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UNIVERSIDAD DE MÁLAGA
FACULTAD DE MEDICINA
DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA Y
BIOLOGÍA MOLECULAR
SENSIBILIZACIÓN A Anisakis simplex EN MÁLAGA. ESTUDIO EN
PACIENTES CON URTICARIA AGUDA RECIDIVANTE.
Tesis doctoral presentada para aspirar al grado de Doctor en
Medicina y Cirugía por el Licenciado Salvador Fernández Meléndez.
Málaga, 1999.
MIGUEL MORELL OCAÑA, CATEDRÁTICO DE BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA
MOLECULAR DE LA FACULTAD DE MEDICINA DE LA UNIVERSIDAD DE
MÁLAGA, CERTIFICA QUE:
D. Salvador Fernández Meléndez ha realizado bajo mi dirección los
trabajos conducentes a la presente Tesis Doctoral con el título de: "Sensibilización
a Anisakis simplex en Málaga. Estudio en pacientes con urticaria aguda
recidivante".
A la vista de la redacción del texto correspondiente y creyendo que
reune los requisitos legales para su lectura y defensa, expido el presente
certificado en Málaga, a de de 1999.
Fdo.: Miguel Morell Ocaña
JUAN JESÚS GARCÍA GONZÁLEZ, DOCTOR EN MEDICINA, JEFE DE LA
SECCIÓN DE ALERGOLOGÍA DEL HOSPITAL REGIONAL UNIVERSITARIO
"CARLOS HAYA", CERTIFICA QUE:
D. Salvador Fernández Meléndez ha realizado bajo mi dirección los
trabajos conducentes a la presente Tesis Doctoral con el título de: "Sensibilización
a Anisakis simplex en Málaga. Estudio en pacientes con urticaria aguda
recidivante".
A la vista de la redacción del texto correspondiente y creyendo que
reune los requisitos legales para su lectura y defensa, expido el presente
certificado en Málaga, a once de Mayo de 1999.
Fdo.: Juan Jesús García González
Agradecimientos:
A mis directores de tesis, Profesor Doctor Miguel Morell Ocaña y Doctor
Juan Jesús García González, por su continuado estímulo y apoyo.
A la enfermera Dña. María Angustias Negro, sin cuyo esfuerzo y dedicación
este trabajo no hubiera sido posible.
A los Doctores López Giménez y Castell Monsalve por sus enseñanzas en la
identificación del parásito Anisakis simplex.
Al Doctor Borja Bartolomé por su inestimable ayuda en la realización de los
estudios in vitro.
Al Doctor Jose Francisco Fernández Meléndez, por su ayuda en el
tratamiento de las imágenes de Anisakis simplex.
A D. Marino Castillo Cabezas por su ayuda en el tratamiento estadístico de
los datos.
A todos mis compañeros y amigos de la Sección de Alergología del Hospital
Regional Universitario "Carlos Haya".
A Fany, Raquel y Víctor
¡Honremos la primavera eterna de la vida
que todo lo creó!;
hasta lo minúsculo tiene su creación merecida
sólo la forma se perdió.
De estirpes nacen estirpes
Que alcanzan mayor perfección;
De especies nacen especies,
millones de años de resurrección.
¡Alégrate tú que tuviste la suerte de participar
como flor en su primer abril
y, en honor a lo eterno, el día disfrutar
como ser humano
y de poner tu grano
en la tarea de la eternidad;
pequeño y débil inhalarás
un único soplo
del día que no acaba jamás!
Bjørnstjerne Bjørson. "Psalmo II".
I
INDICES
II
INDICE GENERAL
INDICES……………………………………………………………………………………….I
INDICE GENERAL…………………………………………………………………………..II
INDICE DE FIGURAS……………………………………………………………………..VII
INDICE DE GRÁFICOS…………………………………………………………………..VIII
INDICE DE TABLAS……………………………………………………………………….IX
JUSTIFICACIÓN …………………………………………………………….……………..XI
INTRODUCCIÓN……………………………………………………….……………………1
1. -Anisakidosis: una historia reciente………………………………….…………2
2. - Descripción del parásito Anisakis simplex…………………………………....3
2.1. -Taxonomía………………………………………………………………3
2.2. - Morfología…………………………………….………………………..5
2.3.- Ciclo vital del parásito Anisakis simplex …………….…………….12
3.- Epidemiología de la Anisakidosis……………………………………………..15
4. - Etiopatogenia de la Anisakidosis……………………………………………..17
5. -Manifestaciones clínicas…………………………………………….…………18
5.1.- Anisakidosis gástrica…………………………………………………18
5.1.1.- Anisakidosis gástrica aguda……………………………….18
5.1.2.- Anisakidosis gástrica crónica……………………………...19
5.2.- Anisakidosis intestinal………………………………………………..19
5.2.1. - Anisakidosis intestinal aguda……………………………..19
5.2.2. - Anisakidosis intestinal crónica………………….………...20
5.3. - Pseudoterranovosis………………………………………………….21
5.4. - Anisakidosis extragastrointestinal………………………………….21
5.5. - Hipersensibilidad a proteínas de Anisakis simplex………………21
5.5.1.- Características clínicas…………………………………….22
6.- Métodos diagnósticos ……………………………………………….…………24
6.1. -Diagnóstico de la Anisakidosis……………………………………...24
6.1.1. - Diagnóstico de imagen…………………………………………24
6.1.1.1.-Hallazgos endoscópicos……….....……………………...25
III
6.1.1.2. - Hallazgos radiológicos…………………………………..26
6.1.1.3. - Hallazgos ecográficos…………………………………..26
6.1.2. - Diagnóstico seroinmunológico………………………………..27
6.1.2.1. - Inmunodifusión radial…………………………………..27
6.1.2.2. - Radioinmunoensayo………………………….………..28
6.1.2.3. - Enzimoinmunoensayo………………………………….28
6.1.3. - Diagnóstico Histopatológico…………………………………...30
6.2. - Diagnóstico de hipersensibilidad a Anisakis simplex………….32
6.2.1. - Pruebas in vivo……………………………………….…………32
6.2.1.1. - Pruebas cutáneas……………………………………….32
6.2.1.2. - Métodos de pruebas cutáneas…………………………33
6.2.1.3. - Pruebas de exposición………………………………….33
6.2.2. - Pruebas in vitro…………………………………………………33
6.2.2.1. - Determinación de IgE específica………………………33
6.2.2.2. - Determinación de IgG específica………………………34
6.2.2.3. - Liberación de histamina de basófilos………………….34
6.2.2.4. - Detección IgE específica por Inmunoblotting…………35
7. - Profilaxis………………………………………………………………………………...36
8.- Tratamiento……………………………………………………………………………...37
MATERIAL Y MÉTODOS…………………………………………………………………39
1. - Prevalencia de infestación por Anisakis simplex en pescados…………….…….40
1.1. - Material usado…………………………………………….…………..40
1.2. - Recogida de muestras……………………………………………….40
1.3. - Método de estudio……………………………………………………41
2. -Pacientes…………………………………………………………………….…………..41
3. - Controles………………………………………………………………………………..42
4. - Pruebas cutáneas……………………………………………………………………...44
5. - Pruebas in vitro…………………………………………………………………………44
5.1. - Determinación IgE específica…………………………….………...45
5.2. - Determinación IgE total……………………………………………..45
5.3. - Detección IgE específica mediante Inmunoblotting……………...45
IV
5.3.1. - SDS-PAGE………………………………………………………45
5.3.2. - Inmunoblotting…………………………………………………..47
6. - Análisis estadísticos…………………………………………………………………...48
7.- Soporte informático……………………………………………………………………..48
RESULTADOS……………………………………………………………………………..49
1.- Selección de pacientes y controles…………………………………………………...50
2. - Prevalencia de infestación por Anisakis simplex en pescados…………………...59
2.1. - Prevalencia de infestación en Micromesistius poutassou……….59
2.2. - Prevalencia de infestación en Engraulis encrasicholus………….61
2.3. - Prevalencia de infestación en Merlucius merlucius………………62
2.4. - Prevalencia de infestación en Trachurus trachurus……………...62
2.5. - Prevalencia de infestación en Scomber scombrus………………65
2.6. - Prevalencia de infestación en Sardina pilchardus………………..65
2.7. - Prevalencia de infestación en Lophius piscatorius……….………68
2.8. - Prevalencia de infestación en Lóligo vulgaris…………….………68
2.9. - Prevalencia de parasitación en conjunto………………….………71
2.10. - Intensidad de parasitación……………………………….………..73
2.11. - Localización anatómica de los parásitos………………………...75
2.12. - Variaciones estacionales en la intensidad de parasitación……77
3. - Hábitos de consumo de pescado…………………………………………………….79
4.- Pruebas cutáneas…………………………………………………………….………...81
4.1. - Grupo de pacientes………………………………………………….81
4.2. - Grupo de controles…………………………………………………..85
5. - Determinación de IgE específica………………………………………….………….88
5.1. - Grupo de pacientes……………………………………………….…88
5.2. - Grupo de controles…………………………………………………..94
6. -Determinación IgE total………………………………………………………………...95
7. -SDS-PAGE Inmunoblotting……………………………………………….…………...97
8. -Evolución clínica de los pacientes sensibilizados………………………….……...107
9. -Análisis estadístico de los resultados……………………………………………….109
DISCUSIÓN………………………………………………………………………………..117
V
1. - Estudio de parasitación de los pescados por Anisakis simplex…………………118
2. -Estudio de sensibilización al parásito Anisakis simplex…………………………..124
CONCLUSIONES…………………………………………………………………………133
BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………………………...136
VI
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. - Situación taxonómica de Anisakis simplex…………………………………..4
Figura 2. - Región anterior. Protuberancia labial………………………………………...6
Figura 3. - Región anterior. Protuberancia labial………………………………………...6
Figura 4. - Región anterior. Diente apical……………………………………….………..7
Figura 5. - Región anterior. Protuberancia labial………………………………………...7
Figura 6. - Diagnóstico diferencial morfológico entre Anisakis simplex,
Pseudoterranova y Contracaecum……………………………………………….………..8
Figura 7. - Región ventricular y ventrículo esofágico……………………………………9
Figura 8. - Esófago y ventrículo esofágico…………………………………….…………9
Figura 9. - Ventrículo esofágico……………………………………………….………….10
Figura 10. - Ventrículo esofágico…………………………………………………………10
Figura 11. - Región caudal con mucrón…………………………………………………11
Figura 12. - Ciclo vital del parásito Anisakis simplex………………………….……….14
Figura 13. - Cuestionario Anisakis. Hábitos de consumo de pescado………….……42
Figura 14. - SDS-PAGE…………………………………………………………………...97
Figura 15. - SDS-PAGE Inmunoblotting en condiciones reductoras………………..100
Figura 16. - SDS-PAGE Inmunoblotting en condiciones no reductoras……………103
VII
INDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. - Domicilio grupo de pacientes……………………………………………….54
Gráfico 2. - Domicilio grupo de controles………………………………………………..58
Gráfico 3. - Prevalencia de parasitación por Anisakis simplex en las diferentes
especies de pescado estudiadas…………………………………………………………72
Gráfico 4. - Intensidad de parasitación en el conjunto de muestras parasitadas.….73
Gráfico 5. - Intensidad media de parasitación en las diferentes especies de pescado
estudiadas………..…………………………………………………….……………………74
Gráfico 6. - Localización anatómica de los parásitos en conjunto……………………75
Gráfico 7. - Localización anatómica de los parásitos en las diferentes especies de
pescado estudiadas………………………………………………………………………..76
Gráfico 8. - Variaciones estacionales en la intensidad media de parasitación……..78
Gráfico 9. - Hábitos de consumo de pescado…………………………………………..80
Gráfico 10. - Resultado del procesamiento de casos………………………….……..114
Gráfico 11. - Resultado del procesamiento de casos………………………….……..116
VIII
INDICE DE TABLAS
Tabla I. - Número de casos publicados de Anisakidosis en el mundo……………….16
Tabla II. - Características de la muestra de pacientes………………………….……...50
Tabla III. - Características de la muestra de controles…………………………………55
Tabla IV. - Prevalencia de infestación en Micromesistius poutassou………….……..60
Tabla V. - Prevalencia de infestación en Engraulis encrasicholus…………………..61
Tabla VI. - Prevalencia de infestación en Merlucius merlucius………….……………63
Tabla VII. - Prevalencia de infestación en Trachurus trachurus………….…………..64
Tabla VIII. - Prevalencia de infestación en Scomber scombrus……………………...66
Tabla IX. - Prevalencia de infestación en Sardina pilchardus…………………………67
Tabla X. - Prevalencia de infestación en Lophius piscatorius…………………………69
Tabla XI. - Prevalencia de infestación en Lóligo vulgaris……………….…………….70
Tabla XII. - Resultado de las pruebas cutáneas en el grupo de pacientes………….81
Tabla XIII. - Pruebas cutáneas en los pacientes positivos a Anisakis simplex……...84
Tabla XIV. - Resultado de las pruebas cutáneas en el grupo de controles…….……85
Tabla XV. - Resultado de la determinación de IgE específica en los pacientes…….89
Tabla XVI. - Estadística descriptiva de la determinación de IgE específica a Anisakis
simplex en el grupo de pacientes…………………………………….…………………..91
Tabla XVII. - Resultado de la determinación de IgE específica en el grupo de
pacientes sensibilizados a Anisakis simplex………………………………………….…92
Tabla XVIII. - Comparación de resultados de IgE específica y pruebas cutáneas
positivas en el grupo de pacientes…………………………………………….…………93
Tabla XIX. - IgE específica positiva a Anisakis simplex en el grupo de
controles……………………………………………………………………………………..94
Tabla XX. - Estadística descriptiva de la determinación de IgE específica a Anisakis
simplex en el grupo de controles………………………………………………………….95
Tabla XXI. - Determinación IgE total en el grupo de pacientes…………………….…96
Tabla XXII. - Resultados del SDS-PAGE………………………………………………..98
Tabla XXIII. - Resultados del SDS-PAGE Inmunoblotting en condiciones
reductoras…………………………………………………………………...……………..101
Tabla XXIV. - Resultados del SDS-PAGE Inmunoblotting en condiciones no
reductoras………………………………………………………………...………………..104
IX
Tabla XXV. - Características clínicas de los pacientes sensibilizados……….…….108
Tabla XXVI. - Comparación de resultados de estudios de parasitación de pescados
por Anisakis simplex………………………………………………………………………121
X
JUSTIFICACIÓN
XI
Desde que a finales de la década de los cincuenta, autores holandeses y
japoneses describieron por primera vez una nueva parasitosis, la Anisakiasis o
Anisakidosis (término preferido en la actualidad), producida por la ingestión de
pescado infestado por el parásito Anisakis simplex, el número de casos ha ido
aumentando paulatinamente en todo el mundo.
No obstante, los casos publicados de Anisakidosis en nuestro país, han sido
escasos, debido a nuestra cultura culinaria, exenta casi por completo de recetas de
pescado crudo. Pero en los últimos años, está aumentando el número de casos
publicados de Anisakidosis, por un lado debido a los cambios de hábitos de
consumo de pescado influenciados por la cocina oriental, siendo bastante frecuente
la presencia de platos de pescado ahumado, marinado o crudo en la carta de los
restaurantes españoles. Por otro lado, cada vez se realiza con más frecuencia
endoscopias de urgencia ante casos de abdomen agudo compatibles con
anisakidosis gástrica, por lo que puede afirmarse que se diagnostica más porque el
clínico tiene en cuenta esta entidad en el diagnóstico diferencial.
En mil novecientos noventa y cinco, el grupo de Alergología del Hospital
Santiago Apóstol de Vitoria, publicó nuevos datos clínicos relacionados con la
ingestión de pescado infestado por Anisakis simplex : la ingesta de aquéllos,
producía síntomas presumiblemente IgE-mediados, tales como Anafilaxia, o
urticaria-angioedema, por hipersensibilidad a las proteínas del mencionado parásito
y no al pescado. Estos síntomas, se producían aún cuando el pescado se consumía
cocinado normalmente.
Con estos antecedentes, en la primavera de mil novecientos noventa y seis,
decidimos llevar a cabo un estudio de sensibilización a Anisakis simplex en nuestro
medio, especialmente en un subgrupo de pacientes de difícil diagnóstico etiológico:
aquéllos con historia clínica de urticaria aguda recidivante no filiada. Estos pacientes
suponen el doce por ciento del total, con una clara tendencia a aumentar en los
últimos cinco años y sólo se obtiene un diagnóstico etiológico en el ocho ó diez por
ciento de los casos, suponiendo una patología frustrante para el alergólogo y el
paciente.
A la vista de los resultados obtenidos por autores del País Vasco y Madrid, en
los que hablaban de elevados porcentajes de sensibilización en este subgrupo de
XII
pacientes, y dado el alto consumo de pescado de nuestra población, esperábamos
encontrar resultados alentadores.
Por otro lado, necesitábamos saber si el pescado consumido habitualmente
en nuestro medio, estaba infestado por Anisakis simplex y en tal caso, cuáles eran
las especies más infestadas. Nunca se había hecho un estudio parecido en nuestra
ciudad, ni siquiera en nuestra Comunidad Autónoma, por lo que nos apoyamos en
dos trabajos realizados hasta esa fecha: Uno realizado por autores gallegos en mil
novecientos ochenta y nueve y otro realizado en la Comunidad Manchega por el
Ministerio de Sanidad y Consumo en mil novecientos noventa y cuatro.
El estudio se realizó en la consulta externa que la Sección de Alergología
disponía en el Centro de Especialidades "José Estrada", dependiente del Hospital
Regional Universitario "Carlos Haya". Se hizo de esta manera porque el personal
que la atendía (médico y enfermera) era siempre el mismo, por lo que no había
variaciones en la metodología de trabajo. Por otro lado, se aseguraba que el
muestreo era verdaderamente consecutivo y un mejor seguimiento de los pacientes
dado el fácil acceso al citado Centro.
En cuanto a la recogida de muestras de pescado, se eligieron dos mercados
representativos de nuestra ciudad: Atarazanas y Nuestra Señora del Carmen, que
ofrecían en todo momento las especies que se querían estudiar.
Así pues, nuestros objetivos fueron:
1.- Establecer la presencia o ausencia de Anisakis simplex en los pescados de
consumo más frecuente de nuestro entorno.
2. - Establecer la prevalencia de infestación en las especies de mayor consumo.
3.- Establecer la presencia o ausencia de sensibilización a proteínas de Anisakis
simplex en una muestra de pacientes con urticaria aguda recidivante.
4. - Comparar estos resultados con un grupo control.
5.- Realizar un seguimiento clínico de los pacientes sensibilizados.
1
INTRODUCCIÓN
2
1. - ANISAKIDOSIS: UNA HISTORIA RECIENTE
Durante la década de los cincuenta, los autores japoneses, Ishikura y
Asanuma1 , observaron en el pueblo pescador de Iwanai, un tipo de ileitis terminal
con una clínica e histología diferente a las conocidas. Estos autores, publicaron ocho
casos recogidos durante el año de 1955. En 1959, publicaron treinta casos2 de esta
extraña ileitis terminal, que ellos consideraban diferente porque vieron una reacción
tisular de tipo alérgico con una extensa infiltración eosinófílica. En algunas
preparaciones histológicas, se vieron cortes transversales de lo que parecía un
gusano, tipo nematodo, pero no se identificaron.
En 1960, Van Thiel y colaboradores3, autores holandeses, encontraron larvas
de un nematodo en la pared intestinal de un paciente que padeció un cuadro de
abdomen agudo tras la ingestión de arenques crudos. La larva se identificó como
Eusutoma rotundatum y puede considerarse como la primera vez que un ejemplar
de Anisakis simplex fue identificado como agente causal de un cuadro de larva
migrans visceral.
En 1962, esta nueva enfermedad fue denominada anisakiasis4, término
modificado en la actualidad por el de anisakidosis, que emplearemos en este trabajo.
Posteriormente, en 1968 y con el desarrollo de la endoscopia gástrica, Namiki y
colaboradores5 fueron los primeros que extirparon ejemplares de Anisakis simplex
de la pared gástrica de pacientes infestados. Poco a poco, se fueron describiendo
casos de anisakidosis en todo el mundo: en Francia, el primer caso descrito
corresponde a Calvet6, que describió un caso de granuloma eosinofílico ileal; en
Estados Unidos el primer caso fue publicado por Pinkus7 en 1975 y en nuestro país
no ha sido hasta 1991 cuando se publicó el primer caso de Anisakidosis, con un
cuadro clínico de apendicitis aguda y síntomas reumatológicos asociados8.
En general, los casos de anisakidosis se han incrementado en todo el mundo, tal vez
debido en parte, al desarrollo de la endoscopia digestiva9 y por otro lado al aumento
de consumo de platos preparados con pescado crudo (adobo, escabeche, ceviche,
carpaccio, arenque verde, sashimi, sushi, sunomono, poki, lomi-lomi y otros) en
todos los países occidentales10.
3
2. - DESCRIPCIÓN DEL PARÁSITO Anisakis simplex.
Genéricamente podemos decir que Anisakis simplex es un parásito
nematodo habitual del tracto digestivo de mamíferos marinos, con un ciclo vital muy
complejo y cuya ingestión accidental por el hombre al comer pescado crudo o poco
cocinado, puede producir diferentes síndromes clínicos, fundamentalmente la
Anisakidosis e Hipersensibilidad. También pueden producirlo otros parásitos del
mismo género: Pseudoterranova y Contracaecum.
2.1. – TAXONOMÍA.
La descripción taxonómica de Anisakis simplex es compleja, y aún en la
actualidad existe confusión y discrepancia entre los diferentes autores11, 12, 13.
Generalmente, se acepta la clasificación de Gibson14 publicada en 1983. Anisakis
simplex estaría incluido en la clase Nematoda, subclase Secernentea, orden
Ascaridida, suborden Ascaridina, superfamilia Ascaridoidea (Heterocheiloidea),
familia Anisakidae (Heterocheilidae). Esta familia, comprende 24 géneros; la mayoría
de ellos descritos deficientemente. El género Anisakis, se sitúa en la subfamilia
Anisakinae, junto con los géneros Pseudoterranova y Contracaecum. Dentro del
género Anisakis, se reconocen cuatro especies: Anisakis simplex (Anisakis marina),
Anisakis physeteris, Anisakis tipica y Anisakis schupakovi (Figura 1).
4
Figura 1. – Situación Taxonómica de Anisakis simplex
CLASE……………..Nematoda
SUBCLASE…………Secernentea
ORDEN………………Ascaridida
SUBORDEN………….Ascaridina
SUPERFAMILIA……..Ascaridoidea (Heterocheiloidea)
FAMILIA………………Anisakidae (Heterocheilidae)
SUBFAMILIA…………..Anisakinae
GÉNEROS.………………Anisakis
Pseudoterranova
Contracaecum
ESPECIES……………Anisakis simplex
Anisakis physeteris
Anisakis tipica
Anisakis schupakovi
5
2.2.- MORFOLOGÍA.
Anisakis simplex es un gusano nematodo, de color blanquecino y consistencia
elástica que tiene una longitud variable, entre 15 y 30 mm y un grosor que oscila
entre los 0.25 y 0.50 mm. Está recubierto de una cutícula que presenta estriaciones
transversales y presenta en su interior una musculatura longitudinal. Tiene una
cavidad simple con un tubo digestivo cilíndrico que termina en un orificio anal
situado en la región ventral15, 16. Para una mejor descripción de su morfología, se
divide en tres regiones:
1) Región anterior.
En esta región, encontramos como características morfológicas la existencia de una
boca triangular con un diente anteroventral (diente boreal o apical). Esta
característica, es lo que los distingue de otros nematodos de la familia
Heterocheilidae. Alrededor de la boca, existen tres protuberancias labiales, dos
subventrales y otra dorsal, entre las cuales se localiza el poro excretor12, 16, 17.
