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MANUAL DE LABORATORIO DE PATOLOGIA EN CAMARON

INTRODUCCIÓN

Las enfermedades representan un problema tangible dentro de la camaronicultura que generan

graves pérdidas económicas a los productores, propiciando la disminución de inversiones en

este sector y pérdidas de empleos para las comunidades. El diagnóstico rápido y oportuno es la

mejor opción para hacer frente a esta amenaza.

Entre las herramientas disponibles para la detección de enfermedades, se encuentra el

diagnóstico en fresco, el cual aunado al trabajo de laboratorio puede ayudar al control y

prevención de las enfermedades. El análisis en fresco involucra muestreos continuos en las

granjas, con lo cual los productores tienen una mejor oportunidad para detectar a tiempo el

inicio de cualquier enfermedad.

El análisis en fresco de los camarones es una practica cada día es más empleada entre los

acuicultores. El adecuado conocimiento de estas técnicas, aunado al desarrollo de nuevos

protocolos y al acumulo de experiencias entre los acuicultores, sugiere que el análisis en fresco

puede ser en corto tiempo una herramienta de gran ayuda y un elemento clave en la

prevención de enfermedades de camarón.

EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 1


DESCRIPCIÓN DE LAS TÉCNICAS DE DIAGNOSTICO UTILIZADAS EN EL LABORATORIO

ANÁLISIS DE FITOPLANCTON

El conteo de fitoplancton se realiza en los primeros 30 días de cultivo, el cual se induce

mediante la utilización de fertilizantes para dar el blum de grupos como Diatomeas, Clorofilas,

entre otras.

El conteo se lleva a cabo utilizando un hematocitometro de 0,1 mm de profundidad para el

conteo se sugieren los objetivos de 10 y 20 X, para realizar rectificaciones se realiza con el

objetivo de 40 X.

El conteo de células se realiza de la siguiente manera:

1. Se toma una muestra en un tubo de ensaye a las salidas del estanque y muelles, se fija la

muestra con lugol o rosa de vengala al 5%.

2. Antes de contar la muestra debe ser agitada y se toma 1 ml con la pipeta Pasteur,

llenando la camara.

3. Se observa al microscopio y se cuentan todos los cuadrantes de la camara.

4. Se realizan los calculos, se obtiene el promedio de las células y se multiplica po 10,000

para obtener celulas * mililitro (en caso de una dilución se multiplica por ese factor).

ANÁLISIS DE ZOOPLANCTON

Para la obtención de las muestras de zooplancton, se filtra un volumen constante de la columna

de agua del estanque (salidas y muelles), la cual es filtrada con un tamiz de 60 micras, una vez EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 2


filtradas las muestras se colocan en frascos de plástico y se fijan con lugol o rosa de vengala al

5%, una vez fijadas se pueden guardar para su conteo.

El conteo o identificación de zooplancton se realiza de la siguiente manera:

1. Se toma la muestra en probetas de 25 ml.

2. Homogenizar y tomar 1 ml para ser colocada en la camara de conteo de Sediwk Rafter.

3. Colocar la camara en el microscopio utilizando el objetivo de 10 X, se realizara un barrido

de camara para el conteo (contador manual) e identificiación de las especies de

zooplancton, entre ellos copepodos, nauplios, poliquetos, entre otros.

4. La interpretación de resultados para determinar la cantidad de organismos por litro de

zooplancton, se cuenta el total de organismos multiplicandose por 20 litros (Total de

litros filtrados de agua)

TÉCNICA PARA MACERADO DE LARVAS

Se seleccionan los organismos que presenten signos de enfermedad, se transportan lo mas

inmediato posible al lugar de trabajo evitando que estos mueran.



El análisis bacteriológico se realiza macerado (Organismos menor a 1 gramo).

1. Selección de 15 a 20 organismos.

2. Desinfectar con alcohol al 70%, permitiendo que el exceso se evapore hasta no quedar

olor de este.

3. Se realiza una desinfección de un mortero de porcelana (alcohol y mechero), se adiciona

solución salina estéril en relación 1:1 con respecto al peso del organismo.

4. Se colocan las larvas en el mortero previamente desinfectado.

5. Se procede a macerarar los organismos hasta que se encuentren completamente

triturados.

6. Se mezcla el inoculo, se toma una asa calibrada previamente esterilizada (mechero) y

enfriada, se toma la muestra y se siembra en placas con Agar TCBS.

7. Las placas sembradas se incuban en forma invertida durante 24 horas a una temperatura

de 28 a 36º C.

8. Después de este periodo de incubación se realiza un conteo de colonias verdes y

amarillas, se multiplica por un factor de 200, se toma de referencia la tabla 2 que

muestra los rangos.

TÉCNICA DE LA EXTRACCIÓN DE HEMOLÍNFA PARA DETECCIÓN DE VIBRIO



1. Antes de iniciar con la bacteriología se hace una limpieza y una desinfección con alcohol

etílico al 96° tanto del material a utilizar (pinzas, loncheras de plástico, papel aluminio),

como del área (mesa, mecheros) donde se llevara acabo esta labor.

2. Se encienden los mecheros y se mantiene cerrado el laboratorio para obtener un área

estéril.

3. Cada cubeta con la muestra de camarón es filtrada a través de un embudo con malla

mosquitera y posteriormente son colocados en un recipiente de plastico para su

transporte a la mesa de trabajo.

4. Se limpia toda la cutícula del camarón con una torunda de algodón impregnada con

alcohol al 70% para desinfectar las áreas cercanas al corazón y periopodos.

5. Para la extracción de hemolinfa se puede realizar en dos zonas diferentes una de ellas es

en el corazón por medio de lanceta estéril al corazón, esto es para camarones menores

a 2,5 gramos. La segunda se puede extraer del seno ventral de la base del quinto

periopodo esto es para camarones mayores de 2,5 gramos.

6. Se recolecta la hemolinfa de 5 camarones de la muestra, se homogeniza el inoculo en un

vidrio de reloj estéril adicionando 5 ml de Citrato de sodio al 10% (anticoagulante) en

relación 1:1.

7. La hemolinfa extraída es sembrada en agar TCBS, usando una asa calibrada previamente

esterilizada, se toma la muestra y se siembra en forma de estría por toda la superficie

del gel. Se deja 1 gota de hemolinfa en portaobjeto para tomar su tiempo de

coagulación el cual será menor a 30 segundos.

8. La placa es incubada en forma invertida por un periodo de 18 a 24 horas, a una

temperatura de 28 a 36º C.

9. Luego del periodo de incubación se realiza la lectura de colonias verdes y amarillas y se

multiplica por el factor 200, se toma como referencia la tabla 2.

NOTA: La hemolinfa debe ser transparente de lo contrario debe ser descartada, ya que al

presentar color indica que se contamino con algún fluido del hepatopancreas.



(a) (b) (c)

Fig. Crecimiento de colonias amarrillas y verdes en hemolínfa (a), hepatopáncreas (b), y en

agua (c) en placas de agar TCBS.



TÉCNICA PARA LA EXTRACCIÓN DE HEPATOPÁNCREAS.

1. Se seleccionan 5 camarones para el análisis.

2. Desinfectar el cuerpo con una torunda impregnada de alcohol al 70%.

3. Extraer el hepatopancreas de los 5 camarones sin tocar el intestino, introduciendo unas

pinzas por la base del hepatopancreas y se realiza la extracción.

4. Se colocan los hepatopancreas en un mortero limpio y desinfectado adicionando 5 ml de

solución salina al 2% dependiendo si el peso es mayor o menor a 1 gramo.

5. Se macera hasta obtener una muestra homogénea.

6. Realizar la siembra en agar TCBS, usando una asa calibrada previamente esterilizada,

sembrando en forma de estrías.

7. Incubar en forma invertida por un periodo de 18 a 24 horas a una temperatura de 28 a

36º C.

8. Después del periodo de incubación se realiza la lectura de colonias verdes y colonias

amarillas multiplicándose por el factor 200, se toma como referencia la tabla 2.

NOTA: Tratando de encontrar rangos menores a 10,000 UFC/ML

RANGOS

MACERADO

(UFC/ML) HEMOLINFA (UFC/ML)

HEPATOPANCREAS

(UFC/ML)

NIVEL MÍNIMO 0 – 6,000 0 – 2,000 0 – 6,000

NIVEL MEDIO 6,000 – 10,000 2,000 – 6,000 6,000 – 10,000

NIVEL MÁXIMO > 10,000 > 6,000 > 10,000

Tabla 2. Parámetros de UFC para macerado, hemolínfa y hepatopancreas del CIAD, Mazatlán:

Laboratorio de Bacteriología



ANÁLISIS BACTERIOLÓGICOS DEL AGUA .

1. Se toma una muestra de la columna agua del estanque en un tubo de ensaye estéril, a

las salidas del estanque y medio fondo, reservorio.

2. Antes de tomar la muestra agitar para su homogenización.

3. Tomar 1 ml de muestra con una pipeta estéril , diluirlo en 9 ml de solución salina al 2%

(10-1), (Figura 3)

4. Tomar 0,1 ml de la dilución e inocularlo en cajas petri con agar TCBS, sembrar con un

asa y multiplicar por el factor 200, como referencia se toma la tabla 3.

Figura 3. Siembra con dilución para análisis bacteriológico de agua.

RANGOS AGUA (UFC/ML)

NIVEL MÍNIMO 0-1,000

NIVEL MEDIO 1,000 - 2,000

NIVEL MÁXIMO MAYOR 2,000

Tabla 3. Parámetros de UFC para agua del CIAD, Mazatlán: Laboratorio de Bacteriología


Muestra: Agua del estanque

1 ml muestra

Dilución en 9 ml de soln. Salina al

2%

0,1 ml de la dilución p/ sembrar en placa

TCBS


Siembra Directa

1. Se toma una muestra de la columna agua del estanque en un tubo de ensaye estéril, a

las salidas del estanque y medio fondo, reservorio.

