au microclimat de ce sol.
En effet, le sol de la rhizosphère de cacaoyers étant constamment couvert de feuilles
mortes et toujours humide grâce à la présence permanente de l'ombrage, les champignons
pourraient y trouver les conditions et les éléments nutritifs nécessaires à leur développement.
Ainsi, lors de ces travaux sur le diagnostic des maladies d'origine tellurique en pépinière
forestière, Perrin (1988) a montré que les sols en zone forestière constituent un réservoir riche
en espèces fongiques variées.
Cependant, la méthode de piégeage avec les cabosses de cacao a permis d'isoler en plus
des genres spécifiques, les autres genres fongiques isolés avec les deux autres méthodes.
L'analyse statistique a confirmé l'efficacité de cette méthode, d'où la fréquence moyenne
d'isolement la plus élevée, contrairement à celle du piégeage avec la pomme de terre et à celle
du sol lavé ou« washing technic ». L'efficacité de la méthode de piégeage avec les cabosses de
cacao. pourrait être liée à la méthodologie même de cette technique. En effet, le sol tel que
prélevé dans la rhizosphère de cacaoyers a été enfoui dans les cabosses de cacao vertes. La
mycoflore tellurique étant plus abondante dans la couche superficielle du sol riche en matière
organique, les cabosses vertes favoriseraient leur développement ; contrairement à la « washing
technic » où la partie humifère du sol, riche en matière organique, a été débarrassée par lavage
successif, laissant la matière minérale (les grains de sable). Ce résultat est en parfait accord
avec ceux de Davet et Rouxel (1997). En effet, ces auteurs ont montré que les microorganismes
du sol vivent en abondance dans un horizon superficiel de 30 à 40 cm, riche en matière
organique, pour assurer leurs besoins vitaux.
Ainsi, le piégeage avec les cabosses de cacao vertes a permis d'isoler une grande
diversité de champignons avec une fréquence d'isolement supérieure à 60 %. Ce résultat révèle
que la méthode de piégeage avec les cabosses de cacao est la méthode propice pour l'isolement
des champignons de sol de cacaoyers. Cela pourrait s'expliquer par le fait que les cabosses
vertes de cacao contiendraient des substances nutritives favorables au développement des
champignons de sol de la rhizosphère de cacaoyer. Les fruits verts seraient plus efficaces pour
le piégeage des champignons de la rhizosphère immédiat des plantes dont ils sont issus. Nos
résultats confirment ceux de Huguenin et al. (1975), Pohe (2013) et Mfegue (2012). En effet,
ces auteurs ont isolé respectivement avec de l'avocat vert, des noix de cocotier relativement
jeunes (6-7 mois) et des cabosses de cacao vertes; des champignons du sol d'avocatier, de
29
cocotier et de cacaoyer. Selon ces derniers, le piégeage avec les fruits verts est très efficace et
même sélective contrairement aux autres parties de ces plantes.
Les résultats de cette présente étude ont montré clairement que les sols de la rhizosphère
de cacaoyers sont pratiquement colonisés par les mêmes genres fongiques. L'analyse des
fréquences moyennes d'isolement n'a révélé aucune différence significative (p>0,05) entre les
genres fongiques de la rhizosphère de cacaoyer, d'une localité à une autre. En effet, le sol de
toute plantation de cacaoyers en production est majoritairement couvert de feuilles et de
branches mortes venant de cet arbuste. La litière étant pratiquement identique d'une localité à
une autre, les souches fongiques qui y vivent et qui s'y développent seraient alors identiques,
soit pour des raisons nutritionnels soit physiologiques. Cela pourrait expliquer le fait que les
mêmes genres fongiques se retrouvent d'une localité à une autre. Ces résultats sont similaires à
ceux de Kébé et al. (2009) et Mpika et al. (2009). En effet, ces auteurs ont isolé en plus des
bactéries, pratiquement tous les genres fongiques isolés au cours de notre étude, à Abengourou
et à Divo. Ils ont ensuite testé l'efficacité de Trichoderma sp. l et Trichoderma sp.2 sur la
croissance mycélienne de Phytophthora palmivora en lutte biologique.
Nos résultats révèlent que les sols de cacaoyer en Côte d'Ivoire sont abondamment
colonisés respectivement par les genres Phytophthora, Rhizoctonia et Colletotrichum.
Ces genres seraient associés à la pourriture brune des cabosses de cacao. En effet, lors
des études au laboratoire, ces genres fongiques ont été abondamment isolés par prélèvement
d'explants dans la zone translucide au niveau du front de croissance de la pourriture des
cabosses piégées. Ces genres fongiques seraient particulièrement attirés par les substances
contenues dans la sève élaborée stockée dans ces fruits. Ces résultats sont accord avec ceux de
Simon (1994). Selon cet auteur, la pourriture des fruits est l'œuvre des champignons
phytopathogènes Fusarium sp, Colletotrichum sp., Rhizoctonia sp., phytophthora sp.
De même, des espèces de phytophthora ont été citées comme responsables de la
pourriture brune des cabosses de cacao dans plusieurs études (Kellam et Zentmyer, 1986;
Adejumo, 2005 ; Mpika et al., 2009; Mfegue, 2012).