(Ver en páginas siguientes las Figuras 2, 3, 4, 5).
6
Figura 2.: Región anterior. Protuberancia labial. (x 10).
(Tinción con Fucsina básica)
Figura 3.: Región anterior. Protuberancia labial. (x 10).
7
Figura 4. Región anterior. Diente apical (x 10)
Figura 5. Región anterior. Protuberancia (x 10)
8
2) Región ventricular (Figuras 6, 7, 8, 9, 10).
En esta región se encuentra el tubo digestivo que tiene una configuración
específica. En primer lugar, el esófago que consta de un preventriculo (esófago
muscular) y un ventrículo esofágico (esófago glandular) y posteriormente el
intestino. La morfología del ventrículo esofágico, es específica de este género,
ya que carece de ciego paraesofágico (el cual existe en el género
Pseudoterranova) y de apéndice ventricular, como en el género Contracaecum
(Figura 6). Así pues, El ventrículo esofágico de Anisakis simplex es liso, carece
de apéndices y es más largo que ancho11, 15, 16.
Figura 6. Diagnóstico diferencial morfológico entre Anisakis simplex (A),
Pseudoterranova (B) y Contracaecum (C). (da: Diente apical; v: Ventrículo
esofágico; e: esófago; cp: Ciego paraesofágico; av: Apéndice ventricular).
da da
e
e
cp
v
v
av
A B C
9
Figura 7. Región ventricular y ventrículo esofágico (x 10)
Figura 8. Esófago y ventrículo esofágico (x 10)
10
Figura 9. Ventrículo esofágico (x 10)
Figura 10. Ventrículo esofágico (x 10)
11
3) Región caudal (Figura11).
La región caudal, es cónica, provista de una espina o mucrón característico. El
recto, está rodeado de tres glándulas rectales (dos dorsales y una ventral) que no
son siempre visibles a microscopía óptica y sólo aparecen en el tercer estadío
larvario (L3)15, 16 , 17, 18.
Figura 11. Región caudal con mucrón (x 40).
12
2.3. CICLO VITAL DEL PARÁSITO Anisakis simplex.
El ciclo vital de Anisakis simplex, es muy complejo, y aún no está bien
aclarado11,19. En general, se acepta que el primer estadio larvario (L1) se encuentra
en los huevos eliminados en las heces de los hospedadores definitivos, que son
fundamentalmente los mamíferos marinos (cetáceos y pinnípedos) tales como las
ballenas, focas, leones marinos, delfines, etc. Estos huevos tienen un tamaño
aproximado de 40x50 micras20 y se han reconocido veintiséis especies de cetáceos
y doce de pinnípedos como hospedadores de Anisakis simplex21. Estos animales
infestados, se distribuyen por los mares de todo el mundo, pero fundamentalmente
se encuentran en las aguas más frías22, 23. Los huevos, a bajas temperaturas (5º-
7ºC) eclosionan en unos 20-27 días y se libera el parásito en forma de segundo
estadio larvario (L2), con un tamaño de 355 micras24, 20. Esta larva, ya muestra un
diente apical en la extremidad anterior y un anillo nervioso, siendo muy activas en el
agua del mar, pudiendo sobrevivir 6-7 semanas a temperatura de 5-7ºC24. Estas
larvas son ingeridas por pequeños crustáceos (fundamentalmente Eufausiidos) que
forman el Krill oceánico (Thysanoessa inermis, Thysanoessa longicaudata,
Meganyctiphanes norvegica)25 y que constituyen los principales hospedadores
intermediarios11, 19, 26, 27. Posteriormente, en el hemocele de estos crustáceos, la
larva se desarrolla y se convierte en L3 (tercer estadio larvario) con una longitud de
6 mm 11, 28 siendo ingeridos por multitud de peces teleósteos y calamares en mares
de todo el mundo, que constituyen los hospedadores paraténicos. Estos
hospedadores, actúan como meros transportadores de la larva, ya que no ocurre
ninguna transformación larvaria en ellos11,19, 20 ni siquiera cuando peces o
calamares de pequeño tamaño infestados son ingeridos por peces de tamaño
mayor, siendo capaz la larva de reinfestar a éstos últimos. Esto ha podido verificarse
experimentalmente29. La ingesta de estos peces infestados por los mamíferos
marinos, que actúan como hospedadores definitivos, supone el desarrollo del cuarto
estadio larvario (L4) y posteriormente se convierten en adultos, sexualmente activos,
diferenciándose en machos y hembras, con la consiguiente producción de huevos y
el inicio de un nuevo ciclo11, 15, 19, 30 (Figura 11).
El ser humano, es un hospedador accidental al ingerir pescado infestado de
larvas de Anisakis simplex en su tercer estadio larvario (L3), pero no se desarrolla a
13
forma adulta11, 19, 20. Estos parásitos, se encuentran pues con frecuencia en los
intestinos y vísceras de numerosas especies de peces (sobre todo en el hígado) y
permanecen vivos cuando el pez muere31, 19. En algunas especies (Scomber
scombrus), se observa un fenómeno de migración de las larvas a la musculatura
perivisceral cuando los peces permanecen mucho tiempo sin eviscerar, pero no se
observa en otras especies de alta tasa de infestación (Micromesistius poutassou).
Parece que esto está relacionado con la cantidad de lípidos en el tejido muscular de
determinadas especies31, 32. Otros autores sin embargo, han observado este
fenómeno de migración en bacaladillas (Micromesistius poutassou)15, por lo que el
tema es controvertido.
También se ha sugerido que los crustáceos eufausiidos y quizás otros
crustáceos, serían infectivos también para los hospedadores definitivos11. Así, por
ejemplo, se han encontrado ejemplares de Anisakis simplex en el interior de la
ballena azul (Balaenoptera musculus) que se alimenta exclusivamente de
eufausiidos23, 33. Por otro lado, también se ha observado en alguna ocasión parásitos
en su cuarto estadio larvario (L4) en el interior de peces34.
Aunque la mayoría de las veces, los peces infestados con Anisakis simplex
son de origen marino, también se ha descrito el parásito en peces de agua dulce35,
y otros animales (ranas36, tortugas17, pájaros piscívoros11, 37, nutrias38 y gatos39).
14
Figura 12. Ciclo vital del parásito Anisakis simplex.
Hospedadores definitivos
Hombre Mamíferos marinos
L3 L4 Huevos
Huevos
L1 L2
Peces teleósteos y ?
Calamares (L3) Hospedadores
paraténicos L2 libres
Hospedadores intermediarios
Eufausiidos
L2 L3
15
3. – EPIDEMIOLOGÍA DE LA ANISAKIDOSIS.
Dentro del término anisakidosis, se incluyen los síndromes clínicos producidos
por los géneros Anisakis simplex, Pseudoterranova (Pseudoterranovosis) y
Contracaecum40.
La inmensa mayoría de los casos, se dan en el Japón, habiéndose publicado
cerca de trece mil casos entre anisakidosis gástrica, anisakidosis intestinal,
pseudoterranovosis gástrica y pseudoterranovosis intestinal. En el resto de los
países, el número de casos publicados no supera en mucho los quinientos (Tabla I).
Como puede verse, en Japón la anisakidosis gástrica es mucho más frecuente que
la intestinal (alrededor del 71%), mientras que en el resto de los países, ocurre lo
contrario, siendo mucho más frecuente la anisakidosis intestinal (alrededor del
75%)41. La razón de esta diferencia parece deberse al uso rutinario de la
gastroscopia de urgencia en Japón, mientras que esta práctica es poco habitual en
países de Europa y América9.
16
TABLA I. Número de casos publicados de anisakidosis en el mundo
Anisakis simplex Pseudoterranova
País Gástrica Intestinal Gástrica Intestinal Total
JAPON 11.629 567 335 12.531
HOLANDA 3 289 292
ALEMANIA 13 71 84
FRANCIA 19 19 1 39
USA 12 24 11 2 49
COREA 6 3 1 10
BELGICA 9 9
UK 2 1 3
ESPAÑA 6 15 1 22
CHILE 1 2 3
CANADA 1 2 3
SUECIA 1 2 3
ISRAEL 2 2
N.ZELANDA 1 1
TAHITI 1 1
TOTAL 13.052
17
4. – ETIOPATOGENIA DE LA ANISAKIDOSIS.
Como hemos comentado, la infestación humana por el parásito
Anisakis simplex en su tercer estadio larvario (L3), se produce por la ingesta de
pescado crudo o semicocinado. Los experimentos realizados con animales,
muestran que tanto las larvas vivas como las muertas, producen reacciones inmunes
en el huésped a su paso por el tubo digestivo42, 43. También se ha observado que
penetran más fácilmente la pared intestinal que la gástrica y el número total de
larvas que penetran la mucosa está entre 1/3 y 1/4 del total41. Estudios realizados en
conejos, han mostrado como en la primera infección, la larva puede permanecer viva
unos siete días, pero en una segunda infección, muere al segundo día,
produciéndose una severa reacción inmunológica tipo granulomatosa. Además, a
mayor número de larvas que penetran la pared intestinal, la respuesta inmune es
más intensa44. En humanos, la infección primaria del tracto digestivo, rara vez puede
verse ya que no causa síntomas, ó éstos son muy leves e inespecíficos. En una
posterior reinfección, al penetrar el parásito la mucosa del estómago e intestino,
estimula la formación de granulomas o abscesos que se caracterizan por necrosis,
hemorragia y masiva infiltración eosinofílica con exudado fibrinoso41, 45.
En esta invasión tisular, está implicada la producción de proteasas por el
parásito46 que han sido identificadas como una proteasa “tripsina-like” y una metalo-
aminopeptidasa. Estas enzimas, degradan glucoproteínas y colágeno, pero no la
elastina; por otro lado, la tripsina tiene regiones estructuralmente similares a la
tripsina de los mamíferos47. También se ha demostrado una actividad
anticoagulante expresada como prolongación del tiempo de protrombina, en los
productos de excreción-secreción de Anisakis simplex48.
Los fenómenos de hipersensibilidad juegan un papel importante en la
anisakidosis, estando implicados mecanismos tipo I (IgE-mediados) y mecanismos
tipo III (mediados por inmunocomplejos)49. Por otro lado, las secreciones proteicas
de las larvas y sus componentes somáticos, poseen una potente actividad
quimiotáctica para los eosinófilos. De este modo, la infestación primaria daría lugar a
síndromes clínicos insidiosos e inespecíficos mientras que la infestación secundaria
daría lugar a síndromes clínicos agudos41, 49.
Las complicaciones infecciosas son raras en la anisakidosis, no observándose
bacterias en las lesiones ni en el fluido recogido en laparotomías o endoscopias41.
18
5. –MANIFESTACIONES CLÍNICAS.
Anisakis simplex es responsable de dos síndromes clínicos bien
diferenciados: Hipersensibilidad a proteínas del mismo y la infestación o
anisakidosis. Esta última, dependiendo de la localización de la lesión, se divide en
gástrica, intestinal y ectópica o extragastrointestinal. Todas estas formas de
anisakidosis, pueden ser agudas o crónicas, tanto desde el punto de vista clínico
como histopatológico9, 50.
5.1. - ANISAKIDOSIS GÁSTRICA.
La anisakidosis gástrica, es la forma más frecuente en Japón, con un 71% de
los casos. Las larvas del parásito una vez ingeridas y por acción de sus enzimas,
penetran la mucosa gástrica, fundamentalmente a nivel del fundus. La anisakidosis
gástrica, puede ser clasificada en dos tipos: aguda o fulminante, que es la forma
más frecuente y crónica o insidiosa.
5.1.1. -ANISAKIDOSIS GÁSTRICA AGUDA.
Las manifestaciones clínicas más frecuentes de esta forma de anisakidosis,
son:
- Dolor abdominal: El dolor abdominal está presente en el 100% de los
casos de anisakidosis gástrica fulminante. Suele empezar entre 3-5 horas después
de la ingesta del pescado y en el 80% de los casos dentro de las primeras 24 horas.
La intensidad del dolor es variable, desde leve hasta severo y la localización es en el
50% de los casos epigástrico; en el 40% difuso por todo el abdomen y en el 10% en
región umbilical. Muchas veces, los pacientes con este cuadro clínico y si el dolor es
severo, son intervenidos quirúrgicamente con diagnóstico de abdomen agudo51, 52.
- Náuseas y vómitos: Las náuseas están presentes en el 68% de los
pacientes y los vómitos en el 39%, estando asociados al dolor abdominal. A veces,
se observa hematemesis (en un 7%) y suelen ser casos de presentación muy aguda.
Este síntoma puede confundirse con una úlcera sangrante ser tratado con
gastrectomía51, 53.
- Distensión abdominal: Está presente en el 30% de los casos, afectándose
sobre todo la región epigástrica aunque a veces se presenta infraumbilical.
19
- Diarrea: Se observa en el 19% de los pacientes; es de característica
acuosa, con una media de tres deposiciones al día.
- Urticaria: Aparece en aproximadamente el 10% de los pacientes y suele
acompañarse de dolor abdominal y náuseas.
- Dolor torácico: Se observa en el 49% de los pacientes, siendo de
características isquémicas51 y a veces puede ser severo, de forma que algunos
autores japoneses incluyen la anisakidosis gástrica en el diagnóstico diferencial del
dolor torácico agudo54.
En cuanto a las exploraciones complementarias, puede encontrarse febrícula
de unos 37.5ºC en el 11% de los casos, leucocitosis en el 55% de los casos (en
ningún caso sobrepasa los 18.000/mm3) siendo rara la eosinofilia. En caso de
aparecer ésta, no sobrepasa el 8%.
5.1.2. -ANISAKIDOSIS GÁSTRICA CRÓNICA.
Puede pasar desapercibida, dado que en muchos casos los síntomas son
leves con dolor abdominal sordo y difuso, náuseas y anorexia que no obliga al
paciente a consultar. Puede diagnosticarse incluso 2-3 meses tras la ingesta,
observando las formaciones granulomatosas por endoscopia.
5.2. -ANISAKIDOSIS INTESTINAL.
Es la forma más frecuente de la enfermedad en países occidentales, mientras
que en Japón no superan el 30% del total de casos diagnosticados50. Al igual que la
anisakidosis gástrica, se divide en aguda y crónica, dependiendo de su presentación
clínica.
5.2.1. -ANISAKIDOSIS INTESTINAL AGUDA.
Es la forma de presentación más frecuente, iniciándose los síntomas
en las primeras 48 horas en un 61% de los casos. En un 45% de los casos
intestinales agudos, se practica laparatomía quirúrgica, mientras que en el resto se
tratan con terapia conservadora. Los síntomas más frecuentes en esta presentación,
son:
- Dolor abdominal: Es el síntoma más común, aunque puede estar ausente.
Esto depende de si la larva de Anisakis penetra la pared intestinal ó permanece en
ella. En el primer caso, el paciente permanece asintomático o el dolor desaparece
20
rápidamente mientras que en el segundo supuesto, aparecería dolor abdominal
agudo. La localización del dolor es variable, pero en la mayoría de los casos afecta a
la región umbilical y fosa ilíaca derecha, pudiendo simular cuadros de apendicitis8, 50,
55.
- Náuseas y vómitos: Aparecen en el 25% de los casos, aunque en las
series de enfermos de Ishikura alcanza el 70% de los casos50.
- Distensión abdominal: Se manifiesta en el 61% de los casos, y puede
deberse a meteorismo debido al engrosamiento de la pared intestinal y disminución
de la luz o a la ascitis, que tiene importancia en el diagnóstico como veremos más
adelante.
-Estreñimiento: Es un síntoma bastante frecuente en la anisakidosis
intestinal, y se debe al engrosamiento de la pared intestinal con la consiguiente
formación de un ileo obstructivo. Cuando aparece, puede ayudarnos a establecer la
extensión de la enfermedad. En casos muy esporádicos se encuentra sangre en
heces, secundario a peritonitis bacteriana por perforación intestinal.
- Lengua saburral: Se describe como característico de la anisakidosis
intestinal la lengua saburral blanca, apareciendo en el 72% de los casos50.
- Defensa muscular abdominal: No es muy frecuente, aunque en un 35%
puede aparecer simulando un cuadro de apendicitis o ileo obstructivo agudo, no
teniendo una localización específica el punto doloroso a la palpación. Hajime
Ishikura refiere que la localización del punto doloroso más frecuente es en fosa ilíaca
derecha (incluyendo el punto de McBurney) y en región umbilical (54% y 35% de los
casos respectivamente).
En cuanto a los hallazgos objetivos que podemos encontrar, son pocos
específicos y dado que suele ser un cuadro quirúrgico, nunca se miden. Así por
ejemplo, no suele haber fiebre, ni leucocitosis ni (sorprendentemente) eosinofilia.
Ésta sí está presente en el líquido ascítico, con un contenido de eosinófilos mayor
del 30%.
5.2.2. -ANISAKIDOSIS INTESTINAL CRÓNICA.
Suele cursar de forma asintomática y el diagnóstico suele ser casual en el
transcurso de una laparotomía por otras causas.
21
5.3.- PSEUDOTERRANOVOSIS.
La pseudoterranovosis, producida por Pseudoterranova decipiens, es rara,
habiéndose descrito 335 casos de pseudoterranovosis gástrica en Japón, 11 en
Estados Unidos, 1 en Reino Unido, 1 en España, 2 en Chile y 2 en Canadá. De la
forma intestinal sólo se han descrito dos casos en Estados Unidos y uno en Corea
(ver Tabla I). En Japón, todos los casos se han dado en el norte del país (Tohoku y
Hokkaido), ya que en esta zona es típico el sashimi de tiburón, animal
frecuentemente infestado por Pseudoterranova decipiens9, 41.
Los síntomas clínicos son más leves que los producidos por Anisakis simplex
y no hay publicaciones de casos de penetración de la pared intestinal.
5.4. -ANISAKIDOSIS EXTRAGASTROINTESTINAL.
También denominada ectópica o heteróloga. Se han publicado 117 casos en
Japón. Se ha descrito en localizaciones diversas: úvula, amígdalas, cavidad pleural,
ovario, páncreas, hígado, mesenterio, nódulos linfáticos, tejido subcutáneo, mucosa
oral, mucosa faríngea y esófago, siendo la localización más frecuente ésta última,
con 24 casos publicados9 , 56
5.5. -HIPERSENSIBILIDAD A PROTEÍNAS DE Anisakis simplex.
En 1989, los autores japoneses Kasuya, Hamano e Izumi, describieron por
primera vez un caso clínico de anafilaxia por probable alergia o hipersensibilidad a
Anisakis simplex57. Se trataba de una mujer de 35 años que experimentó un cuadro
de disnea, tos, hinchazones y urticaria generalizada dos horas después de haber
comido caballa marinada. Estos autores realizaron pruebas cutáneas con técnica de
escarificación a diferentes pescados (incluido caballa) y otros alimentos, con
resultado negativo. Las pruebas cutáneas preparadas con un extracto del parásito a
una concentración de 2.8 mg/ml, fueron positivas. Los autores concluyeron: “parece
que una nueva enfermedad, alergia a Anisakis, debe ser reconocida. Este potente
22
alergeno, puede llegar a ser un problema mundial, al menos para las personas
que coman pescados de mar”.
Al año siguiente, en 1990, estos mismos autores publicaron once casos de
pacientes con clínica de urticaria tras ingesta de caballa58. En este nuevo trabajo,
también realizaron pruebas cutáneas y obtuvieron resultados positivos en todos los
pacientes con extracto proteico de Anisakis simplex mientras que ninguno reaccionó
con extracto de caballa. Los autores concluyen que los casos corresponderían a
pacientes con alergia a Anisakis simplex y teorizan que el antígeno del parásito
sería termoestable, ya que dichos pacientes habían comido el pescado cocinado.
En 1995, autores españoles del Hospital Santiago Apóstol de Vitoria,
publicaron una serie de diez pacientes con clínica de hipersensibilidad inmediata a
Anisakis simplex, confirmando el diagnóstico con tests in vivo e in vitro. Por otro
lado, demostraron que el alergeno responsable era termoestable, pues el extracto
alergénico fue testado tras congelación, tras calentarlo a 40º durante 10 minutos y
tras llevarlo a ebullición durante 20 minutos. No hubo diferencias significativas en el
tamaño de las pápulas obtenidas con los diferentes extractos. Estos autores
concluyen que las proteínas alergénicas de Anisakis simplex son termoestables, y
que dependerían de la estructura primaria (determinantes antigénicos
secuenciales)59.
5.5.1. – CARACTERÍSTICAS CLÍNICAS.
La manifestación clínica más frecuente es la aparición de urticaria y/o
angioedema entre quince minutos y seis horas después de haber tomado pescado
infestado. Estos episodios de urticaria, suelen ser recidivantes y se acompañan de
síntomas gastrointestinales en un 40% de los casos59, 60, 61 , 62, 63, 64, 65.
La prevalencia de síntomas cutáneos (urticaria y/o angioedema), varía según
las series, oscilando entre el 100%59, 60 y el 78%65. En una serie de cien pacientes
con urticaria aguda idiopática, se encontró una prevalencia de sensibilización del
22%, aunque sólo fueron diagnosticados de hipersensibilidad a Anisakis simplex un
8%64. Así pues, este alergeno tendría una importancia similar a algunos alergenos
alimentarios como causa de urticaria aguda.
La hipersensibilidad a Anisakis simplex también puede manifestarse como un
cuadro de anafilaxia, que suele ser de características severas, con una prevalencia
23
que oscila entre el 25% y 50% de los casos según las series65, 60. Así, el primer
caso bien documentado de hipersensibilidad a Anisakis simplex, se trataba de una
paciente con diagnóstico inicial de anafilaxia recidivante idiopática66. Las
características clínicas, son indistinguibles de otro cuadro de anafilaxia, si bien es
característico la presencia de síntomas digestivos agudos inespecíficos (náuseas,
vómitos, diarrea) así como una llamativa epigastralgia intensa, que despierta al
paciente (si el pescado infestado se consumió en la cena)59.
También se han descrito recientemente otros cuadros clínicos de
hipersensibilidad a Anisakis simplex, en forma de conjuntivitis ocupacional en un
paciente pescadero67, asma ocupacional en dos pacientes (pescadero y
manipulador de harinas de pescado respectivamente)68 y dermatitis de contacto69.
24
6. –MÉTODOS DIAGNÓSTICOS.
La aproximación diagnóstica a los diferentes síndromes producidos por
Anisakis simplex, es diferente bien se trate de infestación (Anisakidosis) o
hipersensibilidad. En ambos casos, es fundamental realizar una detallada historia
clínica con el objeto de evidenciar el consumo de pescado por el paciente antes del
inicio de los síntomas. El intervalo de aparición de los mismos, es variable; así, en la
anisakidosis depende de la localización del parásito (gástrica o intestinal), siendo
mayor el intervalo en esta última (24-48 horas)70. En cuanto a los síntomas de
hipersensibilidad, la aparición puede ser inmediata (quince minutos) o tardía (hasta
seis horas después)59, 60, 65. También ha de recogerse en la historia clínica qué
pescado se ha consumido y si se ha cocinado o no. Por otro lado, el conocimiento
de las especies con mayor índice de infestación en el entorno del paciente, puede
resultar de gran ayuda en la aproximación diagnóstica.
De forma didáctica, dividiremos los métodos diagnósticos en dos apartados:
diagnóstico de anisakidosis y diagnóstico de hipersensibilidad a proteínas de
Anisakis simplex.
6.1. –DIAGNÓSTICO DE LA ANISAKIDOSIS.
La aproximación diagnóstica de la anisakidosis es variable dependiendo de
dos factores: presentación clínica y localización del parásito. En la actualidad,
disponemos de tres métodos diagnósticos:
a) Diagnóstico de imagen.
b) Diagnóstico seroinmunológico
c) Diagnóstico histopatológico
6.1.1. –DIAGNÓSTICO DE IMAGEN.