2. Antes de sembrar la muestra se agita para su homogenización.

3. Se toman 10 ml del agua del estanque reservorio (Figura 4)

4. De estos se toman 0,1 ml (100 ul), posteriormente se siembra en estrías con un asa

previamente esterilizada.

5. Se incuban por un periodo de 18 a 24 horas a una temperatura de 28 a 36º C.

6. Después del periodo de incubación se realiza la lectura de colonias verdes y amarillas, se

toma como referencia la tabla 3.

Figura 4. Siembra directa de un análisis bacteriológico de agua.


10 ml de Agua del Estanque

0,1 ml agua estanque sembrar en placa

TCBS


ANÁLISIS BACTERIOLÓGICOS DEL SUELO.

1. Se toma una muestra de lodo del estanque con un tramo de Tubo de PVC 1” de

diámetro, y se coloca en una bolsa de plástico.

2. Se pesa 1 gramo de lodo (Figura 5), se coloca en un tubo de ensaye en una solución

salina estéril al 2% (9 ml sln salina).

3. Con una pipeta estéril se toman 1 ml y se diluye en 9 ml de solución salina 2%.

4. Tomar 0,1 ml (100 ul) con un asa previamente esterilizada de solución e inocularlo en

agar TCBS en forma de estría.

5. Incubar durante 18 a 24 horas a una temperatura de 28 a 36º C.

6. Después del periodo de incubación realizar conteo de colonias amarillas y verdes, en la

tabla 4 se muestran los rangos de este análisis.

Figura 5. Siembra con dilución para análisis bacteriológico de suelo.


Muestra: 9 ml Soln. Salina

+1 gramo lodo

Dilución9 ml Soln.

Salina+

1 ml muestra Sembrar en agar TCBS 0,1 ml de la dilución en forma

estría


Siembra Directa:

1. Se toma una muestra de lodo del estanque con un tramo de Tubo de PVC 1” de

diámetro, y se coloca en una bolsa de plástico.

2. Se pesa 1 gramo de lodo, se coloca en un tubo de ensaye en una solución salina esteril

al 2% (9 ml sln salina).

3. Se toma 0,1 ml de solución se siembra en agar TCBS en forma de estría con una asa

esterilizada.

4. Incubar durante 18 a 24 horas a una temperatura de 28 a 36º C.

5. Después del periodo de incubación realizar conteo de colonias amarillas y verdes en la

tabla 4 se muestran los rangos.

Figura 6. Siembra Directa de análisis bacteriológico de suelo.


Sembrar en agar TCBS 0,1 ml de la muestra en forma

estría

Muestra: 9 ml Soln. Salina

+1 gramo lodo


GRADO NIVELES DE AFECCIÓN PARA SUELO

1 Hay presencia de vibrio. Niveles manejables. (DE 1 A 10 UFC/ML)

2 Hay problema, debe monitorearse cada 7 días. (DE 11 A 20 UFC/ML)

3Problemas graves, debe monitorearse y tratarse en 7 días.

(DE 21 A 50 UFC)

4Problemas muy graves, debe tratarse, aplicar alimento medicado.

(ARRIBA DE 50 UFC)

Tabla 4. Parámetros de UFC para Suelo del CIAD, Mazatlán: Laboratorio de Bacteriología



TÉCNICA DE CONTEO DE COLONIAS.

1. Antes de realizar el conteo de colonias se observa si hay presencia de bacterias

bioluminiscentes. Se recomienda hacerlo en un cuarto oscuro de 18 a 24 horas de

incubación.

2. El conteo de las colonias amarillas y verdes se hace por separado dando el resultado en

UFC/ML.

3. No. Colonias / ml de hepatopáncreas = UFC/ml de Hepatopáncreas.

4. No. Colonias / ml de hemolínfa= UFC/ml de Hemolínfa.

5. No. Colonias / Factor de dilución = UFC en el agua.

6. No. Colonias / Factor de dilución = UFC en el suelo.

Ejemplo: UFC/ML --- No. Colonias * 100 ul / 0,1 ml

UFC/ML --- 5 * 100 / 0,1 = 5,000 UFC/ML



TÉCNICA PARA PRUEBAS DE SENSIBILIDAD (ANTIBIOGRAMAS).

1. Primeramente se toma con un asa normal una muestra de las colonias ya formadas, el

asa debe estar previamente flameada al rojo vivo y enfriada en presencia de dos

mecheros de Bunsen, llevándolas a un tubo de ensaye con solución salina estéril al 2 ‰

tratándola de igualar a la turbidez de un tubo de McFarland de 0.5.

2. Una vez igualada la turbidez se humedece un hisopo con esta solución para inocular una

caja de petri con agar Mueller Hinton, pasando el hisopo por toda la caja (Figura 7a).

3. Posteriormente pasa dos minutos de haber inoculado la caja con el agar se colocan los

sensidiscos (Figura 7b)

4. Las cajas se incuban a una temperatura 35 a 38º C en un tiempo de 18 a 24 hrs.

5. Una vez transcurrido el tiempo de incubación se mide el diámetro del halo de inhibición

expresado en milímetros para saber a cual antibiótico es mas sensible la bacteria (Tabla

5)



(a) (b)

Figura 7. Aplicación de la bacteria con un hisopo (a) y colocación de sensidiscos en la caja

petri con agar Miuller Hinton (b).

ANTIBIÓTICO RESISTENTE (R) INTERMEDIO (I) SENSIBLE (S) MUY SENSIBLE

(MS)

Sarafloxacina <13mm 13-18mm >19mm

Florfenicol <7mm 8-11mm 12-16mm >17mm

Enrrofloxacina <7mm 8-11mm 12-16mm >17mm

Tabla 5. Rango de sensibilidad (antibiogramas).

Nota: los rangos de sensibilidad descritos anteriormente son propuestos por la empresa

fabricante.



ANATOMIA DEL CAMARÓN

Antes de entrar en detalle a lo que es patología de camarón, es necesario comprender su

anatomía, por lo que se describirá brevemente:

Cutícula: Comprende cuatro capas cubriendo la epidermis, están compuestas de calcio,

quitina y melanina (pigmento), forma el carapacho.

Cefalotórax: Esta constituido por el tórax y el protocéfalo, o sección libre del carapacho,

protegido por el rostro, que incluye: ojos, anténulas, antenas y labios.

Tórax: Posee el aparato masticador, que incluye: mandíbula, maxilares, maxilípedos

(forman los primeros 3 pares de apéndices), pereiópodos (forman 5 pares que sirven

para caminar).

Abdomen: Junto con los apéndices son el sistema de propulsión del camarón y

comprende:

Pleópodos: Formados por cinco pares o apéndices nadadores, en los machos el

primer par esta modificando para la transferencia de esperma.



Telsón: Protección triangular.

Urópodos: Dos paletas nadadoras.

Sistema digestivo: A continuación se da una breve descripción de los constituyentes:

Boca: Localizando anteriormente en los primeros maxilípedos.

Intestino anterior: Incluye esófago y estómago, este último contiene una

proyección similar a dientes.

Intestino medio: Es el área de absorción del tracto digestivo, este pasa entre los

lóbulos dorsal y ventral del hepatopáncreas. Contiene la mucosa y

microvellosidades, también contiene el ciego anterior y posterior que incrementa

la superficie de absorción.

Intestino posterior: Comprende la glándula rectal, recto y canal anal. Su función

es la formación de heces fecales. Este órgano termina en el ano, el cual se abre el

telsón y los urópodos.

Hepatopáncreas: Este órgano comprende la glándula digestiva, ocupa la mayor

parte del cefalotórax, formando por un gran número de túbulos, donde cada

túbulo esta formado por:

o Las células F o fibrosas son más basofílicas.

o Las células B o secretoras contienen un citoplasma vacuolado.

o Las células R contienen también un citoplasma vacuolado con gotas de

lípidos.

Sistema respiratorio: Los camarones poseen branquias compuestas por un eje central

del cual se proyectan estructuras tubulares. Los maxilípedos son apéndices que ayudan a

la ventilación de las branquias. El intercambio de gases se efectúa al ingresar la

hemolinfa a los vasos sanguíneos (transporte de oxigeno) hasta llegar a los filamentos

branquiales donde se facilita la difusión de gases a la extremadamente fina cutícula de

epidermis que cubre las branquias.

Sistema circulatorio: El corazón esta dividido en dos partes: el epicardio que rodea y

protege el corazón y el miocardio. La hemolinfa circula a través de la aorta y fluye de

esta por medio de un sistema de arterias en el que se da un intercambio de nutrientes y

gases.



Tejido hematopoyético: Se encuentra en varias partes del cuerpo, generalmente en la

base del segundo maxilípedo, dorsalmente al estomago cardiaco (o cámara anterior) y,

alrededor de la arteria oftálmica. El tejido tiene un alto índice meiotico (numerosas

células meioticas), conteniendo células hemocíticas inmaduras.

o Hemocitos: Se conocen cuatro tipos que son:

Hialinocitos: Son alargados y presentan cromatina nuclear dispersa.

Granulocitos intermedios: Son los más numerosos y presentan una

cromatina más densa.

Granulocitos eosinófilos: Células ovoides, presentan numerosos gránulos

con varias formas.

Cianocitos: Solo se les encuentra dentro del tejido conectivo.

Los cuatro tipos de hemocitos se originan de una simple célula o hemoblasto.

Sistema de excreción: En camarones la mayor excreción ocurre a través de la glándula

antenal. Esta glándula esta compuesta de un saco terminal y una vesícula, las cuales se

encuentran alrededor del esófago y el segmento basal de la antena. Este órgano excreta

sales, desechos nitrogenados y otras toxinas. Los de mayor excreción son amonio, urea y

acido úrico. La glándula antenal regula la composición de las sustancias excretadas o

retenidas como la glucosa y cloruros.