Quatre souches de phytophthora ont été isolées au cours de cette étude. Ce résultat
révèle que le sol de la rhizosphère de cacaoyers de Côte d'Ivoire renferme différentes espèces
de phytophthora. Ces espèces pourraient être des sources potentielles d'infection des cabosses
de cacao à la pourriture brune. Cette diversité de phytophthora sp pourrait expliquer la sévérité
de la maladie dans les différentes zones de culture où elles sont toutes présentes. En effet,
toutes ces souches se retrouvent dans les échantillons de sol de l'Est contrairement aux autres
zones, où une ou deux souches ont été isolées. Ces espèces de phytophthora auraient transité du
Ghana en Côte d'Ivoire par l'Est, à travers les échanges de matériels infectés. Cette migration a
30
déjà été signalée par Janny et al. (2003) et Mfegue (2012). Ainsi, ces auteurs ont montré que
Phytophthora megakarya, responsable d'importants dégâts dans les plantations de cacaoyers au
Ghana, se trouve en Côte d'Ivoire depuis Mai 1999. Les dégâts de ces souches sur la
production et le rendement de cette culture à l'Est, pourraient être une raison de la
transformation de plusieurs plantations de cacaoyers en plantation d'hévéa, qui jusque-là est
tolérante à phytophthora sp.
En effet, les conditions pédoclimatiques des cacaoyers étant favorables, les souches de
phytophthora pourraient y vivre plusieurs années comme saprophyte puis dans ses structures de
conservations telles que les chlamydospores, les sporanges et les oospores ; pour passer la
mauvaise période. Nos résultats sont en accord avec ceux de Perrin (1988). En effet, cet auteur
a montré que les espèces de Phytophthora sont capables de survivre plusieurs années dans le
sol sous forme saprophytes. Elles attaquent les plantes supérieures quand les conditions
deviennent favorables.
Toujours concernant la probable origine et les mécanismes de dispersion des
populations de Phytophthora, Mfegue (2012) a montré que la pourriture brune des cabosses
causée par P. megakarya est un cas d'invasion biologique en Afrique. Elle a commencé à la fin
du 19e siècle jusqu'à ce jour où ce champignon est présent dans l'Ouest du continent,
notamment en Côte d'Ivoire. Cette espèce supplante peu à peu P. palmivora, la seule espèce
présente jusque-là sur les cacaoyers dans cette zone. Ainsi selon Cooke (2005), le champignon
Phytophthora est un grand voyageur allant de pays en pays dans les cargaisons de produits
agricoles.
Des espèces de Phytophthora plus agressives seraient alors présentes en Côte d'Ivoire depuis le
20c siècle. La présence de ces souches fongiques dans la rhizosphère de cacaoyers, révélée par
plusieurs auteurs, pourrait expliquer la sévérité de la pourriture brune des cabosses de cacao
entrainant d'énormes pertes de rendement.
Le sol de la rhizosphère de cacaoyer regorge aussi des souches fongiques telles que
Trichoderma sp. qui sont présentées par plusieurs auteurs comme antagonistes aux souches
fongiques pathogènes. Ainsi, Kébé et al., (2009) ont testé in vitro, l'effet antagoniste de deux
espèces de Trichoderma sur Phytophthora palmivora, isolés tous de sol de la rhizosphère de
cacaoyers à Abengourou et à Divo. Selon ces auteurs, Trichoderma sp. exerce une action
fongistatique et même fongicide sur Phytophthora palmivora.
Le piégeage avec la pomme de terre et la « washing technic » ont enregistré les
fréquences d'isolement les plus faibles au cours de nos travaux. Cette faible fréquence de
capture pourrait être due, en partie, à l'action compétitive menée par les champignons à grande
sporulation et à croissance rapide (Mucor sp) dans les boîtes de Pétri. Ceux-ci empêcheraient
les espèces à croissance lente de se développer. 31
Ces résultats sont en parfait accord avec ceux de Mfegue (2012). En effet, lors de l'isolement
direct de P. megakarya sur milieu PARPH, à partir d'échantillons de sol au Cameroun, cet
auteur n'a pu obtenir d'isolats purs de ce champignon, du fait de la présence dans les boîtes de
Pétri, de nombreuses espèces telluriques envahissantes.
32
CONCLUSION
Cette étude a montré que les sols de la rhizosphère de cacaoyers renferme une multitude
de champignons. Ils sont tous colonisés par des genres fongiques identiques d'une localité à
une autre. Cette diversité fongique de ces sols est dominée par les genres Phytophthora,
Rhizoctonia et Colletotrichum. Phytophthora sp. a été isolé uniquement avec la méthode de
piégeage avec les cabosses de cacao tandis que Rhizoctonia sp. et Colletotrichum sp. ont été
isolés par deux différentes méthodes. Rhizoctonia sp. a été majoritairement isolé par la méthode
de piégeage avec les cabosses de cacao et minoritaire par la méthode du sol lavé.