La endoscopia es el método diagnóstico de elección en las formas clínicas
agudas de anisakidosis, sobre todo en la gástrica5, 9, 71. A este nivel, el parásito se
localiza fundamentalmente en el fundus y curvatura mayor, mientras que a nivel
intestinal prácticamente todos los casos, se localizan en íleon terminal, entre la
válvula de Bauhin y cien centímetros en sentido proximal9, 71. Esto hace que la
endoscopia diagnóstica en la anisakidosis intestinal, es técnicamente muy difícil, por
lo que el diagnóstico definitivo solo puede hacerse mediante estudio histopatológico
25
de la pieza quirúrgica. También son de ayuda los hallazgos radiológicos y los
análisis serológicos, como comentaremos más adelante.
6.1.1.1. – HALLAZGOS ENDOSCÓPICOS.
a) Anisakidosis gástrica aguda.
En esta forma clínica, la endoscopia hay que realizarla precozmente, con el
objeto de extraer al parásito usando las pinzas de biopsia del aparato. Puede
observarse la larva del parásito penetrando la mucosa gástrica, moviéndose
activamente en forma sigmoide. Es característico el color blanquecino de la larva de
Anisakis simplex lo que la diferencia de la larva de Pseudoterranova que es más
larga y ancha y de color amarillo o marronáceo. Posteriormente, la larva se mueve
lentamente y se estira y contrae rítmicamente. El lugar de penetración está
edematoso, acompañado de una hipervascularización variable, dependiendo del
intervalo de la infestación y de la respuesta inmunitaria frente al parásito. Puede
verse ocasionalmente erosiones y sangrados de la mucosa gástrica, pero es menos
frecuente que en la forma intestinal. También puede observarse engrosamiento de
los pliegues de la mucosa gástrica con cambios edematosos en las zonas cercanas
al lugar de la penetración5, 9, 71, 72.
b) Anisakidosis gástrica crónica.
En estadios crónicos, puede observarse en el área afectada erosiones o
úlceras con diferente grado de edema en la superficie o bien zonas localizadas de
induración. En otros casos puede observarse una tumoración nodular. Estos
hallazgos endoscópicos, pueden confundirse con un carcinoma gástrico ( tipo IV de
Borrman) o con una úlcera gástrica9, 72.
c) Anisakidosis aguda intestinal.
En esta forma clínica, la endoscopia carece de utilidad y el diagnóstico se
realiza identificando la larva en la pieza quirúrgica o mediante estudio
histopatológico como comentaremos más adelante.
26
d) Anisakidosis crónica intestinal.
No es de utilidad la endoscopia en esta presentación clínica y muchas veces
el hallazgo es casual, en el transcurso de una laparotomía por diferentes causas73.
6.1.1.2. – HALLAZGOS RADIOLÓGICOS.
La exploración radiológica, no es de elección en las formas gástricas, aunque
puede dar alguna información en las formas intestinales y así evitar la exploración
quirúrgica. El método utilizado es el tránsito gastrointestinal con contraste de bario.
a) Anisakidosis gástrica.
Los hallazgos radiológicos en la anisakidosis gástrica aguda, son secundarios
al edema de la mucosa y defectos de relleno filiformes de unos tres centímetros de
longitud que corresponden a la larva del parásito74.
b) Anisakidosis intestinal.
En este caso, los hallazgos radiológicos son secundarios a la intensa
edematización de la pared: engrosamiento de los pliegues, signo de la “huella de
pulgar”, desaparición de los pliegues de Kerckring, aspecto de la mucosa en diente
de sierra y estrechamiento irregular de la luz intestinal, sobre todo a nivel de íleon
terminal. En casos muy excepcionales, puede demostrarse la presencia del parásito
en la lesión75, 76. Estos hallazgos pueden confundirse con una enfermedad de Crohn,
Isquemia intestinal, Enteritis eosinofílica, Tuberculosis intestinal o Neoplasia75.
6.1.1.3. – HALLAZGOS ECOGRÁFICOS.
La ecografía puede usarse como alternativa al estudio radiológico, ya que es
un método seguro y no invasivo. Se ha usado sobre todo para el diagnóstico de la
anisakidosis intestinal, con objeto de evidenciar inflamación de las asas intestinales.
El signo ecográfico más frecuente es el engrosamiento de la pared intestinal,
considerado patológico a partir de 4 mm. En esta enfermedad, se ha descrito
27
engrosamiento de la pared intestinal que varía entre 5 y 15 mm77. Otros
hallazgos ecográficos que pueden verse son la retención de líquido ascítico y el
engrosamiento de los pliegues de Kerckring. No obstante, todos los hallazgos
ecográficos son inespecíficos y han de valorarse conjuntamente con los hallazgos
clínicos y serológicos del paciente77.
6.1.2. –DIAGNÓSTICO SEROINMUNOLÓGICO.
Aunque el diagnóstico de sospecha de la anisakidosis aguda ha de
basarse fundamentalmente en la historia clínica del paciente, muchas veces el
diagnóstico definitivo es difícil, sobre todo en las formas clínicas intestinales o
ectópicas en las que no es útil la endoscopia. Se complica aún más en las formas
crónicas, que como hemos visto presenta una sintomatología vaga e inespecífica.
En todas estas situaciones, los métodos de diagnóstico seroinmunológico, son de
gran utilidad.
Se han descrito varios métodos de diagnóstico serológico que describimos a
continuación.
6.1.2.1. INMUNODIFUSIÓN RADIAL.
La inmunodifusión radial está basada en la reacción de precipitación descrita
por Ouchterlony, siendo una de las primeras reacciones antígeno-anticuerpo
documentadas. La técnica, se realiza en un medio sólido, como el agar, que permite
la difusión de las moléculas proteicas. En este gel, el suero problema se disuelve
homogéneamente y el antígeno se coloca en un pocillo en el centro del gel. El
antígeno se desplaza por el gel, siendo fijados por los anticuerpos; al principio, estos
complejos antígeno-anticuerpo son solubles y siguen difundiendo hasta que se unen
a una cantidad de anticuerpo suficiente para precipitar, formando un anillo alrededor
del pocillo78, 79. Este método, ha sido descrito para el diagnóstico de anisakidosis
sobre todo por autores franceses80. Sin embargo, es lento y laborioso, analiza un
número limitado de muestras y presenta una baja sensibilidad. Además, en el citado
trabajo en el que se analizaron sueros de cuatro pacientes, se encontró reactividad
cruzada con antígenos de Ascaris suum, Toxocara canis y Loa loa, es decir, es
poco específico.
28
6.1.2.2. – RADIOINMUNOENSAYO.
Se ha descrito este método serológico usando la técnica de RAST (del inglés
radioallergosorbent test), por Desowitz y colaboradores81. Este autor, obtenía un
extracto alergénico de Anisakis simplex con una concentración proteica de 2 mg/ml y
después acoplaba el antígeno a discos de celulosa activados con bromuro de
cianógeno y realizaba el RAST según metodología descrita previamente por Wide en
1967 y perfeccionada por Ceska en 1972: estos discos se incuban con el suero del
paciente para permitir que los anticuerpos específicos se unan al antígeno.
Posteriormente se lavan para retirar las sustancias no adheridas y se añade anti-IgE
marcada con Yodo radiactivo (I125); se incuban en cámara húmeda, se vuelve a lavar
para eliminar elementos no fijados y se mide la radiación en un contador gamma82,
83. Este autor, analizó cinco sueros procedentes de enfermos japoneses
diagnosticados de anisakidosis histológicamante y encontró resultados positivos en
todos ellos, comparando los resultados con sueros controles. No obstante, también
resultó positivo en sueros procedentes de niños asmáticos sin clínica de parasitosis
conocida, por lo que resultaba un test sensible pero poco específico.
6.1.2.3. –ENZIMOINMUNOENSAYO.
En 1986, el grupo japonés de Hajime Ishikura, inició los estudios
conducentes al desarrollo de un test serológico específico para detectar antígenos
de Anisakis simplex. En primer lugar, desarrollaron anticuerpos monoclonales que
detectaran específicamente antígenos de Anisakis simplex y no tuviesen reactividad
cruzada con otros parásitos relacionados taxonómicamente84. Estos autores
desarrollaron siete anticuerpos monoclonales que llamaron An1…. An7 y
demostraron que reaccionaban específicamente con Anisakis simplex y no
reaccionaban con otros parásitos (Pseudoterranova decipiens, Toxocara cati,
Trichinella spiralis, Ascaris suum, Echinococcus multilocularis, Dirofilaria immitus).
Posteriormente, analizaron la localización de los antígenos de Anisakis simplex
detectados por dichos anticuerpos monoclonales y vieron que An2 reconocía todos
los antígenos distribuidos en diferentes estructuras del parásito (músculo, pared
intestinal, etc.) con un peso molecular entre 40 y 46 kDa. Por otro lado, este
anticuerpo era capaz también de reconocer antígenos de excreción-secreción de
Anisakis simplex, por lo que los autores concluyeron que el anticuerpo monoclonal
29
An2 era muy potente y específico de especie por lo que podría ser usado para
desarrollar un test serológico en anisakidosis9, 84.
Posteriormente, estos autores desarrollaron un test de enzimoinmunoensayo
tipo ELISA (de las iniciales inglesas enzyme-linked immunosorbent assay) usando el
anticuerpo monoclonal An285, 86. La técnica de enzimoinmunoensayo, es similar al
RAST, solo que en vez de marcar el anticuerpo (anti-IgE, Anti-IgG) con isótopos, se
marca con enzimas y después se añade un substrato que reacciona con la enzima y
produce color que puede medirse por espectrofotometría. Tiene la ventaja con
respecto al RAST en que no hay que manejar isótopos, los reactivos son más
estables y no hay problemas con los deshechos radiactivos87. Usando esta técnica,
pudo verse que el 50% de los pacientes con anisakidosis tenían respuesta IgG, IgM
e IgA específica a partir de la primera semana tras la infestación; entre la cuarta y la
octava semana, la eficiencia diagnóstica del test era del 100% y a partir de la
semana doce el test se hacía negativo. Por otro lado, se evidenció que la respuesta
IgE-específica era muy precoz e intensa, evidenciándose a partir del primer día de la
infestación en casi el 95% de los pacientes testados9. Así pues, este método
serológico es útil en el diagnóstico clínico de la anisakidosis, sobre todo la respuesta
IgE-específica, dado que es positiva desde el primer día. Por otro lado, el test es
muy específico, no teniendo reactividad cruzada con otros parásitos
taxonómicamente cercanos a Anisakis simplex ni fue positivo en ninguno de los
controles sanos.
Recientemente, autores españoles de la Universidad de Santiago de
Compostela, han desarrollado cinco anticuerpos monoclonales específicos de
Anisakis simplex (UA1…. UA5) que comparados con An2 parece que son
igualmente específicos y podrían usarse con fines diagnósticos88.
Últimamente, se ha enfatizado el papel de los antígenos de excreción-
secreción en la respuesta inmune de la anisakidosis. Se ha demostrado con técnicas
de inmunoblotting que la respuesta IgE e IgA específica para estos antígenos es
más específica que la respuesta IgG y está presente en fases muy precoces de la
enfermedad. Estos antígenos tendrían un peso molecular variable entre 50 y 120
kDa89. No obstante, estos estudios se han realizado con un pequeño número de
pacientes y su aplicación al diagnóstico clínico es todavía incierta.
30
6.1.3. –DIAGNÓSTICO HISTOPATOLÓGICO9, 72 ,90, 91, 92, 93.
La anisakidosis, desde el punto de vista histopatológico, se divide en:
- Anisakidosis gástrica
- Anisakidosis intestinal
- Anisakidosis extragastrointestinal
- Estadio agudo o forma fulminante
- Estadio crónico o forma leve, que a su vez se divide:
- Primera etapa o inflamatoria
- Segunda etapa o abscesiforme
- Tercera etapa o abscesiforme-granulomatosa
- Cuarta etapa o granulomatosa
6.1.3.1. Anisakidosis gástrica aguda.
Casi todos los casos de este tipo de anisakidosis, curan mediante la
extracción endoscópica del parásito, por lo que los estudios histológicos son raros.
Puede encontrarse una severa infiltración eosinofílica y edema submucoso. A veces,
puede encontrarse cortes del parásito en la capa submucosa, con una característica
luz intestinal en “Y” y la pared intestinal conteniendo unas 60-80 células (células de
Renette). En estos casos, el diagnóstico es definitivo.
6.1.3.2. –Anisakidosis gástrica crónica.
a) Primera etapa o inflamatoria: Se ve con poca frecuencia y es secundaria a la
respuesta inmunológica por reinfestación, probablemente por un mecanismo de
hipersensibilidad tipo Arthus (tipo III). Histológicamente, es indistinguible del estadio
agudo.
b) Segunda etapa o abscesiforme: En esta etapa, se forma un absceso alrededor de
la larva muerta o sus restos, con tejido necrótico infiltrado de eosinófilos. Puede
verse una pequeña cantidad de tejido granulomatoso rodeando al absceso
conteniendo eosinófilos, macrófagos y linfocitos, junto a edema y exudación de
fibrina.
c) Tercera etapa o abscesiforme-granulomatosa: A partir de los seis meses de la
infestación, el absceso tiende a desaparecer. Aparece tejido granuloso alrededor del
mismo, disminuyendo la infiltración eosinofílica y apareciendo un infiltrado
31
linfocitario. También pueden verse células gigantes de cuerpo extraño
invadiendo los restos de la larva.
d) Cuarta etapa o granulomatosa: los restos de larva están rodeados de tejido
granulomatoso con fibrosis, células gigantes de cuerpo extraño, linfocitos y escasos
eosinófilos. Esta respuesta correspondería a un fenómeno de hipersensibilidad
mediado por células.
6.1.3.3. –Anisakidosis intestinal aguda.
En este tipo de anisakidosis, la pared intestinal es de tres a cinco veces más
gruesa de lo normal, a expensas de un intenso edema de la submucosa y marcado
infiltrado celular, sobre todo eosinofílico. También puede verse vasculitis severa con
necrosis fibrinoide, sobre todo en la submucosa, hiperplasia de los folículos linfoides
y del plexo de Auerbach y cambios inflamatorios leves de la muscularis
submucosae. También pueden encontrarse cortes transversales o sagitales del
parásito, como hemos comentado. Estos hallazgos histopatológicos, pueden verse a
las 48 horas de la infestación y también puede analizarse el líquido ascítico, aunque
es raro en fases agudas. De forma característica, los eosinófilos superan el 30% del
total de células halladas en dicho líquido.
6.1.3.4. –Anisakidosis intestinal crónica.
a) Primera etapa o inflamatoria: Es indistinguible de la fase aguda.
b) Segunda etapa o abscesiforme: idéntica a la descrita en la forma gástrica (ver
página anterior)
c) Tercera etapa o abscesiforme-granulomatosa: La mayoría de los casos de este
tipo, son hallazgos casuales en un acto quirúrgico por otros motivos (ileo, neoplasia,
enteritis regional, etc.). Como hemos comentado, alrededor del absceso con los
restos del parásito, se va organizando tejido granulomatoso y empieza a aparecer el
infiltrado linfocitario y células gigantes de cuerpo extraño.
d) Cuarta etapa o granulomatosa: Este tipo es encontrado rara vez a nivel intestinal,
ya que la mayoría de los pacientes son intervenidos quirúrgicamente en estadios
anteriores y no llegan a este nivel. En el caso de encontrarse, el diagnóstico de
anisakidosis es casi imposible, ya que los restos de la larva no pueden identificarse
como tal. En estos casos, podrían aplicarse técnicas inmunohistoquímicas usando
32
anticuerpos monoclonales específicos para Anisakis simplex, para identificar el
material hallado dentro del granuloma.
6.2. –DIAGNÓSTICO DE HIPERSENSIBILIDAD A PROTEÍNAS DE Anisakis
simplex.
El objetivo del diagnóstico de hipersensibilidad a Anisakis simplex es
demostrar la presencia de anticuerpos IgE específicos para el antígeno del parásito.
Esto puede hacerse con la realización de pruebas in vivo y pruebas in vitro.
6.2.1. PRUEBAS IN VIVO.
6.2.1.1. - Pruebas cutáneas.
Con las pruebas cutáneas, intentamos reproducir en la piel el fenómeno de
hipersensibilidad IgE-mediado. La reacción cutánea se expresa con una respuesta
dérmica inmediata de habón y eritema que a veces, se sigue de una reacción tardía
edematosa poco definida. La respuesta inmediata, depende de los mastocitos
cutáneos sensibilizados que se degranulan rápidamente tras exposición al alergeno.
Esta respuesta, se inicia a los cinco minutos y tiene un pico a los quince minutos.
Los mediadores que se liberan fundamentalmente son agentes vasoactivos como la
histamina, leucotrienos sulfidopéptidos y mediadores neurogénicos.
La respuesta tardía, aparece entre las tres y cinco horas después, con un pico
entre las seis y doce horas y consiste en una reacción edematosa poco definida
debido al flujo de células inflamatorias, fundamentalmente eosinófilos y sus
mediadores inflamatorios.
En todos los tests cutáneos, se debe introducir un control negativo, que puede
ser el diluyente del antígeno probado o suero fisiológico y un control positivo, que ha
de ser un secretagogo; se emplea normalmente histamina a una concentración de
10 mg/ml para prick y 1 mg/ml para intradermoreacción. En todos los casos, han de
seguirse las recomendaciones de la Academia Europea de Alergología e
Inmunología Clínica (EAACI)94.
33
6.2.1.2. - Métodos de pruebas cutáneas.
- Escarificación: Consiste en un raspado de la piel, sin producir sangre, y aplicación
posterior del antígeno. Este método, fue empleado por Kasuya con extracto de
Anisakis simplex a una concentración de 2.8 mgr/ml57, 58. No obstante, este método
no se usa en la actualidad, siendo sustituido por la prueba de punción que es más
sencilla, está mejor estandarizada y es menos molesta para el paciente.
- Punción (Prick-test): Consiste en puncionar la piel a través de una gota de
alergeno depositada en la piel, generalmente en la cara anterior del antebrazo,
usando unas lancetas especiales con una punta de 1 mm. y unos topes a los lados
para que sólo la punta penetre la piel (Prick lancet de DHS-Bayer de acero, tipo
Morrow-Brown de Stallergenes de plástico, etc.). Para el diagnóstico de
hipersensibilidad a proteínas de Anisakis simplex, es el método de elección, al igual
que con la mayoría de alergenos inhalantes y alimentarios. En cuanto al extracto, se
ha utilizado a diferentes concentraciones: 0.08 mgr/ml59, 60, 66, 0.05 mgr/ml64 y
actualmente se dispone de extracto comercial a 1 mg/ml (International
Pharmaceutical Immunology, IPI, Madrid y ALK-Abelló, Madrid).
6.2.1.3. -Pruebas de exposición o tolerancia.
En alergia alimentaria, las pruebas de tolerancia son la regla de oro o “gold
standard” en el diagnóstico definitivo95. No obstante, en el caso que nos ocupa no es
ético administrar extracto de un parásito vía oral a un paciente para asegurar el
diagnóstico.
6.2.2. –PRUEBAS IN VITRO.
6.2.2.1. -Determinación de IgE específica.
Para la determinación de IgE específica se usa como técnica standard el
método de fluoroenzimoinmunoensayo (CAP-FEIA) desarrollado por Laboratorios
Pharmacia & Upjohn (Uppsala, Suecia) en 199096. Las iniciales de CAP pueden
traducirse como polímero transportador hidrofílico encapsulado y consiste en un
cilindro de celulosa en el que están adheridos los alergenos. (Ver metodología en el
apartado Material y Métodos, página 54).
34
Como hemos dicho, todos los autores han usado este sistema para la
determinación de IgE-específica a proteínas de Anisakis simplex mostrando sobre
todo una alta sensibilidad, aunque la especificidad sería más variable, oscilando
entre el 75% y 85%59, 60, 62, 64, 65, 97.
6.2.2.2. -Determinación de IgG específica.
La determinación de IgG específica a Anisakis simplex no tiene utilidad en el
diagnóstico, ya que su valor predictivo es muy bajo pues pueden encontrarse valores
positivos en sujetos controles sanos, en pacientes con otras parasitosis (infestación
por Ascaris) y en personas africanas con filariasis97. La técnica empleada, fue el
ELISA. Así pues, pasaría algo parecido a la Anisakidosis, en la que con técnicas de
Inmunoblotting Akao y colaboradores demuestran una falta de especificidad de los
anticuerpos IgG específicos89. Resultados similares, fueron obtenidos por Desowitz y
colaboradores usando técnica de RAST81.
6.2.2.3. -Liberación de histamina.
Consiste en medir la histamina que se libera de los basófilos en una muestra
de sangre total heparinizada, tras incubación con anti-IgE monoclonal o diluciones
de un alergeno determinado. La histamina liberada se determina por fluorometría. Se
ha realizado de forma anecdótica en el diagnóstico de hipersensibilidad a Anisakis
simplex, en muestras aisladas 59, 60, 97. Este método, no es aplicable en la práctica
por varias razones: a) La existencia de individuos no liberadores. En un extenso
trabajo de Moneo y colaboradores, en la que se midió la liberación de histamina en
357 controles sanos, vieron que el porcentaje de no liberadores era del 15.1% y del
22.7% en 361 atópicos, aunque también mostraron que en 67 pacientes parasitados
el porcentaje de no liberadores era sólo del 4.4% 98. b) La existencia de liberación
espontánea de histamina. c) No refleja necesariamente la liberación de histamina de
los mastocitos ni en el órgano de choque. d) Presenta una gran variabilidad
interindividual e interensayo, que puede llegar al 40% e) Requiere células vivas para
su realización.
35
6.2.2.4. -Detección de IgE específica por Inmunoblotting.
La técnica de Inmunoblotting (sin traducción al castellano) se basa en la
transferencia de proteínas separadas electroforéticamente desde un gel a otro
soporte (nitrocelulosa, PVDF, etc.) y tratamiento posterior del mismo. Las proteínas
del extracto se separan usando la técnica de electroforesis en gel de poliacrilamida
en presencia de dodecil sulfato sódico (SDS-PAGE) (ver descripción de la técnica en
el apartado material y métodos). En el caso de usarse como diagnóstico de
hipersensibilidad IgE-mediado, el tratamiento posterior se realiza con el suero
problema y añadido de anti-IgE marcada de forma diversa (I125, peroxidasa, biotina,
etc.) y de esta forma podemos detectar aquellas proteínas alergénicas, es decir, las
que tienen capacidad para fijar IgE.
Autores españoles, han demostrado que el Inmunoblotting es la herramienta
diagnóstica in vitro más específica para el diagnóstico de hipersensibilidad a
proteínas de Anisakis simplex99. Estos autores, realizaron la técnica en un grupo de
25 pacientes con diagnóstico clínico de hipersensibilidad a Anisakis simplex
(pruebas cutáneas y determinación de IgE específica positiva), y vieron que el 80%
de este grupo presentaba un patrón característico de Inmunoblotting: un grupo de
bandas de medio peso molecular (entre 30 y 50 kDa) y otro grupo de bandas de bajo
peso molecular (entre 14 a 30 kDa). Este grupo, fue comparado con un grupo de
pacientes no alérgicos; en éstos, sólo el 12.5% tenían ese tipo de inmunoblotting.
Los autores concluyen que el diagnóstico de hipersensibilidad a Anisakis simplex no
debe basarse sólo en la historia clínica y la demostración de IgE específica in vivo o
in vitro, ya que pueden encontrarse falsos positivos en la población general, que
varía desde el 10%100 al 27.4%99.
36
7. -PROFILAXIS.