Sistema nervioso: El sistema nervioso central esta constituido por los siguientes

órganos:

o Cerebro: El cerebro del camarón es el ganglio supra esófagico, se encuentra justo

en la base de los apéndices de la cabeza. Se encuentra dividido en tres regiones

(anterior, medio, posterior). Varios órganos nerviosos alimentan diferentes áreas

del cuerpo del camarón.

o Cordón nervioso: Su función es alimentar la raíz de los órganos motores.

o Corazón: Recibe enervación de un sistema local (ganglio cardiaco).

Ojo compuesto: Contiene tres ganglios entre los cuales se almacenan productos

hormonales producidos por el órgano neurosecretor, además el ojo esta compuesto por

dos órganos especializados:



o El órgano censor x situado cerca de la parte dorsal del ojo el cual consiste

principalmente en células neurosecretoras.

o El órgano x ganglionar que va ventralmente.

Statocisto: es el órgano del balance o equilibrio, dentro de los cuales existe vellosidades

sensoriales y gránulos.







SELECCIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS

Muestras de camarón.

Para seleccionar una muestra representativa se debe tomar 5 camarones al azar de un muelle

en la parte media de cada estanque, colocándolo en cubetas de 16 litros con agua del mismo

estanque, los cuales se transportan al área de trabajo donde a cada cubeta se les coloca una

piedra aireadora que es alimentada con un BLOWER de ½ HP para mantenerlos vivos para el

análisis bacteriológico. (figura 2)

Figura 2. Camarones seleccionados para el análisis: toma de muestra de organismos del

estanque.



Selección y transporte de muestra.

Para seleccionar una muestra se deben tomar camarones al azar de algunos puntos del

estanque o escogiendo los que presenten síntomas clínicos de la enfermedad en un número de

15 a 20 por muestra. Se les transporta lo más rápido posible procurando que lleguen vivos al

lugar de trabajo. El análisis bacteriológico se realiza en macerado (organismos menores de 1 gr),

hemolinfa, intestino, hepatopancreas, agua y sedimentos.

ANÁLISIS EN FRESCO.

Para seleccionar una muestra representativa se debe tomar 10 camarones al azar del ultimo

muelle de cada estanque, colocándolos en cubetas de 20 litros con agua del mismo estanque,

los cuales se transportan al área de trabajo donde a cada cubeta se les coloca una piedra

aireadora que es alimentada con un BLOWER de ½ HP para mantenerlos vivos.

Los análisis en fresco se inician a partir de que el camarón tiene un peso promedio de 1,0 grs.

Esta técnica se utiliza para monitorear el estado de salud de los organismos y la relación de

diagnóstico presuntivo en laboratorio y campo, el cual consiste en la disección del camarón en

todos sus estadios de desarrollo, para observar las alteraciones que presenten órganos y tejidos

del mismo.

Observación externa

Se observa cuidadosamente la fisiología externa del camarón revisando las características como

son la pigmentación, antenas rugosas o quebradizas, flacidez, manchas en pleuras, tiempo de

coagulación de la hemolínfa. El cual no debe ser de 30 segundos .se observa en el camarón

características externas como la coloración y necrosis, síntomas causados por agentes

patógenos y estrés. (Figura 8)



Coloración externa del camarón:

El grado de expansión de los cromatóforos, asi como la coloración que presentan los pleopodos,

periopodos y uropodos son síntomas que se relacionan con la calidad de suelos del estanque.

La coloración puede ir desde rojiza hasta verde luminiscente relacionándose con pruebas de

estrés, lo cual a su vez va ligado con problemas bacterianos como presencia de vibrios entre

otros.

Figura 8. Observación externa del camarón.

Observación interna

Con la ayuda del microscopio compuesto se observan las branquias para buscar protozoarios

ciliados que son: (Epistylis, Zootamnium, Vorticela y Acineta), Lagrenophis, Diatomeas, Algas

filamentosas y Necrosis; se revisa en el intestino la cantidad de gregarinas y sus diferentes

estadíos, como también restos de camarón dentro del intestino; en el hepatopáncreas se

observan la cantidad de vacuolas lipídicas dentro de los túbulos, así como también el tipo de

estrangulación de los mismos producidos por Necrosis Hepatopancreática (NHP) y Vibriosis

(Vibrio spp) y la fase terminal melanización de los túbulos (necrosis).



PROCEDIMIENTO PARA SELECCIONAR LOS ÓRGANOS A OBSERVAR.

Branquias

Con unas pinzas curvas se toma una pequeña porción y se coloca en un portaobjetos para

buscar diferentes ectoparásitos como: Epistylis, Zootamniun, Lagrenophis, Algas filamentosas y

Necrosis.

Los protozoarios presentes son organismos que se forman en colonias ramificadas o de forma

simple. Los camarones fuertemente infectados presentan adherencia en los apéndices,

branquias y algunas veces en ojos. Las branquias y apéndices están decolorados, pueden

presentar signos de letargo y opacidad del musculo abdominal. Los protozoarios comúnmente

encontrados son Zootanium penai, Epistylis sp, Vorticella sp, entre otros. Las bacterias

filamentosas su crecimiento se observa en las setas de los uropodos, pleopodos, periopodos,

antenas y boca, en las lamelas branquiales, los organismos fuertemente infectados presentan

decoloración de las branquias que varia de amarillo a café dependiendo de las algas que se

encuentren atrapadas por los filamentos.



GRADO % INFESTADO

0.25 Presencia

1 Presencia a nivel de lamela (25%)

2 Cubriendo la superficie a nivel lamela (26-50%)

3 Cubriendo la superficie a nivel lamela (51-75%)

4 Cubriendo toda la superficie de la lamela (>75%)

Tabla 6. Grado de Ectoparásitos y Necrosis en Branquias.



Intestino

En el abdomen se realiza un pequeño corte para sacar en intestino medio con la ayuda de unas

pinzas curvas para colocarlo en el porta objetos para buscar gregarinas con sus diferentes

grados de infestación y sus fases de estadio que son: esporozoitos, trofozoitos, gametocistos y

restos de camarón.

Detección de gregarinas. En organismos infectados por estos parasitos muestran una reducción

en su crecimiento se puede observar una decoloración amarillenta en el intestino atravez de la

cutícula. Las gregarinas son parasitos de muchos invertebrados principalmente moluscos. La

infestación ocurre cuando el camarón ingiere algun hospedero intermedio que puede contener

esporas de gregarinas las cuales germinan a esporozoitos y se adhieren a las paredes o

intestino. Una vez adheridos se desarrollan hasta alcanzar el estadio de trofozoito. Este estadio

crece y desarrolla gametocitos que al romperse liberan cigotos que salen al medio donde son

consumidos por hospederos intermedios como los bivaluos, etc.

Técnica para análisis de intestino.

1. Seleccionar 5 camarones para el análisis.

2. Desinfectar todo el cuerpo del camarón.

3. Extraer el intestino completo de los cinco animales.

4. Colocar los intestinos en un mortero limpio y desinfectado con 0.5 ml de solución salina

al 2% y macerarlos.

5. Mezclar esta muestra con 4.5 ml de solución salina.

6. Usando un asa calibrada, previamente esterilizada al mechero y enfriada tomar la

muestra y sembrarla en la caja Petri.

7. Incubar en forma invertida la caja Petri inoculada por un periodo de 24 horas a

temperatura de 28 – 30 °C.

8. Luego del periodo de incubación, se realiza la lectura de las colonias tanto verdes como

amarillas y se multiplica por el factor de 2000.



OBSEVACION DE LAS ETAPAS DE MUDA:

Las etapas de muda en los peneidos es en pocos días o semanas, este ciclo se divide en 6

etapas:

1. Post muda temprana (Etapa 1)

2. Post muda tarde (Etapa 2)

3. Intermuda (Etapa 3)

4. Pre muda temprana (Etapa 4)

5. Pre muda tarde (Etapa 5)

6. Ectisis (Etapa 6)

Estas etapas se presentan diariamente en larvas, en los juveniles interdiarias y en los adultos

son semanales o cada 15 días. En el cultivo de camarón hay varios factores que afectan o

alteran el ciclo de muda como la nutrición, aspectos ambientales y fisiológicos.

Para la selección de muestras para determinar la etapa de muda es la observación directa ya sea

en contacto con los organismos o en la observación al microscopio, cortando los uropodos

(apéndices finales de la cola).

FASES DE MUDAEL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 28


Hepatopáncreas



Con unas pinzas se extrae una pequeña cantidad y se coloca en un portaobjetos y se checa la

cantidad de lípidos, forma de los túbulos, esto con la finalidad de observar algunas atrofias

provocadas por bacterias intracelulares (NHP) O Vibrio sp. (vibriosis) y así determinar la

presencia y el grado de avance de la enfermedad en caso de que exista.

Técnica para el análisis de sedimentos.



1. Tomar tres muestras de lodos en una cubeta limpia a lo largo del estanque.

2. Una vez recopiladas las muestras se homogenizan y se coloca una pequeña porción en

un frasco con tapa estéril.

3. Agregar solución salina estéril al 4% hasta lograr una relación 1:1.

4. Con una jeringa de 5 ml estéril tomar una muestra de 1 ml y diluirla en 9 ml de solución

salina (10-1).

5. Tomar 0.1 ml de solución salina e inocularlo en una caja Petri. Sembrar con barra de

vidrio.

6. Incubar en forma invertida la caja Petri inoculada por un periodo de 24 horas a

temperatura de 28 – 30 °C.

7. Luego del periodo de incubación, se realiza la lectura de las colonias tanto verdes como

amarillas.

Detección de gregarinas.