Colletotrichum sp a été piégé à la fois avec les cabosses de cacao et la pomme de terre. La
méthode de piégeage avec cabosses de cacao qui possède les fréquences d'isolement les plus
élevées au niveau de tous les genres fongiques, est la plus efficace. Elle a permis de déterminer
une grande diversité fongique dans les sols de la rhizosphère de cacao. Ces sols sont certes des
sources potentielles de champignons phytopathogènes, mais contiennent aussi des espèces
fongiques antagonistes qui sont utilisées dans la lutte biologique.
PERSPECTIVES DE RECHERCHES
Cette étude est loin d'être exhaustive. Il serait intéressant de :
./ Faire une caractérisation moléculaire des espèces de Phytophthora, de Rhizoctonia et de
Colletotrichum prépondérantes dans la rhizosphère de cacaoyers, afin d'identifier avec
précision les espèces présentes ·
./ Tester la pathogénicité des espèces de Phytophthora, de Rhizoctonia et de
Colletotrichum isolés pour la pourriture brune des cabosses de cacao
./ Vérifier l'action inhibitrice de Trichoderma spp sur les souches de la rhizosphère de
cacaoyers supposées pathogènes.
33
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38
ANNEXE
Composition et processus de préparation du milieu PDA
•:• Composition
- 20 g d'Agar Agar
- 20 g de Glucose
- lL d'extrait de pomme
de terre
Pour la préparation de IL de milieu PDA (Potato Dextrose Agar)
•:• Processus de préparation
20 g d' Agar ont été dissout dans IL d'extrait de pomme de terre. 20 g de Glucose ont été ajouté
à l'ensemble. L'extrait de pomme de terre a été obtenu après ébullition de 200 g de pomme de
terre cru pendant 30 minutes. La pomme de terre a été ensuite écrasée puis filtrée pour obtenir
l'extrait (Botton et al., 1990). Après stérilisation à l'autoclave à 121°C, à 1 bar et pendant 30
minutes, le milieu PDA en surfusion a reçu 10 g d'acide citrique et a été reparti dans les boîtes
de Pétri.
Composition du milieu gélose : 20 g d' Agar Agar et 20 g de Glucose.
Les 20 g d' Agar Agar sont ajoutés aux 20 g de Glucose. Le mélange est dissout dans IL d'eau
distillée stérile dans un erlenmeyer. Après stérilisation à l'autoclave à 121°C, à l bar et pendant
30 minutes; le milieu gélose en surfusion a été reparti dans des tubes à essai.
Matériels et produits utilisés
•:• La verrerie :
- Les tubes à essai de 18 ml
- Les erlenmeyers de 250 mJ
- Les boîtes de Pétri
- Les béchers,
- Les éprouvettes graduées de 250 ml et 500 ml,
- Des lames et lamelles
atériel d'échantillonnage:
- Une daba,
- Une machette,
•!• Les produits chimiques : - 10 g d' Agar Agar
- 10 g de Glucose
- L'hypochlorite de sodium (eau de
javel) 8°C
- L'alcool à bruler 70°
- L'eau distillée
•:• L'appareillage:
- Une autoclave.
- Une hotte à flux laminaire,
- Une plaque chauffante
- Une balance électronique,
- Une bouteille de gaz avec bec Bunsen,
- Un microscope optique.
39
RÉSUMÉ
Les échantillons de sol provenant de neuf localités de la Côte d'Ivoire, ont été soumis à des
tests en vue de déterminer la diversité fongique de la rhizosphère de cacaoyers. Les trois
méthodes d'isolement utilisées: piégeage avec les cabosses de cacao vertes, piégeage avec la
pomme de terre et le sol lavé ou« washing technic », ont permis d'isoler une grande diversité
fongique. Parmi ces méthodes, le piégeage avec les cabosses de cacao s'est montrée plus
efficace voire sélective. Elle a permis d'isoler en plus des genres isolés par les autres méthodes,
des genres spécifiques tels que Phytophthora sp., Lasiodiplodia sp. et Pestalotiopsis sp. Les
genres Phytophthora, et Rhizoctonia ont été les plus isolés par la méthode de piégeage avec les
cabosses de cacao et colletotrichum sp. par les méthodes de piégeage avec cabosses de cacao et
pomme de terre. Trichoderma sp. isolé avec la méthode de piégeage avec cabosse de cacao et
de la « washing technic », est utilisé en lutte biologique. Le sol de la rhizosphère de cacaoyers
de Côte d'Ivoire regorge une diversité de genres fongiques dont certains sont phytopathogènes,
tels que Phytophthora sp., Colletotrichum sp. et d'autres des antagonistes intervenant dans la
lutte biologique tels que Trichoderma sp. La méthode de piégeage avec les cabosses de cacao
pourrait être adoptée pour l'isolement des champignons du sol de la rhizosphère de cacaoyers et
surtout de Phytophthora sp., Rhizoctonia sp et Colletotrichum sp. pour des études ultérieures.
Mots clés : Cacaoyers, sol de la rhizosphère, pourriture brune, champignons telluriques,
méthodes d'isolement.