La mejor profilaxis de la anisakidosis, consiste en evitar la ingesta de pescado
crudo o poco cocinado. No obstante, cuando se quiera consumir crudo, hay una
normativa vigente en varios países, que consiste en congelar previamente el
pescado al menos a -20º C durante 24 horas (legislación holandesa) o a -23º C
durante tres días (legislación norteamericana)101. En cuanto al cocinado, se
necesitan al menos 10 minutos durante 60º C para destruir a la larva ya que es
capaz de sobrevivir a 50º C102. El parásito resiste el salazón, ahumado, marinado,
seis días en formol a temperatura ambiente, 50 días a 2º C y hasta 51 días en
vinagre45. Por otro lado, el cocinado en horno microondas, tampoco destruye la
larva102.
También se ha recomendado la evisceración precoz para evitar la migración
de larvas desde el tubo digestivo al tejido muscular; no obstante, no hay acuerdo
entre los diferentes autores y no parece suceder en todas las especies11,15.
Asimismo, se han publicado observaciones diversas sobre la capacidad
vermicida de algunos aditivos alimentarios usados por la cocina tradicional china y
japonesa. Kasuya y colaboradores han publicado que el extracto de jengibre usado
en la cocina china con los platos de pescado crudo, contiene como principios activos
gingerol y soganol, con efecto vermicida a dosis de 250 y 62.5 microgramos/ml
respectivamente103. Yamada, publicó que el polvo de rábano picante junto a la salsa
de soja, empleado en la cocina japonesa, paralizaba la movilidad de las larvas de
Anisakis en diez minutos104. Por último, Hayasaka y colaboradores, demostraron que
la mitad de las larvas de anisakis morían en sake (alcohol destilado de arroz muy
consumido en Japón) en 20 minutos y casi todas a los 50 minutos105.
En cuanto a la profilaxis en las reacciones de hipersensibilidad, consiste en
evitar el consumo de pescado susceptible de estar infestado por el parásito, bien sea
crudo, semicrudo o cocinado, ya que como hemos mencionado, las proteínas
alergénicas de Anisakis simplex son termoestables59. En cualquier caso, se instruirá
al paciente en la identificación de especies de pescado más susceptibles de tener
parásitos así como los lugares anatómicos de más probable infestación: hígado,
ventresca y región paravisceral. Así, en caso de comer pescado de tamaño grande,
se tomaría con preferencia la parte de la cola y se evitaría el pescado poco fresco.
Se ha de advertir claramente al paciente, que al igual que ocurre con otros alimentos
37
(leche, huevo) las proteínas de estos parásitos son termoestables y por lo tanto,
el cocinado tradicional (fritura, horno, microondas, guisado) no previene las
reacciones alérgicas.
8. -TRATAMIENTO.
No existe tratamiento antihelmíntico específico para la anisakidosis. Se ha
utilizado Tiabendazol106 y Albendazol107, en casos de anisakidosis intestinal con
buenos resultados. Se ha demostrado que el pamoato de pirantel aún a
concentraciones de 1 mg/ml, no tiene ningún efecto letal in vitro sobre las larvas108.
En la forma clínica gástrica, el tratamiento de elección es la endoscopia precoz y la
extracción de las larvas. En algún caso, se han extraído hasta 56 larvas del parásito
en un paciente109. A veces, tras la extracción del parásito es necesario administrar
antiácidos, pero la formación de úlceras es rara110. En el caso de la anisakidosis
intestinal, la mayoría de las veces el tratamiento quirúrgico no es necesario, ya que
el cuadro se resuelve con medidas conservadoras, pero si no es así, se requiere la
resección del segmento intestinal afectado111, 112. La muerte por Anisakidosis es
improbable, aunque se han publicado dos fallecimientos en la literatura por
peritonitis secundaria a perforación intestinal112.
En cuanto al tratamiento de las reacciones de hipersensibilidad, es sintomático y no
difiere en nada al tratamiento de otras reacciones IgE-mediadas. En caso de
aparecer urticaria y/o angioedema, se administrarán antihistamínicos vía oral,
preferentemente de segunda generación (Cetirizina, Loratadina, Ebastina,
Fexofenadina, Mizolastina). A veces, es necesario usar dos preparados de grupo
químico diferente (por ejemplo Fexofenadina y Cetirizina) o bien asociarlos con
antihistamínicos de primera generación (Hidroxicina). En raras ocasiones, se
necesitan usar esteroides orales (Prednisona, Deflazacort) y en caso de usarse se
prescribirá una pauta corta descendente. En la anafilaxia se administrarán vía
parenteral antihistamínicos (Dexclorfeniramina, una ampolla de 5 mg cada seis
horas) junto a esteroides (Hidrocortisona, dosis inicial de 7-10 mg/Kg de peso y
continuar conn dosis de 5 mg/Kg/6 horas). Posteriormente se instaurará tratamiento
oral con antihistamínicos y esteroides orales. A los pacientes con anafilaxia, sobre
38
todo si ha sido severa, se les debe instruir en el uso de adrenalina subcutánea al
1:1000, (0.3-0.5 ml, dosis que puede repetir en tres ocasiones cada quince-veinte
minutos), ya que aún no están disponibles en nuestro país los autoinyectables tipo
Epi-pen.
39
MATERIAL Y MÉTODOS
40
1. -ESTUDIO DE LA PREVALENCIA DE INFESTACIÓN POR Anisakis
simplex EN PESCADOS.
1.1 -MATERIAL USADO.
- Lupa con punto de luz incorporada de 4 aumentos.
- Bisturí, Pinzas y tijeras.
- Guantes quirúrgicos
- Suero fisiológico
- Microscopio óptico
1.2. -RECOGIDA DE MUESTRAS.
Durante un año (Mayo 1997 a Abril 1998) se recogieron muestras de pescado
mensualmente de forma aleatoria en dos mercados de nuestra ciudad: Atarazanas y
Nuestra Señora del Carmen. Se analizaron ocho especies de pescados:
- Bacaladilla (Micromesistius poutassou)
- Boquerón (Engraulis encrasicholus)
- Jurel (Trachurus trachurus)
- Sardina (Sardina pilchardus)
- Pijota (Merlucius merlucius)
- Rape (Lophius piscatorius)
- Caballa (Scomber scombrus)
- Calamar (Lóligo vulgaris)
Se analizó el mismo número de especies en cada muestreo (con variaciones
de uno o dos ejemplares) y en el caso de especies cuyo tamaño en el mercado es
variable, se cuidó que todas las muestras tuviesen un peso similar:
- Jurel (Trachurus trachurus): 200-250 gr. por ejemplar.
- Pijota (Merlucius merlucius): 100-125 gr. por ejemplar.
- Rape (Lophius piscatorius): 2.000-2.400 gr. por ejemplar.
- Caballa (Scomber scombrus): 300-350 gr. por ejemplar.
- Calamar (Lóligo vulgaris): 150-200 gr. por ejemplar.
41
En el caso del boquerón, se analizaron sólo muestras procedentes del
Mediterráneo (Bahía de Málaga, Fuengirola, Estepona, Algeciras y Caleta de Vélez);
en el resto de los casos, no se analizó la procedencia.
1.3. -MÉTODO DE ESTUDIO.
Una vez recogidas las muestras de pescado sin eviscerar, se les practicaba
una incisión en la línea media ventral con bisturí desde el ano hasta el espacio
interopercular con objeto de visualizar bien las vísceras (hepatopáncreas), cavidad
peritoneal y paredes musculares adyacentes siguiendo metodología descrita por
Olmedo y Berenguer113. Posteriormente con ayuda de la lupa se procedía a la
búsqueda minuciosa de los parásitos y se introducían en suero salino. Se anotaba el
número de parásitos visualizados en cada ejemplar y su localización anatómica
(visceral o cavidad peritoneal). Posteriormente se procedía a la identificación
morfológica de los parásitos con microscopía óptica de acuerdo a criterios
parasitológicos publicados 15, 16, 113.
2. -PACIENTES.
Durante un año (desde Julio de 1996 hasta Septiembre de 1997) se
estudiaron todos los pacientes que acudieron a la consulta externa de
Alergología del Centro Especialidades José Estrada y que cumplían los
siguientes criterios:
1) Pacientes que acudían por síntomas clínicos de urticaria y/o angioedema
recidivante no filiado. Se consideró recidivante a los pacientes que habían
sufrido al menos tres episodios en un período máximo de doce meses.
2) Pacientes que referían consumir pescado de forma habitual. Se consideró
habitual al menos una vez a la semana. Todos cumplimentaron un
cuestionario de hábitos de consumo de pescado (Figura 13).
Además, se les realizó un protocolo de estudio para descartar causas conocidas de
urticaria-angioedema recidivante: Hematimetría, fórmula y recuento, Velocidad de
sedimentación globular, Bioquímica (Glucosa, urea, creatinina, ácido úrico,
Triglicéridos, Colesterol, proteínas totales), Complemento (C3, C4), Dosificación
42
Inmunoglobulinas (IgG, IgA, IgM), Marcadores Hepáticos: Virus hepatitis B y C,
Serología reumática, Anticuerpos antinucleares, Orina: standard y sedimento,
Parásitos en heces (tres determinaciones seriadas) y Radiografía de tórax.
A los pacientes con hipersensibilidad demostrada a Anisakis simplex,
se les instauró una dieta exenta de todo tipo de pescado (fresco y congelado) y se
les realizó un seguimiento clínico con revisiones a los seis y doce meses de la
primera visita. Se obtuvo consentimiento oral de todos ellos antes de iniciar el
estudio.
3. -CONTROLES.
Cada paciente fue apareado con un control, recogido durante el mismo
período de tiempo entre los pacientes que acudían a la citada consulta externa y que
cumplían los siguientes criterios:
1) No haber padecido ningún episodio de urticaria y/o angioedema agudo.
2) Consumir pescado de forma habitual, como hemos descrito anteriormente.
3) Contestar el cuestionario de consumo de pescado (Figura 13).
4) Los controles, habían de ser del mismo sexo que los pacientes y con una
edad +/- cinco años.
A todos los controles se les realizó el mismo protocolo de estudio que a los
pacientes descrito anteriormente. A todos se les requirió autorización verbal para
incluirlos en el estudio.
43
Figura 13.
CUESTIONARIO Anisakis. HÁBITOS DE CONSUMO DE PESCADO.
Paciente Control Nº
Edad Varón Mujer
¿Come pescado habitualmente? 1 si no
¿Qué tipo de pescado? Blanco Azul Cefalópodos
¿Come pescado fresco? si no ¿Come pescado congelado? si no
En caso de comer pescado fresco, ¿Qué tipo de pescado? :
¿Pescado pequeño? si no
(Boquerones, sardinas, jureles, pijotas, etc.)
¿Pescado grande? si no
(Merluza, Rape, Rosada, etc.)
¿Pescado crudo o semicrudo? si no
(Boquerones en vinagre, ahumados, marinados, anchoas, etc.)
¿Dónde compra el pescado? Lonja Mercado Supermercado
1 Al menos una vez por semana.
44
4. -PRUEBAS CUTÁNEAS.
Las pruebas cutáneas se realizaron con el método de punción (Prick-test) en
la cara anterior del antebrazo y se usaron lancetas de acero tipo Morrow-Brown
(DHS-Bayer). En todos los casos, fueron realizadas por la misma persona. Se
usaron en todos los pacientes y controles los siguientes alergenos:
- Batería de alergenos inhalantes: Phleum pratense, Lolium perenne, Cynodon
dactylon, Platanus orientalis, Fraxinus excelsior, Cupressus arizónica, Quercus ilex,
Olea europaea, Chenopodium album, Plantago lanceolata, Artemisia vulgaris,
Parietaria judaica, Salsola kali, Dermatophagoides pteronyssinus,
Dermatophagoides farinae, Alternaria alternata, Aspergillus fumigatus, Látex, epitelio
de gato y epitelio de perro (Laboratorios ALK-Abelló, CBF Leti y Bial-Aristegui).
- Batería de alergenos alimentarios: β-Lactoglobulina, α-Lactoalbúmina, Caseína,
Clara de huevo, Bacalao, Merluza, Atún, Harina de trigo, Cacahuete, gamba y
guisante (Laboratorios ALK-Abelló y CBF Leti).
- Anisakis simplex: Se utilizó un extracto comercial (Laboratorios IPI – International
Pharmaceutical Immunology) a concentración de 1 mg/ml. Se usó extracto del
mismo lote para todo el estudio.
Se usó histamina a concentración de 10 mg/ml como control positivo y suero
salino como control negativo. Las lecturas, se efectuaron en todos los casos a los
quince minutos y tras dibujar el borde de la pápula con rotulador negro fino, fueron
trasladadas a papel con cinta adhesiva (Transpore). Se consideraron positivas
pápulas con un diámetro al menos del 50% con respecto al control positivo.
5. -PRUEBAS IN VITRO.
Se realizaron en todos los casos determinación de IgE específica a Anisakis
simplex, Pescado blanco (Bacalao), Pescado azul (Atún), marisco (Camarón) y
Dermatophagoides pteronyssinus. En los casos positivos (existencia de IgE
específica a Anisakis simplex), se determinó IgE específica a Ascaris y
Echinococcus y detección de anticuerpos IgE específicos a proteínas de Anisakis
simplex con técnica de electroforesis con gel de poliacrilamida en presencia de
dodecil sulfato sódico (SDS-PAGE) y posterior Inmunoblotting. Asimismo, se realizó
determinación de IgE total en todos los casos.
45
5.1. -DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA.
La determinación de IgE específica, se realizó con método CAP-FEIA
(Pharmacia & Upjohn Diagnostics, Uppsala, Suecia). Las iniciales pueden traducirse
al castellano como método de Fluoroenzimoinmunoensayo usando cilindros de
polímeros de celulosa hidrofílica. Se usó para ello un aparato UNICAP 100 RL.
Brevemente, el fundamento de la técnica, es el siguiente: Los alergenos a
estudiar, están unidos covalentemente a los cilindros de celulosa descritos
(InmunoCAP) y reaccionan con la IgE específica presente en el suero problema.
Después de un primer lavado para eliminar la IgE no específica, se añaden
anticuerpos anti-IgE (anticuerpo monoclonal de ratón) marcados con una enzima (β-
D-galactosidasa), con lo que se formaría un complejo Ag-sIgE--antiIgE-enzima.
Después de un periodo de incubación, se realiza otro lavado para eliminar la anti-IgE
no unida y se incuba con la solución de desarrollo que contiene un preparado de
fluoresceína (4-Metil-umbeliferil) que al reaccionar con la enzima, se forma 4-Metil-
umbeliferona. Tras parar la reacción con carbonato cálcico al 4% (solución de stop),
se mide la fluorescencia emitida y se comparan los resultados de las muestras con
los calibradores aportados por el fabricante. Todo este proceso, está automatizado.
Se consideran positivos resultados mayores de 0,35 kU/l.
5.2. DETERMINACIÓN DE IgE TOTAL.
La determinación de IgE total, se realizó igualmente con el método de
fluoroenzimoinmunoensayo (CAP-FEIA) descrito anteriormente. Se consideran
normales cifras inferiores a 150 UI/ml.
5.3. -DETECCIÓN DE IgE ESPECÍFICA MEDIANTE ELECTROFORESIS EN GEL
DE POLIACRILAMIDA EN PRESENCIA DE DODECIL SULFATO SÓDICO (SDS-
PAGE) E INMUNOBLOTTING.
5.3.1. -SDS-PAGE.
Realizada según método descrito por Laemmli (1970) (electroforesis de zona
en un sistema disociante discontinuo)114. Se empleó gel de poliacrilamida
(Acrilamida y N, N`metilénbisacrilamida, 50% P/V) al 12.5% con tampón Tris-Hcl
46
0.375 M, pH 8.8 como gel separador y poliacrilamida al 3,3% con tampón Tris-
Hcl 0.125 M, pH 6.8 como gel concentrador. Como tampón de electrodos se usó
Tris-glicina 0.025 M, pH 8.3 (60.6 gr. Tris 0.5 M, 144.2 gr. Glicina 0.192 M, 10 gr.
dodecil sulfato sódico al 1% en 800 ml de agua destilada) y como tampón de
muestra Tris-Hcl 0.0625 M, pH 6.8 (3 ml Tris-Hcl 0.03 M, 5 ml dodecil sulfato sódico
al 2%, 5 ml glicerol al 10%, 0.5 ml azul de bromofenol 0.002% en 50 ml de agua
destilada). Posteriormente añadieron 10 µl del extracto de Anisakis (preparado
según método descrito59) en cada calle: en la calle 1 sin hervir y en condiciones no
reductoras; en la calle 2, en condiciones reductoras (añadiendo 5% de β-
mercaptoetanol al tampón de muestras) e hirviendo la muestra 5 minutos. Cada
muestra contiene 20 µg de proteína según el método de Bradford115 utilizando la
tinción de Coomassie. Se usó en paralelo un patrón de proteínas de peso molecular
conocido (Pharmacia Biotech): Fosforilasa b (94.0 kDa, Albúmina sérica bovina (67.0
kDa), Ovoalbúmina (43.0 kDa), Anhidrasa carbónica (30.0 kDa), Inhibidor de tripsina
(20.1 kDa) y α-lactoalbúmina (14.4 kda). Para el proceso de electroforesis se aplicó
un voltaje de 220 V durante 40 minutos, usando el sistema de Miniprotean de
BioRad. Se paró el proceso cuando el azul de bromofenol llegó al final del gel
separador. Posteriormente, se realizó la tinción del gel con una solución al 0.1% de
azul de Coomassie R-250 en metanol/ácido acético/agua destilada (4:1:5) durante
dos horas. Después, se destiñó con varios cambios en solución de desteñir (la
misma solución sin colorante) y acto seguido se secó el gel incubándolo 30 minutos
en solución de desteñir a la que se añade un 2% de glicerol y aplicándole una
corriente de aire durante varias horas. Una vez seca se exponen a una película
radiográfica y se guardan a – 70º C durante 48 horas, procediendo después al
revelado. Por último, la evaluación de las bandas obtenidas (cálculo de pesos
moleculares) se realizó por análisis de imagen mediante el sistema Bio-Image
(Millipore).
47
5.3.2. -INMUNOBLOTTING.
Una vez realizada la electroforesis, el gel sin teñir se equilibró durante
30 minutos en tampón de transferencia (60.6 gr. de Tris 0.5 M, 144.2 gr. Glicina 1.92
M en 800 ml de agua destilada y se ajusta a pH 8.3). Cortamos tiras de membrana
de polivinildifluoruro (PVDF, Immunobilon-P) y realizamos la transferencia según el
método de Towbin y colaboradores116: sobre una rejilla de plástico se coloca una
plancha de material poroso humedecida en tampón de transferencia y sobre ésta
papel de filtro (Whatman 3 MM) humedecido también y a continuación el gel. Encima
de éste se colocan las tiras de PVDF y se superponen capas de papel de filtro y
material poroso humedecido y finalmente otra rejilla de plástico. Este conjunto se
coloca en la cubeta de transferencia (se usó el sistema LKB 2117 Multiphor II
Electrophoresis Unit) de forma que la membrana de PVDF quede orientada hacia el
polo positivo y se aplica una corriente de 250 mA durante 2 horas. Después las tiras
se saturan con albúmina sérica bovina al 1% en PBS y Tween 20 al 0.1% durante 1
hora a 38º C y se lavan tres veces con Tween 20 al 0.1% en PBS. Después, las
tiras se incuban con 0.5 ml de los sueros durante 16 horas a 4º C. Posteriormente se
lavaron tres veces las tiras con PBS-Tween 20 al 0.1% y se incubaron con un
conjugado IgG de conejo anti-IgE humana marcada con peroxidasa (Laboratorios
Dako, Glostrum, Denmark) durante tres horas. Tras nuevos lavados, las tiras se
secaron y se revelaron por quimioluminiscencia con lumigen PS-3, siguiendo las
instrucciones del fabricante (ECL Plus, Amersham Life Science). La evaluación de
las bandas obtenidas (cálculo de pesos moleculares) se realizó por análisis de
imagen mediante el sistema Bio-Image (Millipore).
48
6. -ANÁLISIS ESTADÍSTICOS.
Se calcularon la media, desviación típica, asimetría, error típico de asimetría,
curtosis y error típico de curtosis de los valores de IgE específica a Anisakis simplex
en el grupo de pacientes y en el grupo control. Se calculó la media y desviación
típica de los valores de IgE total en el grupo total de pacientes, en el grupo de
pacientes sensibilizados a Anisakis simplex y en el grupo de pacientes no
sensibilizados.
Se aplicó la prueba de Kolmogorov-Smirnov para ver el tipo de distribución de
las muestras.
Como pruebas de muestras independientes, se usaron la prueba de Levene para
igualdad de varianzas y la prueba t para igualdad de medias.
Los resultados finales se expresaron en tablas de contingencia y para comparar
las sensibilizaciones entre ambos grupos, se usaron la prueba Chi-cuadrado de
Pearson y el Estadístico exacto de Fisher. Se realizó el estudio con dos puntos de
corte: CAP > 0,35 y CAP > 0,70.
Para ver el tipo de dependencia (fuerte o débil) entre las variables urticaria y CAP
positivo, se calcularon las medidas simétricas coeficiente Phi y V de Cramer.
7. -SOPORTE INFORMÁTICO.
Para la realización del presente trabajo se utilizó un ordenador personal Pentium
S 133 Mhz con 48 Mb de memoria RAM, sistema operativo Windows-95, versión
4.00.950 B, procesador de textos Microsoft Word 97, base de datos Microsoft
Access 97 y Microsoft Powerpoint 97 como editor de imágenes.
Para el análisis estadístico de los datos se usó el programa SPSS versión 8.0.
Para la obtención de imágenes de Anisakis simplex se usó un ordenador
Macintosh Performa 675, con sistema 7.1, software de entorno Quick Time y
microscopio Nikon YS2-HF con cámara de vídeo integrada.
49
RESULTADOS
50
1. –SELECCIÓN DE PACIENTES Y CONTROLES.
Durante el período de estudio, fueron vistos en consulta 2.256 pacientes, de los
cuales 302 (13.38%) acudieron por síntomas cutáneos. Con los criterios de
selección descritos, fueron incluidos en el estudio 76 pacientes (21 varones, 55
mujeres), con una edad media de 35.4 años (rango: 14-70 años, desviación típica
14.682) y un tiempo medio de evolución de su patología de 27 meses (Tabla II).
De estos pacientes, 32 (42.1%) vivían en Málaga capital y 44 (57.9%) en
diferentes puntos de la provincia (Gráfico 1).
TABLA II.
CARACTERÍSTICAS DE LA MUESTRA DE PACIENTES.