Las poblaciones de camarones, afectados con estos protozoarios muestran una reducción en las

tasas de crecimiento y una elevada conversión alimenticia. En organismos muy infectados se

puede observar una decoloración amarillenta en ele intestino a través de la cutícula. De ahí la

importancia de su monitoreo en la estanqueria.

El método de diagnóstico es a través de la examinación microscópica (objetivo de 10X) de

monturas húmedas del contenido intestinal, donde se observan esporozoitos, tofozoitos o

gametocistos de gregarinas.

Las gregarinas son parásitos de muchos invertebrados, principalmente artrópodos, anélidos y

moluscos. Se presentan como parásitos inter o intracelulares y las células hospederas pueden

ser destruidas. La infestación ocurre cuando el camarón ingiere algún hospedero intermedio

que puede contener esporas de las gregarinas, las cuales germinan a esporozoitos y se adhieren

a las paredes quitinosas del filtro gástrico o al intestino anterior o posterior a través del epitelio.

Una vez adheridos se desarrollan hasta alcanzar el estadios de trofozoito. Este estadio crece y

desarrolla gametocitos, que al romperse, liberan los cigotos que salen al medio donde son

consumidos por hospederos intermedios como los anélidos, bivalvos, etc.



(a) (b)

(c)

Figura 11. Diferentes estadios de gregarinas en intestino Esporozoito (a), Gametocisto (b),

Trofozoito (c).

Grado Gregarinas

0 Ausencia

1 Menor a 25% 12 gregarinas

2 Mayor a 25 % 13 – 20 gregarinas

3 Mayor a 50% Mayor a 20 gregarinas

Tabla 7. Grado de infestación y cantidad de gregarina en intestino.



Detección de protozoarios externos y bacterias filamentosas.

La detección de protozoarios externos se basa en monturas húmedas de porciones de las

branquias, apéndices o caparazón, las cuales deben examinarse a través de un microscopio

estereoscópio o compuesto a 4X. Los protozoarios presentes son organismos pedunculados que

pueden ocurrir en forma simple o formando colonias ramificadas, conteniendo de pocos a

muchos individuos. Los camarones fuertemente infectados presentan adherencias en la

superficie de los apéndices, branquias y algunas veces en los ojos. Con frecuencia las branquias

y apéndices están decolorados, pueden presentar signos generalizados de hopoxia que incluyen

letargo y opacidad de los músculos abdominales. Los protozoarios comúnmente encontrados

son: Zootamnium penaei, Epistylis sp, Vorticella sp, entre otros.

Para el caso de las bacterias filamentosas, los crecimientos se observan en las setas de los

urópodos, pleópodos, pereiópodos, escamas antenales y otros apéndices de la cabeza y la boca,

en las lamelas de las branquias y en las puntas de las mastigobranquias. Los animales

fuertemente infectados, con frecuencia muestran decoloración de las branquias que varía de

amarillo a gris o café, dependiendo de los detritos o algas atrapadas por los filamentos.

El método de diagnóstico es mediante un examen directo en el microscopio (40X), de monturas

húmedas.



(a) (b) (c)

(d) (e) (f)

(g) (h)

Figura 10. Diferentes tipos de ectoparásitos en branquias Acineta (a), Algas o Bacterias

Filamentosas (b), Zootamnium (c), Lagrenophis (d), Vorticela (e), Diatomeas (f), Necrosis (g),

Epistylis (h).

Procedimiento para montar los tejidos y órganos en el portaobjetos



Se toma cada porción y se coloca en un portaobjetos limpio, se adicionan tres gotas de solución

salina estéril al 2.5 %. (Figura 9 a y 9 b)

(a) (b)

Figura 9. (a) Montaje de órganos del camarón a observar, (b) órganos montados en

portaobjetos



(d)

(e)

(f) (g)

Figura 12. Diferentes tipo de estrangulación de los túbulos en el hepatopáncreas, grado I pared

lisa (a), grado II pared arrugada (b), grado IIIa una estrangulación (c), grado IIIb NHP mas de una

estrangulación (d), grado IIIb Vibriosis mas de una estrangulación (e), grado IIIc túbulo reducido

(f) y necrosado (g).

Tab. 5 Porcentaje de lípidos en túbulos de Hepatopáncreas.

LÍPIDOS

Cantidad Grado

> 75% 4

50 – 74% 3

25 – 49% 2

0 – 25% 1EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 37


Tabla 8. Grado de avance de la enfermedad (NHP y Bacterias Intracelulares).

GRADO GRADO DE SEVERIDAD

0Pared lisa, tubulos normales, intactos llenos de lípidos en ciertos

casos vacíos pero asociados con muda.

1Tubulos con ligera separación de células de la pared de tubulos y

con disminución de lípidos

2Tubulos con ligera estrangulación de 2 a 3 tubulos/laminilla con

lípidos o sin ellos

3Tubulos con mayor parte de estrangulación pierden su forma

carecen de lípidos y presencia de necrosis

En lo que respecta al grado de infección de NHP (enfermedad del Hepatopáncreas provocada

por bacterias intracelulares) se considera un score de 1.2 para iniciar medicación. Para obtener

el promedio de score de un estanque muestreado, se multiplica el numero de organismos con el

mismo grado de infección por el score que le corresponda y se saca un promedio del total de la

muestra. A partir de esto, se da seguimiento de las tendencias de cada estanque y de cada

granja semanalmente, si el promedio de score en los estanques sobrepasa el 1.2 de NHP o su

tendencia es ascendente, se considera necesario iniciar con la medicación, tomando en cuenta



que el camarón este consumiendo un promedio de 35 kgs. / ha/día, lo cual sucede

generalmente a los 3.0 grs. y con una densidad de 18 a 20 organismos / m2. Esto es con el fin de

asegurar que el camarón asimile la mayor parte del alimento medicado.

Tiempo de coagulación

El tiempo de coagulación es un indicador de salud en el camarón; ya que cuando existe la

presencia de un patogeno (bacteria), el tiempo de coagulación que tarda la hemolinfa en formar

un coagulo lo puede aumentar en mas de 1 minuto a una temperatura de

20 – 30 C, mientras que en un camarón normal melifica en menos de 1 minuto y puede aparecer

turbia.



TECNICA DE FIJACIÓN PARA PCR (Reacción Química de la Polimerasa)

1. Se toma el tamaño de muestra que se va a fijar, en larvas la muestra es de 150

organismos y en juveniles es de 10 – 12 camarones.

2. Se utilizara alcohol grado reactivo de caña potable al 96% (No desnaturalizado).

3. Frascos o tubos limpios y lavados con alcohol al 96%.

4. La toma de muestra deberá ser tomada bajo condiciones estrictas de higiene, utilizando

como desinfectante alcohol al 96%.

5. Una vez tomada la muestra, secarla antes de fijarla, la muestra deberá ir acompañada

con el historial de los organismos (origen, talla, estanque, numero de lote, especie).

6. Una vez fijadas las muestras se colocan en una hielera, se sella , se desinfecta con cloro y

se enjuaga con agua.

7. En caso de organismos adultos se corta uno de los pleopodos, usando tijeras limpias y

desinfectadas.

8. Una vez cortado el pleopodo se coloca en el recipiente etiquetado y fijado en alcohol al

96%.

NOTA: El cefalotórax se puede enviar para histopatologico el cual se fija con solución Davidson *

24 horas, posteriormente la muestra se transfiere a alcohol al 70%.

TABLA PARA LA DETERMINACIÓN DE NUTRIENTES

PRUEBA

REACTIVO

VOLUMEN REQUERIDO (MUESTRA

PROBLEMA)BLANCO PROCEDIMIENTO

PO4 FOSVER 3 25 ml + Fosver 3 25 ml de agua de la muestra

Agregar reactivo Fosver 3 y disolver, dejar reposar 2

min. El blanco se coloca en el HACH y se oprime 0 para

calibrar. Despés se coloca la muestra problema y se

procede a lectura.



NO3 NITRAVER 5 25 ml + Nitraver 5 25 ml de agua muestra

Agregar reactivo Nitraver 5 a la muestra y al blanco agitar 1 min y dejar reposar 5 min.

El blanco se coloca en el HACH se oprime 0 para

calibrar. Después se coloca la muestra problema y se

procede a lectura.

NO2 NITRIVER 3 25 ml + Nitriver 325 ml de agua destilada +

Nitriver 3

Agregar reactivo nitriver 3 a la muestra y disolver, dejar reposar 20 min. El blanco se

coloca en el HACH y se oprime 0 para calibrar.

Despés se coloca la muestra problema y se procede a

lectura.

SO4 Sulfide 1 + Sulfide 2

25 ml de la muestra + Sulfide 1 + Sulfide 2

25 ml de agua destilada + Sulfide 1 + Sulfide 2

25 ml de agua de la muestra + Reactivo Sulfide 1 +

Reactivo Sulfide 2. Dejar reposar 5 min. Introducir

longitud de onda colocar el blanco y leer.

NH3

Salicilato de amonia

+ Cianurato de

amonia

25 ml + Salicilato de amonia + Cianurato de

amonia

25 ml de agua destilada + Salicilato de amonia +

Cianurato de amonia

Agregar el salicilato de amonia dejar reposar 3 min, transcurrido el tiempo adicionar el cianurato de amonia y reposar 15 min. El

blanco se coloca en el HACH y se oprime 0 para calibrar. Despés se coloca la muestra problema y

se procede a lectura.

MATERIA ORGANIC

A

DICROMATO DE POTASIO

+ ACIDO

SULFURICO

* 1 gramo de suelo tamizado + * 10 ml de

Dicromato de potasio + 20 ml de Acido Sulfurico +

100 ml de agua destilada

10 ml de Dicromato de

Potasio + 20 ml Acido Sulfurico + 100 ml Agua

Destilada

1 gr de Muestra + 10 ml Dicromato de Potasio + 20 ml Acido Sulfurico + 100 ml

Agua Destilada. *Introducir la longitud de

onda de 610 nm, colocar el blanco y leer.