Número Nombre
paciente
Sexo Edad Domicilio
1 A. M. M. H 65 MALAGA
2 A. M. A. M 37 MÁLAGA
3 B. L. F. H 33 MÁLAGA
4 C. C. S. M 27 ANTEQUERA
5 C. C. J. M 18 VALLE DE ABDALAJIS
6 G. V. M. A. M 28 MÁLAGA
7 G. S. M. P. M 44 MÁLAGA
8 G. G. R. H 17 MARBELLA
9 R. L. J. H 46 MARBELLA
10 J. G. R. M 27 ANTEQUERA
11 J. C. P. M 61 ALH. DE LA TORRE
12 L. C. C. M 45 ALAMEDA
13 M. R. C. M 62 MÁLAGA
51
Número Nombre
paciente
Sexo Edad Domicilio
14 M. C. M. M 17 HUMILLADERO
15 M. S. S. M 21 MÁLAGA
16 M. R. J. A. H 19 MOLLINA
17 N. O. M. I. M 29 VVª DEL ROSARIO
18 P. C. A. H 39 FUENGIROLA
19 R. H. D. H 52 FUENGIROLA
20 R. L. V. M 25 FUENGIROLA
21 R. M. A. M 34 MALAGA
22 R. A. B. M 20 MOLLINA
23 R. M. V. M 23 NERJA
24 R. V. E. H 20 MALAGA
25 R. L. A. M 55 MARBELLA
26 R. A. E. M 45 MALAGA
27 K. K. E. M 49 BENALMADENA
28 M.V. M.C. M 41 ESTEPONA
29 A. D. N. M 23 MARBELLA
30 G. E. G. M 37 VVª DEL TRABUCO
31 M. C. J. M 60 MALAGA
32 A. A. A. M 37 TORROX
33 V. P. M.. H 29 MALAGA
34 M. G. M. H 58 CHURRIANA
35 F. M. I. M 21 MALAGA
36 A. C. A. M 39 MARBELLA
37 C. G. I. M 54 MIJAS
38 G. L. L. M 17 MALAGA
39 R. V. A. H 37 FUENGIROLA
40 P. A. A. M 27 HUMILLADERO
41 G. P. D. M 20 VALLE ABDALAJIS
42 F. G. J. A. H 25 VVª DEL ROSARIO
52
Numero Nombre Sexo Edad Domicilio
43 G. P. A. M 34 CAMPILLOS
44 C. C. D. M 41 MALAGA
45 A. M. L. M 27 MALAGA
46 M. M. R. H 39 MARBELLA
47 D. O. C. H 36 CARTAMA
48 G. M. G. H 14 MÁLAGA
49 O. C. R. M 14 MÁLAGA
50 P. G. M. M 16 MÁLAGA
51 O. A. M. D. M 26 CARTAMA
52 M. M. A. M 24 ESTEPONA
53 N. LL. A. M 70 MÁLAGA
54 M. H. F. H 50 C. DE SAN MARCOS
55 P. L. Y. M 25 MÁLAGA
56 B. M. E. H 43 CASABERMEJA
57 V. R. E. M 14 VVª DEL ROSARIO
58 A. .G.A. H 65 MÁLAGA
59 R. M. M. M 42 MÁLAGA
60 C. M. D. M 28 CAMPANILLAS
61 A. S. M. H 51 TORREMOLINOS
62 G. G. M. M 36 MÁLAGA
63 A. R. A H 52 RONDA
64 G. C. G. M 21 MÁLAGA
65 P. G. M. M 16 MÁLAGA
66 A. M. R. M 34 MÁLAGA
67 C. C. A. M 64 VVª DEL ROSARIO
68 F. R. A. M 39 NERJA
69 P. CH. M. C. M 43 MARBELLA
70 S. G. F. M 48 MÁLAGA
71 G. R. A. M 17 CHURRIANA
72 P. B. A. M 47 MÁLAGA
73 C. A. J. H 21 ARDALES
53
Número Nombre
paciente
Edad Domicilio
74 M. R. A. H 29 VVª LA CONCEPCIÓN
75 P. R. M. T. M 44 TORREMOLINOS
76 V.T. M. M 38 MÁLAGA
54
GRÁFICO 1. DOMICILIO GRUPO DE PACIENTES
0 10 20 30 40
ALAMEDA
ALHAURIN
ANTEQUERA
ARDALES
BENALMADENA
CAMPANILLAS
CAMPILLOS
CARTAMA
CASABERMEJA
CUEVAS S. MARCOS
ESTEPONA
FUENGIROLA
HUMILLADERO
MALAGA
MARBELLA
MIJAS
MOLLINA
NERJA
RONDA
TORREMOLINOS
TORROX
VALLE ABDALAJIS
VVª CONCEPCIÓN
VVª ROSARIO
VVª TRABUCO
55
En el grupo control la media de edad fue de 35.9 años (rango 14-69 años,
desviación típica 15.123) (Tabla III). 53 (69.7%) vivían en Málaga capital y 23
(30.3%) en la provincia (Gráfico 2).
TABLA III.
CARACTERÍSTICAS DE LA MUESTRA DE CONTROLES.
Número Nombre Sexo Edad Domicilio
1 A. C. C. H 61 MÁLAGA
2 M. P. E. M 38 ARROYO DE LA MIEL
3 E. C. A. H 37 MÁLAGA
4 F. A. F. M 26 MÁLAGA
5 A. A. J. F. M 22 MÁLAGA
6 N. C. M. A. M 32 ANTEQUERA
7 O. P. Y. M 40 MÁLAGA
8 R. O. V. H 16 VELEZ-MÁLAGA
9 G. J. A. H 45 MÁLAGA
10 C. J. R. M 29 TORROX
11 M. R. C. M 59 MÁLAGA
12 C. C. A. C. M 41 ANTEQUERA
13 R. F. E. M 60 MÁLAGA
14 A. B. E. M 19 BENALMÁDENA
15 M. R. B. M 21 MÁLAGA
16 M.C. J. A. H 16 MARBELLA
17 M. A. A. M 25 MÁLAGA
18 L. O. M. A. H 34 MÁLAGA
19 R. L. A. H 57 MIJAS-COSTA
20 F. J. L. M 22 MÁLAGA
21 B. P. A. M 33 MÁLAGA
56
Número Nombre Sexo Edad Domicilio
23 M. A. F. M 20 MÁLAGA
24 G. S. M. H 23 ARROYO DE LA MIEL
25 V. R. A. M 56 PIZARRA
26 B. C. A. M 49 MÁLAGA
27 C. L. A. M 52 ALHAURIN DE LA TORRE
28 R. P. S. M 45 MÁLAGA
29 P. R. J. M 27 MÁLAGA
30 M. L. M. D. M 37 COIN
31 J. L. A. M 59 MÁLAGA
32 R. M. N. M 33 MÁLAGA
33 F. C. F. H 27 VÉLEZ-MÁLAGA
34 A. J. P. H 54 MÁLAGA
35 F. C. R. M 17 MÁLAGA
36 A. J. L. M 35 MÁLAGA
37 G. G. M. M 56 MÁLAGA
38 P. F. A. M. M 17 TORREMOLINOS
39 D. B. S. H 36 MÁLAGA
40 T. M. E. M 44 MÁLAGA
41 F. G. M. H 19 PERIANA
42 F. R. A. H 26 MÁLAGA
43 M. D. A. M 38 ANTEQUERA
44 R. T. A. M 46 MÁLAGA
45 B. H. M. A. M 25 MÁLAGA
46 G. M. G. M 43 MÁLAGA
47 C. R. R. H 39 ALAHURIN DE LA TORRE
48 F. A. J. H 16 MÁLAGA
49 M. A. A. M. M 18 MÁLAGA
50 G. M. R. M 15 MÁLAGA
51 F. R. L. M 21 MÁLAGA
52 G. G. M. M 24 ANTEQUERA
53 G. J. L. M 69 MÁLAGA
57
Número Nombre Sexo Edad Domicilio
55 C. L. E. M 30 MÁLAGA
56 G. G. J. A. H 47 MÁLAGA
57 G. V. M. M 14 MÁLAGA
58 R. M. A. H 64 ANTEQUERA
59 A. G. M. M 46 MÁLAGA
60 G. R. A. M 33 MÁLAGA
61 G. R. L. H 55 MARBELLA
62 L. M. A. M. M 31 MÁLAGA
63 T. M. J. H 55 MÁLAGA
64 M. G. A. M 16 MÁLAGA
65 P. G. A. M 26 ESTEPONA
66 G. D. A. M 16 MÁLAGA
67 T. G. M. M 39 MÁLAGA
68 F. G. E. M 61 MÁLAGA
69 R. T. L. M 43 MÁLAGA
70 G. G. F. H 47 MÁLAGA
71 P. E. F. M 50 MARBELLA
72 A. A. J. F. M 14 MÁLAGA
73 N. G. J. M H 52 MÁLAGA
74 R. G. L. H 19 MÁLAGA
75 T. E. F. M 33 MÁLAGA
76 V. F. D. M 48 MÁLAGA
58
GRÁFICO 2. DOMICILIO GRUPO DE CONTROLES.
0 20 40 60
ALHAURIN
ANTEQUERA
ARROYO MIEL
BENALMÁDENA
COIN
ESTEPONA
MALAGA
MARBELLA
MIJAS COSTA
PERIANA
PIZARRA
TORREMOLINOS
TORROX
VALLE ABDALAJIS
VELEZ-MALAGA
59
2. - PREVALENCIA DE INFESTACIÓN POR Anisakis simplex EN
PESCADOS.
2.1. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN BACALADILLLA
(Micromesistius poutassou).
Se analizaron en total 56 ejemplares de bacaladilla, encontrándose 42
muestras parasitadas, lo que supone una prevalencia de parasitación del 75%. El
número total de parásitos localizados fue de 194, lo que supone una media de 4.6
parásitos por ejemplar parasitado. En cuanto a la localización, de los 194 parásitos,
106 se encontraron en cavidad peritoneal (54.6%) y 88 en hígado (45.4%) ( ver
Tabla IV en la página siguiente).
60
Tabla IV.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN BACALADILLA
(Micromesistius poutassou).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 6 6 39 13 26 100
Junio-97 5 3 17 13 4 60
Julio-97 5 3 12 7 5 60
Agosto-97 5 4 22 14 8 80
Sept.-97 5 4 6 5 1 80
Octubre-97 6 5 29 8 21 83
Nov.-97 5 4 7 0 7 80
Dic.-97 5 2 10 7 3 40
Enero-98 5 2 9 1 8 40
Febrero-98 5 3 18 12 6 60
Marzo-98 5 3 12 2 10 60
Abril-98 5 3 13 6 7 60
TOTAL 56 42 194 88 106 75
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
61
2.2. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN BOQUERÓN
(Engraulis encrasicholus).
Se analizaron 167 muestras durante el periodo de estudio, no encontrándose
en ningún caso parásitos en ninguna localización anatómica (Tabla V).
Tabla V.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN BOQUERÓN
(Engraulis encrasicholus).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 13 0 0 0 0 0
Junio-97 15 0 0 0 0 0
Julio-97 14 0 0 0 0 0
Agosto-97 13 0 0 0 0 0
Sept.-97 15 0 0 0 0 0
Octubre-97 14 0 0 0 0 0
Nov.-97 13 0 0 0 0 0
Dic.-97 14 0 0 0 0 0
Enero-98 14 0 0 0 0 0
Febrero-98 14 0 0 0 0 0
Marzo-98 14 0 0 0 0 0
Abril-98 14 0 0 0 0 0
TOTAL 167 0 0 0 0 0
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
62
2.3. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN PIJOTA
(Merlucius merlucius).
Se analizaron en total 46 ejemplares de Pijotas, de los cuales 24 estaban
parasitadas, lo que supone una prevalencia de parasitación del 52%. El número total
de parásitos localizados fue de 59, lo que supone una media de 2.4 parásitos por
ejemplar infestado. En cuanto a la localización, de los 59 parásitos, 9 se encontraron
en cavidad peritoneal (15.3%) y 50 en hígado (84.7%) (ver Tabla VI).
2.3. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN JUREL
(Trachurus trachurus).
Se analizaron en total 62 ejemplares de Jurel, 25 de los cuales estaban
parasitados (prevalencia de parasitación del 40%). El número total de parásitos
localizados fue de 54, lo que supone una media de 2.1 parásitos por ejemplar
infestado. En cuanto a la localización, de los 54 parásitos, 20 se encontraron en
cavidad peritoneal (37.1%) y 34 en hígado (62.9 %) (ver Tabla VII).
63
Tabla VI.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN PIJOTA
(Merlucius merlucius).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 4 1 5 3 2 25
Junio-97 4 3 13 12 1 75
Julio-97 4 1 2 2 0 25
Agosto-97 3 0 0 0 0 0
Sept.-97 4 3 5 5 0 75
Octubre-97 4 4 7 6 1 100
Nov.-97 4 3 4 3 1 75
Dic.-97 3 3 5 4 1 100
Enero-98 4 1 9 7 2 25
Febrero-98 4 1 1 1 0 25
Marzo-98 4 2 3 3 0 50
Abril-98 4 2 5 4 1 50
TOTAL 46 24 59 50 9 52
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
64
Tabla VII.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN JUREL
(Trachurus trachurus).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 5 0 0 0 0 0
Junio-97 5 1 3 3 0 20
Julio-97 5 3 5 2 3 60
Agosto-97 6 3 7 2 5 50
Sept.-97 5 0 0 0 0 0
Octubre-97 5 3 4 1 3 60
Nov.-97 5 2 7 5 2 40
Dic.-97 5 2 3 2 1 40
Enero-98 5 2 3 3 0 40
Febrero-98 6 2 9 6 3 33
Marzo-98 5 3 5 4 1 60
Abril-98 5 4 8 6 2 80
TOTAL 62 25 54 34 20 40
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
65
2.4 -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN CABALLA
(Scomber scombrus).
En cuanto a la caballa, se analizaron 49 ejemplares en el período de estudio.
Resultaron parasitadas 19 ejemplares, con lo que la prevalencia de infestación se
sitúa en el 38%. Fueron hallados un total de 215 parásitos, lo que supone una media
de 11.3 por ejemplar infestado. De éstos, 145 (67.4%) fueron hallados en la cavidad
peritoneal y 70 (32.6%) en vísceras (hepatopáncreas) (Tabla VIII).
2.4. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN SARDINA
(Sardina pilchardus).
Fueron analizados 49 ejemplares de sardina, encontrándose sólo dos
muestras parasitadas, suponiendo una prevalencia de infestación del 4.08%. En
dichas muestras, se encontraron 7 parásitos; 6 de ellos en cavidad peritoneal
(85.7%) y 1 en hepatopáncreas (14.3%) (Tabla IX).
66
Tabla VIII.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN CABALLA
(Scomber scombrus).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 4 0 0 0 0 0
Junio-97 4 2 34 5 29 50
Julio-97 4 3 42 12 30 75
Agosto-97 4 2 19 7 12 50
Sept.-97 4 3 22 17 5 75
Octubre-97 4 0 0 0 0 0
Nov.-97 4 2 11 7 4 50
Dic.-97 4 1 14 2 12 25
Enero-98 4 2 13 1 12 50
Febrero-98 5 2 35 12 23 40
Marzo-98 4 1 9 0 9 25
Abril-98 4 1 16 7 9 25
TOTAL 49 19 215 70 145 38
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
67
Tabla IX.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN SARDINA
(Sardina pilchardus).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 4 0 0 0 0 0
Junio-97 4 0 0 0 0 0
Julio-97 4 1 4 1 3 25
Agosto-97 5 1 3 0 3 20
Sept.-97 4 0 0 0 0 0
Octubre-97 4 0 0 0 0 0
Nov.-97 4 0 0 0 0 0
Dic.-97 4 0 0 0 0 0
Enero-98 4 0 0 0 0 0
Febrero-98 4 0 0 0 0 0
Marzo-98 4 0 0 0 0 0
Abril-98 4 0 0 0 0 0
TOTAL 49 2 7 1 6 4
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
68
2.5. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN RAPE
(Lophius piscatorius).
En cuanto al rape, se analizaron 24 ejemplares, encontrándose 17 de ellos
parasitados (71%). En esta especie, se encontraron un total de 101 parásitos lo que
supone una media de 5.9 por ejemplar parasitado, de los cuales 86 (85.1%) tenían
una localización hepática y 15 peritoneal (14.9%) (Tabla X).
2.6. -PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN CALAMAR
(Lóligo vulgaris).
Fueron analizados 22 ejemplares de calamar fresco durante el período de
estudio, no encontrándose ningún parásito en su interior (Tabla XI).
69
Tabla X.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN RAPE
(Lophius piscatorius).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 2 2 14 12 2 100
Junio-97 2 1 9 7 2 50
Julio-97 2 2 8 6 2 100
Agosto-97 2 1 4 4 0 50
Sept.-97 2 1 6 6 0 50
Octubre-97 2 1 10 8 2 50
Nov.-97 2 2 19 17 2 100
Dic.-97 2 2 14 10 4 100
Enero-98 2 2 6 6 0 100
Febrero-98 2 1 2 2 0 50
Marzo-98 2 1 2 2 0 50
Abril-98 2 1 7 6 1 50
TOTAL 24 17 101 86 15 71
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
70
Tabla XI.
PREVALENCIA DE INFESTACIÓN EN CALAMAR
(Lóligo vulgaris).
MES Número
de
muestras
Parasitadas Parásitos
(total)
Localización
Hepática
Localización
en cav.
peritoneal
P (%)1
Mayo-97 2 0 0 0 0 0
Junio-97 2 0 0 0 0 0
Julio-97 2 0 0 0 0 0
Agosto-97 2 0 0 0 0 0
Sept.-97 2 0 0 0 0 0
Octubre-97 2 0 0 0 0 0
Nov.-97 2 0 0 0 0 0
Dic.-97 2 0 0 0 0 0
Enero-98 1 0 0 0 0 0
Febrero-98 1 0 0 0 0 0
Marzo-98 2 0 0 0 0 0
Abril-98 2 0 0 0 0 0
TOTAL 22 0 0 0 0 0
1 P%: Prevalencia de infestación en porcentaje.
71
2.7.- PREVALENCIA DE PARASITACIÓN EN CONJUNTO.
En total fueron analizadas 475 muestras de ocho especies distintas, de
las cuales 129 muestras estaban parasitadas: 42 muestras de bacaladilla
(75%), 0 muestras de boquerón (0%), 24 muestras de pijotas (52%), 25
muestras de jurel (40%), 19 muestras de caballa (38%), 2 muestras de
sardina (4%), 17 muestras de rape (71%) y 0 muestras de calamar (0%) ( ver
Gráfico 3 en la página siguiente). Esto supone que el 27.2% del total de
muestras, estaban parasitadas por Anisakis simplex.
72
GRÁFICO 3.
PREVALENCIA DE PARASITACIÓN POR Anisakis simplex
EN LAS DIFERENTES ESPECIES DE PESCADO ESTUDIADAS.
7525
0
10052
48
4060
38
62
4 96
71
290 100
0 50 100
Bacaladilla
Boquerón
Pijota
Jurel
Caballa
Sardina
Rape
Calamar
No parasitadas
Parasitadas
73
2.7. -INTENSIDAD DE PARASITACIÓN.
En cuanto a la intensidad de parasitación, hemos encontrado que de las
129 muestras parasitadas, en 60 (46.5%) se encontraron entre 1 y 5
parásitos; en 42 (32.5%), entre 5 y 10 parásitos y en 27 muestras (21%) más
de diez parásitos (Gráfico 4).
GRÁFICO 4.
INTENSIDAD DE PARASITACIÓN EN EL CONJUNTO DE
MUESTRAS PARASITADAS.
27
42
60
1-5 parásitos 5-10 parásitos > 10 parásitos
74
Estudiando la intensidad de parasitación por especie, obtenemos los
siguientes resultados (media de parásitos por ejemplar parasitado) (Gráfico 5):
- Bacaladilla: 4.6.
- Pijota: 2.4.
- Jurel: 2.1.
- Caballa: 11.3.
- Sardina: 3.5.
- Rape: 5.9.
GRÁFICO 5.
INTENSIDAD MEDIA DE PARASITACIÓN POR Anisakis simplex EN LAS
DIFERENTES ESPECIES DE PESCADO ESTUDIADAS.
4,6
2,4 2,1
11,3
3,5
5,9
0
2
4
6
8
10
12
Media
de p
ará
sito
s por
eje
mp
lar
pa
rasi
tad
o
Ba
ca
lad
illa
Pijo
ta
Jure
l
Ca
ba
lla
Sa
rdin
a
Rap
e
75
2.8. -LOCALIZACIÓN ANATÓMICA DE LOS PARÁSITOS.
Analizando en conjunto las 129 muestras parasitadas, encontramos un total
de 630 larvas de Anisakis simplex. De éstas, 329 (52.2%) fueron encontradas en
vísceras (hepatopáncreas) y 301 (47.8%) en cavidad peritoneal (Gráfico 6).
GRÁFICO 6.
LOCALIZACIÓN ANATÓMICA DE LOS PARÁSITOS
329 301
0
50
100
150
200
250
300
350
Nº
de
pa
rási
tos
Visceral Peritoneal
76
Analizando los datos por especies, en la bacaladilla, 88 parásitos
(45.4%) tenían localización visceral y 106 (54.6%) localización peritoneal; en la
pijota, 50 (84.7%) localización visceral y 9 (15.3%) localización peritoneal; en el jurel,
34 (62.9%) localización visceral y 20 (37.1%) localización peritoneal; en la caballa,
70 (32.6%) localización visceral y 145 (67.4%) localización peritoneal; en la sardina,
1 (14.3%) localización visceral y 6 (85.7%) localización peritoneal y en el rape, 86
(85.1%) localización visceral y 15 (14.9%) localización peritoneal (Gráfico 7).
GRÁFICO 7.
LOCALIZACIÓN ANATÓMICA DE LOS PARÁSITOS EN
LAS DIFERENTES ESPECIES DE PESCADO ESTUDIADAS.
0102030405060708090
%
Ba
ca
lad
illa
Pijo
ta
Jure
l
Ca
ba
lla
Sa
rdin
a
Rap
e
Visceral Peritoneal
77
2.9.- VARIACIONES ESTACIONALES EN LA INTENSIDAD DE
PARASITACIÓN POR Anisakis simplex.
Las variaciones estacionales en la intensidad media de parasitación de
Anisakis simplex en las especies más infestadas (Bacaladilla, Rape, Pijota, Jurel y
Caballa) se muestran en el gráfico 8 de líneas apiladas (ver en página siguiente).
La intensidad media de parasitación se obtiene del cociente entre el número
total de parásitos y el número de muestras parasitadas en cada mes de muestreo.
78
GRÁFICO 8.
VARIACIONES ESTACIONALES EN LA INTENSIDAD MEDIA DE PARASITACIÓN
POR Anisakis simplex.1
1 Intensidad media parasitación = Número total parásitos / Número de muestras
parasitadas.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Enero
Febrero
Marzo
Abril
Mayo
Junio
JulioAgosto
Septiembre
Octubre
Noviembre
Diciembre
Bacaladilla Rape Pijota Jurel Caballa
79
3. -HÁBITOS DE CONSUMO DE PESCADO.
Los resultados de la encuesta sobre hábitos de consumo de pescado se
muestran en el gráfico 9 de la página siguiente. Es de destacar que el 100% de los
pacientes y controles, consumen pescado fresco y que el 100% de los pacientes y el
98% de los controles consumen pescado pequeño. El consumo de pescado
semicrudo (fundamentalmente en vinagre) es también muy elevado: el 68% en el
grupo de pacientes y el 62%en el grupo control. La mayoría compran el pescado en
supermercado y pescaderías pequeñas (60%) y el resto (40%) en el Mercado. Sólo
un paciente del grupo control, restaurador de profesión, lo compraba en la Lonja.
80
Gráfico 9.
HÁBITOS DE CONSUMO DE PESCADO
(Resultados expresados en tantos por ciento)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
%
PACIENTES CONTROLES
PACIENTES 90 95 73 100 59 100 91 68
CONTROLES 97 79 75 100 54 98 93 62
PESCADO
BLANCO
PESCADO
AZULCEFALÓP.
PESCADO
FRESCO
PESCADO
CONGELADO
PESCADO
PEQUEÑO
PESCADO
GRANDE
PESCADO
SEMICRUDO
81
4. -PRUEBAS CUTÁNEAS.
4.1. -GRUPO DE PACIENTES.
De los 76 pacientes, 26 (34.2%) tuvieron pruebas cutáneas positivas a
alergenos inhalantes, 9 (11.8%) a alergenos alimentarios, 14 (18.4%) a proteínas
de Anisakis simplex y en 37 pacientes (48.6%) fueron negativas a todos los
alergenos probados (Tabla XII). En el grupo de 14 pacientes con pruebas
cutáneas positivas a Anisakis simplex, 4 (28.6%) presentaban pruebas cutáneas
positivas a algún alergeno inhalante, 2 (14.3%) con alergenos inhalantes y
alimentarios, 1 (7.1%) con alergenos alimentarios y en 9 (64.2%) sólo eran
positivas a Anisakis simplex (Tabla XIII).
TABLA XII.