* Operaciones previas: Se toman varias muestras de suelo de la parte mas negra del estanque con una pala, se colocan 20 gramos de muestra en papel aluminio y se deja secar en horno, ya secas se trituran en

un mortero y se tamizan. Se le adicionan los reactivos, se deja enfriar y se filtra aprox 50 ml. En la preparación del Dicromato de Potasio se pesa 49,04 gr + 1 lts de Agua destilada, se guarda en una botella

de vidrio y de esta se toman los ml a utilizar.

PREPARACION DE SOLUCIONES UTILIZADAS EN EL LABORATORIO

Preparación de solución salina

Esta solución se realiza para la preparación del agar que generalmente debera tener una

salinidad similar a la del medio en que se desarrolla el cultivo de camarón por lo general se

prepara al 2% y 2.5%.



Citrato de Sodio (Anticoagulante) 10%

10 gramos de citrato de sodio, disolverlos en 100 ml de agua destilada.

Calentar hasta diluir.

Esterilizar durante 25 minutos a 15 psi a 121 C.

Preparación de Medios Nutritivos

Los medios se preparan en matraces de vidrio con tapa, se pesa la cantidad requerida de

medio y se disueve con agua destilada ajustando la salinidad total a 2 y 2,5% de cloruro

de sodio.

Se esteriliza a 121 C durante 20 minutos (Solo los medios que requieren de

esterilización). Se espera a que se enfrie.

Se vacia en cajas petri esteriles aproximadamente 20 ml de agar, es importante no

colocar mas de la cantidad de medio ya que esto puede ocasionar interferencia a la hora

de realizar conteos.

Se deja solidificar (el agar solidifica a 42 C), las placas se colocan en forma invertida y se

dejan en un horno a una temperatura de 30 – 40 C durante 24 hrs.

Antes de utilizar las cajas petri con el agar estas se deben poner a temperatura

ambiente.

Preparación del medio.

El bacto agar TCBS es un medio selectivo utilizado para el cultivo y aislamiento de especies de

Vibrio presentes en muestras de agua salinas y estuarinas, especies marinas, y otros materiales

o fuentes objeto de su investigación.

Para preparar un litro del medio, se pesan 89 gr. de agar TCBS y se disuelven en unos 200 ml de

agua destilada previamente esterilizada, agitar continuamente hasta disolución y agregar 20 gr



de NaCl, adicione el resto de agua poco a poco hasta completar el volumen deseado, llevar a

ebullición para completa disolución lo cual se evidencia por la no formación de grumos en las

paredes del matraz. Dejar enfriar hasta unos 45 – 50 °C aproximadamente y distribuir en cajas

Petri manteniendo condiciones de asepsia con la ayuda de un mechero.

Una vez que se han llenado las cajas de Petri con el medio y este se encuentra solidificado, se

invierten las placas para que el vapor retenido en la placa al condensarse no caiga en el medio y

lo contamine.

Agar TCBS

Este medio es especifico para bacterias del genero vibrio sp.

Se pesa 89 gramos de agar.

Se disuelve en 1 litro de agua destilada.

Se calienta hasta que hierva (Tener cuidado con derrames).

Se vierte en cajas previamente esterilizadas.

Se deja solidificar y tener cuidado que no quede humedad en las cajas.

Guardar en un lugar seco y esteril.

No necesita esterilizarse en autoclave.

Agar TSA

Se pesa 40 gramos de agar.

Se disuelven en 1 litro de agua destilada.

Se esteriliza en autoclave a 121 C, 15 psi * 20 min.

Se deja enfriar.

Se vierte en cajas petri previamente esterilizadas.

Se coloca 1 ml de la muestra (Agua – Sedimento).



Se deja solidificar, se colocan en posición invertida, incubar por un periodo de 18 a 24

horas a una temperatura de 20 – 36 C.

Se realiza un conteo de colonias UFC/ML

Tabla de Rendimientos de Agar

P/Preparar

(ml) Agar

1000 900 800 700 600 500 400 300 200 100

Rinde para

Caja

50 45 40 35 30 25 20 15 10 5

Fijador Davidson

330 mililitros de Alcohol Etilico absoluto.

220 ml Formaldehído de 37 – 40%

115 ml Acido Clorhidrico.

335 ml Agua destilada.

Se mezclan todos los reactivos iniciando con el alcohol etilico y finalizando con agua

destilada.

Fijación para larvas

Se sumergen directamente a la solución fijadora por 24 horas, posteriormente se

almacenan en alcohol etilico al 70%.

Rosa de Vengala al 5%

100 ml agua destilada.

5 ml Formaldehído.

0,1 gramo de Colorante de Rosa de vengala.

TINCIÓN RÁPIDA PARA DETECCION DE CUERPOS DE INCLUSIÓN.

Debido a la importancia que ha tomado el diagnosticar de forma oportuna la presencia de

mancha blanca (WSSV) en los estanques de cultivo de L. stylirostris y L. vannamei se llevan a EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 44


cabo algunas técnicas como tinciones rápidas para la detección de cuerpos de inclusión. Es de

suma importancia seleccionar organismos moribundos, como sería el caso de animales en la

orilla del estanque, de costado, muy letárgicos, con dificultades para nadar, etc.

Protocolo:

1.- Se corta el opérculo y se coloca en un frasco con solución Davidson´s AFA por 1: 30

horas. Se procede a separar la cola de la cabeza entre el primero y segundo segmento

retirando la cola ya que no se va a trabajar en ella. Se fija la cabeza con solución

Davidson´s AFA (Tabla IV). Después de fijar la cabeza del organismo esta se coloca en un

frasco con solución Davidson´s (10 partes de Davidson´s por una parte de camarón).

2.- Después de 30 min. En solución de Davidson´s AFA se saca la cabeza del organismo y se

le realiza con una navaja de un filo o bisturí un corte longitudinal en la parte ventral de la

cabeza entre la línea de los pereiopodos, dividiéndola en dos partes iguales.

3.- Con pinzas, de una mitad de la cabeza se extrae el estómago y el esófago. El estómago se

debe dejar en solución Davidson´s una hora más (para completar 1:30 horas más) La

mitad de la cabeza no usada se debe mantener en solución Davidson´s por 12 – 24 horas

antes de cambiarla a alcohol ácido ETOH al 70% (TABLA V), esta mitad servirá para ser

procesada por histología si el caso así lo amerita.

TABLA Preparación de Davidson´s AFA.

Formalina al 37% 220 ml

Ácido acético glacial 115 ml

Etanol al 95% 330 ml

Agua destilada 335 ml

TOTAL 1000 ml

TABLA Preparación del alcohol ácido.



Acido clorhidrico concentrado 37% 11 ml

Etanol al 70% 89 ml

TOTAL 100 ml

4.- Se elimina el exceso de Davidson´s AFA de los tejidos y se procede a retirar la cutícula del

opérculo usando pinzas finas. Se transfiere la membrana, junto con el estómago, a ETOH

al 11% ácido por 30 min. Este paso se realiza con la finalidad de descalcificar los tejidos

que van a ser teñidos. El ETOH al 11% ácido debe ser preparado el mismo día de su uso.

5.- Los tejidos deben ir envueltos en fundas hechas con papel de lente y puesto dentro de

un cassette para histología, de tal manera que la membrana del opérculo esté plana y no

presente arrugas.

6.- Posteriormente se colocan los cassettes en un baño con agua corriente durante 30 min,

o se enjuagan dentro de frascos con agua limpia por 60 min, haciendo recambios del

agua cada 5 min. La importancia de este paso radica en la buena eliminación del ácido en

los tejidos, la cual es necesaria para obtener una buena tinción y diferenciar entre la

Hematoxilina y la Eosina.

7.. Se elimina el exceso de agua de los cassettes con papel toalla y se da un baño de

Hematoxilina (color azul) por 45 seg. Dependiendo de la marca de la Hematoxilina, el

baño puede variar + 15 seg.

8.- Se enjuagan los cassettes en agua limpia, hasta que deje de salir tinta y se secan con

papel toalla.

9.- Se sumergen los cassettes en un baño de Eosina Y (color naranja) por 30 seg, de acuerdo

con la marca de Eosina Y, el baño puede variar entre 30 a 60 seg.

10.- Para terminar, se enjuagan los cassettes con agua eliminando el exceso de Eosina, se

retiran de las fundas los tejidos con pinzas, transfiriendo los estómagos a un

portaobjetos con agua, para posteriormente retirar la capa de células del epitelio de

estómago mismos que se ponen sobre un portaobjetos con una gota de agua y se coloca

un cubreobjetos para examinarlo en el microscopio. Las membranas del opérculo

pueden ser transferidas directamente a una placa con agua.



11.- Se revisa la placa con objetivos de 20X y 40X. El núcleo es la parte de la célula que se

verá afectada en una infección por WSSV. Los núcleos normales aparecen como círculos

de color blanco con perímetro negro-azul obscuro (basofílico) y presentan el nucleolo de

color negro-azul obscuro. Los núcleos infectados con mancha blanca son más grandes

que un núcleo normal pudiendo compararse con un tomate o uva (círculo rosado a

morado).

ENFERMEDADES Y MEDIDAS CORRECTIVAS EN CAMARÓN

BRANQUIAS

La presencia de algas, bacterias filamentosas, protozoarios y otros pueden ocasionar lesiones

como melanosis y necrosis en las lamelas branquiales, afectando el intercambio de oxigeno. Los

signos más evidentes es el cambio de coloración de las mismas. Signos clínicos del tejido

afectado:

Cuando es causado por ensuciamiento por epicomensales, las branquias se decoloran de

blanco a café amarillento.



Branquias negras se observa un oscurecimiento de las branquias, adherencia de materia

orgánica.

Vibriosis hay pequeños nódulos en las lamelas branquiales melanizadas.

MEDIAS CORRECTIVAS: Para su control, es necesario tomar medidas correctivas cuando el

mayor porcentaje de los organismos se encuentran en grado 2 y 3 de infestación aumentando la

capacidad de bombeo y manejar recambios de agua, desinfección de los estanques entre cada

cosecha y utilizar cal en los estanques de 20 a 50 kg/ha dependiendo el grado de infestación.

NOTA: El proceso de muda elimina estos protozoarios de las branquias.

INTESTINO (GREGARINAS)

La presencia de gregarinas en los camarones causa la destrucción del epitelio intestinal y afecta

la absorción del alimento. Los signos clínicos del tejido afectado:

Se observa una coloración amarilla en la parte superior del intestino y lesiones en la

mucosa del intestino lo cual puede llevar a una susceptibilidad a otros agentes

patógenos.

Cuando las gregarinas se presentan con alto grado de severidad causan daño en el

epitelio intestinal y reducción en el crecimiento, en casos severos la muerte del

organismo.



MEDIDAS CORRECTIVAS: Cuando el grado de infestación pasa el 50% (Grado 3) es necesario

tratar con cal u otro producto para la desinfección y destrucción de las gregarinas y mejorar

la calidad de agua del estanque. Previo a cualquier tratamiento es necesario mejorar la

calidad del agua y las condiciones de los fondos para asegurar la efectividad del mismo.

Elevan su dosis 2kg/ton de alimento durante 10 días produce un efecto con el que las

gregarinas absorben agua y explotan.

HEPATOPÁNCREAS

Este se analiza con el fin de encontrar alteraciones en la estructura de los túbulos del

hepatopáncreas. Un montaje en húmedo evalúa la cantidad de lípidos, morfología del

hepatopáncreas, consistencia, color y tamaño con respecto al cefalotórax, así como la búsqueda

minuciosa de lesiones de presencia de NHP la cual se describe mas adelante.

Coloración normal verde oscuro.

Tamaño si hay atrofia (reducción del tamaño), hipertrofia (aumento de tamaño).

En este tejido es posible detectar problemas como necrosis hepatopancreatica producida por

vibriosis sp generalmente cuando hay vibriosis avanzada (2000 UFC) aquí no hay necrosis

alargada es decir el tubulo se necrosa sin sufrir deformación, otra alteración es producida por

baculovirus sp se observan estructuras piramidales, invade al tubulo destruyendo las células.

Las condiciones óptimas para los organismos con respecto a lípidos son grado 2, 3 y 4 a partir de

regular cantidad de vacuolas 50%.

El grado se evalúa la normalidad de los túbulos hepáticos como la deformidad relacionada con

la invasión de bacterias intracelulares (grupo ricketsia) así como bacterias oportunistas del

genero vibrio sp.

La escala de utilizar medicamento en grado 1 y 2 se recupera se recomienda medicar a partir del

10% de la población.EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 49


MEDIDAS CORRECTIVAS: Dosis de oxitetraciclina 7.5 kg/ ton de alimento durante 10 días de

medicación.

ENFERMEDADES PRODUCIDAS POR VIBRIOSIS

Son bacterias producidas del genero vibrio sp. El género vibrio es una bacteria gran en forma de

bastoncillos, curvados, simples y retorcidos son anaerobias son comunes en el ambiente

marino, los podemos encontrar en agua dulce si esta contaminada con materia orgánica y pH de

6 – 9 estas bacterias son susceptibles al cloro desecación, la ebullición estas bacterias se dividen

en dos clases:

1. Quitinosis (lesiones bacterianas en exoesqueleto).

2. Lesiones bacterianas sistémicas en hemolinfa y órganos mayores, conocida como

vibriosis sistémica extracelular, se consideran en oportunistas.

Las especies encontradas aisladas mas frecuentes encontradas son V. alginoly, V.

parahemoliticus, V. Harvey y V. valnificus.

Los signos que presentan los organismos son tractos vacios, flacidez en la cuticula uropodos

rojizos, lesiones en las lamelas branquiales, coloración verde luminiscente en uropodos y

apéndices externos.

Reducción del hepatopáncreas y necrosis del mismo.

Tratamiento: Es recomendable tener una buena calidad de agua y suelo a través de una buena

preparación algunas veces combinada con tratamientos con antibióticos.

La administración de antibiótico a través del alimento en raciones de 3/día, la selección del

antibiótico aplicar es determinado por la sensibilidad de la bacteria.



Diagnostico: resultados mediante bacteriología de hemolinfa, histología para detectar la

enfermedad por sus lesiones afecta a diferentes órganos hepatopáncreas, corazón, órgano

linfoide, tejido conectivo, cordon nervioso.

ENFERMEDADES CAUSADAS POR BACTERIAS

HEPATOPANCREATITIS NECROTIZANTE (NHP)

La bacteria es pequeña gran negativa intracelular que infecta las células epiteliales del

hepatopáncreas. Esta enfermedad es producida por una bacteria del tipo “Ricketsia”. Los

organismos afectados presentan bajo crecimiento, flacidez, branquias negras, expansión en los

cromatóforos, dando apariencia de suciedad en pleópodos y urópodos, anorexia, tracto

digestivo vacio, letargia, hepatopáncreas reducido, tiempo de coagulación alto de 20 a 30

segundos generalmente en grados 3.

Tratamiento y Control: Se recomienda determinar el índice de afección (Grado 2 y 3) aplicar

alimento medicado oxitetraciclina 4 gr/kg de alimento balanceado durante 10 días.

ENFERMEDADES CAUSADAS POR VIRUS

BP (Bacolovirus penaeus). Ataca al hepatopáncreas, esta enfermedad causa

mortalidades en larvas y postlarvas y juveniles de los peneidos, causando bajo

crecimiento causando lesiones al hepatopáncreas, intestino medio y superior.

Tratamiento y control: Se observan cubos tetraédricos en la muestra de hepatopáncreas,

intestino es necesario desechar los organismos que presenten BP, desinfectar los

tanques lavar y secar todo el estanque o tanque larvario.

WSSV (Virus de la Mancha Blanca). Es una enfermedad que induce altas mortalidades en

cualquier etapa del ciclo productivo la principal fuente de introducción del virus puede

ser la misma larva, peces o el transporte en aves que ingieren camarón enfermo. Los

organismos infectados presentan manchas blancas cuticulares en caparazón, coloración

muscular pardo rojiza, expansión de cromatóforos enrojecimientos en urópodos y



antenas afecta al camarón en todas sus etapas y tallas. Mortalidades de un 60 a 100%

para su detección mediante PCR o histología.

Tratamiento: Sin tratamiento a la fecha se recomienda cosechar el estanque.

TSV (Virus del Síndrome del Taura). Se presenta entre los 14 y 40 días de cultivo 0.5 y 5

gramos su virulencia puede encontrarse en forma pasiva en espera o manifestarse en un

brote. Los organismos infestados presentan coloración rojiza, flacidez cuticular, tracto

vacio, organismos que mueren durante el proceso de muda. Los organismos que

sobreviven presentan lesiones melanizadas multifocales en cefalotórax y exoesqueleto

abdominal, el ciclo de muda aparece inactivo.

Tratamiento: Aun no se encuentra tratamiento.

IHHNV (Síndrome de las Deformaciones). Esta enfermedad se desarrolla en forma

crónica, causando una mínima mortalidad. L. vannamei se caracteriza por la deformación

del rostrum y el sexto segmento, los organismos presentan bajo crecimiento son muy

susceptibles a las amonias altas, a los protozoarios si damos buenas condiciones al

cultivo es probable que sobrevivan hasta el día ultimo de engorda.

Tratamiento: No existe tratamiento.

NOTA: El uso de antibióticos se debería realizar cuando sean necesario. No se debe almacenar el

alimento medicado por periodos largos (máximo un mes), si se realiza el uso de alimento

medicado se deben establecer los tiempos de retiro para eliminar el residuo del antibiótico.

ENFERMEDADES CAUSADAS POR PROTOZOARIOS

MICROSPORIDIOS. Son protozoarios que infestan una gran variedad de organismos

peces, crustáceos e insectos son causantes de la enfermedad del algodón o camarón de

leche, no se considera un problema grave en la camaronicultura. Las especies

thelohania y pleistophora infestan gonodas, corazón, branquias, hepatopáncreas e

intestino. Los organismos infestados presentan coloración lechosa en musculo y cutícula

azul obscura, son muy susceptibles y mueren en la manipulación. Se detecta en análisis

en fresco.EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 52


Tratamiento: Como medida de control se utiliza el control de peces en el estanque ya

que sin ellos no se completa su ciclo de vida mediante el secado hasta el agrietamiento

del suelo, la remoción de materia orgánica y adición de cal como desinfectante.

ACALAMBRADO. Este proceso se puede deber a bajas de oxigeno o temperatura altas

(34 – 35 ºC) si el acalambramiento es debido altas temperaturas los camarones

reaccionan de forma similar, otra causa podría ser una vibriosis desbalance de pH o altos

niveles de amonia, el arcamiento de la cola se da por un desbalance de calcio o potasio.

OPACIDAD DEL MUSCULO Y COLA BLANCA. Un organismo saludable presenta

tonalidades claras y transparentes, los camarones estresados o enfermos muestran color

blanquecino y opaco en la cola, esto se relaciona con stress o vibriosis esta opacidad no

debe confundirse con el aspecto de microsporidiosis.