RESULTADO DE LAS PRUEBAS CUTÁNEAS EN EL GRUPO DE PACIENTES
Número Nombre
paciente
Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
1 A. M. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
2 A. M. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
3 B. L. F. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
4 C. C. S. Parietaria NEGATIVO NEGATIVO
5 C. C. J. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
6 G. V. M. A. Gramíneas NEGATIVO NEGATIVO
7 G. S. M. P. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
8 G. G. R. D.pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
9 R. L. J. D. pteronyssinus, D. Farinae Trigo, Almendra POSITIVO
10 J. G. R. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
11 J. C. P. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
12 L. C. C. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
13 M. R. C. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
14 M. C. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
15 M. S. S. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
16 M. R. J. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
82
Número Nombre
paciente
Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
17 N. O. M. I. Cassuarina NEGATIVO NEGATIVO
18 P. C. A. D.pteronyssinus, Artemisia,
Alternaria
NEGATIVO NEGATIVO
19 R. H. D. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 R. L. V. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
21 R. M. A. Fraxinus, Aspergillus NEGATIVO NEGATIVO
22 R. A. B. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
23 R. M. V. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
24 R.V. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
25 R. L. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
26 R. A. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
27 K. K. E. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
28 M. V. M. C. D. pteronyssinus NEGATIVO NEGATIVO
29 A. D. N. NEGATIVO Pescado azul
(atún)
NEGATIVO
30 G. E. G. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
31 M. C. J. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
32 A. A. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
33 V. P. M. A. Gramíneas, Olea, D. Pteronyssinus,
D. farinae
NEGATIVO NEGATIVO
34 M. G. M. Fraxinus, Olea, Artemisia, D.
Pteronyssinus, D. farinae,
Aspergillus.
NEGATIVO NEGATIVO
35 F. M. I. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
36 A. C. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
37 C. G. I. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
38 G. L. L. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
39 R. V. A. Chrysanthemum, Mercurialis, gato NEGATIVO NEGATIVO
40 P. A. A. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
41 G. P. D. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
42 F. G. J. A. NEGATIVO Ovoalbúmina NEGATIVO
43 G. P. A. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
83
Número Nombre
paciente
Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
44 C. C. D. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
45 A. M .L. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
46 M. M. R. NEGATIVO Almendra POSITIVO
47 D. O. C. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
48 G. M. G. Gramíneas Melocotón NEGATIVO
49 O. C. R. Aspergillus NEGATIVO NEGATIVO
50 P. G. M. D. pteronyssinus, D. farinae, perro,
gato, Olea, Artemisia.
Almendra,
Cacahuete
NEGATIVO
51 O. A. M. D. Gramíneas, Olea, Plantago, D. pt.,
D. f., Aspergillus, Alter
NEGATIVO NEGATIVO
52 M. M. A. Gramíneas, Olea, Chenopodium,
Plantago, Artemisia, Parietaria,
D.pteronyssinus, D.farinae
NEGATIVO NEGATIVO
53 N. LL. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
54 M. H. F NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
55 P. L. Y. D. pteronyssinus., D.farinae, perro,
gato, hamster
NEGATIVO NEGATIVO
56 B. M. E. Gramíneas NEGATIVO NEGATIVO
57 V. R. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
58 A. G. A. NEGATIVO Melocotón,
Pescado azul
NEGATIVO
59 R. M. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
60 C. M. D. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
61 A. S. M. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
62 G. G. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
63 A. R. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
64 G. C. G. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO POSITIVO
65 P. G. M. D. pteronyssinus, D. farinae, ep.
Perro y gato, Olea, Artemisia.
Cacahuete,
almendra
NEGATIVO
66 A. M. R. Olea NEGATIVO NEGATIVO
67 C. C. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
68 F. R. A NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
69 P. CH. M.C. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
70 S. G. F. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
84
Número Nombre
paciente
Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
71 G. R. A. D. pteronyssinus,
D.farinae,Gramíneas, Olea
NEGATIVO POSITIVO
72 P. B. A. Gramíneas, Olea, Cassuarina NEGATIVO NEGATIVO
73 C. A. J. D. pteronyssinus, D. Farinae Gamba POSITIVO
74 M. R. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
75 P. R. M. T. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
76 V. T. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
TABLA XIII.
PRUEBAS CUTÁNEAS EN EL GRUPO DE PACIENTES POSITIVOS A Anisakis
simplex.
Número Nombre Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
9 R. L. J. D. pteronyssinus, D. Farinae Trigo,
Almendra
POSITIVO
23 R. M. V. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
30 G. E. G. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
31 M. C. J. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
40 P. A. A. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
43 G. P. A. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
46 M. M. R. NEGATIVO Almendra POSITIVO
47 D. O. C. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
54 M. H. F NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
61 A. S. M. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
64 G. C. G. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO POSITIVO
70 S. G. F. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO
71 G. R. A. D. pteronyssinus,
D.farinae,Gramíneas, Olea
NEGATIVO POSITIVO
73 C. A. J. D. pteronyssinus, D. Farinae Gamba POSITIVO
85
4.2. -GRUPO DE CONTROLES.
En el grupo control, 32 pacientes (42.1%) eran atópicos mientras que en 44
(57.9%) no se demostró ninguna positividad cutánea a alergenos inhalantes y/o
alimentarios. Tres pacientes (3.9%) (Nº 17, 22 y 49) presentaron pruebas cutáneas
positivas a Anisakis simplex (Tabla XIV).
TABLA XIV.
RESULTADO DE LAS PRUEBAS CUTÁNEAS EN EL GRUPO DE CONTROLES.
Número Nombre Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
1 A. C. C. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
2 M. P. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
3 E. C. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
4 F. A. F. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
5 A. A. J.
F.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
6 N. C. M.
A.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
7 O. P. Y. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
8 R. O. V. Gramíneas, Olivo, Chenopodium NEGATIVO NEGATIVO
9 G. J. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
10 C. J. R. Plantago, Artemisia, Chenopodium NEGATIVO NEGATIVO
11 M. R. C. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
12 C. C. A.
C.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
13 R. F. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
14 A. B. E. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
15 M. R. B. D. pteronyssinus, D. farinae,
Alternaria, Olea
NEGATIVO NEGATIVO
16 M.C. J.
A.
D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
17 M. A. A. Artemisia, Chenopodium, Plantago, NEGATIVO POSITIVO
86
Número Nombre Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
18 L. O. M.
A.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
19 R. L. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 F. J. L. Olea, Gramíneas NEGATIVO NEGATIVO
21 B. P. A. Artemisia, Chenopodium, Salsola NEGATIVO NEGATIVO
22 G. G. J. Chenopodium, Parietaria,
Gramíneas
NEGATIVO POSITIVO
23 M. A. F. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
24 G. S. M. Gramíneas, Olea, Plantago,
Aspergillus, Ept. Gato
NEGATIVO NEGATIVO
25 V. R. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
26 B. C. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
27 C. L. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
28 R. P. S. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
29 P. R. J. Gramíneas, Olea, Ricinus
communis
NEGATIVO NEGATIVO
30 M. L. M.
D.
D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
31 J. L. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
32 R. M. N. Gramíneas, Olea NEGATIVO NEGATIVO
33 F. C. F. D. pteronyssinus, D. farinae,
Alternaria, ept. Gato
NEGATIVO NEGATIVO
34 A. J. P. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
35 F. C. R. Gramíneas, Olea, Chenopodium NEGATIVO NEGATIVO
36 A. J. L. Gramíneas, Olea, D.
pteronyssinus, D. farinae
NEGATIVO NEGATIVO
37 G. G. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
38 P. F. A.
M.
D. pteronyssinus, D. farinae, Ept.
Perro, ept. Gato
NEGATIVO NEGATIVO
39 D. B. S. Gramíneas, Olea, Chenopodium,
Parietaria
NEGATIVO NEGATIVO
40 T. M. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
41 F. G. M. Gramíneas, Olea NEGATIVO NEGATIVO
87
Número Nombre Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
42 F. R. A. Gramíneas, olea, Parietaria NEGATIVO NEGATIVO
43 M. D. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
44 R. T. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
45 B. H. M.
A.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
46 G. M. G. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
47 C. R. R. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
48 F. A. J. D. pteronyssinus, D. farinae, ept.
Perro, ept. Gato
NEGATIVO NEGATIVO
49 M. A. A. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO POSITIVO
50 G. M. R. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
51 F. R. L. D. pteronyssinus, D. farinae, Olea NEGATIVO NEGATIVO
52 G. G. M. D. pteronyssinus, D. farinae,
Alternaria, ept. Gato
NEGATIVO NEGATIVO
53 G. J. L. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
54 F. M. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
55 C. L. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
56 G. G. J.
A.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
57 G. V. M. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
58 R. M. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
59 A. G. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
60 G. R. A. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
61 G. R. L. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
62 L. M. A.
M.
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
63 T. M. J. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
64 M. G. A. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
65 P. G. A. Parietaria, Artemisia,
Chenopodium, Plantago
NEGATIVO NEGATIVO
66 G. D. A. D. pteronyssinus, D. Farinae NEGATIVO NEGATIVO
67 T. G. M. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
88
Número Nombre Prick test alergenos inhalantes Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
68 F. G. E. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
69 R. T. L. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
70 G. G. F. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
71 P. E. F. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
72 A. A. J.
F.
D. pteronyssinus, D: farinae, Olea,
ept. Gato
Almendra,
cacahuete
NEGATIVO
73 N. G. J.
M
NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
74 R. G. L. D. pteronyssinus, D. farinae, Olea NEGATIVO NEGATIVO
75 T. E. F. Parietaria, Gramíneas,
Chenopodium
NEGATIVO NEGATIVO
76 V. F. D. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
5. -DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA.
5.1. -GRUPO DE PACIENTES.
Los resultados de la determinación de IgE específica se muestran en la Tabla
XV. Los datos de estadística descriptiva del CAP a Anisakis simplex se presentan
en la tabla XVI. 16 pacientes (21.05%) presentaron valores superiores a 0.35
kU/l a proteínas de Anisakis simplex, con una media de 6.71 kU/l, y desviación
típica de 10.42. De estos 16 pacientes, 13 (81.25%) tenían CAP positivo sólo a
Anisakis simplex y los tres restantes (pacientes 9, 71 y 73) tuvieron valores
positivos con D. Pteronyssinus, pescado blanco (paciente 9), pescado azul
(paciente 9), y marisco (pacientes 9 y 73).
89
TABLA XV.
RESULTADOS DE LA DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA EN EL
GRUPO DE PACIENTES.
Número CAP
D.
pteronyssin
CAP pescado
blanco (bacalao)
CAP pescado
azul (atún)
CAP
Anisakis
CAP
marisco
(gamba)1 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,352 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,353 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,354 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,355 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,356 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,357 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,358 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,359 1,06 0,59 0,47 1,73 5,72
10 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3511 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3512 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3513 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3514 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3515 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3516 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3517 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3518 5,70 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3519 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3520 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3521 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3522 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3523 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,70 < 0,3524 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3525 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3526 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3527 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,58 < 0,3528 0,58 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3529 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3530 < 0,35 < 0,35 < 0,35 9,76 < 0,3531 < 0,35 < 0,35 < 0,35 35,40 < 0,3532 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3533 3,71 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3534 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3535 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3536 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3537 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3538 1,57 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3539 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3540 < 0,35 < 0,35 < 0,35 4,34 < 0,3541 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3542 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3543 < 0,35 < 0,35 < 0,35 5,21 < 0,3544 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3545 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3546 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,49 < 0,3547 < 0,35 < 0,35 < 0,35 1,42 < 0,35
90
Número CAP
D.
pteronyssin
CAP pescado
blanco (bacalao)
CAP pescado
azul (atún)
CAP
Anisakis
CAP
marisco
(gamba)48 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35
49 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3550 100,00 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3551 62,70 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3552 4,96 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3553 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3554 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,52 < 0,3555 72,20 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,6356 < 0,35 0<,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3557 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3558 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3559 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3560 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3561 < 0,35 < 0,35 < 0,35 27,50 < 0,3562 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3563 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3564 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,47 < 0,3565 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3566 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3567 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3568 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3569 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3570 < 0,35 < 0,35 < 0,35 2,94 < 0,3571 100,00 < 0,35 < 0,35 1,64 < 0,3572 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3573 99,20 < 0,35 < 0,35 13,50 92,7074 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,3575 < 0,35 < 0,35 < 0,35 1,31 < 0,3576 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35 < 0,35
91
TABLA XVI.
ESTADÍSTICA DESCRIPTIVA DE LA DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA A
Anisakis simplex EN EL GRUPO DE PACIENTES.
N 76
Media 1,6909
Mediana 0,3500
Moda 0,35
Desviación típica 5,3449
Asimetría 5,164
Error típico de asimetría 0,276
Curtosis 28,008
Error típico de curtosis 0,545
Valor mínimo 0,35
Valor máximo 35,40
92
En el grupo de pacientes con IgE específica positiva a Anisakis simplex,
se determinó además la IgE específica a Ascaris y Echinococcus. 6 pacientes
(37.5%) mostraron resultados positivos a Ascaris, con una media de 6.755 kU/l; dos
de éstos fueron positivos además a Echinococcus. En la tabla XVII se expresan
estos resultados.
TABLA XVII.
RESULTADOS DE LA DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA EN EL GRUPO DE
PACIENTES CON CAP POSITIVO A Anisakis simplex.
Número CAP
D.
pteronyssinus
CAP
Pescado
blanco
(bacalao)
CAP
Pescado azul
(atún)
CAP Anisakis
simplex
CAP
Ascaris
CAP
Echinococc
us
CAP
marisco
(gamba)
9 1,06 0,59 0,47 1,73 0,52 < 0,35 5,7223 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,70 0,68 < 0,35 < 0,3527 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,58 < 0,35 < 0,35 < 0,3530 < 0,35 < 0,35 < 0,35 9,76 < 0,35 < 0,35 < 0,3531 < 0,35 < 0,35 < 0,35 35,40 < 0,35 < 0,35 < 0,3540 < 0,35 < 0,35 < 0,35 4,34 1,79 < 0,35 < 0,3543 < 0,35 < 0,35 < 0,35 5,21 < 0,35 < 0,35 < 0,3546 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,49 < 0,35 < 0,35 < 0,3547 < 0,35 < 0,35 < 0,35 1,42 < 0,35 < 0,35 < 0,3554 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,52 < 0,35 < 0,35 < 0,3561 < 0,35 < 0,35 < 0,35 27,50 < 0,35 < 0,35 < 0,3564 < 0,35 < 0,35 < 0,35 0,47 2,25 0,51 < 0,3570 < 0,35 < 0,35 < 0,35 2,94 < 0,35 < 0,35 < 0,3571 100,00 < 0,35 < 0,35 1,64 4,09 < 0,35 < 0,3573 99,20 < 0,35 < 0,35 13,50 31,20 5,65 92,7075 < 0,35 < 0,35 < 0,35 1,31 < 0,35 < 0,35 < 0,35
93
En cuanto a la comparación de resultados de IgE específica y pruebas
cutáneas a proteínas de Anisakis simplex, se muestran en la tabla XVIII. De los
16 pacientes con CAP-FEIA > 0.35 kU/l, 2 de ellos (pacientes 27 y 75) habían
presentado pruebas cutáneas negativas. Esto supone un 12.5% de falsos
negativos de pruebas cutáneas en esta serie.
TABLA XVIII.
COMPARACIÓN DE RESULTADOS DE IgE ESPECÍFICA Y PRUEBAS
CUTÁNEAS POSITIVAS A Anisakis simplex EN EL GRUPO DE PACIENTES
Número Prick test alergenos
inhalantes
Prick test alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
CAP
Anisakis
9 D. pteronyssinus, D. Trigo, Almendra POSITIVO 1,7323 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 0,7027 D. pteronyssinus, D. NEGATIVO NEGATIVO 0,5830 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 9,7631 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 35,4040 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 4,3443 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 5,2146 NEGATIVO Almendra POSITIVO 0,4947 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 1,4254 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 0,5261 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 27,5064 D. pteronyssinus, D. NEGATIVO POSITIVO 0,4770 NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO 2,9471 D. pteronyssinus, NEGATIVO POSITIVO 1,6473 D. pteronyssinus, D. Gamba POSITIVO 13,5075 NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO 1,31
94
5.2- GRUPO DE CONTROLES.
En el grupo de controles, tres pacientes (números 22, 17 y 49) tuvieron
valores positivos de IgE específica a Anisakis simplex. Esto supone una
prevalencia del 3.94% en esta serie. Los tres pacientes, eran atópicos, con
pruebas cutáneas positivas a otros alergenos inhalantes (Tablas XIX y XX).
TABLA XIX.
IgE ESPECÍFICA POSITIVA A Anisakis simplex EN EL GRUPO DE
CONTROLES.
Número Prick test
alergenos
inhalantes
Prick test
alergenos
alimentarios
Prick test
Anisakis
simplex
CAP
Anisakis
simplex
CAP
marisco
(gamba)
CAP
pescado
blanco
(bacalao)
CAP
pescado azul
(atún)
22 Chenopodiu
m Parietaria,
Gramíneas
NEGATIVO POSITIVO 0,89 0,35 0,35 0,35
17 Artemisia,
Chenopodiu
mPlantago,
Parietaria
NEGATIVO POSITIVO 1,23 0,35 0,35 0,35
49 D.
pteronyssinu
s D. farinae
NEGATIVO POSITIVO 0,79 0,35 0,35 0,35
95
TABLA XX.
ESTADÍSTICA DESCRIPTIVA DE LA DETERMINACIÓN DE IgE ESPECÍFICA A
Anisakis simplex EN EL GRUPO DE CONTROLES.
N 76
Media 0,3745
Mediana 0,3500
Moda 0,35
Desviación típica 0,1272
Asimetría 5,544
Error típico de asimetría 0,276
Curtosis 31,943
Error típico de curtosis 0,545
Valor mínimo 0,35
Valor máximo 1,23
6. -DETERMINACIÓN IgE TOTAL.
Los resultados de la determinación de IgE total en el grupo de
pacientes, se muestran en la Tabla XXI. La media fue de 167.3 UI/ml,
desviación típica 330.39, con un valor mínimo de 27 UI/ml y máximo de 2.500
UI/ml. En el grupo de pacientes sensibilizados a Anisakis simplex, la media
fue de 441.5 UI/ml, con una desviación típica de 639.53. En este grupo de
pacientes, 5 de ellos (31.25%), tuvieron valores normales de IgE total. En el
grupo de pacientes no sensibilizados, la media fue de 94.2 UI/ml, con una
desviación típica de 94.64.
96
TABLA XXI.
DETERMINACIÓN IgE TOTAL EN EL GRUPO DE PACIENTES.
Número IgE
total
CAP
Anisakis
Número IgE
total
CAP
Anisakis
1 34 < 0,35 39 101 < 0,352 55 < 0,35 40 172 4,343 103 < 0,35 41 96 < 0,354 45 < 0,35 42 27 < 0,355 33 < 0,35 43 38 5,216 33 < 0,35 44 50 < 0,357 89 < 0,35 45 74 < 0,358 227 < 0,35 46 27 0,499 778 1,73 47 52 1,42
10 34 < 0,35 48 27 < 0,3511 34 < 0,35 49 311 < 0,3512 33 < 0,35 50 457 < 0,3513 73 < 0,35 51 199 < 0,3514 247 < 0,35 52 179 < 0,3515 33 < 0,35 53 67 < 0,3516 33 < 0,35 54 63 0,5217 146 < 0,35 55 229 < 0,3518 34 < 0,35 56 51 < 0,3519 33 < 0,35 57 112 < 0,3520 94 < 0,35 58 266 < 0,3521 38 < 0,35 59 56 < 0,3522 34 < 0,35 60 62 < 0,3523 403 0,70 61 133 27,5024 33 < 0,35 62 54 < 0,3525 48 < 0,35 63 91 < 0,3526 33 < 0,35 64 846 0,4727 158 0,58 65 457 < 0,3528 91 < 0,35 66 133 < 0,3529 33 < 0,35 67 37 < 0,3530 82 9,76 68 30 < 0,3531 129 35,40 69 117 < 0,3532 33 < 0,35 70 386 2,9433 37 < 0,35 71 2500 1,6434 82 < 0,35 72 30 < 0,3535 100 < 0,35 73 1110 13,5036 57 < 0,35 74 113 < 0,3537 111 < 0,35 75 187 1,3138 53 < 0,35 76 30 < 0,35
97
7. -ELECTROFORESIS EN GEL DE POLIACRILAMIDA EN PRESENCIA DE
DODECIL SULFATO SÓDICO (SDS-PAGE) E INMUNOBLOTTING.
7.1 - SDS-PAGE.
En la Figura 14, se muestra el perfil electroforético de las proteínas presentes
en el extracto de Anisakis simplex tras tinción con azul de Coomassie.
Figura 14. SDS-PAGE del extracto de Anisakis simplex.
Calle 1: Extracto de Anisakis simplex en condiciones no reductoras (sin ββββ-
mercaptoetanol) y sin hervir. Calle 2: Extracto de Anisakis simplex en
condiciones reductoras (en presencia de ββββ-mercaptoetanol). M: Patrón de
masas moleculares.
98
El cálculo de los pesos moleculares de las bandas obtenidas, se realizó
por análisis de imagen mediante el sistema Bio-Image (Millipore) y los
resultados se muestran en la tabla XXII.
TABLA XXII. RESULTADOS DEL SDS-PAGE.
CALLE BANDA TAMAÑO(Da)
1 77.6452 68.4803 59.5094 55.9615 52.6256 47.5707 42.7888 41.1339 38.012
10 31.28411 27.22112 24.98613 23.91114 21.49615 17.24616 16.253
1
17 14.907
2 1 112.4712 104.2383 94.8614 79.7955 67.3676 59.7717 55.4728 51.9369 46.130
10 42.36911 40.62912 37.63913 35.47614 34.52715 33.11016 30.97717 29.58618 27.92319 26.59820 24.98621 23.96622 22.72423 20.57124 18.119
99
25 16.74226 15.586
CALLE BANDA TAMAÑO(Da)27 14.79728 13.145
M 1 94.0002 67.0003 43.0004 30.0005 20.1006 14.400
7.2. SDS-PAGE INMUNOBLOTTING. MUESTRA EN CONDICIONES
REDUCTORAS.
En la figura 15 (página siguiente) se muestra el resultado del SDS-PAGE
Inmunoblotting del extracto de Anisakis simplex tras ser incubado con el suero de los
pacientes. Se realizó en condiciones reductoras (el tampón de la muestra llevaba β-
mercaptoetanol) y la muestra se hirvió 5 minutos antes de someterla al proceso de
electroforesis.
100
Figura 15. SDS-PAGE INMUNOBLOTTING. MUESTRA EN CONDICIONES
REDUCTORAS. Calle 1: Paciente Nº 47; Calle 2: Paciente Nº 75; Calle 3:
Paciente Nº 31; Calle 4: Paciente Nº 64; Calle 5: Paciente Nº 9; Calle 6: Paciente
Nº 61; Calle 7: Paciente Nº 43; Calle 8: Paciente Nº 46; Calle 9: Paciente Nº71;
Calle 10: Paciente Nº54; Calle 11: Paciente Nº30; Calle 12: Paciente Nº 23; Calle
13: Paciente Nº 73; Calle 14: Paciente Nº 70; Calle 15: Paciente Nº 40. C: Pool
sueros personas no alérgicas; M: patrón de pesos M.
101
El cálculo de los pesos moleculares de las bandas obtenidas, se realizó por
análisis de imagen mediante el sistema Bio-Image (Millipore) y los resultados se
muestran en la tabla XXIII.
TABLA XXIII. RESULTADOS DEL SDS-PAGE-INMUNOBLOTTING. MUESTRA EN
CONDICIONES REDUCTORAS.