ENFERMEDADES DE ORIGEN NO INFECCIOSO

Enfermedades por deficiencia nutricional: Existen varias enfermedades por esta causa, pero se

conocen mejor las que se presentan a continuación:

DEFICIENCIA POR ACIDO ASCORBICO: Los camarones criados en tanques o sistemas

cerrados y que solamente reciben alimentación suplementaria son potencialmente

susceptibles a presentar deficiencias de esta vitamina manifestando lo siguiente:

o Las lesiones se presentan típicamente como melanización de las paredes del

estomago, intestino, branquias y subcutícula.

o Se acompaña de bacterias oportunistas y se diferencian de otras lesiones en el

exoesqueleto, ya que estas carecen de erosion o daño en la cuticula.



o El tratamiento es con la aplicación de vitamina C, en dosis que van de 100 a 200

mg de vitamina C por kilo de alimento, dependiendo de la estabilidad del

producto en el alimento y el agua.

SINDROME DEL MUSCULO ACALAMBRADO: Se le conoce con varios nombres y se

caracteriza por flexión del musculo de la cola, que se pone rigido y no se puede

recuperar sin desgarrar el tejido. La cola se acalambra por bajas de oxigeno y estrés

causado por temperaturas altas, o también por enfermedad. Generalmente, cuando es

sacado el camarón del estanque para su observación, ocurre el síndrome de la cola

acalambrada, ya que se expone al aire libre y a temperaturas que exceden los 38 o 40 C

(en el verano). Además de estas razones, la causa mas común de cola acalambrada es la

vibriosis, seguida de problemas con la calidad de agua (pH desbalanceado, altos niveles

de amonia). Otra causa del acalambramiento del musculo lo es una deficiencia o

inbalance mineral (calcio, potasio) en el agua o en la dieta del camarón.

SINDROME CRONICO DE CAMARÓN BLANDO: Las causas de este problema son las

inadecuadas prácticas alimenticias tales como el indebido almacenamiento del alimento

y la utilización de alimentos rancios o de mala calidad. Los síntomas que presentan a

parte de un estado persistente de muda (exoesqueleto blando) y rugoso también se

pueden observar un color oscuro del exoesqueleto fuertemente colonizado por

ectoparásitos, letargia, debilidad y pobre crecimiento.

ENFERMEDADES DE ORIGEN TOXICO

TOXICIDAD DE ALGAS AZUL-VERDES: Ciertas algas de este tipo causan enteritis

hemocitica (Schizotrix calcicola, Cpirulina subsalsa), las cuales poseen una fuerte

endotoxina. El proceso de toxicidad se lleva a cabo por la ingestión de estas algas, ya en

el tracto digestivo son liberadas sus toxinas y causan daño en la mucosa de este órgano

generando una inflamación hemocítica. La muerte se da por inbalance osmótico o pobre

absorción de nutrientes debido a la destrucción de la mucosa; por ultimo aparece una

septicemia o presencia de bacterias que ingresan por las paredes del intestino

lesionadas. Un tratamiento adecuado es el suministrado antibiótico via alimento para



evitar el ataque bacteriano y, por consecuencia disminuir la infección. Es necesario evitar

que se eleve la producción y tipos de algas (especialmente las bénticas) en el estanque.

AFLATOXINAS: La exposición a las aflatoxinas produce fuertes lesiones inflamatorias en

el hepatopáncreas y menos fuertes en el órgano linfoide y tejido hematopoyético. Las

aflatoxinas son generadas por Aspergillum flavis y parasiticus, cuando el alimento ha sido

expuesto a lugares húmedos y calidos. Para prevenir que se desarrollen estos hongos y

generen este metabolito (aflatoxinas), es necesario llevar acabo un buen almacenaje del

alimento, cuidar que se encuentre en un lugar seco lejos de la humedad y el calor.

ENFERMEDADES DE LAS BRANQUIAS NEGRAS: Existen algunas enfermedades a las que

se les asocia con las branquias negras o lesiones inflamatorias de las branquias; estas

enfermedades pueden ser causadas por hongos, protozoos, bacterias, deficiencia de

vitamina C, metales pesados, aceites y otros químicos irritantes. Lesiones similares a las

branquias negras son causadas por exposiciones al cadmio y al cobre. La causa mas

común se debe al amonio y nitrito presentes en el agua de cultivo, exposiciones agudas

o crónicas a 1 ppm de amonio no ionizado o 10 ppm de nitrito puede resultar en daños

de las branquias, así como leve mortandades; el tratamiento para este ultimo seria una

fuerte renovación de agua.

PRESENCIA DE VIBRIO EN AGUA

El monitoreo de cargas bacterianas del sistema nos permite tomar medidas justificadas. La flora

bacteriana en el sistema de agua de producción presenta un comportamiento dependiente de

los días de cultivo, recambios, tipo de fertilizante.

Medidas correctivas: Algunos tratamientos han demostrado ser ineficientes para disminuir la

carga bacteriana de vibriosis sp, en los estanques se administra productos como omicron 3

lts/ha, bioaqua 350 ml/ha, asi mismo probioticos AC 2135 y bionutre en relación 1:1 (1 kg de

probiotico/100 lts de agua) una vez preparada la mezcla se aplican 50 lts/ha.



PRESENCIA DE VIBRIO EN SEDIMENTOS

El monitoreo de los suelos es muy importante para mantener las condiciones optimas y que no

alteren las condiciones del cultivo.

Medidas correctivas: Los tratamientos utilizados para disminuir la carga bacteriana en la

estanquería es el uso de probiotico 2135, AC y Bionutre 50 lts/ha.

PRESENCIA DE RANGOS ALTOS DE METABOLITOS (SULFUROS Y AMONIA)

Medidas correctivas: La forma de evitar un desbalance en los metabolitos es mantener una

buena calidad de agua y buen manejo del estanque a través de recambios oportunos de agua

libre de niveles tóxicos de amonia, en casos se utilizan productos como cal 100 kg/ha.

ANTIBIOTICOS

Los antibióticos son sustancias producidas por microorganismos que inhiben o matan a otros

microorganismos.

Cuando los mecanismos normales de defensa de un huésped y las medidas preventivas fallan al

tratar de protegerse contra el establecimiento de organismos patógenos se utilizan agentes

antimicrobianos, que tienen la finalidad de eliminar al microorganismo patógeno o prevenir su

establecimiento.

Un agente antimicrobiano debe inhibir a los microorganismos infectantes y tener gran toxicidad

hacia el organismo de este, pero producir la menor cantidad de efectos colaterales al huésped,

es decir la viabilidad en el uso de los antibióticos en vivo como agentes quimioterápico depende

de la especificidad de acción de dichas sustancias, donde el objetivo consiste en matar a los

microorganismos sin provocar efectos perjudiciales en el huésped. Los antibióticos eficaces



trabajan porque inhiben reacciones metabólicas esenciales en el organismo blanco y son

relativamente inocuos para el huésped.

La toxicidad selectiva se debe a las diferencias entre los metabolismos del huésped y el

infectante, a la unión selectiva a estructuras metabólicas aproximadamente similares (se unen

selectivamente a las membranas y las altera) y a las diferencias de permeabilidad de las células

a los agentes quimioterápicos.

Es muy importante saber si el antibiótico es bactericida o bacteriostático o si actúa en células en

crecimiento o no.

AGENTE BACTERIOSTÁTICO: Previene la proliferación de microorganismos infectantes

manteniendo su población a raya hasta que los mecanismos inmunológicos de defensa normal

elimine al agente invasor.

AGENTE BACTERICIDA: Los que matan a las bacterias.

Para elegir un antibiótico se deben tomar en cuenta los siguientes factores:

1. Sensibilidad del microorganismo infectante al agente microbiano.

2. Efectos colaterales del antibiótico relativos a la toxicidad directa para las células del

huésped.

3. Las biotransformaciones de los agentes antimicrobianos que suceden in vivo, es decir

como permanecen en su forma activa el tiempo suficiente para que sean selectivamente

tóxicos.

4. Las propiedades químicas para determinar su distribución en el organismo, para saber

las concentraciones adecuadas y que puedan ser capaces de alcanzar el sitio de infección

para matar o inhibir a los microorganismos.

FORMAS DE ACCIÓN DE LOS ANTIBIOTICOS

1. Inhibición de la síntesis de ácido fólico: El acido fólico es una coenzima esencial

compuesta en parte del ácido paraaminobenzoíco. Existen las células de lo mamíferos

incapaces de sintetizar ácido fólico, necesitan un suministro en su dieta y su asimilación

es por transporte activo (movimientos de materiales a través de membranas celulares de

concentración baja a concentración alta con gasto de energía metabólica). Las células

bacterianas en cambio si lo sintetizan y son incapaces de transportarlo a través de su EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 57


membrana. Los análogos del ácido paraaminobenzoíco son competidores efectivos con

el sustrato natural para las enzimas involucradas en la síntesis del ácido fólico y como

tales, son capaces de inhibir la formación de esta coenzima necesaria produciendo un

efecto bacteriostático.

El principal antibiótico representante de este grupo son las sulfamidas son

bacteriostáticas y su eliminación o incluso la adición de p-aminobenzoíco al medio

permite que se restablezca el crecimiento del organismo sensible. La inhibición depende

de:

Capacidad de la bacteria para sintetizar el ácido fólico

Su permeabilidad al ácido fólico

Presencia en el medio de compuestos no competitivos que puedan revertir la

reacción

Debido a la resistencia natural y adquirida de las bacterias, sus efectos y disponibilidad,

las sulfamidas son de utilidad en un número de infecciones limitadas.

2. Inhibición de la pared celular (Síntesis de peptidoglucanos): Los antibióticos que trabajan

mediante este mecanismo inhiben la formación de uniones de péptidos en la columna

de la pared celular, por ejemplo inhibiendo las enzimas de reacciones de unión como

transpeptidasas. Las paredes celulares bacterianas carentes de la cadena de péptidos

son sujetas al ataque de autolisinas (enzimas automáticamente producidas por el

organismo y que degradan las estructuras de las paredes celulares de la propia célula), y

el resultado es que en presencia del antibiótico las células bacterianas en crecimiento

están sujetas a lisis porque sin estructuras de pared celular funcionales, la célula

bacteriana queda desprotegida contra el choque osmótico. Para inhibir eficazmente la

síntesis de péptidoglucanos el antibiótico debe de atravesar las capas externas de

lipopolisacaridos para alcanzarlos ya que están situadas en la porción interna de la pared

celular. El peptidoglucano es un componente rígido de la pared celular en la mayoría de

las bacterias.

El crecimiento continuo de las células sin que haya síntesis de la capa estructural rígida

de peptidoglucano conduce a la lisis celular. El peptidoglucano actúa normalmente

como una fuerza que se opone a la elevada presión osmótica en el interior de la célula EL CAMARÓN DORADO, S.A. DE C.V. “EL DESIERTO” 58


bacteriana (la mayor parte de las bacterias viven en medios hipotónicos en relación con

el interior de la célula y necesitan estar rodeadas de peptidoglucano asociado a la

membrana a partir de nucleótidos de uridina precursora. A este grupo lo representa la

penicilina. NOTA: La resistencia de especies reside en la hidrólisis enzimática (penicilasas

bacterianas).

3. INHIBIDORES DE LA SINTESIS DE LA PROTEÍNA: Los antibióticos que pertenecen a este

grupo son aminoglucósidos que contienen azucares aminados unidos por enlaces

glucosídicos. Son efectivos contra bacterias aerobias y anaerobias facultativas.

Estos antibióticos se unen a subunidades ribosómaticas 30S del ribosoma procariote 70S

bloqueando la síntesis de proteína y alterando la fidelidad de traducción del código

genético. Este grupo de antimicrobianos altera el funcionamiento normal de los

ribosomas interfiriendo con la formación de los complejos de iniciación de la síntesis de

las proteínas, además induce a la lectura errónea de las moléculas de RNA mensajeras,

ocasionando la formación de enzimas no funcionales. Esta interferencia en la síntesis de

proteínas provoca la muerte de la bacteria. Para ser eficaces, los aminoglucósidos deben

ser transportados a través de la membrana citoplasmática. Pertenecen a este grupo las

tetraciclinas, cloranfenicol, eritromicina y estreptomicina.

Tetraciclinas: Las de amplio espectro interaccionan con las subunidades

ribosómica 30S bloqueando el sitio receptor para la fijación de RNA y así previene

la adición de aminoácidos a la cadena polipeptídica en desarrollo. Su lugar de

inhibición principal de la síntesis de proteínas es la unión del AA-RNAt a la

subunidad 30S. Todas las tetraciclinas poseen un amplio espectro antibacteriano

idéntica, y el desarrollo de resistencia a uno de ellos provoca la resistencia a

todas las tetraciclinas, pero difieren en estabilidad, en velocidad de absorción y

excreción. La resistencia de las tetraciclinas es medida por plásmidos e involucra

alteraciones en el mecanismo de transporte de las moléculas de tetraciclina a

través de la membrana.

Cloranfenicol: Bacteriostático de amplio espectro que actúa uniéndose a las

subunidades ribosómicas 50S previniendo la unión de las moléculas de tRNA en

sitios de unión de los ribosomas y en consecuencia no se forman las uniones



peptídicas, o sea que inhiben la etapa de transpeptidación en la síntesis de

proteínas. La resistencia al cloranfenicol esta generalmente asociada a la

presencia de plásmidos R que codifican enzimas capaces de transformar la

molécula de antibiótico, por la enzima acetiltransferasa. Este es un antibiótico

que produce efectos tóxicos.

Eritromicina: Inhibe la etapa de translocación de la síntesis de proteína. Pueden

ser bacteriostáticas en concentraciones cercanas al mínimo para inhibir, pero son

bactericidas a concentraciones 10 veces más altas. Actúa en la subunidad S.

Inhibe a las bacterias gran positivas.

4. INHIBIDORES DE LA FUNCIÓN DE LOS ACIDOS NUCLEICOS: Las rifamicinas son los

antibióticos más representativos de este grupo. Los modos de acción son:

Interacciones con el DNA y RNA molde, dificultando la transcripción o la

replicación.

Interacciones con las polimerasas implicadas en la transcripción a replica (inhibe

a la RNA-polimerasa y bloquean la síntesis de DNA).

Como análogos a los componentes de ácidos nucleícos, dificultando su síntesis o

provocando alteraciones en su estructura y función.

5. ANTIBIOTICOS QUE PRODUCEN DAÑOS A LA MEMBRANA: Son antibióticos polipeptídicos

que destruyen a la bacteria dañada principalmente en la membrana celular y destruyen

la barrera de permeabilidad de la célula. La membrana citoplasmática es el sitio de

acción de algunos agentes antimicrobianos, interactuando con ella causan cambios en la

estructura de la membrana de la célula bacteriana y por ende el derrame de la célula;

están relacionados al contenido de fosfolípidos de la pared celular y del complejo de

membrana.

6. OTROS MECANISMOS: Existen antibióticos que actúan mediante mecanismos aun

desconocidos. Algunos funcionan como antimetabolitos, agregan equivocadamente un

análogo (antibiótico) en lugar de la sustancia normal, da como resultado la formación de

moléculas que son incapaces de llevar a cabo sus funciones metabólicas normales. Otros

inhiben la biosíntesis de acido micolicos que son componentes únicos de la pared celular



de microbacterias y el bloque de la síntesis de estos componentes pueden inhibir

específicamente a las micobacterias.

DESARROLLO DE RESISTENCIA

Las cepas resistentes están dotadas de genes que codifican para propiedades que producen

resistencias (plásmidos R). Incluso si esta cepa se encuentra en concentraciones baja en relación

con las cepas sensibles, la exposición de las cepas sensibles a los agentes quimioterápicos

seleccionar la resistencias por lo que a medida que aumenta el uso de antibiótico lo hace

también la frecuencia de aparición de cepas resistentes. Un uso moderado de los antibióticos

hace su eficacia más duradera. Su uso sin ninguna seguridad de que son beneficiosos,

simplemente incrementa la probabilidad de aumento del número de cepas resistentes en el

medio.

Ocasionalmente la base de la resistencia tiene que ver con la capacidad de cepas en particular

para producir enzimas que degradan el antibiótico no permitiendo que la forma activa del

mismo alcance la pared celular bacteriana donde pueden ser inhibidas. La resistencia también

puede deberse a una menor asimilación de la droga, metabólicamente transformada a su forma

no toxica, a la disminución de su forma activa y a la disminución de la sensibilidad microbiana

contra la droga.



Otro factor importante es el transporte de DNA entre las bacterias. Si el DNA transportado

codificó para resistencia, una celula sensible se hara resistente cuando reciba o incorpore dicho

DNA en su propio DNA, esto por medio de plásmidos y transposones (sustancia con capacidad

de mover un elemento de DNA a otro) por lo que facilitan que los genes que codifican para la

resistencia puedan incorporarse al material genético de cepas sensibles. Los genes que codifican

para resistencia se transfieren entre las células a través de la transferencia de los plásmidos o

mediante bacteriófagos vectores.

La frecuencia de la utilización de agentes quimioterápicos y la facilidad con que los genes se

transfieren entre determinados patógenos resistentes y sensibles influye en la aparición de cada

vez más cepas resistentes.

Los genes para resistencia codifican mecanismos de resistencia diferentes, dependiendo del

antibiótico, a veces hay diferentes mecanismos para un mismo antibiótico.

Existen resistencia por:

1. Modificación enzimática:

N-acetilación

O-fosforilación

O-nucleotidación

2. Bloqueo de transporte

3. Hidrólisis enzimática

4. Metilación enzimática del RNA 23S ribosómico

5. Sustitución de la enzima resistente

6. Cambios de permeabilidad

SINERGISMO Y ANTAGONISMO

El efecto de combinación de dos sustancias sobre una sola especie puede ser aditiva, sinérgico y

antagónico.

Aditivas: Si el efecto de la combinación es igual a la suma de los efectos de los

antibióticos individuales.

Sinérgicos: Si la suma de los efectos es mayor que los efectos independientes.

Antagonismo: Si la suma de los efectos es menor que los efectos independientes.







Figura 1.- Ejemplos de rotíferos (Brachionus plicatilis y Keratella cochlearis), cladóceros (Daphnia

magna) y copépodos (Acanthocyclops vernalis) comunes en sistemas acuáticos

ROTIFEROS


http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Bdelloid.JPG


Larva de un nauplio

COPEPODOS


http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Shrimp_nauplius.jpg

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/9/97/Haeckel_Copepoda.jpg


POLIQUETOS


http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Polycaeta_ont.png

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Eunereis_longissima.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Hesiocaeca_methanicola_noaa.jpg


Amphoraovalis Biddulphia pulchella Cocconeis

krammeriiCyclotella meneghiniana

Phaeodactylum

tricornutum

Skeltomema

potamosSurirela sublinearis

Triceratium dubium

DIATOMEAS


http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Amphoraovalis.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Biddulphia_pulchella_a_t.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Cocconeis_krammerii.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Cyclotellameneghiniana.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Phaeodactylum_tricornutum.png

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Skeltomema_potamos.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Surirelasublinearis.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Triceratium_dubium.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Anabaenaflosaquae_EPA.jpg


CIANOFITAS

CLOROFITAS

Ceratium

(Dinophyceae)

Alexandrium

(=Gonyaulax)

(Dinophyceae)

Pfiesteria shumwayae

(Blastodiniophyceae)

Noctiluca scintillans

(Noctiluciphyceae)

DINOFLAGELADOS


http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Haeckel_Siphoneae.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Pediastrum.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Ceratium_sp_umitunoobimusi.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Alexandrium_tam2_f1.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Pfiesteria_shumwayae.jpg

http://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Noctiluca_scintillans_varias.jpg



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MANUAL LABORATORIO DE PATOLOGIA EN CAMARON.docx