CALLE BANDA TAMAÑO (Da)
3 1 62.0592 39.1133 35.0054 31.6695 25.1286 24.0537 22.6568 21.9889 18.409
6 1 66.4622 62.5623 56.1094 49.5175 40.0786 34.6287 31.9278 28.3239 26.739
10 25.41911 24.10812 21.98813 18.78114 16.827
7 1 34.9102 28.3883 25.2444 23.7775 22.0386 19.8617 18.336
8 1 23.723
9 1 29.7942 25.3604 21.2425 18.781
11 1 37.253
102
CALLE BANDA TAMAÑO (Da)2 34.9103 32.1874 25.8315 23.7776 22.448
12 1 25.360
13 1 37.1532 35.8683 29.6574 28.783
14 1 61.8102 57.2523 35.4824 32.8925 25.9516 24.275
C 1 38.7972 37.3543 22.656
M 1 94.0002 67.0003 43.0004 30.0005 20.1006 14.400
7.3. SDS-PAGE INMUNOBLOTTING. MUESTRA EN CONDICIONES NO
REDUCTORAS.
En la figura 16 se muestra el resultado del SDS-PAGE Inmunoblotting del extracto
de Anisakis simplex tras ser incubado con el suero de los pacientes en condiciones
no reductoras (el tampón de la muestra no llevaba β-mercaptoetanol) y sin hervir
antes de someterla al proceso de electroforesis.
103
Figura 16. SDS-PAGE INMUNOBLOTTING. MUESTRA EN CONDICIONES
NO REDUCTORAS. Calle 1: Paciente Nº 47; Calle 2: Paciente Nº 75; Calle 3:
Paciente Nº 31; Calle 4: Paciente Nº 64; Calle 5: Paciente Nº 9; Calle 6: Paciente
Nº 61; Calle 7: Paciente Nº 43; Calle 8: Paciente Nº 46; Calle 9: Paciente Nº71;
Calle 10: Paciente Nº54; Calle 11: Paciente Nº30; Calle 12: Paciente Nº 23; Calle
13: Paciente Nº 73; Calle 14: Paciente Nº 70; Calle 15: Paciente Nº 40. C: Pool
sueros personas no alérgicas; M: patrón de pesos M.
104
El cálculo de los pesos moleculares de las bandas obtenidas, se realizó
por análisis de imagen mediante el sistema Bio-Image (Millipore) y los resultados se
muestran en la tabla XXIV.
TABLA XXIV. RESULTADOS DEL SDS-PAGE-INMUNOBLOTTING. MUESTRA
EN CONDICIONES NO REDUCTORAS.
CALLE BANDA TAMAÑO (Da)1 1 57.226
2 53.6753 46.7574 38.5865 35.7456 27.489
2 1 88.772
3 1 53.9402 49.3623 44.9504 38.709
4 1 74.7672 55.8333 42.8634 39.5825 36.3196 33.9697 28.1958 26.8759 18.831
5 1 47.6882 38.7093 28.1954 15.409
6 1 69.9382 60.7123 51.8554 49.6065 31.0706 27.4117 18.273
7 1 84.6372 78.4193 73.3554 64.4105 53.4116 50.0977 44.5098 26.649
105
CALLE BANDA TAMAÑO (Da)9 24.556
10 23.07911 19.455
8 1 38.8322 26.2023 24.695
9 1 53.6752 46.2993 39.4564 35.9745 33.1146 30.4827 27.7228 23.0149 21.629
10 17.034
10 1 85.0422 70.6093 51.8554 41.1245 38.4636 35.2937 26.875
11 1 71.9682 66.0173 46.7574 40.8635 37.2576 34.9577 27.1808 25.690
12 1 77.6752 61.6163 51.6004 42.4565 40.3466 36.9027 35.7458 31.9749 27.411
13 1 51.6002 38.4633 32.7994 31.368
14 1 105.9432 90.0513 80.3124 73.355
106
CALLE BANDA TAMAÑO (Da)5 67.320
14 6 57.5097 51.6008 46.9889 41.255
10 30.67711 27.95812 26.12813 23.60514 19.60215 16.696
15 1 55.2862 35.745
C 1 48.8782 46.2993 43.0004 39.5825 36.3196 33.8617 32.1788 26.276
M 1 94.0002 67.0003 43.0004 30.0005 20.1006 14.400
107
8. -EVOLUCIÓN CLÍNICA DE LOS PACIENTES SENSIBILIZADOS A Anisakis
simplex.
Las características clínicas de los 16 pacientes sensibilizados a Anisakis
simplex, se muestran en la tabla XXV. 13 pacientes (10 mujeres, 3 hombres)
referían clínica de urticaria recidivante y 3 (2 hombres, 1 mujer) de urticaria y
angioedema recidivante. La edad media de estos pacientes era de 37.6 años; 4
vivían en Málaga capital y 12 en la provincia. Los resultados de hematimetría,
fórmula y recuento, velocidad de sedimentación globular, bioquímica, complemento,
dosificación inmunoglobulinas (IgG, IgA, IgM), marcadores hepáticos (VHB, VHC),
serología reumática, anticuerpos antinucleares, Orina (standard y sedimento),
parásitos en heces y Radiografía de tórax, fueron normales en todos ellos. 6
pacientes relacionaban todos sus episodios con la ingesta previa de pescado; 7 de
ellos los relacionaban a veces y 3 no lo relacionaban o no estaban seguros. Tras
instauración de dieta exenta de todo tipo de pescado y revisión posterior a los seis
meses, sólo en cuatro pacientes (Nº 30, Nº 31, Nº 40 y Nº 61) habían desaparecido
los síntomas. Las pruebas cutáneas, se negativizaron en cuatro pacientes (Nº 23, Nº
46, Nº 47, Nº 64) permaneciendo positivas en el resto. La paciente Nº 27, no pudo
revisarse por motivos laborales.
108
TABLA XXV.
CARACTERÍSTICAS CLÍNICAS DE LOS PACIENTES SENSIBILIZADOS A
Anisakis simplex.
Paciente Sexo Edad Domicilio Clínica Ingesta1 Evolución9 H 46 Marbella Urt.-
Ang.2Sí3 (Lenguado, Merluza
(Pijota), marisco)
Negativa4
23 M 23 Nerja Urticaria Sí (Calamares, Jurel y otros) Negativa27 M 49 Benalmád Urticaria Sí (Merluza, Rape) ----*
30 M 37 VVª Urticaria Sí (Calamares, Rosada, Positiva5
31 M 60 Málaga Urticaria Sí (Pijotas, Merluza,
Rosada, Rape)
Positiva
40 M 27 Humillade
ro
Urticaria A veces6 (Sardina,
Lenguado, Pintarroja)
Positiva
43 M 34 Campillos Urt.-Ang. No7 Negativa46 M 39 Marbella Urticaria A veces (Jureles, Rodaballo) Negativa47 H 36 Cártama Urt.-Ang. A veces (Jureles, Negativa54 H 50 C. S. Urticaria No Negativa61 H 51 Torremoli Urticaria Sí (Pijotas, Merluza, Jurel) Positiva64 M 21 Málaga Urticaria A veces (no especifica Negativa70 M 48 Málaga Urticaria A veces (Pijota, Bacaladilla,
Gallo)
Negativa
71 M 17 Málaga Urticaria A veces (Sardina,
Boquerones, Merluza)
Negativa
73 H 21 Ardales Urticaria A veces (Calamares, Rape,
Gambas)
Negativa
75 M 44 Torremoli Urticaria No Negativa
* La paciente 27 no acudió a revisión y no pudo seguirse evolución clínica.1 Relación de los episodios con ingesta previa de pescado.2 Urticaria-Angioedema.3 Todos los episodios tienen relación con la ingesta previa de pescado.4 Los síntomas no desaparecieron con la dieta exenta de pescado.5 Los síntomas desaparecieron con la dieta exenta de pescado.6 Algunos episodios tienen relación con la ingesta previa de pescado.7 No relaciona los episodios con la ingesta previa de pescado.
109
9.- ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS RESULTADOS.
Prueba de Kolmogorov-Smirnov en la muestra de pacientes
76
35,4079
14,6826
,116
,116
-,072
1,012
,257
N
Media
Desviación típica
Parámetros normales a,b
Absoluta
Positiva
Negativa
Diferencias másextremas
Z de Kolmogorov-Smirnov
Sig. asintót. (bilateral)
EDAD
La distribución de contraste es la Normal.a.
Se han calculado a partir de los datos.b.
Dado el valor de la prueba (0,257), podemos suponer que los datos siguen
una distribución normal (Ver gráfico).
EDAD
70,0
65,0
60,0
55,0
50,0
45,0
40,0
35,0
30,0
25,0
20,0
15,0
p12
10
8
6
4
2
0
Desv. típ. = 14,68
Media = 35,4
N = 76,00
110
Prueba de Kolmogorov-Smirnov en la muestra de controles
76
35,9474
15,1234
,105
,105
-,073
,911
,377
N
Media
Desviación típica
Parámetros normales a,b
Absoluta
Positiva
Negativa
Diferencias másextremas
Z de Kolmogorov-Smirnov
Sig. asintót. (bilateral)
EDAD
La distribución de contraste es la Normal.a.
Se han calculado a partir de los datos.b.
Dado el valor de la prueba (0,377), podemos suponer que los datos
siguen una distribución normal (Ver gráfico).
EDAD
70,0
65,0
60,0
55,0
50,0
45,0
40,0
35,0
30,0
25,0
20,0
15,0
g12
10
8
6
4
2
0
Desv. típ. = 15,12
Media = 35,9
N = 76,00
111
Pruebas T
Prueba de Levene para la
igualdad de varianzas
Se han
asumido
varianzas
iguales
F de Snedecor
16,354
Significación
,000
CAP Anisakis
No se han
asumido
varianzas
iguales
Prueba T para la igualdad de
medias
t gl Significaci
ón
(bilateral)
Diferencia
de medias
Se han
asumido
varianzas
iguales
2,14
7
150 ,033 1,3165CAP Anisakis
No se han
asumido
varianzas
iguales
2,14
7
75,0
85
,035 1,3165
112
Prueba T para la igualdad de
medias
Intervalo de confianza
para la diferencia
Error típico
de la
diferencia Inferior Superior
Se han
asumido
varianzas
iguales
,6133 ,1047 2,5282CAP Anisakis
No se han
asumido
varianzas
iguales
,6133 9,480E-02 2,5381
Se acepta la hipótesis alternativa de diferencias de varianzas y puesto que el
valor del test es 0,035, a un nivel de significación de 0,05, se acepta la hipótesis de
diferencia de medias.
Tabla de contingencia. Punto de corte CAP positivo > 0,35.
Anisakis + Anisakis - Total
Urticaria + Recuento
Frecuencia esperada
% del total
16
9,5
10,5%
60
66,5
39,5%
76
76,0
50,0%
Urticaria - Recuento
Frecuencia esperada
% del total
3
9,5
2,0%
73
66,5
48,0%
76
76,0
50,0%
Total Recuento
Frecuencia esperada
% del total
19
19,0
12,5%
133
133,0
87,5%
152
152,0
100,0%
113
Pruebas de chi-cuadrado.
Valor gl Significaci
ón
(bilateral)
Significación
exacta
(bilateral)
Significación
exacta (unilateral)
Chi-cuadrado
de Pearson
10,16
5a
1 ,001
Corrección
de
continuidadb
8,662 1 ,003
Razón de
verosimilitud
11,03
8
1 ,001
Estadístico
exacto de
Fisher
,002 ,001
a 0 casillas (,0%) tienen una frecuencia esperada inferior a 5. La frecuencia mínima
esperada es 9,50.b Calculado para una tabla de 2x2.
Mediante la prueba Chi-cuadrado de Pearson, se concluye que las variables son
dependientes.
Medidas simétricas
,259 ,001
,259 ,001
152
Phi
V de Cramer
Nominal pornominal
N de casos válidos
ValorSig.
aproximada
N i d l hi ót i la
Con el coeficiente Phi, cuyo valor es 0.259, se observa que la asociación
entre ambas variables (urticaria y CAP Anisakis positivo), es débil.
114
Gráfico 10.
RESULTADO DEL PROCESAMIENTO DE CASOS.
PUNTO DE CORTE CAP POSITIVO > 0,35.
Tabla de contingencia. Punto de corte CAP positivo > 0,70.
Anisakis + Anisakis - Total
Urticaria + Recuento
Frecuencia esperada
% del total
12
7,5
7,9%
64
68,5
42,1%
76
76,0
50,0%
Urticaria - Recuento
Frecuencia esperada
% del total
3
7,5
2,0%
73
68,5
48,0%
76
76,0
50,0%
Total Recuento
Frecuencia esperada
% del total
15
15,0
9,9%
137
137,0
90,1%
152
152,0
100,0%
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Urticaria + Urticaria -
Anisakis + Anisakis -
P<0,01
115
Pruebas de chi-cuadrado.
Valor gl Significaci
ón
(bilateral)
Significación
exacta
(bilateral)
Significación
exacta (unilateral)
Chi-cuadrado
de Pearson
5,991a 1 ,014
Corrección
de
continuidadb
4,734 1 ,030
Razón de
verosimilitud
6,374 1 ,012
Estadístico
exacto de
Fisher
,027 ,013
a 0 casillas (,0%) tienen una frecuencia esperada inferior a 5. La frecuencia mínima
esperada es 7,50.b Calculado para una tabla de 2x2.
Mediante la prueba Chi-cuadrado de Pearson, se concluye que las variables son
dependientes.
Medidas simétricas
,199 ,014
,199 ,014
152
Phi
V de Cramer
Nominal pornominal
N de casos válidos
ValorSig.
aproximada
Con el coeficiente Phi, cuyo valor es 0.199, se observa que la asociación
entre ambas variables (urticaria y CAP Anisakis positivo), es débil.
116
Gráfico 11.
RESULTADO DEL PROCESAMIENTO DE CASOS.
PUNTO DE CORTE CAP POSITIVO > 0,70.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
Urticaria + Urticaria -
Anisakis + Anisakis -
P < 0,05
117
DISCUSIÓN
118
1. -ESTUDIO DE PARASITACIÓN DE LOS PESCADOS POR Anisakis
simplex.
Como hemos revisado en este estudio, Anisakis simplex está presente en
multitud de peces teleósteos y cefalópodos (calamares) en mares de todo el mundo,
especialmente en aquéllos de aguas más frías. El ser humano es un hospedador
accidental al consumir dichos hospedadores paraténicos; si los consume crudos o
poco cocinados (sin alcanzar 60º C de cocción durante 10 minutos) puede infestarse
y padecer la Anisakidosis; si los consume cocinados puede evitar la parasitosis, pero
puede padecer síndromes de hipersensibilidad.
España, es el tercer consumidor mundial de pescado, estimándose un
consumo medio de 85 gramos de pescado por persona y día117, después de
Portugal (92 gramos por persona y día) y a mucha distancia de Japón (239 gramos
por persona y día) que son los primeros consumidores del mundo. En este país, la
anisakidosis constituye un problema de salud pública, dada la ancestral costumbre
de consumir pescado crudo en la dieta diaria. En nuestro país, a pesar consumirse
pescado crudo o semicrudo con relativa frecuencia (boquerones en vinagre,
anchoas), sólo se han publicado 22 casos de anisakidosis hasta la fecha8, 118, 119, 120,
121, 122, 123, 124, 125, 126. Es posible que más casos de anisakidosis pasen
desapercibidos, sobre todo porque el diagnóstico precoz requiere la realización de
endoscopia urgente, práctica poco habitual en nuestros hospitales ante un abdomen
agudo. Tampoco es frecuente incluir en la historia clínica de urgencias preguntas
sobre el hábito de consumo de pescado del paciente, que sería orientativo para el
clínico. En resumen, no se piensa en la anisakidosis a la hora de hacer un
diagnóstico diferencial en el abdomen agudo o epigastralagia. Por otra parte, parece
que está aumentando el número de casos de anisakidosis en nuestro país
últimamente; Olveira y colaboradores126, del Servicio de Digestivo del Hospital La
Paz, Madrid, han publicado siete casos de anisakidosis (5 gástricas, 2 intestinales)
diagnosticadas en un período de tiempo muy corto (durante el otoño de 1996). 4 de
los cinco casos de anisakidosis gástrica, fueron diagnosticados por endoscopia de
urgencia, por lo que cabe pensar que están aumentando los casos de anisakidosis
porque se están diagnosticando más.
119
En cuanto a la prevalencia de parasitación por Anisakis simplex en
los pescados y cefalópodos de consumo humano, se han hecho multitud de estudios
en diferentes países. .Son los autores japoneses los que más experiencia tienen
desde hace treinta años en el manejo de la anisakidosis, habiendo realizado multitud
de estudios de parasitación de pescados. Inicialmente, Kagei en 1970 y 1974 listó
más de 120 especies de pescados como hospedadores paraténicos de Anisakis
simplex, capturados en aguas japonesas127, 128. Huang en 1988, analizó 1169
ejemplares de 10 especies diferentes procedentes de mercados de París129,
encontrando una prevalencia de infestación del 82% en arenques, 71% en
bacaladillas, 88% en merluza, 30% en caballas, 4% en sardinas y 3% en
boquerones. En 1989, Deardoff en Washington, examinó 50 ejemplares de salmón
encontrando una prevalencia de infestación del 100Posteriormente, en 1990,
Nagasawa concluye que la mayor prevalencia de parasitación se presenta en la
caballa del pacífico (Scomber japonicus), y jurel del pacífico (Trachurus japonicus),
pero que la prevalencia variaba según la procedencia; así, en la provincia de
Kanazawa, la prevalencia de infestación de la caballa era del 100%, pero disminuía
al 28% en las muestras recogidas en la provincia de Seto130.
También han observado que la parasitación de las especies es variable año
tras año; así por ejemplo, hay grandes variaciones en la infestación del calamar
común japonés (Todarodes pacificus) que se encuentra parasitado con relativa
frecuencia (un 30% de las muestras), de forma que en 1987 no se encontró ningún
ejemplar parasitado en los muestreos que realiza el Instituto Nacional de
Investigación de Pesca Japonés130. Estas variaciones son debidas a las complejas
interacciones entre los hospedadores paraténicos y los intermediarios, que como se
ha descrito en este trabajo son fundamentalmente los crustáceos eufausiidos que
forman el krill oceánico y son muy sensibles a los cambios de temperatura del
océano.
En Europa, Smith es uno de los investigadores que más ha estudiado al
parásito Anisakis simplex y sus hospedadores22, 31, 32, siendo el único autor que ha
estudiado el papel de los cefalópodos, sobre todo calamares, en el ciclo vital del
parásito, encontrando Anisakis simplex en 4 especies (Todarodes saggittatus,
120
Todaropsis eblane, Lóligo forbesi y Allotheuthis media) en aguas del mar del
Norte y Escocia131.
También se han recogido muestras de peces infestadas por Anisakis simplex
en el Océano Antártico132, Mar de Bohai (China)133, Canadá134, Korea135, Kuwait136,
Italia137, Chile138, Península de Yucatán (México)139, Argentina140, Golfo de Tongking
(Este de China)141, Mar de Okhotsk y Bering (Rusia)142, Namibia143, Islandia144 y
Noruega145.
En nuestro país, hay muy pocos estudios de infestación de pescados por
Anisakis simplex. El estudio más amplio corresponde a Sanmartín y colaboradores
(1989) del Departamento de Parasitología de la Universidad de Santiago de
Compostela, que analizaron 1435 muestras de peces procedentes de las Rías de
Muros y Arosa, investigando la presencia de todo tipo de nematodos parásitos146.
Desgraciadamente, entre las especies estudiadas no figuraban la merluza, el
boquerón o el calamar, importantes especies de consumo en nuestro país y
susceptibles de estar infestadas por Anisakis simplex. Posteriormente, estos
estudios fueron recogidos en un libro publicado en 199415.
En este mismo año, aparece publicado un trabajo en una revista no indexada
(Alimentaria) firmado por López Giménez y Castell Monsalve, del Servicio de Salud
de Castilla La Mancha, en la que investigan específicamente la presencia de
Anisakis simplex en 410 muestras de 20 especies diferentes recogidas en las cinco
capitales de provincia de la Comunidad de Castilla La Mancha durante el período de
un año147.
Posteriormente, en 1996, Adroher y colaboradores, del Departamento de
Parasitología de la Universidad de Granada, publican un interesante trabajo de
parasitación por larvas de Anisákidos (Anisakis simplex e Hysterothylacium sp.) en
360 muestras de jureles (Trachurus trachurus)148 .
En nuestro estudio, se han analizado 475 muestras de ocho especies de gran
consumo en nuestra área, y hemos encontrado una prevalencia de parasitación en
121
conjunto por Anisakis simplex del 27.2%, porcentaje muy similar al encontrado
por López Giménez en su estudio (22.9%). Sanmartín, sin embargo, no ofrece este
dato de conjunto en su estudio, ya que lo analiza por especie. En la tabla XXIV,
resumimos estos datos, comparando nuestros resultados con los obtenidos por
Huang, Sanmartín, López Giménez y Adroher.
TABLA XXVI
COMPARACIÓN DE RESULTADOS DE ESTUDIOS DE PARASITACIÓN DE
PESCADOS POR Anisakis simplex.a
Autor Ref. N Merluza Boquerón Jurel Bacaladilla Caballa Sardina Rape Calamar
Huang 125 1169 88 3 NEb 71 30 4 NE NE
Sanmartín # 15 497 NE NE 44 63 NE NE NE NE
Sanmartín ## 15 938 NE NE 67 70 48 10 78 NE
López
Giménez
145 410 23 0 42 29 32 0 NE NE
Adroher 146 360 NE NE 26 NE NE NE NE NE
Nuestro
estudio
-- 475 52 0 40 75 38 4 70 0
N: Número de muestras estudiadas.a Resultados expresados en prevalencia de parasitación (Nº muestras parasitadas /
Nº muestras totales x 100).b No estudiado
# Muestras procedentes de la Ría de Muros.
## Muestras procedentes de la Ría de Arosa.
Analizando estos resultados, habría que hacer algunas consideraciones. En
cuanto a la merluza, nosotros hemos analizado ejemplares pequeños (pijotas) que
son los que se consumen en nuestra zona, mientras que Huang y López Giménez
analizan ejemplares adultos.
Las tasas de parasitación del jurel, son muy parecidas en las diferentes
series; Adroher obtiene sólo un 26% de parasitación en esta especie, pero si
analizamos la procedencia, encuentra un 49.5% de parasitación en las muestras
provenientes del mar Cantábrico.
122
En cuanto a la bacaladilla, nosotros hemos obtenido la prevalencia de
parasitación más alta: un 75%; resultados similares a los obtenidos por Huang (71%)
y SanMartín (63% y 70%). Igual sucede con la caballa, en la que obtenemos un 38%
de parasitación, similar al 30% de Huang, 48% de Sanmartín ó 32% de López
Giménez. Además, en esta especie es donde hemos observado una mayor
intensidad de parasitación, con una media de 11.3 parásitos por ejemplar parasitado,
resultado muy similar al obtenido por Sanmartín, con 10 parásitos de media por
ejemplar parasitado. (El resto de los autores, no ofrece este dato). Como anécdota,
en un ejemplar de esta especie encontramos 28 parásitos, el mayor número de
todos los observados.
En rape, encontramos una alta parasitación (70%) similar al 75% encontrado
por Sanmartín. Para este autor, es el hospedador paraténico con mayor índice de
infestación de los analizados por él, y lo explica porque el rape es un pez muy voraz
que se alimenta de eufausiidos y sobre todo de otros hospedadores paraténicos más
pequeños, como el abadejo pequeño (que él estudia y encuentra una prevalencia de
parasitación del 75%) y la bacaladilla, igualmente infestada por Anisakis simplex.
La sardina, parece tener una baja prevalencia de infestación (4% Huang, 10%
Sanmartín, 0% López Giménez, 4% nuestra serie), pero que ha sido implicada en
tres casos de anisakidosis en nuestro país118.
El calamar, hospedador paraténico de Anisakis simplex como hemos
comentado, no ha sido analizado por ningún autor español, y nosotros no hemos
encontrado ningún parásito en los 22 ejemplares analizados.
Mención aparte merece el boquerón (Engraulis encrachisolus). Es el pez que
con mayor frecuencia se consume crudo o semicrudo en nuestro país y
concretamente en nuestra zona, los boquerones en vinagre son un plato rutinario en
hogares y restaurantes Malagueños. Asimismo, se ha implicado en la etiología de
varios casos de anisakidosis124, 125 como de hipersensibilidad59, 65 en nuestro país.
En nuestra serie, 2 de los 16 pacientes sensibilizados a Anisakis simplex relacionan
la ingesta de boquerones con episodios de urticaria y/o angioedema. Sin embargo y
de forma sorprendente, no hemos encontrado ningún parásito de Anisakis simplex
en las 167 muestras de boquerones analizadas. Tampoco encontró ningún ejemplar
parasitado López Giménez en su estudio y Huang encontraba sólo un 3% de
infestados.
123
Revisando la literatura, sólo encontramos un estudio de prevalencia de
infestación por Anisakis simplex en boquerones, realizado por Song y colaboradores
del departamento de Parasitología de la Universidad de Pusan, Corea, en 1995.
Estos autores estudiaron 2.180 ejemplares de boquerón del pacífico (Engraulis
japonica) encontrando una prevalencia de parasitación del 6.9%, no encontrando
relación con el tamaño de las muestras149.
Nuestros resultados al igual que los obtenidos por López Giménez, pueden
estar subestimados, dado que no se hicieron estudios de digestión muscular para
investigar la presencia del parásito en este tejido. Este método, fue realizado por
Sanmartín en algunas muestras de su estudio usando la técnica de McGladdery150 y
aunque pueden obtenerse hasta un 10% más de parásitos, todas las muestras
musculares parasitadas provenían de peces en los que se encontraron parásitos a
nivel visceral o peritoneal. Es decir, el análisis del tejido muscular incide en la
intensidad de parasitación pero no en la prevalencia de parasitación. Este hecho,
unido a la laboriosidad de la técnica, hace que el método de elección en los estudios
parasitológicos, sea la disección. Por otro lado, nuestras muestras de boquerones
se seleccionaron, estudiándose sólo las que procedían del Mar Mediterráneo. En
este sentido, Adroher en su estudio con jureles, mostró que la prevalencia de
parasitación de jureles procedentes del Mediterráneo, era sólo del 6.3%, frente al
49.5% de los procedentes del Mar Cantábrico148. También, inicialmente Kagei en
1974, mostró como el grado de parasitación de los hospedadores intermediarios
(eufausiidos) descendía a medida que descendía la latitud y aumentaba la
temperatura del agua27.
En cuanto a las variaciones estacionales en la intensidad de parasitación por
Anisakis simplex, aún cuando no se ha podido hacer estudio estadístico (test
ANOVA) porque se necesitaría un mayor número de muestras, no se han observado
variaciones importantes. No obstante, como se puede observar en el gráfico 8 de la
página 90, hay niveles máximos en cuatro de las cinco especies más parasitadas en
el mes de junio. También es curioso observar como el rape, pijota y jurel, siguen
líneas paralelas de parasitación, dándose la circunstancia que dichas especie son
piscívoras, mientras que la caballa y la bacaladilla que se alimentan
fundamentalmente de eufausiidos, siguen líneas divergentes.
124
2. -ESTUDIO DE SENSIBILIZACIÓN AL PARÁSITO Anisakis simplex EN EL
GRUPO DE PACIENTES.
En este trabajo, hemos estudiado la prevalencia de sensibilización en un
grupo de pacientes con clínica de urticaria y/o angioedema recidivante idiopático.
Durante el período de estudio, se atendieron en la consulta externa de
Alergología del Centro de Especialidades un total de 2.256 pacientes de primera
visita. De éstos, 302 consultaron por síntomas cutáneos (urticaria, angioedema,
eczema) lo que supone un 13.38% del total. Los episodios de urticaria y/o
angioedema, son un motivo de consulta frecuente en clínica alergológica, siendo
raro que el paciente lo asocie con algún desencadenante específico. El protocolo
de estudio (alergológico, búsqueda de enfermedades autoinmunes, infecciosas,
endocrinológicas, etc.) suele ser negativo, por lo que el paciente recibe el
diagnóstico de urticaria-angioedema recidivante idiopático.
Durante 1995-96, con la publicación de autores españoles del Hospital
Santiago Apóstol de Vitoria de diversos trabajos de sensibilización al parásito
Anisakis simplex59, 60, 151, se observó que casi todos los pacientes presentaban
clínica de urticaria-angioedema, casi siempre recidivante, por lo que se abrió una
vía de investigación en esta patología.
Por este motivo, diseñamos la metodología de este trabajo con estos
pacientes que consumiesen pescado de forma habitual, establecido de al
menos una vez a la semana. Los hábitos de consumo de pescado en este grupo,
resultaron muy similares a los que previamente se habían descrito en nuestra
zona mediante encuestas realizadas en pacientes atópicos que acudían a
nuestra Sección por diferentes motivos152. Asimismo, son similares a los
descritos en otras zonas geográficas de nuestro país153, y se puede afirmar que
entre el 95% y el 98% de nuestra población consume pescado de forma habitual.
En cuanto a la ingesta de pescado semicrudo (fundamentalmente boquerones en
vinagre) en nuestro estudio es del 68% (62% en el grupo control), similar al 63%
descrito por Barceló152 ó al 68% descrito por López Sáez en Madrid153.
125
En el grupo de 76 pacientes incluidos en nuestro estudio, 14 (18.4%) tuvieron
pruebas cutáneas positivas con Anisakis simplex y la determinación de IgE
específica (CAP-FEIA), fue positiva en 16 (21.05%). Esta prevalencia de
sensibilización en pacientes con clínica de urticaria-angioedema recidivante, es
inferior a otras series publicadas: 43.8%154, 76%63, ó 45%153.
En el grupo control (sujetos sin clínica de urticaria y consumo habitual de
pescado), se encuentran 3 pacientes (3.94%) con sensibilización a Anisakis
simplex en pruebas cutáneas y CAP. Los tres pacientes eran atópicos con
sensibilización a pólenes en dos de ellos y a ácaros del polvo doméstico en el
tercero. Esta prevalencia de sensibilización es llamativamente baja, teniendo en
cuenta que el 42% del grupo eran atópicos. No obstante, en un estudio previo de
prevalencia de sensibilización a Anisakis simplex en un grupo de 103 pacientes
atópicos realizado por nuestro grupo152, mostró un resultado sorprendente:
ningún paciente (0%) mostró sensibilización al parásito. Estos resultados de
nuestra zona geográfica, contrastan enormemente con otros estudios de
prevalencia en población atópica, en el que se encontraban positividades en el
56%155. En población general, hay un estudio realizado in vitro con técnica de
ELISA sobre 1.008 sueros156, ofreciendo una prevalencia de sensibilización a
Anisakis simplex del 6%, aunque otros autores, en la zona geográfica del País
Vasco y con método de CAP, encuentran una prevalencia del 27.4% en un grupo
de 51 sueros obtenidos del banco de sangre de su Hospital99. Aunque es difícil
comparar estos resultados porque la metodología diagnóstica es diferente, sí
llama la atención la baja prevalencia de sensibilización en nuestra zona
geográfica con respecto a otras, sobre todo del norte del país. En Japón, por otro
lado, la prevalencia de sensibilización en población sana ha mostrado ser del
63%157.
La diferencia de sensibilización encontradas entre ambos grupos en nuestro
estudio (urticaria positivo-urticaria negativo), es estadísticamente significativa, o
dicho de otro modo, la probabilidad de que dichas diferencias sean debidas al
azar es p< 0.01. Si establecemos el punto de corte del CAP en 0,70 KU/l, las
diferencias de sensibilización también son significativas (p< 0.05).
126
La edad media de los pacientes sensibilizados a Anisakis simplex, ha sido de
37.6 años. Este hecho, ha sido constatado previamente en varias publicaciones,
en la que la edad media de pacientes sensibilizados a Anisakis simplex estaría
alrededor de los 40 años59, 60, 65 ; en otra serie es aún mayor: 53 años64. Este
hecho, es muy llamativo si consideramos Anisakis simplex un alimento (o
alimento oculto dentro del pescado), ya que la alergia a proteínas del pescado es
más frecuente en edades tempranas de la vida158.
Las pruebas cutáneas se realizaron con el único extracto comercial disponible
en la fecha de realización del trabajo ( Laboratorios International Pharmaceutial
Immunology). Comparando los resultados obtenidos con la determinación de IgE
específica por CAP, vemos que 2 de los 16 pacientes con CAP positivo, tienen
pruebas cutáneas negativas (12.5%). Nuestros resultados coinciden con los
obtenidos por otros autores que, usando el mismo extracto comercial, tienen
también diferentes porcentajes de falsos negativos: 23% (Montoro63), 13%
(Moreno Ancillo65) o el 26% (López Sáez153). Otros autores usando un extracto
de fabricación propia, obtuvieron una concordancia diagnóstica del 100% con
respecto a los resultados del CAP59, 60. Así, a la vista de estos resultados,
podemos afirmar que las pruebas cutáneas (usando el extracto comercial
descrito), son menos sensibles que el CAP; probablemente la identificación de
las proteínas alergénicas de Anisakis simplex, mejoraría la calidad del mismo.
El valor medio del CAP en nuestro grupo de pacientes sensibilizados, fue de
6.71 kU/l, con un valor máximo de 35.40 kU/l (Clase 4), valor también inferior a
los publicados en otras series (17.022 kU/l65, 57 kU/l59, 15 kU/l64 o 11.5 kU/l153).
Se ha descrito la existencia de reactividad cruzada entre Anisakis simplex,
Ascaris, y Echinococcus159. Esta reactividad cruzada de la familia Ascaridoidea,
parece deberse a una proteína de 14 kDa, perteneciente a un grupo de antígenos
muy importante en los nematodos, llamados poliproteínas alergénicas de
nematodos (NPA)160.
En nuestro estudio, 6 pacientes (37.5%) presentaron CAP positivo a Ascaris,
y dos de ellos además a Echinococcus, con un valor medio de 6.75 kU/l. El valor
127
más alto, correspondió al paciente 73, con 31.20 kU/l, que curiosamente, es un
paciente que no presentó un patrón típico de Inmunoblotting, como describiremos
más adelante. La reactividad cruzada con Ascaris ha sido descrita en otras series
publicadas de pacientes sensibilizados a Anisakis simplex con diferentes
resultados: 36.3% (Ardusso Lovera161), 43.4% (Moreno Ancillo65), 8%
(Montoro63), 26.3% (López Sáez153) e incluso el 100% (Audícana59).
Ardusso Lovera, estudió específicamente la reactividad cruzada de Anisakis
simplex, Ascaris y Echinococcus, mediante inhibición del CAP, en sueros de 11
pacientes con diagnóstico de alergia a Anisakis simplex. Encontró un porcentaje
de inhibición del CAP a Echinococcus con extracto de a Anisakis simplex, que
oscilaba entre el 30-60%; sin embargo, observó una inhibición máxima del 20%
del CAP a Ascaris con extracto de a Anisakis simplex161. Estos resultados son
algo sorprendentes, ya que Echinococcus está más alejado taxonómicamente
que Ascaris.
También se ha demostrado reactividad cruzada in vitro de Anisakis simplex
con Hysterothylacium aduncum162, parásito frecuente del pescado, sobre todo del
jurel148, pero que no produce patología en humanos, ya que es incapaz de
penetrar la pared intestinal y no resiste la temperatura corporal15.
La fuerte respuesta IgE a los helmintos en humanos y otros mamíferos, está
bien establecida163; sin embargo, de forma sorprendente, no se producen
síntomas clínicos de hipersensibilidad. Esto parece que puede deberse a las
altísimas concentraciones de IgG4 específica presente en el suero de estas
personas infestadas164. Así pues, por un lado la producción de estos anticuerpos
IgG4 bloqueantes benefician al huésped porque evitan respuestas de
hipersensibilidad que podrían ser nocivas para el mismo, pero por otro lado
benefician al parásito porque evita su eliminación mediante anticuerpos IgE
específicos. Tal vez por esto, los parásitos (sobre todo los helmintos) han
coexistido con los mamíferos (o mejor dicho, con el sistema inmunitario de los
mamíferos) en todas las etapas evolutivas de éstos165.
128
Tres pacientes de nuestro grupo (18.75%) tuvieron CAP positivo a
Dermatophagoides pteronyssinus (paciente 9, 1.06 kU/L; paciente 71 > 100 kU/l y
paciente 73, 99.2 kU/l) y dos a proteínas de gamba (paciente 9, 5.72 kU/l y
paciente 73, 92.70 kU/l). Se ha descrito reactividad cruzada entre Anisakis
simplex y gamba, insectos (Blattella germanica, Chironomus spp.) y
Dermatophagoides pteronyssinus166, 167. Al parecer, este nuevo panalergeno es
una tropomiosina de peso molecular de 36 kDa168. Esta reactividad cruzada, se
ha demostrado in vitro mediante inhibición del CAP, viéndose una inhibición en
las bandas de alrededor de 40 kDa usando sueros de 21 pacientes con CAP de
Anisakis simplex mayor de 3.5 kU/l; sin embargo, en ningún caso se inhibieron
bandas en la zona de 14 kDa, específica de la familia Ascaridoidea166.
Asimismo, el paciente numero 73, mostró niveles elevados de IgE específica
a gamba y Dermatophagoides pteronyssinus, no presentando clínica de rinitis y/o
asma bronquial. Curiosamente, este paciente también presentó los niveles más
altos a Ascaris y Echinococcus, lo que nos sugiere en conjunto la existencia de
reactividad cruzada, aún cuando hubiese hecho falta realizar estudios de
inhibición para confirmarlo. También puede ser una co-sensibilización, ya que
algunos episodios de urticaria los relacionaba con la ingesta de marisco (en
unión a otros pescados). Tampoco hemos de olvidar el elevado porcentaje de
sujetos en nuestra zona geográfica sensibilizados a Dermatophagoides
pteronyssinus sin clínica asociada; en un trabajo previo de nuestro grupo
realizado en población adolescente sana, este porcentaje ascendía al 51%169.
En el paciente numero 9, sucede algo parecido, aunque con valores de IgE
específica inferiores; este paciente consumía marisco sin problemas y sin
embargo presenta valores de 5.73 kU/l a gamba. El paciente numero 71,
presenta un CAP clase 6 a Dermatophagoides pteronyssinus (>100 kU/L), pero
negativo a gamba. No obstante, este paciente refería síntomas de rinitis perenne.
Así pues, hay que tener en cuenta la existencia de estas reactividades
cruzadas a la hora de valorar los resultados de sensibilización a Anisakis
simplex. Hacen falta más estudios para identificar exactamente al alergeno
responsable de esta reactividad cruzada entre estas especies no relacionadas
taxonómicamente (nematodos, crustáceos, insectos).
129
Respecto a la dosificación de IgE total, hemos encontrado valores medios
superiores en los pacientes con CAP positivo a Anisakis simplex frente a los no
sensibilizados, aunque con una enorme desviación típica. Este hallazgo, ha sido
descrito por varios autores65, 153 aunque nosotros hemos encontrado niveles
normales en 5 de los 16 pacientes (31%), lo que contrasta con otras
descripciones clínicas en la que todos los pacientes tenían niveles de IgE total
elevados59. No obstante, en adultos la dosificación de IgE total, es una
herramienta diagnóstica de poca utilidad. Numerosos estudios muestran que casi
el 50% de los adultos con asma bronquial y/o rinitis atópica, tienen cifras de IgE
total normales170, mientras que al contrario, valores elevados sí tienen un alto
valor predictivo positivo, que oscilaría entre el 80% y el 95% dependiendo del
punto de corte171. Dicho de otro modo; la dosificación de IgE total presenta una
baja sensibilidad (se encuentran muchos falsos negativos), pero sin embargo
presenta un alta especificidad (pocos falsos positivos).
Por otro lado, ninguno de nuestros pacientes presentó eosinofilia, hecho
bastante característico en la infestación de este parásito, como hemos descrito
en este trabajo.
En 15 de los 16 pacientes, se les realizó detección de IgE específica mediante
SDS-PAGE e Inmunoblotting; excepto en tres pacientes (numero 40, 73 y 75) el
resto (80%) presentaron un patrón característico de hipersensibilidad a Anisakis
simplex, como se ha descrito97, 99. En nuestro estudio, las bandas proteicas
fijadoras de IgE más significativas, presentaron un peso molecular de ≅ 40-33
kDa, ≅ 29-26 kDa, ≅19 kDa y ≅16 kDa, es decir, grupos de bandas de peso
molecular medio y grupos de bajo peso molecular.
El seguimiento clínico del grupo de pacientes sensibilizados, reveló que sólo
en 4 (26.6%) de los 15 pacientes (la paciente 27 no pudo acudir a las revisiones),
desaparecieron los síntomas cutáneos tras seis meses de dieta de exclusión de
pescados y cefalópodos. Las pruebas cutáneas, se negativizaron en cuatro
pacientes, que por otro lado, habían presentado valores bajos de IgE específica
(media de 0.770 kU/l).
130
Hemos estado hablando en este trabajo de sensibilización a proteínas de
Anisakis simplex, es decir, a la presencia de anticuerpos IgE específicos
demostrada tanto in vivo como in vitro. Pero para un clínico que valora pacientes
con síntomas alergológicos, las preguntas que se hacen son: ¿Tiene este
paciente alergia o hipersensibilidad a Anisakis simplex? ¿Cuál es la sensibilidad,
especificidad, valor predictivo positivo o valor predictivo negativo de las pruebas
que aplico?. Hasta el momento, no hay respuestas a estas preguntas. No
sabemos cuál es la eficacia diagnóstica de las pruebas cutáneas a Anisakis
simplex o del CAP, es decir, no sabemos la probabilidad que tiene un paciente de
ser alérgico a Anisakis simplex en caso de tener pruebas cutáneas y/o CAP
positivo o viceversa ( y no menos importante); no sabemos la probabilidad que no
sea alérgico a Anisakis simplex en el caso que ambas pruebas sean negativas.
Esto es así porque no existe un patrón de referencia diagnóstica, que en el caso
que nos ocupa, si vemos al parásito Anisakis simplex como un alergeno
alimentario, sería la provocación oral controlada a doble ciego con placebo. Por
otro lado, como hemos comentado, la respuesta inmune a los parásitos es muy
compleja, existiendo siempre una fuerte respuesta IgE. No sabemos bien las
características de esta respuesta IgE; ¿Cuál es la diferencia entre la respuesta
IgE de un enfermo parasitado que padece anisakidosis y la respuesta IgE de un
enfermo alérgico con síntomas de urticaria o anafilaxia?.
Con estas premisas, se ha publicado que para diagnosticar a un paciente de
alergia o hipersensibidad a Anisakis simplex, se requerirían los siguientes
criterios:
a) Síntomas sugestivos IgE-mediados (urticaria y/angioedema, anafilaxia) hasta
seis horas después de la ingestión de pescado.
b) Pruebas cutáneas positivas a Anisakis simplex.
c) IgE específica positiva a Anisakis simplex.
d) Exclusión de otras causas ó alergia a proteínas del pescado.
Además de esto, se ha observado que un 80% de los pacientes que cumplían
los criterios anteriores, mostraban un patrón característico de Inmunoblotting,
como hemos comentado, por lo que se sugirió que era una herramienta
131
diagnóstica útil en el diagnóstico de hipersensibilidad a Anisakis simplex (no
obstante, esta técnica es inviable en la práctica clínica diaria).
Con estos criterios diagnósticos, en nuestro grupo de 16 pacientes
sensibilizados, se hubieran diagnosticado de alérgicos a Anisakis simplex 12 de
ellos, pero sin embargo, siguiendo su evolución clínica, sólo 4 respondieron a la
dieta de exclusión. Además, uno de estos cuatro pacientes (numero 40), no tenía
un patrón de inmunoblotting característico de hipersensibilidad a Anisakis
simplex.
Por lo tanto, según nuestro parecer, a los criterios diagnósticos descritos,
habría que añadir uno más: resolución de los síntomas con la dieta de
eliminación. Consideramos que con Anisakis simplex ocurriría lo mismo que con
otros alergenos alimentarios, es decir, la existencia de pacientes adultos
sensibilizados a determinados alimentos, pero que lo toleran sin problemas. La
dificultad con Anisakis simplex estriba en que el paciente no puede discriminar si
lo está ingiriendo o no, por lo que la historia clínica no es útil en este caso. Por lo
tanto, el único camino posible es una dieta de exclusión rigurosa, exenta de todo
tipo de pescado y cefalópodos y observar la evolución clínica del paciente.
Anisakis simplex debe considerarse un nuevo alergeno alimentario, con una
prevalencia de sensibilización mayor que otros alimentos en la población adulta,
por lo que debería probarse de forma rutinaria en todos los pacientes con clínica
de urticaria/angioedema o anafilaxia y que consuman pescado de forma habitual.
Hay que insistir en la relación de los episodios con la ingesta previa de pescado o
cefalópodos ya que los síntomas clínicos pueden aparecer hasta seis horas
después.
En resumen, hemos descrito una aproximación parasitológica y clínica al
problema de Anisakis simplex en nuestra zona geográfica. Nuestro estudio de
prevalencia de infestación por Anisakis simplex en las especies de pescado de
consumo más frecuente es el primero efectuado en el sur de Europa.
Estas observaciones preliminares indican que Anisakis simplex existe en los
pescados de consumo más frecuente de nuestro medio y que existen pacientes
sensibilizados al parásito, aunque parece que esta prevalencia de sensibilización
132
es menor que en otras zonas geográficas de nuestro país. Hacen falta estudios
más amplios que den información sobre la verdadera prevalencia de
sensibilización a Anisakis simplex y sobre las características del alergeno
responsable, como el estudio multicéntrico que actualmente está en marcha bajo
la dirección de la SEAIC.
133
CONCLUSIONES
134
1.- Se han encontrado parásitos de Anisakis simplex en el 27.2 % de las
especies de pescado estudiadas.
2.- Las tres especies de pescado más parasitadas han sido la bacaladilla, rape y
pijota.
3.- La mayor intensidad de parasitación, se ha observado en la caballa.
4.- En cuatro especies, la intensidad media de parasitación más elevada se ha
observado en el mes de junio.
5.- No se han encontrado parásitos en boquerón y calamar.
6.- La prevalencia de sensibilización a Anisakis simplex en el grupo de pacientes
estudiados ha sido del 21%, frente al 3.9% en el grupo control.
7.- La diferencia de sensibilización entre ambos grupos ha sido estadísticamente
significativa.
8.- La edad media del grupo sensibilizado, ha sido de 37.6 años.
9.- La sensibilidad del CAP se ha mostrado superior a las pruebas cutáneas,
usando el extracto descrito en el trabajo.
10.- Debe tenerse en cuenta la existencia de reactividad cruzada de Anisakis
simplex con nematodos, insectos y crustáceos.
11.- La dosificación IgE total, fue elevada en el 69% de los pacientes
sensibilizados.
12.- No se ha encontrado eosinofilia en ningún paciente sensibilizado.
13.- El 80% de los pacientes presentó un patrón característico de inmunoblotting.
135
14. - El 73.4% de los pacientes, no respondió a la dieta de exclusión de pescado.
15.- Debe añadirse a los criterios diagnósticos vigentes de hipersensibilidad a
Anisakis simplex, la resolución de los síntomas con la dieta de eliminación.
16.- Anisakis simplex debe considerarse un nuevo alergeno alimentario y debe
probarse de forma rutinaria en todos los pacientes con clínica de
urticaria/angioedema o anafilaxia que consuman pescado de forma habitual.
136
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